AKTIVITAS HAYATI PIGMEN FIKOSIANIN DARI
MIKROALGA BTM 11 SETELAH PEMURNIAN DENGAN
KITOSAN DAN ARANG AKTIF
TRI SETYANINGSIH
PROGRAM STUDI KIMIA
FAKULTAS SAINS DAN TEKNOLOGI
UNIVERSITAS ISLAM NEGERI SYARIF HIDAYATULLAH
JAKARTA
2016 M/1437 H
AKTIVITAS HAYATI PIGMEN FIKOSIANIN DARI
MIKROALGA BTM 11 SETELAH PEMURNIAN DENGAN
KITOSAN DAN ARANG AKTIF
SKRIPSI
Sebagai Salah Satu Syarat untuk Memperoleh Gelar Sarjana Sains
Program Studi Kimia
Fakultas Sains dan Teknologi
Universitas Islam Negeri Syarif Hidayatullah Jakarta
Oleh:
TRI SETYANINGSIH
1111096000038
PROGRAM STUDI KIMIA
FAKULTAS SAINS DAN TEKNOLOGI
UNIVERSITAS ISLAM NEGERI SYARIF HIDAYATULLAH
JAKARTA
2016 M/1437 H
PERNYATAAN
DENGAN INI SAYA MENYATAKAN BAHWA SKRIPSI INI ADALAH
HASIL KARYA SAYA SENDIRI DAN BELUM PERNAH DIAJUKAN
SEBAGAI SKRIPSI ATAU KARYA ILMIAH PADA PERGURUAN TINGGI
ATAU LEMBAGA MANAPUN.
Jakarta, Juni 2016
Tri Setyaningsih
1111096000038
ABSTRAK
TRI SETYANINGSIH. Aktivitas Hayati Pigmen Fikosianin dari Mikroalga
BTM 11 Setelah Pemurnian dengan Kitosan dan Arang Aktif. Dibimbing oleh
Swastika Praharyawan Dan Yusraini D.I.S.
Mikroalga merupakan penghasil biopigmen yang lebih baik jika dibandingkan
dengan sumber biopigmen yang lain seperti sayuran dan buah-buahan. Fikosianin
sebagai biopigmen biru yang berasal dari organisme autotrof memiliki
keunggulan dalam menghambat pembentukan koloni kanker. Penelitian ini
bertujuan untuk mengetahui konsentrasi optimum kitosan dan arang aktif dalam
pemurnian pigmen fikosianin dari mikroalga BTM 11 serta aktifitas hayatinya
agar dapat diaplikasikan dalam bidang kesehatan. Hasil penelitian menunjukkan
adanya peningkatan kemurnian fikosianin berdasarkan rasio 620/280 setelah
pemurnian dengan kitosan 0,3 g/L sebesar 57,5% dan meningkat kembali sebesar
69,8% setelah perlakuan pemurnian dengan arang aktif 5 g/L. Pemurnian
meningkatkan nilai LC50 pigmen fikosianin sebesar 22,7%.
Kata Kunci: Arang Aktif, Fikosianin, Kitosan, LC50, Mikroalga BTM 11
ABSTRACT
TRI SETYANINGSIH. Biological Activity of Fikosianin from Microalgae BTM
11 After Purification using Chitosan and Activated Charcoal. Under guidance of
Swastika Praharyawan and Yusraini D.I.S.
Microalgae is biopigment producer which is better compared to other source of
biopigment such as fruits and vegetables. Phycocyanin as blue biopigmen derived
from autotrof organisms has an advantage in inhibiting cancer colonies. This
study aims to determine the optimum concentration of chitosan and activated
charcoal in purification of phycocyanin from BTM 11 microalgae as well as its
toxicity for its aplication in health. The results showed an increase in the purity of
phycocyanin based on the ratio of 620/280 after purification with chitosan 0.3 g /L
of 57.5% and increased again to 69.8% after purification treatment with activated
charcoal 5 g/L. Purification increased LC50 value of phycocyanin to 22,7%.
Keywords: Activated Charcoal, BTM 11 Microalgae, Chitosan, LC50,,
Phycocyanin
vii
KATA PENGANTAR
Bismillahirrahmanirrahiim,
Assalamualaikum Warahmatullaahi Wabarakaatuh.
Segala puji dan sanjungan penulis panjatkan ke hadirat Allah SWT, yang
telah memberikan rahmat dan nikmat yang tiada henti kepada penulis, sehingga
skripsi ini yang berjudul “Aktivitas Hayati Pigmen Fikosianin dari Mikroalga
BTM 11 Setelah Pemurnian dengan Kitosan dan Arang Aktif” dapat diselesaikan.
Shalawat dan salam tak lupa penulis mohonkan kepada Allah yang Maharahman
semoga senantiasa tercurahkan kepada junjungan kita, Nabi Muhammad SAW,
beserta para keluarga, sahabat dan pengikutnya hingga akhir zaman, yang telah
membawa umat manusia dari zaman kebodohan sampai zaman yang penuh
dengan ilmu pengetahuan ini.
Penulisan skripsi sebagai syarat kelulusan dalam menempuh pendidikan
Strata 1 (S1) ini tidak luput dari bantuan dan dukungan berbagai pihak. Oleh
karena itu, sepantasnya penulis mengucapkan banyak terimakasih dan rasa hormat
yang mendalam kepada:
1. Swastika Praharyawan, M.Si, Apt selaku dosen pembimbing I yang telah
memberikan bimbingan kepada penulis selama penelitian dan penyusunan
skripsi.
2. Yusraini DIS, M.Si selaku dosen pembimbing II yang telah memberikan
saran dan masukan kepada penulis dalam menyusun skripsi.
3. Drs. Dede Sukandar, M.Si selaku Ketua Program Studi Kimia Fakultas
Sains dan Teknologi UIN Syarif Hidayatullah Jakarta.
4. Dr. Agus Salim, M.Si, selaku Dekan Fakultas Sains dan Teknologi
Universitas Islam Negeri Syarif Hidayatullah Jakarta.
viii
5. Dr. Dwi Susilaningsih selaku kepala Laboratorium Bioenergi dan
Bioproses-Puslit Bioteknologi, LIPI Cibinong yang telah memberikan
kesempatan kepada penulis untuk melaksanakan penelitian di
Laboratorium Bioenergi dan Bioproses.
6. La Ode Sumarlin, M. Si dan Nurhasni, M. Si selaku Penguji I dan Penguji
II yang telah memberikan kritik dan saran yang membangun selama
penelitian dan penyusunan skripsi.
7. Ayahanda Sutoyo, Ibunda Sutinem, dan Kakakku Suci Lestari yang telah
mengorbankan harta dan jiwa untuk mendukung penulis dalam segala
aktivitas.
8. Segenap Staf Laboratorium Bioenergi dan Bioproses, Mba Dian, Ka Peza,
Mba Hani, Mba Hilda, Mba Puspita, Mba Pipit, Mas Fana, dan rekan-
rekan seperjuangan, Vica, Dicka, Yustika, Rani, Didik, Gilang, Austin,
Ina, dan Hakim yang sudah bekerja sama dan saling memberi semangat
selama penelitian di Laboratorium Bioenergi dan Bioproses-Puslit
Bioteknologi, LIPI Cibinong.
9. Mariah, Fathimah, Annisa, Niken, Emil, Nida, Nurul, Rani, serta keluarga
KKN Care yang telah memicu semangat penulis dalam menyelesaikan
skripsi ini.
10. Alfindah Rusanti, Annisa Hardhini, Mutia Safitri dan teman-teman kimia
angkatan 2011 (ELIXIR) yang telah membersamai penulis selama
perjalanan menuntut ilmu UIN Syarif Hidayatullah Jakarta.
ix
Penulis menyadari penulisan skripsi ini masih jauh dari sempurna. Untuk
itu penulis mengharapkan kritik dan saran yang membangun dari para pembaca.
Akhir kata, semoga skripsi ini dapat memberikan manfaat bagi pembaca dan
terhadap perkembangan ilmu pengetahuan dan teknologi.
Wassalamu’alaikum Warohmatullaahi Wabarokaatuh
Jakarta, Juni 2016
Penulis
x
DAFTAR ISI
Halaman
KATA PENGANTAR ..................................................................................... vii
DAFTAR ISI .................................................................................................... x
DAFTAR GAMBAR ....................................................................................... xii
DAFTAR TABEL ............................................................................................ xiii
DAFTAR LAMPIRAN .................................................................................... xiv
BAB I PENDAHULUAN ................................................................................ 1
1.1. Latar Belakang .................................................................................... 1
1.2. Rumusan Masalah ............................................................................... 2
1.3. Hipotesis Penelitian ............................................................................. 3
1.4. Tujuan Penelitian ................................................................................ 3
1.5. Manfaat Penelitian .............................................................................. 4
BAB II TINJAUAN PUSTAKA ...................................................................... 5
2.1. Mikroalga ............................................................................................ 5
2.2. Fase Pertumbuhan Mikroalga ............................................................. 6
2.3. Fikosianin ............................................................................................ 8
2.4. Adsorpsi .............................................................................................. 10
2.5. Arang Aktif ......................................................................................... 13
2.6. Kitosan ................................................................................................ 15
2.7. Aktivitas Hayati .................................................................................. 17
2.8. Spektrofotometer UV-Vis ................................................................... 19
BAB III METODE PENELITIAN................................................................... 25
3.1. Waktu dan Tempat .............................................................................. 25
xi
3.2. Alat dan Bahan .................................................................................... 25
3.3. Prosedur Kerja ..................................................................................... 26
3.3.1. Persiapan Kultur Mikroalga BTM 11 ........................................ 26
3.3.2. Kultivasi Mikroalga BTM 11 ..................................................... 26
3.3.3. Kerapatan Sel Mikroalga BTM 11 ............................................. 26
3.3.4. Ekstraksi Fikosianin ................................................................... 27
3.3.5. Identifikasi Fikosianin ................................................................ 27
3.3.6. Pemurnian Fikosianin ................................................................ 28
3.3.7. Brine Shrimp Lethaly Test (BSLT) ............................................ 28
3.4. Analisis Data ....................................................................................... 29
BAB IV HASIL DAN PEMBAHASAN ......................................................... 30
4.1. Kultivasi Mikroalga BTM 11 .............................................................. 30
4.2. Ekstraksi Fikosianin ............................................................................ 32
4.3. Identifikasi Fikosianin ......................................................................... 33
4.4. Pemurnian Fikosianin ......................................................................... 33
4.5. Brine Shrimp Lethaly Test (BSLT) ..................................................... 38
BAB V KESIMPULAN DAN SARAN ........................................................... 42
5.1. Kesimpulan ......................................................................................... 40
5.2. Saran .................................................................................................... 40
DAFTAR PUSTAKA ...................................................................................... 41
LAMPIRAN ..................................................................................................... 46
xii
DAFTAR GAMBAR
Halaman
Gambar 1. Kurva Pertumbuhan Mikroba ......................................................... 7
Gambar 2.Klasifikasi Pigmen Organisme Autotrof ......................................... 8
Gambar 3. Struktur Fikosianin ......................................................................... 9
Gambar 4. Struktur Arang Aktif ...................................................................... 14
Gambar 5. Struktur Kitosan ............................................................................. 15
Gambar 6. Susunan Instrumen Spektrofotometer UV-Vis .............................. 20
Gambar 7. Kultur Mikroalga BTM 11 ............................................................. 30
Gambar 8. Kurva Pertumbuhan Mikroalga BTM 11 ....................................... 31
Gambar 9. Spektrum Puncak Fikosianin dari Mikroalga BTM 11 .................. 49
xiii
DAFTAR TABEL
Halaman
Tabel 1. Pengaruh Pemurnian dengan Kitosan ................................................ 34
Tabel 2. Pengaruh Pemurnian dengan Arang Aktif ......................................... 36
Tabel 3. Kemurnian Pigmen Fikosianin Selama Proses Pemurnian ................ 37
Tabel 4. Toksisitas Ekstrak Fikosianin ............................................................ 38
Tabel 5. Komposisi Media SWBT ................................................................... 47
Tabel 6. Kerapatan Sel Kultur Mikroalga BTM 11 ......................................... 48
Tabel 7. Kemurnian Ekstrak Kasar Fikosianin ................................................ 50
Tabel 8. Kemurnian Ekstrak Fikosianin Setelah Penambahan Kitosan ........... 50
Tabel 9. Kemurnian Ekstrak Fikosianin Setelah Penambahan Arang Aktif .... 51
Tabel 10. Kadar Ekstrak Fikosianin dari Mikroalga BTM 11 ......................... 54
Tabel 11. Toksisitas Ekstrak Fikosianin Sebelum Pemurnian ......................... 56
Tabel 12. Toksisitas Ekstrak Fikosianin Setelah Pemurnian ........................... 58
Tabel 13. Tabel Presipitasi Ammonium Sulfat ................................................ 61
xiv
DAFTAR LAMPIRAN
Halaman
Lampiran 1. Diagram Alir Penelitian ............................................................... 46
Lampiran 2. Komposisi Media Tumbuh Mikroalga BTM 11 .......................... 47
Lampiran 3. Data Pengamatan Kurva Pertumbuhan ........................................ 48
Lampiran 4. Spektrum Puncak Fikosianin dari mikroalga BTM 11 ................ 49
Lampiran 5. Data Pengamatan Kemurnian Ekstrak Fikosianin dari Mikroalga
BTM 11 ....................................................................................... 50
Lampiran 6. Perhitungan Pengaruh Penambahan Kitosan Terhadap Kemurnian
Ekstrak Fikosianin Menggunakan SPSS 16 ................................ 52
Lampiran 7. Perhitungan Pengaruh Penambahan Arang Aktif Terhadap
Kemurnian Ekstrak Fikosianin Menggunakan SPSS 16 ............. 53
Lampiran 8. Perhitungan Kadar Pigmen Fikosianin dari Mikroalga BTM 11 54
Lampiran 9. Pembuatan Buffer Fosfat pH 7 0,1 M.......................................... 55
Lampiran 10. Perhitungan Toksisitas Ekstrak Fikosianin dari Mikroalga
BTM 11 ....................................................................................... 56
Lampiran 11. Presipitasi Ammonium Sulfat .................................................... 61
1
BAB I
PENDAHULUAN
1.1. Latar Belakang
Riset mengenai pigmen alami dalam dua dekade terakhir tidak hanya
terbatas pada tumbuhan tingkat tinggi, namun telah merambah ke arah eksplorasi
mikroalga (Pirenantyo dan Limantara, 2008). Klorofil merupakan pigmen utama
pada mikroalga sedangkan dua pigmen lainnya, yaitu karotenoid dan
fikobiliprotein sebagai pigmen aksesoris pada mikroalga. Karotenoid terbagi
menjadi dua kelompok, yaitu pigmen karoten dan xantofil, sementara
fikobiliprotein terbagi menjadi empat, yaitu fikoeritrobilin, fikosianobilin,
fikoeritrosianin, dan fikourobilin (Nobel, 2009).
