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Camila Vieira
Evolução de fluorescência, cripsia e
comportamentos em aranhas Thomisidae sobre
flores
CAMPINAS
2015
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Resumo
Aranhas Thomisidae possuem fotorreceptores sensíveis à radiação ultravioleta
(UV). Quando os átomos desses fotorreceptores são expostos à UV, há uma absorção de
UV e emissão de uma luz denominada fluorescência. Embora recentemente a fluorescência
tenha sido descrita em diversos organismos como aves, crustáceos e escorpiões, pouco se
sabe como esta propriedade evolui em aranhas. Em Thomisidae a evolução de colorações
de camuflagem e reconhecimento de presas é um tema intrigante e ainda pouco explorado,
principalmente em espécies tropicais. Várias espécies de aranhas Thomisidae forrageiam
por emboscada (i.e., senta-e-espera) sobre flores e se não possuírem características
comportamentais e/ou físicas que favoreçam camuflagem a presas e predadores, podem ter
sua chance de sobrevivência reduzida. Em contraste, outras espécies de Thomisidae
consideradas basais (e.g., Tmarus) geralmente não usam flores para forragear e sua
coloração é pálida ou marrom. Até o momento nada se sabe sobre comportamentos,
coloração e intensidade de fluorescência entre as espécies que forrageiam em flores e em
outros tipos de substrato (folhas e ramos secos), nem tampouco como evoluíram estas
características em Thomisidae. Neste trabalho foram investigados especificamente: (1) a
variação da intensidade de fluorescência e reflexão de UV em Thomisidae estudando desde
gêneros basais até os gêneros que divergiram mais recentemente, (2) se a intensidade de
fluorescência e reflexão de UV são maiores em espécies que forrageiam sobre flores
quando comparadas às espécies que não forrageiam sobre flores, (3) se as espécies de
aranhas que forrageiam sobre flores estão crípticas no sistema visual de visitantes florais e
(4) como características ecológicas relacionadas à cor (intensidade de fluorescência,
reflexão UV) evoluíram na família Thomisidae. Esse trabalho revela que a coloração tem
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um papel fundamental na escolha de sítios de forrageio e na detecção das aranhas por suas
presas. Intensidade de fluorescência e reflexão de UV são características ecológicas que
evoluíram de forma não correlacionada e apresentam sinal filogenético em Thomisidae da
região Neotropical.
Palavras-chave: características ecológicas, coloração, fluoróforos, reflectância, sinal
filogenético, UV.
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Abstract
Crab spiders (Thomisidae) have photoreceptors sensitive to ultraviolet (UV)
radiation. When atoms of photoreceptors are exposed to UV light, there is UV absorption
and emission of the longer wavelength light known as fluorescence. Although fluorescence
has recently been described in many organisms such as birds, crustaceans and scorpions,
little is known about how this property evolved in spiders. In crab spiders the evolution of
crypsis and prey recognition is an intriguing topic and still largely unexplored, especially
regarding tropical species. Several crab spider species are sit-and-wait predators hunting on
flowers and could require some degree of crypsis to minimize or avoid being detected by
floral visitors and predators. In contrast, other crab spider species, sharing plesiomorphic
traits (e.g., Tmarus), generally do not forage on flowers and their colour varies from pale to
dark brown. To date, nothing is known about the behaviour, coloration and fluorophore
concentrations among species that forage on flowers and other types of substrate, nor how
these characteristics evolved in Thomisidae. This work specifically investigated: (1) if
fluorescence intensity and UV reflectance vary throughout a range of crab spider taxa (from
the basal genera to species that diverged more recently), (2) if the fluorescence and
reflectance intensities are higher in species foraging upon on flowers, (3) if the species
bearing higher fluorescence and reflectance intensities are more cryptic upon on flowers,
i.e., less recognized by floral visitors and 4) how ecological traits related to colour
(fluorescence intensity, UV reflection) evolved in crab spiders. This work reveals that
colour has a crucial role in site choice for foraging crab spider and prey recognition.
Fluorescence emission and UV reflection are ecological traits that evolve in an uncorrelated
manner and have a phylogenetic signal in Neotropical Thomisidae.
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Keywords: colouration, ecological traits, fluorophores, reflectance, phylogenetic signal,
UV.
xi
SUMÁRIO
INTRODUÇÃO GERAL......................................................................................................1
CAPÍTULO I. Aranhas Thomisidae usam a cor do substrato para escolher seus sítios
de forrageamento..................................................................................................................19
RESUMO..............................................................................................................................21
INTRODUÇÃO....................................................................................................................22
MATERIAL E MÉTODOS..................................................................................................25
RESULTADOS.....................................................................................................................31
DISCUSSÃO........................................................................................................................34
CAPÍTULO II. Cripticidade em Thomisidae é mantida pela elevada intensidade de
reflexão de UV e de fluorescência........................................................................................57
RESUMO..............................................................................................................................59
INTRODUÇÃO....................................................................................................................60
MATERIAL E MÉTODOS…………………………………..............................................63
RESULTADOS....................................................................................................................71
DISCUSSÃO........................................................................................................................74
CAPÍTULO III. Evolução de coloração em aranhas Thomisidae....................................114
RESUMO............................................................................................................................116
INTRODUÇÃO..................................................................................................................117
MATERIAL E MÉTODOS…………………………………............................................119
RESULTADOS...................................................................................................................129
DISCUSSÃO.......................................................................................................................132
SÍNTESE.............................................................................................................................158
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"As paixões são os ventos que enfunam as velas dos barcos,
elas fazem-nos naufragar, por vezes, mas sem elas, não poderiam singrar”
François-Marie Arouet (Voltaire) 1694 - 1778
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AGRADECIMENTOS
Poets say science takes away from the beauty of the stars — mere globs of gas atoms.
Nothing is "mere". I too can see the stars on a desert night, and feel them. But do I see less
or more? Richard Phillips Feynman, 1963.
Agradeço a todas as pessoas que me transformaram ao longo deste processo de
aprendizado. Eu sou apenas o resultado da soma de contribuição de cada uma delas.
Ao meu mestre e orientador Prof. Gustavo Quevedo Romero,
Agradeço por essa gigantesca jornada de 10 anos de aprendizado. A gratidão não é só pela
orientação acadêmica, mas sim por ter sido o responsável pela minha formação pessoal e
profissional. Agradeço por me apresentar e me conduzir pelo caminho mais desafiante que
parece na maioria das vezes não ser o mais fácil, mas certamente é caminho que me trouxe
mais coragem. Saiba que esses 10 anos de parceria fez com que você se tornasse um
membro integrante da minha história. Talvez eu nunca consiga expressar o tamanho da sua
contribuição na minha trajetória como um todo. Mas expresso em palavras simples, mas
não com menos intensidade, minha profunda gratidão pela oportunidade de tê-lo como meu
mestre e orientador. A você Gustavo, meu mais profundo e sincero, muito obrigada!
Aos amigos e parceiros do laboratório LIM e todos os alunos que passaram sob a
orientação do Prof. Gustavo Q. Romero no qual pude conviver ao longo desses anos.
Nossa! Eu tive muita sorte de poder compartilhar com vocês todos os momentos de
crescimento. Obrigada por toda ajuda que vocês me proporcionaram, por todas as
discussões e por todos os momentos de felicidade. Agradeço principalmente pelas reflexões
sobre o que deve ser feito para termos um mundo melhor na educação.
A Profa. Claudia M. A. Carareto por toda essencial colaboração no trabalho e por toda
infraestrutura para o trabalho em biologia molecular. Acima de tudo agradeço por me
acolher junto à equipe do laboratório de Evolução Molecular com toda confiança me
permitindo fazer parte de todas as reuniões e decisões como um membro do grupo.
A Dra. Lilian Medeiros pelos fundamentais ensinamentos iniciais no laboratório no qual
sem eles não seria possível a realização dessa etapa do projeto. A toda a equipe do
Laboratório de Evolução Molecular da UNESP de São José do Rio Preto que sempre esteve
disposta a sentar e discutir as inúmeras tentativas de amplificação sem sucesso (Ufa!)
durante os três primeiros anos de trabalho. Elaine Dias, Adriana Granzotto, Wellington
Santos, Elias Gafa, Maryanna Simão e Joice M.B. Périco obrigada pela amizade e por
terem acompanhado a saga da persistência na bancada! Vou levar essa máxima que aprendi
com vocês “o comum é dar errado, então ...continue a nadar!”.
xvi
Ao Prof. Ronei J. Poppi por todo o suporte nas análises de fluorescência e reflectância no
laboratório de UV-Vis-NR no Instituto de Química da Unicamp. A Cláudia Martelli por
toda atenção e auxílio nos equipamentos e por achar sensacional quando descobriu que
existem aranhas que emitem fluorescência.
Ao Prof. Arno Antônio Lise e ao laboratório de Aracnologia no Museu de Ciência e
Tecnologia da PUC-Rio Grande do Sul pelos ensinamentos taxonômicos e identificação das
aranhas. Agradeço e por toda a alegria e disposição ao trabalhamos juntos durante minha
estadia.
A todos do Evolab no Division of Organism and Environment Departament, University of
California, Berkeley, California, USA pelo suporte logístico e colaboração. Agradeço a
Prof. Dra. Rosemary Gillespie por ter aceitado a colaboração e ter possibilitado minha ida
para UC Berkeley e seu grupo de pesquisa Susan Kennedy, Jenn Weaver, Ashley Adams,
Darko Cotoras, Lisa Becking, Misha Leong, Andy Rominger, Jun Ying Lim, Karin
Goodman, Brad Balukjian, Erin Brandt, Ignacio Mezza, Cerise Chen e Emily Farrer pela
recepção. Ao Prof. Charles Griswold pelas conversas e seus alunos Lina e Doug do
California Academy of Sciences (CAS) por ter me recebido com muita atenção e
dedicação. Aos amigos do “Rose’s Team” e todos os grandes amigos que a California me
deu de presente e foram essenciais na minha estadia em UC Berkeley. Trago todos no
coração! Foram os meses mais incrivelmente intensos da minha vida que mudou minha
forma de ver Ciência e ver o Mundo!
A todas as pessoas que auxiliaram na coleta, envio das aranhas e alimentação e manutenção
em laboratório. Andressa Degressi, Jeferson Bugoni, Bruno Grisolia, Tiago N. Bernabé,
Maraísa Braga, Adriana T. Salomão, Suzana Diniz, Pablo A. Antiqueira, Thaís Postali,
Gustavo Migliorini, Martin F. Pareja, José Roberto Trigo, Juliana El Ottra, Gustavo C.
Picoli, Alexandre Neutzling, Angelo R. Manzotti, Paula M. Omena, Thiago Gonçalves
Souza, Ana Zangirolame, Bárbara Mamede, Vivian Lima, Décio Corrêa, Adriano
Mendonça e Julia Koricheva.
Ao Tiago Bernabé pelo acompanhamento com muita seriedade durante os experimentos e
pelo imenso zelo no cuidado com as aranhas. Noemy S. Pereira pelas contribuições nas
dúvidas das análises filogenéticas.
Ao Yuri Messas, Andressa Degressi e Fabrício Marcondes pelas fotos em campo e
laboratório e Raduan Soleman pelo desenho das aranhas. Ao Yuri Grandinete pelas
identificações dos insetos visitantes florais.
Aos amigos Pablo A. Antiqueira e Paula Omena por estar sempre dispostos a contribuir
com as dúvidas e questionamentos. Ao Jeferson Bugoni, por toda a amizade, contribuições
e por sempre estar disposto a ajudar.
xvii
Ao Vinícius Brito pela forte contribuição com as análises de coloração e pelas infindáveis
discussões sobre os modelos. Obrigada pela paciência e por sempre estar em prontidão
respondendo meus e-mails.
Aos amigos que a UNICAMP me trouxe. Ana Gabriela Bieber por ter me recebido na sua
casa há quatro anos e ter me apresentado o universo Barão Geraldo. A minha “housemate”
Angélica e aos amigos: Nádia, Maru, Sebá, Javier, Mariane, Marianne, Tina, Cris, Mayra,
Kamila, Cau, Thais, Emílio, Jana, Orestes, Chris, Elen, Lucas, Jessie, Junia, Edu, Tamara,
Fabricio, Marjorie, Glauco, Gulherme, Nat, Hélio, Rachel, Micael, Giulia, Polliana,
Melissa, Gabi Monteiro, Mauro, Décio, Deise, André Rech, Marcelo, obrigada por todos os
ótimos momentos compartilhados. Eu realmente cresci muito aqui em Barão.
Ao Prof. José Roberto Trigo pelas importantes sugestões e contribuições iniciais na
apresentação do projeto e correções fundamentais na pré-banca. Ao Prof. Martin F. Pareja e
Prof. João Vasconcellos-Neto pelas discussões e observações em campo durante os
experimentos. Ao Prof. Paulo de Oliveira por todas as conversas acadêmicas
enriquecedoras.
Aos primeiros mestres da graduação que com suas aulas e discussões me motivaram a
gostar de Ecologia e Biologia Evolutiva: Profa. Denise Rossa-Feres, Profa. Lilian Casatti,
Prof. Fernando Noll, Profa. Claudia Carareto e aos professores que fizeram parte de minha
formação inicial Prof. Classius de Oliveira e Profa. Claudia Bonini.
A minha mais profunda gratidão aos professores Sergio Furtado Reis e Sergio Ivan Perez
pela imensa contribuição com discussão de resultados, estudo de teoria e uso de métodos
comparativos filogenéticos. Agradeço por todas as conversas, todo aprendizado, paciência e
principalmente por acender em nossos estudos a “chama” da inspiração pelo saber.
Agradeço aos amigos Prianda Rios Laborda, Carolina Lemes, Carlos Tonhatti e Juliana
Yamada por todo o carinho e amizade.
A Prefeitura municipal de Jundiaí e ao setor administrativo da Base de Estudos Ecológicos
e Educação Ambiental da Serra do Japi por ter autorizado o desenvolvimento deste projeto.
Em especial ao Sr. Lauro por todo carinho, preocupação em campo e proteção desde
quando iniciei as pesquisas na graduação. Agradeço também os amigos da Serra do Japi:
Fábio, Bruno Grisola, Pablo, Adriana, Andressa, Tiago Bernabé, Maraísa Braga por
compartilharem horas de campo e momentos de descontração na Serra.
Em especial ao suporte da minha família e ao pequeno Lorenz boy por me ensinar a sorrir.
Aos verdadeiros amigos, seria injusto deixar de agradecê-los, sem precisar citá-los cada um
sabe a importância singular que ocupa em meus pensamentos diários.
xviii
Este estudo de doutorado foi desenvolvido no programa de Pós-Graduação em Ecologia da
Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP) e financiado pela Fundação de Apoio à
Pesquisa do Estado de São Paulo/ FAPESP (2010/51523-5), Projeto Universal CNPQ
(470086/2011-4) e pelo Programa Institucional de Bolsas de Doutorado Sanduíche no
Exterior(PSDE)-CAPES-PROCESSO:BEX3699/14-5.
1
INTRODUÇÃO GERAL
Crédito da foto: Yuri Messas
2
INTRODUÇÃO GERAL
A comunicação animal envolve a troca de estímulos sensoriais entre emissores e
receptores (Bradbury & Vehrencamp 1998). Dentre esses estímulos sensoriais, o sinal
visual em um contexto evolutivo está associado ao sistema visual dos insetos a milhões de
anos (Chittka 1996 a,b, Lunau 2000). Um sinal que classicamente exemplifica a troca de
informação em organismos visualmente orientados como os insetos é a coloração das flores
(Chittka 1996 a,b). O reconhecimento da coloração das flores pelos insetos envolve a
emissão de luz na faixa do espectro visível aos humanos e no espectro ultravioleta A (UV-
A) pelas flores (Chittka et al. 1994, Johnstone 1997, Bradbury & Vehrencamp 1998). Os
insetos, em particular os pertencentes à ordem Hymenoptera, tem uma alta capacidade de
reconhecimento de sinais visuais como a coloração das plantas que visitam (Heiling &
Herberstein 2004, Wignall et al. 2006). As cores das flores são sinais claramente
importantes para os himenópteros, pois fornecem informações sobre a quantidade e
disponibilidade de recursos como néctar ou pólen (Chittka & Walker 2006).
Muitos insetos têm três tipos de células fotorreceptoras para detecção de cor de um
determinado objeto, um fotorreceptor com sensibilidade máxima próximo de 340 nm
(fotorreceptores de ultravioleta), outro próximo de 440nm (forrreceptores para cor azul) e
530 nm (fotorreceptores para cor verde) (Briscoe & Chittka 2001). No entanto, os sinais
visuais emitidos por um determinado organismo só podem ser detectados por insetos se eles
são distinguíveis do ruído do pano de fundo (Endler 1992, Chittka et al. 1994, Chittka &
Raine 2006). Assim, a visão para cores é baseada na reflexão espectral do emissor avaliada
3
pela interação dos tipos de fotorreceptores espectrais e sistema nervoso do receptor (Chittka
1992).
A coloração das flores é uma característica ecológica relacionada às vias sensoriais
dos visitantes florais. As flores refletem luz UV visível aos insetos e esses sinais podem ser
manipulados por aranhas da família Thomisidae (Théry & Casas 2002, Heiling et al. 2003).
A manipulação do sinal visual por tomisídeos em seus respectivos substratos pode resultar
tanto em detecção e atração por presas pelo acentuado contraste de cor com o pano de
fundo (Heiling et al. 2003), como em camuflagem dessas aranhas nos substratos, reduzindo
o reconhecimento sob a perspectiva das presas (Stevens & Merilaita 2009, Théry & Casas
2009, Stevens & Merilaita 2011). Experimentos demonstram que aranhas Thomisidae
podem detectar a reflexão de UV emitida pelas flores para a escolha de sítios de
forrageamento, potencialmente maximizando seu sucesso reprodutivo (Heiling et al. 2003,
Bhaskara et al. 2009).
A reflexão de luz ultravioleta
A radiação ultravioleta (UV) é a radiação eletromagnética com comprimento de
onda entre 10 e 400 nm, menor que o da luz visível aos humanos, 400 a 700 nm (Schatz &
Ratner 1993). Essa radiação pode ser subdividida em UV-A (400-300 nm), UV-B (300-250
nm) e UV-C (abaixo de 250 nm) (Schatz & Ratner 1993). A sensibilidade à radiação UV
tem sido demonstrada em muitos grupos de artrópodes, como insetos (Briscoe & Chittka
2001, Heiling et al. 2005a,b) e aranhas (Lim et al. 2007) na região espectral do UV-A
(Heiling et al. 2005a,b). A emissão de luz nessa faixa espectral e no espectro visível
4
estimula o comportamento de aproximação ou fuga dos receptores (Heiling et al. 2003,
2005a, Bhaskara et al. 2009).
Aranhas Thomisidae podem tanto refletir luz na região do espectro do UV como
absorver esse espectro invisível e transformá-lo em luz de comprimento de onda mais longo
denominada fluorescência (Andrews et al. 2008). A reflexão de UV e emissão de
fluorescência desempenham um papel fundamental nas interações entre aranhas, substratos
e presas (Théry & Casas 2002, Andrews et al. 2008). Algumas espécies de aranhas
possuem plasticidade fenotípica e se camuflam mudando a coloração corporal de acordo
com a coloração do substrato (e.g., flores) (Chittka 2001, Théry & Casas 2002, Ruxton et
al. 2004, Romero & Vasconcellos-Neto 2007). A cor do substrato influencia a escolha da
aranha (Chittka et al. 1994). As aranhas podem escolher seus substratos de forrageio de
forma a minimizar o efeito visual do sinal emitido com o pano de fundo correspondente,
para a visão de seus predadores e presas (cripsia) (Stevens & Merilaita 2009, Théry &
Casas 2002). Entretanto, outra estratégia utilizada por essas aranhas é potencializar o efeito
visual do sinal emitido escolhendo sítios de forrageio com contraste de cor favorecendo a
atração de presas. Estudos reportam que a aranha australiana Thomisus spectabilis
(Thomisidae) que forrageia sobre flores pode manipular sinais de UV e atrair mais
visitantes florais (i.e., abelhas) quando comparadas às flores sem aranhas, devido ao
contraste pronunciado de coloração aranha-pétala com o pano de fundo (Heiling et al.
2003, 2005b).
5
A reflexão e evolução da fluorescência
O fenômeno da fluorescência consiste na absorção de energia por um elétron
passando do estado fundamental (S0) para o estado excitado (S1); este elétron, ao retornar
ao estado fundamental é acompanhado pela liberação de energia em excesso através da
emissão de radiação de fluorescência (Schatz & Ratner 1993). Os átomos de
fotorreceptores podem ser excitados por UV absorvendo esta radiação e irradiando em um
comprimento de onda mais longo (i.e., fluorescência) (Schatz & Ratner 1993). Em aranhas
a fluorescência acontece quando fluoróforos absorvem luz UV e então emitem luz a um
comprimento de onda mais longo, resultando na emissão de fluorescência (Oxford &
Gillespie 1998, Andrews et al. 2008). Em aranhas há uma diversidade destes pigmentos e a
expressão de fluorescência luminosa parece ser controlada por meio do sequestro de luz
pelos fluoróforos em diferentes regiões do corpo (i.e., setas), intensificando a quantidade de
luz capturada (Andrews et al. 2008, Romero & Vieira, observações pessoais). Quanto mais
espessa e opaca a cutícula das aranhas, maior a inibição de fluorescência, pois há uma
absorção da radiação UV antes dos fótons entrarem em contato com os fluoróforos
presentes na hemolinfa (Oxford & Gillespie 1998, Andrews et al. 2008). As aranhas
habitam muitos ambientes, variando consideravelmente suas histórias de vida com
múltiplas estratégias de forrageio, de forma que a seleção natural pode estar atuando sobre
a expressão da fluorescência (Oxford & Gillespie 1998, Andrews et al. 2008).
A fluorescência e a reflexão do sinal de UV podem promover a camuflagem em
aranhas que usam flores como substrato (Merilaita 2003). Nesse caso, a camuflagem pode
agir para facilitar que as aranhas capturem insetos que visitam as flores (Merilaita 2003).
Todavia, a camuflagem pode também ser um processo relevante para as aranhas que não
6
necessariamente usam flores como substrato. Por exemplo, Epicadus heterogaster, uma
espécie de tomisídeo que possui o abdômen semelhante a flores, é capaz de atrair e predar
abelhas mesmo quando o substrato usado pela aranha são folhas verdes e sem a existência
de flores na vizinhança (Vieira & Romero, dados não publicados). Possivelmente, E.
heterogaster deve exibir sinais similares às flores, como a alta intensidade de reflexão de
UV (Romero & Vasconcellos-Neto 2007, os autores, observações pessoais).
Métodos filogenéticos como ferramenta de estudo em evolução
Métodos filogenéticos podem ser utilizados como ferramentas para o estudo da
evolução dos sinais sensoriais. Por exemplo, os métodos podem ser utilizados nas
investigações acerca da posição filogenética dos órgãos sensoriais entre clados, assim como
em estudos de evolução de uma característica sensorial herdada em cada linhagem, como
visão e olfato (Chittka 1996b, Spaethe & Briscoe 2004, Plachetzki & Oakley 2007). Porém,
nosso conhecimento sobre evolução da coloração em espécies juntamente ao seu modo de
vida, ainda permanece fragmentado e limitado (Dangles et al. 2009). Em Thomisidae, os
estudos filogenéticos de evolução do comportamento e da coloração, mais especificamente
evolução da intensidade de fluorescência e UV são praticamente inexistentes. Estudos
filogenéticos da família Thomisidae são escassos e as filogenias disponíveis na literatura
incluem pouca diversidade de gêneros. O estudo filogenético molecular mais recente
publicado por Benjamim et al. (2008) inclui apenas dois gêneros de Thomisidae que
ocorrem no Brasil, dois dentro do clado Thomisus (i.e., Tmarus e Aphantochilus) e outro
dentro do clado de Stephanopis (i.e., Stephanopis). Este estudo corrobora a monofilia de
Thomisidae por três sinapomorfias moleculares do fragmento do gene 16S. Todas as
análises filogenéticas realizadas por Benjamim et al. (2008) dão origem a quatro linhagens
7
bem definidas dentro de Thomisidae. Os clados são informalmente nomeados como clado
Borboropactus, clado Epidius, clado Stephanopis e Thomisus sendo que os tomisídeos que
divergiram mais recentemente pertencem ao clado Thomisus (Benjamim et al. 2008).
Portanto, nosso trabalho originou uma nova filogenia com base em espécies que ocorrem
no Brasil, tanto basais quanto as que divergiram mais recentemente incluindo gêneros mais
especializados como Epicadus. (Capítulo 3). Aparentemente, os grupos mais basais na
filogenia proposta por Benjamim et al. (2008, 2011) não usam flores para forragear, têm
exoesqueleto espesso e parecem impedir entrada de luz nos tecidos. Em contraste, os
grupos que divergiram mais recentemente forrageiam em flores, têm exoesqueleto fino,
parecem permitir entrada de luz UV nos tecidos e consequentemente podem emitir maior
intensidade de fluorescência.
Sistema de estudo
A família Thomisidae é a sétima maior família de aranhas, incluindo 2158 espécies
descritas em 175 gêneros (World Spider Catalog 2015). Aranhas Thomisidae são
comumente predadores de emboscada em flores ou folhas e possuem o primeiro e segundo
par de pernas laterígrados adaptados à captura de presas (Morse & Fritz 1982, Morse 1984).
Os tomisídeos são ativos principalmente durante o dia, predando borboletas, abelhas e
outros visitantes florais (Morse 1984). Essas aranhas podem influenciar a visita de insetos
em plantas por meio de emissão de sinais visuais alterando o comportamento e resposta da
presa (Dukas & Morse 2003, Heiling et al. 2005a, Gonçalves-Souza et al. 2008). Devido à
sua forma de forrageio (i.e., senta e espera), muitos tomisídeos se camuflam em flores que
atuam como panos de fundo de disfarce a presas e predadores (Chittka 2001). Alguns deles
(e.g., Misumena, Diaea, Runcinia, Thomisus e Epicadus) possuem plasticidade fenotípica e
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mudam sua coloração de acordo com a coloração do pano de fundo em que se instalam
aumentando a captura de presas (Oxford & Gillespie 1998, Théry et al. 2005, Romero &
Vasconcellos-Neto 2007).
O Brasil apresenta atualmente 32 gêneros de Thomisidae registrados (World Spider
Catalog 2015), com algumas espécies abundantes e outras mais raras. Os gêneros são:
Epicadinus, Deltoclita, Ceraarachne, Aphantochilus, Acracanthostoma, Acentroscelus,
Epicadus, Titidius, Titidiops, Synstrophius, Synema, Tmarus, Uraarachne, Ulocymus,
Tobias, Synaemops, Sidymella, Strophius, Stephanopoidess, Stephanopis, Runcinioides
Platyarachne, Philogaeus, Phireza, Onocolus, Misumenops, Misumenoides, Misumena,
Metadiaea, Martus, Erissus e Erissoides (World Spider Catalog 2015) Embora
recentemente a fluorescência tenha sido descrita em diversos organismos (Mazel et al.
