biyofizik uygulama-kitabı-baski-son

İSTANBUL ÜNİVERSİTESİ YAYIN NO: 5205CERRAHPAŞA TIP FAKÜLTESİ YAYIN NO: 294ISBN: 978-975-404-955-8

BİYOFİZİKUYGULAMA KİTABI

EditörProf.Dr.Şefik DURSUN

İstanbul-2015

Biyofizik uygulama kitabı / editör Şefik Dursun.—İstanbul : İstanbul Üniversitesi Cerrahpaşa Tıp Fakültesi, 2014. 111 s.: şekil, tablo; 24 cm.—(İstanbul Üniversitesi yayınları; 5205.Cerrahpaşa Tıp Fakültesi yayınları; 294.) ISBN 978-975-404-955-8 1. BİYOFİZİK. 2. BİYOFİZİK – LABORATUVAR. 3. TIP - TÜRKİYE - ÜNİVERSİTE DERS KİTAPLARI. I. Dursun, Şefik. II. Dizi adı.

BaskıSayfa Tasarımı: Gonca Dost

Kapak Tasarımı: Gamze DostKayıhan Ajans

Hoşdere Caddesi No: 201/9 Çankaya–ANKARA0312 442 72 72 / 0312 426 86 86

[email protected]

BİYOFİZİKUYGULAMA KİTABI

EditörProf.Dr.Şefik DURSUN

ÖNSÖZ

Cerrahpaşa Tıp Fakültesi Fizyoloji ve Biyofizik Kürsüsü’nde 1976-1977 Eğitim-Öğretim yılında öğrencilerimize Harkness Viskozimetresi ile yaptırdığımız ilk Biyofizik deneyi “Kanda ve Vücut Sıvılarında Viskozite Ölçümü” idi. Demonstrasyon şeklindeki uygulama hala hafı-zamda tazeliğini muhafaza etmektedir. Enteresan olan bu deneyi, şimdi de öğrencilerimiz aynı cihazı kullanarak yapıyorlar. Uygulama kitabımızda o deneyi H1 ile isimlendirilmiş olarak bulacaksınız.

Birimimiz 2547 sayılı Yükseköğretim Kanunu’nun yürürlüğe girmesiyle Biyofizik Ana-bilim Dalı olarak yapılandı. O günden bu güne kadar birçok deney ilave edildi; böylece uygu-lamalarımızın sayısı 18’e ulaştı.

Başlangıçta uygulamalarımız demonstrasyon şeklinde oluyordu. Öğrencilerimizin eğiti-me aktif olarak katılımını istediğimizden tüm deneyler her hafta, aynı anda masalarda hazır halde tutulmaktadır. Böylece uygulamalar daha önce 20-25 kişilik öğrenci gruplarına yaptırılır-ken; bu defa gruplar 8-9 kişiye indirilmiş oldu. Amacımız kendi alanımızda ülkemizin en iyisi olmaktır. Bu imkanların kazanılmasındaki katkılarından dolayı Biyofizik Anabilim Dalı’nın kurucularından ve ilk başkanı olan Prof.Dr. Meliha Terzioğlu’ nu saygı ve rahmetle anıyorum.

2010 yılında Cerrahpaşa Tıp Fakültesi’nin 40.Kuruluş Yılı nedeniyle yayınladığımız” Bi-yofizik Ders Kitabı” ndan sadece bizim öğrencilerimizin değil aynı zamanda tüm Tıp Fakül-teleri öğrencilerinin de yararlandığını görmekteyiz ve bundan dolayı çok mutluyuz. Şimdi de tüm Öğretim Üyelerimizin ortak katkıları ile “Biyofizik Uygulama Kitabı”nı hizmete sunduk. Umarım ki; bu kitaptan da Biyofizik uygulamalı eğitim yapmakta olan Tıp Fakültesi öğrenci-leri yararlanacaktır.

Biyofizik Uygulama Kitabı’nın hazırlanmasındaki katkılarından dolayı Öğretim Üyeleri-mize ve tüm yardımcılarımıza teşekkür ediyorum. Bu kitap Biyofizik Anabilim Dalı’nın ortak eseridir.

Biyofizik Uygulama Kitabı’nın öğrencilerimize faydalı olmasını diliyor ve onları Cerrah-paşa Tıp Fakültesi’nin bir üyesi olmayı başardıkları için tebrik ediyorum.

Prof.Dr.Şefik Dursun

Biyofizik Anabilim Dalı Başkanı

HAZIRLAYANLAR

Prof.Dr.Şefik DURSUN

Prof.Dr.Ü.Bora BARUTÇU

Prof.Dr.Mehmet Can AKYOLCU

Prof.Dr.M.Tunaya KALKAN

Prof.Dr.M.Ali KÖRPINAR

Prof.Dr.Selmin TOPLAN

Prof.Dr.Meltem ERCAN

Prof.Dr.Derviş ÖZÇELİK

Prof.Dr.Handan TUNCEL

Prof.Dr.Semra ÖZDEMİR

Biyofizik Uygulama Kitabı 7

BİYOFİZİK UYGULAMA DENEYLERİ

SEMBOL DENEY ADI SAYFA

S 1 Kan Gazları Analizi 9

S 2 Ekspirasyon ve İnspirasyon Gaz Örneklerinde 16

O2,CO2 ve N2 Konsantrasyonlarının Saptanması

R 2 Nükleer Radyasyonların Absorpsiyonu 25

R 4 Geiger-Müller Sayıcı Sisteminde Plato ve Ölü 32

Zamanın Saptanması

E 1 Doğru Akımın Doku Üzerine Etkileri 40

E 2 İnsanda Reobaz ve Kronaksinin Saptanması 48

E 3 Elektrobiyofizik Yöntemlerle Potansiyel Kaydı 52

E 4 Elektrobiyofizik (Kalp Seslerinin Saptanması) 58

E 5 Elektroforez ile Protein Molekül Ağırlığının 64

Saptanması ve DNA Analizi

T 1 Termokupl Cihazı ile Vücut Sıcaklığının Ölçülmesi 74

H 1 Vücut Sıvılarında Vizkozite Ölçümü 77

H 2 Spektrofotometrik Yöntemle Vücut Sıvılarında 82

Molekül Konsantrasyonlarının Ölçülmesi

H 3 Eritrosit Deformabilite İndeksinin Ölçülmesi 89

H 4 Vücut Sıvılarında Yüzey Gerilim Katsayısının 93

Saptanması

H 5 Eritrosit İçi Sıvı Hacminin Ölçümü 95

O 1 Odiyometri ile Odiyogram Elde Edilmesi 98

O 2 Mikroskopla Ölçümler 102

O 3 Fotometrik Yöntemle Absorbsiyon ile Konsantrasyon 106

8 Biyofizik Anabilim Dalı

AÇIKLAMAYukarıda belirtilen pratik konularının her biri iki saat süren bir laboratuar çalışması (deney)

olarak yapılır. Öğrenci, deneysel çalışmayı yapabilecek seviyede temel biyofizik bilgisine sahip olmalıdır; ilgili olduğu deneye hazırlık çalışması yapıp yapmadığının belirlenmesi amacıyla sı-nav niteliği taşıyan bir ön görüşmeye alınır. Öğrencinin bu sınav sonucunda yeterli bilgiye sahip olduğu anlaşıldığında deneye başlayabilir. İ.Ü Önlisans ve Lisans Öğretim Yönetmeliği’ne göre uygulamadan başarılı olabilmek için deneylerin % 80’inde başarılı olması şarttır.

BİYOFİZİK LABORATUVAR ÇALIŞMA YÖNERGESİ • Laboratuvara geç gelen öğrenci çalışmaya kabul edilmez.

• Her öğrenci bulunduğu grubun gününde yalnızca bir deney yapabilir.

• Öğrenciler laboratuvara deneyle ilgili konulara hazırlanarak gelecektir.

• Öğrenci deneye başlamadan önce deney ile ilgili olarak kendisine yöneltilen

soruları başarıyla cevaplamalıdır. Aksi halde deneysel çalışmaya kabul

edilmeyecektir.

• Deney araçlarının korunmasından o deneyi yapan öğrenci grubu sorumludur.

• Her deney çalışmasından sonra öğrenciler deney aletlerini ilgili öğretim

elemanına sağlam olarak teslim edecektir. Deney masası temiz ve düzenli

olarak bırakılacaktır.

• Çalışma sonrası her öğrenci grubu yaptıkları deneyi ve sonuçlarını bildirir bir

raporu hazırlayıp ilgili öğretim elemanına verecektir.

• Laboratuvar çalışması süresince gerekçe ne olursa olsun öğrenciler öğretim

elemanının izni olmaksızın çalışma yerinden ayrılamazlar.

• Öğrenciler Biyofizik Yarıyıl Sonu sınavına girebilmek için uygulamalardan

başarılı olmak zorundadır.


Deney: S 1KAN GAZLARI ANALİZİ

a) Arteriyel Kanda PO2, PCO2 ve pH Ölçümü

b) Asit-Baz Denge Parametrelerinin Hesaplanması

I. Araç ve Gereç• Kan gazları analiz cihazı

• Enjektör ve antikoagülan madde

II. Genel Bilgi ve AmaçKapalı bir kap içerisine konulan gazın, moleküllerinin hareketi ile kabın yüzeyine uyguladı-

ğı basınç P ile gösterilir. Bu değer mmHg veya torr ile ifade edilebilir. Aynı kap içerisine birkaç türden gaz konulduğu düşünülürse, bu gazların tümünün oluşturduğu basınç, her birinin kabı ayrı ayrı doldurduğu zaman meydana getirdikleri basınç değeri kadardır (Dalton yasası). Gaz-ların karışımda meydana getirdikleri basınca parsiyel basınç adı verilir. Bilindiği gibi açık hava basıncı 760 mmHg kadardır. Kuru havanın % 20.93’ü O2 ve % 0.04’ü CO2 ve % 79.03’ü de N2 gazlarından oluşmaktadır. O2’nin parsiyel basıncı PO2 ile CO2 ‘in PCO2 ile gösterilir.

Bu değerler kuru havada:

PO2 : l59.1 mmHg

PCO2 : 0.3 mmHg

PN2 : 600.6 mmHg (az miktarda bulunan diğer gazlar dahil).

O2 ve CO2’in kanda veya herhangi bir vücut sıvısındaki parsiyel basınçları, oksijen ve kar-bondioksit elektrotları ile kolayca ölçülebilir. Son zamanlarda 40-50 ml hacminde çok az bir örnekle ölçüm yapabilen cihazlar geliştirilmiştir. Bu cihazlar yardımı ile PO2 ve PCO2 yanında, pH da ölçülebilir. Arteryel kanın normalde PO2’si 100 mmHg, PCO2’si ise 40 mmHg’ dır. Arteryel kanın normal pH’ı da 7.36 - 7.44 arasında değişmektedir.

II.1.Oksijen Elektrotu

O2 molekülleri sıvı veya herhangi bir gazla karıştıkları zaman, karışımdaki oksijen kompo-nentinin oluşturduğu oksijen parsiyel basıncı, oksijen elektrotu ile ölçülebilir. Oksijen elektrotu, oksijeni geçirebilen membranla örtülüdür. Eğer bir örneğe temas ederse, oksijen molekülleri membrandan, iç kısımdaki elektrolit içerisine geçer. Öyle ki neticede membranın her iki tarafın-daki parsiyel oksijen basıncı eşit olur (Şekil 1). O2 molekülleri, oksijene permeable membranı kolayca geçer. Membran kanda bulunan eritrositler ve proteinler için permeable değildir.


Platin katot ve gümüş-gümüş klorür anot arasında bir takım ara reaksiyonlardan sonra elekt-ron akımıyla başlayan elektriksel akım, amplifikatörde büyütülür. Büyütülmüş akım skalanın ibresini saptırır. İbrenin sapışı katottan anoda geçen akımla ve katot yüzeyine varan O2 mole-külleriyle orantılıdır.

II.2. Karbondioksit Elektrotu

CO2 elektrotu kan örneği veya herhangi bir sıvıda erimiş halde bulunan CO2 moleküllerinin oluşturduğu parsiyel CO2 basıncını ( PCO2 ) mmHg veya torr birimleri cinsinden ölçer. PCO2 ölçü-mü direkt değil indirekt bir ölçümdür. CO2 elektrotu, elektrot ucunda bulunan sodyum bikarbo-nat çözeltisinde, CO2 moleküllerinin oluşturduğu pH değişikliğini ölçer. Bu yüzden bir noktada pH elektrotudur. CO2 elektrotunun üzerinde bulunan teflon membran sodyum bikarbonat çö-zeltisi ile kan örneğini ayırır. Yalnızca CO2 moleküllerinin geçişine izin veren teflon membran, iyonların geçmesini engeller. Aynı zamanda teflon membran elektriksel yalıtkan olmaktadır. Bu nedenle CO2 elektrotunun iç tarafı tamamıyla küvet ve su banyosundan yalıtılır.

Teflondan geçen CO2 molekülleri sodyum bikarbonat tabakasında çözüldüğü zaman, CO2 su ile reaksiyona girer. Karbonik asit oluşur ve sıvının pH’ı düşer. PCO2’de on kat yükselme, pH’ı bir ünite değerinde düşürür. Bu yüzden pH, PCO2’nin logaritmasının lineer fonksiyonudur.

Sodyum bikarbonat çözeltisinin oluşturduğu ince filmin pH’ı cam ve kalomel referans elektrot arasındaki potansiyel farkının ölçülmesiyle belirir (Şekil 2). Cam elektodun etrafı elekt-rolitle doldurulur ve kalomel referans elektrot da bu elektrolitle temas halindedir. Yalnızca cam elektrotun hassas bölgesindeki elektrolitin çok ince tabakası örnekteki CO2 ile dengeye gelir. Fil-min kenar tarafındaki diffüzyon ihmal edilebilir. CO2 elektrotunun cevap süresi 0,5-3 dakika ka-dardır. Cevap süresi çeşitli nedenlerle değişebilir. Teflon membranın kalınlığı en önemli etkendir.


II.3. pH Elektrotu

Kanın ve diğer sıvıların pH’nın ölçülmesi, pH elektrotu olarak şekillenmiş galvanik pilde ortaya çıkan potansiyelin okunmasıyla mümkündür. H+ iyonlarına karşı hassas bir kapiller camın her iki tarafına konulan elektrotlar arasında meydana gelen potansiyel farkı pH değeri olarak okunur (Şekil 3). Bu elektrotlar pH elektrotu ve pH referans elektrotu olarak isimlendirilir. Ka-piller tüp içerisine, önce pH değerleri bilinen iki tampon çözelti yerleştirilir. Her biri için ayrı kalibrasyon yapılır. Daha sonra temizlenen kapiller tüp içersine pH’ı bilinmeyen örnek konula-rak pH’ı okunur.

III. Yöntem ve Deneysel İşlemKan gazları ölçümü için kullanılan cihazlar teknolojik gelişmelere paralel olarak çok mü-

kemmel hale getirilmiştir. Kendi kendine kalibrasyonunu yapan ve ölçüme hazır hale gelen ci-hazlar mevcuttur. Ancak ne tür kan gazları ölçüm cihazı olursa olsun, sistem olarak birbirlerinin benzeridir.


III.1.Kalibrasyon işlemi

Aletin ölçüme hazır hale gelmesi için kalibrasyon işleminin yapılması gerekmektedir. Bu amaçla değişik gaz karışımları kullanılabilir. Gaz karışımı içersinde % ‘si bilinen gazın, PO2 ’sini bulmak isteniyorsa aşağıdaki denklem kullanılabilir:

PO2 (mmHg) = O2 gazının % ‘si x (Barometrik basınç-su buharı basıncı)/ 100

(37oC’da su buharı basıncı 47 mmHg’dır).

Aynı formülden, karışım içersinde % ‘si bilinen CO2 gazının, PCO2’sini bulmak için de ya-rarlanabiliriz.

Her kan gazı cihazında PO2, PCO2 ve pH elektrotları bir kapiller odaya bakmaktadır. Kapiller oda, hacmi oldukça azaltılmış olan, kan örneğinin ölçüm için konulduğu yerdir. Kapiller oda ve her üç elektrot su banyosu içindedir. Ölçümlerin yapıldığı sıcaklık, su banyosunun sıcaklığını değiştirerek ayarlanır. Genel olarak ölçümler 37oC’da yapılmaktadır.

Kan gazları aletlerinin kalibrasyonu, ölçüme hazır hale gelmesi, için aşağıdaki işlemler yapılır;

a) Su banyosunun sıcaklığı 37oC’a getirilir.

b)Oksijen ve karbondioksit elektrotlarının kalibrasyonu için O2 –CO2-N2 gaz karışımları kullanılır. Karışımdaki gazın bilinen konsantrasyonundan yukarıdaki formülle PO2 veya PCO2 de-ğerleri kolayca bulunur. Oksijen elektrotunun kalibrasyonunda ilk olarak kapiller odadan, yani elektrotların önünden sıfır gazı geçirilir. Bu ya saf azot ya da saf karbondioksittir. Elektrot kısa bir süre sonra dengeye geldiği zaman, oksijen elektrotunun sıfır göstermesi gerekir.

Göstermiyorsa sıfır ayar vidası yardımıyla okunan değer sıfıra getirilir. Daha sonra konsant-rasyonu bilinen ve yukarıda belirtilen formülle PO2’si hesaplanmış ikinci gaz geçirilir. Bir süre sonra elektrot bilinen değeri göstermelidir. Göstermiyorsa ilgili ayar vidasıyla ayarlanır. Böylece PO2 elektrotu ölçüme hazır demektir.

c) Karbondioksit elektrotunun kalibrasyonu da oksijen elektrotunun kalibrasyonuna benzer. Yani elektrotların baktığı kapiller odadan CO2 konsantrasyonları bilinen iki değişik gaz geçirilir. Her bir gazın kapiller örnek odasından geçmesi sırasında elektrot, bilinen değere göre ayarlanır. Sonuçta iki değeri bilen elektrot, PCO2’si bilinmeyen kan ile karşılaştığında PCO2 değerini oku-yabilecektir.

Not: Eğer PO2 elektrotunun kalibrasyonu sırasında, sıfır gazının geçirilmesinden sonra, ikinci gaz olarak geçirilen karışımın içinde CO2 gazı da varsa, o sırada buna göre PCO2 elektro-tunun birinci ayarını yapmak da mümkündür. Çünkü gaz karışımları aynı anda hem PCO2 hem de PO2 elektrotlarının önünden geçmektedir.

d) pH elektrotunun kalibrasyonunda pH’ı bilinen iki tampon çözelti kullanılır. Bunlardan biri pH1 = 6.84 (37oC’da) diğeri de pH2 = 7.38 (37oC’da) dir. Görüldüğü gibi bu değerler arter-yel kan pH değerlerine yakın olarak seçilmiş tamponlardır. Bu sıvılardan ilki geçirilir ve pH değerine göre elektrotun ilk ayarı yapılır. Kapiller oda yıkanıp kurutulduktan sonra (genellikle kurutma işi için kapiller odadan hava geçirilir), ikinci tampon çözelti yerleştirilir. Buna göre de ayarlandığında artık alet diğer elektrotları ile birlikte ölçüme hazır hale gelmiştir.

Tüm bu kalibrasyon işlemleri yeni kan gazı analizörlerinde ,belli bir prosedüre göre, otomatik olarak yapılmaktadır ; örneğin ABL 800 Kan Gazı Analizörü.Laboratuvarımızda her iki sistem de görülecektir.


Şekil 4. ABL 800 Kan Gazları Analizörü

III.2.Deneysel işlem

Alınacak kan örneğinin içinde hiç hava kalmamasına dikkat edilmelidir (Enjektörün iç yü-zeyi ince bir film şeklinde heparinlenmeli).

a) Her üç elektrotun bulunduğu kapiller odaya kan örneği konulur. Bu işlem sırasında ka-piller oda içersinde de hava kalmamasına dikkat edilmelidir. Bir süre sonra kan gazları ve H+ iyonlarının, elektrotlarla belli bir dengeye erişmesiyle PO2, PCO2 ve pH değerleri okunabilir.

b) Bu işlemlerden sonra kanın kapiller odada uzun süre bekletilmemesi gerekir. Yani hemen yıkanmalıdır. Vakum pompası çalıştırılır. Aynı anda kapiller odaya saf su girişi de sağlanmalıdır. Yıkama işlemi 2-3 defa tekrarlandıktan sonra, kuruması için vakum pompası su vermeden 1-2 dakika daha çalıştırılmalıdır. Geçen hava ile kapiller oda kurutulmuş olur.Bu işlem ABL 800 Kan Gazları Analizöründe otomatik olarak yapılır.

III.3.Asit-Baz Denge Parametrelerinin hesaplanması (Siggaard-Andersen No-mogramı’nın Kullanımı)

Kan gazları ölçümü ile bilinen PO2, PCO2 ve pH değerlerinden Akt.[HCO3-], Std.[HCO3

-], Total-CO2 ve Base Excess (BE) adı verilen asit-baz denge parametreleri ya bir bilgisayar ya da uygun bir nomogram yardımıyla saptanabilir.Genellikle kullanılan Siggaard-Andersen Nomog-ramı’dır (Şekil4). Bu hesaplamalar için sırasıyla aşağıdaki işlemler yapılır:

a) Bulunan arteryel PCO2 ve pH değerleri ilgili skalada işaretlenir.

b) Bu noktalardan geçen bir doğru çizilir. Bu doğrunun bikarbonat skalasını kestiği noktadan

Akt.[HCO3-], TCO2 skalasından da Total-CO2 değeri okunur.

c) Bu doğrunun Hb=9 mmol/L çizgisini kestiği nokta Base Excess’i (BE) verecektir.Normal hemoglobin(Hb) değeri 15 gr yaklaşık 9 mmol kadardır. Hemoglobin 15 gr olarak kabul edildi-ğinden bu çizgi kullanılır. Daha farklı bir değer için başka bir çizgi kullanılır.


d) B.E. değeri ile PCO2=40 mmHg noktası bir doğru ile birleştirilirse, bu doğrunun bikarbo-nat skalasını kestiği nokta ise Std.[HCO3

-]dur. Neden?

e) pH=pK+Log [HCO3-] / a.PCO2 (Henderson-Hasselbach Denklemi)

Bu denklemde a=0,0306 mmol/litre mmHg (37°C’de) ve pK=6,099 (pH=7,4 ve 37°C’de) alınarak PCO2 ve pH değerleri de yerine konulursa Akt.[HCO3

-] hesapla bulunabilir.

IV. Bulgular PaO2: mm Hg (torr)

PaCO2: mm Hg (torr)

pHa:

Act [HCO3]: mEq/L

TCO2: mmol/L

Std.[HCO3]: mEq/L

B.E.: mEq/L

V. Tartışma ve Sorular1) Enjektöre alınan arteriyel kan örneği içerisinde hiç hava kalmamasına dikkat edilmelidir.

Neden?

2) Kan örneği ölçüm yapılıncaya kadar su+buz içerisinde ya da buzdolabının buzluk hariç diğer kısımlarında tutulmalıdır. Sebebini belirtiniz.

3) Henderson-Hasselbach denklemi yardımı ile hesaplanan bikarbonat konsantrasyonunu nomogram ile saptanan bikarbonat konsantrasyonu ile karşılaştırınız. Farklı olması gerekir mi?


Şekil 4. Siggaard-Andersen Nomogramı


Deney: S 2EKSPİRASYON VE İNSPİRASYON GAZ ÖRNEKLERİNDEO2, CO2 ve N2 KONSANTRASYONLARININ SAPTANMASI

a) Solunum Bölümü Tayinib) Metabolizma Ölçümü

I.Araç ve Gereç•Gallenkamp-Lloyd gaz analiz aleti•Orsat Gaz Analiz Aleti•Polietilen örnek torbaları•Burun kıskacı•Gaz saati •Kronometre

II. Genel Bilgi ve AmaçGallenkamp-Lloyd Gaz Analiz Aleti ve Orsat Gaz Analiz Aleti havada ve solunum

gazlarında O2 ve CO2 gazlarını total hacmin % 0.02 hata sınırları içinde saptanmasını sağlar. Aletlerinin çalışma prensibi, O2 ve CO2 gazlarının belli çözeltilerde absorbe ettirilerek ölçülmesi prensibine dayanır.

