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REPUBLICA BOLIVARIANA DE VENEZUELA UNIVERSIDAD DEL ZULIA
FACULTAD DE INGENIERÍA DIVISIÓN DE POSTGRADO
PROGRAMA DE POSTGRADO EN INGENIERÍA QUÍMICA
DETERMINACIÓN DE LAS CONSTANTES CINÉTICAS DEL SISTEMA DE LAGUNAS DE ESTABILIZACIÓN DE
LUZ
Trabajo de Grado presentado ante la Ilustre Universidad del Zulia para optar al grado Académico de
MAGÍSTER SCIENTIARUM EN INGENIERÍA QUÍMICA
Autor: ING. CARLA V. ZAMBRANO D. Tutor: Dra. Nibis Bracho
53
Maracaibo, Octubre 2007
APROBACIÓN
Este jurado aprueba el Trabajo de Grado titulado DETERMINACIÓN DE LAS CONSTANTES CINÉTICAS DEL SISTEMA DE LAGUNAS DE ESTABILIZACIÓN DE LUZ que la Ing. Carla V. Zambrano D., C.I.: 15.559.208 presenta ante el Consejo Técnico de la división de Postgrado de la Facultad de ingeniería en cumplimiento del Artículo 51, Parágrafo 51.6 de la Sección Segunda del Reglamento de Estudios para Graduados de la Universidad del Zulia, como requisito para optar al Grado Académico de
MAGISTER SCIENTIARUM EN INGENIERÍA QUÍMICA
___________________________
Coordinadora del Jurado Nibis Bracho
C.I. 5.170.332
___________________________ ___________________________ Edixón Gutiérrez Jorge Sánchez C.I.4.517.455 C.I. 4.517.428
_________________________________ Directora de la División de Postgrado
Gisela Páez
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Ing. Zambrano D., Carla V. “DETERMINACIÓN DE LAS CONSTANTES CINÉTICAS DEL SISTEMA DE LAGUNAS DE ESTABILIZACIÓN DE LUZ”. Trabajo de Grado para optar al título de Magíster Scientiarum en Ingeniería Química. Universidad del Zulia. Programa de Ingeniería Química. Maracaibo, Tutor: Dra. Bracho, Nibis.
RESUMEN Esta investigación tiene como objetivos determinar la constante cinética de desaparición de los coliformes fecales (k) a escala real (lagunas de estabilización de la Universidad del Zulia) y a escala de laboratorio, así como determinar el tiempo de estabilización de la laguna facultativa A1, después de su completo llenado. Para hallar k a escala de laboratorio, se efectuaron seis experimentos por carga por duplicado para diferentes tiempos de exposición a la luz: 24h, 14h, 12h, 10h y ausencia de luz; mientras que a escala real, se realizó un experimento por carga dentro de la laguna de maduración A2, tomándose muestras por 5 días consecutivos en ambos casos y midiéndose en sitio el pH, oxígeno disuelto y temperatura. Las lagunas A1 y A2, se evaluaron durante su llenado en cuatro puntos internos, analizándose: pH, sólidos suspendidos totales, nitrógeno total, fósforo total, temperatura, coliformes fecales y clorofila (estos dos últimos solo en dos de los cuatro puntos). Adicionalmente se midieron en la laguna A1 demanda bioquímica de oxígeno (DBO5-20) y demanda química de oxígeno (DQO) total y soluble. A escala real k=7.66día-1 para un Tprom= 32.35°C y a escala de laboratorio k=3.37día-1 para T=25.60°C con una exposición a la luz de 12h (similar a la escala real), determinándose con ello el modelo para predecir la k y observándose la influencia de la temperatura. Para la condición de ausencia de luz y 12h de luz, se registró una remoción de 85.62% y 98.10%, respectivamente. La diferencia de 13.88% se le atribuye a la luz y el resto al tiempo de retención, donde ocurren los mecanismos de agotamiento de nutrientes y predacción. Se demostró que la laguna facultativa se estabilizó inmediatamente después de su llenado, alcanzándose una remoción de hasta 88.51% y 85.24% para DBO5-20 y DQO, respectivamente; bajo un patrón de flujo de mezcla completa. Palabras Claves: Constante Cinética, Lagunas de Estabilización, Remoción de Carga Orgánica, Coliformes Fecales.
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Eng. Zambrano D., Carla V. “DETERMINATION OF THE KINETIC CONSTANTS OF THE SYSTEM OF LAGOONS OF STABILIZATION OF LUZ”. Work of Degree to choose to the title of Master Scientiarum in Chemical Engineering. University of Zulia. Program of Chemical Engineering. Maracaibo, Tutor: Dra. Bracho, Nibis.
ABSTRACT The main objectives of this research are focused on determined the kinetic disappearance constant of the fecael coliforms (k) on real scale (lagoons of stabilization of the University of Zulia) and lab scale also, as well as determine the stabilization time of the facultative lagoon A1, after it’s been the complete filling. To find the k, six batch by duplicate experiments on lab scale were made, for different times of exhibition to the light: 24h, 14h, 12h, 10h y 0h. While on real scale just one batch experiment was made on the maturation lagoon A2 taking samples by 5 consecutives days on both cases, and checking it self on site the pH, OD and temperature. The lagoons A1 and A2, were evaluated during their filling in four internal points, analyzing itself: pH, total suspended solids (SST), total nitrogen (N2), total phosphorus (P2), T, CF and chlorophyll (these two last one single in two of the four points). Additionally it was made in the A1 lagoon it demands total and soluble oxygen biochemistry (DBO5-20) and demands total and soluble oxygen chemistry (DQO) total and soluble. On real scale k was of 7.66día-1 for a Tprom= 32.35°C and on scale of laboratory k=3.37día-1 for T=25.60°C with a exhibition to the light of 12h (similar to the real scale), determining on that the model to predict k and being observed the influence of temperature. For the condition of absents of light and 12h of light, a removal of 85.62% and 98.10% was registered respectively. The difference of 13.88% attributes to the light and the rest to him to the time of retention, where the mechanisms of exhaustion of nutrients and predaccion happen. One demonstrated that the facultative lagoon immediately becomes stabilized after its filling, being reached a removal up to 88.51% and 85.24% after DBO5-20 and DQO, respectively under a pattern of flow of complete mixture. Key words: Kinetic constant, Lagoons of Stabilization, Removal of Laid-down Load, Coliformes Fecael.
56
DEDICATORIA
A Dios, por haberme dado la oportunidad de vivir y hacerme sentir lo
hermosa que es la vida. Una vez más me has demostrado que existes.
A papi y a mami, son mi mejor ejemplo. Cada día me demuestran que
luchando y esforzándose al máximo se puede conseguir todo cuanto se quiere
en esta vida. Los quiero mucho.
A mis hermanos, a los cuales les demuestro una vez más que con
empeño, esfuerzo y dedicación se pueden lograr las cosas. Todo cuanto se
propongan lo pueden hacer, solo es cuestión de querer.
A papi H., me has enseñado que con honestidad y constancia podemos
alcanzar nuestras metas. Mami E., con tu amor y cariño me has enseñado que
al dar sin esperar recibir, se puede ser muy feliz. Ata, tus palabras llenas de
ternura muchas veces me han hecho ver las cosas tal como son y me han
enseñado. Los quiero mucho.
A ti mivi, le agradezco a la vida que me haya permitido conocerte.
Gracias por haberme dado un motivo para seguir, por ser quien eres y ser parte
de mí, por enseñarme lo grande que es amar a quien te ama. Porque el amor
verdadero no se conoce por lo que se exige sino por lo que se ofrece. Te amo.
57
AGRADECIMIENTO
Le agradezco a todas y cada una de las personas que colaboraron para
realizar esta investigación. Muchas gracias.
58
TABLA DE CONTENIDO
Pág.
RESÚMEN 4
ABSTRACT 5
DEDICATORIA 6
AGRADECIMIENTO 7
TABLA DE CONTENIDO 8
INDICE DE TABLAS 10
INDICE DE FIGURAS 13
INTRODUCCIÓN 15
CAPÍTULO I. REVISIÓN BIBLIOGRAFÍCA 18
1.1. Antecedentes 18
1.2. Bases Teóricas 21
1.2.1. Lagunas de Estabilización 21
1.2.2. Clasificación de las Lagunas de Estabilización y sus
Procesos 23
1.2.2.1. Lagunas Facultativas 24
1.2.2.2. Lagunas de Maduración 27
1.2.3. Remoción de Patógenos 29
1.2.4. Factores que Influyen en la Remoción de Patógenos 34
CAPÍTULO II. MARCO METODOLÓGICO 37
2.1. Área en Estudio 37
2.2. Materiales y Métodos 39
2.2.1. Rutina del Monitoreo para el Trabajo de Campo 40
2.2.1.1. Descripción del Sistema 40
2.2.1.2. Metodología de Campo 41
2.2.1.2.1. Etapa A y B 42
2.2.1.2.1. Etapa C 44
2.2.2. Experimento por Carga 47
2.2.2.1. Escala Real 47
59
2.2.2.2. Escala de Laboratorio 49
CAPÍTULO III. RESULTADOS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS 52
3.1. Parámetros Fisicoquímicos Tomados en Sitio en las Etapas A
y B 52
3.1.1. Caudal (Q) 52
3.1.2. pH, Oxígeno Disuelto (OD) y Temperatura (T) 52
3.1.3. Remoción de Carga Orgánica. Demanda Bioquímica de
Oxígeno (DBO5-20) y Demanda Química de Oxígeno (DQO) 59
3.1.4. Sólidos Suspendidos Totales (SST) 61
3.1.5. Remoción de Nutrientes. Nitrógeno Total Kjeldahl (N) y
Fósforo Total (P) 63
3.2. Análisis Microbiológicos en las Etapas A y B 67
3.2.1. Clorofila 67
3.2.2. Constante Cinética de Desaparición de los Coliformes
Fecales (k) 67
3.3. Parámetros Fisicoquímicos y Microbiológicos Analizados en el
experimento por carga (escala real y de laboratorio) 70
3.3.1. pH, Oxigeno Disuelto (OD) y Temperatura (T) 70
3.3.2. Constante Cinética de Desaparición de los Coliformes
Fecales (k) 73
CAPÍTULO IV. CONCLUSIONES 83
CAPÍTULO V. RECOMENDACIONES 85
REFERENCIAS BIBLIOGRAFÍCAS 86
60
INDICE DE TABLAS
Tabla
Página
1 Eficiencia de Remoción de DBO5-20 y DQO en Sistemas Basados
en Lagunas de Estabilización 22
2 Eficiencia de Remoción de Patógenos y Parámetros
Convencionales para Varios Procesos 30
3
US-EPA/USAID. Normas para la Reutilización Agrícola de las
Aguas Residuales (Adaptadas de las Normas dadas para la
Reutilización del Agua1 (US-EPA/USAID, 1992))
31
4
Números bacterianos y virales del medio geométrico por 100ml en
aguas residuales crudas y los efluentes de cinco lagunas en la
serie de estabilización del noreste de Brasil a 26°C
32
5 Normas para el Uso Agrícola de las Aguas Residuales Tratadasa
(1) 33
6 Tiempo de Retención Promedio de las Lagunas 38
7 Parámetros medidos en sitio y su método de análisis 45
8 Métodos de análisis fisicoquímicos (APHA, 2000) 46
9 Métodos de análisis microbiológicos 47
10 pH en los puntos internos de la laguna facultativa (A1) y de la
laguna de maduración (A2) 53
11 Concentraciones de OD en los puntos internos de la laguna
facultativa (A1) y de la laguna de maduración (A2) 55
12 Temperaturas en los puntos internos de la laguna facultativa (A1) y
de la laguna de maduración (A2) 55
13 pH promedios a la entrada y salida de las lagunas facultativa (A1) y
de maduración (A2) 56
14 Concentraciones promedios de OD a la entrada y salida de las
lagunas facultativa (A1) y de maduración (A2) 56
15 Temperaturas promedios a la entrada y salida de las lagunas 56
61
facultativa (A1) y de maduración (A2)
16 Concentraciones de DBO5-20 y DBO5-20soluble en la laguna facultativa
(A1) en los puntos P1, P2, P3 y P4 59
17 Concentraciones de DQO y DQOsoluble en la laguna facultativa (A1)
en los puntos P1, P2, P3 y P4 60
18 Porcentaje de remoción de DBO5-20 de la laguna facultativa (A1)
después de su completo llenado 60
19 Porcentaje de remoción de DQO de la laguna facultativa (A1)
después de su completo llenado 61
20 Concentraciones de N en los puntos internos de la laguna
facultativa (A1) y de la laguna de maduración (A2) 64
21 Concentraciones de P en los puntos internos de la laguna
facultativa (A1) y de la laguna de maduración (A2) 64
22 Concentraciones de N y P a la entrada y salida de las lagunas
facultativa (A1) y de maduración (A2) 66
23 Concentración de clorofila en los puntos P1 y P4 de la laguna
facultativa (A1) 67
24 Concentración de coliformes fecales en la entrada de la laguna
facultativa (A1) 68
25 Concentración de coliformes fecales en los puntos internos P1 y P4
de la laguna facultativa (A1) 68
26 pH en el experimento por carga a escala real 70
27 pH en el experimento por carga a escala de laboratorio 71
28 Concentraciones de OD en el experimento por carga a escala real 71
29 Concentración de OD en el experimento por carga a escala de
laboratorio 72
30 Temperaturas en el experimento por carga a escala real 72
31 Temperaturas en el experimento por carga a escala de laboratorio 73
32 Concentración de coliformes fecales en el experimento por carga a
escala real para las 10:00a.m., 1:00p.m. y 3:00p.m. 74
33 Concentración de coliformes fecales en el experimento por carga a 76
62
escala de laboratorio para 24h, 14h, 12h, 10h y ausencia de luz.
