devoir no 1 partie i : dilutions et concentrations (3 ... · par exemple, ecori indique que cette...
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Devoir No 1
Partie I : Dilutions et Concentrations (3 points/question pour un total de 60 points)
Lorsque vous faites vos calculs, arrondir vos chiffres intermédiaires à deux chiffres significatifs
après la décimale. (Par exemple 2.135 = 2.14 ou 2.134 = 2.13). Vos réponses doivent être soumises
à deux chiffres significatifs après la décimale. Par exemple, 2.00, 0.020, ou 0.0020. Ne pas utiliser
la virgule pour indiquer la décimale, utiliser plutôt un point.
Utilisez l’information suivante pour répondre aux questions 1-8
Vous préparez une solution en ajoutant les ingrédients suivants dans l’ordre indiqué : 600 mL H2O,
125 mL 1.6 M de « A », 50 mL 20 % (m/v) « B », et 25 mL 10g/L « C ». Les propriétés de chacun
des ingrédients sont les suivantes:
A: MM 200g/mole, densité 1.2g/mL, densité de soln. de 1.6 M 1.05g/mL
B: MM 150g/mole, densité 1.3g/mL, densité de soln. de 20% 1.1g/mL
C: MM 35g/mole, densité 1.15g/mL, densité de soln. de 10g/L 1.03g/mL
Densité de la solution finale: 1.25g/mL
1. Quelle est la molarité finale de « B » dans la solution?
2. Quel est le volume, en millilitres, d’une partie? (Indiquer le chiffre entier le plus petit)
3. Quel est le pourcentage (m/m) de « C » dans la solution finale?
4. Quel est le pourcentage (m/v) de « A » dans la solution finale?
5. Quel est le nombre de parties de solvant dans la solution finale? (Indiquer le chiffre entier le
plus petit) 6. Quel est le pourcentage de solutés totaux (m/v) dans la solution finale?
7. Quel est le rapport volume entre chaque ingrédient incluant l’eau?
8. Quel est le rapport masse entre chaque ingrédient incluant l’eau?
9. Vous commencez avec 2.5L d'une solution mère de KNO3 et désirez préparer 10.0 L de 1.5 M
KNO3. De quel pourcentage (m/v) est-ce que la solution mère de nitrate de potassium devrait-
elle être si vous utilisez la totalité? (MM de KNO3: 101g/mole)
10. Vous avez des solutions mères de 5.0 M sulfate de cuivre et de 2 M NaCl. Vous désirez
préparer une solution avec une concentration finale de 0.25 M NaCl et 0.25 M de sulfate de
cuivre et 330 mL d’eau en tant que solvant. Combien de millilitres de la solution mère de NaCl
est-ce que la solution contiendrait?
11. 40.0 mL de 2.0 M Fe(NO3)3 est mélangé avec 2 mL de 5 M Fe(NO3)3 et 48 mL d'eau. Quelle
est la concentration molaire finale d’ions de NO3-?
12. Vous ajoutez 3.5 L d'une solution de HCl de concentration inconnue à 2.0 L de 0.5 M HCl et
4.5 L d’eau. La concentration finale de HCl est 1.5 M. Quelle était la concentration inconnue
de la solution initiale de HCl?
13. Vous préparez une solution de 20% NaCl (m/v) (Densité de NaCl : 2.16 g/mL). Combien de
millilitre d’eau sont dans 1L de cette solution?
14. Quelle est la concentration molaire d'ions de chlorure dans une solution préparée en
mélangeant 100.0 mL de 2.0 M KCl avec 50.0 mL d'une solution de 1.50 M CaCl2?
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15. L'A260nm d’une solution d’ADN est 0.15. Combien de cette solution d'ADN et d'un tampon de
chargement de 5.5X devrait être ajouté à 20 µL d'eau pour obtenir un échantillon qui contient
75 ng d'ADN dans du tampon de chargement de 0.5X? (A260nm de 1.0 = 50 µg/mL ADN)
16. Solution A contient 1.20 mg de protéines par mL. Solution B contient 3.10 mg de protéines
par mL. Si vous combinez 34 mL de la solution A avec 19 mL de la solution B, quelle serait
la concentration de protéines dans la solution finale?
17. Vous avez une solution de glycine de 0.35M (MM: 70g/mole). Par quel facteur est-ce que cette
solution doit être diluée pour obtenir une concentration finale de 0.49% (m/v)?
18. Un échantillon d'eau a une concentration en PO4-3 de 6.8 μM. Exprimer ceci en μg/L de PO4
-
3. (PM de PO4-3: 95g / mole)
19. Combien y a-t-il de grammes de K+ et de PO4-3 dans 100 mL d'une solution de K2HPO4 de
0.5M? (PM de K2HPO4: 174g/mole, K+: 39g/mole, et PO4-3: 95g/mole)
20. Vous avez trois solutions, "A", "B" et "C". Chacune doit être dilué par les facteurs de dilution
suivants: 4X, 10X et 50X respectivement. Quel serait le volume final d'une solution préparée
en ajoutant chacun des ingrédients à 100 mL de solvant?
Partie II: Performance en labo et analyse de données (5 points/question pour un
total de 40 points)
1.2 Préparation de solutions :
1. Indiquer les lectures d’absorbances obtenues pour chacune des solutions que vous avez
préparées dans l’exercice de labo no1.
a. Une solution de 0.2mM du composé “A”.
b. Une solution de 0.72% (m/v) du composé “B”.
c. Une solution de 5% (v/v) de la solution I.
d. Une solution qui contient 0.1mg du composé “A” et 0.1% (v/v) du composé “B”.
e. Une solution avec le rapport suivant : solution I : solution II : eau : 2 : 1 : 247
1.3 Utilisation des micropipetteurs
2. Générer une courbe étalon à partir des données obtenues pour les volumes allant de 50-200
µL (ABS Vs Vol.). Déterminer le coefficient R2. (Suivre les directives pour les figures et les
graphique disponible sur la page web de ce cours)
3. D’après votre courbe étalon, quels sont les volumes moyens pour les puits G1-3 ou H1-3 et
les puits G4-6 ou H4-6?
1.4: Essai colorimétrique pour déterminer la concentration de phosphate
4. Générer une courbe étalon. (ABS Vs µmoles de phosphate par puits) Ajouter une ligne qui
présente la meilleure tendance. Déterminer le coefficient R2. (Suivre les directives pour les
figures et les graphiques disponibles sur la page web de ce cours)
2.3 : Électrophorèse sur gel d’agarose
5. Soumettre une figure de votre gel d’agarose qui inclut une légende appropriée (suivre les
directives pour les graphiques et les figures sur la page Web de ce cours).
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2.4 : Quantification spectrophotométrique de l’ADN (Pg. 28)
6. Soumettre un graphique qui représente les lectures A260 Vs. les concentrations standards
d'ADN. Inclure le coefficient R2 sur le graphique.
7. D’après votre graphique quelle était la concentration initiale non-diluée de la solution d'ADN
inconnue fournie?
8. Soumettre les informations suivantes pour votre isolation d’ADN génomique de levure.
ABS260
ABS280
Rapport ABS260/ABS280
Concentration en µg/µL de la préparation non diluée
Rendement total en µg
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Devoir No 2
Partie I : Digestions par enzymes de restriction et cartographie (2 points/question
pour un total de 50 points)
1. La nomenclature des enzymes de restriction peut fournir des informations utiles concernant la
source de l'enzyme. Par exemple, EcoRI indique que cette enzyme était la première enzyme
isolée à partir d'une souche d’Escherichia coli "R". De quel genre bactérien est-ce que BglII a
été isolée?