Fikosianobilin, atau yang lebih dikenal dengan fikosianin merupakan
pigmen polar yang memiliki berbagai manfaat untuk kesehatan seperti antioksidan
(Soni et al., 2008), anti-inflamasi (Romay et al., 2003), antihiperalgesik (Shih et
al., 2009), kardioprotektif (Khan et al., 2006) dan hepatoprotektif (Xia et al.,
2015). Manfaat lain yang dimiliki fikosianin adalah sebagai antikanker. Penelitian
yang dilakukan Liu et al. (2000) menunjukkan bahwa fikosianin dari Spirulina
platensis menghambat pertumbuhan sel leukimia K562 pada manusia. Penelitian
lain oleh Hanaa et al. (2003) menunjukkan bahwa ekstrak fikosianin dari S.
Platensis dan S. Maxima menghambat pertumbuhan Ehrlich Ascites Carcinoma
Cells (EACC). Efektifitas fikosianin dari mikroalga BTM-11 sebagai antikanker
dapat diketahui salah satunya melalui aktifitas hayati senyawa tersebut yang
ditunjukkan dengan nilai toksisitas (LC50) yang diperoleh dari hasil pengujian
2
dengan metode Brine Shrimp Lethality Test (BSLT). Penggunaan BSLT sebagai
metode uji dikarenakan adanya korelasi positif antara sitotoksik dengan uji BSLT
tersebut (Meyer et al., 1982).
Fakta manfaat fikosianin bagi kesehatan belum cukup menjadi alasan
untuk fikosianin dapat diaplikasikan di bidang kesehatan. Fikosianin harus
memenuhi syarat kemurnian yang sesuai agar dapat diaplikasikan dalam bidang
kesehatan. Kemurnian ini diukur berdasar rasio A620/A280, dengan A620 adalah
nilai absorbansi fikosianin (λ = 620 nm) dan A280 adalah nilai absorbansi protein
(λ = 280 nm). Kriteria kemurnian fikosianin untuk pangan (food grade)
mengharuskan nilai rasio A620/A280 minimal sama dengan 0,7. Fikosianin dalam
bentuk bubuk (powder) dapat diperoleh setelah dilakukan proses pengendapan
dan pengeringan. Pada tahap ini tingkat kemurnian dapat melebihi 2,0. Proses
pemurnian secara kromatografi dilakukan untuk memperoleh fikosianin murni
dengan tingkat kemurnian di atas 4,0 (analytical grade) (Rito-Palomares et al.,
2001; Hemlata et al., 2011; Prabuthas et al., 2011).
Teknik yang umum digunakan dalam pemurnian fikosianin adalah dengan
kromatografi penukar ion yang diketahui membutuhkan waktu yang lama serta
tidak dapat diterapkan dalam pemurnian fikosianin dalam jumlah besar. Gantar et
al. (2012) dalam penelitiannya menggunakan arang aktif dan kitosan secara
bersamaan dalam pemurnian fikosianin dan berhasil meningkatkan kemurnian
fikosianin sebesar 80% dari kemurnian awal. Penggunaan kitosan dan arang aktif
didasari oleh kemampuan kitosan dalam membentuk ikatan kompleks dengan
protein berdasarkan afinitas keduanya, serta kemampuan arang aktif dalam
menghilangkan bau tidak sedap yang dihasilkan oleh fikosianin dari mikroalga.
3
Penelitian ini menggunakan kitosan dan arang aktif secara bertahap sebagai
adsorben untuk memperoleh fikosianin dengan tingkat kemurnian lebih dari 4,0
(analytical grade), serta mengukur aktifitas hayati pigmen fikosianin hasil
pemurnian dengan metode BSLT sehingga dapat diaplikasikan di bidang
kesehatan.
1.2. Rumusan Masalah
1. Berapa konsentrasi optimum arang aktif dan kitosan dalam menaikkan
nilai rasio A620/A280 pigmen fikosianin dari mikroalga BTM 11 menjadi
lebih dari 4,0?
2. Berapa nilai LC50 pigmen fikosianin dari mikroalga BTM 11 sebelum dan
setelah pemurnian?
1.3. Hipotesis Penelitian
1. Teknik pemurnian dapat menaikkan nilai rasio A620/A280 pigmen
fikosianin dari mikroalga BTM 11 menjadi lebih dari 4,0.
2. Toksisitas pigmen fikosianin dari mikroalga BTM 11 dikatakan toksik
yaitu bernilai LC50<1000 μg/ml.
1.4.Tujuan Penelitian
1. Menentukan konsentrasi optimum arang aktif dan kitosan dalam
meningkatkan nilai rasio A620/A280 pigmen fikosianin dari mikroalga BTM
11 menjadi lebih dari 4,0.
4
2. Menentukan nilai LC50 pigmen fikosianin dari mikroalga BTM 11
menggunakan metode BSLT.
1.5. Manfaat Penelitian
Memberikan informasi tentang pengaruh pemurnian pigmen fikosianin
dari mikroalga BTM-11 dan potensinya sebagai pewarna di bidang pangan,
kosmetik, dan kesehatan.
5
BAB II
TINJAUAN PUSTAKA
2.1. Mikroalga
Alga didefinisikan sebagai sekelompok tumbuhan berklorofil yang terdiri
dari satu atau banyak sel, hidup berkoloni dan bereproduksi secara non seksual.
Mikroalga termasuk golongan alga yang berukuran renik. Pada umumnya
mikroalga bersel satu atau berbentuk benang, sebagai tumbuhan dikenal sebagai
fitoplankton. Fitoplankton memiliki zat hijau daun (klorofil) yang berperan dalam
fotosintesis seperti tumbuhan tingkat tinggi lainnya (Wiyarno, 2009). Fitoplankton
merupakan kelompok yang memegang peranan sangat penting dalam ekosistem
air, karena kelompok ini dengan adanya kandungan klorofil mampu melakukan
fotositesis. Proses fotosintesis pada ekosistem air yang dilakukan oleh
fitoplankton (produsen), merupakan sumber nutrisi utama bagi kelompok
organisma air lainnya yang membentuk rantai makanan. Dalam ekosistem air
hasil dari fotosintesis yang dilakukan oleh fitoplankton bersama dengan tumbuhan
air lainnya disebut sebagai produktivitas primer (Barus, 2004).
Mikroalga diklasifikasikan menjadi empat kelompok antara lain: diatom
(Bacillariophyceae), alga hijau (Chlorophyceae), alga emas (Chrysophyceae),
alga merah (dan alga biru (Cyanophyceae) (Isnansetyo dan Kurniastuty, 1995).
Penyebaran habitat mikroalga biasanya di air tawar dan air laut. Berdasarkan
distribusi vertikal di perairan, mikroalga dikelompokkan menjadi empat yaitu
mikroalga yang hidup di zona euphotik (ephiplankton), hidup di zona disphotik
(mesoplankton), hidup di zona aphotik (bathyplankton), dan hidup di dasar
6
perairan/bentik (hypoplankton) (Eryanto, 2003 dalam Amini dan Susilowati,
2010).
Biomassa mikroalga mengandung komponen-komponen utama yang
penting, seperti protein, karbohidrat, lemak dan asam nukleat. Presentase keempat
komponen tersebut bervariasi, tergantung jenis alga. Sebagai contoh, mikroalga
Chlorella vulgaris memiliki kandungan protein sebesar 51-58%, karbohidrat 12-
17%, lemak 14-22% dan asam nukleat 4-5%. Spirulina platensis memiliki
kandungan protein sebesar 46-43%, karbohidrat 8-14%, lemak 4-9%, dan asam
nukleat 2-5% (Becker,1994). Mikroalga lainnya seperti, Botryococcus braunii,
Dunaliella salina, Monalanthus salina mempunyai kandungan lemak berkisar 40-
85% (Borowitzka, 1998).
2.2. Fase Pertumbuhan Mikroalga
Pertumbuhan mikroalga dalam medium ditandai dengan pertambahan
besar ukuran sel mikroalga atau ditunjukkan oleh pertambahan jumlah sel.
Pertambahan jumlah sel dapat diketahui dengan menghitung kepadatan sel
menggunakan sedgwich rafter atau dengan menggunakan hemocytometer.
Penggunaan hemocytometer untuk menghitung kepadatan sel mikroalga lebih
sering digunakan dibandingkan dengan sedgwich rafter karena faktor
kemudahannya (Isnansetyo dan Kurniastuty, 1995).
7
Gambar 1. Kurva Pertumbuhan Mikroba
Mikroalga dapat melalui beberapa fase pertumbuhan (Gambar 1), yaitu:
1. Fase Lag (Istirahat)
Terjadi setelah inokulum dimasukkan kedalam media kultur hingga sesaat
setelahnya. Pada fase ini terjadi peningkatan ukuran sel secara signifikan karena
secara fisiologis mikroalga menjadi sangat aktif. Metabolisme berjalan tetapi
pembelahan sel belum terjadi sehingga kepadatan sel belum meningkat, akibat
dari proses adaptasi yang dilakukan mikroalga terhadap lingkungan barunya.
2. Fase Logaritmik atau Eksponensial
Merupakan periode dimana sel telah menyesuaikan diri dengan lingkungan
sehingga terjadi pembelahan sel dengan laju pertumbuhan yang meningkat secara
intensif mengikuti deret eksponensial atau logaritmik selama kondisi kultur
optimum.
3. Fase Stasioner
Periode dimana pembelahan sel mulai berkurang akibat persediaan nutrisi
yang menipis dan kondisi lingkungan yang sudah tidak optimal. Laju reproduksi
dan laju kematian relatif sama sehingga kepadatannya relatif tetap (stasioner).
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
1.4
1.6
1.8
0 0.5 1 1.5 2 2.5 3 3.5 4
OD
Waktu
Lag
Stasioner
8
4. Fase Kematian
Fase dimana laju kematian lebih besar dibandingkan dengan laju
pertumbuhan.pada fase ini terjadi penurunan kepadatan sel mikroalga yang
ditandai dengan perubahan kondisi optimum yang dipengaruhi oleh temperatur,
cahaya, pH medium, ketersediaan hara, dan beberapa faktor lain yang saling
terkait satu sama lain.
2.3. Fikosianin
Organisme autotrof memiliki satu pigmen utama yaitu pigmen klorofil dan
dua pigmen asesoris yaitu karotenoid dan fikobiliprotein/fikobilin (Gambar 2).
Karotenoid terbagi lagi menjadi dua: kelompok pigmen karoten dan xantofil,
sedangkan fikobilin terbagi menjadi empat: fikoeritrobilin, fikosianobilin
(fikosianin), fikoeritrosianin, dan fikourobilin (Nobel, 2009).
Gambar 2. Klasifikasi Pigmen Organisme Autotrof (Nobel, 2009)
Fikosianin berasal dari bahasa yunani phyco yang berarti alga dan cyan
yang berarti biru. Fikosianin termasuk golongan biliprotein yang diketahui
mampu menghambat pembentukan koloni kanker (Adams, 2005). Biliprotein atau
biasa dikenal dengan fikobiliprotein adalah kelompok pigmen yang ditemukan
pada Rhodophyta (alga merah), Cyanophyta (alga hijau-biru) dan Cryptophyta
9
(alga crytomonad). Pigmen ini berfungsi sebagai penyerap cahaya pada sistem
fotosintesis pada spektra serapan maksimum 615-620 nm (Ó Carra dan Ó hEocha
1976; Pirenantyo, 2008). Kelompok pigmen ini diantaranya adalah R-
phycoerythrin, C-phycoerythrin B-phycoerythrin, allophycocyanin, R-
phycocyanin dan C-phycocyanin (Henrikson, 2009).
Pigmen-pigmen ini, berdasarkan kepolaran dan kelarutannya
dikelompokkan ke dalam golongan pigmen polar (hidrofilik) dan non polar
(lipofilik). Klorofil dan karotenoid termasuk pigmen non polar dan harus
diekstrak dengan pelarut organik (metanol, etanol, aseton) dengan kepolaran
tertentu (indeks kepolaran d” 5,2). Pigmen fikobilin merupakan pigmen yang
berasosiasi dengan protein dan bersifat polar serta larut air, dapat diekstrak
dengan menggunakan pelarut air atau buffer (Masojidek et al., 2004).
Gambar 3. Struktur Fikosianin (Romay et al., 1998)
Struktur fikosianin (Gambar 3) mengandung rantai tetraphyrroles terbuka
yang mungkin mempunyai kemampuan menangkap radikal oksigen (Romay et al.