34 Constante cinética de desaparición de los coliformes fecales (k)
para el experimento por carga a escala de laboratorio 77
35 Porcentaje de remoción por día de muestreo para el experimento
por carga a escala real 78
36 Porcentaje de remoción para el experimento por carga a escala de
laboratorio 78
37 Coeficientes de reducción bacteriana, k (día-1) 80
63
INDICE DE FIGURAS
Figura Página
1 Interacción de las bacterias y algas en las zonas aeróbicas y anaeróbicas en una laguna facultativa. 26
2 Fotografía aérea de las lagunas de estabilización de LUZ 37 3 Sistema de Estabilización de Aguas Residuales de LUZ 39 4 Dimensiones de las lagunas de estabilización de LUZ 40 5 Serie A de las lagunas de estabilización de LUZ 41
6 Entrada del Agua Cruda a la serie A de las lagunas de estabilización de LUZ 41
7 Laguna Facultativa A1 42 8 Laguna de Maduración A2 43 9 Corte longitudinal A-A en los puntos de monitoreo 43 10 Corte longitudinal B-B en los puntos de monitoreo 44 11 Reactor por carga 48 12 Reactor por carga lleno con agua de la alimentación 48
13 Toma de muestras del reactor por carga lleno con agua de la alimentación 49
14 Ensayos por duplicado 50 15 Reactores por carga con lámparas fluorescente 50 16 Reactores por carga forrados con bolsas negras 51 17 Toma de muestra de los reactores por carga 51 18 pH, OD y T en las laguna facultativa (A1) 58 19 pH, OD y T en las laguna de maduración (A2) 58
20 Concentración de SST en la laguna facultativa (A1) en los puntos P1, P2, P3 y P4
61
21 Concentración de SST en la laguna de maduración (A2) en los puntos P5, P6, P7 y P8.
62
22 Concentración de los coliformes fecales en los puntos internos P1 y P4 de la laguna facultativa (A1)
69
23 Concentración de los coliformes fecales para el experimento por carga a escala real 74
24 Concentración de los coliformes fecales para el experimento por carga a escala de laboratorio 77
64
INTRODUCCIÓN
En los países de América Latina los problemas de contaminación por
bacterias patógenas de origen fecal son los más agudos. Los agravantes son la
falta de tecnología para el control del problema y en muchos casos la falta de
recursos financieros para adquirirla, aplicarla o mantenerla. Las enfermedades
infecciosas transmitidas por el agua se asocian con la contaminación de la
misma por heces. De lo anterior resulta la importancia de llevar a cabo
proyectos de investigación y desarrollar tecnologías adecuadas para una rápida
identificación, así como estudios de calidad bacteriológica del agua para
prevenir las enfermedades de origen hídrico.
La importancia de las características del agua residual afluente al
proceso de depuración esta siendo investigada desde mediados de los años
1980, con el fin de determinar su idoneidad para obtener la calidad buscada en
el efluente y como exigencia para el control, la optimización y el desarrollo de
nuevos procesos de tratamientos. Marais (1983) y Randall (1992) indicaron que
es posible predecir de forma razonable las concentraciones de nitrógeno y de
fósforo en el efluente, si se consigue caracterizar suficientemente el agua
residual afluente. Janssen (1994) señaló que una composición adecuada del
agua residual, es un prerrequisito para el buen funcionamiento de un proceso
de eliminación biológica de nutrientes. Según Jenkins (1993), puede
considerarse que un agua residual contiene los nutrientes necesarios cuando
su relación DBO5/N/P es como mínimo 100/5/1.
El tratamiento convencional de aguas residuales urbanas tiene como
objetivo la biodegradación de la materia orgánica presente en el afluente, a
partir de un tratamiento preliminar de tipo físico y un proceso de depuración
biológico en el tratamiento secundario. En el tratamiento biológico o secundario
se produce la asimilación de la materia orgánica a partir de un proceso de
biofloculación y metabolización de nutrientes (nitrógeno y fósforo), en el que
65
interviene un cultivo microbiológico constituido principalmente por bacterias,
que se encuentran especificadas por parámetros operacionales (grado de
oxigenación, tiempo de retención, temperatura, etc.)
Dentro de este sistema, donde el oxígeno es el principal parámetro que
contribuye a la disminución de los residuos orgánicos, las bacterias son las
verdaderas responsables de la estabilización de la materia orgánica (Glaser,
1988). Los microorganismos favorecidos por el ambiente local se reproducen
pero disminuyen en sus poblaciones cuando cambian las características del
afluente, las condiciones ambientales y/o las operacionales. Probablemente,
existen distintos microorganismos que bajo condiciones adecuadas, pueden
oxidar cualquier sustancia que teóricamente puede ser oxidada (Gale, 1952).
De la misma forma, en los tratamientos biológicos se aprovecha la capacidad
colectiva de los microorganismos para degradar la amplia variedad de
materiales orgánicos (Stainer, 1996).
La eliminación de fósforo se consigue mediante la selección natural de
bacterias especializadas. En la zona anaeróbica se desarrollan bacterias
capaces de liberar ciertas cantidades de fósforo (15 a 30 mg/l) de la biomasa
(HRSD, 1991), a la vez se consume una porción de materia orgánica soluble
fácilmente biodegradable (Sedlak, 1991; Muyima, 1997). En la zona aeróbica
estas bacterias metabolizan los compuestos orgánicos almacenados durante la
fase anterior, utilizándolos como fuente de energía y de carbono para el
crecimiento celular y para la acumulación de polisfosfatos a partir de los
ortofosfatos disponibles en el líquido de mezcla.
La eliminación biológica del nitrógeno se consigue por dos procesos
sucesivos, la nitrificación y la desnitrificación. En la nitrificación, el amoniaco es
oxidado a nitritos y a nitratos en condiciones aeróbicas. Durante la
desnitrificación, y en condiciones anóxicas los nitratos y los nitritos son
utilizados por las bacterias heterótrofas facultativas como aceptores finales de
electrones para la respiración celular. El resultado final de estos procesos es la
66
producción de nitrógeno gas que se escapa a la atmósfera, así como el
consumo de carbono orgánico biodegradable (Aravinthan, 2000; Drysdale,
2000). El agua residual afluente debe contener suficiente carbono orgánico
para permitir la desnitrificación y establecer una población de bacterias capaz
de realizar la eliminación biológica del carbono (Brinch, 1994).
La finalidad de este proyecto, es aportar mejoras al tratamiento en
lagunas de estabilización del agua residual y determinar el valor de la
constante cinética bajo las condiciones ambientales de la región zuliana,
especificando los parámetros que influyen de forma directa en el tratamiento
óptimo del agua residual y a su vez proporcionar a los ingenieros herramientas
para mejorar la eficiencia de las lagunas de estabilización.
67
CAPÍTULO I MARCO TEÓRICO
1.1. ANTECEDENTES
Se han realizado estudios basados en los efectos de la temperatura y
radiación solar, así como otros que se enfocan en el decaimiento bacteriano.
Marais (1974), encontró que la temperatura es un factor importante en la
muerte de las bacterias, expresando la constante cinética con la ecuación 1.
( ) 2019.16.2 −= TTk (1)
Donde;
kT: Constante cinética de desaparición de las bacterias (día-1)
T: Temperatura (°C)
Chick´s (1910), determinó que la cinética de la remoción de las bacterias en
un reactor por carga, es de primer orden expresado con la ecuación 2.
)(*434.0
loglog 1010
if
fiT tt
NNk
−−
=
(2)
Donde;
kT: Constante cinética de desaparición de las bacterias (día-1)
Ni: Concentración inicial de microorganismos
Nf: Concentración final de microorganismos
tf: Tiempo de retención
68
Polprasert y colaboradores (1983), tomaron en cuenta la concentración de
las algas como una influencia importante en la remoción de bacterias. La
ecuación 3, expresa lo anterior.
( ) ( ) ( )OLcsTkTe 9994.00016.10281.16351.0= (3)
Donde,
kT: Constante cinética de desaparición de las bacterias (día-1)
T: Temperatura (°C)
Cs: Concentración de algas (mg/l)
OL: Tasa de carga COD (kg COD/ha.día)
De acuerdo a Sarikaya y Saatci (1987), la constante cinética de
desaparición de las bacterias está relacionada con la intensidad de la luz solar,
expresada con la ecuación 4.
( )IkT 012.0018.0 += (4)
Donde;
kT: Constante cinética de desaparición de las bacterias (día-1)
I: Intensidad de luz (cal/cm2/h)
Saqqar y Pescod (1992), estudiaron principalmente la influencia del pH y
la temperatura en la constante cinética de desaparición de las bacterias. Tal
influencia es expresada con la ecuación 5.
( ) ( )( ) ( )( )100629 lub2052
99784.015.102.15.0 −−− −= lesoT DBOpHTke (5)
69
Donde;
kT: Constante cinética de desaparición de las bacterias (día-1)
DBO5-20soluble: Demanda bioquímica de oxígeno soluble
Von Sperling (1999), incluyó en su modelo el tiempo de retención hidráulico
quedando expresada la constante cinética con la ecuación 6.
329.0877.0971.0 −−= tmHkT (6)
Donde;
kT: Constante de desaparición de las bacterias (día-1)
H: Profundidad de la laguna (m)
tm: Tiempo de retención
Pearson (1987), señalo que el incremento de la temperatura aumenta el
decaimiento bacterial debido a que se da un aumento en la actividad
metabólica. Gloyna (1971), reportó que los predadores se multiplican
rápidamente a temperaturas altas. Curtis (1992) y otros investigadores. Han
demostrado que a un pH>9 y concentraciones de oxigeno altas, la velocidad
del decaimiento bacteriano aumenta. Curtis (1992). Determinó un modelo de
remoción de coliformes fecales en función de la intensidad de luz, oxigeno
disuelto y la radiación solar.
Una investigación reciente fue la realizada por Bracho (2003), quien
demostró que los coliformes fecales son removidos por desinfección natural
(intensidad de luz), lo cual involucra reacciones físico-químicas y biológicas que
son dominadas por el comportamiento hidráulico de la laguna (tiempo de
retención). Ambas variables deben ser obtenidas para cada localidad con la
finalidad de optimizar el diseño.
70
1.2. BASES TEÓRICAS
1.2.1. Lagunas de Estabilización
Una laguna de estabilización es una estructura simple para embalsar
aguas residuales con el objeto de mejorar sus características sanitarias. Las
mismas son construidas de profundidad que puede variar entre 1m y 5m con
tiempos de retención relativamente grandes, que pueden ser de varios días
(Metcalf y Eddy, 1991; Mara y Pearson, 1998). Los parámetros más utilizados
para evaluar el comportamiento de las lagunas y la calidad de sus efluentes
son la demanda bioquímica de oxigeno (DBO), que caracteriza la carga
orgánica y el número más probable de coliformes fecales, que caracteriza la
contaminación microbiológica, el pH, la temperatura y el Oxigeno disuelto (OD).
También tiene importancia los sólidos totales sedimentables (SST), en
suspensión (SS) y disueltos (SSD) (Rolim ,2000).
Las lagunas anaeróbicas y las facultativas tienen como función remover
carga orgánica, lo cual puede variar entre 20 y 60% para las lagunas
anaeróbicas y entre 70 y 90% para las lagunas facultativas (Mara y Pearson,
1998). En la Tabla 1 se resumen los valores reportados por algunos autores.
71
Tabla 1. Eficiencia de remoción de DBO5-20 y DQO en sistemas basados en lagunas de estabilización
Sistema Tiempo
retención (días)
Temperatura (°C)
Remoción DQO
Remoción DBO5,20
Fuente
Laguna
Anaeróbica 1 – 5 – – (50 – 70%) Mara, 1976
Laguna
Anaeróbica
(Alsamra-Amman)
5 12 – 28 – (40 – 70%) Saggar y Pescod,
1994
Laguna Anaerobia
(Brasil) 2 - 6.8 23,6 - 26,3 – (68 – 83%) Silva, 1982
2 Anaeróbicas en
Paralelo +
Facultativa +
Maduración
(Tarija-Bolivia)
44 – – 74% Rojas C.J, 1995
Anaeróbica +
Facultativa + 2
Maduración
(Brasil)
4.9 28 – 40 62% 63% Melo y Araujo, 1995
Anaeróbica +
Facultativa + 3
Maduración
(Brasil)
– – 69% 88% Silva y Colab., 1987
1 Facultativa +
2Maduración
(Centro de
Investigación del
Agua; Maracaibo-
Venezuela)
20 29 – 32 84% 90% Trujillo y Colab.,
1995
Fuente: Cárdenas C. y colaboradores (2005)
72
Otro de los objetivos de las lagunas es reducir e inactivar organismos
patógenos presentes en líquidos residuales, disminuir la DBO o la demanda
química de oxigeno (DQO) del líquido y permitir el rehúso del líquido (Yánez,
1993). Cabe destacar que las lagunas de estabilización pueden reducir
considerablemente los agentes patógenos, lo que no se cumple con los
procedimientos de tratamiento normales salvo que se desinfecte el efluente
previamente (Mara y Pearson, 1998).
