proyecto ccencho final corregido okbzas
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1
UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA DE LA
SELVA
FACULTAD DE AGRONOMÍA
Departamento Académico de Ciencias Agrarias
“RESPUESTA DE ONCE VARIEDADES DE CAFÉ (Coffea spp.) Al NEMÁTODO AGALLADOR DE LA RAÍZ (Meloidogyne spp.), BAJO CONDICIONES
DE VIVERO EN TINGO MARÍA”
PROYECTO DE TESIS
Para optar el Título de:
INGENIERO AGRÓNOMO
MIGUEL ÁNGEL CCENCHO ARROYO
TINGO MARÍA – PERÚ
2014
2
ÍNDICE GENERAL
Página
I. INTRODUCCIÓN.................................................................................. 03
II. REVISIÓN DE LITERATURA............................................................... 05
2.1. Especies del café......................................................................... 05
2.1.1. Variedad de café “Caturra roja”......................................... 06
2.1.2. Variedad de café catimores “Catimor, Castillo, Costa
Rica 95 y Gran Colombia”................................................. 06
2.1.3. Variedad de café “Typica”................................................. 06
2.1.4. Variedad de café “Catuaí”................................................. 07
2.1.5. Variedad de café “Bourbón amarillo y rojo”....................... 07
2.1.6. Variedad de café “Sarchimor”............................................ 08
2.1.7. Café robusta...................................................................... 08
2.2. Instalación de un vivero de café................................................... 08
2.3. Nemátodos Fitoparásitos............................................................. 15
2.4. Antecedentes............................................................................... 20
III. MATERIALES Y MÉTODOS................................................................ 22
3.1. Ubicación del experimento........................................................... 22
3.2. Materiales y equipos.................................................................... 22
3
3.3. Componentes en estudio............................................................. 25
3.4. Tratamientos en estudio............................................................... 26
3.5. Diseño Estadístico....................................................................... 26
3.6. Características del campo experimental...................................... 28
3.7. Ejecución del experimento........................................................... 29
3.8. Características a evaluar............................................................. 36
3.8.1. Altura de la planta (cm)..................................................... 36
3.8.2. Diámetro de tallo (mm)...................................................... 36
3.8.3. Número de hojas............................................................... 36
3.8.4. Longitud de raíces (cm)..................................................... 37
3.8.5. Volumen de raíces (cm3).................................................. 37
3.8.6. Peso seco de la parte aérea y radicular (g)....................... 37
3.8.7. Materia seca...................................................................... 37
3.8.8. Área foliar.......................................................................... 38
3.8.9. Conteo e identificación de nematodos............................... 39
IV. CROQUIS EXPERIMENTAL................................................................ 40
V. CRONOGRAMAS DE ACTIVIDADES.................................................. 41
VI. PRESUPUESTO.................................................................................. 42
VII. BIBLIOGRAFÍA..................................................................................... 43
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5
I. INTRODUCCIÓN
El café en el Perú es un cultivo de gran importancia económica y
social; por ello se logró exportar 6.3 millones de quintales de café en el año
2011, que representa US$1,550 millones, cifras que constituyen un récord en la
historia del producto peruano (PERÚ 21, 2012), son cifras que convierten en el
principal producto de agroexportación. El cultivo del café, al igual que las otras
especies vegetales cultivadas, es atacado por diversas plagas y enfermedades.
En el Perú se han reportado cuatro especies de nemátodos que ocasionan
daños a este cultivo. Se ha reportado en los cafetales la presencia clara de
varias especies de Meloidogyne spp., entre ellas M. exigua (SALAS y
ECHANDI, 1961), M. javanica (HERNÁNDEZ, 2007), M. incognita (Villain et al.,
2006; citado por ROJAS y SALAZAR, 2013); por ello es muy importante
considerar, En café, las pérdidas de producción por acción de Meloidogyne
exigua estarían entre 10 y 24 % a nivel de campo, semillero y vivero (SASSER,
1979). La presencia de Meloidogyne spp. puede afectar en diferente grado, el
desarrollo de las plantas de almácigo de café, además del posterior efecto
sobre la producción al llevar al campo las plantas infestadas. El deterioro
causado en la planta de café por este patógeno puede estar asociado al clima,
tipo del suelo, la variedad, manejo, entre otros, además de la población inicial
del nematodo y otros aspectos.
Considerando el escaso nivel tecnológico de la gran mayoría de los
productores de café en nuestro país, se puede esperar que las pérdidas en el
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Perú sean considerables, en el orden de un quinto a un tercio de la producción
(SHULLER, 2003); bajo ese contexto real, el muy importante dar soluciones
muy prácticas e inmediatas para los agricultores, que padecen en almácigos,
viveros y plantaciones en campo definitivo, del ataque de estos nemátodos
fitopatógenos que ocasionan daños a variedades susceptibles a éstos; de
acuerdo al problema general es muy importante evaluar la respuestas de once
variedades de café, diez de la especie Arábica y una de la especie Canephora,
bajo la inoculación de nemátodos Meloidogyne, en condiciones de vivero en
Tingo María. Por lo expuesto, el objetivo de este trabajo de investigación será:
I.1.1. Objetivo general
Evaluar la respuesta de las variedades de café (Coffea spp.), bajo
la inoculación del nemátodo agallador de raíces (Meloidogyne spp.)
en condiciones de vivero en Tingo María.
I.1.2. Objetivos específicos
Determinar la variedad de café más susceptible a Meloidogyne spp.
bajo condiciones de vivero en Tingo María.
Determinar la variedad de café más tolerante a Meloidogyne spp.
bajo condiciones de vivero en Tingo María.