2004, Gandia-Herrero et al. 2005, Haddock et al. 2005), pouco se sabe sobre a intensidade
de fluorescência, sobre processos que promovem cripticidade e reconhecimento de presas
em aranhas Thomisidae. Adicionalmente, apesar de estudos reportarem comportamentos e
interações entre poucas espécies de visitantes florais-Thomisidae-flores (Suttle 2003, Dukas
2005, Dukas & Morse 2005, Heiling et al. 2005 a,b, Gonçalves-Souza et al. 2008), pouco
se sabe sobre a função ecológica desses pigmentos em organismos que exibem diferentes
estratégias de forrageio, nem tampouco como as características relacionadas à cor
evoluíram em Thomisidae. Várias espécies de aranhas Thomisidae forrageiam por
emboscada (i.e., senta-e-espera) sobre flores e se não possuírem características
comportamentais e/ou físicas que favoreçam o disfarce para as presas, podem ter o sucesso
de captura de presas reduzido. Em contraste, outras espécies escuras de Thomisidae (e.g.,
Tmarus sp.) comumente não usam flores para forragear. Até o momento nada se sabe sobre
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comportamentos, colorações, intensidade de fluorescência e reflexão de UV entre as
espécies que forrageiam em flores e em outros tipos de substrato (folhas e ramos secos),
nem tampouco como estas características evoluíram em Thomisidae.
Uma vez que a intensidade de fluorescência e reflexão de ultravioleta pode variar
entre os táxons e essas características podem estar relacionadas à cripsia, pode ser que
diferentes colorações de aranhas tomisídeos estejam envolvidas em diferentes estratégias de
forrageio (Chittka 2001, Théry & Casas 2002, Heiling et al. 2003, 2004, Andrews et al.
2008). Nossa hipótese é que tomisídeos mais basais filogeneticamente (e.g., Tmarus)
apresentem menor intensidade de fluorescência e reflexão de UV e exibam diferentes
estratégias de forrageio (forrageando em substratos escuros, como ramos secos) do que as
espécies ou gêneros que divergiram mais recentemente. As aranhas mais basais
filogeneticamente de acordo com a filogenia proposta por Benjamim et al. (2008) são mais
escuras que as aranhas que divergiram mais recentemente. Desse modo, espécies que
divergiram mais recentemente podem apresentar maior intensidade de fluorescência e
reflexão de UV, o que permite sua ocorrência sobre flores podendo estar crípticas ou não
em posição de emboscada, dado que flores são sítios frequentemente visitados por presas
(insetos), se comparados a ramos secos. Além disso, espera-se que espécies que vivem em
folhas e possuem habilidade natural de atrair insetos visitantes mesmo na ausência de flores
(e.g., Epicadus heterogaster) apresentem elevada intensidade de fluorescência e reflexão de
UV uma vez que exibem comportamento de forrageio mais especializado assemelhando-se
a própria flor.
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Objetivos gerais e específicos
Nesse contexto, nosso estudo teve como objetivo investigar por meio de
experimentos em campo e laboratório, adicionalmente às análises filogenéticas utilizando
sequências de genes de DNA mitocondrial e nuclear, o papel ecológico da coloração em
aranhas Thomisidae Neotropicais (Capítulo 1 e Capítulo 2), bem como compreender como
evoluíram as intensidades de fluorescência, reflexão de UV e comportamento de forrageio
em Thomisidae (Capítulo 3). As amostragens dos organismos e observações naturalísticas
do nosso estudo foram realizadas em 22 áreas naturais que apresentam ocorrência de
Thomisidae (Figura 1). Foram realizadas observações comportamentais, amostragens, bem
como manipulações experimentais que testam estratégias de forrageio e efeito de diferentes
colorações de aranhas sobre comportamentos de insetos visitantes florais (Capítulo 1).
Além disso, experimentos de reflexão de UV foram realizados para testar o papel de
coloração no reconhecimento de insetos visitantes florais (principalmente himenópteros),
com o uso de bloqueador de UV (Capítulo 2).
Esta tese é composta por 3 capítulos, nos quais serão abordadas especificamente as
seguintes questões em cada um deles.
Capítulo I. No primeiro capítulo, investigamos o papel da reflexão de UV na
seleção de sítio de forrageio por aranhas Thomisidae. Adicionalmente, utilizamos modelos
de espaço de cor para compreender como esse sinal visual de reflexão de UV das aranhas
combinado a reflexão de UV do substrato de escolha pode ser interpretado no sistema
visual de Hymenoptera.
11
Capítulo II. No segundo capítulo, investigamos se a intensidade emissão de
fluorescência e reflexão de UV são maiores em espécies que forrageiam sobre flores
quando comparadas às espécies que não forrageiam sobre flores. Além disso, investigamos
se espécies de aranhas que forrageiam sobre flores estão crípticas no sistema visual de
himenópteros e como a coloração afeta a reposta de visitantes florais.
Capítulo III. No terceiro capítulo, nós amostramos a variação na intensidade de
coloração dentro da família Thomisidae estudando 14 gêneros e 140 espécies da família
Thomisidae desde gêneros basais até os gêneros que divergiram mais recentemente (Ver
algumas espécies amostradas, Figura 2). Neste capítulo, por meio de estimativas
filogenéticas e uso dos métodos comparativos filogenéticos buscamos compreender, de
uma forma inédita, como evoluiu a coloração (i.e., intensidade de fluorescência e reflexão
de UV) em espécies Neotropicais de Thomisidae.
12
Figura 1. Distribuição dos 22 locais de amostragens de diferentes espécies de aranhas da família
Thomisidae (coordenadas geográficas apresentadas na metodologia do Capítulo 3).
22
3
4 5
6
7 8 9
11 12 13
14
21
15 16
17
18
19
20
10
1
2
13
Figura 2. Algumas espécies de Thomisidae amostradas (A) Sidymella multispinulosa, (B) Epicadinus sp., (C)
Misumenops sp., (D) Misumenops callinurus, (E) Misumenoides sp.1, (F) Epicadus rubripes, (G) Epicadus
heterogaster, (H) Misumenoides sp.2. A barra de legenda apresentada nas figuras corresponde a 1000 µm
(Crédito das fotos: F. Marcondes, C. Vieira e A. Degressi).
A B
C
E
D
F
G H
14
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19
CAPÍTULO I
Aranhas Thomisidae usam a cor do substrato para
escolher seus sítios de forrageamento
Camila Vieira, Vinícius L.G. Brito & Gustavo Q. Romero
Crédito da foto: Andressa Degressi
20
CAPÍTULO 1
Aranhas Thomisidae usam a cor do substrato para escolher seus sítios de
forrageamento
Camila Vieira1 Vinícius Lourenço Garcia de Brito
2 & Gustavo Q. Romero
3
1Pós-graduação em Ecologia, Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP), CP 6109,
CEP 13083-970, Campinas-SP, Brasil
2Pós-graduação em Biologia Vegetal, Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP),
CP 6109, CEP 13083-970, Campinas-SP, Brasil
3Departamento de Biologia Animal, IB, Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP),
CP 6109, CEP 13083-970, Campinas-SP, Brasil
21
Resumo
As aranhas Thomisidae são comumente conhecidas por sua coloração vistosa e
podem escolher sítios de forrageio cuja coloração do pano de fundo seja apropriada para
tornarem-se crípticas. O grau de conspicuidade das aranhas sob a perspectiva das suas
presas depende da combinação da variação espectral na região do UV das aranhas com seu
pano de fundo. Nosso estudo teve como objetivo investigar com dados experimentais e três
anos de dados observacionais em campo o papel da cor na preferência de substrato por
tomisídeos Neotropicais. Nós investigamos especificamente se tomisídeos com maior
intensidade de reflexão de UV preferem forragear em flores que exibem também maior
intensidade de reflexão de UV, e se tomisídeos com menores intensidades de reflexão de
UV preferem forragear em outros substratos que teriam também baixa intensidade de
reflexão de UV. Além disso, investigamos como o sinal visual resultante da interação da
reflexão de UV das aranhas, combinado à reflexão de UV do substrato de escolha, é
interpretado no sistema visual de abelhas. Nossos resultados demostram experimentalmente
que Epicadus heterogaster prefere forragear sobre folhas enquanto Misumenops argenteus
e Misumenops callinurus preferem flores. Já Tmarus sp. prefere forragear em troncos ou
ramos secos. Esse padrão de seleção de substrato correspondeu ao padrão de ocorrência
dessas aranhas em folhas, flores e ramos secos observadas em campo. Todas as aranhas
excitam mais fortemente o fotorreceptor do ultravioleta (UV) do que os outros
fotorreceptores do sistema visual de Hymenoptera sugerindo a importância desse sinal
visual na troca de informação nesse sistema entre predadores e presas. Evidenciamos que
apenas a espécie escura Tmarus sp. estaria críptica em ramos secos quando visualizadas por
abelhas, enquanto as outras espécies estudadas exibiriam contraste de cor com o pano de
22
fundo. Nosso estudo fornece evidências que espécies de Thomisidae exibem diferentes
estratégias de manipulação do sinal visual em diferentes substratos de forrageio que
ocupam. A interação da coloração da aranha com a coloração de seu substrato tem um
papel importante e fundamental na escolha de sítios de forrageio.
Palavras-chave: camuflagem, coloração, contraste de cor, conspicuidade, reflexão
de UV.
Introdução
Aranhas que vivem sobre plantas avaliam e selecionam substratos de forrageio por
mecanismos sensoriais, i.e., visual, olfativo e tátil (Morse & Fritz 1982, Morse 1988, Morse
1993, Greco & Kevan 1994, Krell & Kraemer 1998, Morse 2007, Omena & Romero 2010,
Defrize et al. 2014). A escolha de substratos ótimos como sítios de forrageio pode estar
estritamente relacionada à estrutura da planta e maior disponibilidade de presas (Romero &
Vasconcellos-Neto 2005, Morse 2007). Além disso, as aranhas que exibem comportamento
de predação por emboscada podem utilizar a coloração do substrato como pista indireta
para escolha de sítios ótimos de forrageio quando a informação sobre a disponibilidade de
presas não está presente (Morse 2007, Defrize et al. 2014). Assim, a coloração do substrato
tanto como um sinal visual quanto como uma pista indireta de atração de presas tem um
importante papel na seleção de substratos por aranhas tomisídeos (Heiling et al. 2005a,
Bhaskara et al. 2009, Defrize et al. 2014, Gawryszewski et al. 2012, Gawryszewski 2014).
A cor não é uma propriedade intrínseca de um dado objeto, e sim, é a avaliação da
reflexão espectral do emissor pela interação dos tipos de fotorreceptores espectrais e
sistema nervoso do receptor (Chittka 1992). A percepção da cor pelo receptor envolve troca
23
de sinais visuais e estes podem ser apenas percebidos se forem discriminados de um pano
do fundo no qual estão inseridos (Endler 1992, Chittka 1992, Chittka et al. 1994, Chittka
2001). A maioria dos insetos apresenta três tipos de fotorreceptores e cada tipo é
responsável por uma variação de espectro: variação na região do espectro ultravioleta (UV),
variação na região do espectro do azul (B) e variação na região do espectro do verde (G)
(Chittka 1992, Chittka et al. 1994, Chittka 2001). A variação de espectros no UV no
fotorreceptor do visitante floral permite que este seja capaz de reconhecer o sinal visual
refletido na região do UV pelas aranhas da família Thomisidae. Assim, o grau de
conspicuidade das aranhas (emissores do sinal visual) sob a perspectiva das suas presas
receptoras do sinal visual (e.g., abelhas) depende da variação espectral na região do UV.
Espécies da família Thomisidae tipicamente possuem colorações vistosas e
escolhem um sítio de forrageio com coloração de fundo apropriado para tornarem-se
crípticas para as presas que se aproximam (Théry & Casas 2002, Heiling et al. 2005b,
Romero & Vasconcellos-Neto 2007, Defrize et al. 2010, Insausti et al. 2012). Embora a
cripsia seja bastante reportada como uma adaptação importante para sucesso de forrageio
em tomisídeos, essa adaptação não representa a única estratégia utilizada por estes
predadores para evitar reconhecimento de presas. Por exemplo, espécies de tomisídeos
australianos Thomisus spectabilis de coloração branca são conspícuas para sistema visual
de presas e predadores (Heiling et al. 2005a). No entanto, Thomisus spectabilis ao invés de
repelir suas presas (Apis mellifera) como o esperado, surpreendentemente utiliza este
contraste de cor com as pétalas das flores de Chrysanthemum frutescens para deixar a flor
mais atraente (Heiling et al. 2003, Heiling et al. 2005a). Essas aranhas australianas
aparentemente exploram as preferências pré-existentes das abelhas de serem atraídas para
24
determinados padrões de colorações das flores (Heiling et al. 2003, Heiling et al. 2005a).
Portanto, as aranhas podem escolher um pano de fundo com contraste de coloração e
maximizar o efeito do sinal visual intensificando a atração de presas (Heiling et al. 2003).
Em contraste, alguns tomisídeos de coloração mais opaca ou escura frequentemente
forrageiam em substratos mais escuros, e.g., cascas de árvores e ramos secos, e não usam
flores para forragear (Gawryszewski 2014). Até o momento pouco se sabe
experimentalmente sobre escolhas de substrato por espécies de tomisídeos Neotropicais
com distintos padrões de coloração corpórea. Além disso, pouco se conhece como esse
contraste de coloração em aranhas é reconhecido por abelhas.
Nosso estudo tem como objetivo investigar com dados experimentais e dados
observacionais em campo o papel da cor na preferência de substrato de forrageio por
tomisídeos Neotropicais. Nós investigamos especificamente (i) se tomisídeos com maior
intensidade de reflexão de UV preferem forragear em flores que possivelmente exibem
maior intensidade de reflexão de UV, intensificando o sucesso de captura de presas (Greco
& Kevan 1994), e se tomisídeos com menores intensidades de reflexão de UV selecionam
substratos que possivelmente exibem menor intensidade de reflexão de UV favorecendo a
camuflagem para presa e possíveis predadores, (ii) como esse sinal visual e reflexão de UV
é interpretado no sistema visual de abelhas, e (iii) quais componentes da cor podem estar
influenciando o reconhecimento dessas aranhas no sistema visual das abelhas.
25
Material e Métodos
Área de estudo e organismos
Nós conduzimos esse estudo na Reserva Biológica da Serra do Japi, situada ao
município de Jundiaí, sudeste do Brasil (700 e 1300 m), durante os meses de fevereiro a
abril de 2011 a 2013. Nós utilizamos no estudo mudas da planta arbustiva Rubus rosifolius
(Rosaceae) nos períodos específicos de floração da planta. Alguns estudos reportam
espécies de Thomisidae (e.g., Misumenops argenteus) associadas a flores dessas plantas
(Mello-Leitão 1929, Gonçalves-Souza et al. 2008). Além disso, esta planta é uma espécie
amplamente distribuída em uma variedade de habitats tropicais, sendo comum na área de
estudo.
Nós utilizamos no estudo quatro espécies de aranhas Thomisidae: Epicadus
heterogaster que são aranhas claras que podem mudar de coloração corporal de acordo com
a cor das flores (branca, amarela ou lilás) (Peixoto et al. 2012); possuem o abdômen
semelhante a flores e forrageiam em folhas quando atingem a fase adulta e flores quando
jovens (Vieira & Romero, dados não publicados). Misumenops argenteus Mello-Leitão
(1929) que são aranhas claras que comumente forrageiam em flores de Rubus rosifolius e
flores de Trichogoniopsis adenantha (Romero & Vasconcelos-Neto 2004, Gonçalves-
Souza et al. 2008). Essas aranhas são comumente encontradas forrageando nas pétalas das
flores (Figura 1B) ou na parte inferior das flores em brácteas (Antiqueira PAP & Romero
GQ dados não publicados). Misumenops callinurus Mello-Leitão (1929) que são aranhas
claras que habitam uma grande variedade de flores e também podem mudar de coloração
corporal de acordo com a cor das flores (branca ou amarela) (Figura 1C). As espécies
26
Misumenops argenteus e Misumenops callinurus aparentam ser pouco crípticas em flores
de Rubus rosifolius (Antiqueira PAP, Vieira, C. & Romero GQ dados não publicados). Já
Tmarus sp. Simon (1875) que são aranhas escuras que não forrageiam em flores (Figura
1D).
Amostragem
No período de setembro a abril de 2010 a 2013 coletamos indivíduos das quatro
espécies de aranhas em aproximadamente 5000 plantas ao longo de uma trilha de
aproximadamente 9 km na Reserva Biológica da Serra do Japi. O método de amostragem
utilizado foi inspeção visual principalmente para as espécies que vivem em flores (M.
argenteus, M. callinurus) e folhas (E. heterogaster). Já para as espécies que vivem em
ramos secos (Tmarus sp.), utilizamos guarda-chuva entomológico que consiste na utilização
de uma armação de estacas de madeira que sustenta um tecido branco de 1 m2, sobre o qual
as aranhas caem quando a vegetação é batida com um bastão de madeira. Ao longo das
trilhas foram escolhidas plantas arbustivas de até 2,5 m de altura e em cada uma delas
foram realizadas dez batidas durante a amostragem na vegetação.
Para a realização dos experimentos (ver abaixo) foram utilizadas apenas fêmeas
adultas de Thomisidae de tamanho semelhantes. Nós não utilizamos os machos, uma vez
que eles não apresentam o mesmo padrão de cores das fêmeas. Além disso, os machos são
mais ativos que as fêmeas e não permanecem grande parte do tempo dispendido sobre o
mesmo substrato de forrageio. Nós mantivemos as aranhas em frascos de plástico e
cuidadosamente as transportamos para o laboratório na Reserva Biológica da Serra do Japi
onde realizamos o experimento. As aranhas foram mantidas individualmente com uma dieta
27
semanal de insetos vivos (abelhas, grilos e moscas, que são presas naturais de tomisídeos).
Água era fornecida diariamente em um pedaço de algodão úmido. As aranhas foram
mantidas em laboratórios em condições de luminosidade natural e a temperatura variando
entre 24°C e 34°C.
Para verificar a frequência de ocorrência das espécies E. heterogaster, M. argenteus,
M. callinurus e Tmarus sp. nos substratos folhas, flor e ramos foram inspecionadas ao
longo de trilhas na área de estudo 3167 folhas, 1859 flores e 2434 ramos secos. Essas
inspeções foram realizadas entre setembro de 2010 e abril de 2013. Os dados de ocorrência
das aranhas em cada tipo de substrato inspecionado foram comparados usando o Qui-
quadrado com o uso do software R (R Development Core Team 2014).
Experimento: teste de escolha de local de forrageio
Para testar se a coloração do substrato influencia na escolha de local de forrageio,
nós conduzimos experimentos de testes de escolhas com as aranhas sobre mudas da planta
Rubus rosifolius. As aranhas foram colocadas individualmente de modo aleatorizado em
mudas distintas de Rubus rosifolius. As mudas escolhidas para o experimento apresentavam
os seguintes substratos na mesma planta: ramos secos, folhas verdes e flores. Nós
colocamos os indivíduos de cada espécie de aranhas (n=15) separadamente sobre um palito
escuro em um ponto aproximadamente equidistante dos substratos na mesma muda e
deixamos as aranhas caminharem livremente pela planta até encontrar seu substrato de
preferência. Foram utilizadas plantas diferentes a cada teste (n=15) e registramos a escolha
com o uso de uma filmadora. Nós delimitamos o tempo máximo de 14 horas diárias de
tempo de permanência das aranhas em cada planta. O experimento iniciava-se às 8:30 a.m.
28
e terminava às 22:30 p.m. Após o término do experimento as filmagens foram analisadas e
foram computadas as percentagens médias de tempo de permanência em cada substrato. As
aranhas e as plantas foram usadas uma única vez.
As porcentagens médias de tempo despendido pelas aranhas em cada substrato
foram examinadas usando uma análise de variância ANOVA unifatorial (Quinn & Keough
2002). Todas as análises foram realizadas utilizando o software R (R Development Core
Team 2014).
Espectro de reflectância das aranhas e substratos
Para investigar se a intensidade de reflexão de UV das aranhas é similar à
intensidade de reflexão de UV de seu substrato de escolha foi preciso identificar o padrão
do sinal visual de cada objeto. Nós mensuramos a reflectância espectral entre 300 a 700 nm
dos abdomens das aranhas (n=10) e das pétalas de flores de Rubus rosifolius (n=10) e
comparamos a intensidade máxima relativa de reflexão. Nós utilizamos o
espectrofotômetro Cary 5000 UV- Vis- NIR (Varian, Australia) com um alto desempenho
fotométrico nos espectros de variação entre 175-3300 nm. O abdômen foi escolhido por ser
a região do corpo das aranhas que apresentam maior quantidade de fluoróforos (moléculas
com pigmentos que refletem UV) (Andrews et al. 2008). Nós utilizamos dois controles
acromáticos: preto e branco como fundo de calibração antes da mensuração de cada
amostra. Mensuramos dez vezes o espectro de cada aranha e cada flor e utilizamos o
número médio dos espectros para computar a distância euclidiana no modelo de espaço da
cor no sistema visual de Hymenoptera (Chittka 1992, Chittka 1996). Todas as análises
29
foram realizadas no Laboratório de UV-Vis-NR / Luminescência / Polarimetria no Instituto
de Química da Universidade Estadual de Campinas.
Os valores de máxima intensidade relativa de reflexão na faixa de UV das aranhas
foram comparados usando uma análise de variância ANOVA unifatorial (Quinn & Keough
2002) utilizando o software R (R Development Core Team 2014). Para comparações entre
tratamentos foi realizado teste a posteriori de Tukey (Pinheiro & Bates 2000).
Análises de coloração com modelo de hexágono em cores: aranha e pano de fundo
Para testar se as aranhas estão crípticas no seu substrato de escolha, nós utilizamos o
modelo do hexágono de cores como um modelo de visualização do espaço da cor no
sistema visual de Hymenoptera (Chittka 1992, Chittka 1996b). As extremidades do
hexágono representam os fotorreceptores e as possíveis combinações entre eles de acordo
com a refletância espectral do objeto que está sendo visualizado. Os valores de receptores
de excitação (E) foram calculados para os fotorreceptores das abelhas com suas
sensibilidades nos picos do UV, azul e verde (Briscoe & Chittka 2001, Chittka 1996b).
Esses valores são relativos, variando entre 0 e 1. Nós utilizamos um padrão de fundo das
folhas verdes e um padrão de iluminação a luz do dia (D65, Wyszecki & Stiles 1982).
Utilizamos também a função de sensibilidade espectral de fotorreceptores de Apis mellifera
como referência no modelo para compreender a visualização da aranha no substrato na
perspectiva do sistema visual de Hymenoptera (Chittka 1992, Chittka & Kevan 2005).
Após a realização do experimento, calculamos a distância euclidiana média em
unidades de hexágono entre os espectros das aranhas e cada um de seus substratos de
escolha.
30
Como referência, as abelhas podem distinguir cerca de 70% entre as cores do objeto
e pano de fundo com distância de 0,1 unidades de hexágono de detecção (Chittka 1996b,
Chittka 2001). Portanto, nós comparamos as distâncias calculadas com o limite
discriminante pelo teste-t para aranhas e seus substratos de escolha (contraste de cor).
Calculamos a distância euclidiana média em unidades de hexágono entre as espécies de
aranhas e seus respectivos substratos de preferência encontrados na natureza: E.
heterogaster vs. folha, M. argenteus vs. flor, M. callinurus vs. flor e Tmarus sp. vs. ramo
seco. Quando o valor médio da distância euclidiana, em unidades de hexágonos entre essas
combinações, está abaixo ou igual ao limiar de distância de detecção (0,1 unidades de
hexágono) as abelhas não discriminariam a aranha do pano de fundo; quando o valor está
acima do limiar, as abelhas seriam capazes de discriminar essas aranhas.
Quantificação da cor e teste de contraste cromático e acromático para Hymenoptera
As abelhas usam o contraste cromático para detectar objetos quando estão próximas
do emissor; quando estão a longas distâncias utilizam o contraste acromático (Hart et al.
2000, Spaethe et al. 2001). Os tipos de receptores para UV e azul estão envolvidos na
detecção de contraste cromático, ao passo que os receptores verdes estão envolvidos na
detecção de contraste acromático. Além do contraste de cor, as abelhas são conhecidas por
utilizar o sinal do contraste de verde e de pureza espectral para objetos em curtas distâncias.
O contraste de verde é um componente cromático da cor. Já a pureza espectral ou saturação
pode ser definida como a quantidade de cinza que uma cor contém. Quanto maior a
quantidade de cinza, menor a pureza de uma cor (Lunau et al. 1996). Dessa forma,
calculamos o contraste de verde e a pureza espectral relativa das aranhas e seus substratos
de escolha usando o mesmo modelo de cores do hexágono (Chittka et al. 1994, Lunau et al.
31
2011). O contraste de verde é medido com a distância entre o locus alvo da cor ao ponto
central incolor do hexágono, com locus de fundo verde padrão (Chittka 1992). Por outro
lado, a pureza espectral relativa é calculada como a proporção entre a distância do locus de
cor a partir do centro do hexágono e a distância do locus espectral do modelo
correspondente (Lunau et al. 2011). Nós utilizamos para as análises o modelo de pureza
espectral máxima nos fotorreceptores de excitação de Apis mellifera (Lunau et al. 1996). Já
para o contraste acromático (brilho), nós calculamos a diferença de excitação dos
fotorreceptores verde das aranhas e do substrato.
Nós realizamos um teste-t de variâncias desiguais (test-t de Welch) entre as
combinações das aranhas e seus respectivos substratos para explorar as diferenças
estatísticas nos componentes da cor no sistema visual de abelhas. Todas as análises foram
realizadas utilizando o software R (R Development Core Team 2014).
Resultados
Amostragem
Os dados observacionais em campo demostram a frequência de ocorrência de
indivíduos de aranhas Thomisidae nos substratos inspecionados (Tabela 1). A frequência
observada das aranhas nos substratos folha, flor e ramo seco difere da frequência esperada
pela expectativa nula (folha: χ 2=100,16, g.l.=3, P < 0,001; flor: χ
2=252,41, g.l.=3, P <
0,001 e ramos secos: χ 2
=594, g.l.=3, P < 0,001). E. heterogaster são mais frequentemente
encontrados em folhas, M. argenteus e M. callinurus em flores e Tmarus sp. em ramos
secos (Tabela 1).
