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DOMAINE SCIENCES ET TECHNOLOGIE
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MENTION BIOCHIMIE FONDAMENTALE ET APPLIQUEE
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MEMOIRE POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE MASTER
PARCOURS : BIOCHIMIE, BIODIVERSITE ET SANTE
Activités biologiques des extraits de fruits et de
feuilles de Momordica charantia L.
(Cucurbitaceae) ou Margose de Madagascar :
importance de la qualité du sol
Présenté par : FAZNAT Djoumoi
Maître es-sciences
Soutenu publiquement le 13 février 2018, devant les membres de jury :
Président : Professeur RAKOTO RANOROMALALA Doll
Rapporteur : Docteur BAOHANTA Rondro Harinisainana
Examinateurs: Docteur ANDRIAMBELOSON Onja
Professeur RANDRIANARIVO Hanitra Ranjàna
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TABLE DES MATIERES
GLOSSAIRE ................................................................................ i
LISTE DES ABREVIATIONS .................................................. ii
LISTE DES FIGURES .............................................................. iii
LISTE DES PHOTOS ............................................................... iv
LISTE DES TABLEAUX ............................................................v
INTRODUCTION ........................................................................1
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ..........................................3
I. Généralité sur la Margose .................................................................................................. 3
I.1. Description ...................................................................................................................... 3
I.2. Distribution ...................................................................................................................... 3
I.3. Variétés ............................................................................................................................. 3
I.4. Utilisation ......................................................................................................................... 4
II. Les métabolites secondaires .............................................................................................. 5
II.1. Généralités ...................................................................................................................... 5
II.2 Les grandes familles chimiques ...................................................................................... 5
II.2.1. Les composés phénoliques ou polyphénols .................................................................. 5
II.2.2. Les alcaloïdes ............................................................................................................... 5
II.2.3. Les terpènoïdes ............................................................................................................ 6
II.2.4. Les stéroïdes ................................................................................................................. 6
III. La rhizosphère ................................................................................................................. 7
III.1. Définition ....................................................................................................................... 7
III.2. Interactions Sols-Plantes-microorganismes ................................................................ 8
III.2.1. Les microorganismes rhizosphériques ....................................................................... 8
III.2.2. La qualité du sol et la production des métabolites par les plantes ............................. 8
MATERIELS ET METHODES ...............................................10
I. Présentation du site d’étude ............................................................................................. 10
II. Matériels d’étude ............................................................................................................. 10
II.1. Matériel végétal : Margose (Momordica charantia) ................................................... 10
II.2. Les sols .......................................................................................................................... 11
II.3. Les germes tests ............................................................................................................ 11
III. Méthodes ........................................................................................................................ 12
III.1 Extraction des composés à partir des échantillons de feuilles et de fruits ............... 12
III.1.1. Lyophilisation ........................................................................................................... 12
III.1.2. Macération à chaud .................................................................................................. 12
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III.1.3. Criblage phytochimique ............................................................................................ 13
III.2.Tests d’activités biologiques ........................................................................................ 18
III.2.1.Test d’activité antimicrobienne.................................................................................. 18
III.3. Test de l’activité antioxydante ................................................................................... 20
III.3. Analyses des échantillons des sols sous Margose ...................................................... 23
III.3.1. Analyses chimiques ................................................................................................... 23
III.3.2. Dénombrement des microorganismes bénéfiques pour les plantes.......................... 23
RESULTATS ..............................................................................25
I. Rendements d’extraction hydro-alcoolique ................................................................ 25
II. Caractéristiques des extraits hydro-alcooliques ..................................................... 25
III. Résultats des criblages phytochimiques .................................................................. 26
• Les alcaloïdes ............................................................................................................ 26
• Les flavonoïdes, les leucoanthocyanes et les anthocyanes ...................................... 27
• Les stérols et les triterpènes ..................................................................................... 29
• Les saponosides ......................................................................................................... 29
• Les hétérosides cyanogénétiques ............................................................................. 30
• Les coumarines ......................................................................................................... 30
• Les anthraquinones .................................................................................................. 31
• Tanins et composés poly-phénoliques ..................................................................... 32
• Résultats récapitulatifs du criblage phytochimique ............................................... 32
IV. Résultats du test antimicrobien des extraits de deux organes de M. charantia .... 34
V. Activité antioxydante des extraits ............................................................................... 34
VI. Nombre des microorganismes contenus dans les deux échantillons de sol rhizosphérique de Momordica charantia......................................................................... 36
VII. Résultats de l’analyse physico-chimiques de deux échantillons du sol E1 et E2 37
DISCUSSION .............................................................................39
CONCLUSION ET PERSPECTIVES .....................................44
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REMERCIEMENTS
Louange à notre seigneur le tout puissant, le clément, le très miséricordieux, qui m’a
donnée la force, la santé et le courage de réaliser ce précieux travail.
Au terme de cette aventure, il m’est agréable d’exprimer mes remerciements à tous ceux
qui ont contribué de près ou de loin à l’élaboration de ce mémoire.
Nos vifs remerciements à Madame le Professeur RAKOTO RANOROMALALA Doll,
d’avoir accepté de présider cette séance.
Toutes nos gratitudes à Madame le Docteur ANDRIAMBELOSON Onja et Monsieur le
Professeur RANDRIANARIVO Hanitra Ranjàna, qui, malgré leur temps et leurs
nombreuses occupations, ont accepté d’évaluer ce travail.
Ma plus profonde gratitude est destinée à :
Madame le Docteur RANDRIANIERENANA Ando, Chef de la Mention « Biochimie
Fondamentale et Appliquée » de l’Université d’Antananarivo, d’avoir accepté mon
intégration au sein de cette institution.
Monsieur le Professeur RANDRIANARIVO Hanitra Ranjàna, Chef du Parcours
« Biochimie, Biodiversité et Santé», de m’avoir autorisé à continuer mon chemin au sein
de son parcours.
Monsieur le Professeur RAMANANKIERANA Heriniaina, Directeur du Centre National
de Recherches sur l’Environnement, de m’avoir accueillie au sein de cette institution.
Monsieur le Docteur RANDRIAMBANONA Herizo, Chef du Département
«Ecosystèmes Terrestres» au sein du CNRE, Monsieur le Professeur
RASOLOMAMPIANINA Rado, Chef du Laboratoire de Microbiologie de
l’Environnement, Madame le Docteur BAOHANTA Rondro Harinisainana, responsable
du l’unité de recherches « Ecologie Microbienne du Sol », encadreur et rapporteur de ce
mémoire, dont la rigueur et l'exigence ont permis d'améliorer la qualité de ce mémoire,
merci également pour votre encadrement, votre disponibilité et votre gentillesse.
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Monsieur RALAMBONDRAHETY Rahanira, qui m’a accueillie au sein de son unité de
recherche «Chimie des Substances Naturelles», et m’a autorisé à réaliser la partie chimie
du présent travail sous son encadrement scientifique. Je remercie tout particulièrement
Monsieur le Docteur ANDRIANANDRASANA Doret Martial et le Docteur
ANDRIAMANANTENA Rigobert, dont les conseils donnés et les enseignements m’ont
été d’une aide précieuse.
Je tiens également à remercier toute l'équipe du Laboratoire de Microbiologie de
l’Environnement du CNRE : chercheurs, techniciens et stagiaires, pour leurs conseils,
leur soutien et surtout leur amitié.
Enfin, je ne sais comment remercier toute ma famille surtout mes deux oncles : ALI
Hassani Ali et MOHAMED Hassani Ali, qui m’ont guidés et suivies durant mes années
d’études, moralement et financièrement, je vous dois ma réussite, mon éducation et ma
fierté.
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i
GLOSSAIRE
Abiotique : ensemble des facteurs physico-chimiques et pédoclimatiques d’un
écosystème influençant une biocénose donnée.
Antibiotique : substance d’origine naturelle ou synthétique capable d’empêcher la
multiplication de certains microorganismes ou de les détruire.
Astringence : capacité à diminuer la sécrétion des muqueuses et des glandes afin de
faciliter une cicatrisation.
Antioxydant : substance qui a une faible concentration par rapport à celle du substrat
oxydable qui, de manière significative retarde ou empêche l’oxydation de ce substrat.
Biotique : ensemble des facteurs biologiques liés à l’activité des êtres vivants et agissant
sur la distribution des espèces animales et végétales au sein d’un biotope donné.
Cycle biogéochimique : processus de transport et de transformation cyclique d’un
élément ou composé chimique entre les grands réservoirs que sont la géosphère,
l’atmosphère, l’hydrosphère, dans lesquels se trouve la biosphère
Endophytes : organismes qui accomplissent tout ou une partie de leur vie à l’intérieure
d’une plante de manière symbiotique.
Enzyme : molécule organique constituée essentiellement de protéines et catalysant une
réaction biochimique.
Humus : ensemble des matières organiques se trouvant dans la couche superficielle d’un
sol.
Mycorhize : organe résultant de l’association symbiotique entre une racine d’espèce
vasculaire et d’un champignon.
Plante monoïque : plante qui porte des fleurs mâles et des fleurs femelles séparées les
unes des autres mais sur un même pied.
Sidérophores : métabolites secondaires qui jouent un rôle dans l’homéostasie du fer chez
les microorganismes.
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ii
LISTE DES ABREVIATIONS
AG : Acide gallique
CCM : Chromatographie sur couche mince
CNRE : Centre National de Recherches sur l’Environnement
DMSO : Diméthylsulfoxide
DPPH : 2,2-Diphenyl-1- picrylhydrazyl
E1 : Sol rhizosphérique d’Ankorabe
E2 : Sol rhizosphérique d’Ampahitrosy
FeK : Extrait de feuilles de la margose récolté à Ankorabe
FeM : Extrait de feuilles de la margose récolté à Ampahitrosy
FOFIFA : Foibe Fikarohana ampiharina amin’ny Fampandrosoana ny eny Ambanivohitra
ou Centre National de Recherches Appliquées au Développement Rural.