Por otro lado, las lagunas presentan inconvenientes entre los cuales se
pueden mencionar los siguientes: hay pocos modelos matemáticos y
formulaciones de proyecto en comparación a la cantidad de experiencias
efectuadas, en nuestro país no se han desarrollado investigaciones para
obtener parámetros racionales de diseño, se requiere disponer de terrenos
aptos para la ejecución de la laguna, cuando el efluente contiene algas y en el
cuerpo receptor hay pocos nutrientes, las algas vegetan y tienen una pequeña
demanda de DBO que no es objetable; en cambio si no hay suficiente luz solar
se mueren y sedimentan produciendo demanda de oxigeno por respiración
endógena, entre otros.
Generalmente cuando la carga orgánica aplicada a las lagunas es baja
(<300Kg de DBO/ha/día) y la temperatura ambiental oscila entre 15 y 30°C
(siendo este el caso en estudio), en el estrato superior de las lagunas suelen
desarrollarse poblaciones de algas microscópicas que en presencia de luz
solar, producen grandes cantidades de oxigeno, haciendo que halla una alta
concentración de oxigeno disuelto. La parte inferior de la lagunas suele estar
en condiciones anaeróbicas. Por lo anteriormente descrito, es conveniente que
las lagunas trabajen bajo condiciones definidas, ya que el oxigeno es un tóxico
para las bacterias anaerobias que realizan el proceso de degradación de la
73
materia orgánica y la falta de oxigeno hace que las mismas desaparezcan y no
se realice el proceso.
1.2.2. Clasificación de las Lagunas de Estabilización y sus Procesos
Las lagunas de estabilización se clasifican en: aeróbicas, anaeróbicas,
facultativas, de maduración, aireadas facultativas, aireadas de mezcla completa
y de sedimentación. El sistema de estudio está formado por una laguna
facultativa y dos de maduración, las cuales se definen a continuación.
1.2.2.1. Lagunas Facultativas
Las lagunas facultativas pueden ser de dos tipos: lagunas
facultativas primarias que reciben aguas residuales crudas y lagunas
facultativas secundarias que reciben aguas sedimentadas de la etapa
primaria (usualmente el efluente de una laguna anaerobia). Las lagunas
facultativas son diseñadas para remoción de DBO5 con base en una
baja carga orgánica superficial que permita el desarrollo de una
población algal activa. De esta forma, las algas generan el oxígeno
requerido por las bacterias heterotróficas para remover la DBO5 soluble.
Una población saludable de algas le confiere un color verde oscuro a la
columna de agua.
Las lagunas facultativas pueden tornarse ocasionalmente rojas o
rosadas debido a la presencia de bacterias fotosintéticas púrpuras
oxidantes del sulfuro (Mara y Pearson, 1998). Este cambio en la
ecología de las lagunas facultativas ocurre debido a ligeras sobrecargas;
de esta forma, el cambio de coloración en las lagunas es un buen
74
indicador cualitativo del funcionamiento del proceso de degradación. La
concentración de algas en una laguna facultativa con funcionamiento
óptimo depende de la carga orgánica y de la temperatura, pero
frecuentemente se encuentra entre 500 a 2000 μg clorofila-a/l.
La actividad fotosintética de las algas ocasiona una variación
diurna de la concentración de oxígeno disuelto y los valores de pH.
Variables como la velocidad del viento tienen efectos importantes en el
comportamiento de la laguna facultativa, ya que se genera mezcla del
contenido de la laguna. Tal como lo señalan Mara, Alabaster, Pearson y
Mills; 1992, un buen grado de mezcla produce una distribución uniforme
de DBO5, oxígeno disuelto, bacterias y algas, y en consecuencia una
mejor estabilización del agua residual.
La oxidación en estas lagunas ocurre en una sola etapa:
(Reacción 1)
otrosNHPOOHbaccelNuevasOorgánicamateriaBacterias
++++→+ 3422 .. (R.1)
El oxígeno es producido por la fotosíntesis algal, la cual puede
ser expresada por: (Reacción 2)
LuzOOHcelulasNuevasOHCO
asA
2222
lg++→+ (R. 2)
Por otra parte, las bacterias fecales y patógenas son removidas
en este proceso debido al efecto de un ambiente hostil, afectando la
remoción factores tales como la temperatura, radiación solar y la
concentración algal.
75
En la Figura 1 se puede observar un esquema del proceso de
interacción de las bacterias y algas en las zonas aeróbicas y
anaeróbicas en una laguna facultativa, antes descrito.
Figura 1. Interacción de las bacterias y algas en las zonas aeróbicas y anaeróbicas en una laguna facultativa.
En el caso de las lagunas facultativas, existen diferentes
enfoques para su dimensionamiento. Yánez, 1993 recomienda el modelo
de flujo disperso. Sánchez y colaboradores (1999) determinaron
experimentalmente condiciones de flujo intermedias (disperso) entre flujo
76
pistón y mezcla completa en lagunas de estabilización. La ecuación que
rige a este tipo de flujo es la siguiente (Wehner y Wilhmen, 1956):
(Ecuación 7)
( ) ( ) da
da
d
eaea
aeCoCe
2222
21
11
4−
−−+= (7)
Donde;
Ce: Concentración del efluente.
Co: Concentración del afluente.
a: tdkt+1
kt: Constante cinética de desaparición de las bacterias.
t: Tiempo de retención.
d: Número de dispersión.
1.2.2.2. Lagunas de Maduración
Las lagunas de maduración son aquellas en donde las
condiciones aerobias se presentan en toda su extensión. Este tipo de
laguna fue concebida originalmente para reducir la población bacteriana;
sin embargo, estas lagunas pueden remover un porcentaje bajo de DBO
y otros contaminantes (Rivas, 1978; Mara y Pearson, 1998; Metcalf y
Eddy, 1999).
Las lagunas de maduración reciben el efluente de lagunas
facultativas y su tamaño y número depende de la calidad bacteriológica
requerida en el efluente final. Son unidades poco profundas (1.0-1.5 m) y
presentan menos estratificación vertical, al tiempo que exhiben una
buena oxigenación a través del día en todo su volumen (Metcalf y Eddy,
1999; Bitton, 2000; Rolim 2000). La población de algas es mucho más
77
diversa en las lagunas de maduración comparada con las lagunas
facultativas (Mara y Pearson, 1998).
Por lo tanto, la diversidad algal se incrementa de laguna en
laguna a lo largo de la serie (CEPIS, 1995).
Por otro lado, las lagunas de maduración sólo alcanzan una
pequeña remoción de DBO5, pero su contribución a la remoción de
nitrógeno y fósforo es más significativa. Mara, Alabaster, Pearson y
Mills, 1992, reportan una remoción de nitrógeno total del 80% en todo el
sistema de lagunas (laguna anaerobia + laguna facultativa + lagunas de
maduración), y de esta cifra el 95% corresponde a la remoción de
amonio. Es de resaltar que la mayoría del nitrógeno amoniacal se
remueve en las lagunas de maduración. Entre tanto, la remoción total de
fósforo en los sistemas de lagunas es baja, usualmente menos de 50%
(Mara, Alabaster, Pearson y Mills, 1992); (Mara y Pearson, 1998).
Las lagunas de maduración pueden ser diseñadas empleando
los modelos hidráulicos. En el paso se empleo con mucha frecuencia el
modelo de mezcla completa (Marais, 1974), cuya ecuación se define
como: (Ecuación 8)
ttkCoCe
θ+=
11 (8)
Donde;
Ce: Concentración del efluente.
Co: Concentración del afluente.
kt: Constante cinética de desaparición de las bacterias
өt: Tiempo de retención.
78
Recientemente se han efectuado muchas investigaciones a
escala piloto y real, donde se ha demostrado que el patrón de flujo que
favorece la remoción de las bacterias corresponde al flujo pistón ó muy
cerca de él. Vorkas, 1999; LLoyd y colaboradores, 2002; Bracho, 2003;
Bracho y colaboradores, 2006 a, b; demostraron con evidencia
experimental a escala real que los coliformes fecales se reducen
sustancialmente al inducir el flujo pistón con bafles.
La ecuación de flujo pistón se define como: (Ecuación 9)
ttkeCoCe θ−= (9)
Donde;
Ce: Concentración del efluente.
Co: Concentración del afluente.
kt: Constante cinética de desaparición de las bacterias.
өt: Tiempo de retención.
Bracho (2003) demostró experimentalmente que el patrón de
flujo varió en función de la geometría de la laguna y el caudal de
operación de la misma. Una misma laguna operada con diferente
caudal, puede variar de flujo disperso a mezcla completa. La importancia
de determinar el valor de la constante cinética de desaparición de las
bacterias (k) y el patrón de flujo permiten seleccionar el modelo
hidráulico para la evaluación de lagunas existentes (Villasmil y
colaboradores, 1999).
1.2.3. Remoción de Patógenos
79
En Tabla 2 presentado a continuación, se muestra un resumen de varios
procesos de tratamiento de aguas residuales en términos de remoción de
patógenos y los parámetros convencionales de DBO5-20 y SST.
Tabla 2. Eficiencia de remoción de patógenos y parámetros convencionales para varios procesos
Remoción % Remoción, Ciclos log104
Proceso DBO5 SS Virus Bacterias
Huevos de Helmintos
Quistes de
Protozoarios
Sedimentación Primaria 25-40 40-70 0-1 0-1 0-1 0-2
Lodos Activados1 55-95 55-95 1-2 0-2 0-1 1-2
Filtros Precoladores1 50-95 50-90 1-2 0-2 0-1 1-2
Desinfección con cloro ---- ---- 0-4 2-6 0-1 0-3
Lagunas en Series1 70-95 55-953 2-4 2-6
2-4
(100%)
2-4
(100%)
Fuente: Feachem et al., 1983; Mara et al., 1992; Yánez, 1992.
1. Precedidos y seguidos de sedimentación
2. Dependiendo del número de lagunas en serie, tiempo de retención hidráulica, y factores de diseño físico.
3. El efluente de lagunas puede contener altas concentraciones de SS en forma de algas.
4. 1 ciclo log10 = 90% remoción; 2 ciclos = 99%; 3 ciclos = 99.9%; etc. Las lagunas pueden remover 100% de los
huevos de helmintos y 100% de los quistes de protozoarios.
En la tabla anterior se puede observar que la laguna de estabilización es
la mejor opción para la remoción de patógenos: Las lagunas de estabilización
que están diseñadas y operadas apropiadamente tienen la mejor eficiencia en
la remoción de bacterias. Otros tipos de tratamiento requieren desinfección
química como un proceso terciario o lagunas de maduración. Sin embargo,
debe citarse que la eficiencia del tratamiento de las lagunas de estabilización
debe diseñarse en función al tipo de cultivo a regar. En la siguiente tabla se
80
pueden ver las especificaciones que debe tener el agua tratada para algunos
tipos de riego.
Tabla 3. US-EPA/USAID. Normas para la reutilización agrícola de las aguas
residuales (adaptadas de las normas dadas para la reutilización del agua1 (US-EPA/USAID, 1992))
Tipos de Rehúso Tratamiento Calidad del Agua
Tratada Monitoreo del Agua Tratada
Rehúso en la
Agricultura-
Cultivos de alimentos
que no son tratados
comercialmente.
Irrigación de la superficie
o uso de aerosol en
cualquier cultivo
alimenticio, incluyendo
alimentos crudos y
cosechas.
Secundario2
Filtración
Desinfección
= 10mg/l DBO
Colif. Fecales no
detectables/100ml3
1mg/l de Cl2
residual (min.)
DBO – Semanal
Coliformes Fecales
– Diario
Cl2 residual -
Continuamente
Rehúso en la
Agricultura-
Cultivos de alimentos
que no son tratados
comercialmente.
Irrigación superficial de
huertas y viñedos
Secundario2
Desinfección
= 30 mg/l DBO
= 30mg/l SS
= 200 Coliformes
Fecales/100ml4,5
1mg/l Cl2 residual
(min.)
DBO – Semanal
SS – Diariamente
Coliformes Fecales
– Diario
Cl2 residual –
Continuamente
Rehúso en la
Agricultura-
Cultivos alimenticios de
pastos para ordeñar
Secundario2
Desinfección
= 30 mg/l DBO
=30mg/l SS
DBO – Semanal
SS – Diariamente
81
animales =200 Coliformes
Fecales/100ml4,5
1mg/l Cl2 residual
(min)
Coliformes Fecales
– Diario
Cl2 residual –
Continuamente
Rehúso Urbano.
Todo tipo de irrigación
del paisaje (Ejemplos:
campos de golf,
parques, cementerios)
Secundario2
Filtración
Desinfección
= 10mg/l DBO
Colif. Fecales no
detectables/100ml3
1mg/l de Cl2
residual (min.)
DBO – Semanal
Coliformes Fecales
– Diario
Cl2 residual -
Continuamente Fuente: WHO. 1,989. Notas: 1. Estas normas se basan en la recuperación y reutilización del agua en prácticas en los E.E.U.U, y se dirigen
especialmente a los estados que no han desarrollado sus propias regulaciones o normas. Mientras que las
normas deben ser útiles en muchas áreas en las afueras, las condiciones locales de los E.E.U.U. pueden
limitar la aplicabilidad del las mismas en otros países.
2. Los procesos secundarios del tratamiento incluyen procesos del fango activado, filtros de goteo,
contratistas de rotaciones biológicas y muchos sistemas de lagunas de la estabilización. El tratamiento
secundario debe producir un efluente en el cual el DBO y los SS no excedan 30mg/l.