2. Définir les termes suivants: isoschizomère, neoschizomer et isocaudomer.
3. Parmi les enzymes énumérées ci-dessous lesquelles, s’il y en a, génèrent des extrémités
compatibles les unes aux autres? (Ex. A et B)
Enzyme Séquence reconnue
A AccI GT/CGAC
B ClaI AT/CGAT
C EagI C/GGCCG
D TaqI T/CGA
E NsiI ATGCA/T
F NotI GC/GGCCGC
G PstI 5CTGC/AG
4. Les séquences partielles reconnues par deux enzymes de restrictions “A” et “B” sont indiquées
ci-dessous. Complétez les séquences de telle façon à ce que des palindromes soient générés
pour chacun des sites. Indiquez sur les palindromes quel lien phospodiestere devrait être clivé
pour que des extrémités protubérantes de l’enzyme “A” soient compatibles à des extrémités
protubérantes de l’enzyme “B”. Ex. CT/GCAG
Enzyme “A”: 5’CTAA― ― ― ― 3’
Enzyme “B”: 5’AAA ― ― ― 3’
5. Considérez votre réponse à la question précédente. Un fragment d’ADN généré avec l’enzyme
“A” a été ligué à un fragment d’ADN généré avec l’enzyme “B” tel qu’illustré ci-dessous.
Quelle (s) enzyme (s), A, B, A & B, ou ni A ou B couperait l’ADN ligué?
A/B
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6. Cette image représente une électrophorèse sur gel d’agarose de digestions de restriction du
plasmide pBR322. (ce fichier peut être obtenu du site Web de ce cours sous la rubrique
Données>pBR322).
L: Échelle de poids moléculaire U : pBR322 non-digéré H : pBR322 digéré avec HincII P: pBR322 digéré avec PvuII H+P: pBR322 digéré avec HincII et PvuII
Répondre aux questions suivantes d’après les résultats obtenus :
a. Combien de fois est-ce que PvuII coupe dans le plasmide?
b. Combien de fois est-ce que HincII coupe dans le plasmide?
c. Combien de fois est-ce que HincII coupe dans le fragment PvuII?
d. Combien de différents fragments de différentes tailles pourraient être générés si la
digestion PvuII + HincII était partielle?
7. Un fragment d’ADN linéaire de 12 Kpb, illustré ci-dessous, possède des sites de clivages pour
BamHI et EcoRI. Les nombres indiquent les distances en kilobases. Indiquer quelles tailles de
fragments seraient observées sur un gel d’agarose après des digestions avec BamHI, EcoRI et
BamHI + EcoRI. Notez, si différents fragments de mêmes tailles sont générés, la taille devrait
être indiquée qu'une seule fois. (Par exemple, ne pas indiquer 2Kbp et 2Kbp)
8. Des fragments de quelles tailles seraient générés après une digestion partielle par BamHI?
Seulement indiquer les tailles de fragments intermédiaires qui ne seraient pas obtenues après
une digestion complète. (Des fragments dans lesquels un ou plusieurs sites BamHI demeurent
non digéré)
9. Il a été déterminé que l'enzyme XhoI coupe à 2.0Kbp sur la carte ci-dessus. Quel fragment
BamHI serait coupé par XhoI?
10. Une digestion complète avec EcoRI + BamHI de 12µg du fragment ci-dessus a été fait.
Indiquez la quantité en µg qui serait obtenue du fragment de 4 Kpb.
L U H P H+P
1 4 6 10
B E B E
6
Le tableau ci-dessous présente les résultats de différentes digestions d'un plasmide. Toutes les
tailles sont en paires de base.
BamHI 13199, 8572, 4627
KpnI 13199
NheI 13199
BamHI +KpnI 12126, 9645, 8572, 3554, 1073
BamHI + NheI 10701, 9645, 8572, 2498, 2129
NheI + KpnI 11774, 1425
11. Une des enzymes utilisées à digérée l’ADN partiellement. De quelle enzyme s’agit-il?
12. Indiquer la taille d’un des produits intermédiaires parmi les digestions doubles qui représente
un fragment d’ADN digéré de façon incomplète.
13. Quelle est la taille totale du plasmide?
14. Quelle sont les distances entre les sites de restrictions KpnI et NheI?
15. Quelle sont les distances entre les sites de restrictions BamHI et NheI?
16. Quelle sont les distances entre les sites de restrictions KpnI et BamHI?
Le tableau ci-dessous présente les résultats de différentes digestions complètes d’un fragment
d’ADN linéaire. Toutes les tailles sont en paires de base.
NcoI 5023, 1295
NruI 4229, 2089
XbaI 3242, 2374, 702
NcoI + NruI 2934, 2089, 1295
NcoI + XbaI 3242, 1295, 1079, 702
NruI + XbaI 2374, 1855, 1387, 702
17. Parmi les fragments obtenus après la digestion avec XbaI, lequel possède des extrémités
protubérantes XbaI aux deux extrémités? Indiquer la taille du fragment.
18. Des fragments de quelles tailles seraient générés après une digestion du fragment indiqué à la
question 17 avec NruI?
19. Parmi les fragments générés après la digestion avec NcoI + NruI, lequel pourrait être ligué et
cloné dans un vecteur digéré avec NcoI + NruI ? Indiquer la taille du fragment.
20. Quelle est la distance entre les sites NcoI et NruI?
21. L'enzyme de restriction ApoI clive la séquence R/AATTY (R= A ou G et Y = C ou T). Combien
de différents palindromes est-ce que ApoI reconnaît?
22. Quelle serait la taille moyenne qui serait attendue après une digestion d’ADN génomique avec
ApoI? Présumez une distribution égale de A, G, C et T.
23. Vrai ou faux, une extrémité protubérante générée après une digestion d’un palindrome reconnu
par ApoI serait nécessairement compatible avec tout autre palindrome clivé par ApoI?
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24. L’enzyme PspN41 clive la séquence GGN/NCC (N= n’importe laquelle des quatre bases).
Combien de fois vous attendriez vous a ce que PspN41 digérerait un génome de 30 kb.
Arrondir au chiffre entier le plus proche.
25. La séquence A, qui contient deux sites BstBI (TT/CGAA), a été digérée avec BstBI. Le
fragment obtenu a ensuite été ligué dans le site de restriction unique TaqI (T/CGA) dans le
vecteur B.
Séquence A: CAG TT/CGAA TTC • • • • • • • • • • • • • • • • GGC TT/CGAA AAG
Vecteur B: TGG T/CGA CAC
Quelle (s) enzyme (s) pourrait (ent) être utilisée (s) pour relâcher le fragment d’ADN cloné du
vecteur B recombinant? BstBI, TaqI , les deux ou aucune des deux.
Partie II : Cartographie de restriction (4 points/question pour un total de 40 points)
Ci-dessous est illustrée l’électrophorèse d’ADN prédigéré tel que vous avez fait dans le labo. (Ce
fichier peut être obtenu du site Web de ce cours sous la rubrique Données>prédigéré).
1. Soumettre une courbe étalon de l'échelle de poids moléculaire. (Distance de migration Vs.
Tailles en pb) (Inclure le coefficient R2)
2. Soumettre un tableau des digestions du plasmide recombinant qui inclut les informations
suivantes: Enzyme utilisée, Nombre de coupures totales, Nombre de coupures dans l’insertion,
Nombre de coupures dans le vecteur, et Tailles des fragments observées. Dans une légende
qui accompagne le tableau, indiquez la taille totale du plasmide, la taille du vecteur, la taille
de l'insertion et le (les) site(s) de restriction dans lequel (lesquels) l'insertion a été introduite
dans le vecteur.
L: Échelle de poids moléculaire de 1 kb U: ADN recombinant du plasmide pUC9 non-digéré 1 : Plasmide recombinant de pUC9 digéré avec BamHI 2: Plasmide recombinant de pUC9 digéré avec EcoRI 3: Plasmide recombinant de pUC9 digéré avec HindIII 4: Plasmide recombinant de pUC9 digéré avec EcoRI + HindIII 5: Plasmide recombinant de pUC9 digéré avec PstI 6: Vecteur pUC9 digéré avec BamHI
L U 1 2 3 4 5 6
8
3. Soumettre une figure qui représente une carte de restriction possible de l'insertion dans le site
de clonage multiple de pUC9. Votre carte doit être linéaire, à l’échelle et seulement inclure
l'insertion dans le site de clonage multiple. (Voir les directives sur la page web de ce cours
sous la rubrique graphiques et figures)
Ci-dessous est présentée l’électrophorèse des digestions des plasmides recombinants inconnus de
pUC19 (A : orientation 1; B : orientation 2) tel que vous avez fait dans le labo. (Ce fichier peut
être obtenu du site Web de ce cours sous la rubrique Données>pUC19 recombinant).
