thème etude sur les maladies dermatophytes du dromadaire dans
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UNIVERSITE KASDI MERBAH OUARGLA
Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie
Département des Sciences Biologique
Mémoire En vue de l’obtention du diplôme de
MASTER ACADEMIQUE
Domaine : Science de la Nature et de la Vie
Filière : Biologie
Spécialité : Microbiologie Appliquée
Présente par : SAADOUN AICHA
Thème
Etude sur les maladies Dermatophytes du dromadaire dans la
région d’Ouargla (cas de teigne de la peau)
Soutenu publiquement
Le : 11/06/2015
Devant le jury :
Année universitaire : 2014/2015
UKM Ouargla Président M .C.B Mme
BAYOUSSF ZAHIA.
UKM Ouargla Encadreur M.A. A Mr BEN SACI MASSAOUD BACHARA.
DSA Ouargla Examinateur MAGISTER Mr BABELHADJ BAAISSA.
Je tiens tout d’abord à remercier DIEU le tout puisant de m’avoir aidé à
réaliser ce modeste travail.
Nous tenons à remercier plus particulièrement :
Mr BEN SACI Messaoud Bachagha maître assistant chargé de cours à
la faculté des sciences de l’ingénieur, université KASDI MERBAH
Ouargla d’avoir diriger ce travail qui sans ses encouragements nous
n’aurions pas progressé.
nous le remercions Je remercie également les membres du jury, Mr
Babelhadj Baaissa et Mme
BAYOUSSF ZAHIA.
Pour avoir accepté de présider ce jury et de porter bayoucef zahia son
jugement à ce travail. d’avoir examiné et jugé ce modeste travail.
Nous le remercions
Tous qui sont contribué a la réalisation de ce travail.
Liste des figures
N° Titres pages
01 Systématique des camélidés 02
02 Fructification caractéristiques des trois genres de dermatophytes 13
03 Les mécanismes d'infection utilisés par ascomycète les agents
pathogènes des animaux 16
04 Test de Chlamydosporulation 32
05 Examen mycologique d’un prélèvement cutanée 33
06 Aspect clinique des lésions chez les dromadaires 34
07 Rapport entre les différentes espèces fongiques 36
08 Aspect microscopique Examen direct (Grossissement : ×100) 37
09 Aspect microscopique Examen direct (Grossissement : ×100) 38
10 Micrographe d’une cellule épidermique infectée par champignon 39
11 Trichophyton mentagrophyte 40
12 Aspergillus niger 41
13 Aspergillus flavus. 42
14 Aspergillus fumigatus. 43
15 Aspergillus versicoler 44
16 Aspergillus terreus 45
17 résultats de test de chlamydosporation 46
18 Levures 46
Liste des tableaux
N° Titres pages
01 Epaisseurs de l’épiderme observées dans différentes régions anatomiques du
dromadaire 05
02 Résume la répartition des principaux dermatophytes suivant leurs origines 18
03 Récapitulatif des critères discriminants macroscopiques et microscopiques de
principales espèces aspergillaires 25
04 Rapport entre les différentes espèces fongiques 35
05 représentation répartition les espèces fongique sur les dromadaires infectées 47
Liste des annexes
N° Titres
01 Drmatophytes commonly seen in human ane veterinary practice
02 Espèces d’Aspergillus opportunistes
03 Éléments de fruvtfication du champignon schéma d’un Aspergillus
04 Les composition des milieux du culture utilise
Tables des matières
Liste des tableaux
Liste des figures
Liste des annexes
Introduction 1
Partie bibliographique
Chapitre I : Généralité sur dromadaire
I.1. Généralité sur dromadaire 2
I.2. Classification des camélidés 2
I .3. Morphologie générale du dromadaire 3
I.4. Répartition géographique 3
I.4.1. Dromadaire en Algérie 3
I.5. Modes d'élevage du dromadaire en Algérie 3
I.5. 1. Systèmes pastoraux extensifs 4
I.6. Mode d'alimentation 4
I.7. Caractéristiques physiologiques 4
I.8. Histologie de la peau du dromadaire 5
I.8.1.Epaisseur de la peau du dromadaire 5
I.8.2. Structure de l’épiderme 5
I.8.2.1. Stratum basale 6
I.8.2.2. Le stratum spinosum 6
I.8.2.3. Le stratum granulosum 7
I.8.2.4. Stratum lucidum 7
I.8.2.5. Stratum corneum 7
I.8.3. Structure du derme 7
I.8.4. Annexes cutanées 8
I.8.4.1.Follicules pileux 8
I.8.4.1.1. Groupes de follicules pileux 8
I.8.4.1.2. Structure du follicule pileux 8
I.8.4.2. Le muscle arrectorpili 9
I.8.4.3. Les glandes sébacées 10
I.8.4.3.1. Les glandes sudoripares
ChapitreII : dermtophytose et les champignons responsables maladies
II. Dermatophytose du dromadaire 11
II.1. Définition 11
II.2. Agents pathogènes 11
II.3. Caractères généraux 13
II.3.1. Classification 13
II.3.2. Caractères morphologique 13
II.3.2.1. Les caractères macroscopiques 13
II.3.2.2. Les caractères microscopiques 13
II.4. Nutrition et croissance 14
II .5. Evolution des lésions 14
II .6. Mode de vie 16
II .7. Origine et contamination des dermatophytes 16
II .7.1. Contamination d'origine humaine 16
II .7. 2. Contamination animal 17
II .7. 3. Contamination d'origine tellurique 17
II .8. Physiopathologie 18
II .8.1. Le parasitisme fongique cutané 18
II .8.2. Le parasitisme fongique capillaire et pilaire 18
II .9. Aspects clinique 18
II .10. Traitement 19
II .10.1. Traitements Tonte du pelage 19
II .10.2. Traitements topiques (locaux) 20
II .10.3. Traitements systémique 20
II .11. Décontamination environnementale 20
III. Principaux champignons responsables 21
III.1. Aspergillus 21
III.1.1. Définition 21
III.1.2. Classification 21
III.1. 3. Epidémiologie 22
III.1. 3.1. Agents pathogènes 22
III.1. 3.2. Caractères généraux 22
III.1. 3. 3. Espèces pathogènes 23
III.1. 3. 4. Pouvoir pathogène 23
III.1. 3. 5. Modes de contamination 23
III.1. 3. 6. Caractères morphologiques 23
III.2. Candida 26
III.2. 1. Définition 26
III.2. 2. Classification 26
III.2. 3. Epidémiologie 26
III.2. 3.1. Caractères généraux du candida 26
III.2. 3.2. Les espèces pathogènes 26
III.2. 3.3. Pouvoir pathogène 26
III.2. 3.4. Source de contamination 26
III.2. 3. 5. Mode de contamination 27
III.2. 3.6. Caractères morphologiques 27
III.2. 3. 7. Caractères physiologiques 27
Partir pratique
Chapitre III : Matériel et méthodes
I.1. Lieu et période d’étude 28
I.2. Milieux de culture 29
I.2.1. Sabouraud simple 29
I.2.2. Sabouraud Chloramphénicol 29
I.2.3. Sabouraud Actidione 29
I.2.4. Pomme de Terre - Carotte- Bile (PCB) 29
I.3.1. Echantillons 30
I.3.2. Examen direct 30
I.3.3. Culture 30
I.3.3. 2. Isolement 30
I.3.3. 3.Identification 31
Chapitre IV : Résultats et discussion
II. Résultats 36
II.1.Lésions 36
II.1.2. Rapport de la positivité des échantillons 37
II.1.3. Résultats d’isolement et d’identification des germes 37
Discussion 49
Conclusion 51
Référence 53
Annexes
Introduction
Introduction
1
Introduction
Dans le monde, une grande part des zones consacrées à l’élevage se situe dans les régions
arides et semi-arides. Pour répondre au défi alimentaire mondial en développant la mise en valeur
de tels territoires, le dromadaire est un animal particulièrement adapté (Faye,1997).
Dans le Sud Est Algérien, son importance sur les plans économique et social est indiscutable.
Son élevage, majoritairement de type pastoral extensif constitue la source principale de revenus de
certaines populations, et est considéré comme la base sociale de certaines tribus Sahraouies (Abrak,
2000).
Le développement de l’élevage du dromadaire se heurte à différents problèmes d’ordre
zootechniques, sanitaires… d’autant plus que le mode d’élevage ne facilite pas le suivi vétérinaire.
Parmi les premiers l’alimentation, provenant essentiellement des parcours, reste tributaire des
conditions climatiques. Parmi les seconds, la trypanosomose, le parasitisme gastro-intestinal, les
diarrhées néonatales du chamelon, les affections cutanées sont responsables de pertes économiques
directes ou indirectes importantes (Blajan et al., 1989).
Les maladies cutanées constituent un des soucis majeurs des éleveurs dans Algérie. la plus
fréquemment évoquée est dermatophytose.
La teigne (dermatophytie, dermatophytose) est une infection causée par des fungi
(champignons) qui ont la particularité unique d’envahir et de proliférer dans les tissus kératinisés
tels les poils, la couche cornée de l’épiderme, les ongles et les griffes.
La teigne est une dermatose contagieuse due à des dermatophytes, les plus fréquemment
incriminés chez le dromadaire appartenant au genre Trichophyton. (El Jaouhari et al., 2004).
chez le dromadaire elle est due le plus souvent à des dermatophytes du genre trichophyton
mentagrophyte .Mais certaines forme généralisées ont des généralisées ont des répercussions sur
l’état de l’animal . Actuellement les traitements médicaux ou traditionnels restent fastidieux et
d’une efficacité relative (Faye 1997 ; Maallem et al ., 2002 ; El Jaouhari et al .,2004 ;) .
La lesion typique se presente sous la forme d’une lesion nummulaire d’evolution centrifuge
lente dont le diametre varie de 1 à 10 cm. ( Kumar et al., 1992 ; Khallaayoune et al., 2000).
Les lésions surviennent sur le cou, les épaules, la tête et les flancs. Elles se caractérisent par des
dépilations multifocales circulaires, peu ou pas prurigineuses, circonscrites. Les poils sont hérissés,
cassés et les zones touchées sont recouvertes secondairement par une croûte épaisse (Faye, 1997).
Le traitement de la teigne est long et fastidieux. Il requiert l’application répétée de solutions iodées
(Faye, 1997).
Notre étude avait donc pour objectifs :
Connaître les principales espèces fongiques responsables des dermatiphytoses .
Etablir le panorama des espèces de dermatophytes isolées des dermatophytes du dromadaire.
Partie bibliographique
Chapitre I Généralités sur dromadaire
Chapitre Généralités sur dromadaire
2
I.1 : Généralité sur le dromadaire
Le dromadaire est animal domestique par excellence des desserts caractérises par une longue
période sèche et chaude souvent supérieure a huit mois et par des précipitations rare et faibles
comprises entre 50et 550 mm par an (Ramet, 1993).
I.2 : Classification des camélidés
Le dromadaire appartient au genre Camelus et à la famille des Camélidés (Camelidae)
(Musa, 1990 ; Faye, 1997) Ont signalé que les Camélidés d’Asie, confrontés au froid et à l’aridité
comme dans le désert de Gobi, évoluèrent en chameau à deux bosses : le chameau de Bactriane.
Ceux qui se déplacèrent dans les régions chaudes et arides, Afrique et Moyen-Orient, évoluèrent en
chameau à une bosse : le dromadaire. La famille des camélidés ne comprend que deux genres
Camelus et Lama. Le genre Camelus occupe les régions désertiques de l’Ancien Monde (Afrique,
Asie et Europe) alors que le genre Lama est spécifique des déserts d’altitude du Nouveau
Monde(les Amériques) où il a donné naissance à quatre espèces distinctes (Musa, 1990 ; Faye
1997).