3. El número de los organismos de coliformes fecales no debe exceder 14/100ml en ninguna muestra.
4. El número de los organismos de coliformes fecales no debe exceder 800/100ml en ninguna muestra.
5. Algunos de los sistemas de lagunas de estabilización pueden llegar a este límite del coliformes sin la
desinfección.
Las lagunas del Noreste de Brasil se encuentran constituidas por una
anaeróbica, una facultativa y tres de maduración observándose que se
requieren estas cinco lagunas para alcanzar una concentración en el efluente
de 7x103 FC/100ml.
Tabla 4. Números bacterianos y virales del medio geométrico por 100ml en aguas residuales crudas y los efluentes de cinco lagunas en la serie de
estabilización del noreste de Brasil a 26°C
Organismo Efluente* A F M1 M2 M3
Coliformes Fecales 2x107 4x106 8x105 2x105 3x104 7x103
Campylobacters 70 20 0.2 0 0 0
Salmoneras 20 8 0.1 0.002 0.01 0
Entero virus 100 60 10 4 0.5 0.09
82
Rota virus 8 2 0.7 0.3 0.1 0.03 Fuente: Oragui y Colaboradores, 1987
Tomado: WHO. 1,989.
Con los efluentes señalados en la tabla anterior, se pueden regar
cultivos tipo B y C, mostrándose las especificaciones en la Tabla 5.
Tabla 5. Normas para el uso agrícola de las aguas residuales tratadasa (1)
Categoría Condiciones
Rehúso Grupo
Expuesto
Nematodo Intestinalb (Promedio aritmético de huevos por litro)
Coliformes Fecales
(Promedio aritmético
por 100ml)c
Norma microbiológica
requerida alcanzada con el tratamiento
de aguas residuales
A
Irrigación de
las cosechas
probablemente
a ser
consumidas
crudas,
Trabajadores,
consumidor,
público
≤ 1 ≤ 1000
Una serie de
lagunas de
estabilización
fue diseñada
para alcanzar la
calidad
83
campos de
deportes,
parques
públicosd
microbiológica
indicada o el
tratamiento
equivalente
B
Irrigación de
las cosechas
de cereal,
industriales,
forrajes,
pastos y
árboles
Trabajadores ≤ 1
Ningún
estándar
recom.
La retención en
lagunas de
estabilización lo
acumula para 8-
10 días o el
retiro
equivalente del
helminto y
coliformes
fecales
C
Irrigación de
las cosechas
de la categoría
B, si no existe
la exposición
de
trabajadores y
público
Ninguno No aplicable No aplicable
Tratamiento
previo según los
requisitos de la
tecnología de la
irrigación, pero
no menos que
la
sedimentación
primaria
Fuente: WHO. 1,989.
Notas:
a. En casos específicos, los factores epidemiológicos, socioculturales y ambientales locales deben ser
considerados y modificar por consiguiente las normas.
b. Especies de Ascaris y trichuris y gusanos de arrastre.
c. Durante el período de la irrigación.
d. Una norma más rigurosa (≤ 200 coliformes fecales por 100ml) es apropiado para los céspedes
públicos, tales como céspedes del hotel, con los cuales el público puede estar en contacto directo.
e. En el caso de árboles frutales, la irrigación debe cesar dos semanas antes de que la fruta sea
cosechada, y ninguna fruta debe ser tomada de la tierra. La irrigación de regadera debe ser utilizada.
En la planta convencional (filtros percoladores) de Lidsey-Inglaterra se
alcanzó una concentración mínima en el efluente de 3.72x102 en una laguna
con bafles (Bracho y colaboradores, 2006), siendo aptos para regar cultivos
84
tipo A, sin necesidad de emplear cloración y sin utilizar tantas lagunas en serie
para alcanzar este objetivo.
1.2.4. Factores que Influyen en la Remoción de Patógenos.
La remoción de patógenos y de coliformes fecales, se debe a la acción
combinada de varios factores, que en conjunto crean unas condiciones muy
desfavorables para su supervivencia (Bowles y Colaboradores, 1979). Estos
factores pueden dividirse en las siguientes categorías: físicos, físico-químicos y
biológicos.
Entre los físicos, la temperatura y la sedimentación son los dos factores
más importantes (Gannon y Colaboradores, 1983). La sedimentación consiste
en la incorporación al fondo de la laguna de agregados de microorganismos,
debido a que su peso específico es mayor que el del agua. Una vez que se
produce su depósito en el fondo, estos agregados son atacados por bacterias
que se desarrollan en la capa de fango y finalmente desaparecen. Como ocurre
con todos los procesos biológicos, la temperatura es un factor muy importante
en la velocidad de desaparición de microorganismos patógenos. La velocidad
de eliminación de patógenos aumenta con la temperatura (Lantrip, 1983). Por
lo tanto, la eficacia en la reducción de patógenos es máxima durante los meses
de verano.
La salinidad del agua, pH, concentración de oxigeno disuelto e
intensidad de la luz solar son los factores físico-químicos más influyentes.
El tiempo de supervivencia de los microorganismos patógenos varía
inversamente con la salinidad del medio (Mitchell y Chamberlin, 1978). Puesto
que las lagunas de maduración son la última etapa del tratamiento, la
evaporación en estas lagunas y en las etapas anteriores determina un aumento
en la concentración de sales que resulta beneficioso desde este punto de vista.
Sin embargo, este aumento de salinidad puede ser perjudicial si el efluente va
85
a utilizarse en riegos. La eliminación de patógenos aumenta con el pH de
la laguna. La actividad del fitoplancton da lugar a un aumento del pH, mientras
que la actividad metabólica de las bacterias genera CO2 que provoca un
descenso en el pH. Puesto que en las lagunas de maduración la carga
orgánica es muy baja, se produce una generación muy escasa de CO2. Por
otra parte, la actividad fotosintética suele ser bastante elevada, por lo que
globalmente se suele apreciar un aumento de pH con respecto a las lagunas
facultativas, que se traduce en un medio más desfavorable para la
supervivencia de los microorganismos patógenos (Mitchell y Chamberlin,
1978). La presencia de oxigeno disuelto, y sobre todo el efecto de choque del
paso entre lagunas facultativas con concentraciones bajas o moderadas de
oxigeno a lagunas de maduración con concentraciones elevadas, da lugar a un
aumento en la velocidad de eliminación de patógenos (Kott, 1982).
Uno de los principales factores es la intensidad de la luz (Kapucinski y
Mitchell, 1981). La eliminación de patógenos es mucho más rápida en
presencia de luz, por lo que debe evitarse la construcción de lagunas de
maduración profundas en las que buena parte de la columna de agua se
encuentra en la oscuridad. Por la misma razón, la eliminación de patógenos es
mucho más eficaz en días despejados, especialmente al comienzo del verano,
cuando la duración del día es máxima.
Entre los factores bioquímicos implicados en la eliminación de
patógenos, están la concentración de nutrientes y la presencia de compuestos
tóxicos y predadores. La limitación en nutrientes es un factor muy importante,
no sólo por su efecto directo sobre la posibilidad de crecimiento de los
microorganismos patógenos, sino por la competencia con otros
microorganismos mejor adaptados que aquellos al medio (Mitchell y
Chamberlin, 1978; Dutka y Kwan, 1983). La escasa concentración de materia
orgánica en estas lagunas constituye un serio obstáculo para la supervivencia
de los microorganismos heterótrofos como los que se pretende eliminar en esta
etapa del tratamiento (bacterias, protozoos y hongos).
86
Las algas secretan sustancias tóxicas que afectan a los
microorganismos patógenos, algunas de ellas muy activas en presencia de la
luz (Mitchell y Chamberlin, 1978). La influencia de las algas en el decaimiento
bacteriano no es directa. El efecto más importante para las bacterias está
determinado por la relación de las algas y otros factores, especialmente el pH,
oxígeno disuelto y penetración de luz en las lagunas. Durante el día las algas
producen oxígeno y absorben CO2. Estos procesos metabólicos dependen de
la luz e incrementan los niveles de oxígeno disuelto y pH. Durante el día las
algas también producen biomasa y la concentración total de algas aumenta. El
incremento del número de algas también ocasiona mayor turbiedad, lo cual
tiene una influencia negativa para la penetración de la luz a través de la
columna de agua. (Universidad Pública de Navarra, 2.002)
La importancia de las algas también ha sido demostrada por Pearson y
colaboradores (1987). Ellos encontraron que dos lagunas bajo las mismas
condiciones, solo una con Daphnia se alimentaba con micro algas,
disminuyendo su concentración en la laguna. El efecto redujo el valor de pH
durante las horas del día e incrementó la penetración de la luz superficial, al
menos en los primeros 20 cm. El efluente de esta laguna contenía una
concentración significativamente más alta de coliformes fecales.
87
CAPÍTULO II MARCO METODOLOGÍCO
2.1. Área De Estudio
El sistema de estabilización de aguas residuales de la Universidad del
Zulia (LUZ), adyacente al núcleo Agropecuario y al modelo Hidráulico del lago
de Maracaibo entre las coordenadas 10º 41 12” de latitud norte y 71º 38 05” de
longitud oeste, ocupa una extensión de 1.8 ha, donde se tratan las aguas
servidas de algunos sectores del norte de la ciudad de Maracaibo. Este es un
sistema experimental de nueve lagunas de estabilización que adicionalmente
se encuentran funcionando en tres arreglos en paralelo, cada arreglo con tres
series de diferente diseño y operación (sistemas A, B y C), que se pueden
comunicar entre sí por medio de compuertas, de tal manera que el sistema
podría trabajar con las nueve lagunas en serie.
Figura 2. Fotografía aérea de las lagunas de estabilización de luz
88
Cada sistema está formado por una laguna facultativa y dos de
maduración o pulimento. La laguna facultativa del sistema A tiene una
profundidad de 2.80m mientras que la laguna facultativa del sistema C posee
una profundidad de 2.90m y las lagunas de maduración restantes presentan
una profundidad de 1.50m. La primera laguna de maduración del sistema A
posee una pantalla o bafle construido con tubos PVC. El sistema se nutre de
las aguas residuales provenientes del Colector “C” de Hidrólago sector norte de
la ciudad (Troncone, 1996). En las Tabla 6 se indican los tiempo de retención
promedio de los sistemas objeto de estudio (Bracho, 1997) y en la Figura 3 se
muestra el sistema de estabilización de aguas residuales de LUZ.
Tabla 6. Tiempo de retención promedio de las lagunas analizadas
Lagunas A1 A2
Caudal Q (m3/d) 475 475
Espejo de agua
A*(m2)
2010 1716
Área de Fondo (m2) 1363 1200
Tiempo de
Retención tr (d)
10 5
Volumen V (m3) 4865 2175
Fuente: Bracho y colaboradores (1997) Nota:
A* = Superficie Mojada; tr = Tiempo de retención hidráulico
89
Filtros de Antracita
Figura 3. Sistema de Estabilización de Aguas Residuales de LUZ
2.2. Materiales y Métodos
El trabajo fue desarrollado a escala de laboratorio y a escala real. La
investigación a escala real se desarrolló en las lagunas de estabilización del
Centro de Investigación del Agua (CIA).
La investigación a escala de laboratorio se desarrolló en el ICLAM con la
finalidad de determinar la incidencia del tiempo de exposición a la luz sobre la
desaparición de las bacterias.
C1
B1
A1 Retorno al colector C
A2 A3
B2 B3
C2 C3
A Fosa Recolectora
Bomba Hidráulica Laguna
Facultativa Laguna
Maduración Laguna
Maduración
Proveniente del colector C
Colector C
Cultivos experimentales
90
2.2.1. Rutina del Monitoreo para el Trabajo de Campo
2.2.1.1. Descripción del Sistema
El monitoreo se llevó a cabo en la serie A de las lagunas de
estabilización de LUZ. Esta serie de lagunas se encuentra constituida,
por una laguna facultativa y dos lagunas de maduración. Las
dimensiones de estas lagunas son: de 70m de largo y 30m de ancho
para la laguna facultativa y de 60m de largo y 26m de ancho, para las
lagunas de maduración.
Figura 4. Dimensiones de las lagunas de estabilización de LUZ
Para efecto de este proyecto, las lagunas serán identificadas
como laguna A1, para la laguna facultativa y como A2 y A3, para las
lagunas de maduración. (Solo se estudiaron las lagunas A1 y A2)
30m
Laguna Facultativa
26m
60m Laguna de Maduración
70m
91
Figura 5. Serie A de las lagunas de estabilización de LUZ
La serie cuenta con una válvula para controlar el caudal a la
entrada. También cuenta con un dispositivo para medir el caudal
(vertedero de 60º), tanto a la entrada como a la salida de la serie. Las
medidas de las alturas de agua en cada vertedero deben efectuarse de
forma manual, empleando una regla graduada.
Figura 6. Entrada del Agua Cruda a la serie A de las lagunas de
estabilización de LUZ 2.2.1.2. Metodología de Campo
El trabajo de campo se dividió en tres etapas: una etapa A,
referente al inicio de llenado de las lagunas; una etapa B, en la cual se
A1
A2
A3
Entrada Salida
Vertedero
Válvula de Control
92
estudiaron las lagunas después de su llenado y finalmente la etapa C,
en la cual se realizó el análisis de las variables fisicoquímicas y
microbiológicas. Cada una de las etapas se describe a continuación.
