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UNIVERSITE STRASBOURG I – LOUIS PASTEUR
THESE de DOCTORAT
Présentéepour l’obtention du grade de :
Docteur de l’Université de Strasbourg I
Mention : ChimieDiscipline : Pharmacochimie
par
Gilles CUREIngénieur chimiste
Synthèse d’inhibiteurs potentiels de l’enzyme de conversion del’endothéline (ECE).
Soutenue le 19 mars 2004 devant la commission d’examen :
Dr Gilles Hanquet Rapporteur interneDr Pierre Renard Rapporteur externeDr Philippe Bisseret Rapporteur externePr Camille-Georges Wermuth ExaminateurDr André Mann Co-directeur de thèseDr Yveline Rival Co-directrice de thèse
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3
UNIVERSITE STRASBOURG I – LOUIS PASTEUR
THESE de DOCTORAT
Présentéepour l’obtention du grade de :
Docteur de l’Université de Strasbourg I
Mention : ChimieDiscipline : Pharmacochimie
par
Gilles CUREIngénieur chimiste
Synthèse d’inhibiteurs potentiels de l’enzyme de conversion del’endothéline (ECE).
Soutenue le 19 mars 2004 devant la commission d’examen :
Dr Gilles Hanquet Rapporteur interneDr Pierre Renard Rapporteur externeDr Philippe Bisseret Rapporteur externePr Camille-Georges Wermuth ExaminateurDr André Mann Co-directeur de thèseDr Yveline Rival Co-directrice de thèse
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Remerciements
Je remercie les professeurs Camille Georges Wermuth et Marcel Hibert de m’avoir
offert l’opportunité d’effectuer ma thèse au sein du laboratoire de Pharmacochimie de La
Communication Cellulaire. Je tiens à exprimer ma reconnaissance au professeur Camille
Georges Wermuth ainsi qu’à Yveline Rival et André Mann qui m’ont aidé tout au long de ce
travail par leur soutien scientifique et leurs précieux conseils.
Je remercie également les membres du jury, Philippe Bisseret, Gilles Hanquet et Pierre
Renard d’avoir accepté de juger ce travail et de venir en discuter à Illkirch.
Merci à Hélène Dozol et à Bernard Spiess pour m’avoir fait découvrir la physico-
chimie, domaine qui m’était encore inconnu.
J’adresse une pensée affectueuse à tous mes collègues qui m’ont aidé par leurs
conseils et leur bonne humeur à mener à bien ce travail au quotidien: Angèle, Anh, Benoit,
Bruno, Cécile, Céline, Chouaïb, Christophe, Cyril, Dominique, Evelyne, Françoise, Hadjila,
Isabelle, Jacques, Jean-Jacques, Jean-Laurent, Marlyse, Martine, Maryline, Nadia, Patricia,
Patrick, Paul, Philippe, Romain, Saïd, les deux Sébastien, Valérie et les Neuro-3D.
Enfin, je tiens également à remercier Eric Sartory, ma famille et Magali pour leur
soutien durant ces trois ans.
5
Résumé
En 1985, les endothélines (ET-1, ET-2, ET-3), de puissants vasoconstricteurs, ont étédécouvertes. Ces peptides sont constitués de vingt et un aminoacides et de deux bouclesdisulfures intramoléculaires et proviennent d’un précurseur prépro-ET, composé d’environdeux cent résidus aminoacides. L’hydrolyse de ce précurseur par des peptidases conduit aux“ big ” ETs, peptides de quarante acides aminés, qui sont finalement dégradés par l’enzyme deconversion de l’endothéline (ECE), métalloprotéase à zinc, pour générer les ETs.
L’administration d’ET-1 exogène, peptide prépondérant de cette famille, aboutit à unevariété de disfonctionnements dans le système nerveux central, rénal et cardiovasculaire. Uneapproche possible pour inhiber ces effets est d’utiliser des antagonistes de récepteurs de cesystème. Une approche alternative pourtant moins étudiée réside dans la suppression de labiosynthèse de l’ET-1 en utilisant des inhibiteurs de l’enzyme de conversion de l’endothéline,sujet de cette thèse.
Le premier inhibiteur connu de l’ECE a été le phosphoramidon, inhibiteur classiquedes métalloprotéases à zinc. D’autres ont ensuite été obtenus, pouvant être classés dans diversgroupes comme par exemple les inhibiteurs peptidiques, les composés phosphorylés, lesthiols, les acides hydroxamiques ou carboxyliques. Un chef de file a donc été choisi pourdébuter nos travaux. C’est un acide aminophosphonique présentant une très bonne affinitépour l’ECE, une bonne sélectivité face aux autres métalloprotéases à zinc, un squelette sedifférenciant des autres et permettant un grand nombre de variations structurales. Cettemolécule de référence et 22 analogues ont été synthétisés dans le but d’une étude de relationstructure-activité.
Une étude physico-chimique a été faite afin de mieux comprendre le manque deréactivité chimique remarquable de l’amine basique portée par cette famille de composés. Unetrès forte interaction intramoléculaire de type liaison hydrogène entre l’atome de phosphore etl’azote a été mise en évidence sur une très large gamme de pH, celle-ci devant certainementavoir une influence pour la reconnaissance de nos ligands par l’ECE.
Enfin, dans le but d’obtenir une plus grande diversité pour nos ligands, la synthèse deβ-aminophosphonates diversement substitués a été mise au point via une réactiontricomposante mettant en jeu un aldéhyde, un phosphite et un carbamate en présence d’acidede Lewis.
Les caractéristiques inhibitrices de nos molécules ont été évaluées. Nous ne sommespas parvenus à obtenir une molécule meilleure que celles connues dans la littérature maisnous avons réuni des renseignements structuraux relativement intéressants pour lareconnaissance de nos ligands par l’ECE. Pour le type de composés étudiés, la fonction acideaminophosphonique semble être la meilleure fonction pour la chélation du zinc. L’aminebasique de cette famille de produits contribue également à cette reconnaissance et desinteractions de type aryl-aryl doivent être mises en jeu à proximité de la zone occupée parcelle-ci. Au niveau de la poche S1’ des interactions de type aryl-aryl et de type accepteur-donneur ont été mises en évidence. Le même de type de conclusion a été obtenu pour la pocheS2’ puisque l’apport d’un noyau aromatique hétérocyclique s’est avéré bénéfique. Par contre,la position des fonctions servant à assurer ces interactions semble assez importante.
Mots clés : endothéline, enzyme de conversion de l’endothéline, big-ET, inhibiteur,phosphoramidon, interaction intramoléculaire, acide β-aminophosphonique.
6
Summary
The endothelin (ET-1, ET-2, ET-3), potent peptidic vasconstrictors, have beendiscovered in 1985. These peptides are composed of 21-amino acids and two intramoleculardisulphide bonds. They are biosynthesized from about 200-amino acid precursors namedpreproETs. The hydrolysis of these precursors by an endopeptidase leads to the big Ets, 40-amino acid peptides, which are converted in Ets by a membrane-bound zinc metalloproteasenamed endothelin converting enzyme (ECE).
The administration of exogene ET-1, the preponderant peptide of this family, leads toa variety of cardiovascular, renal and central nervous system dysfunctions. One possibleapproach to inhibit the effects of ET-1 is by means of receptor antagonists. An alternative butless studied approach is to suppress the biosynthesis of ET-1 using ECE inhibitors. The latterwill be the subject of our work.
The first known ECE inhibitor was the phosphoramidon, a classical zincmetalloprotease inhibitor. Subsequently others inhibitors have been discovered, which can beclassified as metal chelator, peptidic inhibitor, organic compounds featuring a phosphorus-containing functionality, a sulfhydryl, a hydroxamic acid or a carboxylic acid as the zincbinding group. A leader compound has been selected to initiate our work. It’s anaminophosphonic acid showing a good affinity and selectivity for ECE and a differentskeleton which allow a large possibility for structural variations. This compound and twenty-two others have been synthesized within the structure-activity relationship study.
A physico-chemical study has been made to better understand the noteworthy lowchemical reactivity of the basic amin of this compounds family. A very strong intramolecularinteraction (hydrogen bond) between the phosphonate fonctionality and the nitrogen atom hasbeen revealed for a large scale of pH. This interaction must certainly have an influence on therecognition of our compounds by ECE.
Finally, in order to obtain a larger diversity for our products, the synthesis of variedsubtituted β-aminophosphonate has been focused by way of a tri-compounds reaction usingan aldehyde, a phosphite and a carbamate in the presence of a Lewis acid.
The inhibitive characteristics of our compounds have been evaluted. We have notobtained a better product than these known in the literature but we have collected structuralinformations for the recognition of products by ECE. For the type of studied compounds, theaminophosphonic acid functionality is the best functionality for the zinc chelation. The basicamin of this products family contribute too to this recognition and aryl-aryl interactions arenecessary near to the zone occupied by this functionality. For the S1’ pocket, aryl-aryl andacceptor-donnor interactions have been revealed. The same conclusions have been obtainedfor the S2’ pocket since the supply of a heterocyclic aromatic core proved beneficial.However, the position of the fonctionality allowing these interactions is important.
Key words : endothelin, endothelin converting enzyme , big-ET, inhibitor, phosphoramidon,intramolecular interaction, β-aminophosphonic acid.
7
Abréviations
Les acides aminés sont décrits dans l’annexe
AA acide arachidonique
ACE enzyme de conversion de l’angiotensine
AMPc adénosine monophosphate cyclique
ANP peptide natriurétique atrial
ARN acide ribonucléique
Boc tert-butyloxycarbonyl
BOP benzotriazol-1-yl-oxytrisdiméthylaminophosphonium hexafluorophosphate
cADN acide désoxyribonucléique cyclique
CI50 concentration nécessaire à l’obtention de 50% d’inhibition.
DIPEA diisopropyléthylamine
DMAP 4-diméthylaminopyridine
DMF diméthylformamide
ECE enzyme de conversion de l’endothéline
EDTA acide éthylènediaminetétraacétique
EGTA acide éthylèneglycol-bis-(2-aminoéthyl)-tétraacétique
ET endothéline
EtOH éthanol
Fmol femtomolaire
GMPc guanosine monophosphate cyclique
hECE enzyme de conversion de l’endothéline de source humaine
HPLC chromatographie liquide à haute performance
KOD potasse deutérée
M mole / litre
8
mARN acide ribonucléique messager
MeOH méthanol
NEP endopeptidase neutre
nm nanomolaire
nM nanomole / litre
NMM N-méthylmorpholine
nmol nanomole
NO oxyde d’azote
PGI2 prostacycline
PMSF fluorure de phénylméthylsulfonyle
RMN résonance magnétique nucléaire
TFA acide trifluoroacétique
TGF-β transforming growth factor β
TMSBr bromure de triméthylsilyle
TNF-α Tumor necrosis factor α
TRIS 2-amino-2-hydroxyméthyl-1,3-propanediol
UMR unité mixte de recherche
UV ultra-violet
9
Table des matières
Introduction générale 11
…………………………………..
Chapitre I : Système de l’endothéline et inhibition de l’enzyme deconversion de l’endothéline (ECE) 14
1 : Présentation du système de l’endothéline : 17
2 : Rôle pathophysiologique de l’endothéline endogène : 41
3 : Les inhibiteurs de l’enzyme de conversion de l’endothéline : 46
4 : Conclusion : 60
…………………………………..
Chapitre II : Synthèse d’inhibiteurs de l’ECE et chimie mise en jeu 61
1 : Choix d’une référence pour nos travaux : 65
2 : Synthèse racémique de notre référence et travail de relation structure activité: 77
3 : Etude physico-chimique de molécules dérivées de nos produits : 116
4 : Synthèse d’une plateforme β-aminophosphonate : 140
5 : Conclusions : 151
…………………………………..
10
Chapitre III : Résultats pharmacologiques 152
1 : Description de différents types de test : 158
2 : Résultats pharmacologiques obtenus pour la molécule (±) 1 : 167
3 : Etude de relation structure-activité : 168
4 : Conclusions et perspectives : 185
…………………………………..
Conclusion générale 191
…………………………………..
Bibliographie 194
…………………………………..
Annexe 201
11
Introduction générale
12
En 1985, la découverte de l’endothéline, un puissant vasoconstricteur, a donné lieu à
un grand nombre de travaux pour déterminer son rôle dans des physiopathologies humaines.
Suite à la caractérisation de ce peptide et de sa biosynthèse, des agonistes et des antagonistes
des récepteurs du système endothélial ainsi que des inhibiteurs de l’enzyme spécifique, notée
ECE, entrant en jeu dans l’étape finale du processus biosynthétique de ce peptide, ont été
obtenus. Durant le présent travail de thèse, nous nous sommes surtout intéressés à la synthèse
de molécules potentiellement inhibitrices de cette enzyme.
Dans un premier chapitre, nous décrirons cette famille de peptides, sa biosynthèse et
les agents mis en jeu au cours de celle-ci, ainsi que le système endothélial global. Pour ce
faire, nous nous intéresserons aux précurseurs de ce peptide, aux différents récepteurs du
système ainsi qu’aux isoformes de l’enzyme de conversion de l’endothéline. Puis, nous
décrirons les différentes maladies dans lesquelles l’endothéline est impliquée avant de
présenter plus particulièrement les différents types d’inhibiteurs décrits dans la littérature. Un
acide aminophosphonique a été choisi comme molécule chef de file parmi l’ensemble des
composés de la littérature afin de construire notre travail de synthèse chimique et de relation
structure-activité.
Dans un second chapitre, nous motiverons notre choix avant de nous intéresser plus
particulièrement à la synthèse de ce produit et de différents analogues. Nous étudierons les
caractéristiques de la fonction amine portée par cette famille de composés par le biais d’une
étude physico-chimique, cette fonction ayant curieusement présenté une réactivité chimique
limitée. Nous terminerons cette partie par la description de la mise au point d’une réaction
tricomposante conduisant à l’obtention de β-aminophosphonates diversement substitués au
départ d’aldéhyde.
Enfin, dans un troisième chapitre, après avoir décrit les tests usuels pour l’évaluation
de l’efficacité des composés vis-à-vis de l’ECE, nous nous intéresserons aux données
13
pharmacologiques obtenues pour nos propres ligands en nous attachant plus particulièrement
aux conséquences structurales qui en découlent.
14
Chapitre I :
Système de l’endothéline et inhibition de l’enzyme de
conversion de l’endothéline (ECE)
15
Sommaire du chapitre I
1.1 : Présentation du système de l’endothéline : 17
1.1.1 : Découverte de l’endothéline : 18
1.1.2 : Biosynthèse des ETs : 21
1.1.2.1 : les gènes encodant les ETs : 21
1.1.2.2 : les précurseurs des big ETs : 23
1.1.2.3 : les big ETs : 24
1.1.2.4 : les ETs : 25
1.1.3 : Les récepteurs du système endothéline : 29
1.1.3.1 : le récepteur ETA : 29
1.1.3.2 : le récepteur ETB : 31
1.1.3.3 : Agonistes et antagonistes de ces récepteurs : 32
1.1.4 : L’enzyme de conversion de l’endothéline : 34
1.1.4.1 : L’ECE-1 : 39
1.1.4.2 : L’ECE-2 : 40
1.1.4.3 : L’ECE-3 : 41
1.2 : Rôle physiopathologique de l’endothéline endogène : 41
1.2.1 : L’hypertension : 42
1.2.2 : L’hypertension pulmonaire : 42
1.2.3 : L’insuffisance rénale aigüe : 43
1.2.4 : Les lésions du cerveau et les vasospasmes cérébraux : 44
1.2.5 : L’épaississement vasculaire : 44
1.2.6 : L’hypertrophie cardiaque : 45
1.2.7 : Insuffisance cardiaque chronique : 45
1.2.8 : Conclusion : 46
16
1.3 : Les inhibiteurs de l’enzyme de conversion de l’endothéline : 46
1.3.1 : Les chélatants du zinc : 48
1.3.2 : Les inhibiteurs peptidiques : 48
1.3.3 : Les produits naturels : 49
1.3.4 : Les molécules organiques portant une fonction chélatante : 51
1.3.4.1 : Fonction chélatante phosphorée : 51
1.3.4.1.1 : Les phosphoramidates : 51
1.3.4.1.2 : Les phosphonamides : 52
1.3.4.1.3 : Les acides phosphiniques : 53
1.3.4.1.4 : Les acides aminophosphoniques : 54
1.3.4.2 : Les thiols : 56
1.3.4.3 : Les acides hydroxamiques : 56
1.3.4.4 : Les acides carboxyliques : 58
1.3.5 : Les composés plus exotiques : 59
1.4 : Conclusion : 60
17
Durant le présent travail, nous nous sommes attachés à la synthèse de molécules
pouvant inhiber l’enzyme de conversion de l’endothéline (ECE) et à leur évaluation
pharmacologique dans le but de mener à bien une étude de relation structure-activité. Nous
allons commencer ce manuscrit en détaillant le système endothélial afin de comprendre
comment ces composés agissent sur cette enzyme et quelles peuvent être leurs applications
thérapeutiques.
1.1 : Présentation du système de l’endothéline :
Des peptides endogènes vasoactifs agissent à travers une grande variété de
mécanismes sur le contrôle du tonus vasculaire et du flux sanguin périphérique.1,2 Certains de
ces peptides, comme l’angiotensine II, la vasopressine, le neuropeptide Y et l’endothéline sont
de puissants vasoconstricteurs agissant sur les muscles lisses et sur le système nerveux
central.3 Une large gamme de vasodilatateurs peptidiques endogènes, comme l’ANP, la
bradykinine, les neurokinines ou encore la substance P, agissent de manière concertée avec les
peptides vasoconstricteurs pour maintenir l’équilibre homéostatique.
Les cellules endothéliales libérent des substances vasoactives régulant le tonus
vasculaire et les fonctions plaquettaires. L’endothélium, produisant des substances
vasoconstrictives en réponse à des stimuli variés aussi bien chimiques que physiques, a alors
été proposé comme participant à la vasoconstriction.4
La découverte de l’endothéline-1 (ET-1), un puissant vasoconstricteur peptidique
libéré par les cellules endothéliales, a redonné un grand attrait à ces facteurs.
1 Said S. I. Vasoactive peptides. Hypertension 1983, 5, 17-26.2 Moine M. C., Ralevic V., Burnstock G. Peptides and vasomotors mechanisms. Pharmacol. Ther. 1990, 46,429-468.3 Doherty A. M. Endogenous vasoactive peptides. Annu. Rep. Med. Chem. 1991, 26, 83-92.
18
1.1.1 : Découverte de l’endothéline :5
En 1985, Hickey et ses collaborateurs ont reporté l’existence d’un facteur
vasoconstricteur peptidique dans des milieux conditionnés de culture cellulaire endothéliale
bovine.6 La purification et l’identification de ce facteur ont donc été faites en 1987 : c’est un
peptide constitué de vingt et un acides aminés incluant quatre cystéines formant deux ponts
disulfures intramoléculaires. Ce peptide a été nommé endothéline (ET) (fig. 1).7
Figure 1 : Séquence peptidique de l’ET.
L’endothéline a été décrite comme un vasoconstricteur très puissant caractérisé par un
temps d’action très long. Elle a été initialement notée comme induisant une augmentation de
la pression sanguine ce qui suggérait qu’elle était impliquée dans les mécanismes de
régulation de la pression sanguine. Il a été montré ensuite qu’elle jouait un rôle physiologique
fondamental dans cette dernière chez l’homme.8
Par la suite, le gène de l’ET humain a été identifié et cela a permis de révéler
l’existence de deux autres gènes de la même famille qui sont exprimés dans différents tissus et
4 Whittle B. J., Lopez B. J., Rees D. D. Modulation of the vasodepressor actions of acetylcholine, bradykinin,substance P and endothelin in the rat by a specific inhibitor of nitric oxide formation. Br. J. Pharmacol. 1989,89, 646-654.5 Masaki T. The discovery of endothelins. Cardiovasc. Res. 1998, 39, 530-533.6 Hickey K. A., Rubanyi G., Paul R. J., Highemith R. F. Characterization of a coronary vasoconstrictor producedby cultures endothelial cells. Am. J. Physiol. 1985, 248, C550-C556.7 Yanagisawa M., Kurihara H., Kimura S. A novel potent vasoconstrictor peptide produced by vascularendothelial cells. Nature 1988, 332-415.8 Haynes W. H., Ferro O. J., O’kane K. P. J., Somerville D., Lowax C. C., Webbs J. D. Systemic endothelinreceptor blockade decreases peripheral vascular resistance and blood pressure in humans. Circulation 1996, 93,1860-1870.
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
13
COOH
NH2
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
13
COOH
NH2
19
cellules.9 Ce peptide a été renommé ET-1, ayant été découvert en premier, et les deux autres
respectivement ET-2 et ET-3 (fig. 2).
Figure 2 : Séquence peptidique des ETs.
L’analyse de la séquence du cADN de l’ET a révélé qu’il est produit par un
précurseur, noté préproendothéline. Après le déplacement du signal peptidique au début de la
biosynthèse conduisant au proET, ce nouveau précurseur est coupé par une endopeptidase
spécifique (de type furine) pour conduire à une forme intermédiaire inactive, nommée big-ET.
Celle-ci est à nouveau coupée par une enzyme, notée enzyme de conversion de l’endothéline
(ECE) pour donner l’ET (fig. 3).
9 Inoue A., Yanagisawa M, Kimura S. The human endothelin family : three structurally and pharmacologicallydistinct isopeptides predicted by three separate genes. Proc. Natl. Acad. Sci. 1989, 86, 2863-2867.
13
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
13
COOH
NH2ET-1
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerTrp
Leu
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp COOH
NH2 ET-2
Asp
CysThrCys
Cys Cys
PheThrTyrLys
AspLys Glu Val Tyr Lys His Leu Ile Ile Trp
13
COOH
NH2 ET-3
13
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
13
COOH
NH2ET-1
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
13
COOH
NH2
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
13
COOH
NH2ET-1
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerTrp
Leu
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp COOH
NH2 ET-2
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerTrp
Leu
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp COOH
NH2 ET-2
Asp
CysThrCys
Cys Cys
PheThrTyrLys
AspLys Glu Val Tyr Lys His Leu Ile Ile Trp
13
COOH
NH2 ET-3
Asp
CysThrCys
Cys Cys
PheThrTyrLys
AspLys Glu Val Tyr Lys His Leu Ile Ile Trp
13
COOH
NH2 ET-3
20
Figure 3 : Biosynthèse de l’ET-1.10
Des études ont montré que trois isoformes de l’ECE existent notées respectivement
ECE-1, ECE-2 et ECE-3.11,12,13
De même, deux récepteurs (ETA et ETB) ont également été découverts, comportant
68% d’homologie entre eux.14,15 Nous voyons donc que ce système est composé d’un grand
10 Gray G. A., Webb D. J. The endothelin system and its potential as a therapeutic target in cardiovasculardisease. Pharmacol. Ther. 1996, 72, 109-148.11 Shimada K., Takahashi M., Ikeda M., Tanzawa K. Identification and characterization of two isoformes of anendothelin-converting enzyme-1. FEBS Lett. 1995, 371, 140-144.12 Emoto N., Yanagisawa M. Endothelin-converting enzyme-2 is a membrane bound phosphoramidon-sensitivemetalloprotease with acidic pH optimum. J. Biol. Chem. 1995, 270, 15262-15268.13 Hasegawa H. Hiki K., Sawamura T. Purification of a novel endothelin-converting enzyme specific for bigendothelin-3. FEBS Lett. 1998, 428, 304-308.14 Arai H., Hori S., Aramori I., Ohkubo H., Nakanishi S. Cloning and expression of a cDNA encoding anendothelin receptor. Nature 1990, 348, 730-732
Arg-Arg
Arg-Arg
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
introns
exons I II III IV V5’ 3’
Gène ET-1
Promoteurs
Transcription mArn ET-1
3’5’
Traductionprepro ET-1
COOHNH217-18 52-53 90-91 2121
Lys-Arg
Sécrétion à partir du noyau pro ET-1
COOHNH2
Lys-Arg
17-18 52-53 90-91 212
Protéase de type furine
Big ET-1
ECE
ET-113
11 15 21COOH
NH2
Facteurs extérieurs
Arg-Arg
Arg-Arg
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
introns
exons I II III IV V5’ 3’
Gène ET-1
Promoteurs
Transcription mArn ET-1
3’5’
Traductionprepro ET-1
COOHNH217-18 52-53 90-91 2121
Lys-Arg
Sécrétion à partir du noyau pro ET-1
COOHNH2
Lys-Arg
17-18 52-53 90-91 212
Protéase de type furine
Big ET-1
ECE
ET-113
11 15 21COOH
NH2
Facteurs extérieurs
21
nombre d’éléments auxquels nous allons nous intéresser dans la suite de ce chapitre, en
commençant par ceux impliqués dans la biosynthèse des ETs.
1.1.2 : Biosynthèse des ETs :
Nous allons nous intéresser plus particulièrement à la première partie du schéma
représenté figure 3, c'est-à-dire à la génération des précurseurs des ET-1. Les explications qui
vont suivre porteront principalement sur l’ET-1 pour deux raisons. Tout d’abord, c’est ce
peptide qui est principalement exprimé dans les cellules endothéliales. De plus, dans le cadre
de cette thèse, nos travaux vont porter sur des inhibiteurs de l’ECE.
1.1.2.1 : les gènes encodant les ETs :10,16
Les premières descriptions de l’ET-1 et le clonage du cADN encodant pour le
précurseur préproET-1 ont rapidement conduit à l’identification d’au moins trois séquences de
gènes encodant pour des séquences de type Ets.9 En fait, ces séquences encodent pour les
préproET-2 et -3 en plus du préproET-1. Dans le génome humain, le gène de l’ET-117 se
trouve sur le chromosome 6, celui de l’ET-218 sur le 1 et celui de l’ET-3 sur le 20.19
Cependant, c’est le mARN de l’ET-1 qui semble le plus exprimé. En effet, il est obtenu dans
un grand nombre de tissus comme les cellules endothéliales de la veine ombilicale, dans le
15 Sakumi T., Yanagisawa M., Takuwa Y. Cloning of a cDNA encoding a non-isopeptide-selective subtype ofthe endothelin receptor. Nature 1990, 348, 782.16 Goto K., Hama H., Kasuya Y. Molecular pharmacology and pathophysiological significance of endothelin. Jp.J. Pharmacol. 1996, 72, 261-290.17 Bloch K. D., Freidrich S. P., Lee M. E., Eddy R. L., Shows T. B., Quetermous, T. Structural organisation andchromosomal assignment of gene encoding endothelin. J. Biol. Chem. 1989, 264, 10851-10857.18 Bloch K. D., Hong C. C., Eddy R. L., Shows T. B., Quetermous, cDNA cloning and chromosomal assignmentof the endothelin 2 gene : vasoactive intestinal contractor peptide is rat endothelin 2. Genomics 1991, 10, 236-242.19 Bloch K. D., Eddy R. L., Shows T. B., Quetermous, T cDNA cloning and chromosomal assignment of theendothelin 3. J. Biol. Chem. 1989, 264, 18156-18161.
22
pancréas, les poumons et la rate de fœtus humains, ces trois dernières localisations étant aussi
valables pour le mARN de l’ET-3 mais dans des proportions moindres. Par contre le mARN
de l’ET-2 est plus difficile à obtenir n’ayant été identifié que dans les intestins de souris.
Des facteurs extracellulaires peuvent également influencer la génération d’ET-1, aussi
bien positivement que négativement, par le biais de la libération de médiateurs intracellulaires
modulant l’étape de transcription.
Le gène ET-1 humain contient cinq exons, quatre introns et des régions terminales 5’
et 3’. Chacun des cinq exons encode une partie du preproET-1. Quelques éléments régulateurs
caractéristiques ont été trouvés dans le gène ET-1 comme les motifs de la séquence
consensuelle de liaison pour le facteur de transcription du facteur-1, quatre copies de
l’hexanucléotide CTGGGA, l’élément régulateur de la phase réactionnelle aigue, etc …20
Le facteur physiologique le plus important au niveau de la régulation de la production
et de la libération d’ET-1 à partir des cellules endothéliales semble être le flux sanguin. Une
augmentation de ce flux produit une vasodilation en mettant en jeu les recepteurs
d’évacuation du stress des cellules endothéliales, ce qui entraîne une diminution de la
concentration en mARN de l’ET-1. Une diminution de ce flux entraîne une augmentation de
l’expression de celui-ci (fig. 4).21
20 Inoue A., Yanagisawa M, Takuwa Y., Mitsui Y, Kobayashi M, Masaki T. The human préproendothéline-1gene : complete nucleotide sequence and regulation of expression. J. Biol. Chem. 1989, 264, 14954-14959.
23
Figure 4 : Mécanisme possible de régulation de la production d’ET-1 dans les cellulesendothéliales (R : récepteur de la famille des rhodopsines, G : protéine G, PLC :phospholipase C, PKC : protéine kinase C, TGF-β : Facteur de développement, TPA : 12-o-tétradécanoylphorbol-13-acétate, IP3 : inositol-1,4,5-triphosphate, DG : 1,2-diacylglycérol,AP-1 et NF-1 : facteurs de transcription).
1.1.2.2 : les précurseurs des big ETs :10,16
Les prépro ETs ont donc été obtenus à partir des mARN correspondants. En effet, à
partir des gènes encodant pour l’ET-1, l’ET-2 et l’ET-3, trois précurseurs notés
respectivement prépro ET-1, prépro ET-2 et prépro ET-3 sont obtenus. Ceux-ci sont en fait
21 Yoshizumi M., Kurihara H., Sugiyama T., Takaku F., Yanagisawa M., Masaki T., Yazaki Y. Hemodynamicshear stress stimulates endothelin production by cultured endothelial cells. Biochem. Biophys. Res. Comm. 1989,161, 859-864.
Evacuation du stressTGF-β
TPA
PIP2
PLC G
R
DG
PKC
?IP3 SR
Ca2+
NF-1 FOS/JUN
NF-1 AP-1 Gene ET-1
Perpro ET-1 mRNA AUUUA
Membrane
Noyau
ThrombineAngiotensine IIVasopressine
Mecanorécepteur
+ Transcription
Signal de dégradation post-transcriptionnelle ( - )
TGF-β
TPA
PIP2
PLC G
R
DG
PKC
?IP3 SR
Ca2+
NF-1 FOS/JUN
NF-1 AP-1 Gene ET-1
Perpro ET-1 mRNA AUUUA
Membrane
Noyau
ThrombineAngiotensine IIVasopressine
Mecanorécepteur
+ Transcription
Signal de dégradation post-transcriptionnelle ( - )
24
eux-mêmes des précurseurs des proETs permettant d’obtenir les précurseurs directs des ETs
notés big-ETs.
Ces précurseurs notés prépro ETs sont des peptides constitués de 160 à 238 acides
aminés (fig. 3). Lors de la sécrétion du préproET-1 (212 acides aminés) à partir du noyau des
cellules endothéliales vers le cytoplasme, la partie N-terminale (16 acides aminés) est clivée
pour conduire au proET-1, peptide de 196 acides aminés. Les préproET-2 et ET-3 subissent la
même étape de clivage pour conduire respectivement au proET-2 et -3.
Ce sont ces précurseurs qui subissent alors une maturation enzymatique pour conduire
aux big-ETs, peptides composés de 37 à 41 acides aminés. En effet, le proET-1 subit une
étape protéolytique mettant en jeu deux coupures entre Lys52-Arg53 et entre Arg90-Arg91 pour
conduire au peptide composé de 38 acides aminés noté big ET-1 par le biais d’une
endopeptidase spécifique des paires dibasiques.22 La furine semble être une enzyme
correspondant à ce type de clivage spécifique. Cette étape est similaire dans le cas de
l’obtention du big ET-2 et du big ET-3.
1.1.2.3 : les big ETs :
Tout d’abord, les big-ETs ont des structures similaires entre eux et proches des ETs
correspondantes (fig. 5). Malgré ces ressemblances structurales avec les ETs en particulier par
la position et le maintient des ponts disulfures entre les quatre cystéines, ces précurseurs ne
présentent aucune réelle activité biologique23,24, à l’exception du big ET-1 ayant des effets
comparables à ceux de l’ET-1 à des concentrations plus élevées.25
22 Denault J. B., Claing A., D’Orleans-Juste P., Sawamura T., Kido T., Masaki T., Leduc R. Processing ofproendothelin-1 by furin convertases. FEBS Lett. 1995, 362, 276-280.23 Yanagisawa M., Inoue A., Ishikawa T., Kasuwa Y., Kimura S., Kumagaye S. I., Nakajima K., Watanabe T.,Sakakibra S., Goto K., Masaki T., Primary structure, synthesis and biological activity of rat endothelin, anendothelium-derived vasoconstrictor peptide. Proc. Natl. Acad. Sci. 1988, 85, 6964-6968.