32
Escolha do local de forrageio
As fêmeas adultas de E. heterogaster preferiram forragear sobre folhas (F2,42
=184,43; P < 0,001, Figura 1A e Figura 2), enquanto fêmeas de M. argenteus e M.
callinurus preferiram flores como sítio de forrageio (M. argenteus F2,42= 79,15; P < 0,001 ,
M. callinurus F2,42 =367,61; P < 0,001, Figura 1B e C e Figura 2). Já as fêmeas de Tmarus
preferiram forragear em troncos ou ramos secos (F2,42 = 488,00; P < 0,001, Figura 1D e
Figura 2). E. heterogaster permaneceu por volta de 0,1% do tempo médio em ramos secos e
Tmarus permaneceu menos de 1% do tempo médio sobre flor e folha (Figura 2). Já M.
argenteus e M. callinurus permaneceram aproximadamente 9 vezes mais tempo em flores
que folhas (Figura 2).
Espectro de reflectância das aranhas e substratos
E. heterogaster, apresentou maior intensidade de reflectância na região do UV
quando comparada às demais espécies de Thomisidae (F3,36= 538,63, P<0,001; espectro na
região do UV: E. heterogaster >M. callinurus> M. argenteus> Tmarus; ANOVA/ Tukey
HSD teste post hoc; α=0.05, Figura 3). Em contraste, os indivíduos de Tmarus sp. exibem
menor intensidade média de reflectância quando comparado às de outras aranhas; além
disso, seu espectro foi semelhante ao do seu substrato preferido (Figura 3).
Coloração com modelo de hexágono em cores: aranha e pano de fundo
A sensibilidade dos fotorreceptores demostra que as aranhas excitam mais
fortemente o fotorreceptor de UV do que os outros fotorreceptores no sistema visual das
abelhas (E. heterogaster: EUV = 0,76±0,004; M. callinurus: EUV = 0,75±0,001; M.
argenteus: EUV = 0,72±0,003 e Tmarus: EUV = 0,67±0,003; Tabela 2). As abelhas
33
conseguiriam discriminar a aranha E. heterogaster sobre folhas (distância entre os loci =
0,14±0,001; contraste de cor, teste t = 26,03; P < 0,001; Tabela 3, Figura 4A), assim como
conseguiriam discriminar M. argenteus (0,19±0,001; contraste de cor, teste t =61,76; P <
0,001; Tabela 3) e M. callinurus sobre flores (0,21 ±0,001; contraste de cor, teste t= 82,21;
P < 0,001; Tabela 3; Figuras 4B e 4C). Os valores médios de distância euclidiana entre
essas combinações estão acima do limiar de distância de detecção (0,1 unidades de
hexágono). No entanto, as abelhas não conseguiriam discriminar Tmarus em ramos secos
(0,02±0,001) (contraste de cor, teste t=42,99; P =1; Tabela 3, Figura 4 D). O valor médio
de distância dessa combinação está abaixo do limiar de distância de detecção.
.
Quantificação da cor e teste de contraste cromático e acromático para Hymenoptera
O contraste verde pronunciado entre todas as combinações aranha-substrato indicam
que as aranhas seriam distinguíveis de seus substratos na visão das abelhas em curtas
distâncias (E. heterogaster vs. folha, teste t = -2,79; P =0,01; M. argenteus vs. flor, teste t =
30,64; P <0,001; M. callinurus vs. flor, teste t = 45,70; P <0,001; Tmarus vs. ramo seco,
teste t = 30,64; P <0,001) (Tabela 3, Figura 5A). Com exceção de E. heterogaster (teste t =
4,03; P =0,071), as aranhas M. argenteus, M. callinurus e Tmarus apresentam maior
saturação na cor do que seus respectivos substratos de escolha (M. argenteus, teste t =
85,21; P <0,001; M. callinurus, teste t = 61,76; P <0,001; Tmarus, teste t = -42,99;
P<0,001) (Tabela 3, Figura 5B).
Além disso, com a utilização da visão acromática, as abelhas poderiam detectar
todas as aranhas antes de se aproximarem das flores ou dos substratos (E. heterogaster,
teste t = 12,36; P <0,001; M. argenteus, teste t =-29,05; P <0,001; M. callinurus, teste t
=43,68; P <0,001; Tmarus, teste t = -12,10; P <0,001) (Tabela 3, Figura 5C). Na visão em
34
longas distâncias das abelhas, E. heterogaster apresenta maior brilho quando comparadas
às folhas que ocupam. M. argenteus e M. callinurus apresenta maior brilho que as flores e
Tmarus sp. maior brilho que ramos secos (Figura 5C).
Discussão
Nosso estudo demonstra o importante papel da coloração na seleção de substrato por
aranhas neotropicais da família Thomisidae e como esse sinal visual relacionado à cor
influencia o reconhecimento pela perspectiva de suas presas. Estudos anteriores
demonstram diferentes padrões de reflexão espectral de aranhas sobre flores, testam o papel
da coloração na seleção de flores e, além disso, exploraram como esse sinal visual de
coloração atua no reconhecimento por presas e predadores em algumas espécies de
Thomisidae australianas e europeia (Heiling et al. 2003, Heiling et al. 2005, Théry & Casas
2002, Théry et al. 2005, Heberstein et al. 2009, Gawryszewski et al. 2012). Todavia, nosso
trabalho é o primeiro a avaliar o papel da coloração em tomisídeos que selecionam
diferentes substratos além de flores.
As aranhas que forrageiam em flores não selecionam esse sítio aleatoriamente, mas
respondem a pistas visuais florais transmitidas (Heiling et al. 2005b, Wignall et al. 2006,
Bhaskara et al. 2009, Defrize et al. 2010, Defrize 2014, Herberstein & Gawryszewski
2013). Aqui observamos que diferentes espécies de tomisídeos com colorações de diversas
tonalidades possuem a habilidade de selecionar ativamente seus substratos de forrageio de
acordo com a coloração que ele apresenta. Adicionalmente, observamos que o padrão das
respostas da seleção de substrato por essas aranhas testado experimentalmente, corresponde
ao mesmo padrão de distribuição das aranhas na natureza em seu substrato de preferência.
35
As aranhas investigadas aqui exibiram modos distintos de forrageio e selecionaram seus
substratos preferenciais depois de algum tempo de avaliação de características dos outros
substratos oferecidos. Alguns estudos já reportam que aranhas da família Thomisidae que
habitam flores podem ser atraídas por fragrâncias florais (e.g., eugenol) e também utilizam
acuidades visuais, táteis e até mesmo coloração para selecionarem os sítios ótimos de
captura de presas (Morse 1988, Greco & Kevan 1994, Krell & Krämer 1998, Heiling et al.
2005b, Morse 2007, Defrize et al. 2010, Defrize 2014). No entanto, a seleção de substratos
com colorações diferentes (folhas e ramos secos) pode estar fortemente associada à atração
de presas (e.g., E. heterogaster sobre folhas) ou potencial camuflagem na visão de vespas e
aves predadoras (e.g., Tmarus sp. sobre troncos ou ramos secos).
Os insetos da ordem Hymenoptera se destacam pela sua alta capacidade cognitiva
de reconhecimento de sinais visuais em flores e substratos que visitam (Heiling et al. 2004,
Gonçalves-Souza et al. 2008, Romero et al. 2011). Tais insetos são presas preferenciais das
aranhas em estudo (Vieira & Romero, observações naturalísticas). Provavelmente, a
escolha dos substratos e manipulação do sinal visual pelas aranhas é crucial para sua
sobrevivência e sucesso reprodutivo, uma vez que essas aranhas poderiam ser reconhecidas
mais facilmente por predadores e presas em folhas ou ramos secos.
A frequência de atividade dessas aranhas possivelmente pode estar relacionada ao
sinal visual e escolha de substratos que habitam. Aranhas que habitam flores (M. argenteus
e M. callinurus) e folhas (E. heterogaster quando adultas) tem baixa frequência de
atividade (deslocam-se poucas vezes por um intervalo de tempo), enquanto as aranhas que
habitam substratos mais escuros (Tmarus sp.) tem maior frequência de atividade (deslocam-
se mais vezes intervalo de tempo) (Vieira, C. & Romero, G.Q. observações pessoais). Os
36
experimentos que quantificam tempo de permanência das aranhas em determinados
substratos demonstraram que as fêmeas de aranhas que forrageiam em flores e folhas
tendem a se deslocar muito pouco ao longo do dia, permanecendo até mesmo quase 10
horas seguidas em uma mesma flor ou folha. Já fêmeas que vivem em troncos são muito
mais ativas, embora permaneçam no mesmo substrato. A forte tendência a permanecer em
um local é consistente com a resposta à saciedade e cessação de caça ativa, e com ela a
tendência para procurar outros substratos para forrageio (Morse 1988, Morse 2007).
Predadores que exibem comportamento de emboscada parecem usar regras de decisão de
abandono do sítio de forrageio depois de um determinado tempo de espera (Morse 2007).
Esses comportamentos de decisão e abandono de um substrato de escolha por diferentes
espécies de aranhas Thomisidae podem representar soluções ótimas de forrageio em
ambientes onde as aranhas possam prever escassez de encontro com presas.
As aranhas que escolhem preferencialmente flores (i.e., M. argenteus e M.
callinurus) como substratos exibem alta intensidade de reflexão de UV quando comparadas
às aranhas escuras (i.e., Tmarus sp.). Essas aranhas (M. argenteus e M. callinurus)
surpreendentemente não exibem a clássica forma de cripsia em flores com relação à presa,
uma vez que seriam detectadas no sistema visual de abelhas. Alternativamente, essas
aranhas podem estar explorando o fenômeno de intensificação de contraste de cor com o
pano de fundo para maximizar o efeito do sinal visual no reconhecimento de presas, assim
como, explorado em estudos com espécies de aranhas australianas e européias que
forrageiam em flores (Chittka 2001, Théry & Casas 2002, Heiling et al. 2003, Théry et al.
2005). As aranhas de coloração escura (e.g., Tmarus sp.) apresentam baixa intensidade de
reflectância de UV, assim como seu substrato de escolha. Potencialmente, aranhas escuras
37
devem escolher substratos escuros, tornando-se crípticas na visão de presas e,
possivelmente, na visão de predadores. No entanto, incrivelmente as aranhas que habitam
folhas (E. heterogaster) apresentam a mais alta intensidade espectral de UV quando
comparadas a outras aranhas. Essa aranha exibe um comportamento altamente
especializado, sendo distinguível no sistema visual de abelhas do pano de fundo verde das
folhas. Possivelmente essas aranhas estão mimetizando a própria flor exibindo um
pronunciado contraste de cor que atrai visitantes florais (Lunau et al. 1996).
No sistema visual de Hymenoptera, o contraste cromático é utilizado para detectar
objetos quando estão próximos do emissor, enquanto o contraste acromático é utilizado
para detecção de objetos quando estão a longas distâncias (Hart et al. 2000, Spaethe et al.
2001). Além de todas as aranhas nos substratos em estudo apresentarem contraste de cor
em visão de curta distância. As aranhas que vivem em flores (M. argenteus e M. callinurus)
e troncos (Tmarus sp.) também se apresentam mais saturadas que o pano de fundo que
estão inseridas. Adicionalmente, todas as aranhas em estudo (E. heterogaster, M.
argenteus, M. callinurus e Tmarus sp.) apresentam pronunciado contraste acromático com
o substrato. As abelhas usam diferentes conjuntos de fotorreceptores em curtas e longas
distâncias para visualização de objetos no espaço, e a visualização varia de acordo com o
ângulo visual no qual um objeto com o pano de fundo se encontra (Giurfa et al. 1996,
Giurfa et al. 1997, Dyer 2006). Assim, aparentemente os diferentes atributos de cor,
contraste verde (Chittka 1992) e pureza espectral (Lunau et al. 1996) desempenham papéis
diferentes no reconhecimento das aranhas pelas abelhas em seus diferentes substratos.
Em geral, as abelhas têm uma preferência inata por cores espectrais puras e
contrastantes, o que pode explicar os padrões de cores das estruturas das flores nas
38
angiospermas (Lunau & Maier 1995, Lunau et al. 1996). O contraste acromático é um
componente importante para avaliar a visão da abelha em várias tarefas que não envolvem
discriminação de cor (Lehrer 1991, 1993). Contraste acromático é um sinal de detecção de
imagem em movimento e de estimativa da distância e detecção de borda do objeto
(aranhas) (Lehrer et al. 1988, Lehrer et al. 1990). Como o contraste de cores desperta maior
atratividade para a abelha, é possível que esse contraste seja utilizado como estratégia para
facilitar a captura de presas no caso das aranhas que habitam flores (M. argenteus, M.
callinurus) ou folhas (E. heterogaster), pois se assemelham com os padrões de colorações
apresentados por flores de plantas melitofílicas (Faegri & van der Pijl 1979). E.
heterogaster é conspícuo sobre folhas e aparenta mimetizar uma flor tanto na visão de curta
distância como na visão de longa distância para as abelhas. Flores comumente exibem
diferentes regiões de padrões de cor nos componentes cromáticos e acromáticos (Faegri &
Van der Pijl 1979, Lunau 2000). Diferentes contrastes de cores podem variar espacialmente
em uma mesma flor em formas de guias específicos de néctar com o objetivo de atrair
insetos visitantes florais para as plantas (Faegri & Van der Pijl 1979). Estes contrastes
indicam a presença de pólen ou padrões de cores que são similares aos sinais de pólen
(Lunau 1996, Lunau 2000). Assim, ao invés de repelir as abelhas, o contraste da aranha
com o substrato poderia tornar o substrato mais atraente para as abelhas. Nosso estudo
sugere que os atributos da cor contribuem de maneira combinada com a intensidade de
reflexão de UV das aranhas para a interpretação no sistema visual de presas.
Embora neste estudo nós usamos um modelo de visualização de Hymenoptera
comumente utilizado para inferir o reconhecimento de aranhas Thomisidae na perspectiva
das presas (Théry & Casas 2002, Heiling et al. 2003), sugerimos que este mesmo modelo
39
poderia ser utilizado também para interpretar o reconhecimento dessas aranhas na visão de
predadores. Alguns autores utilizam modelo visual de aves para inferir como tomisídeos em
flores estão sendo reconhecidos por predadores (Théry & Casas 2002). No entanto, durante
os 3 anos de observações comportamentais e experimentais dessas aranhas nós não
observamos nenhum evento de predação por aves, mas observamos oito eventos de
predação de tomisídeos por vespas predadoras e vespas parasitóides. Assim como alguns
autores (Brechbühl et. al 2010) , nós sugerimos que a predação de tomisídeos por aves é um
evento extremamente raro. Adicionalmente sugerimos também que modelos visuais de
Hymenoptera poderiam ser utilizados para uma melhor compreensão no reconhecimento de
tomisídeos na visão de potencias predadores. Nesse contexto, E. heterogaster sobre folhas
seria detectado tanto na visão de presas quanto na visão de predadores, assim como, M.
callinurus e M. argenteus sobre flores. Já a aranha Tmarus sp. em ramos secos estaria
críptica sob a perspectiva de predadores e presas (colêmbolos, abelhas, formigas) .
Esse trabalho revela diferentes padrões de escolha de substrato associados à
intensidade de reflexão UV em aranhas Thomisidae Neotropicais. A habilidade de refletir
luz UV juntamente com outros atributos da cor parece ser uma combinação importante na
seleção de sítio de forrageio e na redução do reconhecimento por presas e predadores. As
aranhas sobre flores e folhas poderiam favorecer a intensificação por contraste para
potencialmente atrair presas. No entanto, evidências experimentais são necessárias para que
possamos entender com mais clareza como se dá o reconhecimento dessas aranhas pelas
presas e potenciais predadores em seus substratos de escolha. A emissão de espectro na
região do UV juntamente com a combinação do sinal dessas aranhas com os respectivos
pano de fundo pode variar geograficamente conforme o continente estudado (Heberstein et
40
al. 2009). Nosso estudo sugere que tomisídeos neotropicais com diferentes padrões de
colorações devem utilizar estratégias alternativas de manipulação do sinal visual em
diferentes substratos além da flor, potencialmente podendo maximizar seu sucesso de
forrageio. Podemos concluir que a interação da coloração da aranha com a coloração de seu
substrato tem um papel importante e fundamental na escolha de sítios de forrageio via
cripsia ou por intensificação de sinal visual do substrato.
Agradecimentos
Os autores agradecem A. Degressi, B. B, Grisolia, T. N. Bernabé, M. Braga, A.T.
Salomão, P. A. Antiqueira e P. M. Omena por toda assistência de campo e discussões, Y.
Messas e A. Degressi pelas fotos das aranhas. Prof. A. A. Lise pela identificação das
Thomisidae. Ao setor administrativo da Base de Estudos Ecológicos da Serra do Japi por
ter autorizado o desenvolvimento deste estudo. Este estudo de doutorado foi desenvolvido
no programa de Pós- Graduação em Ecologia da Universidade Estadual de Campinas
(UNICAMP) e financiado pela Fundação de Apoio à Pesquisa do Estado de São Paulo/
FAPESP (2010/51523-5) e Projeto Universal CNPq (470086/2011-4).
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48
Tabela 1. Tabela de frequência de ocorrência das espécies E. heterogaster, M. argenteus,
M. callinurus e Tmarus sp. nos substratos inspecionados folha, flor e ramos secos ao longo
de trilhas nos períodos de setembro de 2010 a abril de 2013.
Substratos inspecionados
Aranhas
Total
de
Folhas
Folhas
com
aranhas
Frequência
de
ocorrência
Total
de
Flores
Flores
com
aranhas
Frequência
de
ocorrência
Total
de
Ramos
Ramos
com
aranhas
Frequência
de
ocorrência
Tamanho das
aranhas (mm)
(média ± SE)
E. heterogaster 3167 42 0,01 1859 1 <0,01 2434 0 0 0,96± 0,002
M. argenteus 3167 3 <0,01 1859 138 0,07 2434 0 0 0,82±0,001
M. callinurus 3167 2 <0,01 1859 112 0,06 2434 0 0 0,83±0,001
Tmarus sp. 3167 1 <0,01 1859 0 0 2434 198 0,08 0,73± 0,003
49
Tabela 2. Valor médio (± SE) de excitação (E) nos fotorreceptores de ultravioleta (EUV),
azul (EB) e verde (EG) na visão das abelhas nos substratos em Rubus rosifolius. Os valores
variam de 0 (nenhuma excitação) a 1 (máxima excitação) (n=10).
Fonte de
variação
Aranhas Substratos
E.heterogaster M.argenteus M.callinurus Tmarus sp. Flores Folha Ramo Seco
EUV 0,76 ±0,004 0,72±0,003 0,75±0,001 0,67±0,003 0,73±0,002 0,72±0,001 0,73±0,003
EB 0,74±0,007 0,65±0,004 0,69±0,001 0,58±0,002 0,78±0,001 0,65±0,001 0,65±0,005
EG 0,69±0,007 0,55±0,004 0,57±0,001 0,46±0,0008 0,72±0,002 0,54±0,001 0,53±0,006
50
Tabela 3. Sumário das análises de teste t de contrastes cromáticos e acromáticos de aranhas
em seus substratos de escolha.
Visão de Hymenoptera
Contraste da cor
Contraste de verde
Pureza espectral Relativa
Contraste acromático
Diferença do fotorreceptor
verde
Aranhas sobre substrato
t
g.l.
P
t
g.l.
P
T
g.l.
P
t
g.l.
P
E.heterogaster em folha 26,03 99 <0,001 -2,79 9,51 0,01 -1,90 9,72 0,08 12,36 18 <0,001
M.argenteus em flores 61,76 99 <0,001 30,64 17,01 <0,001 28,08 17,82 <0,001 -29,05 18 <0,001
M.callinurus em flores 82,21 99 <0,001 45,70 17,15 <0,001 39,05 14,91 <0,001 -43,68 18 <0,001
Tmarus sp. em ramos
secos
-42,99 99 1,00 30,64 17,01 <0,001 3,30 16,70 <0,001 -12,10 18 <0,001
51
Lista de Figuras
Figura 1. Espécies de tomisídeos (A) Epicadus heterogaster (B) Misumenops argenteus (C)
Misumenops callinurus e (D) Tmarus sp. nos substratos escolhidos por essas aranhas em
Rubus rosifolius (Crédito das fotos: A. Degressi, Y. Messas e C. Vieira).
Figura 2. Percentagem de tempo de permanência das espécies: Epicadus heterogaster,
Misumenops argenteus, Misumenops callinurus e Tmarus sp. em cada substrato de Rubus
rosifolius. Barras de erro representam ± 1 Erro Padrão (P<0,05; ANOVA).
Figura 3. Espectros de reflectância entre os comprimentos de onda de 300 a 700 nm
mensurados nas aranhas e seus substratos de escolha: Epicadus heterogaster vs. folha,
Misumenops argenteus vs. flor, Misumenops callinurus vs. flor e Tmarus sp. vs. ramo seco.
A região localizada à esquerda da linha tracejada indica a região do espectro invisível
(UV).
Figura 4. Representação geométrica de estímulo em cada fotorreceptor das abelhas (Apis
mellifera) por diferentes espécies de aranhas tomisídeos em seus respectivos substratos (A)
Epicadus herogaster sobre folha, (B) Misumenops argenteus sobre flor, (C) Misumenops
callinurus sobre flor, (D) Tmarus sp. sobre ramo.
Figura 5. Valores médios das propriedades cromáticas e acromáticas visualizadas no espaço
de cor de abelhas (A) Contraste de verde, (B) Pureza espectral e (C) Contraste acromático.
entre espécies de aranhas e os respectivos substratos de escolha. Barras de erro representam
± 1 Erro Padrão (P<0,05; test t).
52
Figura 1.
D)
B)A)
C)
53
Figura 2.
0,01
0,1
1
10
100
E.heterogaster M.argenteus M.callinurus Tmarus sp.
Ramo seco Folha Flor
Per
cen
tag
em
de
tem
po
em
cad
a su
bst
rato
54
Figura 3.
Comprimento de onda (nm)
Per
centa
gem
de
Ref
lect
ânci
a
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
300 400 500 600 700
A)Epicadus heterogaster (n=10)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
300 400 500 600 700
C)Misumenops callinurus (n=10)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
300 400 500 600 700
D)Tmarus sp .(n=10)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
300 400 500 600 700
B) Misumenops argenteus (n=10)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
300 400 500 600 700
Flor (n=10)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
300 400 500 600 700
Flor (n=10)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
300 400 500 600 700
Ramos seco (n=10)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
300 400 500 600 700
Folha (n=10)
55
Figura 4.
Epicadus heterogaster Misumenops argenteus
Misumenops callinurus Tmarus sp.
A) B)
C) D)
CV
CV
E(UV) E(UV)E(G) E(G)
E(B) E(B)
E(B) E(B)
E(UV) E(UV)E(G) E(G)
Aranha
Pano de fundo
Pano de fundo
Aranha
Pano de fundo
Aranha
Aranha
Pano de fundo
56
Figura 5.
0
0,04
0,08
0,12
0,16
0,2
E. heterogaster M. argenteus M. callinurus Tmarus sp.
Aranha SubstratoA)
Con
tras
te d
e ve
rde
(Un
idad
esd
e H
exág
ono)
**
*
*
0
0,05
0,1
0,15
0,2
0,25
0,3
0,35
0,4
E. heterogaster M. argenteus M. callinurus Tmarus sp.
**
*B)
Pu
reza
esp
ectr
al
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
E. heterogaster M.argenteus M.callinurus Tmarus sp
C)
* * **
Con
tras
te A
crom
átic
o
57
Figura 5.
Crédito da foto: Yuri Messas
58
CAPÍTULO 2
Cripticidade em Thomisidae é mantida pela elevada intensidade de reflexão de UV e de
fluorescência
Camila Vieira1 & Gustavo Q. Romero
2
1Pós-graduação em Ecologia, Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP), CP 6109,
CEP 13083-970, Campinas-SP, Brasil.
2Departamento de Biologia Animal, IB, Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP),
CP 6109, CEP 13083-970, Campinas-SP, Brasil.
59
Resumo
A coloração desempenha um importante papel na comunicação visual entre
predadores e presas. A emissão de fluorescência e reflexão de UV são sinais visuais da cor
que podem influenciar a cripsia em Thomisidae, favorecendo o sucesso de captura de
visitantes florais. Estudos debatem sobre a vantagem da cripticidade em tomisídeos no
reconhecimento pelos visitantes florais e sucesso de captura de presas. Todavia,
desconhece-se como a reflexão de UV e emissão de fluorescência influenciam o
comportamento de visitantes florais no reconhecimento de diferentes espécies de
Thomisidae. Neste estudo, nós investigamos como aranhas com diferentes colorações são
reconhecidas por visitantes florais quando estão sobre flores. Adicionalmente, nós
investigamos o papel da reflexão de UV no reconhecimento das aranhas por visitantes
florais por meio de experimentos em campo com manipulação desse sinal. Para avaliar o
reconhecimento dessas aranhas no sistema visual de Hymenoptera, nós utilizamos o modelo
de espaço de cor na visão de abelhas e calculamos os contrastes cromáticos e acromáticos
para visualização da aranha em curta e longa distância, respectivamente. Nossos resultados
demonstram que as espécies de aranhas claras que forrageiam em flores exibem maior
intensidade de fluorescência, bem como maior reflexão de UV que espécies de aranhas
escuras. A intensidade da cor está relacionada com cripticidade apenas quando exibidas em
elevadas concentrações de fluoróforos como observamos em Epicadus heterogaster. No
entanto, cripsia em E. heterogaster não demonstrou vantagem no reconhecimento pelas
presas quando comparado à espécie conspícua que vive em flor, Misumenops callinurus. O
reconhecimento e fuga de visitantes florais dependem da intensidade coloração do
tomisídeo e do contraste de cor que eles apresentam com o pano de fundo. Predadores com
60
menores intensidades de cor (Tmarus sp.) são mais facilmente reconhecidos e evitados por
visitantes florais quando comparados a predadores que tem habilidade de combinar a
coloração corporal com a coloração das flores. A resposta dos visitantes florais não é
uniforme diante as diferentes espécies de aranhas quando estão sobre flores. A intensidade
da coloração parece ter um papel crucial na variação de respostas comportamentais de
visitantes florais em flores com aranhas da família Thomisidae.
Palavras-chave: cripsia, coloração, interação predador-presa, sinal visual, ultravioleta.
Introdução
O termo camuflagem descreve todas as formas de disfarce, incluindo as estratégias
de evitar detecção e reconhecimento do emissor pelo receptor por meio de sinal visual
(Stevens & Merilaita 2009, Théry & Casas 2009, Stevens & Merilaita 2011). Entre os tipos
de camuflagem, a coloração críptica é conhecida como uma estratégia na qual o animal
possui uma característica fenotípica que minimiza o efeito visual do sinal emitido com o
pano de fundo correspondente, para a visão de seus predadores e presas (Stevens &
Merilaita 2009).
