aislamiento y conservación de aspergillus níger
TRANSCRIPT
Aislamiento y conservación de Aspergillus níger.
Microbiología aplicada
Corral Osuna Abraham
Franco Ramírez Griselda Valentina
Luna Aaron Alonso
Páez Delgado Edna Gabriela
Santoyo Peña Cinthya
Soto Escárrega Alfonso
Ingeniería en Biotecnología
5-4
19-abril-2013
El ácido cítrico es un ácido orgánico muy frecuente en la naturaleza
Introducción
A principios del siglo XX la obtención del ácido se hacía a partir de limones, pero a mediados de siglo ese proceso se hizo cada vez menos rentable, optándose posteriormente, cada vez más, por la producción mediante la fermentación por A. níger.
Se usa con gran éxito en la producción de, ácido glucónico, proteasas, pectinasas, ácido cítrico entre otros compuestos.
Es un género multifacético que puede considerarse como un microorganismo de valor comercial (producción de ácidos carboxílicos, antibióticos, enzimas)
Varias de esas enzimas son importantes en la industria de la biotecnología, también es importante como organismo modelo en diferentes procesos de fermentación.
A partir de la capacidad de este hongo de producir enzimas hidroliticas de almidón las cuales según, los investigadores, Ingrid Mera Y Jorge Carrera Cataño, convierten el 40.72% de almidón en glucosa, que a su vez es utilizada por el hongo para fermentar en ácido cítrico, se quiere usar para la producción de este acido, desechos de papa que se pierden anualmente en México, que tiene un índice de 2 toneladas de pérdidas por hectárea del 50 % de la producción del país, al no cumplir caracteres de calidad por su aspecto.
Objetivos:General:
Producir ácido cítrico a partir de una fermentación sólida por Aspergillus níger.
Objetivos:
Particulares: Evaluar la mejor muestra de la que pueda ser
posible la extracción del microorganismo. Identificar el agar para la mejor producción de
Aspergillus Níger. Identificar el microorganismo Aspergillus niger. Purificar el microorganismo. Llevar a cabo la conservación del microorganismo. Producir ácido cítrico a partir del metabolito de
Aspergillus níger . Obtener el producto ya purificado.
Metodología
Se prepararon tres agares Extracto de malta
• Extracto de malta• Agar bacteorológico PDA
Czapek-Dox• Sacarosa NaNO3 • K2HPO4• MgSO4• KCl• FeSO4• Verde de bromocresol• Agar bactereológico
Todos los agares se esterilizaron en autoclave durante 15 minutos a 121ºC. (NOM-065-SSA1-1993,)
Se toma con un asa lo que se observa «negro» en nuestra muestra
Se sembró en los agares que se realizaron previamente.
Se incubó a 30°C por 4 díasPara comprobar la existencia de
A. níger se realizó una tinción con azul de lactofenol para su observación en el microscopio.
Metodología
Metodología
Se conservaron a una temperatura de 4 °C
La cantidad de 1X106 fue colocada en los tubos ependorff para su conserva.
Se contó en la cámara de neubauer
Se es6terilizó en autoclave a una temperatura de 121 °C con una presión de 15 lb por 15 mins
Se colocó en tubos ependorff 2 mL de agua destilada.
Conservación del microorganismo
RESULTADOS ANTECEDENTESMedio Imagen Observación
Agar Dextrosa papa(PDA
)
Crecimiento muy rápido de Aspergillus níger con esporulación abundante
Czapek-Dox
Mayor crecimiento de micelio
Agar extracto de malta (EM)
Esporulacion abundante, menor crecimiento de micelio
Medio Imagen Observación
Agar Dextrosa papa (PDA)
Rueda, 2001.
Esporulación abundante / Conidióforos que inicialmente son verdosos y tienden a negro con la edad.
Czapek-Dox
Mullisaca, 2010
Micelio blanco con pigmentos amarillos difundidos en el medio.
Agar extracto de malta (EM) Luna, 2010.
Abundante esporulación.
Identificación:Se identificó que efectivamente el microorganismo aislado era Aspergillus Níger, en base a su morfología microscópica como macroscópica
Morfología macroscópica Morfología microscópica
Colonia lanosa, al principio blanca, esta se va tornando color negro. En su reverso es amarillento.