25
Figure 5 : Séquence peptidique des big ETs.
Parmi tous les précurseurs, c’est le big ET-1 qui est prépondérant dans le système
endothélial. D’un point de vue localisation, tous sont distribués dans une large gamme
d’organes, tels les tissus ombilicaux, le cœur, les vaisseaux, les poumons, les reins, etc…26
Ces trois précurseurs sont à nouveau coupés par une enzyme spécifique au système
endothélial, à savoir l’enzyme de conversion de l’endothéline (ECE). Celle-ci coupe dans le
cas des big ET-1 et -2 la liaison Trp21-Val22 et dans le cas du big ET-3 la liaison Trp21-Ile22
pour conduire aux peptides ET-1, ET-2 et ET-3 respectivement.
1.1.2.4 : les ETs :
24 Cade C., Lumma W. c., Mohan R., Rubanyi G. M., Parker-Bothelo L. H. Lack of biological activity ofpréproendothéline (110-130) in several endothelin assays. Life Sci. 1990, 47, 2097-2103.25 Hirata Y., Kanno K., Watanabe T., Kumagaye S., Nakajima K., Kimura T., Sakakibara S., Marumo F.Receptor binding and vasoconstrictor activity of big endothelin. Eur. J. Pharmacol. 1990, 176, 225-228.26 Kuc R. E. Immunocytochemical localization of endothelin peptides, precursors and endothelin-convertingenzyme. Methods in Molecular Biology 2001, 206, 3-19.
Leu
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
13
COOH
NH2big ET-1
AsnVal Thr Pro Glu His Val Val Pro Tyr Gly Leu Gly Ser Pro Arg Ser
13
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerTrp
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp COOH
NH2 big ET-2
Asn Thr Pro Glu Gln Thr Ala Pro Tyr Gly Leu Gly Asn Pro ProVal
Asp
CysThrCys
Cys Cys
PheThrTyrLys
AspLys Glu Val Tyr Lys His Leu Ile Ile Trp
13
NH2
NH2 big ET-3
Asn Thr Pro Glu Gln Thr Val Pro Tyr Gly Leu Ser Asn Tyr ArgIle Gly Ser Phe Arg
Leu
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
13
COOH
NH2big ET-1
AsnVal Thr Pro Glu His Val Val Pro Tyr Gly Leu Gly Ser Pro Arg SerAsp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
13
COOH
NH2big ET-1
AsnVal Thr Pro Glu His Val Val Pro Tyr Gly Leu Gly Ser Pro Arg Ser
13
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerTrp
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp COOH
NH2 big ET-2
Asn Thr Pro Glu Gln Thr Ala Pro Tyr Gly Leu Gly Asn Pro ProVal
13
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerTrp
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp COOH
NH2 big ET-2
Asn Thr Pro Glu Gln Thr Ala Pro Tyr Gly Leu Gly Asn Pro ProVal
Asp
CysThrCys
Cys Cys
PheThrTyrLys
AspLys Glu Val Tyr Lys His Leu Ile Ile Trp
13
NH2
NH2 big ET-3
Asn Thr Pro Glu Gln Thr Val Pro Tyr Gly Leu Ser Asn Tyr ArgIle Gly Ser Phe ArgAsp
CysThrCys
Cys Cys
PheThrTyrLys
AspLys Glu Val Tyr Lys His Leu Ile Ile Trp
13
NH2
NH2 big ET-3
Asn Thr Pro Glu Gln Thr Val Pro Tyr Gly Leu Ser Asn Tyr ArgIle Gly Ser Phe Arg
26
Ces trois peptides présentent donc entre eux une très forte homologie de séquence. Ils
sont tous composés de 21 acides aminés dont quatre cystéines liées deux à deux par des ponts
disulfures dans les mêmes positions et une partie C-terminale hydrophobe identique sous la
forme d’un hexapeptide. L’ET-2 ne diffère de l’ET-1 que par deux résidus amino-acides et
l’ET-3 par six. De plus, ils présentent aussi une grande ressemblance, à la fois de structure et
d’activités, avec les safarotoxines (fig. 6), famille isopeptidique isolée à partir du venin du
serpent Atractaspis engaddensis.27 Ces deux familles de peptides utilisent des récepteurs
communs pour donner lieu à de multiples effets et les safarotoxines ont été un outil pour la
caractérisation des ETs.28
Figure 6 : Les safarotoxines.
Les ETs ont un rôle important dans beaucoup de domaines, comme par exemple dans
la régulation du tonus vasculaire, dans des maladies cardiaques, en tant que vasoconstricteurs,
etc… Cependant c’est l’ET-1 qui est l’isopeptide prépondérant aussi bien en terme de
production par les cellules endothéliales qu’en terme d’activités biologiques. Mais nous
étudierons ultérieurement le rôle pathophysiologique de ce peptide endogène. Nous pouvons
tout de même voir que l’ET-1 est en partie responsable des contractions des muscles lisses
vasculaires et de la prolifération des cellules de ces mêmes muscles (fig. 7 voie b). Cet effet
27 Kloog Y., Ambar I., Sokolvky M., Kochva E., Wollberg Z. Safarotoxin, a novel vasoconstrictor peptide :phosphoinositide hydrolysis in rat heart and brain. Science 1988, 242, 268-270.
Asp
CysSerCys
Cys Cys
LysAspMetThr
AspLys Glu Leu Asn Phe His Gln Val Ile Trp
13
COOH
NH2 SX6a
Asp
CysSerCys
Cys Cys
LysAspMetThr
AspLys Glu Leu Tyr Phe His Gln Val Ile Trp
13
COOH
NH2 SX6b
Asp
CysThrCys
Cys Cys
AsnAspMetThr
AspLys Glu Leu Asn Phe His Gln Val Ile Trp
13
COOH
NH2 SX6c
Asp
CysThrCys
Cys Cys
LysAspMetThr
AspLys Glu Leu Thr Phe His Gln Ile Ile Trp
13
COOH
NH2 SX6d
Asp
CysSerCys
Cys Cys
LysAspMetThr
AspLys Glu Leu Asn Phe His Gln Val Ile Trp
13
COOH
NH2 SX6a
Asp
CysSerCys
Cys Cys
LysAspMetThr
AspLys Glu Leu Asn Phe His Gln Val Ile Trp
13
COOH
NH2 SX6a
Asp
CysSerCys
Cys Cys
LysAspMetThr
AspLys Glu Leu Tyr Phe His Gln Val Ile Trp
13
COOH
NH2 SX6b
Asp
CysSerCys
Cys Cys
LysAspMetThr
AspLys Glu Leu Tyr Phe His Gln Val Ile Trp
13
COOH
NH2 SX6b
Asp
CysThrCys
Cys Cys
AsnAspMetThr
AspLys Glu Leu Asn Phe His Gln Val Ile Trp
13
COOH
NH2 SX6c
Asp
CysThrCys
Cys Cys
AsnAspMetThr
AspLys Glu Leu Asn Phe His Gln Val Ile Trp
13
COOH
NH2 SX6c
Asp
CysThrCys
Cys Cys
LysAspMetThr
AspLys Glu Leu Thr Phe His Gln Ile Ile Trp
13
COOH
NH2 SX6d
Asp
CysThrCys
Cys Cys
LysAspMetThr
AspLys Glu Leu Thr Phe His Gln Ile Ile Trp
13
COOH
NH2 SX6d
27
peut être limité par l’apport d’AMP et de GMP cycliques dans les muscles lisses vasculaires
via respectivement la dégradation de l’acide arachidonique (AA) en prostacycline (PGI2) et la
libération de NO à partir de la L-arginine par action de la NO synthase dans l’endothélium.
De plus l’ET-1 peut lui-même initier le phénomène de relaxation par activation des récepteurs
ETB situés sur l’endothélium vasculaire (fig. 7 voies a et a’).
Un grand nombre d’étude se sont portées sur l’ET-1 afin de déterminer ses actions
biologiques. Il a été montré qu’il engendre par exemple des constrictions durables des
muscles lisses vasculaires29, des actions mitogéniques sur leurs cellules30, la libération de
facteurs de relaxation dérivés de l’endothélium31 et des vasoconstrictions de l’artère
coronaire.32 Il conduit aussi à des constrictions des muscles lisses intestinaux, de la trachée, de
l’utérus ou encore du coeur.33,34,35,36
28 Sokolovsky M. Endothelins and safarotoxins : receptor heterogeneity. Int. J. Biol. 1994, 26, 335-340.29 Fortes Z. B., de Nucci G. Garcia L. J. Effect of endothelin-1 on arterioles and venules in vivo. J. Cardiovasc.Pharmacol. 1989, 13 S 5, S200-S201.30 Hirata Y., Takagi Y., Fukuda Y., Marumo F. Endothelin is a potent mitogene for rat vascular smooth musclecells. Artherosclerosis. 1989, 78, 225-288.31 De Nucci G., Thomas G. R., D’Orleans-Juste P., Antunes E., Walder C., Warner T. D., Vane J. R. Pressoreffects of circulating endothelin are limited by its removal in the pulmonary circulation and by the release ofprostacycline and endothelium-derived relaxing factor. Proc. Natl. Acad. Sci. 1988, 85, 9797-9800.32 Fukuda K., Hori S., Kusuhara M., Satoh T., Kyotani S., Handa S., Nakamura Y., Oono H., Yamaguchi K.Effect of endothelin as a coronary vasoconstrictor in the Langendorff-perfused rat heart. Eur. J. Pharmacol.1989, 165, 301-304.33 Han S. P., Trapani A. J., Fok K. F., Westfall T. C., Knuepfer M. M.. Effects of endothelin on regionalhemodynamics in conscious rats. Eur. J. Pharmacol. 1989, 159, 303-305.34 Moravec C. S., Reynolds E. E., Stewart R. W., Bond M.. endothelin is a positive inotropic agent in human andrat heart in vitro. Biochem. Biophys. Res. Comm. 1989, 159, 14-18.35 Ishikawa T., Yanagisawa M., Kimura S., Goto K., Masaki T. Positive chronotropic effects of endothelin, anovel endothelium-derived vasoconstrictor peptide. Pflugers Arch. 1988, 413, 108-110.
28
Figure 7 : Action de l’ET-1 sur les muscles lisses vasculaires.10
Il permet également d’augmenter le taux de neurotransmetteurs libérés dans les tissus
nerveux.37 Au niveau des reins, il inhibe la formation de rénine38 et fait diminuer le flux
36 Winquist R. J., Scott A. L., Vlasuk G. P. Enhanced release of atrial natriuretic factor of endothelin in atriafrom hypertensive rats. Hypertension 1989, 14, 111-114.37 Reid J. J., Wong D. H., Rand M. J. The effect of endothelin on noradrenergic transmission in rat and guinea-pig atria. Eur. J. Pharmacol. 1989, 168, 93-96.38 Rakugi H., Nakamaru M., Saito H., Higaki J., Ogihara T. Endothelin inhibits rennin release from isolated ratglomureli. Biochem. Biophys. Res. Comm. 1988, 155, 1244-1247.
ETB ETB
ETBETA
ET-1 ET-1
ET-1
ET-1
AA
PGI2
cyclooxygenase
cAMP
relaxation
endothélium
muscle lissevasculaire
CONTRACTIONprolifération
L-arginine
NONO synthase
cGMP
relaxation
big ET-1ECE
big ET-1
proET-1préproET-1ETB ETB
ETBETA
ET-1 ET-1
ET-1
ET-1
AA
PGI2
cyclooxygenase
cAMP
relaxation
endothélium
muscle lissevasculaire
CONTRACTIONprolifération
L-arginine
NONO synthase
cGMP
relaxation
big ET-1ECE
big ET-1
proET-1préproET-1
--
(a) (a’)
(b)
29
sanguin et l’excrétion urinaire de Na+ et K+.39 Enfin, au niveau des glandes surrénales, il
stimule la biosynthèse d’aldostérone40 et la libération de catécholamine.41
Nous avons relevé que pour certains de ces effets, des récepteurs spécifiques sont mis
en jeu, nous allons donc brièvement les étudier avant de nous intéresser à l’ECE et à ses
différentes isoformes.
1.1.3 : Les récepteurs du système endothéline :42
Deux sous-types de récepteurs, notés ETA et ETB, permettant l’activité biologique des
ETs, ont été identifiés et clonés43, ceux-ci appartenant tous les deux à la famille des récepteurs
couplés à la protéine G. Leur taille est de 45000 à 50000 daltons et leurs localisations sont
assez variées. Ils présentent une structure classique de récepteurs couplés à la protéine G, à
savoir sept hélices transmembranaires séparées par trois boucles extracellulaires et trois
boucles cytoplasmiques avec une région C-terminale cytoplasmique et une région N-terminale
extracellulaire relativement longue. Leur séquence peptidique présente environ 50%
d’homologie, les principales différences étant localisées dans le domaine N-terminal, dans la
partie C-terminale et dans les boucles extracellulaires.44
1.1.3.1 : le récepteur ETA :
39 Topouzis S., Pelton J. T., Miller R. C. effects of calcium entry blockers on contraction evoked by endothelin-1.[Ala3,11]endothelin-1 and [Ala1,15]endothelin-1 in rat isolated aorta Br. J. Pharmacol. 1989, 98, 669-677.40 Cozza E. N., Gomez S. C., Foecking M. F., CHiou S. Endothelin binding to cultured calf adrenal zonaglomerulosa cells and stimulation of aldosterone secretion. J. Clin. Invest. 1989, 84, 1032-1035.41 Boarder M. R., Marriott D. B. Characterization of endothelin-1 stimulation of catecholamine release fromadrenal chromaffin cells. J. Cardiovasc. Pharmacol.. 1989, 13 S5, S223-S224.42 Giannessi D., Del Ry S., Vitale R. L. The role of endothelins and their receptors in heart failure. Phamacol.Res. 2001, 43, 111-126.43 Hosada K., Nakao K., Arai H., Nagakawa O., Hosada K., Suga S., Nakanishi S., Imura H. Molecular cloningof a non-isopeptide-selective human endothelin receptor. Biochem. Biophys. Chem. Comm. 1991, 178, 248-255.44 Rubany G. M., Polokoff M. A. Endothelins : molecular biology, biochemistry, pharmacology, physiology andpathophysiology. Pharmacol. Rev. 1994, 46, 325-415.
30
Le gène encodant pour ce récepteur est localisé sur le chromosome 445 et le cADN
correspondant code pour un peptide constitué de 427 acides aminés.46 La structure de ce
récepteur est donc classique (fig. 8).
Figure 8 : Structure de l’ETA.
Le mARN de ce récepteur est fortement exprimé dans les cellules des muscles lisses et
dans les myocytes cardiaques alors qu’il ne l’est pas dans les cellules endothéliales.43 Il
permet l’action vasoconstrictive de l’ET-1. Ce récepteur est préférentiellement activité par
l’ET-1, plus faiblement par l’ET-2 et pas du tout par l’ET-3, il reconnaît en fait la partie N-
terminale des peptides ETs, ce qui explique en partie la non reconnaissance de l’ET-3 se
différenciant des deux autres par des changements sur cette zone.
45 Hosada K., Nakao K., Tamura N., Arai H., Ogawa Y., Suga S., Nakanishi S., Imura H. Organization, structure,chromosomal assignment and expression of the human endothelin-A receptor. J. Biol. Chem. 1992, 267, 18797-18804.
H2N D N P E R Y S T N L S NHV
DDF S L E T G R F T T FV L N T P Q H T T V LS P L
QQ P C N N H M S G N
TKITSAFK
Y I NT V I S
C T IF I V G
M V GN A T L
L R II
YQN
K C M R
NP
GN
V F KL P I N
V I DL I I V
L G DA S L A
L L
A L I
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D H N DF
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K S SV G I T
V L NL C A L
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M P V S T M LT G NK W Q I SN
Q D H N
NHN T M NK D SD R S S H COOH
H2N D N P E R Y S T N L S NHV
DDF S L E T G R F T T FV L N T P Q H T T V LS P L
QQ P C N N H M S G N
TKITSAFK
Y I NT V I S
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M V GN A T L
L R II
YQN
K C M R
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V F KL P I N
V I DL I I V
L G DA S L A
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G
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V
K L FP F L Q
K S SV G I T
V L NL C A L
S VD
I II
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VA
SW
S R V QGI
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IIIF V M
E A I GA I P
S F I LW I L
I V S I
P F
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KT M L N A T SC
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W W L FG F Y
F C M PL V C
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M
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L S E HR I AL
KL
QR
R
VE
TKA
K K TS R I L
L H LC W F P
F A LL V V I
V Y
V F C
V VI
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ME
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LLS
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F L LL M D Y
I G IN L A T
M N SC I N P
I AV
LY F
VII
S
NK
KF
K
CFQSC
S C C C CS Q YKL
M P V S T M LT G NK W Q I SN
Q D H N
NHN T M NK D SD R S S H COOH
Site extracellulaire
Site intracellulaire
31
La présence de facteurs de développement épidermaux, de facteurs de développement
des fibroblastes, d’AMP cyclique ou d’oestrogènes favorise l’activité de ce récepteur alors
que celle de l’angiotensine ou de facteurs de développement dérivés des plaquettes provoque
l’effet contraire.
L’ETA est largement distribué dans les vaisseaux ombilicaux, la glande
parathyroïdique, le myométrium, les bronches, l’artère pulmonaire, la peau, le myocarde, le
système atrioventriculaire, l’artère coronarienne, l’utérus, le cerveau, l’aorte, les poumons et
l’estomac. Il est également présent mais de manière moins importante que l’ETB dans le foie,
le système surénalien et les reins.47
1.1.3.2 : le récepteur ETB :
Le gène encodant pour ce récepteur est localisé sur le chromosome 1348 et le cADN
correspondant code pour un peptide constitué de 442 acides aminés.49 La structure de ce
récepteur est très proche de celle de l’ETA puisqu’elle présente entre 55 et 64% d’homologie.
Le mARN de ce récepteur est le plus fortement exprimé dans les cellules endothéliales où il
permet la vasodilatation (fig. 7 voies a et a’).43 Il est aussi exprimé dans les muscles lisses
vasculaires où il accentue le phénomène de vasoconstriction obtenu par le biais de l’ETA (fig
7. voie b).
Ce récepteur n’est pas sélectif pour les ETs ni pour les safarotoxines. Il reconnaît en
fait la partie C-terminale, peu différente, de ces peptides. La présence de facteurs de
46 Adachi M., Yang Y. Y., Furuichi Y., Watanabe T. Cloning and characterization of cDNA encoding human A-type endothelin receptor. Biochem. Biophys. Chem. Comm. 1991, 180, 1265-1272.47 Cheng X. M., Nikam S. S., Doherty A. M. Development of agents to modulate the effects of endothelin.Current Med. Chem. 1994, 1, 271-312.48 Arai H., Nakao K., Takaya K., Hosada K., Ogawa Y., Nakanishi S., Imura H. The human endothelin Breceptor gene. Structural organization and chromosomal assignment. J. Biol. Chem. 1993, 268, 3463-3470.49 Elshourbagy N. A., Korman D. R., Wu H. L., Sylvester D. R., Lee J. A., Nuthalaganti P., Bergsma D. J.,Kumar C. S., Nambi P. Molecular characterization and regulation of the human endothelin receptors. J. Biol.Chem. 1993, 268, 3873-3879.
32
développement des fibroblastes, d’hormone natriurétique de type C ou d’angiotensine II
favorise son activité alors que celle d’AMP cyclique ou de catécholamine la limite.
L’ETB est largement distribué dans le placenta, le cortex rénal, la glande
parathyroïdique, les bronches, le cœur, le foie, la peau, le myocarde, le système
atrioventriculaire, l’artère coronarienne, l’hippocampe, le cerveau, le corps spinal, les reins et
dans le système surénalien. Il est également présent mais de manière moins importante que
l’ETA dans l’aorte, les poumons et l’estomac.47
1.1.3.3 : Agonistes et antagonistes de ces récepteurs :
Quelques travaux ont abouti à l’obtention d’agonistes sélectifs ou non de ces deux
récepteurs. Ceux-ci se sont, pour la plupart, inspirés des séquences peptidiques des ETs et des
safarotoxines (fig 9).
Figure 9 : Agonistes des récepteurs ETA et ETB.
Asp
AlaSerAla
Ala Ala
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
13
COOH
NH2ET-1[Ala 1,3,11,15]
Asp
CysThrCys
Cys Cys
AsnAspMetThr
AspLys Glu Leu Asn Phe His Gln Val Ile Trp
13
COOH
NH2 SX6c
AspAla AlaGlu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp COOH
N-Acetyl-ET-1[10-21, Ala 11,15]
AcHN
AspAla AlaMet Asp Lys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp COOHAcHN
BQ-3020
Leu
COOHAspAla AlaMet Asp Lys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile TrpH2N
ET-1[6-21, Ala 11,15]
Leu
Asp
AlaSerAla
Ala Ala
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
13
COOH
NH2ET-1[Ala 1,3,11,15]
Asp
AlaSerAla
Ala Ala
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
13
COOH
NH2ET-1[Ala 1,3,11,15]
Asp
CysThrCys
Cys Cys
AsnAspMetThr
AspLys Glu Leu Asn Phe His Gln Val Ile Trp
13
COOH
NH2 SX6c
Asp
CysThrCys
Cys Cys
AsnAspMetThr
AspLys Glu Leu Asn Phe His Gln Val Ile Trp
13
COOH
NH2 SX6c
AspAla AlaGlu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp COOH
N-Acetyl-ET-1[10-21, Ala 11,15]
AcHN AspAla AlaGlu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp COOH
N-Acetyl-ET-1[10-21, Ala 11,15]
AcHN
AspAla AlaMet Asp Lys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp COOHAcHN
BQ-3020
Leu AspAla AlaMet Asp Lys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp COOHAcHN
BQ-3020
Leu
COOHAspAla AlaMet Asp Lys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile TrpH2N
ET-1[6-21, Ala 11,15]
Leu COOHAspAla AlaMet Asp Lys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile TrpH2N
ET-1[6-21, Ala 11,15]
Leu
33
Malgré le fait qu’ils puissent avoir des actions biologiques variées comme par exemple
des activités vasorelaxantes ou encore vasoconstrictives, ces composés ont davantage été
utilisés comme outils pharmacologiques qu’à des fins thérapeutiques.50,51,52,53 De plus,
l’utilisation de versions radiomarquées de ces molécules, comme par exemple le [125I]BQ-
3020, ont permis de localiser précisément ces récepteurs.54
Beaucoup plus d’équipes ont cherché à obtenir des antagonistes sélectifs ou non de ces
récepteurs dans un but thérapeutique afin de bloquer par exemple les effets vasoconstricteurs
de l’ET-155, les spasmes cérébrovasculaires suivant des hémorragies sub-arachnoïde, et pour
réguler les maladies cardiaques ischémiques, l’hypertension pulmonaire ou encore les
problèmes rénaux56 ou encore les contractions de l’artère coronaire.56 Ces antagonistes
peuvent être des peptides, naturels ou non, ou des molécules non peptidiques (fig 10).
Ces différentes molécules ont aussi permis de mieux comprendre les différences entre
ces récepteurs.
50 Saeki T., Ihara M., Fukuroda T., Yamagiwa M., Yano M. [Ala1,3,11,15]Endothelin-1 analogs with ETB agonisticactivity. Biochem. Biophys. Res. Comm. 1991, 179, 286-292.51 Saeki T., Ihara M., Fukuroda T., Yano M. Structure-activity relationsgip for ETB agonism in truncatedendothelin-1 analogs. Biochem. Int. 1992, 28, 305-312.52 Heyl D. L., Cody W. L., He J. X., Flynn M. A., Welch K. M., Reynolds E. E., Doherty A. M. Truncatedanalogs of endothelin and safarotoxin are selective for ETB receptor subtype. Pep. Res. 1993, 6, 238-241.53 Kitazumi K., Shiba T., Nishiki K.,Furukawa Y., Takasaki C., Tasaka K. Vasodilatator effects of safarotoxinsand endothelin-1 in spontaneously hypertensive rats and rat isolated perfused mesentery. Biochem. Pharmacol.1990, 40, 1843-1847.54 Kobayashi M., Ihara M., Sato N., Saeki T., Ozaki S., Ikemoto F., Yano M. A novel ligand [125I] BQ-3020,reveals the localization of endothelin ETB receptors. Eur. J. Pharmacol. 1993, 235, 95-100.55 Spinella M. J., Malik A. B., Everitt J., Andersen T. T. Design and Synthesis of a Specific Endothelin 1Antagonist: Effects on Pulmonary Vasoconstriction Proc. Natl. Acad. Sci. 1991; 88: 7443-7446.56 Wilson C., Hargreaves R. B. Inhibition of the pharmacological effects of endothelin. Progress in Med. Chem.1994, 31, 371-410.
34
Asp
SerCys
Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe
His Leu Ile Ile Trp
3
COOHNH
O
ONHNH2
O
N NH
O
O
NH
NH
O
O
N
N
N N
SO
O
OH O
O O
O
O OH
OH
N
FFF
O
O
OH
Asp
SerCys
Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe
His Leu Ile Ile Trp
3
COOHNH
O
ONHNH2
O
Asp
SerCys
Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe
His Leu Ile Ile Trp
3
COOHNH
O
ONHNH2
O
N NH
O
O
NH
NH
O
O
N
N
N N
SO
O
OH O
O O
O
O OH
OH
N
FFF
O
O
OH
Figure 10 : Antagonistes des récepteurs ETA et ETB.
1.1.4 : L’enzyme de conversion de l’endothéline :
Les peptides ETs sont obtenus à partir des précurseurs big ETs par clivage de la
liaison Trp21-Val22 (ET-1 et ET-2) ou Trp21-Ile22 (ET-3) par action d’une enzyme spécifique,
notée enzyme de conversion de l’endothéline. Plusieurs études ont été faites pour déterminer à
quelle famille enzymatique appartient l’ECE, plusieurs possibilités ont été proposées comme
les protéinases de type chymotrypsine7,57, de type sérine58, de type aspartique59,60,61, de type
thiol62 ou encore les métalloprotéases.
57 Takaoka M., Miyata Y., Takenobu Y., Ikegawa R., Matsumura Y., Morimoto S. Mode of cleavage of pig bigendothelin-1 by chymotrypsin. Production and degradation of mature endothelin-1. Biochem. J. 1990, 270, 541-544.58 Wypij D. M., Nichols J. S., Novak P. J., Stacy D. L., Berman J., Wiseman J. S. Role of mast cell chymase inthe extracellular processing of big endothelin-1 to endothelin-1 in the perfused rat lung. Biochem. Pharmacol.1992, 43, 845-853.59 Takaoka M., Takenobu Y., Miyata Y., Ikegawa R., Matsumura Y., Morimoto S. Pepsin, an aspartic protease,converts porcine big endothelin-1 to 21-residue endothelin. Biochem. Biophys. Res. Comm. 1990., 166, 436-442.60 Takaoka M., Hukumori Y.., Shiragami K., Ikegawa R., Matsumura Y., Morimoto S. Proteolitic processing ofporcine big endothelin-1 catalyzed by cathepsin D. Biochem. Biophys. Res. Comm. 1990., 173, 1218-1223.
35
La clé de l’identification de l’ECE comme étant une métalloprotéase réside dans
l’utilisation du [(N-α-rhamnopyranosyl-oxy-hydroxy-phosphinyl)-Leu-Trp], inhibiteur
puissant et spécifique de la thermolysine et de la E-24.11 (NEP), deux peptidases au zinc (fig
11).
Figure 11 : (N-α-rhamnopyranosyl-oxy-hydroxy-phosphinyl)-Leu-Trp (Phosphoramidon).
De nombreuses études ont montré que le phosphoramidon était capable d’inhiber la
conversion du big ET-1 en ET-1 dans des cultures cellulaires à des concentrations
micromolaires et ainsi la production d’ET-1 dans les cellules endothéliales.63,64, Ces résultats
ont conduit à la possibilité que l’ECE soit structurellement et catalytiquement similaire à la
NEP avec une affinité plus faible pour le phosphoramidon.
L’activité optimale de l’enzyme de conversion de l’endothéline est obtenue à pH
neutre. Elle est membranaire et inhibée par les chélatants métalliques (EDTA et EGTA) et
insensible aux inhibiteurs des autres classes de protéases.65 D’autres travaux ont permis de
montrer que l’on retrouvait cette activité dans des fractions cytosoliques et membranaires64
61 Bird J. E., Waldron T. L., Little D. K., Asaad M. M., Dorso C. R., DiDonato G., Norman J. A. The effects ofnovel cathepsin E inhibitors on the big endothelin pressor response in conscious rats. Biochem. Biophys. Res.Comm. 1992., 182, 224-231.62 Deng Y., Savage P., Shetty S. S., Martin L. L., Jeng A. Y. Identification and partial purification of a thiolendothelin-converting enzyme from porcine aortic endothelial cells. J. Biochem. 1992, 111, 346-351.63 Ikegawa R., Matsumura Y., Tsukahara Y., Takaoka M., Morimoto S. Phosphoramidon, a metalloproteinaseinhibitor, suppresses the secretion of endothelin-1 from culture endothelila cells by inhibiting a big endothelin-1converting enzyme. Biochem. Biophys. Res. Comm. 1990, 171, 669-675.64 Takada J., Okada K., Ikenaga T., Matsuyama K., Yano M. Phosphoramidon-sensitive endothelin convertingenzyme in the cytosol of cultured bovine endothelial cells. Biochem. Biophys. Res. Comm. 1991, 176, 860-865.65 Ohnaka, K. ; Takayanagi, R. ; Yamauchi, T. ; Okazaki, H. ; Ohashi, M. ; Umeda, F. ; Nawata, H. Identificationand characterization of endothelin converting activity in cultures bovine endothelial cells. Biochem. Biophys.Res. Commun 1990, 168, 1128-1136
O
O PO
OHNH
NH
O
O
OH
NH
OHOH
OH O
O PO
OHNH
NH
O
O
OH
NH
OHOH
OH O
O PO
OHNH
NH
O
O
OH
NH
OHOH
OH O
O PO
OHNH
NH
O
O
OH
NH
OHOH
OH
36
ainsi que dans des cellules de muscles lisses66 et dans les leucocytes polymorphonucléaires
humains.67
L’ECE a été purifiée à partir de préparations microsomiales de poumon de rat68,
d’endothélium aortique de porc69, de cortex surénalien bovin70 et de lignées cellulaires
endothéliales humaines transformées.71 Ces purifications ont rapidement conduit au clonage
moléculaire et au séquençage de cette enzyme. La topologie prévue de cette protéine est la
suivante (fig. 12).72
66 Hioki, Y. ; Okada, K. ; Ito, H. ; Matsuyama, K. ; Yano, M. Endothelin converting enzyme of bovine carotidartery smooth muscle cells. Biochem. Biophys. Res. Commun 1991, 174, 446-451.67 Sessa, W. C. ; Kaw, S. ; Hecker, M. ; Vane, J. R. The biosynthesis of endothelin-1 by humanpolymorphonuclear leukocytes. Biochem. Biophys. Res. Commun 1991, 174, 613-618.68 Takahashi, M. ; Matsushita, Y. ; Iijima, Y. ; Tanzawa, K. Purification and characterization of endothelin-converting enzyme from rat lung. J. Biol. Chem. 1993, 268, 21394-21398.69 Ohnaka, K. ; Takayanagi, R. ; Nishikawa, M. ; Haji, M. ; Nawata, H. Purification and characterization of aphosphoramidon-sensitive endothelin-converting enzyme in porcine aortic endothelium. J. Biol. Chem. 1993,268, 26759-26766.70 Xu D., Emoto N., Giaid A., Slaughter C., Kaw S., deWit D., Yanagisawa M. ECE-1 : a membrane-boundmetalloprotease that catalyzes the proteolytic activation of big endothelin-1. Cell 1994, 78, 473-458.71 Edgell C. J. S., McDonald C. C., Graham J. B. Permanent cell line expressing human factor VIII-relatedantigen established by hybridization. Proc. Natl. Acad. Sci. 1983, 80, 3734-3737.72 Takahashi M., Fukada K., Shimada K., Branes K., Turner A. J., Ikeda M., Koike H., Yamamoto Y., TanzawaK. Localization of rat endothelin-converting enzyme to vascular endothelila celles and some secretory cells.Biochem J. 1995, 311, 657-665.