A vantagem da coloração críptica em tomisídeos em relação ao reconhecimento por
visitantes florais, aumentando o sucesso de captura de presas, tem sido amplamente
debatida (Ings & Chittka 2008, Ings & Chittka 2009, Brechbühl et al. 2010a,b, Romero et
al. 2011). Tomisídeos são reconhecidas por apresentarem uma grande variação de cores
entre espécies e a coloração corporal dessas aranhas comumente é correspondente à cor dos
substratos que elas utilizam para forragear (Chittka 2001, Morse 2007, Théry 2005,
Gawryszewski et al. 2012, Vieira, et al. Capítulo 1). Muitos insetos que visitam flores são
61
reconhecidos por sua alta habilidade de reconhecimento de sinais visuais, como coloração
floral e, dessa forma, reconhecem e evitam flores com potencial risco de predação (Chittka
2001, Théry & Casas 2002, Heiling et al. 2003).
No sistema visual de Hymenoptera, a detecção de objetos que estão em longas
distâncias envolve diferentes fotorreceptores daqueles utilizados para detectar objetos que
estão próximos do emissor (Hart et al. 2000, Spaethe et al. 2001). Dessa forma, objetos
podem estar crípticos em longas distâncias e tornarem-se conspícuos quando os insetos
aproximam-se, ou ainda, podem estar conspícuos em longas distâncias e crípticos em curtas
distâncias (Hart et al. 2000, Spaethe et al. 2001). O contraste cromático é utilizado pelos
Himenópteros para detectar objetos quando estes estão próximos do emissor, enquanto o
contraste acromático é utilizado para detecção de objetos que estão mais distantes (Hart et
al. 2000, Spaethe et al. 2001).
Tomisídeos refletem luz na região do espectro ultravioleta próximo (UV-A) e no
espectro visível, assim como a maioria flores, e a reflexão do sinal de UV pode ter um
efeito notável no reconhecimento de presas por duas estratégias mais conhecidas, (i) a
estratégia clássica de cripsia que consiste na redução do contraste de reflexão de UV entre
aranhas e flores tornando as aranhas menos perceptíveis às suas presas e predadores
(Stevens & Merilaita 2009); e (ii) o contraste pronunciado de reflexão de UV entre aranha e
flores tornando a flor a mais atrativa e, assim, mais visitada por visitantes florais (Heiling et
al. 2003).
Além de refletirem luz UV, os tomisídeos possuem moléculas chamadas
fluoróforos, presentes na hemolinfa e na epiderme, que absorvem a luz em um
comprimento de onda na faixa da UV e, em seguida, emitem luz em um comprimento de
onda maior do que o absorvido (geralmente na faixa do visível), conhecido como
62
fluorescência (Andrews et al. 2008). A elevada reflexão de UV e emissão de fluorescência
pode resultar em cripsia nas aranhas que forrageiam sobre flores, podendo favorecer o
sucesso de captura de presas. Em contraste, aranhas de coloração mais escuras podem
emitir uma menor intensidade de fluorescência e reflexão de UV. Essas aranhas forrageiam
em substratos mais escuros (Vieira & Romero, observações pessoais), pois possivelmente
forragear em flores pode resultar na fuga por visitantes florais e na diminuição o sucesso de
captura de presas. Estudos reportam o efeito da reflexão de UV em aranhas claras Thomisus
spectabilis, Thomisus onustus e Misumena vatia sobre flores e como ocorre o
reconhecimento de suas presas (Heiling & Heberstein 2004, Heiling 2003, Heberstein et al.
2009, Théry & Casas 2002, Théry 2005, Théry 2007). No entanto, pouco se sabe como a
reflexão de UV e a emissão de fluorescência influenciam no reconhecimento de visitantes
florais em tomisídeos neotropicais que forrageiam em diferentes substratos além da flor,
como folhas e ramos secos.
Neste estudo nós investigamos (i) se a reflexão de UV nas espécies de Thomisidae
que forrageiam em diferentes substratos além da flor influencia a resposta de visitantes
florais, (ii) se a intensidade de fluorescência e reflexão de UV são maiores em espécies que
forrageiam sobre flores quando comparadas às espécies que não forrageiam sobre flores,
(iii) se as aranhas que forrageiam sobre flores são crípticas no sistema visual de visitantes
florais enquanto que aranhas que não forrageiam em flores não são crípticas, podendo ser
evitadas por visitantes florais, e (v) como contrastes cromáticos e acromáticos podem estar
influenciando no reconhecimento visual e resposta dos visitantes florais.
63
Material e Métodos
Área de estudo e organismos
O estudo foi realizado na Reserva Biológica da Serra do Japi, situada no município
de Jundiaí, sudeste do Brasil (altitude de 700 a 1300 m). Nós utilizamos no estudo mudas
da planta arbustiva Rubus rosifolius (Rosaceae) nos períodos específicos de floração da
planta. Esta planta é distribuída em uma variedade de habitats tropicais, é comumente
encontrada na área de estudo e está bastante associada com a presença de algumas espécies
de Thomisidae. As flores de R. rosifolius são pentâmeras de coloração brancas com
diâmetro aproximadamente 2 cm e são visitadas por grande diversidade de insetos
(Gonçalves-Souza et al. 2008). Os experimentos foram conduzidos em abril de 2012 e
nesse período os visitantes florais mais abundantes pertencem à ordem Hymenoptera.
Para a realização dos experimentos utilizamos quatro espécies de Thomisidae em
diferentes estágios de desenvolvimento, descritas a seguir. (1) indivíduos imaturos de
Epicadus heterogaster Guerin (1812), que são aranhas claras, comumente podem mudar de
coloração corporal de acordo com a cor das flores (branca, amarela ou lilás) (Peixoto et al.
2012). Essa espécie possui o abdômen semelhante a flores e forrageia em flores nos
estágios imaturos e em folhas na fase adulta (os autores, dados não publicados); (2)
indivíduos adultos de Misumenops argenteus Mello-Leitão (1929) que são aranhas claras
que comumente são encontradas em flores de Rubus rosifolius (Romero & Vasconcelos-
Neto 2004, Gonçalves-Souza et al. 2008); (3) indivíduos adultos de Misumenops callinurus
Mello-Leitão (1929) que são aranhas claras que comumente são encontradas em uma
grande variedade de flores e também podem mudar de coloração corporal de acordo com a
64
cor das flores (branca ou amarela) e (4) indivíduos adultos de Tmarus sp. Simon (1875) que
são aranhas escuras e não forrageiam em flores. As espécies de aranhas escolhidas para a
realização dos experimentos são amostras bem representativas de extremos de coloração na
família Thomisidae (Vieira, C. & Romero, G. Q. observações em campo).
Efeito de aranhas sobre visita de insetos polinizadores
Para testar se existe um contínuo de reconhecimento entre aranhas de diferentes
colorações do ponto de vista dos visitantes florais nós desenvolvemos um experimento, em
blocos aleatorizados, nos períodos específicos de floração da planta herbácea R. rosifolius.
Cada bloco experimental (n = 10 blocos) consistiu de 5 flores, cada uma designada
aleatoriamente para receber um dos seguintes tratamentos: (1) flores sem aranha (Figura
1A), (2) flores com E. heterogaster branca (Figura 1B), (3) flores com M. argenteus
(Figura 1C), (4) flores com M. callinurus branca (Figura 1D), ou (5) flores com adulto de
Tmarus sp. (Figura 1E). As aranhas utilizadas no experimento foram colocadas a -15ºC em
um freezer por alguns minutos antes do experimento para eliminar qualquer influência do
movimento da aranha sobre a escolha dos visitantes florais (Wells & Wells 1985). As
aranhas foram colocadas cuidadosamente apenas nas pétalas das flores para simular o modo
de forrageio de Thomisidae. Desse modo, não foi impedido o acesso dos visitantes florais
às flores. Nós selecionamos apenas flores novas, recém-abertas, para o experimento de
forma a minimizar o efeito variável da qualidade e quantidade de recursos florais. As flores
de cada bloco estavam no mínimo 1 m de distância entre si para minimizar qualquer efeito
das aranhas na taxa de visitação de outras flores (Gonçalves-Souza et al. 2008). As flores
de cada bloco experimental foram filmadas e observadas a uma distância de no mínimo 2 m
65
para evitar qualquer influência do observador no comportamento dos insetos visitantes. As
observações foram feitas simultaneamente em seções de 60 min cada, com intervalos de 10
min entre as seções, totalizando 600 min de observações. O número de visitas e o número
de fugas dos visitantes florais foram registrados em cada seção. Os insetos visitantes florais
foram coletados posteriormente após realização do experimento para identificação até pelo
menor o nível de gênero. Os dados foram divididos em ordens de cada grupo taxonômico
para as análises estatísticas. Foi definido o termo “visita’ quando o inseto pousou na flor ou
permaneceu nesta por no mínimo 2 segundos, e “fuga” quando o inseto voou em direção à
flor, mas ao invés de pousar ele se esquivou e foi em direção à outra flor no local mais
próximo ou foi embora.
Os dados referentes à visita e foram analisados utilizando modelos lineares mistos
(LME) (Zuur et al. 2009); blocos foram ajustados como aleatório e os tratamentos como
efeito fixo. Para controlar a falta de homogeneidade, quando necessário foi utilizada a
função varIdent que permite modelar variações diferentes para cada nível de um fator e
pode ser usado para ajustar o modelo heterocedástico para os dados (Pinheiro & Bates
2000, Zuur et al. 2009). Para comparações entre tratamentos foi realizado teste a posteriori
de Tukey (Pinheiro & Bates 2000). As análises foram realizadas no R versão 3.1.3 com a
função lme no pacote “nlme” (R Development Core Team 2014).
Manipulação da coloração da aranha - análise de pistas visuais
Para investigar se reflexão de UV nas espécies de Thomisidae influencia a resposta
de visitantes florais, nós aplicamos no corpo das aranhas uma mistura de dois diferentes
cromóforos que absorvem luz UV. Ambos os cromóforos Parsol MCX (2-ethylhexyl-p-
66
methoxycinnamate) e Parsol 1789 (4-tert-butyl-4- methoxydibenzoylmethane) têm
ingredientes comuns em protetores solares; o primeiro composto absorve luz UV-B, o
segundo absorve luz UV-A (Heiling et al. 2005). As espécies utilizadas no experimento
foram as mesmas do experimento anterior. Tanto as aranhas experimentais como as
controle receberam bloqueadores solares. Entretanto as aranhas experimentais foram
tratadas na região dorsal, enquanto as aranhas controle na região ventral (Figuras 2 e 3). O
uso de protetor solar nas aranhas não interfere na visitação. Em experimentos prévios
verificamos que flores com protetor solar e flores sem protetor solar não diferem com
relação a taxa de visitas de visitantes florais (Anova de um fator, F1,18=0,21 P=0,64).
Todavia, aplicamos protetor solar em ambas as aranhas para minimizar qualquer possível
influência no reconhecimento pelo visitante floral. Aranhas experimentais com tratadas
com bloqueadores solares (n=12) e aranhas controle (n=12) foram colocadas
cuidadosamente diretamente sobre flores. Cada bloco experimental (n = 12 blocos)
consistiu de 4 flores, cada uma aleatoriamente foi designada para receber os seguintes
tratamentos: (1) flores com aranha com bloqueadores solares na parte dorsal, (2) flores com
aranha com bloqueador solar na parte ventral como controle ao uso de bloqueador, e como
controle do experimento, (3) flores sem aranha e sem bloqueador solar e por fim e (4) flores
as quais colocamos um graveto para testar se os visitantes evitam qualquer objeto sobre as
flores (“efeito da novidade” ou neofobia, Dukas 2001, Abbot 2009, Romero et al. 2011).
As observações foram feitas simultaneamente em seções de 60 min cada, com intervalos de
10 min entre as seções, totalizando 720 min de observações. Os procedimentos gerais desse
experimento são semelhantes aos descritos no experimento anterior. Os dados foram
divididos em ordens de cada grupo taxonômico para as análises estatísticas.
67
Os dados referentes à visita e fuga foram analisados utilizando modelos lineares
mistos (LME) (Zuur et al. 2009); blocos foram ajustados como aleatório e os tratamentos
como efeito fixo. Para controlar a falta de homogeneidade, quando necessário foi utilizada
a função varIdent que permite modelar variações diferentes para cada nível de um fator e
pode ser usado para ajustar o modelo heterocedástico para os dados (Pinheiro & Bates
2000, Zuur et al. 2009). Para comparações entre tratamentos foi realizado teste a posteriori
de Tukey (Pinheiro & Bates 2000). As análises foram realizadas no R versão 3.1.3 com a
função lme no pacote “nlme” (R Development Core Team 2014).
Espectro de reflectância das aranhas e flores
Para investigar se a intensidade de reflexão de UV é maior em espécies que
forrageiam sobre flores quando comparadas às espécies que não forrageiam sobre flores foi
preciso identificar o padrão do sinal visual de cada objeto. Nós mensuramos a reflectância
espectral entre 300 a 700 nm dos abdomens das aranhas e das pétalas de flores em R.
rosifolius usando um espectrofotômetro Cary 5000 UV- Vis- NIR (Varian, Australia) com
um alto desempenho fotométrico nos espectros de variação entre 175-3300 nm. Nós
utilizamos dois controles acromáticos: preto e branco como fundo de calibração antes da
mensuração de cada amostra. O espectro de cada aranha e cada flor foram mensurados dez
vezes e utilizamos o número médio dos espectros para computar a distância euclidiana no
modelo de espaço da cor no sistema visual de Hymenoptera (Chittka 1992, Chittka 1996).
As análises foram realizadas no Laboratório de UV-Vis-NR / Luminescência / Polarimetria
no Instituto de Química da Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP).
68
Espectros de excitação e emissão de fluorescência
Para investigar se a intensidade de emissão fluorescência é maior em espécies que
forrageiam sobre flores quando comparadas às espécies que não forrageiam sobre flores,
quantificamos a excitação e emissão de espectro de fluorescência das quatro espécies de
Thomisidae em estudo. Nós utilizamos um espectrômetro de fluorescência molecular Cary
Eclipse Varian. Os abdomens das aranhas foram pesados e triturados em etanol absoluto
Merck. Seccionamos e trituramos 1mg de massa de abdômen em cada espécie de
Thomisidae amostrada e diluímos em 8 ml de etanol. Assim, a concentração da extração
manteve-se padronizada em todas as espécies. As soluções foram deixadas em descanso no
escuro por 48 h em temperatura ambiente. As extrações foram centrifugadas a 4000 r.p.m.
por 5 min., e o sobrenadante foi analisado utilizando uma cubeta de quartzo com caminho
óptico de 10mm. A faixa utilizada para mensurar espectro de excitação e emissão foi de
250 a 600 nm. As fendas de excitação e emissão foram de 5 nm cada. Os dados das análises
de espectrofluorimetria foram plotados nos gráficos usando o programa MatLab 7.8.
Coloração com modelo de hexágono em cores: aranha e flores
Para testar cripticidade das aranhas sobre flores no sistema visual de visitantes
florais, nós utilizamos o modelo do hexágono em cores como um modelo de visualização
do espaço da cor no sistema visual de Hymenoptera (Chittka 1992, Chittka 1996). Apesar
de R. rosifolius ser visitada por diferentes ordens de insetos, experimentos prévios no
período de estudo evidenciam maior número de visitas de insetos da ordem Hymenoptera
(Gonçalves et al. 2008). No modelo de visualização do espaço da cor de Hymenoptera, as
extremidades do hexágono representam os fotorreceptores e as possíveis combinações entre
69
eles de acordo com a refletância espectral do objeto que está sendo visualizado. Os valores
de receptores de excitação (E) foram calculados para os fotorreceptores de Apis mellifera
com suas sensibilidades nos picos do ultravioleta, azul e verde (Briscoe & Chittka 2001,
Chittka 1996). Esses valores são relativos, variando entre 0 e 1. Nós utilizamos um padrão
de fundo das folhas verdes e um padrão de iluminação a luz do dia (D65, Wyszecki &
Stiles 1982). Utilizamos também a função de sensibilidade espectral de fotorreceptores de
Apis mellifera como referência no modelo para compreender a detecção da aranha no
sistema visual de Hymenoptera (Chittka 1992, Chittka & Kevan 2005).
A distância euclidiana distribuída aleatoriamente corresponde à hipótese nula
(Chittka 1996, Chittka 2001). Para testar a hipótese alternativa, após a realização do
experimento, calculamos a distância euclidiana média em unidades de hexágono entre os
espectros das aranhas e flores. Como referência, as abelhas poderiam distinguir cerca de
70% entre as cores do objeto e pano de fundo com distância de 0,1 unidades de hexágono
de detecção (Chittka 1996, Chittka 2001). Portanto, nós comparamos as distâncias
calculadas com o limite discriminante pelo teste-t para aranhas e flores (contraste de cor).
Calculamos a distância euclidiana média em unidades de hexágono nas seguintes
combinações: E. heterogaster vs. flor, M. argenteus vs. flor, M. callinurus vs. flor e
Tmarus sp. vs. flor. Quando o valor médio de distância euclidiana em unidades de
hexágonos entre essas combinações está abaixo ou igual ao limiar de distância de detecção
(0,1 unidades de hexágono) as abelhas não discriminariam a aranha do pano de fundo.
Quando o valor está acima do limiar, as abelhas seriam capazes de discriminar essas
aranhas.
70
Quantificação da cor e teste de contraste cromático e acromático para Hymenoptera
Para investigar como contrastes cromáticos e acromáticos podem estar
influenciando no reconhecimento visual e resposta dos visitantes florais, quantificamos
esses contrastes com o uso de testes de contraste cromático e acromático. As abelhas usam
o contraste cromático para detectar objetos quando estão próximas do emissor; quando
estão em longas distâncias utilizam o contraste acromático (Hart et al. 2000, Spaethe et al.
2001). Os tipos de receptores para UV e azul estão envolvidos na detecção de contraste
cromático, ao passo que os receptores verdes estão envolvidos na detecção de contraste
acromático (brilho). Além do contraste de cor, as abelhas são conhecidas por utilizar o sinal
do contraste de verde e de pureza espectral para objetos em curtas distâncias. O contraste de
verde é um componente cromático da cor. Já a pureza espectral ou saturação pode ser
definida como a quantidade de cinza que uma cor contém. Quanto maior a quantidade de
cinza, menor a pureza de uma cor (Lunau et al. 1996). Dessa forma, calculamos o contraste
de verde e a pureza espectral relativa das aranhas e flores usando o mesmo modelo de cores
do hexágono (Chittka et al. 1994, Lunau et al. 2011). O contraste de verde é medido com a
distância entre o locus alvo da cor ao ponto central incolor do hexágono, com locus de
fundo verde padrão (Chittka 1992). Por outro lado, a pureza espectral relativa é calculada
como a proporção entre a distância do locus de cor a partir do centro do hexágono e a
distância do locus espectral do modelo correspondente (Lunau et al. 2011). Nós utilizamos
para as análises o modelo de pureza espectral máxima nos fotorreceptores de excitação de
Apis melífera (Lunau et al. 1996). Já para o contraste acromático (brilho) nós calculamos a
diferença de excitação dos fotorreceptores verde das aranhas e das flores. Realizamos um
teste-t de variâncias desiguais (test-t de Welch) entre as combinações das aranhas e flores
para explorar as diferenças estatísticas nos componentes da cor no sistema visual de
71
abelhas. Todas as análises foram realizadas utilizando o software R (R Development Core
Team 2014).
Resultados
Efeito de aranhas sobre visita de insetos visitantes florais
Flores sem aranhas são mais visitadas que flores com aranhas (Figura 4A). O
número total de visitas é diferente entre aranhas com diferentes colorações (F3,36 =47,36, P
< 0,001, Tabela 1) e foi menor em flores com aranhas escuras (i.e., Tmarus sp.) quando
comparado as flores com aranhas claras (Figura 4A). O mesmo padrão foi observado para o
número total de fugas (F4.45 = 13,32, P < 0,001, Tabela 1). Flores com aranhas de coloração
escura foram mais reconhecidas e evitadas pelos visitantes florais (Figura 4B). O número
de visitas foi semelhante em E. heterogaster e M. callinurus, mas foi maior que em M.
argenteus (Figura 4A). O mesmo padrão pode ser observado quando analisamos os grupos
subdivididos nas duas ordens de visitantes florais “Hymenoptera” e “Diptera +
Lepidoptera” (Figura 4A e 4B). Os insetos da ordem Hymenoptera foram os que mais
visitaram as flores. A lista dos visitantes florais, categorizados por Ordem e morfoespécies,
encontram-se no Apêndice 1.
Manipulação da coloração da aranha - análise de pistas visuais
A remoção do sinal de UV das aranhas devido ao tratamento com protetor solar
influencia claramente a resposta dos visitantes florais. O número total de visitas entre os
tratamentos difere (E. heterogaster, F3,33 =231,79, P<0,001; M. argenteus, F3.33 =196,68, P
< 0,001; M. callinurus, F3.33 =47,36, P < 0,001 e Tmarus sp., F3.33 =168,56, P < 0,001.
Tabela 2; Figura 5, 6, 7 e 8). O mesmo padrão foi observado para o número total de fugas
72
(E. heterogaster, F3.33 =139,76, P < 0,001; M. argenteus, F3.33 =126,15, P < 0,001; M.
callinurus, F3.33 =124,57, P < 0,001 e Tmarus sp.; F3.33 =167,11, P<0,001. Tabela 2, Figuras
5, 6, 7 e 8). O bloqueio do sinal de UV reduziu consideravelmente o número de visitas em
todas as aranhas que vivem sobre flores (E. heterogaster, M. argenteus e M. callinurus)
(Figura 5A, 6A, 7A). Além disso, o bloqueio de sinal de UV repeliu os visitantes florais em
todas as aranhas que vivem sobre flores (Figura 5B, 6B, 7B). No entanto, o bloqueio de
sinal de UV não influenciou o comportamento dos visitantes florais flores com aranhas
escuras (Tmarus sp.) (Figura 8). Os visitantes florais reconhecem o objeto estranho inserido
na flor e evitam o graveto na mesma proporção que evitam (Tmarus sp.) (Tabela 2, Figura
8). Os insetos da ordem Hymenoptera foram os que mais visitaram as flores. A lista dos
visitantes florais, categorizados por Ordem e morfoespécies, encontram-se no Apêndice 2.
Espectro de reflectância das aranhas e flores
E. heterogaster apresentou espectro de reflexão de UV distinto das demais espécies
de Thomisidae (Figura 9A). Além disso, a intensidade média do espectro dessa espécie é
maior quando comparada a intensidade média de reflexão de UV das outras aranhas que
forrageiam em flores (M. argenteus e M. callinurus) (Figura 9B e C). Em contraste, os
indivíduos de Tmarus sp. que não habitam flores exibem menor intensidade média de
reflexão de UV quando comparado às de outras aranhas (Figura 9D).
Espectros de excitação e emissão de fluorescência
Todas as espécies de Thomisidae em estudo exibem curva com máximo pico de
fluorescência na região do espectro entre 315 a 400 nm. E. heterogaster, M. argenteus e
Tmarus sp. exibem curva espectral unimodal com pico máximo de excitação em 307 nm e
73
pico máximo de emissão em 343 nm. M. callinurus exibe um padrão de curva bimodal com
pico máximo de excitação em 324 nm e pico máximo de emissão em 390 nm. As análises
de emissão de fluorescência demonstram que a espécie E. heterogaster tem maior
intensidade de emissão de espectro (949 unidades arbitrárias) (Figura 10A, Figura 11A)
quando comparada a Tmarus sp.(118 unidades arbitrárias) (Figura 10D, Figura 11D). Já as
outras duas espécies estão intermediárias em intensidade de fluorescência entre os outros
dois extremos de coloração: M. callinurus (816 unidades arbitrárias) e M. argenteus (263
unidades arbitrárias, Figura 10B, C e Figura 11 B, C). As flores de R. rosifolius utilizadas
nesse estudo não emitem fluorescência.
Coloração com modelo de hexágono em cores: aranha e flores
No modelo visual de Hymenoptera, as abelhas não conseguiriam discriminar a
aranha E. heterogaster sobre flores (distância entre os loci =0,09 ± 0,001; contraste de cor,
teste t = -3,78; P = 0,99; Tabela 3, Figura 12A). O valor médio de distância dessa
combinação está abaixo do limiar de distância de detecção (0,1 unidades de hexágono). No
entanto, as abelhas conseguiriam discriminar as aranhas M. argenteus (distância entre os
loci=0,19±0,001; contraste de cor, teste t =61,76; P < 0,001; Tabela 3; Figura 12B), M.
callinurus (distância entre os loci=0,21 ±0,001; contraste de cor, teste t= 82,21; P < 0,001;
Tabela 3; Figura 12C) e Tmarus sp. (distância entre os loci=0,26 ± 0,001, contraste de cor,
teste t= 85,27; P < 0,001; Tabela 3; Figura 12D). Os valores médios de distância euclidiana
de M. argenteus, M. callinurus e Tmarus sp. sobre flores estão acima do limiar de distância
de detecção (0,1 unidades de hexágono).
Quantificação da cor e teste de contraste cromático e acromático para Hymenoptera
74
E. heterogaster não seria detectada em flores na fase jovem na visão das abelhas em
curtas distâncias (contraste de verde, E. heterogaster vs. flor, teste t = 1,77; P =0,09). No
entanto, M. argenteus e M. callinurus que vivem sobre flores e Tmarus sp. que não vive
sobre flor apresentaram um contraste de verde pronunciado entre todas as combinações
aranha-flor, indicando que essas aranhas seriam distinguíveis em flores na visão das
abelhas em curtas distâncias (contraste de verde, M. argenteus vs. flor, teste t = 30,64; P
<0,001; M. callinurus vs. flor, teste t = 45,70; P <0,001; Tmarus sp. vs. flor, teste t = 42,17;
P <0,001) (Tabela 3, Figura 13A). Com exceção de E. heterogaster, cuja saturação de cor
da aranha não difere com a saturação de cor da flor (teste t =0,21; P =0,82), as aranhas M.
argenteus, M. callinurus e Tmarus sp. têm maior saturação de cor quando comparadas a
saturação de cor das flores sobre as quais foram colocadas experimentalmente (M.
argenteus, teste t = 28,08, P <0,001; M. callinurus, teste t = 39,05; P <0,001; Tmarus sp. ,
teste t = 36,33, P <0,001) (Tabela 3, Figura 13B).