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II. REVISIÓN DE LITERATURA
II.1. Especies del café
La planta de café pertenece a la familia Rubiaceae y género
Coffea, dos especies son de importancia económica en el mundo: Coffea
arabica L. y Coffea canephora P. La especie C. arabica L. presenta atributos
como el aroma acidez, muy pronunciadas, suaves, dulces, frutales; cuerpo
mediano y exquisito sabor y características sensoriales químicas, mientras el
Robusta se caracteriza por tener mayor cuerpo (PUERTA, 1998). El café se
cultiva en zonas de clima tropical, motivo por el cual los países productores
están ubicados cerca de la línea ecuatorial. El Perú cuenta con ventajas
comparativas para obtener café de especialidad porque cuenta con una de las
mejores variedades botánicas de café (CASTRO et al., 2004). BERTRAND et
al. (1997), clasifica en a los dos especies con mayor importancia económica de
forma así:
a. Coffea arabica, es autógama, que una misma flor de una planta
posee órganos masculinos y femeninos, que permite
polinizarse así mismo, aceptando entre un 8 a 10% de
polinización cruzada entre plantas diferentes. Es tetraploide 2n
= 44 y autofértil.
b. Coffea canephora, también llamada Robusta, produce
alrededor del 30% del café mundial, proporcionando café de
8
menor calidad que procede en su mayoría del África. Al igual
que las demás especies, es diploide 2n = 22 y autoinfértil.
II.1.1. Variedad de café “Caturra roja”
Es un cultivar de porte bajo, probablemente originadas de una o
dos mutaciones naturales de la variedad borbón rojo de porte alto, tiene
elevada capacidad productiva (FINCyT, 2011). Es originaria de Brasil, se
caracteriza por sus entrenudos cortos, de los cual se deriva el porte bajo de la
planta, su tronco es muy grueso, sus ramas laterales abundantes con
numerosas ramificaciones secundarias que dan a la planta un aspecto vigoroso
y frondoso, es más precoz y productivo que otras variedades como el Typica y
Bourbón (BANEGAS, 2009).
II.1.2. Variedad de café catimores “Catimor, Castillo, Costa Rica 95 y
Gran Colombia”
Los catimores es cruce artificial entre la variedad caturra y el
híbrido de Timor; su tronco es grueso y poco flexible; frutos de buen tamaño y
maduran de color rojo, su calidad de bebida es buena (FINCyT, 2011). La
variedad castillo a partir del cruzamiento entre la variedad Caturra (progenitor
femenino) y Híbrido de Timor CIFC#1343 (progenitor masculino), se obtuvieron
las plantas F1 y de ellas, por autofecundación, las generaciones F2 y F3. Éstas,
son plantas por porte bajo de las plantas, buena calidad en taza, producción,
resistencia completa e incompleta a Hemileia. Vastatrix (ALVARADO, 2002).
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II.1.3. Variedad de café “Typica”
Su procedencia y su alto grado de autofecundación determinan una
gran uniformidad. Es de porte alto, forma cónica, generalmente de tronco único,
su producción es muy baja, los brotes nuevos de las hojas son de color bronce.
Se caracteriza por tener de 2 a 3 metros de altura, ramas primarias levemente
caídas o de tendencia a ser horizontales, formando un ángulo de 50 a 70
grados con el tallo, hojas elípticas y más alargadas que en la variedad Bourbon
y sus márgenes y láminas muy poco onduladas. Los granos son grandes y de
forma alargada y la maduración es temprana y uniforme (BERTRAND et al.,
1997).
II.1.4. Variedad de café “Catuaí”
Esta variedad es originaria del Brasil y se trata de un cruzamiento
entre las variedades Caturra amarillo y Mundo Novo. Presentan también bajos
índices de grano vano. Se caracteriza principalmente por su porte bajo, elevado
vigor vegetativo, alto potencial productivo, ramificación abundante y entrenudos
cortos, precoz en la producción, buena adaptabilidad a diferentes ambientes;
su maduración tardía y la desuniformidad de la maduración en zonas de altura
se considera como desventaja de la variedad (BERTRAND et al., 1997).
II.1.5. Variedad de café “Bourbón amarillo y rojo”
Una manera fácil de diferenciarla del Typica, alcanza la misma
altura que la variedad Typica, porte alto, ramificación secundaria más
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abundante y bandolas más verticales que el Typica, formando en promedio un
ángulo de 58 grados con el tallo, las hojas son más anchas y onduladas que la
del Typica, así mismo, el grano es más pequeño y redondo. Es precoz en
iniciar la producción con maduración temprana y uniforme. Su mayor vigor,
tiene una capacidad de producción alrededor del 30% mayor que del Typica
(BERTRAND et al., 1997).
II.1.6. Variedad de café “Sarchimor”
El Villa Sarchi es una mutación natural del Coffea arábica, variedad
Bourbón aparecida en Costa Rica, en el año de 1959, en Portugal e CIFC, creo
la variedad CIFC H 361, hoy conocida como Sarchimor T 5296, originada del
cruzamiento artificial el entre el híbrido de Timor CIFC 832/2 con el Villa Sarchi
CIFC 971/10. Es una planta de porte bajo, tiene brotes de color verde, hojas de
tamaño mediano, planta muy precoz para producir y de maduración intermedia
y uniforme, son afectadas tanto en producción como en la maduración de los
frutos (BERTRAND et al., 1997).
II.1.7. Café robusta
El café robusta (Coffea canephora) pequeños árboles vigorosos, de
altura variable, pudiendo alcanzar hasta los 12 m, sistema radicular abundante,
las inflorescencias son axilares; las cerezas del café robusta están en su punto
de maduración, entre los 240 y 270 días después de la floración; los granos de
robusta tienden a ser más pequeños que los de arábica; son de color verde
11
cuando estos se benefician por la vía húmeda y de una tonalidad marrón-
dorado, cuando se benefician por la vía seca (DUICELA et al., 2004).
2.2. Instalación de un vivero de café
2.2.1. Germinador de la semilla de café
Selección de semilla: la selección de semilla es una actividad
inicial, para ello se recomienda (DESCO, 2012):
Ubicar lotes homogéneos con plantas de cuatro a ocho años en
producción.
Seleccionar y marcar plantas madres, de buenas
características, como: alto rendimiento, tolerancia a plagas y
enfermedades.
Cosechar los cerezos maduros, de la parte central de la planta
y rama, durante la cosecha plena.
Realizar la primera selección haciendo flotarlos cerezos.
Despulpar manualmente para no lastimar las semillas.
Fermentar, lavar y secar bajo sombra.
Seleccionar semillas de acuerdo a forma y tamaño,
descartando los granos malos.
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Desinfectar con ceniza o fungicida de ingrediente activo
carboxin + captan, a dosis de 2 gramos por kilogramo de
semilla.
Almacenar en lugares secos, ventilados, y libres de los agentes
contaminantes por un periodo máximo de seis meses, con una
humedad no mayor a 18 – 25%.