37
C C
Zn Zn
S S
N N
Domaine catalytiqueHydrophile 681 résidus
Segmenttransmembranaire21 résidusDomainecytoplasmique51 à 56 résidus
C C
Zn Zn
S S
N N
Domaine catalytiqueHydrophile 681 résidus
Segmenttransmembranaire21 résidusDomainecytoplasmique51 à 56 résidus
Figure 12 : Topologie de l’ECE.
Sur cette figure, nous pouvons voir que l’ECE est représentée sous la forme d’un
dimère réalisé par des ponts disulfures, mais le nombre et la localisation de ces liaisons n’ont
pas été déterminés. La présence de dix sites de glycosylation potentiels sur chaque monomère
dans le domaine extracellulaire est aussi remarquable. L’ECE est une protéine membranaire
intégrale de type II avec une partie cytoplasmique N terminale petite, un domaine
transmembranaire hydrophobe et un large domaine extracellulaire contenant le site catalytique
ainsi que le motif HEXXH typique des peptidases au zinc.73
73 Jongeneel C. V., Bouvier J., Bairoch A. A unique signature identifies a family of zinc-dependantmetallopeptidase. FEBS. Lett. 1989, 242, 211-214.
38
L’ECE est une protéine fortement glycosylée avec dix sites de glycosylation N-liés.
Elle présente de grandes homologies avec la NEP surtout dans la partie C terminale.74 Elle
contient de plus un cluster formé de quatre résidus cystéine au sein d’une chaîne peptidique de
32 acides aminés juste après le domaine transmembranaire. Il existe différentes sous-unités
d’ECE différant seulement par leurs domaines cytoplasmiques. Par contre toutes les formes de
l’ECE présentent une homologie supérieure à 95% au niveau du domaine extracellulaire.
L’expression de la protéine est forte dans les poumons, le pancreas, le placenta, les
glandes surrénales, les ovaires et les testicules.70,75 L’ARN messager de l’ECE dans les
cellules endothéliales vasculaires est présent dans un grand nombre de tissus, tels le cœur, les
poumons, le foie, le cerveau, le pancréas, les reins et les glandes surrénales.70 On note que
l’ECE est relativement bien distribuée, ce qui découle de la large distribution du prépro-ET-1.
Cela contraste avec la NEP dont la distribution est plus faible, à savoir assez forte dans les
reins, les intestins et quelques cellules du système immunitaire, mais peu représentée dans les
autres tissus.76 L’ECE, la NEP et l’ACE sont présentes dans les cellules reproductrices mâles
et femelles mais on ignore leurs fonctions physiologiques dans ces cellules.
Les études sur l’ECE à partir de cellules et de tissus variés révèlent quelques
caractéristiques distinctes de sa spécificité. Dans tous les cas, la conversion de la big ET se
limite à la formation d’endothéline et aucune autre dégradation n’est visible. Aucun autre
peptide biologiquement actif ni aucun autre précurseur n’ont été décrit comme substrat de
l’ECE. L’activité de l’ECE partiellement purifiée à partir de cellules humaines est décrite
74 Lee S., Zambas E. D., Marsh W. L., Redman C. M. Molecular cloning and primary structure of kell bloodgroup protein. Proc. Natl. Acad. Sci. 1991, 88, 6353-6357.75 Schmidt, M. ; Kröger, B. ; Jacob, E. ; Seulberger, H. ; Subkowski, T. ; Otter, R. ; Meyer, T. ; Schmalzing, G. ;Hillen, H. Molecular characterization of human and bovine endothelin-converting enzyme (ECE-1). FEBS Lett.1994, 356, 238-243.76 Howell, S. ; Murray, H. ; Scott, C. S. ; Turner, A. J. ; Kenny, A. A highly sensitive e.l.i.s.a. for endopeptidase24.11, the common acute-lymphoblastic-leukaemia antigen (CALLA, CD-10) applicates to material of procineand human origin. J. Biochem. J. 1991, 278, 417-421.
39
comme dégradant plus efficacement le big ET-1 humaine que le big ET-2, il n’y a pas
d’activité notable pour le big ET-3.77
Le phosphoramidon inhibe la conversion de big ET-1 administrée de manière exogène
en ET-1.78 Depuis que l’ECE a été trouvée dans les cellules des muscles lisses, l’hypothèse
d’une conversion immédiate après la sécrétion de big ET-1 par les cellules endothéliales ou à
la surface des muscles lisses dans le voisinage des récepteurs de l’endothéline a été étudiée.
Ce dernier concept est confirmé par le fait que la suppression de l’endothélium n’affecte pas
l’effet vasoconstricteur du big ET-1 dans les artères mesentériques du rat, ni l’inhibition par le
phosphoramidon.79 Cependant, le big ET-1 peut être obtenu par une autre voie à partir de son
précurseur exogène et d’autres données conduisent à conclure que la conversion du big ET-1
en ET-1 se fait de manière intracellulaire. La biologie cellulaire de formation de l’endothéline
est donc controversée.
Le séquençage du cADN a conduit à l’obtention de deux enzymes de conversion
notées respectivement ECE-1 et ECE-2, présentant 59% d’homologie et clivant
préférentiellement le big ET-1.12,75 Une troisième forme, nommée ECE-3 a été ensuite
purifiée à partir des microsomes d’iris bovins clivant préférentiellement le big ET-3. Mais
c’est l’ECE-1 qui est prédominante chez l’homme.13
1.1.4.1 : L’ECE-1 :
77 Waxman, L. ; Doshi, K. P. ; Gaul, S. L. ; Wang, S. ; Bednar, R. A. ; Stern, A. M. Identification andcharacterization of endothelin converting activity from EAHY 926 cells : evidence dor the physiologicallyrelevant human enzyme. Arch. Biochem. Biophys. 1994, 308, 240-253.78 Corder, R. ; Vane, J. R. Radioimmunoassay evidence that the pressor effect of big endothelin-1 is due to localconversion to endothelin-1. Biochem. Pharmacol. 1995, 49, 375-380.79 Hisaki, K. ; Matsumura, Y. ; Nishiguchi, S. ; Fujita, K. ; Takaoka, M. ; Morimoto, S. Endotheliumindependent pressor effect of big endothelin-1 and its inhibition by phosphoramidon in rat mesenteric artery.Eur. J. Pharmacol. 1993, 241, 75-81.
40
Quatre isoformes ont été décrits pour cette forme de l’ECE notés ECE-1a/β11,80, ECE-
1b11,80, ECE-1c/α81 et ECE-1d.82 . Ces quatre isoformes présentent une grande homologie
mais se différencient principalement par les résidus amino-acides de la partie N-terminale de
leur séquence. L’ECE-1a,-1b, -1c et -1d sont respectivement constituées de 758, 770, 754 et
767 acides aminés.80,81 Tous sont obtenus à partir du même gène localisé sur le chromosome 1
mais quatre promoteurs différents sont mis en jeu.80,83,84
C’est l’ARN messager de l’ECE-1c qui est le plus exprimé au sein par exemple des
cellules endothéliales des muscles lisses, des cellules de la veine ombilicale ou encore des
bronches. Celui de l’ECE-1a est lui aussi relativement bien distribué dans les cellules
endothéliale de la veine ombilicale. Par contre l’ARN messager de l’ECE-1b et de l’ECE-1d
sont très faiblement exprimés, ne représentant à eux deux que moins de 10% de l’expression
totale de ces mARN. D’un point de vue activité, aucune différence notable n’a été obtenue
pour la dégradation du big ET-1 en ET-1 par ces quatre isoformes mais un optimum d’activité
est obtenu à pH neutre.
Enfin, leur localisation varie. En effet, l’ECE-1a est distribuée abondamment dans les
membranes plasmiques et dans des compartiments intracellulaires, alors que l’ECE-1b ne l’est
que dans ces derniers. De même, l’ECE-1c se trouve de manière relativement abondante dans
les membranes plasmiques ainsi qu’en surface des cellules endothéliales. L’ECE-1d, peu
80 Valdenaire O., Rohrbacher E., Mattei M. G. Organization of the Gene Encoding the Human Endothelin-converting Enzyme (ECE-1). J. Biol. Chem. 1995, 270, 29794-29798.81 Schweizer A., Valdenaire O., Nelböck P., Deuschle U., Dumas Milne Edwards J. B., Stumpf J. G., Loffler B.M. Human endothelin-converting enzyme (ECE-1): three isoforms with distinct subcellular localizationsBiochem. J. 1997, 328, 871-877.82 Valdenaire O., Lepailleur-Enouf D., Egidy G., Thouard A., Barret A., Vranckx R., Tougard C., Michel J. B. Afourth isoform of endothelin-converting enzyme (ECE-1) is generated from an additional promoter. Molecularcloning end characterization. Eur. J. Biochem. 1999, 264, 341-349.83 Matsuoka R., Sawamura T., Yamada K., Yoshida M., Furutani Y., Ikura T., Shiraki T., Hoshikawa H.,Shimada K., Tanzawa K., Masaki T. Human endothelin converting enzyme gene (ECE1) mapped tochromosomal region 1p36.1. Cytogenet Cell Genet. 1996, 72, 322-324.
41
distribuée, se trouve en surface des cellules endothéliales, dans les cellules de l’appareil de
Golgi et dans les structures endosomiales.72,81,85
L’ECE-1 n’ayant pas été cristallisée, la modélisation de cette enzyme n’a pas été
possible. Par contre, de par son homologie avec l’enzyme de conversion de l’angiotensine et
avec la NEP, des modèles ont été proposés par différentes équipes pour cette enzyme.86
1.1.4.2 : L’ECE-2 :
Cette isoforme de l’ECE présente des caractéristiques similaires à celles
précédemment décrites pour l’ECE-1, elle coupe préférentiellement le big ET-1. Cependant,
au lieu de présenter un optimum d’activité à pH neutre, un pH plus acide (pH=5,5) est
nécessaire. Sur le plan Structural, l’ECE-1 et l’ECE-2 présentent 60% d’homologie, l’ECE-2
conservant 9 sites de glycosylation et les quatre résidus cystéines. Cependant, l’ECE-2 n’agit
que de manière intracellulaire et est beaucoup moins exprimée que l’ECE-1. Plusieurs
isoformes ont aussi été découvertes pour l’ECE-2, notés ECE-2a et ECE-2b, provenant
comme pour l’ECE-1 d’un gène unique porté par le chromosome 3. Les cADN de l’ECE-2a et
de l’ECE-2b comportent respectivement 787 et 765 acides aminés.87 Ceux-ci sont localisés
uniquement dans les neurones et dans les zones enrichies en neuropeptides du système
nerveux central.88
84 Albertin G., Rossi G. P., Majone F., Tiso N., Mattara A., Danieli G. A., Pessina A. C., Palù G. Fine Mappingof the Human Endothelin-Converting Enzyme Gene by Fluorescent in Situ Hybridization and Radiation Hybrids.Biochem. Biophys. Res. Comm. 1996, 221, 682-687.85 Azarani A., Boileau G., Crine P. Recombinant human endothelin-converting enzyme ECE-1b is located in anintracellular compartment when expressed in polarized Madin–Darby canine kidney cells. Biochem. J. ,1998,333, 439-448.86 Bur D., Dale G. E., Oefner C. A three dimensional model of endothelin-converting enzyme (ECE) base donthe X-ray structure of neutral endopeptidase 24.11 (NEP). Protein Engineering. 2001, 14, 337-341.87 Lorenzo M. N., Khan R. Y., Wang Y., Tai S. C., Chan G. C., Cheung A. H., Marsden P. A. Human endothelinconverting enzyme-2 (ECE2) : characterization of mRNA species and chromosomal localization. Biochim.Biophys. Acta 2001, 1522, 46-52.88 Mzhavia N., Pan H., Che F. Y., Frickers L. D., Devi L. A. Characterization of endothelin-converting enzyme-2. Implication for a role in the nonclassical processing of regulatory peptides. J. Biol. Chem. 2003, 278, 14704-14711.
42
1.1.4.3 : L’ECE-3 :13
Cette isoforme clive préférentiellement le big ET-3 en ET-3 et pas le big ET-1
contrairement aux deux précédents. Elle est beaucoup moins distribuée, n’étant présente que
dans les globes oculaires et dans quelques régions du cerveau. Un optimum d’activité a été
décrit pour un pH de 6,6. Peu d’études ont été faites sur cette isoforme, mais celles-ci ont
permis de montrer que la chaîne peptidique la caractérisant est plus longue que celle des deux
autres.
Maintenant que la biosynthèse des ETs a été décrite, intéressons nous aux diverses
activités physiologiques qu’ils engendrent. Pour toute la suite de ce chapitre, nous
commettrons un abus de langage en remplaçant l’ET-1 par l’ET.
1.2 : Rôle physiopathologique de l’endothéline endogène :
Malgré un grand nombre d’études sur les fonctions de l’endothéline, son rôle
physiologique au niveau du système cardiovasculaire reste peu clair.
Elle agit sur les muscles lisses pour augmenter la résistance vasculaire périphérique.
Elle induit, dans des muscles cardiaques isolés, des contractions et exerce ainsi une action
inotrope positive puissante. De plus, elle induit aussi des actions chronotropes positives via
les récepteurs ETB et négatives via les récepteurs ETA. Son administration par voie
intraveineuse conduit à une chute transitoire de la pression sanguine suivie d’une réponse
pressorielle, ce qui s’explique pour la dépression par la libération de facteurs relaxants à partir
de l’endothélium et pour la réponse pressorielle par l’action directe de l’endothéline sur les
muscles lisses.
43
1.2.1 : L’hypertension :
L’endothéline cause de puissantes vasoconstrictions et une augmentation prolongée de
la pression sanguine. Ainsi, l’endothéline endogène est considérée comme un médiateur du
tonus vasculaire et de la circulation sanguine dans certaines régions du corps à la manière
d’une hormone circulante.
Cette implication dans l’hypertension peut être liée à une surproduction ou à une
mauvaise dégradation de ce peptide, à une sensibilité accrue des cellules des muscles lisses
vasculaires pour l’endothéline89, à une augmentation des sécrétions de médiateurs
neurohumoraux (norepinephrine, vasopressine, angiotensine II, etc…) régulant la pression
sanguine ou encore à une diminution de la production des médiateurs vasodilatateurs (NO,
prostacycline, ANP, etc…)90. Aucune relation n’a pu cependant être mise en évidence entre le
taux d’endothéline dans le plasma et la gravité de l’hypertension.91 L’utilisation
d’antagonistes des récepteurs de l’endothéline est controversée mais elle a permis d’observer
des hypotensions significatives et durables.
1.2.2 : L’hypertension pulmonaire :
Cette maladie correspond à une détérioration progressive des poumons caractérisée par
une augmentation du tonus vasculaire pulmonaire, par une vasoréactivité, une prolifération
accrue des cellules des muscles lisses vasculaires pulmonaires conduisant à une forte
augmentation de la résistance vasculaire pulmonaire et à une hypertrophie progressive du
89 Vanhoutte P. M. Is endothelin involved in the pathogenesis of hypertension? Hypertension 1993, 21, 747-758.90 Richard V., Hogie M., Cloezl M., Loffler B. M., Thuillez C. In vivo evidence of an endothelin-inducedvasopressor tone after nitric oxyde synthesis in rats. Circulation 1995, 91, 771-775.91 Battistini B. D’Ortleans-Juste P., Sirois P. Biology of diseases, endothelin : circulating plasma levels andpresence in other biological fluids. Lab. Invest. 1993, 6, 600-628.
44
ventricule droit.92 Elle est associée à une augmentation du taux d’endothéline dans le plasma
en forte corrélation avec la gravité de la maladie.93 Elle engendre une augmentation de
l’expression de l’ARN messager de l’endothéline dans les cellules endothéliales vasculaires
pulmonaires.
1.2.3 : L’insuffisance rénale aigüe :
L’insuffisance rénale aigüe se caractérise par une diminution du flux sanguin rénal
associée ou non à des disfonctionnements des reins.94 L’endothéline, étant un puissant
vasoconstricteur rénal, réduit à la fois le flux sanguin rénal et la vitesse de filtration
glomérulaire.95 Les patients, souffrant de cette maladie, présentent un taux élevé
d’endothéline dans le plasma et dans les tissus rénaux. L’usage d’antagonistes des récepteurs
de l’endothéline a permis d’atténuer la détérioration des fonctions rénales, les
dégénérescences des tubulures et l’accumulation de calcium dans les mitochondries sur des
rats souffrant d’occlusion rénale.96,97,98
92 Heath D., Smith P., Gosney J., Mulcahy D., Fox K., Yacoub M., Harris P. The pathology of the early and latestages of primary-pulmonary hypertension. Br. Heart J. 1987, 58, 204-213.93 Yoshibayashi M., Nishioka K., Nakao K., Saito Y., Matsumura M., Ueda T., Temma S., Shirakami G., ImuraH., Mikawa H. Plasma endothelin concentrations in patients with pulmonary hypertension associated withcongenital heart defects-evidence for increase production of endothelin in pulmonary circulation. Circulation1991, 84, 2280-2285.94 Brezis M., Epstein F. H. Cellular mechanisms of acute ischemic injury in the kidney. Annu. Rev. Med. 1993,44, 27-37.95 Nord E. P. Renal actions of endothelin. Kidney Int. 1993, 44, 451-463.96 Gellai M., Jugus M., Fletcher T., DeWolf R., Nambi P. Reversal of postischemic acute renal failure with aselective endothelin A receptor antagonist in the rat. J. Clin. Invest. 1994, 93, 900-906.97 Kon V., Badr K. F. Endothelin and cyclosporine nephrotoxicity. Ren. Fail. 1992, 14, 345-350.
45
1.2.4 : Les lésions du cerveau et les vasospasmes cérébraux :
Un aspect pathophysiologique plus rare de l’endothéline réside dans son action au
niveau du processus de cicatrisation des lésions du système nerveux central. L’endothéline
libérée dans les tissus lésés exerce une activité mitogène sur les astrocytes favorisant ainsi la
cicatrisation.16
Les vasospasmes cérébraux après une hémorragie subarachnoïde se caractérisent par
des contractions persistantes des muscles lisses artériels engendrant des changements
organiques au niveau des parois des vaisseaux.99 Le taux d’endothéline des sujets atteints par
ces vasospasmes est élevé aussi bien dans le plasma que dans les fluides cérébrospinaux.
L’utilisation d’antagoniste des récepteurs de l’endothéline a permis de limiter ces
vasospasmes.100
1.2.5 : L’épaississement vasculaire :
L’endothéline cause la prolifération des cellules des muscles lisses vasculaires, des
cellules endothéliales capillaires et des fibroblastes.101,102,103. Outre ces actions mitogéniques,
une action synergique existe entre l’endothéline et une large variété de facteurs de
développement, incluant par exemple l’insuline ou l’angiotensine II. Celle-ci permet
98 Brooks D. P., Ohlstein E. H., Contino L. C., Storer B., Pullen M., Caltabiano M., Nambi P. Effects ofnifedipine on cyclosporine A-induced nephrotoxycity, urinary endothelin excretion and renal endothelin receptornumber. Eur. J. Pharmacol. 1991, 194, 115-117.99 Findlay J. M., Weir B. K. A., Kanamaru K., Epinosal F. Endothelin and the production of cerebral vasospasmin dogs. Biochem. Biophys. Res. Comm. 1989, 25, 736-746.100 Itoh S., Sakaki T., Asai A., Kuchino Y. Prevention of delayed vasospasm by an endothelin ETA receptorantagonist, BQ-123 : change of the ETA receptor mRNA expression in a canine subarachnoid hemorrhage model.J. Neurosurg. 1994, 81, 759-764.101 Janakidevi K., Fisher M. A., Del Vecchio P. J., Tiruppathi C., Figge J., Malik A. B. Endothelin 1 stimulatesDNA synthesis and proliferation of pulmonary artery smooth muscle. Am. J. Physiol. 1992, 263, C1295-C1301.102 Shichirei M., Hirata Y., Nakajima T., Ando K., Imai T., Yanagisawa M., Maski T., Marumo F. Endothelin-1is an autocrine-paracrine growth factor for human cancer cell lines. J. Clin. Invest. 1991, 87, 1867-1871.
46
d’augmenter la synthèse et la sécrétion de glycoprotéines, de la trombospondine et de la
ténascine, ce qui conduit à la modification des constituants extracellulaires dans les tissus
cardiovasculaires.104
1.2.6 : L’hypertrophie cardiaque :
L’hypertrophie semble être une réponse fondamentale du cœur lui permettant de
s’adapter à une surcharge de travail imposé. Elle résulte en l’augmentation du dépôt de
protéines matricielles extracellulaires et en un important remodelage des interstices
cardiaques résultant alors en la diminution de la conformité myocardiale.
L’utilisation d’antagonistes des récepteurs de l’endothéline a permis de prévenir
l’hypertrophie cardiaque chez le rat, suggérant que l’endothéline peut jouer un rôle crucial
contre le développement d’hypertrophie myocardiale.105,106
1.2.7 : Insuffisance cardiaque chronique :
Des antagonistes des récepteurs de l’endothéline ont été utilisés sur des patients
présentant des arrêts cardiaques chroniques, maladie souvent accompagnée d’une forte
concentration d’endothéline dans le plasma.107
103 Takuwa N., Takuwa Y., Yanagisawa M., Yamashita K., Masaki T. A novel vasoactives peptide endothelinstimulates mitogenesis through inositol lipid turnover in Swiss 3T3 fibroblasts. J. Biol. Chem. 1989, 264, 7856-7861.104 Hahn A. W., Resink T. J., Kern F., Buhler F. R. Peptide vasoconstrictors, vessel structure, and vascularsmooth muscle cell proliferation. J. Cardiovasc. Pharmacol. 1993, 22 S5, S37-S43.105 Yorikane R., Sakai S., Miyauchi T., Sakurai T., Sugishita Y., Goto K. Increased production of endothelin-1 inthe hypertrophied rat heart due to pressure overload. FEBS Lett. 1993, 332, 31-34.106 Miyauchi T., Yorikane R., Sakai S., Sakurai T., Okada M., Nishikibe M., Yanao M., Yamaguchi I., SugishitaY., Goto K. Contribution of endogenous endothelin-1 to the progression of cardiopulmonary alterations in ratswith monocrotaline-induced pulmonary hypertension. Circ. Res. 1993, 73, 887-897.107 Kiowski W., Sutsch G., Hunziker P., Muller P., Kim J., Oechslin E., Schmitt R., Jones R., Bertel O. Evidencefor endothelin-1-mediated vasoconstriction in severe chronic heart failure. Lancet 1995, 346, 732-736.
47
L’augmentation du taux d’endothéline semble provoquer des lésions au niveau du
myocarde conduisant à une aggravation progressive des défaillances de celui-ci pouvant aller
jusqu’à des arrêts cardiaques chroniques.108,109
1.2.8 : Conclusion :
En plus de ses actions cardiovasculaires puissantes, l’endothéline cause aussi la
contraction des muscles lisses non vasculaires comme ceux des intestins, de la trachée, des
bronches, de l’utérus ou encore de la prostate. Elle peut aussi stimuler la libération de
neuropeptides, d’hormones pituitaires et d’ANP ainsi que la biosynthèse d’aldostérone ou la
modulation de la libération de neurotransmetteurs. Elle a aussi des actions mitogènes
provoquant la prolifération et l’hypertrophie des muscles lisses vasculaires, des myocytes
cardiaques, des muscles lisses des bronches et des fibroblastes. Elle induit de plus
l’expression de plusieurs proto-oncogènes.
Toutes ces actions peuvent jouer un rôle dans l’arrêt cardiaque chronique,
l’insuffisance rénale, l’hypertension, les vasospasmes cérébraux et l’hypertension pulmonaire.
1.3 : Les inhibiteurs de l’enzyme de conversion de l’endothéline :
L’ECE-1 étant l’enzyme prépondérante de notre système, nous allons à nouveau faire
un abus de langage en utilisant les termes inhibition de l’ECE pour l’inhibition de l’ECE-1 et
inhibiteurs de l’ECE pour les inhibiteurs de l’ECE-1.
Les inhibiteurs de l’ECE, et plus particulièrement le phosphoramidon, ont montré une
certaine efficacité dans des modèles animaux variés de maladies cardiovasculaires, rénaux ou
108 OmLand T., Lie R. T., Aakvaag A., Arsland T., Dickstein K. Plasma endothelin determination as a prognosticindicator of 1-year mortality after acute myocardial infarction. Circulation 1994, 89, 1573-1579.109 Stawski G., Olsen U. B., Grande P. Cytotoxic effect of endothelin-1 during ‘stimulated’ ishaemia in culturedmyocytes. Eur. J. Pharmacol. 1991, 201, 123-124.
48
du système nerveux central avec des résultats comparables à ceux obtenus pour les
antagonistes sélectifs ou non des récepteurs ETA et ETB de l’endothéline. L’utilisation du
phosphoramidon a entraîné des améliorations dans le traitement de l’hypertension pulmonaire,
de l’infarctus du myocarde ou encore de l’insuffisance rénale sur l’animal. Cependant, à cause
de la faible durée d’action et de la mauvaise biodisponibilité orale du phosphoramidon, le
développement d’inhibiteurs de l’ECE ayant de meilleures caractéristiques dans ces deux
domaines pourrait être très intéressant.110,111
Des applications prometteuses pour ces composés résident dans le traitement de
l’hypertension, de l’hypertension pulmonaire, des arrêts cardiaques chroniques et plus
particulièrement des vasospasmes cérébraux qui ne connaissent pour l’instant aucun
traitement réellement efficace.
Des inhibiteurs mixtes de l’enzyme de conversion de l’angiotensine II (ACE) et de la
NEP sont déjà connus pour être d’excellents agents de traitement des arrêts cardiaques
congestifs et des insuffisances rénales chroniques. Des inhibiteurs mixtes de ces deux
enzymes et de l’ECE pourraient donc avoir des caractéristiques très intéressantes. Cependant,
l’utilisation d’inhibiteurs mixtes de l’ACE et de la NEP conduit à des taux élevés de
bradykinine, un puissant bronchoconstricteur. L’utilisation d’inhibiteurs triples est donc
problématique pour des patients asthmatiques, d’où l’intérêt d’obtenir des inhibiteurs sélectifs
de l’ECE.
Intéressons nous aux composés décrits dans la littérature pour ce type d’activité.
Plusieurs familles de composés peuvent être discernées comme par exemple les chélatants
métalliques, les inhibiteurs peptidiques, les produits naturels, les composés organiques portant
une fonctionnalité comprenant un atome de phosphore, un thiol, un acide hydroxamique ou un
110 Jeng A. Y., De Lombaert S. Endothelin converting enzyme inhibitors. Current Pharmaceutical Design 1997,3, 597-614.111 Jeng A. Y. Therapeutic potential of endothelin converting enzyme inhibitors. Exp. Opin. Ther. Patents 1997,7, 1283-1295.
49
acide carboxylique comme fonction chélatante du zinc. Commençons par les composés les
plus simples, à savoir les chélatants du zinc.
1.3.1 : Les chélatants du zinc :
Tableau 1 : Chélatants du zinc.110
Composé Structure CI 50 (µM) ECE
Ratio des CI 50 ECE Phosphoramidon /
composé
I 82 0,005
II 30 0,013
III 5,1 0,078
IV EDTA 0,5 0,77
SHSH
OH
SHSH
NSH
C’est la déplétion de l’atome de zinc par les composés I à IV qui leur confère une
activité inhibitrice de l’ECE. Cependant, celle-ci est irréversible ce qui pose des problèmes
d’effets secondaires importants.
1.3.2 : Les inhibiteurs peptidiques :
Comme la substitution des acides aminés de configuration L du big ET-1, mis en jeu
lors du clivage par l’ECE, par leur homologue de configuration D est connue pour conduire à
des composés inhibiteurs et comme le big ET-1 (16-38) est clivé par l’ECE quatre fois plus
50
vite que le big ET-1 lui-même, les composés [D-Val22]-big ET-1 (16-38)112 et [D-Trp21]-big
ET-1 (16-38) ont été étudiés. Le premier s’est avéré être un candidat intéressant inhibant
l’ECE avec une CI50 de 280 µM mais le second ne présente qu’un faible pourcentage
d’inhibition pour une concentration millimolaire.110
D’autres analogues tronqués du big ET-1, comme le [Phe22]-big ET-1 (19-37)113,
[Phe21]-big ET-1 (18-34) ou le [Ala31]-big ET-1 (18-34)114, ont aussi conduit à de bonnes
caractéristiques inhibitrices.
1.3.3 : Les produits naturels :
Au niveau des inhibiteurs de l’ECE isolés à partir de sources naturelles, ce sont les
composés V et VI qui sont les plus puissants avec des CI50 pour l’ECE respectives ayant pour
valeurs 79 nM et 140 nM (tableau 2).115,116 De plus, ces composés présentent une très bonne
sélectivité pour l’inhibition de l’ECE par rapport à la NEP.
112 Morita A., Nomizu M., Okitsu M., Horie K., Yokogosji H., Roller P. P. D-Val22 containing human bigendothelin-1 analog, [D-Val22]Big ET-1 (16-38), inhibits the endothelin converting enzyme. FEBS Lett. 1994,353, 84-88.113 Claing A., Neugebauer W., Yano M., Rae G. A., D’Orleans-Juste P. [Phe22]-Big ET-1 (19-37) : a new andpotent inhibitor of the endothelin-converting enzyme. J. Cardiovasc. Pharmacol. 1995, 26 S3, S72-S74.114 Liu W., Takayanagi R., Ito T., Oba K., Nawata H. [Phe21]big ET-1 (18-34) and [Ala31]big ET-1 (18-34)inhibit the human endothelin-converting enzyme-1 (ECE-1) expressed in CHO-K1 cells in a different fashion.FEBS. Lett. 1997, 420, 103-106.115 Yoshimura S., Tsurumi Y., Takase S., Okuhara M. WS75624 A and B, new endothelin converting enzymeinhibitors isolated from Saccharotrix sp No. 75624. I. Taxonomy, fermentation, isolation, physico-chemicalproperties and biological activities. J. Antibiotics 1995, 48, 1066-1072.
51
Tableau 2 : Produits naturels.
116 Tsurumi Y., Fujie K., Nishikawa M., Kiyoto S., Okuhara M. Biological and pharmacological properties ofhighly selective new endothelin converting enzyme inhibitor WS79089B isolated from Streptosporangiumroseum No. 79089. J. Antibiotics 1995, 48, 169-174.
Composé Structure CI 50 (µM)ECE
Ratio des CI50 ECEPhosphoramidon /
composé
Ratio des CI50
ECE / NEP
V 0,079 2,3 0,024
VI 0,14 3,5 0,0014
VII 0,9 1 0,013
VIII 2,1 ND ND
IX 2,9 ND ND
OHS
N
N
MeO OMe
COOH
O
O OH
OH
OH
OH
OHCOOH
OMe
OH
S
NO
S
ON
OHC CHOOH
HO 3S
HO 3S
N O
OH
O
O
OHOH
O
HOOC
52
Le composé VII, bien que présentant une activité moins forte, reste pourtant
intéressant de par sa sélectivité.117 De même, les composé VIII et IX présentent aussi des
caractéristiques inhibitrices intéressantes.118,119
Toutes ces molécules sont comparables au phosphoramidon en terme d’activité
inhibitrice mais sont, pour la plupart, plus sélectives. Elles apportent des renseignements
structuraux sur le site actif de l’ECE, bien que leur mode de liaison reste peu clair. Ceci est
accentué par le fait qu’elles aient peu de points communs et surtout pas de fonction chélatante
commune.
1.3.4 : Les molécules organiques portant une fonction chélatante :
1.3.4.1 : Fonction chélatante phosphorée :
Le phosphoramidon est l’inhibiteur de référence pour l’ECE. Il contient une fonction
phosphoramidate chélatant le zinc. A partir de sa structure, en faisant varier le degré
d’oxydation du noyau phosphore et ses substituants, différentes familles de composés porteurs
d’un atome de phosphore ont été décrites comme inhibiteurs de l’ECE (par exemple d’autres
phosphoramidates, des phosphonamides, des acides phosphiniques et des acides
aminophosphoniques).
1.3.4.1.1 : Les phosphoramidates :
117 Takaichi S., Tuchiya N., Sato A., Negishi T., Takamatsu Y., Matsushita Y., Watanabe T., Iijima Y.,Haruyama H., Kinoshita T., Tanaka M., Kodama K. B-90063, a novel endothelin converting enzyme inhibitorfrom a new marine bacterium, Blastobacter sp SANK 71894. J. Antibio. 1998 51, 805-815.118 Patil A. D., Freyer A. J., Breen A., Carte B., Johnson R. K. Halistanol disulfite B, a novel sulfated sterol fromthe sponge Pachastrella sp : Inhibitor of endothelin converting enzyme. J. Nat. Prod. 1996, 59, 606-608.