4. Soumettre un tableau d’analyse des digestions de l’inconnu qui vous a été fourni. Votre tableau
doit inclure les données suivantes : Enzyme (s) utilisée (s), Nombre de coupures totales,
Nombre de coupures dans le vecteur, Nombre de coupures dans l'insertion et les Tailles des
fragments générés.
5. Soumettre une figure de la carte de restriction de l’insertion d'ADN du plasmide recombinant
qui vous a été fourni. Votre carte doit être linéaire, inclure le site de clonage multiple, indiquer
le site d'insertion, la taille de l'insertion et les positions dans le site de clonage multiple ou dans
l'insertion de toutes les enzymes testées. Votre figure doit être à l'échelle. Suivre les directives
pour générer de telles figures sous la rubrique Graphiques/Figures sur la page web de ce cours.
6. Soumettre une figure de votre propre électrophorèse sur gel d'agarose du recombinant pUC
prédigéré et le calibrage d'une enzyme de restriction. Assurez-vous d'inclure une légende
appropriée. Suivez les directives pour les figures sur la page Web de ce cours et pour inclure
toutes les informations requises dans la légende pour la compréhension et l'interprétation de la
figure.
1. mol. wt. marker
2. A uncut
3. A Bam HI
4. A Hin DIII
5. A Pst I
6. A Xba I
7. A Hin DIII + Pst I
8. A Hin DIII + Xba I
9. A Pst I + Xba I
10. pUC19 Bam HI
11. mol. wt. marker
12. B uncut
13. B Bam HI
14. B Hin DIII
15. B Pst I
16. B Xba I
17. B Hin DIII + Pst I
18. B Hin DIII + Xba I
19. B Pst I + Xba I
20. pUC19 Bam HI
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20
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7. Selon l'expérience présentée à la question 6, quel était l'échantillon le plus dilué qui présentait
une digestion complète (indiquer la dilution)? Sur la base de cette information, quelle était la
concentration enzymatique non diluée approximative en unités / μL? Montrez comment vous
êtes arrivé à cette conclusion.
8. Soumettre une figure de votre propre électrophorèse sur gel d'agarose des digestions de
restriction du plasmide pUC recombinant que vous avez reçu. Assurez-vous d'inclure une
légende appropriée. Suivez les directives pour les figures sur la page Web de ce cours et pour
inclure toutes les informations requises dans la légende pour la compréhension et
l'interprétation de la figure.
Ci-dessous est l’électrophorèse sur gel d’agarose des digestions d’ADN génomique des levures
Saccharomyces cerevisiae et Saccharomyces pombe tel que vous avez faits en labo (Panneau A).
Après la migration, le gel a été transféré et sondé avec une partie d’un gène de Saccharomyces
cerevisiae (Panneau B). (Ce fichier peut être obtenu du site Web de ce cours sous la rubrique
Données>southern)
9. Combien de fois est-ce que les enzymes BamHI et EcoRI coupent dans la région du génome
de S. cerevisiae recouverte par la sonde?
10. Dessiner une carte de restriction possible de cette région du génome de S. cerevisiae. Indiquer
sur votre carte la région potentielle recouverte par la sonde. Votre figure doit être à l'échelle.
Suivre les directives pour générer de telles figures sous la rubrique Graphiques/Figures sur la
page web de ce cours.
A B
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Bioinformatique 1-2 (1.25 points/question pour un total de 10 points)
1. Quel est le numéro d’accession protéique du premier fichier pour l’enzyme BamHI obtenu
après une recherche générale?
2. Est-ce que le fichier avec le numéro d’accession D28878 correspond à un fichier nucléotidique
ou protéique?
3. Quelle est le nom du gène qui correspond au fichier avec le numéro d’accession D28878?
4. Soumettre les informations suivantes en ce qui a trait à chacun des gènes inconnus du premier
exercice de bio-informatique.
Le numéro d'accession
Coverage
Ident.
E value
La définition
L’organisme duquel cette séquence a été obtenue
Le nom du gène
Le nom du produit du gène
Le numéro d’accession de la protéine
5. Présenter les cartes théoriques des 5 gènes inconnus disponibles sur la page Web de ce cours.
Inclure sous chaque carte le nom du gène et la liste d’enzymes qui ne coupent pas.
6. Comparez les cartes théoriques générées ci-dessus à la carte expérimentale de l'insertion
inconnue que vous avez analysée dans le labo. (« Cartographie de restriction d’un plasmide
recombinant » (Pg 25-31)). L'insertion inconnue correspond à quel gène?
7. Fournir une carte de restriction montrant les positions des sites de restriction PstI, ScaI, NcoI
et XbaI dans la région entre les positions 2046-3948 de la séquence « séquence inconnue »
disponible sur la page Web de ce cours. Indiquez sous la carte la définition du gène et les
enzymes qui ne coupent pas.
8. Selon la carte que vous avez soumise pour la question 7, quelles tailles de fragments seraient
générées à la suite d'une double digestion ScaI-XbaI du fragment linéaire entre les positions
2046-3948?
11
Devoir No 3
Partie I: Clonage et transformations (2.5 points/question pour un total de 50 points)
L’anémie falciforme est due à une mutation dans le gène de la β-globine humaine. Les trois
génotypes possibles sont homozygotes pour la β-globine normale, porteur hétérozygote (ayant à
la fois la version normale et la version mutante) et homozygote pour l'anémie falciforme. La
technologie de l'ADN recombinant a été utilisée comme base pour le diagnostic prénatal de
l'anémie falciforme. Dans un pourcentage très élevé des cas observés, le gène normal de la β-
globine humaine se retrouve sur un fragment de restriction Hpal de 7600 pb, tandis que le gène
mutant se retrouve sur un fragment HpaI de 13000 pb.
À votre disposition sont :
Un échantillon étiqueté d’ADN recombinant d’un vecteur plasmidique bactérien (4000 pb)
avec une insertion HpaI de 7600 pb qui contient le gène normal humain.
Un échantillon d’ADN génomique de chaque membre d’un couple qui pourrait être des
porteurs du trait de l’anémie falciforme et qui attendant leur premier enfant.
Un échantillon d’ADN génomique obtenu des cellules fœtales dans le fluide amniotique
de l’utérus de la femme enceinte.
1. Vous faites un Southern sur l’ADN digéré avec HpaI en utilisant le plasmide recombinant
comme sonde. Quelle (s) taille (s) de bande (s) vous attendez-vous d’observer dans chacun des
cas suivants?
Mère porteuse hétérozygote
Mère homozygote normale
Fétus homozygote pour l’anémie falciforme
L’ADN génomique combiné d’une mère porteuse hétérozygote et d’un père homozygote
normal
2. Vous avez la séquence partielle du gène psy2 de la levure illustré ci-dessous. Vous décidez
d’utiliser la PCR pour amplifier la séquence de psy2 d’après les séquences bordantes illustrées.
Quelle(s) paire (s) d’amorces utiliseriez-vous pour amplifier la séquence complète de psy2?
Set 1: Set 2: Set 3:
5’ AGGCCG 3’ 5’ TCCGGA 3’ 5’ TTCCAA 3’
5’ TCGACG 3’ 5’ GCCGGA 3’ 5’ GGAGTC 3’
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Considérez l’information suivante pour répondre aux questions 3-5:
Vous avez amplifié la séquence psy2 et souhaitez cloner le fragment de PCR dans le vecteur 2
pour l’exprimer chez la levure. Les sites de clonage disponible sur le vecteur sont illustrés ci-
dessous.