2.2.2. Germinación de la semilla de café
DESCO (2012) Recomienda para la germinación de la semilla:
Esta etapa dura de 2 a 2.5, colocar la semilla en lugar
favorable, para que se desarrollen la radícula y las hojas
cotiledones.
Para un kilogramo de semilla, se recomienda construir un cajón
con dimensiones de 1 m2 y 20 cm de profundidad.
Se usa como principal sustrato arena lavada de río o tierra
negra de bosque virgen, debidamente cernida.
Desinfectar el sustrato utilizando: 10 L de agua hirviendo por
m2; 4 cojines de lejía por 7.5 L de agua; utilizar un fungicida
Benomil a razón de 20 g por 20 L de agua.
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Una vez desinfectado, uniformizar el sustrato con la ayuda de
una regla de madera y sembrar las semillas al voleo.
Cubrir las semillas con una capa de sustrato (arena), esta debe
ser el doble del espesor de la semilla.
Cubrir el germinador, para conservar la humedad del sustrato,
así se inducirá la germinación de la semilla.
Regar en la mañana o en la tarde, las veces que sea
necesario.
Una vez emergidas las plántulas, entre los 40 a 45 días se
quita la cubierta y se construye un tinglado a 1.5 m de altura
para así proteger las semillas germinadas.
Transcurridos 60 a 70 dds estarán en estado “cachaquito”
(fosforito) listos para ser repicados y trasladados al vivero.
2.2.3. Vivero propiamente dicho
Es el lugar donde se producen los plantones, hasta que estos
logren de 4 a 6 pares de hojas en un tiempo de 4 a 6 meses. Para la instalación
del vivero se deben tener en cuenta las siguientes consideraciones (DESCO,
2012):
En un terreno plano o con pendiente ligera (4%).
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Protegido del acceso a animales.
Cercano a una fuente de agua.
De fácil acceso.
Lugar estratégico para distribución de plantas a campo
definitivo.
2.2.3.1. Preparación de sustrato
DESCO (2012), recomienda lo siguiente:
Recolección del sustrato, de preferencia de bosque primario o
de bosque secundario.
Cernido de sustrato, con una malla con abertura de 1 cm2.
Enriquecimiento de sustrato según (Cuadro 1).
Cuadro 1. Sustrato para 1000 bolsas.
Sustrato e insumo Descripción Cantidades
Compost Cualquier tipo de M.O descompuesta. 8 sacos de 50 kg
Arena Arena de río semifina. 4 sacos de 50 kg
Tierra agrícola Los primeros 10-15 cm tierra. 8 sacos de 50 kg
Quinoleína fenólico Nematicidas químicos. 750 g
Roca fosfórica Fuente de fósforo y calcio. 2 kg
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Guano de isla N, P, K, M.O y microelementos. 2 kg
2.2.3.2. Embolsado
Consiste en llenar las bolsas con el sustrato, presionando con los
dedos para un llenado adecuado de la base de la bolsa y las esquinas. Con la
ayuda de una estaca, presionar uniformemente para evitar la deformación y
espacios vacíos en la bolsa. Se recomienda utilizar bolsas de 5”x7” con
agujeros de 1mm (para drenaje) (DESCO, 2012).
2.2.3.3. Acomodo de bolsas
Consiste en ordenar el sustrato ya embolsado utilizando un cordel
para un correcto alineado, considerando un número de 6 a 8 bolsas de ancho y
el largo en la cama de acuerdo a la distribución de espacio, con una distancia
de 40 cm entre camas (DESCO, 2012).
2.2.3.4. Selección de plántulas
Consiste en sacar y seleccionar plántulas (fosforitos) del
germinador, eliminando aquellas que presentan raíces torcidas, bifurcadas,
atrofiadas y con presencia de enfermedades. Luego, se lava con agua limpia
las raíces y se desinfectan con captan + flutolanil a razón de 2 gr por L de agua
(DESCO, 2012).
2.2.3.5. Repique
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Es el proceso de trasplante de las plántulas (fosforito) en el vivero,
considerando lo siguiente (DESCO, 2012):
Regar el sustrato embolsado.
Con un repicador, realizar hoyos en el centro de la bolsa.
Colocar las plántulas, que la raíz no esté doblada, ni sobrepase
los 6 cm de largo, realizar el despunte.
El cuello de la plántula coincida al ras del sustrato embolsado.
Presionar adecuadamente el sustrato para evitar que se formen
espacios de aire alrededor de la raíz.
2.2.3.6. Construcción del tinglado
DESCO (2012), recomienda que se construye un tinglado de 1.8 a
2 m de altura, y se colocan postes perimetrales cada 3 a 5 m, utilizar malla
raschel, materiales de la zona (hojas de palmera, entre otros), que permiten
regular la entrada de luz con 40 % de sombra y 60 % de luz. El propósito de la
construcción del tinglado es proteger a las plántulas de los rayos solares en los
primeros meses, ya que estas son susceptibles. Una vez que los plantones
cuenten con 5 a 6 pares de hojas, se deber retirar paulatinamente el tinglado
para adaptarlos a las condiciones de campo definitivo.
2.2.3.7. Manejo del vivero
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DESCO (2012), indica que se debe tener en cuenta lo siguiente:
Riego por la mañana y tarde dando una adecuada humedad.
Deshierbo mensualmente, y realizar la aplicación de abono
foliar mensualmente si es necesario.
Monitoreo de plagas y enfermedades constantemente y
efectuar el control oportuno.
Manejo de sombra: al inicio dejar ingresar un 60 % de luz, a
partir del cuarto mes dejar expuestos los plantones al 100 % de
la luz hasta su traslado a campo definitivo.
Fertilización: se debe realizar después de la aparición del
primer par de hojas verdaderas, pudiendo aplicarse guano de
isla (4 g bolsa-1), fosfato diamónico (2 g bolsa-1). Si es
necesario, realizar una segunda fertilización a la aparición del
cuarto par de hojas.