Règne Animal
Embranchement de Vertébrés
Classe de Mammifères
Ordre d’Artiodactyles
Famille de Camélidés
Genre Camelus Genre Lama
Espèce Camelus dromedarius Espèce Lama glama
Espèce Camelus bactrianus Espèce Lama guanacoe
Espèce Lama pacos
Espèce Lama vicugna
Fig1 : Systématique des camélidés (Musa, 1990 ; Faye, 1997)
Chapitre Généralités sur dromadaire
3
I .3 : Morphologie générale du dromadaire
A rapporté que le dromadaire est très distinct des autres animaux domestiques, notamment par
la présence d’un long cou, de la bosse et de la callosité au niveau de sternum. La tête est large, le
cou large et fin, coussinet sternal maintenant l’abdomen légèrement au-dessus du sol, le dromadaire
ne possède pas de cornes, les oreilles sont petites, les yeux larges et saillants, les narines longues
peuvent être réormées pour les besoins de l’animal, la lèvre supérieure est divisée, fondue, poilue
extensible et très sensitive, la lèvre inférieure est large et pendante, les membres sont puissants.
L’animal a des glandes derrière la tête qui servent à la transpiration. La peau est souple recouverte
de poils. Le rallongement est souvent au niveau des épaules et de la bosse, la couleur des poils est
généralement brune variant au chocolat foncé à presque noir à rouge ou rouille fauve à presque
blanche chez quelques types (Wilson, 1989).
Ces particularités morphologiques et anatomiques pourraient expliquer la capacité d’adaptation
du dromadaire en milieu désertique que les autres herbivores domestiques.
A propos de l’anatomie digestive du dromadaire (Wilson, 1989).
I.4 : Répartition géographique
L’aire de répartition géographique du dromadaire, se situe, aux niveaux des zones tropicales et
subtropical et s’étende, aux régions arides et semi-aride du nord de l’Afrique (Mauritanie) jusqu’au
nord- ouest du continent (Siboukeur, 2007).
Selon les statistique FAO ,la population camelin mondiale s’élève à environ 19 millions de
têtes dont plus de 15 million sont recensées en Afrique et 3 ,6 million en Asia .la grande majorité de
cette population (84%) sont des dromadaire (camelus dromadaire)qui vivent dans les régions arides
du nord est de l’Afrique .Le reste (6%) sont des « bactrians » (Camelu sbatrianus) qui sont des
chameaux à deux bosses peuplant les de l’Asie .Ce nom leur a été donné par « Baktriane » .suitée
au nord de l’Afghanistan ; où cette espèce était initialement implantée (Farah ,1993) .
I.4.1 : Dromadaire en Algérie
Le dromadaire est présent dans 17 de ces wilayat (8 sahariennes et 9 steppique) avec 268 .560
têtes en 2005, 75% du cheptel dans les wilayat sahariennes (Ouargla Ghardaïa El-Oued
Tamanrasset Illizi Adrar Tindouf et Bechar et 25 % du cheptel dans neuf wilaya steppique (Biskra
Tébessa khenchela Batna Djelfa El-Bayad Naama Laghouat et M’sila) (Ben aissa, 1989).
I.5 : Modes d'élevage du dromadaire en Algérie
Système élevage pratique en Algérie est le système extensif bas sur la consommation des
plantes des parcours sahariens (Adamou, 2008).
Chapitre Généralités sur dromadaire
4
I.4. 1 : Systèmes pastoraux extensifs
Ce sont les plus répandus : il s’agit de déplacements réguliers ou aléatoires des troupeaux à la
recherche des meilleurs pâturages à proximité des points d’abreuvement. Le grand nomadisme est
un cas particulier peu répandu, caractérisé par un déplacement permanent sur de grandes distances.
Le dromadaire est un animal à cycle long, avec une puberté tardive, une croissance lente, une
productivité faible et un taux de mortalité qui peut être élevé. De fait l’élevage pastoral est un
élevage à risque, mais les chameliers développent des stratégies visant à sécuriser l’élevage des
dromadaires (Abaab et al ., 1995).
Tout d’abord la répartition des risques dans l’espace permet de lutter contre les aléas politiques
climatiques et sanitaires. Il y a aussi répartition des risques entre espèces, en associant l’élevage de
dromadaires avec celui des petits ruminants ou des bovins. Ainsi on sacrifie plus facilement un petit
ruminant, car son cycle sexuel est plus court, permettant un renouvellement plus rapide. Enfin il y a
une répartition des risques dans le temps en confiant les animaux à des proches ou des membres du
clan, ce qui tisse un réseau social de solidarité (Abaab et al ., 1995).
Cela permet de répartir les risques dans l’espace en multipliant les zones d’élevage, mais aussi
d’anticiper les coups durs car le rapatriement des bêtes vers leur cheptel d’origine est rapide.
I.6: Mode d'alimentation
Le mode d'alimentation le plus répandu chez les dromadaires est la pâture libre. Elle est la plus
avantageuse car l'animal choisit librement les espèces végétales existant dans la zone de pâture. Les
besoins alimentaires du dromadaire sont modestes et dans les conditions de sécheresse grave
l'animal peut limiter sa ration alimentaire (Gauthierpilters, 1974).
I.7: Caractéristiques physiologiques
Pour limiter ses pertes en eau et résister aux variations extrêmes de son état d'hydratation, le
dromadaire dispose d'une stratégie reposant essentiellement sur :
Le rein qui semble jouer un rôle primordial en permettant au dromadaire de concentrer ses
urines
La limitation des pertes fécales par réabsorption de l'eau au niveau intestinal.
La température corporelle qui varie selon la température extérieure, ce qui permet au
dromadaire de limiter les pertes par sudation.
Le faible rythme respiratoire.
Les globules rouges qui peuvent changer de volume selon l’état d’hydratation de l’animal
Ces caractéristiques physiologiques permettent au dromadaire d'avoir un rythme
D’abreuvement faible au vu des conditions de milieu (Faye, 1997).
Chapitre Généralités sur dromadaire
5
I.8 : Histologie de la peau du dromadaire
I.8.1:Epaisseur de la peau du dromadaire
L’épaisseur moyenne de la peau du dromadaire est de 3,7 mm (Lee et al ., 1962). Elle est de
4,2 mm en moyenne au niveau du thorax et membre thoracique, et peut atteindre 6,5mm dans le
coussinet plantaire et 7,6 mm dans la callosité sternale (Khabous, 1987).
Dans la région abdominale et du membre pelvien, la moyenne se situe à 3,5 mm. L’épaisseur varie
entre 2,7 mm dans la région mammaire, 5,84 mm au niveau du grasset et 7,05 mm dans le coussinet
plantaire (Abi, 1987).
Le tableau ci-après reprend les valeurs de l’épaisseur de l’épiderme chamelle de deux ans :
Tab. 01: Epaisseurs de l’épiderme observées dans différentes régions anatomiques du
dromadaire (Khabous et al., 1987).
Thorax et membre thoracique Abdomen et membre pelvien
Epaisseur moyenne 39,5 μm 44,3 μm
38,3 μm pour l’abdomen
50,2 μm pour le membre
Pelvien
Valeurs maximales (site) 1,8 mm (callosité sternale)
0,080 mm (bosse)
2,7 mm (coussinet plantaire)
0,2 mm (grasset
Valeur minimale (site 25 μm (région axillaire)
L’épaisseur du derme est en moyenne de 4,13 mm pour la région anatomique du thorax et du
membre thoracique. Seul le sternum constitue une région où l’épaisseur du derme est
statistiquement et de manière significative supérieure à la moyenne, atteignant 6,8 mm (Khabous
1987).
Pour l’abdomen et le membre pelvien, l’épaisseur moyenne du derme est de 3,68 mm. Il existe
des variations significatives selon les régions, avec par exemple un derme assez fin dans la région
mammaire (2,67 mm) et bien plus épais au niveau du genou (5,57 mm) (Abi, 1987).
I.8.2 : Structure de l’épiderme
Chez le dromadaire, la structure histologique de l’épiderme ne présente pas de particularité par
rapport à celle des autres espèces domestiques. Elle consiste en un épithélium stratifié squameux
kératinisé, présentant 5 populations cellulaires. De la couche la plus profonde à la plus superficielle
se succèdent le stratum basale, le stratum spinosum, le stratum granulosum, le stratum lucidum
Chapitre Généralités sur dromadaire
6
(inconstant) et le stratum corneum. L’épaisseur de ces différentes couches varie selon les régions du
corps (Ramiche, 2001).
I.8.2.1 : Stratum basale
Il est constitué chez le dromadaire d’une seule couche de cellules cubiques à cylindriques
perpendiculaire à la surface cornée. Les cellules basales cubiques se retrouvent plutôt dans les
régions à épiderme fin, les cellules cylindriques dans les régions à épiderme épais comme le
sternum, les coussinets plantaires. Des cellules basales de forme prismatique se retrouvent dans les
régions inguinale et mammaire (Khabous et al ., 1987).
Les figures de mitose sont fréquentes dans les cellules basales, à l’origine de la prolifération
des cellules épithéliales. L’analyse en microscopie électronique révèle la présence de nombreux
Hémidesmosomes aux jonctions intercellulaires, de tonofilaments et de granules mélaniques dans
les cytoplasmes cellulaires. Il existerait deux populations de cellules basales. Le premier est
constituée de cellules à base plate, comportant peu de tonofilaments cytoplasmiques. Laseconde est
constituée de cellules dont la base présente de nombreuses circonvolutions, s’entremêlant avec le
derme sous-jacent. Leurs cytoplasmes contiennent des congrégations de tonofilaments qui
s’étendent aux projections basales de cytoplasme dans le derme et se connectent aux hémi-
desmosomes. Ces cellules permettraient un ancrage solide de l’épiderme dans le derme, alors que
les premières seraient plutôt des cellules souches indifférenciées, impliquées seulement dans la
prolifération cellulaire (Pfeiffer et al. , 2005).
La couche germinative repose sur une membrane basale séparant l’épiderme du derme. Celle-
ci présente des ondulations très prononcées, notamment dans les zones à épiderme épais. Ceci
permettrait d’augmenter la surface de contact entre derme et épiderme, et diminuerait ainsi les
risques d’arrachement dans ces zones soumises à de fortes contraintes mécaniques. (Abi et al.,
1987).
I.8.2.2 : Stratum spinosum
Situé au dessus de la couche germinative, il est constitué de 2 à 4 couches cellulaires dans les
régions à épiderme mince comme le creux du flanc, les régions périnéale et péri anale, 5 à 10
couches dans les régions à épiderme épais comme le genou ou la région plantaire (Abi, 1987).
Dans la callosité sternale on observe jusqu’à 20 assises cellulaires composant le stratum
spinosum et jusqu’à 80 dans le coussinet plantaire (Khabous, 1987).
Les kératinocytes sont de forme irrégulière et joints entre eux par des hémidesmosomes. Les
cellules les plus externes présentent un aplatissement plus marqué (Pfeiffer et al ., 2005).
Chapitre Généralités sur dromadaire
7
I.8.2.3 : Stratum granulosum
Le nombre d’assises cellulaires de cette couche varie selon les régions : de 2 dans les régions à
épiderme mince, jusqu’à 6 dans les régions à épiderme épais (Abi, 1987). Les cellules les plus
superficielles du stratum granulosum ont perdu leurs noyaux. Les autres présentent un noyau
elliptique à ovoïde et un cytoplasme contenant de nombreuses granulations denses de kératohyaline.
En microscopie électronique, les changements les plus frappants par rapport au stratum
spinosum sont : l’augmentation de l’aplatissement cellulaire, l’agrégation de tonofilaments en
groupe de filaments denses, des modifications nucléaires (Aplatissement du noyau, visualisation
d’hétérochromatine périphérique), augmentation du nombre de granules de mélanine.
Les tonofilaments cytoplasmiques sont connectés aux des mosomes aux jonctions
intercellulaires (Pfeiffer et al ., 2005).
I.8.2.4 : Stratum lucidum
Cette couche inconstante est observable uniquement au niveau du grasset, de la callosité sternale
et des coussinets plantaires. Elle se présente comme une couche homogène claire acidophile formée
de cellules sans noyau, représentant une zone de transition, comprimée entre la couche granuleuse
et la couche cornée (Abi et al ., 1987).