1998). Struktur kimia gugus kromofor pada c-fikosianin, (tetraphyrroles terbuka)
sangat mirip dengan bilirubin. Bilirubin adalah antioksidan yang mungkin penting
untuk fisiologis karena mampu mengikat radikal peroksi dengan cara
mendonorkan atom hidrogen yang terikat pada atom C ke 10 pada molekul
tetraphyrroles (Stocker et al.,1987 dalam Romay et al.,1998)
10
2.4. Adsorpsi
Adsorpsi merupakan suatu proses penyerapan oleh padatan tertentu
terhadap zat tertentu yang terjadi pada permukaan zat padat karena adanya gaya
tarik atom atau molekul pada permukaan zat padat tanpa meresap ke dalam
(Atkins, 1999). Proses adsorpsi terjadi karena adanya gaya tarik atom atau
molekul pada permukaan padatan yang tidak seimbang. Gaya ini mengakibatkan
padatan cenderung menarik molekul-molekul lain yang bersentuhan dengan
permukaan padatan, baik fasa gas atau fasa larutan ke dalam permukaannya,
sehingga konsentrasi molekul pada permukaan menjadi lebih besar daripada
dalam fasa gas atau larutan. Adsorpsi dapat terjadi pada antarfasa padat-cair,
padat-gas, atau gas-cair. Interaksi adsorben dan adsorbat hanya terjadi pada
permukaan adsorben. Adsorpsi adalah gejala pada permukaan, sehingga semakin
besar luas permukaan, semakin banyak zat yang teradsorpsi (Atkins, 1999).
Adsorpsi dibedakan menjadi dua macam yaitu adsorpsi fisika dan adsorpsi
kimia. Adsorpsi fisika dan adsorpsi kimia dapat dibedakan berdasarkan jenis
ikatan antara bahan yang di adsorpsi dengan adsorbennya. Adsorpsi fisika
diakibatkan kondensasi molekular dalam kapiler-kapiler dari padatan. Molekul-
molekul teradsorpsi pada permukaan adsorben dengan ikatan yang lemah (ikatan
Van Der Waals). Adsorpsi ini bersifat reversibel, sehingga molekul-molekul yang
teradsorpsi mudah dilepaskan kembali dengan cara menurunkan tekanan gas atau
konsentrasi zat terlarut. Adsorpsi fisika terjadi pada temperatur rendah dan jumlah
zat yang teradsorpsi akan berkurang seiring dengan naiknya suhu. Menurut Oscik
(1982), kondisi kesetimbangan tercapai segera setelah adsorben bersentuhan
dengan adsorbat sebagai akibat dari ketidakterlibatan energi aktivasi dalam
11
adsorpsi fisika. Panas adsorpsi yang menyertai adsorpsi fisika berkisar 10 kJ/mol.
Unsur-unsur dengan berat molekul yang lebih besar akan lebih mudah diadsorpsi.
Adsorpsi kimia menghasilkan pembentukan lapisan mono molekular
adsorbat pada permukaan melalui gaya-gaya dari valensi sisa dari molekul-
molekul pada permukaan. Molekul-molekul yang teradsorpsi pada permukaan
adsorben bereaksi secara kimia karena terjadinya pemutusan dan pembentukan
ikatan, sehingga panas adsorpsinya mempunyai kisaran yang sama seperti reaksi
kimia, yaitu berkisar 100 kJ/mol. Ikatan antara adsorben dengan adsorbat dapat
cukup kuat sehingga spesies aslinya tidak dapat ditemukan kembali. Adsorpsi
bersifat irreversibel dan diperlukan energi yang banyak untuk melepaskan
kembali adsorbat karena ikatannya berupa ikatan kimia yang kuat. Kapasitas
adsorpsi bertambah besar dengan naiknya temperatur. Zat yang teradsorpsi
membentuk satu lapisan monomolekuler dan relatif lambat tercapai
kesetimbangan karena adsorpsi kimia melibatkan energi aktivasi (Oscik, 1982).
Menurut Gaol (2001), jumlah fluida yang teradsorpsi pada permukaan
adsorben dipengaruhi oleh faktor-faktor berikut ini:
1. Jenis adsorbat
a. Ukuran molekul adsorbat
Ukuran molekul yang sesuai merupakan hal yang paling penting agar
proses adsorpsi dapat terjadi, karena molekul-molekul yang dapat
diadsorpsi adalah molekul-molekul yang diameternya lebih kecil atau
sama dengan diameter pori adsorben.
12
b. Kepolaran zat
Apabila berdiameter sama, molekul-molekul polar yang lebih kuat
diadsorpsi daripada molekul-molekul yang kurang polar. Molekul-molekul
yang lebih polar akan menggantikan molekul-molekul yang kurang polar
yang telah lebih dulu diadsorpsi.
2. Karakteristik Adsorben
a. Kemurnian adsorben
Adsorben yang lebih murni memiliki kemampuan adsorpsi yang lebih
baik.
b. Luas permukaan dan volume pori adsorben
Jumlah molekul adsorbat yang teradsorpsi akan meningkat dengan
bertambahnya luas permukaan dan volume pori adsorben.
c. Tekanan adsorbat
Jumlah zat yang diadsorpsikan bertambah dengan menaikkan tekanan
adsorbat. Sebaliknya pada adsorpsi kimia, jumlah zat yang diadsorpsi akan
berkurang dengan menaikkan tekanan adsorbat.
d. Temperatur
Proses adsorpsi adalah proses eksotermis, berarti peningkatan temperatur
pada tekanan tetap akan mengurangi jumlah senyawa yang teradsorpsi.
e. Nilai pH (derajat ionisasi)
proses adsorpsi terjadi menunjukkan pengaruh yang besar terhadap
adsorpsi itu sendiri. Ion hidrogen diadsorpsi dengan kuat, sebagian karena
pH mempengaruhi ionisasi dan karenanya juga mempengaruhi adsorpsi
dari beberapa senyawa.
13
f. Kelarutan Adsorben
Senyawa yang mudah larut mempunyai afinitas yang kuat untuk
larutannya dan karenanya lebih sukar untuk teradsorpsi dibandingkan
senyawa yang sukar larut.
g. Waktu Kontak
Waktu kontak memungkinkan proses difusi dan penempelan molekul
adsorbat berlangsung lebih baik.
Metode sorpsis dapat dilakukan dengan dua cara yaitu statis (batch) dan
dinamis (kolom). Cara statis yaitu dengan memasukkan adsorben kedalam larutan
yang mengandung komponen diinginkan, kemudian diaduk dalam waktu tertentu
dan dipisahkan dengan cara penyaringan atau dekantasi. Cara dinamis (kolom)
yaitu dengan melewatkan larutan yang berisi komponen yang diinginkan kedalam
kolom yang mengandung adsorben.
2.5. Arang Aktif
Arang aktif adalah arang yang telah mengalami perubahan sifat-sifat fisik
dan kimia dikarenakan telah dilakukan aktivasi sehingga daya serap dan luas
permukaan partikel serta kemampuan arang tersebut akan menjadi lebih tinggi.
Arang aktif merupakan senyawa karbon amorph, yang dapat dihasilkan dari
bahan-bahan yang mengandung karbon atau dari arang yang diperlakukan
dengan cara khusus untuk mendapatkan permukaan yang lebih luas. Luas
permukaan arang aktif berkisar antara 300-3500 m2/gram dan ini
berhubungan dengan struktur pori internal yang menyebabkan arang aktif
mempunyai sifat sebagai adsorben. Arang aktif dapat mengadsorpsi gas dan
14
senyawa-senyawa kimia tertentu atau sifat adsorpsinya selektif, tergantung pada
besar atau volume pori-pori dan luas permukaan. Daya serap arang aktif sangat
besar, yaitu 25-1000% terhadap berat arang aktif (Notoatmodjo, 2005 dalam
Koho et al., 2014).
Daya adsorpsi arang aktif yang tinggi disebabkan jumlah pori-pori yang
besar distribusi ukuran pori merupakan parameter yang penting dalam hal
kemampuan daya serap arang aktif terhadap molekul yang ukurannya bervariasi.
disamping distribusi pori, bentuk pori merupakan parameter yang khusus
untuk daya serap arang aktif yang terjadi. Pori-pori dengan bentuk silinder lebih
mudah tertutup yang menyebabkan tidak aktifnya bagian permukaan dari
arang aktif tersebut (Sembiring, 2003 dalam Koho et al., 2014).
Struktur arang aktif tersusun atas atom karbon paralel dari lapisan
heksagonal yang menyerupai struktur grafit, yang terbentuk pada orbital sp2.
Setiap karbon berikatan dengan tiga karbon yang lain dengan ikatan σ, pada
orbital pz terdiri dari satu elektron dari delokalisasi ikatan π. Perbedaan ikatan
pada permukaan lapisan dihubungkan oleh ikatan vanderwaals (Roque, 2007).
Gambar 4. (a) Struktur Arang Aktif Sebelum Aktivasi dan (b) Seteleh Aktivasi
(Tanaka et al., 1997)
Gambar 4a menunjukkan struktur arang aktif sebelum diaktivasi yang
berbentuk kristalin dan memiliki tingkat keteraturan yang tinggi. sementara
(a) (b)
15
Gambar 4b menunjukkan struktur arang aktif setelah diaktivasi sehingga terjadi
perubahan struktur menjadi tidak beraturan (amorf). Selain mengandung karbon,
arang aktif juga mengandung sejumlah kecil hidrogen dan oksigen yang secara
kimiawi terikat dalam berbagai gugus fungsi seperti karbonil, karboksilat, fenol,
lakton, quinon, dan gugus-gugus eter. Oksida-oksida permukaan tersebut
seringkali berasal dari bahan bakunya, atau dapat pula terbentuk akibat reaksi
dengan udara maupun uap air. Oksida-oksida tersebut biasanya bersifat asam
sehingga menurun ke karbon aktifnya.
2.6. Kitosan
Kitosan merupakan suatu polisakarida kationik alami dari deasetilat kitin
yang sumbernya banyak ditemukan di alam. Kitin dapat berasal dari cangkang
kepiting atau udang. Kitosan berwujud padatan amorph putih yang bersifat sukar
larut dalam air tetapi memiliki kelarutan yang cukup baik dalam larutan asam
asetat 2%, asam format 10%, dan asam sitrat 10%. Kitosan juga bersifat
polielektrolit sehingga mudah berinteraksi dengan zat-zat organik lainnya seperti
protein.
Gambar 5. Struktur Kitosan
Struktur kitosan (Gambar 5) berupa kopolimer kationik dari D-glukosamin
dan N-asetil-D-glukosamin dengan rumus umum (C6H11NO4)n yang mempunyai
berat molekul rata-rata 120.000 (Jagtap et al., 2009). Atom nitrogen pada gugus
16
amina menyediakan pasangan elektron bebas yang dapat bereaksi dengan kation
logam. Pada pH asam, gugus amina terprotonasi sehingga meningkatkan kelarutan
kitosan yang bersifat tidak larut dalam pelarut alkali dan pada pH netral (Bernkop
et al., 2001).
Pembentukan kitosan pada dasarnya sangat dipengaruhi oleh kondisi
operasi pada saat sintesis, hal ini karena kondisi operasi seperti suhu, akan
mempengaruhi jumlah deasetilasi yang terjadi. Derajat deasetilasi yang terjadi
pada proses sintesis kitosan akan menentukan jumlah gugus amina bebas dalam
rantai polimer kitosan. Gugus amina dalam kitosan ini menyebabkan kitosan
bermuatan positif. Selain gugus amina bebas, kitosan juga memiliki gugus
hidroksil (Lee et al., 2009).
Kitosan merupakan polimer multifungsi karena mengandung 3 jenis gugus
fungsi yaitu gugus amino, gugus hidroksi primer, dan gugus hidroksi sekunder.
Gugus fungsi tersebut menyebabkan kitosan mempunyai reaktifitas kimia yang
tinggi dan kitosan cepat berperan sebagai donor elektron (penyumbang elektron).
Ligan NH2 bertindak sebagai basa lewis pada pembentukan kitosan-ion logam,
yang menyumbangkan sepasang elektron ke ion logam (asam Lewis) membentuk
ikatan kovalen kordinasi, sehingga kitosan memiliki potensi sebagai adsorben,
dan diduga dapat berinteraksi dengan kation logam barat (Rahayu dan Purnavita,
2007).
Kitosan memiliki karakter non-toksik, biodegradabel, biokampatibel, dan
bioaktif (Crini et al., 2008). Sifat-sifat biologi kitosan, yaitu memiliki aktivitas
antimikroba terhadap berbagai macam mikroorganisme, memiliki efek analgesik,
17
terdapat aktivitas antikoagulan, dapat menginhibisi pertumbuhan sel tumor, dan
dapat juga sebagai antioksidan (Lee et al., 2009).
2.7. Aktivitas Hayati
Di bidang farmasi, aktivitas hayati merupakaan dampak yang ditimbulkan
pada penggunaan obat terhadap tubuh. Di bidang kimia, aktivitas hayati
ditunjukkan oleh tingkat toksisitas suatu bahan. Toksisitas merupakan
kemampuan suatu molekul atau senyawa kimia yang dapat menimbulkan
kerusakan pada bagian yang peka didalam maupun dibagian luar tubuh mahluk
hidup (Durham,1975). Suatu senyawa kimia dapat dikatakan sebagai racun jika
senyawa tersebut dapat menimbulkan efek yang merusak. Efek yang ditimbulkan
sangat tergantung dengan kadar racun (toksin) yang diberikan dengan dilakukan
pengukuran besarnya kadar atau konsentrasi bahan yang dapat menimbulkan
pengaruh pada organisme uji (Loomis, 1978).
Uji toksisitas terdiri atas dua jenis, yaitu uji toksisitas umum (akut,
subkronis, kronis) dan uji toksisitas khusus. Uji toksisitas umum dirancang untuk
mengevaluasi keseluruhan efek umum suatu obat pada hewan uji. Uji toksisitas
khusus dirancang untuk mengevaluasi dengan rinci tipe toksisitas secara khusus,
seperti uji teratogenik, uji mutagenik, dan uji karsinogenik (Lu, 1995).