2.2.1.2.1. Etapas A y B
Las dos lagunas serán divididas en cuadriculas imaginarias,
de 23.3m x 10m para la laguna facultativa y de 20m x 8.6m para la
laguna de maduración. Los puntos de monitoreos corresponden a las
intersecciones de las líneas imaginarias, denominados P1, P2, P3 y P4
para la laguna facultativa A1 (Figura 4) y P5, P6, P7 y P8 para la laguna
de maduración A2 (Figura 4).
Figura 7. Laguna Facultativa A1
P1 P3
P2 P4
23.3m 23.3m 23.3m
10m
10m
10m
Salida Entrada
93
Figura 8. Laguna de Maduración A2
Las muestra para la laguna facultativa durante el llenado se
tomaron en dos tipos de envase, uno plástico con capacidad de un litro
(1l) para los ensayos de los parámetros fisicoquímicos y otro de vidrio
esterilizado para los análisis microbiológicos. La toma de muestra se
efectuó desde el fondo hasta la superficie a diferentes profundidades, tal
como se indica en la Figura 8.
P5 P7
P6 P8
20m 20m 20m
Salida
P1-1
P1-2 P3-2
P3-1
Entrada
8.6m
8.6m
8.6m
P3-3 P1-3
LagunaFacultativa A1
94
Figura 9. Corte longitudinal A-A en los puntos de monitoreo
El llenado de la serie se inicia con la laguna A1. Durante su
llenado, las muestras fueron captadas en las profundidades indicadas
anteriormente. Después que la laguna culmine su llenado, la toma de
muestra se efectuó en la entrada y la salida de la laguna, una vez por
semana.
Posteriormente se continúo con la captación de muestra en la
laguna A2, durante su llenado, aplicando el mismo criterio de la laguna
A1 (Figura 9).
Figura 10. Corte longitudinal B-B en los puntos de monitoreo
El caudal de operación de la serie, se estima en 5 l/s. El
tiempo de retención teórico se calcula en 10 días para la laguna
facultativa A1 y 5 días para la laguna de maduración A2.
2.2.1.2.2. Etapa C
Los análisis fisicoquímicos se realizaron en dos partes: los
tomados en sitio y los ensayos realizados en el laboratorio.
P5-1
P5-2 P7-2
P7-1
P5-3 P7-3
Laguna de Maduración A2
95
Los parámetros tomados en sitio fueron los siguientes:
- Caudal, Q (l/s)
- pH
- Oxigeno disuelto, OD (mg/l)
- Temperatura, T (°C)
La metodología empleada se enlista en la Tabla 7.
Tabla 7. Parámetros medidos en sitio y su método de análisis
Parámetro fisicoquímico
Método de análisis
Caudal (Q) Regla graduada
pH PHmetro marca
Corning modelo 12
Oxigeno Disuelto (OD) Equipos portátiles
marca YSI modelo 57
Temperatura (T) Equipos portátiles
marca YSI modelo 57
En los laboratorios se procedió a realizar los siguientes ensayos:
- Agua cruda (entrada a la laguna Facultativa): DBO5-20,
DQO, DBO5-20soluble, DQOsoluble y sólidos suspendidos
totales (SST).
- Puntos internos de la laguna facultativa A1: DBO5-20, DQO,
DBO5-20soluble, DQOsoluble, SST, OD, Ntotal-kjeldahl y Ptotal.
96
- Puntos internos de la laguna de maduración A2: SST, OD,
Ntotal-kjeldahl y Ptotal.
- Afluente y efluente de la laguna A1 y A2: DBO5-20, DQO,
DBO5-20soluble, DQOsoluble, estos cuatro solo en la laguna A1,
SS, Ntoatl-kjeldahl, Ptotal y OD.
Los parámetros fisicoquímicos se realizaron siguiendo la
metodología descrita en el método estándar, los cuales se presentan en
la Tabla 8.
Tabla 8. Métodos de análisis fisicoquímicos (APHA, 2000)
Parámetro Tipo de método Nº de método
Demanda química de oxigeno
(DQO), mg/l
Colorimétrico de reflujo
cerrado (Apha, 1999)
5220-D
Fósforo total, mg/l
Digestión con
Persulfato de Potasio y
el método
colorimétrico
Molibdovanadato
(Apha, 1999)
4500-P-C
Nitrógeno total kjeldahl, mg/l Semi-micro Kjeldahl 4500-NH3
Demanda bioquímica de
oxígeno (DBO), mg/l
Volumétrico. Dilución
con incubaciones a 5
días y a 20ºC
5210-B
Sólidos suspendidos
Totales(SST) Filtración -
97
Los análisis microbiológicos se realizaron en el laboratorio de
microbiología del Centro de Investigación del Agua de LUZ (CIA)
inmediatamente después de tomada cada muestra, los cuales fueron:
- Puntos internos de la laguna facultativa A1: constante
cinética de desaparición de los coliformes fecales (CF) y
clorofila. Estos análisis se realizaron solo en los puntos P1
y P4.
La metodología empleada para los análisis microbiológicos es la
descrita en la Tabla 9.
Tabla 9. Métodos de análisis microbiológicos
Parámetro Tipo de método
Clorofila Extracción con metanol al 90%
Cloriformes fecales (CF) Filtración por membrana
2.2.2. Experimento por carga
Este experimento se realizó a escala real y a escala de laboratorio, con
la finalidad de determinar la constaste cinética de desaparición de los
coliformes fecales.
2.2.2.1. Escala real
Este experimento consistió en un reactor por carga, conformado
por un container de setenta y cinco litros (75l) colocado sobre unos
flotadores dentro de la laguna de maduración A2 y amarrado al borde de
98
la laguna por una cuerda, a manera de conservar la temperatura y las
condiciones ambientales similares a la laguna.
Figura 11. Reactor por carga
Una vez colocado en el reactor dentro de la laguna de maduración
A2, fue llenado con agua de la alimentación de la misma.
Figura 12. Reactor por carga lleno con agua de la alimentación
Cuerda
Laguna de Maduración A2
Cuerda
Agua de la alimentación
Reactor por carga
Laguna de Maduración A2
Reactor por carga
99
Una vez llenado el reactor, se empezó a tomar muestras en un
envase de vidrio esterilizado y ensayadas inmediatamente en el
laboratorio, durante cinco (5) días consecutivos con una frecuencia de
tres (3) veces al día (8:00a.m. 11:00a.m. y 1:00p.m.), con la finalidad de
determinar la concentración de clorofila y coliformes fecales (se empleó
la metodología descrita en la etapa C del trabajo de campo), esta última
para obtener la curva de desaparición bacteriana.
Figura 13. Toma de muestras del reactor por carga lleno con agua de la
alimentación
2.2.2.2. Escala de laboratorio
Con este experimento se tratará de simular las variables
naturales, a la cual se encuentra expuesta el agua de la laguna de
maduración C2 de la serie C del sistema de lagunas de estabilización de
LUZ (se tomó agua de las lagunas de la serie C, porque las lagunas de
la serie A aún no estaban llenas, ya que se necesitaban ir evaluándolas
a medida que se iban llenando) en condiciones de laboratorio, con la
finalidad de determinar la constante cinética. Para ello se tomó un
Reactor por carga
Cuerda
Muestras
Agua de la alimentación
Laguna de Maduración A2
100
inóculo del agua residual de la laguna en estudio y se sometió a
diferentes condiciones de luz.
Para lo anterior se colocaron cinco (5) ensayos por duplicado.
Cada ensayo constó de un reactor por carga (envase de vidrio) llenado
con el agua de alimentación de la laguna de maduración C2.
Figura 14. Ensayos por duplicado
A cada reactor se le colocó iluminación artificial con la ayuda de
una lámpara fluorescente, la cual fue controlada automáticamente con
un regulador, a manera de establecer los períodos de exposición a la luz
de cada reactor (24h, 14h, 12h, 10h y ausencia de luz). La lámpara fue
ubicada en la parte superior de cada reactor.
Reactores por carga
Reactor 1 Reactor 2 Reactor 3 Reactor 4 Reactor 5
Reactores por carga
24h 14h 12h 10h Ausencia de luz
Regulador
101
Figura 15. Reactores por carga con lámparas fluorescente
Una vez colocadas las lámparas, se forraron los reactores con
bolsas negras para controlar la exposición de la luz, a la cual se
encontraron expuestas el agua en estudio.
Figura 16. Reactores por carga forrados con bolsas negras
Una vez puesto en marcha el experimento, se tomó una
muestra diaria de cada reactor por un período de seis (6) días
consecutivos, es decir un total de diez (10) muestras diarias. Las
muestras se tomaron en envases de vidrio esterilizados. Cada una de
las muestras debidamente identificadas, fueron analizadas
inmediatamente después de tomada, en los laboratorios del ICLAM.
Los análisis realizados fueron coliformes fecales, clorofila, pH, T y OD.
La metodología de laboratorio utilizada, fue la misma empleada en los
análisis realizados en la etapa C del trabajo de campo.
Reactores por carga
24h 14h 12h 10h Ausencia de Luz Regulador
102
Figura 17. Toma de muestra de los reactores por carga
Regulador
Reactores por carga
24h 14h 12h 10h Ausencia
de Luz
Muestras
103
CAPÍTULO III
RESULTADOS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS
3.1. Parámetros fisicoquímicos tomados en sitio en las etapas A y B 3.1.1. Caudal (Q)
El caudal medido para la laguna facultativa (A1) (flujo de entrada de agua
al sistema) osciló entre 3l/s y 5l/s, atribuyendo esto a las irregularidades de
operación ocurridas en las lagunas durante el desarrollo de este trabajo de
investigación, como es el caso de la falla sucedida en el bombeo de las
lagunas durante la semana del 20/11/06 al 24/11/06, lo cual produjo un retraso
en el llenado de la laguna facultativa (A1) incrementando el tiempo de retención
en la misma.
La operación del sistema de lagunas produjo alteraciones al momento de
evaluar el control de flujo en la entrada por la irregularidad antes descrita, por lo
que no fue posible determinar adecuadamente el tiempo de retención y por
ende asociar la influencia de esta variable sobre la remoción de los
compuestos monitoreados.
3.1.2. pH, oxígeno disuelto (OD) y temperatura (T)
El pH obtenido semanalmente en los puntos internos de cada una de las
lagunas, no presentaron gran diferencia entre si, pero al comparar el pH
promedio reportados en cada uno de ellos, se pudo observar que los de la
laguna de maduración (A2) están por encima de los de la laguna facultativa
(A1).
En la Tabla 10 se pueden observar el pH para cada laguna.
104
105
Tabla 10. pH en los puntos internos de la laguna facultativa (A1) y de la laguna de maduración (A2)
pH
Laguna Facultativa (A1) Laguna de Maduración (A2)
Muestreo P1 P2 P3 P4 Muestreo P5 P6 P7 P8
08/11/06 7.83 7.85 7.83 7.82 31/01/07 8.62 8.59 8.53 8.39
16/11/06 7.72 7.71 7.85 7.89 07/02/07 8.57 8.61 8.48 8.35
23/11/06 7.21 7.16 7.16 7.10 14/02/07 9.00 9.45 9.33 9.93
24/01/07 7.43 7.44 7.47 7.45 21/01/07 9.31 9.71 9.63 10.03
Promedio 7.55 7.54 7.58 7.57 Promedio 8.88 9.09 8.99 9.18
54
Desde el inicio del llenado de la laguna facultativa (A1) la concentración
de OD fueron cercanas a cero, indicando muy poca disponibilidad de oxigeno,
debido a que el tiempo transcurrido entre la descarga del afluente y la
captación de la muestra fue muy corto (1 semana). Por el contrario, en la
laguna de maduración (A2) los valores de OD se elevaron por encima de los
6mg/l. En la Tabla 11 se presentan los valores de OD para cada laguna.
Las temperaturas reportadas en las lagunas arrojaron diferencias, lo cual
se evidencia en la Tabla 12.
55
56
Tabla 11. Concentraciones de OD en los puntos internos de la laguna facultativa (A1) y de la laguna de maduración (A2)
Concentración de OD (mg/l)
Laguna Facultativa (A1) Laguna de Maduración (A2)
Muestreo P1 P2 P3 P4 Muestreo P5 P6 P7 P8
08/11/06 0.30 0.28 0.26 0.30 31/01/07 4.6 6.0 5.8 6.8
16/11/06 0.35 0.30 0.46 0.46 07/02/07 6.0 7.2 7.4 7.9
23/11/06 0.42 0.32 0.50 0.50 14/02/07 6.8 7.4 7.6 8.2
24/01/07 0.48 0.48 0.54 0.54 21/01/07 7.3 7.9 8.0 8.6
Promedio (mg/l) 0.39 0.35 0.44 0.45 Promedio (mg/l) 6.18 7.13 7.20 7.88
Tabla 12. Temperaturas en los puntos internos de la laguna facultativa (A1) y de la laguna de maduración (A2)
Temperatura (°C)
Laguna Facultativa (A1) Laguna de Maduración (A2)
Muestreo P1 P2 P3 P4 Muestreo P5 P6 P7 P8
08/11/06 36.0 36.3 36.2 36.2 31/01/07 29.0 28.8 28.4 28.6
16/11/06 35.2 34.7 35.0 34.2 07/02/07 26.8 27.2 26.8 27.7
23/11/06 30.7 30.6 30.6 30.5 14/02/07 26.2 26.4 26.1 26.2
24/01/07 27.4 27.6 27.9 27.5 21/01/07 25.8 26.1 25.9 26.0
Promedio (°C) 32.33 32.30 32.43 32.10 Promedio (°C) 26.95 27.13 26.80 27.13
56
Con respecto a las entradas y salidas de las lagunas A1 y A2, el pH, OD
muestran una disminución mientras que la temperatura evidencia un aumento,
tal como se muestran en las Tabla 13, Tabla 14 y Tabla 15.