StuI: 5’- AGG/CCT-3’ SalI: 5’-G/TCGAC-3’ EcoRI: 5’-G/AATTC-3’ BamHI: G/GATCC
Il y a deux façons d’insérer la séquence amplifiée de psy2 dans le vecteur 2. Indiquez la (les)
enzyme (s) de que vous pourriez utiliser pour couper le vecteur et la séquence psy2 pour chacun.
3. Clonage directionnel:
Couper le vecteur et psy2 avec:
4. Clonage non directionnel:
Couper le vecteur et psy2 avec:
5. Quelle (s) enzyme (s) pourriez-vous utiliser pour vérifier la présence et l’orientation de
l’insertion?
Considérez l’information suivante pour répondre aux questions 6-9:
Plusieurs groups de labo ont fait des étapes de ligatures/transformations semblables à celles que
vous avez faites en labo afin d’introduire la GFP dans le SCM du vecteur pUC digéré et traité à la
phosphatase. Le vecteur et la séquence GF Pont été tout deux digéré avec la même enzyme unique.
Les résultats obtenus par chaque groupe sont présentés ci-dessous:
No de colonies sur plaques LB-Amp
Transformation dans XL-1 Groupe 1 Groupe 2 Groupe 3 Groupe 4
a) pUC digéré + insertion GFP 0 529 2 1125
b) pUC digéré 0 2 5 930
c) GFP seul 0 0 0 890
e) 10μl pUC non digérés (0.5 ng/μL) 0 975 975 975
f) Pas d’ADN 0 0 0 925
5’GTCGACGGAATTCAGGCCT
3’CAGCTGCCTTAAGTCCGGA
CGTCGACTCCGGC3’
GCAGCTGAGGCCG5’ Psy2
EcoRI Start
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6. Quel groupe a obtenu le patron de résultats attendus/désirés?
7. Quel groupe aurait le pourcentage le plus élevé de colonies bleues sur des plaques X-Gal avec
le mélange de transformation "a"?
8. Quel mélange de transformation serait attend de donner la proportion la plus élevée de
ligatures intramoléculaires?
9. Quelle était l’efficacité de transformation des cellules compétentes XL-1? Indiquer le nombre
de transformants attendu par microgramme d’ADN non-digéré.
Considérez l’information suivante pour répondre aux questions 10-14:
Vous désirez faire le clonage directionnel du gène de la protéine de choc thermique du maïs (2 kb)
dans le vecteur pGAL. Vous devez choisir les sites de restriction que vous incluraient dans vos
amorces de PCR et que vous utiliserez pour digérer le vecteur pGAL (5 kb). Ci-dessous sont les
cartes du SCM de pGAL et la séquence qui code pour la protéine de choc thermique du maïs.
10. Quel site de restriction ajouteriez-vous à votre amorce « forward »?
11. Quel site de restriction ajouteriez-vous à votre amorce « reverse »?
12. Vous isolé le plasmide d’une colonie que vous croyez possède l’insertion d’intérêt. Pour
vérifier votre assomption, vous digérez le plasmide recombinant avec XbaI. Des fragments
de quelles tailles sont attendus?
13. Pour vérifier l’orientation de l’insertion dans le vecteur pGAL, vous faites une digestion du
recombinant positif avec SspI. Des fragments de quelles tailles vous attendez vous d’obtenir
dans chacune des deux orientations?
0.1 0.2 0.7 0.25 0.25 0.5 kb X
14
Considérez l’information suivante pour répondre aux questions 14-17:
Vous clonez un fragment d'ADN généré par une digestion EcoRI dans un site unique EcoRI d'un
vecteur. Vous identifiez un vecteur recombinant que vous croyez possède l'ADN d'intérêt. Pour
générer une carte de restriction du plasmide recombinant, vous prenez trois échantillons de
plasmide et les digérez avec EcoRI, HindIII, et EcoRI + HindIII. Vous faites ensuite migrer l'ADN
digéré sur un gel d'agarose pour voir les fragments. Le gel est ensuite soumis à une hybridation de
type Southern en utilisant l’insertion EcoRI comme sonde. Présumez que l’insertion est plus petite
que le vecteur.
14. Quel (s) fragment (s) sur le gel s’hybriderait (ent) à la sonde représentant l’insertion?
15. Quel (s) fragment (s) sur le gel s’hybriderait (ent) à une sonde représentant la bande de 5.3 kb
observée dans la voie EcoRI?
16. Quel (s) fragment (s) dans la voie EcoRI s’hybriderait (ent) à une sonde représentant la bande
de 4.1 kb observés dans la voie HindIII?
17. Quels nouveaux fragments seraient observés après une hybridation avec le fragment de 1.5 kb
d’un recombinant qui possède l’insertion dans l’orientation opposée?
Vous avez cloné une insertion d’approximativement 3 kb dans un site de restriction unique dans
le site de clonage multiple d’un vecteur. Les séquences partielles bordantes du site de clonage
multiple (indiqué en caractères gras et soulignés) et la séquence de l’insertion dans l’orientation
voulue (in italique) sont indiquées ci-dessous. Vous souhaitez utiliser la PCR de colonies sur divers
clones pour identifier ceux qui possèdent l’insertion dans la bonne orientation (tel qu’indiquée ci-
dessous).
18. Quelles deux amorces pourriez-vous utiliser pour identifier les clones qui possèdent des
plasmides recombinants avec l’insertion dans la bonne orientation?
Amorces: (toutes les séquences sont écrites de 5’ à 3’)
A. CGTTGCACAT D. ATGTGCAACG G. GCAACGTGTA
B. AGCTCTGTGA E. AGTGTCTCGA H. TCACAGAGCT
C. AAATGGATTC F. TATGCCCATT
5.3
4.1 2.7
1.5
0.4
1.1
2.3
3.0
EcoRI HindIII EcoRI + HindIII
3’- CGTTGCACAT TTAAGGCCACGTGC• • • • • • •CTTTACCTAAGTGCGAATGGGCATAACTGACCGAT • • • • • • AATGTTCCAT AGAGCTCTGTGA -5’
1 1500 3 000 │ │ │
Insertion
15
19. Vous avez découvert un nouveau virus qui possède un génome double brin de 10 kb
consistant en 65% A / T. Combien de fois prévoyez-vous que l'enzyme HaeIII (GG / CC)
couperait ce génome? Arrondir au chiffre entier le plus proche.
20. Ci-dessous sont des schémas de molécules d'ADN double brin donc certain possèdent des
mésappariements ("P" représente un groupement 5’ phosphate) et des cassures simples
brin. Indiquez si l'ADN ligase pourrait fermer les cassures simples brin de façon efficace.
Partie II: Clonage (5 points/ question pour un total de 25 points)
1. Soumettre une figure de votre PCR du gène GFP. Inclure une légende qui inclut la taille
observée de l’amplicon.
2. Soumettre un tableau qui inclut les informations suivantes pour chacune des ligatures des
différentes séquences de GFP obtenues avec les trois différentes amorces « forward » ainsi
que la ligature faites en absence d’insertion. Indiquez le nombre de transformants obtenu en
tant que nombre de colonies /mL.
Amorce « Reverse » utilisée pour l’amplification et la mutagenèse
Nombre total de colonies observé
Nombre de colonies blanches
Nombre de colonies bleues
Nombre de colonies vertes fluorescentes
3. Quelle était l’efficacité de transformation des cellules XL-1 fournie? Montrer votre calcul.
4. Soumettre une figure de votre analyse PCR de vos recombinants plasmidiques. Indiquez dans
votre légende de la figure la taille de l'amplicon observé. Expliquez brièvement si les tailles
obtenues sont celles attendues et si les résultats indiquent que l'amplicon a été cloné dans la
bonne orientation.