Şekil 1. Gallenkamp-Lloyd Gaz Analiz Aygıtı


M= 5 yollu musluk C1,C2 =Yarı sature KOH ve pirogallol hazneleri. K, P = CO2 ve O2 absorbsiyon boruları H= Cıva haznesi R= Destek bağıntıları Ç = Çıkış borusu G = Örnek

giriş borusu C.S = Cam silindir B = Büret S = Arka musluk

Şekil 2. Gallenkamp-Orsat Gaz Analizörü

Aletler tahta bir muhafaza içine yerleştirilmişlerdir. Gallenkamp-Lloyd Gaz Analiz Aletinin sağ ve solunda (U) şeklinde kıvrık boruların üzerlerinde birer hazne veya rezervuar bulunmakta-dır. İkisinin ortasında dereceli bir tüp (büret) vardır. Büretin açık olan alt ucu sert bir plastik boru ile civa rezervuarına bağlanmıştır. İki yandaki hazneler ve ortadaki büret beş yollu bir musluğa açılır. Alet musluk seviyesine kadar içi su dolu cam bir silindirin içine yerleştirilmiştir. Sağ re-zervuara 24 ml pirogallol, soldakine ise 24 ml yarı doymuş potasyum hidroksit (KOH) çözeltisi konmuştur. Her iki çözeltinin üzeri (arka haznelerde) 12’şer ml sıvı parafin ile örtülmüştür. Civa rezervuarına da 30 ml temiz, kuru civa konmuştur. Pirogallol çözeltisi O2’yi absorbe eder, KOH çözeltisi ise CO2’yi absorbe eder. Ancak pirogallol çözeltisi hazırlanırken içine bir miktar doy-muş KOH çözeltisi konduğundan dolayı CO2’ yi de absorbe etme yeteneğindedir. Dolayısıyla alınan örneğin ölçümü öncelikle KOH üzerinden başlatılmalıdır. Yalnızca içinde CO2 olmadığı bilinen örnekler direkt olarak pirogallolden başlatılır. Gallenkamp-Orsat Gaz Analizöründe de


gene yarı doymuş potasyum hidroksit (KOH) çözeltisi ile pirogallol çözeltisi kullanılır.Bunlar sırasıyla benzer şekilde CO2 ve O2’nin absorbe ederler ve bu yolla yüzdeleri hakkında bilgiler elde edilir.

III.Yöntem ve Deneysel İşlemIII.1. Gallenkamp-Lloyd Gaz Analiz Aleti Uygulama Yönergesi

Her 25-30 ölçüm işleminden sonra alet içindeki çözeltilerin değiştirilmesi gerekmektedir. Bunun sebebi ise; bu çözeltilerin 25-30 ölçümden sonra doymuş hale gelmeleri ve ölçüm işle-minde yetersiz kalmalarından dolayıdır.Alette %O2 ve %CO2 değerleri saptandıktan sonra % N2, O2 ve CO2 toplamının 100’den çıkarılması yoluyla matematik olarak bulunur. Örnek almaya hazır hale getirilmesi için alet önce atmosfer havası ile kalibrasyonu yapılır. Bu işlem için şu sıra takip edilir:

a) Civa üzerindeki hava, ana musluk dışa bağlanıp, civa rezervuarı yavaş yavaş yukarı kaldırılarak dışarıya çıkarılır.

b) Rezervuar aşağı indirilerek yaklaşık 10 ml hava alınır.c) Musluk KOH’e bağlanır.d) Seviye ayarlanır (referans çizgisine göre).e) Musluk pirogallole bağlanır.f) Seviye ayarlanır (referans çizgisine göre).g) Arka kapak kapanır.h) Musluk KOH’e bağlanır, seviye ayarlanır ve hacim okunur (V1).ı) Civa rezervuarı yükseltilip indirilerek hava 3 defa absorbe ettirilir.i) Civa seviyesi okunur.j) Civa rezervuarı yükseltilip indirilerek hava 3 defa absorbe ettirilir k)Civa seviyesi okunur.l) Civa seviyesi değişmeyene kadar cıva rezervuarı yükseltilip indirilerek hava 3 defa ab-

sorbe ettirilir m) Cıva seviyesi okunur (V2) n) Musluk pirogallole bağlanır, cıva seviyesi okunmaz.o) Civa rezervuarı yükseltilip-indirilerek hava 3 defa absorbe ettirilir.p) Civa seviyesi okunur.r) Civa seviyesi değişmeyene kadar cıva rezervuarı yükseltilip indirilerek hava 3 defa ab-

sorbe ettirilir s) Civa seviyesi okunur.t) KOH’e bağlanır 2 defa absorbe ettirilir, seviye okunmaz.u) Pirogalole bağlanır 5 defa absorbe ettirilir, seviye ayarlanır ve okunur( V3) .III. 2. Gallenkamp-Orsat Gaz Analiz Aleti Uygulama Yönergesi

Yukarıda ifade edildiği gibi bu cihazda da aynı çözeltiler kullanılır ve benzer işlemler yapılır.

a) Uygun absorbanslarla absorbsiyon boruları doldurulur.


b) Su rezervuarı yeterli sıvı ile doldurulurc) Su rezervuarı’daki sıvı istenirse organik boya ile renklendirilir.d) Su rezervuarı analizörün tepesine kaldırılır.e) Monifoldun sonundaki üç yollu musluk açılır ve rezervuardaki sıvının dereceli bürete

dolması sağlanır.f) Üç yollu musluk düşey konuma getirilerek havanın kauçuk bir pompa yardımıyla bağlan-

tı borusundan uzaklaştırılması sağlanır.g) Üç yollu musluk uygun konuma getirilerek su rezervuarındaki sıvının derceli büretin en

düşük düzeyine (0) ininceye kadar alçaltmak suretiyle büret içine örmek gazı çekilir.h) Büretteki sıvı şişedeki sıvı ile aynı olacak şekilde su rezervuarına su eklenir ya da çı-

karılır.ı) Bileşikler birer birer absorbsiyon işlemine tabi tutulur. (su rezervuarını aşağı yukarı kal-

dırmak ve indirmek sureti ile) Bu işleme genellikle CO2 ile başlanır.i) KOH içeren absorpsiyon borusuna büreti bağlayan anahtarı aç ve su rezervuarının sevi-

yesini yükseltilir. Rezervuarı tekrar aşağı indirilir ve gazın (havanın) büret içerisine girmesini sağlanır.

j) Su rezervuarını aşağı doğru indirirken KOH borusundaki işaretli noktaya kadar KOH’in yükselmesini sağlar. Absorpsiyon işlemi tamamlanıncaya kadar bu işleme devam edilir.

k) Dereceli büretteki rakam okunup kaydedilir. Benzer şekilde O2 de ölçülerek kaydedilir.

Hesaplama işlemleri:

CO2 için ilk seviye : V1

Son seviye : V 2

V1 – V2 =% CO2 miktarı (ml).V1’ de V1 – V2 kadar CO2 olursa, 100.(V1 – V2)X =------------------------ =% CO2 miktarı. V1

02 için ilk seviye : V2 son seviye: V3

V2 – V3 = O2 miktarı (ml)V1’de V2- V3 kadar % O2 olursa ; 100.(V2- V3)X =---------------------------- = %02 miktarı V1

N2 için : 100 – (% 02 + % CO2) = % N2 bulunur.Buraya kadar yapılmış işlemler bize aletin kalibrasyonunu ve bu arada da atmosfer hava-

sının % O2, CO2 ve N2 değerlerini vermektedir. Bundan sonra örnek gazın (bilinmeyen gazın) test işlemine geçilir.


Tablo 1. cm. cinsinden boy (I) ve kg. cinsinden ağırlığa (II) göre m2 cinsinden vücut yü-zeyinin (III) saptanmasında kullanılan nomogram. Uygulamada kişinin boy ve ağırlığına uyan değerler üzerine bir cetvel konur ve ortadaki sütunda m2 cinsinden vücut yüzeyi değeri okunur.

Tablo 2. Ölçülen gaz hacimlerini standart koşullara (0oC, 760 mm. Hg ve kuru) çevirmek için kullanılan düzeltme katsayıları. Saptanan değer STPD ( STPD: Standart Temperature Pres-sure Dry ) olarak belirlenir.


III. 3. Örnek gazın test işlemi Aşağıdaki işlemler Gallenkamp-Orsat Gaz Analiz Aletinde (Şekil 2) uygulanacaktır.

a) Örnek gaz alınır, KOH’e bağlanır, seviye ayarlanıp okunur (V1 = 9.85 ml)

b) KOH’e 5 defa absorbe ettirilir seviye okunur (9,85 ml)

c) KOH’e 5 defa daha absorbe ettirilir. Seviye ayarlanıp okunur. (V2 = 9.85 ml) (hacim aynı, CO2 değeri sıfır)

d) Musluk pirogallole bağlanır. Seviye okunur (9.85 ml)

e) Pirogallole 10 defa absorbe ettirilir, seviye okunur (9.035 ml)

f) Pirogallole 10 defa absorbe ettirilir, seviye okunur (9.02 ml)

g) KOH bağlanır, 2 defa absorbe ettirilir, seviye okunmaz

h) Pirogallole bağlanır, 10 defa absorbe ettirilir, seviye okunur (9.01 ml)

i) Pirogallole bağlanır, 10 defa absorbe ettirilir, seviye okunur (9.01 ml)

j) İki kere aynı değer bulunduğunda işlem bitmiştir.

Hesaplama yönergesi:

CO2 için V1 = 9.85

V2 = 9.8

V1 –V2 = Fark yok (CO2 miktarı sıfır)

O2 için V2 = 9.85

V3 = 9.01

V2 –V3 = 0,84 ml.

9,85 ml 0,84 ml 02

100 ml X

100 . 0,84

X = ------------------ = 8,27 % .02 elde edilir.

9,85

% N2 için : 100-8,27 = 91,83 bulunur.

Bulunan her bir gazın % değerinden parsiyel basıncı hesaplamak için ise aşağıdaki formül kullanılır:

Gazın % değeri x (Barometrik basınç – Su buharı basıncı )

Px =-----------------------------------------------------------------------------

100


Örnek:

% O2 = 8,27

Barometrik basınç = 760 Torr

Su buharı basıncı = 370C’de 47 Torr

PO2 = 8,27. (760,47) / 100 = 58,9 Torr olarak bulunur.

R.Q. 0.68 0.70 0.72 0.74 0.76 0.78 0.80 0.82 0.84 0.86 0.88 0.90 0.92 0.94 0.96 0.98 1.00

Kal. 4.65 4.68 4.70 4.73 4.75 4.78 4.80 4.82 4.85 4.87 4.90 4.92 4.95 4.97 5.00 5.02 5.05

Tablo 3. Değişik solunum bölümlerine uyan 1 litre oksijenin ısı eşdeğerleri.

III. 4. Solunum Bölümü’nün (RQ: Respiratory Quotient) tayini

Deneğin sırtına takılan polietilenden yapılmış yaklaşık 100 litre hacimli Douglas torbasına ekspirasyon gazı toplanır. Bunun için ekspirasyon-inspirasyon ventilinin ucu ağıza yerleştirilir ve burun, bir kıskaç ile kapatılır. Ventilin ekspirasyon ucu Douglas torbasına bağlanır. İnspiras-yon ucu ise atmosfer havasına açık bırakılır. Böylece denek, deney süresinde atmosfer havasını inspire edip, ekspirasyon havasının torbaya toplanmasını sağlar. Bu işleme belli bir süre devam edilir. Deney sonunda, örmek torbalarından birisine atmosfer havası, diğerine de Douglas torba-sından ekspirasyon gazı doldurulur. Douglas torbasında toplanan hava hacmi bir gaz saatinden geçirilerek toplam hacim ölçülür. Bu ölçülen hacim vücut ısısında, ortam basıncında, su buharı ile doymuş gaz hacmini (BTPS: Body Temperature Pressure Saturated ) belirtir. Bu hacmin standart koşullara ( STPD: Standart Temperature Pressure Dry ) 0 oC, 760 Torr ve kuru gaz hac-mine indirgenmesi gerekir. Bunun için ya uygun düzeltme katsayısı (Tablo 1) ile çarpılarak veya aşağıdaki formülden hesaplanması gerekmektedir.

Vo = VT (P-b) 273 / 760 T

Vt=ölçümün yapıldığı ortam koşullarındaki hacim

P=ortam barometrik basıncı

b=ortamdaki su buharı basıncı

T=mutlak ısı (273+t)

t=ortam ısısı

Örnek torbalarındaki atmosfer havası ve ekspirasyon havası O2, CO2 ve N2 konsantrasyon-ları Lloyd gaz analiz aleti ile tayin edilir.İnspirasyonla alınan O2’nin bir kısmından CO2 oluşur-ken, bir kısmının da hidrojen ile birleşmesi sonucu H2O meydana gelir. Ayrıca alınan O2’nin bir kısmı organizmada başka yollarla da kullanılır. Nitekim harcanan O2’nin tümü ekspirasyon havasında CO2 şeklinde belirmediğinden azot yüzdesinde bir farklılık oluşur. Halbuki N2 gazının % değerinin eşit olması gerekir. Bu eşitliği sağlamak için N2 düzeltme formülü kullanılır.


N2 düzeltme formülü: % eksp. N2 değeri% insp.02 değeri x ------------------------------ = yeni % insp. 02

% insp. N2 değeri değeri.

Bulunan yeni % insp. 02 değeri esas alınarak diğer hesaplamalar yapılmalıdır.

Tüketilen O2 STPDYeni % 02 değeri - % eksp. 02 değeri x Vo hacmi...............=02 ml.100 (Bir dakika için)

Çıkarılan CO2 STPD% eksp. CO2 değeri - % insp. CO2 değeri x Vo hacmi................= CO2 ml. 100 ( Bir dakika için)

Çıkarılan CO2R.Q. (Solunum Bölümü ) = ------------------------ Tüketilen 02

Bulunan R.Q. değerine uyan bir litre O2’nin yanmasıyla elde edilen kalorik veya ısı eşdeğeri Tablo 2’den bulunur.Bu değerin deney süresince kullanılan O2 miktarı ile çarpılmasıyla, kişinin enerji tüketimi veya metabolizma değeri bulunurb Standart birimlere çevrilmesi için deneğin boy ve ağırlığından ( Tablo 3 ) vücut yüzeyi hesaplanır ve bulunan metabolizma değeri bu değere bölünerek sonuç ( Cal/m2/sa) saatte, birim m2 başına düşen kalori cinsinden hesaplanmış olur. Bu yöntemle bulunan metabolizma değeri açık sistem prensibine dayanan metabolizma ölçümüdür


Örnek

Süre: 10 dak(Hava hacmi toplama süresi)

Denek: 60 kg,165 cm ve 1,64m2 vücut yüzeyi

Toplam hava hacmi: Vt = 70 lt (B.T.P.S)

Sıcaklık: t= 200C Su Buharı Basıncı(SBB)= 751,5 torr

S.B.B.200C ------------- 17,5 torr 751,5-------17,5= 734 torr.

(p-b) .273 S T P DVo = Vt ---------------------- = 70. 0,9= 62,95 lt (10’) 760. (273+20) = 6,295 lt ( 1’) = 6,295.1000 = 6295 ml.

% İnsp. Hv % Eksp. Hv. N2 Düzeltme CO2 = 0,04 3,50 79,60O2 = 20,93 16,90 20,93 .---------=21,09 02 değeri. 79,03N2 = 79,03 79,60 O2 Tüketimi: 21,09 – 16,90 . 6295 =264 ml (1’) 100CO2 Çıkarılması: 3,5 – 0,04 . 6295 = 218 ml (1’) 100

CO2 218R.Q = ---------- = ----------- = 0,82 0,82 ------4,825 cal. 02 264 (Kalorik eşdeğer)

2644,825. --------- = 1,27 cal (1’) = 60. 1,27 = 76,2 cal (60’) 1000 = 1,27.10 = 12,7 cal (Deney süresince) = 76,2: 1,64 = 46,4 cal/m2 /sa.

IV. Bulgular

V. Tartışma ve Sorular1) İnspirasyon havası bileşimindeki gazların normal değerlerini ve ekspirasyon havası isti-

rahat değerlerini söyleyiniz.2) Egzersizde ekspirasyon havası bileşiminin ne yönde değiştiği ve bu değerlerin mini-

mum-maksimum değerlerinizi veriniz.3) Lloyd gaz analiz aletinin su banyosunun ısısını ve ne işe yaradığını söyleyiniz.4) Normal bir kişinin kalori gereksinimi ve egzersizdeki değişimini irdeleyiniz.5) Kalori harcanmasının beslenme ile ilgisi var mı? Var ise açıklayınız.


Deney: R 2NÜKLEER RADYASYONLARIN ABSORPSİYONU

a) Gamma Radyasyonun Çeşitli Dokularda Absorpsiyonub) Yarıdeğer Kalınlığının Saptanması

I. Araç ve Gereç• Radyoaktif kaynak; İyot-131(I-131), E=364 kev, T1/2=8.05 gün;• Sezyum-137(CS-137),E=662 kev, T1/2=30 yıl, vb.• Çeşitli absorblayıcı örnekler• Cansız maddeler: Cu, Zn, Pb, gibi çeşitli kalınlıkta (1-2 mm) plaklar.•Canlı orijinli maddeler: Plazma, kan (beher içinde) çeşitli kalınlıkta kesilmiş doku (karaciğer, beyin dokusu) örnekleri.• Yarı-logaritmik grafik kağıdı.

II.Genel Bilgi ve AmaçBir radyoaktif maddeden salınan gamma ışınlarının geçtiği ortam içersinde, ortamın atom-

larıyla karşılıklı etkileşmesi (fotoelektrik olay, “compton” olayı ve çift oluşumu) sonucu ışınım-lar ortam tarafından absorblanarak şiddeti azaltılır.

1.Fotoelektrik olay sonucu absorpsiyon : Bu olayda meydana gelen fotonun bütün h ener-jisi bir bağlı elektrona verilir ve bu elektron atomdan T=hf-w kinetik enerjisi ile çıkar(w=bağ enerjisi). Bu elektron soğurucundan fırlatılabilir veya soğurucu yeteri kadar ince değilse, elekt-ronun katı içindeki ulaşım mesafesinin kısalığı nedeniyle tekrar soğurulur.

Şekil1. Foton ile uyarılan maddenin elektronlarının saçılması Fotoelektrik Olay olarak bilinmektedir.2.”Compton” olayı sonucu absorpsiyon: Radyasyon enerjisi arttıkça kaynaktan gelen

radyasyon demetindeki fotonların absorbsiyonunda esas etken “compton” olayıdır. “Compton” olayında gelen foton atomik elektronlardan biriyle diffüzyona uğrar. Böylece elektron atomdan ayrılır. Foton ilk doğrultusuna göre bir açı ile sapar ve bir kısım enerjisini elektrona verdiğinden enerjisi azalmış olur. Bu olay sonucu foton, kaynaktan gelen foton enerjisi atomik elektron-ların bağlanma enerjisinden çok büyük olduğundan, bu işleme başlangıçta sükunette bulunan bir elektronun fotonu diffüzyona uğrattığı gibi bakılabilir. Atomdaki her elektron kendi başına diffüzyon oluşturduğundan atom başına “compton” absorbsiyon katsayısı Z atom numarası ile orantılıdır.


Foton enerjisindeki kayıp =elektron enerjisindeki kazançhf ▬ hf′ = KEÇarpışmadan sonraki elektron enerjisi KE ise, burada enerjinin korunumu yasası geçerlidir.

foton saçılması

Şekil 2. Compton olayının şematik gösterimi

3.Çift oluşum sonucu absorpsiyon: Yeterli derecede büyük enerjilerde fotoelektrik olay ve “Compton” olayı yerini Çift oluşuma bırakır. Çift oluşumda çekirdeğin “ coulomb” alanında, yeterli enejiye sahip bir ışını kaybolur ve bir elektron ve pozitron meydana gelir. Bu çiftin toplam enerjisi gelen fotonun h enerjisine eşittir.Kurşun için 5 MeV den büyük foton enerjilerinde çift oluşumu olasılığı “compton” olayından daha büyüktür. Çift oluşumunda absorbsiyon katsayısı Z atom numarası ve enerjiye tabi oluş nedeniyle, yüksek enerjiye sahip ve ağır elementler için önemlidir.

4. Gama Işınımlarının Absorpsiyonu :Işınım demetiyle; ışınları ölçmekte kullanılan de-tektör arasına konulan bir maddeden geçen ışınım şiddeti ve dolayısıyla maddede absorplanan (soğurulan) ışınım şiddeti aşağıdaki eksponansiyel yasa (BEER) ile tanımlanır :

I = Io e-mx

Io = Demetin yolu üzerinde absorplayıcı yokken detektörde ölçülen ışınım şiddeti.

I = X kalınlığındaki absorplayıcı materyalden geçen ışınım şiddeti.

X = absorplayıcı kalınlığı (cm).

m = toplam lineer absorpsiyon katsayısı (cm-1) (birim absorblayıcı kalınlığı için demet şid-detindeki fraksiyonel azalma).

Işınım şiddetini yarıya indiren absorplayıcı kalınlığına “ yarı değer kalınlığı” Half Value Thickness (HVT) adı verilir ; (1) nolu absorpsiyon denkleminde I = Io/2 konularak bulunur:

HVT = X ½ = 0.693/m (cm) dir.

Radyasyonun biyolojik etkilerinden korunmak için şiddetini belli bir değere indirmek gere-kir, korunulacak ışınımın enerjisi ve şiddeti biliniyorsa, o radyonüklide ait sayım- kalınlık gra-fiğinden yarıdeğer kalınlığı bulunarak bu ışınlardan korunmak için ne kalınlıkta bir engelleme gerektiği hesaplanabilir.

Radyasyondan korunmada genellikle radyasyon şiddetini on kez azaltmak yeterli görülür. Bunun hesabı için:


X1/10 = Tenth-Value-Thickness (TVT) = 2,3/m (cm) bağıntısı kullanılır.Lineer absorpsiyon katsayısının absorplayıcının yoğunluğuna oranı kütle absorbsiyon kat-

sayısını verir:mm = m/r (cm2/gr) Buna göre absorpsiyon bağıntısı:I = Io e

-(m/r).r x şeklinde yazılabilir.Buradaki r.x çarpımına “birim alan kütlesi” ya da “yüzey yoğunluğu”adı verilir. Birimi gr/

cm2 dir.Örnek: I-131 radyoizotopunun 360 kev enerjili gamma ışınımı şiddetini 1 cm kalınlığındaki

kurşun levha kaç kez azaltacaktır. Kurşunun yoğunluğu; r = 11.3 gr/cm3;mm = 0.25 cm2/gr dir.Lineer absorpsiyon katsayısı.m = mm r = 11.3 x 0.25 = 2.8 cm-1

Yarı değer kalınlığı (HVT), X1/2 =0.693/m =0.693/2.8 =0.25 cm.Yarı değer kalınlığı birimiyle 1 cm kurşun 1/0.25 = 4 yarı değer kalınlığıIşınım şiddetini azaltma faktörü = (1/2)4 = 1/16 dır.Böylece 1 cm’ lik kurşun, ışınım şiddetini 16 kez azaltacaktır.“Compton” saçılma olasılığının daha önemli olduğu gamma ışınımı enerjilerinden (yakla-

şık 100 kev-2000 kev) hafif elementlerden oluşan materyallerin (kas, yağ ve kemik dokusu ve su gibi) effektif lineer absorpsiyon katsayıları yoğunluklarıyla orantılıdır. Başka bir deyimle, m/r = mm yaklaşık olarak sabittir. Yani, belirli enerjili gamma ışınımı şiddetini belirli bir oranda sabit-tir. Yani, belirli enerjili gamma ışınımı şiddetini belirli bir oranda azaltmak için gerekli olan (ha-fif elementlerden oluşan) çeşitli madde ağırlıkları aynıdır. Fakat daha yüksek yoğunluklu madde için hacim ve dolayısıyla kalınlık, daha küçük yoğunluklu madde halindekinden daha azdır.

Absorbsiyon katsayısının değeri absorban maddenin doğasına ve radyasyonun enerjisine bağlıdır. Bir element için enerji büyüdükçe absorbsiyon katsayısı küçülür.

I-131(364 kev);Pb için m = 2.761 cm-1

Co-60(1.17-1.3 Mev); Pb için m = 0.6447 cm-1

(2) nolu formülün bir uygulaması olmak üzere absorbanın yüzey yoğunluğuna göre ışınım şiddetindeki azalma oranının logaritması (log I/Io)nın değişimi incelenirse (grafiksel), yüzey yo-ğunluğu aynı olan (aynı gr/cm2 kalınlığındaki) cisimlerin cinsi ne olursa olsun hemen hemen aynı absorbsiyonu yaptığı gözlenir. Önemli olan o absorblayıcı levhaların 1 cm2 lik yüzeyine isabet eden kütlesidir.

Bu nedenle materyalin (absorbanın) kalınlığını kullanmak yerine, pratikte onun 1 cm2 sinin kütlesini kullanmak daha uygundur. Örneğin; 30.5 gr/cm2 kurşun ve alüminyumun belli enerjili gamma ışınımlarını absorbsiyonları aynıdır. Oysa 30.5 gr/cm kurşun ve 11.3 cm alüminyum kalınlığıdır.

Önemli Not: Bu deneyde radyoaktif maddelerle çalışmakta olduğunuzu akılda tutarak ha-reket ediniz. Çevrenizi ve kendinizi kontamine etmekten kaçınız. Kaza sonucu kontaminasyon olursa derhal asistana haber veriniz.