2.3. Nemátodos Fitoparásitos
Los fitonemátodos en café constituyen un grupo de organismos
poco estudiado y en consecuencia pobremente entendido (MENDOZA et al.,
1995). Los nemátodos son uno de los grupos de invertebrados más numerosos
sobre la tierra; son de gran importancia en la agricultura debido a los problemas
que causan. Una parte importante de los daños se generan debido a la
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secreción que los nemátodos inyectan al alimentarse de la planta. Esta
secreción afecta el tejido vegetal causando necrosis, destrucción de paredes
celulares provocando la supresión de la división celular en el meristemo apical,
impide el crecimiento de la raíz (GONZÁLEZ, 1993). Son animales
multicelulares en generalmente microscópicos (miden alrededor de 0.5 mm de
largo), en general tienen forma de gusano delgado cilíndrico y alargado, con el
diámetro reducido en los extremos. Las hembras, son más grandes que los
machos. Estos organismos requieren un medioambiente húmedo pero pueden
encontrarse en casi todo tipo de ambiente ecológico (ROMÁN y ACOSTA,
1984). Ocasionan daños indirectos; no permiten que el café se desarrolle mal y
exprese plenamente su potencial productivo. Los nematodos se producen
mayormente durante el período lluvioso pero sus daños se acentúan durante el
período seco (MATEILLE, 1993). MONTERROSO (1999) comparó en
Nicaragua, poblaciones de nemátodos en cafetales con manejo convencional y
sombra menor de 10 % y con cafetales con sombra entre el 60 % encontrando
la predominancia de los géneros Meloidogyne y Pratylenchus, siendo
Meloidogyne el más abundante. Göldi (1887) en investigaciones que él las
realizó, señaló al nematodo del nódulo de la raíz Meloidogyne exigua como la
causa de la enfermedad en el café (TAYLOR y SASSER, 1983).
2.3.1. Factores que afectan la actividad de nemátodos fitoparásitos
La supervivencia y reproducción de los nemátodos se ven
afectadas principalmente por tres factores: la temperatura, la humedad y las
propiedades físicas del suelo (TAYLOR y SASSER, 1983). Las altas
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temperaturas favorecen el desarrollo de los nemátodos, mientras que las
temperaturas son bajas sólo prolongan la duración de su ciclo biológico,
disminuyendo la multiplicación del nemátodo (LEMUS y VALENZUELA, 1993).
Sin embargo, se deben considerar los intervalos de las temperaturas extremas
que afectan la supervivencia y la reproducción. Para el caso de huevos y larvas
de Meloidogyne, el intervalo entre 0 a 5°C determina el tiempo que sobreviven
huevos y larvas, mientras que entre 35 a 40°C las larvas son inefectivas
(TAYLOR y SASSER, 1983). La humedad del suelo es importante tanto para la
actividad y supervivencia de los nemátodos como para la actividad de la planta.
Esta capacidad de sobrevivir a los estados de estrés hídrico aumenta cuando la
humedad declina de manera lentamente o la desecación es lenta
(MAGUNACELAYA y DAGNINO, 1999). La textura del suelo es importante ya
que las larvas tienen que moverse a través de los poros del suelo; el
movimiento es imposible si los espacios porosos son tan pequeños que les
impidan a los nemátodos deslizarse a través de ellos. Se ha demostrado que el
nematodo de la raíz Meloidogyne spp es más severo en suelos arenosos que
en los suelos arcillosos (TAYLOR y SASSER, 1983).
2.3.2. Meloidogyne spp.
Las especies de Meloidogyne (nemátodo agallador de la raíz) son
endoparásitos sedentarios. Su reproducción ocurre cuando el segundo estadio
larval infectivo penetra en las raíces u otras partes subterráneas de una planta
apropiada, migra por el interior de las raíces sin romper las células, luego inicia
el desarrollo de células gigantes en las cuales pueda alimentarse y
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desarrollarse hasta convertirse en hembras que producen huevos. Los huevos
eclosionan dando origen a una nueva generación de larvas infectivas del
segundo estadio (TAYLOR y SASSER, 1983). Este género se considera de
gran importancia para el cultivo del café, estudios de nocividad han demostrado
que la progresión de los daños ha significado pérdidas en rendimientos
superiores al 60 % en campos de producción afectados (Fernández et al.,
1993). Es este género destruye por completo la raíz del cafeto, la planta no
forma raíces nuevas, quedando las raíces gruesas, las que tienen una
capacidad muy limitada para la absorción de agua y los nutrientes (JAEHN,
1990).
2.3.2.1. Ciclo de vida de Meloidogyne spp.
El primer estadio ocurre dentro del huevo (J1), luego los juveniles
del segundo estadio (J2) eclosionan. Estos juveniles pueden vivir un mes, libres
en el suelo y tienen energía suficiente para moverse hasta localizar y penetrar
la raíz, donde establecen su sitio de alimentación, usualmente dentro del
periciclo y el tejido vascular. Una vez dentro del hospedero, la glándula
esofágica inyecta secreciones dentro de las células de la raíz, incitando la
producción de células gigantes multinucleadas que proveen de comida y agua
al parásito. Las agallas se forman en el sitio de la alimentación que es debido a
la extensiva hipertrofia e hiperplasia en células de la raíz de la planta. Los
juveniles se alimentan, crecen y toman una forma abultada en 2 o 3 semanas.
Posteriormente pasan por tres estadios juveniles más, el tercer y cuarto estadio
ocurre dentro de la cutícula del segundo estadio. Durante los estadios J3 y J4
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los nemátodos no tienen estilete y no se alimentan. El estilete se regenera
después del cuarto estadio, una vez que se inicia la fase adulta. Los machos
tienen un desarrollo vermiforme después de forma abultada del cuarto estadio
juvenil. Estos no se alimentan, pero sobreviven para fertilizar a las hembras
(SIDDIQI, 2000).
Las hembras toman una forma esferoidal y son fertilizadas por los
machos. Después de 15 a 30 días de alimentarse y crecer, empiezan a
producir una gran cantidad de huevos en un material gelatinoso secretado por
la glándula rectal. La matriz gelatinosa de Meloidogyne tiene una actividad
enzimática en las células de la raíz, lo que ocasiona la formación de un
conducto desde la parte posterior de la hembra, a la superficie de la agalla. Los
huevos depositados en la matriz gelatinosa forma de 500 a 1000 huevos, estos
eclosionan al exponerse a la humedad y al estímulo de los exudados de la raíz
de los hospederos (SIDDIQI, 2000). Los nemátodos pueden generar de 3 a 10
generaciones por año (TAYLOR y SASSER, 1983). En el caso del café,
Meloidogyne afecta todas las fases fenológicas de la planta, desde el vivero
hasta la etapa de la producción en campo (MARIAU et al., 1999).