Tabla 13. pH promedios a la entrada y salida de las lagunas facultativa (A1) y de maduración (A2)
pH
Laguna Facultativa (A1) Laguna de Maduración (A2)
Muestreo Entrada Salida Entrada Salida
Promedio(mg/l) 7.34 8.97 8.97 9.66
Tabla 14. Concentraciones promedios de OD a la entrada y salida de las lagunas facultativa (A1) y de maduración (A2)
OD (mg/l)
Laguna Facultativa (A1) Laguna de Maduración (A2)
Muestreo Entrada Salida Entrada Salida
Promedio(mg/l) 0.47 6.21 6.21 11.17
Tabla 15. Temperaturas promedios a la entrada y salida de las lagunas facultativa (A1) y de maduración (A2)
T(°C)
Laguna Facultativa (A1) Laguna de Maduración (A2)
Muestreo Entrada Salida Entrada Salida
Promedio (°C) 35.10 29.60 29.60 26.1
57
Los resultados de pH anteriormente expuestos tienen relación con lo
planteado por Colina y Mora (1997), quienes señalan que la tendencia del
aumento de pH en horas del día cuando hay disponibilidad de luz solar, puede
adjudicarse a la actividad fotosintética de las algas, para la cual necesitan el
CO2 presente en el medio. En el proceso de fotosíntesis las algas liberan
oxigeno en presencia de la luz solar, aumentando el pH y durante la noche se
desprende CO2 trayendo como consecuencia un descenso del pH. Por otra
parte, el aumento del OD en la laguna de maduración A2, es consecuencia de
la estabilización parcial de la materia orgánica por parte de los
microorganismos y de la actividad fotosintética de las algas, generando mayor
producción de oxigeno (Bracho y Colaboradores, 1997). Con respecto a la
temperatura, las diferencias observadas suelen ser producidas por el descenso
de este parámetro en los puntos internos de la laguna de maduración (A2),
debido a los procesos naturales a los que se encuentra sometido el afluente
una vez que entra al sistema de lagunas de estabilización. (Díaz y
Colaboradores, 1993)
Las concentraciones de OD fueron bajos, debido a que el monitoreo se
realizó a tempranas horas del día (8:00a.m. a 9:00p.m.) cuando había poca
intensidad de luz solar, lo que coincide con los valores reportados en la
investigación realizada en las lagunas en estudio por Bracho (1994). En la
Figura 18 y Figura 19, se presentan los comportamientos de estos parámetros
para cada laguna.
58
0.00
10.00
20.00
30.00
40.00
Entrada p1 p2 p3 p4 Salida
Puntos Monitoreados
pH, O
D y
T
pH (A1)
OD (A1)
T (A1)
Figura 18. pH, OD y T en las laguna facultativa (A1)
0.005.00
10.0015.00
20.0025.0030.00
Entrada p5 p6 p7 p8 Salida
Puntos Monitoreados
pH, O
D y
T
pH (A2)
OD (A2)
T (A2)
59
Figura 19. pH, OD y T en las laguna de maduración (A2) 3.1.3. Remoción de carga orgánica. Demanda bioquímica de oxígeno (DBO5-20) y demanda química de oxígeno (DQO)
La DBO5-20 para el agua cruda antes del llenado fue de 260mg/l. Una vez
puesto en marcha el llenado, se midió DBO5-20 solo en los puntos internos P1,
P2, P3 y P4 de la laguna facultativa A1. Dichas concentraciones se muestran en
la Tabla 16.
Tabla 16. Concentraciones de DBO5-20 y DBO5-20soluble en la laguna facultativa (A1) en los puntos P1, P2, P3 y P4
DBO5-20 (mg/l) DBO5-20soluble (mg/l)
Muestreo P1 P2 P3 P4 P1soluble P2soluble P3soluble P4soluble
08/11/06 193.33 160.00 196.66 163.33 - - - -
16/11/06 143.33 103.33 150.00 103.33 - - - -
23/11/06 133.33 96.67 143.33 100.00 58.99 47.00 56.98 47.67
24/01/07 110.00 93.33 103.33 93.33 36.42 31.28 37.33 30.66
En la tabla anterior, se puede observar que las concentraciones de DBO5-
20 en los puntos internos P1, P2, P3 y P4 fueron disminuyendo a medida que se
llenaba la laguna, notándose que dichas concentraciones en puntos paralelos
horizontalmente (P1 y P3; P2 y P4) resultaron similares. La DBO5-20soluble, se
analizó solo en las dos últimas semanas debido a que durante los primeros
monitoreos no hubo gran crecimiento de algas.
Con respecto a la DQO, la concentración en el agua cruda se reportó con
un valor de 458.77mg/l. Una vez puesto en marcha el llenado, se monitoreó la
laguna facultativa (A1) de igual forma que para la DBO5-20. Los valores
obtenidos se muestran en la Tabla 17.
60
Tabla 17. Concentraciones de DQO y DQOsoluble en la laguna facultativa (A1) en los puntos P1, P2, P3 y P4
DQO (mg/l) DQOsoluble (mg/l)
Muestreo P1 P2 P3 P4 P1soluble P2soluble P3soluble P4soluble
08/11/06 400.13 390.65 330.59 336.30 - - - -
16/11/06 344.37 351.37 304.95 308.54 - - - -
23/11/06 328.26 333.99 292.69 295.91 118.04 114.18 97.17 99.89
24/01/07 301.10 309.43 271.66 279.89 79.03 76.24 64.32 66.26
Al observar la tabla anterior, se encuentra que las concentraciones de
DQO se comportaron de igual forma que a DBO5-20, disminuyendo en los
puntos internos a medida que se llenaba la laguna. Sin embargo se puede
notar que al contrario de la DBO5-20, en los puntos paralelos verticalmente (P1 y
P2 y P3 y P4) la concentración de DQO fue similar. Para la DQOsoluble, se tomó
el mismo criterio que para la DBO5-20soluble.
En lagunas facultativas, la concentración de DBO5-20 y de DQO del
efluente se expresa como soluble. Lo anterior se debe, a que dentro de la
laguna ocurre un crecimiento masivo de algas, asociado a la función de la
fotosíntesis, que demandan carga orgánica (Mara, 1998). En virtud de ello, se
reporta en la Tabla 18 y Tabla 19 las concentraciones de DBO5-20 y DQO,
respectivamente con su porcentaje de remoción después del llenado de la
laguna facultativa (A1), a la entrada como total y a la salida como soluble, los
cuales fueron utilizados para calcular la eficiencia promedio de la laguna.
Tabla 18. Porcentaje de remoción de DBO5-20 de la laguna facultativa (A1)
después de su completo llenado
Muestreo DBO5-20entrada (mg/l) DBO 5-20salida (mg/l) % Remoción
24/01/07 206.67 40.31 80.50
31/01/07 203.33 34.28 83.14
61
07/02/07 203.33 29.65 85.41
14/02/07 210.00 24.12 88.51
Tabla 19. Porcentaje de remoción de DQO de la laguna facultativa (A1) después de su completo llenado
Muestreo DQOentrada (mg/l) DQOsalida (mg/l) % Remoción
24/01/07 646.15 180.00 72.14
31/01/07 696.47 126.67 81.81
07/02/07 694.81 123.33 82.24
14/02/07 654.85 96.67 85.24
Al evaluar los resultados presentados en las Tabla 18 y Tabla 19, se
obtuvo una remoción para DBO5-20 y DQO en la cuarta semana de 88.51% y
85.24%, respectivamente. Esto se debe al proceso natural de las lagunas,
donde gran parte de la materia orgánica ha sido transformada y estabilizada
por los microorganismos (Bertis y Ramírez, 2001).
3.1.4. Sólidos suspendidos totales (SST)
La concentración de SST para el agua cruda fue de 0.0088mg/l. El
comportamiento de los SST de la laguna facultativa (A1) y de maduración (A2),
se encuentran ilustrados en la figura 20 y 21, respectivamente.
62
0.000
0.002
0.004
0.006
0.008
0.010
1 8 16 24
Días
SST
(mg/
l)
P1
P2
P3
P4
Figura 20. Concentración de SST en la laguna facultativa (A1) en los
puntos P1, P2, P3 y P4
0.00000.00200.00400.00600.00800.01000.01200.01400.0160
1 8 16
Días
SS (m
g/l)
P5
P6
P7
P8
Figura 21. Concentración de SST en la laguna de maduración (A2) en los
puntos P5, P6, P7 y P8.
En la Figura 20 se puede observar que en el día 8 la concentración de
SST disminuyó debido a que el sistema de bombeo presentó fallas, lo que
produjo la sedimentación de los mismos. Sin embargo, no se demostraron
grandes variaciones en las concentraciones de SST en los puntos internos de
las lagunas facultativa (A1) y de maduración (A2), para ningún factor de estudio
63
como son valores promedio, horario del monitoreo y localización del muestreo,
tal comos se observó en las graficas anteriores.
Los resultados promedios obtenidos de SST a la entrada 0.01124mg/l y a
la salida 0.0079mg/l de la laguna facultativa (A1) coinciden con lo reportado por
Bracho y colaboradores (1997), quienes señalan que en las lagunas de
estabilización no se mide la remoción de sólidos, puesto que el mismo sistema
los aporta.
3.1.5. Remoción de nutrientes. Nitrógeno total kjeldahl (N) y fósforo total (P)
La concentración de N y P obtenidos en los puntos internos de la laguna
facultativa (A1) se mantuvieron por encima de los puntos internos de la laguna
de maduración (A2) para todos los muestreos. En las Tabla 20 y Tabla 21, se
pueden observar tales diferencias.
64
Tabla 20.Concentraciones de N en los puntos internos de la laguna facultativa (A1) y de la laguna de maduración (A2) Concentración de N (mg/l)
Laguna Facultativa (A1) Laguna de Maduración (A2)
Muestreo P1 P2 P3 P4 Muestreo P5 P6 P7 P8
08/11/06 17.33 17.37 17.67 17.64 31/01/07 13.37 12.49 12.96 12.06
16/11/06 17.14 16.55 16.79 17.37 07/02/07 10.91 10.37 10.81 10.49
23/11/06 13.25 12.32 13.56 12.55 14/02/07 10.33 9.06 9.80 9.90
24/01/07 13.05 12.12 12.93 12.36 21/01/07 9.58 8.20 8.75 8.95
Promedio(mg/l) 15.1925 14.5900 15.2375 14.9800 Promedio(mg/l) 11.0475 10.0300 10.5800 10.3500 Tabla 21. Concentraciones de P en los puntos internos de la laguna facultativa (A1) y de la laguna de maduración (A2)
Concentración de P (mg/l)
Laguna Facultativa (A1) Laguna de Maduración (A2)
Muestreo P1 P2 P3 P4 Muestreo P5 P6 P7 P8
08/11/06 4.44 3.26 3.50 3.60 31/01/07 5.88 4.95 5.66 5.76
16/11/06 3.31 2.86 3.00 2.96 07/02/07 3.22 3.19 3.10 3.40
23/11/06 2.32 2.04 2.33 1.65 14/02/07 2.09 1.50 1.79 2.14
24/01/07 1.76 1.71 1.65 1.46 21/01/07 1.18 0.90 1.10 1.04
Promedio(mg/l) 2.9575 2.4675 2.6200 2.4175 Promedio (mg/l) 3.0925 2.5225 2.9125 3.0850
65
En las tablas anteriores se puede observar como las concentraciones de
N y P son similares en todos los puntos internos monitoreados de las lagunas
A1 y A2, disminuyendo a medida que transcurría el llenado de cada una de
ellas.
La disminución de N y P reportados en la laguna de maduración (A2), se
debe a que tales elementos son los nutrientes que más consumen los
microorganismos para construir su material celular, lo cual coincide con lo
expresado por Bertis y Ramírez (2001).
Basado en lo anteriormente expuesto se puede concluir que la
disminución de la concentración de nitrógeno esta dada por los procesos de
nitrificación y desnitrificación, que ocurren en los procesos naturales de las
lagunas. En la nitrificación el amoniaco es oxidado a nitrito y este a su vez es
oxidado a nitrato, debido a dos fases en las cuales están involucradas bacterias
nitrificantes autótrofas, lo cual se resume en las siguientes reacciones.
Fase 1. Reducción de Energía. (Reacción 3)
OHHNOONH NITROSOMAS2224 2
23 ++⎯⎯⎯⎯ →⎯+ +− (R. 3)
Fase 2. Reducción de Energía. (Reacción 4)
−⎯⎯⎯⎯ →⎯+ 322 21 NOONO RNITROBACTE (R. 4)
Algunos parámetros como oxigeno disuelto, temperatura, concentración
de algas y pH tienen influencia sobre el proceso de nitrificación, tal como se
muestra en la reacción 5.