5. Soumettre une figure de votre électrophorèse sur gel d'agarose enzyme de restriction de votre
recombinant plasmide. Indiquez dans votre légende de la figure la taille des fragments
observés. Expliquez brièvement si les tailles obtenues sont celles attendues et si les résultats
indiquent que l'amplicon a été cloné dans la bonne orientation.
..T-C-A-T-G-T-G-G-A-C-T-A G-T-C-C-T-G-G-G-A-C..
..A-G-T-A-C-A-C-C-T-G-A-T-C-A-G-G-A-C-C-C-T-G..
OH P
5’
5’
..T-C-A-T-G-T-G-G-A-C-T G-T-C-C-T-G-G-G-A-C..
..A-G-T-A-C-A-C-C-T-G-A-T-C-A-G-G-A-C-C-C-T-G..
OH P 5’
5’
..T-C-A-T-G-T-G-G-A-C-T-A A-T-C-C-T-G-G-G-A-C..
..A-G-T-A-C-A-C-C-T-G-A-T-C-A-G-G-A-C-C-C-T-G..
OH
5’
5’
P
..T-C-A-T-G-T-G-G-A-C-T-A G-T-C-C-T-G-G-G-A-C..
..A-G-T-A-C-A-C-C-T-G-A-T-C-A-G-G-A-C-C-C-T-G..
OH OH
5’
5’
A B
C D
16
Partie III: Bioinformatique 3 (2.5 points/ question pour un total de 25 points)
1.
Étape 1 : Obtenir la séquence inverse de la séquence avec le numéro d’accession AB439840.
Étape 2 : Obtenir la séquence complémentaire de la séquence obtenue à l’étape 1.
Étape 3 : Obtenir la séquence inverse du complément de la de séquence obtenue à l’étape 2.
Étape 4 : Obtenir la séquence inverse de la séquence obtenue à l’étape 3.
Étape 5 : Obtenir la séquence complémentaire de la séquence obtenue à l’étape 4.
Indiquer les premières 20 bases de la séquence finale. Assurez-vous d’indiquer vos extrémités 5’
et 3’.
2. Quelle serait la séquence du complément inverse de la séquence suivante? Indiquer les extrémités
5’ et 3’.
5’-GATCGGATCCCATCTTATC-3’
3. Les amorces suivantes ont été utilisées dans l’exercice 3 de labo afin d’amplifier et de faire la
mutagenèse du gène GFP en utilisant pGFPuv en tant que matrice (la séquence de pGFPuv
peut être obtenue sur le site Web de ce cours):
GFPfor-1: CGCCAAGCTTTGCATGCCTGCAGGTCG
GFPfor-2: CGCCAAGCTTGCATGCCTGCAGGTCG
GFPfor-3: CGCCAAGCTTTGaCATGCCTGCAGGTCG
GFPrev: CCGTCTCCGGGAGCTGCATGTGTCAG
Soumettre les informations suivantes pour chacune des amorces:
Sont-elles “+” ou “-”
Positions sur la matrice des extrémités 5’ et 3’
Les séquences des amorces alignées à celle de la matrice indiquant tout mésappariement
Ex. (1) THATSEQUENCE(12)(+ Amorce)
|| |||||||
(56)THISSEQUENCI(67)(Matrice)
4. Quelle est la taille prédite de l’amplicon GFP?
Considérez l’information suivante pour répondre aux questions 5-7:
Dans l’exercice 5, la PCR de colonies sera utilisée pour le criblage d’amplicons potentiels de
GFP en utilisant les amorces suivantes:
GFPSc-F1: AGCTCACTCATTAGGCACCCCAGGC
GFPSc-R1: GTAGCGACCGGCGCTCAGTTGG
GFPSc-F1: AGCTCACTCATTAGGCACCCCAGGC
GFPSc-R2: CCAACTGAGCGCCGGTCGCTAC
17
5. Quelle (s) paire (s) d'amorces devrait (ent) donner un produit d'amplification si vous avez
cloné avec succès la séquence GFP dans la bonne orientation?
6. Quelle est la taille prédite de l'amplicon, si le recombinant choisi a l'insert désiré?
7. Quelle est la taille prédite de l'amplicon, si le recombinant choisi ne possède pas d'insert?
8. Cartographier les positions d’alignements de chacune des amorces suivantes sur la
séquence de pUC19. Vous pouvez obtenir la séquence de pUC19 sur le site Web de ce
cours.
A. TGCGGTGTGAAATACCCT
B. GCCATTCAGGCTGCGCAA
C. GGGTTATTGTCTCATGAG
D. GAGACAATAACCCTGATA
Utiliser un schéma tel que ci-dessous pour indiquer les positions d’appariement de chacune
des amorces. Chaque amorce devrait être indiquée par une flèche, où la tête de la flèche
représente l’extrémité 3' et la queue de la flèche représente l’extrémité 5'. La direction de la
flèche devrait indiquer si l’amorce est « Forward » (→) ou « Reverse » (←). Les chiffres
associés avec les flèches devraient représenter les positions sur la matrice qui correspondent
aux extrémités 5' des amorces.
9. Quelles amorces indiquées dans la question précédente, s’il y en a, donneraient un produit
d’amplification d’au moins 200 pb?
10. Vous souhaitez cloner et exprimer la séquence codante complète de l'insuline humaine (d'ATG
en TAG) dans le site de clonage multiple d'un vecteur d'expression:
En utilisant les compétences que vous avez acquises en bioinformatique, concevez une paire
d'amorces qui vous permettraient d'amplifier la séquence codante de l'insuline (en commençant
par l'ATG et en terminant par le codon d'arrêt TAG). Vos amorces doivent également inclure la
séquence de sites de restriction appropriés pour le clonage directionnel et l'expression de
l'amplicon. Vos amorces doivent avoir une longueur de 15 bases incluant les sites de restriction.
Fournissez les informations suivantes:
Séquence d'amorce forward et site de restriction ajouté.
Séquence d'amorce inverse et site de restriction ajouté.
Taille attendue de l'amplicon.
pUC19
56 908 2351
814 1514
Promoteur SCM
Pvu
II
Sph
I
Eco
RI
18
Devoir No 4
Partie I (2 points/ question pour un total de 30 points) 1. On vous a demandé d’amplifier par PCR une séquence spécifique à partir d'ADNc qui a été
synthétisé de l'ARNm isolé de tissu cérébral. Après avoir migré votre réaction de PCR sur un
gel contenant du bromure d'éthidium, vous n’observez pas de bandes la lumière ultraviolette.
Pourquoi est-ce que ceci pourrait-il être le cas? Choisir toutes les réponses possibles.
A. Le gène qui vous intéresse n’est pas exprimé dans le tissu cérébral.
B. Un oligo dT plutôt qu’un oligo dA a été utilisé pour la synthèse du premier brin d’ADNc.
C. Une amorce spécifique dont la séquence est celle du brin non codant du gène a été utilisée
pour amorcer la synthèse du premier brin d’ADNc.
D. Vous avez utilisé la transcriptase inverse plutôt que la polymérase Taq pour la synthèse du
premier brin d’ADNc.
2. À partir d'une seule molécule d'ARNm et d’une quantité suffisante d'amorces, une enzyme et
tous les autres cofacteurs pour la réussite d'un RT-PCR gène spécifique, combien de cycles de
PCR sont requis pour obtenir 8 molécules de produits ayant des extrémités définies par les
deux amorces? C.A.D. que vous comptez seulement les molécules double brin qui commence
et finissent aux sites de liaison des amorces, mais qui ne possèdent pas tout autre séquence.
3. Un brin du très petit gène Liliputien est indiqué ci-dessous avec le codon d’initiation et d’arrêt
souligné. Ceci représente-t-il le brin matrice ou le brin complémentaire à la matrice?
5’-TGAGGCATCATCGGTATGGCACCCTTAATGGGCATTGCACCCATAGTACGATAAGCATGTCCTGAA-3’
4. Je désire utiliser le RT-PCR pour faire une copie du gène Liliputian entier. Indiquer la séquence
d’une amorce de 6 nucléotides qui pourrait être utilisée pour la synthèse du premier brin
d’ADNc.