FrK : Extrait de fruits de la margose récolté à Ankorabe
FrM : Extrait de fruits de la margose récolté à Ampahitrosy
IC50 : Inhibitory Concentration 50 ou Concentration inhibitrice à 50%
LME : Laboratoire de Microbiologie de l’Environnement
M. charantia : Momordica charantia
pH : Potentiel Hydrogène
R2 : Coefficient de détermination
UFC : Unité Formant Colonies
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iii
LISTE DES FIGURES
Figure1 : Interaction dans la rhizosphère
Figure 2 : Forme libre et réduite de DPPH
Figure 3 : Activité de piégeage des radicaux libres du DPPH des extraits de feuilles et de
fruits de M. charantia
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iv
LISTE DES PHOTOS
Photo1: Momordica charantia
Photo 2 : Fruits de Momordica charantia
Photo 3 : Feuilles de Momordica charantia
Photo 4 : Sol rhizosphèrique de la margose d’Ankorabe
Photo 5 : Sol rhizosphèrique de la margose d’Ampahitrosy
Photo 7 : Equipements pour une macération à chaud
Photo 9 : Spectrophotomètre à 517nm
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v
LISTE DES TABLEAUX
Tableau n°1 : Caractéristiques des germes pathogènes
Tableau n°2 : Normes utilisées pour la méthode des disques
Tableau n°3 : Rendement des extraits de feuilles et de fruits des deux sites (Ankorabe et
Ampahitrosy)
Tableau n°4 : Caractéristiques (nature) des extraits hydro-alcooliques de deux organes
Tableau n°5: Résultats du test des alcaloïdes
Tableau n°6 : Résultats du test pour la confirmation des alcaloïdes
Tableau n°7 : Résultats du test des flavonoïdes, des leucoanthocyanes et des anthocyanes.
Tableau n°8 : Résultats du test des stérols et des Triterpènes
Tableau n°9 : Résultats du test des saponosides
Tableau n°10 : Résultats du test des hétérosides cyanogénétiques
Tableau n°11 : Résultats du test des coumarines
Tableau n°12: Résultats du test des anthraquinones
Tableau n°13 : Résultats du test des polyphénols et des tanins
Tableau n°14 : Résumé des résultats des tests des grandes familles chimiques dans les
extraits des deux organes de M. charantia
Tableau n°15 : Résultats du test antimicrobien des extraits de feuilles et de fruits de la
margose
Tableau n°16 : Valeurs des CI50 des extraits bruts et témoin déterminées par test de DPPH
Tableau n°17 : Nombre de souches de Pseudomonas fluorescens
Tableau n°18 : Qualités physico-chimiques des sols rhizosphériques de la margose
d’Ankorabe et d’Ampahitrosy
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INTRODUCTION
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1
INTRODUCTION
A Madagascar, la majorité des plantes, notamment les endémiques, possèdent des
nombreuses vertus thérapeutiques. Il existe au moins une vingtaine de publications dans
ce domaine en ne citant que celle de Heckel (1910) sur « Les plantes utiles de
Madagascar » qui a décrit plus de 700 espèces et leurs divers usages, celle de Terrac
(1947) qui a recensé 830 espèces de plantes médicinales et du côté Malagasy, Rakoto-
Ratsimamanga et al. (1969) qui ont beaucoup travaillé sur les plantes médicinales de
Madagascar avec leurs différentes propriétés curatives. Ces plantes sont pour la plupart
utilisées traditionnellement pour soigner les maladies comme la malaria, la diarrhée, le
toux, la grippe, et plus récemment le diabète ou même le cancer (Rasoanaivo et al., 2004).
En effet, les plantes médicinales sont considérées comme parmi les principales
sources de molécules bioactives dans le monde médical et pharmaceutique (Marin et
Chrestin, 2007). Il devient donc logique de continuer ou même d’intensifier les recherches
dans ce domaine étant donné que depuis quelques années le phénomène de résistance
limite l’action des certains antibiotiques de synthèse (García-Ruiz et al., 2008 ; Kempf et
Zeitouni, 2009). C’est la raison pour laquelle, actuellement, une attention particulière est
portée sur les médicaments et les produits d’origines naturelles auxquels 80% de la
population mondiale et plus de 90% dans les pays en voie de développement ont recours
pour les soins de santé primaire (Jiofack et al., 2010 ; Biswas et al., 2013).
Or, il est bien connu que les plantes puisent les principaux éléments indispensables
à leur croissance dans le sol (Sourdat, 1998) et que ces éléments contribuent
essentiellement à l’organisation interne (croissance, productivité…) et externe (défense
contre les agents phytopathogènes, adaptation aux conditions environnantes tels que le
type de sol, la disponibilité en eau…), etc. (Tripathi et Dubey, 2004). C’est d’ailleurs,
dans le contexte de cette organisation externe que la production des métabolites
secondaires entre en jeu. Ce mécanisme se manifeste lorsque la plante se retrouve dans
une (des) condition(s) particulière(s) qui l’incite à produire des substances qui n’entrent
pas directement en jeu dans son développement mais qui lui sont nécessaires pour assurer
sa survie dans son environnement, ce sont les métabolites secondaires (Mansour, 2009).
Le sol joue donc un rôle non négligeable dans ce mécanisme étant donné qu’il
constitue une interface vivante entre la plante et les autres organismes (macro et
microorganismes) qui vivent en dessous de la surface (Bardgett et Griffiths, 1997). Par
ailleurs, la qualité du sol (fertilité) a été décrite comme étant directement liée à la
-
2
dynamique (diversité, densité et fonctionnement) de ces organismes (Morel, 1989a), à la
disponibilité des éléments chimiques indispensables pour les plantes en considérant les
multitudes d’interactions biogéochimiques qui s’y déroulent et enfin à sa structure
physique (Lavelle et Spain, 2001).
Cette étude s’est focalisée principalement sur une plante, la margose (Momordica
charantia), très prisée par la population rurale à Madagascar à cause de ses vertus. Les
enquêtes non formelles réalisées par l’équipe sur le terrain ont montré que cette plante
(feuilles, fruits ou racines) est utilisée, en fonction des régions, comme médicament
contre la constipation, la malaria, la fatigue musculaire, le diabète. C’est dans ce contexte
que le présent thème de mémoire, intitulé : « Activités biologiques des extraits de fruits
et de feuilles de Momordica charantia L. (Cucurbitaceae) ou Margose de Madagascar :
importance de la qualité des sols » a été choisi. L’hypothèse sur laquelle repose cette
étude stipulait que les vertus thérapeutiques attribués à M. charantia pourraient être
nombreuses mais que leur expression serait étroitement liée à la qualité du sol sur lequel
la plante se développe.
Pour cela l’objectif principal de ce travail a été d’évaluer les propriétés
médicinales des organes (feuilles et fruits) de Momordica charantia issus de deux
localités dont l’une sur le haut plateau (Ampahitrosy) et l’autre sur la côte Est de la
grande ile (Ankorabe) avec une attention particulière sur la qualité des sols de
culture.
Les objectifs spécifiques ont été de :
▪ Décrire les propriétés chimiques et microbiologiques des sols rhizosphériques de
M. charantia.
▪ D’extraire et de décrire la diversité des composés chimiques contenus dans les
extraits de feuilles et de fruits de M. charantia
▪ D’évaluer les propriétés antimicrobiennes et antioxydantes de ces extraits de
feuilles et de fruits
En se basant sur ces approches, les résultats attendus pour cette étude nous
permettront d’identifier les propriétés médicinales de M. charantia en se basant sur les
types de sols propices à son développement.
Pour se faire, ce manuscrit sera composé de quatre parties dont les données
bibliographiques relatives au thème de l’étude, les matériels et les méthodes adoptés, les
résultats obtenus avec les interprétations, la partie discussion et enfin la conclusion et les
perspectives.
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SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
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3
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
I. Généralité sur la Margose
I.1. Description
M. charantia L. (Cucurbitaceae) appelée aussi Margose, concombre amer ou
pomme de merveille en Français, est une herbacée annuelle à croissance rapide qui rampe
sur le sol ou grimpe sur n’importe quel support grâce à ces vrilles axillaires (Cogniaux,
1881). Il s’agit d’une espèce monoïque caractérisée par des fleurs jaunes pentamères qui
alternent 5 à 7 palmes (3 à 8cm) et présentent des lobes grossièrement dentés (Smith,
1977). De couleur vert clair intense, les feuilles ainsi que les tiges sont poilues et dégagent
une forte odeur amère lorsqu’elles sont écrasées ou coupées. Les fruits ellipsoïdes à 3
valves de 5 à 15 cm de diamètre, sont de couleur verte qui vire au jaune orangé, à maturité
et contiennent des graines à pulpe rouge de 10 à 16mm (Germosen et al., 1999).
I.2. Distribution
M. charantia est une espèce largement répandue dans toutes les zones tropicales
(Duquesne, 2006), notamment en Afrique de l’ouest, en Asie et en Océanie (Chakravarty,
1959). Des variétés originaires d’Asie sont cultivées en Amérique tropical, et également
dans le sud des Etats unis pour la cuisine asiatique. A Madagascar, le genre Momordica
est représenté par deux espèces M. charantia L et M. trifoliolata.
I.3. Variétés
Momordica charantia appartient aux Angiospermes dicotylédones violales, elle fait
partie de la famille des cucurbitacées. Il existe plusieurs variétés au sein même de l’espèce
dont :
• M. charantia L. var. abbreviata: c’est la forme sauvage de l’espèce, ses
fruits et ses feuilles sont plus petits et les lobes sont plus étroits.
• M. charantia L. var. muricata: est caractérisé par des petits fruits ronds.
• M. charantia L. var. charantia : est caractérisé par des grands fruits,
fusiformes et moins amers par rapport aux autres espèces.