III. Yöntem ve Deneysel İşlem III.1. Sintilasyon Sayıcısının kalibrasyonua)Dedektör, analizörün uygun girişine (sintilasyon veya GM) takılarak, sayıcı sistemi oluş-

turunuz.b) Radyoaktif kaynağı dedektörün ekseni doğrultusunda yerleştiriniz.

c) Sayıcı sistemi optimum çalışma voltajına ayarlayınız.Dikkat: Aletin “sıfır”da “power” düğmesini “on” veya “off” durumuna getirmeden önce,

mutlaka “H.V.adj” düğmesini “sıfır” konumuna getirin.Bu işlemi voltaj ibresini yavaş yavaş azaltarak yapmaya özen gösterin.

d) Sintilasyon sayıcısı kullanılırken Df/Int düğmesi “Int” konumuna getiriniz ve “baseline” düğmesini kaynak enejisinin % 10-20 sine ayarlayınız.

e) “Back-ground” sayımı ve kaynaktan alınan sayımları tespit edilen süre içinde ölçünüz. (Net sayım elde etmek için her sayımdan “BG” Back-ground değeri çıkarılmalıdır.)

f) Dedektörle kaynak arasına farklı absorban plakalar yerleştirilerek yeni sayımları yapınız ve sayımların değişip değişmediğini kaydediniz.

g) Kaynağın pozisyonunu çeşitli yönlerde değiştirerek sayımlar yapınız. Sayımlar arasında farkları kaydediniz.

III.2. Deneysel işlemler a, b, c, d ve e maddeleri III. 1’ deki gibidir.f) Radyasyon kaynağının geometresini araya absorban maddeler girebilecek şekilde ayar-

layarak sabit bir nokta tespit ediniz. Yapacağınız tüm sayımları kaynağın yerini değiştirmeden gerçekleştiriniz.

g) Absorblayıcı levhaları kaynak ve dedektör arasına teker teker yerleştirerek, her seferinde elde ettiğiniz sayımları kaydediniz.

III.3. Grafik yardımıyla HVT’nin saptanmasıa) Bu işlemi farklı absorban maddelerle tekrarlayınız.b) Yarı logaritmik grafik kağıdına absorban kalınlıklarının (veya yüzey yoğunluklarının)

fonksiyonu olarak sayımların (veya sayım oranlarının yani I/Io) değişimini kullanılan her absorb-layıcı madde için ayrı ayrı çizin.

Not: Io = Dedektör ile kaynak arasında absorban madde yokken elde edilen net sayım değeridir.

III.4. Gerçek sayımın hesaplanmasıa,b,c,d maddeleri III. I. ve III. II. ile aynıdır.e) Back-ground sayımını kaydediniz.f) Farklı mesafelerden sayımlar alarak ters kareler yasasının gerçekliğini ve (N) gerçek

sayımı hesaplayınız.g) Radyoaktif kaynaktan yayınlanan radyasyonun şiddetini % 10’a indiren mesafeyi dene-

yerek bulunuz.


IV. Bulgular

V. Tartışma ve Sorular1) Kaynağın dedektöre uzaklığının değişmesi ve sayım duyarlığı arasında nasıl bir bağıntı

elde ettiniz?

2) Absorban maddeler sayımları ne yönde etkiliyor?

3) Grafiği kullanarak aşağıdakileri hesaplayınız.

a) Her absorblayıcı maddenin effektif lineer absorbsiyon katsayılarını (m)

b)Yarıdeğer (HVT) kalınlıklarını (cm) ve kütle absorbsiyon katsayısını (mm) gr/cm2 olarak hesaplayınız.

c)Dokular ve metallerin HVT değerlerini karşılaştırınız.

4) Farklı mesafeden elde ettiğiniz sonuçlarla ters kareler yasasının geçerliliğini kanıtlayınız.

Nd = N/d2

N= gerçek sayım (dedektör yüzeyinde)

Nd = d mesafesinde ölçülen sayım

d= kaynak ve dedektör arası mesafe değer

5) 10. değer kalınlığının (TVT) pratik önemi nedir?

6) Belli enerjili radyasyonun absorbsiyonunda rol oynayan dokuya bağlı faktörleri tartışı-nız.

7) Radyasyon absorbsiyonu ve saçılması olaylarının Radyoloji, Nükleer Tıp (Sintigrafi, görüntüleme) ve Radyoterapi uygulamalarındaki yerini ve önemini tartışınız.


Yarılogaritmik Grafik KağıdıYatay Eksen: Doğrusal, 10mmDikey Eksen: Logaritmik, 5 döngü


Yarılogaritmik G

rafik Kağıdı

Yatay Eksen: Logaritm

ik, 4 Döngü

Dikey Eksen:

Doğrusal, 5m

m


Deney: R 4GEİGER-MÜLLER SAYICI SİSTEMİNDE PLATO VE ÖLÜ ZAMANIN

SAPTANMASIa) Plato ve Optimum Çalışma Voltajı Tayini

b) Ölü Zaman Tayini

c) Ters Kare İlkesi

I. Araç ve Gereç• Geiger-Müller Sayım cihazı

• Birbirine yakın impuls sayısı veren iki farklı radyoaktif kaynak

• Milimetrik kağıt

• Kronometre

II. Genel Bilgi ve AmaçRadyasyon korunması açısından, radyoaktif maddelerden yayınlanan radyasyon miktarı-

nın ölçümünde, taşınma kolaylığı nedeniyle daha çok Geiger-Müller sayıcıları kullanılmaktadır. Radyoaktif maddelerin tıpta kullanıma girmesiyle birlikte bu tür sayıcıların çalışma prensipleri-nin bilinmesi ve kullanımının kavranması, bilinçli çalışma bakımından önem kazanmıştır.

Geiger-Müller (G –M) sayıcıları, belirli ölçü sınırları içinde kalmak şartıyla alfa, beta, gam-ma ışınımlarının sayımında kullanılabildiği ve yüksek kazançlı amlifikatörler gerektirmediği için ışınım dedektörleri arasında halen en çok kullanılan sayıcılardır. Mekanik yapısı bakımın-dan orantılı sayıcılara benzemekle birlikte sayıcıya doldurulmuş olan gazın yapısı ve basıncı bakımından farklıdır. Bu özelliği nedeniyle, G-M sayıcılarında çok yüksek çalışma voltajı uygu-lama zorunluluğu yoktur.

II.1. Geiger- Müller Tüpünün Yapısı

G.M. tüpü genellikle metal veya cam bir muhafazadan yapılmış içi iletken bir madde ile kaplanmış bir silindirden oluşur.


Şekil 1. Geiger-Müller tüpünün yapısı

Şekil 2. Geiger-Müller tüpü

İnce bir tel silindirin ekseni boyunca gerilmiştir. Buradaki muhafaza katot ve tel de anot-tur. Katot silindiri herhangi bir metalden yapılmıştır. Bakır, demir, alüminyum, pirinç, nikel, gümüş yaygın olarak kullanılan metallerdir. Anot telleri ise genellikle demir veya tungstenden yapılmaktadır. Arada kalan boşluk, kolay iyonize olan bir gaz veya gaz karışımı ile birlikte az miktarda bir söndürme (quenching) buharıyla doldurulmuştur. Bu amaçla organik bir buhar veya çoğu zaman olduğu gibi bir halojen buharı kullanılır(Şekil 1 ve 2).

II.2. Geiger-Müller Tüpünün çalışma prensibi

İçi gaz ile dolu bir tüpten, iyonlayıcı bir radyasyonun geçişi sırasında serbest kalan bir elektronu göz önüne alalım. Katot ile anot arasında mevcut elektrik alanının etkisiyle bu elekt-ron merkezi tele, yani anoda doğru hareket eder ve yolu boyunca ortamdaki gaz molekülleriyle sayısız çarpışmalar yapar. Bu elektron anodu iyice yaklaştığında (0.3-0.5 mm kadar) ikinci bir iyonizasyon için yeterli enerjiyi kazanmış olur. Serbest kalan elektron sayısının giderek artması ve herbirinin iyonizasyon neden olmasıyla çok kısa sürede bile elektron çığı oluşur. Tel üzerinde yeterli miktarda yük toplanınca bir direnç üzerinden boşalarak negatif bir voltaj pulsu oluşur ve bu puls sayıcının bağlandığı sayma cihazında sayım olarak ekranda görülür.

Yüklü tanecik gaz ortamdan geçişi sırasında gaz atomlarını iyonize eder. Oluşan elektronla-rın, yolları üzerindeki nötral moleküller ile yeniden birleşmelerini engellemek için bir minimum voltaj gerekir. Voltaj yükseltildiği zaman iyonlar iki elektrot arasındaki elektrik alan vasıtasıyla


ivmelendirilirler, diğer atom ve moleküller ile çarpışana kadar artan bir hız kazanırlar ve diğer atom ve molekülleri iyonize ederler. Bu olay taneciklerin çarpması ile üretilen primer iyonlara nazaran çok daha fazla iyonun elektrotlarda toplanmasına neden olur.

Şekil 3’de bir gaz dedektöründe; uygulanan voltaja bağımlı olarak iyonizasyon akımındaki (Puls dalga yüksekliği) artışı görülmektedir.I. bölgede (O-V0 volt) meydana gelen elektronların bir kısmı elektrotlara ulaşırlar ve diğer bir kısmı tekrar birleşerek kaybolurlar. Voltaj arttıkça elektronlar daha hızlı olark anoda doğru yol alırlar, ancak az bir kısmı rekombinasyon (yeniden birleşme) olayı ile kayba uğrarlar. II. bölgede (V0-V1) hemen hemen bütün elektronlar anoda ulaşırlar. Rekombinasyon olayı meydana gelmez. Bu nedenle bu bölgede bir satürasyon (doyma) olayı meydana gelir. II. bölgeden III. Bölgeye (V1-V2) geçirildiği zaman çarpışmalardan dolayı yeni iyonizasyon olayları meydana gelir. Bu nedenle iyonizasyonda bir artış gözlenir. Uygula-nan votaj arttıkça, bu artışa paralel olarak artan akım pulsları, yüklü taneciklerin çarpışması ile meydana gelen primer iyonizasyon ile orantılıdır ve bu bölgeye orantılı sayıcı bölgesi adı veri-lir. IV. bölgede (V2-V3) toplanan iyonizasyon primer iyonizasyondan bağımsızlaşmaya başlar. Bu bölgeye orantısız sayıcı bölgesi (nonproporsiyonel) adı verilir. V. bölgede (V3-V4) sekonder iyonizasyon primer iyonizasyondan tamamen bağımsızdır. İyonlar G.M. tüpünün bütün hassas bölgesini doldurmuştur. Bu bölgeye Geiger-Müller bölgesi adı verilir. VI. bölge (V4-Vdt) daimi deşarjın olduğu bölgedir.

Şekil 3. Gaz dedektörlerinde uygulanan voltaj ile puls yüksekliğinin değişimi

Geiger-Müller tüpleri tüp içinde bir iyon çığının oluştuğu G.M. bölgesinde çalışırlar. G.M. sayıcısı sayıcı içine giren iyonize edici parçacıkların sayısının tespit edilmesinde kullanılabilir, fakat bu parçacıkların enerjileri hakkında bilgi vermez. Bu nedenle G.M. sayıcıları, radyasyonun karakterlerinin değil, gelen parçacık sayısının saptanması bakımından yararlı olur. Beta duyarlı-lığı fazla, gamma duyarlılığı azdır.


Şekil 4. Geiger-Müller tüpünün karakteristik eğrisi

Pulslar çok alçak voltajlarda kaydedilmeyecek kadar küçük olabilir. Voltajı yavaş yavaş arttırdığımız zaman, öyle bir noktaya varılır ki, pulslar kaydedilmeye başlanır. Bu voltaja eşik (threshold) voltajı denir. Bu noktadan sonra voltaj arttıkça sayım hızı çok çabuk olarak sabit bir noktaya gelene kadar artar (VE). Bu artan voltaja rağmen sayımların pek değişmediği voltaj aralı-ğına “plato” denir. (VÇ). Bu seviyede sayım hızı voltajdan bağımsızdır(Şekil 4). Plato genellikle birkaç yüz voltluk bir aralığa yayılır. İdeal bir G.M. tüpünde bu plato mükemmel yatay bir özel-lik gösterir. Fakat pratikte plato hafif bir eğime sahiptir. Plato sonrasında sayım hızında yeniden hızlı bir artış gözlenir. Bu bölgeye sürekli deşarj veya “corona” bölgesi denir (VD).

Sayıcının normal çalışma gerilimi platonun ortasında seçilir. Deney sırasında sayıcıya uy-gulanan yüksek gerilimin platoyu aşmamasına dikkat edilmelidir.

II. 3. Geiger- Müller Tüpünün Ölü Zamanı

İyon çığı meydana geldikten sonra, tüpün yeni gelen taneciklere hassas olmadığı bir süre vardır ki bu “ölü zaman” (Td) olarak adlandırılır. Sebebi ise, elektrotlar arasındaki elektrik ala-nının, elektronların elektrotlar üzerinde akümülasyonu sebebiyle azalmasıdır. İyon çığındaki elektronlar anot tarafından hızla toplanarak negatif bir puls oluştururlar. Anot’tan uzaklaşıncaya kadar, anot civarındaki elektrik alanını bozarlar (küçültürler). Böylece deşarj durur. İşte bu süre ölü zamandır. Ölü zaman sonrası, pozitif yükler katoda doğru hareket ettiği zaman elektrik alanı tekrar artar. Böylece tüpe giren yeni tanecikler sayılabilir. Fakat elde edilen akım pulsları zayıf-tır. Ölü zaman ile elektrik akımının primer değerine ulaştığı zaman arasındaki aralığa “ recovery time” (toparlanma zamanı) denir. Eğer Td ölü zamanı içinde tüpe birden fazla tanecik girerse bunlardan sadece bir tanesi sayılır. Geiger-Müller tüplerinde ölü zaman saniyenin 1/100’ü mer-tebesindedir.

a) Geiger-Müller Sayıcısının Avantajları

1- Ampifikatöre gerek kalmadan çok yüksek çıkış pulsları elde edilir.

2- Basittir ve kolay taşınabilir.

b) Geiger- Müller Sayıcısının Dezavantajları


1- Radyasyonlar ve enerjileri arasında ayırım yapamaz.

2-Yüksek ölü zaman (dead-time) nedeniyle sınırlı sayım hızına sahiptir.

III. Yöntem ve Deneysel İşlemIII.1. Geiger-Müller Tüpünün Platosu ve Çalışma Voltajının ölçümü.

a) H.V. (yüksek gerilim) düğmesini “0” durumuna getirilir.

b) G.M. tüpünü sayıcı girişine bağlanır.

c) Sayıcıyı “on” durumuna getirilir.

d) Radyoaktif kaynağı dedektörün ekseni doğrultusunda yerleştirilir.

e) “Start” düğmesine basılır. “Count on” lambası yanması beklenir.

f) H.V. adj. Düğmesi yavaş yavaş sayım alana kadar yükseltilir.

g) Sayım süresini belirlenir ve bundan sonraki sayımları aynı sürede yapılır.

h) Eşik değerden sonra yüksek voltajı 20 voltluk basamaklarla arttırılır ve her voltaj için sayımı kaydedilir.

i) Voltajın fonksiyonu olarak sayım grafiğini çizilir.

j) Bu grafikten G.M. tüpünün plato aralığı ve eğimi tespit edilir.

III.2. İki kaynak metodu ile G.M. Tüpünün Ölü Zamanının saptanması

a) G.M. sayıcısını çalışma durumuna getirilir. Birinci kaynağı tüpe mümkün olduğunca yakın bir geometriye yerleştirilir (2 cm).

b) Sayımı uygun doğru elde edilinceye kadar sürdürülür. Kesin sayımı ve zamanı kayde-dilir.

c) İkinci kaynak, birincinin yanına konur ve bir önceki basamaktaki ile aynı sürede sayılır.

d) Birinci kaynak uzaklaştırılır ve 2. kaynak tek başına aynı sürede sayılır.

e) Aynı sürede “Back ground” (NB) sayımını yapılır c, d, e basamaklarından elde edilen değerleri aşağıdaki tabloda düzenlenir.

Önemli Not: 1. sn’deki sayım hızı formülde yerine koyacağınız sayım hızıdır.


Nnet = N-NB

I.kaynak N1 =......

I. ve II.kaynak N1,2=......

II. kaynak N2 =......

f) Td formülünden “ölü zaman” hesaplanır.

2(N1+N2-N1,2)

Td =__________________

N1,2(N1+N2)

g) Ölü zamana bağlı olarak elde edilen sayımlar düzeltilir.

Düzeltilmiş sayım hızı(NT) ; aşağıdaki formülden hesaplanır.

NT = Nnet / 1-Nnet Td

Örneğin: N = 80 sayım/sn Td = 5.10-4 sn

NT = 80/1-(80)(5.10-4) = 80/0.96 =83 sayım/sn

III.3. Back-Ground ve net sayım hızlarının saptanması

a)G.M. sayıcısını “on” durumuna getirilir.

b)Radyoaktif kaynaktan 3 kez 2 dakikalık sayım alınır(Kaynak+Back-ground sayımı).

c)Kaynak uzaklaştırılır ve 3 kez 2 dakikalık sayım alınır(Back-ground sayımı).

Birim zamandaki B.G. ve kaynak sayım değerleri hesaplanır.

Nnet = NT-NBG/sayım zamanı formülünden net sayım hızı hesaplanır.

IV. Bulgular

V. Tartışma ve Sorular1) Kullandığınız G.M. tüpünün platosu kaç voltluk bir aralığa yayılmıştır?2) Plato bölgesinin önemi nedir? Eğimi ve tüpün kalitesi arasında nasıl bir ilişki vardır?3) Ölü zaman ile ifade edilen nedir?4) Ölü zamana yol açan olayı izah etmeye çalışınız?5) Back-ground ne demektir? Her gün back-ground sayımı alınan bir laboratuvarda, günlük

sayımda ani bir artış görülmesi halinde bu olayı nasıl yorumlarsınız? Olasılıkları ve alınabilecek önlemleri tartışınız.

6)Geiger-Müller dedektörü ile sintilasyon dedektörünü kullanım amaçları ve ölçüm duyar-lılıkları bakımından karşılaştırınız.


Yarılogaritmik Grafik KağıdıYatay Eksen: Doğrusal, 10mmDikey Eksen: Logaritmik, 5 döngü


Yarılogaritmik G

rafik Kağıdı

Yatay Eksen: Logaritm

ik, 4 Döngü

Dikey Eksen:

Doğrusal, 5m

m


Deney: E 1

DOĞRU AKIMIN DOKU ÜZERİNDEKİ ETKİLERİa) Doğru Akımın Eksitabilite ve İleti Üzerine Etkisi ; Elektrotonus

I. Araç ve Gereç• İki stimulatör • Kutuplaşmaz elektrot

• Galvanik pens • İki kemik kıskacı

• Ringer çözeltisi • N.ischiadicus-bacak preparatı

• Basit elektrot • Tel ve statif

II. Genel Bilgi ve AmaçDoğru akımlarla uyarma; akımın dokudan geçişi sırasında elektroliz meydana gelir ve bun-

dan bir polarizasyon akımı doğar. Polarizasyon akımının yönü, kendisini doğuran ana fiziksel akımın yönüne ters olduğundan bunun şiddetini ve dolayısıyla doku üzerindeki etkilerini azaltır. Bu nedenle dokuların uyarılmalarında KUTUPLAŞMAZ ELEKTROT’lar kullanılır.

Doğru akımın doku üzerindeki etkisi; akımın şiddeti, yönü, dokudan geçme süresi ve değiş-me hızına bağlıdır. Buna göre örneğin bir sinirden akım geçirilmesinde, anotta zar yüzeyinde po-zitif (+) yük artar, içteki pozitif yükler ise katoda sürüklenir. Katot yüzeyindeki pozitif yüklerin anoda geçmesiyle beraber devre tamamlanmış olur. Katot yüzeyinde pozitifliğin azalması sonu-cunda, akım şiddetinin yeterli olması şartıyla, burası depolarize olur ve eksitasyon başlar. Buna karşı, anot bölgesinde pozitif yüklerin artmasıyla bu bölge hiperpolarize duruma geçer. Nitekim devamlı bir akımın dokudan geçmesinde katotta eksitabilite ve iletinin artması (katelektrotonus) bu kutbun kolaylıkla depolarize olabilmesinden, buna karşın anotta azalması (anelektrotonus) ise bu bölgede hiperpolarizasyonun oluşmasından dolayıdır. Gerek anot gerekse katotta oluşan bu elektronik değişikliklerin şiddeti, doğru akımın şiddetine bağlıdır. Akım arttıkça, katotta ka-tektrotonus, anotta ise anelektrotonus artar.

Anot ve katottan uzaklaştıkça elektriksel değişiklikler azalır ve her iki kutup arasında eksi-tabilite ve iletilebilmenin hiç değişmediği bir yer bulunur ki buna indifferent nokta denir. Zayıf akımlarda bu nokta anoda, kuvvetlide ise katoda yakındır.

Dokudan geçen devamlı akımın aniden açılmasında ise, anotda pozitif yükler dağılır, hi-perpolarizasyon ortadan kalkar ve bunun sonuncunda bu bölgede eksitabilite yükkselir. Uygu-lanan akım şiddetinin yeterli olması halinde, devrenin açılmasında anot depolarizasyona uğrar ve eksitasyon başlar. Katotda ise, devamlı akımın kesilmesinde (-) yükler dağılacağından, burası polarizsayon kazanır; eksitabilite ve iletilebilme azalır. Bu nedenledir ki, devamlı akım devre-


sinin kapanmasında eksitasyon katotdan ve açılmasında ise anotdan başlar. Buna PFLÜGER (flüger) “ kutup eksitasyon yasası” denir.

II.1. Pflüger Yasaları

Dokuya uygulanan doğru akımlar şiddetlerine göre üçe ayrılır ;

1)Zayıf Akımlar: (Zayıf akımlarda akımın yönünün etkisi yoktur). Sadece akım geçtiğin-de (kapanışta) sarsı gözlenir. Açılışta sarsı olmaz. Çünkü oluşan anelektrotonus yeterli şiddette değildir.

2) Orta Şiddetteki Akımlar: Hem kapanış, hem de açılışta sarsı gözlenir. Gene akımın yönünün bir etkisi yoktur. Oluşan katelektrotonus ve anelektrotonus yeterli şiddettedir.

3) Şiddetli Akımlar: İnici akım uygulandığında kapanışta sarsı gözlenir. Fakat açılışta sarsı oluşmaz, çünkü katottaki katelektrotonus ortadan kalkmış ve katotun altı polarizasyon kazan-mıştır. Anelektrotonusun ortadan kalkması ile oluşan eksitasyon burayı geçip kasa ulaşamaz.Çıkıcı akım uygulandığında ise kapanışta sarsı gözlenmemesine rağmen açılışta gözlenir. Bunun nedeni; anot altında oluşan analektrotonusun katottan başlayan eksitasyonun geçmesine ve kasa ulaşmasına izin vermeyecek şiddette olmasıdır.Açılışta ise bu anelektrotonusun ortadan kalkma-sı ile bir depolarizasyon olmakta ve bu bir eksitasyon olarak kasa ulaşmamaktadır. Sonuç olarak şiddetli akımlarda akımın yönü etkilidir.

Bu deneyin yapılmasındaki amaç elektriksel akımların doku üzerindeki etkilerini incele-mektedir.

III. Yöntem ve Deneysel İşlem

III.1. Kurbağa sinir bacak preparatının hazırlanması

Kurbağa bir bezle tutulduktan sonra, büyük makasın sivri ucu ağızdan sokulur ve üst çene gözlerin biraz arkasından kesilir (Şekil 1). Kalınca bir telin sivri ucu columna vertebralise soku-larak; birkaç kez hafifçe çevrilir ve bu şekilde omurilik haraplanır. Bu işlem sırasında, mekanik-sel uyarma nedeniyle, omurilikten sinir alan tüm kasların şiddetle kasıldıkları görülür. Omurili-ğin haraplanmasıyla, refleks faaliyet ortadan kalkar ve hayvanın bütün hareketi felç olur.

Şekil 1. Kurbağanın kesilmesi


Şekil 2. Bacak preparatının hazırlanması: 1. Birinci kesit, 2. İkinci kesit, X. Omurganın sonu

Şekil 3. Sinir- bacak preparatının hazırlanması, Şekil 4. Sinir- bacak preparatının hazırlanması, O.C (os coccygis)

III.2. Sinir-bacak preparatı

Yukarıda belirtilen işlem yapıldıktan sonra, hayvan Şekil 2’de gösterildiği gibi tutulur. Şöy-le ki omurganın sonu, bacak ve alt kısımla üst kısmın oluşturduğu açının tepe noktasında bulunur (Şekil 2, X). Bu tepe noktasının yaklaşık 1 cm üstünden, birinci kesite paralel ikinci bir kesit yapılır (Şekil 2); karın kasları her iki yandan kesilerek, üst kısım ve iç organları atılır. Sonunda, omurganın bir kısmı ile ilye bölgesi ve iki bacak kalır (Şekil 3). İlye bölgesinin iç yüzeyinde kalan doku artıkları çıkarıldıktan sonra, omurganın her iki tarafından kaynaklanan plexus lam-bosacralis görülür. Sinir ağına dokunmamaya özen göstererek, bir elle columna vertebralisin kalan kısmı tutulur ve diğer elle bezle tutulan deri aşağıya doğru kuvvetle çekilerek preparattan ayrılır (Şekil 3). Preparat dorsal yüzeye çevrildikten sonra, os coccygisin her iki yanındaki kaslar aşağıdan yukarıya doğru,daima kemiğe yakın olarak kesilir ve bu kemik columna vertebralisten ayrılarak çıkarılır (Şekil 4).


Şekil 5. Sinir- bacak Şekil 6. Sinir- bacakpreparatınınhazırlanması, preparatının hazırlanmasıa, birinci; b, ikinci kesitler.