Além disso, com a utilização da visão acromática em longas distâncias, as abelhas
distinguiriam o objeto (aranha) do pano de fundo (flor) antes de se aproximarem das flores
(E. heterogaster, teste t = -5,87; P <0,001; M. argenteus, teste t =-29,05; P <0,001; M.
callinurus, teste t =43,68; P <0,001; Tmarus sp., teste t = -74,81; P <0,001) (Tabela 3,
Figura 13C). As flores apresentam brilho mais acentuado que todas as aranhas em estudo
(Figura 13C).
Discussão
A coloração desempenha um importante papel no reconhecimento de visitantes
florais em Thomisidae Neotropicais. Em aranhas, a função ecológica da coloração pode
75
estar estritamente relacionada à cripticidade (Oxford & Gillespie 1998). No entanto, no
nosso estudo essa relação entre coloração e cripsia não ocorre em todos os organismos
estudados. Os experimentos em campo demonstram que a intensidade de reflexão de UV e
emissão de fluorescência influenciam a cripticidade dessas aranhas e o reconhecimento de
visitantes florais em R. rosifolius. As aranhas escuras com menor intensidade de reflexão
de UV são mais reconhecidas e evitadas por visitantes florais, ao passo que as espécies
claras com maior intensidade de reflexão de UV são mais visitadas que as aranhas escuras.
Todavia, há variação nos padrões observados.
Nós observamos que a estratégia de cripsia em que há correspondência de reflexão
de sinal de UV e emissão de fluorescência entre aranhas e pétalas de algumas espécies de
flores (Chittka 2001, Théry & Casas 2002, Morse 2007), não foi evidenciada de forma
homogênea em nosso sistema de estudo. A cripticidade só foi evidenciada em aranhas E.
heterogaster que exibe elevada intensidade de fluorescência e reflexão de UV. Além disso,
ser críptica não permitiu a essa espécie de aranha uma vantagem em evitar o
reconhecimento por presas quando comparado à espécie conspícua que exibe contraste de
UV com o as flores (M. callinurus). Experimentos realizados com Misumena vatia em
diferentes colorações de flores revelam que essa espécie, quando conspícua em específicas
colorações de pano de fundo, não demonstra sucesso de forrageio comprometido quando
comparado ao sucesso de forrageio em substratos crípticos, em termos de biomassa
capturada de polinizador (Brechbühl et al. 2010). Muitos estudos em coloração de
Thomisidae têm revelado resultados contraditórios, questionando à hipótese da coloração
estar estritamente relacionada à cripticidade em aranhas que forrageiam sobre flores. Estes
estudos sugerem que apenas aranhas brancas têm habilidade de tornarem-se crípticas ao
76
pano de fundo, pois as aranhas com distintas colorações quando combinadas a flores de
diferentes cores não possuem a habilidade de tornarem crípticas (Chittka 2001, Heiling e
Herberstein, 2004, Heiling et al. 2005, Brechbühl et al. 2010, Defrize et al. 2010, Llandres
& Rodríguez-Gironés 2011a).
Nosso estudo demostra que as aranhas que habitam flores (M. callinurus e M.
argenteus) e a aranha que naturalmente não habita flor (Tmarus sp.) são conspícuas na
visão de Hymenoptera indicando que essas aranhas são distinguíveis em flores na visão das
abelhas em curtas e longas distâncias. No entanto, a resposta comportamental do visitante
floral frente ao reconhecimento de aranhas que habitam flores é diferente quando
comparada ao reconhecimento de aranhas que não habitam flores. As aranhas M. callinurus
e M. argenteus são mais visitadas e menos evitadas que Tmarus sp. Aqui o contraste
pronunciado de coloração entre as espécies de aranhas M. callinurus e M. argenteus sobre
flores não torna a presença do predador indiferente na visão das presas (Heiling et al.
2005). Além disso, não torna as flores mais atraentes como reportado na espécie de aranha
australiana Thomisus spectabilis, em Chrysanthemum frutescens (Heiling et al. 2003). É
possível que o tamanho do predador, quando comparamos diferentes espécies de aranhas,
possa influenciar o reconhecimento e resposta comportamental exibida pelo visitante floral,
uma vez que predadores maiores devem exercer maior estímulo e possivelmente maior
intensidade de resposta. Todavia, Tmarus sp. apresenta menor tamanho que M. argenteus e
M. callinurus, (Tabela 1, Capítulo 1) e mesmo assim exerceu maior intensidade de resposta
aos visitantes florais sugerindo assim que, provavelmente, o tamanho pode não ser um
atributo que interfira fortemente no reconhecimento e resposta comportamental de
visitantes florais nesse sistema.
77
Muitos estudos reportam a evidência de alteração comportamental dos insetos
visitantes florais com a presença de predadores em plantas (Dukas 2001, Dukas & Morse
2003, Suttle 2003, Morse 2007, Gonçalves et al. 2008). Esses insetos evitam mais as
plantas que apresentam traços de presença de predadores que plantas com ausência de
predadores (Dukas 2001, Dukas & Morse 2003, Suttle 2003, Morse 2007, Gonçalves et al.
2008). No entanto, nossos experimentos demonstram que os visitantes florais parecem
responder de forma variável em sistemas com Thomisidae que exibem diferentes
estratégias de forrageio. Ao removermos artificialmente o sinal visual de UV das aranhas,
observamos alteração comportamental dos visitantes florais no reconhecimento de E.
heterogaster, M. callinurus e M argenteus, mas não observamos o mesmo padrão de
resposta para Tmarus sp.. Enquanto, E. heterogaster, M. callinurus e M argenteus se
beneficiam da reflexão de UV, o bloqueio desse sinal resulta em resposta indiferente do
polinizador em Tmarus sp. que emite baixa intensidade de reflexão de UV e não forrageia
em flores. Estudos também demostram a importância do sinal visual de reflexão de UV no
reconhecimento de visitantes florais em aranhas que habitam flores (Thomisus spectabilis
em Chrysanthemum frutescens) (Heiling et al. 2005a). Nossos resultados demostram que o
número médio de visitas não é espelho do número médio de fuga em flores com aranhas de
diferentes colorações.
Estudos demonstram a complexidade de associações neuronais envolvidas no
comportamento de fuga exibido por insetos (Srinivasan 1994, Srinivasan et al. 1999,
Srinivasan 2010). As associações neuronais envolvidas nas respostas comportamentais de
fuga são muito mais complexas que as respostas envolvidas nas respostas comportamentais
de visitação (Srinivasan 1994, Srinivasan et al. 1999, Srinivasan 2010). Assim, uma
78
resposta que exige uma associação mais complexa de reconhecimento e interpretação dos
insetos não poderia ter um padrão similar à resposta de atração e visita. O comportamento
de fuga pode estar associado com neofobia em alguns sistemas (Dukas 2001, Abbot 2009,
Laundré et al. 2010). A neofobia consiste em uma resposta repulsiva do visitante floral
frente a qualquer objeto com contraste pronunciado de coloração com a flor (Dukas 2001,
Abbot 2009, Laundré et al. 2010). Possivelmente a presença de algo diferente na flor
estimula uma resposta de fuga frente a potencial risco de predação.
As respostas comportamentais das abelhas também são influenciadas pela distância
que estas se encontram do objeto (Hart et al. 2000, Spaethe et al. 2001). Em longas
distâncias as abelhas são capazes de detectar todas as aranhas em estudo, mas curiosamente
a emissão de brilho floral é mais evidente que a emissão de brilho pelas aranhas. Esse
contraste de coloração possivelmente permite o visitante ser atraído para as flores pela
predominância do sinal floral mesmo detectando espécies de aranhas não crípticas sobre
elas. E. heterogaster é detectado pelas abelhas apenas em longas distâncias, possivelmente
os jovens se beneficiam da predominância do brilho floral permitindo que ocorra a
aproximação dos insetos visitantes, pois os insetos, ao se aproximarem da flor seriam
incapazes de detectar essa aranha, segundo os valores de contrastes de coloração e contraste
acromático calculado segundo o modelo no sistema visual das abelhas. Já na fase adulta
ocorre o inverso com E. heterogaster sobre folhas, pois eles são detectados sobre o pano de
fundo verde das folhas (Vieira et al. Ver Capítulo 1). Todavia, a emissão de brilho é mais
intensa em E. heterogaster que a emissão de brilho da folha que ele ocupa. Dessa forma,
deduz-se que E. heterogaster mimetiza a própria unidade floral quando em estágio adulto.
Experimentos realizados por Llandres & Rodríguez-Gironés (2011a) revelam a importância
79
do sinal UV nos contrastes de curta e longa distância como um dos principais fatores que
afetam a resposta de visitantes florais. Nosso estudo evidencia que a intensidade do sinal de
UV e intensidade de fluorescência parecem ser os principais sinais visuais responsáveis
pelo reconhecimento de visitantes florais em Thomisidae. Embora nós utilizamos modelos
no sistema visual de Hymenoptera comumente utilizado para entender a visão sob a
perspectiva das presas, nós também sugerimos aqui que esses modelos poderiam ser
utilizados para uma melhor compreensão no reconhecimento de tomisídeos na visão de
potencias vespas predadoras. Nesse contexto, E. heterogaster jovens sobre flores estariam
crípticos tanto na visão de presas quanto na visão de predadores, assim como, M.
callinurus, M. argenteus e Tmarus sp. estariam conspícuos sobre flores tanto sob a
perspectiva das presas como dos predadores.
A fluorescência pode desempenhar um papel semelhante ao da reflexão de UV
podendo favorecer a cripsia em aranhas na visão de presas e potenciais predadores em
certos contextos ecológicos (Andrews et al. 2008). O padrão observado nas análises de
reflectância coincide com o padrão observado nas análises de fluorescência. Aranhas
Thomisidae com emissão de baixa intensidade de fluorescência apresentaram baixa
reflexão de UV (Tmarus sp.). Já em aranhas claras que apresentaram alta emissão de
fluorescência também apresentaram alta reflexão de UV. E. heterogaster apresenta o mais
elevado valor de intensidade de fluorescência e de reflexão de UV. Estudos sugerem que
moléculas com fotopigmentos (fluoróforos) podem estar desempenhando um papel
fotoprotetor contra a radiação UV, principalmente em regiões equatoriais do globo
(Andrews et al. 2008, Insausti & Casas 2008, Théry & Casas 2009, Brechbühl et al. 2010).
Aranhas que permanecem longos períodos sobre as flores possuem cutícula fina e
80
transparente. (Andrews et al. 2008, Insausti & Casas 2008, Théry & Casas 2009,
Brechbühl et al. 2010). Desse modo, a proteção contra raios nocivos pode representar uma
condição necessária para esses organismos sobreviverem (Morse & Fritz 982, Insausti &
Casas 2008, Théry & Casas 2009, Brechbühl et al. 2010, Herberstein
& Gawryszewski 2013). Aparentemente o padrão de reflexão em UV em Thomisidae varia
em gradiente latitudinal e é evidenciado fortemente na faixa tropical (Heberstein et al.
2009). A reflexão de UV pode ser observada em nosso estudo em aranhas Neotropicais,
assim como, em aranhas australianas (Thomisus spectabilis) (Heberstein et al. 2009),
aranhas da Malásia (Gawryszewski 2011) e aranhas Indianas (Thomisus sp) (Bhaskara et al
2009). Estudos sugerem que o sinal de reflexão de UV e a fluorescência em aranhas podem
ter evoluído independentemente e inúmeras vezes (Andrews et al. 2008, Heberstein et al.
2009, Herberstein & Gawryszewski 2013). No entanto, desconhecemos como sinais de cor
evoluíram dentro da família Thomisidae e desconhecemos se há diferentes histórias
evolutivas desses atributos da cor em um mesmo gradiente de latitude. Portanto, sugerimos
que estudos evolutivos são necessários para compreensão da evolução da coloração nessas
aranhas.
Concluímos que a resposta dos visitantes florais não é uniforme diante as diferentes
estratégias de forrageio exibidas por aranhas de diferentes colorações quando exposta sobre
flores. A intensidade da coloração parece ter um papel crucial na variação de respostas
comportamentais de visitantes florais em flores com aranhas Thomisidae.
81
Agradecimentos
Os autores agradecem V.L.G. Brito pelo auxílio e acompanhamento nas análises de
modelos de hexágonos de coloração e discussões. A. A. Lise pela identificação das
Thomisidae. Ao Yuri Grandinete pelas identificações dos insetos. A. Degressi, B.B,
Grisolia, T. N. Bernabé, M. Braga, A.T. Salomão, P., S. Diniz, A. Antiqueira por toda
assistência de campo e discussões, T. N. Bernabé, M. Braga, A.T., B. Mamede e G.
Migliorini no auxílio na alimentação das aranhas. Y. Messas e A. Degressi pelas fotos das
aranhas. R. Soleman pelos desenhos das aranhas. Ao R. J. Poppi e a C. Martelli por todo o
suporte nas análises de reflectância no laboratório de UV-Vis-NR no Instituto de Química
da UNICAMP. Ao setor administrativo da Base de Estudos Ecológicos da Serra do Japi por
ter autorizado o desenvolvimento deste estudo. Este estudo de doutorado foi desenvolvido
no programa de Pós-Graduação em Ecologia da Universidade Estadual de Campinas
(UNICAMP) e financiado pela Fundação de Apoio à Pesquisa do Estado de São Paulo/
FAPESP (2010/51523-5) e Projeto Universal CNPQ (470086/2011-4).
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86
Tabela 1. Modelos lineares de efeitos mistos para avaliar a significância dos efeitos fixos
(i.e., Tratamentos) comparando os tratamentos: flores sem aranha, flores com E.
heterogaster, flores com M. argenteus, flores com M. callinurus, e flores com Tmarus sp.
no comportamento de visita e fuga dos insetos visitantes florais totais, bem como
himenópteros e lepidópteros (Grau de liberdade do numerador=3, Grau de liberdade do
denominador =36).
Variação entre os Tratamentos F P
Visita Total 47,36 P<0,001
Visita Hymenoptera 45,48 P<0,001
Visita Lepidoptera+Diptera 32,10 P<0,001
Fuga Total 15,23 P<0,001
Fuga Hymenoptera 14,14 P<0,001
Fuga Hymenoptera+Diptera 9,95 P<0,001
87
Tabela 2. Modelos lineares de efeitos mistos para avaliar a significância dos efeitos fixos
(i.e., Tratamentos) comparando os tratamentos: flores com aranhas com bloqueador solar
dorsal, flores com aranhas com bloqueador solar ventral, flores sem aranha e flores com
graveto no comportamento de visita e fuga dos insetos visitantes florais totais, bem como
himenópteros e lepidópteros. (Grau de liberdade do numerador=3, Grau de liberdade do
denominador =33).
Variação entre os Tratamentos F P
Flores com E. heterogaster
Visita Total 231,79 P<0,001
Visita Hymenoptera 155,87 P<0,001
Visita Lepidoptera+Diptera 112,81 P<0,001
Fuga Total 139,76 P<0,001
Fuga Hymenoptera 88,14 P<0,001
Fuga Hymenoptera+Diptera 159,3 P<0,001
Flores com M. argenteus
Visita Total 196,68 P<0,001
Visita Hymenoptera 116,65 P<0,001
Visita Lepidoptera+Diptera 126,13 P<0,001
Fuga Total 126,15 P<0,001
Fuga Hymenoptera 122,74 P<0,001
Fuga Hymenoptera+Diptera 93,61 P<0,001
Flores com M.callinurus
Visita Total 218,86 P<0,001
Visita Hymenoptera 144,72 P<0,001
Visita Lepidoptera+Diptera 100,76 P<0,001
Fuga Total 124,57 P<0,001
Fuga Hymenoptera 84,82 P<0,001
Fuga Hymenoptera+Diptera 152,00 P<0,001
Flores com Tmarus
88
Visita Total 168,56 P<0,001
Visita Hymenoptera 89,00 P<0,001
Visita Lepidoptera+Diptera 147,00 P<0,001
Fuga Total 167,11 P<0,001
Fuga Hymenoptera 118,92 P<0,001
Fuga Hymenoptera+Diptera 153,64 P<0,001
89
Tabela 3. Sumário das análises de teste t de contrastes cromáticos e acromáticos de aranhas
sobre flores.
Visão de Hymenoptera
Contraste da cor
Contraste de verde
Pureza espectral Relativa
Contraste acromático
Diferença do
fotorreceptor verde
Aranhas sobre flores
t
g.l
P
t
g.l.
P
t
g.l.
P
t
g.l.
P
E.heterogaster em flores -3,78 99 0,99 1,77 16,55 0,09 0,21 17,84 0,82 -5,87 18 <0,001
M.argenteus em flores 61,76 99 <0,001 30,64 17,010 <0,001 28,08 17,82 <0,001 -29,05 18 <0,001
M.callinurus em flores 82,21 99 <0,001 45,70 17,158 <0,001 39,05 14,91 <0,001 -43,68 18 <0,001
Tmarus em flores 85,27 99 <0,001 42,17 15,01 <0,001 36,33 16,28 <0,001 -74,81 18 <0,001
90
Lista de Figuras
Figura 1. Foto dos tratamentos do experimento do efeito de aranhas sobre visitantes florais
(A) flores de Rubus rosifolius sem aranha, (B) flores com o tomisídeo Epicadus
heterogaster, (C) flores com o tomisídeo Misumenops argenteus, (D) flores com o
tomisídeo Misumenops callinurus (E) flores com o tomisídeo Tmarus sp.
Figura 2. Foto sob luz visível das aranhas utilizadas no experimento de manipulação da
coloração da aranha. As aranhas da coluna à esquerda foram tratadas com protetor solar na
parte ventral e as da direita com protetor solar na parte dorsal. (A) Epicadus heterogaster,
(B) Misumenops argenteus, (C) Misumenops callinurus e (D) Tmarus sp.
Figura 3. Foto sob luz UV das aranhas utilizadas no experimento de manipulação da
coloração da aranha. As aranhas da coluna à esquerda foram tratadas com protetor solar na
parte ventral e as da direita com protetor solar na parte dorsal. (A) Epicadus heterogaster,
(B) Misumenops argenteus, (C) Misumenops callinurus e (D) Tmarus sp.
Figura 4. Número médio de (A) visitas e (B) fuga /600 min. de insetos visitantes em flores
com diferentes espécies de Thomisidae. Barras de erro representam ± 1 Erro Padrão. Letras
diferentes indicam diferenças estatísticas (LME com teste a posteriori de Tukey, P < 0,05).
Figura 5. Número médio de (A) visitas e B) fuga /720 min. de insetos visitantes em flores
com a aranha Epicadus heterogaster tratada com protetor solar na região dorsal, ventral,
91
flores com graveto e flores controle. Barras de erro representam ± 1 Erro Padrão. Letras
diferentes indicam diferenças estatísticas (LME com teste a posteriori de Tukey, P < 0,05).
Figura 6. Número médio de (A) visitas e (B) fugas /720 min de insetos visitantes em flores
com a aranha Misumenops argenteus tratada com protetor solar na região dorsal, ventral,
flores com graveto e flores controle. Barras de erro representam ± 1 Erro Padrão. Letras
diferentes indicam diferenças estatísticas (LME com teste a posteriori de Tukey, P < 0,05).
Figura 7. Número médio de (A) visitas e (B) fugas /720 min de insetos visitantes em flores
com a aranha Misumenops callinurus tratada com protetor solar na região dorsal, ventral,
flores com graveto e flores controle. Barras de erro representam ± 1 Erro Padrão. Letras
diferentes indicam diferenças estatísticas (LME com teste a posteriori de Tukey, P < 0,05).
Figura 8. Número médio de (A) visitas e (B) fugas /720 min de insetos visitantes em flores
com a aranha Tmarus sp tratada com protetor solar na região dorsal, ventral, flores com
graveto e flores controle. Barras de erro representam ± 1 Erro Padrão. Letras diferentes
indicam diferenças estatísticas (LME com teste a posteriori de Tukey, P < 0,05).
Figura 9. Espectros de reflectância das aranhas de 300 a 700 nm sobre flores: Epicadus
heterogaster vs. flor, Misumenops argenteus vs. flor, Misumenops callinurus vs. flor e
Tmarus sp. vs. flor. A região localizada à esquerda da linha tracejada indica a região de
espectro invisível de UV.
Figura 10. Espectros de intensidade de excitação e emissão de fluorescência das aranhas.
(A) Epicadus heterogaster, (B) Misumenops argenteus, (C) Misumenops callinurus e (D)
Tmarus sp.
92
Figura 11. Espectros de intensidade de excitação e emissão de fluorescência em três
dimensões (comprimento de onda de excitação (eixo x), comprimento de onda de emissão
(eixo y da direita) e intensidade da cor (eixo y da esquerda) (A) Epicadus heterogaster, (B)
Misumenops argenteus, (C) Misumenops callinurus e (D) Tmarus sp.
Figura 12. Representação geométrica de quatro estímulos de diferentes espécies de aranhas
baseados na estimulação relativa de cada fotorreceptor no sistema visual de abelhas (Apis
melífera) (A) Visualização no espaço de cor de abelhas para Epicadus herogaster, (B)
Misumenops argenteus, (C) Misumenops callinurus, (D) Tmarus sp. sob flores como pano
de fundo.
Figura 13. Valores médios das propriedades cromáticas e acromáticas visualizadas no
espaço de cor de abelhas (A) Contraste de verde, (B) Pureza espectral e C) Contraste
acromático entre espécies de aranhase flores. Barras de erro representam ± 1 Erro Padrão
(P<0,05; test t).
93
Figura 1.
A) B)
D)
E)
C)
94
Figura 2.
A)
C)
B)
D)
95
Figura 3.
B)
C)
A)
96
.
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Visitantes Totais Hymenoptera Diptera+ Lepidoptera
Sem aranha
Epicadus heterogaster
M. callinurus
M. argenteus
Tmarus
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a
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b
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c
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Visitantes Totais Hymenoptera Diptera+ Lepidoptera
B)Fuga
bb b
c
bb b
aa
bb ba
c
c
Flores sem aranha
Flores com E. heterogaster
Flores com M. callinurus
Flores com M. argenteus
Flores com Tmarus sp.
D)
Figura 4.
97
Figura 5.
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Total Hymenoptera Lepidoptera+Diptera
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b
cE. heterogaster com bloqueador dorsal
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Flor com graveto
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Total Hymenoptera Lepidoptera+Diptera
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Figura 6
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Total Hymenoptera Lepidoptera+Diptera
a
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Tmarus sp. com bloqueador ventral
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Figura 7.
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M. callinurus com bloqueador ventral
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Total Hymenoptera Lepidoptera+Diptera
Tmarus sp. com bloqueador dorsalTmarus sp. com bloqueador ventralFlor com gravetoFlor sem aranha
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Figura 8.
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Total Hymenoptera Lepidoptera+Diptera
Tmarus sp. com bloqueador dorsalTmarus sp. com bloqueador ventralFlor com gravetoFlor sem aranha
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Total Hymenoptera Lepidoptera+Diptera
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a a a
b b
B)Fuga
Tmarus sp. com bloqueador dorsal
Tmarus sp. com bloqueador ventral
Flor com graveto
Flor sem aranha
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Figura 9.
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B) Misumenops argenteus (n=10)
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C)Misumenops callinurus (n=10) Flor (n=10)
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300 400 500 600 700
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
300 400 500 600 700
D)Tmarus sp (n=10) Flor (n=10)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
300 400 500 600 700
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
300 400 500 600 700
A)Epicadus heterogaster (n=10) Flor (n=10)
Comprimento de onda (nm)
Po
rcen
tag
emd
e R
efle
ctân
cia
102
Figura 10.
Misumenops argenteus
B
Epicadus heterogaster
A
Tmarus sp.
Misumenops callinurus
C D
Inte
nsi
dad
e de
fluore
scên
cia
(u.a
.)
Comprimento de onda (nm)
103
Figura 11.
Co
mp
rim
ento
de
on
da
de
emis
são
(nm
)
BA
C D
Comprimento de onda de excitação(nm)
104
Figura 12.
A)
Epicadus heterogaster Misumenops argenteus
Misumenops callinurusTmarus sp.
C) D)
E(UV) E(G)
E(B)
E(G)
E(B)
E(UV) E(G)
E(B)
E(B)
E(UV) E(G)
B)
E(UV)
Aranha
Pano de fundo
Pano de fundo
Aranha
Pano de fundo
Aranha Aranha
Pano de fundo
105
Figura 13.
0
0,05
0,1
0,15
0,2
0,25
0,3
0,35
0,4
E. heterogaster M. argenteus M. callinurus Tmarus sp.
**
*B)
Pu
reza
esp
ectr
al R
elat
iva
0
0,04
0,08
0,12
0,16
0,2
E. heterogaster M. argenteus M. callinurus Tmarus sp.
Aranha FlorA)
Con
tras
te d
e ve
rde
(Un
idad
es d
e H
exág
ono)
*
*
*
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
E. heterogaster M. argenteus M. callinurus Tmarus sp
C)
* * * *
Con
tras
te a
crom
átic
o
106
Apêndice 1. Lista de morfoespécies de insetos visitantes florais em Rubus rosifolius
referente ao experimento: Efeito de aranhas sobre a taxa de visitas de insetos.
Ordem Família Morfoespécie
Coleoptera Curculionidae Curculionidae sp1
Diptera Asilidae
Asilidae sp.1
Diptera Syrphidae
Syrphidae sp.1
Diptera Syrphidae
Syrphidae sp.2
Diptera Syrphidae
Syrphidae sp.3
Diptera Syrphidae
Syrphidae sp.4
Diptera Syrphidae
Syrphidae sp.5
Diptera Syrphidae
Syrphidae sp.6
Hymenoptera Apidae Apis mellifera
Hymenoptera Apidae Apidae sp.1
Hymenoptera Apidae Apidae sp.2
Hymenoptera Apidae Apidae sp.3
107
Hymenoptera Apidae Apidae sp.4
Hymenoptera Apidae Apidae sp.5
Hymenoptera Apidae Apidae sp.6
Hymenoptera Apidae Apidae sp.7
Hymenoptera Apidae Apidae sp.8
Hymenoptera Apidae Apidae sp.9
Hymenoptera Apidae Apidae sp.10
Hymenoptera Apidae Bombus brasilienses
Hymenoptera Apidae Bombus sp.