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4
Ces variétés se différencient surtout par les caractéristiques physiques des fruits
dont, la taille, la forme et leurs amertumes.
L’espèce végétale étudiée durant ce travail est celle au grand fruit (M. charantia
L.var. charantia).
Position systématique de M. charantia
Règne : Plantea
Sous règne : Tracheobionta
Division : Magnoliophyta
Classe : Magnoliospida
Ordre : Violales
Famille : Cucurbitaceae
Genre : Momordica
Espèce : Momordica charantia
Photo1: Momordica charantia
Source : auteur
I.4. Utilisation
M. charantia est utilisée dans plusieurs pays à cause de ses diverses propriétés
médicinales. Les fruits et les feuilles sont les plus utilisés par rapport aux graines et aux
racines. Les fruits immatures sont utilisés en médecines traditionnelles et en
alimentations.
A Madagascar, la plante est présente dans toute l’île, notamment près des champs
de culture. Les fruits sont vendus sur les marchés et très prisés surtout par les asiatiques
pour la confection des mets traditionnelles tandis que pour les Malagasy, on les utilise
comme infusion (tambavy).
Dans la médecine traditionnelle, M. charantia est utilisée comme antipaludique
(Montcho, 2012), contre les inflammations, particulièrement les hémorroïdes (Stimson,
1971 ; Ayensu, 1978 ; Girόn et al., 1991). Selon Duquesne (2006), la plante est utilisée
comme anticancéreux, antiparasitaire, antioxydante et même antidiabétique car sa
consommation entraine la baisse du taux de sucre dans le sang. Les feuilles, les fruits et
les racines de M. charantia sont souvent utilisés pour provoquer l’avortement et /ou
contrôler les naissances (Howard, 1952 ; West et al., 1981 ; Burkill, 1985 ; Mossa, 1985),
atténuer les menstruations douloureuses ou faciliter l’accouchement (Descourtilz, 1829).
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5
II. Les métabolites secondaires
II.1. Généralités
Les métabolites secondaires des végétaux peuvent être définis comme des
molécules qui ne sont pas directement impliquées dans leur croissance, par opposition
aux métabolismes primaires qui, eux, sont indispensables dans les synthèses des
biomolécules telles que les protéines, les lipides, et les glucides, nécessaires pour les
constructions cellulaires et les réactions biochimiques (Mansour, 2009 ; Raven et al.,
2000). Ces molécules secondaires sont plutôt utilisées par les plantes pour diverses
fonctions adaptatives, notamment en réponse aux stress biotiques et abiotiques qu’ils
peuvent subir (Thomas, 2011). Elles possèdent des principes actifs qui s’expriment chez
les plantes médicinales qui les produisent lorsque les conditions du milieu environnant le
requièrent (Mansour, 2009).
II.2 Les grandes familles chimiques
Globalement, les métabolites secondaires sont repartis en trois grandes familles
chimiques : les composés phénoliques, les terpénoïdes et les alcaloïdes (Badiaga, 2011).
II.2.1. Les composés phénoliques ou polyphénols
Les polyphénols constituent un groupe largement distribué parmi les métabolites
secondaires dans le royaume des végétaux, avec plus de 8000 structures phénoliques
présents dans tous les organes de la plante (Lugasi et al., 2003). Ils sont caractérisés par
la présence d’un cycle aromatique (benzoïque), et certains d’entre eux sont responsables
de l’amertume et de l’astringence (Hopkins, 2003). Les polyphénols sont répartis en
plusieurs classes : les acides phénoliques, les flavonoïdes, les tanins, les stilbènes, les
lignanes et les coumarines (Hopkins, 2003).
II.2.2. Les alcaloïdes
Les alcaloïdes sont des composés organiques azotés, à caractère alcalin, et
présentant une structure moléculaire hétérocyclique (Badiaga, 2011). Ils sont synthétisés
au niveau des sites spécifiques (racine en croissance, cellules spécialisées de la laticifère,
chloroplastes), avant d’être transportés dans leur site de stockage (Rakotonanahary,
2012).
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6
Il existe trois principales classes d’alcaloïdes (Badiaga, 2011) :
✓ Les alcaloïdes vrais : ils dérivent des acides aminés et comportent un
atome d’azote dans le système hétérocyclique. Ils sont présents dans les
plantes, soit sous formes libres, soit sous forme de sels, soit comme les N-
Oxydes.
✓ Les pseudo-alcaloïdes : ils présentent le plus souvent tous les
caractéristiques des alcaloïdes vrais, mais ils ne sont pas des dérivés des
acides aminés.
✓ Les proto-alcaloïdes : ce sont des aminés simples dont l’azote n’est pas
inclus dans un hétérocycle. Ils sont souvent appelés « amines biologiques
».
II.2.3. Les terpènoïdes
Le terme terpène vient de l’arbre de térébinthe : « Pistacia Terebinthus » (Ayad,
2008) et est spécifique aux hydrocarbures terpénoïdes qui dérivent d’unités isoprèniques
à 5 atomes de carbones. Selon leur nombre d’unités isoprèniques, il y a les monoterpènes
en C10, les sesquiterpènes en C15, les diterpènenes en C20, les triterpènes en C30, les
tetraterpènes en C40 et les polyterpènes qui comportent plus de 40 carbones (Belbache,
2003). Ces composés sont synthétisés par les plantes, les organismes marins, des
champignons et même les animaux (Benaissa, 2011).
II.2.4. Les stéroïdes
Les stéroïdes sont parmi les plus importantes catégories des lipides. Ils sont
présents dans le règne animal et végétal à ne citer que le cholestérol, les vitamines D, les
hormones sexuelles comme les
œstrogènes et progestérones, testostérone et androstérone. Des centaines de stéroïdes
distincts sont présents dans les plantes, les animaux et les champignons. Il existe deux
grands groupes de stéroïdes : les stéroïdes non hormonaux, comme les stérols et les
stéroïdes hormonaux dont les hormones corticosurrénales et gonadiques, vitamines D,
ecdystéroïdes (Rohmer, 1999 ; Schwarz and Arigoni, 1999).
Le noyau d’un stéroïde est composé de dix-sept atomes carbone liés entre eux qui
prennent la forme de quatre cycles condensés : trois anneaux de cyclohexane (désignés
comme les cycles A, B et C dans le schéma) et un anneau de cyclopentane (l'anneau D)
https://www.futura-sciences.com/sante/definitions/medecine-lipide-184/https://www.futura-sciences.com/sante/dossiers/medecine-cholesterol-a-z-886/https://www.futura-sciences.com/sante/definitions/medecine-vitamine-d-6124/https://www.futura-sciences.com/sante/definitions/medecine-hormone-751/https://www.futura-sciences.com/sante/definitions/medecine-oestrogene-2786/https://www.futura-sciences.com/sante/definitions/medecine-progesterone-2820/https://www.futura-sciences.com/sante/definitions/medecine-testosterone-2855/https://www.futura-sciences.com/sciences/definitions/chimie-androsterone-3533/
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(Rohmer, 2008). Les stéroïdes varient selon les groupes fonctionnels attachés à ce noyau
de quatre plaques et par l'état d'oxydation des anneaux.
Les stérols sont des formes particulières de stéroïdes, avec un groupe hydroxyle
en position 3 et un squelette dérivé de cholestane (Rohmer, 2008 ; 2010).
III. La rhizosphère
III.1. Définition
La rhizosphère est défini comme le volume de sol entourant les racines qui est
directement soumis à l’activité racinaire (Figure 1) (Darrah, 1993 ; Hinsinger, 1998). Elle
entre en interaction avec les principales composantes du sol à savoir la racine, le sol, les
organismes telluriques ou les flores du sol (micro ou macro) (Guckert, 2009).
Dans cet ensemble, les microorganismes du sol jouent deux rôles essentiels. D’une
part, ils sont responsables des principales transformations biogéochimiques qui se
déroulent dans les sols, et d’autre part, ils agissent directement ou indirectement sur la
nutrition des plantes. Or, la rhizosphère du fait de ses compositions chimiques et
biologiques représente un environnement unique favorisant la croissance et l'activité de
ces microorganismes, couramment appelés microorganismes rhizosphériques qui
influencent des diverses manières (favorable ou non) le développement des plantes (Klein
et al., 1988 ; Merbach et al., 1999 ; Benizri et al., 2002 ; 2007).
Figure1: Interactions dans la rhizosphère
Source: Armand G., INRA, 2009
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8
III.2. Interactions Sols-Plantes-microorganismes
III.2.1. Les microorganismes rhizosphériques
Les microorganismes rhizosphériques sont constitués de 5 principaux groupes :
les protozoaires, les bactéries, les actinomycètes, les champignons et les algues
(Alexandre, 1977 ; Paul et Clark, 1989). Ils peuvent être considérés comme des acteurs
clés dans le cycle des éléments nutritifs (Gobat et al., 2004), et sont impliqués dans
différents processus écosystémiques tels que la décomposition de la matière organique,
la formation de l’humus, l’agrégation des sols, la conservation et le recyclage des
éléments nutritifs, la régulation de la diversité des végétaux et des organismes (Jeffries et
al., 2003).
En effet, les microorganismes rhizosphériques entrent, directement ou
indirectement, en interactions avec les plantes à travers le système racinaire. Ces
interactions reposent surtout sur des liens trophiques (Morgan et al., 2005). De ce fait, les
microorganismes rhizosphériques peuvent être classés en deux groupes principaux : ceux
qui agissent pour le bénéfice des plantes, comme les mycorhizes et les endophytes
fixatrices d’azote, les stimulateurs de croissance des plantes, et ceux dont les activités
sont plutôt défavorables pour les plantes, comme de nombreuses bactéries et
champignons pathogènes (Ma et al., 2011).