53
Les composés XI et XII n’ont pas permis d’améliorer les caractéristiques inhibitrices
du phosphoramidon mais ont permis d’obtenir des renseignements structuraux comme par
exemple le fait que le remplacement du rhamnosyle du phosphoramidon par une chaîne
aliphatique hydrophile peut être envisagé (tableau 3).
Tableau 3 : Phosphoramidates.111
Composé Structure CI 50 (µM) ECE
Ratio des CI 50 ECE Phosphoramidon /
composé
Ratio des CI 50
NEP / ECE
X Phosphoramidon 1,2 1 0,025
XI 48 0,03 ND
XII 6 0,2 ND
NH
NH
OOH
O
NH
PO
OHO
NH
NH
OOH
O
NH
PO
OHOOH
OH
1.3.4.1.2 : Les phosphonamides :
119 Asai Y., Nonaka N., Suzuki S. I., Nishio M., Takahashi K., Shima H., Ohmori K., Ohnuki T., Komatsubara S.TMC-66, a new endothelin converting enzyme produced by Streptomyces sp. A5008. J. Antibio. 1999, 52, 607-612.
54
Cette famille de composés présente en général des potentiels inhibiteurs meilleurs que
celui obtenu avec le phosphoramidon. En effet, les composés XIII, XIV et XV sont
respectivement 6, 1,5 et 17 fois plus puissant que le phosphoramidon (tableau 4).111,120
Tableau 4 : Phosphonamides.
Composé Structure CI 50 (µM) ECE
Ratio des CI 50 ECE Phosphoramidon /
composé
Ratio des CI 50
NEP / ECERatio des CI 50
ACE / ECE
XIII 0,55 6,4 0,036 0,72
XIV 2,4 1,5 0,077 2
XV 0,003 17 2 ND
NH
NH
NH
OOH
O
PO
OH
NH
NH
OPO
OH
ClCl
NH
OHO
NH
NH
NH
OOH
O
PO
OH
Cependant l’intérêt thérapeutique de ce type de composés est souvent limité à cause de
leur forte labilité chimique de la liaison phosphore-azote en milieu acide.
1.3.4.1.3 : Les acides phosphiniques :
120 Kukkola P. J., Savage P., Sakane Y., Berry J. C., Bilci N. A., Ghai R. D., Jeng A. Y. Differential structure-activity relationships of phosphoramidon analogues for inhibition of three metalloproteases : endothelin-converting enzyme, neutral endopeptidase, and angiotensin-converting enzyme. J. Cardiovasc. Pharmacol.1995, 26 S3, S65-S68.
55
Ces composés sont plus stables que les phosphonamides ce qui leur confère un plus
grand intérêt thérapeutique. Cependant, bien qu’ils présentent pour la plupart des profils
inhibiteurs pour l’ECE assez intéressants, ils ne permettent pas d’obtenir une sélectivité vis-à-
vis de l’ACE et de la NEP (tableau 5).
Tableau 5 : Acides phosphiniques.111,121,122
Composé Structure CI 50 (µM) ECE
Ratio des CI 50 ECE Phosphoramidon /
composé
Ratio des CI 50
ECE / NEP
XVI 0,025 4 0,2
XVII 0,07 7,1 0,8
XVIII 0,05 10 0,9
NH
NH
OOH
OPN
HO
OHO
NH
SO
O
NH
O
O
NH
NH
OOH
OPN
HO
OHO
NH
SO
O
NH2
NH
NH
OOH
OPN
HO
OHO
NH
NH2
O
O2N
1.3.4.1.4 : Les acides aminophosphoniques :
121 Chackalamannil S., Chung S., Stamford A. W., McKittrick B. A., Wang Y., Tsai H., Cleven R., CzarnieckiM. Highly potent and selective inhibitors of endothelin converting enzyme. Bioorg. Med. Chem. Lett. 1996, 6,1257-1260.122 McKittrick B. A., Stamford A. W., Weng X., Ma K., Chackalamannil S., Czarniecki M., Cleven R. M., FawziA. B. Design and synthesis of phosphonic acids that triply inhibit endothelin converting enzyme, angiotensinconverting enzyme and neutral endopeptidase 24.11. Bioorg. Med. Chem. Lett. 1996, 6, 1629-1634.
56
Ce type de composé a été étudié afin d’éliminer le problème de labilité des
phosphonamides par insertion d’un groupement méthylène entre le phosphore et l’azote. Les
composés XIX à XXIV présentent tous des caractéristiques inhibitrices très intéressantes, les
CI50 obtenues pour l’ECE variant de 6 à 52 nM mais les composés XX et XXI123 ne sont pas
sélectifs pour l’ECE (tableau 6).
Tableau 6 : Acides aminophosphoniques.
123 De Lombaert S., Stamford L. B., Blanchard L., Tan J., Hoyer D., Diefenbacher C. G., Wei D., Wallace E. M.,Moskal M. A., Savage P., Jeng A. Y. Potent non-peptidic dual inhibitors of endothelin-converting enzyme andneutral endopeptidase 24.11. Bioorg. Med. Chem. Lett.. 1997, 7, 1059-1064.
57
Composé Structure CI 50 (µM) ECE
Ratio des CI 50 ECE Phosphoramidon /
composé
Ratio des CI 50
NEP / ECE
XIX 0,052 2,7 20
XX 0,045 27 0,15
XXI 0,023 52 0,06
XXII 0,006 200 19
XXIII 0,022 55 105
XXIV 0,008 150 725
P NH
NH
OOH
O
NH
OOH
OH
N
O
O
N NN
NH
P NH
O
O
OHOH
N NN
NH
P NH
O
O
OHOH
N
N NN
NH O
P NH
O
O
OHOH
O
P NH
OH
O
O
OHOH
P NH
O
O
OHOH
F F
NH
O
NH
OH
O
Les composés XIX111, XXII124, XXIII125 et XXIV126 sont eux de très bons inhibiteurs
sélectifs de l’ECE.
124 De Lombaert S., Blanchard L., Stamford L. B., Tan J., Wallace E. M., Satoh Y., Fitt J., Hoyer D.,Simonsbergen D., Moliterni J., Marcopoulos N., Savage P., Chou M., Trapani A. J., Jeng A. Y. Potent andselective non-peptidic inhibitors of endothelin-converting enzyme-1 with sustained duration of action. J. Med.Chem. 2000, 43, 488-504.
58
1.3.4.2 : Les thiols :
La fonction thiol peut être envisagée pour remplacer toutes les fonctions porteuses
d’un atome de phosphore décrites précédemment pour chélater le zinc. Les composés XXV et
XXVI sont de moins bons candidats, en terme d’inhibiteur de l’ECE, que le phosphoramidon
ce qui est sans doute du à un métabolisme trop rapide de ces ligands.127 Les composés XXVII
et XXVIII montrent des caractéristiques intéressantes mais comme aucune référence n’est
faite au phosphoramidon, leur puissance ne peut être réellement évaluée.128,129 Par contre les
composés XXIX et XXX sont décrit comme étant un peu plus puissants que le
phosphoramidon (tableau 7).130,131
1.3.4.3 : Les acides hydroxamiques :
Peu de données sont accessibles au niveau de ce type de composés bien que la
fonction acide hydroxamique soit une fonction connue pour chélater le zinc. Les
caractéristiques inhibitrices des composés XXXI et XXXII sont proches de celle du
phosphoramidon (tableau 8).110
125 Jeng A. Y., De Lombeart S., Beil M. E., Bruseo C. W., Savage P., Chou M., Trapani A. J. Design andsynthesis of a potent and selective endothelin converting enzyme inhibitor , CGS 35066. J. Cardiovasc.Pharmacol. 2000, 36 S1, S36-S39.126 Wallace E. M., Moliterni J. A., Moskal M. A., Neubert A. D., Marcopoulos N., Stamford L. B., Trapani A. J.,Savage P., Chou M., Jeng A. Y. Design and synthesis of potent, selective inhibitors of endothelin convertingenzyme. J. Med. Chem. 1998, 41, 1513-1523.127 Deprez P., Guillaume J., Dumas J., Vevert J. P. Thiol inhibitors of endothelin converting enzyme. Bioorg.Med. Chem. Lett. 1996, 6, 2317-2322.128 Finck C.A., Moskal M., Firooznia F., Hoyer D., Symonsbergen D., Wei D., Qiao Y., Savage P, Beil M.,Trapani A. J., Jeng A. Design and synthesis of potent thiol-based inhibitors of endothelin converting enzyme-1.Bioorg. Med. Chem. Lett. 2000, 10, 2037-2039.129 Firooznia F., Gude C., Chan K., Finck C. A., Qiao Y., Satoh Y., Marcopoulos N., Savage P., Beil M. E.,Bruseo C. W., Trapani A. J., Jeng A. Y. Synthesis and biological activity of novel potent endothelin-convertingenzyme-1 inhibitors. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2001, 11, 375-378.130 Kukkola P. J., Bilci N. A., Kozak W. X., Savage P., Jeng A. Y. Optimization of retro-thiorphan for inhibitionof endothelin converting enzyme. Bioorg. Med. Chem. Lett. 1996, 6, 619-624.131 Kitas E. A., Löffler B. M., Daetwyler S., DehmLow H., Aebi J. D. Synthesis of triazole tethered pyrrolidinelibrairies : novel ECE inhibitors. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2002, 12, 1727-1730.
59
Tableau 7 : Inhibiteurs portant une fonction thiol.
Composé Structure CI 50 (µM) ECE
Ratio des CI 50 ECE Phosphoramidon /
composé
XXV 0,02 0,5
XXVI 0,025 0,4
XXVII 0,011 ND
XXVIII 0,077 ND
XXIX 1,7 2,1
XXX 0,15 6,7
NH
O
SH NH
OH
O
Br
NH
O
SH NH
OH
O
Br
NH
OOH
O
NH
OSH
H O
NH
OOH
O
NH
OSH
NH
SHNH
O
F
N
NN
SNS OO
SH
60
Tableau 8 : Acides hydroxamiques.
Composé Structure CI 50 (µM) ECE
Ratio des CI 50 ECE Phosphoramidon /
composé
XXXI 0,001 ND
XXXII 0,013 ND
NH
NH
O
OHNH
ONH
O
NO
NH
NH
O
OHNH
O
O
OH
1.3.4.4 : Les acides carboxyliques :
Tableau 9 : Acides carboxyliques.110
Composé Structure CI 50 (µM) ECE
Ratio des CI 50 ECE Phosphoramidon /
composé
XXXIII 0,52 ND
XXXIV 1,5 0,33
NH
O
N
O OH
O
OOH
NH
NH
O
NH
OOH
O
OH
OOH
SO
O
NH2
Comme pour les acides hydroxamiques, les acides carboxyliques ont été peu étudiés
en terme d’inhibiteur de l’ECE. De plus, les composés décrits ne présentent pas de meilleurs
potentiels inhibiteurs que le phosphoramidon.
61
1.3.5 : Les composés plus exotiques :
Tableau 10 : Quinazoline, Pyrazole et Pyridine.
Composé Structure CI 50 (µM) ECE
Ratio des CI 50 ECE Phosphoramidon /
composé
XXXV 0,9 0,33
XXXVI 0,042 16
XXXVII 0,86 ND
N
N
NHI
Cl
Cl
Cl
N
NN
N
NH
NH
OS
O
O Cl
N
O
O
OHN
S
Des structures différentes ont également été décrites comme inhibiteurs de l’ECE,
comme par exemple des quinazolines (composé XXXV)132, des pyrazoles (composé
XXXVI)133 ou des pyridines (composé XXXVII).134 Ces molécules présentent des
caractéristiques biologiques proches ou supérieures à celles du phosphoramidon.
132 Ahn K., Sisneros A. M., Herman S. B., Pan S. M., Hupe D., Lee C., Nikam S., Cheng X. M., Doherty A. M.,Schroeder R. L., Haleen S. J., Kaw S., Emoto N., Yanagisawa M. Novel selective quinazoline inhibitors ofendothelin converting enzyme-1. Biochem. Biophys. Res. Comm. 1998, 243, 184-190.133 Yamazaki K., Hasegawa H., Umekawa K., Ueki Y., Ohashi N., Kanaoka M. Design, synthesis and biologicalactivity of novel non-peptidyl endothelin converting enzyme inhibitors, -1phenyl-tetrazole-formazan analogues.Bioorg. Med. Chem. Lett. 2002, 12, 1275-1278.134 Massa M. A., Patt W. C., Ahn K., Sisneros A. M., Herman S. B., Doherty A. Synthesis of novel substitutedpyridines as inhibitors of endothelin converting enzyme-1 (ECE-1). Bioorg. Med. Chem. Lett. 1998, 8, 2117-2122.
62
1.4 : Conclusion :
Depuis la découverte de l’endothéline, un puissant vasoconstricteur, beaucoup de
travaux ont été mis en œuvre pour mieux comprendre son mode d’action. Tout d’abord, trois
peptides de structure très proches, l’ET-1, l’ET-2 et l’ET-3, ont été caractérisés. Ceux-ci sont
obtenus à travers un processus biosynthétique particulier. En effet, les gènes encodant pour ce
système sont tout d’abord transcrit pour conduire aux ARN messagers correspondants. Une
étape de maturation mène alors aux premiers précurseurs notés prépro-ETs. Ceux-ci sont
coupés lors de leur sécrétion à partir des noyaux pour conduire aux pro-ETs. Une protéase de
type furine entre en action pour former les big ETs qui sont ensuite à nouveau coupés par une
enzyme spécifique nommée ECE. Deux récepteurs ont également été caractérisés, notés
respectivement ETA et ETB médiant plus particulièrement l’homéostasie de la pression
sanguine. Plusieurs isoformes de l’ECE ont également été découvertes. Cependant, dans le
système endothélial, c’est l’ET-1 et l’ECE-1 qui sont respectivement le peptide et l’enzyme
prépondérant.
De plus, nous avons vu que l’ET-1 peut être mis en cause dans de multiples
pathologies comme par exemple l’hypertension, l’hypertension pulmonaire, l’insuffisance
rénale aigue, les vasospasmes cérébraux, l’épaississement vasculaire, l’hypertrophie
cardiaque, l’insuffisance cardiaque chronique et bien d’autres encore. Beaucoup d’études ont
été faites pour obtenir des agonistes ou des antagonistes des récepteurs de ce système ainsi
que des inhibiteurs de l’ECE.
Enfin, nous intéressant plus particulièrement à ce dernier type de composés, nous
avons vu que plusieurs familles de composés avec une grande diversité structurale et
fonctionnelle ont été essayées comme inhibiteurs de l’ECE, métalloprotéase à zinc. Nous
allons maintenant décrire les choix que nous avons faits et les travaux qui en ont découlé.
63
Chapitre II :
Synthèse d’inhibiteurs de l’ECE et
chimie mise en jeu
64
Sommaire du chapitre II
2.1 : Choix d’une référence pour nos travaux : 65
2.1.1 : Molécule choisie comme référence : 66
2.1.2 : Présentation du site actif de l’ECE : 67
2.1.2.1 : Site S1’ et position P1’ : 69
2.1.2.2 : Site de chélation du zinc : 70
2.1.2.3 : Site S2’ et position P2’ : 72
2.1.2.4 : Site S1 et position P1 : 74
2.1.2.5 : Amine basique : 75
2.1.3 : Premiers travaux envisagés : 76
2.2 : Synthèse racémique de notre référence et travail de relation structure activité: 77
2.2.1 : Présentation de la stratégie de synthèse choisie : 78
2.2.1.1 : Synthèse de la base de Schiff : 78
2.2.1.2 : Synthèse de la chaîne aralkyle: 79
2.2.1.3 : Synthèse du dipeptide : 79
2.2.1.4 : Synthèse du précurseur de l’acide phosphonique: 81
2.2.1.5 : Synthèse de la molécule (±) 1 : 82
2.2.1.6 : Explication des problèmes rencontrés : 84
2.2.2 : Travaux pour l’étude de relations structure-activité: 86
2.2.2.1 : Amélioration de notre schéma de synthèse générale : 86
2.2.2.2 : Variation autour de la position P1’ : 87
2.2.2.2.1 : Synthèse de la molécule 2: 87
2.2.2.2.2 : Synthèse de la molécule 3: 89
2.2.2.2.3 : Synthèse de la molécule 4: 90
2.2.2.3 : Etude de la fonction chélatante : 92
65
2.2.2.3.1 : Synthèse des produits porteurs d’un acide carboxylique enposition P2’ : 93
2.2.2.3.2 : Synthèse des produits porteurs d’une chaîne aminée enposition P2’ : 95
2.2.2.4 : Etude de la position P2’ : 100
2.2.2.4.1 : Composé porteur de la chaîne aralkyle : 101
2.2.2.4.2 : Composés sans partie C-terminale : 102
2.2.2.4.3 : Produits portant une chaîne aminée : 103
2.2.2.5 : Etude de l’amine basique : 109
2.2.2.6 : synthèse de composés « rétros » : 111
2.2.3 : Conclusions : 115
2.3 : Etude physico-chimique de molécules dérivées de nos produits : 116
2.3.1 : Synthèse des trois composés utilisés pour cette étude : 116
2.3.2 : Titrage potentiométrique de nos ligands : 119
2.3.2.1 : Conditions opératoires : 120
2.3.2.2 : Calcul des constantes macroscopiques de protonation : 121
2.3.2.3 : Titrage potentiométrique du ligand 14 : 122
2.3.2.4 : Titrage potentiométrique des ligands 98, 100 et 105 : 123
2.3.2.5 : Conclusion sur ces dosages potentiométriques : 125
2.3.3 : Titrage potentiométrique suivi par RMN 31P et 1H de nos ligands : 125
2.3.3.1 : Conditions opératoires : 126
2.3.3.1.1 : RMN 31P : 126
2.3.3.1.2 : RMN 1H : 127
2.3.3.2 : Calcul des constantes microscopiques de protonation : 127
2.3.3.3 : titrage RMN du ligand 14 : 130
2.3.3.3.1 : RMN 31P et RMN 1H : 130
66
2.3.3.3.2 : Micro-constantes : 132
2.3.3.4 : Titrages RMN des ligands 98, 100 et 105 : 133
2.3.3.4.1 : RMN 31P: 133
2.3.3.4.2 : RMN 1H : 135
2.3.3.4.3 : Constantes de protonation : 137
2.3.4 : Conclusions de cette étude : 138
2.4 : Synthèse d’une plateforme β-aminophosphonate : 140
2.4.1 : Présentation de la réaction mise en jeu : 141
2.4.1.1 : Intérêt de cette synthèse : 141
2.4.1.2 : Mise au point de cette synthèse : 142
2.4.2 : Variations effectuées sur cette réaction : 143
2.4.2.1 : Utilisation de différents types d’aldéhydes : 143
2.4.2.2 : Utilisation de différents carbamates : 148
2.4.2.3 : Utilisation de différents acides de Lewis : 149
2.4.2.4 : Conclusions : 150
2.5 : Conclusions : 151
67
Comme nous venons de le voir, un grand nombre de composés sont décrits comme
étant des inhibiteurs de l’ECE. Cependant la plupart se présente sous la forme d’inhibiteurs
mixtes, inhibant également la NEP ou l’ACE, et parfois même ces trois enzymes en même
temps. En général ces molécules présentent une assez grande diversité chimique. En effet,
elles appartiennent à différentes familles de composés (inhibiteurs peptidiques, molécules
portant une fonction comportant un atome de phosphore, ou une fonction acide
hydroxamique, ou un acide carboxylique, ou d’autres encore).
C’est pourquoi, nous souhaitions orienter notre sujet de recherche en choisissant une
molécule de référence, chef de file pour guider nos travaux. De plus, en préparant ainsi une
molécule citée dans la littérature, nous avions en main un outil nous servant d’étalon afin de
valider les tests biologiques futurs.
2.1 : Choix d’une référence pour nos travaux :
Afin de faire ce choix, plusieurs critères ont été examinés. Le premier a été de
sélectionner une molécule présentant une très bonne activité pharmacologique en terme
d’inhibition de l’ECE. Il existe, en effet, un grand nombre d’inhibiteurs de l’enzyme de
conversion de l’endothéline décrits dans la littérature, de puissance variable. Il était
primordial de partir d’un squelette présentant déjà un caractére inhibiteur afin d’augmenter
nos chances de trouver une molécule fortement active.
Mais nous avons également considéré la sélectivité des candidats potentiels car nous
voulions préférentiellement synthétiser un inhibiteur sélectif de l’ECE. En partant d’un
composé déjà relativement sélectif, les variations de structure que nous introduirons devront
conduire à la fois à une bonne activité inhibitrice et à une sélectivité forte vis-à-vis des autres
enzymes proches de l’ECE.
68
Enfin, le dernier critère auquel nous nous sommes intéressés a été l’étude des
fonctions portées par le squelette des candidats. En choisissant une molécule portant de
nombreuses fonctions, nous pourrons entamer un travail de relation structure activité. En
effet, afin de pouvoir obtenir une diversité au cours de nos synthèses, il est important d’avoir
un squelette avec une grande « souplesse chimique » nous permettant de mettre en place de
nombreuses variations. Celles-ci nous conduiront à mieux comprendre les interactions mises
en jeu entre nos molécules et l’ECE et nous permettront de valider l’importance de certains
groupements.
2.1.1 : Molécule choisie comme référence :
C’est pourquoi, au regard de tous ces critères, nous avons choisi un acide
aminophosphonique noté 1, comme molécule de référence (fig. 14).126
Figure 14 : Molécule de référence 1126.
Nous voyons que cette molécule présente une très bonne activité inhibitrice (8 nM /
ECE) ainsi qu’une bonne sélectivité puisqu’elle est 725 fois plus puissante pour l’ECE que
pour la NEP. De plus, sa structure permet d’envisager un nombre important de variations de
par la présence de nombreux sites réactionnels. Enfin, elle comporte un azote basique en β de
OH
ONH
ONH
ONH
F F
PO
OHOH
IC50 (µM/ ECE) : 0,008IC50 (µM/ NEP) : 5,8
IC50 NEP/IC50 ECE : 725
1
69
l’atome de phosphore ce qui est assez original au regard de l’ensemble des familles
d’inhibiteurs connus de l’ECE.
Intéressons nous maintenant au site actif de l’enzyme de conversion de l’endothéline
et surtout à la manière par laquelle cette molécule se lie à l’ECE dans ce site. Cela nous
permettra alors de voir quels sont les types d’interactions mises en jeu et de prédéterminer les
zones où des variations seront intéressantes.
2.1.2 : Présentation du site actif de l’ECE :
Comme le phosphoramidon a été le premier composé décrit comme inhibiteur de
l’ECE, disposons le dans le site actif de celle-ci (fig. 15) en définissant les résidus de
l’enzyme et du substrat à la manière de la littérature bien que cette enzyme n’ait pas été
cristallisée. Ceci est fait par analogie avec l’enzyme de conversion de l’angiotensine.135
O
O PO
OHNH
NH
O
O
OH
NH
OHOH
OH
Site S2’
Site S1’
Site S1
Site de chélation du zinc
Position P2’
Position P1’Position P1
O
O PO
OHNH
NH
O
O
OH
NH
OHOH
OH
Site S2’
Site S1’
Site S1
Site de chélation du zinc
Position P2’
Position P1’Position P1
Figure 15 : Positionnement du phosphoramidon dans le site actif de l’ECE.111
70
Afin de mieux décrire notre référence, nous allons la positionner dans le site actif de la
même façon que le phosphoramidon (fig. 16).
Figure 16 : Positionnement de la molécule 1 dans le site actif de l’ECE.
Maintenant que ce positionnement est établi, nous allons pouvoir nous intéresser aux
interactions qui sont mises en jeu entre la molécule 1 et le site actif de l’ECE. Nous pouvons
distinguer quatre zones importantes que nous allons détailler, à savoir les positions P1, P1’ et
P2’ ainsi que le site de chélation du zinc.
Notons que le carbone porteur de la chaîne aralkyle présente une asymétrie favorisant
la reconnaissance de cette molécule par l’enzyme de conversion de l’endothéline. En effet,
l’étude des racémates et des molécules optiquement actives de cette famille de composés a
montré que c’est l’énantiomère S qui est le plus affin pour cette enzyme. Cependant, dans le
cadre d’une étude relation structure-activité, l’évaluation pharmacologique des mélanges
racémiques permet dans un premier temps de déterminer si les molécules étudiées sont de
135 Schlechter I., Berger A. On the size of the active site in protease L. Papain. Biochem. Biophys. Res. Commun.1967, 27, 157-162.
Site S2’
Site S1’
Site S1
Site de chélation du zinc
Position P2’
Position P1’
Position P1
O
NH
O
NH
OH
O
F F
NH
POHO
OH
71
bons candidats en terme d’inhibiteur. Si tel est le cas, il sera nécessaire par la suite de
synthétiser les énantiomères des produits actifs.
C’est finalement la synthèse de (±) 1 qui a été effectuée dans un premier temps afin
d’obtenir une référence pour la suite de nos travaux. Mais détaillons maintenant ce qui est
connu et les choix que nous avons fait afin d’étudier les autres parties de ce squelette.
2.1.2.1 : Site S1’ et position P1’ :
Dans notre référence, la position P1’ est occupée par une chaîne aralkyle porteuse de
deux atomes de fluor en position ortho et para sur le groupement phényle. On note ici que
deux types d’interactions peuvent être mises en jeu par cette chaîne, à savoir : des interactions
aryl-aryl à travers la triple liaison et le phényle ainsi que des interactions accepteur-donneur à
travers les atomes de fluor. D’après les études préalables sur ce type de molécules, le fluor en
ortho ne semble pas réellement être important contrairement à celui en para.126
Au niveau de ce site, il y a un grand nombre d’arguments qui militent pour une
coexistence de ces deux types d’interactions. Nous pouvons remarquer que, chimiquement
parlant, un grand nombre de variations semble réalisable au niveau de la chaîne aralkyle
comme par exemple le remplacement de la triple liaison par un groupement cyclique
aromatique, l’élimination ou la substitution des atomes de fluor et bien d’autres encore.
Nous voyons qu’au sein de cette poche, un bon nombre d’informations reste à
confirmer afin d’obtenir la chaîne la mieux adaptée. C’est pourquoi nous avons décidé de
synthétiser trois molécules présentant des variations au niveau de la position P1’ (fig. 17).
72
Figure 17 : Variations de la position P1’.
La molécule 2 a été synthétisée dans le but d’appréhender les variations engendrées
par le remplacement de la triple liaison portée par (±) 1 par un groupement isostère sous la
forme d’un reste phényle, alors que le produit 3 permettrait de mesurer l’influence du
deuxième groupement aromatique, et le composé 4 d’obtenir une référence ne portant pas de
chaîne peptidique.
Par commodité de synthèse et suite aux données pharmacologiques obtenues pour ces
produits que nous étudierons de manière plus approfondies au cours du chapitre III, nous
avons décidé de conserver la chaîne biphényle pour la plupart de nos molécules.
2.1.2.2 : Site de chélation du zinc :
L’ECE étant une protéase au zinc, la présence d’une fonction chélatante de ce métal
est nécessaire sur nos molécules. Pour la molécule 1, cette fonction est un acide
phosphonique. Mais un certain nombre d’autres fonctions peuvent convenir, comme par
exemple une fonction thiol, un acide hydroxamique, un acide carboxylique ou d’autres
groupement phosphorés tel qu’un phosphoramidate, un phosphonamide, etc…
NH
OH
OPO
OHOH
NH
OH
OPO
OHOH N
HOH
O
FF
PO
OHOH
2
HCl
3 4
HCl
73
Nous voyons donc que ce site est primordial car il nous permet d’avoir un autre point
de variations dans notre étude. C’est pourquoi nous avons décidé d’étudier deux autres
fonctions chélatantes du zinc, à savoir les acides carboxyliques et les acides hydroxamiques.
Deux séries de composés ont été synthétisées dans ce but (fig. 18). En partant de la
molécule 2, nous avons tout d’abord synthétisé l’acide hydroxamique 5 et l’acide
carboxylique 6. Afin de pouvoir généraliser les résultats obtenus sur ces trois produits, les
produits 7, 8 et 9 ont ensuite été préparés, ils portent le même type de variations. L’amino-
acide bicyclique occupant la position P2’ pour ces derniers, est en fait une structure provenant
du groupe Servier. Celle-ci est connue pour amplifier le caractère inhibiteur sur l’ACE.
Figure 18 : Variations de la fonction chélatante.
Au regard des évaluations pharmacologiques de ces molécules, nous avons décidé par
la suite d’utiliser l’acide phosphonique comme fonction chélatante du zinc pour la majeure
partie de nos produits.
NH
OH
O
OH
ONH
OH
O
NH
O
OH
NH
N
O H
HH
OH
ONH
O
OHNH
N
O H
HH
OH
OOH
ONH
N
O H
HH
OH
OPO
OHOH
NH
OH
OPO
OHOH
65
987
HCl
2
HCl HCl
74
2.1.2.3 : Site S2’ et position P2’ :
Ce site est occupé, dans le cas de la molécule 1, par une chaîne peptidique composée
de deux amino acides. Nous notons qu’ici, ce sont à priori des liaisons de type accepteur-
donneur qui sont mises en jeu du fait de la présence de fonctions oxygénées.
Un nombre important de variations a déjà été reporté au niveau de cette poche mais
beaucoup d’hypothèses restent encore à confirmer en terme d’interactions comme par
exemple la longueur de chaîne, l’emplacement exact des sites de liaisons, etc… Nous voyons
qu’ici aussi un certain nombre de variations peuvent être envisagées comme l’ajout de
fonctions donnant des interactions accepteur-donneur ou leur suppression, l’ajout d’espaceurs,
l’introduction d’interactions de type aryl-aryl, etc…
C’est à nouveau un site providentiel pour notre étude et un bon point de départ pour
l’obtention de composés diversifiés. Nous avons synthétisé neuf molécules allant dans le sens
de cette étude. En effet, nous avons tout d’abord complété la série de molécules constituée par
les produits 1 et 4 par l’obtention de la molécule 10 portant une chaîne linéaire pour
remplacer la chaîne peptidique de (±) 1 (fig. 19) afin de voir l’influence des fonctions amides
de celle-ci.
OH
ONH
ONH
ONH
PO
OHOH
F F
NH
OH
O
FF
PO
OHOH
NH
NH
O
FF
OH
OPO
OHOH
4 101
75
Figure 19 : Variations de la chaîne peptidique à partir de (±) 1.
De même, afin de voir quel est le rôle de l’acide carboxylique porté par la molécule 3,
nous avons décidé de synthétiser trois molécules, notées 11,12 et 13 sans partie C-terminale,
ces dernières se différenciant entre elles par l’apport d’un deuxième groupement phényle et
par une rigidification via un cycle pipérazine (fig. 20).
Enfin, cinq autres produits ont été synthétisés, porteurs de chaîne aminée sur la
position P2’ (fig. 21). Toutes ces molécules portent des substituents différents permettant de
vérifier si des interactions de type aryl-aryl ou de type accepteur-donneur peuvent être mises
en évidence lors de leur reconnaissance par l’ECE.
Figure 20 : Molécules sans partie C-terminale.
NH
OH
OPO
OHOH
P NO
OHOH N
P NH
OOH
OH
P NH
OOH
OH
HCl
3
2 HCl
12
11
13
HCl
HCl
76
Figure 21 : Molécules ayant une chaîne aminée sur la position P2’.
2.1.2.4 : Site S1 et position P1 :
Certaines équipes ont travaillé sur cette position.121 De leurs travaux, il ressort que
plusieurs types de groupement peuvent être placés dans ce site comme par exemple des
chaînes alkyles, des groupements aryles, etc…
Nous n’avons pas synthétisé de molécules permettant d’obtenir ce type de variations.
Par contre, nous avons mis au point une synthèse de plate-forme de type β-aminophosphonate
NH
OH
OPO
OHOH
NH
N
O H
HH
OH
OPO
OHOH
NH
N
O
N
PO
OHOH
NH
NH
ON
N
O
POHOH
O
NH
N
O
N
PO
OHOH
NH
NH
OP NO
OHOH N
HN
O
N
PO
OHOH
N
N
2
HCl
7
HCl
14
2 HCl
3 HCl
1516
17
2 HCl
18
2 HCl
2 HCl
77
par le biais d’une réaction tricomposante (décrite ultérieurement dans ce chapitre) ouvrant la
voie à la synthèse de produits diversement substitués dans cette position.