Hymenoptera Apidae Melipona sp1
Hymenoptera Apidae Melipona sp2
Hymenoptera Apidae Melipona sp3
Hymenoptera Apidae Trigona sp.1
Hymenoptera Apidae Trigona sp.2
Hymenoptera Apidae Trigona sp.3
Hymenoptera Crabronidae Crabronidae sp.1
108
Hymenoptera Halictidae Halictidae sp.1
Hymenoptera Halictidae Halictidae sp.2
Hymenoptera Halicitida
Halictidae sp.3
Hymenoptera Halicitida
Halictidae sp.4
Hymenoptera Ichneumonidae Ichneumonidae sp.1
Hymenoptera Sphecidae Sphecidae sp.1
Hymenoptera Sphecidae Sphecidae sp.2
Hymenoptera Vespidae Agelaia vicina
Hymenoptera Vespidae Omicron tuberculatum
Hymenoptera Vespidae Pachymenes sp
Hymenoptera Vespidae Polistes versicolor
Hymenoptera Vespidae Polybia sp.1
Hymenoptera Vespidae Polybia sp.2
Hymenoptera Vespidae Polybia sericea
Lepidoptera Hesperiidae Hesperiidae sp.1
Lepidoptera Hesperiidae Hesperiidae sp.2
109
Lepidoptera Hesperiidae Hesperiidae sp.3
Lepidoptera Nymphalidae Aeria olena
Lepidoptera Nymphalidae Heliconius erato
Lepidoptera Nymphalidae Heliconius sp
Lepidoptera Nymphalidae Hamadryas epinume
Lepidoptera Nymphalidae Nymphalidae sp.1
Lepidoptera Nymphalidae Phyciodes claudina
Lepidoptera Papilionidae Thecla sp
110
Apêndice 2. Lista de morfoespécies de insetos visitantes florais em Rubus rosifolius
referente ao experimento: Manipulação da coloração da aranha - análise de pistas visuais.
Ordem Família Morfoespécie
Coleoptera Chrysididae Cleptidea sp
Coleoptera Curculionidae Curculionidae sp1
Diptera Asilidae
Asilidae sp.1
Diptera Asilidae
Asilidae sp.2
Diptera Chloropidae Chloropidae sp.1
Diptera Ctenostylidae Ctenostylidae sp.1
Diptera Syrphidae
Syrphidae sp.1
Diptera Syrphidae
Syrphidae sp.2
Diptera Syrphidae
Syrphidae sp.3
Diptera Syrphidae
Syrphidae sp.4
Diptera Syrphidae
Syrphidae sp.5
Hymenoptera Apidae Apis mellifera
111
Hymenoptera Apidae Apidae sp.1
Hymenoptera Apidae Apidae sp.2
Hymenoptera Apidae Apidae sp.3
Hymenoptera Apidae Apidae sp.4
Hymenoptera Apidae Apidae sp.5
Hymenoptera Apidae Apidae sp.6
Hymenoptera Apidae Apidae sp.7
Hymenoptera Apidae Apidae sp.8
Hymenoptera Apidae Apidae sp.9
Hymenoptera Apidae Bombus brasilienses
Hymenoptera Apidae Bombus sp
Hymenoptera Apidae Melipona sp1
Hymenoptera Apidae Melipona sp2
Hymenoptera Apidae Melipona sp3
Hymenoptera Apidae Trigona sp1
Hymenoptera Apidae Trigona sp2
112
Hymenoptera Apidae Trigona sp3
Hymenoptera Anthophoridae Anthophoridae sp1
Hymenoptera Argidae
Argidae sp.1
Hymenoptera Crabronidae Crabronidae sp.1
Hymenoptera Crabronidae Crabronidae sp.2
Hymenoptera Halictidae Halictidae sp.1
Hymenoptera Halictidae Halictidae sp.2
Hymenoptera Ichneumonidae Ichneumonidae sp.1
Hymenoptera Sphecidae Sphecidae sp.1
Hymenoptera Vespidae Agelaia vicina
Hymenoptera Vespidae Omicron tuberculatum
Hymenoptera Vespidae Pachymenes sp
Hymenoptera Vespidae Polistes versicolor
Hymenoptera Vespidae Polybia sericea
Hymenoptera Vespidae Polybia sp.1
Hymenoptera Vespidae Polybia sp.2
113
Hymenoptera Vespidae Polybia sp.3
Lepidoptera Hesperiidae Hesperiidae sp.1
Lepidoptera Hesperiidae Hesperiidae sp.2
Lepidoptera Hesperiidae Hesperiidae sp.3
Lepidoptera Hesperiidae Hesperiidae sp.4
Lepidoptera Hesperiidae Urbanus chalco
Lepidoptera Nymphalidae Aeria olena
Lepidoptera Nymphalidae Hamadryas epinume
Lepidoptera Nymphalidae Nymphalidae sp.1
Lepidoptera Nymphalidae Phyciodes claudina
Lepidoptera Pieridae Appias drussila
Lepidoptera Pieridae Pieridae sp.1
Lepidoptera Pieridae Pieridae sp.2
114
Crédito da foto: Andressa Degressi
115
CAPÍTULO 3
Evolução de coloração em aranhas Thomisidae
Camila Vieira1, Claudia M. Aparecida Carareto
2, Ronei Jesus Poppi
3, Arno Antônio Lise
4,
Andrew Rominger5, Rosemary G. Gillespie
5 & Gustavo Q. Romero
6
1Pós-graduação em Ecologia, Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP), CP
6109, CEP 13083-970, Campinas-SP, Brasil
2Departamento de Genética, IB, Instituto de Biociências, Letras e Ciências Exatas
(UNESP), CEP 15054-000, São José do Rio Preto - SP, Brasil
3Departamento de Química Analítica, IQ, Instituto de Química, Universidade Estadual de
Campinas (UNICAMP), CP 6154, CEP 13083-970, Campinas-SP, Brasil
4Departamento de Biologia, Faculdade de Biociências, Pontifícia Universidade Católica
do Rio Grande do Sul (PUC), CP 1429, CEP 9061-9900, Porto Alegre-RS, Brasil
5Department of Environmental Science, Policy & Management, Mulford Hall, University of
California Berkeley, (UC BERKELEY), ZipCode 3114, CEP 94720, Berkeley-CA, EUA
6Departamento de Biologia Animal, IB, Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP),
CP 6109, CEP 13083-970, Campinas-SP, Brasil
116
Resumo
As relações entre as espécies de Thomisidae, assim como, a compreensão de como
características ecológicas relacionadas à coloração evoluíram nesta família é um tema
intrigante e ainda pouco explorado, principalmente em espécies tropicais. A diversidade de
espécies com colorações e comportamentos diversos e altamente especializados dentro da
família nos instiga a compreender como a emissão de fluorescência e reflexão do sinal de
UV evoluiu neste grupo. Nesse estudo, nós investigamos com análises filogenéticas
utilizando sequências de genes mitocondriais (COI e 16S) e nuclear (Histona), como a
coloração evoluiu (i.e., intensidade de fluorescência e reflexão de UV) em diferentes
Thomisidae tropicais. Especificamente nós investigamos: (1) a variação da intensidade de
fluorescência e reflexão de UV estudando desde gêneros basais até gêneros que divergiram
mais recentemente; (2) se as diferentes estratégias de forrageio podem estar relacionadas
com a evolução da coloração; (3) se as características ecológicas (intensidade de
fluorescência e reflexão de UV) evoluíram de modo aleatório e independentemente durante
o processo de ramificação de Thomisidae. Esse estudo resultou na proposta de uma nova
filogenia molecular de Thomisidae tropicais mapeando pela primeira vez características
ecológicas relacionadas à coloração. O estado ancestral de Thomisidae parece exibir baixa
intensidade de fluorescência e reflexão de UV. Essas características evoluíram de forma
não correlacionada e contém sinal filogenético na família Thomisidae da região
Neotropical. O tipo de substrato parece estar modulando mais a historia de vida dos
organismos que a intensidade das características fenotípicas relacionadas a coloração.
Palavras-chave: características ecológicas, emissão de fluorescência, evolução de cor,
reflexão de UV, sinal filogenético.
117
Introdução
A emissão de fluorescência, embora tenha sido abordado em estudos para diversos
táxons (Haddock et al. 2005, Marshall et al. 1996), em aranhas, esse conhecimento ainda é
bastante escasso (Lim et al. 2007, Andrews et al. 2008). Em Thomisidae, especificamente,
a evolução de coloração é um tema ainda pouco explorado, principalmente em espécies
tropicais. A diversidade de espécies com colorações e comportamentos variados e
altamente especializados dentro da família nos instiga a compreender de como a emissão de
fluorescência e reflexão de UV evoluiu neste grupo.
A família Thomisidae é a sétima maior família de aranhas, incluindo 2158 espécies
descritas em 175 gêneros (World Spider Catalog 2015). Aranhas Thomisidae são
comumente predadores de emboscada em flores ou folhas e possuem o primeiro e segundo
par de pernas laterígrados adaptados à captura de presas (Morse & Fritz 1982, Morse 1984).
Os tomisídeos podem influenciar a visita de insetos em plantas por meio de emissão de
sinais visuais alterando o comportamento e resposta da presa (Dukas & Morse 2003, Dukas
& Morse 2005, Heiling et al. 2005a,b, Gonçalves-Souza et al. 2008). Em Thomisidae, os
estudos filogenéticos de evolução do comportamento e da coloração, mais especificamente
evolução da intensidade de fluorescência e reflexão de UV são praticamente inexistentes.
Além disso, as filogenias de Thomisidae disponíveis na literatura incluemuma diversidade
muito pequena dos gêneros existentes. O estudo filogenético molecular mais recente
publicado por Benjamim et al. (2008) e Benjamin (2011) inclui apenas dois gêneros de
Thomisidae que ocorrem no Brasil, dois dentro do clado Thomisus (i.e., Tmarus e
Aphantochilus) e outro dentro do clado de Stephanopis (i.e., Stephanopis). Este estudo
corrobora a monofilia de Thomisidae por três sinapomorfias moleculares do fragmento do
gene 16S. Todas as análises filogenéticas realizadas por Benjamim et al. (2008) dão origem
118
a quatro linhagens bem definidas dentro de Thomisidae. Os clados são informalmente
nomeados como clado Borboropactus, clado Epidius, clado Stephanopis e Thomisus sendo
que os tomisídeos que divergiram mais recentemente pertencem ao clado Thomisus
(Benjamim et al. 2008).
De acordo com nossas observações pessoais os gêneros que divergiram mais
recentemente na filogenia proposta por Benjamim et al. (2008, 2011) forrageiam em flores,
têm exoesqueleto fino, parecem permitir entrada de luz UV nos tecidos (grande
concentração de fluoróforos) e consequentemente podem expressar maior fluorescência.
Em contraste, os gêneros mais basais não usam flores para forragear, têm exoesqueleto
espesso e parecem impedir entrada de luz nos tecidos (pouca concentração de fluoróforos).
As espécies de Thomisidae que forrageiam por emboscada (i.e., senta-e-espera) sobre flores
e apresentam coloração clara e se não possuírem características comportamentais e/ou
físicas que favoreçam o sucesso de captura de presas pode ter sua sobrevivência reduzida
(Heiling & Heberstein 2004, Heiling et al. 2003, Heiling et al. 2005b, Heberstein et al.
2009, Vieira et al. capítulo 2). Espécies que forrageiam em folhas quando adultos (i.e.,
Epicadus heterogaster) também apresentam coloração clara e tem habilidade de mudar de
coloração corporal, possuem o abdômen semelhante a flores e são capazes de atrair abelhas
mesmo sobre folhas verdes sem flores nas proximidades (Peixoto et al. 2012, Vieira et al.
capítulo 1, os autores, dados não publicados). Em contraste, outras espécies de Thomisidae
que forrageiam em ramos secos com baixa densidade de presas tem sua coloração pálida ou
marrom (e.g., Tmarus sp.) (Vieira et al. capítulo 1). Uma vez que concentração de
fluoróforos é variável entre os táxons e essas moléculas estão relacionadas ao
reconhecimento das presas pode ser que diferentes estratégias de forrageio estejam
119
relacionadas à evolução das características relacionadas à coloração (Chittka et al. 1994,
Chittka 2001, Théry & Casas 2002, Heiling et al. 2003, 2004, Andrews et al. 2008).
Neste trabalho nós investigamos com análises filogenéticas utilizando sequências de
genes de DNA em genes mitocondriais (COI e 16S) e nuclear (Histona), como evoluiu a
coloração (i.e., intensidade de fluorescência e reflexão de UV) em diferentes espécies de
aranhas Thomisidae tropicais. Especificamente nós investigamos: (1) a variação da
intensidade de fluorescência e reflexão de UV estudando desde gêneros basais até gêneros
de divergência mais recente; (2) se as diferentes estratégias de forrageio podem estar
relacionadas com a evolução da coloração; (3) se as características ecológicas (intensidade
de fluorescência e reflexão de UV) evoluíram de modo aleatório e independentemente
durante o processo de ramificação das aranhas. Nossa hipótese é que tomisídeos de
coloração escura (e.g., Tmarus) que vivem em substratos com baixa densidade de presas
(ramos secos) apresentem menor concentração de fluoróforos do que as espécies ou gêneros
que podem ter divergido mais recentemente. Esperamos que espécies mais aparentadas
sejam mais semelhantes entre si fenotipicamente do que o esperado ao acaso e que as
características relacionadas à coloração em Thomisidae apresentem um sinal filogenético
segundo um modelo de movimento browniano da evolução (Felsenstein 1985).
Material & métodos
Áreas de estudo e organismo
Para estimar a filogenia de Thomisidae, nós amostramos 14 gêneros e 140 espécies
de Thomisidae Neotropicais com colorações diversas, incluindo desde gêneros basais até os
gêneros que divergiram mais recentemente de acordo com a observação de alguns gêneros
120
tropicais incluídos na filogenia de Thomisidae proposta por Benjamim et al. (2008) e
Benjamim et al. (2011) (Tabela 1). As amostragens e observações naturalísticas foram
realizadas em 22 áreas naturais que apresentam ocorrência de Thomisidae: Reserva
Biológica da Serra do Japi (1), situada a oeste do Planalto Atlântico, próximo ao município
de Jundiaí-SP, Estação Ecológica da Juréia- Itatins-SP (2), Parque Estadual da Ilha do
Cardoso-SP (PEIC) (3), Parque Estadual da Serra do mar no Núcleo Picinguaba-SP (4),
Parque Estadual da Serra do Mar no Núcleo de Santa Virgínia-SP (PESM) (5), Parque
Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP (6), fragmentos florestais de Campinas (7), fragmentos
florestais de Santa Genebra-SP (8), fragmentos florestais da região de Jaú-SP (9),
fragmentos florestais da região de Ibirá- SP (10), fragmentos florestais da região de Cedral-
SP (11), fragmentos florestais da região de São José do Rio Preto-SP (12), fragmentos
florestais da região de Mirassol-SP (13), fragmentos florestais da região de Magda-SP (14),
fragmentos florestais da região de Rosana-SP (15), Reserva Boqueirão-Unilavras-MG (16),
Restinga de Iquipari-RJ (17), Reserva Natural da Vale do Rio Doce Linhares –ES (18),
Ilhéus –BA (19), Salvador-BA (20), fragmentos florestais de Pelotas-RS (21), região do
KM 41 da Amazônia Central-AM (22) (Figura 1 da Introdução Geral p.23 e Tabela 1).
As aranhas amostradas foram cuidadosamente transportadas ao laboratório e
mantidas individualmente em frascos plásticos com condições de luz e temperatura ideal
variando de 24°C a 34°C até o momento da realização das análises e extração do DNA.
Nós utilizamos partes diferentes do mesmo indivíduo para realização das análises de
intensidade de emissão fluorescência e reflexão de UV (abdômen) e extrações de DNA
(pernas).
121
Análise de intensidade de fluorescência
Para quantificar a emissão de fluorescência das espécies em estudo, nós utilizamos
um espectrômetro de fluorescência molecular da marca Varian modelo Cary Eclipse. Os
abdomens das aranhas foram pesados e triturados em etanol absoluto Merck. Seccionamos
e trituramos 1mg de massa de abdômen em cada espécie amostrada de Thomisidae e
diluímos em 8 ml de etanol. Assim, a concentração da extração manteve-se padronizada em
todas as espécies. As soluções foram deixadas em descanso no escuro por 48 h em
temperatura ambiente. As extrações foram centrifugadas a 4000 r.p.m. por 5 min., e o
sobrenadante foi analisado utilizando uma cubeta de quartzo com caminho óptico de
10mm. As fendas de excitação e emissão foram de 5 nm cada. Os dados das análises de
espectrofluorimetria foram plotados nos gráficos usando o programa MatLab 7.8.
Espectro de reflectância das aranhas e flores
Nós mensuramos a reflectância espectral entre os comprimentos de onda de 300 a
700 nm de todos os abdomens das aranhas amostradas. Nós utilizamos o espectrofotômetro
Cary 5000 UV- Vis- NIR (Varian, Australia) com um alto desempenho fotométrico nos
espectros de variação entre 175-3300 nm. Nós utilizamos dois controles acromáticos: preto
e branco como fundo de calibração antes da mensuração de cada amostra. Nós utilizamos o
número médio dos espectros para estimar a intensidade máxima de reflexão de UV. Todas
estas análises foram realizadas no laboratório de UV-Vis-NR / luminescência / Polarimetria
no Instituto de Química da Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP).
122
Sequenciamento de DNA
Nesse estudo nós utilizamos sequências de dois genes mitocondriais citocromo
oxidase subunidade I (COI) e 16S rRNA (16S) e um gene nuclear Histona H3 (H3). O
DNA genômico das espécies de Thomisidae foi extraído de 2-4 pernas usando o kit de
extração DNeasy Blood & Tissue (Qiagen Valencia, California, USA). Realizamos a
extração com material fresco ou de aranhas intactas preservadas em etanol absoluto Merck
46.07 g/mol. Após a extração foi feita uma avaliação da qualidade do DNA obtido através
de eletroforese em gel de agarose 1%. A concentração do DNA foi analisada através de
espectrofotômetro (NanoDrop). Para os genes mitocondriais: citocromo oxidase subunidade
I (COI) e 16S rRNA (16S) desenhamos e sintetizamos os primers: COIf (5’-
GGDTTTGGDAAYTGR-3’), COIr (5’- GTDGCHGCAGTAAAATADGC-3’) e 16Sf (5-
TGCTAAGGTAGCATAATMA-3’) 16Sr (5’-DTTTWAAAGTCGAACAGAC-3’) e para
o gene nuclear Histona H3 utilizamos os primers usados em tomisídeos por Benjamin et al.
(2008). (H3) H3aF: (5’-ATG GCT CGT ACCAAGCAG AC (ACG) GC-3); e H3aR: (5’-
ATA TCC TT (AG) GGC AT (AG) AT (AG) GTG AC-3’) e descritos por Colgan et al.
(1998). Nós desenhamos os primers para citocromo oxidase subunidade I (COI) e 16S
rRNA com base em sequências disponíveis no Genbank: COI (DQ174373, DQ174382,
FJ590816, FJ590812, DQ174395, DQ174396, DQ174397, EU168178, EU168187,
KF669342, EU168181, KF975454, EU168167, KF669378, HQ924573, JN817244,
KF367975, JN817246, KF669362) e 16S rRNA (EU168126, EU168129, JN816620,
JN816610, EU168123, JN816611, JN816607, EU168132, EU168127, JN816615,
EU168152, JN816613, EU168124).
123
A reação de PCR foi preparada para um volume final de 25 μL com o uso de 200 ng
DNA genômico, 1 mM de tampão, 1 mM de MgCl2, 1 mM de dNTPs, 1 mM de cada
primer e 0.125 unidades de Taq polymerase (Invitrogen). As condições do PCR foram:
desnaturação inicial (95°C, 120s); seguido por 35 ciclos de desnaturação (95°C, 30 s),
temperatura de hibridização (54°C para Histona e 48°C para 16S e COI, 45 s), extensão
(72°C, 60 s) e 72 ° C de espera por 10 min. Posteriormente a técnica de PCR, fizemos uma
nova eletroforese em gel de agarose a 1% para verificar a qualidade e especificidade dos
produtos obtidos, comparando-os aos fragmentos de um padrão de peso molecular.
Realizamos a purificação dos produtos da PCR que foram utilizados no sequenciamento
com uso do kit “GFX PCR DNA” (GE HEALTHCARE) e quantificamos a concentração
do DNA purificado usando o Nanodrop nd-1000 spectrophotometer version 3.0.1
(NanoDrop Technologies).
Sequenciamento e Alinhamento: Os produtos da PCR dos genes H3, 16S e COI
foram sequenciados em um sequenciador automático ABI (Applied Biosystems, Foster
City, CA) no Laboratório GENOMA da USP de São Paulo. Após a amplificação e o
sequenciamento dos segmentos gênicos de cada um dos três genes, obtivemos sequências
de 325 pb para H3, 626 pb para COI e 337 para 16S. Essas sequências foram então
concatenadas (1.288 pb) para a realização das análises subsequentes. As sequências obtidas
foram editadas e alinhadas com o auxílio do programa Geneious 8.1.4
(http://www.geneious.com). O alinhamento das sequências foi realizado com o programa
MAFFT (Katoh & Standley 2013) incluído no programa Geneious 8.1.4.
Seleção de modelos de substituição nucleotídica.
124
Nós usamos o programa jModeltest 3.06 (Posada & Crandall, 1998,) para seleção do
modelo de melhor ajuste de parâmetros de substituição nucleotídica nas sequências em
estudo com base no AICc (Critério de informação de Akaike). O modelo com maior valor
de AICc (Critério de informação de Akaike corrigido) é escolhido como o modelo de
melhor ajuste. Para cada modelo, computamos o valor de máxima verossimilhança (LNL).
A não uniformidade das taxas evolutivas entre os sítios pode ser modelada utilizando uma
distribuição discreta Gama (+ G) com certa percentagem invariável (+ I). Estimamos
também as frequências de cada base nucleotídica nas sequências e para estimar os valores
máxima verossimilhança, uma topologia de árvore foi estimada automaticamente. As
sequências concatenadas (H3+ 16S + COI) foram particionadas nas posições de cada gene
usando o programa Mesquite v2.75 (Maddison & Maddison 2011) e analisamos cada
sequência particionada com o modelo de melhor ajuste.
Estimativa filogenética e estimativa de tempo de divergência
Estimamos a árvore filogenética com os genes concatenados pelo método Bayesiano
com cadeias convergentes de MCMC em 100.000.000 gerações com árvores amostradas a
cada 10.000 gerações. As primeiras 1.000 árvores amostradas foram descartadas no burn-in
por meio do TreeAnnotator (Drummond et al. 2012). Após o descarte das primeiras 1.000
árvores, nós estimamos uma árvore consenso com melhor probabilidade posterior (PP)
computada para cada nó. A árvore consenso estimada pelo método bayesiano foi
visualizada e editada com o software Figtree 1.4 (Rambaut 2009). Para diagnosticar o
padrão das cadeias convergentes e verificar se há independência das amostragens
visualizamos o tamanho eficaz da amostra (ESS) no programa Tracer v1.6 (Rambaut &
Drummond 2009). Estimativas com valores baixos de ESS (menores que 100) não devem
125
ser utilizadas para estimar a topologia, pois indicam alta correlação nas amostragens e,
portanto não apresentam uma distribuição posterior confiável (Rambaut 2009). Nós
utilizamos o método Bayesiano de relógio molecular relaxado lognormal para co-estimar a
topologia da árvore consenso e o tempo de divergência utilizando o programa BEAST
v1.6.1.(Drummond et al. 2006) . Para datação dos nós da topologia nós utilizamos a idade
fóssil de Xysticus archaeopalpus (5,7 milhões de anos) como ponto máximo de calibração
(Leech & Matthews 1971).
Para uma melhor compreensão da história evolutiva de cada gene em Thomisidae,
nós também estimamos uma árvore filogenética para os genes individuais (H3, COI e 16S).
Nessa estimativa nós escolhemos os principais representantes de cada gênero e estimamos a
filogenia pelo método de Verossimilhança Máxima (ML), as análises foram conduzidas no
programa PhyML (Guindon et al. 2010) implementado no programa Geneious 8.1.4
(http://www.geneious.com). As árvores consenso foram visualizadas e editadas com o
software Figtree 1.4 (Rambaut 2009). (Apêndice 1, Apêndice 2 e Apêndice 3).
Análises filogenéticas comparativas: Mapeamento do caráter fenotípico na filogenia
Para visualizar a evolução dos caracteres ao longo da filogenia, nós mapeamos e
plotamos a intensidade máxima de fluorescência e intensidade máxima de reflexão de UV
na filogenia estimada de Thomisidae. Nós utilizamos um método filogenético comparativo
de reconstrução de caráter ancestral com base numa abordagem de máxima
verossimilhança (Schluter et al. 1997, Revell 2013). Segundo esta abordagem, supõe-se que
a característica tenha evoluído no âmbito de um processo de movimento browniano, onde a
diferença esperada entre quaisquer duas espécies é proporcional ao tempo de divergência
126
com relação ao ancestral comum mais recente (Felsenstein 1985). Desse modo, os estados
de caracteres nos nós pode ser calculado minimizando a soma dos quadrados das mudanças
ao longo dos ramos da árvore (McArdle & Rodrigo 1994.). Os estados de caracteres ao
longo dos ramos são calculados por interpolação de valores entre os nós (Revell 2013).
Embora a elevada incerteza das estimativas pontuais (Schluter et al., 1997), esta método é
extremamente útil para visualização da direção das mudanças evolutivas até os nós mais
recentes em uma filogenia (Revell 2013) . Para visualização da evolução do caráter
contínuo, o método estima uma figura no qual barra horizontal é ao mesmo tempo uma
legenda e escala. As cores vermelhas correspondem a valores fenotípicos relativamente
baixos. Já a tonalidade de cor verde e azul representam maiores valores dos traços (Revell
2013). Nós utilizamos o valor máximo de intensidade das características ecológicas para
estimar a incerteza do traço fenotípico no ancestral, uma vez que os valores de intensidade
máxima são os valores mais informativos das curvas de emissão de fluorescência e reflexão
de UV. As análises foram realizadas no software R. versão 3.1.3 com a função contMap no
pacote “phytools” (R Development Core Team 2014).
Para não ignorarmos a incerteza considerável inerente à estimativa do estado
ancestral ao plotarmos somente o valor estimado do fenótipo ao longo dos ramos da árvore
(Schluter et al. 1997, Losos 2011), nós calculamos os intervalos de confiança de 95% nos
nós internos e então interpolamos linearmente ao longo dos ramos. Esta projeção além de
mostrar os valores ancestrais estimados para cada característica fenotípica, também mostra
a incerteza sobre estados ancestrais ao longo dos ramos e nos nós (Revell 2013). A
projeção da filogenia é visualizada em um espaço definido por fenótipo (em y) e tempo (x),
desde a origem. A posição vertical dos nós e ramos é calculada por meio de estimativa de
127
caráter ancestral por máxima verossimilhança (Schluter et al. 1997). A incerteza é mostrada
com o aumento da transparência das linhas azuis desenhadas em torno das estimativas
pontuais e com a variação do intervalo de confiança de 95%. (Revell 2013, 2014). As
análises foram realizadas no programa R. versão 3.1.3 com a função fancyTree usando type
='Phenogram95'. fancyTree no pacote “phytools” (R Development Core Team 2014).