Parmi les activités favorables des microorganismes qui se manifestent dans la
rhizosphère, il y a la sécrétion d’enzymes hydrolytiques, la production de sidérophores
qui sont impliquées dans la libération des éléments minéraux peu mobiles comme le
phosphore, le fer, etc., et la production d’antibiotiques contre les agents pathogènes
(Amarger, 2002). Ces composés servent à la fois aux microorganismes producteurs mais
également aux plantes qui interagissent avec eux (Bever et al., 2009 ; Denison et Kiers,
2004a). L’ensemble de ces interactions est affecté par la teneur en matières organiques,
le pH du sol, la température, la disponibilité des nutriments ainsi que le niveau des
pollutions (Bais et al., 2006 ; Glick, 2003).
III.2.2. La qualité du sol et la production des métabolites par les plantes
La production de métabolites secondaires par les plantes est conditionnée par
l’environnement, y compris le sol, au sein duquel la plante se développe (Beloin, 1998).
En fonction de ses besoins, elles vont sélectionner, parmi les composés qui sont contenus
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9
dans le sol, les éléments qui lui sont nécessaires et entament les processus de
transformations plus ou moins complexes (Herms et Mattson, 1992). Des études ont déjà
rapporté que la teneur en métabolites secondaires dans les tissus d’une plante varie en
fonction de la disponibilité des ressources nutritives contenues dans le sol (Coley et al.,
1985). Tels sont les cas des proanthocyanidines dont la production augmente lorsque la
teneur en phosphore disponible diminue (Kouki and Manetas, 2002) et des composés
phénoliques qui sont synthétisés en masse lorsque le plante se développe sur sol pauvre
en Fer (Dixon and Paiva, 1995). L'équilibre des éléments nutritifs dans le sol influence
cette production de composés secondaires au niveau de de la régulation des mécanismes
métaboliques. Une hypothèse émise par Bryant et al. (1983) stipulait que la fertilisation
du sol avec des nutriments majeurs comme le phosphore ou l’azote conduira à une
diminution des concentrations des métabolites secondaires à base de carbone au profit
des métabolites secondaires (Ncube et al., 2012).
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MATERIELS ET METHODES
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MATERIELS ET METHODES
I. Présentation du site d’étude
Les échantillons (feuilles, fruits, sols) utilisés dans le cadre de cette étude ont été récoltés
dans deux sites différents dont Ankorabe et Ampahitrosy.
• Ankorabe est un village situé dans la commune de Ranomafana-Est, District de
Brickaville (Région Atsinanana) (18°56’37’’S ,48°46’30’’E, 284m).
• Ampahitrosy est situé à 14km de la capitale, dans le Sud d’Antananarivo, District
d’Antananarivo-Atsimondrano (Région Analamanga) (19°01’23,8’’S,
47°28’58,8’’E, 1272 m).
II. Matériels d’étude
II.1. Matériel végétal : Margose (Momordica charantia)
Les échantillons de feuilles et de fruits ont été récoltés au mois de mars 2017 durant
la période de fructification, dans les deux sites : Ampahitrosy (04- mars 2017) et
Ankorabe (22 mars 2017).
Carte1 : Lieu de récolte des échantillons
Source: Google Earth 2017
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Les feuilles ont été séchées à l’étuve à 60°C pendant deux semaines, puis réduites
en poudre à l’aide d’un mixeur de marque Moulinex Super blender. La poudre de feuilles
obtenue a été pesée à l’aide d’une balance de précision, Précisa XT 220A, puis conservée
à la température ambiante dans un bocal hermétique jusqu’à l’extraction.
Les fruits ont été découpés en petits morceaux puis congelés avant d’être
lyophilisés. Le matériel obtenu a été broyé et conservé au réfrigérateur afin de faciliter
les travaux ultérieurs
Photo 2 : Fruits de Momordica charantia Photo 3 : Feuilles de Momordica charantia
II.2. Les sols
Les échantillons de sol rhizosphérique au niveau de chaque site (100g), à
Ampahitrosy (climat du haut plateau de Madagascar) et à Ankorabe (climat humide du
littoral Est de Madagascar) ont été prélevés à 25 cm de profondeur. Ils ont été conservés
à +4°C jusqu’à l’utilisation au laboratoire.
Photo 4 : Sol rhizosphèrique de la
margose d’Ankorabe
Photo 5 : Sol rhizosphèrique de la
margose d’Ampahitrosy
II.3. Les germes tests
Tous les germes pathogènes utilisés lors de cette étude sont issus de la collection
du Laboratoire de Microbiologie de l’Environnement (CNRE). Ce sont des bactéries et
des levures pathogènes de l’homme. Leurs caractéristiques sont données ci-après
(Tableau 1).
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Tableau n°1 : Caractéristiques des germes pathogènes
Souches Coloration
de Gram
Formes Maladies provoquées
BACTERIES
Bacillus cereus
ATCC 13061 +
Bacille Intoxication
alimentaire caractérisé
par des nausées, des
vomissements, de
diarrhées et des
douleurs abdominales
Staphylococcus
aureus ATCC
11632
+
Coque Infections cutanées ou
muqueuses
Escherichia
coli
ATTC25922
-
Bacille Diarrhée infectieuse,
infection urinaire
LEVURE Candida
albicans
Levure
filamenteuse
(ovoïde avec
bourgeonnement)
Mycose au niveau de
la peau, des appareils
génitaux, urinaires et
respiratoires
III. Méthodes
III.1 Extraction des composés à partir des échantillons de feuilles et de fruits
III.1.1. Lyophilisation
La lyophilisation est une méthode de dessiccation sous vide, à basse température,
de produit liquide, solide ou pâteux préalablement congelé. Elle consiste à éliminer
progressivement l’eau du produit préalablement congelé (phase solide), par passage à
l’état vapeur sans passer par la phase liquide. Ce changement d’état s’appelle la
sublimation. Pendant la lyophilisation, l’eau passe donc par les changements d’états
suivants :
III.1.2. Macération à chaud
Pour le procédé de macération à chaud, vingt-cinq grammes (25g) de poudre de
feuilles ou de fruits pulvérisés ont été placés dans un Erlenmeyer à col rodé de 500 ml et
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mélangé avec 500ml d’éthanol 80°. Le mélange a été par la suite chauffé au bain-marie,
à une température de 70°C pendant une heure.
Après, le mélange a été refroidi puis filtré sur Buchner avec un papier filtre et
rincé avec de l’éthanol 80°. Ce processus a été répété plusieurs fois jusqu’à épuisement
des extraits (en générale trois fois).
Ainsi, chaque extrait obtenu a été évaporé, pour obtenir un extrait sec. Le
dispositif de ce procédé est représenté dans la photo N°7.
Photo 7 : Equipements pour une macération à chaud
III.1.3. Méthode de calcul du rendement
Le rendement après l’extraction a été exprimé en pourcentage. Il a été déterminé
par la relation suivante :
R = (ME×100)/Q
Avec :
R : rendement (en %),
ME : Poids des extraits (en g) obtenus après macération
Q : Poids de l’échantillon du départ (en g)
III.1.3. Criblage phytochimique
Le criblage des différentes familles chimiques a été réalisé sur des extraits hydro-
alcooliques, préparés à partir de la poudre de feuilles et de fruits de M. charantia, récoltés
sur les deux sites, afin de comparer la composition des familles chimiques de la plante
selon leur site de collecte. Pour se faire, treize grandes familles chimiques ont été testés
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dont les alcaloïdes, les saponosides, les flavonoïdes, les leucoanthocyanes, les
anthocyanes, les hétérosides cyanogénétiques, les coumarines, les tanins, les polyphénols,
les stéroïdes, les terpénoïdes et les anthraquinones. La méthode utilisée est celle décrite
par Fong et al. (1974 ; 1977), à l’exception du test de polysaccharides qui a été réalisé
selon la méthode décrite par Benjamin (2016).
Au final, 4 extraits dont un (1) extrait de feuilles et un (1) extrait de fruits de margose par
site ont été obtenus et codés comme suit :
- FeK : extraits de feuilles de la margose récolté à Ankorabe,
- FrK : extraits de fruits de la margose récolté à Ankorabe,
- FeM : extraits de feuilles de la margose récolté à Ampahitrosy
- FrM : extraits de fruits de la margose récolté à Ampahitrosy
III.1.3.1. Test des alcaloïdes Les alcaloïdes sont des composés qui peuvent être
détectés par leur précipitation ou leur floculation en présence de métaux lourds tels que :
le bismuth, le mercure, le tungstène
, le magnésium ainsi que par l’intermédiaire de l’un des trois réactifs
suivants : WAGNER, MAYER et DRAGENDORFF. Pour se faire, l’extrait hydro-
alcoolique a été distribué dans trois tubes différents. Dans chaque tube, 5 gouttes de
chaque réactif correspondant y sont versés. Un test positif est traduit par l’apparition des
précipités, des floculations et/ou des troubles.
On note qu’un test préliminaire positif est suivi d’un test de confirmation.
Test de confirmation
Un volume de l’extrait hydro-alcoolique équivalent à 5g de la poudre de
feuilles et de fruits de M. charantia a été évaporé à sec dans un cristallisoir au bain marie
bouillant jusqu’à obtention d’un résidu de consistance sirupeuse, ensuite 10ml de HCl à
5% ont été additionnés, puis le mélange a été de nouveau porté au bain-marie pendant
5min, tout en agitant avec une baguette de verre. Après refroidissement, 0,25g de NaCl a
été additionné dans le mélange, puis le tout a été agité et filtré. Le filtrat a été ramené à
10ml avec du HCl et divisée dans 4 tubes à essai. Les mêmes tests comme le précédant
ont été répétés.
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III.1.3.2. Test des saponosides
Les saponosides ont la capacité de former une solution moussante en
présence de l’eau et sont généralement utilisés dans la fabrication des savons. Ainsi,
100mg de poudre de feuilles ou de fruits de M. charantia ont été mise dans un tube à
essai. Pour se faire 10ml d’eau distillée ont été additionné et agité vigoureusement en
bouchant avec le pouce le tube pendant 30 secondes. Une hauteur supérieure ou égale à
3 cm après une durée de 30min indique la présence des saponosides.