Daha sonra preparat, ventral yüzü üste gelmek üzere, lastik bir plağın üzerine yatırılır ve omurga tam ortadan kesilerek ikiye ayrılır. Bu kesit ortadan aşağıya doğru izlenerek, iki bacak-birbirinden ayrılır ve her birinden birer sinir-bacak preparatı aşağıda anlatılan şekilde hazırlanır.

Küçük makasın ucu plexus lumbo-sacralisin altından dikkatle sokularak, kemik ve kaslar (a) ve (b) düzeylerinden kesilir (Şekil 5) ve bu suretle plexus, çevresindeki dokulardan ayrılmış olur. Pelexusun ucunda sadece birkaç omur yarımı kalır. Sinir üstbacaktan alt bacağa doğru izole edilirken, bu kemik parçası pensle veya elle tutulur (Şekil 6) ve böylece, deği ile kolayca zede-lenebilen sinire dokunulmadan izolasyonu yapılmış olur.

Üst bacağın dorsal kısmında bulunan M.ileo-fibularis ve M.semimembranosus birbirinden ince pensle veya elle ayrılınca, ortada A.femoralisle birlikte seyreden N.ischiadicusun üst bacak kaslarına sinir veren dalları patellaya kadar kesilir (Şekil 6) ve böylece, sinir yalnız alt bacakla bağlı kalır. Her sinir lifi kesildiğinde, mekaniksel uyarılma nedeniyle innerve ettiği kaslarda bir kasılma görülür. Bundan sonra, üst bacak yaklaşık ortadan kesilir ve alt bacağa bağlı kalan os femorisin çevresindeki kaslar ve diğer dokular uzaklaştırılarak, sinir-bacak preparatı hazırlanır (Şekil 7). Deney sırasında femurun kalan kısmından preparat kemik kıskacına tutturulabilir. Şu halde, bir sinir-bacak preparatı plexus lumba-sacralis ile ischiadicus sinirinden ve buna bağlı kalan alt bacaktan oluşur.

Şekil 7. N.ischiadicus-M.gastrocnemius veya sinir-kas preparatının hazırlanması.


Ischiadicus sinirinin izolasyonu bir de Şekil 4’un sağ tarafından görüldüğü gibi yapılabilir. İki bacak birbirinden ayrıldıktan sonra, M.semi-membranosus ile M.ileo-fibularis arasında A.fe-moralisle birlikte seyreden N.ischiadicus bulunur. Damardan ayrılan sinirin altından makasın sivri ucu sokularak, üst bacak, yaklaşık ortadan kesilir. Bundan sonra, önce bu kesit yerinin alt ve üstünde sinirin kaslara giden dalları küçük makasla kesilir ve bu suretle plexus üstündeki vertebra parçacıkları ile bağlantıda kalır. En sonunda, diğer hazırlama yönteminde olduğu gibi, femurun alt yarısındaki kaslar kesilir ve preparatı kemik kıskacına tutturmaya yarayan os femo-ris açığa çıkmış olur.

III.3.Sinir-kas preparatı

N.ischiadicus-M.gastrocnemius Sinir-bacak preparatı hazırlandıktan sonra, gastrocnemius kasının Achilles kirişi kesilir (Şekil 7) ve bu kiriş elle veya pensle tutularak, kas os tibiadan ayrılır. Tibia diz kapağının hemen altından kesilince, yalnız M.gastrocnemius, N.ischiadicus ve plexusun ucundaki vertebra parçacıklarından oluşan M.gastrocnemius-N.ischiadicus preparatı elde edilir (Şekil 7).

Önemli Uyarı : Tüm deneyler boyunca preparatları kurumamaları için zaman zaman Rin-ger solüsyonu ile ıslatmayı unutmayınız.

III. 4. Sinirde polarizasyon akımı

a) N.ischiadicus-bacak preparatının siniri, stilülatöre bağlı basit elektrodun üzerine konur ve devre kapatılarak, preparattan 45-50 saniye süreyle devamlı bir akım geçirilir (basit elektrod sadece bu deneyde kullanılacaktır)

b) Devre açılır, teller stimülatörden çözülür.

c) Tellerin uçları birbirine değdirilip ayrılır ve böylece bacakta bir kasılma görülür. Devamlı akım sinirden geçerken sinirin içinde oluşan elektroliz nedeni ile uçların değdiği bölgede min-yatür bir batarya oluşmuştur. Bu batarya devresinin açılıp kapanması ile uyarılma olmaktadır.

d) Uyarma devam edilip bataryanın boşaldığı görülür.

Şekil 8. Basit elektrot ile sinirde polarizasyon akımının gösterilmesi


III. 5. Çeşitli şiddetteki galvanik akımların doku üzerindeki etkileri

a) Bir kolu bakır ve diğeri çinko çubuktan oluşan galvanik pens bir sinir-bacak preparatının sinirine değdirilince, devre kapanır ve bu anda sinirin uyarılması ile kaslar kasılır. Devrenin açılmasında, yani pensin sinirden uzaklaştırılmasında (akımın kesilmesinde) hiçbir eksitasyon gözlenmez. Zayıf akımın dokudaki etkisi kaydedilir.

b) Elektropozitiflik yönünden bakırın (+), çinkoya göre daha negatif olduğu göz önüne alınırsa, dokuda zayıf akımın yönünün rolü olmadığı gözlenir. Bu da kaydedilir.

c) Stimülatörün uyaran seçici düğmesi düz akıma (D.C.) getirilir. Kutuplaşmaz elektrotların üstüne preparatın siniri konur. Eşik değer saptandıktan sonra akım şiddetteki akımların etkileri araştırılır.

d) Devrenin hem kapanmasında ve hem de açılmasında sinir uyarılır ve kas kasılır. Bu etki kaydedilir.

e) Akımın yönü değiştirilerek; gerek inici gerekse çıkıcı akımında aynı etkileri gözlenir ve kaydedilir.

f) Akım şiddeti arttırılır. Önce inici, sonra çıkıcı durumda sinire şiddetli akım uygulanır.

g) İnici ve çıkıcı durumda alınan yanıtlar kaydedilir.

Şekil 9. Elektrotun inici ve çıkıcı durumda uygulanması.

III. 6.Eksitasyonun doğduğu yerin saptanması

a) Preparatlardan birisinin siniri stimülatöre bağlı elektrotun katoduna, diğerinin ise ano-duna konur; sinir uçlarındaki vertebra parçaları yardımı ile iki sinir birbirine sarılarak bir devre oluşturulur.

b) Stimülatör orta veya şiddetli bir akım verecek şekilde ayarlanır.

c) Uyaran verildiğinde katottaki preparatta, uyaran kesildiğinde anottaki preparatta sarsı oluştuğu gösterilir.


Şekil 10. Eksitasyonun doğduğu yerin gösterilmesi

III.7.Galvanik akımın eksitabilite ve ileti üzerine etkisi ; Elektrotonus, Katelekt-rotonus ve Anelektrotonus

a) Birinci stimülatöre bağlı olan elektrot sinire çıkıcı durumda uygulanır ve bunun anodu ile kas arasına, anota yakın olmak üzere ikinci stimülatöre bağlı elektrot yerleştirilir. Anelektrotonus kanıtlanmaya çalışılacağından elektrotu anoda yakın yerleştirmeye özen göstermelidir.

b) İkinci stimülatör St (2) ile preparatın eşik değeri bulunur.

c) Birinci stimülatörden St (1) preparata galvanik akım uygulanır ve bu durumda perparatın eşik değeri tekrar aranır.

d) Sinirde eşik değerdeki bir uyaranla başlayan eksitasyon dalgası anelektrotonus durumun-da bulunan anodu geçemediğinden, kaslar uyarılamaz ve preparatta bir hareket görülmez.

e) İkinci stimülatörde akım şiddeti arttırılarak impulsun anelektrotonusu yenmesi sağlanır. Kaslar kasılır.

f) Katelektrotonusu göstermek için galvanik akım dokuyu inici durumda uygulanır. İkinci stimülatörün elektrodu bu kez katoda yakın olarak yerleştirilir. Devamlı akım verilmeden önce gene preparatın eşik değeri bulunur. Daha sonra preparata eşik değeri akım uygulanır.

g) İkinci stimülatörle preparatın eşik değeri tekrar daha düşük değerlerden başlanarak araş-tırılır. Eşik değerin düştüğü gözlenir.

h) Galvanik akım kesilir. Eşik değer tekrar araştırılır. Kısa bir süre için normalden yüksek bir değere çıktığı gözlenir.


Şekil 11. Sinirde elektrotonusun gösterilmesi için gerekli uyarma düzeneği

IV. Bulgular

V. Tartışma ve Sorular1) Basit elektrotlar kullanıldığında preparatta oluşan bataryanın akım yönü nasıldır? Bunu

polarizasyon akımı açısından açıklayınız.

2) Zayıf akımın yönünün niçin bir rolü yoktur?

3) Orta şiddetteki akımın yönünün niçin bir rolü yoktur?

4) Şiddetli akımlarda yön nasıl etkili olmaktadır?

5) Eksitasyonun doğduğu yerin tanıtlanması deneyinde neden orta veya şiddetli akım kul-lanılır?

6) İndifferent nokta nedir?

7) Galvanik akımın şiddetine göre indifferent noktanın yeri nasıl değişir.?

8) Pflüger yasalarını bir çizelge halinde gösteriniz?


Deney: E 2

İNSANDA REOBAZ VE KRONAKSİNİN SAPTANMASIa) İnsanda Reobaz ve Kronaksinin Saptanması

b) İnsanda Galvanik Akımın Etkisi ve Akımın Sinmesi

I. Araç ve Gereç•Stimülatör

•Silindir elektrotlar

•Medikal elektrotlar

•Fizyolojik serum

II. Genel Bilgi ve Amaç

II. 1. Akomodasyon

Herhangi bir akımla dokuda bir eksitasyonun başlayabilmesi için, akım şiddetinin belirli bir hızda değişmesi gerekir. Her ne kadar akım şiddetinin yavaş değiştiği hallerde dokuda bir eksitasyon başlamaz ise de, uyarılan bölgede eksitabilite değişiklikleri olur. Öyle ki, akımın dokudan geçmesi süresince, katotta eksitabilite önce artar sonra azalmaya başlar (Akomodasyon veya akımın sinmesi). Akım kesildiğinde katotta eksitabilite normalin altına düşer ve ancak bir süre sonra sükun düzeyine ulaşır (Post-katot depresyonu). Devamlı akımın dokuya, örneğin bir sinire uygulanmasında da akomodasyon hem katotta ve hem de anotta oluşur. Akımın devamı süresince, başlangıçta katotta artmış olan eksitabilite akomodasyondan dolayı azalır, anotta artar. Diğer bir deyimle akomodasyon katotta eşik değeri yükseltir. Anotta ise azaltır.

İnsanda herhangi bir motor sinirin fonksiyonunun normal olup olmadığını saptamak ama-cıyla, sinir doğru akımlarla uyarılır ve oluşan reaksiyonlar incelenir. Genellikle teşhis amacıyla yapılan böyle bir testte, uyarıcı elektrotlar sinirin bulunduğu bölgenin yüzeyindeki deri veya mukozaya yerleştirilir. İntakt organizmada doğru akımlarla siniri uyarmak ve lokal etkileri sap-tamak amacıyla, farklı büyüklükte iki elektrot kullanılır. Bunlardan different elektrot küçük bir yüzeye sahiptir, uyarılacak bölgeye yerleştirilir, geniş yüzeyli indifferent elektrot ise herhangi bir vücut bölgesine konur.

Pratikte silindir elektrotlar ile insanda galvanik akımın etkisini görmek mümkündür. Elekt-rotlar elle kavranır ve önce o kimsenin eşik değeri bulunur. İlk etki pek tabiidir ki katotla değide olan elde duyulur ve nedeni Katelektrotonustur (K.K.S.= Katot-Kapanış-Sarsı). Akım şiddeti


biraz daha arttırıldığında her iki elde de uyaranın etkisi görülür (K.K.S.ve A.K.S.: Anot-Kapa-nış-Sarsı). Anottaki duyum, akımın siniri terk ettiği yerdeki fizyolojik katotta başlayan eksitas-yonla oluşmaktadır ve bu nedenle daha zayıftır.

Devre kapılı durumda iken akım şiddeti yavaşça arttırılır ve devre açılırsa bu kez etki anotta duyurulur (A.A.S.=Anot-Açılış-Sarsı). Tabiidir ki bu etkinin nedeni anelektrotonusun ortadan kalkmasıdır. Akımın biraz daha arttırılmasında, katotla değide olan bölgede de bir etki görülür (K.A.S. =Katot-Açılış-Sarsı).

Bu sarsı fiziksel katot altında oluşan fizyolojik anotta eksitasyonun başlamasından dolayı-dır. Açılış sarsılarını elde etmek için, devre kapalı iken akımı dokuya sindirmek gerekir. Dola-yısıyla ani şiddetli kapanış akımlarının etkileri önlenmektedir. Şu halde, gittikçe artan şiddette doğru akımla bir sinir uyarıldığı takdirde, normalde şu seri oluşur; KKS-AKS-AAS-KAS. Motor bir sinirin dejenerasyonunda bu seri değişebilir. Dejenere olmaya başlamış bir sinirde galvanik akımla uyarılmaya karşı görülen bu değişiklikler, dejenerasyon reaksiyonunu gösterir.

II. 2. Uyaran Süresi-Potansiyel Farkı Eğrisi

Dokunun eksitabilitesine ve dokuda eksitasyon başlamasına etki eden faktörlerden biri de akımın dokudan geçme süresidir. Bunun açıklanabilmesi için, uyaran süresi-potansiyel farkı eğ-risi incelenmelidir. Bu eğride sürenin potansiyele göre nasıl değiştiği gözlenir.

Akımın dokuya uygulandığı zamanın ancak bir kısmında bir etki oluşur ki, buna “fayda zamanı” denir. Fakat genellikle saptanan bu zaman değil kronaksi veya eksitasyon zamanıdır.

Kronaksi zamanını tanımlayıp, bulabilmek için önce reobaz bilinmelidir. Bu da devamlı bir akımın sinirin fayda zamanına uyan bir süre içinde dokudan geçmesinde, eksitasyon oluş-turacak akımın en az değeridir veya elektromotor kuvvetidir. İki reobaz şiddetindeki bir doğru akımın dokuya uygulanması sırasında bir eksitasyonun doğması için gereken en kısa zaman ise “kronaksi”dir. Reobaz, fayda zamanı ve kronaksi arasındaki ilişkiler zaman potansiyel eğrisinde görülür.

Şekil 1. Uyaran süresi – potansiyel farkı eğrisi (Fulton’dan)


Dokunun eksitabilitesinin bir ölçüsü olan kronaksi, gerçekte uyaran süresi – potansiyel far-kı eğrisinde bir noktadır. Bu bakımdan dokularda eksitabilite değişiklerini kesin olarak saptamak için uyaran süresi potansiyel farkı eğrisinin elde edilmesi şarttır.

Bir dokunun eksitabilitesi kronaksi süresi ile ters orantılıdır; öyle ki eksitabilitenin yüksek olduğu dokularda bu süre kısa, düşük olanlarda ise uzundur. Dejenere olmaya başlayan bir sinir-de uyaran süresi-potansiyel farkı eğrisi sağa kayar. Kronaksi zamanı ise uzar.

III. Yöntem ve Deneysel İşlemIII.1. İnsanda galvanik akımın etkisi ve akımın sinmesi

a) Stimülatör doğru akım verecek şekilde ayarlanır ve silindir elektrotlar stimülatör çıkışına bağlanır.

b) Denek her bir eline bir elektrot alır. Akım şiddeti değiştirilerek eşik değer aranır.

c) İlk etki zayıf bir akımla kapanışta meydana gelir ve katotla temas eden elde duyulur (Katot Kapanış Sarsısı).

d) Akım şiddeti biraz daha arttırılarak kapanışta K.K.S. ve A.K.S. gözlenir.

e) Devre kapalı durumda iken, akım şiddeti yavaş yavaş arttırılarak denekten akım devamlı olarak geçirilir. Kapanışta etkili olan akım şiddeti aşıldığı halde denek hiçbir şey duymaz. Çünkü akım sinmiştir.

f) Akım şiddeti yavaş yavaş arttırıldıktan sonra birden kesilirse, denek açılış akımın etkisiy-le uyarılabilir. Anot Açılış Sarsısı (A.A.S) gözlenir.

g) Akımın, devre kapalı durumda iken, biraz daha arttırılıp akımın aniden kesilmesi ile katot açılış sarsısı (K.A.S) gözlenebilir (Laboratuardaki stimülatörler ile her zaman gözleyebilmek mümkün olmamaktadır).

III. 2 İnsanda reobaz ve kronaksinin saptanması

Galvanik akımların doku üzerindeki etkisi, yalnız akımın şiddetine, yönüne ve değişme hızına değil aynı zamanda dokudan geçme süresine de bağlıdır.

a) Medikal elektrotlar stimülatörün çıkışına; different elektrot katota ve indifferent elektrot anota bağlanır.

b) Derinin direncini azaltmak için her iki elektrotun yüzeyi serum fizyolojik ile ıslatılır.

c) İndifferent elektrot herhangi bir yere konabilir (Denek elektrotu avucuyla kavrayabilir).

d) Different elektrot ise kronaksisi saptanacak olan sinirin örneğin N.facialis veya N.facia-lis veya N.ulnarisin motor noktalarına değdirilir (Bütün deney süresince elektrotun aynı noktada tutulması gereklidir).

e) Önce incelenen sinire ait reobaz saptanır.

f) Seçici düğme DC konumundan mono durumuna geçilir, bu sırada “DURATION” düğme-si en yüksek değerde bulundurulur.

g) Voltaj reobaz değerinde sabit tutulur. Tek tek pulslar vermek suretiyle “DURATION” düğmesi yavaş yavaş küçültülür. Uyarının kesildiği değer fayda zamanını gösterir.


h) Voltaj iki reobaz değerine çıkarılarak sabit tutulur. Tek tek pulslar vermek suretiyle “DU-RATION” düğmesi yavaş yavaş küçültülür. Uyarının kesildiği değer kronaksi zamanını gösterir.

i) Voltaj zaman eğrisini çözmek üzere, reobaz ve kronaksi değerleri ile diğer değerler dura-tion düğmesi ve akımın şiddeti düğmesi yardımı ile saptanır.

IV. Bulgular 1) K.K.S.-A.K.S.-A.A.S.-K.A.S. serisinin farklı deneklerde izlenmesi ve değerlerinin kay-

dedilmesi.

2) Akımın sinmesinin denekler üzerinde gözlenmesi.

3) Reobaz ve kronaksi değerlerinin saptanması.

4) Voltaj-zaman eğrisinin çizilmesi.

V.Tartışma ve Sorular1) K.K.S.-A.K.S.-A.A.S.-K.A.S. serisini açıklayınız

2) Bu serinin sinirin fizyolojik dejenerasyon reaksiyonundaki önemini belirtiniz.

3) Reobaz ve kronaksi saptanması sinir dejenerasyonunu gözlemek açısından kullanılabilir mi? Tartışınız.

4) Sinir dejenerasyonunda uyaran süresi- potansiyel farkı eğrisinde nasıl bir değişiklik olur?

5) Eğrinin sinir dejenerasyonu sonucunda gösterdiği değişikliği tartışınız.

6) Farklı dokuların eksitabiliteleri ile kronaksi zamanları arasında ne bağıntı vardır?

7) Sinir dejenerasyonunda kronaksi nasıl değişir?


Deney: E 3ELEKTROBİYOFİZİK YÖNTEMLERLE POTANSİYEL KAYDIa) Cam Mikroelektrot Hazırlanmasıb) İntrasellüler ve Ekstrasellüler Potansiyel Kaydı

I. Araç ve Gereç•Hematokrit tüpü •Palmer elektrot çekici•Elektrot tutucu•Santrifüj •Stereotaksik alet•Koaksiyel kablo•Ossiloskop •Amplifikatör•Stimulatör.

II. Genel Bilgi ve AmaçÇapı yaklaşık 1 mm olan ince cam borular, yalıtkan oldukları ve ısıtılınca kolay çekildikleri

için canlı organizmanın elektriksel etkinliklerinin belirlenmesinde elektrod olarak kullanılabilir-ler. Mikrohematokrit santrifüj tüpü gibi ince bir cam boru ortasında ısıtılıp iki ucundan çekilerek uç kısmı yaklaşık 1 mm incelikte pipet haline getirilebilir.

Şekil 1. Bir cam mikroelektrot Ancak mikroelektrotların uçları çok ince olduğundan içine konacak elektrolit sıvılar en

uca kadar gidemez ve hava kabarcıklarının kalmasına neden olur. Bu nedenle: Kaynatma, yüzey gerilim düşük sıvılar kullanıma, uç çapından daha ince lifleri içten dışa çekmek, hafif darbelerle vurma, santrifüj gibi yöntemler kullanılarak cam elektrotlar doldurulabilir.

Doldurulmuş cam elektrotlar, elektriksel aktivitesi olan nöron, sinir lifi, kas hücresi gibi hücrelerden hücre içi ve dışı veya hücreler arası potansiyel kaydı için kullanılabilir. Ayrıca hüc-reye çok küçük miktarlarda madde vermek veya hücreden madde almak içinde cam mikroelekt-rotlardan yararlanılabilir.

Elektriksel aktivitenin kaydı için ossiloskop recorder veya teyp bandı gerekir.


Şekil 2. Cam mikroelektrot ile kayıt yöntemi şeması

III. Yöntem ve Deneysel İşlemIII. 1.Cam mikroelektrotların çekilmesiŞekil 3’deki elektrot çekicisinin fişi 220 volta takılır ve (A) anahtarı açılır, (B) lambası

yanar. (C) düğmesi çevrilerek (D) tutucular ortadaki (E) ısıtıcısına iyice yaklaştırılır. Vidalar açılarak cam elektrot yukarıdan aşağıya sokulur ve ortalanır. Vidalar sıkıştırılır çekme kuvveti (F) ve ısıtıcı ayar düğmeleri (G) 7 ye ayarlanır. Çekime hazır lamba (H) yanmışsa elektrot çekme işlemini başlatma anahtarına (I) basılır. Böylece bir yandan (E) ısıtıcısı cam elektrotu ısıtırken bir yandan (D) vidaları açılır, cam pipetler dikkatle uçları kırılmadan alınıp Şekil 4’deki elektrot tutucusunun lastik bandına yerleştirilir.

Şekil 3. Elektrot Çekici Şekil 4. Elektrot TutucuA: ON-OFF (açma-kapama) anahtarıB: Açıkken lamba yanarC: Tutucuları aşağı yukarı hareket ettiren düğmeI: Elektrot çekme işlemini başlatma anahtarıH: Çekime hazırken lamba yanar.F: Çekme kuvveti ayar düğmesiE: IsıtıcıD: Cam elektrotları sıkıştıran vidalarG: Isıtıcı ayar düğmesi


III. 2. Cam mikroelektrotların doldurulması

Elektrot tutucusundaki cam elektrotlar alınarak uçlarından çok küçük bir parça ince bir makasla kesilir. Gövde kısımlarına 3M KCL bir enjektör ile doldurulur. Boğumlarına kesik halka şeklindeki segmanlar takılarak mikro hematokrit santrifüj aletine Şekil 5.a’daki gibi dizilir.

Şekil 5a Şekil 5b

Santrifüj aleti 220 volt gerilim altında saniyede 1200 devir/sn. ile çalışmaktadır. Bu de-vir sayısı fazla olduğundan, bir potansiyel düşürücü (potansiyometre veya dimner) ile 220 volt yaklaşık 80-90 volta indirilir. 2-3 dakika içinde santrifüj etkisi ile elektrolit sıvısının elektrotun ucuna kadar dolması sağlanır. Elektrotlar tekrar dikkatli bir şekilde elektrot tutucusuna kullanı-ma hazır halde takılır.

III.3.Kurbağa sinir-bacak örnek dokusunun hazırlanması

Kurbağa bir bezle tutulduktan sonra, büyük makasın sivri ucu ağızdan sokulur ve üst çene gözlerin biraz arkasından kesilir (Şekil 6). Kalınca bir telin sivri ucu columna vertebralise soku-larak; birkaç kez hafifçe çevrilir ve bu suretle omurilik haraplanır. Bu işlem sırasında, mekanik-sel uyarma nedeniyle, omurilikten sinir alan tüm kasların şiddetle kasıldıkları görülür. Omurili-ğin haraplanmasıyla, refleks faaliyet ortadan kalkar ve hayvanın bütün hareketi felç olur.

a) Sinir-bacak örnek dokusu: Yukarıda belirtilen işlem yapıldıktan sonra, hayvan Şekil 7’de gösterildiği gibi tutulur. Şöyle ki omurganın sonu, bacak ve alt kısımla üst kısmın oluştur-duğu açının tepe noktasında bulunur (Şekil 7, X). Bu tepe noktasının yaklaşık 1 cm üstünden, birinci kesite paralel ikinci bir kesit yapılır (Şekil 7); karın kasları her iki yandan kesilerek, üst kısım ve iç organları atılır. Sonunda, omurganın bir kısmı ile ilye bölgesi ve iki bacak kalır (Şekil 8). İlye bölgesinin iç yüzeyinde kalan doku artıkları çıkarıldıktan sonra, omurganın her iki ta-rafından kaynaklanan plexus lambosacralis görülür. Sinir ağına dokunmamaya özen göstererek, bir elle columna vertebralisin kalan kısmı tutulur ve diğer elle bezle tutulan deri aşağıya doğru kuvvetle çekilerek preparattan ayrılır (Şekil 8). Preparat dorsal yüzeye çevrildikten sonra, os coccygisin her iki yanındaki kaslar aşağıdan yukarıya doğru, daima kemiğe yakın olarak kesilir ve bu kemik columna vertebralisten ayrılarak çıkarılır. (Şekil 9). Daha sonra preparat, ventral yüzü üste gelmek üzere, lastik bir plağın üzerine yatırılır ve omurga tam ortadan kesilerek ikiye ayrılır. Bu kesit ortadan aşağıya doğru izlenerek, iki bacak birbirinden ayrılır ve her birinden birer sinir-bacak preparatı aşağıda anlatılan şekilde hazırlanır.