Sinal filogenético
Sinal filogenético é definido como a similaridade dos valores das características
fenotípicas entre espécies filogeneticamente relacionadas (Blomberg et al. 2003, Zheng et
al. 2009). Para testar se existe sinal filogenético usamos um teste de permutação, cuja
hipótese nula é a ausência de sinal filogenético (Blomberg et al. 2003, Zheng et al. 2009).
Sob a hipótese nula os valores das características fenotípicas observadas são permutados
aleatoriamente entre as espécies na árvore filogenética estimada com as sequências de DNA
(Blomberg et al. 2003, Zheng et al. 2009). A estatística do teste de permutação é a
variância dos contrastes filogenéticos independentes normalizados calculada com os
valores das características fenotípicas observadas (Felsenstein 1985). A hipótese nula é
rejeitada se as variâncias dos contrastes independentes calculadas em 95% dos conjuntos de
dados fenotípicos permutados forem maiores do que as variâncias dos contrastes
independentes calculados com os dados fenotípicos observados (Blomberg et al. 2003).
Quando a hipótese nula de ausência de sinal filogenético é rejeitada é necessário
estimar a força do sinal filogenético (Blomberg et al. 2003). A estatística K de Blomberg et
al. (2003) é uma medida da força de sinal filogenético para dados univariados. Esta
estatística é calculada como K = (MSE0/ MSE) observado / (MSE0 / MSE) esperado, onde é
MSE0 é o erro quadrático médio dos valores das características mensuradas da média
128
filogenética e MSE é o erro quadrático corrigido pela indução da dependência na filogenia.
O denominador é taxa esperada pela expectativa nula sob um modelo de evolução de
caráter por movimento Browniano (BM). Os valores de K próximos de 0 indicam fraco
sinal filogenético, enquanto que valores próximos de 1 são valores esperados sob a
expectativa nula de movimento Browniano. Os valores acima de 1 são indicativos de uma
forte associação entre a filogenia e o caráter em estudo, além do esperado sob o modelo de
evolução de movimento Browniano (Blomberg et al. 2003).
Teste de associação entre as variáveis: Método filogenético generalizado de quadrados
mínimos (PGLS)
Para avaliar a associação entre as características fenotípicas nós utilizamos o
método filogenético generalizado de quadrados mínimos (PGLS) para evolução de
caráteres contínuos baseada em modelos de movimento Browniano (Martins & Hansen
1997, Rohlf 2001). Este modelo incorpora a dependência esperada entre as características
fenotípicas na estrutura filogenética incorporando as relações filogenéticas como uma
matriz de covariância (Martins & Hansen 1997, Rohlf 2001). As análises foram realizadas
no software R versão 3.1.3 com a função multiPhylosignal no pacote “picante” para sinal
filogenético e a função multiPhylosignal no pacote “caper” para regressão filogenética
(PGLS) (R Development Core Team 2014).
129
Resultados
Seleção de modelos de substituição nucleotídica.
O modelo de melhor ajuste de parâmetros de substituição nucleotídica para estimar
a filogenia foi HKY+I para o gene Histona e GTR+G+I para os genes COI e 16S (Tabela
2).
Estimativa filogenética e mapeamento dos caráteres fenotípicos
A filogenia estimada com os genes concatenados pelo método bayesiano demostra
que os táxons pertencentes aos gêneros Misumenops, Metadiea, Synema e Strophius
compartilham o mesmo ancestral comum e são aranhas que forrageiam em flores (Figura
1).
Esse maior clado compartilhado por essas espécies que habitam flores, apesar de
não ter muitos clados internos bem resolvidos, indica que as aranhas que forrageiam em
flores compartilham o ancestral comum mais recente entre si do que com aquelas que
forrageiam em flores ou apenas folhas, ou troncos (Figura 1). As análises de emissão de
fluorescência demonstram que as espécies que vivem em flores emitem em média 290
unidades arbitrárias de intensidade de fluorescência, com exceção da espécie Misumenops
callinurus que emite em média 650 unidades arbitrárias de intensidade de fluorescência
(Figura 2). A porcentagem média de reflexão de UV emitida em por essas aranhas que
compartilham o mesmo ancestral é 16 %. (Figura 3).
No outro grande clado estão as aranhas que vivem em flores, folhas ou ramos secos
(Figura 1). Os gêneros Tmarus, Ascentroscelus e Synaemops habitam substratos escuros
compartilham o mesmo ancestral comum que divergiu mais recentemente (Figura 1).
130
Tmarus, Ascentroscelus e Synaemops emitem em média 80 unidades arbitrárias de
intensidade de fluorescência (Figura 2). A porcentagem média de reflexão de UV emitida
em por essas aranhas escuras que compartilham o mesmo ancestral é 12 % (Figura 3). As
espécies que habitam flores ou folhas compartilham o mesmo ancestral comum (Figura 1).
O gênero Epicadus, que habita folhas, emite a mais elevada intensidade de fluorescência
(816 unidades arbitrárias) (Figura 2) e reflexão média de UV 35% (Figura 3). Observamos
que o clado que compartilha os gêneros Tmarus, Ascentroscelus e Synaemops e habitam
substratos escuros é homogêneo com relação à intensidade de emissão de fluorescência
(Figura 2) e intensidade de reflexão de UV (Figura 3). Já o clado que compartilha espécies
que habitam flores e o clado que compartilha espécies que habitam folhas apresenta uma
maior diversidade de intensidade de emissão de fluorescência (Figura 2) e intensidade de
reflexão de UV (Figura 3). Os valores mais altos de intensidade de cor só são observados
no clado que compartilha espécies que habitam folhas e do clado que compartilha espécies
que habitam flores (Figura 2 e Figura 3).
Alguns gêneros do clado que compartilha espécies que habitam flores e do clado
que compartilha espécies que habitam flores/folhas exibem padrões contrários de
intensidade das características ecológicas. O gênero Sidymella que compartilha espécies
que ocupam flores apresenta alta porcentagem de reflexão de UV (33,8 u.a.) e baixa
emissão de fluorescência (59,41. u.a.). Misumenops sp.17 e Misumenops sp. 18 apresentam
média intensidade de reflexão de UV (14,42 u.a., 14,10 u.a., respectivamente) e baixa
intensidade de emissão de fluorescência (176,43 u.a. e 175,4 u.a., respectivamente). O
gênero Misumenoides que ocupa o clado que compartilha espécies que habitam
flores/folhas também apresentam média intensidade de reflexão de UV (16 u.a.) e baixa
131
intensidade de emissão de fluorescência (231,52 u.a.). Já alguns gêneros do clado que
compartilha espécies que habitam folhas apresentam baixa intensidade de reflexão de UV e
alta intensidade de emissão de fluorescência (Epicadus planus, intensidade de fluorescência
446,62 u.a. e intensidade de reflexão de UV 12,33 u.a.; Epicadinus intensidade de
fluorescência 441,47 u.a. e intensidade de reflexão de UV 13,3 u.a.).
O estado do ancestral mais basal de Thomisidae aparenta emitir uma baixa emissão
de fluorescência e reflexão de UV. A projeção da filogenia num espaço definido por
fenótipo e tempo demostra incerteza da estimativa do estado ancestral para ambas as
características (intensidade de fluorescência e intensidade de reflectância) (Figura 4). É
possível verificar o aumento da transparência sobre estados ancestrais ao longo dos ramos e
nos nós (Figura 4).
Sinal filogenético
Os valores de P obtidos por meio de testes de permutação indicam presença de sinal
filogenético para ambos os caráteres fenotípicos (intensidade de fluorescência, P=0,001 e
intensidade de reflectância P=0,001) e os valores da estatística K indicaram baixa
magnitude do sinal filogenético (Intensidade de fluorescência, K=0,15 e intensidade de
reflectância K=0,13). Além disso, os caráteres fenotípicos evoluem de forma não
correlacionada (R2=0,15, P<0,001), pois apesar do resultado do PGLS indicar uma
associação significativa entre as variáveis o coeficiente de determinação apresenta baixa
percentagem de explicação dos valores observados.
132
Discussão
Nesse estudo demostramos que emissão de fluorescência e reflexão de UV é
variável entre os táxons e evoluem de forma não correlacionada, entretanto uma topologia é
conservada em organismos que compartilham o mesmo tipo de substrato de forrageio. Os
gêneros que exibem coloração escura (Tmarus, Ascentroscelus e Synaemops) compartilham
o mesmo ancestral comum e apresentam um padrão de coloração similar (baixa emissão de
intensidade de fluorescência e reflexão de UV). Por outro lado, os gêneros que forrageiam
sobre folhas quando adultos (e.g., Epicadus) compartilham um mesmo ancestral comum
que divergiu mais recentemente e com maiores intensidades de cor.
Estudos sugerem que determinadas características ecológicas dominantes tendem a
se preservar nas linhagens que compartilham o mesmo ancestral comum mais recente ao
longo do processo evolutivo (Harvey & Rambaut 2000). As espécies de Thomisidae são
mais semelhantes entre si com relação ao caráter fenotípico do que o esperado ao acaso,
assim como observado em determinados organismos que compartilham similaridade
ecológica (Harvey & Pagel 1991, Silvertown et al. 1997). Em um padrão geral, a
similaridade ecológica de determinadas características fenotípicas entre duas espécies que
compartilham o mesmo ancestral comum mais recente pode estar relacionada com a
história de vida destes organismos (Harvey & Pagel 1991, Silvertown et al. 1997). A baixa
intensidade do caráter presente no ancestral mais basal de Thomisidae pode refletir o modo
de vida desses organismos ancestrais. Uma vez que a datação da topologia foi estimada
pela idade do fóssil de Xysticus archaeopalpus (Leech & Matthews 1971) e os indivíduos
que vivem na atualidade pertencente a esse gênero forrageiam tipicamente em serrapilheira
(Morse 1993), nós podemos inferir que o caráter ancestral nessa família originou-se com
133
baixa intensidade de coloração. Adicionalmente, sabemos que os grupos externos mais
ancestrais aos Thomisidae pertencentes à família Philodromidae e alguns gêneros da
família Salticidae também aparentam ser indivíduos de coloração marrom ou pálida,
segundo a filogenia proposta por Benjamin et al. (2008).
Nós observamos que embora Thomisidae apresentem sinal filogenético para ambas
as características, ou seja, os táxons são mais semelhantes entre si com relação ao caráter
fenotípico do que o esperado ao acaso, a magnitude da presença do sinal filogenético é
fraca. Podemos evidenciar um grau de heterogeneidade na intensidade das características
ecológicas entre espécies que divergiram mais recentemente e compartilham o mesmo
ancestral com espécies que forrageiam em flores e também entre espécies que divergiram
mais recentemente e compartilham o mesmo ancestral com espécies que forrageiam em
folhas. Flores são recursos efêmeros e limitantes na natureza (Graham et al. 2005). Dessa
forma, as aranhas que compartilham esse recurso efêmero como sítio de forrageio podem
ter evoluído características relacionadas à coloração que permite explorar diferentes regiões
espaciais de uma mesma unidade floral (Morse & Fritz 1982, Morse 1984, Morse 1988,
Morse 2007, Bhaskara et al. 2009, Ver Apêndice 4). Essas características podem permitir o
uso do recurso limitante de forma particionada diminuindo a potencial competição
resultante da coocorrência no mesmo local com possíveis outros artrópodes inquilinos.
O gênero Misumenops, que corresponde o gênero mais representativo comumente
encontrado em flores, apresenta uma diversidade de intensidade de emissão de
fluorescência e reflexão de UV. Tal diversidade na intensidade de emissão de cores pode
ser resultado da heterogeneidade espacial de locais que elas podem forragear em uma
mesma flor. Misumenops argenteus pode ocorrer em porções na base da unidade floral
134
como brácteas e assim como outras espécies de Misumenops podem até mesmo apropriar se
de espaços de cores distintos em uma mesma flor para forragear (Figura A e Figura B,
Apêndice 4). Espécies do gênero Misumenoides que compartilham o ancestral mais recente
com espécies que forrageiam em flor/folhas também apropriam se de diferentes regiões da
mesma flor para forragear (Figura B e Figura C, Apêndice 4).
A maior intensidade de emissão de cor pode ser observada em espécies que ocorrem
em folhas (e.g., Epicadus heterogaster), no entanto, não é um caráter exclusivo desse tipo
de local de forrageio. Algumas espécies que habitam flores (i.e., Misumenops callinurus)
também exibem alta intensidade de emissão de fluorescência e de reflexão de UV. O
mesmo padrão ocorre para a baixa intensidade de emissão de cor que pode ser observada
em espécies que ocorrem em ramos secos ou troncos (e.g., Tmarus). A menor intensidade
de emissão de cor distribui-se de modo homogêneo entre espécies que ocorrem em ramos
secos (e.g.,Tmarus), no entanto, não é um caráter exclusivo desse tipo de local de forrageio.
Algumas espécies que habitam flores também exibem baixa intensidade de emissão de
fluorescência (i.e.Misumenops sp.10) e baixa reflexão de UV (Sidymella multispinullosa).
Dessa forma, podemos sugerir que a intensidade de coloração pode ter evoluído de modo
convergente, no qual a similaridade de intensidade desse fenótipo surge em diferentes
linhagens como resultado de adaptação as estratégias de vida similares (Barton et al. 2007).
Uma das mais notáveis respostas fisiológicas de tomisídeos é a habilidade de mudar
de cor que algumas espécies possuem (Oxford & Gillespie 1998). Estudo filogenético
incluindo Misumena vatia (Clerck 1757) Benjamin et al. (2011), sugere que a resposta
fisiológica de mudança de cor evoluiu apenas uma vez na família Thomisidae. Todavia, em
nosso estudo podemos observar que essa resposta evoluiu no mínimo duas vezes. Epicadus
135
heterogaster que habita folhas quando adultas e Misumenops callinurus que habita flores
possue a habilidade mudança de coloração corporal de acordo com o pano de fundo (Mello-
Leitão 1929, Peixoto et al. 2012) e ambas as espécies não compartilham os ancestrais
comuns que divergiram mais recentemente. Sugerimos que tanto a intensidade de coloração
como a habilidade de mudança de cor são características fenotípicas que podem ter
evoluído de modo convergente em Thomisidae.
Evidenciamos também que algumas espécies apresentam padrões contrastantes
entre as características estudadas, como refletir alta porcentagem de reflexão de UV e
emitir baixa intensidade emissão intensidade de fluorescência (i.e., Sidymella
multispinullosa). A emissão de fluorescência é um processo físico associado à absorção de
luz no espectro invisível da região do UV (Andrews et al. 2008, Schatz & Ratner 1993) e,
apesar de ambos os fenômenos (reflexão de UV e emissão de fluorescência) estarem
associados fortemente a questões ecológicas de escolha de substrato e reconhecimento de
presas e potenciais predadores, essas características parecem evoluir de forma não
correlacionada. A conversão de espectro invisível para um espectro de maior comprimento
de onda (fluorescência) é um processo que requer absorção de energia para excitação dos
elétrons (Schatz & Ratner 1993). Dessa forma, provavelmente é necessária uma demanda
energética para que essas aranhas invistam na síntese de moléculas responsáveis pela
emissão de fluorescência. Uma vez que esse processo pode ser custoso, a reflexão de UV
quando presente em algumas espécies pode ser uma característica fenotípica suficiente para
atração de presas e redução de visibilidade aos predadores em determinados substratos. As
diferenças de padrões encontrados nas características fenotípicas das espécies em estudo
136
devem ser diferentemente percebidas por presas e predadores dependendo do habitat,
distribuição espacial, demanda fisiológica e variação comportamental de Thomisidae.
Thomisidae é uma família que divergiu recentemente e o tempo de divergência entre
táxons que compartilham o ancestral comum mais recente aparenta ser menor que o tempo
de divergência entre táxons filogeneticamente distantes. Tal evidência pode justificar o
padrão de conservadorismo das características ecológicas que muitas linhagens que
compartilham o ancestral comum mais recente apresentam (sinal filogenético), pois o fator
temporal é um dos fatores importantes na radiação adaptativa de algumas linhagens
(Felseistein 1985, Harvey & Pagel 1991, Silvertown et al. 1997).
Alguns estudos sugerem que a reflexão de UV possa ter evoluído no mínimo cinco
vezes em aranhas da família Thomisidae e alguns autores questionam se a reflexão de UV é
uma adaptação de espécies que forrageiam em flores para potencialmente maximizar a
captura de presas (Herberstein et al. 2009, Herberstein & Gawryszewski 2013). Nosso
estudo demonstra a variação na intensidade de reflexão de UV e emissão de fluorescência
em aranhas em Thomisidae Neotropicais com diferentes estratégias de forrageio. A nova
filogenia proposta com considerável número de espécies Neotropicais fornece fortes
contribuições para a compreensão do padrão de evolução de coloração em Thomisidae.
Em conclusão sugerimos que a função ecológica de emissão de fluorescência e
reflexão de UV está associada fortemente com a história de vida dos tomisídeos. Em um
contexto evolutivo, o tipo de substrato parece estar modulando mais a historia de vida dos
organismos que a intensidade das características fenotípicas relacionadas à coloração.
137
Agradecimentos
Os autores agradecem em especial S.I. Perez e S.F. Reis pelo acompanhamento das
análises comparativas filogenéticas e discussões fundamentais. L. Medeiros pelo auxílio
inicial e acompanhamento nas análises moleculares e discussões. E. Dias, A. Granzotto, W.
Santos, E. Gaffa, M. Simão pelo auxílio em bancada e discussões. A. Degressi, B.B.,
Grisolia, T. N. Bernabé, M. Braga, A.T. Salomão, S. Diniz, P.A. Antiqueira, G. Migliorini,
M. Pareja J.R., Trigo, J. Bugoni, J. El Ottra, G.C. Picoli, A. Neutzling, A.R. Manzotti, P.M.
Omena, T. Gonçalves-Souza, A. Zangirolame, B. Mamede, V. Lima, D. Corrêa, J.
Koricheva pelo auxílio nas coletas ou envio das aranhas. Y. Messas e A. Degressi pelas
fotos das aranhas. N. Serafim Pereira pelas contribuições nas dúvidas. C. Martelli por todo
o suporte nas análises de fluorescência e reflectância no laboratório de UV-Vis-NR no
Instituto de Química da Unicamp. Ao setor administrativo da Base de Estudos Ecológicos
da Serra do Japi por ter autorizado o desenvolvimento deste estudo. A todos do Evolab no
Division of Organism and Environment Departament, University of California, Berkeley,
California, USA pelo suporte logístico e colaboração e a J.Y. Lim, D. Cotoras, S. Kennedy,
J. Weaver, L. Becking, K. Goodman, M. Leong, A. Adams C. Cerise pelas discussões. Este
estudo de doutorado foi desenvolvido no programa de Pós- Graduação em Ecologia da
Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP) e financiado pela Fundação de Apoio à
Pesquisa do Estado de São Paulo/ FAPESP (2010/51523-5), Projeto Universal CNPQ
(470086/2011-4) e pelo Programa Institucional de Bolsas de Doutorado Sanduíche no
Exterior (PDSE)-CAPES - PROCESSO: BEX 3699/14-5.
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144
Tabela 1. Espécies sequenciadas para análises moleculares e locais de amostragem (n=140).
Gênero Espécie Local de coleta
Ascentroscelus Ascentroscelus sp. Fragmentos florestais Magda-SP
Ascentroscelus Ascentroscelus sp.2 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Ascentroscelus Ascentroscelus sp.3 Fragmentos florestais Magda-SP
Epicadinus Epicadinus sp. Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Epicadus Epicadus heterogaster Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Epicadus Epicadus planus Parque Estadual da Ilha do Cardoso-SP
Epicadus Epicadus rubripes Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Epicadus Epicadus sp.1 Vale do Rio Doce Linhares-ES
Epicadus Epicadus sp.2 Parque Estadual da Ilha do Cardoso-SP
Epicadus Epicadus sp.3 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Epicadus Epicadus sp.4 PESM Núcleo Picinguaba-SP
Epicadus Epicadus sp.5 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Epicadus Epicadus sp.6 PESM Núcleo de Santa Virgínia-SP
Epicadus Epicadus sp.7 Ilhéus- BA
Metadiaea Metadiaea sp.1 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP
Metadiaea Metadiaea sp.2 Parque Estadual da Ilha do Cardoso-SP
Metadiaea Metadiaea sp.3 Reserva Boqueirão Unilavras-MG
Metadiaea Metadiaea sp.4 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP
Metadiaea Metadiaea sp.5 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Metadiaea Metadiaea sp.6 PESM Núcleo de Santa Virgínia-SP
Metadiaea Metadiaea sp.7 Estação Ecológica da Juréia-SP
Metadiaea Metadiaea sp.8 PESM Núcleo de Santa Virgínia-SP
Metadiaea Metadieae sp.9 Estação Ecológica da Juréia-SP
Metadiaea Metadieae sp.10 Parque Estadual da Ilha do Cardoso-SP
Metadieae Metadieae sp.11 PESM Núcleo Picinguaba-SP
Metadieae Metadieae sp.12 Estação Ecológica da Juréia-SP
Metadieae Metadieae sp.13 PESM Núcleo de Santa Virgínia-SP
Metadieae Metadiaea sp.14 Reserva Boqueirão Unilavras MG
Metadieae Metadiaea sp.15 PESM Núcleo Picinguaba-SP
Misumenoides Misumenoides sp.1 Parque Estadual da Ilha do Cardoso-SP
Misumenoides Misumenoides sp.2 Fragmentos florestais Jaú-SP
Misumenoides Misumenoides sp.3 Estação Ecológica da Juréia-SP
Misumenoides Misumenoides sp.4 Parque Estadual da Ilha do Cardoso-SP
Misumenoides Misumenoides sp.5 PESM Núcleo de Santa Virgínia-SP
Misumenoides Misumenoides sp.6 Fragmentos florestais Jaú-SP
Misumenoides Misumenoides sp.7 Estação Ecológica da Juréia-SP
Misumenoides Misumenoides sp.8 Município de Rosana-SP
Misumenoides Misumenoides sp.9 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP
Misumenoides Misumenoides sp.10 Estação Ecológica da Juréia-SP
Misumenoides Misumenoides sp.11 Núcleo de Santa Virgínia-SP
Misumenoides Misumenoides sp.12 Parque Estadual da Ilha do Cardoso-SP
Misumenops Misumenops callinurus Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Misumenops Misumenops pallens Reserva Biológica da Serra do Japi-SP Misumenops Misumenops pallidus Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
145
Misumenops Misumenops sp.1 Município de Rosana-SP
Misumenops Misumenops sp.2 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP
Misumenops Misumenops sp.3 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP
Misumenops Misumenops sp.4 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP
Misumenops Misumenops sp.5 Parque Estadual da Ilha do Cardoso-SP
Misumenops Misumenops sp.6 Fragmentos florestais Cedral-SP
Misumenops Misumenops sp.7 Fragmentos florestais Cedral-SP
Misumenops Misumenops sp.8 Fragmentos florestais Cedral-SP
Misumenops Misumenops sp.9 Vale do Rio Doce Linhares-ES
Misumenops Misumenops sp.10 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Misumenops Misumenops sp.11 Vale do Rio Doce Linhares-ES
Misumenops Misumenops sp.12 Fragmentos florestais Cedral-SP
Misumenops Misumenops sp.13 Fragmentos florestais Jaú-SP
Misumenops Misumenops sp.14 PESM Núcleo Picinguaba-SP
Misumenops Misumenops sp.15 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Misumenops Misumenops sp.16 Vale do Rio Doce Linhares-ES
Misumenops Misumenops sp.17 Vale do Rio Doce Linhares-ES
Misumenops Misumenops sp.18 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP
Misumenops Misumenops sp.19 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP
Misumenops Misumenops sp.20 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP
Misumenops Misumenops sp.20 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP
Misumenops Misumenops sp.21 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP
Misumenops Misumenops sp.22 PESM Núcleo Picinguaba-SP
Misumenops Misumenops sp.23 PESM Núcleo Picinguaba-SP
Misumenops Misumenops sp.24 PESM Núcleo Picinguaba-SP
Misumenops Misumenops sp.25 Estação Ecológica da Juréia-SP
Misumenops Misumenops sp.26 Vale do Rio Doce Linhares-SP
Misumenops Misumenops sp.27 PESM Núcleo Picinguaba-SP
Misumenops Misumenops sp.28 Fragmentos florestais de Sta Genebra-SP
Misumenops Misumenops sp.29 Estação Ecológica da Juréia-SP
Misumenops Misumenops sp.30 PESM Núcleo Picinguaba-SP
Misumenops Misumenops sp.31 PESM Núcleo Picinguaba-SP
Misumenops Misumenops sp.32 Fragmentos florestais de Pelotas-RS
Misumenops Misumenops sp.33 Fragmentos florestais de Pelotas-RS
Misumenops Misumenops sp.34 Fragmentos florestais de Pelotas-RS
Misumenops Misumenops sp.35 Estação Ecológica da Juréia-SP
Misumenops Misumenops sp.36 Fragmentos florestais de Pelotas-RS
Misumenops Misumenops sp.37 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP Misumenops Misumenops sp.38 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP
Misumenops Misumenops sp.39 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP Misumenops Misumenops sp.40 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP Misumenops Misumenops sp.41 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP Misumenops Misumenops sp.42 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP
Misumenops Misumenops sp.43 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP Misumenops Misumenops sp.44 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP Misumenops Misumenops sp.45 Ortoflorestal, Campos do Jordão-SP
Misumenops Misumenops sp.46 PESM Núcleo de Santa Virgínia-SP
146
Misumenops Misumenops sp.47 PESM Núcleo de Santa Virgínia-SP
Misumenops Misumenops sp.48 Salvador-BA
Misumenops Misumenops sp.49 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Misumenops Misumenops sp.50 Fragmentos florestais de Campinas-SP Misumenops Misumenops sp.51 Fragmentos florestais de Campinas-SP Misumenops Misumenops sp.52 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Misumenops Misumenops sp.53 Estação Ecológica da Juréia-SP
Misumenops Misumenops sp.54 Restinga de Iquipari-RJ
Misumenops Misumenops sp.55 Restinga de Iquipari-RJ
Misumenops Misumenops sp.56 PESM Núcleo de Santa Virgínia-SP
Misumenops Misumenops sp.57 PESM Núcleo de Santa Virgínia-SP
Misumenops Misumenops sp.58 Fragmentos florestais de Ibirá-SP
Misumenops Misumenops sp.59 Fragmentos florestais de Ibirá -SP Misumenops Misumenops sp.60 Restinga de Iquipari-RJ
Misumenops Misumenops sp.61 Estação Ecológica da Juréia-SP
Misumenops Misumenops sp.62 Salvador-BA
Misumenops Misumenops sp.63 Vale do Rio Doce Linhares -ES Misumenops Misumenops sp.64 Vale do Rio Doce Linhares –ES Misumenops Misumenops sp.65 Vale do Rio Doce Linhares –ES
Onoculus Onoculus episcopus Reserva Biológica da Serra do Japi-SP Onoculus Onoculus sp. Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Stephanopoides Stephanopoides Simoni KM 41 da Amazônia Central-AM Stephanopoides Stephanopoides sp. KM 41 da Amazônia Central-AM
Strophius Strophius sp. Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Sidymella Sidymella multispinulosa Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Sidymella Sidymella sp.1 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Sidymella Sidymella sp.2 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Synaemops Synaemops sp.1 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Synaemops Synaemops sp.2 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Synema Synema sp.1 Estação Ecológica da Juréia-SP
Synema Synema sp.2 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Tobias Tobias sp. Parque Estadual da Ilha do Cardoso-SP
Tmarus Tmarus variatus Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Tmarus Tmarus sp.1 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Tmarus Tmarus sp.2 Município de Rosana-SP
Tmarus Tmarus sp.3 São José do Rio Preto-SP
Tmarus Tmarus sp.4 São José do Rio Preto-SP
Tmarus Tmarus sp.5 Fragmentos florestais de Mirassol-SP
Tmarus Tmarus sp.6 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Tmarus Tmarus sp.7 São José do Rio Preto-SP
Tmarus Tmarus sp.8 Estação Ecológica da Juréia-SP
Tmarus Tmarus sp.9 Estação Ecológica da Juréia-SP
Tmarus Tmarus sp.10 Parque Estadual da Ilha do Cardoso-SP
Tmarus Tmarus sp.11 Estação Ecológica da Juréia-SP
Tmarus Tmarus sp.12 Estação Ecológica da Juréia-SP
Tmarus Tmarus sp.13 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Tmarus Tmarus sp.14 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
147
Tmarus Tmarus sp.15 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
Tmarus Tmarus sp.16 Reserva Biológica da Serra do Japi-SP
148
Tabela 2. Método de máxima verossimilhança com estimativa do modelo de melhor ajuste
escolhido dentre os outros modelos de substituição nucleotídica. A seleção do modelo foi
realizada independentemente para cada sequência em estudo (H3, 16S e COI).