III.1.3.3. Test des polysaccharides
Les polysaccharides sont des sucres complexes constitués par la
polymérisation d’ose. Ainsi cinq-cents milligramme (500mg) de la poudre de feuilles ou
de fruits de M. charantia ont été placés dans un tube à essai, puis versé d’eau distillée
jusqu’à la moitié du tube, agité pendant quelques secondes et porté le tout à l’ébullition
pendant 30min. Le filtrat obtenu a été précipité avec de l’éthanol à 95°. La formation d’un
précipité indique la présence des polysaccharides.
III.1.3.4. Test des tanins et des polyphénols
Les tanins ont la propriété de précipiter en présence de gélatine. Ils
réagissent aussi avec le chlorure ferrique (FeCl3) en donnant une concentration bleu-noir
ou vert-noir aux tanins «catéchiques» et une concentration noir-bleuâtre en présence de
tanins « pyrogalliques ». Une solution hydro-alcoolique équivalente à 10 g de poudre de
feuilles ou de fruits a été évaporée à sec dans un cristallisoir. Pour cela 25ml d’eau
distillée chaude a été ajouté dans le résidu obtenu ainsi que 3 à 4 gouttes de NaCl 10%.
Après filtration, le filtrat a été réparti en fractions égales dans quatre tubes à essais.
• Tube n°1 : témoin
• Test à la gélatine : 4 à 5 gouttes de gélatine à 1% ont été ajoutées dans le Tube
n°2 et l’apparition d’un précipité éventuel indique la présence des polyphénols.
• Test à la gélatine salée : 4 à 5 gouttes de gélatine salée (1% de gélatine +NaCl
10%) ont été ajoutées dans le tube n°3 et la formation d’un précipité montre la présence
de tanins.
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• Test au FeCl3 : le dernier tube (tube n°4) reçoit 4 à 5 gouttes de chlorure ferrique
(FeCl3) en solution méthanolique, une réaction négative à la gélatine salée accompagnée
d’une coloration verte ou bleu noir avec FeCl3, sont dues à la présence d’autre types des
composés phénoliques.
III.1.3.5.Test des Flavonoïdes, des Leucoanthocyanes et des Anthocyanes
Deux tests ont été mis en évidence pour détecter la présence de plusieurs
classes de flavonoïdes : le test de Cyanidine (Test de wilstater) et celui de Bate-Smith.
✓ Test de willstätter (Cyanidine) :
Une solution hydro-alcoolique équivalente à 3g de la poudre de feuille ou de fruits de
M. charantia a été portée à l’évaporation au bain marie. Après refroidissement à la
température ambiante, le résidu a été dépigmenté avec n- hexane puis filtré. Ainsi,
l’opération a été répété plusieurs fois jusqu’à élimination des pigments. Le résidu ainsi
obtenus a été dissouts dans 30ml d’éthanol 80° puis filtré à nouveau et placer 3ml de
filtrat respectivement dans 5 tubes à essais.
- Tube n°1 : a servi de témoin
- Tube n °2 : remplit avec 0,5ml de HCl concentré avec 3 à 4 tournures de
magnésium y ont été ajoutées.
Après 10min, le changement de coloration a été observé, le virage de l’extrait testé :
▪ au rouge montre la présence des flavones
▪ au rouge pourpre marque la présence de flavonols
▪ au rouge violacé indique la présence des flavones et flavonols
- Tube n° 3 : 0,5ml de HCl concentré, 1 ml d’eau distillé, 1ml d’alcool isoamilique
et 3 à 4 tournures de magnésium ont été ajoutés. Après, 10min si la coloration de
la phase supérieure est rouge, cela indique la présence des flavones et si c’est
rouge pourpre présence des flavonols.
✓ Leucoanthocyanes : Tests de Bate Smith
- Tube n°4 : un volume de 0,5ml de HCL concentré a été porté au bain marie
pendant 30 min puis laissé refroidir, une coloration rouge violet dénote la
présence de leucoanthocyanes.
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- Tube n°5 : 0,5 ml de HCl concentré a été versé, le tout a été laissé à une
température ambiante pendant 30min. L’apparition d’une coloration rouge-
violacé indique la présence d’anthocyane.
III.1.3.6. Test des hétérosides cyanogénétiques
Le test de Grignard ou test de l’acide picrique a été mis en évidence pour
détecter la présence de ces composés. Pour se faire 10g de la poudre de feuilles ou de
fruits de M. charantia ont été humectés avec de l’eau distillée, puis ajouté 2ml de
chloroforme. Ensuite, une bande de papier wattman a été trempée dans la solution de
picrate de sodium préparée préalablement. Après, la bande déjà séchée à l’air libre, a été
suspendue juste au-dessus de la poudre en pliant sa partie supérieure sur le bord du
récipient de manière à ce qu’il ne touche pas la poudre puis le récipient a été fermé et
placé dans un plaque chauffante pendant 3heure. Le changement de coloration du papier
du jaune au rouge, indique la présence des hétérosides cyanogénétiques.
III.1.3.7. Test des coumarines
Le test de coumarine se fait par observation sous UV (à λ =254nm) de la
présence de la fluorescence jaune-vert sur le papier Whatman imbibé de la soude (NaOH)
10%. Un extrait hydro-alcoolique équivalent à 100mg de la poudre de feuilles ou de fruits
de M. charantia a été évaporé à sec dans un cristallisoir au bain-marie. En suite 3ml de
méthanol ont été ajoutés dans le résidu, puis le contenu a été versé dans un tube à essai :
ainsi le tube a été recouvert d’un morceau de papier Whatman imbibé d’une solution de
soude (NaOH) 10%. Après 30min au repos, l’observation sous sur une lampe à UV de λ
= 254 nm a été effectuée. Une fluorescence jaune-vert sur le morceau du papier indique
la présence des coumarines.
III.1.3.8.Tests des Anthraquinones : Bornträger
Une solution hydro-alcoolique équivalente à 1g de la poudre de feuilles ou
de fruits a été évaporée à sec dans un cristallisoir sur bain marie. Le résidu obtenu a été
dissout dans 30ml de benzène (petite ampoule décanter) puis l’extrait benzénique (phase
alcalin) a été transféré dans un tube à essai et 5ml de NaOH ont été ajoutés puis agité.
L’observation du changement de coloration de la phase alcalin (phase inferieure) en
coloration rouge indique la présence d’anthraquinones.
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III.1.3.9. Test des stéroïdes et tritérpènes
Les triterpènes sont des polymères isopréniques à partir desquelles
dérivent les stérols (cholestérols, squalènes…). Une solution hydro-alcoolique
équivalente de 10 g de la poudre des deux organes a été évaporée à sec. Le produit obtenu
a été traité plusieurs fois avec n-hexane jusqu’élimination des pigments, puis 10ml de
chloroforme ont été ajoutés dans le résidu obtenu et en agitant pendent 5 à 10min, Après
la décantation, la solution a été séchée avec le sulfate de sodium (No₂So₄), Après
filtration, le filtrat a été divisé à parts égale dans trois tubes à essais.
▪ Tube n° 1 : témoin
Test de Liebermann-Burchard
▪ Tube n°2: 3 gouttes d’anhydride acétique ont été ajoutés dans le deuxième tube.
Après une agitation légère, une goutte de H2SO4 concentré a été additionnée dans
le mélange. Au bout d’une heure, si la coloration de la solution vire en bleu-vert,
des stérols sont présents, tandis que l’apparition d’une coloration rouge-violé ou
rose indique la présence de triterpènes. Les deux phénomènes peuvent être
observés simultanément.
Test de Salkowski pour les stérols insaturés
▪ Tube n°3 : Le tube contenant le filtrat à tester a été tout de suite incliné en donnant
un angle de 45°.puis 1 à 2 ml d’acide sulfurique (H2SO4) a été versé sur sa paroi
en évitant d’agiter. Après 1h, un changement de coloration a été observé ainsi que
l’apparition d’un anneau rouge à la surface qui indique la présence de stérols
insaturés.
III.2.Tests d’activités biologiques
III.2.1.Test d’activité antimicrobienne
III.2.1.1. Stérilisation des matériels d’étude
Tous les matériels ont été stérilisés afin de minimiser les sources de
contamination. Les verreries, les milieux de culture, l’eau distillée et les disques pour
l’antibiogramme ont été stérilisés à l’autoclave à 121°C pendant 20 min. Les mains et les
paillasses ont été nettoyés avec de l’alcool 70°C. Toutes les manipulations
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19
microbiologiques ont été effectuées dans des conditions stériles (autour de la flamme d’un
bec bunsen) et sous hotte à flux laminaire.
III.2.1.2. Revivification des souches et rajeunissement des germes tests
Chaque souche microbienne (germe test) a été revivifiée dans du bouillon nutritif
puis incubée à 37°C pendant 24 heures. La turbidité du bouillon nutritif indique le
développement des souches cultivées. Ensuite, chaque souche a été respectivement
repiquée dans une boite de Pétri contenant du milieu gélosé nutritif (Annexe 1) en
réalisant des stries serrées par la méthode de quadrant. Les cultures ont été incubées à
37°C pendant 24 heures afin d’obtenir des colonies jeunes.
Deux colonies bien isolées de chaque souche bactérienne ou de levure ont été
prélevées à l’aide d’une anse stérile et diluées dans 10ml d’eau distillée stérilisée. Après
agitation, à l’aide d’un vortex, la turbidité de l’ensemble a été mesurée au
spectrophotomètre à une longueur d’onde de 550 nm de manière à obtenir une densité
optique égale à 0,125 (DO= 0,125) qui correspond à 106UFC.ml-1.