I.8.2.5 : Stratum corneum
Le stratum corneum est constitué de 6 à 10 couches de cornéocytes aplatis. La plus profonde
est bien attachée au stratum granulosum sous-jacent, alors que les espaces intercellulaires
augmentent lorsqu’on s’approche de la surface de l’épiderme. On peut y observer des vestiges de
grains de mélanine (Pfeiffer et al., 2005). La détermination précise de l’épaisseur de la couche
cornée est difficile, car une partie est souvent arrachée et perdue lors de la réalisation et de la
préparation histologique des prélèvements. Dans les régions plantaires et du genou, cette couche
représente environ les trois quarts de l’épaisseur totale de l’épiderme (Abi ; 1987). Elle est aussi
très développée dans la callosité sternale où elle mesurerait 1,4 mm environ (Khabous, 1987).
I.8.3 : Structure du derme
La structure histologique du derme du dromadaire ne comporte pas de particularités par rapport
à celle des autres espèces domestiques. Le derme se présente sous la forme d’une couche compacte
et épaisse de tissu conjonctif, contenant de nombreux capillaires, veines et artères, des follicules
pileux,… Ceux-ci constituent généralement des groupes de follicules pileux, auxquels sont associés
le muscle arrectorpili, des glandes sébacées et des glandes sudoripares (Pfeiffer et al., 2005).
Deux couches sont distinguables au sein du derme (Abi, 1987).
Chapitre Généralités sur dromadaire
8
La première, superficielle et mince est la couche papillaire. Elle est constituée de fibres fines
lâchement arrangées entre elles, et envoie des papilles dermiques dans l’épiderme, notamment dans
les régions en contact fréquent avec le sol. La seconde, profonde et épaisse, est la couche réticulaire.
Elle est constituée de grosses fibres conjonctives irrégulièrement distribuées et orientées dans tous
les sens. Elle contient de nombreux fibroblastes. Dans la bosse, la callosité sternale et les coussinets
plantaires, on y observe des ilots d’adipocytes. Ces deux couches ne sont bien distinctes que dans la
région plantaire (Khabous, 1987).
I.8.4 : Annexes cutanées
I.8.4.1 : Follicules pileux
I.7.4.1.1 : Groupes de follicules pileux
Chez le dromadaire, les follicules pileux forment des groupes (Pfeiffer et al ., 2005),bien qu’il
en existe des isolés, notamment dans les régions lombaire et périnéale (Abi, 1987).
Un groupe folliculaire (GF) se compose de follicules pileux primaires (FPP), secondaires(FPS), de
glandes sébacées, de glandes sudoripares, le tout étant entouré d’une capsule conjonctive. Un
groupe folliculaire contient en moyenne 3, et jusqu’à 5 follicules pileux primaires, et en moyenne
18 follicules pileux secondaires (Abi, 1987). Ils se situent à des profondeurs de 100 à 350 μm. Leur
densité varie selon les régions du corps :
- 168 GF/cm² en moyenne sur l’abdomen et le thorax
- 78 GF/cm² dans la région du grasset
Ils sont par contre absents des coussinets plantaires des quatre membres.
La profondeur des follicules pileux primaires varie entre 600 et 1500 μm, alors que les secondaires
se situent rarement au-delà de 600 μm. La densité moyenne des follicules pileux primaires est de
483 FPP/cm² avec de larges variations régionales. Celles des follicules pileux secondaires est de
2747 FPS/cm² (Abi, 1987). Ces derniers joueraient un rôle dans la limitation de gain de chaleur à
partir de l’environnement.
I.8.4.1.2 : Structure du follicule pileux
Elle est identique à celle des autres espèces, de forme tubulaire, comprenant 4 couches
concentriques de cellules épithéliales : la gaine épithéliale interne, la gaine épithéliale externe, la
membrane vitrée, le sac fibreux du tissu conjonctif. Dans le bulbe pileux toutes ces couches
fusionnent.
La structure du poil de dromadaire ne présente pas de distinctions par rapport à celle des autres
espèces. Il existe chez cette espèce deux types de poils : permanents sur la queue, de couverture sur
le reste du corps (Ramiche, 2001).
Chapitre Généralités sur dromadaire
9
I.8.4.2 : Le muscle arrectorpili
Il est constitué d’un faisceau de fibres musculaires lisses. Il s’insère d’une part sur le sac
fibreux du follicule pileux, sous les glandes sébacées. Son trajet est à peu près parallèle au follicule
pileux jusqu’au niveau des glandes sébacées, puis il devient oblique jusqu’à son insertion dans le
derme papillaire (Ramiche, 2001).
I.8.4.3 : Les glandes sébacées
Ce sont des glandes en grappe de type acineux simple : plusieurs acini convergent vers un
canal excréteur court se vidant dans le follicule pileux. L’épithélium glandulaire est une
invagination de la gaine épithéliale externe, amas de cellules polygonales. Près du canal on peut
observer des cellules distendues qui vont dégénérer pour expulser leur contenu, le sébum, qui
apparait comme un liquide translucide (Abi, 1987).
Situées dans les groupes folliculaires, à des profondeurs comprises entre 350 et1000μm, les
glandes sébacées sont grandes autour des follicules pileux primaires et plus petites autour des
follicules pileux secondaires (Abi, 1987). Leur densité sur l’abdomen et les membres pelviens est
en moyenne de 2350 glandes/cm². Elles sont très abondantes dans les régions axillaire et périnéale,
plus nombreuses sur le membre thoracique que sur le thorax (Khabous, 1987), soit l’inverse de la
distribution observée pour les follicules pileux.
Elles sont absentes des coussinets plantaires.
Leur ultra structure n’est pas spécifique, une membrane basale entoure les cellules les plus
externes de la glande (Pfeiffer et al., 2005).
I.8.4.3.1 : Les glandes sudoripares
Elles se répartissent sur tout le corps du dromadaire, contrairement à ce qui avait été décrit
dans des études plus anciennes (Lee et al ., 1962). Ce sont des glandes tubuleuses simples. La partie
sécrétoire se situe dans le derme profond. Leur répartition est hétérogène, la densité moyenne sur le
corps de l’animal étant proche de 500/cm². Les plus faibles densités se retrouvent au niveau
plantaire (140/cm²), les plus fortes densités sur les fesses, autour de l’anus (700/cm²) et dans la
région mammaire (627/cm²) (Abi et al ., 1987).
Les glandes sudoripares sont toujours associées aux follicules pileux primaires, situées sous les
glandes sébacées, sauf dans les régions plantaires où elles sont seules et présentent les plus grandes
dimensions par rapport aux autres régions.
La partie sécrétrice est semblable à celle des autres animaux, située sous le follicule pileux.
Situé dans le derme profond, le tubule sécrétoire se replie sur lui-même pour former le peloton
sécrétoire. L’épithélium comprend deux assises cellulaires, avec des cellules prismatiques
Chapitre Généralités sur dromadaire
10
et cubiques, le cytoplasme contenant des gouttelettes de sécrétions claires. La différence de forme
de ces cellules traduit peut-être des stades d’activité glandulaire différents, ou différents états de
dilatations des tubules. Tout au long des tubules sécrétoires, on note la présence inhabituelle de
cellules myoépithéliales (Abi, 1987).
La surface apicale des cellules glandulaires est recouverte de microvillosités. Le contenu est
relargué par exocytose. A la base de cellules sécrétoires, des cellules myoépithéliales entourent la
glande (Abi et al ., 1987). Le canal excréteur présente un trajet droit, parallèle aux follicules pileux.
Il se situe en général dans le tissu conjonctif entourant le follicule pileux primaire, mais il peut aussi
être seul, comme c’est le cas au niveau plantaire. Il s’ouvre au niveau du collet du follicule pileux
au dessus du canal sébacé, comme chez les ruminants. Les canaux excréteurs sont constitués de
cellules basales myoépithélioïdes et de cellules proches de la lumière, recouvertes de microvillosités
(Pfeiffer et al., 2005).
Chapitre II Dermatophytose et les
champignons responsables
maladies
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
11
II : Dermatophytes du dromadaire
Le dromadaire est fréquemment et sévèrement infesté par des ectoparasites qui l’affaiblissent
et le rendent sensible aux surinfections (Faye et al ., 1997) .
II.1 : Définition
Les dermatophytes sont des affections causées par des champignons filamenteux
microscopiques qui ont une affinité pour la kératine (épiderme, ongles, poils, cheveux). Ils
provoquent chez l’homme et les animaux des lésions superficielles appelées dermatophyties :
épidermophyties (épiderme), intertrigo (plis), onyxis (ongles), teignes (cheveux), folliculites (poils).
ils attaquent avec prédilection la kératine de la couche cornée de la peau, des poils des
cheveux et des ongles de l'homme;
ils se cultivent en général facilement sur des milieux artificiels peptones ou sucrés;
ils sécrètent des produits antigéniques groupés sous les noms de trichophytine et
Epidennophytîne
ils sont sensibles à l'action fongistatique de la griséofulvine. (Bouchet et al ., 1989) .
Les mycoses sont des motifs fréquents de consultation en dermatologie.
II.2 : Agents pathogènes
Les genres de dermatophytes sont de définis d’après les caractères morphologie de l’élément
de reproduction asexuée rencontres en culture.
La reproduction asexuée s’effectue sur le mode thallique solitaire, et conduit à la formation
de deux types de spores asexuées ou conidies (également appelées aleuries) des spores
unicellulaires appelées microconidies ou microaleuries, et des spores pluricellulaires, à base
tronquée et cloisonnée transversalement, les macroconidies ou macroaleuries. On retrouve
également des chlamydospores, spores asexuées qui ne se Détachent pas du mycélium.
Le genre Microsporum, il existe la plupart du temps, des macroconidies fusiformes a paroi
épaisse et rugueuse, de grande taille (40 à 160 μm sur 8 à 20 μm ) et des microconidies
piriformes (parfois rondes) ils parasitent la peau et les cheveux et rarement les
ongles(Gruby, 1843) .
Le genre Trichophyton regroupe des espèces très différentes. Certaines (Trichophyton
verrucosum, Trichophyton schoenleinii, Trichophyton violaceum) donnent rarement des
spores. D'autres, donnent des macroconidies à paroi et cloisons minces et lisses, de petite
taille (10 à 50 μm sur 3 à 6 μm) et des microconidies rondes ou piriformes (Trichophyton
mentagrophytes, Trichophyton rubrum, Trichophyton,tonsurans)(Delorme et al. , 1997) .Ils
parasitent la peau et les phanères (Mamsten, 1845) .
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
12
Le genre Epidemophyton, seules les macroconidies sont présentes (20 35x 6-8 μm) en forme
de massues, à paroi et cloisons minces, elles sont disposées en bouquet (Euzeby ,2003).
Parasite uniquement la peau (Sabouraud, 1907).
Microsporum canis Microsporum audouinii
Microsporum gypseum
Trichophyton verrucosum Trichophyton mentagrophytes
Trichophyton rubrum Trichophyton tonsurans
Epidermophyton floccosum
Fig. 02 : Fructification caractéristiques des trois genres de dermatophytes (Delorme et
al. , 1997)
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
13
les principaux espèces touches les dromadaires sont :
Microsporum gypseum , Trichophyton verrucosum , Trichophyton tonsurans ,
Epidermophyton floccosum.
II.3 : Caractères généraux
II.3.1 : Classification
Les dermatophytes appartiennent à la classe des Ascomycètes ce qui suppose une reproduction
sexuée par l’intermédiaire de spores, à la famille des Arthrodermataceae et à l’ordre des
Onygénales. Cependant, en pratique de laboratoire, la forme sexuée de ces champignons est très
rarement observée. Ainsi, leur classification repose sur la reproduction asexuée. Les dermatophytes
sont alors classés dans le Phylum des Deutéromycètes (ou Fungi imperfectif, les champignons
imparfaits) et la classe des Hyphomycètes (De Hoog et al., 1989 ; Van Cutsem et al.,1992) .
La classification actuellement utilisée est la classification d’Emmons (1934), elle reconnaît trois
genres :
- Le genre Microsporum.
- Le genre Trichophyton.
- Le genre Epidermophyton. (Weitzmann et al., 1995).