Pengujian toksisitas umum, dibedakan menjadi tiga kelompok berdasarkan
lama uji berlangsung, yaitu uji toksisitas akut yang dilakukan dengan memberikan
obat sebanyak satu kali dalam jangka waktu 24 jam; uji toksisitas subkronis
merupakan uji toksisitas jangka pendek yang dilakukan dengan memberikan
bahan obat secara berulang, biasanya setiap hari atau lima kali seminggu, selama
18
jangka waktu kurang lebih 10% dari masa hidup hewan; uji toksisitas kronik
merupakan uji toksisitas jangka panjang yang dilakukan dengan memberikan
bahan obat berulang-ulang selama masa hidup hewan uji atau sebagian besar masa
hidupnya (Loomis, 2001)
Salah satu metode uji toksisitas adalah metode BSLT (Brine Shrimp
Lethality Test) menggunakan Artemia salina karena mempunyai keunggulan
seperti perkembangbiakan cepat, harga murah, metode percobaan mudah, sampel
yang diperlukan sedikit, tidak memerlukan laboratorium yang khusus dan hasilnya
dapat dipercaya. Sifat toksisitas diketahui berdasarkan jumlah kematian larva
udang.
Brine shrimp test sudah digunakan untuk berbagai sistem bioassay yaitu
untuk menganalisa residu pestisida, mikotoksin, polutan pada air sungai,
ananstetik, toksik dinoflagellata senyawa yang berupa morfin, tosksisitas pada
dispersant minyak dan kokarsinogenik ester phorbol. Dalam fraksinasi yang
diarahkan dengan bioassay, metode brine shrimp telah digunakan untuk
memonitor fraksi aktif mikotoksin dan antobiotik pada ekstrak jamur (Abdi, 2001
dalam Leny, 2006).
Pengujian BSLT sering digunakan dalam proses pencarian senyawa
bioaktif hayati karena adanya korelasi positif antara sitotoksik dengan uji BLST
tersebut. Metode ini banyak digunakan dalam tahap praskrining misalnya pada
enam jenis kultur sel line tumor pada manusia di Laboratorium Purdue Cancer
Center (Meyer et al., 1982; Cutler and Cutler, 2000; Carballo et al., 2002).
Sedangkan nilai LC50 Adriamisin sebesar 0,08 μg/ml (Gu et al., 1995). Oleh
karena itu pengujian ini merupakan tahap awal untuk mengetahui apakah senyawa
19
tersebut berpotensi atau tidak sebagai antikanker yang selanjutnya dapat
dilakukan uji sitotoksik menggunakan biakan sel kanker.
Nilai LC50 merupakan nilai yang menunjukkan besarnya konsentrasi suatu
bahan uji yang dapat menyebabkan 50% kematian jumlah hewan uji setelah
perlakuan 24 jam. Melalui metode tersebut, pelaksanaan skrining awal suatu
senyawa aktif akan berlangsung relatif cepat dengan biaya yang relatif murah. Hal
ini dikarenakan hanya ekstrak atau senyawa yang memiliki aktivitas antikanker
berdasarkan metode BSLT tersebut yang selanjutnya dapat diyakinkan efek
antikankernya terhadap biakan sel kanker (Dwiatmaka, 2001; Mukhtar, 2007).
Menurut Meyer et al. (1982), suatu ekstrak dikatakan toksik terhadap larva udang
Artemia salina Leach apabila mempunyai nilai LC50 < 1000μg/ml, dan dikatakan
tidak toksik bila nilai LC50 >1000 μg/ml.
2.8. Spektrofotometer UV-Vis
Spektrofotometri adalah metode dalam kimia analisis yang digunakan
untuk menentukan komposisi suatu sampel baik secara kuantitatif maupun
kualitatif berdasarkan interaksi antara materi dengan cahaya. Metode
spektrofotometri UV-Vis termasuk metode kolorimetri yaitu berdasarkan warna.
Serapan cahaya oleh molekul dalam daerah spektrum UV-Vis tergantung pada
struktur elektronik dari molekul. Spektra UV-Vis dari senyawa-senyawa organik
berkaitan erat dengan transisi-transisi antara tingkatan-tingkatan tenaga elektronik
(Day dan Underwood, 2002). Spektrofotometer UV-Vis adalah anggota teknik
analisis spektroskopik yang memakai sumber radiasi elektromagnetik ultraviolet
(190 nm -380 nm) dan sinar tampak (380 nm -780 nm) dengan memakai
20
instrumen spektrofotometer. Jangkauan panjang gelombang yang tersedia untuk
pengukuran membentang dari panjang gelombang pendek ultraviolet sampai ke
garis inframerah. Daerah spektrum secara garis besar dibagi dalam:
1. Daerah ultraviolet jauh : 100 nm - 190 nm
2. Daerah ultraviolet dekat : 190 nm – 380 nm
3. Daerah cahaya tampak : 380 nm – 780 nm
4. Daerah inframerah dekat : 780 nm – 3000 nm
5. Daerah inframerah : 2,5 μm – 40 μm atau 4000 cm-1
– 250 cm-1
Prinsip spektrofotometri UV-Vis adalah mengukur jumlah cahaya yang
diabsorbansi atau ditransmisikan oleh molekul-molekul di dalam larutan. Ketika
panjang gelombang cahaya ditransmisikan melalui larutan, sebagian energi cahaya
tersebut akan diserap (diabsopsi). Besarnya kemampuan molekul-molekul zat
terlarut untuk mengabsorpsi cahaya pada panjang gelombang tertentu dikenal
dengan istilah absorbansi (A), yang setara dengan nilai konsentrasi larutan
tersebut dan panjang berkas cahaya yang dilalui (biasanya 1 cm dalam
spektrofotometri) ke suatu poin dimana presentase jumlah cahaya yang
ditransmisikan atau diabsorpsi diukur dengan phototube.
Konfigurasi dasar setiap spektrofotometer UV-Vis berupa susunan
peralatan optik yang terkontruksi sebagai berikut (Gambar 6):
Gambar 6. Susunan instrumen spektrofotometer UV-Vis
21
1. Sumber Radiasi
Beberapa sumber radiasi yang digunakan pada spektrofotometer
UV-Vis adalah lampu deuterium, lampu tungsten, dan lampu merkuri.
a) Sumber radiasi deuterium dapat digunakan pada daerah panjang
gelombang 190 nm sampai 380 nm (daerah ultraviolet dekat).
Umur sumber radiasi deuterium (D2) sekitar 500 jam pemakaian.
b) Sumber radiasi tungsten merupakan campuran dari filamen
tungsten dan gas iodin (halogen), oleh sebab itu disebut sumber
radiasi “tungsten-iodine”. Sumber tungsten-iodine digunakan
sebagai sumber radiasi pada daerah pengukuran sinar tampak
dengan rentang panjang gelombang 380 – 900 nm. Umur tungsten-
iodine sekitar 1000 jam pemakaian.
c) Sumber radiasi merkuri adalah suatu sumber radiasi yang
mengandung uap merkuri bertekanan rendah. Sumber radiasi
merkuri digunakan untuk mengecek atau mkalibrasi panjang
gelombang pada spektrofotometer UV-Vis pada daerah ultraviolet
khususnya disekitar panjang gelombang 365 nm (365,0, 365,5, dan
366,3 nm) dan sekaligus mengecek resolusi monokromator.
2. Monokromator
Monokromator merupakan alat yang berfungsi sebagai penyeleksi
cahaya dengan panajang gelombang tertentu. Monokromator akan
memisahkan radiasi cahaya putih yang polikromatis menjadi cahaya
monokromatis. Monokromator pada spektrofotometer UV-Vis terdiri dari:
celah (slit) masuk – filter – prisma – kisi (grating) – celah keluar.
22
a) Celah (slit)
Celah monokromator adalah bagian yang pertama dan terakhir dari
suatu sistem optik monokromator pada spektrofotometer UV-Vis.
Celah dibuat dari logam yang kedua ujungnya diasah dengan
cermat sehingga sama.
b) Filter Optik
Filter optik berfungsi untuk menyerap warna komplementer
sehingga cahaya tampak yang diteruskan merupakan cahaya yang
berwarna sesuai dengan warna filter optik yang dipakai. Filter optik
yang sederhana dan banyak dipakai. Filter optik yang sederhana
dan banyak dipakai terdiri dari kaca yang berwarna. Dengan
adanya filter optik sebagai bagian dari monokromator akan
dihasilkan pita cahaya sangat sempit sehingga kepekaan
analisisnya lebih tinggi.
c) Prisma dan kisi (grating)
Prisma dibuat dari leburan silika. Prisma dan kisi merupakan
bagian monokromator yang terpenting. Prisma dan kisi pada
prinsipnya mendispersi radiasi elektromagnetik sebesar mungkin
supaya diperoleh resolusi yang baik dari radiasi polikromatis.
3. Sel atau kuvet
Kuvet atau sel merupakan wadah sampel yang akan dianalisis.
Ditinjau dari bahan yang dipakai, kuvet dapat dibuat dengan dua cara,
yaitu dengan meleburkan silika (kuarsa) dan kuvet yang terbuat dari gelas.
Kuvet dari leburan silika dapat digunakan untuk analisis kualitatif dan
23
kuantitatif pada daerah pengukuran 190-1100 nm, dan kuvet dari bahan
gelas dipakai pada daerah pengukuran 380-1100 nm karena bahan dari
gelas mengadsorpsi radiasi sinar UV.
4. Detektor
Detektor merupakan salah satu bagian dari spektrofotometer UV-
Vis yang penting. Oleh sebab itu kualitas detektor akan menentukan
kualitas spektrofotometer UV-Vis. Fungsi detektor di dalam
spektrofotometer adalah mengubah sinyal radiasi yang diterima menjadi
sinyal elektronik. Beberapa jenis detektor yang dapat digunakan dalam
spektrofotometer UV-Vis adalah detektor fotosel, detektor tabung foton
hampa, detektor tabung penggandaan foton (photomultipier tube), dan
detektor photo diode-array, yang merupakan detektor dengan teknologi
modern (Mulya, 1994).
5. Amplifier
Amplifier berfungsi sebagai penguat sinyal listrik.
6. Visual display atau recorder
Visual display atau recorder adalah alat yang berfungsi sebagai
pencatat, berupa gambar maupun angka-angka.
Spektrofotometer UV-Vis memiliki dua tipe instrumentasi (Harmita,
2006):
1. Sistem optik radiasi berkas tunggal (Single Beam)
Pada spektrofotometer UV-Vis tipe single beam, ansorbansi berdasarkan
pada sinar tunggal dimana sampel akan ditentukan jumlahnya pada satu
24
panjang gelombang atau fix wavelenght. Setiap perubahan panjang
gelombang, alat harus dinolkan kembali. Hasil dibandingkan dengan
blanko yang digunakan (pelarut).
2. Sistem optik radiasi berkas ganda (Double Beam)
Pada spektrofotometer UV-Vis double beam, absorbansi mempunyai
variabel panjang gelombang atau multi wavelenght. Hasilnya dapat
langsung dibandingkan dengan blanko karena alat hanya di auto zero satu
kali dengan cara mengisi kedua kuvet dengan larutan blanko.
Syarat suatu sampel dapat dianalisa menggunakan Spektrofotometer UV-
Vis adalah:
1. Bahan mempunyai gugus kromofor
2. Bahan tidak mempunyai gugus kromofor tapi berwarna
3. Bahan tidak mempunyai gugus kromofor dan tidak berwarna, makan
ditambahkan pereaksi warna (Vis)
4. Bahan tidak mempunyai gugus kromofor dibuat turunannya yang memiliki
gugus kromofor (UV).
Dasar dari metoda ini adalah karena adanya perubahan fisikokimia dari
bahan yang diperiksa dengan jalan mengamati sifat serapannya terhadap energi
cahaya atau radiasi elektromagnetik. Spektrum UV-Vis merupakan hasil interaksi
antara radiasi elektromagnetik (REM) dengan molekul. REM merupakan bentuk
energi radiasi yang mempunyai sifat gelombang dan partikel (foton). REM
memiliki vektor listrik dan vektor magnet yang bergetar dalam bidang-bidang
yang tegak lurus satu sama lain dan masing-masing tegak lurus pada arah
perambatan radiasi.
25
BAB III
METODE PENELITIAN
3.1. Waktu dan Tempat
Penelitian dilakukan pada bulan Juni 2015 sampai Desember 2015 di
Laboratorium Bioenergi dan Bioproses-Puslit Bioteknologi LIPI Cibinong, Jalan
Raya Bogor Km 46 Cibinong.
3.2. Alat dan Bahan
3.2.1. Alat
Peralatan yang digunakan adalah peralatan gelas, aerator, timbangan
analitik, magnetic stirer (Ika), pipet mikro (1000μL, 5000μL), tabung falcon,
sentrifuge(Hitachi Himac CTGEL), autoklaf (Tomy), laminar air flow (ESCO),
vortex (Fisher), spektrofotometer UV-Vis (Shimadzu Pharmspec 1700), freezer,
pH meter (Jenway 3505),
3.2.2. Bahan
Bahan yang digunakan adalah isolat mikroalga BTM 11 (diisolasi dari
perairan laut Batam pada titik ke-11 di area pengamatan, koleksi Laboratorium
Bioenergi dan Bioproses, Puslit Bioteknologi LIPI-Cibinong), larva udang
Artemia salina yang diperoleh dari Institut Pertanian Bogor, Na2HPO4 (Merck),
NaNO3, KH2PO4 (Merck), Fe asam sitrat (Sigma Aldrich), CaCl2.2H2O (Merck),
NaEDTA (Merck), asam sitrat (Merck), NaH2PO4 (Merck), Na2HPO4.7H2O
(Merck), aquades, etanol 70% teknis, NaH2PO4.H2O (Merck), Na2HPO4 (Merck)
26
arang aktif (Charcoal activated Merck), kitosan (Sigma Aldrich), dan (NH4)2SO4
(Merck).