2.3.2.2. Sintomatología de los cafetos dañados
A diferencia de otros géneros Meloidogyne posee una
característica muy peculiar, (formación de agallas) a simple vista son fáciles de
identificar; inicialmente de color blanco, pero posteriormente se torna parduzca
(TELIZ et al., 1993). En cuanto a la parte aérea, los síntomas de una planta
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infestada con Meloidogyne de acuerdo MAGUNACELAYA y DAGNINO (1999);
TAYLOR y SASSER (1983): 1) Inhibición de la brotación, la disminución del
crecimiento y deficiencias nutricionales en forma de clorosis del follaje, ya que
los nemátodos interfieren la producción y translocación de sustancias
provenientes de raíces, como las hormonas giberilinas y las citoquininas, y
también de substancias que regulan fotosíntesis. 2) Marchitez temporal, debido
al menor tamaño del sistema radical y a que los elementos vasculares en los
nódulos se rompen y se deforman interrumpiendo mecánicamente el flujo
normal del agua y de los nutrientes. 3) Finalmente disminución de la producción
o pérdida de ésta.
Existe dos factores determinantes que propician una alta densidad
poblacional son la temperatura (15 - 30 °C) y la humedad (40 - 60%) del suelo
(TAYLOR y SASSER, 1983; ARAYA, 1994). Los cafetos están infectados por el
nemátodo presentan, en condiciones de vivero, clorosis, raquitismo, enanismo
y defoliación. Asimismo los síntomas que presentan las plantas en campo son
marchitez, amarillamiento, defoliación e incluso la muerte. En la parte radical se
observan agallas debido a la formación de las células gigantes, en forma
general necrosis, acortamiento y disminución de las raíces laterales (ARAYA,
1994). La disminución y pérdida de raíces, provoca una deficiente absorción de
agua y nutrientes del suelo (FERNÁNDEZ et al., 1993). Las lesiones causadas
por los nematodos en la raíz favorecen la penetración y establecimiento de los
hongos fitopatógenos como el Fusarium spp., Rhizoctonia spp., Phytophthora y
Pythium spp., ocasionando así a la planta un daño mayor (CAMPOS Y
VILLAIN, 2005).
23
2.4. Antecedentes
En Costa Rica, MORERA y LÓPEZ (1987), reporta, bajo
condiciones de invernadero, se estudió la reacción de seis líneas
experimentales de Coffea a la inoculación de Meloidogyne exigua, se utilizó un
inóculo de 15,000 huevos y/0 J2 por planta. Las líneas evaluadas fueron:
“Catuaí T 5267”, “Villa Sarchi T 3035” y “Anfilo T 3824” de C. arabica; “Robusta
T 8663”. Ochenta días después de la inoculación no se encontraron diferencias
significativas entre las plantas inoculadas y no inoculadas en la altura de las
plantas, el peso seco de la parte aérea, el peso fresco de las raíces y el área
foliar. La comparación del número de agallas/planta, número de huevos/planta,
diámetro de las agallas, el número total de nemátodos, número de hembras y el
número de juveniles/agalla en el “Catuaí”, de reconocida susceptibilidad, con
los obtenidos en las líneas permitió la siguiente clasificación: “Catuaí”, “Villa
Sarchi” y “Catimor” susceptibles; “Anfilo” moderadamente resistente; “Robusta”
y “Sarchimor” resistentes al ataque de M. exigua.En Honduras, MORALES
(2001), reportó, La influencia ejercida por las poblaciones de Meloidogyne sp.
Que estén presentes en las musáceas sobre poblaciones existentes en las
plantas de café, existe y es baja, mientras que la influencia ejercida por todo el
sistema, es la que determina las poblaciones que estarán presentes en
determinada planta.
En Costa Rica, ROJAS y SALAZAR (2013), estimó que la densidad
crítica de Meloidogyne exigua para almácigo de caturra, reportando que bajo
las condiciones en que se desarrolló el ensayo es cercana a cero huevos/cm3
24
de sustrato de población inicial. El nematodo Meloidogyne exigua afectó el
desarrollo de las plantas de almácigo a partir de poblaciones iniciales de 0.125
huevos/cm3 de sustrato, que redujo el diámetro del tallo, el número de nudos en
el eje ortotrópico y el peso aéreo de las plantas. El índice de agallas y densidad
de nematodos en las raíces mostraron muy buena relación con la población
inicial de M. exigua y la tasa de reproducción y alcanzaron el máximo con una
Pi de 4 huevos + J2/cm3 de sustrato, mientras la tasa máxima de reproducción
fue de 114 con Pi de 0.125 huevos + J2/cm3 sustrato. También el almácigo se
debe desarrollar en sustrato o suelo libre de nematodos, ya que aún con
inóculos bajos se puede alcanzar los niveles máximos de población en un
período corto de tiempo. En Villa Rica, Pasco, Perú, JULCA et al. (2010),
reportó que en parcelas fertilizadas de café variedad catimor, la población total
promedio de nemátodos parásitos de plantas fue mayor en un 73%, respecto a
las parcelas sin fertilizar Una mayor población de fitonemátodos por efecto de
la fertilización, se podría explicarse por un mayor crecimiento y desarrollo
radicular que supone una mayor oferta alimenticia para estos fitopatógenos. La
sombra aumentó la población total promedio de nemátodos parásitos de
plantas apenas en un 0.99 %, con respecto a la parcela de café cultivada a
pleno sol.
25
III. MATERIALES Y MÉTODOS
III.1. Ubicación del experimento
El presente trabajo, se realizará en el Laboratorio e invernadero de
Fitopatologia de la Facultad de Agronomía de la Universidad Nacional Agraria
de la Selva (UNAS), ubicado en la ciudad de Tingo María respectivamente;
geográficamente corresponde al distrito de Rupa Rupa, Provincia de Leoncio
Prado, Región Huánuco. Las coordenadas UTM del lugar son:
Longitud Este : 18L0390733 UTM.
Latitud Norte : 8970441 UTM.
Altitud : 670 msnm.
Temperatura media : 25°C.