III.2.1.3. Ensemencement
La technique d'inondation ou culture en nappe a été utilisée. Pour cela, 10ml de
chaque suspension bactérienne de 106 UFC/ml de germes ont été inoculés dans des boîtes
de Pétri contenant préalablement du milieu Mueller Hinton solide (Annexe1) pour mettre
en évidence l’activité des extraits vis-à-vis des germes pathogènes. Les cultures ont été
incubées dans une étuve à 37°C pendant 15min afin que les germes puissent s’adhérer au
milieu. Après15min d’incubation, l’excès de liquide a été aspiré avec précaution à l’aide
d’une pipette à cône stérile et le milieu de culture a été séché dans l’étuve à 37°C pendant
15min.
III.2.1.4. Dépôt des disques
Chacun des quatre extraits a été tout d’abord dilué dans de l’éthanol 80° pour
obtenir une concentration de 10mg/ml. Ensuite, des disques de 6mm de diamètres
préalablement stérilisés ont été imbibés de 20µl de ces extraits à l’aide d’une micropipette
à cône stérile avec trois répétitions par extrait (trois disques par extrait). Les disques ont
été ensuite séchés à l’étuve à 37°C pendant 15min et déposés sur les cultures qui ont été
préparées précédemment à l’aide d’une pince stérile.
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20
Afin d’évaluer l’efficacité des extraits testés sur les souches pathogènes, quatre
antibiotiques de référence ont été utilisés dont l’acide nalidique (30µg), la nystatine
(100UI), l’acide fusidique (10µg) et le netilmicine (30µg). Les boites contenants les
cultures ont été ensuite incubées dans l’étuve à 37°C pendant 24h.
III.2.1.5. Lecture des résultats
La présence ou non des halos d’inhibition autour des disques a été évaluée après
24 heures d’incubation. La mesure du diamètre du halo d’inhibition a été effectuée à l’aide
d’une règle graduée millimétrée. Les résultats ont étés exprimés suivant les normes ci-
après (tableau n°2).
Tableau n°2 : Normes utilisées par la méthode des disques (Leipzig, 1996)
Diamètre du halo d’inhibition (X) Sensibilité du germe Résultat
X˂7mm Insensible -
7mm˂X˂8mm Assez sensible +
8mm˂X˂9mm Sensible ++
X>9mm Très sensible +++
III.3. Test de l’activité antioxydante
Principe de la méthode de DPPH
L’activité antioxydante des différents extraits de feuilles et de fruits de M.
charantia a été évaluée selon la méthode de réduction de DPPH, développée par Blois en
1958. Elle est caractérisée par la concentration inhibitrice 50% (CI50) ou la
concentration de l’extrait qui réduit 50% du radical libre (DPPH).
En effet, lorsqu’une solution ayant des propriétés antioxydantes est mise en
contact avec une solution contenant un radical libre, dont le DPPH ici, il s’ensuit alors
une réaction de réduction de ce dernier par fixation d’un atome d’hydrogène sur le radical
qui devient alors DPPH-H. Cette réaction est témoignée par le virage de la coloration de
la solution qui passe du violet à jaune dont l’intensité peut être dosée par
spectrophotométrie. L’absorbance lue permet de calculer le pourcentage d’inhibition du
radical DPPH qui est proportionnel au pouvoir anti-radicalaire (antioxydant) de
l’échantillon (Figure N°9) (Parejo et al., 2003).
-
21
Diphényle picryl hydrazyle
(DPPH, radical libre)
Diphényle picryl hydrazine
(DPPH-H, non radical)
Figure 2 : Forme libre et réduite de DPPH.
Source : Molyneux (2004)
Mesure de l’activité antioxydant par la méthode de DPPH
Test préliminaire (test qualitatif)
Afin d’évaluer la potentialité antioxydante des extraits, un test préliminaire (test
qualitatif) a été réalisé en utilisant un antioxydant de référence, l’acide gallique, comme
témoin.
Pour se faire, une chromatographie sur couche mince (CCM) a été réalisée avec
les extraits bruts de margose et l’acide gallique (témoin), 10 µl de chaque extrait de M.
charantia ont été déposés sur une plaque CCM, introduite dans une cuve à
chromatographie et laissés éluer dans du BAW (butanol, acide acétique glacial et eau ;
145 v/v/v) pendant une heure.
Après 1h, les plaques ont été séchées puis révélées par pulvérisation avec la
solution de DPPH 0,004%. L’intensité des couleurs (jaune) ainsi que la taille de la bande
d’élution en comparaison avec celle de l’acide gallique témoignent l’existence d’activité
antioxydante.
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22
Test quantitatif de l’activité antioxydante
Suite à ce test de confirmation de l’existence des composés actifs, l’activité
antioxydante des extraits a été évaluée quantitativement suivant la méthode décrite par
Kivrak et al. (2009).
Le test a été réalisé dans une microplaque à 96 puits à fond plat en utilisant
différentes concentrations des extraits à savoir 125 µg/ml, 250 µg/ml, 500 µg/ml, 1000
µg/ml, 2000 µg/ml et en utilisant le méthanol comme solvant de dilution. Ainsi, 25µl de
chaque extrait ont été ensuite mélangés avec 175µl de solution « DPPH-méthanol »
(0,004%). Un témoin négatif a été préparé avec 25 µl de solution de méthanol et 175μl
de solution méthanoïque de DPPH à 0,004%. L’acide gallique a été utilisé comme témoin
positif en adoptant les mêmes approches qu’avec les extraits.
Après 30min d’incubation à l’obscurité et à température ambiante, l’absorbance a
été lue à 517 nm avec un spectrophotomètre. Le blanc a été constitué de méthanol 100%.
Pour chaque concentration, le test est répété 3 fois. L’activité antioxydante qui exprime
la capacité des composés contenus dans les extraits à piéger le radical libre est estimé par
le pourcentage de décoloration (pourcentage d’inhibition) du DPPH. Elle est donnée par
la formule suivante (Yoo et al., 2008).
Où
Abs: désigne l’absorbance à la longueur d’onde de 517 nm.
Témoin : solution de DPPH
Les résultats ont été exprimés par la moyenne de 3 mesures ± écart type et la valeur de le
CI50 a été mesurée pour chaque extrait.
Le CI50 est calculée à partir des équations y = ax + b issue des courbes de tendance des
pourcentages d’inhibition en fonction des concentrations (Annexe 3)
Inhibition (%) = (Abs témoin – Abs test /Abs témoin) x 100
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23
Photo 9 : Spectrophotomètre à 517nm
III.3. Analyses des échantillons des sols sous Margose
III.3.1. Analyses chimiques
Les échantillons de sol rhizosphérique des margoses, collectés dans les deux sites
d’étude, ont été respectivement analysés dans le laboratoire de pédologie du FOFIFA
(Foibem-pirenena momba ny Fikarohana ampiharina amin'ny Fampandrosoana ny
Ambanivohitra ou Centre National de Recherches Appliquées au Développement Rural).
L’analyse a été focalisée sur la détermination des 4 éléments nutritifs essentiels pour les
plantes à savoir l’azote total déterminer par la méthode de Kjeldahl, le phosphore
disponible par la Méthode de Bray II, le carbone organique par la méthode de Walkley
and Black, le potassium par la méthode d’Ammonium Acétate pour l’évaluation de la
capacité d’échange cationique (CEC) et enfin le pHeau de chaque type du sol.
Les détails des méthodes d’analyses sont donnés en annexe 2
III.3.2. Dénombrement des microorganismes bénéfiques pour les plantes
Pour chaque échantillon de sol, deux types de microorganismes ont été dénombrés
: les Actinomycètes et les Pseudomonas fluorescens. En effet, ces deux groupes de
microorganismes sont principalement impliqués dans les mécanismes de production de
métabolites secondaires dont les rôles dans la protection des plantes contre les agents
phytopathogènes sont bien connus (Lemaceau et al., 2009 ; Mukesh, 2014).
Pour se faire, 5g de chaque échantillon de sol ont été dilués dans 45ml d’eau
distillée stérilisée de manière à obtenir une série de dilution de 10-1 à 10- 4 selon la
technique appelée classiquement « dilution en cascade ». Ainsi, 100 µl de chaque dilution
ont été prélevés et étalés dans des boites de Pétri stériles contenant préalablement un
milieu de culture solide (Annexe1) qui est spécifique de chaque groupe microbien : le
milieu AS1 pour la population d’actinomycètes et le milieu King B pour celle de
-
24
Pseudomonas fluorescens. Afin d’inhibé la croissance des certaines germes indésirables
dans le milieu AS1 pour les actinomycètes, trois antibiotiques ont été ajoutées dont le
cycloheximide (0,025g/5ml), le triméthroprime (0,01g/5ml) et l’acide nalidixique
(0,025g/5ml). La composition et la méthode de préparation de ces milieux de culture sont
détaillées dans l’annexe 3. Pour chaque groupe microbien et chaque dilution, 3 répétitions
ont été réalisées.