II.3.2 : Caractères morphologique
Deux types de caractères morphologiques sont à envisager :
Les caractères macroscopiques concernant l’aspect des cultures ;
Les caractères microscopiques
II.3.2.1 : Les caractères macroscopiques
Sont des éléments d’orientation précieux dans l’identification des dermatophytes
II.3.2.2 : Les caractères microscopiques
L’examen microscopique entre lame et lamelle montre un mycélium cloisonne d’aspect régulier
(à bords parallèles) qui peut se transforme : mycélium en raquette ou en tige de bambou .Ces
mycélium porter des chlamydospores. Il peut également s’accompagner de formations ornementales
souvent caractéristique comme les villes, les organes nodulaires les organes pectinés (en forme de
peigne).
La distinction de genre repose sur la nature des spores qui se différencient sur les hyphes : les
micropores et macrospores.
Les micropores encore appelées microcondies, aleuries, ou aleuriospores correspondant à un
appareil cnidiens régressé ; rondes ou piriformes, elles se répartissent sur le mycélium selon des
aspects plus ou moins typiques.
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
14
Aspect en a cladium régulièrement de part et d’autre d’hyphe, aspect en croix de larraine. Les
macrospores, macroconidies, fuseaux ou dictyospores sont des conidies pluricellulaire de grande
taille (Bouchet et al., 1989).
II.4 : Nutrition et croissance
Les dermatophytes sont immobiles, dépourvus de flagelles et se nourrissent par absorption des
principes nutritifs dissous dans le milieu qui les entoure. Sans chlorophylle, ils utilisent le carbone
de composés organiques (Chermette et al ., 1993). Les dermatophytes pathogènes utilisent donc les
substances organiques d’espèces animales, ce qui est ainsi du parasitisme. Plus précisément, ils se
nourrissent de kératine jeune dans les poils, les phanères ou la couche cornée de l’épiderme. Le poil
n’est infecté que dans sa phase anagène de croissance. En général, ils ne survivent pas dans les
cellules vivantes (Wright, 1998). La kératine est dégradée grâce à des enzymes.
L’infection commence par la germination des conidies déposées à la surface de la peau de
l’hôte. Les filaments mycéliens ainsi formés cheminent dans le stratum corneum, pénètrent dans un
follicule pileux en formant un cône mycosique, descendent dans la gaine externe, puis pénètrent
dans la gaine interne du follicule et dans le poil en arrivant à l’infundibulum. Les filaments arrivent
alors dans l’espace virtuel entre la gaine interne et le poil, à la recherche de kératine jeune
nécessaire à leur développement. Ils passent ensuite dans le cortex du poil entre deux écailles de la
cuticule ou bien au travers d’une écaille. Le développement vers la racine du poil s’arrête lorsque la
kératine disparaît en constituant la frange d’adamson (Wright, 1998).
D’autres filaments pénètrent dans la gaine interne. Certains filaments se transforment en
arthroconidies. La croissance du poil se poursuit ensuite ce qui entraîne les portions infectées vers le
haut. L’expansion du dermatophytes s’arrête avec la production de kératine, en phase télogène
(Wright, 1998).
II .5 : Evolution des lésions
Les observations des lésions chimiques et l’expérimentation animal montrent qu’avant tout le
champignon est attire par le tissu épidermique. Ce tropisme serait du à la richesse en hyfroxyproline
du derme. D’autre facteurs interviennent en particulier la sécrétion d’exoprotéases variées qui
attaquent la kératine, ces enzymes sont d’ailleurs sécrétées en permanence même en l’absence de
leur substrat (Bouchet et al ., 1989) .
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
15
Fig. 03 : les mécanismes d'infection utilisés par ascomycète les agents pathogènes
des animaux (Sexton et al., 2006).
Se figure implique les mécanismes d’infection utilisé par ascomycète
Premier étape : l'attachement des conidies, ascospores (pathogènes), les cellules de levure,
hyphes ou arthrospores à une surface et la reconnaissance de l'hôte.
Deuxième étape :
La germination des ascospores, les conidies ou arthrospores.
Dimorphe commutation des agentspathogènes des animaux d'une phase de levure àun stade d'hyphe
pathogène ou des hyphes à une phase de levures pathogènes.
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
16
Troisième étape :
La pénétration de la surface de l'hôte ou les cellules de l'hôte peut impliquerune pression mécanique
Les ouvertures naturelles chez l'hôte, les blessures chez les animaux sont également des points
d'entrée pour les champignons pathogènes (Sexton et al., 2006).
II .6 : Mode de vie
Originellement, ces champignons mènent une vie libre, saprobiotique et se développent sur des
substrats kératinisés (kératinophilie) : poils, corne, laines… et sont géophiles, car fréquemment
isolés du sol.
Cependant, certains sont devenus parasites, obligés ou facultatifs, et colonisent les parties
kératinisées de la peau : épiderme et phanères (Bouchara et al. , 2004) .
II .7 : Origine et contamination des dermatophytes
Les dermatophytes isolés en pathologie peuvent avoir trois origines différentes :
Origine humaine (espèces anthropophiles), animal (espèces zoophiles), ou telluriques (espèces
géophiles).
II .7.1 : Contamination d'origine humaine
Les dermatophytes anthropophiles sont ceux qui nous intéresseront le plus. Ils sont à l'origine
de lésions discrètes habituellement bien tolérées et souvent ignorées. La contamination se fait par le
biais des spores que l'on peut trouver sur les lésions elles-mêmes mais également dans les débris
d’ongles, de squames, de cheveux et dans le milieu extérieur. Leur grande résistance permet à ces
spores de survivre très longtemps tout en gardant leur pouvoir infectant (plusieurs mois voire
années). De ce fait de nombreux objets peuvent jouer le rôle de réservoir encas de contamination
indirecte tels que des chaussures, vêtements, linges de toilette... Les espèces les plus fréquemment
retrouvées sont Trichophyton rubrum et Trichophyton mentagrophytes var. Interdigitale
Responsables de contamination des pieds que ce soit au niveau des ongles ou des espaces
interdigitaux, communément appelée pied d'athlète, notamment dans les milieux sportifs (Caquet,
2009).
La transmission de ces dermatophytes se fait toujours d’homme à homme selon un mode
direct ou indirect. La transmission indirecte transite via des objets contaminés par des spores tels
que des brosses à cheveux, des tapis de bain, des foulards, des chaussures qui seraient échangées,
des peignes, des rasoirs….
Ces champignons sont difficilement transmissibles aux animaux (zoonoses inversées rares (Caquet,
2009).
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
17
II .7. 2 : Contamination animal
Ils correspondent à une catégorie de dermatophytes adaptés spécifiquement aux animaux.
C'est à partir d'un animal infecté que la contamination humaine se fera dans la majorité des cas.
Les animaux contaminateurs pourront être des bovidés parasités par Trichophyton
ochracéum, Trichophyton mentagraphytes ou d'autres encore; les chats ou les chiens sont infectés
par Microsporum canis ; les cobayes sont porteurs de Trichophyton mentagraphyte les rougeurs
sont parasités par le Trichophyton guinkeanum (Crabos, 2013).
Cette contamination pourra se faire par contact direct avec l'animal ou par l'intermédiaire de
poils parasités abandonnés par lui sur les meubles ou sur le sol.
II .7. 3 : Contamination d'origine tellurique
Comme pour les espèces zoophiles, les personnes contaminées par une espèce tellurique ne
sont pas contagieuses pour leur entourage. La contamination par ces espèces reste rare
et accidentelle. En effet, elle nécessite un contact entre un hôte ayant un traumatisme et une
souillure tellurique. On a parfois observé des cas de contamination secondaire avec une espèce
tellurique véhiculée par un animal. Les espèces telluriques dans les rares cas où elles sont
contaminants entraînent des réactions inflammatoires intenses favorisant ainsi leur élimination.
Certaines espèces comme Trichophyton ajelloi bien que fréquemment présentes dans le sol ne
seront jamais pathogènes. (Weitzmann et al ., 1995)
Tab.02 : Ci-dessous résume la répartition des principaux dermatophytes suivant leurs
origines (Caquet, 2009).
Espèces anthropophiles
Genre Epidermophyton Epidermophyton Floccosum
Genre Microsporum Microsporum audouinii var. langeronii
Microsporum Ferrugineum
Genre Trichophyton Trichophyton Rubrum
Trichophyton mentagrophytes var. interdigitale
Trichophyton violaceum
Trichophyton soudanense
Trichophyton tonsurans
Trichophyton schoenleinii
Trichophyton Concentricum
Espèces zoophiles
Genre Microsporum Microsporum canis (chat, chien)
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
18
Microsporum persicolor (souris)
Microsporum praecox (cheval)
Microsporum equinum (cheval)
Microsporum nanum (porc)
Genre Trichophyton Trichophyton. mentagrophytes (chat, lapin, cheval)
Trichophyton erinacei (hérisson)
Trichophyton verrucosum (bovin)
Trichophyton equinum (cheval)
Trichophyton. mentagrophytes var. porcellae (cochon d’inde)
Espèces telluriques
Genre Microsporum Microsporum Gypseum
Microsporum Fulvum
Genre Trichophyton Trichophyt . mentagrophytes (également zoophile)
Trichophyton Terrestre, Trichophyton. Ajelloi
II .8 : Physiopathologie
II .8.1 : Le parasitisme fongique cutané
L’inoculation du champignon est favorisée par une lésion cutanée préexistante ou une
excoriation, si minime soit-elle (piqûre d’insecte, égratignure, peau soumise à une macération ou à
des frottements). Une spore ou un fragment de mycélium pénètre dans la couche cornée de
l’épiderme et s’étend de façon circulaire et centrifuge. Au contact des filaments et de la peau saine,
se forment des vésicules qui se dessèchent en donnant des squames. Les lésions réalisées sont
arrondies, le champignon est actif à la périphérie de la lésion alors qu’il tend à disparaître au centre
(Koenig et al ., 1995.).
L’apparition des lésions se fait une à trois semaines après le contact infestant (Zagnoli et al. ,2005).
II .8.2 : Le parasitisme fongique capillaire et pilaire
L’atteinte du cheveu est secondaire à l’atteinte cutanée, le filament arrivant à un orifice
pilaire, progresse dans la couche cornée jusqu’à l’infundibulum. Au contact avec le cheveu, le
champignon soulève la cuticule et pénètre dans le cheveu qu’il envahi de la superficie vers la
profondeur. Sa progression s’arrête au niveau du collet du bulbe pilaire où il n’y a plus de kératine
et forme une ligne appelée « frange d’Adamson ». (koenig , 1995).
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
19
A ce niveau, deux mouvements contraires interviennent, d’une part la pousse pilaire de la
profondeur vers la superficie, qui fournit sans arrêt de la kératine, et d’autre part la pousse des
filaments mycéliens de haut en bas.
Ces deux mouvements s’équilibrent à la même vitesse, ce qui explique que, sans traitement les
teignes puissent avoir une durée indéfinie (Maclou, 2002).
L’évolution du champignon dans le cheveu dépend de l’espèce responsable :
- Les filaments se multiplient au point d’envahir entièrement le cheveu. Il n’y a pas d’éléments
autour du cheveu. Les nombreux filaments mycéliens sont segmentés en arthrospores remplissant le
cheveu. Très fragile, celui-ci se casse au ras du cuir chevelu : teigne endothrix ;
- Les filaments intrapilaires sont peu nombreux et ressortent du cheveu en formant autour de lui une
gaine : teignes ecto-endothrix. Si cette gaine est formée de petites spores très compactes : teigne
microsporique, ou si les spores sont dissociées en chaînettes : teigne microïde ou de spores plus
grosses : teigne mégasporique.
- Les filaments se multiplient peu dans le cheveu qui reste relativement long, les filaments
intrapilaires sont segmentés en élément courts : les « tarses faviques », dans la partie distale on
observe des vides laissés par la progression du filament : teigne favique (Maclou, 2002).
II .9 : Aspects clinique
De manière générale, même si des formes typiques sont décrites, les lésions de dermatophytose
sont extrêmement polymorphes et peuvent mimer toute une série d’autres affections cutanées (Scott
et al. 2001 ; Carlotti et al ., 2002). La teigne se présente le plus souvent sous forme de zones
dépilées, sèches, squameuses, peu inflammatoires et bien délimitées ; les poils sont souvent cassés
au ras de la peau, qui semble rasée. La localisation des lésions est variable, mais elles se situent le
plus souvent au niveau de la tête, des oreilles, des membres antérieurs et de la queue (Thomas
et al.., 1989 ; Mignon et al ., 1997). Des formes cliniques rares sont parfois rencontrées, comme
par exemple la dermatite miliaire féline, syndrome caractérisé par du prurit et de multiples petites
papules et croûtes disséminées sur le corps (Scott et al., 2001).