Humedad relativa : 80 %.
Precipitación anual : 3600 mm.
III.2. Materiales y equipos
III.2.1. Material biológico
Semillas de 11 variedades de cafe.
26
Hembras adultas, Huevos y J2 de Meloidogyne spp.
III.2.2. Materiales y equipo en el vivero
Carretilla.
Pala.
Cernidor de tierra.
Regadera.
Plástico.
Bolsas de polietileno color negro tamaño 6 x10 pulgadas.
Bolsas de polietileno de 20 x 30 cm.
Sustrato (suelo agrícola + arena).
III.2.3. Materiales y equipos del laboratorio de Fitopatología
Licuadora.
Agua destilada.
Tamices (60, 100, 200 y 325 mallas pulgada-2).
Pizetas de 1000 ml.
27
Embudo chico.
Papel filtro.
Bolsas de polietileno.
Vasos de precipitación de 250 ml y 1000 ml.
Pipeta de 5ml y 10 ml.
III.3. Componentes en estudio
III.3.1. Variedades de café
Once variedades de café (Coffea arábica L.).
III.3.2. Nemátodo fitoparásito
Nemátodo agallador de la raíz Meloidogyne spp.
III.4. Tratamientos en estudio
Cuadro 2. Descripción de los tratamientos.
Tratamientos N° de plantas
Clave Con inoculo Con inoculo Sin inoculo
T1 Café Canephora 20 20
T2 Café variedad "Caturra roja" 20 20
T3 Café variedad "Catimor" 20 20
T4 Café variedad "Gran Colombia" 20 20
28
T5 Café variedad "Costa Rica" 20 20
T6 Café variedad "Castillo" 20 20
T7 Café variedad "Typica" 20 20
T8 Café variedad "Catuaí" 20 20
T9 Café variedad "Bourbón rojo" 20 20
T10 Café variedad "Bourbón amarillo" 20 20
T11 Café variedad "Sarchimor" 20 20
Fuente: Elaboración propia.
III.5. Diseño Estadístico
Se utilizará el Diseño Completamente al Azar (DBA) con un total de
11 tratamientos, 12 repeticiones y 40 unidades experimentales (Cuadro 3). Los
promedios de los parámetros evaluados se someterán a la Prueba de Análisis
de Variancia (F. tab. = 0.05 y 0.01) y la comparación de medias por la Prueba
de Duncan (α= 0.05) (CALZADA, 1982).
Cuadro 3. Modelo del Análisis de Variancia.
Fuentes de variabilidad Grados de libertad
Tratamientos 10
Error experimental 121
Total 131
Modelo aditivo lineal
Yij = µ +σi + €ij
29
Dónde:
Yij = Respuesta del i-ésimo tratamiento de la j-ésima repetición.
µ = Efecto de la media general.
σi = Efecto del i-ésimo tratamiento.
€ij = Efecto aleatorio del error experimental.
Para:
i = 1, 2,...,11Tratamientos.
j = 1, 2,…, 12 repeticiones.
III.6. Ejecución del experimento
III.6.1. Obtención de las variedades de café
La no existencia en el Perú de una institución que oferte semilla con
garantía de identidad varietal se emplearan aquellas que solo es garantizada
por los propietarios de fincas de caficultores de mucha experiencia en el
manejo y comercialización de semilla de café en el Perú (Villa Rica – Selva
Central y San Ignacio- Selva Norte). En el Cuadro 5, se muestra la procedencia de
cada una de las variedades.
30
Cuadro 5. Procedencia de las semillas de 11 variedades de café que se utilizaran en el experimento.
Variedades de café
Finca
Ubicación
Coffea arabica:
Var. Catimor
“AVE FENIX”
Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco
Var. Gran Colombia
“AVE FENIX”
Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco
Var. Caturra Roja
“AVE FENIX”
Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco
Var. Caturra amarillo
“AVE FENIX”
Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco
Var. Catuahí
“AVE FENIX”
Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco
Var. Bourbon amarillo
31
Var. Catimor
“AVE FENIX”
Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco
Var. Typica
“AVE FENIX”
Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco
Var. Pache
“AVE FENIX”
Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco
Var. Costa Rica 95
“AVE FENIX”
Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco
Var. Mundo novo
“AVE FENIX”
Santa Herminia Villa Rica-Cerro de Pasco
Coffea canephora:
Var. Robusta
Tulumayo-Tingo Maria
III.6.2. Proceso de germinación de las semillas
32
Las semillas de todas las variedades la germinación se realizará en
arena fina lavada, previamente desinfectada con hipoclorito de
sodio al 2,5% mediante riego superficial a la cama germinadora.
Las semillas de cada variedad se colocaran en hileras debidamente
identificadas. Se cubrirá con hojas de palmeras para darle
condiciones de humedad y sombra necesarias para el proceso de
germinación. Se regara con agua diariamente.
III.6.3. Obtención y preparación del sustrato
III.6.4. Transplante de las variedades
III.6.5. Obtención y aislamiento de Meloidogyne sp.
Los nemátodos (Meloidogyne spp.) serán obtenidos de plantas de
plátano, con síntomas evidentes de la enfermedad, que se colectará del fundo
de la facultad de Agronomía, de la Universidad Nacional Agraria de la Selva.
III.6.5.1. Toma de muestras
Una vez seleccionada las plantas de plátano que presenten los
síntomas de la enfermedad, luego con un machete se eliminará
33
la planta, una vez tumbada la planta, con un azadón se
extraerá la tierra.
Para el muestreo y obtención del nemátodo Meloidogyne spp.,
se realizará el muestreo a la raíz, las nodulaciones, las
agallas, etc. de la planta, se tomarán todas las raíces y se
sacará una muestra al azar de diez plantas aproximadamente.
La muestra general de 2 a 4 kg, se identificarán, anotando la
localidad, fecha de muestra, cultivo anterior; se mezclarán las
submuestras para una muestra general.
III.6.6. Extracción de huevos y J2 de Meloidogyne
CEPEDA (1995), recomienda para la obtención de nemátodos por
el Método de la centrífuga y se realiza mediante los siguientes pasos:
En una cubeta se depositará 6 L de agua y 400 g de suelo, se
agitarán para romper terrones y se dejará reposar por espacio
de 1 minuto.