Le dénombrement des colonies de Pseudomonas fluorescens a été réalisé après
48h d’incubation à 28°C, sous une lampe UV à une longueur d’onde de 365 nm car les
colonies de Pseudomonas émettent une fluorescence caractéristique sous UV à cette
longueur d’onde. Pour les colonies d’aspects poudreux ou dures caractéristiques des
actinomycètes, l’observation et le comptage ont été effectués à l’œil nu après 24, 48 et
72h d’incubation à 28°C. Seules les boites ayant le nombre de colonies comprises entre
30 et 300 ont été considérées pour le calcul de l’Unité Formant Colonie ou UFC, en
utilisant la formule suivante :
𝐍 =∑ 𝐜𝐨𝐥𝐨𝐧𝐢𝐞𝐬
𝐕 × (𝐧𝟏 + 𝟎, 𝟏 𝐧𝟐) × 𝐝𝟏
N : Nombre d’UFC par g de sol
∑colonies : Somme des colonies des boites interprétables (3 boîtes par dilutions)
V : Volume de solution du produit déposé dans les boîtes
n1 : Nombre de boites considérées à la première dilution retenue (3 boîtes)
n2 : Nombre de boites considérées à la seconde dilution retenue (3 boîtes)
d1 : Facteur de dilution de la première dilution retenue
-
RESULTATS ET
INTERPRETATIONS
-
25
RESULTATS
I. Rendements d’extraction hydro-alcoolique
Le tableau 3 ci-après montre les rendements obtenus lors de l’extraction hydro-
alcoolique de feuilles et de fruits de M. charantia pour les deux sites. Les résultats ont
permis de constater que les feuilles collectées à Ankorabe (FeK) donnent un bon
rendement d’extraction de l’ordre de 23,2%, par rapport aux feuilles récoltées à
Ampahitrosy dont le rendement d’extraction a été seulement de 18,5%. En ce qui
concerne les fruits, ceux collectés à Ampahitrosy (FrM) ont permis d’obtenir un bon
rendement qui a été de l’ordre de 18.75% en comparaison avec ceux du site Ankorabe qui
n’ont eu que 9.9% seulement comme rendement. Cela pourrait être due au fait que les
fruits d’Ampahitrosy étaient dans un stade de maturité plus avancé par rapport à ceux
récoltés à Ankorabe. Cependant, la technique d’extraction ou encore l’origine des
échantillons pourraient également être les causes de ces différences.
Tableau n°3 : Rendement des extraits de feuilles et de fruits des deux sites (Ankorabe
et Ampahitrosy)
Extrait Masse du matériel en g Masse d’extrait final en g Rendement en %
FeK 25 5.802 23,2
FrK 22.50 2,244 9,9
FeM 25 4,636 18,5
FrM 32.40 6,044 18,75
(FeK: extraits de feuilles de la margose récoltée à Ankorabe, FrK: extraits de fruits de
la margose récoltée à Ankorabe, FeM: extraits de feuilles de la margose récoltée à
Ampahitrosy et FrM : extraits de fruits de la margose récoltée à Ampahitrosy).
II. Caractéristiques des extraits hydro-alcooliques
Pour chaque spécimen collecté dans les deux sites, des différences de couleurs et
d’odeurs ont été observées au niveau des extraits (Tableau 4) : une couleur vert foncé
pour les fruits récoltés à Ampahitrosy et une couleur vert-clair pour les fruits récoltés à
Ankorabe. De plus, lors des manipulations, il a été constaté que l’odeur de ces extraits
varie également en fonction de la partie de plante (tableau n°4) (appréciation personnelle
de l’auteur mais mérite toutefois une étude plus approfondie). En effet, les feuilles
possèdent une forte odeur par rapport aux fruits. Ce phénomène pourrait être lié aux
-
26
facteurs environnementaux (sol, climat, eau…) ou à la nature des composés chimiques
qu’ils contiennent.
Tableau n°4 : Caractéristiques (nature) des extraits hydro-alcooliques des deux organes
(FeK: extraits de feuilles de la margose récoltée à Ankorabe, FrK: extraits de fruits de
la margose récoltée à Ankorabe, FeM: extraits de feuilles de la margose récoltée à
Ampahitrosy et FrM : extraits de fruits de la margose récoltée à Ampahitrosy).
III. Résultats des criblages phytochimiques
Les criblages phytochimiques ont été réalisés à partir des extraits hydro-
alcooliques de feuilles et de fruits de M. charantia récoltés dans les deux sites. Les tests
ont permis de déterminer la présence des grandes familles chimiques suivantes :
• Les alcaloïdes
Le tableau n°5 présente les résultats comparatifs du test préliminaire des
alcaloïdes pour les extraits de feuilles et de fruits de M. charantia pour les deux sites. Les
résultats ont montré que les alcaloïdes vrais sont présents en de très faibles quantités dans
les fruits des plantes collectés dans les deux sites d’étude. A la suite des études plus
approfondies, il a été remarqué que les extraits de fruits de M. charantia contiennent des
alcaloïdes de type primaires, tertiaires, ammonium quaternaire et N oxydes, que soit pour
le spécimen d’Ankorabe ou Ampahitrosy (tableau N°5).
Tableau n°5 : Résultats du test d’alcaloïdes
Echantillons Test Observation Résultats Conclusion
FeM et FeK
Mayer
Pas de changement
_ Absence
d’alcaloïdes Wagner _
Dragendoff _
FrM et FrK Mayer
Faible précipitation
+ Présence
d’alcaloïdes mais en
très faible quantité Wagner +
Dragendoff +
Extrait Couleur Odeur Aspect Volume de
l’extrait
Gout
FeK Vert- noir Très piquant Visqueux 460ml Amer
FrK Vert Piquant Visqueux 450ml Amer
FeM Vert-noir Très piquant Visqueux 460ml Amer
FrM Vert –foncé Piquant Visqueux 460ml Amer
-
27
Tableau n°6 : Résultats du test pour la confirmation des alcaloïdes
Echantillon Phase Tests Observation Résultats Conclusion
FrM et FrA
Phase
chloroformi
que
(organique)
Mayer Faible
précipitation
+ Présence
d’alcaloïdes
primaire,
secondaire
et tertiaire
Wagner Précipitation ++
Dragendoff Précipitation ++
FrM et FrA
Phase
aqueuse
(alcaline)
Mayer Précipitation
abondante
+++ Présence
d’ammonium
quaternaires et
des N-oxydes Wagner Précipitation
abondante
+++
Dragendoff Précipitation
abondante
+++
(- : Absence ; + : Teneur faible; ++ : Teneur modérée; +++ : Teneur élevée)
(FeK: extraits de feuilles de la margose récoltée à Ankorabe, FrK: extraits de fruits de
la margose récoltée à Ankorabe, FeM: extraits de feuilles de la margose récoltée à
Ampahitrosy et FrM : extraits de fruits de la margose récoltée à Ampahitrosy).
• Les flavonoïdes, les leucoanthocyanes et les anthocyanes
Le tableau n°7 montre les résultats comparatifs pour le test des flavonoïdes, des
leucoanthocyanes et des anthocyanes dans les extraits de feuilles et de fruits de M.
charantia collectés dans les deux sites.
D’après le test, les flavonoïdes de type flavones et flavonols sont présents dans les
extraits de fruits pour les deux sites et principalement pour les fruits d’Ampahitrosy. Par
contre, pour les feuilles, seuls les extraits de feuilles de M. charantia d’Ampahitrosy
(FeM) contiennent des flavonoïdes de type flavonols et des leucoanthocyanes en faible
quantité, tandis que ceux d’Ankorabe (FeK) en sont totalement dépourvus.
-
28
Tableau n°7 : Résultats du test des flavonoïdes, des leucoanthocyanes et des
anthocyanes.
Echantillon Tests Observation Résultats Conclusion
FeM
willstätter Coloration rouge pourpre (témoin : verte noire)
++ Présence des
flavonols
willstätter modifié
La phase supérieure est de
couleur rouge pourpre
++
Bate-smith Coloration rouge
violacée
++ Présence de
leucoanthocya
nes
Bate–
smiith
modifié
Pas de changement de
coloration
_ Absence
d’anthocyanes
FrM
willstätter couleur rouge à l’état de trace (témoin : jaune)
+
Présence des
flavones a
l’état de trace willstätter modifié
Phase supérieure reflète
la couleur rouge
+
Bate-smith Coloration rouge pourpre +++
Présence de
flavonols
Bate-smith
modifié
Pas de changement de
coloration
_ Absence
d’anthocyane
FeK
willstätter Coloration marron (témoin : vert bouteille)
_
Absence des
flavonoïdes willstätter modifié
Coloration marron _
Bate-smith Coloration marron et
rouge à l’état de trace
_ Absence de
leucoanthocya
nes
Bate-smith
modifié
Coloration en vert noire _ Absence
d’anthocyane
FrK
willstätter Couleur rouge à l’état de trace (témoin jaune)
+
Présence des
flavones Wilstater
modifié
Phase supérieure reflète
la couleur rouge
+
Bate-smith coloration rouge pourpre ++ Présence de
flavonols
Bate-smith
modifié
Pas de changement de
coloration
_ Absence
d’anthocyanes
(- : Absence ; + : Teneur faible; ++ : Teneur modérée; +++ : Teneur élevée)
(FeK: extraits de feuilles de la margose récoltée à Ankorabe, FrK: extraits de fruits de
la margose récoltée à Ankorabe, FeM: extraits de feuilles de la margose récoltée à
Ampahitrosy et FrM : extraits de fruits de la margose récoltée à Ampahitrosy).
-
29
• Les stérols et les triterpènes
Le tableau n°8 montre le résultat des tests stérols réalisés sur les extraits de feuilles
et de fruits de M. charantia collectés dans les deux sites d’études. Il a été constaté que les
deux organes (feuilles et fruits) de la plante collectés dans les deux sites contiennent une
forte quantité en stéroïdes de type stérols insaturés.
Tableau n°8 : Résultats du test de stérols et de Triterpènes
Echantillon Test Observation
Résultats Conclusion
FrK
Libermann
Burschard
rouge à l’état de trace
(Témoin : jaune pâle)
+
Présence de
stéroïdes
Salkowski Apparition d’anneau de
séparation de couleur
rouge
+++
Présence de
stérols insaturés
FeK
Libermann
Burschard
Coloration bleu vert
(Témoin orange)
+++
Présence de
stérols insaturés Salkowski Anneau de séparation de
couleur rouge
+++
FeM
Libermann
Burschard
Coloration bleu vert
++
Présence de
stéroïdes
Salkowski
Apparition d’anneau de
séparation de couleur
rouge
+++
Présence de
stérols insaturés
FrM
Libermann
Burschard
Coloration en vert olive
et un reflet de rouge
+
Présence des
stéroïdes
Salkowski
Apparition d’anneau de
séparation de couleur
rouge
+++
Présence de
stérols insaturés
(- : Absence ; + : Teneur faible; ++ : Teneur modérée; +++ : Teneur élevée)
(FeK : extraits de feuilles de la margose récoltée à Ankorabe, FrK : extraits de fruits de
la margose récoltée à Ankorabe, FeM : extraits de feuilles de la margose récoltée à
Ampahitrosy et FrM : extraits de fruits de la margose récoltée à Ampahitrosy)
• Les saponosides
Le tableau N° 9 présente les résultats du test des saponosides pour les extraits de
feuilles et de fruits de M. charantia collectés dans deux sites d’études.