II .10. Traitement
La teigne est considérée comme une maladie autolimitante chez la plupart des animaux en
santé. Si la plupart des cas de teigne n’ont guère de conséquences pour la santé des animaux, on
peut observer des formes généralisées qui affectent l’état général. Ainsi, le traitement permet de
hâter la guérison de l’animal pour son propre bien-être.
Mais la vraie raison de traiter la teigne provient de la contagiosité de cette affection cutanée
tant aux autres animaux qu’aux humains (Caquet, 2009) ).
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
20
De nombreuses molécules antifongiques actives contre les dermatophytes sont à la disposition
du vétérinaire, aussi bien en traitement topique qu’en traitement systémique (administré par voie
orale). Les recommandations thérapeutiques actuelles chez le chat sont de combiner ces deux types
de traitements. Les traitements systémiques ont la capacité d'accélérer la guérison et d’atténuer la
gravité des lésions, tandis que les traitements topiques limitent efficacement la contagion et la
contamination de l’environnement (Caquet, 2009).
II .10.1. Traitements Tonte du pelage
La tonte d'un animal atteint de teigne permet l’élimination mécanique d’un maximum
d’éléments fongiques et facilite l’utilisation ainsi que l’action du traitement topique.
La tonte partielle ou totale de l’animal peut être importante pour la réussite du traitement surtout
chez les animaux à poils longs et lors d’infections généralisées. Le traitement doit idéalement être
accompagné d’un suivi sous forme de cultures fongiques effectuées régulièrement ; l’animal peut
être considéré comme définitivement guéri après deux ou trois cultures négatives à une ou deux
semaines d’intervalle (Moriello, 2004).
II .10.2 : Traitements topiques (locaux)
Le traitement topique doit être administré sous forme de bains afin d’imprégner toute la
surface corporelle, et ne peut être rincé. Les principes actifs les plus efficaces sont le polysulfure de
chaux (« bouillie soufrée »), le miconazole et l’énilconazole. En Europe, le plus souvent utilisé est
l’énilconazole (dilué à 2% et appliqué deux fois par semaine.
Certains effets secondaires tels que de l’hyper salivation, de l’anorexie, des vomissements, ou
encore une faiblesse musculaire, ont été rapportés, mais le médicament est globalement bien toléré
(Hnilica et al., 2002). Des shampooings vétérinaires à base de miconazole, ou associant miconazole
et chlorhexidine (Mason et al ., 2000), ont montré leur efficacité contre la dermatophytose à
Microsporum canis ; aucun n’est toutefois disponible en Belgique. Un effet synergique semble
exister entre le miconazole et la chlorhexidine, alors que la cette dernière n’a pas d’effet anti-
fongique contre Microsporum canis. La povidone iodine, un autre antiseptique, n’est pas plus
efficace (Rycroft et al ., 1991).
II .10.3 : Traitements systémique
Ceux-ci ont la capacité d'accélérer la guérison et d’atténuer la gravité des lésions de façon
significative. Plusieurs agents antifongiques oraux sont disponibles (griséofulvine, kétoconazole
itraconazole et terbinafine). Quelle que soit la thérapie systémique utilisée, celle-ci devrait être
administrée pendant une période minimale de six semaines et idéalement être poursuivie de deux à
quatre semaines après la disparition complète des signes cliniques. Une nouvelle forme de
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
21
traitement antifongique utilisée aux États-Unis chez les chats est la vaccination contre la teigne
causée par Microsporium canis. Toutefois, la valeur thérapeutique ou préventive de ce vaccin n’est
pas bien documentée à l’heure actuelle (Colombo et al., 2001).
II .11 : Décontamination environnementale
Celle-ci est aussi une composante cruciale d’un programme de traitement complet de la
teigne, en particulier lorsque plus d’un animal est affecté dans un même environnement.
L’enlèvement mécanique des spores avec un aspirateur avant un nettoyage avec les désinfectants
appropriés, demeure un des moyens efficaces de décontaminer l'environnement. Tous les objets en
contact avec les animaux (cages, brosses, litières, bols, jouets, tapis à griffes, harnais, séchoirs
rasoirs...) peuvent aussi être contaminés et il faut donc soigneusement et systématiquement les
désinfecter ou même s’en débarrasser. Les recommandations pour une décontamination de base
incluent l'utilisation de l'eau de Javel, idéalement pure ou diluée 1/10 pour nettoyer toutes surfaces
et objets pouvant supporter un tel traitement (planchers, murs, bouches d'aération, calorifères
cages...). L'émulsion d’énilconazole diluée à 0.2 ou 0.4% et appliquée en vaporisation, peut aussi
être utilisée, mais sa base légèrement huileuse n’en permet pas l’application sur toutes les surfaces.
Dans tous les cas, après discussion avec votre vétérinaire, le protocole de traitement choisi dépendra
de la situation et des attentes (Faure ,2011).
III : Principaux champignons responsables
Mycoses se défini comme étant une infection touchant l’épiderme et les muqueuses causée par
des champignons microscopiques dits micromycètes. ils sont aérobies, vivent entre 0° et 50°C bien
que la zone compris entre 25 et 30°C soit la plus favorable ; l’humidité nécessaire à leur
développement se situe entre 70 et 90 %, ils supportent des PH très acides et assimilent des
molécules soufrées, certaines vitamines, l’azote et carbone à partir des sucres.
Elles sont dues à trois types de micromycètes : les levures, les dermatophytes, et les
moisissures. (Murielle, 2011).
III.1 : Aspergillus
III.1.1 : Définition
Les champignons filamenteux du genre Aspergillus Sp sont saprophytes, cosmopolites et
opportunistes.
Le genre Aspergillus, est formé de champignons filamenteux, septés, très fréquents dans le
mi1ieu extérieur, Ce groupe comporte 276 espèces et variétés dont la répartition est très inégale.
A côté de leur intérêt dans le domaine industriel (Production d'acide citrique, processus
fermentaires), ils jouent un rôle non négligeable en pathologie humaine. En effet, ces Aspergillus
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
22
sont responsables d'affections appelées Aspergilloses et dont la gravité est variable (Ward et al.,
2006).
III.1.2 : Classification
Règne : Mycètes.
Phylum : Deuteromycotina.
Classe : Hyphomycetes.
Ordre : Moniliales.
Famille : Moniliaceae (hyalohyphomycetes).
Genre : Aspergillus (Georg, 1957).
III.1. 3 : Epidémiologie
III.1. 3.1 : Agents pathogènes
Famille Aspergillacées
Classe Ascomycètes : Reproduction sexuée (+)
Class Deuteromycétes : Reproduction sexuée (-) (Emmons et al ., 1977).
III.1. 3.2 : Caractères généraux
Sont des champignons saprophytes, c'est-à-dire qui tirent leur nourriture de substances
organiques en décomposition. Ce sont des moisissures à filaments hyalins, cloisonnés, et ils sont
haploïdes.
* Croissance
La croissance de ces champignons est rapide en général mais elle est parfois lente pour
certaines espèces (Emmons et al., 1977)
* Culture
Les Aspergillus présentent une croissance rapide sur milieu de Sabouraud additionné
d’antibiotiques.
Les Aspergillus se développent bien sur les milieux classiques de mycologie comme celui de
Sabouraud. Mais si nécessaire, leur fructification peut être stimulée par repiquage de la colonie sur
une gélose au malt, ou sur milieu de Capek qui constituent leurs milieux de référence (Emmons et
al., 1977)
* Température
Les cultures doivent être faites à 25°C. Cependant beaucoup d'espèces Aspergillaires sont
thermo tolérantes, puisque certaines d'entre elles, comme Aspergillus fumigatus se développent
encore à 57°C (Emmons et al., 1977).
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
23
* Couleur
Les Aspergillus donnent des cultures colorées. La coloration de ces cultures varie avec
l'espèce et l’âge de la culture (Emmons et al., 1977).
III.1. 3. 3 : Espèces pathogènes
Les espèces les plus fréquemment en mycologie médicale sont:
Aspergillus fumigatus.
Aspergillus nidulans.
Aspergillus flavus.
Aspergillus versicolor.
Aspergillus niger. (Lee et al., 2004).
III.1. 3. 4 : Pouvoir pathogène
Les Aspergillus sont des pathogènes accidentels. Les moisissures sont des organismes peu virulents
mais très opportunistes. Le développement des Aspergillus chez leur hôte nécessite l’existence de
conditions favorables.
facteurs environnementaux (comme l’abondance des spores aspergillaires dans l’air inhalé)
facteurs liés au champignon (comme la taille des spores, la thermo-tolérance, les facteurs de
virulence)
La production de toxine (Baudet, 1930)
III.1. 3. 5 : Modes de contamination
Les spores d’Aspergillus étant en suspension dans l’air, leur inhalation est obligatoire et
quotidienne. La voie principale de pénétration dans l’organisme est respiratoire, La contamination
habituelle se fait par inhalation des conidies, mais des formes localisées peuvent être liées à un
traumatisme ou même à une contamination superficielle sans traumatisme évident.
Les principales voies de contamination sont:
Voie Respiratoire
Voie Hématogène (Georg, 1957).
III.1. 3. 6 : Caractères morphologiques
Les Aspergillus sont caractérisés par un thalle végétatif formé de filaments mycéliens
hyalins, de diamètre fin et régulier, septés et ramifiés.l’identification du genre Aspergillus reposera
sur la mise en évidence des tête Aspergillaires à l’examen microscopique des colonies. Sur les
filaments végétatifs, prennent naissance des filaments dressés, non cloisonnés (conidiophores) qui
se terminent par une vésicule de forme variable sur la quelle sont disposées les cellules
conidiogènes ou phialides (Webster et al., 2007).
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
24
Tab .03 : Récapitulatif des critères discriminants macroscopiques et microscopiques des principal Les espèces aspergillaires ( Denning et al .,
2002).
A. Repens A. Versicolor A. Terreus A. Nidulans A .niger A. Flavus A. Fumigatus
Recto:
velouté à
poudreux, vert
,cannelle ou
brun –orange
Recto:
ocre puis de couleur
variée (jaune,
ocre,vert ,..)
Recto:
Duveteux à
poudreux,
beige à cannelle
Recto:
Duveteux à
poudreux, vert
foncé à jaunatre
Recto:
blanc-jaune,
puis
granuleux et
noiratre
Recto:
Duveteux à
poudreux, blanc
puis jaune à
jaune vert
Recto:
Blanc puis vert,
vert-gris puis
vert foncé à
gris-noirâtre Aspect
macroscopique
Verso:
incolore
Verso:
Incolore ou jaune à
brun- rougeâtre
Verso:
jaune à brun-
orange
Verso:
Rougeatre,
pourpre
Verso:
Incolore à
jaune pale
Verso: incolore,
rosé à brun
rouge foncé
Verso:
incolore, jaune,
vert ou brun-
rouge
Unisériée, radiée
ou en colonnes
lâches
Bisériée, radiée Bisériée, en
colonne longue
Bisériée, en
colonne courte
Bisériée,
radiée
Uni ou Bisériée,
radiée
Unisériée en
colonne Tête aspergillaire
Long (500 à
1000µl) Long (500-700µm) 100-250µm
Court (75-
100µm),
sinueux
Long (1,5-
3mm), large
(15-20µm)
Long (jusqu'à
2,5mm), sauvent
verruqueux
Court (300µm),
lisse, incolore
Conidiophore
Lisse, incolore Lisse, jaunatre Lisse,
incolore brun, lisse
Lisse,
incolore à
brun
Incolore, àparois
épaisses
Evasement
progressif
(aspect en
massue)
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
25
Ronde (6-8X3-
5µm de
diamètre)
Ovale (12-16µm) Hémisphérique
(10-15µm),
Hémisphérique
(08-10µm),
Sphérique
(30-100µm)
Sphérique (25-
45µm)
Hémisphérique
(20-30µm),
phialides au
sommet
Vésicule
Globuleuses ou
ovales
(5-6µm),
échaulées
Globuleuses (2-3,5
µm), échaulées
Petites (1,5-
2,5µm),
lisses,
rondes ou
elliptiques
Globuleuses
(3,5 µm), vertes
échaulées
Grosses et
Globuleuses
(3,5-5 µm),
brunes,
échaulées
Grosses (3,5-4,5
µm),
globuleuses,
vert-pale,
échaulées
Rondes (2,5-3
µm), vertes
échaulées ou
lisses
Conidies
Cléistothèces,
asques,
ascospores
Cléistothèces,
asques,
ascospores,
cellules en
noisettes
Forme sexuée
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
26
III.2 : Candida
III.2. 1 : Définition
Ces champignons sont des levures anascosporées produisant un pseudo ou un vrai myceluim
portant des verticilles réguliers et des blastopores. (ladder , 1971)
Les champignons du genre Candida peuvent provoquer des infections superficielles touchant
les muqueuses et la peau, et des infections viscérales : elles peuvent se limiter à un organe ou
disséminer à travers l'organisme. Parmi les 200 espèces de Candida connues, seule une vingtaine
est responsable d'infections humaines.