66
−− +⇔+ OHNHOHNH 423 (R. 5)
El desplazamiento que ocurre, hace que el Ion amonio se convierta en
amoniaco, el cual se pierde como gas y puede ocasionar la disminución de
nitrógeno. (Metcalf y Eddy, 1995; Nurdogan y Oswald, 1995)
En el proceso de desnitrificación el nitrato se convierte en gas nitrógeno y
otros productos gaseosos permitiendo la disminución de nitrógeno mediante la
siguiente ecuación. (Reacción 6)
)(2)(2)(23 eeg NONNONONO →→→→ −− (R. 6)
En el caso del fósforo, la reducción reportada puede basarse en que un
porcentaje de este elemento en las aguas residuales, corresponden a la parte
insoluble eliminada generalmente por sedimentación en las lagunas.
Con respecto a las concentraciones promedios obtenidos para el N y P a
la entrada y salida de las lagunas facultativa (A1) y de maduración (A2), los
mismos coinciden con lo reportado en el estudio de los puntos internos de
ambas lagunas, reflejando una disminución notoria en ambos compuestos. Lo
anterior se evidencia en la Tabla 22.
Tabla 22. Concentraciones de N y P a la entrada y salida de las lagunas facultativa (A1) y de maduración (A2)
Laguna Facultativa (A1) Laguna de Maduración (A2)
Parámetro Entrada Salida Entrada Salida
Promedio P(ml/g) 7.9410 2.3620 2.3620 0.5300
Promedio N(mg/l) 18.6340 10.4940 10.4940 2.6960
67
3.2. Análisis microbiológicos en las etapas A y B
3.2.1. Clorofila
La concentración de clorofila obtenida para la entrada de la laguna A1
fue de 130.83mg/l. Para los puntos P1 y P4 de la laguna antes mencionada, se
reportaron las concentraciones de clorofila que se muestran en la Tabla 23.
Tabla 23. Concentración de clorofila en los puntos P1 y P4 de la laguna
facultativa (A1)
Clorofila (mg/l)
Muestreo P1 P4
08/11/2006 299.04 303.12
16/11/2006 138.84 156.23
23/11/2006 154.86 177.25
24/01/2007 212.14 232.53
Promedio (mg/l) 201.22 217.28
Se puede observar que la concentración de clorofila descendió en la
primera semana producto de problemas en el sistema de bombeo de la laguna,
produciéndose una disminución en el crecimiento de algas, lo que pudo
deberse al estancamiento del agua en tratamiento y por ende a la disminución
de oxigeno disuelto, lo que es vital para dicho crecimiento algal. Sin embargo,
en las siguientes semanas de monitoreo el crecimiento de algas fue
aumentando a medida que progresaba el llenado de la laguna facultativa A1.
3.2.2. Constante cinética de desaparición de los coliformes fecales (k)
68
La concentración de coliformes fecales (CF) en el agua cruda fue de
5.15E+06. Las concentraciones en la entrada y en los puntos internos P1 y P4
de la laguna facultativa (A1), se presentan en la Tabla 24 y Tabla 25,
respectivamente.
Tabla 24. Concentración de coliformes fecales en la entrada de la laguna
facultativa (A1)
Muestreo Concentración Log10
08/11/2006 4.15E+06 6.61804
16/11/2006 4.10E+06 6.61278
23/11/2006 4.00E+06 6.60205
24/01/2007 3.25E+06 6.51188
Tabla 25. Concentración de coliformes fecales en los puntos internos P1 y
P4 de la laguna facultativa (A1)
P1 P4
Muestreo Concentración Log10 Concentración Log10
08/11/2006 3.80E+06 6.57978 1.65E+05 5.21748
16/11/2006 4.20E+05 5.62324 1.05E+05 5.02118
23/11/2006 4.15E+05 5.61804 4.65E+04 4.66745
24/01/2007 4.00E+05 5.60205 4.35E+04 4.63848
En los países en desarrollo, como es el caso de Venezuela, el objetivo
prioritario del tratamiento de aguas residuales debe ser la remoción de
parásitos, bacterias y virus que ocasionan enfermedades endémicas, siendo la
mejor opción tecnológica para alcanzar tal objetivo las lagunas de
estabilización. (CEPIS, 1994). Al comparar los valores expuestos
anteriormente, se observaron diferencias entre la entrada y los puntos internos
(P1 y P4) de la laguna facultativa (A1), siendo los las concentraciones de
coliformes fecales en la entrada mayor que en los puntos internos,
69
disminuyendo dicha concentración en 1 ciclo de logaritmo en la primera etapa
del tratamiento. La FAO/OMS (1989), establece un nivel máximo de 103
coliformes fecales/100ml en aguas residuales. (Monge y colaboradores, 1996)
En la Figura 22, se puede observar que a medida que el punto
monitoreado se encuentra más alejado de la entrada, la concentración de
coliformes fecales disminuyó.
0
2
4
6
8
10
0 8 16 24 32
Días
Con
cent
raci
ones
(log
10)
CF en P1CF en P2
Lineal (CF en P1)Lineal (CF en P2)
Figura 22. Concentración de los coliformes fecales en los puntos internos
P1 y P4 de la laguna facultativa (A1)
El porcentaje de remoción de coliformes fecales durante el monitoreo de
la laguna facultativa (A1) se determinó mediante la ecuación 10, resultando
92.23% para el punto P1 y 96.16% para el punto P4, lo que señala que las
lagunas facultativas remueven gran cantidad de bacterias durante su llenado y
mientras más alejado se encuentre el punto monitoreado de la entrada, el
porcentaje de remoción aumenta.
100*)(Re%InicialiónConcentrac
FinaliónConcentracInicialiónConcentracmoción −= (10)
70
3.3. Parámetros fisicoquímicos y microbiológicos analizados en el experimento por carga (escala real y de laboratorio)
Durante el experimento por carga a escala real, los parámetros
fisicoquímicos y microbiológicos se evaluaron tres (3) veces al día por un
período de cinco (5) días consecutivos. A escala de laboratorio el monitoreo se
realizó una vez al día por un período de cinco (5) días consecutivos para los
parámetros microbiológicos y de seis (6) días consecutivos para los parámetros
fisicoquímicos, con la finalidad de obtener una mejor data.
3.3.1. pH, oxigeno disuelto (OD) y temperatura (T)
A escala real el pH inicial fue de 8.37. Durante el desarrollo del
experimento se reportaron los siguientes pH.
Tabla 26. pH en el experimento por carga a escala real
Hora
Muestreo 10:00a.m. 1:00p.m. 3:00p.m.
13/02/07 8.65 9.73 9.68
14/02/07 8.85 9.88 9.71
15/02/07 8.91 9.91 9.75
16/02/07 8.97 10.76 10.38
170/2/07 9.08 10.87 10.46
Promedio 8.89 10.23 10.00
Por otra parte, para el experimento por carga a escala de laboratorio el pH
inicial fue de 8.78. Una vez puesto en marcha el experimento se obtuvieron los
pH que se muestran en la Tabla 27.
71
Tabla 27. pH en el experimento por carga a escala de laboratorio
Tiempo de Exposición a la Luz
Muestreo 24h 14h 12h 10h Ausencia de Luz
08/12/05 8.29 8.28 8.39 7.95 7.77
09/12/05 8.77 8.59 8.02 8.39 7.80
10/12/05 8.98 8.44 8.23 8.56 7.97
11/12/05 8.85 8.43 8.29 8.01 7.72
12/12/05 8.60 8.40 8.32 8.19 7.82
13/12/05 8.64 8.00 8.40 8.33 7.92
Promedio 8.68 8.36 8.26 8.24 7.83
Con respecto al OD la concentración inicial fue de 0.9mg/l. Las
concentraciones obtenidas durante el experimento por carga a escala real se
muestran en la Tabla 28.
Tabla 28. Concentraciones de OD en el experimento por carga a escala
real
Hora
Muestreo 10:00a.m. 1:00p.m. 3:00p.m.
13/02/07 1.2 1.8 1.5
14/02/07 2.6 3.8 3.1
15/02/07 2.7 4.5 4.1
16/02/07 4.4 6.3 5.7
170/2/07 7.3 9.8 9.4
Promedio (mg/l) 3.64 5.24 4.76
Para el experimento por carga a escala de laboratorio la concentración
inicial de OD fue de 9.84mg/l. Los valores reportados para el OD durante el
monitoreo, se presentan en la Tabla 29.
72
Tabla 29. Concentración de OD en el experimento por carga a escala de laboratorio
Tiempo de Exposición a la Luz
Muestreo 24h 14h 12h 10h Ausencia de Luz
08/12/05 7.98 6.15 6.55 4.60 0.74
09/12/05 13.70 11.27 11.11 9.86 1.58
10/12/05 13.13 9.13 7.43 9.91 3.27
11/12/05 11.53 7.65 8.83 5.28 1.89
12/12/05 9.55 8.50 7.91 6.66 2.23
13/12/05 9.15 6.68 3.38 7.50 1.94
Promedio (mg/l) 10.84 8.23 7.54 7.30 1.94
Al realizar el monitoreo de temperatura durante el experimento por carga a
escala real, el valor inicial fue igual a 28.6°C. En la Tabla 30 se pueden
observar los valores de temperatura, medidos durante el experimento.
Tabla 30. Temperaturas en el experimento por carga a escala real
Hora
Muestreo 10:00a.m. 1:00p.m. 3:00p.m.
13/02/07 29.20 34.10 33.20
14/02/07 30.00 34.40 33.40
15/02/07 29.00 34.20 33.50
16/02/07 28.68 34.70 34.20
170/2/07 27.54 34.90 34.30
Promedio (°C) 28.88 34.46 33.72
73
Para el experimento por carga a escala de laboratorio la temperatura inicial
fue de 30.6°C. Las temperaturas medidas durante el desarrollo del experimento
se presentan el la Tabla 31.
Tabla 31. Temperaturas en el experimento por carga a escala de laboratorio
Tiempo de Exposición a la Luz
Muestreo 24h 14h 12h 10h Ausencia de Luz
08/12/05 25.47 24.93 23.50 22.19 21.47
09/12/05 25.09 24.75 28.44 23.22 22.38
10/12/05 24.64 23.73 22.65 21.92 21.37
11/12/05 24.45 24.50 23.77 23.27 22.63
12/12/05 28.39 28.33 28.35 27.99 26.95
13/12/05 27.01 27.96 26.91 26.40 20.82
Promedio (°C) 25.84 25.70 25.60 24.17 22.60
En los valores presentados anteriormente para el pH, OD se puede
observar que los mismos aumentaron a medida que pasaron los días
registrándose los valores más elevados a la 1:00p.m. para el caso del
experimento por carga a escala real, momento en el cual el agua analizada
estaba en presencia de la mayor intensidad de luz de sol durante el día;
mientras que para escala de laboratorio, los máximos valores se registraron
con condiciones de 24h de exposición a la luz. Por otro lado se pudo observar
que la temperatura disminuyó, lo que es producto de los procesos naturales a
los que se encuentra sometido el afluente una vez que entra al sistema de
lagunas.
3.3.2. Constante cinética de desaparición de los coliformes fecales (k)
74
Para el agua cruda el valor reportado en el experimento a escala real, para
la concentración inicial de coliformes fecales fue de 5.15E+06 (agua cruda).
Una vez culminado el experimento, las concentraciones obtenidas para las
distintas horas del día pautadas (10:00a.m., 1:00p.m. y 3:00p.m.) se presentan
en la Tabla 32.
Tabla 32. Concentración de coliformes fecales en el experimento por carga a escala real para las 10:00a.m., 1:00p.m. y 3:00p.m.
Hora: 10:00a.m. Hora: 1:00p.m. Hora: 3:00p.m.
Muestreo Concentración Log Concentración Log Concentración Log
13/02/2007 5.00E+05 5.69 1.40E+05 5.14 1.20E+05 5.07
14/02/2007 7.40E+04 4.86 7.20E+04 4.85 6.30E+04 4.79
15/02/2007 7.80E+03 3.89 7.20E+03 3.85 6.20E+03 3.79
16/02/2007 4.10E+03 3.61 3.50E+03 3.54 2.45E+03 3.38
En la tabla anterior se muestra como la concentración de los coliformes
fecales disminuye a medida que avanzaba el día, reportándose los niveles más
bajos a las 3:00p.m; logrando reducir la concentración en 2 ciclos de logaritmos
al finalizar el experimento. También se puede observar como la concentración
de los coliformes fecales tienden a estabilizarse en el último día de análisis.
En las Figura 23 se puede observar el comportamiento de la concentración
de coliformes fecales durante el experimento por carga a escala real.
75
0.0000
1.0000
2.0000
3.0000
4.0000
5.0000
6.0000
7.0000
8.0000
0 1 2 3 4 5 6
Días
Con
cent
raci
ón (l
og10
)
concentraciónde CF
Figura 23. Concentración de los coliformes fecales para el experimento
por carga a escala real
La Ley de Chick (1910) rige la remoción de bacterias en lagunas de
estabilización bajo flujo discontinuo (caso de las lagunas en estudio) (CEPIS,
1987); por lo que la determinación de la constante de remoción bacteriana se
realizó bajo estas condiciones. La ecuación que describe dicha ley es la
ecuación 2, con la cual se obtuvo una k=7.66día-1. Para lo anterior, se tomó
como la concentración inicial de coliformes fecales la reportada en el agua
cruda en el experimento por carga a escala real y como final la del último
monitoreo (3:00p.m.). Ver Tabla 32.
Para el caso del experimento por carga a escala de laboratorio la
concentración inicial de coliformes fecales fue de 1.67E+06. Los valores
obtenidos durante el desarrollo del experimento para la concentración de
coliformes fecales (24h, 14h, 12h, 10h y ausencia de luz) se muestran en la
Tabla 33.