19
Considérez l’information suivante pour répondre aux questions 5-8:
Le gène lilliputien est réprimé par un facteur de 5 lorsque les cellules sont cultivées dans le glucose
comparativement à la croissance dans le glycérol. Pour étudier l'expression de ce gène, une analyse
northern a été réalisée sur une souche de type sauvage et divers mutant. Les membranes ont été
simultanément sondées pour le gène ci-dessus, ainsi qu'un gène domestique; GAPDH. Une analyse
densitométrique a ensuite été réalisée. Les valeurs obtenues pour la souche sauvage cultivée en
glucose étaient 500 pour l’ARNm lilliputien et l'ARNm de GAPDH. Indiquez les valeurs
densitométriques attendues pour l’ARNm lilliputien dans chacun des cas suivants:
5. Souche sauvage cultive dans du glycérol (Valeur de GAPDH = 100)
6. Souche mutante avec une mutation qui augmente l’activité du promoteur par un facteur de 2
cultivé dans du glycérol (Valeur de GAPDH = 500)
7. Souche mutante avec une mutation qui change le codon ATG à CTG cultivé dans du glycérol
(Valeur de GAPDH = 250)
8. Souche avec une mutation qui réprime l’activité du promoteur par un facteur de 5 cultivé dans
du glucose (Valeur de GAPDH = 500)
Considérez l’information suivante pour répondre aux questions 9-13:
La RT-PCR est une méthode de diagnostic couramment utilisé utilisée pour la détection des
infections par le VIH, causées par un virus à ARN. En bref, après une infection, le génome de
l'ARN viral est converti en un ADN double brin qui s’intègre dans le génome. Après l'intégration,
le virus peut rester en dormance pendant plusieurs années. Après son activation, l'ADN viral est
transcrit et initie le cycle réplicatif; se propageant de cellule à cellule. La figure suivante illustre
des réactions de RT-PCR effectuées sur le sang de différents individus. Les réactions ont été
réalisées en présence et en l'absence de transcriptase inverse dans le mélange réactionnel (+ RT et
-RT, respectivement). Des réactions RT simultanées ont été effectuées sur le gène domestique;
GAPDH.
9. Quel (s) individu(s) est (sont) VIH positif?
10. Quel (s) individu(s) est (sont) VIH négatif?
11. Quel (s) individu(s) réplique (ent) activement le VIH?
12. Quel (s) individu(s) possède (ent) plus de copies du VIH intégrées dans leur génome?
-RT +RT -RT +RT -RT +RT -RT +RT
GAPDH
VIH
A B C D
20
13. L'expérience ci-dessus a été répétée comme précédemment, mais sur des échantillons traités à
l’ADNase. Un des patrons observés est illustré ci-dessous. À quel (s) individu (s) est-ce que
ce patron pourrait correspondre?
14. Quelle polymérase pouvait lire la matrice d'acide nucléique suivante et synthétiser un nouveau
brin complémentaire? Choisissez toutes celles possibles.
5’- AUUCUGGCUCGAAUGACUACUGGACC-3’
A. Une polymérase ADN ADN dépendante
B. Une polymérase ARN ADN dépendante
C. Une polymérase ARN ARN dépendante
D. Une polymérase ADN ARN dépendante
15. Indiquez la séquence dans la direction 5 'à 3' des 6 premières bases qui serait synthétisée
par la polymérase choisie.
Partie II : Expression génique - transcription (4.5 points/ question pour un total de
total of 45 points)
1. Indiquez l’ABS260, l’ABS280 et le rapport ABS260 / ABS280 de votre préparation d'ARN (p. 47).
2. Soumettre une figure du gel d'ARN fait dans le laboratoire ; d'exercice 6. Inclure une légende
appropriée.
Ci-dessous est un autoradiogramme obtenu d’une hybridation northern de l’ARN total de levure
utilisant le gène CTT1 et le gène de l’actine comme sonde. (Vous pouvez obtenir une copie de ces
résultats sur la page Web de ce cours sous la rubrique données> northern)
-RT +RT
GAPDH
VIH
Sonde actine Sonde YRA 1 2 3 4 1 2 3 4
1. Cultures exposées à 0.85M NaCl pour 0 minute. 2. Cultures exposées à 0.85M NaCl pour 30 minutes. 3. Cultures exposées à 0.85M NaCl pour 60 minutes. 4. Cultures exposées à 0.85M NaCl pour 120 minutes.
21
3. Soumettre une table de l'analyse densitométrique de cette hybridation northern. Votre tableau
doit inclure les données brutes (les valeurs pour chacune des aires), les valeurs normalisées
(lecture YRA / lecture actine) pour chacune des conditions de croissance et l'expression relative
par rapport à la croissance en l'absence de choc osmotique.
4. Soumettre une figure du gel 1 de RT-PCR généré dans l'exercice 7. Inclure une légende
appropriée qui indique les tailles des produits observés dans chaque voie.
Ci-dessous est un gel des réactions de RT-PCR semblables à celles que vous avez effectuées dans
l'exercice 5. (Vous pouvez obtenir une copie de ces résultats sur la page Web de ce cours sous la
rubrique données> rt pcr)
5. Quel était le but du traitement à l’ADNase?
6. Quel était le but de la réaction de PCR de l’ARN qui n’a pas été traité avec de l’ADNase
ou de la RT?
7. Quelles sont les tailles des produits de PCR RT-dépendants et RT-indépendants?
8. Qu’est ce que la différence de taille entre les produits de PCR vous dit à propos du gène
duquel cet ARN est dérivé?
9. Soumettre une figure du gel 2 de RT-PCR (CTT1 et actine) générés dans l’exercice 7.
Inclure une légende appropriée qui indique les tailles des produits observés dans chaque
voie.
10. Soumettre un tableau de l'analyse densitométrique de ces réactions RT. Votre tableau doit
inclure les données brutes (les valeurs pour chacune des zones) pour la plus grande bande
d'ARNr observée pour la condition correspondante sur le gel d'ARN coloré au bromure
d'éthidium correspondant (semaine 6) et le produit RT-PCR YRA correspondant observé
sur RT -PCR gel 2, les valeurs normalisées (lecture YRA / lecture de l'ARNr) pour chacune
des conditions de croissance et l'expression relative par rapport à la croissance en l'absence
de choc osmotique.
E 1 2 3 4 5
Réaction Matrice
PCR-1 R (Étape I)
PCR-2 DR (Étape II)
PCR-3 RT-R (Étape III)
PCR-4 RT-DR (Étape III)
PCR-5 ADN génomique
22
Bioinformatique 4 & 5 (1 point/ question pour un total de 25 points) 1. Quel est le numéro d'accession du premier fichier nucléotidique pour l’ARNm de
l'hémoglobine alpha 2 de Bos taurus?
2. Quel est le numéro d'accession du premier fichier nucléotidique pour l’ARNm de
l'hémoglobine alpha 1 de Gallus gallus (poulet)?
3. Quel est le numéro d'accession du premier fichier nucléotidique pour l'hémoglobine fœtale
humaine?
4. Quel est le pourcentage d'identité au niveau nucléotidique entre les gènes de l'hémoglobine de
chacune des paires d'organismes suivantes:
A. Hémoglobine alpha humaine à l'hémoglobine de la vache
B. Hémoglobine alpha humaine à l'hémoglobine du poulet
C. Hémoglobine de la vache à l'hémoglobine du poulet
D. Hémoglobine alpha humaine à l'hémoglobine fœtale humaine
5. Quelle paire de séquences, s’il y en a, sont des analogues?
6. Quelle paire de séquences, s’il y en a, sont des paralogues?
7. Quel est le pourcentage d’identité au niveau protéique pour chacune des paires d’organismes
suivantes:
A. Hémoglobine alpha humaine à l'hémoglobine de la vache
B. Hémoglobine alpha humaine à l'hémoglobine du poulet
C. Hémoglobine de la vache à l'hémoglobine du poulet
D. Hémoglobine alpha humaine à l'hémoglobine fœtale humaine
8. Quel est le numéro d'accession pour le fichier protéique de la déshydrogénase d’alcool de Bos
taurus?