3.3. Prosedur Kerja
3.3.1. Persiapan Kultur Mikroalga BTM 11
Isolat mikroalga BTM 11 dari koleksi laboratorium disiapkan untuk
memperbanyak stok kultur. Persiapan kultur isolat mikroalga BTM 11 dilakukan
pada media SWBT (Lampiran 1). Sebanyak 50 mL isolat kultur mikroalga BTM
11 (koleksi laboratorium) dimasukkan ke dalam 450 mL media SWBT steril,
selanjutnya diinokulasi selama 14 hari pada suhu ruang dan cahaya kontinyu dari
lampu SUV.
3.3.2. Kultivasi Mikroalga BTM 11
Media kultivasi mikroalga yang digunakan adalah SWBT (Lampiran 2).
Media dibuat dalam botol serum 100 mL, yang selanjutnya 10% (v/v) kultur
mikroalga BTM 11 ditanam dalam media tersebut dengan nilai absorbansi
kerapatan sel (OD 680 nm) awal kultivasi sebesar 0,1. Kultur mikroalga BTM 11
dikultivasi pada kondisi yang sama yaitu pada suhu kamar, diberikan cahaya
lampu SUV kontinyu dan aerasi.
3.3.3. Kerapatan Sel Mikroalga BTM 11
Sebanyak 1 mL kultur sel diambil dari masing-masing media kultivasi
untuk dilakukan pengukuran kerapatan selnya. Kerapatan sel diukur setiap hari
dengan menggunakan spektrofotometer UV-Vis pada panjang gelombang 680 nm
(Arbib etal., 2014).
27
3.3.4. Ekstraksi Fikosianin
Kultur mikroalga BTM 11 yang telah dikultivasi dipisahkan dari
medianya. Sebanyak 45 mL kultur mikroalga dimasukkan ke dalam tabung falcon
50 mL dan sentrifugasi dengan kecepatan 6000 rpm selama 10 menit. Selanjutnya
biomassa dipisahkan dari supernatan. Biomassa dilarutkan dengan buffer Na
fosfat pH 7 0.1 M (Lampiran 9) sebanyak 20 mL kemudian disimpan pada suhu 40
C selama ± 6 jam atau sampai ekstrak beku. Ekstrak beku kemudian dicairkan dan
di sentrifugasi selama 10 menit dengan kecepatan 6000 rpm untuk dipisahkan
antara biomassa dan supernatannya yang berupa pigmen biru fikosianin. Pigmen
fikosianin dipisahkan dan disimpan dalam wadah tertutup dan terhindar dari
cahaya. Metode freeze-thawed dilakukan sampai seluruh pigmen fikosianin
terekstrak dengan sempurna.
3.3.5 Identifikasi Fikosianin
Identifikasi pigmen fikosianin dapat dilakukan mengukur spektrum
pigmen fikobiliprotein menggunakan spektrofotometer UV-Vis pada panjang
gelombang 400-700 nm. Perhitungan kadar pigmen fikosianin dilakukan dengan
mengukur serapan supernatannya menggunakan spektrofotometer UV-Vis pada
panjang gelombang 565 nm, 620 nm, 650 nm. Penetapan kadar fikosianin
dihitung dengan menggunakan rumus sebagai berikut (Becker, 1994):
Kadar pigmen fikosianin (mg/mL) =
Keterangan :
A280 = Absorbansi pada panjang gelombang 280 nm
A620 = Absorbansi pada panjang gelombang 620 nm
28
3.3.6. Pemurnian Fikosianin
Optimasi konsentrasi karbon aktif dan kitosan dilakukan dengan metode
kitosan (0,075 g/L; 0,15 g/L; 0,225 g/L; 0,3 g/L; 0,375 g/L) dimasukkan ke dalam
ekstrak kasar fikosianin kemudian dihomogenkan dengan magnetic stirer selama 2
menit. Setelah itu, ekstrak kasar disentrifugasi selama 10 menit dengan kecepatan
6000 rpm. Selanjutnya supernatan dipisahkan dari endapannya menggunakan
kertas saring. Arang aktif (2,5 g/L; 5 g/L; 7,5 g/L; 10 g/L) dicampurkan kedalam
supernatan dan dihomogenkan dengan magnetik stirer selama 5 menit, lalu
disentrifugasi lagi selama 10 menit dengan kecepatan 6000 rpm. Supernatan yang
telah dipisahkan selanjutnyadilarutkan dengan ammonium sulfat 50% agar terjadi
presipitasi. Presipitasi dilakukan selama ± 24 jam pada suhu 40 C, kemudian
dicairkan sampai mencapai suhu ruang dan disentrifugasi dengan kecepatan 6000
rpm selama 10 menit. Endapan yang terpisah kemudian dilarutkan dengan larutan
0,1 M buffer fosfat pH7 dan pengukuran kemurnian fikosianin dilakukandengan
mengukur absorbsi fikosianin pada λ 620 nm dan 280 nm menggunakan rumus:
EP =
Keterangan:
EP = Kemurnian Ekstrak
A280 = Absorbansi pada panjang gelombang 280 nm
A620 = Absorbansi pada panjang gelombang 620 nm
3.3.7. Brine Shrimp Lethaly Test (BSLT)
Larutan uji dibuat dengan konsentrasi 1000, 100, dan 10 ppm, masing-
masing dengan tiga kali pengulangan, dan 1 vial digunakan untuk kontrol. Larutan
induk dibuat dengan menimbang 50 mg ekstrak yang dilarutkan dalam 5 mL
29
pelarut yang sesuai (Lampiran 10). Jika sampel sukar larut, maka dimetil
sulfoksida (DMSO) 1% ditambahkan sebanyak 0,1-50,0 μL. Larutan induk
tersebut dipipet berturut-turut 500, 50, dan 5 μL dan masing-masing dimasukkan
ke dalam vial kemudian diuapkan sampai kering. Masing-masing konsentrasi
dibuat dengan tiga kali pengulangan, kemudian ke dalam masing-masing vial
dimasukkan 3 mL air laut dan 10 ekor larva Artemia salinadan ditambahkan air
laut sampai 5 mL. Larutan diaduk sampai homogen kemudian dihitung tingkat
kematian atau mortalitas secara regresi linier, yaitu dengan membandingkan
antara jumlah larva yang mati dan jumlah total larva. Nilai LC50 diperoleh dengan
cara menarik garis pada nilai 50% dari sumbu mortalitas sampai memotong
sumbu grafik. Perpotongan garis ditarik ke garis konsentrasi di mana konsentrasi
zat yang menyebabkan kematian 50% larva yang disebut LC50. Untuk menghitung
LC50 digunakan kurva yang menyatakan log konsentrasi sebagai sumbu x dan %
mortalitas sebagai sumbu y. Hasil LC50 diperoleh dari perpotongan garis terhadap
kedua sumbu tersebut. Suatu senyawa dinyatakan tidak toksik bila nilai LC50>
1000 ppm toksik bila nilai LC50< 1000 ppm, dan sangat toksik bila nilai 30 <
LC50< 1000 ppm. (Meyer et al., 1982).
3.4. Analisis Data
Nilai kemurnian fikosianin (rasio A620/280) yang diperoleh setelah pemurnian
dengan kitosan dan arang aktif diuji pengaruhnya dengan metode ANOVA dan
dilanjutkan dengan uji DUNCAN jika hasil uji ANOVA menunjukkan pengaruh
nyata (sig<0.005) menggunakan software SPSS 16. Nilai LC50 diperoleh dengan
menghitung regresi menggunakan software SPSS 16.
30
BAB IV
HASIL DAN PEMBAHASAN
4.1. Kultivasi Mikroalga BTM 11
Isolat mikroalga BTM 11 diperbanyak selnya pada media SWBT yang
mengandung Na2HPO4, NaNO3, KH2PO4, Fe Sitrat, CaCl.2H2O, Na EDTA, Asam
Sitrat, dan air laut steril. Media SWBT dipilih karena mineral-mineral yang
terkandung didalam media tersebut memiliki kesesuaian dengan kebutuhan nutrisi
mikroalga BTM 11 pada habitat asalnya. Kultur mikroalga BTM 11 berwarna
hijau kebiruan yang merupakan ciri khas dari ganggang hijau biru
(Cyanobacteria).
a b
Gambar 7. Kultur mikroalga BTM 11 awal kultivasi (a), dan akhir kultivasi (b)
Kultur mikroalga BTM 11 menunjukkan adanya pertumbuhan yang
ditandai dengan perbedaan intensitas warna hijau (Gambar 7) serta peningkatan
nilai absorbansi kerapatan sel. Morfologi sel BTM 11 berbentuk filamen, sehingga
tidak memungkinkan untuk dihitung secara manual menggunakan hemasitometer
(Lages, 2012).Pengukuran pertumbuhan BTM 11 dilakukan dengan metode
turbidimetri, yaitu berdasarkan kerapatan sel yang sebanding dengan nilai
absorbansi pada panjang gelombang 680 nm (Lampiran 3). Kultivasi dilakukan
31
pada kondisi pH 7 dengan kisaran suhu 250C-30
0C. Sumber cahaya diperoleh dari
lampu SUV yang kontinyu. Arad dan Richmond (2004) menjelaskan bahwa faktor
lingkungan yang penting untuk kultur mikroalga adalah cahaya, yang merupakan
faktor utama pada fotosintesis.
Pemanenan dilakukan pada hari ke-7, karena pada hari ke-7 sel mikroalga
BTM 11 masih pada kondisi baik dan belum rusak sehingga dapat diperoleh
fikosianin dalam jumlah maksimal. Hari ke-7 diprediksi sebagai fase eksponensial
akhir karena terjadi peningkatan nilai absorbansi kerapatan sel (OD 680 nm)
kultur mikroalga BTM 11 dan diikuti oleh kenaikan nilai absorbansi yang
cenderung stabil pada hari ke-8 dan seterusnya (Gambar 8), sehingga diprediksi
hari ke-8 merupakan awal fase stasioner dalam pertumbuhan mikroalga. Fase
stasioner menunjukkan laju pertumbuhan dan kematian mikroalga sama karena
nutrisi yang dibutuhkan oleh mikroalga untuk tumbuh berangsur-angsur
berkurang sehingga ketika nutrisi sudah habis kurva pertumbuhan mikroalga akan
menurun sebagai akibat meningkatnya laju kematian.
Gambar 8. Kurva pertumbuhan mikroalga BTM 11
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Ke
rap
atan
Se
l (A
bs)
Waktu (hari)
32
4.2. Ekstraksi Fikosianin
Fikosianin pada mikroalga BTM 11 diperoleh melalui ekstraksi biomassa
basah mikroalga BTM11 menggunakan Na buffer fosfat pH 7 sebagai larutan
pengekstrak. Tahapan selanjutnya dengan pembekuan dalam frezeer selama 24
jam dan dikeluarkan pada suhu ruang sampai mencair. Pembekuan dan pencairan
(freeze-thawing) dilakukan untuk merusak sel biomassa sehingga Na buffer fosfat
dapat menarik fikosianin keluar dari sel biomassa. Metode ini dipilih karena
dinding sel alga hijau-biru mudah rusak jika dibandingkan dengan jenis alga lain
seperti alga hijau.
Ekstraksi fikosianin pada mikroalga BTM 11 dapat dilakukan
menggunakan pelarut polar seperti air dan buffer maupun larutan garam. Menurut
Arlyza (2005), ekstraksi dengan pelarut polar akan mengekstrak senyawa-
senyawa polar yang ada dalam sel mikroalga kering. Senyawa polar yang bisa
terambil oleh pelarut air atau buffer terdiri dari golongan fikobiliprotein atau
fikobilin dan protein-protein yang sifatnya larut air.
Agustini (2012) menyatakan bahwa larutan kalsium klorida 1%, dapat
digunakan sebagai media untuk melarutkan pigmen, karena sifat pigmen
fikosianin sama seperti protein globular lainnya, yaitu dapat larut dalam air atau
larutan garam. Larutan kalsium klorida 1% juga berfungsi untuk merusak dinding
sel mikroalga, sehingga pigmen fikosianin dapat keluar dan larut dalam larutan
tersebut. Menurut Setyantini (2014), hasil ekstraksi dengan menggunakan tiga
pelarut berbeda (air, Na buffer fosfat 0,1 M, CaCl2 1%) menunjukkan bahwa
pelarut Na buffer fosfat pH 7 memberikan hasil ekstraksi kasar fikosianin terbaik
33
dibandingkan pelarut air maupun 1% CaCl2 karena ekstraksi fikosianin dengan
menggunakan pelarut Na buffer fosfat menghasilkan konsentrasi fikosianin 2 - 3,5
kali lebih tinggi dibandingkan menggunakan pelarut air.
4.3. Identifikasi Fikosianin
Identifikasi fikosianin dilakukan dengan mengukur spektrum pigmen
fikobiliprotein menggunakan spektrofotometer UV-Vis pada panjang gelombang
400-800 nm. Menurut Awakairt (2007), fikosianin menyerap cahaya dengan
maksimum pada kisaran pajang gelombang 610-620 nm (Lampiran 4). Nilai
spektrum puncak fikosianin dari mikroalga BTM 11 diperoleh pada panjang
gelombang maksimum 620 nm.
Panjang gelombang 620 nm adalah panjang gelombang spesifik untuk
fikosianin, sementara 280 nm merupakan panjang gelombang spesifik dimana
asam amino aromatik menyerap cahaya, danpanjang gelombang 650 nm
merupakan panjang gelombang akhir penyerapan cahaya biru (Liao et al., 2011).
Hasil skrining awal menunjukkan kemurnian fikosianin dari mikroalga BTM 11
sebesar 0,916 dengan kadar fikosianin sebesar 0,138 mg/mL (Lampiran 8).
4.4. Pemurnian Fikosianin
Pemurnian fikosianin dari mikroalga BTM 11 menggunakan arang aktif
dan kitosan dilakukan dengan menentukan konsentrasi optimum kitosan dan arang
aktif dalam meningkatkan kemurnian fikosianin. Patil et al. (2006) mengenalkan
teknik ini sebagai teknik pemurnian yang mudah dan efisien serta dapat
meningkatkan kualitas fikosianin.