2.1.2.5 : Amine basique :
Une des caractéristiques de la molécule de référence étant de porter une amine basique
en β de l’atome de phosphore, nous avons voulu étudier quel pouvait être son rôle vis-à-vis de
l’affinité de nos produits pour l’ECE. Pour ce faire nous avons décidé de la rendre tertiaire par
méthylation ou par benzylation (fig 22).
Figure 22 : Amines tertiaires.
Les molécules 19 et 20 ont été synthétisées portant respectivement un groupement
méthyle et benzyle sur l’amine. Ces deux composés ont été faits dans le but de vérifier
l’importance de l’atome d’hydrogène porté par l’amine du ligand 2. Par la suite, des
problèmes de réactivité de cette amine nous ont amenés à faire une étude physico-chimique
qui sera détaillée à la fin de ce chapitre.
Enfin une dernière série de composés de type « rétro » a été envisagé engendrant
simultanément des variations au niveau des positions P1’, P2’ et de l’amine basique (fig 23.).
NOH
OPO
OHOH
NOH
OPO
OHOH
NH
OH
OPO
OHOH
19 20
HCl HCl
2
HCl
78
Figure 23 : Composés « rétros ».
En comparant les composés 21, 22 et 23 aux molécules 5 et 6, nous voyons en effet,
que la chaîne occupant la position P1’ est décalée d’un carbone si l’on prend les fonctions
chélatantes comme référence. De plus, l’amine basique est remplacée par une fonction amide
et il n’y a plus d’acide carboxylique terminal au niveau de la position P2’.
Maintenant que nous avons décortiqué le squelette de la molécule de référence et
présenté les produits que nous avons décidé d’étudier, nous allons détailler leurs synthèses.
2.1.3 : Premiers travaux envisagés :
NH
OH
O
NH
O
OHNH
OH
O
OH
O
NH
O
OHO
NH
ONH
O
NH
ONH
O
OH
NH
O
OHO
NH
O
5
HCl
6
21 22
23
79
Au début de nos travaux de synthèse, c’est l’obtention de la molécule 1 qui a été notre
principal objectif. Ce composé possède trois centres asymétriques. Deux possibilités s’offrent
alors à nous, à savoir la synthèse du produit optiquement actif et/ou la synthèse du mélange
racémique de ce composé. Nous plaçant dans l’optique d’une étude de relation structure-
activité, nous avons décidé de synthétiser la molécule (±) 1.
2.2 : Synthèse racémique de notre référence et travail de relation structure
activité:
Tout d’abord, nous pouvons remarquer que cette molécule peut être coupée en quatre
parties (fig. 24). En effet, trois précurseurs peuvent être synthétisés en parallèle pour être
ensuite couplés à une plate-forme conduisant à la molécule (±) 1.
OH
ONH
ONH
ONH
PO
OHOH
F F
PO
OO OTf O
ONH
ONH2
F F
Br
NO
O
Figure 24 : Rétrosynthèse de la molécule (±) 1.
80
Les synthèses du bromure, du dipeptide, du triflate et de la base de Schiff seront
nécessaires à l’obtention de la molécule (±) 1.
2.2.1 : Présentation de la stratégie de synthèse choisie :
Le schéma de synthèse global que nous allons utiliser est largement inspiré de la
littérature.126 Nous allons détailler l’obtention de ces quatre précurseurs ainsi que leur
couplage.
2.2.1.1 : Synthèse de la base de Schiff :
Cette synthèse se fait en deux étapes, à savoir une estérification suivie d’une trans-
amination (schéma 1).
Schéma 1 : Synthèse de la base de Schiff 25.124,136
Cette synthèse débute par une estérification de la glycine aboutissant à l’obtention du
chlorhydrate de l’ester éthylique de la glycine 24 avec un rendement quantitatif.136 Ensuite, la
base de Schiff 25 est synthétisée, présentant l’intérêt d’être facilement alkylable. Nous avons
136 Bey, P., Vevert J. P. Synthesis of α-alkyl and α-functionalized methyl-α-amino acids. Tetrahedron Lett.1977, 17, 1455-1458.
NH2OH
ONH2
O
ON
O
O
HCl,16 17
SOCl2EtOH
98%Benzophénone imine
CH2Cl280%
81
choisit la benzophénone imine comme initiateur de cette base de Schiff, celle-ci étant connue
comme assez réactive et facilement hydrolysable. En couplant ce composé au sel 24 dans du
dichlorométhane, nous obtenons l’imine 25 avec un rendement global à partir de la glycine de
78%.124
2.2.1.2 : Synthèse de la chaîne aralkyle:
Ce synthon se prépare en deux étapes137 à partir du 2,4-difluoroiodobenzène et de
l’alcool propargylique (schéma 2).
Schéma 2 : Synthèse du bromure 27.137
La première étape est une réaction de Sonogashira catalysée par du palladium en
présence d’iodure de cuivre. Le composé 26 est obtenu après purification par
chromatographie sur colonne de silice avec un rendement de 82%. La seconde étape nous
permet d’obtenir le bromure 27 par une substitution nucléophile de la fonction hydroxyle en
présence de PBr3 en milieu basique dans de l’éther avec un rendement de 70%.
Le rendement global de cette synthèse est d’environ 60%. On note qu’il est intéressant
dans ce cas de pouvoir synthétiser de manière convergente cette partie de la molécule.
2.2.1.3 : Synthèse du dipeptide :
137 Wrobel J., Li Z., Dietrich A., McCaleb M., Mihan B., Sredy J., Sullivan D. Novel 5-(3-aryl-2-propynyl)-5-(arylsulfonyl)thiazolidine-2,4-diones as antihyperglycemic agents. J. Med. Chem. 1998,41, 1084-1091.
I
F
F
F
FOH
F
FBr
Alcool propargylique
PdCl2(PPh3)2, CuIEt2NH, 82%
PBr3, Pyridine
Et2O70%26 27
82
L’obtention de ce précurseur se fait en cinq étapes mettant en jeu des protections
fonctionnelles, des déprotections et un couplage peptidique (schéma 3).
Schéma 3 : Synthèse du dipeptide 32.126,136,138,139
La première étape correspond à une estérification de la fonction acide de la leucine en
présence de chlorure de thionyle en solution méthanolique.136 Le chlorhydrate de l’ester
méthylique de la leucine 28 est obtenu de façon quasi quantitative sous forme de cristaux
blancs. La protection de l’amine par un groupement Boc est ensuite mise en œuvre de manière
classique.138 L’utilisation de DMAP sert à activer la réaction et nous permet d’obtenir en
quatre heures le composé protégé 29 avec un rendement de 87%. Une solution méthanolique
de 29 est ensuite saponifiée en présence de soude 1N afin d’obtenir l’acide libre 30 de
manière quasi quantitative.126
Pour l’étape suivante, nous avons utilisé une voie de couplage peptidique mettant en
jeu du BOP comme agent de couplage afin de faciliter la purification du composé 31 attendu.
138 Ruan F., Chen Y., Itoh K., Sasaki T., Hopkins P. B. Synthesis of peptides containing unnatural, metal-ligatingresidues : aminodiacetic acid as a peptide side chain. J. Org. Chem. 1991, 56, 4347-4354.
NH2OH
O
NH2O
ONH
O
O
O
O
NH
OH
O
O
ONH
NH
O
O
O O
O
NH2NH
OO
O
HCl,
HCl,
SOCl2MeOH
98%
Boc2O, DMAPEt3N, CH2Cl2
87%
NaOH 1NMeOH
97%
HCl, Ala-OMe BOP, NMM, DMF
92%
HCl gazAcOEt
97%
28 29
303132
83
L’acide est solubilisé dans du diméthylformamide, le chlorhydrate d’ester méthylique
d’alanine est alors ajouté, puis le milieu est alcalinisé par ajout de N-méthylmorpholine
servant à la fois à neutraliser le sel d’alanine et à rendre l’amine ainsi libérée nucléophile. Puis
l’agent de couplage, le BOP, est ajouté afin d’activer l’acide libre 30. Après purification par
chromatographie sur colonne de silice, le composé 31 est obtenu avec un rendement de
92%.126 Par hydrolyse du groupement Boc du composé 31 dans une solution d’acétate
d’éthyle saturée en acide chlorhydrique le dipeptide 32 est obtenu sous forme de chlorhydrate
avec un rendement quasi quantitatif.139
Nous voyons que la synthèse de cette plate-forme est surtout composée d’étapes de
protections et de déprotections ce qui est classique en chimie peptidique. De plus, elle est
assez efficace car le sel 32 est obtenu avec un rendement global de 75%.
2.2.1.4 : Synthèse du précurseur de l’acide phosphonique:
Le triflate 33 est obtenu en une étape à partir du diméthylphosphite (schéma 4).
Schéma 4 : Synthèse du triflate 33.140
Ce synthon nécessite en fait deux étapes140 mais celles-ci sont faites « one pot » sans
isoler d’intermédiaire. Tout d’abord, le dimethylphosphite est chauffé à 140°C en présence de
paraformaldéhyde et de diisopropyléthylamine jusqu’à l’obtention d’une huile incolore. Cette
réaction est très exothermique. Une fois remis à température ambiante ce mélange réactionnel
est alors solubilisé dans du dichlorométhane en présence de 2,6-lutidine servant à piéger
139 Kise N., Ozaki H., Terui H., Ohya K., Ueda N. A convenient synthesis of N-Boc-protected tert-butyl esters ofphenylglycines from benzylamines. Tetrahedron Lett. 2001, 42, 7637-7639.140 Phillion D. P., Ansrew S. S. Synthesis and reactivity of diethyl phosphonomethyl-triflate. Tetrahedron Lett.1986, 27,1477-1480.
P HO
MeOOMe
PO
MeOOMe
OSO2CF3
33
1) paraformaldehyde, iPr2EtN
2) (CF3SO2)2O 2,6-lutidine, CH2Cl2
84
l’acide trifluoroacétique formé au cours de la réaction. De l’anhydride
trifluorométhanesulfonique est alors ajouté afin d’obtenir le triflate 33 qui est utilisé tel que
pour l’étape suivante.
A présent l’utilisation des quatre précurseurs (25, 27, 32 et 33) pour obtenir (±) 1 va
être développée.
2.2.1.5 : Synthèse de la molécule (±) 1 :
Afin d’obtenir la molécule (±) 1 par couplage des quatre précurseurs décrits ci-dessus,
huit étapes sont encore nécessaires. En effet, outre les 3 étapes de condensation, des
protections et des déprotections de fonctions sont utilisées.
85
NO
ON
O
O
FF
NH2
O
O
FF
NH
O
O
FF
O
O
NH
OH
O
FF
O
O
NH
NH
O
FF
O
O
NH
OO
ONH2
NH
O
FF
NH
OO
O
NH
NH
O
FF
NH
OO
OPO
MeOOMe
NH
NH
O
FF
NH
OOH
OPO
OHOH
25 34
27, tBu4NIK2CO3, CH3CN
HCl,35
HCl 1NEt2O
100%80%
36
Boc2O, DMAPEt3N, CH2Cl2
82%
37
NaOH 1NMeOH
38
HCl, Leu-Ala-OMe 32BOP, NMM, DMF 94%
HCl gazAcOEt
HCl,
39
40
(MeO)2OPCH2OSO2CF3 33DIPEA, CH2Cl2
40%
1
1) NaOH 1N, MeOH2) TMSBr, DIPEA CH2Cl2
92%
100%
3) H2O 20%
Schéma 5 : Synthèse de la molécule (±) 1.124,126,136,138,139,141
La base de Shiff 25 est tout d’abord alkylée par une méthode utilisant un transfert de
phase. En effet, la base, K2CO3, utilisée pour former l’anion est peu soluble dans
l’acétonitrile, solvant de réaction. C’est pourquoi l’ajout d’un agent de transfert de phase,
141 Lopez A., Moreno-Manas M., Pleixats R., Roglns A. Ethyl N-(diphenylmethylene)glycinate as anionicglycine equivalent. Monoalkylation, dialkylation and Michael additions under solid-liquid phase-transfertcatalysis. Tetrahedron 1996, 52, 8365-8386.
86
Bu4N+I-, est nécessaire afin de faciliter l’obtention de cet anion. Après vingt quatre heures de
reflux en présence du bromure 27, le composé 34 est isolé avec un rendement de 80%.141
L’imine 34 est alors hydrolysée dans un mélange éther / acide chlorhydrique 1N par
simple agitation à température ambiante pendant trois heures. La benzophénone libérée est
soluble dans l’éther, il suffit de laver la phase aqueuse à l’éther et d’éliminer ensuite l’eau
pour obtenir 35 sous forme de sel de manière quantitative.124
Recommence alors une série de protection / déprotection de ce sel afin d’obtenir la
plate-forme 37 sur laquelle nous pourrons coupler notre chaîne peptidique. La fonction amine
du composé 35 est protégé tout d’abord par un groupement Boc avec un rendement 82%.138
L’ester éthylique 36 est alors saponifié en présence de soude 1N dans du méthanol et l’acide
libre 37 est obtenu avec un rendement de 92%.126
Une étape de couplage peptidique identique à celle précédemment utilisée conduit au
produit 38, comportant une amine protégée par un groupement Boc, avec un rendement de
94%. L’hydrolyse est réalisée dans de l’acétate d’éthyle saturé en acide chlorhydrique pour
donner quantitativement le sel 39, plate-forme nécessaire à la fixation de la fonction
phosphonate.126
A ce stade, l’entrée du groupement porteur de l’atome de phosphore est maintenant
réalisable. En effet l’addition nucléophile de cette amine, la base ayant été libérée par de la
diisopropyléthylamine, sur la solution contenant le triflate 33 se fait à température ambiante
avec un rendement modéré de 40%.126
Il ne nous reste plus qu’à déprotéger complètement ce composé pour obtenir la
molécule de référence (±) 1. Tout d’abord, une saponification a lieu en présence de soude 1N
(3,1 équivalents) dans du méthanol afin de déprotéger l’ester méthylique et un des
groupements méthoxyles du phosphonate. Le mélange réactionnel est alors concentré et
resolubilisé dans du dichlorométhane en présence de diisopropyléthylamine. Du bromure de
87
triméthylsilyle est ensuite ajouté afin de déprotéger totalement le phosphonate pour conduire
au produit (±) 1 avec un rendement de 20%.126
2.2.1.6 : Explication des problèmes rencontrés :
Lors du passage du composé 39 au composé 40, on note que le rendement n’est pas
très élevé. Ceci peut être lié à plusieurs facteurs. Tout d’abord, nous avons remarqué que cette
réaction n’est pas totale et ce malgré l’emploi d’un excès de la solution de triflate 33. Comme
l’amine libre du composé 39 et le composé 40 ont des pouvoirs migratoires très proches et
sont de plus assez polaires, l’obtention de 40 nécessite une purification par chromatographie
sur colonne de silice assez laborieuse.
Nous avons imaginé une étape chimique supplémentaire permettant de séparer le
produit 40 du réactif 39. En effet, en protégeant les fonctions amines de ces deux produits par
un groupement Boc, nous pouvons espérer diminuer la polarité des deux composés et surtout
augmenter l’écart de leur pouvoir migratoire. Cette technique s’est avérée concluante mais
surprenante (schéma 6)
88
NH
NH
O
FF
NH
OO
OPO
MeOOMe
NH
NH
O
FF
NH
OO
OPO
MeOOMe
NH
NH
O
FF
NH
OOH
OO
O
NH2NH
O
FF
NH
OOH
O40
+
Boc2O, DMAPEt3N, CH2Cl2
4038
+
39
Schéma 6 : Purification du composé 40.8
En fait, seule l’amine primaire 39 réagit pour donner l’amine protégée 38. L’amine
secondaire, porteuse du groupement phosphonate, ne réagit absolument pas avec le Boc2O
même en large excès et dans des conditions drastiques de protection. Nous avons essayé
plusieurs méthodes (changement de solvant, ajout de DMAP, chauffage,…) mais aucune n’a
permis d’obtenir l’amine secondaire protégée. Cela nous a intrigué et nous avons décidé de
faire une étude physico-chimique dont nous parlerons ultérieurement. Néanmoins cette
constatation est intéressante car cela nous permet effectivement de mieux séparer les deux
produits et surtout aucune déprotection n’est à rajouter pour l’obtention du composé 40.
89
Un autre point faible de notre synthèse provient du triflate 33 qui n’a pas été
proprement isolé. Nous avons décidé de procéder en deux étapes distinctes142 plutôt qu’en une
« one-pot » (schéma 7).
Schéma 7 : Synthèse du triflate.
L’alcool 41 est obtenu avec un rendement de 90%, il est isolé et purifié par
chromatographie sur colonne de silice.142 Puis nous sommes parvenu à isoler le triflate 33
avec un rendement de 83% après une série de lavages rapides à froid et évaporation du
dichlorométhane. Nous avons pu le caractériser par RMN et l’obtenir avec un rendement
global de 75%.142 Il est par contre nécessaire de conserver le triflate au congélateur.
La dernière étape, correspondant à la déprotection totale et à la mise en forme de la
molécule, a été réalisée par hydrolyse en milieu acide chlorhydrique 6N à reflux pendant deux
heures. C’est cette technique qui sera utilisée pour obtenir les prochains composés.
2.2.2 : Travaux pour l’étude de relations structure-activité:
2.2.2.1 : Amélioration de notre schéma de synthèse générale :
Finalement, nous avons procédé à quelques changements dans notre schéma de
synthèse (schéma 8) afin d’essayer de résoudre les problèmes rencontrés lors de l’obtention de
la molécule (±) 1.
142 Kehler J., Henriksen U., Vejbjerg H., Dahl O. Synthesis and hybridization properties of an acyclic achiralphosphonate DNA analogue. Bioorg. Med. Chem. 1998, 6, 315-322.
P HO
MeOOMe
PO
MeOOMe
OSO2CF3PO
MeOOMe
OHParaformaldehyde
2,6-lutidineCH2Cl2
83%
Et3N90%
(CF3SO2)2O
41 33
90
Schéma 8 : Amélioration de l’étape de déprotection finale.124,126,138,139,141,143,144
Nous nous sommes alors intéressé dans un premier temps à la chaîne aralkyle
occupant la position P1’ de la molécule de référence. Les molécules 2 et 3 ont été synthétisées
en tenant compte de ces changements et la molécule 4 selon le premier schéma réactionnel.
2.2.2.2 : Variation autour de la position P1’ :
143 Solladié-Cavallo A., Schwarz J. A four-step, highly enantioselective synthesis and enzymatic resolution of3,4-dichloro-phenylalanine. Tetrahedron Asymmetry 1994, 5, 1621-1626.144 McKillop A., Taylor R. J. K., Watson R. J., Lewis N. An improved procedure for the preparation of theGarner aldehyde and its use for the synthesis of N-protected 1-halo-2-(R)-amino-butenes. Synthesis 1994, 31-33.
NO
ON
O
O
R
NH2O
O
R
NH
O
O
R
O
O
NH
OH
O
R
O
O
NH
NH
O
R
O
O
R'
NH2NH
O
R
R' NH
NH
O
R
PO
MeOOMe
R' NH
NH
O
R
PO
OHOH
R'
25
RX, tBu4NIK2CO3, CH3CN
HCl,
HCl 1NEt2O
Boc2O, DMAPEt3N, CH2Cl2
NaOH 1NMeOH
HCl, H2N-R'BOP, NMM, DMF
HCl gazAcOEt
HCl,
(MeO)2OPCH2OSO2CF3 33 DIPEA, CH2Cl2
HCl 6N
91
2.2.2.2.1 : Synthèse de la molécule 2:
Dans ce produit, nous avons introduit un résidu aryle à la place de la triple liaison. Il a
suffit de remplacer le bromure 27 par le 4-phényl-1-chlorobenzyle (schéma 9).
Schéma 9 : Obtention du composé 2.124,126,141,143,144
Au niveau de la synthèse de ce composé, l’obtention de l’imine, son hydrolyse et
l’introduction du groupement porteur de l’atome de phosphore ont données respectivement
des rendements de 80, 91 et 56%.
NH2
OH
ONH2
O
ON
O
O
NO
ONH2
O
ONH
O
OPO
MeOOMe
NH
OH
OPO
OHOH
Cl
HCl,
HCl,
Chlorured'acétyle
MeOH Benzophénone imine
CH2Cl2, 80%
Bu4NI, K2CO3CH3CN
(MeO)2OPCH2OSO2CF3 33DIPEA, CH2Cl2
HCl 6N44%
99%
72%
91%56%
42 43
44
4546
2
HCl
HCl 1NEt2O
92
La nouvelle réaction utilisée pour la synthèse du chlorhydrate de l’ester méthylique de
la glycine 42 est concluante.144 Le rendement obtenu est du même ordre que ceux obtenus par
l’utilisation du chlorure de thionyle et la chimie mise en jeu est beaucoup plus douce.
L’alkylation se déroule normalement, le produit de couplage 44 étant isolé avec un rendement
de 72% malgré l’utilisation d’un chlorure moins favorable que le bromure.141
L’utilisation du triflate 33 purifié nous a bien permis d’augmenter le rendement de
l’étape d’insertion de ce composé sur la plate-forme 45.126 Ainsi, on a purifié par
chromatographie sur colonne de silice le composé 46 avec un rendement de 56% et ce, après
la protection par un Boc de l’amine primaire 45, comme précédemment (cf. p. 82).
Enfin, la nouvelle étape de déprotection en milieu acide nous a permis d’obtenir de
meilleurs rendements malgré les conditions drastiques. Le chlorhydrate 2 a été obtenu avec un
rendement global de 13%.143
2.2.2.2.2 : Synthèse de la molécule 3:
Afin de vérifier si l’encombrement et/ou les interactions liés à la présence d’un résidu
biphényle étaient importants, le composé 3 a été synthétisé (schéma 10).
Ce produit est obtenu en trois étapes à partir de la phénylalanine. Une protection de
l’acide sous forme d’ester méthylique en présence de chlorure d’acétyle dans du méthanol est
utilisée pour conduire au chlorhydrate 47, isolé quantitativement après trituration dans de
l’éther diéthylique.144 L’addition de ce dernier sur le triflate 33, en milieu basique aboutit au
phosphonate 48 après purification par chromatographie sur colonne de silice avec un
rendement de 49%.126 Cet adduit est déprotégé à reflux dans de l’acide chlorhydrique 6N pour
obtenir l’acide phosphonique 3 avec un rendement de 39%.143 La molécule 3 est ainsi
synthétisée avec un rendement global de 19%.
93
Schéma 10 : Obtention du composé 3.124,143,144
2.2.2.2.3 : Synthèse de la molécule 4:
Etant donné que les produits 2 et 3 ne portent qu’un acide carboxylique en position
P2’, nous avons synthétisé la molécule 4 afin de pouvoir comparer les résultats
pharmacologiques de ces ligands avec la molécule (±) 1.
Pour obtenir ce nouveau ligand, nous sommes partis du chlorhydrate 35 (schéma 11).
Nous voyons que la chimie mise en jeu pour obtenir ce composé est similaire à celle utilisée
NH2OH
ONH2
O
O
NH
O
OPO
OON
HOH
OPO
OHOH
HCl,
HCl
47
483
Chlorured'acétyle
MeOH
100%
HCl 6N39%
(MeO)2OPCH2OSO2CF3 33 DIPEA, CH2Cl2
49%
94
pour la référence (±) 1. Ce sont d’ailleurs à nouveau les mêmes étapes limitantes que nous
retrouvons.
Schéma 11 : Synthèse de la molécule 4.126
Une fois les molécules 2, 3 et 4 obtenues, nous avons alors accès à la plate-forme 45
(schéma 9) à partir de laquelle nous pouvons soit oeuvrer directement sur la fonction
chélatante soit, après un jeu de protections-déprotections obtenir une nouvelle plate-forme
nous permettant alors de travailler sur la position P2’ (schéma 12).
Pour obtenir le composé 51, nous sommes partis de la plate-forme 45 sur laquelle nous
avons d’abord protégé la fonction amine par un groupement Boc, par action du Boc2O dans
du dichlorométhane en milieu basique (présence de triéthylamine) et en présence d’une
NH2O
O
F F
NH
O
O
FF
PO
MeOOMe
NH
OH
O
FF
PO
OHOH
HCl,35 49
(MeO)2OPCH2OSO2CF3 33DIPEA, CH2Cl2
1) NaOH 1N, MeOH2) TMSBr, DIPEA, CH2Cl23) H2O 21%
4
37%
95
quantité catalytique de DMAP pour accélérer la réaction. L’amine protégée 50 est obtenue
après purification par chromatographie sur colonne de silice en deux heures avec un
rendement de 83%.138 L’étape suivante est une saponification de l’ester méthylique pour
obtenir l’acide carboxylique 51 avec un rendement de 92%.126
Schéma 12 : Variations possibles à partir de la plate-forme 45.126,138,145
Nous avons choisi d’utiliser le composé 45 pour réaliser des variations sur la fonction
chélatante du zinc.
2.2.2.3 : Etude de la fonction chélatante :
145 Takenouchi K., Tabe M., Watanabe K., Hazato A., Kato Y., Shionoya M., Koike T., Kimura E. Novelpendant-type macrocyclic bifunctional chelating agents: (carboxymethyl)amino derivatives of 2-(4-nitrobenzyl)-1,4,7,10-tetraazacyclododecane-N,N',N'',N'''-tetraacetic acid and their complex formation with yttrium(III). J.Org. Chem. 1993, 58, 6895-6899.
NH2O
O
NH
O
O
RNH
O
OO
O
NH
OH
OO
O
NH
NH
OO
O
R'
HCl,
451) Et3N, DMF
2) RBr, Et3N, DMF
50
51
Boc2O, DMAPEt3N, CH2Cl2
83%
NaOH 1N, MeOH 92%
BOP, NMMDMF
R'-NH2
96
Cinq composés ont été synthétisés pour cette étude, ceux-ci pouvant être classés dans
deux groupes distincts, les uns portant un acide carboxylique en position P2’, les autres
portant une chaîne aminée. Nous allons donc commencer par décrire la synthèse du premier
groupe.
2.2.2.3.1 : Synthèse des produits porteurs d’un acidecarboxylique en position P2’ :
Nous avons décidé de remplacer le groupement phosphonate respectivement par une
fonction acide hydroxamique et par une fonction acide carboxylique à partir de la plate-forme
45, point de départ pour l’obtention des molécules 5 et 6 (schéma 13).
Schéma 13 : obtention des acides hydroxamique et carboxylique 5 et 6.126,143,145,146,147
146 Dolence E. K., Lin C. E., Miller M. J., Payne S. M. Synthesis and siderophore activity of albomycin-likepeptides derived from N5-acetyl-N5-hydroxy-L-ornithine. J. Med. Chem. 1991, 34, 956-968.
NH2O
ONH
O
O
O
O
NH
OH
O
OH
O
NH
O
O
OH
O
NH
OH
O
NH
O
OH
NH
O
O
NH
O
O
NH
OH
O
NH
O
O
HCl, HCl,
TFA,
45 52
53
5
6
1) Et3N, DMF
2) t-butylbromoacétateEt3N, DMF, 75%
HCl 6N
TFA, CH2Cl2100%
BnONH2, HCl
BOP, NMMDMF, 85%54
55
NaOH 1N, MeOH93%
Pd / BaSO4, H2
MeOH, 98%
55%
97
Pour ce faire, le chlorhydrate 45, est mis en réaction avec le t-butylbromoacétate en
milieu basique pour donner le dicarboxylate 52 protégé par un ester tert-butylique et
méthylique. Ce couplage se fait avec un rendement de 75% après purification par
chromatographie sur colonne de silice.145
L’intérêt d’avoir deux groupements protecteurs orthogonaux sur cet intermédiaire
réside dans le fait de pouvoir les déprotéger de manière sélective. En effet, si l’on utilise les
conditions de déprotection finale de nos molécules, à savoir deux heures de reflux dans de
l’acide chlorhydrique 6N, nous obtenons l’acide carboxylique 6 sous forme de chlorhydrate
avec un rendement de 55%143 et un rendement global de 40% à partir de la plate-forme 45.
Par contre, en utilisant des conditions acides plus douces, comme un mélange 50 / 50 d’acide
trifluoroacétique (TFA) et de dichlorométhane, seul l’ester tert-butylique est déprotégé pour
donner l’intermédiaire 53 sous forme de sel de TFA de manière quantitative après trituration
dans l’éther, ces conditions étant trop douces pour toucher l’ester méthylique.146
A partir de ce produit, nous pouvons faire un couplage entre l’acide obtenu et le
chlorhydrate de la O-benzylhydroxylamine. Cette réaction est faite dans les conditions
classiques de couplage peptidique, c'est-à-dire en utilisant le BOP comme agent de couplage.
Nous obtenons le composé 54, précurseur de l’acide hydroxamique désiré avec un rendement
de 85% après purification par chromatographie sur colonne de silice.126
Ce composé est encore une fois doublement protégé par un groupement benzyle sur la
fonction acide hydroxamique et un ester méthylique sur la partie acide carboxylique. Nous
avons choisi de saponifier d’abord cette molécule dans le but d’obtenir uniquement la
fonction acide hydroxamique protégée. L’acide carboxylique 55 est obtenu avec un
rendement de 93%.126
147 Reichelt A., Gaul C., Frey R. R., Kennedy A., Martin S. F. Design, synthesis, and evaluation of matrixmetalloprotease inhibitors bearing cyclopropane-derived peptidomimetics as P1’ and P2’ replacements. J. Org.
98
Enfin, nous avons utilisé une hydrogénation catalytique en présence de palladium
désactivé par du sulfate de baryum pour obtenir l’acide hydroxamique déprotégé 5 avec un
rendement quasi quantitatif et un rendement global à partir de la plateforme 45 de 60%.147
Nous avons synthétisé deux nouveaux produits qui n’ont plus pour groupement
chélatant du zinc un acide phosphonique mais un acide carboxylique ou un acide
hydroxamique, ce qui nous donnera des éléments de réflexion sur les caractéristiques de ces
fonctions vis-à-vis de l’enzyme de conversion de l’endothéline.
Afin d’approfondir les résultats obtenus vis-à-vis du groupement chélatant, trois autres
produits ont été synthétisés dans cette série portant respectivement un acide phosphonique (7),
un acide hydroxamique (8) et un acide carboxylique (9) (fig. 25).
2.2.2.3.2 : Synthèse des produits porteurs d’une chaîne aminéeen position P2’ :
Figure 25 : ligands 7,8 et 9.
Pour la synthèse de ces trois produits, nous sommes partis du carbamate 50
préalablement décrit afin d’obtenir une nouvelle plateforme, notée 57, portant la chaîne
aminée désirée (schéma 14).
Chem. 2002, 67, 4062-4075.
NH
N
O H
HH
OH
ONH
O
OHNH
N
O H
HH
OH
OOH
ONH
N
O H
HH
OH
OPO
OHOH
987
HCl
99
Schéma 14 : Synthèse de la plateforme 57.126,146
Nous pouvons coupler l’acide 51 sur le sel que nous a fournit le laboratoire Servier
dans les conditions de couplage précédemment utilisées (BOP, NMM, DMF). Ce couplage se
déroule de manière similaire aux autres couplages déjà effectués et nous conduit au produit
protégé 57 avec un rendement après purification par chromatographie sur colonne de silice de
72%.126 Nous avons à ce stade une espèce doublement protégée à la fois par un Boc sur la
NH
OH
OO
O
NH
N
OO
O
H
HH
O
O
NH2N
O H
HH
O
O
NHH
H
H
O
O
5156
57
TFA,
BOP, NMMDMF72%
APTS
TFACH2Cl2 98%
100
partie N-terminale et par un ester benzylique sur la partie C-terminale. Ceci nous permet la
déprotection sélective de l’amine pour obtenir le sel 57 en présence d’acide trifluoroacétique
dans du dichlorométhane. Ce trifluoroacétate est isolé par trituration dans de l’éther
diéthylique avec un rendement quasi quantitatif.146 Le rendement global à partir de la
plateforme 51 est de 70%.
Nous avons tout d’abord synthétisé l’acide phosphonique 7 à partir de cette nouvelle
plateforme (schéma 15).
Schéma 15 : Obtention de l’acide phosphonique 7.126,143,148
148 Park J. D., Kim D. H., Kim S. J., Woo J. R., Ryu S. E. Sulfamide-based inhibitors for carboxypeptidase A.Novel type transition state analogue inhibitors for zinc proteases. J. Med. Chem. 2002, 45, 5295-5302
PO
OO
OTf
NH2N
O H
HH
O
O NH
N
O H
HH
O
OPO
OO
NH
N
O H
HH
OH
OPO
OHOH
NH
N
O H
HH
OH
OPO
OO
TFA, DIEACH2Cl2
41%
33
HCl 6N33%
57 58
759
Pd / C, MeOH93%
HCl
101
Pour obtenir la molécule 7, trois étapes sont mises en jeu, à savoir une substitution
nucléophile sur le triflate 33 en milieu basique, une déprotection de l’ester benzylique par
hydrogénation catalytique et une étape de déprotection finale dans de l’acide chlorhydrique.