Şekil 6. Kurbağanın hazırlanması

Şekil 7. Bacak preparatının hazırlanması, I(1, birinci kesit, 2, ikinci kesit, X, omurganın sonu)

Şekil 8. Sinir-bacak preparatının hazırlanması, II

Şekil 9. Sinir-bacak preparatının hazırlanması,III

Şekil 10. Sinir-bacak preparatının hazırlanması Şekil 11.Sinir-bacak preparatının

IV( a, birinci; b, ikinci kesitler) hazırlanması V


Küçük makasın ucu plexus lumbo-sacralisin altından dikkatle sokularak, os ile ve kaslar (a) ve (b) düzeylerinden kesilir (Şekil 10) ve bu suretle plexus, çevresindeki dokulardan ayrılmış olur. Plexusun ucunda sadece birkaç omur yarımı kalır. Sinir üst bacaktan alt bacağa doğru izole edilirken, bu kemik parçası pensle veya elle tutulur (Şekil 11) ve böylece, deği ile kolayca zede-lenebilen sinire dokunulmadan izolasyonu yapılmış olur.

Üst bacağın dorsal kısmında bulunan M.ileo-fibularis ve M.semimembranosus birbirinden ince pensle veya elle ayrılınca, ortada A.femoralisle birlikte seyreden N.ischiadicusun üs bacak kaslarına sinir veren dalları patellaya kadar kesilir (Şekil 11) ve böylece, sinir yalnız alt bacakla bağlı kalır. Her sinir lifi kesildiğinde, mekaniksel uyarılma nedeniyle innerve ettiği kaslarda bir kasılma görülür. Bundan sonra, üst bacak yaklaşık ortadan kesilir ve alt bacağa bağlı kalan os femorisin çevresindeki kaslar ve diğer dokular uzaklaştırılarak, sinir-bacak preparatı hazırlanır (Şekil 12). Deney sırasında femurun kalan kısmından preparat kemik kıskacına tutturulabilir. Şu halde, bir sinir-bacak preparatı plexus lumba-sacralis ile ischiadicus sinirinden ve buna bağlı kalan alt bacaktan oluşur.

Şekil 12. N.ischiadicus-M.gastrocnemius veya sinir-kas preparatının hazırlanması.

Ischiadicus sinirinin izolasyonu bir de Şekil 9’un sağ tarafından görüldüğü gibi yapılabilir. İki bacak birbirinden ayrıldıktan sonra, M.semi-membranosus ile M.ileo-fibularis arasında F.fe-moralisle birlikte seyreden N.ischiadicus bulunur. Damardan ayrılan sinirin altından makasın sivri ucu sokularak, üst bacak, yaklaşık ortadan kesilir. Bundan sonra, önce bu kesit yerinin alt ve üstünde sinirin kaslara giden dalları küçük makasla kesilir ve bu suretle plexus üstündeki vertebra parçacıkları ile bağlantıda kalır. En sonunda, diğer hazırlama yönteminde olduğu gibi, femurun alt yarısındaki kaslar kesilir ve preparatı kemik kıskacına tutturmaya yarayan os femo-ris açığa çıkmış olur.

b)Sinir-kas örnek dokusu: N.ischiadicus-M.gastrocnemius–Sinir-bacak preparatı hazır-landıktan sonra, gastrocnemius kasının Achilles kirişi kesilir (Şekil 12) ve bu kiriş elle veya pensle tutularak, kas os tibiadan ayrılır. Tibia diz kapağının heen altından kesilince, yalnız M.gastrocnemius, N.ischiadicus ve plexusun ucundaki vertebra parçacıklarından oluşan M.gastro-cnemius-N.ischiadicus preparatı elde edilir (Şekil 12).

III.4. Elektrofizyolojik kayıt yöntemi

Bir cam mikroelektrot alınarak statife bağlı Şekil 5.b’deki gibi stereotaksik alete bağlanır. Koaksiyel kablonun ucuna lehimli gümüş bir tel cam elektrottaki elektrolite, bir başka kabloya


bağlı, gümüş tel ise kurbağanın kol-boyun bölgesinde kas dokusuna sokulur (external elektrot). Bu kablolar ön yükseltme için preamplikatöre bağlanır. Stereotoksik alet ile cam elektrotun ucu kayıt yapılacak bölgeye yaklaştırılır ve yavaş yavaş doku içine sokulur.

Not: Bu bölüm görevli denetiminde yapılacaktır

Kayıt yapılacak düzenekte, bir güç kaynağı 220 volta bağlanır, buradan preamplifikatör beslenir. Elektrotta ve kas dokusunda bulunan gümüş tellerden gelen uçlar preamplifikatöre bağ-lanır.

Preamplifikatörden çıkan uçlar ossiloskobun X-input girişine alınır. Ossiloskopta Y-inputu süpürme voltajı ile kendi iç devresinden beslenir. Ekranda doku aktivitesini gösteren potansiyel değişimleri elde edilir.

IV. Bulgular

V. Tartışma ve Sorular1) Mikroelektrot nedir? Tıpta hangi amaçlarla kullanılır?

2) İntrasellüler ve ekstrasellüler kayıt yönteminin temel prensipleri nedir?

3) Sükûn membran potansiyeli nedir?

4) Mikroeletrot doldurma teknikleri hakkında bilgi veriniz.

5) Mikroelektrotun rezistans ve kapasitansı ile uç çapı arasında nasıl bir bağıntı vardır?


Deney: E 4ELEKTROBİYOFİZİK (KALP SESLERİNİN SAPTANMASI)

a) Kalp Seslerinin Kaydıb) Fonokardiyogramc) Egzersiz Öncesi ve Sonrası Nabız Değişiminin İncelenmesi.

I. Araç ve Gereç• Hassas bir mikrofon ve hoparlör •Ana ünite ve ekokardiyograf•EKG elektrotları, serum fizyolojik ve denek

II. Genel Bilgi ve Amaç Kalp ve damar seslerinin saptanması steteskop ile yapılan dinlemeye oranla, kalbe ilişkin

tek tek ayrıntılı bilgi verebilmesi açısından daha avantajlıdır. Kalp seslerinin deteksiyonu sırasın-da sağlıklı kalp ile patolojik kalp sesleri arasındaki farkın elde edilmesi kan akımının meydana getirdiği türbülansın katkısı ile gerçekleşebilir. Birinci kalp sesi sistolün başladığını ikinci kalp sesi ise diastolün başladığını (kapakların kapanması ile meydana gelen sesler) gösterir. Damar sesleri, kan damarlarındaki basınç ve volüm değişikliklerinin sonucu ortaya çıkar ve genellikle boğazdan (common carotis arter) veya radial arterden saptanır.

II.1. Fonokardiyografi=PCGFonokardiyografi, göğüs duvarına yerleştirilen hassas mikrofonlar ile açılma ve kapanma

evrelerindeki kalp kapaklarının titreşimi nedeniyle oluşan çeşitli kalp seslerinin araştırılmasıdır. Bu yöntemle elde edilen kayıtlara FONOKARDİYOGRAM denir (Şekil 1-3).

Mikrofon (transducer) aracılığı ile kalp seslerinin mekanik titreşimlerini elektrik yükü haline çevirir. Bu amplifikatör tarafından güçlendirilir ve sonunda yazıcı tarafından yazdırılır. Fonokardiyografi, başka elektrik akımları olmayan ve ses geçirmeyen bir odada yapılmalıdır. Kalp seslerinin zamanının belirlenmesi için fonokardiyogram ile beraber elektrokadiyogram da kaydedilmelidir. Fonokardiyogram kalp sesleri ve üfürümlerinin gösterilmesini sağlar; özellikle taşikardik vakalarda kalp seslerinin ve üfürümlerinin birbirlerine ilgilerini, devam süresini, titre-şim şeklini ve şiddetini gösterir.

Bir kalp siklüsü; I. kalp sesinden, diğer I. kalp sesi duyulana kadar geçen süredir. Bunu da sırasıyla; ventikül sistolik (izovolumetrik kontraksiyon ve fırlatma fazları), ventrikül diastolik (izovolumetrik gevşeme ve hızlı ve yavaş dolum fazları) ve atrial sistolik fazları oluşturur. Kalp steteskop ile dinlendiğinde, normalden bir kalp siklusu sırasında iki ses duyulur. Bunlar birinci ve ikinci kalp sesleri adını alır.

Birinci Kalp Sesi: Ventrikül sistolünün başlangıcında atrioventriküler kapakların


kapanması ile bu kapaklara yapılan basınç sonucu oluşur. Bundan sonra izovolumetrik ka-sılma safhası başlar. Bu ses sol tarafta beşinci interkostal aralığın mediaklaviküler hatla kesiştiği yerden (mitral odak) veya sol tarafta beşinci interkostal aralığın sternumla kesiştiği yerden (tri-küspid odak) dinlenebilir.

İkinci Kalp Sesi: Ventrikül sistolünün sonunda semiluner kapakların yani aorto-pulmoner kapakların kapanmasına bağlı olarak kan basıncının kapaklarda oluşturduğu titre-

şimlere denir. Bundan sonra izovolumetrik gevşeme safhasıyla ventrikül diastolü başlar. Bu ses sternumun sağda ikinci interkostal aralığı kestiği yerden (aort odak) veya sternumun solda ikinci interkostal aralığı kestiği yerden (pulmoner odak) mikrofon yerleştirilerek dinlenebilir (Şekil 2-3). Kapaklara ait patolojik durumlar ortaya çıktığında bu seslere ait fonokardiyogramlarda değişiklikler meydana gelir (Şekil 4).

II.2.Elektrokardiyogram=EKGVücut, sıvılarındaki iyonlar nedeniyle iyi bir iletkendir. Miyokard liflerindeki aksiyon po-

tansiyellerinin cebirsel toplamı olarak gösterdiği potansiyeldeki değişimler ekstrasellüler olarak kayıt edilebilir. Zamana karşı, kalp siklüsündeki bu potansiyel değişimlerinin kaydına ELEKT-ROKARDİYOGRAM denir. EKG çeşitli amaçlar için kullanılır. Bunlar arasında; çeşitli ritim ve ileti bozuklukları, miyokard iskemik hasarının yeri, büyüklüğü ve prognozu, değişen elektrolit konsantrasyonlarının etkisi ve çeşitli ilaçların etkisi sayılabilir.

Şekil 5. de normal bir EKG ve onu oluşturan dalgaları görüyorsunuz. P dalgası atri-um depolarizasyonunu, QRS kompleksi ventrikül depolarizasyonunu, T dalgası ise ventrikül repolarizasyonunu göstermektedir. Atrium repolarizasyonu QRS kompleksinde kaybolmuştur. U dalgası ise her zaman oluşmayan kalpteki papiller kasların yavaş repolarizasyonu nedeniyle olduğu sanılmaktadır.

Şekil 6. da normal bir kişinin EKG’sinin inspirasyon ve ekspirasyonla nasıl değiştiğini görüyorsunuz. Şekil7 ve 8’lerde de sinüs taşikardisi ve bradikardisi olarak ritm bozukluklarının örneklerini görüyorsunuz. Şekil 9 atrium fibrilasyonuna ve Şekil 10 ise ventrikül fibrilasyonuna.(ritm ve iletim bozukluklarına) örneklerdir.


III. Yöntem ve Deneysel İşlemMekanik olan kalp seslerinin elektriksel enerjiye dönüştürülüp amplifiye edilerek görünür

hale getirilmesi ve dinlenmesi için ( Şekil I).

a) EKG elektrotları yatar pozisyondaki deneğe bağlanır (kırmızı sağ kol, siyah sağ ayak, yeşil sol ayak).

b) Ana ünite açılır ayar yapılarak kalp vurum sesi elde edilir.

c) Ekokardiyograf açılıp EKG elde edilir.

d) Steteskop kalp odaklarına konulur.

e) Fonokardiyogram elde etmek için, PCG girişine takılı mikrofon deneğin kalp sesleri dinleme odaklarına yerleştirilir ve kayıtlar gerçekleştirilir.

f) Yukarıda yapılan işlemler denek egzersiz yaptıktan sonra tekrarlanır.

IV. Bulgular 1) Kalp PQRST kompleksinin görüntülenmesi, gözlenmesi ve çizilmesi.

2) I. ve II. Kalp seslerinin fonokardiyogramının izlenmesi ve çizilmesi.

3) I. ve II. Kalp sesleri ile PQRST kompleksinin grafiğinin eş zamanlı olarak çizilmesi.

4) EKG’nin inspirasyon ve ekspirasyon ile nasıl değiştiğinin gösterilmesi.

5) Kalp seslerinin ve EKG’nin egzersiz öncesinin ve sonrasının grafiklerinin çizilmesi..

V.Tartışma ve Sorular1) I. kalp sesi ile II. Kalp seslerini karşılaştırıp frekanslarının farklı oluşu nedenlerini tar-

tışınız.

2) Kalp sesleri EKG’de hangi bölgelere karşılık gelmektedir?

3) Kalp seslerini oluşturan faktörler nelerdir?

4) Kalp vurum sayısının egzersize bağlı olarak değişimini tartışınız.

5) Kalp seslerinin oluştuğu anda kalbin durumu nasıldır?


Deney: E 5JEL ELEKTROFOREZİ İLE PROTEİN MOLEKÜL AĞIRLIĞININ

SAPTANMASI VE DNA ANALİZİ

A-DİKEY ELEKTROFOREZ

a) Elektroforez jellerinin hazırlanmasıb) Protein molekül ağırlığı tayini

I. Araç ve Gereç• Jel tamponu: 200 mM sodyum fosfat pH: 7.0; % 0.2 SDS (Sodyum Dodesil Sülfat) • Akrilamid Solusyonu: %22 Akrilamid, % 0.6 Bisakrilamid • C tamponu: % 1.5 Amonyum persülfat (bu tamponun taze hazırlanmış olması gerekir)• Elektroforez tamponu: 1:1 oranında sulandırılmış jel tamponu• Boyama Solusyonu: % 0,25 Coomassie Brillant Mavisi, %25 Metanol, %10 Glasiyal Ase-

tik asit.• Boya Çıkarma Solusyonu: %7,5 Glasiyel Asetik Asit, %5 Metanol.• Deneyde Kullanılan Alet: Pleksiglastan yapılmış 2 kaptan ibarettir. Her kaba platin elekt-

rotlar bağlıdır. 1. kapta jel tüplerinin geçtiği delikler ve bu deliklerin etrafında lastik contalar vardır.

• Güç Kaynağı: GELMAN HAWKLEY, doğru akım kaynağı.

Şekil 1-a Şekil 1-b


II. Genel Bilgi ve AmaçPolimerlerin bir çoğu statik elektrik yüküne sahiptir. Bir polimerin elektrik yükü; kendisini

oluşturan alt birimlerin yüklerinden kaynaklanır. Her madde pozitif (+) ve negatif

(-) elektrik yükleri içerir. Polimerleri, örneğin proteinleri yüklerine göre ayırabilme olanağı vardır. Bir proteinin elektrik yük dağılımı Şekil 2’deki gibi ise, bu protein +2 elektrik yüküne sahiptir. Çünkü; bir polimerin net elektrik yükü (+) ve (-) yüklerin cebirsel toplamıdır.

Şekil 2

Proteinlerin molekül ağırlıkları aynı bile olsa yük dağılımı ve net yükleri farklı olduğundan (farklı amino asitlerden oluştukları için) bu proteinler yüklerine göre gruplandırılabilir. Ayrıca proteinleri molekül ağırlığına göre de gruplandırmak mümkündür.

Bir makromolekülün net elektrik yükü varsa (nötr değilse); bu molekül elektrik alanda, yü-künün büyüklüğü ve (molekül ağırlığı) ve işaretine (şarjına) göre hareket eder. İşte bu yöntemi kullanarak makromolekülleri birbirinden ayırma işlemine ELEKTROFOREZ denir. Değişik bir söylenişle; elektroforez yüklü partiküllerin elektrik alanda hareket etmesi olayıdır.

Elektroforez olayının matematiksel analizini yapmak çok kolay değildir. Çünkü elektrik alanda diğer iyonlar (katyon ve anyonlar) da hareket eder. Bu iyonlar diğer makromoleküller-le kimyasal etkileşim yaparak elektriksel alanın özelliğini değiştirebilirler. Bu nedenle, hareket eden partikülü; izole ve viskoz bir ortamda küresel bir iletken gibi düşünebiliriz.

Yüklü bir partiküle, elektrik alanda etkileyen elektriksel kuvvetler Coulomb Kanunu ile açıklanır.

İki elektrik yükünün birbirine etkisi; yüklerin miktarı ile doğru orantılı, aralarındaki uzak-lığın karesi ile ters orantılıdır.

F= K.q1 . q2 / d2

F= Etkileşim kuvveti (itme veya çekme kuvveti )

K= Ortamın dielektrik sabiti

K= 9.109 N.m2 /C2 q1 ve q2 yük miktarı (Coulomb)

Ayrıca, yüke etki eden elektriksel kuvvet; elektron sayısı (n), elektron yükü (q=4,8.10-10 e.s.u= 1,6.10-19 C) ve elektrik alan şiddeti (E) ile doğru orantılıdır.


e.s.u: elektrostatik unit F = nqE (1)Burada E elektrik alan şiddeti vektörel bir büyüklük olup yönü (+)den (-) ye doğrudur.

Şekil 3

Burada (+) ve (-) uçlar arasındaki uzaklık d(m) ise: E= V/d yazılır.V: Potansiyel farkı (volt).Diğer taraftan, Stokes Kanununa göre: Yarıçapı r olan yüklü bir küre viskoz bir sıvıda hare-

ket ederken F kuvvetinin etkisinde bir hız kazanır. F= 6 p h rn (2) Burada

F= kuvvet h = viskozite sabiti r = iletken kürenin yarıçapı n = partikülün hızı1 ve 2 nolu denklemler eşitlenirse; nqE = 6 p h r n n / E= nq / 6 p h r şeklinde olur.n / E = m; Birim elektrik alanda partikülün hızını gösterir. Bu değere (m) partikül mobilitesi

denir. m = nq/6 phr (3)olarak yazılır. Bu denkleme göre; partikül mobilitesi partikülün yükü ile doğru orantılı,

partikülün büyüklüğü ve ortamın viskozitesi ile ters orantılıdır.Elektroforez yöntemi çok iyi bir ayırma yöntemi olmakla birlikte makromolekülün yapısı

hakkında fazla bilgi vermez. Sadece molekülün ağırlığını bulmakta kullanılır. Ancak son yıllarda yüklü partiküller molekül ağılığına göre ayrılabildiği gibi, elektrik yüklerine göre de sınıflandı-rılabilmektedir.

Kullanılan ayırma ortamının türü ve partikülün cinsine göre değişik elektroforez teknikleri vardır. Bunlardan; kağıt, nişasta, agar, poliakrilamid ve DNA elektroforezi örnek olarak verile-bilir.

II.1. Poliakrilamid Jel ElektroforeziPoliakrilamid jel elektroforezi, makromoleküllerin molekül ağırlıklarının tayininde yaygın

olarak kullanılmaktadır. Molekül ağırlıklarının doğru olarak tayin edilebilmesi için, proteinler arasındaki elektrik yükü farkı ortadan kaldırılır. Bu amaçla denatürasyon işlemi yapılır.


Denatürasyonun amacı ayrılmanın yalnızca molekül ağırlığına göre gerçekleşmesi sağlanır. Bunun için ortama uygun konsantrasyonlarda SDS (Sodyum Dodesil Sülfat) ve MET (2-Mer-kaptoetanol) eklenir. SDS bir yağ asididir (deterjan). SDS nonpolar özellikteki alifatik zincirinin polar ucunda hidrofilik karakterde negatif yüklü bir sülfat grubu taşır.

SDS: CH3 (CH2)10OSO3-Na+

MET ise; S-S köprüleri ile etkileşerek onları indirger. Şekil 4’deki gibi bir yandan makro-molekülün S-S köprüleri MET tarafından indirgenir, diğer yandan SDS’in bağlanmasıyla makro-molekülün hidrofobik ve hidrojen bağları kırılır.

Bu şekilde; quarterner, tersiyer ve sekonder yapısı kaybolan makromolekül; hidrofobik böl-gelerine bağlı SDS in sülfat grubu etkisiyle (-) yüklü hale geçer. Artık bu makromolekül anyon olarak hareket eder. Kendi yükünü tamamen kaybetmiş yepyeni bir şarj kazanmıştır.

Poliakrilamid Jel oluşumu:

Monomer akrilamid: CH2 = CH-CO-NH2

Bis-Akrilamid (BİS): CH2 = CH-CO-NH-CH2-NH-CO-CH=CH2

Monomer akrilamidin, bir bağlayıcı olan bisakrilamid (BİS) ile polimerize edilmesi ile po-liakrilamid elde edilir. Böylece, çoğalan poliakrilamid zinciri üç boyutlu bir ağ durumuna gelir. Elde edilen jelin; yoğunluğu, dayanıklılığı viskozitesi ve elastisitesi akrilamid ve BİS’in kon-santrasyonuna bağlıdır. Konsantrasyon artarsa ağın sıklığı artar, gözenek çapı azalır. Böylece jel içinde yürüyecek olan makromolekülün molekül ağırlığına göre jel özelliği ayarlanılabilir.

Akrilamid ve BİS kullanarak polimerizasyonu sağlamak için katalizör olarak TEMED ( Tet-rametiletilen diamin ) ve amonyum persülfat (APS) kullanılır.

Şekil 4

III. Yöntem ve Deneysel İşlemIII.1.WEBER OSBORN elektroforezia) Jel tüpleri yıkanıp kurutulduktan sonra altları parafilm ile kapatılır, düşey olarak elektro-

forez aletine yerleştirilir.b) Tampon çözeltilerin hazırlanması


A tamponu: 25,6 gr Na2HPO4.2H2012 tüp için: 8.8 gr NaH2PO4.H20 ve 2 gr SDSBu maddeler 1 litre distile suya atılır ve içine magnet atılarak karıştırılır. B tamponu: 5,5 gr Akrilamid ve 0,15 gr BİS alınıp 25 ml ye tamamlanır ve içine magnet

atılarak karıştırılıp, buzdolabında saklanır.C tamponu: 0,03 gr Amonyum sülfat (NH4HSO4) alınıp, 2 ml suda çözündürülür (30 mg/ml

olacak şekilde). Bu tampon deney sırasında hazırlanır. D elektroforez jelinin hazırlanışı:15 ml A tamponundan, 13,5ml B tamponundan ve 1,5 ml C tamponundan alınıp bir

behere konulur. Bunun içine 45µl TEMED konulup kendi kendine karışan bu solüsyondan uzunluğu 6,5 cm olan jel tüplerine konulur. Tüplerin üst kısmında 0,5 cm kadar boşluk bırakılır.

c) Proteinlerin denatürasyonu• Proteinlerden 4µl (veya değişik hacimlerde olabilir) alarak önceden numaralandırılan tüp-

lere konulur.•Standartlardan 6µl alınıp standart tüplerine konulur. Burada üç tip standart protein kulla-

nılmaktadır:Bovin Serum Albumin (BSA)TripsinojenOvalbumin• Daha sonra % 10’luk SDS ten 5 er µl alınıp bu tüplere ayrı ayrı konulur.• Her tüpe 5µl MET ilave edilir.• Her tüpe 5 µl Brom Fenol Blue konulur.• Her tüpe %50 lik gliserinden tüplerdeki hacim aynı olacak şekilde konulur (Standart bu-

lunan tüplere daha az).• Bu tüplerin ağızları parafilmle kapatılır, içinde su bulunan bir behere konularak 100 oC’ye

kadar kaynatılır. Bu şekilde proteinler denatüre edilmiş olur.d) Denatüre edilmiş proteinler jel tüplerine konulur. Bu işlem yapılırken her, defasında oto-

matik pipetin ucu değiştirilmeli ve konulan proteinler aynı miktarda olmalıdır.e) Elektroforez kabının alt ve üst bölmeleri 1/1 oranında sulandırılmış A tamponu ile dol-

durulur. Jel tüpleri de ağzına kadar bu solüsyon ile doldurulur. Her jel tüpünün ağız kısmına 1-2 mm su konulur. Elektroforez aletinin alt elektrotu anot (+), üst elektrotu katot (-) olacak şekilde tüp başına 8mA akım uygulanır ve 4-4,5 saat süre ile elektroforez işlemi sürdürülür.

f) Elektroforez sonunda jeller cam tüplerden çıkartılır. İşaret boyanın yeri bir iğne ile belir-lenir. E solüsyonu (boyama solüsyonu) tüplere konularak 30 dakika beklenir.

g) Boyama işlemi sonucunda tüplere F solüsyonundan (boya çıkarma solüsyonu) konur. Bu solüsyon birkaç kez değiştirilerek jellerin boyası çıkartılır.