34
Tabel 1 menunjukkan terdapat pengaruh penambahan kitosan yang
ditunjukkan oleh perubahan nilai kemurnian sebelum dan setelah penambahan
kitosan. Perhitungan menggunakan metode anova dengan software SPSS 16
menunjukkan bahwa variasi konsentrasi kitosan memberikan pengaruh yang nyata
terhadap peningkatan kemurnian ekstrak kasar fikosianin (Lampiran 6).
Tabel 1. Pengaruh Pemurnian dengan Kitosan
Perlakuan Rasio A620/280 % Peningkatan
Ekstrak kasar 0,900±0,067a
0%
Kitosan 0,075 g/L 1,345±0,065bc
49,4%
Kitosan 0,15 g/L 1,316±0,040b
46,2%
Kitosan 0,225 g/L 1,356±0,038bc
50,6%
Kitosan 0,3 g/L 1,418±0,039c
57,5%
Kitosan 0,375 g/L 1,408±0,006c
56,4%
Kemurnian fikosianin (Rasio A620/280) paling tinggi diperoleh pada
penggunaan kitosan 0,3 g/L. Huruf yang sama menunjukkan bahwa tidak terdapat
perbedaan yang berarti antara masing-masing konsentrasi kitosan sementara huruf
yang berbeda menunjukkan adanya pengaruh penambahan kitosan pada
konsentrasi tersebut. peningkatan kemurnian paling baik diperoleh dengan
memurnikan fikosianin menggunakan kitosan 0,3 g/L, yaitu mencapai
peningkatan sebesar 57,5 %. Berdasarkan hasil kemurnian yang diperoleh
disimpulkan bahwa tidak terdapat perbedaan penggunaan kitosan dengan
konsentrasi tersebut terhadap peningkatan kemurnian fikosianin. Hal ini
diprediksi diakibatkan oleh jumlah protein bermuatan negatif yang sama pada
kondisi pH 7, karena menurut Liao et al. (2011) kitosan akan larut pada pH < 6,5
dan memiliki kapasitas pengikatan protein bermuatan negatif yang baik pada pH
>6,5 sehingga jumlah protein yang terikat oleh kitosan tidak berbeda nyata.
35
Kitosan mampu mengikat protein pada fikobiliprotein berdasarkan
kesamaan afinitas keduanya. Teknik ini disebut dengan presipitasi berdasarkan
afinitas, yaitu dengan memanfaatkan kemampuan kitosan dalam membentuk dua
ligan yang berbeda untuk memisahkan protein target dari kontaminan dalam
larutan (Liao et al., 2011). Kitosan memiliki dua gugus aktif, yaitu gugus amina
dan gugus hidroksil sehingga ligan yang terbentuk diprediksi merupakan ikatan
yang terjadi antara gugus amina (–NH2) pada kitosan dengan gugus karboksil (–
COO-) pada protein, dan ikatan yang terbentuk oleh gugus hidroksil (-OH) pada
kitosan dengan protein.
Menurut Rinaudo (2006), kelarutan kitosan merupakan parameter yang
sulit untuk di kontrol, karena kelarutan kitosan berkaitan dengan nilai derajat
asetilasi kitosan, konsentrasi ion, nilai pH, dan distribusi gugus asetil pada
rantainya. Menurut Liao et al. (2011), ligan yang dapat terbentuk adalah polimer
yang dapat dibuat larut dan tidak larut dengan mengubah kondisi-kondisi spesifik,
seperti pH atau suhu. Bentuk ligan terlarut yang digunakan dalam tahapan
pembentukan dan pengendapan berdasarkan afinitas dibuat untuk memisahkan
kompleks afinitas.
Tahap selanjutnya adalah penentuan konsentrasi optimum arang aktif
dalam pemurnian ekstrak kasar fikosianin. Menurut Wahjuni dan Kostradiyanti
(2008), arang aktif merupakan adsorben yang dapat menyerap suspensi koloid
yang menghasilkan bau yang tidak dikehendaki. Penggunaan arang aktif sebagai
komponen penjernih fikosianin dan penghilang bau tidak sedap yang dihasilkan
oleh suspensi koloid sisa biomassa mikroalga BTM 11 dibuktikan oleh penurunan
jumlah nitrogen bebas pada ekstrak fikosianin sebelum dan setelah pemurnian
36
dengan arang aktif yang terdeteksi pada panjang gelombang 280 nm (Lampiran
5).
Kemurnian ekstrak fikosianin setelah perlakuan pemurnian dengan
penambahan arang aktif mengalami peningkatan jika dibandingkan dengan
pemurnian menggunakan kitosan seperti ditunjukkan oleh Tabel 2. Variasi
konsentrasi arang aktif memberikan pengaruh yang nyata terhadap peningkatan
kemurnian ekstrak kasar fikosianin (Lampiran 7). Hal ini dapat terjadi karena
permukaan pori arang aktif berbentuk amorf yang mampu menangkap protein
target. Molekul-molekul protein teradsorpsi pada permukaan arang aktif dengan
ikatan yang lemah (ikatan Van Der Waals). Kemurnian paling tinggi diperoleh
pada penggunaan arang aktif pada konsentrasi 2,5 g/L, kemudian menurun secara
teratur pada konsentrasi arang aktif 5 g/L, 7,5 g/L, dan 10 g/L. Penurunan
kemurnian tersebut dapat terjadi akibat ekstrak fikosianin yang ikut terjerap oleh
permukaan arang aktif.
Tabel 2. Pengaruh Pemurnian dengan Arang Aktif
Perlakuan Rasio A620/280 % Peningkatan
Kitosan 0,3 g/L 1,418±0,039a
57,5%
Arang Aktif 2,5 g/L 2,335±0,009b
64,7%
Arang Aktif 5 g/L 2,408±0,171b
69,8%
Arang Aktif 7,5 g/L 1,980±0,117c
39,6%
Arang Aktif 10 g/L 1,571±0,221c
10,8%
Tabel 2 menunjukkan pengaruh penambahan arang aktif pada fikosianin
yang telah dimurnikan dengan kitosan. Arang aktif dengan konsentrasi 5 g/L
menunjukkan peningkatang kemurnian yang paling tinggi dengan presentase 69,8
%. Pada penambahan arang aktif 7 g/L dan 10 g/L terjadi penurunan kemurnian
fikosianin. Penurunan dapat terjadi karena kondisi larutan yang jenuh, yaitu
konsentrasi arang aktif lebih tinggi dari protein yang harus diadsorpsi sehingga
37
molekul fikosianin turut teradsorpsi oleh permukaan arang aktif. Huruf yang
berbeda menunjukkan adanya pengaruh konsentrasi arang aktif satu dengan yang
lain terhadap peningkatan kemurnian fikosianin. Huruf yang sama menunjukkan
tidak terdapat pengaruh konsentrasi arang aktif terhadap peningkatan kemurnian
fikosianin.
Kemurnian fikosianin yang paling tinggi diperoleh dengan pemurnian
menggunakan kitosan 0,3 g/L dan arang aktif 5 g/L (Tabel 3). Menurut Tianjin
Norland Biotech Co., Ltd dalam katalog produk fikosianin, tingkat kemurnian
fikosianin 2,0 termasuk kedalam cosmetic grade. Delhi neutraceuticals dalam
produknya menyatakan bahwa fikosianin dengan nilai kemurnian 1,5-2,5 masuk
kedalam cosmetic grade, untuk diaplikasikan sebagai pewarna kosmetik.
Tabel 3. Kemurnian ekstrak fikosianin selama proses pemurnian
Proses Kemurnian (A620/280)
Ekstrak Kasar Fikosianin 0,916±0,067
Penambahan Kitosan 0,3 g/L 1,418±0,039
Penambahan Arang Aktif 5 g/L 2,408±0,171
Fikosianin hasil pemurnian dengan kitosan dan arang aktif kemudian
dipresipitasi. Presipitasi dilakukan dengan menambahkan garam pada konsentrasi
tinggi untuk menurunkan kelarutan protein. Interaksi hidrofobik sesama molekul
protein pada suasana ionik tinggi akan menyebabkan pengendapan protein, yang
disebut salting out. Protein yang hidrofobisitasnya tinggi akan mengendap lebih
dahulu, sedangkan protein yang memiliki sedikit residu non polar akan tetap larut
meskipun pada konsentrasi garam yang paling tinggi (Scopes, 1982). Ammonium
sulfat 50% (Lampiran 11) dimasukkan kedalam ekstrak fikosianin hasil
pemurnian sebagai pemisah antara fikosianin dengan protein lain yang tidak
38
diinginkan sehingga diperoleh fikosianin dalam bentuk pelet untuk kemudian
dapat digunakan dalam uji toksisitas.
4.5. Brine Shrimp Lethaly Test (BSLT)
Metode ini ditujukan terhadap tingkat mortalitas larva udang Artemia
salina L. yang disebabkan oleh ekstrak uji. Hasil yang diperoleh dihitung sebagai
nilai LC50(Leta1 concentration) ekstrak uji, yaitu jumlah dosis atau konsentrasi
ekstrak uji yang dapat menyebabkan kematian larva udang sejumlah 50% setelah
masa inkubasi 24 jam. Korelasi antara uji toksisitas akut ini dengan uji sitotoksik
adalah jika mortalitas terhadap Artemia salina Leach yang ditimbulkan memiliki
harga LC50<1000 ppm. Apabila suatu ekstrak tanaman bersifat toksik menurut
harga LC50 dengan metode BSLT, maka tanaman tersebut dapat dikembangkan
sebagai obat anti kanker (Meyer et al., 1982). Nilai LC50 diperoleh dari data
mortalitas Artemia yang diolah menggunakan metode probit analisis dengan
software SPSS 16 (Lampiran 10).
Tabel 4. Toksisitas Ekstrak Fikosianin
Sampel LC50 (μg/mL) Keterangan
Fikosianin 11,028 Sebelum Pemurnian
8,519 Setelah Pemurnian
Hasil uji toksisitas berdasarkan metode BSLT menunjukkan bahwa kedua
ekstrak ekstrak fikosianin sebelum dan setelah proses pemurnian memiliki LC50<
1000 μg/mL, sehingga berpotensi sebagai antikanker (Tabel 4). Menurut Meyer
et al. (1982), suatu zat dikatakan aktif atau toksik bila nilai LC50< 1000 μg/mL
untuk ekstrak dan < 30 μg/mL untuk suatu senyawa. Tabel 3 menunjukkan
peningkatan nilai LC50 sebesar 22,7%. Nilai LC50 ekstrak fikosianin setelah
39
pemurnian lebih toksik, yaitu 8,519 μg/mL jika dibandingkan dengan nilai LC50
ekstrak fikosianin sebelum pemurnian, sehingga pada konsentrasi 8,519 μg/mL
ekstrak fikosianin mampu membunuh 50% larva udang uji. Hal ini membuktikan
bahwa pemurnian mampu meningkatkan nilai toksisitas ekstrak fikosianin dari
mikroalga BTM 11.
40
BAB V
KESIMPULAN DAN SARAN
5.1. Kesimpulan
Berdasarkan penelitian yang telah dilakukan, dapat disimpulkan:
1. Penggunaan kitosan 0,3 g/L meningkatkan kemurnian berdasarkan
rasio A620/280 sebesar 57,5% dan meningkat kembali sebesar 69,8%
setelah perlakuan pemurnian dengan arang aktif 5 g/L.
2. Pemurnian dengan kitosan dan arang aktif berhasil meningkatkan
nilai LC50 sebesar 22,7%.
5.2. Saran
Berdasarkan hasil penelitian yang dilakukan, terdapat saran untuk
pengembangan pengetahuan mengenai penelitian yang terkait, yaitu :
1. Dialisis setelah perlakuan presipitasi dengan ammonium sulfat perlu
dilakukan untuk meningkatkan nilai kemurnian menjadi 4,0 agar dapat
diaplikasikan dalam bidang kesehatan.
2. Penelitian lebih lanjut terkait aplikasi fikosianin dari mikroalga BTM
11 sebagai pewarna kosmetik perlu dilakukan.
3. Penelitian lanjutan tentang potensi pigmen fikosianin dari mikroalga
BTM 11 sebagai antikanker perlu dilakukan.
41
DAFTAR PUSTAKA
Adams M. 2005. Superfood for Optimum Health: Chlorella and Spirulina. New
York: Truth Publishing International, Ltd. Hal 26.
Agustini, N. W. S. 2012. Aktivitas Antioksidan dan Uji Toksisitas Hayati Pigmen
Fikobiliprotein dari Ekstrak Spirulina platensis. Prosiding Seminar
Nasional Biologi. 9 (1): 535-543.
Amini, S. dan Susilowati, R. 2010. Produksi Biodiesel Dari Mikroalga
Botryococcus braunii. Squalen. 5 (1): 23-32.
Arad, S. M. dan Richmond, A. 2004. Industrial Production of Microalgal Cell-
mass and Secondary Products-Species of High Potential Porphyridium
sp. Dalam Richmond A, editor. Handbook of Microalgal Culture:
Biotechnology and Applied Phycology. United Kingdom: Blackwell
Publishing Company.
Arbib, Z., Jesus R., Pablo Alvarez-Diaz., Carmen Garrido-Perez., Jose A.Perales.
2014. Capability of Different Microalgae Species ForPhytoremediation
Processes : Wastewater Tertiary Treatment, CO2 biofixation& Low Cost
Biofuels Production. Water Research. 49: 465-474.
Arlyza, I. S. 2005. Ekstraksi Pigmen Biru Phycocyanin dari Mikroalga Spirulina
platensis. Oseanologi dan Limnologi Indonesia. 38: 79-92.
Atkins, P. W. 1999. Kimia Fisika Jilid 2. Jakarta: Erlangga.