Les levures Candida sont souvent responsables d'infections nosocomiales systémiques.
(Anne-Lorraine pierquin , 2010).
III.2. 2. Classification
Règne : Mycètes.
Phylum : Deuteromycotina.
Classe : Blastomycétes.
Ordre : Cryptococcales.
Famille : Cryptococcaceae.
Genre : Candida (Del Palacio ,2009).
III.2. 3 : Epidémiologie
III.2. 3.1 : Caractères généraux du candida
Le genre Candida apparaît actuellement comme un groupe complexe, hétérogène rassemblant
selon les auteurs un nombre variable de champignons levuriformes.
III.2. 3.2: Les espèces pathogènes
L’espèce la plus pathogène est Candida albicans, suivie de, Candida glabrata, Candida
tropicalis, Candida parapsilosis, Candida dubliniensis, Candida guilliermondii, Candida krusei,
Candida rugosa, etc (Odds, 2000, et Del Palacio et al., 2009).
III.2. 3.3 : Pouvoir pathogène
Ils constituent l’exemple typique du champignons « opportunistes » c’est à dire qui, dans des
condition particulières, peuvent pulluler et devenir pathogènes (Bouchet et al ., 1989).
III.2. 3.4 : Source de contamination
Les Candida sont essentiellement des parasites humains ou animaux chez lesquels ils vivent à
l’état de saprophyte ou déterminent des phénomènes pathologiques (Chabasse et al ., 2002).
Chapitre II Dermatophytose et les champignons responsables maladies
27
III.2. 3. 5 : Mode de contamination
Le Candida albicans et les autres espèces de cette famille peuvent être transmis d'homme à
homme ou par des sources extrahumaines: l'air, matériel médical souillé (pose de cathéters).
Le nouveau-né et le nourrisson se contaminent le plus souvent au contact de la mère.
L'infection à Candida chez l'homme est une infection transmise d'une manière endogène à
partir de la flore intestinale.
Le Candida peut se transmettre par voie sexuelle (Del Palacio et al ., 2009).
III.2. 3.6. Caractères morphologiques
Les Candida sont des levures de forme variées le plus souvent globuleuses arrondies ou
ovalaires de 2 à 4 µm à bourgeonnements multiples. Sur certains milieux et dans certaines
conditions les Candida peuvent se présenter soit sous formes allongées plus ou moins développées
appelées pseudo mycélium, soit sous forme de mycélium vrai cloisonné. Ce caractère
morphologique important qui a permis aux auteurs classiques de définir le genre Candida et de le
distinguer du genre Torulopsis n'est plus admis de nos jours par tous les mycologues (Barnett,
Kreger-van Rij) mais reste en pratique précieux pour identifier les espèces (Bouchet et al., 1989).
b, blastopore ; c, Chlamydospore ; f, filaments mycéliens ; L, forme Levures.
Selon les conditions de culture, les caractères des Candida varient:
sur milieu de Sabouraud, on n'observe que des formes levures (blastospores) ;
sur milieux pauvres en éléments nutritifs (milieu P.C.B., à base de pomme de terre, carotte,
bile) ce sont les formes filamenteuses, mycéliennes ou pseudo mycéliennes qui se
développent Après 48 heures de culture apparaissent, uniquement chez Candida albicans,
des chlamydospores de grande taille (lO-12µm de diamètre) à paroi épaisse;
sur milieux riches (sérum humain ou animal) Candida albicans est la seule espèce à donner
en 3 heures à 37°C un court filament ou tube germinatif (test de blastèse). Il faut remarquer
que c’est la seule qui se développe dans les tissus sous forme agressive mycélienne
(Bouchet et al., 1989).
III.2. 3. 7 : Caractères physiologiques
Les différentes espèces de Candida se distinguent par leurs caractères nutritionnels et
biochimiques. C’est ainsi que l’identification des diverses espèces repose sur l’établissement de
l’auxanogramme du carbone, du zymogramme, la recherche du pouvoir réducteur sur les sels de
tétrazolium et de la sensibilité à l’actidione (Bouchet et al., 1989).
Partie pratique
Chapitre III
Matériel et méthodes
Chapitre III Matériel et méthodes
28
I.1 : Lieu et période d’étude
Notre étude s’est déroulée du 04Mai à 28Mai 2015 et a consister à analyser par un examen
Mycologique 10 prélèvements cutané aux deux corrals de dromadaires le premier loin de ville
d’Ouargla à 45 Km contient 16 têtes de dromadaire et les deuxièmes corrals loin de ville
d’Ouargla à160Kmcontient 45 têtes de dromadaires comprises moins 2 ans sont infecté par le
dermatophytes de la wilaya de Ouargla .ces dromadaires sont élevage extensif.
Rapport de dromadaires infectés par dermatophytes.
Dans notre étude rapport de dromadaires infectés par dermatophytes 16.39%par port nombre total
des dromadaires 61 tête.
I.2 : Milieux de culture
Nous avons utilisé dans cette étude 04 milieux de culture :
un milieu de cultures nous les avons préparé Pomme de Terre - Carotte- Bile (PCB) ; et 3 milieux
de cultures( Sabouraud simple, Sabouraud Chloramphénicol , Sabouraud Actidione ) nous avons
acheté
I.2.1 : Sabouraud simple
I.2.1.2 : Préparation
-verser le glucose et la peptone chapoteaut dans 1 litre d’eau distillée, porter à l’ébullition puis
on ajoute l’agar, mélanger jusqu’à l’obtention d’une suspension homogène ;
-répartir dans des tubes à essai stériles ;
-stériliser à l’autoclave à 120°C, pendant 20 minutes.
I.2.1.3 : Utilisation
Est un milieu solide utilisé pour l’isolement, l’identification et la culture des levures et des
moisissures (Marchionini et al., 1962).
I.2.2: Sabouraud Chloramphénicol
I.2.2. 2 : Utilisation
Le chloramphénicol, antibiotique thermostable, à large spectre antibactérienne, permet
l’isolement des champignons par élimination des contaminants microbiens (Chabasse et al ., 2002).
Nombre des dromadaires Porceentage
Dromadaires sont infectés 10 16,39%
Dromadaires normales 51 83 ,60%
Total 61 100%
Chapitre III Matériel et méthodes
29
I.2.3 : Sabouraud Actidione (SA)
I.2.3.2 : Utilisation
L’actidione (Cycloheximide), inhibe la croissance des champignons saprophytes mais non celle
des champignons pathogènes (Chabasse et al ., 2002).
I.2.4 : Pomme de Terre - Carotte- Bile (PCB)
I.2.4. 2 : Préparation
-Les mettre dans 1litre d’eau et porter à l’ébullition pendant 1 heure, écraser, filtrer et compléter à
1litre ;
-Pour la préparation de l’extrait, laver et couper en petits cubes 20g Carottes et 20g Pomme de
terre ;
-Ajouter la bile, dissoudre l’agar à chaud, mélanger jusqu’à l’obtention d’une suspension
homogène.
-stériliser à l’autoclave à 120°C, pendant 20 minutes
I.2.4. 3.Utilisation
Est un milieu utilisées pour l’identification de levures du genre Candida (production de
Filaments) et de l’espèce C. albicans (production de chlamydospores caractéristiques), et permet
l’identification rapide du champignon. (pavlatou et al ., 1956).
I.3.1. Echantillons
Les prélèvements sont réalisés par le spécialiste mycologique. Après nettoyage des matériels
stériles, le prélèvement est effectué à l'aide d’un bistouri de stériles secs
- Le premier prélèvement pour l’examen direct ;
- Le deuxième prélèvement est destiné à la mise en culture.
I.3.2 : Examen direct
Il doit être réalisé immédiatement après le prélèvement de squames est poste entre lame et
lamelle, on ajoutant une goutte de colorant bleu coton ou Lactophénol puis observation au
microscopique optique, a grossissements(X10, X40 et X 100) (Nicola, 2010
I.3.3 : Culture
La mise en culture est une étape essentielle du diagnostic d’une dermatophytie, car elle va
permettre l’identification de l’espèce en cause.
Elle permet également de déclencher et orienter une enquête épidémiologique.
Etape obligatoire quelque soit le résultat de l’examen direct.
I.3.3.1 : Les milieux utilisés
Le milieu de base est le milieu de sabouraud (milieu glucosé à 2% peptone).
Chapitre III Matériel et méthodes
30
De ce milieu dérive les milieux à l’antibiotique
o Sabouraud chloramphénicol (chloramphénicol antibiotique permettent d’éliminer les
Bactéries saprophytes) ;
o Sabouraud actidione (actidione antibiotique permet d’éliminer les champignons
saprophytes).
Les prélèvement est effectué sur les dromadaires moins 3ans.
Les milieux de cultures qui on été utilisé à noter études sont :
- Sabouraud simples (03 tubes).
- Sabouraud Chloramphénicol (03 tubes).
- Sabouraud Actidtion (03 tube).
- les milieux de PCB (03 boites pétri).
I.3.3. 2 : Isolement se fait par Ensemencement
On pose chaque échantillons dans tubes a essai constituent l’eau physiologie pour et facilites
coupe les fragments.
Disposer les fragments les squames en 3 points a l aide pence et l’ance de platine de surfaces
des milieux de culture, les cultures sont incubées à 27°C (25-30°C), les champignons étant
aérobies, il conviendra de ne pas visser complètement les tubes,
Les cultures se développent en fonction du champignon incriminé en quelques jours à un mois
(Dexter , 2002).
L’observation de l’aspect macroscopique des cultures sont :
après 48 heures l’apparition de « Levure Sp ».
après 03 jours l’apparition de « l’Aspergilus Sp ».
après 06 jours l’apparition de « dermatophytes ».
La lecture des cultures se fait chaque semaine (Garcia-Agudo et al ., 2009)
I.3.3. 3 : Identification
Identification des isolats fongiques
L’identification est réalisée dans le but de classer les souches fongiques par genres et
espèces. Donc elle fait appel à des critères d’identification des moisissures, qu’ils sont basés sur
deux aspects :
I.3.3.3.1 : Aspects macroscopiques
L’analyse des boites s’effectue à l’œil nu, se basant sur des caractères morphologiques des
colonies. On note:
- La Vitesse de croissance : en mesurant le diamètre de la colonie.
Chapitre III Matériel et méthodes
31
- La Texture de colonie : velouté, laineux, poudreuse,…..etc.
- La Couleur : du recto et du verso de la boite de pétrie.
- La Pigmentation : présence ou l’absence d’un pigment diffusible dans le milieu.
- La forme de colonie : régulier, irrégulier, dentelé, filamenteux,…..etc.
- L’exsudat : présence ou absence des gouttelettes.
B : Aspects microscopiques
L’examen microscopique est basé sur des caractères plus loin de l’aspect morphologique, on
mentionne les organes de reproduction, aspect du thalle (cloisonné ou non cloisonné), types de
spores, disposition des spores,...etc.
La préparation du matériel fongique pour l’observation microscopique est réalisée dans des
conditions stériles comme suit :
- Prendre un fragment du thalle de la colonie à l’aide d’une anse de platine stérile, puis le disposer
dans une goutte du lactophénol sur une lame stérile.