Le résultat obtenu pour l’entrée du triflate 33 sur l’amine 57 est celui attendu. Après
purification, le phosphonate 58 est isolé avec un rendement 41%.126 L’hydrogénation
catalytique en présence de palladium sur charbon conduit à l’acide carboxylique 59 avec un
rendement de 93%.148 Enfin, l’étape de déprotection finale permet d’isoler le produit 7 avec
un rendement de 33%.143
Nous avons synthétisé cet acide phosphonique à partir de la plateforme 57 avec un
rendement global de 13%.
L’acide hydroxamique 8 et l’acide carboxylique 9 sont obtenus de manière similaire
(schéma 16 et 17).
102
NH2N
O H
HH
O
O NH
N
O H
HH
O
OO
O NH
N
O H
HH
O
OOH
O
NH
N
O H
HH
O
ONH
O
ONH
N
O H
HH
OH
ONH
O
OH
BrO
O
57
TFA,
60
61
TFA
628
Et3N, DMF82%
TFACH2Cl2
BnONH2, HClBOP, NMM
DMF77%
Pd / BaSO4H2, MeOH
100%
94%
Schéma 16 : Obtention de l’acide hydroxamique 8.126,145,146,147
103
NH2N
O H
HH
O
ONH
N
O H
HH
O
OO
O
NH
N
O H
HH
OH
OOH
O
BrO
O
57
TFA,
63
9
Et3N, DMF86%
Pd / BaSO4H2, MeOH
97%
Schéma 17 : Obtention de l’acide carboxylique 9.145,147
A partir de la plateforme 57, nous pouvons synthétiser l’acide hydroxamique 8 en
quatre étapes. Tout d’abord, une alkylation est utilisée afin de greffer l’espaceur nécessaire
sur notre synthon. L’amine 57 traitée par du tert-butylbromoacétate en milieu basique dans du
diméthylformamide conduit au composé 60 avec un rendement de 82%.145 L’étape suivante
est une déprotection de l’ester tert-butylique obtenu conduisant à l’acide carboxylique 61
après trituration dans l’éther diéthylique de manière quantitative sous forme de
trifluoroacétate.146 Un couplage de type peptidique est mis en jeu afin de greffer la O-
benzylhydroxylamine sur le sel 61 en présence de BOP. L’acide hydroxamique 62 protégé par
une fonction benzyle est ainsi obtenu avec un rendement de 77%.126 Une déprotection par
104
hydrogénation catalytique en présence de palladium sur sulfate de baryum produit l’acide
hydroxamique 8 avec un rendement de 94%.147 Ce composé est donc synthétisé à partir de la
plateforme 57 avec un rendement global de 60%.
De manière similaire, l’acide carboxylique 9 a été obtenu en deux étapes à partir de la
plateforme 57. Dans ce cas le bromoacétate de benzyle est utilisé comme alkylant à la place
du bromoacétate de tert-butyle conduisant à l’intermédiaire 63 avec un rendement de 86%.15
La protection des deux acides carboxyliques est identique dans le cas du produit 63
contrairement au produit 60. Une déprotection globale de ce diacide par hydrogénation
catalytique donne l’acide carboxylique 9 avec un rendement de déprotection de 97%147 et un
rendement global à partir de la plateforme 57 de 85%.
Les résultats pharmacologiques, qui seront détaillés dans le chapitre III, obtenus pour
ces ligands ont conduit à la conclusion que dans le cas de cette famille de produit, c’est la
fonction acide phosphonique qui est favorable à l’affinité pour l’ECE. C’est pourquoi nos
autres ligands seront pour la plupart des composés portant cette fonction.
Une fois ces produits obtenus, nous nous sommes naturellement intéressés à la
position P2’ sur laquelle nous pouvons introduire des variations à partir du carbamate 52
(schéma 12).
2.2.2.4 : Etude de la position P2’ :
Pour mener à bien cette étude, trois séries de composés ont été mis en œuvre, à savoir
un premier groupe de molécules portant la chaîne aralkyle de la molécule de référence, un
second groupe constitué de composés n’ayant pas de partie C-terminale et enfin un troisième
comprenant des produits portant une chaîne aminée sur cette position. Nous allons donc voir
la synthèse de ces différents ligands.
105
2.2.2.4.1 : Composé porteur de la chaîne aralkyle :
Dans un premier temps, une variation a été faite sur le squelette de la molécule (±) 1.
Dans le composé 10, la chaîne peptidique a été remplacée par une chaîne linéaire de même
longueur, ceci dans le but de déterminer l’influence des fonctions amide et de l’acide
carboxylique terminal (schéma 18).
Schéma 18 : Synthèse du ligand 10.126,136,139
NH
OH
O
FF
O
O
NH
NH
O
FF
O
OO
O
NH2NH
O
FF
O
O
NH
NH
O
FF
O
OPO
MeOOMe
NH
NH
O
FF
OH
OPO
OHOH
NH2 OH
O
NH2 O
O
HCl,
37
6667
10
Composé 64BOP, NMM, DMF
88%
HCl 1N97%
(MeO)2OPCH2OSO2CF3 33DIPEA, CH2Cl2
42%
1) NaOH 1N, MeOH2) TMSBr, DIPEA, CH2Cl23) H2O 25%
65
HCl,
SOCl2MeOH
96%64
106
Nous voyons que la chimie mise en jeu pour obtenir ce composé est identique à celle
utilisée pour la synthèse de la molécule de référence.
2.2.2.4.2 : Composés sans partie C-terminale :
Plusieurs des ligands précédemment décrits ont un acide carboxylique dans la position
P2’. Afin d’évaluer l’intérêt de cette fonction, nous avons décidé de synthétiser trois composés
11, 12 et 13 qui en sont dépourvus (schéma 19).
Schéma 19 : Synthèse des composés 11, 12 et 13.126,143
P OTfO
OO
P NH
OO
OP NH
OO
O
P NO
OO N
P NO
OHOH N
P NH
OOH
OH P NH
OOH
OH
NNH
NH2
NH2
2 HCl,HCl,
HCl,
33
68 69 70
1211
13
HCl 6N48%
HCl 6N51%
HCl 6N45%
DIEACH2Cl2
52%
DIEACH2Cl2
47%
DIEACH2Cl2
49%
107
En fait les molécules 11, 12 et 13 sont obtenus assez rapidement en deux étapes à
partir d’amines commerciales et du triflate 33, en présence de diisopropylamine avec des
rendements compris entre 47 et 52%.126 Afin de pouvoir chromatographier ces intermédiaires,
nous avons protégé les amines primaires résiduelles n’ayant pas réagit avec du Boc2O de
manière à obtenir une meilleure séparation, les esters diméthyliques des acides phosphoniques
11 à 13 ne réagissant pas en présence de cette anhydride.146 Enfin, il nous suffit alors de
déprotéger ces synthons par reflux dans une solution d’acide chlorhydrique 6N durant 3
heures.143 Les acides phosphoniques 11, 12 et 13 sont isolés avec des rendements respectifs de
48, 51 et 45%. L’obtention de ces composés se fait donc avec des rendements globaux variant
de 22 à 25%.
2.2.2.4.3 : Produits portant une chaîne aminée :
La chaîne peptidique de la molécule de référence (±) 1 a été remplacée par des résidus
basiques. Ces chaînes permettent d’introduire des groupements aromatiques pour saisir
d’éventuelles interactions de type aryle-aryle. Les groupements aromatiques utilisés sont de
natures différentes, nous avons utilisé un groupement phényle conduisant uniquement à ce
type d’interaction ou un groupement pyrimidine pouvant en plus aboutir à des interactions de
type donneur-accepteur.
De même, la nature des groupements porteurs des fonctions amines a été diversifiée.
Nous avons introduit un groupement pipérazine afin d’obtenir des ligands rigides, un
groupement pyrrolidine ou encore une chaîne linéaire permettant une liberté
conformationnelle. Enfin, nous avons également fait varier la longueur des chaînes mises en
jeu afin de mieux comprendre la topologie de cette partie du site actif de l’ECE.
Cinq nouveaux ligands ont été synthétisés dans le cadre de cette étude (fig. 26).
108
Figure 26 : Ligands 14 à 18.
Intéressons nous maintenant à la synthèse de ces ligands. A partir de la
plateforme 51, les cinq précurseurs désirés peuvent être obtenus par une étape de couplage de
type peptidique utilisant des conditions opératoires classiques, à savoir du BOP comme agent
de couplage en milieu basique dans du diméthylformamide. Ainsi, les composés 71 à 75 sont
isolées avec des rendements variants de 76 à 83% (Schéma 20).126
NH
N
O
N
PO
OHOH
NH
NH
ON
N
O
POHOH
O
NH
N
O
N
PO
OHOH
NH
NH
OP NO
OHOH
NH
N
O
N
PO
OHOH
N
N
14
2 HCl3 HCl
15
16 17
2 HCl
18
2 HCl 2 HCl
109
Schéma 20 : Introduction d’une diversité au niveau de la position P2’ via la plateforme 51.126
Pour obtenir les molécules 14 à 18, les mêmes schémas réactionnels sont utilisés.
Trois étapes sont mises en jeu pour obtenir les produits finaux, à savoir une étape de
déprotection en milieu acide trifluoroacétique dans du dichlorométhane afin d’obtenir des
amines primaires sous forme de sel.146 Puis une substitution nucléophile sur le triflate 33 est
effectuée en milieu basique.126 Enfin, ces synthèses se terminent par une étape de déprotection
finale dans de l’acide chlorhydrique à reflux pour obtenir les composés désirés143 (Schéma 21
à 25).
NH
OH
OO
O
NH
N
OO
O N
NH
NH
OO
O
NN
O
NH
N
OO
O N
NH
NH
OO
O
N
NH
N
OO
O N N
N
NNH
NH2 NN
O
NNH
NH2 N
NNH
NN
5171
72
73
74
75
BOP, NMMDMF78%
3 HCl,BOP, NMM
DMF76%
BOP, NMMDMF83%
BOP, NMMDMF83%
BOP, NMMDMF80%
110
Schéma 21 : Synthèse de la molécule 14.126,143,146
Schéma 22 Synthèse de la molécule 15. 126,143,146
NH
N
OO
O N
NH2N
O
N
NH
N
O
N
PO
OO
NH
N
O
N
PO
OHOH
PO
OO
OTf
71 76
2 TFA,
77142 HCl,
TFACH2Cl2
97%
DIEACH2Cl2
46%33
HCl 6N
37%
PO
OO
OTf
NH
NH
OO
O
NN
O
NH2NH
ON
N
O
NH
NH
ON
N
O
POO
ONH
NH
ON
N
O
POHOH
O
3TFA,
3 HCl,
TFACH2Cl2
97%
DIEACH2Cl2
46%33
HCl 6N
37%
72 78
7915
111
Schéma 23 : Synthèse de la molécule 16. 126,143,146
Schéma 24 : Synthèse de la molécule 17. 126,143,146
NH2N
O
N
NH
N
O
N
PO
OO
NH
N
O
N
PO
OHOH
PO
OO
OTf
NH
N
OO
O N
80
2 TFA,
81162 HCl,
TFACH2Cl2
99%
DIEACH2Cl2
43%33
HCl 6N
41%
73
PO
OO
OTf
NH
NH
OO
O
N NH2NH
O
N
NH
NH
OP NO
OO
NH
NH
OP NO
OHOH
2 TFA,
TFACH2Cl2
91%
DIEACH2Cl2
51%33
HCl 6N
39%
74 82
8317
2 HCl
112
Schéma 25 : Synthèse de la molécule 18. 126,143,146
Pour tous ces composés l’étape de déprotection des amines conduit aux sels
correspondants (76, 78, 80, 82 et 84) qui sont obtenus avec des rendements variant de 91 à
99%.146 Les résultats obtenus pour l’entrée du triflate 33 sur ces amines sont ceux attendus.
Après purification, les phosphonates (77, 79, 81, 83 et 85) sont isolés avec des rendements
variants de 41 à 51%.126 Enfin, les étapes de déprotection finale permettent d’isoler les
produits 14 à 18 avec des rendements de l’ordre de 37%.143
Nous avons synthétisé ces molécules avec des rendements globaux de 13% à partir de
la plateforme 51. Comme un grand nombre de nos composés comporte une amine secondaire
en β du phosphore, possédant un atome d’hydrogène pouvant conduire à des liaisons
hydrogènes, il nous a semblé important de savoir si celui-ci avait un rôle dans l’activité
biologique.
NH2N
O
N N
N
NH
N
O
N
PO
OO
N
N
NH
N
O
N
PO
OHOH
N
N
PO
OO
OTf
NH
N
OO
O N N
N
84
2 TFA,
85182 HCl,
TFACH2Cl2
95%
DIEACH2Cl2
48%33
HCl 6N
38%
75
113
2.2.2.5 : Etude de l’amine basique :
Afin d’obtenir des informations, deux molécules ont été imaginées (Fig. 27).
Figure 27 : Composés 19 et 20.
Pour les synthétiser, nous avons tout d’abord essayé d’alkyler les amines secondaires à
partir des phosphonates correspondants. Mais cela n’est pas possible même dans des
conditions drastiques, ce que nous tenterons d’expliquer par le biais d’une étude physico-
chimique dans la partie suivante. Nous avons du le faire avant de mettre en place l’étape
d’addition nucléophile de nos amines sur le triflate 33. Nous avons adapté notre schéma de
synthèse (schéma 26) afin de préparer des amines secondaires porteuses soit d’un groupement
méthyle soit d’un groupement benzyle. Par contre, nous avons tout de même pu utiliser la
plateforme 50 précédemment décrite.
NOH
OPO
OHOH
NOH
OPO
OHOH1920
114
Schéma 26 : Synthèse des molécules 19 et 20.126,143,146,149
En effet à partir de cette plateforme, nous pouvons obtenir les amines respectivement
méthylées et benzylées notées 86 et 89. Pour ce faire, nous avons utilisé une méthode
classique mettant en jeu de l’hydrure de sodium dans du diméthylformamide en présence soit
149 Dinh T. Q., Du X., Armstrong R. W. Synthesis and conformational analysis of the multidrug resistance-reversing agent hapalosin and its non-N-methyl analog. J. Org. Chem. 1996, 61, 6606-6616.
NH
O
OO
O
NO
OO
O
NO
OO
O
NHO
O
NHO
O
NO
OPO
OO
NO
OPO
OO
NOH
OPO
OHOH
NOH
OPO
OHOH
PO
OO
OTfPO
OO
OTf
TFA,TFA,
5086
87
88
19
89
90
91
20
HClHCl
TFACH2Cl2
96%
DIEACH2Cl2
48%33
HCl 6N
42%
33
DIEACH2Cl2
43%
HCl 6N38%
TFACH2Cl2
94%
MeI, NaHDMF
BnBr, NaHDMF
97%92%
115
d’iodure de méthyle soit de bromure de benzyle. Les amines tertiaires 86 et 89 ont alors été
isolées avec de très bons rendements (92 et 97%).149 Celles-ci sont en fait protégées par un
groupement Boc que nous avons clivé en présence d’acide trifluoroacétique dans du
dichlorométhane permettant l’obtention des sels 87 et 90 de manière quasi quantitative.146
Nous avons alors pu coupler ces amines sur le triflate 33 en présence de diisopropylamine
dans du dichlorométhane comme pour les autres synthons déjà décrits. Cette étape reste une
des étapes limitantes de nos synthèses puisque les phosphonates 88 et 91 sont isolés avec des
rendements de l’ordre de 45%.126 Enfin, ces synthèses se terminent par la déprotection globale
de nos intermédiaires par chauffage à reflux dans de l’acide chlorhydrique 6N. Les
chlorhydrates 19 et 20 sont isolés avec des rendements moyens de 40%.143
2.2.2.6 : synthèse de composés « rétros » :
Dans cette série, nous souhaitions synthétiser trois molécules, notées 21, 22 et 23,
nous permettant de changer plusieurs paramètres simultanément (fig 28).
Figure 28 : Composés « rétros ».
NH
O
OHO
NH
ONH
O
NH
ONH
O
OH
NH
O
OHO
NH
O
21 22
23
116
Figure 29 : Composé 5.
En effet, en comparant les composés 5 (fig 29) et 22 par exemple, nous remarquons
plusieurs choses importantes. Tout d’abord, l’amine basique du composé 5 est remplacée par
une fonction amide aux propriétés complètement différentes. De plus, la chaîne occupant la
position P1’ se trouve déplacer d’un cran. Enfin, la partie C-terminale est occupée par un reste
acétyle au lieu d’un acide carboxylique ce qui change également les possibilités d’interactions
mises en jeu.
Tout d’abord, nous avons synthétisé l’acide carboxylique 21 et l’acide hydroxamique
22 qui sont de vrais candidats rétros. La synthèse de ces deux composés nous a donné l’idée
de synthétiser le composé 23 qui est un peu plus exotique. En fait, c’est une sorte de dimère
de notre molécule, qui, de par l’encombrement qu’il représente, peut nous fournir des
renseignements intéressants.
Mais intéressons nous maintenant à la synthèse de ces trois ligands (Schéma 27 et 28).
Celles-ci s’effectuent au départ de la plateforme 45.
NH
OH
O
NH
O
OH
5
117
Schéma 27 : Synthèse des dérivés « rétros » 21 et 22.126,147,150
L’amine 45 est acétylée en présence d’anhydride acétique en milieu basique dans du
dichlorométhane. L’intermédiaire 92 est ainsi obtenu avec un rendement de 95%.150 Cet
intermédiaire est alors saponifié pour conduire à l’acide carboxylique 93 avec un rendement
de 90%.126 A ce stade, un couplage peptidique est alors possible de la même manière que ceux
faits auparavant. Nous utilisons à nouveau le BOP comme agent de couplage en milieu
basique dans du diméthylformamide pour condenser le chlorhydrate d’ester méthylique de la
150Tsang K. Y., Diaz H., Graciani N., Kelly J. W. Hydrophobic cluster formation in necessary for dibenzofuran-based amino acids to function as β-sheet nucleators. J. Am. Chem. Soc. 1994, 116, 3988-4005.
NH2O
ONH
O
O
O
NH
OH
O
O
NH
O
OO
NH
ONH
O
OHO
NH
O
NH
O
NH
ONH
O
O
NH
O
NH
ONH
O
OH
HCl,
45 92 93
9421
95
22
Anhydride acétique
Et3N, CH2Cl295%
NaOH 1N, MeOH
90%
HCl, Gly-OMeBOP, NMM
DMF85%
NaOH 1N, MeOH
95%
BnONH2, HClBOP, NMM
DMF82%
Pd / BaSO4, H2
MeOH, 91%
118
glycine sur l’acide 93. Nous obtenons le composé 94 avec un rendement de 85%.4 Celui-ci est
alors déprotégé pour conduire au composé désiré 21 par une saponification classique avec un
rendement de 95%.126 Le rendement global de la synthèse du produit 21 à partir de la
plateforme 45 est donc de 70%. Ce composé 21 se trouve être à la fois un intermédiaire utile à
l’obtention du composé 22 ainsi qu’un produit final à part entière.
Sa mise en réaction avec le chlorhydrate de la O-benzylhydroxylamine en utilisant à
nouveau le BOP comme agent de couplage conduit au composé 96 avec un rendement de
82%.126 Il ne nous reste ensuite qu’à déprotéger cet intermédiaire réactionnel par
hydrogénation catalytique dans du méthanol en présence de palladium sur sulfate de baryum
pour obtenir la molécule 21 avec un rendement de 91%.147 Le rendement global pour
l’obtention de ce produit à partir de la plateforme 45 est d’environ 50%.
Schéma 28 : Synthèse du dimère 23.126
L’obtention du composé 23 peut se faire à partir de l’intermédiaire 93. En effet, au lieu
de coupler le chlorhydrate de l’ester méthylique de la glycine, il suffit de remplacer celui-ci
par la plateforme 45 pour obtenir le dimère de cette plateforme sous forme protégée. Ce
couplage, utilisant les conditions opératoires déjà décrites préalablement, conduit à
NH
OH
O
O
NH
O
OO
NH
O
NH2O
O
NH
O
OHO
NH
O9396
BOP, NMMDMF NaOH 1N
MeOH
90%
HCl, 45
23
85%
119
l’obtention du synthon 96 avec un rendement de 85%.126 Une simple saponification est
ensuite utilisée pour déprotéger ce composé et conduire au produit final 23 désiré avec un
rendement de 90%. L’acide 23 est donc obtenu avec un rendement global à partir de la
plateforme 45 de 65%.126
2.2.3 : Conclusions :
Vingt trois composés ont été synthétisés durant ce travail de développement de
candidats potentiellement inhibiteurs de l’ECE. Nous avons apportés quelques améliorations à
la synthèse décrite dans la littérature pour l’obtention de la molécule de référence. En effet,
nous avons tout d’abord isolé et caractérisé par RMN le triflate 33 au lieu d’utiliser la solution
dans laquelle il était formé, ceci nous a permis d’améliorer sensiblement les résultats des
étapes mettant en jeu son couplage avec différentes amines.
De même, les réactions décrites pour la déprotection finale de nos produits n’étant pas
très efficace, nous avons mis en place des conditions plus drastiques, permettant une meilleure
mise en forme des sels finaux.
Enfin, afin de réussir à alkyler l’amine basique de la molécule de référence, nous
avons changé notre stratégie de synthèse. En effet, lorsque cette amine est liée au
phosphonate, il n’est apparemment plus possible de l’atteindre chimiquement parlant, nous
avons donc du le faire avant de condenser le triflate 33 sur nos intermédiaires. Nous allons
d’ailleurs essayer de mieux comprendre le manque de réactivité de cette amine par le biais
d’une étude physico-chimique qui sera détaillé ultérieurement. Ceci nous aidera dans un
premier temps au niveau de la synthèse de ce type de dérivés et pourra surtout peut être nous
donner des informations sur le site actif de l’enzyme de conversion de l’endothéline.
120
2.3 : Etude physico-chimique de molécules dérivées de nos produits :
Par le biais de cette étude faite en collaboration avec Hélène Dozol et Bernard Spiess,
nous avons voulu déterminer les pKa des fonctions portées par nos molécules et voir si des
interactions, expliquant la faible nucléophilie de l’azote en β du phosphonate, étaient mises en
jeu. Pour cela, nous avons choisi de faire un titrage potentiométrique de la molécule 14, suivi
d’un titrage par RMN 31P et 1H. De plus, afin de généraliser cette méthode, nous avons
préparé trois autres composés en essayant de diversifier les structures chimiques (Fig. 30).
Figure 30 : Composés titrés par potentiométrie, RMN 31P et 1H.
2.3.1 : Synthèse des trois composés utilisés pour cette étude :
Dans le cadre de cette étude, nous avons décidé de titrer la molécule 14 préalablement
synthétisée et trois autres produits respectivement notés 98, 100 et 105. La molécule 98
comporte un groupement phényle sur le carbone en α du phosphore ce qui nous permet
d’avoir un encombrement assez important dans le voisinage du phosphore. La molécule 100
ne comporte aucune contrainte contrairement au ligand 105 qui est une amine tertiaire
faiblement encombrée au lieu d’une amine secondaire comme dans les autres composés.
NH
N
O
N
PO
OHOH
NH
OH
OPO
OHOH
NH
OH
OPO
OHOH
NOH
OPO
OHOH
142 HCl
HCl HCl
HCl
98 100 105
121
Nous ne reviendrons pas sur l’obtention de la molécule 14. Par contre, comme les trois
autres produits ont été synthétisés uniquement dans le but de ce titrage, nous allons détailler
leur synthèse (Schéma 29 et 30).
Schéma 29 : Synthèse de la molécule 98124,143.
Afin d’obtenir la molécule 98, nous sommes partis du chlorhydrate de l’ester éthylique
de la glycine. Celui-ci est mis en réaction dans du dichlorométhane avec du benzaldéhyde en
présence de triéthylamine et de sulfate de sodium afin d’obtenir l’imine correspondante. Cette
dernière n’étant pas isolée, du triméthylphosphite et du BF3.OEt2 sont alors ajoutés afin
d’obtenir le phosphonate 97 avec un rendement de 41%.124 Il est alors chauffé à reflux dans de
l’acide chlorhydrique 6N pour conduire au chlorhydrate 98 avec un rendement global de
l’ordre de 18%.143
Pour synthétiser les ligands 100 et 105, nous sommes partis du chlorhydrate de l’ester
méthylique de la glycine. Le composé 100 est obtenu en deux étapes. Par contre, cinq étapes
sont nécessaires pour synthétiser le composé 105, ce qui est lié à la faible réactivité de l’amine
secondaire 99 vis-à-vis des alkylations. Mais remarquons que toutes ces séquences chimiques
ont déjà été utilisées auparavant.
NH2O
O NH
O
OPO
OO
NH
OH
OPO
OHOH
HCl,
97 98
1) BenzaldéhydeEt3N, Na2SO4
CH2Cl2
41%
HCl 6N
43%2) (MeO)3P, BF3. OEt2
122
Schéma 30 : Synthèse des molécules 100 et 105.126,138,143,145,146,149
Pour l’obtention du composé 100 à partir du chlorhydrate 42, nous avons du à nouveau
utiliser une étape d’addition nucléophile sur le triflate 33. Les conditions opératoires sont
exactement les mêmes que pour les synthèses déjà décrites. Le phosphonate 99 est obtenu
avec un rendement de 50%.126 Celui-ci est ensuite déprotégé selon la méthode habituelle, à
savoir chauffage à reflux dans de l’acide chlorhydrique 6N.143 Le chlorhydrate 100 est isolé
avec un rendement global à partir de la glycine de 18%.
De même, toujours à partir du chlorhydrate 42, nous pouvons synthétiser le composé
105. Il nous faut dans un premier temps protéger l’amine correspondante libérée en milieu
basique par un groupement Boc, en la mettant en réaction avec du Boc2O en milieu basique
dans du dichlorométhane.148 L’amine protégée 101 est isolée avec un rendement de 83%. Ce
composé est ensuite alkylé par l’iodure de méthyle en présence d’hydrure de sodium dans du
diméthylformamide. L’amine tertiaire 102 est obtenue avec un rendement de 89%.149 Suit
NH2OH
ONH2
O
ONH
O
O
O
O
NO
O
O
ONH
O
OPO
OO
NHO
O
NH
OH
OPO
OHOH
NO
OPO
OO
NOH
OPO
OHOH
PO
OO
OTf
PO
OO
OTf
HCl,
TFA,
HCl
HCl
42
99100
101
102
103104105
Chlorured'acétyle
MeOH
99%
33
33
DIEACH2Cl2
50%
DIEA, CH2Cl244%
HCl 6N
HCl 6N
37%
41%
TFACH2Cl2 96%
MeI, NaHDMF
Boc2O, Et3NDMAP, CH2Cl2
83%
89%
123
alors une étape de déprotection afin d’obtenir, avec un rendement de 96%, le sel de l’amine
103 par un traitement à l’acide trifluoroacétique dans du dichlorométhane.146 Nous pouvons à
nouveau coupler ce sel avec le triflate 33 pour obtenir le phosphonate 104 avec un rendement
de 44%.126 Ce composé est ensuite déprotégé dans les conditions habituelles pour conduire au
chlorhydrate 105 avec un rendement global à partir de la glycine de 12%.143
Une fois ces ligands obtenus, nous avons entrepris l’étude physico-chimique qui se
déroule en deux temps, à savoir une série de titrages potentiométriques des composés 14, 98,
100 et 105, suivie d’une série de titrage par RMN 31P et 1H.
2.3.2 : Titrage potentiométrique de nos ligands :
Ces titrages sont fait par mesure de pH après des ajouts réguliers (10 µl) de base
(KOD) dans une solution aqueuse des ligands. Leur intérêt réside dans le fait qu’ils nous
permettent tout d’abord de déterminer les points d’équivalence. En théorie, chaque
groupement phosphonate est capable de se protoner deux fois, chaque groupement aminé et
chaque groupement carboxylique une fois. En pratique, seule la première étape de protonation
est accessible dans le cas des groupements phosphonates. En effet, la seconde constante
étagée de protonation a une valeur de pKa trop faible pour être déterminée sur la zone de pH
utilisée lors de cette étude.
Puis, à partir de ces points d’équivalence, nous pouvons déterminer les constantes
macroscopiques de protonation des ligands à l’aide du logiciel Hyperquad 2000151,152, ce
logiciel affinant les constantes macroscopiques globales de protonation à partir des courbes
pH = f(VKOD).
151 Alderighi L., Gans P., Ienco A., Peters D., Sabatini A., Vacca A. Hyperquad simulation and speciation (hyss):a utility program for the investigation of equilibria involving soluble and partially soluble species. CoordinationChemistry Reviews 1999, 184, 311-318.
124
Les constantes de protonation permettent de définir la proportion des différentes
formes d’un acide ou d’une base ainsi que leur état d’ionisation prédominant, à une valeur de
pH donnée. En effet, de très faibles variations de pH peuvent engendrer d’importants
changements dans l’état d’ionisation d’une espèce acido-basiques, et plus particulièrement
aux alentours des différents points d’équivalence.
Pour les molécules biologiques, la connaissance de leurs propriétés acido-
basiques et de leurs états d’ionisation est primordiale pour évaluer la biodisponibilité et le
transport d’une substance à travers les membranes. D’autres facteurs tels les cinétiques
d’association ou de dissociation pour une enzyme, sont étroitement liées à la structure
électronique de la molécule active.
2.3.2.1 : Conditions opératoires :
Les solutions de ligand et de base (KOD) sont préparées le matin même en utilisant
D2O comme solvant et KCl (0,2M) comme sel de fond. Ces solutions sont également utilisées
pour les titrages RMN. La base est dosée par une solution d’hydrogénophtalate de potassium
dont la concentration est connue avec précision.
La chaîne de titrage utilisée est constituée d’une cellule thermorégulée (± 0,1°C) par
un bain thermostaté Haake DC1 à 37°C, d’une microélectrode de verre combinée de type
Ingold P/N 10 402 3522, dont le liquide de remplissage du compartiment de référence interne
est régulièrement renouvelé avec une solution de chlorure de potassium (KCl) 2,0 M,
connectée à un pH-mètre Tacussel Isis 20000 et d’une burette électronique Tacussel EBX2.
La microélectrode est étalonnée à l’aide d’une solution de pH 2 constituée de HCl 0,01 M et
KCl 0,19 M. Le tout est piloté par un PC.
152 Gans P., Sabatini A., Vacca A. Investigation of equilibria in solution. Determination of equilibrium constantswith the hyperquad suite programs. Talanta 1996, 43, 1739-1753.
125
Pour la préparation de 1,2 mL de solution des ligands à environ 3 mM, une masse
prédéterminée des ligands et de sel de fond (KCl) est dissoute dans 1,2 mL de D2O.
2.3.2.2 : Calcul des constantes macroscopiques de protonation :
Les ligands étudiés dans ce travail sont des aminophosphonates (AP) portant deux
amines et un phosphonate pour le ligand 14 et une amine, un phosphonate et un acide
carboxylique pour les ligands 111, 113 et 118. Ils sont susceptibles de se protoner selon
l’équilibre général suivant :
+− + yHAPp ( )−−ypy APH (1)
A cet équilibre correspond la constante thermodynamique globale de protonation 0yβ :
( )
)()()(0
−+
−−
= py
ypy
y APHAPH
β (2)
où (HyAP(p-y)-), (H+) et (APp-) désignent les activités des espèces correspondantes.
En introduisant un électrolyte-support à une concentration nettement supérieure à celle
des autres composés présents dans la solution, on peut rendre constante la force ionique de la
solution.
Dans des conditions de force ionique et de température données, on peut définir une
constante apparente globale de protonation βy :
( )[ ][ ] [ ]−+
−−
=py
ypy
yAPH
APH
.β (3)
où [HyAP(p-y)-], [H+] et [APp-] désignent les concentrations des espèces correspondantes.
Au lieu d’être envisagées de manière globale, les étapes de protonation peuvent être
considérées les unes après les autres selon l’équilibre général :
( )−+−−
+ + 11
ypy APHH ( )−−yp
y APH (4)
auquel correspondant les constantes apparentes successives ou étagées Ky :
126
[ ][ ][ ]−+−
−+
−−
= )1(1
)(
. ypy
ypy
y APHHAPH
K (5)
Le logarithme de la constante apparente de protonation Ky correspond au pKay, c'est-à-
dire au cologarithme de la constante apparente de dissociation.