Bütün jel tüpleri için akımın veriliş süresi ve akım şiddeti aynı olduğundan proteinlerin mobilitesini hesaplamak mümkündür Mobilite (m); protein bandının yürüme uzaklığının (X), işaret boyanın yürüme uzaklığına (X¢) oranıdır.

Jeldeki bantlar şekildeki gibi ise, m= X/X¢ dür. Kullanılan standart proteinlerin mobiliteleri bulunup;

LogM= f (m); M= molekül ağırlığı

Log M ile m arasında bir grafik çizilir. Bu grafikten molekül ağırlığı tayin edilir.

Not: Ordinata logM ve apsise m alınız. Kolaylık olması için yarı logaritmik grafik kağıdı kullanılır.

IV. Bulgular

Mobilite Molekül ağırlığı Protein

(m) (M) Adı

___________________________________________________

X1 .... .... ....

X2 .... .... ....

X3 .... .... ....

V. Tartışma ve Sorular1) Proteinlerin yapısı hakkında bilgi veriniz.2) Hücrenin yük dengesi nasıl oluşur, hücrenin iç ve dış kısmında hangi yüklü partiküller

vardır ?3) DNA elektroforezi ne demektir? Hangi amaçlarla kullanılır.4) Elektroforez işlemi için proteinlerin denatürasyonu niçin gereklidir, açıklayınız.5) Yüklü bir iletken kürenin içinde elektrik alan ve potansiyel nasıl değişir açıklayınız,

grafiğini çiziniz.6) Yüklü bir iletken kürenin yarıçapı R ise, küre yüzeyinde ve küre dışında elektrik alan ve

potansiyel nasıl değişir, grafiksel olarak açıklayınız.7) Coulomb Kanununun matemaktiksel ifadesini yazıp, yorumlayınız.8) Stokes Kanununun matematiksel ifadesini yazıp yorumlayınız.9) Faraday Kanunlarının matematiksel denklemini ve ifadelerini açıklayınız.10) Tıpta elektroforez hangi amaçlarla, hangi hastalıkların teşhisinde kullanılır?


Şekil 5-b.(Sigma Tchnical Bulletin’den alınmıştır)

B-YATAY ELEKTROFOREZ

AGAROZ JEL ELEKTROFOREZİ İLE DNA ANALİZİ

a) Agaroz Jel Hazırlama

b) DNA Elektroforezi Sonuçlarının Değerlendirilmesi


I. Araç ve Gereç• Agaroz • Asetik Asit • Borik Asit • Etilendiamintetraasetikasit (EDTA) • Etil Alkol • Trisma Base • DNA cetveli• Agaroz Elektroforez Tankı • Buzdolabı • Dijital Fotoğraf makinesi • Güç Kaynağı • Karıştırıcı • Mikrodalga Fırın• Otomatik Mikro Pipetler ve uçları• Santrifüj • Terazi • Transilluminator • Vorteks

II. Genel Bilgi ve Amaç II.1. Jel ElektroforeziElektroforetik teknikler makromoleküllerin karekterizasyonu ve saflık derecelerinin be-

lirlenmesi amaçlı kullanılır. Temel prensibi DNA, RNA ve protein vb. moleküllerin üzerinde taşıdıkları net yükü kullanarak, elektrik alan içerisinde hareketlendirmektir. Sonuç olarak mo-leküller büyüklüklerine göre jelde sıralanırlar. Molekülün anoda mı (+ kutup) yoksa katoda mı (- kutup) doğru hareket edeceği molekül üzerindeki net yüke bağlıdır. Elektroforez tekniğinde tampon çözeltiler kullanılır.

II.2.Agaroz Jel Elektroforezi

Agaroz lineer bir polimer olup D-galaktoz ile L-galaktoz moleküllerinin glikosidik bağlarla birleşmesi sonucu oluşmuştur. Kullanılan agaroz polimerleri yaklaşık 880 adet galaktozdan olu-şur. Agaroz saflık derecesi, erime sıcaklığını ve moleküllerini ayırma kapasitesini etkiler.

Aşağıdaki faktörler DNA nın koşma hızını belirler:

1. DNA nın moleküler büyüklüğü2. Agaroz konsantrasyonu3. DNA’nın konformasyonu4. Etidium bromür olup olmayışı 5. Uygulanan Voltaj.6. Elektroforez tamponu


II.3. Jel Yükleme tamponlarıDNA örneğinin yoğunluğu artırılarak jel üzerindeki kuyucuklara homojen olarak yerleşme-

si sağlanır. Yükleme tamponu içerisindeki brom fenol mavisi, örneklerin koşma esnasında hangi noktaya kadar geldiklerini de tespit etme imkanı verir (Şekil 7).

Şekil 6.Agaroz Jel Elektroforezi Deney seti

III. Yöntem ve Deneysel İşlem1. Jel tabağının kenarları uygun bir şekilde kapatılır.2. Yeterli miktarda elektroforez çözeltisi hazırlanır. (1x TAE)3. Gerekli miktarda agaroz tartılır. Tampon eklendikten sonra mikrodalga fırında veya

elektrikli ısıtıcı üzerinde eriyene kadar beklenir.4. Sıvı hale dönüşmüş çözeltinin sıcaklığı elle dokunulabilecek noktaya geldiğinde jel ta-

bağına dökülür ve oda sıcaklığında yaklaşık 30 dk bırakılır. Kuyucukların oluşması için tarağın jel polimerize olmadan yerleştirilmesi gerekir.

5. Jel oluştuktan sonra tarak dikkatli bir şekilde çıkarılır ve yürütme tankına yerleştirilir.6. DNA örnekleri yükleme tamponu ile karıştırılır ve bir DNA örneği bir kuyucuğa gele-

cek şekilde yüklenir. Sisteme akım verilerek koşu başlatılır(Şekil6).


Şekil 7. DNA örneğinin yürütülmesi

IV. Bulgular

V. Tartışma ve Sorular1-Elektroforez nedir?

2-Tıp alanında uygulamalarını araştırınız.

3-Yöntem hakkında “Pubmed” taraması yaptınız mı?

(Bir örnek çalışma sunumu hazırlayınız)

Kaynaklarınızı not ediniz:

(Hazırlık için kullandığınız WEB adresleri dahil)

Örnek:

www.sumanasinc.com/webcontent/animations/content/gelelectrophoresis.htmlney:


Deney :T1TERMOKUPL CİHAZI İLE VÜCUT SICAKLIĞININ ÖLÇÜLMESİ

a) Termometrib) Vücut Sıcaklığının Düzenlenmesi

I. Araç ve Gereç

•TE 3 tipi elektrik üniversal termometresi•Farklı tipte elektrotlar•Farklı elektrotlardan aynı anda ölçümü sağlayan bağlantı kutusu.

II. Genel Bilgi ve AmaçVücut sıcaklığınının ölçümü hastalık takibinde ve özellikle bazı hastalıklarda çok önem

taşıyabilen bir metottur. Sıcaklığın hastada sürekli ölçümü gerekmediği zamanlarda, örneğin klinikte hasta takibinde cıvalı termometreler kullanılmaktadır. Günümüzde elektronik aletlerle sıcaklık ölçümü de yaygınlaşmaktadır, öyle ki bu elektronik termometreler sadece araştırma-larda değil çeşitli amaçlarla kliniklerde de kullanılmaya başlanmıştır. Örneğin; vücudun çeşitli noktaları arasındaki deri sıcaklığı farklarını gözlemekte bu elektronik termometrelerin kullanımı şarttır. Isıya duyarlı elektronik aletler; birbirinden farklı iki metalin birleşmesinden oluşan ve “termokupl” olarak adlandırılan sistem ve ısıyla direnci değişen yarı iletken bir elementten olu-şan “termistör” sistemi olarak ikiye ayrılır.

Termokupl prensibine dayanan ve deneyde kullanılan termometrenin çalışma metodu; birer uçları birleştirilen farklı iki metalin düğüm noktaları ısıtılınca serbest uçlar arasında bir potan-siyel farkı oluşur. Bu olaya “termoelektrik olay” adı verilir. Bu iki metal arasında oluşan voltaj, kullanılan metallerin cinsine göre değişir.

AB

Fe Cu

Şekil 1. Farklı iki metal düğüm noktasında ısıtıldığında serbest uçlar arasında potansiyel farkı meydana gelir.


Birim sıcaklık farkı başına ortaya çıkacak elektromotor kuvvetinin (e.m.k.) değeri, seçilen metal çiftinin, elektropozitiflik sırasında birbirinden uzaklığına bağlıdır. Bu iki metalin kaynak yerlerine ısı uygulandığında akım, bir önceki sıradaki metalden daha sonraki metale geçer. Bu şekilde ısı enerjisi, elektrik enerjisine çevrilir. İşte bu iki metalin oluşturduğu bu sisteme termo-elektrik pil adı verilir. Bir veya daha çok termoelektrik çiftin (termokupl), e.m.k. oluşturacak şe-kilde düzenlenmesi halinde termopil meydana gelir. Termoelektrik e.m.k.’nin sıcaklıkla artması sıcaklık ölçmek için bize son derece iyi bir imkan vermektedir.

Homoiotermik canlılar (sıcakkanlılar) çevre sıcaklığından bağımsız olarak vücut sıcaklık-larını sabit tutabilirler. Bu, vücuttaki bir kontrol sisteminin yardımıyla sağlanır. Vücuttaki belli bölgelerin sıcaklığı; hipotalamus ile bağlantılı olan ciltteki termoreseptörler ve internal termo-reseptörler aracılığıyla ayarlanır. Eğer vücudun belli bölgelerindeki sıcaklık vücudun o bölgesi için ideal değerden sapma gösterirse, soğutucu veya ısıtıcı sistemler aktive olurlar; Kas yapı-sındaki ürperme olarak algıladığımız kasılmalar, kan akımındaki değişmeler, kahverengi yağ dokusunda ısı yapımı, ter bezlerinin aktifleşmesi v.b.

A B

T1 T2

Cu

Fe

Cu

Şekil 2. T1 = T2 olduğunda termopil’in e.m.k.leri eşit olacağından galvanometreden hiç akım geçmez.

Böylelikle sıcakkanlılarda termoreseptörler, çevre sıcaklığını algılamakla kalmayıp aynı zamanda vücut sıcaklığının kontrolü ve regülasyonunda da görev alırlar. Bu görevleri; kendi yerleştikleri bölgenin sıcaklığını algılayıp hipotalamusla bağlantı kurmaktır. Vücutta geçen tüm bu olaylar “termoregülasyon” olarak adlandırılır.

III. Yöntem ve Deneysel İşlemIII.1. Kalibrasyon:

a) Cihazın sağ üstündeki düğme kontrol © pozisyonuna getirilir.

b) Sol üstteki adjusment (A) düğmesi ile ekranda görülen ışık yuvarlağı skala üzerindeki kırmızı çizgiye ayarlanır.

c) Sağ üstteki düğme measuring’e (M) alınarak cihaz ölçüme hazır hale getirilir.

III. 2. İstirahat ve efor sonrası deri temperatürü farklarının gözlenmesi.

a) Denek istirahat halindeyken en az 5 farklı noktada deri sıcaklığı saptanıp, kaydedilir.

b) Deneğe 5 dakika sürecek ve mümkün olduğunca tüm vücudu ile katılacağı bir egzersiz yaptırılır.

c) Egzersiz sonrası, istirahat halindeyken ölçüm yapılan noktalardaki deri temparatürü sap-tanıp, kaydedilir.


III.3.Sıcaklığın düzenlenmesi a) Denekten sol el orta parmak pulpasından termokupl ile sıcaklık ölçümü yapılır (Tüm

deney boyunca termometre ile pulpa teması kesilmeyecek ve sürekli ölçüm yapılacaktır).

b) Deneğin sağ eli buzlu suya sokularak 2 dakika bu suda tutulur ve sonra sudan çıkarılır.

c) Deneğin eli soğuk suda iken ve çıkarıldıktan sonra, her dakikada bir olmak üzere 8 daki-ka daha sol el orta parmak pulpasından ölçüm yapılmaya devam edilir.

d) Tüm ölçümler, X-ekseni (dakika olarak) zaman, y-ekseni ( oC olarak) sıcaklık olan bir grafik haline getirilir.

IV. Bulgular Egzersiz öncesi Egzersiz sonrası Buzlu su Sıcak su

V. Tartışma ve Sorular1) Termokupl prensibini açıklayınız.2) Deri sıcaklığına etkili faktörler nelerdir?3) Termoregülasyon nedir ve nasıl gerçekleşmektedir?4) Klasik civalı termometre ile vücut ısısı takibi klinikte nasıl bir önem taşır ve özellikle

takip edilmesi gereken durumlar hangileridir? 5) Elektronik termometreler ile klinikte sizce hangi durumlarda nasıl bir ısı takibi yapıla-

bilir, tartışınız.


Deney: H 1VÜCUT SIVILARINDA VİSKOZİTE ÖLÇÜMÜa) Plazma ve Kanda Viskozite Ölçülmesib) Viskozite-Hematokrit İlişkisinin Saptanması

I. Araç ve Gereç• Harkness viskozimetresi• Mikrohematokrit santrifüjü • Mikrohematokrit tüpleri• Enjektör• Çeşitli sıvı örnekleri: Plazma, kan, distile su, % 0,9 NaCl solüsyonu • Milimetrik kağıt

II. Genel Bilgi ve AmaçViskozite, en basit tanımıyla sıvı veya gazların akışa karşı gösterdikleri iç dirençtir. Aynı

fiziksel şartlarda ele alındığında sıvılar arasındaki viskozite farkları, içerdikleri taneciklerin konsantrasyonları ve yapısal değişikliklerinden kaynaklanır. Saf suyun 20 0C’deki viskozitesi 1mPa.s (milipaskal.saniye), tam kanın 370C’deki viskozitesi 3,0 ile 4,0 mPa.s ve plazma visko-zitesinin normal değeri 1.10 -1.35 mPa.s arasındadır.

II.1.Kan viskozitesini etkileyen faktörlerKanın damarlardaki akışı normalde dar ve rijit borulardaki sıvıların akışı gibi laminer nite-

liktedir. Üst üste tabakalardan oluşan akışkanda alttaki tabaka üstteki tabakanın hareketini engel-lemeye çalışır. Kan viskozitesini etkileyen faktörler olarak; Hematokrit (Hct), eritrosit deforma-bilitesi, eritrosit – trombosit - lökosit agregasyonu, plazma viskozitesi, kan akış hızı ve sıcaklığı sayabiliriz.

a)Hematokrit (Hct): Kan hücrelerinin hacminin toplam kan hacmine oranına Hct denir. Kanda hücrelerin yüzde oranı ne kadar artarsa (Hct’nin) kanın yan yana tabakaları arasındaki sürtünmede o kadar artar. Bu sürtünmede viskoziteyi belirler. Hct değeri ve kan viskozitesi ara-sında eksponansiyel bir ilişki vardır. Hct yükseldikçe kanın viskoziteside artar.

Şekil 1.Hematokritin kan viskozitesine etkisi - Şekil2. Dispers faz konsantrasyonu -viskozite


b)Eritrosit deformabilitesi: Eritrositler ~8mm çap ve 2 mm kalınlığında bikonkav disk şeklindedirler. Eritrositlerin bikonkav disk yapısı membranın yüzey alanını arttırmaksızın şekil değiştirebilmelerini sağlar. Uygulanan bir kuvvet etkisi altında eritrositlerin şekillerini değişti-rebilme yeteneğine eritrosit deformabilitesi denir. Kuvvet etkisi ortadan kalktıktan sonra tekrar eski şekillerine dönerler. Herediter sferositozda da olduğu gibi eritrositlerin aşırı derecede rijit olduğu patolojik durumlarda kan viskozitesi artar. Büyük kan damarlarında deformabil eritro-sitler laminar akış doğrultusunda hareket ederler ve böylece kanın viskozitesini azaltırlar. Daha küçük damarlarda eritrosit deformabilitesi üzerinde Fahraeus-Lindqvist etkisi gözlenir.

Şekil3. Eritrositlerin deformabil özellikleri sayesinde kapillerlerden geçişleri

c)Eritrosit, Trombosit, Lökosit agregasyonu: Sağlıklı kişilerde eritrositler rulo yapı de-nilen agregatlar oluştururlar. Çözelti içindeki parçacıkların küme oluşturması anlamına gelen agregasyon ortamdaki makromoleküllerin konsantrasyon ve tipine bağlı olarak değişir.

Şekil4. Eritrosit agregasyonu

d)Plazma viskozitesi: Albumin, globulin ve fibrinojen gibi plazma proteinleri plazmanın viskozitesini etkiler. Plazma viskozitesi hastalık ve doku hasarı gibi patolojik durumlarda daha yüksek değerlere çıkar. Albumin gibi küçük proteinlerin viskozite üzerindeki etkileri çok azdır. Albumine göre globulinlerin etkisi daha fazladır. Fibrinojenin etkisinin diğer plazma protein-lerine kıyasla büyük olmasının nedeni, asimetrik yapıda olması ve molekül ağırlığının büyük olmasıdır. Eritrositler üzerinde bir tabaka oluşturarak, eritrosit agregasyonunun hızlanmasıyla kanın viskozitesini arttırır.

e)Kanın akış hızı: Düşük akış hızlarında eritrositlerin agregasyonu plazmadaki proteinle-rin konsantrasyonlarına bağlı olarak değişir. Akış hızı artarken kanın viskozitesi azalır. Eritro-sitler damar merkezine hareket ederek bu bölgede birikirler. Çok düşük akış hızlarında hücreler agregat oluştururlar ve viskoziteyi artırırlar. Kan akım hızı artarken agregasyon azalır ve visko-zite de azalır.

e)Sıcaklık: Sıcaklığın artışı viskoziteyi azaltır.

Eritrositler damar içinde laminer akıştan dolayı akımının merkezine doğru toplanma eği-limindedirler. Çepere yakın daha çok plazma akımı olduğundan dik açı ile ayrılan yan dallarda


eritrosit sayısı daha azdır. ²Plazma skimming² denen bu olay kapillerlerde viskozitenin büyük damarlara göre %25 kadar düşük değerde bulunmasına neden olur.

İn vitro koşullarda viskozite in vivo koşullara göre daha yüksektir.

h=p. r4.Dp. / 8.Q.l

Dp= Basınç gradyanı

r= Tüp yarıçapı

l= Tüp uzunluğu

Q= Debi

Şekil 5. Harkness Kapiller Viskozimetresi


Not: Cihazın “zaman ayarlayıcı” düğme, vakum pompası ve civa haznesini bağlayan mus-luğun dışındaki düğme ve musluklara dokunmayınız.

III. 1. Deneysel işlem

a) Cihazın açma anahtarı (açık-on) durumuna getirilir.

b) Sağdaki hazneye viskozitesi tayin edilecek sıvı örneğinden 1ml koyulur.

c) Vakum pompasıyla bağlantıyı sağlayacak olan en soldaki musluk çevrilerek civa seviyesi başlangıç elektrotunun gerisine çekilir

d) Zaman ayarı sıfırlanıp musluk kapatılır. Vakum etkisinden kurtulan civa geriye doğru ak-maya başlayacak ve bu esnada kapillerdeki sıvıyı da sürükleyecektir. Başlangıç elektrotu ile cıva temasa geçtiğinde zaman ayarı çalışmaya başlayacak, bitiş elektrotuna ulaştığında ise duracaktır.

e) Distile suyla yapılan ölçüme göre aşağıdaki formülden herhangi bir sıvının bağıl visko-zitesini ( 370C deki viskozitesi bilinen saf suyu referans alarak viskozitesi bilinmeyen sıvının ölçülmesi) mPas olarak hesaplayabilirsiniz.


hö=hsu (tö/tsu)

ηö= Örnek sıvısının viskozitesi

ηs= Suyun viskozitesi 0,693 mPa s

tö= Örnek sıvının akış süresi

ts= Suyun akış süresi

Not: Her ölçümden önce örnek haznesini temizleyiniz ve boş olmasına dikkat ediniz.

III.2. Plazma elde edilmesi

a) 5 ml kan örneği santrifüj edilir.

b) III.1. de anlatılan işlem sırasıyla, plazma viskozitesi ölçülür.

III.3. Örnek viskozitesinin ölçümü

a) 5 ml normal kan örneği alınır.

b) 4 farklı tüpe 1 ml kan koyularak üzerine 0,2-0,4-0,6-0,8 ml serum fizyolojik ilave edilir.

c) Her tüpten, mikrohematokrit tüplerine kan alınarak Hct değerleri okunur.

d) Normal kan ve serum fizyolojik ile dilue edilen kanların viskoziteleri tayin edilir.

e) Hematokritin fonksiyonu olarak viskozite grafiği çizilir.

IV. Bulgular

V. Tartışma ve Sorular1) Elektroforez, eritrosit sedimantasyon hızı (ESR) ve viskozimetreyi avantaj ve dezavan-

tajları yönünden karşılaştırınız.

2) Sıvı örneklerinin bağıl viskozitelerindeki değişikliklere sebep olan faktörleri tartışınız.

3) Viskozite ve Hct arasında nasıl bir ilişki saptadınız?

4) Akış hızı ile viskozite arasındaki ilişkiyi tartışınız.


Milimetrik Grafik KağıdıYatay Eksen: Doğrusal, 5mmDikey Eksen: Doğrusal, 5mm


Deney: H 2SPEKTROFOTOMETRİK YÖNTEMLERLE VÜCUT SIVILARINDA

MOLEKÜL KONSANTRASYONLARININ ÖLÇÜLMESİa) Hemoglobin Absorpsiyon Spektrumub) Fibrinojen Konsantrasyonunun Saptanması

I. Araç ve Gereç• Spektronik 20 spektrofotometresi• Kan örneği• Amonyum hidroksit çözeltisi (%0,4)• Distile su• Özel tüpler• Hemoglobin pipeti• Lancet• Alkol• Pamuk• Serum fizyolojik(% 0,9 NaCl)• 1/40 M CaCl2

• % 10 NaOH• % 20 Na2CO3

• Folin çözeltisi• Tirozin• Trombin.

II. Genel Bilgi ve AmaçSpektrofotometri, kimyasal maddelerin ışık aracılığı ile analizini yapan bir yöntemdir.

Spektrofotometre bu analizi yapan cihazdır. Spektrofotometrelerde konsantrasyonu bilinen bir standart çözeltinin absorpladığı ışık miktarı (absorbans,optik yoğunluk) ile konsantrasyonu bi-linmeyen çözeltinin absorpladığı ışık miktarı karşılaştırılır.Monokromatik bir ışık demeti bir madde tabakasına çarptığı zaman ışık demetinin bir kısmı yansır, bir kısmı madde tarafından absorblanır. Diğer bir kısmı ise bu madde tabakasından geçer. Tabakaya gelen ışık şiddeti Io, yansıyanınki Ir tabakadan geçen ışık şidrdeti It ve absorblanan ışık şiddeti Ia ile gösterilecek olursa aşağıdaki bağıntı yazılabilir.

Io = Ir + It + Ia


Yansıyan ışığın şiddeti bir kere madde çözeltisi ile ve bir kerede saf çözücüye karşı ölçme yapıldığından ve bu arada da aynı şartlarda yansıyan ışık şiddeti ile denkleşeceğinden yukarıdaki ifade Io = Ia + It şeklini alır.

Tabakaya giren ışıkla, tabakadan çıkan ışık şiddeti arasındaki bağıntıyı Lambert- Beer ince-leyerek isimlerini verdikleri Lambert-Beer Kanununu ortaya atmışlardır. Bu kanuna göre renkli bir çözeltinin absorbe ettiği ışık miktarı, bu çözeltinin rengini meydana getiren maddenin kon-santrasyonu ile doğru orantılıdır.

Cebirsel olarak A= K.C.L şeklinde yazılır. Yani belirli bir maddenin belirli bir çözücüdeki çözeltisinden belirli bir dalga boyundaki monokromatik bir ışık geçirilecek olursa bu maddenin absorbladığı ışık miktarı, o maddenin kendisine özel absorbsiyon katsayısı, tabaka kalınlığı (cm) ve konsantrasyonunun çarpımları ile orantılıdır.

A: Absorbans (optik yoğunluk)

K: Rengi meydana getiren maddenin sabit karakteristiği, (absorbsiyon katsayısı, belli bir miktar tayini için sabittir)

C: Rengi meydana getiren maddenin konsantrasyonu.

L: Tabaka kalınlığı (bütün ölçüler için aynı tüp ve küvetler kullanılırsa göz önüne alınmaz).

Lambert-Beer Kanunu’na göre absorbans konsantrasyon ile orantılıdır ve kısaca A α C ile gösterilir.

Transmittans: It/Io oranına denir ve T ile gösterilir. 100 T yüzde transmittans adını alır(%100 Geçirgenlik).