- Dilacérer le fragment mycélien avec l’anse de platine pour le rendre moins dense et mieux
observable.
- Recouvrir la préparation à l’aide d’une lamelle, puis la mise à l’observation sous le microscope
optique.
les souches isolées ont été identifiées en se basant sur une bibliographie spécialisées à
l’identification des moisissures qui établit des clés de détermination complètes à partir des
caractères morphologiques, on cite (Shathele et al ., 2010 et Jong et al .,2003 et Pitt et al.,1994
et Melvin et al ,2012).
I.3.3.4 : Résultat
I.3.3.4.1 : Les formes filamenteuses (Moisissures)
On observe des filaments mycéliens ou des têtes aspergillaires.
Le diagnostic d’espèce d’aspergillus repose sur les données de l’examen macroscopique et la
description de la tête aspergillaire à l’examen microscopique.
I.3.3.4 .2 : Levuriforme leurs identification repose sur
o Les critères morphologiques (aspect macroscopique et microscopique) .
I.3.3.4 .2.1 : Aspect macroscopique des colonies crémeuses, blanchâtres et luisantes.
I.3.3.5 : Résultat de l’examen d’une colonie de culture
o Levures isolées plus ou moins bourgeonnantes : levures sp.
o Levures (ou blastospores) + filament mycélien ou pseudo filament : genre Candida.
o Levures (ou blastospores) + filament mycélien ou pseudo filament + chlamydospores c’est
Chapitre III Matériel et méthodes
32
l’espèce Candida.albicans.
L’identification se base sur les critères morphologiques:
A- Critères morphologique se fait par repiquage dans des milieux d’identification l
A-1 Test de Chlamydosporulation Repiquage Sur PCB (ou autre RAT, Rice cream……..)
Le milieu est coulé en boite pétri, on réalisé une suspension d’une colonie de levure dans 1m
d’eau distillée stérile.
Quelques gouttes de cette suspension sont étalées sur la gélose, ou dépose 2-3 lamelles, après
24 à 48 heures d’incubation 28-32°C, on observe directement la boite pétri au microscopique
optique (Feuilha et al ., 2005).
Chlamydospore
Fig. 05 : Test de Chlamydosporulation. (Bahji et al., 2006)
B- Critères physiologiques (Biochimiques)
L’identification des diverses espèces repose sur l’établissement de
o Auxanogramme (assimilation des sucres).
o Zymogramme (fermentation des sucres).
o Sensibilité à l’actidione.
o Réduction de tetrazolium ;
o Assimilation du nitrate de potassium ;
o Activité uréase.
Par faute de moyens (Auxalocolors et antifongigrammes) nous n’avons pas réaliser
l’identification des champignons qui nous isoler (Qureshi et al., 2004).
Chapitre III Matériel et méthodes
33
pppp
Fig. 06 : Examen mycologique d’un prélèvement cutanée
(Filament mycélien,
spore, levure)
Examen de cultures
(Attendre 1 mois avant de rendre
résultat) )=résultatrésultat négatif)
Bleu de coton au lactophénol
Lactophénol
Ensemencem
ent
Prélèvement cutanée
Sabouraud (simples, Chloramphénicol, actidtion)
Examen
direct
Résultat immédiat
Identification
Levures Champignons
filamenteux
Milieu PCB ou autre
Macroscopie
+ + - pseudo
mycélium Culture brune
à grisâtre
envahissante
Culture de
couleur
blanche à noir
Candida albican candida Sp levure Sp
Microscopie
Présence de
sporocyctes
avec endospores
Présence des
conidies
Identification des espèces
Auxanogramme zymogramme sensibilité reduction à
l’actidione de tétrazolium
Chapitre IV
Résultats et discussion
Chapitre IV Résultats et discussion
34
II. Résultats
II.1 : Lésions
Fig. .07 : Aspect clinique des lésions chez les dromadaires
A : Lésions petite taille Le spectacle est devenu gris.
B, C : Maladie couvre la peau avec des cheveux et l'aspect bourru.
E, D : lésions taille avec sédiment bourru.
Je me suis rendu avec un groupe d'éleveurs de dromadaires aux régions où se trouver pour noter les
symptômes de cette maladie (dermatophytes) et là j'ai pris ces photos de lui photographie.
A
D E
C B
Lésions
Lésions
Chapitre IV Résultats et discussion
35
II.2. Résultat de l’examen direct
Sur 10 prélèvements, 10 ont présenté des cultures positives, un cas d’examen direct de ces
cultures était positif.
II.2.2. Rapport de la positivité des échantillons
De 10 prélèvements, les 10 qui ont présente une infection fongique de derme cameline soit un
taux de prévalence globale de 100%.
II.2.3. Résultats d’isolement et d’identification des germes
Nous avant isolé 61 souches des 10 cultures positives avec 22 de dermatophytes (36.06%) 21 cas
de moisissures (36.06%) et 18 cas de levures (29.51%).six espèces fongiques ont été isolés.
Les agents fongiques le plus fréquemment rencontrés étaient Dematophytes « Trichophyton
mentagrophytes » (36 .06%), Cndida albicans (29.51%), Aspergillus flavus (27.87%) , Aspergillus
terreus , Aspergillus versiclor et Aspergillus niger ont le même porsentage (1.64 %), Aspergillus
fumigatus («3.28%).
Tab04 : Rapport entre les différentes espèces fongiques.
Espèces fongiques Nombre d'isolâtes Pourcentage
Trichophyton mentagrophytes 22 36 ,06%
Aspergillus flavus 17 27,87%
Aspergillus fumigatus 02 3.28%
Aspergillus niger 01 1,64%
Aspergillus terreus 01 1,64%
Aspergillus versicoler 01 1,64%
Candida albicans 18 29,50%
Totale 61 100%
Les résultats obtenus dans un tableau ci-dessus. Sont résumées dans le Cercle relative
Chapitre IV Résultats et discussion
36
Fig.08: Rapport entre les différentes espèces fongiques.
Cercle relative mentionné les proportions relatives de les espèces fongique qui infectée ies
dromadaires comme se la :
Trichophyton mentagrophytes » (36 .06%), Candida albicans (29.51%), Aspergillus flavus
(27.87%) , Aspergillus terreus , Aspergillus versiclor et Aspergillus niger ont le même porsentage
(1.64 %), Aspergillus fumigatus («3.28%).
36,06%
27,87%
3,28%1,64%
1;64%
1,64%
29,50%
Nombre d'isolâtes
Trichophyton mentagrophytes Aspergillus flavus
Aspergillus fumigatus Aspergillus niger
Aspergillus terreus Aspergillus versicoler
Candida albicans
Chapitre IV Résultats et discussion
37
II.3. Résultats de diagnostic mycologique
II.3. 1.Résultats d’examen directe
Fig.09 : Aspect microscopique examen direct (Grossissement : ×100)
A ,B : les spores et des levures.
C : Les filaments mycéliens et des levures.
D : Les levures.
A
D C
B
Levures
Mycélien
Chapitre IV Résultats et discussion
38
Fig.10: Aspect microscopique Examen direct (Grossissement : ×100)
E, F, G : Arthrospores et levures.
H : les sopors et levures.
I : les levures.
On observe, pour les dermatophytes, la présence de filaments mycéliens, plus ou moins
réguliers. La présence de levures bourgeonnantes signe une infection par Candida. On peut observer
également des spores de champignons qui sont généralement des contaminants. La différenciation
de ces divers éléments peut s’avérer délicate par le simple examen microscopique et nécessite une
certaine expertise
E
H I
F G
Arthrospore
s
Tète
Conidiennes
Spores
Conidiphore
Chapitre IV Résultats et discussion
39
Cellule infecte Cellules épidermiques
Mycélium Spores
Fig.11: Micrographe d’une cellule épidermique infectée par champignon.
On observe les cellules épidermiques entrant par les champignons.
Chapitre IV Résultats et discussion
40
II.3.2. Identification : dans ce cas prendre les photos recto et verso des colonies dans culture et
entre lame et lamelle microscopique. Comme les formats suivants :
Fig.12 : Trichophyton mentagrophyte
Trichophyton mentagrophyte
Aspect macroscopique
Recto : colonies duveteuses à
poudreuses, blanchâtres à crèmes .
Verso : jaunâtre à brun .
Aspect microscopique
Mycélium : souvent articulé en angle droit (croix de lorraine) +/- vrilles ou
spirales ;
Macroconidies : rares, forme de massue ,paroi lisse et mince logettes .
Microconidies : rondes, solitaire ou nombreuses disposées en buisson ou
pyriformes disposées en a cladium
(Grossissement: x40) (Grossissement:
x100)
Chapitre IV Résultats et discussion
41
Fig. 13 : Aspergillus niger
Aspergillus niger
Aspect macroscopique
Recto : Colonie aérienne, granuleuse
de teinte jaune en début de croissance
devenant très vite noir.
Verso : Incolore à jaune
pâle.
Conidiphor
e re
Mycélium cloisonné Tête aspergilaires bisériées radiées noir .
Conidiphore hyalin à brun, lisse, large, à paroi épaisse .
Vésicule globuleuse .
Aspect microscopique. (Grossissement: X100)
Tête aspergilaires
Chapitre IV Résultats et discussion
42
Fig. 14 : Aspergillus flavus.
Aspect macroscopique
Aspect macroscopique
Tête aspergilaires
Verso : incolore . Recto : colonie aérienne, poudreuse, de
Couleur blanches
puis jaune puis vert-jaune olive
caractéristique ;
recto ;
Conidiphore
Aspergillus flavus.
Mycélium cloisonné Têtes aspergilaires unisériées ou bisériées radiées ou en colonne .
Conidiphore hyalin, long .
Vésicule sphérique .
Grossissement: x100 Grossissement: x40
Chapitre IV Résultats et discussion
43
Fig. 15 : Aspergillus fumigatus.
Aspect macroscopique
Recto : Colonie plane, poudreuse, de
couleur verte, devenant gris noirâtre en
Quelque jour.
Aspergillus fumigatus.
Verso : incolore.
Conidiphor
e
Mycélium cloisonné Tête aspergilaires unisériée en colonne compact assez
grande.
Conidiophore courte, lisse et incolore.
Vésicule hémisphérique.
Aspect microscopique. Grossissement: x40
Tête aspergilaires
Chapitre IV Résultats et discussion
44
Fig.16 : Aspergillus versicoler
Aspect
macroscopique
Mycélium cloisonné Tête aspergillaire bisériée, radiée.
Vésicule ovale.
Conidiophore lisse, jaunâtre.
Recto : colonies polychromie
Verso : incolore .
Aspect microscopique
Aspergillus versicoler
Grossissement: x100 Grossissement: x40
Conidiphore
Tête aspergilaires
Chapitre IV Résultats et discussion
45
Fig.17 : Aspergillus terreus
Aspect macroscopique
Aspect macroscopique
Verso :jaune à brun-rougeâtre . Recto :Les colonies couleur brun-
cannelle
Conidiphore
Tête
aspergilaires
Grossissement: x40) Grossissement: x40)
Mycélium cloisonné Tête aspergilaires bisériée en Eventail .
Conidiophore courte, lisse incolore .
Vésicule globuleuse .
Aspergillus terreus
Chapitre IV Résultats et discussion
46
Fig.18 : résultats de test de chlamydosporation
A : Présence candida albican
Fig.19 : levures
Remarque : tout les colonies présentent dans les boités pétri au même forme.
A
Aspect macroscopique
Recto : Colonie astéroïdes (en
éclaboussure de Plâtre blanche). de
couleur crème
Jaunâtre caractéristique.
Verso : jaune brun.
Chapitre IV Résultats et discussion
47
Tab. 05 : Représentation répartition les espèces fongique sur les dromadaires infectées .