Les résultats ont montré que les deux organes de la plante M. charantia ne
contiennent pas des saponosides.
-
30
Tableau n°9 : Résultats du test des saponosides
Echantillon Hauteur de la
mousse t=0mn
Hauteur de la
mousse T=30mn
Résultats Conclusion
FeK 5cm 0,5 cm _ Absence de
saponosides FrK 2cm 0,3cm _
FeM 5cm 0,5cm _
Absence des
saponosides FrM 2,5cm 0,3cm _
(- : Absence ; + : Teneur faible; ++ : Teneur modérée; +++ : Teneur élevée)
(FeK: extraits de feuilles de la margose récoltée à Ankorabe, FrK: extraits de fruits de
la margose récoltée à Ankorabe, FeM: extraits de feuilles de la margose récoltée à
Ampahitrosy et FrM : extraits de fruits de la margose récoltée à Ampahitrosy)
• Les hétérosides cyanogénétiques
Le tableau n°10 montre les résultats du test d’hétérosides cyanogènes des deux
organes collectés dans le plateau d’Ampahitrosy et dans la région humide d’Ankorabe.
Les hétérosides ont été présents dans les fruits de la plante collectée dans les deux sites.
Tableau n°10 : Résultats du test des hétérosides cyanogénétiques
Echantillon Observation
Résultats Conclusion
FeK et FeM Pas de changement de
coloration
_ Absence d’hétérosides
cyanogènes dans les 2
feuilles
FrK et FrM Coloration rouge
++
Présence d’hétérosides
cyanogènes dans les 2
fruits
(- : Absence ; + : Teneur faible; ++ : Teneur modérée; +++ : Teneur élevée)
(FeK: extraits de feuilles de la margose récoltée à Ankorabe, FrK: extraits de fruits de
la margose récoltée à Ankorabe, FeM: extraits de feuilles de la margose récoltée à
Ampahitrosy et FrM : extraits de fruits de la margose récoltée à Ampahitrosy).
• Les coumarines
Le tableau n°11 présente les résultats comparatifs du test de coumarines, dans les
extraits des deux organes collectés dans les deux sites.
Il a été constaté que la teneur en coumarines dans l’extrait de fruits d’Ampahitrosy
a été moyennement élevée contrairement à celui de fruits d’Ankorabe qui en est
totalement dépourvus. Ces composés ont été présents en faible quantité dans les extraits
-
31
des feuilles d’Ampahitrosy tandis que les plantes d’Ankorabe ont été totalement
dépourvues.
Tableau n°11 : Résultats du test de coumarines
Echantillons Observation Observation
pour un test
positive
Résultats Conclusion
FeK et FrK Aucune fluorescence
Fluorescence
jaune-verte sous
l’UV λ=366nm
_ Absence des
coumarines
FeM Apparition d’une légère
fluorescence jaune
+ Présence de
coumarine à
l’état de trace
FrM Fluorescence jaune -
verte
++ Présence de
coumarine à
moyenne
quantité
(- : Absence ; + : Teneur faible; ++ : Teneur modérée; +++ : Teneur élevée)
(FeK: extraits de feuilles de la margose récoltée à Ankorabe, FrK: extraits de fruits de
la margose récoltée à Ankorabe, FeM: extraits de feuilles de la margose récoltée à
Ampahitrosy et FrM : extraits de fruits de la margose récoltée à Ampahitrosy).
• Les anthraquinones
Le tableau n°12 présente les résultats du test d’anthraquinones, pour les extraits
des deux organes collectés dans les deux sites.
Les anthraquinones ont été absentes dans les extraits des deux organes (feuilles et
fruits) de M. charantia pour les deux sites.
Tableau n°12: Résultats du test d’anthraquinones
Echantillons Observation Observation positif :
test de Bornträger
Résultat Conclusion
FeK et FrK
Pas de
changement de
coloration
Coloration rouge sur la
phase supérieure
_
Absence
d’anthraquinone
s FeM et FrM
Pas de
changement de
coloration
Coloration rouge sur la
phase supérieure
_
(- : Absence ; + : Teneur faible; ++ : Teneur modérée; +++ : Teneur élevée)
(FeK: extraits de feuilles de la margose récoltée à Ankorabe, FrK: extraits de fruits de
la margose récoltée à Ankorabe, FeM: extraits de feuilles de la margose récoltée à
Ampahitrosy et FrM : extraits de fruits de la margose récoltée à Ampahitrosy).
-
32
• Tanins et composés poly-phénoliques
Après les tests, il a été observé que les feuilles collectées dans les deux sites
contiennent en grande quantités des composés polyphénols de type catéchique (tableau
n°13). Par contre, les fruits ne contiennent ni des tanins ni des composés polyphénols.
Tableau n°13 : Résultats du test de polyphénols et de tanins
Echantillons Test
Observation Résultats Conclusion
FeK et FeM
Gélatine 1% Aucune précipitation _
Absence de
polyphénols
Gélatine salée Aucune précipitation _
Absence de tanins
FeCl₃ Changement de coloration en vert-noir (témoin vert)
+++
Présence de
composés
phénolique de type
catéchique
FrM et FrK
Gélatine 1% Aucune précipitation -
Absence de
polyphénols et de
tanins
Gélatine salée Aucune précipitation -
FeCl₃ Coloration rouge (témoin : jaune pâle)
-
(- : Absence ; + : Teneur faible; ++ : Teneur modérée; +++ : Teneur élevée)
(FeK: extraits de feuilles de la margose récoltée à Ankorabe, FrK: extraits de fruits de
la margose récoltée à Ankorabe, FeM: extraits de feuilles de la margose récoltée à
Ampahitrosy et FrM : extraits de fruits de la margose récoltée à Ampahitrosy).
• Résultats récapitulatifs du criblage phytochimique
Le criblage phytochimique a permis de déterminer les grandes familles chimiques
dans les extraits des deux organes (fruits et feuilles) de M. charantia. Les résultats obtenus
sont résumés dans le tableau n°14. Parmi les 13 familles chimiques testés, 8 familles ont
été présentes dans les extraits de feuilles et de fruits de M. charantia dont les alcaloïdes,
les flavonoïdes, les leucoanthocyanes, les stéroïdes, les polyphénols, les hétérosides
cyanogénétiques, les polysaccharides et les coumarines. Cependant, dans certains cas,
leur quantité varie d’un organe à un autre et aussi d’un site de collecte à un autre.
Par exemple, une proportion très élevée en stéroïdes de types stérols insaturés et
en polysaccharides a été enregistrée pour les deux organes de la plante, les polyphénols
sont présents en forte quantité dans les feuilles des plantes issues des deux sites d’études.
De plus, une forte quantité d’alcaloïdes et une quantité moyenne d’hétérosides
cyanogénétiques ont été observées dans les extraits de fruits de M. charantia, mais pas
-
33
sur les feuilles. La présence de coumarine à une quantité moyenne dans les fruits et à une
quantité faible dans les feuilles de M. charantia collectées en Ampahitrosy a été notée.
Pour les deux sites, les flavonoïdes de type flavone et flavonol ont été présents dans les
fruits. Par contre, seules les feuilles de M. charantia collectées à Ampahitrosy contiennent
des composés tels que les flavonoïdes de type flavonol et leucoanthocyane. Le fait que
les extraits diffèrent au niveau de leurs compositions chimiques pourrait être dû au fait
qu’ils ont été synthétisés dans des parties spécifiques de la plante et aussi en fonction du
stade de développement (par exemple durant le développement de la plantule, de la fleur,
du fruit, de la graine, ou de la racine).
Tableau n°14 : Résumé des résultats des tests des grandes familles chimiques
dans les extraits des deux organes de M. charantia
(- : Absence ; + : Teneur faible; ++ : Teneur modérée; +++ : Teneur élevée)
(FeK: extraits de feuilles de la margose récoltée à Ankorabe, FrK: extraits de fruits de
la margose récoltée à Ankorabe, FeM: extraits de feuilles de la margose récoltée à
Ampahitrosy et FrM : extraits de fruits de la margose récoltée à Ampahitrosy).
GRANDES FAMILLES
CHIMIQUES
Ankorabe Ampahitrosy
Feuilles Fruits Feuilles Fruits
Alcaloïdes - +++ - +++
Flavonols - + ++ +++
Flavones - ++ - ++
Anthocyanes - - - -
Leucoanthocyanes - - ++ -
Triterpènes - - - -
Stérols insaturés +++ +++ ++ +++
Saponosides - - - -
Tanins - - - -
Polyphénols +++ - +++ -
Hétérosides
cyanogénétiques
- ++ - ++
Polysaccharides +++ ++ +++ ++
Anthraquinones - - - -
Coumarines - - + ++
-
34
IV. Résultats du test antimicrobien des extraits de deux organes de M.
charantia
Après 24h d’incubation, les quatre souches utilisées lors du test antimicrobien
dont trois bactéries (Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Bacillus cereus) et une
souche de levure (Candida albicans) n’ont présenté aucune sensibilité (diamètre d’halo
d’inhibition inférieure à 7mm) vis-à-vis de tous les extraits d’organes de M. charantia par
rapport aux antibiotiques de référence.
o Pour l’acide nalidixique, le diamètre du halo d’inhibition de la croissance
d’E. coli a été de 18mm.
o Pour l’acide fusidique, le halo a été de 25 mm sur Staphylococcus aureus.
o Pour Netimycine le halo a été de 27mm sur Bacillus cereus.
o Et pour la nystatine le halo a été de 25 mm sur Candida