Enseguida se pasará esa mezcla a otra tina a través del tamiz
de 60 mallas por pulgada cuadrada (se pasará toda el agua);
se agitará y se dejará reposar.
La mezcla se pasará a otra cubeta por el tamiz de 100 mallas
por pulgada cuadrada, se agitará y se dejará reposar. Luego la
34
mezcla se pasará por tamiz de 200 mallas por pulgada
cuadrada a otra tina, se agitará y se dejará reposar.
Posteriormente a lo anterior, la mezcla se pasará a otra cubeta
por el tamiz de 325 mallas por pulgada cuadrada y parte de la
muestra de suelo quedará en este tamiz.
De la muestra que quedará en el tamiz de 325, se pasará una
porción a los tubos de centrífuga y se colocarán estos tubos en
la centrífuga (tiene capacidad para 10 tubos); los tubos
deberán quedar opuestos (para que la centrífuga queda
balanceada y no se dañe) y deberán llenarse al mismo nivel
(suelo más agua).
Los tubos en la centrífuga girarán por espacio de dos minutos.
La centrífuga tiene un vacío que cuando llega a la parte de
abajo, será el momento para empezar a contar los dos minutos;
la centrífuga desarrolla 5,000 RPM, lo ideal es a 17,000.0 RPM,
la perilla de arranque se regresará lentamente al final de los
dos minutos.
Luego se sacará el tubo de la centrifuga y se tirará el agua, en
el fondo del tubo quedará la muestra con nemátodos y también
una porción de suelo.
35
Se tendrá previamente preparada el agua azucarada, 454 g en
1000 ml agua; su función será que los nemátodos se adhieran,
esa agua se vaciará en el tubo de la centrífuga y se agitará en
el suelo con agua azucarada con ayuda de una vara de
madera.
Los tubos serán colocados nuevamente en el centrífuga
durante dos minutos a 5000 RPM.
Luego se sacarán los tubos de la centrífuga, os nemátodos se
quedarán en agua azucarada, se pasarán a través del tamiz de
325, se sacarán las muestras, pasándole otra vez de un
embudo; sus paredes se lavarán con una pizeta con agua y los
nemátodos se pasarán a un tubo de ensayo.
La muestra obtenida se pasará a un vidrio de reloj para verificar
la existencia de nemátodos. La muestra del tubo de ensayo se
pasará al refrigerado y luego se observará por el microscopio
en los días siguientes.
III.6.7. Calculo de la concentración de Inoculo
III.6.8. Inoculación
III.6.9. Parámetros a evaluar
III.6.10. Germinador
36
.
III.6.11. Preparación de sustrato
Se juntará el sustrato del fundo agrícola, luego se zarandeara
la tierra con una malla de ½ pulgada para obtener tierra fina,
luego se hará la mezcla de tierra agrícola con las dosis de
abonos orgánicos y con el fertilizante químico cada uno en sus
diversas proporciones.
III.6.12. Embolsado
Las bolsas se llenarán hasta el borde, presionando ligeramente
para que queden compactas y así puedan acomodarse en las
camas del vivero. La cama de vivero será nivelada antes de
acomodar las bolsas. Una vez ordenadas las bolsas en el
vivero, se regarán agua a fin de humedecer el sustrato y luego
a ello repicar las plántulas en estado fosforito.
III.6.13. Inoculación de nemátodos
A los 55 días aproximadamente después de la germinación, en
etapa fosforito, se inoculará nemátodos en las bolsas llenados
de sustrato contaminados con Meloidogyne spp.
Del tubo de ensayo guardado con nemátodos agallador de la
raíz, se mezclará con agua a una dosis de (xx ml xx L-1) y esta
37
se pondrá en una regadera, la cual servirá para regar sobre las
variedades de café en el vivero.
III.6.14. Repique a bolsas contaminadas con Meloidogyne spp.
Esta actividad se realizará cuando las plantas germinadas se
encuentran en estado de “fosforito”, para lo cual se procederá a
hacer un hoyo en la bolsa con ayuda de una estaca delgada
(del ancho de un lápiz) a una profundidad aproximada de 8 cm,
en donde se colocará a la plántula para su respectiva siembra,
así evitando torcer la raíz. Para ello se separará por tratamiento
y será identificado.
III.6.15. Actividades a realizar en el vivero
El germinador se debe regar y siempre estar húmedo según
sea necesario evitando que se reseque el medio o que haya
exceso de humedad; se realizará con la regadera, el riego se
hará en horas de la mañana y en la tarde.
Las plantas de vivero tendrá sombra para evitar el
resecamiento del sustrato y al mejor crecimiento y desarrollo de
las plántulas.
El control de malezas se realizará mediante el método manual,
con la finalidad de que las parcelas en estudio estén libres de
38
malezas, evitando la competencia por luz, espacio y nutrientes.
III.6.16. Extracción de nematodos por Método del Embudo de
Baerman
Para la extracción de nematodos en las raíces se utilizaron los
métodos de Centrifugación-flotación y el método del embudo de Baerman. Para
el primer método se explicó en el enciso (3.7.2). El método del Embudo de
Baerman: Se realizó para lograr obtener la totalidad nematodos dentro de las
raíces, mediante el siguiente procedimiento (CEPEDA, 1995):
Colocar las raíces que quedaron en el tamiz de 100 mesh en
un papel kleenex y colocarla sobre un círculo de maya
metálica.
Colocar el círculo de la maya metálica sobre un embudo y así
asegurarse de que entre en contacto directo con el agua que
este contiene.
Esperar tres días, asegurándose de que el nivel del agua este
siempre en contacto con las raíces contenidas en el papel.
Recolectar 15 cm3 del agua del fondo del embudo en un tubo
de ensayo.
III.7. Características a evaluar
39
III.7.1. Altura de la planta (cm)
La evaluación de esta característica se realizará cada a 30 días, la
primera evaluación se realizará a los 30 días después de la siembra en el
vivero, donde se evaluará doce plantas por cada tratamiento. Para la altura de
tallo, se empleará una regla graduada en cm, se medirá desde el cuello de la
planta hasta la yema terminal visible.
III.7.2. Diámetro de tallo (mm)
Para el diámetro de tallo la evaluación se realizará empleando un
vernier a nivel de la altura de cuello de planta. Esta operación se realizará cada
30 días, la primera evaluación se realizará a los 30 días después de la siembra
en el vivero, donde se evaluará doce plantas por cada tratamiento. Se medirá a
la mitad de la planta.