Trichophyton
mentagrophyte
Aspergillus
flavus
Aspergillus
fumigatus
Aspergillus
niger
Aspergillus
terreus
Aspergillus
versicoler
Candida
albicans
Dromadaire01 + + _ _ _ _ +
Dromadaire02 + _ _ _ _ _ +
Dromadaire03 + _ _ _ _ _ _
Dromadaire04 + + _ _ _ + +
Dromadaire05 + _ _ _ _ _ _
Dromadaire06 + + + _ _ _ +
Dromadaire07 + _ _ _ _ _ +
Dromadaire08 + + _ + _ _ _
Dromadaire09 + + _ _ _ _ +
Dromadaire10 + _ _ _ + _ +
Chapitre IV Résultats et discussion
48
Discussion
Sur 10 cultures positives aucun un présentait un examen direct négative c-t –dire tout positif
100% se qui indique la présence de filament mycélien, spores, levure et bonne sensibilité de cette
examen a moindre cout qui peut être facilement relise dans laboratoire.
Dans notre étude les dermatophytes était isolées dans (36.06 %) des cas qui est même celle,
moisissure (36,06%) et levure (29 .50%).
Nous avons isolées 61 souches réparties entre 7 espèces fongiques, avec une dominance de
trichophyton mentagrophytes au taux 36 ,06% suive candida albicans 29,51%, Aspergellus flavus
27 .87 , Aspergellus fumigatus 3 .28% , Aspergellus niger, Aspergellus terreus , et Aspergellus
versicolor ont le même porsentage (1.64 %), était dans toutes les associations d’agent fongique en
culture.
Selon les résultats qui obtenir après examen direct la teigne touchant 100% les dromadaires
moine deux ans
Les espèces Trichophyton mentagrophytes responsable de la majorité des cas d'infection à côté
autre les espaces.
Apres se étude on déduire que :
Les espèces responsable due à dermatophytes sont varies Cela est dû au facteur de
l'environnement. Maie même genre trichophyton.
Mélange d'autres animaux infectés par la maladie comme bovins ovins... Etc.
Densités de trémie chaque fois que les cheveux long ou épais être occasion pour une plus
grande blessure
Petit vieux infectés des maladies pour haute où peluches si épais
Le champignon peut pénétrer sous la peau un peu provoquant une douleur et une irritation
du chameau
dromadaires de malnutrition long voyage stress
L’automne et l’hiver sont les saisons où l’incidence est maximale, le climat doux et humide
étant favorable au développement fongique (Fadlelmula et al., 1994 ; Scott, 1988).
Par rapport à l'autre des études : on trouve que
Mais dans autre étude à l’Egypt., il a mentionné que la teigne dermatophytose se prévalence
généralement chez les jeunes dromadaires, tandis que les vieilles dromadaires ont été rarement
touchés (Raziq et al ., 2010).
Chapitre IV Résultats et discussion
49
Dans même étude Les dermatophytes isolats obtenus ont été identifiés par macromorphologie et
micromorphologie en (73,33%) Trichophyton mentagrophytes, (16,66%) Trichophyton
verrucosum (Raziq et al ., 2010).
Dans autre étude au Jordanie la teigne est considérée comme rarement signalés chez les chameaux
(Al-Ani,1997). La teigne due à Trichophyton dankaliense, Trichophyton verrucosum,
Trichophyton schoenleinii, Trichophyton mentagrophytes, Microsporum canis et Microsporum
Gypseum , Touchent tous les âges . (Al-Ani et al., 1995).
Sensibilité du dromadaire aux dermatoses reposent essentiellement sur des critères morphologiques
écologiques, et dans une moindre mesure , zootechniques ( Faye, 1997).
Le teigne est dermatose contagieuse due à des dermatophtes, les plus fréquemment incriminés
chez le dromadaire appartenant au genre trichophyton . (Jaouhair etal ., 2004).
La teigne est une dermatose dont la prévalence est élevée, notamment chez les individus jeunes
en mauvais état. Chez le dromadaire elle est due le plus souvent à des dermatophytes du genre
Trichophyton (Faye, 1997 ; Maallem et al., 2002 Jaouhari et al., 2004 ).
Lors d’infestations par certaines espèces de champignons kératophiles comme les Trichophyton,
les éléments fongiques peuvent être uniquement présents dans la kératine de surface
ou folliculaire et non dans les follicules pileux (Scott et al., 2001).
La teigne localise sur les les cheveux ou les épidermes pileux en générale (Bouchet et al.., 1989)
Les champignons du genre Aspergillus sont saprophytes et cosmopolites .certaines espèces
telles qu’Aspergillus fumigatus peuvent être à l’origine d’un ensemble de maladies allant de
mycoses localisées.
Les Aspergillus sont présents partout dans le monde, et en région tempérée plus à la fin de
L’été, en automne et en hiver. (Chabasse et al. 2002)
Les champignons du genre Candida peuvent provoquer des infections superficielles touchant les
muqueuses et la peau, et des infections viscérales : elles peuvent se limiter à un organe
Conclusion
Conclusion
50
Conclusion
Notre étude à permes de tirer les conclusion suivantes :
Dermatophytose sont des maladies cutanées de premier plan chez le dromadaire dans
Algérie.
Cette maladie donne des effets sur le plan éconimique et social .
Dermatophytose par la gravité de ses complications constituer un probléme de santé
cameline.
Dermatophytosis Camel (teigne) affecte principalement les jeunes chameaux moins de deux
ans tandis que la vieille rarement touchés.
Trichophyton mentagrophytes responsable de la majorité des cas d'infection à côté autre les
espaces.
L’examen mycologique est un diagnostique de certitude nécessaire avant d’instaurer un
traitement adéquat de ces affections.
Le diagnostic des dermatophyties s’effectue en plusieurs étapes. En premier lieu, le
prélèvement qui, selon les lésions, sera constitué de squames.
Puis, s’ensuivra l’examen direct, l’échantillon étant traité avec des agents éclaircissants et des
colorants, ceci offrant une bonne sensibilité et permettant l’orientation diagnostique. Enfin, la
mise en culture permettra, au bout de plusieurs jours voire plusieurs semaines, d’identifier l’espèce
en cause.
Il droit apporter la conformation de la pathogénécité de l’agent fongique en cause qui base sur les
critères suivant :
1. l’examen direct positif : la présence des levures et /ou des filaments mycélien ou
pseudofilaments.
2 . L’identification après d’isolement du champignon dans les milieux cultures (sabouraud simple
Chloramphénicol, actidione ).
Le dermatiphytes de espèces trichophyton mentagrophyte sont les germes principale en cause avec
un taux 36.06% puis candida albican avec un taux 29.50% .
Perspective
Nous espérons que dans les études futures se poursuivent par rapport à la maladie et que les
traitements sont disponibles ou d'autres alternatives pour protéger les cordes de cette maladie.
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Annexes
Annexes
(Anne-Lorraine ,2010).
Annexes
I.2.1 : Sabouraud simple
I.2.1.1 : Composition
Glucose ………………….20g
Peptone chapoteaut………10g
Agar……………………...15g
Eau distillée………………1000ml
PH………………………...5.6 (Marchionini et al., 1962) .
I.2.2: Sabouraud Chloramphénicol
I.2.2.1: Composition
Glucose massé………………….20g
Peptone chapoteaut……………..10g
Chloramphénicol ……………….0.5g
Agar…………………….............15g
Eau distillée …………………..1000ml
PH……………………………….6-6.3(Chabasse et al ., 2002).
I.2.3 : Sabouraud Actidione (SA)
I.2.3.1 : Composition
Glucose massé……………………...20g
Peptone chapoteaut…………………10g
Actidione (Cycloheximide) ……….0.5g
Agar……………………..................15g
Eau distillée ……………………..1000ml
PH………………………………….6-6.3( Chabasse et al ., 2002).
I.2.4 : Pomme de Terre - Carotte- Bile (PCB)
I.2.4.1 : Composition
Carottes épluchées et râpées……………………..20g
Pomme de terre épluchées et râpées……………..20g
Gélose…………………………………………….25g
Bile de bœuf récente……………………………150ml
Eau distillée…………………………………….1000ml.
(Pavlatou et al ., 1956).
Annexes
(Anne-Lorraine ,2010).
Annexes
( Zagnoli et al .,2005).
Annexes
( Zagnoli et al .,2005).
55
Etude sur les maladies Dermatophytes du dromadaire dans la région de Ouargla
(cas de Teigne de la peau).
Résume:
Cette étude a été réalisée sur un échantillon de dromadaires si pastoral extensif de deux zones du sud de
Ouargla afin d'identifier les types de champignons pathogènes causant les symptômes de dermatophytes
(teigne) de la peau. Cette étude a été d'un échantillon de 61 têtes de dromadaires de deux différentes zones
sud de Ouargla. la premier située' à 45 km avec 16 individu et l' autre à 160 km avec 45 individu, les moins
de deux sont les plus infectes .Identification en laboratoire, a expliqué par examen microscopique direct
que tous les échantillons prélevés représentent un résultat positif en observant le mycélium, Arthrospores,
levures et entourage le champignons les cellules de la peau infectée, la culture des échantillons sur les
milieux et l'observation les caractéristiques phénotypiques et l'examen microscopique des colonies
fongiques développes constaté que les champignons qui causent ces infections appartiennent à 07 espèces:
Trichophyton mentagrophytes,Candida albicans, Aspergillus flavus, Aspergillus fumigatus, Aspergillus
niger, Aspergillus terreus, Aspergillus versicolor, ces champignons représente les champignons la plus
causante de l' infection de la peau chez l'home et l'animal.
Mots clés: Ouargla, camlin , Teigne de la peau, Trichophyton, Candida, Aspergillus.
(حالة قوباء الجمد)دراسة حول االمراض الفطرية لمجمال بمنطقة ورقمة : ممخص
المسببات جنوب مدينة ورقمة بغرض التعرف عمى أنواعان تقعتين رعي موسع بمنطقةأجريت هذه الدراسة عمى عينة من الجمال في حال جنوب مدينة مختمفتين جمال من منطقتينال راس من 61 منةتمت عمى عينة مكون الدراسة هذه، قوباء الجمدالفطرية والمسببة ألعراض
ت مالحظة االعراض ان الجمال الصغيرة االقل أوضح رأس 45 بها كمم160 والثانية رأس ،16 بها كمم45عمى بعد تقع ورقمة احداهما المخبري من خالل أوضح التشخيص عينات من اصابات مختمفة من الجمد،10من سنتين هي االكثر عرضة لإلصابة ومنها تم تجميع
ألبواغ المفصمية والخمائر الميسميوم وا ان كل العينات التي تم جمعها تمثل نتيجة ايجابية من خالل مالحظة ،المباشرالمجهري الفحص حاطة الفطر لخاليا الجمد المصابة ، ب ة وبمالحظة المميزات المظهرية والفحص المجهري لممستعمرات ط الزراعياوساال في اتزرع العينوا
Trichophyton mentagrophytes انواع فطرية 07الى تنتمي تسبب هذه االصاباتيات التىفطرالالفطرية النامية وجد ان
Candida albicans، Aspergillus flavus ، Aspergillus fumigatus ، Aspergillus niger ، ،versicolor
Aspergillus ، هذه الفطريات تمثل الفطريات االكثر شيوعا لإلصابة الجمدية عند الحيوان واإلنسان.
، Trichophyton، Candida ، Aspergillusرقمة، الجمال، قوباء الجمد ، و :الكممات المفتاحية
Study on fungal diseases of camels in Ouargla region (the case of ringworm)
Abstract
This study was conducted on a sample of camels if extensive grazing of two southern areas of Ouargla in
order to identify types of fungal pathogens causing the symptoms of ringworm of skin.This study was a
sample of 61 individual of Camels from two different southern regions of Ouargla, one located just 45
kilometres by 16, and the second is 160 kilometres by 45 top symptoms explained that at least two small
camels are the most susceptible to infection and have been compiling 10 samples from various injuries of
the skin, the laboratory diagnosis by direct microscopy. All samples were collected represent a positive
result by observing the mycelium and Arthrospores , yeasts and mycelium to the infected skin cells, the
culture of samples on culture mediums phenotypic characteristics and microscopic examination of fungal
colonies developing found that fungi that cause these infections belong to 07 species are: Trichophyton
mentagrophytes,Candida albicans, Aspergillus flavus, Aspergillus fumigatus, Aspergillus niger, Aspergillus
terreus, Aspergillus versicolor, These fungi represent the most common fungus skin infection of human and
animal.
Key words: Ouargla, Camels, ringworm, Trichophyton, Candida, Aspergillus
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