En fait, tous ces calculs sont faits par ordinateur. En effet, le fichier de données obtenu
lors du titrage est traité dans un premier temps par le programme Equipot permettant de
trouver les volumes équivalents par calcul des points où la dérivée seconde s’annule. A partir
de ces volumes, nous pouvons déterminer la concentration en ligand (CL) et en acide (CH).
L’analyse de l’ensemble de ces données par le programme Hyperquad 2000 permet d’obtenir
les constantes βy et donc par soustraction les constantes Ky à l’aide de l’équation suivante :
∑=
=i
jji K
1loglog β (6)
2.3.2.3 : Titrage potentiométrique du ligand 14 :
Ce ligand est dosé par une solution de KOD 1,65 10-2 M .
VKOH (m l)0.0 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5 0.6 0.7 0.8
pH
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
1 éq 2 équivalences
Figure 31 : Titrage du ligand 14 par KOD (KCl 0,2 M ; 100% D2O ; 37°C).
NH
N
O
N
PO
OHOH
2 HCl
127
Sur cette courbe, nous observons trois équivalences correspondant à la seconde
déprotonation du groupement phosphonate et à la déprotonation des deux amines.
Tableau 11 : Constantes macroscopiques calculées par Hyperquad 2000 pour le ligand 14.
y log Ky ∆log Ky
1 8,10 0,012 6,79 0,013 5,08 0,01
A partir de la courbe de titrage, nous pouvons calculer les constantes macroscopiques
de protonation à l’aide du logiciel Hyperquad 2000. Nous avons donc obtenus trois pKa qui
ont pour valeur 8,10 ; 6,79 et 5,08. Pour pouvoir attribuer avec certitude un pKa à une
fonction, il faut que la différence entre les deux constantes de protonation (par exemple log
K1-log K2) soit supérieure à deux unités logarithmiques. Ceci n’est donc pas possible dans
notre cas.
2.3.2.4 : Titrage potentiométrique des ligands 98, 100 et 105 :
Les ligands 98, 100 et 105 ont été dosés par des solutions de KOD de concentration
respective 1,87 10-2 M, 1,06 10-2 M et 1,06 10-2 M.
128
VKOD (m l)0.0 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5 0.6 0.7 0.8 0.9 1.0
pH
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
1 équivalence 1 équivalence
Figure 32 : Titrage du ligand 98 par KOD (KCl 0,2 M ; 100% D2O ; 37°C).
VKOH (m l)0.00 0.05 0.10 0.15 0.20 0.25 0.30
pH
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
1 équivalence 1 équivalence
Figure 33 : Titrage du ligand 100 par KOD (KCl 0,2 M ; 100% D2O ; 37°C).
NH
OH
OPO
OHOH
HCl
NH
OH
OPO
OHOH
HCl
129
VKOD (m l)0.0 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5 0.6 0.7 0.8 0.9 1.0
pH
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
1 équivalence 1 équivalence
Figure 34 : Titrage du ligand 105 par KOD (KCl 0,2 M ; 100% D2O ; 37°C).
Dans le cas de ces trois ligands, seules deux équivalences sont obtenues, ce qui
signifie que l’acide carboxylique se trouve déjà déprotoné pour des valeurs de pH inférieures
à deux. Les deux équivalences obtenues correspondent donc à la seconde déprotonation du
groupement phosphonate et à celle de l’amine.
Tableau 12 : Constantes macroscopiques de protonation pour les ligands 98, 100 et 105
Ligand y log Ky ∆log Ky 98 1 9,62 0,02
2 5,81 0,03 100 1 10,25 0,03
2 5,85 0,07 105 1 9,57 0,04
2 5,38 0,07
Les constantes macroscopiques de protonation ont été calculées de la même manière
que précédemment et nous avons obtenus pour chaque ligand deux pKa ayant pour valeur
9,62 et 5,81 pour le composé 98, 10,25 et 5,85 pour le composé 100 et 9,57 et 5,38 pour le
NOH
OPO
OHOH
HCl
130
composé 105 correspondant à la déprotonation de l’amine et à la seconde déprotonation du
groupement phosphonate.
2.3.2.5 : Conclusion sur ces dosages potentiométriques :
Nous pouvons donc voir que ces quatre ligands se comportent de la même manière et
que les valeurs de pKa déterminées par potentiométrie à l’aide d’Hyperquad 2000 varient
d’un composé à l’autre mais restent dans des domaines assez proches. Aucune anomalie n’est
remarquée au niveau des valeurs de pKa obtenues, celles-ci étant conformes aux valeurs
classiques de chacune des fonctions prises isolément.
2.3.3 : Titrage potentiométrique suivi par RMN 31P et 1H de nos ligands :
Une procédure consisterait à mesurer le pH dans le tube après chaque ajout de base.
Celle-ci conduirait alors à une perte de solution sur l’électrode de mesure. Pour éviter cet
inconvénient, le même titrage est effectué deux fois. A partir d’une même solution initiale, un
premier titrage potentiométrique permet d’accéder aux valeurs de pH en fonction du volume
ajouté de base. En considérant que les mêmes ajouts de base dans la même solution initiale
aboutissent aux mêmes pH, un deuxième titrage est effectué en RMN. Les valeurs de pH sont
donc obtenues par correspondance avec les volumes. Les volumes de base ajoutés lors du
titrage RMN sont choisis de telle manière que l’écart maximum entre deux points soit de 0,3
unité pH, dans la mesure du possible.
Lors des titrages RMN, le volume initial est généralement de 0,5 mL. Nous avons
ajouté au milieu d’étude 5 mM d’acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA) afin d’éviter la
131
perturbation des spectres par d’éventuelles impuretés paramagnétiques, l’EDTA étant connu
pour ses propriétés complexantes vis-à-vis des cations métalliques.
2.3.3.1 : Conditions opératoires :
Deux séries de spectres RMN ont été nécessaires à cette étude, à savoir un spectre 31P
découplé du proton et un spectre 1H découplé du phosphore avec une présaturation du signal
résiduel de l’eau (HDO).
2.3.3.1.1 : RMN 31P :
Les spectres ont été enregistrés à 121,50 MHz sur un spectromètre à transformée de
Fourier Bruker de type DPX300. Les déplacements chimiques sont mesurés avec une
calibration par rapport à une référence externe d’acide orthophosphorique à 85% dont le
déplacement chimique est fixé à 0,00 ppm. Typiquement, les spectres sont acquis sur une
fenêtre spectrale de 10 ppm en utilisant un délai de 0,1 seconde entre chaque séquence dont
l’angle d’impulsion est π/2. Pour l’acquisition, 1024 points sont utilisés, ce qui correspond à
un temps d’acquisition de 0,4 seconde. Le traitement se fait sur un nombre de points double
de celui utilisé pour l’acquisition (2048) et une fonction exponentielle est appliquée avant la
transformation de Fourier.
2.3.3.1.2 : RMN 1H :
Les spectres ont été enregistrés à 300,13 MHz sur un spectromètre à transformée de
Fourier Bruker de type DPX300. En général, les spectres ont été acquis sur une fenêtre
132
spectrale de 12 ppm en utilisant un délai de trois secondes entre chaque séquence dont
l’impulsion est π/2. Pour l’acquisition, 4096 points ont été utilisés, ce qui correspond à un
temps d’acquisition de 1,14 seconde. Le traitement se fait sur un nombre de points double (8
K) de celui utilisé pour l’acquisition et une fonction exponentielle est appliquée avant la
transformation de Fourier.
2.3.3.2 : Calcul des constantes microscopiques de protonation :
Si les constantes macroscopiques de protonation permettent de prédire l’état
d’ionisation globale d’une molécule en fonction du pH, celles-ci ne permettent pas, dans le
cas d’aminophosphonates, de rendre compte de l’état de protonation au niveau de chaque
groupement fonctionnel présent. Pour avoir accès à ces données, il faut faire appel à un
schéma de protonation plus détaillé qui fait intervenir des constantes microscopiques qui
régissent le système d’un point de vue inframoléculaire, c'est-à-dire à un niveau inférieur à
celui de la molécule (fig. 36).
En suivant les déplacements chimiques du pic de résonance correspondants au noyau
31P ou ceux correspondant à nos fonctions aminés en série proton en fonction du pH, nous
pouvons obtenir une description précise de l’état d’ionisation de la molécule, groupement par
groupement.
Ainsi, le déplacement chimique observé obsiδ , à un pH donné, correspond à la moyenne
des déplacements chimiques des formes protonée et déprotonée, pondérées par leurs fractions
molaires. Si pi,δ et di,δ sont respectivement les déplacements chimiques des formes protonée
et déprotonée de la fonction en position i et si, pif , et dif , sont respectivement les fractions
molaires protonée et déprotonée de cette même fonction, alors nous obtenons la relation :
133
didipipiobsi ff ,,,, .. δδδ += (7)
En considérant la protonation des ces fonctions plutôt que leur déprotonation et
sachant que,
pidi ff ,, 1−= (8)
l’équation 7 devient alors : dipi
diobsi
pif,,
,, δδ
δδ
−
−= (9)
Pour ce calcul de micro-constantes, nous nous sommes uniquement intéressés au
composé 14 (Fig. 35). Dans ce cas, le schéma des micro-équilibres est assez compliqué
puisque nous comptons trois formes monoprotonées et trois formes biprotononées auxquelles
s’ajoutent la forme entièrement protonée (à gauche) et celle complètement déprotonée (à
droite). Douze constantes microscopiques (ki, kii’ et kii’i’’) décrivent ce schéma (Fig. 36).
NH
N
O
N
PO
OHOH 2 HCl,
1 2
3
Figure 35 : Ligand 14.
134
Lig
Lig
Lig
Lig
Lig
P12-
N2H+
N3H+
P1H-
N2H+
N3
Lig
P12-
N2
N3
Lig
P1H-
N2H+
N3H+
Lig
P12-
N2
N3H+
P12-
N2H+
N3
P1H-
N2
N3
P1H-
N2
N3H+
k2
k1
k3
k13
k123
k132
k321
k12
k21
k23
k31
k32
Figure 36 : Schéma des micro-constantes
Les micro-constantes sont reliées aux macro-constantes par les relations :
32111 kkkK ++==β (10)
223113221223113112212 kkkkkkkkkkkkKK ++=++==β
332113112223331112 kkkkkkkkkkkk ++=++= (11)
332113221223331221 kkkkkkkkkkkk ++=++=
332331221332331112 kkkkkkkkkkkk ++=++=
1231213213 kkkKKK ==β
123212132131 kkkkkk == (12)
321323132313321232 kkkkkkkkk ===
135
Les paramètres d’interaction entre les fonctions ionisables ainsi que les constantes
microscopiques sont calculés par une méthode basée sur une approche statistique développée
par Borkovec153.
2.3.3.3 : titrage RMN du ligand 14 :
2.3.3.3.1 : RMN 31P et RMN 1H :
pH2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
δ (ppm )
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
P1
Figure 37 : Courbe de déplacements chimiques RMN-31P fonction du pH pour le ligand 14.
La figure 37 présente la courbe de variation de déplacement chimique du noyau
phosphore en fonction du pH. Entre pH 4 et 7, le premier déplacement vers les champs faibles
correspond à la déprotonation du phosphonate et le second, pour des pH supérieur à 7, à la
déprotonation de l’amine en β du phosphore.
153 Borkovec M., Koper G. J. M. A cluster expansion method for the complete resolution of microscopicionization equilibria from NMR titrations. Analytical Chemistry 2000, 72, 3272-3279.
NH
N
O
N
PO
OHOH 2 HCl,
1 2
3
136
pH2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
δ (ppm )
2.0
2.4
2.8
3.2
3.6
4.0
4.4
4.8
5.2
7.6
8.0
CH3
CH2-P
CH2 x 2 Har
CH2-N
4 Har
Figure 38 : Courbe de déplacements chimiques RMN-1H fonction du pH pour le ligand 14.
Cette figure présente les courbes de déplacement chimique des différents protons du
ligand 14 en fonction du pH :
- les protons (CH2(P)) situés entre les noyaux de phosphore et d’azote sont sensibles à
la déprotonation du groupement phosphonate et de l’amine en β de celui-ci puisque ils se
déplacent deux fois vers les champs fort de 0,6 ppm environ, entre pH 4 et 8. A partir de pH
8, leur signal se dédouble, les protons ne sont plus magnétiquement équivalents ce qui laisse
penser qu’ils sont fortement affectés par la déprotonation de l’amine en β. Ce phénomène doit
être lié à une anisotropie du doublet de l’azote.
- les protons CH2 (CH2-N) de la pipérazine et les protons du groupement méthyle sont
sensibles à la déprotonation de l’amine de la pipérazine puisque ils se déplacent vers les
champs forts de 0,2 ppm à 0,4 ppm, partir de pH 7.
- le proton situé entre l’azote et la fonction amide est également sensible à la
déprotonation du groupement aminé en β du phosphore puisqu’il subit un reblindage à entre
pH 5 et 6 de l’ordre de 0,8 ppm. Malheureusement ce signal est partiellement masqué par le
signal résiduel de l’eau (HDO).
137
- les protons aromatiques semblent être relativement insensibles aux déprotonations
des groupements aminés puisqu’ils ne bougent que très peu sur tout le domaine de pH.
2.3.3.3.2 : Micro-constantes :
Le calcul des micro-constantes de protonation revient donc à résoudre les équilibres
donnés sur la figure 36.
Les constantes macroscopiques sont calculées par le programme Hypnmr 2000154 et
les constantes microscopiques à l’aide de la méthode développée par Borkovec et al.153 en
utilisant les courbes de déplacement chimique du groupement phosphonate et des protons du
groupement méthyle. Pour le calcul des constantes, nous avons supposé que le premier
déplacement vers les champs faibles du noyau 31P est lié à la déprotonation du groupement
phosphonate et le deuxième à la déprotonation de la fonction amine secondaire, déprotonation
qui se font de manière indépendantes.
Tableau 13 : Constantes de protonation pour le ligand 14.
y log Ky ∆log Ky i log ki ii' log kii’ ii'i" log kii’i"1 8,55 0,03 1 4,01 12 7,96 123 8,542 6,65 0,23 2 8,55 13 7,87 132 8,643 5,04 0,24 3 6,24 21 3,43 321 5,05
23 6,9231 5,6432 9,23
2.3.3.4 : Titrages RMN des ligands 98, 100 et 105 :
154 Frassineti C., Ghelli S., Gans, P., Sabatini, A. Moruzzi M. S., Vacca P. Nuclear magnetic resonance as a toolfor determining protonation constants of natural polyprotic bases in solution. Anal. Biochem. 1995, 231, 374-382.
138
Figure 39 : Ligands 98, 100 et 105.
2.3.3.4.1 : RMN 31P:
pH2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
δ (ppm )
8
9
10
11
12
13
14
15
Figure 40 : Courbe de déplacement chimique RMN-31P en fonction du pH pour le ligand 98.
NH
OH
OPO
OHOH
NH
OH
OPO
OHOH
NOH
OPO
OHOHHCl HCl
HCl
98 100 105
NH
OH
OPO
OHOH
HCl
139
pH2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
δ (ppm )
7
8
9
10
11
12
13
14
Figure 41 : Courbe de déplacement chimique RMN-31P en fonction du pH pour le ligand 100.
pH2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
δ (ppm )
6.5
7.0
7.5
8.0
8.5
9.0
9.5
Figure 42 : Courbe de déplacement chimique RMN-31P en fonction du pH pour le ligand 105.
Les figures 40, 41 et 42 présentent trois courbes aux allures similaires qui décrivent un
déplacement vers les champs forts entre pH 3 et 7 résultant de la seconde déprotonation du
groupement phosphonate et d’un déplacement vers les champs faibles pour des pH supérieurs
à 8 résultant de la déprotonation de l’amine. Les seules différences entre ces trois courbes sont
liées aux variations de déplacement chimique lors de la déprotonation des fonctions
ionisables. En effet, pour le déplacement vers les champs fort entre pH 4 et 7, cette variation
est inférieure à 1 ppm pour le ligand 98 alors qu’elle est d’environ 2 ppm pour le ligand 100 et
NH
OH
OPO
OHOH
HCl
NOH
OPO
OHOH
HCl
140
de 1,5 ppm pour le ligand 105. De même, pour le déplacement vers les champs faibles pour
les pH supérieurs à 8, les variations sont de l’ordre de 5 ppm pour les ligands 98 et 100 alors
qu’elle est d’environ 3 ppm pour le ligand 105.
2.3.3.4.2 : RMN 1H :
pH2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
δ (ppm )
3.0
3.2
3.4
3.6
3.8
4.0
4.2
4.4
4.6
7.4
7.6
7.8
H arom
CH
CH2
Figure 43 : Courbe de déplacement chimique RMN-1H en fonction du pH pour le ligand 98.
pH2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
δ (ppm )
2.6
2.8
3.0
3.2
3.4
3.6
3.8
4.0
CH2 (CO)
CH2 (P)
Figure 44 : Courbe de déplacement chimique RMN-1H en fonction du pH pour le ligand 100.
NH
OH
OPO
OHOH
HCl
NH
OH
OPO
OHOH
HCl
141
pH2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
δ (ppm )
2.8
3.0
3.2
3.4
3.6
3.8
4.0
4.2
CH2(CO)
CH2(P)
CH3
Figure 45 : Courbe de déplacement chimique RMN-1H en fonction du pH pour le ligand 105.
Les figures 43, 44 et 45 présentent les courbes de déplacements chimiques des
différents protons RMN 1H des ligands 98, 100 et 105 en fonction du pH. Il en résulte pour les
trois ligands que :
- le (ou les) proton (CH(P)) (ou (CH2(P)) situé(s) entre le phosphonate et l’amine est
sensible à la déprotonation de ces deux fonctions puisque leurs signaux présentent deux
déplacements vers les champs forts entre pH 4 et 6 puis pour des valeurs de pH entre 8 et 10.
- les deux protons (CH2(CO)) situés entre l’amine et la fonction carboxylique, pour des
valeurs de pH supérieures à 4, sont uniquement sensibles à la déprotonation du groupement
aminé puisqu’ils se déplacent vers les champs forts à partir de pH 8.
Pour le ligand 98 (fig. 43), les cinq protons aromatiques semblent être insensibles à la
déprotonation du groupement phosphonate puisqu’ils sortent sous forme d’un singulet fin. Par
contre, à partir de pH 7, le signal s’élargit et se dédouble, il semblerait que ces protons soient
affectés par la déprotonation de l’amine.
NOH
OPO
OHOH
HCl
142
Pour le ligand 105 (fig. 45), les protons du groupement méthyle se déplacent vers les
champs forts à partir de pH 8,5 suite à la déprotonation de l’amine. Les protons CH2(CO) et
CH2(P) sont également sensibles à la déprotonation respective de la fonction carboxylique et
du groupement phosphonate pour des valeurs de pH inférieures à 3
.
2.3.3.4.3 : Constantes de protonation :
Tableau 14 : Constantes macroscopiques de protonation pour les ligands 98, 100 et 105.
Ligand y log Ky ∆log K 98 1 9,64 0,03
2 5,46 0,13 100 1 10,41 0,03
2 5,59 0,05 105 1 9,91 0,02
2 5,48 0,03
Les constantes macroscopiques de protonation (pKa) sont calculées avec l’aide du
logiciel HypNMR 2000 (tableau 14) à partir des courbes de déplacement chimique du
phosphore et du ou des protons CH ou CH2 situés entre le phosphore et l’azote.
Les constantes microscopiques ne sont pas calculées puisque le groupement
phosphonate et l’amine se déprotonent de manière totalement indépendante comme le montre
le calcul des constantes macroscopiques de protonation puisque la différence entre log K1 et
log K2 est supérieur à deux unités logarithmiques pour les trois ligands étudiés. Ainsi, dans
tous les cas, log K1 et log K2 se rapportent respectivement à la déprotonation de l’amine et du
groupement phosphonate.
143
2.3.4 : Conclusions de cette étude :
L’étude de ces quatre ligands montre qu’une forte interaction s’établit entre le
phosphonate et l’azote en β de celui-ci. En effet, les courbes de titrage par RMN 31P des
ligands 98, 100 et 105 sont similaires et présentent un reblindage suivi d’un déblindage et
celle obtenu pour le ligand 14 deux variations vers les champs faibles consécutives mais sur
toutes les courbes nous voyons l’effet de la déprotonation de l’amine en β du phosphore ce
qui témoigne d’une interaction électrostatique entre P et N telle une liaison hydrogène. Les
courbes de titrage en RMN 1H présentent des comportements classiques, à savoir des
déplacements vers les champs forts lors de la déprotonation des fonctions ionisables.
De plus, nous pouvons également remarquer que les macro-constantes calculées
(tableau 14) montrent que les groupements phosphonates des ligands 98, 100 et 105 ont une
basicité similaire alors que celui porté par le ligand 14 est un peu plus acide (tableau 13). De
plus si nous prenons le ligand 100 comme référence, nous remarquons que l’apport d’un
méthyl sur l’amine en β du phosphore ou d’un groupement phényl sur le carbone en α du
phosphore diminue la basicité respectivement de 0,5 unité logarithmique ou de 0,8 unité
logarithmique. Enfin cette amine est plus acide dans le cas du ligand 14.
Sur toutes les courbes correspondant aux titrages par RMN 31P, deux plateaux
apparaissent. Hors, lorsqu’un plateau est obtenu c’est qu’un unique état d’ionisation est mis
en jeu. Nous proposons donc pour cette étude deux états notés I et II se rapportant
réciproquement au premier et au second plateau (fig 46).
Figure 46 : Schéma interactionnel.
NO
OHPO
OHO
H
HN
O
OHPO
OO
H
H-+
-+
-
Etat I Etat II
144
Grâce à cette étude, nous comprenons donc mieux pourquoi il nous était,
chimiquement parlant, difficile d’atteindre ce genre d’amine secondaire aussi bien dans des
réactions de protection que dans des alkylations. En effet, la liaison hydrogène
intramoléculaire entre le phosphonate et l’amine limite donc la réactivité chimique de l’amine
basique. Il aurait été intéressant de faire cette étude sur des composés portant des groupements
méthoxyle sur le phosphore afin de mettre en évidence l’interaction causant la diminution de
nucléophilie des amines obtenue lors de nos synthèses (fig. 47). Comme ces études sont
menées en milieu aqueux, il aurait fallu changer nos synthèses pour obtenir des composés
solubles dans l’eau. Cependant, nous pensons que l’interaction décrite sur la figure 46 doit
également être mise en jeu dans le cas des phosphonates non déprotégés.
Figure 47 : Ligand non étudié.
Afin de conclure nos travaux, nous avons décidé de mettre en place une synthèse
rapide et efficace de β-aminophosphonate diversement substitué sur le carbone entre le
phosphore et l’azote. En effet, l’obtention d’une plateforme de ce type nous permettrait alors
de pouvoir envisager un nouveau point de diversité pour nos synthons. De plus, cela
permettrait aussi dans le cadre d’autres travaux un accès facile à une large palette d’acides
aminophosphoniques de manière simple et rapide.
P NOH
O
R'RO
OO H
H
+
Cl -
145
2.4 : Synthèse d’une plateforme β-aminophosphonate :
Pour ce faire, nous avons décidé d’utiliser une réaction tricomposante entre un
aldéhyde, un carbamate et un phosphite en présence d’un acide de Lewis (fig. 48) par analogie
à des travaux du laboratoire qui permettaient de synthétiser des α-aminoallènes à partir
d’aldéhyde.155
Figure 48 : réaction tricomposante.
De plus, d’autres travaux avaient été réalisés dans ce sens en mettant en jeu le même
genre de composés156,157.
Le principe de cette réaction tricomposante repose sur la réactivité de l’intermédiaire
acyl-iminium, noté B, qui est beaucoup plus électrophile que l’aldéhyde correspondant
(schéma 31). Cette espèce provient du bis-carbamate A et subit l’attaque nucléophile du
phosphite.
Schéma 31 : réaction tricomposante.
155 Billet M., Schoenfelder A., Klotz P., Mann A. A convenient procedure for the preparation of α-aminoallenesusing a three-component reaction of aldehyde, carbamate and propargylsilane. Tetrahedron Lett. 2002, 43, 1453-1456.156 Klepacz A., Zwierzak A. An expeditious one-pot synthesis of diethyl N-Boc-1-aminoalkylphosphonates.Tetrahedron Lett. 2002, 43, 1079-1080.
P HO
O
R1
R1O
PO
O
R1
R1O R2
NH
R3+ R2CHO + R3NH2
Acide de Lewis
solvent
R H
O
NH2 O
O
RNH
NH
CO2Bn
CO2Bn RN CO2Bn
H+
+R H
O
NH2 O
O
RNH
NH
CO2Bn
CO2Bn RN CO2Bn
H+
+
A B
146
2.4.1 : Présentation de la réaction mise en jeu :
2.4.1.1 : Intérêt de cette synthèse :
Tout d’abord, au regard de la littérature, la syntèse d’acide β-aminophosphoniques
semble relativement intéressante car elle permettrait d’accéder facilement à un large panel de
β-aminophosphonates alkylés en position α après déprotection par hydrogénation des
carbamates obtenus à l’issu de cette étape. Ceci permettrait donc d’obtenir facilement un
nombre important d’acides β-aminophosphoniques diversement substitués. De plus, les
conditions opératoires utilisées dans cette réaction tricomposante sont assez douces et les
temps de réaction mis en jeu assez courts ce qui n’est pas le cas dans les travaux déjà décrits.
Dans le cadre de ma thèse, ces plateformes nous permettraient d’obtenir un nouveau
point de diversité pour l’étude de relation structure-activité et donc de nouveaux composés.
Cela pourra alors nous servir à obtenir de nouveaux renseignements structuraux vis-à-vis de
l’enzyme de conversion de l’endothéline et de mieux comprendre les interactions mises en
jeu. Il nous suffirait alors en effet de synthétiser des plateformes halogénées (fig 49) sur
lesquelles nous pourrions condenser ces amines pour obtenir une nouvelle classe de composés
susceptibles d’être des inhibiteurs de l’enzyme de conversion de l’endothéline.
Figure 49 : Plateforme halogénée.
157 Qian C., Huang T. One-pot synthesis of α-aminophosphonates from aldehydes using lanthanide triflate as acatalyst. J. Org. Chem. 1998, 63, 4125-4128.
BrO
O
147
2.4.1.2 : Mise au point de cette synthèse :
Pour initier ces travaux, nous avons choisi d’utiliser le benzylcarbamate en tant que
carbamate, le diméthylphosphite en tant que nucléophile et BF3.OEt2 comme acide de Lewis,
l’intérêt étant pour nous d’utiliser un large échantillon d’aldéhydes. Il nous restait alors à
choisir le solvant de réaction ainsi qu’un aldéhyde de référence. Au regard des travaux
publiés, deux solvants étaient préconisés, à savoir l’acétonitrile et le dichlorométhane. Le
benzaldéhyde a été choisi et utilisé comme référence (schéma 32).
Schéma 32 : Réaction tricomposante de référence.
Dans ces conditions, l’aminophosphonate 106 a été obtenu aussi bien dans le
dichlorométhane que dans l’acétonitrile mais avec des rendements respectifs de 45 et 80%.
L’acétonitrile semble être le solvent de choix pour cette réaction. Ce produit a été caractérisé
par RMN 1H, 13C et 31P.
Nous voyons que cette réaction semble très performante pour l’obtention
d’aminophosphonates. Nous avons décider de conserver ces conditions opératoires en faisant
varier l’aldéhyde afin d’obtenir des β-aminophosphonates diversement substitués, puis
d’essayer différents acides de Lewis et d’autres carbamates pour voir si cette réaction est
généralisable.
NH2 O
OPO
HOO
O
H
P NH
OO
OO
O+ + BF3.OEt2
CH2Cl2 ouCH3CN
106
148
2.4.2 : Variations effectuées sur cette réaction :
2.4.2.1 : Utilisation de différents types d’aldéhydes :
Dans un premier temps, nous avons fait varier l’aldéhyde utilisé dans cette synthèse en
choisissant des benzaldéhydes diversement substitués. Nous avons synthétiser dans cette série
onze composés différents, porteurs de groupements de type alkyle, halogènes, cyano,
méthoxyle, nitro, etc … Nous avons fait varier dans la mesure du possible leur position sur le
noyau aromatique (schéma 33 et 34).
Schéma 33 : Synthèse utilisant des dérivés du benzaldéhyde
NH2 O
O
PO
HOO
P NH
OO
OO
O
P NH
OO
OO
O
P NH
OO
OO
O
N
P NH
OO
OO
O
ClCl
P NH
OO
OO
O
OO
H
O
H
O
H
O
Cl
Cl
H
O
N
H
O
O
O
+
BF3.OEt2CH3CN
85%
BF3.OEt2CH3CN
76%
BF3.OEt2CH3CN
78%
BF3.OEt2CH3CN
79%
BF3.OEt2CH3CN
70%
106107
108
109
110
149
Schéma 34 : Synthèse utilisant des dérivés du benzaldéhyde
Pour toutes ces synthèses, un mélange équimolaire de benzylcarbamate, de
diméthylphosphite et d’aldéhyde a été solubilisé dans de l’acétonitrile. Ces solutions ont été
refroidies à 0°C avant l’ajout de 1,2 équivalents de BF3.OEt2 servant à activer la réaction. Au
bout d’une demi heure, les solutions sont remises à température ambiante, puis agitées
pendant quatre à six heures. Les produits 106 à 116 ont été isolé avec des rendements variant
de 65 à 88%.
NH2 O
O
PO
HOO
P NH
OO
OO
O
O
O
P NH
OO
OO
O
O
P NH
OO
OO
O
NO2
P NH
OO
OO
O
Cl
P NH
OO
OO
O
O
H
O
Cl
H
OO
P NH
OO
OO
O
OO H
O
O
H
O
NO2
H
O
O
O
H
O
OO
+
BF3.OEt2CH3CN
67%BF3.OEt2CH3CN
88%
BF3.OEt2CH3CN
77%
BF3.OEt2CH3CN
83%
BF3.OEt2CH3CN
65%
BF3.OEt2CH3CN
85%
111 112
113
114115
116
150
Afin de voir si cette réaction était généralisable, nous avons ensuite utilisé une
deuxième classe d’aldéhyde présentant toutefois toujours une activation par conjugaison
(schémas 35 et 36).
Schéma 35 : Synthèse utilisant des aldéhydes conjugués.
NH2 O
O
PO
HOO
P NH
OO
OO
O
P NH
OO
OO
OO
P NH
OO
OO
O
O
H
O
H
OO
H
O
O
+
BF3.OEt2CH3CN
85%
BF3.OEt2CH3CN
79%
BF3.OEt2CH3CN
75%
117118
119
151
NH2 O
O
PO
HOO
P NH
OO
OO
O
P NH
OO
OO
O
P NH
OO
OO
O
P NH
OO
OO
O
NO2
H
OH
O
NO2
H
OH
O
+
BF3.OEt2CH3CN
74%
BF3.OEt2CH3CN
78%
BF3.OEt2CH3CN
BF3.OEt2CH3CN
69%
120121
122
Schéma 36 : Synthèse utilisant des aldéhydes conjugués.
Nous avons pu ainsi obtenir les composés 117 à 122 avec des rendements comparables
à ceux obtenus précédemment variant de 69 à 85%.
Nous avons ensuite essayé cette méthode sur des aldéhydes non conjugués comme par
exemple le phénylpropionaldéhyde (schéma 36). Cette synthèse n’a pas fonctionnée puisque
nous n’avons pas obtenus l’adduit désiré même sous la forme de trace. Nous avons donc
essayé d’autres conditions opératoires comme par exemple de remplacer l’acétonitrile par
d’autres solvants. Pensant que dans des conditions plus acides, la réaction pourrait être
152
améliorée, nous avons choisi comme solvant l’acide formique dans un premier temps puis
l’acide acétique. Aucune de ces deux conditions ne nous a permis d’améliorer notre synthèse.
Voyant que le changement de solvant n’était pas salutaire, nous avons voulu voir si le
fait de faire varier la quantité d’acide de Lewis en maintenant l’acétonitrile comme solvant
pouvait améliorer nos résultats. Pour ce faire, nous avons fait varier cette quantité de 0,5
équivalent à 5 équivalents, mais là encore, aucune amélioration n’a été obtenue.
Nous nous sommes alors tournés vers un problème de réactivité engendré par les
réactifs et non par les conditions opératoires utilisées. Nous avons donc fait varier le
carbamate et le phosphite afin de voir si l’on pouvait améliorer soit la formation de l’imine
soit l’attaque nucléophile mises en jeu dans cette réaction tricomposante.