Sus conidióforos son lisos, de longitud variable de pared delgada. Cabezuelas radiadas, con conidias cafés oscuro y esféricas.
Conservación:Se logró conservar las colonias por el método de suspensión en agua estéril.
Inoculación en los 3 medios distintosMedio Imagen Observación
Agar Dextrosa papa(PDA)
Crecimiento muy rápido de Aspergillus níger con esporulación abundante
Czapek-Dox Mayor crecimiento de micelio
Agar extracto de malta (EM)
Menor crecimiento de micelio
Conclusión
Se aisló mediante medio Czapek-Dox Aspergillus Níger obtenido a partir de la superficie de un limón en estado de descomposición.
En base a su morfología macroscópica y microscópica se detectó la presencia del microorganismo deseado de la familia de los Aspergillus.
Se conservaron las colonias por el método de suspensión en agua estéril.
Referencias
Mier, T, Toriello, C, Ulloa M. 2002. Hongos microscópicos saprobios y parásitos: métodos de laboratorio. UNAM. México. 31
Fuentes, AX, Castiñeiras, LM, Queraltó, CJ. 1998. Bioquimica clínica y patología molecular. 2aed. Reverte. España. 461
Madrid VA. 2005. Microbiología del vino. España. 346 Alimentación sana. 2012.
http://www.alimentacionsana.com.ar/informaciones/Cocina/la%20papa.htm El sol de mexico. 2011.
<http://www.oem.com.mx/elsoldemexico/notas/n2295323.htm> Aguilar, CN, Augur, C, Favela TE, Viniegra, GG. 2001. Induction and repression
patterns of fungal tannase in solid-state and submerged cultures. Process Biochemistry. 565-570.
Alazard, D, Raimbault, M. 1981. Comparative study of amylolytic enzymes production by Aspergillus niger in liquid and solid state cultivation. European Journal of Applied Microbiology and Biotechnology. 113-117.
Dıaz, GG, Soriano SJ, Augur, C, Viniegra GG. 2001. Exopectinases produced by Aspergillus niger in solid-state and submerged fermentation: a comparative study. Journal of Industrial Microbiology and Biotechnology 26(5). 271-275.
Dilly, O. 2001. Microbial respiratory quotient during basal metabolism and after glucose amendment in soils and litter. Soil Biology and Biochemistry. 117-127.
Referencias
Dmochewitz, S, Ballschmiter, K. 1988. Microbial transformation of technical mixtures of polychlorinated biphenyls (PCB) by the fungus Aspergillus niger. Chemosphere 17(1). 111-121.
Favelab TE, Cordova LJ, Garcıa, RM. Gutierrez, RM. 1998. Kinetics of growth of Aspergillus niger during submerged, agar surface and solid state fermentations. Process Biochemistry 33(2), 103-107.
Fontana, RC. Moura, SS. 2005. Influence of pectin and glucose on growth and polygalacturonase production by Aspergillus niger in solid-state cultivation. Journal of Industrial Microbiology and Biotechnology. 371-377.
Holker, U, Hofer, M, Lenz, J. 2004. Biotechnological advantages of laboratory-scale solid-state fermentation with fungi. Applied Microbiology and Biotechnology 64(2). 175-186.
Romero, MC, Salvioli, ML, Cazau, MC. Arambarri, AM. 2002. Pyrene degradationby yeasts and filamentous fungi. Environmental Pollution 117(1). 159-163
Solıs, PS, Favela, TE, Viniegra, GG, Gutierrez, RM. 1993. Effect of different carbon sources on the synthesis of pectinases by Aspergillus niger CH4 in submerged and absorbed substrate fermentation. Applied Microbiology and Biotechnology 39(1). 36-41.
Van Gorcom, RF, Boschloo, JG, Kuijvenhoven, A, Lange, J, Van Vark, AJ, Bos, CJ, Van Balken, JA, Pouwels, PH, Van den Hondel, AA. 1990. Isolation and molecular characteristics of the benzoate-para-hydroxilase gene (bpha) of Aspergillus niger. A member of a new gene family of the cytochrome P450 superfamily. Molecular and General Genetics. 192-197.
Van Hamme, JD, Singh, A, andWard, OP. 2003. Recent advances in petroleum microbiology. Microbiology and Molecular Biology Reviews 67(4), 503-549.