Gene Modelo AICc lnL (+I) (+G) f(A) f(T) f(C) f(G)
H3 HKY+I 17946.25 -8796.57 0,61 n/a 0,30 0,37 0,14 0,17
16S GTR+G+I 17577,33 -8607,08 0,47 0,79 0,28 0,35 0,16 0.19
COI GTR+G+I 17683,54 -8663,21 0,46 0,72 0,29 0,38 0,14 0,17
149
Lista de Figuras
Figura 1. Árvore consenso pós “burn in” estimada pelo método bayesiano das sequencias
concatenadas (H3+COI+16S). Os valores de probabilidade posterior estão indicados nos
nós dos ramos. Valores em brancos são valores de probabilidade posterior <0,5.
Figura 2. Visualização da estimativa do caráter fenotípico: máxima intensidade de
fluorescência no ancestral em aranhas Thomisidae
Figura 3. Visualização da estimativa do caráter fenotípico: máxima intensidade de
reflectância no ancestral em aranhas Thomisidae.
Figura 4. Projeção da filogenia em um espaço definido por fenótipo (em y) e tempo.( A)
máxima intensidade de fluorescência e (B) máxima intensidade de reflectância. A posição
vertical dos nós e ramos é calculada pela estimativa de caráter ancestral. A incerteza é
demostrada com o aumento transparência das linhas azuis desenhados em torno das
estimativas pontuais mostrando o intervalo de confiança de 95%.
150
Figura 1.
151
Misumenops sp5Misumenops sp20Misumenops sp19Misumenops sp21Misumenops pallensMisumenops sp4Misumenops sp18Misumenops sp15Misumenops pallidusMisumenops sp13Misumenops sp12Misumenops sp16Misumenops sp14Misumenops sp17Misumenops sp62Misumenops sp44Metadiaea sp1Misumenops sp43Misumenops sp42Synema spMisumenops sp3Metadiaea spMetadiaea sp2Metadiaea sp14Metadiaea sp5Metadiaea sp6Metadiaea sp3Metadieae sp13Metadiaea sp8Metadiaea sp7Misumenops callinurusMisumenops sp58Metadiaea sp4Metadieae sp12Metadieae sp10Metadieae sp11Metadieae sp9Misumenops sp26Misumenops sp1Misumenops sp25Misumenops sp39Misumenops sp36Misumenops sp40Misumenops sp38Misumenops sp37Misumenops sp63Misumenops sp59Misumenops sp32Misumenops sp24Misumenops sp41Misumenops 8Misumenops sp35Misumenops argenteusMisumenops sp27Misumenops sp34Misumenops sp31Misumenops sp30Misumenops sp28Misumenops sp33Misumenops sp29Misumenops sp7Strophius spMisumenops sp50Misumenops sp49Misumenops sp51Misumenops sp9Misumenops sp52Misumenops sp54Misumenops sp48Misumenops sp57Misumenops sp11Misumenops sp56Misumenops sp55Misumena vatia95SydmellamultisplunosaMisumenops sp53Misumenops sp23Misumenops sp22Misumenops sp10Misumenops malicuparssusMisumenoide sp6Misumenoide sp4Misumenops sp64Misumenoide sp7Misumenoide sp8Misumenoide sp5Misumenoide sp9Misumenops sp60Misumenops sp45Misumenops sp6Misumenops sp46Misumenops sp47Misumenoide sp10Misumenoide sp11Misumenoide sp12Misumenoide sp3Misumenoide sp1Misumenoide sp2Stephanopoide spStephanopoide simoniEpicadus sp6Epicadus heterogasterEpicadus sp3Epicadus planusEpicadinus spEpicadus sp5Epicadus sp2Epicadus sp1Epicadus sp4Epicadus sp7Onoculus episcopusTobias spSydmella sp4Epicadus rubripesSydmella sp3Onoculus spAscentroscelus sp2Tmarus sp8Tmarus sp1Tmarus sp14Tmarus sp9Tmarus sp12Tmarus sp10Tmarus sp11Tmarus variatusMisumenops sp61Tmarus sp13Tmarus sp15Tmarus sp2Tmarus sp4Tmarus sp5Tmarus sp7Tmarus sp16Tmarus sp3Misumenops sp2Tmarus sp6Ascentroscelus spAscentroscelus sp3Synaemops sp1Synaemops sp2
Misumenops sp5Misumenops sp20Misumenops sp19Misumenops sp21Misumenops pallensMisumenops sp4Misumenops sp18Misumenops sp15Misumenops pallidusMisumenops sp13Misumenops sp12Misumenops sp16Misumenops sp14Misumenops sp17Misumenops sp62Misumenops sp44Metadiaea sp1Misumenops sp43Misumenops sp42Synema spMisumenops sp3Metadiaea spMetadiaea sp2Metadiaea sp14Metadiaea sp5Metadiaea sp6Metadiaea sp3Metadieae sp13Metadiaea sp8Metadiaea sp7Misumenops callinurusMisumenops sp58Metadiaea sp4Metadieae sp12Metadieae sp10Metadieae sp11Metadieae sp9Misumenops sp26Misumenops sp1Misumenops sp25Misumenops sp39Misumenops sp36Misumenops sp40Misumenops sp38Misumenops sp37Misumenops sp63Misumenops sp59Misumenops sp32Misumenops sp24Misumenops sp41Misumenops 8Misumenops sp35Misumenops argenteusMisumenops sp27Misumenops sp34Misumenops sp31Misumenops sp30Misumenops sp28Misumenops sp33Misumenops sp29Misumenops sp7Strophius spMisumenops sp50Misumenops sp49Misumenops sp51Misumenops sp9Misumenops sp52Misumenops sp54Misumenops sp48Misumenops sp57Misumenops sp11Misumenops sp56Misumenops sp55Misumena vatia95SydmellamultisplunosaMisumenops sp53Misumenops sp23Misumenops sp22Misumenops sp10Misumenops malicuparssusMisumenoide sp6Misumenoide sp4Misumenops sp64Misumenoide sp7Misumenoide sp8Misumenoide sp5Misumenoide sp9Misumenops sp60Misumenops sp45Misumenops sp6Misumenops sp46Misumenops sp47Misumenoide sp10Misumenoide sp11Misumenoide sp12Misumenoide sp3Misumenoide sp1Misumenoide sp2Stephanopoide spStephanopoide simoniEpicadus sp6Epicadus heterogasterEpicadus sp3Epicadus planusEpicadinus spEpicadus sp5Epicadus sp2Epicadus sp1Epicadus sp4Epicadus sp7Onoculus episcopusTobias spSydmella sp4Epicadus rubripesSydmella sp3Onoculus spAscentroscelus sp2Tmarus sp8Tmarus sp1Tmarus sp14Tmarus sp9Tmarus sp12Tmarus sp10Tmarus sp11Tmarus variatusMisumenops sp61Tmarus sp13Tmarus sp15Tmarus sp2Tmarus sp4Tmarus sp5Tmarus sp7Tmarus sp16Tmarus sp3Misumenops sp2Tmarus sp6Ascentroscelus spAscentroscelus sp3Synaemops sp1Synaemops sp2
13.13 816.16trait value
length=2.811
Figura 2.
152
Misumenops sp5Misumenops sp20Misumenops sp19Misumenops sp21Misumenops pallensMisumenops sp4Misumenops sp18Misumenops sp15Misumenops pallidusMisumenops sp13Misumenops sp12Misumenops sp16Misumenops sp14Misumenops sp17Misumenops sp62Misumenops sp44Metadiaea sp1Misumenops sp43Misumenops sp42Synema spMisumenops sp3Metadiaea spMetadiaea sp2Metadiaea sp14Metadiaea sp5Metadiaea sp6Metadiaea sp3Metadieae sp13Metadiaea sp8Metadiaea sp7Misumenops callinurusMisumenops sp58Metadiaea sp4Metadieae sp12Metadieae sp10Metadieae sp11Metadieae sp9Misumenops sp26Misumenops sp1Misumenops sp25Misumenops sp39Misumenops sp36Misumenops sp40Misumenops sp38Misumenops sp37Misumenops sp63Misumenops sp59Misumenops sp32Misumenops sp24Misumenops sp41Misumenops 8Misumenops sp35Misumenops argenteusMisumenops sp27Misumenops sp34Misumenops sp31Misumenops sp30Misumenops sp28Misumenops sp33Misumenops sp29Misumenops sp7Strophius spMisumenops sp50Misumenops sp49Misumenops sp51Misumenops sp9Misumenops sp52Misumenops sp54Misumenops sp48Misumenops sp57Misumenops sp11Misumenops sp56Misumenops sp55Misumena vatia95SydmellamultisplunosaMisumenops sp53Misumenops sp23Misumenops sp22Misumenops sp10Misumenops malicuparssusMisumenoide sp6Misumenoide sp4Misumenops sp64Misumenoide sp7Misumenoide sp8Misumenoide sp5Misumenoide sp9Misumenops sp60Misumenops sp45Misumenops sp6Misumenops sp46Misumenops sp47Misumenoide sp10Misumenoide sp11Misumenoide sp12Misumenoide sp3Misumenoide sp1Misumenoide sp2Stephanopoide spStephanopoide simoniEpicadus sp6Epicadus heterogasterEpicadus sp3Epicadus planusEpicadinus spEpicadus sp5Epicadus sp2Epicadus sp1Epicadus sp4Epicadus sp7Onoculus episcopusTobias spSydmella sp4Epicadus rubripesSydmella sp3Onoculus spAscentroscelus sp2Tmarus sp8Tmarus sp1Tmarus sp14Tmarus sp9Tmarus sp12Tmarus sp10Tmarus sp11Tmarus variatusMisumenops sp61Tmarus sp13Tmarus sp15Tmarus sp2Tmarus sp4Tmarus sp5Tmarus sp7Tmarus sp16Tmarus sp3Misumenops sp2Tmarus sp6Ascentroscelus spAscentroscelus sp3Synaemops sp1Synaemops sp2
Misumenops sp5Misumenops sp20Misumenops sp19Misumenops sp21Misumenops pallensMisumenops sp4Misumenops sp18Misumenops sp15Misumenops pallidusMisumenops sp13Misumenops sp12Misumenops sp16Misumenops sp14Misumenops sp17Misumenops sp62Misumenops sp44Metadiaea sp1Misumenops sp43Misumenops sp42Synema spMisumenops sp3Metadiaea spMetadiaea sp2Metadiaea sp14Metadiaea sp5Metadiaea sp6Metadiaea sp3Metadieae sp13Metadiaea sp8Metadiaea sp7Misumenops callinurusMisumenops sp58Metadiaea sp4Metadieae sp12Metadieae sp10Metadieae sp11Metadieae sp9Misumenops sp26Misumenops sp1Misumenops sp25Misumenops sp39Misumenops sp36Misumenops sp40Misumenops sp38Misumenops sp37Misumenops sp63Misumenops sp59Misumenops sp32Misumenops sp24Misumenops sp41Misumenops 8Misumenops sp35Misumenops argenteusMisumenops sp27Misumenops sp34Misumenops sp31Misumenops sp30Misumenops sp28Misumenops sp33Misumenops sp29Misumenops sp7Strophius spMisumenops sp50Misumenops sp49Misumenops sp51Misumenops sp9Misumenops sp52Misumenops sp54Misumenops sp48Misumenops sp57Misumenops sp11Misumenops sp56Misumenops sp55Misumena vatia95SydmellamultisplunosaMisumenops sp53Misumenops sp23Misumenops sp22Misumenops sp10Misumenops malicuparssusMisumenoide sp6Misumenoide sp4Misumenops sp64Misumenoide sp7Misumenoide sp8Misumenoide sp5Misumenoide sp9Misumenops sp60Misumenops sp45Misumenops sp6Misumenops sp46Misumenops sp47Misumenoide sp10Misumenoide sp11Misumenoide sp12Misumenoide sp3Misumenoide sp1Misumenoide sp2Stephanopoide spStephanopoide simoniEpicadus sp6Epicadus heterogasterEpicadus sp3Epicadus planusEpicadinus spEpicadus sp5Epicadus sp2Epicadus sp1Epicadus sp4Epicadus sp7Onoculus episcopusTobias spSydmella sp4Epicadus rubripesSydmella sp3Onoculus spAscentroscelus sp2Tmarus sp8Tmarus sp1Tmarus sp14Tmarus sp9Tmarus sp12Tmarus sp10Tmarus sp11Tmarus variatusMisumenops sp61Tmarus sp13Tmarus sp15Tmarus sp2Tmarus sp4Tmarus sp5Tmarus sp7Tmarus sp16Tmarus sp3Misumenops sp2Tmarus sp6Ascentroscelus spAscentroscelus sp3Synaemops sp1Synaemops sp2
11.48 38.61trait value
length=2.811
Figura 3.
153
Epicadus sp.
Misumenoides sp.
Metadieae sp.
Sidymella sp.
Misumenops sp.
Tmarus sp.
Tempo (m.a.)
Inte
nsi
dad
e do f
enóti
po
(u
.a.)
Epicadus sp.
Misumenops sp.
Metadieae sp.
Misumenoides sp.
Sidymella sp.
Tmarus sp.
B) Reflectância
Figura 4.
A) Fluorescência
154
Apêndice 1. Estimativa filogenética com os principais representantes de cada gênero de
Thomisidae Neotropical para o gene Histona. A árvore foi estimada pelo método de
Verossimilhança Máxima com modelo de melhor ajuste (HKY) escolhido pelo Critério de
informação de Akaike com o uso do programa MEGA 6.1. Três espécies externas
pertencentes à família Philodromidae foram incluídas como grupos externos como adotado
por Benjamin et al. (2008) na filogenia de Thomisidae. Os números nos ramos indicam
valores de bootstrap superiores a 50% utilizando 1.000 réplicas.
Metadiaea_sp11
Misumenops__callinurus
Metadiaea_sp8
Strophius_sp
Synema_sp
Misumenops_malicuparssus
Misumenops_sp11
Misumenops_pallens
Misumenops_pallidus
Misumenoide_sp1
Ascentroscelus_sp
Ascentroscelus_sp2
Tmarus_angulatus
Tmarus_variatus
Tmarus_sp9
Stephanopoide_sp
Stephanopoide_simoni
Sydmella_sp4
Sydmella_sp3
Stephanopis_sp
Tobias_sp
Onoculus_episcopus
Epicadus_sp5
Epicadinus_sp
Pagiopalus_nigriventris
Proernus_stigmaticus
Philodromus_sp.
74
97
44
43
30
34
94
58
83
85
60
74
76
70
98
99
65
98
59
79
62
82
100
73
100
Metadiaea_sp11
Misumenops__callinurus
Metadiaea_sp8
Strophius_sp
Synema_sp
Misumenops_malicuparssus
Misumenops_sp11
Misumenops_pallens
Misumenops_pallidus
Misumenoide_sp1
Ascentroscelus_sp
Ascentroscelus_sp2
Tmarus_angulatus
Tmarus_variatus
Tmarus_sp9
Stephanopoide_sp
Stephanopoide_simoni
Sydmella_sp4
Sydmella_sp3
Stephanopis_sp
Tobias_sp
Onoculus_episcopus
Epicadus_sp5
Epicadinus_sp
Pagiopalus_nigriventris
Proernus_stigmaticus
Philodromus_sp.
74
97
44
43
30
34
94
58
83
85
60
74
76
70
98
99
65
98
59
79
62
82
100
73
100
Metadiaea_sp11
Misumenops__callinurus
Metadiaea_sp8
Strophius_sp
Synema_sp
Misumenops_malicuparssus
Misumenops_sp11
Misumenops_pallens
Misumenops_pallidus
Misumenoide_sp1
Ascentroscelus_sp
Ascentroscelus_sp2
Tmarus_angulatus
Tmarus_variatus
Tmarus_sp9
Stephanopoide_sp
Stephanopoide_simoni
Sydmella_sp4
Sydmella_sp3
Stephanopis_sp
Tobias_sp
Onoculus_episcopus
Epicadus_sp5
Epicadinus_sp
Pagiopalus_nigriventris
Proernus_stigmaticus
Philodromus_sp.
74
97
44
43
30
34
94
58
83
85
60
74
76
70
98
99
65
98
59
79
62
82
100
73
100
Metadiaea_sp11
Misumenops__callinurus
Metadiaea_sp8
Strophius_sp
Synema_sp
Misumenops_malicuparssus
Misumenops_sp11
Misumenops_pallens
Misumenops_pallidus
Misumenoide_sp1
Ascentroscelus_sp
Ascentroscelus_sp2
Tmarus_angulatus
Tmarus_variatus
Tmarus_sp9
Stephanopoide_sp
Stephanopoide_simoni
Sydmella_sp4
Sydmella_sp3
Stephanopis_sp
Tobias_sp
Onoculus_episcopus
Epicadus_sp5
Epicadinus_sp
Pagiopalus_nigriventris
Proernus_stigmaticus
Philodromus_sp.
74
97
44
43
30
34
94
58
83
85
60
74
76
70
98
99
65
98
59
79
62
82
100
73
100
155
Apêndice 2. Estimativa filogenética com os principais representantes de cada gênero de Thomisidae
Neotropical para o gene COI. A árvore foi estimada pelo método de Verossimilhança Máxima com
modelo de melhor ajuste (GTR+G) escolhido pelo Critério de informação de Akaike com o uso do
programa MEGA 6.1. Três espécies externas pertencentes à família Philodromidae foram incluídas como
grupos externos como adotado por Benjamin et al. (2008) na filogenia de Thomisidae. Os números nos
ramos indicam valores de bootstrap superiores a 50% utilizando 1.000 réplicas.
Metadiaea_sp8
Misumenops_ callinurus
Metadiaea_sp11
Synema_sp
Misumenops_sp11
Misumenops_pallidus
Epicadus_rubripes
Epicadus_sp5
Epicadus_heterogaster
Epicadus_sp6
Ascentroscelus_sp2
Tmarus_variatus
Tmarus_sp9
Philodromus sp.
Pagiopalus nigriventris
Proernus stigmaticus
99
99
64
81
58
100
98
44
52
98
100
85
100
0.05
156
Apêndice 3. Estimativa filogenética com os principais representantes de cada gênero de Thomisidae
Neotropical para o gene 16S. A árvore foi estimada pelo método de Verossimilhança Máxima com
modelo de melhor ajuste (GTR+G) escolhido pelo Critério de informação de Akaike com o uso do
programa MEGA 6.1. Três espécies externas pertencentes à família Philodromidae foram incluídas como
grupos externos como adotado por Benjamin et al. (2008) na filogenia de Thomisidae. Os números nos
ramos indicam valores de bootstrap superiores a 50% utilizando 1.000 réplicas.
Metadiaea_sp8
Misumenops__callinurus
Metadiaea_sp11
Synema_sp
Strophius_sp
Misumenops_sp11
Misumenops_pallens
Misumenoide_sp1
Ascentroscelus_sp
Tmarus_variatus
Stephanopoide_sp
Stephanopoide_simoni
Epicadus_sp7
Epicadus_sp5
Epicadus_planus
Epicadus_heterogaster
Epicadus_sp6
Pagiopalus_nigriventris
Proernus_stigmaticus
Philodromus_sp.
86
99
61
62
19
24
43
55
94
100
44
88
99
100
41
100
0.05
Metadiaea_sp11
Misumenops__callinurus
Metadiaea_sp8
Strophius_sp
Synema_sp
Misumenops_malicuparssus
Misumenops_sp11
Misumenops_pallens
Misumenops_pallidus
Misumenoide_sp1
Ascentroscelus_sp
Ascentroscelus_sp2
Tmarus_angulatus
Tmarus_variatus
Tmarus_sp9
Stephanopoide_sp
Stephanopoide_simoni
Sydmella_sp4
Sydmella_sp3
Stephanopis_sp
Tobias_sp
Onoculus_episcopus
Epicadus_sp5
Epicadinus_sp
Pagiopalus_nigriventris
Proernus_stigmaticus
Philodromus_sp.
74
97
44
43
30
34
94
58
83
85
60
74
76
70
98
99
65
98
59
79
62
82
100
73
100
Metadiaea_sp11
Misumenops__callinurus
Metadiaea_sp8
Strophius_sp
Synema_sp
Misumenops_malicuparssus
Misumenops_sp11
Misumenops_pallens
Misumenops_pallidus
Misumenoide_sp1
Ascentroscelus_sp
Ascentroscelus_sp2
Tmarus_angulatus
Tmarus_variatus
Tmarus_sp9
Stephanopoide_sp
Stephanopoide_simoni
Sydmella_sp4
Sydmella_sp3
Stephanopis_sp
Tobias_sp
Onoculus_episcopus
Epicadus_sp5
Epicadinus_sp
Pagiopalus_nigriventris
Proernus_stigmaticus
Philodromus_sp.
74
97
44
43
30
34
94
58
83
85
60
74
76
70
98
99
65
98
59
79
62
82
100
73
100
Metadiaea_sp11
Misumenops__callinurus
Metadiaea_sp8
Strophius_sp
Synema_sp
Misumenops_malicuparssus
Misumenops_sp11
Misumenops_pallens
Misumenops_pallidus
Misumenoide_sp1
Ascentroscelus_sp
Ascentroscelus_sp2
Tmarus_angulatus
Tmarus_variatus
Tmarus_sp9
Stephanopoide_sp
Stephanopoide_simoni
Sydmella_sp4
Sydmella_sp3
Stephanopis_sp
Tobias_sp
Onoculus_episcopus
Epicadus_sp5
Epicadinus_sp
Pagiopalus_nigriventris
Proernus_stigmaticus
Philodromus_sp.
74
97
44
43
30
34
94
58
83
85
60
74
76
70
98
99
65
98
59
79
62
82
100
73
100
157
Apêndice 4. Thomisidae ocupando diferentes regiões espaciais das flores (A) Misumenops argenteus
em brácteas, (B) Misumenops sp. 35 na porção central da unidade floral que apresenta coloração
distinta da porção periférica, (C) Misumenoides sp. 11 próximo as brácteas, (D) Misumenoides sp.10
em brácteas. Crédito das fotos: (A) P.A.P. Antiqueira, (B) C. Vieira, (C) A.R. Manzotti, (D) T. Postali
A B
C D
158
SÍNTESE
Papel da coloração na escolha do substrato e reconhecimento de presas
Neste estudo nós demonstramos que coloração tem um papel importante e
fundamental na escolha de sítios de forrageio e reconhecimento de presas e potenciais
predadores em diferentes espécies de Thomisidae Neotropicais. A coloração das aranhas
influencia no tipo de substrato que elas escolhem para forragear. Aranhas mais claras
preferem forragear em substratos com maiores intensidade de cor ou cores em que elas
possam intensificar sua sinalização para atração de presas (Epicadus heterogaster), ao
passo que, aranhas mais escuras preferem substratos com menores intensidades de cor.
Na visão de Hymenoptera, nós demonstramos que a coloração está relacionada com
cripticidade apenas quando exibida em elevada intensidade e a estratégia de cripsia não
apresenta vantagem no reconhecimento pelas presas em aranhas que habitam flores. Vimos
que a resposta dos visitantes florais não é uniforme diante as diferentes aranhas que exibem
estratégias de forrageio distintas. As aranhas com menores intensidades de cor são mais
facilmente reconhecidas e evitadas por visitantes florais quando comparadas a aranhas que
tem habilidade de combinar a coloração corporal com a coloração das flores. Dessa forma,
concluímos que a intensidade da coloração parece ter um papel crucial na variação de
respostas comportamentais em insetos que vistam flores com aranhas da família
Thomisidae.
159
A evolução da cor
Além da função ecológica da cor nós buscamos compreender como evolui a
coloração em Thomisidae e buscamos compreender se a evolução dessas características
está relacionada à estratégia de forrageio dentro dessa família.
Thomisidae é uma família que divergiu recentemente e o tempo de divergência entre
táxons filogeneticamente próximos aparenta ser menor que entre táxons filogeneticamente
distantes. Nós demostramos que emissão de fluorescência e reflexão de UV é variável entre
os táxons e evoluem de forma não correlacionada, entretanto uma topologia é conservada
em organismos que compartilham o mesmo tipo de substrato de forrageio. A similaridade
ecológica das características fenotípicas entre duas espécies que compartilham o mesmo
ancestral comum mais recente está fortemente relacionada ao tipo de substrato de escolha
por Thomisidae.
Em conclusão sugerimos que a função ecológica de emissão de fluorescência e
reflexão de UV está associada fortemente com a história de vida dos tomisídeos. Em um
contexto evolutivo, o tipo de substrato parece estar modulando mais a historia de vida dos
organismos que algumas características fenotípicas. Os componentes do sistema visitante
floral-aranha-substrato parecem interagir e determinar como evoluem as características
ecológicas na família Thomisidae.