9. Quel est le numéro d'accession pour le fichier protéique de la déshydrogénase d’alcool de Mus
musculus?
10. Quel est le numéro d'accession pour le fichier protéique de la déshydrogénase d’alcool de
Saccharomyces cerevisiae obtenu par une recherche générale?
11. Quelle paire de séquences d'acides aminés, le cas échéant, est analogue?
12. Quelle paire de séquences d'acides aminés, le cas échéant, est orthologue?
13. Quels sont les numéros d'accèssions protéique et nucléotidique pour les homologues de
AAA82165 de Myotis ricketti?
14. Quel type d’homologues est-ce que les séquences nucléotidiques de Myotis ricketti et
d’U09623 sont ?
15. Quel type d’homologues est-ce que les protéines de Myotis ricketti et d’U09623 sont ?
16. La protéine inconnue de Danio rerio partage le plus haut degré d'identité avec une protéine de
quel organisme?
23
17. Quelle est la fonction potentielle de la protéine inconnue de Danio rerio?
18. Quelles sont les définitions qui correspondent aux plus longs ORFs des séquences virales 1 et
2?
19. De quel organisme proviennent les séquences virales 1 et 2?
20. Quel est le nom des produits protéiques des plus longs ORFs des séquences virales 1 & 2?
21. Est-ce que le plus long ORF trouvé pour la séquence virale 1 était sur la séquence entrée ou
son inverse du complément?
22. Quel est le pourcentage d'identité entre l'ORF traduit du virus 1 et la protéine la plus
étroitement liée?
23. Lorsque l'on compare l'ORF le plus long traduit de la séquence virale 1 à la protéine la plus
étroitement apparentée, quel est le pourcentage d’acides aminés qui représente des
substitutions conservées?
24. Quel snp la séquence virale 3 a-t-elle acquise? Indiquer la position et le changement de base.
Ex. C118 à A.
25. Quel type de changement d'acide aminé, le cas échéant, est-ce que ce snp cause?
24
Devoir No 5
Partie I Référez-vous à la description suivante pour répondre aux questions 1-6 (2 points/ question
pour un total de 50 points)
Ci-dessous sont les 210 paires de base consécutives de l'ADN qui inclut le début de la séquence
du gène X. La séquence soulignée (position 20 à 54) représente le promoteur du gène X et la
séquence soulignée et en italiques (71-90) indique le site de liaison des ribosomes (RBS). La
transcription débute et inclut la paire de base T / A à la position 60 (souligné).
1 10 20 30 40 50 60 70
I--------I---------I---------I---------I---------I---------I---------I
5’ ATCGGTCTCGGCTACTACATAAACGCGCGCATATATCGATATCTAGCTAGCTATCGGTCTAGGCTACTAC
3’ TAGCCAGAGCCGATGATGTATTTGCGCGCGTATATAGCTATAGATCGATCGATAGCCAGATCCGATGATG
80 90 100 110 120 130 140
I---------I---------I---------I---------I---------I---------I
5’ CAGGTATCGGTCTGATCTAGCTAGATGCTCTTCTCTCTCGAACCCGCGGGGGCTGTACTATCATGCGTCG
3’ GTCCATAGCCAGACTAGATCGATCTACGAGAAGAGAGAGCTTGGGCGCCCCCGACATGATAGTACGCAGC
150 160 170 180 190 200 210
---------I---------I---------I---------I---------I---------I---------I
5’ TCTCGGCTACTACGTAAACGCGCGCATATATCGATATCTAGCTAGCTATCGGTCTCGGCTACTACGTAAA
3’ AGAGCCGATGATGCATTTGCGCGCGTATATAGCTATAGATCGATCGATAGCCAGAGCCGATGATGCATTT
1. Quels sont les 6 premiers nucléotides de l’ARNm du gène X?
2. Quels sont les 4 premiers acides aminés codés par le gène X? Utiliser le code d’une lettre
d’acides aminés pour indiquer votre réponse. Ex. TRCG
3. Vous avez trouvé un mutant du gène X. La mutation représente un SNP qui change la paire de
base G/C à la position 110 (soulignés) à T/A. Est-ce que l'ARNm exprimé à partir de cette
version du gène X serait plus long, plus court ou le même que celui produit à partir du gène X
normal?
4. Si l’ARNm mutant peut être traduit, vous vous attendriez à ce que la protéine soit plus longue,
plus courte ou la même que celle produite à partir du gène X normal?
5. Vous avez trouvé un autre mutant du gène X. La mutation représente un SNP qui change la
paire de base G/C à la position 110 (soulignés) à C/G. Vous attendez-vous à ce que la protéine
produite ait un niveau d’activité semblable à celle de la protéine normale X?
6. Quelle est la longueur de la région 5’ non traduite?
Promoteur
RBS
25
Référez-vous à la description suivante pour répondre aux questions 7-11
Le schéma suivant représente un gène de levure et ces différents éléments :
Indiquez les tailles prédites pour chacun des scénarios suivants :
7. Pre-ARNm (non traité)
8. ARNm
9. Protéine
10. ARNm d'un gène avec une mutation ponctuelle qui crée un codon d'arrêt à la position 1698
11. Protéine d'un gène avec une mutation ponctuelle qui crée un codon d'arrêt à la position 1698
12. Fred est marié à Helen, qui a déjà été mariée à George, maintenant décédé. George et Helen
ont conçu un enfant ensemble et ont adopté un enfant. Fred et Helen ont également conçu un
enfant. Tous les membres de la famille actuelle d’Helen ont eu des empreintes génétiques faites
d'un locus VNTR unique. Malheureusement, la feuille qui a identifié chaque enfant a été
égarée. Identifier les empreintes génétiques dans chaque voie (dans les voies 5, 6 et 7) qui
correspond à chaque enfant.
Enfant conçu par Fred et Helen Enfant ____
Enfant conçu par George et Helen Enfant ____
Enfant adopté par George et Helen Enfant ____
ATG (510) TAG (2510) (2890) (2110) (1850) (1600) (1060) (200) (1)
Promoteur
Site de terminaison de la transcription
Exon
Intron
ADN codant
26
Référez-vous à la description suivante pour répondre aux questions 14-17
Ce schéma montre un transfert Southern de l'ADN génomique digéré
par enzyme de restriction d’une mère lutin (M) et le père lutin (F) et
ses quatre enfants lutins potentiels (C1 à C4) sondés avec une
séquence ADN VNTR. L'enzyme de restriction utilisée était NotI. Un
autre lutin (F2) prétend être le père de l'enfant C4. Supposons que la
mère, M, est la vraie mère de ces quatre enfants.
13. Quels enfants sont les enfants biologiques du père lutin (F)?
14. Quel (s) enfant (s), s’il y en a, pourrait (ent) être l’enfant (s) du
lutin F2?
15. Considérez les données dans la voie étiquetée «markers». Selon
cette voie seulement, quel est le nombre minimum de loci qui sont
examinés?
16. Si le nombre de loci indiqué dans la question précédente représente le nombre total des loci
étant examinés, le profil de C4 doit inclure un minimum de combien de loci hétérozygotes?
Référez-vous à la description suivante pour répondre aux questions 17-21
Le schéma suivant montre la région d'un gène associé aux orteils poilus (OPO). Le phénotype des
orteils poilus est dû à des mutations récessives qui créent un RFLP au sein d'un site de restriction
HaeIII à la position 550 (les sites HaeIII sont indiqués par des flèches). Notez qu’il pourrait y avoir
d’autres snp, mais ceux-ci ne sont pas associés au phénotype des orteils poilus. Cette région du
génome a été examinée chez différents individus en effectuant une analyse de type Southern sur
des échantillons d'ADN génomique digéré par HaeIII et sondé avec un fragment d'ADN recouvrant
la région 425-650. Les résultats de l'hybridation sont présentés dans le tableau ci-dessous.