Optik yoğunluk = Absorbans = log Io / It ifadesi ile gösterilir.

Çözelti tarafından absorbe edilen ışık miktarının bir ölçüsüdür. Optik yoğunluk, transmit-tansın negatif logaritmasına eşittir.

Optik yoğunluk = Absorbans = -log T = log 1/T = log 100 / % transmittans.

Şekil 1

II.1. Spektrofotometrenin çalışma prensibi

Bir ışık kaynağından çıkan ışık bir seri aynalardan geçirilerek bir kuartz prizmaya düşürü-lür. Işığın bu prizmada kırılması sonucu bir spektrum oluşur. Prizmanın arka yüzeyi alüminize edilmiş ve bu suretle ışığın ikinci kez kırılması engellenmiştir. Spektrumun 400-800 mm arasın-daki dalga boylarında, genellikle renkli çözeltilerin incelenmesi yapılabilir. Renksiz çözeltiler,


görünür spektrum bölgesinde ışığı absorbe etmezler. Absorblanan dalga boyları infraruj veya ultraviyole ışınlarla ilgilidir.

Aygıtın ölçüme hazırlanması için önce ölçümü yapılacak maddeye uygun, yani test ma-teryalin en fazla absorbe edebildiği ışığın dalga boyu ilgili yayından okunur. Prizmanın konumu istenilen dalga boyuna göre ayarlanır. Bu şekilde yalnız seçilen dalga bandı veya rengi geçiri-lerek, diğer ışınların geçişi engellenir. Seçilen ışık test çözeltisinden geçtikten sonra fotosele (photo-cell) gelir. Burada ışın elektriksel akıma dönüşür ve galvanometrede optik yoğunluk ve % transmittans olarak okunur.

Bu ölçüler, test maddesinin belli miktarda içeren veya hiç içermeyen bir referans çözelti ile karşılaştırarak yapılmalıdır. Referans çözeltiye kör deney (Blank) da denir. Analiz, yapılma-dan önce spektrofotometre kör deney ile sıfıra (% transmittansa veya 0 optik yoğunluğa) ayar edilmelidir. Bundan sonra test maddelerine ait okumalar doğrudan yapılır. Okunan optik yoğun-luk veya % transmittans kalibrasyon eğrisine, tatbik edilerek test maddesinin konsantrasyonu bulunmuş olur.

Şekil 2. Spektrofotometre’nin çalışma prensibi

II.2. Kalibrasyon eğrisi

Bir maddenin çeşitli konsantrasyonlardaki absorbanslarını (optik yoğunluğu) veya % transmisyonlarını işaretleyerek hazırlanmış grafiktir. Önce konsantrasyonu ölçülecek bir maddeden standart bir çözelti hazırlanır. Bu standart çözeltilerin absorbansları veya % transmis-yonları konsantrasyonu absise kaydetmek suretiyle yapılır. Bu eğri 0 noktasından geçer. Diğeri % transmisyonu ordinata, konsantrasyonu absise kaydetmek suretiyle yapılır. Bu eğri % trans-misyon noktasından geçer. % transmisyon için semilogaritmik kağıtların kullanılması gerekir. Çünkü % transmisyon ile, konsantrasyon arasında logaritmik bir bağıntı vardır. Konsantrasyonu bilinmeyen maddenin absorbans değeri veya % transmisyonu okunur. Bulunan değerler kendile-rine ait standart eğriye uygulanarak buna uyan konsantrasyon saptanır(Grafik 1).

III. Yöntem ve Deneysel İşlem1- Cihaz açılarak 10 dakika ısıtılır.

2- Ölçülecek örneğin dalga boyu (λ) ayarlanır.

3- Örnek konulacak yer boş ve üstü kapalı iken 0 ayarı yapılır.

4- Blank ile 100 (% 100 T) ayarı yapılır.

5- Bilinmeyen örneğin absorbansı(A) ya da % Transmitans(T)’ı ölçülür.


III.1. Hemoglobin ölçümü

Spektrofotometrik yöntemle hemoglobin ölçümü yapabilmek için, kanın hemoliz olması ve çözeltinin ışığı geçirir hale gelmesi gereklidir. Bir tüpe 5 ml % 0,4 amonyum hidroksit çözeltisi konulur. Parmak ucundan hemoglobin pipetiyle 20 ml kan örneği alınır ve bu tüpe eklenir. Tüp-teki karışım birkaç kez çekilip boşaltılır. Çözeltideki eritrositler tamamen hemoliz olur. Ölçüm için 2 tüp alınır. Birine saf su konup blank olarak kullanılır. Diğer tüpe ise kan örneği konularak ölçüm yapılır. Hemoglobin ölçümü için 540 mm dalga boyu ayarlanır(Şekil 3).

Şekil 3. Spektronik 20 Spektrofotometresi

Dalga boyu 400 nm’den başlayarak 20 nm aralıklarla 600 nm’e kadar örneğin spektrum ta-raması yapılır. Apsise dalga boyu (20 nm aralıklarla), ordinata da absorbans değerleri konularak milimetrik kağıda grafik çizilir.

III.2. Fibrinojen konsantrasyonunun saptanması

Yöntem, plazmaya trombin ilavesiyle oluşturulan pıhtının içindeki proteinin, alkali ortam-da folin reaktifi ile muamelesi sonucu meydana gelen rengin şiddetinin spektrofotometrede öl-çülmesi esasına dayanır. 100 ml’lik bir beher içersine 40 ml serum fizyolojik (% 0,9 NaCl) + 1 ml plazma + 1 ml 1/40 M CaCl2 + 0,35 ml trombin konur ve beher hafifçe çalkalanır. 30 dakika oda ısısında pıhtı oluşması için beklenir. Pıhtı oluştuktan sonra bir huniye süzgeç kağıdı yerleş-tirilerek süzülür. Süzgeç kağıdında kalan zar şeklindeki fibrin, çengel bagetle alınarak süzgeç kağıdında kurutulur. Kuru pıhtı bir tüpe aktarılıp üzerine 1 ml % 10’luk NaOH ilave edilir. Bu arada standart hazırlanır. Bir deney tübüne 10 ml distile su + 2 ml standart tirozin + 2 ml % 10’luk NaOH konulur ve karıştırılır. Bu karışım ve örnek içeren tüp su banyosunda kaynamaya bırakılır. Standart 10 dakika sonra, örnek (fibrin) içeren tüp 30 dakika kaynatıldıktan sonra alınır. 50 ml’lik 2 balonjoje alınır. Birine örnek tüpteki, diğerine standart tüpteki karışım dökülür.

Örnek içeren balonjojeye 3 ml % 20’lik Na2CO3 konur. Daha sonra her 2 balonjojeye 1,5 ml folin reaktifi ilave edilir. Çalkalanıp, distile su ile 50 ml’ye tamamlanır. 20 dakika sonra spektrofotometrede 520 nm dalga boyunda absorbans değerleri okunur. Blank olarak distile su kullanılır.

% Fibrinojen = Örneğin absorbans değeri / Standart’ın absorbans değeri x 520 = denklemin-den fibrinojen değeri mg/ dl olarak hesaplanır.


IV. Bulgular

V. Tartışma ve Sorular1) Kan nasıl bir sistemdir? Hemoliz olmayan kan ışığı geçirir mi?

2) Optik yoğunluk ve transmitans arasında nasıl bir bağıntı vardır?

3) Plazma proteinleri nelerdir?

4) Kan pıhtılaşmasında esas reaksiyon ve bu reaksiyonda katalizör rolü oynayan enzimin adı nedir?

5) Spektrofotometrede kimyasal maddelerin konsantrasyon ölçümü nasıl yapılır? Açıkla-yınız.


Grafik 1. Hemoglobin Kalibrasyon Eğrisi


Deney: H 3ERİTROSİT DEFORMABİLİTE İNDEKSİNİN SAPTANMASI

a) Eritrosit Deformabilite İndeksinin(E.D.İ.) Saptanması

b) Hematokrit Ölçümü

I. Araç ve Gereç• Stroboskop• Mikrohematokrit santrifüjü• Lanset• Mikrohematokrit tüpü• Alkol• Pamuk• Cam macunu

II. Genel Bilgi ve AmaçEritrositler bulundukları ortama göre şekil değiştirebilme (deformabilite) özelliğine sahip-

tir. Hipertonik çözeltiler içinde sularını vererek büzülürler. Hipotonik çözeltiler içinde ortamdan su alarak şişerler ve normal bikonkav disk şeklinden, küre biçimine dönüşürler. Kanın pH’sı asit yöne kayarsa eritrositlerin çapları büyür, alkali yöne kayarsa küçülür. Eritrositlerin mekanik ola-rak aşırı deformasyonu, hücrenin normalden diğer şekillere kalıcı olarak dönüşmesine yol açar.

Eritrosit deformabilitesini ve bikonkav şeklini sağlayan adenozin trifosfat(ATP) dir, ATP azaldıkça hücre küre şeklini alır ve deformabilite kaybı olur. Bazı hastalıklarda eritrosit defor-mabilitesi azalmasına bağlı olarak kan vizkozitesi artar. Eksternal sıvı vizkozitesinin yükselmesi durumunda eritrositler daha yavaş hareket ederler.

Dolaşımdaki eritrositin yaşam süresini belirleyen faktör, kendi deformabilitesidir. Eritrosit deformabilitesini, hücrenin iç viskozitesi ve membran esnekliği etkilemektedir. Bazı hastalık-larda eritrosit deformabilitesinde, hemoglobin ve membran arasındaki etkileşmenin önemli bir rolü olduğu kabul edilmektedir. Hücre içeriği de deformabilitede önemli rol oynar. Aköz sıvı, eritrositin normal hemoglobin (Hb) açısından maksimum konsantrasyonda bir sıvıdır. Hb kon-santrasyonunun daha yüksek olması içeriğin sıvı özelliğini bozarak, deformasyon özelliğini de bozar. Örneğin çeşitli Hb farklılaşmaları (HbS, HbC), hücre içi sıvı viskozitesini, dolayısıyla eritrosit vizkozitesini de değiştirir.

Sayılan bu faktörlerden(ATP, Membran, Hb) biri veya birden fazlasının değişmesi, defor-mabiliteyi ve eritrositin membran iskeleti fonksiyonlarını bozabilir.


Eritrositin deformabilitesi, kan viskozitesinde önemli bir faktördür ve kapiller dolaşımda kan akımı belirleyen temel faktörlerden biridir. Kanın hematokrit değeri de kan vizkozitesini et-kiler. Hematokrit artarsa kan viskozitesi de artar. Deformabilite azalmasının, kan viskozitesinin artmasına neden olduğu gösterilmiştir. Kanın sedimantasyon hızı da hematokrit, viskozite ve plazma proteinlerine bağlıdır. Sedimantasyon’daki çöküntünün % 99,9’u eritrositler olduğu için, bu olaya “eritrosit çökme hızı” (Packing rate) da denir. Kan tüplere konup santrifüj edilirse çök-me hızlanır. Eritrositlerin sayılarının artmasında veya çapları küçüldüğünde çökme hızı yavaşlar. Anemilerde ve eritrosit çapları büyüdüğünde çökme hızlanır.

Bütün bu değişiklikler kan akışını da etkiler. Tüp içinden geçen sıvının akış hacmi p. r4. Δp Q = ----------------- formülü ile ifade edilir. 8. h. l

Q = Zaman birimindeki akış hacmi Δp= Sabit basınç r = Damar yarıçapı l = Damar uzunluğu h = Viskozite

Burada h.8.l / p.r4 = R (direnç) ifade eder.Görüldüğü gibi direnç damar uzunluğu ve viskozitesi ile artmakta, damar yarıçapının dör-

düncü kuvvetiyle azalmaktadır.


III.1. Eritrosit Deformabilite ölçümü

Eritrosit deformabilitesi şu yöntemlerle ölçülebilmektedir:

1- Mikropor filtrasyon ( 3 mm çaplı filtrelerle),

2- Mikropipet elastimetri (mikrokapillerli pipetlerle),

3- Vizkozimetrede shear kuvvetine karşı, eritrositin uzama miktarı ölçülerek,

4- Stroboskopik santrifüj yöntemi.

Burada, stroboskop ve mikrohematokrit santrifüjünün kullanıldığı stroboskobik yöntem kullanılacaktır.

Eritrositlerin santrifüj sırasındaki toplanma hızı, santrifüj rotasyon hızına, mikrohematok-rit tüpünde toplanan hücre sütunu yüksekliğine, hücre ve plazma arasındaki yoğunluk farkına, santrifüj dönme zamanına ve hücrelerin fleksibilesine bağlıdır. Bu nedenle rotasyon hızı, hücre sütunu yüksekliği, dönme zamanı sabit değerlerde tutulmalıdır ki toplanma hızı sadece diğer parametrelere bağlı olarak değişsin.


Santrifüjün dönme hızı 3000 devir/dakika olarak kullanılacaktır. Bunu sağlayan düzenek aşağıdaki şemada görülmektedir.

Stroboskop, belirli frekanslarda ışık verebilen bir aydınlatma aracıdır. Bu sistemde strobos-kobun bu özelliğinden yararlanılmaktadır. Şöyle ki, Santrifüj 3000 devir/dakika ile döndüğünde, stroboskobun ışık verme frekansı da 3000 Hz/dakika olacak şekilde ayarlandığında, santrifüj durur gibi görünmektedir. Aydınlıktaki bu olay, bize santrifüj tablası üzerindeki Hct tüpünün içinde ve eritrositlerin merkezden uzaklaşan yönde plazma içindeki hareketini izleme olanağı vermektedir.

Şekil 1.Stroboskobik yöntem ile eritrosit deformabilitesi ölçüm düzeneği(A1, A2)Zamana bağlı hematokrit değişimi(A3, A4)

Bu yöntemde çok az kan miktarı ile çalışmak imkanı vardır. Parmak delinerek mikrohema-tokrit tüpüne belirli seviyede kan çekilir. Tüp, santrifüje yerleştirilerek, santrifüj işlemi esnasında ilk 10 dakika içinde 30’ar saniye aralıklarla oluşan plazma sütunu ölçülür. 30’ar saniye aralıklar-la elde edilen bu değerleri hematokrit değerine çevirerek zamana bağlı hematokrit değerini elde etmiş oluruz. Bu değerlerin Hct zaman grafiğini çizerek eritrosit deformabilitesini %Hct/dakika olarak elde ederiz.

a) Cihazın fişleri prize takılır ve cihazlar çalışır duruma getirilir.

b) Parmak ucundan mikrohematokrit tüpüne kan çekilir.

c) Santrifüj zamanını 10 dakikaya ayarlanır.

d) Stroboskobu çalıştırarak santrifüjle dengeye gelecek şekilde ayarlanır.

e) Santrifüjün devri ile stroboskobun çakma frekansı eşit olduğunda, santrifüjün tablası durur gibi görünür.

Önemli Not: Santrifüj çalışırken elinizi tabla üzerine değdirmeyiniz.


f) 30’ar saniye aralıklarında plazma sütunu uzunluğu cetvel yardımıyla okunur.

g) Okunan plazma sütunu uzunluklarından Hct (hematokrit) değerleri bulunur.

h) Elde edilen Hct değerlerinden (milimetrik kağıda) zamana bağlı değişim grafiği çizilir. Elde edilen doğrunun eğiminden eritrosit deformabilite indeksi(E.D.İ.) hesaplanır.

ı) Düzeltme formülü kullanılarak eritrosit deformabilite indeksi % 40 Hct değerine göre hesaplanır.

Düzeltme formülü: Log10 (E.D.İ) = log10(E.D.İ)%Hct –{0.019(40-Hct)}

IV. Bulgular

V. Tartışma ve Sorular1) Eritrosit deformabilitesi nedir?

2) Eritrosit deformabilite yeteneğinin akış sırasındaki önemi nedir?

3) Eritrosit deformabilitesini etkileyen temel faktörler nelerdir?

4) Hematokrit miktarının değişmesi eritrosit deformabilitesini değiştirir mi? Neden?

5) Sıcaklığın eritrosit deformabilitesi üzerine etkisi olup olmadığını tartışınız ve sebeplerini açıklayınız.


Deney: H 4VÜCUT SIVILARINDA YÜZEY GERİLİM KATSAYISININ

SAPTANMASI (TATE KANUNU UYGULAMASI)a) Kan Plazmasının Yüzey Gerilim Katsayısının Bulunması

I. Araç ve Gereç• Damlalık (pipet)• Hassas terazi• Saat camı• Kan, serum• Saf su

II. Genel Bilgi veAmaç İçinde sıvı bulunan (r) yarıçaplı pipet dik olarak tutulduğunda alt ucunda oluşan damlayı

dengede tutan kuvvet(F)=2.p.r.a dır. [a(dyn/cm) sıvının yüzey gerilim katsayısıdır]. Yüzeyde birim uzunluğa dik olarak etkiyen yüzey gerilim kuvvetine “yüzey gerilim katsayısı”denir. Bu katsayı sıvının cinsine, yüzeyin temizliğine ve sıcaklığına bağlıdır. Yüzey gerilim katsayısını ölçeceğimiz kan plazmasının % 90’ı su %10’u organik ve anorganik olan çeşitli maddelerden oluşmuştur. Plazma proteinleri albümin, globulin ve fibrinojen olmak üzere başlıca üç gruptan ibarettir.Yüzey gerilim katsayısını bilinen sıvının bir damlasının ağırlığı F1, bilinmeyenin F2 ola-cağından aynı pipet kullanıldığı için (r) yarıçapı değişmez.

F1= 2 .p .r .a1 F2= 2 .p .r .a2

F1/F2= a1/a2

a2= F2/F1. a1 (dyn/cm)

III. Yöntem ve Deneysel İşlemDikkat: Bütün tartımlarda çift tartım yöntemi uygulanacaktır. Bu yönteme göre, cismin

önce sağ sonra sol kefede tartısı alınır. Bulunan değerler toplanarak ikiye bölünür. Yani aritmetik ortalama alınır.

a) Saat camı saf suyla yıkanıp, kurutulduktan sonra hassas terazide çok dikkatli olarak çift tartım yoluyla kütlesini buluruz.

M = .....................gr


b) Pipet saf suyla temizlendikten sonra, içine bir miktar saf su çekilir. Saat camı üzerine 10 damla damlatılır. Yine hassas terazide çift tartım yapılarak 10 damla saf suyla beraber kütlesi bulunur(M1). Arı suyun 10 damlasının kütlesi (M1¢), M1 ‘den saat camının kütlesi çıkartılarak:

M1¢ = M1 -M = ...........grSaf suyun 10 damlasının kütlesi ve bu değerde 10’a bölünerek M1

’’ = M1¢ /10 = ....gr bir damla arı suyun kütlesi elde edilir.

c) Saat camı tekrar temizlenip kurutulur. Bu kez pipete yüzey gerilim katsayısı bulunacak olan kan plazmasından bir miktar çekilir. Temiz saat camı üzerine yine 10 damla plazma pipetle damlatılır. Çift tartım yapılır. 10 damla kan plazmalı saat camının kütlesi bulunur.

M2 = ..........gr M2¢ = M2- MKan plazmasının 10 damlasının kütlesini(M2¢) ve bu değerlerde 10’a bölünerekM2 ¢¢= M2¢/10 = ........grBir damla kan plazmasının kütlesi(M2¢¢) elde edilir.

Vücut Sıvısı Kütlesi BirimiSaat camının kütlesi M ...... grSaf suyun 10 damlasının kütlesi M1¢ ....... grSaf suyun 1 damlasının kütlesi M1¢¢ ....... grKan plazmasının 10 damlasının kütlesi M2¢ ........grKan plazmasının 1 damlasının kütlesi M2¢¢ .......gr

d) Saf suyun bir damlasının ağırlığı F1 = M1¢¢.g ve kan plazmasının bir damlasının ağırlığı F2 = M2¢¢.g dir. Yerçekimi ivmesi (g = 980 cm/sn2) değişmediği için, ağırlıklarının oranı kütle-lerin oranına eşit olur. F1/F2 =M1¢¢ / M2¢¢. Bu nedenle, kütleden ağırlığa geçmek esas bağıntıda hiçbir değişiklik meydana getirmez.Deneyde kullanılan karşılaştırma sıvısı saf su olup, yüzey gerilim katsayısı a = 73 dyn /cm olarak verildiğinde;

a2 = F2/F1.a1 =M2¢¢ / M1¢¢ .73

IV. Bulgular

a2 =..................dyn/cm olur.

V. Tartışma ve Sorular1) Yüzey gerilim katsayısını ve önemini açıklayınız.2) Tate yasasını tanımlayınız, matematiksel bağıntısını yazınız.3) Kılcal olayı, ıslatan ve ıslatmayan sıvı kavramlarını açıklayınız4) Adhezyon ve kohezyon kuvvetlerini örnekleyerek tartışınız.5) Yüzey gerilimi etkileyen nedenleri tartışınız.6) Canlı organizmalar için yüzey gerilimin önemini örneklerle açıklayınız.


Deney: H 5

ERİTROSİT İÇİ SIVI HACMİNİN ÖLÇÜMÜa) Hematokrit Ölçümü

b) Eritrosit Sayısının Belirlenmesi

I. Araç ve Gereç• % 0.33 N perklorik asit• 6-7 ml venöz kan• Mikrohematokrit tüpü• Enjektör• Hct cetveli• Santrifüj• Elektromanyetik karıştırıcı

II. Genel Bilgi ve Amaçİnsan vücudunun % 60- 70’ini oluşturan ve temel fizyolojik fonksiyonlar için çok önemli

olan vücut sıvıları devamlı aynı ortam içinde değildir. Birbirlerinden birtakım zarlarla ayrılmış bölmeler içindedir. Vücut sıvıları, intrasellüler (hücre içi) ve ekstrasellüler (hücre dışı) sıvılar olmak üzere ikiye ayrılır. Vücuttaki yaklaşık 40 litre suyun 2/3’ü yani 25 litresi vücuttaki 75 trilyon hücrenin içinde yer alır ve intrasellüler sıvı olarak tanımlanır.

Hücrelerin dışındaki tüm sıvı, ekstrasellüler sıvı olarak belirtilir ve toplam vücut sıvısının 1/3’ünü oluşturur. Hücre dışı sıvılar sürekli hareket hâlindedir. Hareket kan dolaşımı ile sağlanır. Ekstrasellüler sıvılar; damar içi sıvılar (intravazal -plazma), doku aralığı (hücreler arası-inters-tisyel) ve boşluk(transsellüler sıvı) sıvıları olmak üzere üç bölümde incelenir. Ekstrasellüleler sıvı kompartmanı kalp ve damarlardan ibaret kapalı sistem içerisinde bulunan kan plazmasından oluşmaktadır. 70 kg ağırlığındaki erişkinde ekstrasellüler kompartmandaki total sıvı miktarı or-talama 15 litre kadardır.

II. 1. Kan hacmi

Kan, hem ekstrasellüler sıvı (plazma sıvısı) hem de intrasellüler sıvıyı (eritrositler içindeki sıvı) içerir. Bununla beraber, kan tamamen kapalı bir sistemde(dolaşım sistemi) bulunduğun-dan, hacmi ve özel dinamiği son derecede önemlidir.

Normal erişkinde ortalama kan hacmi hemen hemen 5000 ml’dir. Ortalama olarak bunun yaklaşık 3000 ml’si plazma ve geriye kalan 2000 ml’de eritrositlerden oluşur. Bununla beraber


bu değer, bireyler arasında pek çok farklılıklar gösterir, ayrıca yaş, cinsiyet, ağırlık ve pek çok öteki faktörlerde kan hacmini etkiler. Hematokrit, kanın “hematokrit tüpünde” santrifüje edilerek hücreler tüpün alt kısmında sıkıca toplandıktan sonra belirlenen çeşitli elemanların (eritrosit) yüzdedir. Gerçek hematokrit normal erkeklerde %40, kadınlarda ise % 36 kadardır. Ölçülen he-matokrit değerleri ise %3-8 arasında daha fazladır. Çünkü eritrositler arasında bu oranda plazma kalmaktadır.

Kan, çeşitli hücresel elemanların plazma içindeki süspansiyonu ile oluşan kompleks bir sıvıdır ve bu yapısı nedeni ile benzersiz bir reolojik davranışa sahiptir. Kanın reolojik davranışı-nı, kan vizkozitesine bağlı olarak incelememiz mümkündür. Kan viskozitesini etkileyen başlıca faktörler (1) Eritrosit Deformabilitesi (2) Hematokrit (3) Plazma Vizkozitesi (4) Trombosit Agregasyonu (5) Eritrosit Agregasyonu.

Kan vizkozitesini etkileyen faktörler incelendiğinde özellikle eritrositin etkili olduğu göz-lenir. Bu yüzden, eritrositlerin şekli, yapısı, büyüklüğü ve deformabilite kabiliyetleri vizkoziteyi etkiler. Eritrositlerin şekil, yapı ve büyüklükleri pek çok şart altında değişebilir. Fakat sağlıklı bir eritrositin bikonkav disk şekline geri dönmesi gerekir. Eritrositlerin bikonkav disk şekli gerek gaz transportu gerekse akış için en elverişli şekildir. Aynı zamanda bikonkav disk şekli eritrositin ömrünü tamamlayabilmesi içinde en uygun şekildir.