Awakairt, S. 2007. Isolation of phycoerythrin and phycocyanin from red algae and
cyanobacteria for using as potential marker dyes in immunofluorescence
assay[Thesis]. Thailand: Chiang May University.
Barus, T. A. 2004. Pengantar Limnologi Studi Tentang Ekosistem Air Daratan.
Medan: USU Press
Becker, E. W. 1994. Microalgae Biotechnology and Microbiology. Cambridge:
Cambridge University Press.
Bernkop, S. A., Hornof, M., dan Guggi, D. 2001.Thiolated Chitosans. European
Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 57(1): 9-17.
Borowitzka, M. A. 1998. Microalgae Biotechnology. Cambridge: Cambridge
University Press.
Carballo, J.L., Inda, Z.L.H, Perez, P, dan Gravalos, M.D.G. 2002. A Comparison
Between Two Brine Shrimp Assays to Detect In Vitro Cytotoxicity in
Marine Natural Products. BMC Biotechnology. 2(17): 1-5.
42
Cutler, S.J. dan Cutler, H.G. 2000. Biologically Active Natural
Product:Pharmaceutical. CRC Press.
Day, R. A. dan Underwood, A. L. 2002. Analisis Kimia Kuantitatif. Edisi ke-4.
Jakarta: Erlangga.
Durham, W. F. 1975. Toxicity in N.I. Sax (ed): Dangerous Properties of Industrial
Materials. Van Nostrand Reinhold Co. New York.
Dwiatmaka, Y. 2001. Identifikasi Simplek dan Toksisitas Akut Secara BST Ekstrak
Kulit Batang Pule (Alstonia scholaris) [tesisi].Yogyakarta (ID): Program
Pasca SarjanaUniversitas Gadjah Mada.
Gantar, M., Simovic, D., Djilas, S., Gonzalez, W. W., dan Miksovska, J. 2012.
Isolation, Characterization and antioxidative activity of C-phycocyanin
from Limnothrix sp. strain 37-2-1. Journal of Biotechnology. 159: 21-26.
Gaol, L.D.L. 2001. Studi Awal Pemanfaatan Beberapa Jenis Karbon Aktif
Sebagai Adsorben. Seminar. Depok: Fakultas Teknik Universitas
Indonesia.
Gu, Z.M., Zeng. L, J.T. Schwedler, K.V. Wood dan J.L. McLaughlin. 1995. New
Bioactive Adjacent bis-THF Annonaceous Acetogenins from Annona
bullata. Phytochemistry. 40.
Hanaa, H., El-Baky, A., Farouk, K., El Baz, Gamal, S., dan El-Baroty. 2003.
Spirulina Species as a Source of Carotenoid and β-Tocopherol and Its
Anticarcinoma Factors. Biotechnology. 2(3): 222-240.
Harmita. 2006. Analisa Fisikokimia. Jakarta: UI Press.
Hemlata, G. Pandey, F. Bano. dan T. Fatma. 2011. Studiesof Anabaena sp.
NCCU-9 with special referenceto phycocyanin. Journal Algae Biomass
Utln. 2(1): 30-51.
Henrikson R. 2009. Earth Food Spirulina. Ed Ke-6. Hawai: Ronore Interprise,
Inc. Hal 37.
http://www.delhinutraceuticals.com/phycocyanin.html diakses kamis, 19
november 2015 10:47 WIB
http://www.norlandbiotech.com/pro_detail/id/3.html diakses kamis, 19 november
2015 10:50 WIB
Isnansetyo, A., dan Kurniastuty. 1995. Teknik Kultur Fitoplankton &
Zooplankton. Kanisius. Yogyakarta.
43
Jagtap, S., Thakre, D., Wanjari, S., Kamble, S., Labhsetwar, N., dan Rayalu, S.
2009. New Modified Chitosan-based Adsorbent for Defluoridation of
Water. Journal of Colloid and Interface Science. 332(2): 280-290.
Khan, M., Varadharaj, S., Shobha, J. C., Naidu, M. U., Parinandi, N. L., Kutala,
V. K., dan Kuppusamy, P. 2006. C-phycocyanin ameliorates
doxorubicininduced oxidative stress and apoptosis in adult rat
cardiomyocytes. Journal Cardiovascular and Pharmacology. 47:9–20.
Koho, Z., Sri M, Novita S. 2014. Efektivitas Karbon Aktif dan Kaca Wol Sebagai
Adsorben dalam Mengurangi Emisi Karbon Monoksida dan Hidrokarbon
Sepeda Motor. Jurnal Kesehatan Masyarakat. 7 (1): 225-231
Lages, A. C. 2012. Optimasi Pemurnian Polisakarida dari Mikroalga BTM 11
Sebagai Inhibitor RNA Helikase Virus Hepatitis C [Skripsi]. Bogor (ID):
Institut Pertanian Bogor.
Lee, D. W., Lim, H., Chong, H. N., dan Shim, W.S. 2009. Advances in Chitosan
Material and its Hybrid Derivates: A Reviem. The Open Biomaterials
Journal. 1: 10-20.
Leny, S. 2006. Isolasi dan Uji Bioaktifitas Kandungan Kimia Puding Merah
dengan Metode Uji Brine Shrimp. Medan: USU Repository.
Liao, X., Zhang, B., Wang, X., Yan, H., dan Zhang, X. 2011. Purification of C-
Phycocyanin from Spirulina platensis by Single-Step Ion-Exchange
Chromatography. Cromatographia. 73: 291-296.
Liu, Y., Xu, L., Cheng, N., Lin, L., Zhang, C. 2000. Inhibitory Effect of
Phycocyanin from Spirulina platensis on the Growth of Human Leukimia
K562 Cells. Journal Application of Phycology. 12: 125-130.
Loomis, T. A. 1978. Toksikologi Dasar. Diterjemahkan oleh: Donatus, I. A. Edisi
III. Semarang: IKIP Semarang Press.
Loomis, T. A. 2001. Toksikologi Dasar (edisi 3) .Terj. dari Essentials of
Toxicology, oleh Imono Argo Donatus. Semarang: IKIP Semarang Press.
225-233.
Lu, F. C. 1995. Toksikologi Dasar : Asas, Organ Sasaran, dan Penilaian Resiko.
ed.2 terj. Dari Basic Toxicology: Fundamentals, Target Organs, and Risk
Assesment, oleh Nugraha E. Jakarta : UI press. 85-92, 206-220, 225-231.
Masojidek, J., Koblizek, M., dan Torzillo, G. 2004. Photosynthesis in microalgae.
Di dalam: Richmond A, editor. Handbook of Microalgal Culture:
Biotechnology and Applied Phycology. New York: Blackwell Publishing
Company. Hal 20-39.
44
Meyer, B.N., Ferrigni, N.R., Putnam, J.E., Jacobsen, L.B., Nichols, D.E., dan
McLaughlin, J.L. 1982. Brine Shrimp: A Convenient General Bioassay for
Active Plant Constituents. Planta Medica. 45: 31-34.
Mukhtar, M.H., A.Z, Adnan dan M.W, Pitra. 2007. Uji Toksisitas Minyak Atsiri
Daun Kemangi (Ocimum basilicum L.) dengan Metode Uji Brine Shrimp
Lethality Bioassay. Jurnal Sains Teknologi Farmasi. Vol 12(1): 1-4.
Mulya, M. Suharman. 1994. Analisis Instrumental. Perpustakaan departemen Kimia
FMIPA UI. Depok.
Nobel, P.S. 2009. Physicochemical and Enviromental Plant Physiology.
Academic Press. Canada. 582.
Ó Carra P., dan Ó hEocha C. 1976. Algal Biliproteins and Phycobilins. Goodwin
TW, editor. 1976. Chemistry and Biochemistry of Plant Pigments.
London: Academic press inc. 328-371.
Oscik, J. 1982. Adsorption. Ellis Harwood Limited Publisher. New York: John
Willey and sons.
Patil, G., Chetana S., Sridevi A. S., dan Raghavarao.2006. Method to Obtain C-
phycocyanin of High Purity. Journal of Chromatography A. 1127: 76-81
Pirenantyo, P., dan A. B. Susanto. 2008. Pigmen dari spirulina: Potensi, sistem
produksi, riset, dan teknologi. Prosiding Seminar Nasional Pigmen: Sains
dan Teknologi Pigmen Alami. Program Studi Magister Biologi UKSW.
Salatiga. ISBN: 979-1098-16-4.
Pirenantyo, P., dan Limantara L. 2008. Pigmen Spirulina Sebagai Senyawa
Antikanker. Indonesian Journal of Cancer. 4: 155-163.
Prabuthas, P., Majumdar S., Srivastav P. P., dan Mishra H.N. 2011. Standarization
of rapid and economical method for nutraceuticals extraction from algae.
Journal of Stored Products and Post Harvest Res. 2(25): 93-96.
Rahayu, L. H., dan S. Purnavita. 2007. Optimasi Pembuatan Kitosan Dari Kitin
Limbah Cangkang Rajungan (Portunus pelagicus) untuk Adsorben Ion
Logam Merkuri. Reaktor. 11(1): 45-49.
Rinaudo, M. 2006. Chitin ang chitosan: Properties and applications. Progress in
Polymer Science. 31: 603-632.
Rito-Palomares, M., Nunez L., dan Amador D. 2001. Practical application of
aqueous two-phase systems for the development of prototype process for
C-phycocyanin recovery from Spirulina maxima. Journal of Chemistry
Technology and Biotechnology. 76: 1273-1280.
45
Romay, C., Armesto, J., Remirez, D., González, R., Ledón, N., dan García, I.
1998. Antioxidant and anti-inflammatory properties of c-phycocyanin
from blue-green algae. Inflammation Research. 47:36-41.
Romay, C., Gonzales, R., Ledon, N., Remirez, D., dan Rimbau, V. 2003. C-
Phycocyanin: A Biliprotein With Antioxidant, Anti-inflammatory and
Neuroprotective Effect. Current Protein and Peptide Science. 4:207-216.
Roque, M. dan Rolando, M. A. 2007. Adsorption and Diffusion in Nanoporous
Material. Prancis: CRC Press.
Scopes, R. K. 1982. Protein Purification Principles and Practise. New Jersey:
Springer Verlag.
Setyantini, W. H., Sukenda, Enang H., dan Nur Bambang. 2014. Teknik Produksi,
Ekstraksi dan Karakterisasi Fikosianin Spirulina platensis Sebagai Bahan
Imunostimulan. Oseanologi dan Limnologi di Indonesia. 40(2): 119-131.
Shih, C. M., Cheng, S. N., Wong, C. S., Kuo, Y. L., dan Chou, T. C. 2009.
Antiinflammatory and antihyperalgesic activity of C-phycocyanin.
Anesth Analg. 108:1303–1310
Soni, B., Trivedi, U. dan Madamwar, D. 2008. Method of Single Step
Hydrophobic Interaction Chromatography for the Purification of
Phycocyanin from Phormidium fragile and its Characterization for
Antioxidant Property. Bioresource Technology. 99(1): 188.
Susilowati, D. 2009. Uji Kinerja Alat Penangkap Nyamuk dan Purifikasi Udara
Berbasis TiO2 dan Zeolit Alam Lampung [skripsi]. Depok (ID):
Universitas Indonesia.
Tanaka, K. 1997. An Introduction To Fuzzy Logic For Practical Application.
Japan: Rassel, Inc.
Xia, D., Liu, B., Xin, W., Liu, T., Sun, J., Liu, N., Qin, S., dan Du, Z. 2015.
Protective effects of C-phycocyanin on alcohol-induced subacute liver
injury in mice. Chinese Journal of Oceanology and Limnology. 34: 399-
404.
Wahjuni, S dan Kostradiyanti, B. 2008. Penurunan Angka Peroksida Minyak
Kelapa Tradisional dengn Adsorben Arang Sekam Padi IR 64 yang
Diaktifkan dengan Kalium Hidroksida. Jurnal Kimia. 2 (1): 57-60.
Wiyarno, B. 2009.Biodiesel Microalgae. Yogyakarta: IndoAlgaeTech. Consultant.