III.7.3. Número de hojas
Se determinará el número de hojas por planta; esta operación se
realizará cada 30 días, la primera evaluación se realizará a los 30 días después
de la siembra en el vivero, donde se evaluará doce plantas por cada
tratamiento.
III.7.4. Longitud de raíces (cm)
Esta característica se evaluará al final del experimento a los 180
días después de la siembra en el vivero, utilizando la regla graduada, midiendo
40
desde la inserción con el esqueje hasta la parte terminal de las raíces. Se
tomará las mediciones a doce plantas por tratamiento.
III.7.5. Volumen de raíces (cm3)
Una vez realizada la medición de la longitud de la raíz, se tomará
las mediciones del volumen radicular (cm3) de doce plantas por cada
tratamiento. La metodología consistirá en sumergir la plántula hasta el cuello de
la raíz en una probeta graduada llena con agua destilada permitiéndonos
determinar el volumen por diferencia.
III.7.6. Peso seco de la parte aérea y radicular (g)
Se pesará el peso de la parte aérea y radicular de la planta en una
balanza electrónica, se tomarán doce plantas por tratamiento, la parte aérea y
radicular de la planta serán separados para su peso individual de cada parte y
así compararla entre tratamientos.
III.7.7. Materia seca
La determinación de esta característica se realizará a los 180 días
después de la siembra en el vivero, para lo cual se tomarán doce plantas de
cada tratamiento para realizar la evaluación correspondiente, se empleará la
siguiente fórmula:
41
El procedimiento que se empleará es el siguiente:
Se tomará las muestras frescas de la parte foliar y radicular, las
cuales serán pesadas y puestas en bolsas de papel periódico,
para así obtener el peso fresco de las muestras.
Para obtener el peso seco, se llevará las muestras a la estufa a
70°C durante 48 horas, hasta que adquieran peso constante.
Las muestras secas serán pesadas, y por diferencia se calculará
el porcentaje de humedad y materia seca.
III.7.8. Área foliar
Para medir esta variable se utilizará el método de los discos o el
sacabocado con el siguiente procedimiento: Se escogerán doce plantas al azar
por tratamiento, para extraer de ellas el mayor número de discos posibles del
área foliar de la muestra empleando un sacabocado de área conocida.
Después se determinara el área y peso total de los discos, luego con una regla
de tres simple se calculara el área foliar total. Esta característica se evaluó a
los 180 a los después de la siembra en el vivero.
III.7.9. Conteo e identificación de nematodos
42
Se evaluará a doce plantas por tratamiento, esto se realizará a los
180 días después de la siembra en el vivero, una vez realizada el proceso de la
obtención de nemátodos bajo el método del embudo de Baerman, se realizará
el procedimiento es el siguiente:
Homogenizar la muestra contenida en el tubo de ensayo, esto se
hace removiendo el agua del tubo con nematodos (15.0 cm3) a
través de una pipeta.
Extraer 4 cm3 de la muestra con la pipeta y colocarlo en una
placa Petri debidamente rayado en bandas para su más fácil
conteo.
Contar e identificar en el microscopio los nematodos contenidos
en la mitad de este plato.
43
IV. CROQUIS EXPERIMENTAL
Figura 1. Croquis experimental de una cama 1 x 10 m.
X : Plantas inoculadas con nemátodos, sin evaluar.O : Plantas inoculadas con nemátodos, evaluadas.
Leyenda:T1 : Café Canephora.T2 : Café variedad "Caturra roja".T3 : Café variedad "Catimor".
T4 : Café variedad "Gran Colombia".T5 : Café variedad "Costa Rica".T6 : Café variedad "Castillo".
T7 : Café variedad "Typica".T8 : Café variedad "Catuaí".T9 : Café variedad "Bourbón rojo".
44
T10 : Café variedad "Bourbón amarillo".T11 : Café variedad "Sarchimor".
45
V. CRONOGRAMAS DE ACTIVIDADES
Cuadro 4. Realización de las actividades en relación a los meses de duración de la tesis.
Actividades
Meses 2014 - 15
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo Abril Mayo Junio
1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4Elección de área experimental (AE)
X
Demarcación del AE. X
Instalar el germinador. X
Limpieza del AE. X
Juntado de sustrato y tamizar X
Llenado de bolsas X X
Germinación de semillas X X
Repique de plantas de café X X
Obtención de nemátodos X X
Trabajo en laboratorio X X
Inoculación de nemátodos X X
Control de malezas X X
Visita de jurados X X X X X X
Medición y evaluación de datos X X X X X X
Tabulación de datos X X X X X X X
Redacción X X
Sustentación de la tesis X
Elaboración propia.
46
VI. PRESUPUESTO
Cuadro 5. Presupuesto para la investigación.
RubroUnidad Medida
CantidadS/ Valor unitario
S/ Costo parcial
S/ Total
Mano de obra
Acondicionamiento del vivero Jornal 2 25 50Demarcación de parcelas Jornal 2 25 50Preparación del sustrato Jornal 2 25 50Deshierbo y limpieza Jornal 2 25 50Llenado de bolsas Jornal 2 25 50Acomodar bolsas Jornal 2 25 50Siembra de semillas Jornal 2 25 50Obtención de nemátodos Jornal 2 25 50Inoculación de nemátodos Jornal 2 25 50
450
Insumos
Azúcar Kg. 3 2 6Semillas de café Kg. 1 12 12
18
Materiales de campo
Machete Unidad 1 10 10Wincha Unidad 1 55 55Ráfia Unidad 2 5 10Azadón Unidad 2 20 40Letrero Unidad 13 5 65Bolsa plástica Millar 1 10 10Bolsas de vivero Millar 2 10 20Vernier Unidad 1 100 100
310
Materiales de laboratorioRegla milimetrada Unidad 1 2 2Plumón indeleble Unidad 2 3 6Lapicero Unidad 2 1.5 3Libreta de campo Unidad 1 2 2
13
Transporte y otros
Movilidad local Pasaje Global Global 100
100
Total parcial 891
Imprevistos 10% 89.1
Presupuesto total 980.1
47
VII. BIBLIOGRAFÍA
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