Eritrositlerin şekillerinin değişmesi görevlerini yerine getirmesini olumsuz yönde etkileyen faktörlerden biridir. Değişen eritrosit içi sıvı hacmi, eritrositin şeklinin değişmesine bağlı olarak, transport görevini etkileyeceği gibi, viskozitede de etkili olarak kan reolojisini olumsuz yönde etkileyecektir. Ayrıntılı çalışmalardan elde edilen sonuçlar hipertansif kişilerde eritrosit içi sıvı hacminin artmış olduğu yönündedir.

Sağlıklı ve/veya genç insanlarda eritrosit içi sıvı hacminin arttığı tespit edilirse, bu kişilerin kardiyovasküler risk faktörlerinin etkisi altında olduğunu söylemek mümkündür. Böyle bir so-nuçta koruyucu hekimlik açısından çok önemli bir özellik taşımaktadır. Ayrıca kardiyo vasküler risk taşıyan veya hasta olan kişilerde teşhis, tedavi ve özellikle takip açısından oldukça önemli bir belirteçdir.


A) Deney Düzeneği, B) Neu-bauer cinsi sayım kamarası C) Vorteks

A B C


a) 0.5 ml’lik kan örneği tüpe konur ve üzerine 2.5 ml’lik % 0.33 N HClO4 (perklorik asit) ilave edilir. Elde edilen karışım homojen olana kadar elektromanyetik karıştırıcıda karıştırılır.

b) Elde edilen homojen karışımdan 2 mikrohematokrit tüpüne alınır ve santrifüj edilerek Hct değeri okunur (X:Denatüre edilmiş total kan hematokriti)

c) 0.5 ml’lik serum örneği tüpe konur ve üzerine 2.5 ml’lik % 0.33 N HClO4 ilave edilir. Karışım homojen olana kadar karıştırıcıda karıştırılır.

d) Elde edilen karışımdan 2 mikrohematokrit tüpüne alınır ve santrifüj edilerek Hct değeri okunur (Y: Denatüre edilmiş serum proteinlerinin hematokriti)

e) Eldeki kan örneğinden 1 mikrohematokrit tüpüne doldurulur ve santrifüj edilir. Okunan değer total kanın Hct’idir.

f) Aynı kan örneğinin Neu-bauer cinsi sayım kamarasında eritrositleri sayılır (Eritrosit say-ma yöntemi deney düzeneğinin yanında bulunacaktır).

MCV = Hct x 10 / Eritrosit sayısı (mm3/milyon)Bulunan değerler formüle yazılarak intrasellüler sıvı volümü (eritrosit içi sıvı hacmi) he-

saplanır.EİSH = MCV - [ (6X-6Y)x (MCV) / 100 ]

EİSH = Eritrosit içi sıvı hacmi MCV = Ortalama eritrosit hacmi X = Denatüre edilmiş total kan hematokriti Y = Denatüre edilmiş serum proteinlerinin hematokriti

IV. Bulgular

MCV EİSH

V. Tartışma ve Sorular1) Vücuttaki sıvı kompartmanları nelerdir?2) Hematokrit değeri hangi şartlar altında azalır veya artar. Bu değişim ne ifade eder?3) Ölçülen Hct değerleri ile gerçek Hct değeri arasındaki fark nedir? Neden kaynaklanır?4) Hangi durumlar eritrosit içi sıvı konsantrasyonunu değiştirir?5) Kan proteinleri nelerdir? Görevleri nelerdir?6) Serum ve plazma arasındaki fark nedir?7) Plazma proteinleri nelerdir?


Deney: O 1

ODİYOMETRE İLE ODİYOGRAM ELDE EDİLMESİa) Hava Yolu ve Kemik Yolu ile İleti Sırasında Değişik Frekanslardaki İşitme Eşiğinin

Saptanması

b) Odiyogram Çizimi

I. Araç ve Gereç•Hava yolu ve kemik yolu ile ileti düzeneğini içeren aygıt (Odiyometre)

II. Genel Bilgi ve Amaçİnsan, titreşim frekansı 20-20.000 Hz arasında kalan ses dalgalarını duyabilmektedir. Bu tit-

reşimler dış ve orta kulak yoluyla iç kulağa kadar gider. Bu titreşimler kokleada bulunan ve tipik bir mikrofon görevi gören korti organı yardımıyla algılanıp, sinirler yardımıyla işitme merkezine ulaştırılmaktadır. Titreşimlerin iç kulağa ulaşması ise iki yolla olmaktadır.

II.1. Hava Yolu ile İleti

Hava yolu ile iletim; ses dalgalarının dış kulak yolu ile kulak zarına (membrana tympani), orta kulak kemikçiklerinin [Çekiç (Malleus), Örs (Incus), Üzengi (Stapes)] kaldıraç sistemi yar-dımıyla da oval pencereye, oradan da iç kulağa iletilmesidir. Frekanslarına bağlı olarak bazı ses dalgaları dış kulak yolunda rezonans nedeniyle arttırılmaktadır.

Dış kulak yolu 2.5 cm olup kulak zarı bu yola eğik durumda bulunmaktadır. Kulak zarı-nın bütün bölgeleri gergin halde bulunmamaktadır. Buna bağlı olarak maksimum titreşim, daha esnek olan kenar kısımlarında olur.Diğer kısımlar ise katı bir kütle gibi çekiç kemiğine bağ-lı olarak titreşir. Timpanik zarın titreşimleri, uygun eklemlerle birleşerek bir kaldıraç sistemi meydana getiren orta kulak kemikleri ile oval pencereye (fenestra ovalis-oval window) iletilir. İletilen titreşimlerin basıncı sesin timpanik zara yaptığı basınçtan daha büyüktür. Ses basıncının artmasının nedeni, kaldıraç sisteminin kuvvetlendirmesi ve timpanik zarın titreşim yüzeyinin oval pencere yüzeyinden büyük olmasıdır. (Timpanik membranın titreşim yüzeyi, stapesin oval pencereye temas ettiği yüzey alanından 17 kat daha büyüktür.) Böylece timpanik zarı etkileyen ses dalgalarının şiddeti yaklaşık 20 kat arttırılmış olur.

II. 2. Kemik yolu ile ileti

Orta kulak bozukluklarında düşük frekanslı ses dalgalarının daha zor işitildiği bilinmek-tedir. Fakat 2000 Hz’in üzerindeki ses dalgalarının işitilmesinde bir değişiklik olmaz. Yüksek frekanslı ses dalgalarının kemik yolu ile iç kulağa iletilmesi iki yolla gerçekleşir:


a) Kafa kemiklerinden (Mastoid) kemik labirentlerine geçen ses titreşimi labirent boşlukla-rında hacim değişikliklerine neden olur. Bu değişiklik de perinlenfanın titreşmesine neden olur ve titreşim kokleaya ulaşır. Böylece yüksek frekanslı dalgalar kemik yoluyla iletilir.

b) Osseo-timpanal ileti: Özellikle alt çene kemiğinin (mandibula) titreşimi dış kulak yolu-na geçerek bu yoldaki havayı da titreştirir. Bu titreşimler iç kulağa orta kulak yolu ile iletirlir. Bu yolla iletim, insanların kendi sesini duymasında çok önemlidir. Kişinin kendisinin kaydedilmiş sesi ile kendi sesi arasındaki farka bu olay sebep olur.

Şekil 1. Ses dalgalarının kulaktaki iletimi

Ortak kulağı geçerek oval pencereye ulaşan titreşim scala vestibulideki perilenfayı titreşti-rir; perilenfanın titreşimine bağlı olarak da basiler membran titreşir.

Bu sırada gelen ses dalgalarının frekansına bağlı olarak basiler membranın değişik bölgeleri titreşir. Düşük frekanslı titreşimler basiler membranın tepesinde algılanır (kokleanın tepesi zarar gördüğünde düşük frekanslı sesler işitilemez), yüksek frekanslı sesler ise basiler membranın tabanında algılanır (kokleanın tabanı hasar gördüğünde yüksek frekanslı sesler işitilemez). Bu olay GALAMBOS ve DAVIS tarafından Tek Yer Teorisi ile açıklanmaktadır.

Basiler membranın hareketi (yukarı doğru +, aşağı doğru - ) korti organındaki tüy hücrele-rini etkiler. Tüy hücrelerinin eğilmesi akustik sinirde (nervus acusticus) aksiyon potansiyeli olu-şumuna neden olur. Scala mediadaki endolenf pozitif olmak üzere endolenf ve perilenf arasında 80 mV’luk bir potansiyel farkı vardır. Dinlenim halinde tüy hücreleri sitoplazması negaitf olmak üzere perilenfa ile arasında 65-75 mV’luk potansiyel farkı vardır. Dolayısıyla reseptör hücreleri ile endolenfa arasındaki potansiyel farkı 150 mV’a ulaşır ve bu “endokoklear potansiyel” olarak adlandırılır.


Şekil 2 . Basiler membran üzerindeki değişik yerlerin titreşim genlikleri. (V.BEKESY dalga teorisi)

II. 3. Odiyogram ve çeşitli işitme kayıplarının saptanması

İşitme eşik değeri, verilen frekanstaki işitme için gerekli olan en düşük ses şiddetidir. Eğer verilen frekansta gereken ses dalgasının şiddeti normalden yüksekse sesin iletiminde bir kayıp olduğu düşünülebilir. İki tür iletim kaybı vardır ;

a) Dış kulak yolu veya orta kulakta (kaldıraç sistemi) iletim bozulması(İletim tipli işitme kaybı).

b) Tüy hücrelerinde ya da akustik sinirde iletim kaybı (Sinirsel iletim kaybı).

Farklı frekanslarda eşik değerin saptanmasıyla elde edilen odiogramda grafik çizgisi alçak frekanslarda daha aşağıda kalıp, yüksek frekanslarda yükseliyorsa iletim tipli bir kayıp olduğu düşünülür. Eğer alçak frekanslarda grafik normalden daha yüksek ve yüksek frekanslarda nor-malden daha düşükse sinirsel iletim kaybı olarak tanımlanır.

III. Yöntem ve Deneysel İşlemIII. 1. Odiyogramlar

•Hava iletimi, dış kulak yoluna takılan bir kulaklıkla test edilir.

•Kemik iletimi, mastoid çıkıntı üzerine konulan bir vibratör ile test edilir.

III.2. Hava yolu iletimin testi

Hava yolu iletiminin testi yapılacak kişi kulaklığı takar ;

a) Bir kulak için, verilen frekansta ses şiddeti, ses sinyali duyulana kadar en düşükten baş-layarak aşama aşama arttırılır.


b) Verilen frekansta sesin duyulmaya başladığı ses şiddeti, işitme eşik değeri olarak alınır.

c) Aynı işlem farklı frekanslarda tekrarlanır ve her frekans için işitme eşik değeri bulunur.

d) Belirlenen eşik değerler skalada işaretlenir ve işaretlenen bu noktalar birleştirilir. Skalada ordinatta ses şiddeti (dB), apsisde frekans (Hz) gösterilir. sapma ve işitme değişiklikleri gözlenir.

e) Aynı skalada diğer kulak için de benzer grafik farklı renkle çizilir ve işitmedeki normal-den olası sapmalar gözlenir.

f) Benzer işlemler kemik yolu içinde mastoid üzerinden de yapılır.

IV. Bulgular

ODİYOGRAM dB

Frekans Hz ®

V. Tartışma ve Sorular1) Hava yolu iletimi ile kemik yolu iletimini karşılaştırınız.2) İletim ve sinir tipi iletim kaybını tartışınız.3) İletim yolları ile işitme kayıpları arasındaki ilişkiyi açıklayınız.4) Empedans eşleşme mekanizmasını açıklayınız.5) Kendi deneyinizin odiyogramını yorumlayınız.


Deney: O 2MİKROSKOPLA ÖLÇÜMLER

a) Saç Kalınlığının Ölçülmesi

b) İnsan ve Kurbağa Eritrositleri Çaplarının Ölçülmesi ve Karşılaştırılması

I. Araç ve Gereç

• Mikroskop

• Oküler ve objektif mikrometreleri

• Boyama malzemeleri

• Saç teli

• İnsan ve kurbağa kanı preparatları

II. Genel Bilgi ve Amaç

Çok küçük cisimleri büyük görünüm açıları altında incelemeye yarayan optik ara-ca mikroskop denir. Mikroskop prensip olarak iki yakınsak mercekten oluşur. Cisim ta-rafında ve yakınsaması daha büyük olan merceğe OBJEKTİF, göze yakın olan merceğe OKÜLER adı verilir. Objektif cismin büyütülmüş ters ve gerçek görüntüsünü verir. Bu görüntü okülerin odağı içinde oluşur. Okülerden bakılınca cismin ters, büyük ve görünen görüntüsü göze gelir (Şekil 1).

Kullanacağımız mikroskopla (Şekil 2) iki ayrı oküler vardır. Bunlardan bir tanesine ba-kıldığında içeride bölüntüler görülür. Bunlara oküler bölüntüleri denir. Okülerin hemen altında mikroskop borusu ve bu borunun ucunda hareketli bir tabloya bağlı dört değişik objektif vardır. Mikroskopta incelenecek cisimleri üzerine koyduğumuz düzlem kısma tabla denir. Tabla üzerin-de lamla konan cisimleri sabitleştirmek için tutucular bulunur. Tutucuların bağlı olduğu ve lamı ileri-geri veya sağa-sola hareket ettiren vidalar cismi tam objektifin altına denk düşürmek için kullanılır. Tablanın alt kısmında kondansör ve ayna vardır. Mikroskobun sağ tarafında üç tane düğme bulunur. Bunlar önden arkaya doğru sırasıyla; aynadan gelen ışığı odaklayan düğme, bölümlendirilmiş yavaş netlik düğmesi (N) ve hızlı ayar düğmesi olan (K) düğmesidir (Şekil 2).

Mikroskopla ölçme yapılırken mikroskop borusu (K) düğmesiyle cisme 1mm kadar yak-laştırılır ve netleşme yalnızca objektif yükseltilirken yapılır. Aksi takdirde objektif, lamları ve özellikle objektif mikrometresini kırabilir.


Şekil 1

Şekil: 2

III. Yöntem ve Deneysel İşlemIII.1. Saç kalınlığının ölçülmesi a) Saç kılı küçük cam (lam) arasına düz bir şekilde yerleştirilerek mikroskop tablasına otur-

tulur. Üstteki iki düğme ile saç tam objektif altına gelecek şekilde camlar kaydırılır.b) Makro-vida ile objektif dikkatli bir şekilde cama yaklaştırılır. Daha sonra okülerden

bakılarak yine makro-vida ile objektif cisimden yavaş yavaş UZAKLAŞTIRILARAK NET-LEŞTİRİLİR. Mikro-vida yardımıyla en net görüntü elde edilmeye çalışılır. Üstteki düğmeler ile saç cam okülerin ortasında görülecek şekilde camlar kaydırılır. Oküler mikrometresi oküler çevrilerek saça dik duruma getirilir.

c) Saç kalınlığının oküler bölüntülerinde kapladığı bölüm sayısı sayılır. (Şekil 3) a’ =............bölüm.


Şekil: 3 Şekil: 4

d) Arasında saç bulunan camlar tabladan alınır. Yerine objektif mikrometresi yerleştirilir. Objektif mikrometresi üzerinde büyük bir dairenin ortasına çizilmiş 1 mm’lik skala bulunmakta-dır. Yine (b) şıkkında anlatılan işlemler yapılarak net görüntü sağlanır. Objektif mikrometresi ile oküler mikrometresi yan yana getirilir (Şekil:4).

Objektif mikrometresinin, oküler mikrometresinde kapladığı bölümler sayılır.a” =.....................bölüm.

e) Saç kalınlığının hesaplanması:a”(bölüm)..................1mm. isea’(bölüm)..................X mm. dır. Bu orantı sonucu;

X = a’ x 1mm/ a” =..............mm. olarak bulunur. Ayrıca saç kalınlığının mikrometre kul-lanımı ile doğrudan ölçülmesi için bilgisayar yardımlı dijital mikroskoplar da kullanılmaktadır (Şekil 5).

Şekil 5

III.2. Eritrosit çapının (insan ve kurbağa) bulunması

Çap Ölçme: Deneye başlarken uygun bir objektif seçilir (en az 40 büyütme). Ayna en par-lak durumuna getirildikten sonra mikroskop yerinden oynatılmaz. Hazırlanan eritrosit preparatı


objektif altına yerleştirilip görüntü net olarak bulunur. Mikroskop borusuna oküler mikrometresi takılarak eritrosit çaplarının oküler mikrometresi üzerinde kaç tane bölüntü kapladığı sayılır. Bu işlem en az 10 eritrosit için tekrar edilir. Bulunan değerler toplanıp 10’a bölünerek tek bir eritro-sit için ortalama değer bulunur (aort =......).

Eritrosit preparatları alınıp yerine objektif mikrometresi konur. Objektif mikrometresi üzerinde bulunan 1/100 mm’lik skalanın görüntüsü bulunup oküler mikrometresinin bö-lüntüleri ile çakıştırılır.

Objektif mikrometresinin 100 bölümüne kaç tane oküler bölüntünün karşılık geldiği sayılır (a2 =.........).

Eritrosit çapı X = aort / a2

Formülü yardımıyla bulunur. Kurbağa eritrositleri için de aynı formül kullanılarak elde edilen sonuçlar karşılaştırılır.

IV. Bulgular IV.1. Saç Kalınlığının Ölçülmesi

Saç kalınlığının oküler bölüntülerinde kapladığı bölüm sayısı........a’ = .................Objektif mikroskobundaki skalanın, oküler bölüntülerinde kapladığı bölüm sayısı.

a’=...................

Saçın Kalınlığı.............X = a’/ a’’ =............

IV.2. Eritrosit Çapının Bulunması İnsan KurbağaEritrositlerin oküler taksimatlarında kapladığı bölüm sayısı aort =........... bort =............Objektif mikrometresindeki skalanın oküler mikrometresi üzerinde kapladığı bölüm sayısı a2 = ......Eritrosit Çapları

X1 = aort / a2 =.............. X2 = bort / a2 =.......................

İnsan ve Kurbağa Eritrositlerinin Karşılaştırılması K = X2 / X1 =.......................

V. Tartışma ve Sorular1) Kaç çeşit mikroskop vardır?2) Mikroskobun gücü nedir, nelere bağlıdır?3) Boyca büyütme nedir?4) Gözün görünüm açısını açıklayınız?


Deney: O3FOTOMETRİK YÖNTEMLE ABSORBSİYON İLE KONSANTRASYON

İLİŞKİSİNİN BELİRLENMESİa) Işık Absorbsiyon Katsayısının Ölçülmesib) Işık Geçirgenliği Değerinin Hesaplanmasıc) Absorbsiyon ve Konstantrasyon Arasındaki İlişkinin Bulunması.

I. Araç ve Gereç•Işık kaynağı•Lüksmetre (fotoselli)•Yarı saydam levhalar •Damlalık ve cam kap

II. Genel Bilgi ve Amaç Işık şiddeti birim zamanda birim yüzey üzerine düşen ışık enerjisi olarak tanımlanır ve

yüzey üzerine düşen foton sayısına bağlıdır. Fotonların tek tek sayılması mümkün olmadığı için, ışık şiddetinin bazı maddeler üzerinde oluşturdukları değişiklikler saptanarak ışık şideti ölçülebi-lir. Örneğin bazı maddeler üzerine ışık düşünce, madde elektron salabilmekte ve salınan elektron sayısı madde üzerine düşen foton sayısı ile, dolayısı ile ışık şiddeti ile orantılıdır. Fotoelektrik olay olarak tanımlanan bu kurala göre geliştirilmiş, fotosel adı verilen sistemlerle ışık şiddetini ölçmek olanaklıdır. Bir fotoselin çalışma ilkesi Şekil 1 de görülmektedir.

Şekil 1


Fotoselin katodu (C) üzerine ışık düşünce elektron salan bir madde ile kaplıdır Anot ise katoda ışık düşmesini engellemeyecek saydam bir tüpdür. Katot ve anot arasında bir üreteçle oluşturulan elektriksel alan vardır. Fotosele üzerine ışık düşmediğinde, alan içinde serbest yükler bulunmadığından devreden akım geçmez. Fotosel üzerine ışık düşünce katoddan salınan elekt-ronlar elektriksel alanın etkisi ile anoda ulaşır ve devreden akım geçer. Devreden geçen akımın şiddeti katotdan salınan elektron sayısına, yani ışık şiddetine bağlıdır. Böylece ışık şiddeti ölçü-len akımın şiddeti ile belirlenebilir. Bir ışık demeti, özellikleri aynı olan yarı saydam (n) adet levhadan ardarda geçerken, bu ışık demetinin şiddetinde oluşan değişim Lambert Beer yasasına göre:

nkII .

0 10. −=

0I : Gelen ışığın şiddeti . I : Levhadan çıkan ışığın şiddeti . n: Levha sayısı , k: Bir levhanın ışık absorbsiyon katsayısı.k değeri levhanın yapıldığı maddenin absorbsiyon ve yansıtma özelliklerine bağlıdır.Eğer

soğurucu ortam ayrı ayrı levhalardan değilde homojen bir ortamsa formül aşağıdaki gibi yazılır: xII .

0 10. α−=

α : Absorbsiyon katsayısı. x : Ortamın kalınlığıIşık geçirgenliği (transmitans) T olarak belirtilir:

nkI

IT .

010 −==

Her iki tarafın logaritması alınırsa Log T = log 10 –kn log T = - k.n -k = log T n k = - log T nEğer yarı logaritmik kağıda ordinat LogT, apsis (n) levha sayısı olacak şekilde grafik çizi-

lirse bu grafik negatif eğimli bir lineer doğru olur (Şekil 2).

Şekil 2 Şekil 3

Her bir levha için: T1= E1 / Eo T2= E2 / Eo ve (n) sayıda levha için: EoEnTn =

ışık-geçirgenliği değeri hesaplanır. Milimetrik kağıda ordinat T ve apsis (n) olacak şekilde grafik çizilirse, bu eğrinin üssel (eksponansiyel) olarak değiştiği görülür.


II.1. Absorbsiyon ve Konsantrasyon arasındaki ilişkiİçi su dolu kübik bir cam kap, ışık kaynağı ile fotosel arasına konulur. Su içine bir damla

müerekkep damlatır ve karıştırılır. Fotoseldeki aydınlanma değeri okunur. İkinci bir damla mü-rekkep damlatılıp yeni değer okunur. Okunan aydınlanma şiddeti değerleri ordinat, damla sayısı apsis olacak şekilde milimetrik kağıda bir grafik çizilir. Bu grafik yardımıyla ışık şiddetinin absorblayıcı ortamın konsantrasyonuna oranı buluunur.

Aynı sistem kullanılarak farklı absorblayıcı bölgelere sahip bir cismin bölgesel farklılık-ları bulunabilir. Bu olaya “fotometrik inceleme” denir. Örneğin, farklı koyuluklarda boyanmış bir kağıt ışık kaynağı ile fotosel arasından yavaş yavaş geçirilirse, fotoselde ışık şiddetindeki değişmeler tespit edilebilir. Bu değişimler ölçüm aletine bağlı bir otomatik kaydedici ile tesbit edilerek absorbsiyon eğrisi çizilebilir.

Benzer bir sistem, elektroforez kağıtlarının değerlendirilmesinde de kullanılır. Elektrik alandaki mobilitelerine göre elektroforez kağıdında farklı yerlerde biriken proteinler bir boyar madde ile boyanır. Elektroforez kağıdının fotosel önünden geçirilmesi ile elde edilen absorbsi-yon eğrisi, kağıt üzerindeki farklı proteinlerin konsantrasyonları hakkında bilgi verir

Şekil 4

Şekil 5


III. Yöntem ve Deneysel İşlemDeney düzeneği Şekil 5’de görüldüğü gibi hazırlanır.a) Fotosel üzerinde maksimum aydınlanma (E0) elde edilir.b) Her bir yarı saydam levha fotosel ile ışık kaynağı arasına birer birer konur. c) Her levha için T değeri hesaplanır.d) T–n grafiği çizilir. e) T değerinin ortalaması alınarak ortalama geçirgenlik bulunur. f) Pleksiglas kaba su doldurularak maksimum aydınlanma (Eo) okunur. g) Suya bir damla mürekkep damlatılıp karıştırılarak E1 değeri bulunur.h) Damla sayısı arttırılarak E değerleri bulunur, E/Eo=T değeri hesaplanır.i) T-n grafikleri çizilir.

IV. Bulgular

n

(Levha sayısı) E T= E / Eo Log T1

k = ………..

T = ..………

2345n

(Damla sayısı) E T= E / Eo Log T1

k = ………..

T = ………..

2345

Tablo 1

V. Tartışma ve Sorular 1) Üzerine ışık düşürülünce elektron salabilen maddeleri örneklerle açıklayınız.2) Işık şiddeti, ışık akısı, aydınlanma şiddeti ve ışık şiddeti terimlerini tanımlayınız, formül

ve birimlerini yazınız. 3) Foton enerjisi, eşik enerjisi ve durdurma enerjisini açıklayınız. Not: Lütfen bu deney için çok fonksiyonlu hesap makinesi getiriniz.

biyofizik uygulama-kitabı-baski-son

Health & Medicine