76
Tabla 33. Concentración de coliformes fecales en el experimento por carga a escala de laboratorio para 24h, 14h, 12h,
10h y ausencia de luz.
24h 14h 12h 10h 0h
Muestreo Concentración LOG Concentración LOG Concentración LOG Concentración LOG Concentración LOG
09/12/05 2,03E+06 6,30749604 1,25E+06 6,09691001 3,07E+06 6,48671378 4,50E+06 6,65321251 1,46E+06 6,16435286
10/12/05 1,80E+05 5,25527251 1,44E+05 5,15836249
Error en las muestras
tomadas 3.30E+05 5.51851394 2,50E+05 5,39794001
11/12/05 8,50E+04 4,92941893 5,15E+04 4,71180723 9,30E+04 4,96848295 2,00E+05 5,3010300 2,40E+05 5,38021124
12/12/05 4,10E+04 4,61278386 5,00E+04 4,6989700 5,75E+04 4,75966784 8,60E+04 4,93449845 2,10E+05 5.32201243
13/12/05 1,03E+04 4,01283722 1,90E+04 4,2787536
Error en las muestras
tomadas
Error en las muestras
tomadas
Error en las muestras
tomadas
77
En la Figura 24 se muestra la disminución de la concentración de los
coliformes fecales a medida que pasaron los días.
0
2
4
6
8
0 1 2 3 4 5 6
Días
Con
cent
raci
ones
(Log
10)
24hr14hr12hr10hrAusencia de luzLineal (Ausencia de luz)Lineal (14hr)Lineal (12hr)Lineal (10hr)Lineal (24hr)
Figura 24. Concentración de los coliformes fecales para el experimento por carga a escala de laboratorio
Mediante la Ley de Chick (1910) (ecuación 2), se determinó la constante
cinética de desaparición de los coliformes fecales.
Tabla 34. Constante cinética de desaparición de los coliformes fecales (k)
para el experimento por carga a escala de laboratorio
Constantes (día-1)
k24h 5.09
k14h 4.48
k12h 3.37
k10h 2.97
kausencia de luz 2.07
Al comparar las constantes cinética de desaparición de los coliformes fecales
para el experimento por carga a escala real y de laboratorio, se puede observar
que bajo condiciones reales se obtuvieron mejores resultados debido a que la
78
intensidad de la luz solar fue mucho mayor a la de la luz artificial empleada en el
experimento a escala de laboratorio, por otra parte la temperatura registrada en
cada caso fue diferente, a escala real fue un promedio de 32.35oC y a escala
piloto la máxima temperatura promedio fue de 25.60oC. Sin embargo a escala
piloto, se observó que a medida que el tiempo de exposición a la luz disminuía la
constante de desaparición también disminuía.
Una vez obtenidas las concentraciones para ambos casos se pudo determinar
el porcentaje de remoción para cada uno de ellos, mediante la ecuación 10. En la
Tabla 35 y Tabla 36 se presentan los valores obtenidos.
Tabla 35. Porcentaje de remoción por día de muestreo para el experimento por carga a escala real
Muestreo %Remoción
13/02/07 76.00
14/02/07 14.86
15/02/07 20.51
16/02/07 40.24
Cabe destacar que el porcentaje de remoción desde el inicio del experimento
por carga a escala real hasta el final del mismo fue de 99.95%.
Tabla 36. Porcentaje de remoción para el experimento por carga a escala de laboratorio
Horas luz %Remoción
24 99.50
14 98.50
12 98.10
10 98.10
Ausencia de luz 85.62
79
Basándose en los valores antes expuestos, se puede decir que el tiempo de
la exposición a la luz durante el tratamiento de agua residual, tiene una gran
influencia en la remoción de bacterias; demostrándose que al aumentar el tiempo
de exposición a la luz al máximo el porcentaje de remoción aumenta
considerablemente. Esta herramienta puede servir de soporte para aumentar ó
disminuir el tiempo de retención de la laguna, de acuerdo a las horas de intensa
luz disponible durante el día. Por ejemplo, en el mes de diciembre los días de luz
son más cortos, para lo cual se requiere mayor tiempo de residencia que para los
meses julio-agosto.
Con las constantes cinéticas de desaparición de las bacterias obtenidas a
determinadas temperaturas, durante el experimento por carga a escala de
laboratorio, se realizó un ajuste de la ecuación de Arrhenius obteniendo la
siguiente expresión. (Ecuación 12)
TT ediak
27.2145.3
−−= (12)
Donde,
El factor pre-exponencial k0=3.45día-1 y 27.2−=−RTEa . Con R=8.314J/mol.K,
se obtiene una energía de activación (Ea) igual a 18.87J/mol.
De igual forma se hizo un ajuste de la ecuación propuesta por Slanetz/Marais
(1970), obteniéndose una expresión para predecir la constante cinética de
desaparición de las bacterias bajo las condiciones climáticas de nuestra región.
(Ecuación 13)
)20()27.1(09.1 −= T
Tk (13)
Según las ecuaciones presentadas en la Tabla 37, la ecuación 13 se ajusta al
modelo de IMTA (1981).
80
Tabla 37. Coeficientes de reducción bacteriana, k (día-1)
Temperatura Ecuación/Autor
Ecuaciones 15°C 20°C 25°C 30°C
Slanetz/Marais (1970) Kb=2.6(1.19)T-20 1.090 2.600 6.205 14.806
IMTA (1981) Kb=1.2(1.19)T-20 0.599 0.840 1.178 1.652 Arceivala (1992) Kb=0.623(1.04)T-20 0.503 1.200 2.864** 6.834**
Yánez (1992) Kb=0.84(1.07)T-20 0.784 1.100 1.543 2.164
Sáenz (1993) Kb=1.1(1.07)T-20 0.512 0.623 0.758 0.922
A continuación se presenta un resumen de lo ocurrido en el sistema de
lagunas durante el monitoreo realizado.
Durante el llenado de la laguna facultativa A1, se observó que la remoción
de carga orgánica fue aumentando a medida que pasaron las semanas de estudio,
reportando un 88.51% para DBO5-20 y 85.24% para DQO. En los puntos internos
de esta laguna, el comportamiento de estos dos parámetros fue similar en puntos
paralelos. Con respecto a la DQO, se observó que la disminución de la misma
resultó mayor en los puntos más alejados de la entrada. Lo anterior puede
adjudicarse a que en los puntos más cercanos a la entrada, se presentaba una
constante mezcla con el agua cruda en el momento en que la misma entraba al
sistema.
El comportamiento de los SST durante el monitoreo de la laguna facultativa
(A1), reportó una pequeña disminución en cuanto a la entrada y salida, mientras
que en los puntos internos se pudo observar que la concentración de SST en la
segunda semana del monitoreo disminuyó considerablemente, debido a que el
sistema de bombeo estuvo parado la segunda semana de su etapa de llenado, por
lo que los SST pudieron haberse depositado en el fondo disminuyendo su
concentración, lo que indica que la remoción de los mismos en las lagunas de
estabilización son aportados por el sistema.
81
La remoción de nutrientes (nitrógeno y fósforo) fue evidente en la laguna,
siendo las concentraciones para ambos similares en los puntos internos
monitoreados. Pero al comparar las concentraciones de entrada y salida, se pudo
observar que hubo una remoción de nitrógeno y fósforo en la laguna A1 de 43.69%
y 70.26%, respectivamente.
Los parámetros tomados en sitio, pH, OD y T, fueron monitoreados a
tempranas horas de la mañana (8:00a.m. a 9:00a.m.), por lo que se obtuvieron
concentraciones bajas para el OD, coincidiendo con los reportados por Bracho
(1994), quien monitoreó estos parámetros cada 2 a 4 horas en las lagunas de
estabilización del CIA. Sin embargo, se pudo observar que a medida que el pH y el
OD aumentaban la temperatura disminuía.
La concentración de los coliformes fecales fue monitoreada en los puntos
P1 y P4 de la laguna facultativa (A1), observándose una disminución de 1 ciclo de
logaritmo en el punto P1 y de 2 ciclos logarítmicos en el punto P4 con respecto a la
concentración del agua cruda, esto pudo deberse a que este ultimo punto se
encontraba más alejado de la entrada y se creó un espacio muerto debido a la
acción del viento, por lo que el agua en tratamiento se quedaba más tiempo
retenida en ese punto provocando una mayor eficiencia en la remoción de
coliformes fecales. Lo anteriormente expuesto, evidencia que las lagunas
facultativas aportan una gran remoción de coliformes fecales.
Al analizar el comportamiento de la clorofila, la misma fue aumentando a
medida que se llenaba la laguna A1, lo que ayudó a la remoción de coliformes
fecales ya que el OD aumentaba producto de la actividad fotosintética de las
algas. En el punto P4 se observó un aumento en la concentración de clorofila con
respecto al punto P1, lo que pudo deberse a las causas que justifican una mayor
remoción de coliformes fecales en el punto P4.
82
Una vez completado el llenado de la laguna A1, se observó el
comportamiento de la laguna A2, en la cual se evidenció un aumento en la
concentración de SST, OD y pH por el crecimiento de algas; así como una mayor
remoción de nutrientes (74.30% para N y 77.57% para P), esto aunado a que en
una laguna de maduración la población algal es más diversa comparada con la
laguna facultativa y la actividad algal en sinergia con la fotosíntesis, son los
responsables de los principales mecanismos de remoción de nutrientes. (Curtis,
1994).
Con respecto a los experimentos por carga a escala real y de laboratorio, se
reportaron los máximos pH, temperatura y OD en el momento en el cual se
registraba la mayor intensidad de luz (1:00p.m. para el caso real y 24h para el
caso de laboratorio). Durante el caso de laboratorio los valores registrados para
estos parámetros aumentaron y disminuyeron, debido a inconvenientes
presentados en el control de la exposición a la luz; ya que el día 11/12/05 y
12/12/05 el equipo se encontraba apagado en el momento de la toma de muestra.
Sin embargo, en los valores promedios se pudo notar como dichos parámetros
disminuían a medida que el tiempo de la exposición a la luz era menor. En cuanto
a la concentración de coliformes fecales, se pudo observar como este indicador
está directamente relacionado con los parámetros antes mencionados, ya que la
remoción de coliformes fecales fue mayor cuando la exposición a la luz estaba al
máximo. La constante cinética de desaparición obtenida para el experimento a
escala real fue igual a 7.66día-1 a una temperatura promedio durante el día de
32.35oC y a escala de laboratorio a una temperatura promedio de 25.60oC y 12
horas de luz solar (tiempo similar de exposición de luz a escala real) fue de
3.37día-1. Con lo anterior, se observa que la constante cinética de desaparición de
las bacterias es directamente proporcional a la exposición de luz y a la
temperatura, expresando el modelo para predecir dicha constante cinética con la
ecuación 13. Es importante indicar que no se registró la intensidad de luz, por no
disponer de los instrumentos para ello, pero la intensidad del sol fue mayor a la
intensidad de la luz artificial empleada en el laboratorio.
83
CAPÍTULO IV CONCLUSIONES
1. La ecuación hallada para predecir la constante cinética de desaparición de
coliformes fecales, bajo las condiciones climáticas de la Región Zuliana,
quedó expresada con la ecuación 13.
2. En el experimento por carga a escala de laboratorio, se demostró que para
un mismo tiempo de retención, temperatura similar y diferentes tiempos de
exposición a la luz, la constante cinética de desaparición de las bacterias
(k) es directamente proporcional a este último parámetro.
3. El aporte de remoción de coliformes fecales entre 24h de exposición a la luz
y ausencia de luz, en el experimento por carga a escala de laboratorio fue
de 13.88%, lo que indica que el 85.62% de remoción de coliformes fecales;
corresponde al tiempo de retención donde ocurre los procesos de
agotamiento de los nutrientes y por consecuencia las bacterias se comen
unas a otras.
4. Al analizar el comportamiento de los parámetros fisicoquímicos en los
puntos internos de las lagunas en estudio, se observó una concentración
casi homogénea coincidiendo con la definición de mezcla completa,
reportándose es las lagunas una remoción de coliformes fecales de 95.70%
promedio.
5. El flujo en el reactor por carga, utilizado para la realización del experimento
por carga a escala real, puede considerarse equivalente a flujo pistón;
presentándose una remoción de coliformes fecales de 99.95%.
6. La diferencia de remoción de coliformes fecales entre condiciones de flujo
de mezcla completa y flujo pistón, apunta a que bajo condiciones de flujo
pistón la remoción de coliformes fecales es favorecida.
84
7. Las lagunas estudiadas se fueron estabilizando durante su llenado, ya que
durante el mismo el agua se va tratando y al descargar se obtiene una
remoción de 80.50% y 72.14% para la DBO5-20 y DQO respectivamente,
mejorando cada semana hasta alcanzar en la cuarta semana una remoción
de 88.51% para la DBO5-20 y 85.24% para la DQO, soluble en ambos casos.
85
CAPÍTULO V RECOMENDACIONES
1. Se recomienda que para futuros proyectos de diseño de lagunas en nuestra
región, se prediga la constante cinética de desaparición de las bacterias (k)
con el modelo obtenido durante la investigación realizada (ecuación 13).
2. Conforme a los resultados obtenidos en la investigación, se recomienda
colocar la salida de la laguna facultativa (A1) cercana al punto indicado
como P4, ya que en esa zona se obtuvo una mayor eficiencia en la
remoción de patógenos con respecto al punto P1, ambos monitoreados en
la laguna antes mencionada.
86
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