46
LAMPIRAN
Lampiran 1. Diagram Alir Penelitian
Kultivasi Mikroalga BTM-11
Persiapan Kultur Mikroalga
BTM-11
Ekstraksi Fikosianin
Optimasi Kitosan 0,075 g/L,
0,15 g/L, 0,225 g/L, 0,3 g/L,
dan 0,375 g/L
Optimasi Arang Aktif 2,5 g/L,
5 g/L, 7,5 g/L, dan 10 g/L
Presipitasi dengan
Ammonium Sulfat 50%
Uji Toksisitas
Uji Toksisitas
Pengukuran Kerapatan
Sel Mikroalga BTM-11
47
Lampiran 2. Komposisi Media Tumbuh Mikroalga BTM 11
Tabel 5. Komposisi Media SWBT (dalam 1000 mL Sea Water)
Komponen Jumlah
Natrium Nitrat (NaNO3) 262,5 mg
Disodium hidrogen fosfat (Na2HPO4) 2 mg
Potasium dihidrogen fosfat (KH2PO4) 5 mg
Besi Sitrat (C6H5FeO7) 3 mg
Kalsium Klorida dihidrat (CaCl2.2H2O) 5 mg
Disodium EDTA dihidrat (Na2EDTA.2H2O) 1,5 mg
Asam Sitrat (C6H8O7) 54 mg
48
Lampiran 3. Data Pengamatan Kurva Pertumbuhan
Tabel 6. Kerapatan Sel (OD) Kultur Mikroalga BTM 11
Hari Ulangan OD Rata-rata
OD
0
1 0,100
0,100 2 0,100
3 0,100
1
1 0,130
0,129 2 0,132
3 0,126
2
1 0,326
0,303 2 0,332
3 0,252
3
1 0,375
0,373 2 0,391
3 0,354
4
1 0,544
0,552 2 0,628
3 0,484
5
1 0,641
0,659 2 0,696
3 0,640
6
1 0,707
0,740 2 0,818
3 0,696
7
1 0,928
0,932 2 0,961
3 0,909
Hari Ulangan OD Rata-rata
OD
8
1 0,986
0,999 2 1,040
3 0,973
9
1 1,010
1,029 2 1,092
3 0,986
10
1 1,042
1,042 2 1,129
3 0,955
49
Lampiran 4. Spektrum Puncak Fikosianin dari Mikroalga BTM 11
Gambar 9. Spektrum Puncak Fikosianin dari Mikroalga BTM 11
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
1.4
1.6
400 500 600 700 800
620 nm
50
Lampiran 5. Data Pengamatan Kemurnian Pigmen Fikosianin dari Mikroalga
BTM 11
Tabel 7. Kemurnian Ekstrak Kasar Fikosianin
Pigmen Ulangan 280 620 650 Rasio
620/280
Rata-rata
Rasio 620/280
Fikosianin
1 1,401 1,160 0,434 0,827
0,900±0,067 2 2,223 2,150 1,131 0,959
3 1,418 1,300 0,634 0,916
Tabel 8. Kemurnian Ekstrak Fikosianin Setelah Penambahan Kitosan
Perlakuan Ulangan 280 620 650 Rasio
620/280
Rata-rata
Rasio 620/280
Kitosan
0,075 g/L
1 0,881 1,196 0,514 1,357
1,345±0,065 2 0,811 1,139 0,490 1,404
3 0,952 1,213 0,527 1,274
Kitosan
0,15 g/L
1 0,928 1,184 0,517 1,275
1,316±0,040 2 0,881 1,162 0,514 1,318
3 0,894 1,213 0,522 1,356
Kitosan
0,225 g/L
1 0,852 1,136 0,504 1,333
1,356±0,038 2 0,822 1,151 0,503 1,400
3 0,907 1,210 0,525 1,334
Kitosan
0,3 g/L
1 0,826 1,189 0,508 1,439
1,418±0,039 2 0,821 1,184 0,506 1,442
3 0,846 1,162 0,508 1,373
Kitosan
0,375 g/L
1 0,839 1,184 0,508 1,411
1,408±0,006 2 0,824 1,164 0,500 1,412
3 0,822 1,152 0,491 1,401
51
Tabel 9. Kemurnian Ekstrak Fikosianin Setelah Penambahan Arang Aktif
Perlakuan Ulangan 280 620 650 Rasio
620/280
Rata-rata
Rasio 620/280
Arang
Aktif
2,5 g/L
1 0,388 0,904 0,370 2,329
2,335±0,009 2 0,395 0,921 0,382 2,332
3 0,392 0,920 0,377 2,346
Arang
Aktif
5 g/L
1 0,311 0,705 0,294 2,266
2,408±0,171 2 0,242 0,629 0,257 2,599
3 0,321 0,758 0,313 2,361
Arang
Aktif
7,5 g/L
1 0,200 0,407 0,178 2,035
1,980±0,117 2 0,213 0,393 0,178 1,845
3 0,195 0,402 0,175 2,061
Arang
Aktif
10 g/L
1 0,094 0,133 0,068 1,414
1,571±0,221 2 0,114 0,208 0,094 1,824
3 0,149 0,220 0,105 1,476
52
Lampiran 6. Perhitungan Pengaruh Penambahan Kitosan Terhadap Kemurnian
Ekstrak Fikosianin Menggunakan SPSS 16
ANOVA
pengaruh kitosan
Sum of Squares df Mean Square F Sig.
Between Groups .570 5 .114 50.495 .000
Within Groups .027 12 .002
Total .597 17
Pengaruh Perlakuan
perlakuan N
Subset for alpha = 0.05
1 2 3
Duncana kitosan 0 g/L 3 .901
kitosan 0,15 g/L 3 1.316
kitosan 0,075 g/L 3 1.345 1.345
kitosan 0,225 g/L 3 1.356 1.356
kitosan 0,375 g/L 3 1.408
kitosan 0,3 g/L 3 1.418
Sig. 1.000 .354 .106
Means for groups in homogeneous subsets are displayed.
a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.
53
Lampiran 7. Perhitungan Pengaruh Penambahan Arang Aktif Terhadap
Kemurnian Ekstrak Fikosianin Menggunakan SPSS 16
ANOVA
kemurnian fikosianin
Sum of Squares df Mean Square F Sig.
Between Groups 1.790 4 .448 18.694 .000
Within Groups .215 9 .024
Total 2.006 13
Pengaruh Perlakuan
perlakuan N
Subset for alpha = 0.05
1 2 3
Duncana Kitosan 0,3 g/L 2 1.305
arang 10 g/L 3 1.727
arang 7,5 g/L 3 1.980
arang 5 g/L 3 2.288
arang 2,5 g/L 3 2.347
Sig. 1.000 .088 .667
Means for groups in homogeneous subsets are displayed.
a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 2,727.
54
Lampiran 8. Perhitungan Kadar Ekstrak Fikosianin dari Mikroalga BTM 11
Tabel 10. Kadar Ekstrak Fikosianin dari mikroalga BTM 11
Panjang
Gelombang
Ulangan Fikosianin (mg/mL) Rata-rata
Fikosianin
(mg/mL) 1 2 3 1 2 3
280 nm 1,401 2,223 1,418 0,116
mg/m
L
0,184
mg/m
L
0,116
mg/m
L
0,138 mg/mL 620 nm 1,160 2,150 1,300
650 nm 0,434 1,131 0,634
Kadar pigmen fikosianin (mg/mL) =
Kadar pigmen fikosianin (mg/mL)
Ulangan 1=
= 0,116 mg/mL
Ulangan 2 =
= 0,184 mg/mL
Ulangan 3 =
= 0,116 mg/mL
55
Lampiran 9. Pembuatan Buffer Fosfat pH 7 0,1 M
pH = pKa + Log
7 = 7,21 + Log
7 – 7,21 = Log
-0,21 = Log
= 0,616 [G] + [A] = 0,1 M
[G] = 0,616 [A] [G] = 0,1 M – [A]
0,1 M – [A] = 0,616 [A]
0,1 M = 1,616 [A]
[A] =
[A] = 0,0618 M
[G] = 0,0382 M
Massa NaH2PO4.H2O = 1 x 0,0618 x Mr NaH2PO4.H2O
= 1 x 0,0618 x 138
= 8,528 gram
Massa Na2HPO4 = 1 x 0,0384 x Mr Na2HPO4
= 1 x 0,0384 x 142
= 5,424 gram
Keterangan : [A] = NaH2PO4.H2O
[G] = Na2HPO4
56
Lampiran 10. Perhitungan Toksisitas Ekstrak Fikosianin dari Mikroalga BTM 11
1. Pembuatan Larutan Stok 1000 ppm
Konsentrasi (1000 ppm) =
Massa Ekstrak = 1000 mg/L x 0,01 L
= 10 mg
2. Deret Larutan Uji BSLT dari Larutan Stok 1000 ppm
V1 . N1 = V2 . N2
100 ppm
1000 ppm . V1 = 100 ppm . 5 mL
V1 =
V1 = 0,5 mL = 500 μL
10 ppm
1000 ppm . V1 = 10 ppm . 5 mL
V1 =
V1 = 0,05 mL = 50 μL
3. Perhitungan LC50 Ekstrak Fikosianin Sebelum Pemurnian
Tabel 11. Toksisitas Ekstrak Fikosianin Sebelum Pemurnian
Konsentrasi Log
Konsentrasi
Mortalitas LC50 (ppm)
I II III
11, 028 ppm
Blanko 0 2 1 2
10 ppm 1 5 8 5
100 ppm 2 5 5 6
1000 ppm 3 10 10 10
57
Data Information
N of Cases
Valid 9
Rejected Missing 1
LOG Transform Cannot be Done 0
Number of Responses > Number of
Subjects 0
Control Group 2
Confidence Limits
Probabilit
y
95% Confidence Limits for
VAR00001
95% Confidence Limits for
log(VAR00001)b
Estimate
Lower
Bound
Upper
Bound Estimate
Lower
Bound
Upper
Bound
PROBITa 0.01 .004 .000 .575 -2.351 -474.909 -.240
0.02 .011 .000 .925 -1.953 -428.785 -.034
0.03 .020 .000 1.254 -1.701 -399.521 .098
0.04 .031 .000 1.578 -1.511 -377.508 .198
0.05 .044 .000 1.904 -1.357 -359.602 .280
0.06 .059 .000 2.236 -1.226 -344.362 .349
0.07 .078 .000 2.576 -1.110 -331.000 .411
0.08 .098 .000 2.926 -1.007 -319.036 .466
0.09 .122 .000 3.287 -.913 -308.155 .517
0.1 .149 .000 3.660 -.827 -298.139 .563
0.15 .339 .000 5.750 -.469 -256.675 .760
0.2 .653 .000 8.318 -.185 -223.725 .920
0.25 1.144 .000 11.542 .059 -195.462 1.062
0.3 1.895 .000 15.687 .278 -170.086 1.196
0.35 3.023 .000 21.192 .480 -146.578 1.326
0.4 4.709 .000 28.841 .673 -124.282 1.460
0.45 7.231 .000 40.231 .859 -102.725 1.605
0.5 11.028 .000 59.222 1.043 -81.535 1.772
58
4. Perhitungan LC50 Ekstrak Fikosianin Setelah Pemurnian
Tabel 12. Toksisitas Ekstrak Fikosianin Setelah Pemurnian
Konsentrasi Log
Konsentrasi
Mortalitas LC50 (ppm)
I II III
8,519 ppm
Blanko 0 3 1 2
10 ppm 1 5 6 6
100 ppm 2 8 7 8
1000 ppm 3 10 10 10
0.55 16.820 .000 98.123 1.226 -60.397 1.992
0.6 25.827 .000 222.602 1.412 -39.051 2.348
0.65 40.234 .000 1962.302 1.605 -17.566 3.293
0.7 64.192 .025 9.168E10 1.807 -1.598 10.962
0.75 106.273 8.404 8.898E33 2.026 .924 33.949
0.8 186.307 31.312 6.079E61 2.270 1.496 61.784
0.85 358.438 66.343 3.699E94 2.554 1.822 94.568
0.9 816.552 127.317 8.818E135 2.912 2.105 135.945
0.91 996.202 146.004 8.875E145 2.998 2.164 145.948
0.92 1236.432 168.512 6.564E156 3.092 2.227 156.817
0.93 1567.953 196.254 5.895E168 3.195 2.293 168.770
0.94 2044.324 231.467 1.327E182 3.311 2.364 182.123
0.95 2766.656 277.927 2.256E197 3.442 2.444 197.353
0.96 3947.658 342.620 1.777E215 3.596 2.535 215.250
0.97 6111.327 440.312 1.794E237 3.786 2.644 237.254
0.98 1.093E4 609.649 3.222E266 4.038 2.785 266.508
0.99 2.730E4 1005.148 . 4.436 3.002 312.622
a. A heterogeneity factor is used.
b. Logarithm base = 10.
59
Data Information
N of Cases
Valid 9
Rejected Missing 0
LOG Transform Cannot be Done 0
Number of Responses > Number of
Subjects 0
Control Group 3
Confidence Limits
Probability
95% Confidence Limits for
VAR00001
95% Confidence Limits for
log(VAR00001)a
Estimate
Lower
Bound
Upper
Bound Estimate
Lower
Bound
Upper
Bound
PROBIT 0.01 .026 .000 .344 -1.582 -5.021 -.463
0.02 .052 .000 .542 -1.288 -4.414 -.266
0.03 .079 .000 .725 -1.101 -4.030 -.140
0.04 .110 .000 .902 -.960 -3.741 -.045
0.05 .143 .000 1.077 -.846 -3.506 .032
0.06 .178 .000 1.254 -.749 -3.307 .098
0.07 .217 .001 1.434 -.663 -3.132 .156
0.08 .259 .001 1.616 -.587 -2.975 .208
0.09 .304 .001 1.803 -.518 -2.833 .256
0.1 .352 .002 1.994 -.454 -2.702 .300
0.15 .647 .007 3.035 -.189 -2.162 .482
0.2 1.051 .018 4.254 .021 -1.734 .629
0.25 1.592 .043 5.708 .202 -1.368 .756
0.3 2.312 .091 7.465 .364 -1.042 .873
0.35 3.268 .181 9.620 .514 -.742 .983
0.4 4.537 .346 12.314 .657 -.460 1.090
0.45 6.233 .644 15.762 .795 -.191 1.198
0.5 8.519 1.174 20.310 .930 .070 1.308
0.55 11.644 2.107 26.562 1.066 .324 1.424
60
0.6 15.996 3.736 35.655 1.204 .572 1.552
0.65 22.209 6.537 49.933 1.347 .815 1.698
0.7 31.386 11.231 74.746 1.497 1.050 1.874
0.75 45.587 18.815 123.641 1.659 1.275 2.092
0.8 69.078 30.739 235.466 1.839 1.488 2.372
0.85 112.135 49.880 544.843 2.050 1.698 2.736
0.9 206.286 84.385 1701.697 2.314 1.926 3.231
0.91 239.006 94.984 2260.026 2.378 1.978 3.354
0.92 280.460 107.722 3084.288 2.448 2.032 3.489
0.93 334.387 123.373 4353.343 2.524 2.091 3.639
0.94 406.959 143.151 6415.036 2.610 2.156 3.807
0.95 509.140 169.103 10012.102 2.707 2.228 4.001
0.96 662.425 204.994 16946.446 2.821 2.312 4.229
0.97 915.490 258.732 32487.047 2.962 2.413 4.512
0.98 1407.494 350.850 77545.303 3.148 2.545 4.890
0.99 2772.393 562.511
308001.58
4 3.443 2.750 5.489
a. Logarithm base = 10.
61
Lampiran 11. Tabel Presipitasi Ammonium Sulfat
Tabel 13. Tabel Presipitasi Ammonium Sulfat