17. Quel (s) individu (s) possède (ent) un génotype qui leur attribuerait un phénotype d’orteils
poilus?
18. Quel (s) individu (s) possède (ent) un génotype qui leur attribuerait un phénotype normal?
19. Quel (s) individu (s) est (sont) porteur (s) du génotype des orteils poilus, mais a (ont) un
phénotype normal?
20. Combien de différents allèles ont été décelés parmi les quatre individus?
Individus Tailles des bandes observes (pb)
A 450 et 625
B 475, 300, et 150
C 300 et 150
D 475, 450 et 150
550 250 10 1075
700 75
27
21. Ci-dessous sont une partie des séquences de l’ARNm d’yfg1 et de trois variantes d’ARNm
d’yfg1 (A, B, et C) retrouvées dans les embryons des poissons-zèbres.
5’...GAUGAAAGAUCAGGUCUGAAUGUAU...3’ yfg1 mRNA
5’...GAUGAUUCAUCAGGUCUGAAUGUAU...3’ Variant A
5’...GAUGAAAGAUCAGGACAGAAUGUAU...3’ Variant B
5’...GAUGAAAGAUCAACUCUGAAUGUAU…3’ Variant C
Vous avez créé une sonde qui est complémentaire à 100% à la séquence de l'ARNm d’yfg1:
5’...TTCAGACCTGATCTTTCATC...3’. Vous hybrider la sonde à l'ARN total de poisson zèbre
à la température ambiante (20°C), puis ajuster la stringence par des lavages à 50°C. Lequel
(lesquels) des quatre ARNm allez-vous "voir" en tant que des bandes sur le film lorsque vous
développez votre transfert northern?
A. Seulement yfg1
B. yfg1 et A
C. yfg1 et B
D. yfg1 et C
E. Tous ceux ci-dessus
F. Aucun d’entre eux
Indiquez comment chacune des conditions suivantes influencerait le Tm d’hybrides d’acides
nucléiques: Augmenter, diminuer ou aucun effet.
22. Augmenter la température
23. Augmenter la concentration de formamide
24. Un contenu G : C plus élevé
25. Vous souhaitez utiliser une sonde de 250 bases qui est de 40% G / C pour effectuer une
hybridation à 40°C dans un tampon qui contient 0.5 M de NaCl. En supposant 100% de
complémentarité, votre tampon d'hybridation doit contenir quel pourcentage maximal de
formamide? Présumez qu’une hybridation optimale serait à 5oC sous le Tm.
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Partie II : (10 points/ question pour un total de 50 points)
Amplification par PCR du VNTR ApoC2 (Exercice de labo 7, p. 61)
1. Soumettre une figure des profils de VNTR de la classe. Inclure une légende appropriée qui
inclut une brève analyse. Votre analyse devrait inclure les tailles des différents allèles observés
identifiés alpha numériquement, le pourcentage des individus de la classe qui possèdent
chaque allèle et si chaque individu et hétérozygote ou homozygote.
Amplification par PCR du RFLP ApoB (Exercice de labo 7, p. 61)
2. Soumettre une figure des profils RFLP de la classe. Inclure une légende appropriée qui inclut
une brève analyse. Votre analyse devrait inclure les différents allèles observés identifiés alpha
numériquement, le pourcentage des individus de la classe qui possèdent chaque allèle et si
chaque individu et hétérozygote ou homozygote.
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Partie III : Bioinformatique (2 points/ question pour un total de 30 points) Vous devriez maintenant être assez familier avec le site de NCBI et être en mesure de
compléter l'exercice suivant avec peu de directives. Considérez ceci comme une pratique
pour la partie de bioinformatique qui sera sur l'examen final.
Utilisez la séquence suivante pour répondre aux questions 1-10 AAGACGACGGCCTCAGACTTCTTGGGTATTTGGACCACTGCACTGAAGAGATCATCTCTCCAGATTACTT
TCCCCTGAGCTCCAGGCACCATGAACTTTCCTTCTACAAAGGTTCCCTGGGCCGCCGTGACGCTGCTGCT
GCTGCTACTGCTGCCGCCGGCGCTGCTGTCGCTTGGGGTGGACGCACAGCCTCTGCCCGACTGCTGTCGC
CAGAAGACGTGTTCCTGCCGTCTCTACGAACTGTTGCACGGAGCTGGCAACCACGCTGCGGGTATCCTGA
CTCTGGGAAAGCGGCGGCCTGGACCTCCAGGCCTCCAGGGACGGCTGCAGCGCCTCCTTCAGGCCAACGG
TAACCACGCAGCTGGCATCCTGACCATGGGCCGCCGCGCAGGCGCAGAGCTAGAGCCACATCCCTGCTCT
GGTCGCGGCTGTCCGACCGTAACTACCACCGCTTTAGCACCCCGGGGAGGGTCCGGAGTCTGAACCCATC
TTCTATCCTTGTCCTGATCCAAACTTCCCCCTCTGCTCGCCGCTGTCAGTCTCTTGGTAAATGGCAATAA
AGACGATTCTCTGTTGGTGTGACT
1. Quel est le nom de l’organisme duquel cette séquence génique provient?
2. L'un des fichiers nucléotidiques obtenu en utilisant la séquence ci-dessus comme requête
appartient à Felis catus. Quel est le numéro d'accession de ce fichier?
3. Quelles sont les chances que la séquence trouvée dans la question numéro 2 soit un « hit »
aléatoire?
4. Quel est le nom du produit protéique codé par la séquence de Felis catus?
5. Le produit protéique de la séquence de Felis catus est combien d'acides aminés de long?
6. 6. Quel est le nom d'un domaine conservé associé à la protéine de Felis catus?
7. La séquence ci-dessus (provenant de l'organisme en question 1) a été clonée dans le site BamHI
de pUC19. Quelles sont les tailles de fragments attendues à la suite d'une digestion avec PstI
de recombinants contenant l'insert d'intérêt dans l'une ou l'autre orientation?
8. Laquelle de ces amorces pourrait être utilisée pour une réaction de transcriptase inverse sur
l’ARN codant?
A. AAGTCTGAGGCCGTCGTCTT
B. CACCAACAGAGAATCGTCT
C. AGGGTCCGGAGTCTGAACC
D. CAGCGGCGAGCAGAGGTTC
9. Une hybridation Southern a été effectuée sur de l'ADN génomique d'un nouveau variant du
virus de l'hépatite B digéré par XbaI. L'ADN digéré a été sondé avec la région correspondant
aux bases 1638 - 2638 du génome original de l'hépatite B (numéro d'accession NC_003977).
L'hybridation Southern a révélé des bandes de 1894 bases et 1039 bases. Quelle (s) bande (s)
était (ent) inattendue?
10. Tenez compte des informations fournies dans la question précédente. La (les) mutation (s) a
(ont) probablement eu lieu dans le gène codant pour quelle protéine du virus de l'hépatite B?
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Référez-vous au fichier avec le numéro d’accession NM_010030 pour répondre aux
questions 11-15
11. Quel est le numéro d’accession du premier homologue nucléotidique de Rattus norvegicus de
cette séquence?
12. Quel type d’homologues est-ce que les protéines codées par la séquence de requête originale
et celle de Rattus norvegicus sont?
13. Quel est le pourcentage d’acides aminés identiques entre les deux protéines de la question
précédente?
14. Quel type de substitution d’acides aminés est le plus abondant entre les deux homologues
(question 12)?
15. La séquence suivante : GGACCGTCTTCCTCCTGTTTACCGAGACTGTGTCAT représente
la séquence originale, la séquence inverse, le complément, ou l’inverse du complément de la
séquence avec le numéro d’accession NM_010030?