Dans un premier temps, nous nous sommes intéressés à la formation de l’imine, c’est
pourquoi nous avons d’abord fait varier le carbamate. Nous avons donc remplacé le
benzylcarbamate par le tert-butylcarbamate ainsi que par le tosylcarbamate mais aucun de ces
changements n’a été bénéfique.
Pour augmenter le pouvoir nucléophile du réactif phosphorylant, nous avons décidé
d’engager le triméthylphosphite, espèce plus nucléophile que le diméthylphosphite, s’oxydant
in situ pour conduire à l’obtention des mêmes synthons. Ce changement a été très bénéfique
car il nous a permis d’obtenir la plateforme désirée 123 avec un rendement après purification
de 71% (schéma 37).
153
NH2 O
O
POO
O
P NH
OO
OO
O
P NH
OO
OO
O
P NH
OO
OO
O
H
O
H
O
H
O
P NH
OO
OO
O
H
O
+
BF3.OEt2CH3CN
71%
BF3.OEt2CH3CN
85%
BF3.OEt2CH3CN
68%
BF3.OEt2CH3CN
73%
123106
124125
Schéma 37 : Synthèse utilisant des aldéhydes non conjugués.
Nous avons alors resynthétisé l’aminophosphonate 106 mais en utilisant le
triméthylphosphite comme nucléophile (schéma 37). Il a été obtenu avec un rendement de
85% après purification, ce qui est tout à fait comparable au résultat obtenu avec le
diméthylphosphite.
154
NH2 O
O
POO
O
P NH
OO
OO
O
P NH
OO
OO
O
H
O
H
O
P NH
OO
OO
O
H
O
+
BF3.OEt2CH3CN
69%BF3.OEt2CH3CN
66%
BF3.OEt2CH3CN
71%
126128
127
Schéma 38 : Synthèse utilisant des aldéhydes non conjugués.
Cinq autres aminophosphonates (124, 125, 126, 127 et 128) ont donc été synthétisés
dans cette série (schémas 37 et 37). Les conditions opératoires sont les suivantes : un mélange
équimolaire de benzylcarbamate, de triméthylphosphite et d’aldéhyde solubilisé dans de
l’acétonitrile. Les produits 124 à 128 ont été isolés avec des rendements variant de 66 à 73%.
2.4.2.2 : Utilisation de différents carbamates :
Afin de voir si nous pouvions obtenir d’autres types de protection sur l’azote de la
fonction aminée au cours de cette réaction tricomposante, nous avons fait varier le carbamate.
Pour ce faire, nous avons mis en œuvre deux autres carbamates, le tosylsulfonamide et le tert-
butylcarbamate (schéma 39).
155
Schéma 39 : Variation du carbamate
Les résultats obtenus sont positifs car ils montrent que l’utilisation du
tosylsulfonamide est possible, nous pouvons accéder à des amines protégées par un
groupement tosyle et ce dans les mêmes conditions que pour les amines benzylées puisque le
synthon 129 est isolé après purification par chromatographie sur colonne de silice avec un
rendement de 86%. Par contre, l’utilisation du tert-butylcarbamate n’a pas été productive.
2.4.2.3 : Utilisation de différents acides de Lewis :
Afin de déterminer si nous pouvions encore améliorer les conditions opératoires de
cette réaction, nous avons décidé d’utiliser deux autres acides de Lewis, le triflate de
scandium et le chlorure de titane (schéma 40).
POO
O
H
O
O
P NH
OO
OO
O
O
P NH
OO
O
S
O
O
O P NH
OO
OO
O
O
NH2 O
O
NH2SO
O
NH2 O
O
+
BF3.OEt2CH3CN
BF3.OEt2CH3CN
88%
BF3.OEt2CH3CN
86%
112
129
156
Schéma 40 : Variation de l’acide de Lewis.
L’utilisation de 1,2 équivalent de TiCl4 en solution dans du dichlorométhane (1N) a
permis d’obtenir la plateforme 106 d’une manière satisfaisante. Par contre, l’utilisation de
triflate de scandium n’a pas permis de mener à bien cette réaction.
2.4.2.4 : Conclusions :
Nous sommes donc parvenus à obtenir des β-aminophosphonates diversement
protégés et/ou substitués grâce à une réaction tricomposante mettant en jeu des conditions
opératoires douces en six heures de réaction.
Cette méthode semble généralisable à toutes les familles d’aldéhydes puisque
l’utilisation du triméthylphosphite comme nucléophile a permis de mener à bien ces synthèses
aussi bien à partir de dérivés du benzaldéhyde qu’à partir d’aldéhydes linéaires. En outre, les
fonctionnalisations portées par les aldéhydes mis en jeu ne semble pas limiter cette réaction
POO
O
H
O
P NH
OO
OO
O
P NH
OO
OO
O
P NH
OO
OO
O
NH2 O
O
+
Sc(OTf)3CH3CN
BF3.OEt2CH3CN
85%TiCl4
CH3CN82%
+
106
106
157
puisque des groupements de type nitro, cyano, méthoxy, halogénure, éthylénique, etc… n’ont
pas créés de soucis. Ces aminophosphonates peuvent donc être des précurseurs pour
l’obtention de synthons plus complexes.
Cependant, une étude plus approfondie au niveau de l’usage d’acide de Lewis pourrait
être nécessaire afin de déterminer s’il est possible de les utiliser en quantité catalytique.
2.5 : Conclusions :
Au cours de cette thèse, nous avons préparé une molécule de référence, notée (±) 1 et
des analogues susceptibles d’être des inhibiteurs de l’ECE par le biais d’un travail de relation
structure-activité.
Après avoir élucidé quelques problèmes de synthèse, nous sommes parvenus à
synthétiser ce ligand et vingt deux autres molécules qui ont ensuite été testés afin de
déterminer leurs caractéristiques biologiques.
Au cours de nos synthèses, un manque de réactivité des amines secondaires en β des
atomes de phosphores a été mis en évidence. Afin de mieux comprendre celui-ci, nous avons
alors décidé de faire une étude physico-chimique. Des titrages potentiométriques et RMN
nous ont permis de mettre en évidence une forte interaction entre l’atome de phosphore et
l’atome d’azote en β de celui-ci. De plus, sachant que l’ECE-1 présente une efficacité
maximale à pH neutre, cette étude nous montre que la liaison hydrogène intramoléculaire
mise en évidence doit également être mise en jeu dans le site actif de cette enzyme car à ce
pH, l’amine est encore sous forme protonée.
Enfin, nous sommes également parvenus à synthétiser une plateforme β-
aminophosphonate en utilisant une réaction tricomposante mettant en jeu un aldéhyde, un
158
carbamate et un phosphite en présence d’acide de Lewis. Cette synthèse a été généralisée à
toutes les familles commerciales d’aldéhydes.
159
Chapitre III :
Résultats pharmacologiques
160
Sommaire du chapitre III
3.1 : Description de différents types de test : 158
3.1.1 : Méthode utilisée par Novartis pour la molécule 1 : 158
3.1.1.1 : Test enzymatique : 159
3.1.1.2 : Réponse au niveau de la pression sanguine : 160
3.1.2 : Méthode utilisant des substrats fluorescents : 160
3.1.2.1 : Présentation de substrats utilisés pour ce type de tests : 161
3.1.2.2 : Méthodologie utilisée : 162
3.1.2.3 : Propriétés de fluorescence de ces substrats : 162
3.1.3 : Tests effectués sur nos molécules : 163
3.1.3.1 : Test effectué au Cerep : 163
3.1.3.1.1 : Préparation de l’ECE : 163
3.1.3.1.2 : Préparation des solutions : 164
3.1.3.1.3 : Test enzymatique : 165
3.1.3.2 : Test effectué par Smith : 165
3.2 : Résultats pharmacologiques obtenus pour la molécule (±) 1 : 167
3.3 : Etude de relation structure-activité : 168
3.3.1 : Variation du groupement chélatant le zinc : 168
3.3.1.1 : Résultats pharmacologiques obtenus : 169
3.3.1.2 : Conclusion : 170
3.3.2 : Variation autour de la position P1’ : 170
3.3.2.1 : Résultats pharmacologiques obtenus : 171
3.3.2.2 : Conclusion : 171
3.3.3 : Variation autour de la position P2’ : 172
3.3.3.1 : Variations autour de la molécule de référence (±) 1 : 173
161
3.3.3.1.1 : Molécules utilisées pour cette comparaison : 173
3.3.3.1.2 : Etude des données pharmacologiques obtenues : 173
3.3.3.1.3 : Conclusions : 174
3.3.3.2 : Molécules ne portant pas de partie C-terminale : 175
3.3.3.2.1 : Molécules utilisées pour cette comparaison : 175
3.3.3.2.2 : Données pharmacologiques obtenues : 176
3.3.3.2.3 : Conclusions : 176
3.3.3.3 : Molécules ayant une chaîne aminée sur la position P2’: 177
3.3.3.3.1 : Molécules utilisées pour cette comparaison : 177
3.3.3.3.2 : Données pharmacologiques obtenues : 178
3.3.3.3.3 : Conclusions : 179
3.3.4: Composés obtenus en série rétro : 181
3.3.4.1 : Données pharmacologiques : 181
3.3.4.1.1 : Comparaison de ces deux molécules : 181
3.3.4.1.2 : Comparaison des acides carboxyliques : 182
3.3.4.1.3 : Comparaison des acides hydroxamiques : 182
3.3.4.2 : Conclusions : 183
3.3.5: Etude du rôle de l’amine secondaire portée par la molécule (±) 1 : 183
3.3.5.1 : Résultats pharmacologiques obtenus : 184
3.3.5.2 : Conclusion : 184
3.4 : Conclusions et perspectives : 185
3.4.1 : Récapitulatif des résultats pharmacologiques : 185
3.4.1.1 : Valeurs données par Cerep : 185
3.4.1.2 : Valeurs données par Dr Smith : 185
3.4.2 : Conclusions : 189
162
Dans le chapitre II, nous avons décrit la synthèse de vingt trois produits (fig. 50 et 51).
Toutes ces molécules ont été faites dans le but d’obtenir des inhibiteurs potentiels de l’ECE.
Les études pharmacologiques ont été réalisées au sein du groupe Servier sous la responsabilité
du Dr P. Renard.
Figure 50 : Molécules 1 à 12.
OH
ONH
ONH
ONH
F F
PO
OHOH
NH
NH
O
FF
OH
OPO
OHOH
NH
OH
O
FF
PO
OHOH
NH
OH
OPO
OHOH
NH
OH
OPO
OHOH
NH
OH
O
NH
O
OHNH
OH
O
OH
O
NH
N
O H
HH
OH
ONH
O
OHNH
N
O H
HH
OH
OOH
ONH
N
O H
HH
OH
OPO
OHOH
P NH
OOH
OH
P NO
OHOH N
1
10
4
2
HClHCl
3
5
HCl
6
8 97
HCl
HCl
11
2 HCl
12
163
Figure 51 : Molécules 13 à 23.
Afin de déterminer l’affinité de ces différents produits vis-à-vis de l’ECE, nous avons
soumis toutes ces molécules à des tests biologiques. Au regard de la littérature, plusieurs
types de tests sont possibles pour déterminer leur pharmacologie.56
En effet, les inhibiteurs de l’ECE peuvent être évalués par des tests enzymatiques,
ainsi que par des études à partir de tissus isolés ou à partir d’animaux entiers. Une gamme de
tissus, comme par exemple l’endothélium vasculaire, les muscles lisses vasculaires ou les
P NH
OOH
OH
NH
N
O
N
PO
OHOH
NH
NH
ON
N
O
POHOH
O
NH
N
O
N
PO
OHOH
NH
NH
OP NO
OHOH N
HN
O
N
PO
OHOH
N
N
NOH
OPO
OHOH
NOH
OPO
OHOH
NH
O
OHO
NH
O
NH
O
NH
ONH
O
OH
NH
O
OHO
NH
O
HCl
13
14
2 HCl
3 HCl15
16
2 HCl
17
2 HCl
18
2 HCl
19 20
HCl
HCl21
22
23
164
poumons, ont permis de démontrer l’activité inhibitrice du phosphoramidon vis-à-vis de
l’ECE. L’ECE partiellement purifiée, obtenue à partir des poumons de lapin, est
classiquement utilisée pour ces études ainsi que le précurseur big-ET-1 en tant que substrat158.
Ces outils ont permis d’évaluer l’activité inhibitrice du phosphoramidon, de l’EDTA, du
thiorphan, du captopril et du kelatorphan. Les deux premiers ont été donnés comme présentant
une activité inhibitrice, alors que le thiorphan est décrit comme un inhibiteur très faible, et que
le captopril et le kelatorphan ne présentent aucune activité. La mesure de l’ET-1 produit peut
être faite de différentes manières, comme par exemple en utilisant un test radio-
immunologique (RIA) disponible commercialement ou par HPLC via un détecteur UV ou
radiochimique (125I). Des tests par fluorescence ont aussi été mis au point utilisant par
exemple le succinyl-Ile-Ile-Trp-méthyl-coumarinamide comme substrat159.
De plus, une ECE sensible au phosphoramidon a été identifiée par le biais d’études
fonctionnelles sur les canaux déférents du rat donnant ainsi un nouveau tissu isolé pouvant
servir à tester les caractéristiques inhibitrices de molécules. En effet, l’apport de 3 à 600 nM
de big-ET-1 augmente la puissance des contractions nerveuses obtenues par stimulation via
un champ électrique dans les canaux déférents isolés. Cet effet est inhibé par la présence de
phosphoramidon. L’apport de thiorphan à la place du phosphoramidon conduit au même
résultat mais de manière beaucoup moins efficace et l’usage d’enalapril, lui, ne conduit à
aucune diminution des contractions. Ces résultats, obtenus en utilisant un tissu isolé,
correspondent à ceux obtenus par le test enzymatique.
Enfin, la réponse pressorielle liée à l’apport de big-ET-1 peut servir de base pour des
tests in vivo de mesure d’inhibition. En effet, l’apport de big-ET-1 par voie intraveineuse
158 Bertenshaw S. R., Rogers R. S., Stern M. K., Norman B. H., Moore W. M., Jerome G. M., Branson L.M.,McDonald J. F., McMahon E. G., Palomo M. Phosphorus-containing inhibitors of endothelin convertingenzyme: effects of the electronic nature of phosphorus on inhibitor potency A. J. Med. Chem. 1993, 36, 173-176.159 Kundu G. C., Wilson I. B. Identification of endothelin converting enzyme in bovine lung membranes using anew fluorogenic substrate Life Sci. 1992, 50, 965-970.
165
conduit à une augmentation significative et de manière durable de la pression artérielle,
pouvant être inhibée par un prétraitement au phosphoramidon.
Nous voyons qu’un large panel de tests est possible afin de déterminer les
caractéristiques pharmacologiques de nos produits en tant qu’inhibiteurs de l’ECE. Nous
allons décrire ceux-ci de manière plus précise.
3.1 : Description de différents types de test :
3.1.1 : Méthode utilisée par Novartis pour la molécule 1 :
Deux tests ont été effectués pour cette étude, le premier étant un test enzymatique et le
second une étude de la réponse pressorielle.126
Dans le premier cas, l’ECE hydrolyse le big-ET-1 en ET-1. Ainsi, en utilisant une
quantité connue de big-ET-1, il est possible de déterminer la quantité d’ET-1 libérée au cours
de ce processus. Lorsqu’un inhibiteur de cette enzyme est utilisé, cette quantité sera donc
moindre et par comparaison des valeurs obtenues, le pourcentage d’inhibition ayant eu lieu
pourra être calculé. Il suffit de quantifier la quantité d’ET-1 libérée pour déterminer
l’inhibition des ligands testés.
Dans le second cas, l’apport de big-ET-1 ou d’ET-1 se traduit par une augmentation de
la pression artérielle. Lorsque l’on injecte préalablement du phosphoramidon, la pression
artérielle augmente plus faiblement. On note donc que le fait d’inhiber l’ECE entraîne une
réponse au niveau de la pression artérielle. En comparant la réponse pressorielle à celle
obtenue sans inhibiteur, il est possible de déterminer la puissance des ligands testés.
166
3.1.1.1 : Test enzymatique :
Pour mesurer l’activité inhibitrice de la molécule 1 vis-à-vis de l’ECE, une protéine de
préparation membranaire de cellules CHO exprimant l’ECE-1 humaine est préincubée avec
cette molécule, à la concentration voulue, pendant 20 minutes à température ambiante dans
une solution tampon à pH 7 (TES) en présence de 0,005% de Triton X-100. Puis une quantité
connue de big ET-1 humain est ensuite ajoutée et le milieu réactionnel ainsi obtenu est incubé
pendant 2h à 37°C. La réaction est alors stoppée par ajout d’une solution tampon saline de
phosphate, utilisée pour des tests radio-immunologiques, contenant 0,1% de Triton X-100,
0,2% d’albumine de sérum bovin et 0,02% de NaN3.
L’ET-1 obtenu après cette réaction est ensuite quantifié. Pour ce faire, la solution
d’incubation est diluée et des échantillons sont incubés à 4°C pendant une nuit en présence
d’une quantité précise de [125I]ET-1 (10000 cpm/tube) et d’anticorps lapin dilués 20000 fois,
ces anticorps reconnaissant spécifiquement le groupement carboxylique terminal du
tryptophane de l’ET-1. Des anticorps chèvres anti-lapins couplés à des billes magnétiques
sont ensuite ajoutés et le milieu réactionnel ainsi obtenu est incubé durant 30 minutes à T.A.
Les billes sont alors regroupées par un aimant et le surnageant est décanté. La radioactivité de
l’amas de billes est alors mesurée par un compteur gamma. Les liaisons totales et non
spécifiques sont mesurées en l’absence respective d’ET-1 non radioactif et d’anticorps anti-
ET-1. Dans ces conditions, l’ET-1 et le big ET-1 déplacent le [125I]ET-1 lié aux anticorps avec
des CI50 respectives de 21 et 260000 fmol.
167
3.1.1.2 : Réponse au niveau de la pression sanguine :
Des rats Sprague-Dawley mâles sont anesthésiés avec de l’inactine et sont cathétérisés
au niveau de l’artère fémorale et d’une veine pour pouvoir respectivement mesurer la pression
artérielle moyenne et administrer la molécule 1. Une trachéotomie est faite pour insérer une
canule dans la trachée permettant ainsi de maintenir la respiration. La température corporelle
des animaux est maintenue à 37°C grâce à une couverture chauffante. Suite à cette chirurgie,
la pression artérielle moyenne est stabilisée 30 minutes avant l’interruption de la
neurotransmission autonome avec de la chlorisondamine. A ce moment, la molécule 1 est
administrée et la stimulation par injection de big ET-1 (1 nmol/kg) a lieu 15 minutes et 90
minutes plus tard. La pression artérielle moyenne est mesurée à chaque injection.
3.1.2 : Méthode utilisant des substrats fluorescents :
Les tests précédemment décrits étant relativement longs à mettre en oeuvre, une
nouvelle méthode a été mise au point de manière à obtenir un test rapide, simple et sélectif
permettant de mesurer les caractéristiques pharmacologiques des inhibiteurs de l’ECE.
Au lieu de quantifier la quantité libérée d’ET-1 après son hydrolyse par l’ECE, c’est la
fluorescence libérée lors de la dégradation d’un substrat porteur d’un groupement fluorescent
et d’un « quencheur », par cette même enzyme, qui est mesurée. Le premier travail est
d’identifier des substrats reconnus et dégradés par l’ECE sur lesquels il serait possible de
greffer un fluorophore et un « quencheur ». De plus, le clivage de ce substrat par l’ECE doit
permettre de séparer ces deux groupements afin d’obtenir une émission de fluorescence lors
de l’hydrolyse.
168
3.1.2.1 : Présentation de substrats utilisés pour ce type de tests :
Plusieurs substrats (fig. 52) ont été décrits dans la littérature comme possédant ces
propriétés.160,161 Ceux-ci ont été structurés à partir de ligands connus comme étant des
inhibiteurs de l’ECE ou à partir du big-ET-1.
Figure 52 : Big-ET-1 et exemples de substrats utilisables pour des tests par fluorescence.
Sur les substrats 1 et 2, nous pouvons noter la présence de deux acides aminés peu
classiques, à savoir la Pya (pyrenylalanine) et la Nop (p-nitrophénylalanine) qui sont
respectivement le fluorophore et le « quencheur »162.
160 Luciani N., De Rocquigny H., Turcaud S., Romieu A., Roques B. P. Highly sensitive and selectivefluorescence assays for rapid screening of endothelin-converting enzyme inhibitors. Biochem. J. 2001, 356, 813-819.161 Johnson G. D., Ahn K. Development of an internally quenched fluorescent substrate selective for endothelin-converting enzyme-1. Anal. Biochem. 2000, 286, 112-118.
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Pya
13
11 15 21
NH2
Asn Thr Pro Glu His Val Val Pro Tyr Gly Leu Gly Ser35
COOHNop
Substrat 1
22
Coupure par l’ECE
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
Big-ET-113
11 15 21
NH2
Val Asn Thr Pro Glu His Val Val Pro Tyr Gly Leu Gly Ser Pro Arg Ser
38COOH
Coupure par l’ECE
Pya Nop NH2HOOC Ser Gly Lys Ala Phe Ala Gly Lys Substrat 23 8
Coupure par l’ECE
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Pya
13
11 15 21
NH2
Asn Thr Pro Glu His Val Val Pro Tyr Gly Leu Gly Ser35
COOHNop
Substrat 1
22
Coupure par l’ECE
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Pya
13
11 15 21
NH2
Asn Thr Pro Glu His Val Val Pro Tyr Gly Leu Gly Ser35
COOHNop
Substrat 1
22
Coupure par l’ECE
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
Big-ET-113
11 15 21
NH2
Val Asn Thr Pro Glu His Val Val Pro Tyr Gly Leu Gly Ser Pro Arg Ser
38COOH
Coupure par l’ECE
Asp
CysSerCys
Cys Cys
SerSerLeuMet
AspLys Glu Val Tyr Phe His Leu Ile Ile Trp
Big-ET-113
11 15 21
NH2
Val Asn Thr Pro Glu His Val Val Pro Tyr Gly Leu Gly Ser Pro Arg Ser
38COOH
Coupure par l’ECE
Pya Nop NH2HOOC Ser Gly Lys Ala Phe Ala Gly Lys Substrat 23 8
Coupure par l’ECE
Pya Nop NH2HOOC Ser Gly Lys Ala Phe Ala Gly Lys Substrat 23 8
Coupure par l’ECE
169
Ces deux substrats sont donc décrits comme étant reconnus par l’ECE qui les clive
respectivement entre le Pya21 et le Nop22 et entre l’Ala5 et le Phe6. Nous pouvons remarquer
qu’après l’hydrolyse, pour chacun de ces ligands, deux résidus sont obtenus l’un porteur du
groupement fluorophore et l’autre porteur du « quencheur », ce qui va permettre l’émission de
fluorescence par le premier résidu.
3.1.2.2 : Méthodologie utilisée :
Afin de déterminer les Ki, une quantité d’ECE-1 humaine recombinée est préincubée
pendant 10 minutes à 37°C dans une solution tampon à pH 6,8 (Tris/Maléate) avec des
concentrations croissantes d’inhibiteur (de 1*10-10 à 1*10-4 M) dans des plaques à 96 puits
noires. Les substrats précurseurs de fluorescence 1 ou 2 sont alors ajoutés et les milieux
réactionnels ainsi obtenus sont incubés pendant 1h ou 30 minutes à 37°C. La réaction est alors
stoppée par refroidissement sur de la glace et la fluorescence est mesurée par un fluorimètre
pour plaque à 96 puits. Des échantillons présentant 0% d’hydrolyse sont obtenus par ajout du
substrat directement dans la solution tampon et d’autres présentant 100% d’activité relative
sont obtenus en l’absence d’inhibiteurs. Le pourcentage de dégradation est évalué par
comparaison avec ces derniers échantillons et les valeurs des CI50 des inhibiteurs testés sont
déterminées par ce biais.
3.1.2.3 : Propriétés de fluorescence de ces substrats :
162 Solheilac J. M., Cornille F., Martin L., Lenoir C., Fournié-Zaluski M. C., Roques B. P. A sensitive and rapidfluorescence-based assay for determination of tetanus toxin peptidase activity. Anal. Biochem. 1996, 241, 120-127.
170
Les spectres de fluorescence du substrat 1 et du métabolite porteur de l’acide-aminé
Pya présentent deux maxima d’émission larges à environ 377 nm et 398 nm et un maximum
d’excitation à 343 nm. De plus le substrat tout seul ne donne qu’un signal résiduel d’émission.
3.1.3 : Tests effectués sur nos molécules :
Ces tests ont été effectués par deux groupes différents, une équipe du Cerep (Paris) et
une équipe du laboratoire du Dr Smith (Australie). Les méthodes utilisées diffèrent, un test
enzymatique a été mis en œuvre au Cerep alors que l’équipe du Dr Smith a utilisé une
méthode par fluorescence. Nous allons d’ailleurs commenter ces méthodes.
3.1.3.1 : Test effectué au Cerep :
La mesure de l’activité de l’ECE se fait par le dosage de l’ET-1 formée après
l’hydrolyse de la big-ET-1. Pour ce faire, l’ECE utilisée provient d’une préparation
membranaire réalisée à Cerep à partir des cellules de la lignée cellulaire HUV-EC-C (ATCC).
Le substrat utilisé est classiquement de la big-ET-1 fournie par la société Bachem.
3.1.3.1.1 : Préparation de l’ECE :
Les cellules de la lignée cellulaire HUV-EC-C poussent dans un incubateur à CO2
(95% d’air et 5% de CO2) dans un milieu basal de cellules endothéliales avec 10% de sérum
de foetus de veau, 0,4% d’extrait de cerveau bovin, d’héparine à 40 ng/mL, un facteur de
171
développement épidermiale humain à 0,1 ng/mL, de la gentamicine à 50 ng/mL et de
l’amphotericine B à 0,05 ng/mL163.
Toutes les opérations qui suivent sont faites entre 0 et 4°C, sauf indication contraire.
108 cellules HUVEC sont lavées avec une solution saline tamponnée par du phosphate puis
par une solution de tampon A à pH 7,5 (10 mM de TRIS.HCl, 0,25 M de sucrose et 20 mM de
KCl). Les cellules en suspension dans 100 mL dans cette solution tampon sont ensuite
homogénéisées par cavitation d’azote (600 Psi pendant 10 minutes) puis centrifugées à 5000
g pendant 20 minutes. Le surnageant est alors centrifugé à 20000 g pendant 35 minutes. Le
nouveau surnageant est à son tour centrifugé à 100000 g pendant 1 heure. Ce dernier
surnageant obtenu est utilisé comme fraction cytosolique. Le résidu est lavé dans du tampon
A, remis en suspension dans une solution tampon à pH 7 (20 mM de TRIS.HCl et 0,5% Triton
X100) et utilisé ainsi comme fraction membranaire. Cette solution enzymatique est stockée
dans de la glace.
3.1.3.1.2 : Préparation des solutions :
Les milieux d’incubation sont préparés de la manière suivante :
Milieu d’incubation sans substrat servant pour les témoins :
500 mM de Tris HCl (pH 7), 1,25% de triton X100, 0,05% de NaN3 et 8,77*10-3%
d’acide acétique.
Milieu d’incubation avec substrat servant pour les points stimulés :
500 mM de Tris HCl (pH 7), 1,25% de triton X100, 0,05% de NaN3 et 10 µM de big-
ET-1.
163 Ahn K., Beningo K., Olds G., Hupe D. The endothelin-converting enzyme from human umbilical vein is amembrane-bound metalloprotease similar to that from bovine aortic endothelial cells. Proc. Natl. Acad. Sci.1992; 89, 8606-8610.
172
La solution servant à stopper la réaction contient 10mM d’EDTA/Tris (pH 7,5), 0,4
mM de PMSF, 0,2 mM de leupeptine et 0,1 mM de Pepstatine. Elle est stockée à 4°C.
3.1.3.1.3 : Test enzymatique :
Les produits à tester sont tout d’abord distribués dans des tubes micronics concentrés
10 fois dans de la glace, puis la préparation membranaire d’ECE est ajoutée. Ce milieu est
alors incubé à 0°C pendant 30 minutes. Le milieu d’incubation comportant ou non de la big-
ET-1 concentré 5 fois est alors ajouté. Cette solution est alors placée à 37°C avant d’être mise
à incuber pendant 2 heures. La réaction est ensuite arrêtée par ajout de solution stop et les
tubes sont remis dans la glace.
Le dosage peut alors avoir lieu en utilisant le kit EIA (provenant de R&D
Systems) ou ultérieurement mais dans ce cas les tubes doivent être conservés à -80°C. La
lecture se fait à l’aide d’un lecteur de plaques (Spectrafluo plus, Tecan).
3.1.3.2 : Test effectué par Smith :
Les tests d’activité de l’ECE sont basés sur un substrat porteur d’un fluorophore ( 7-
méthoxycoumarine) et d’un « quencheur » (2,4-dinitrobenzène) structuré à partir de la
bradykinine (Fig. 53).161
173
L’ECE recombinée est sous une forme soluble, un système d’expression ayant été
développé pour l’exprimer et la purifier sous cette forme. Elle est exprimée à partir d’une
lignée cellulaire CHO-K1 qui secrète la protéine désirée dans un milieu sans sérum. Les
propriétés de cette forme soluble sont pour la plupart identique à celle des formes
membranaires à l’exception d’une préférence pour un pH très légèrement plus acide164.
Figure 53 : (7-méthoxycoumarin-4-yl)acétyl-Arg-Pro-Pro-Gly-Phe-Ser-Ala-Phe-Lys(2,4-dinitrophényle).
Ces tests se déroulent de la manière décrite dans la partie 3.1.2. Après préincubation
des inhibiteurs potentiels avec l’ECE sous forme soluble, le ligand précurseur de la
fluorescence est ajouté et la libération de fluorescence est suivie pendant toute la durée de la
réaction. Ces tests sont réalisés dans des plaques et la fluorescence est mesurée par un
fluorimètre de plaques. Les conditions opératoires ont été optimisées de manière à utiliser une
164 Ahn K., Herman S. B., Fahnoe D. C. Soluble human endothelin-converting enzyme-1 : expression,purification and demonstration of pronounced pH sensitivity. Arch. Biochem. Biophys. 1998, 359, 258-268.
O OO
O
Pro Pro Gly Phe Ser Ala PheArg NHO
OH
NH
NO2
NO2Coupure par l’ECE
ligand
O OO
O
Pro Pro Gly Phe Ser Ala PheArg NHO
OH
NH
NO2
NO2Coupure par l’ECE
ligand
O OO
O
Pro Pro Gly Phe Ser AlaArg COOH
O OO
O
Pro Pro Gly Phe Ser AlaArg COOH Phe NHO
OH
NH
NO2
NO2
H2N Phe NHO
OH
NH
NO2
NO2
H2N
Métabolite émetteur de fluorescence Métabolite porteur du « quencheur »
174
quantité minimale de substrat, d’enzyme et d’inhibiteur ainsi que de manière à ce que moins
de 10% du substrat soit hydrolysé (conditions de vitesse initiale). Cette optimisation inclut le
fait que les tests soient réalisés à un pH de 6,3 correspondant à une activité maximale de
l’ECE sous forme soluble. Dans ces conditions, l’ECE soluble est inhibé par le
phosphoramidon avec une CI50 de l’ordre de 30 nM.
Deux concentrations différentes d’inhibiteurs ont été testées, à savoir 10-5 et 10-7 M.
Maintenant que les tests effectués ont été décrits, nous allons pouvoir nous intéresser
aux résultats pharmacologiques obtenus pour nos inhibiteurs potentiels de l’ECE.
3.2 : Résultats pharmacologiques obtenus pour la molécule (±) 1 :
Cette molécule a été évaluée par les deux méthodes et les valeurs obtenues diffèrent de
manière assez importante (fig. 54).
Figure 54 : Molécule de référence.
En effet, la valeur de CI50 obtenue par le test enzymatique est de 220 nM alors qu’elle
est de 40 nM via le test utilisant la fluorescence. La différence entre ces deux mesures n’est
pas liée à la méthodologie utilisée mais certainement à la qualité de la source enzymatique. En
effet, dans la littérature les tests ont été effectués à partir d’une ECE recombinante humaine
OH
ONH
ONH
ONH
PO
OHOH
F F
OH
ONH
ONH
ONH
PO
OHOH
F F
Cerep : 60% d'inhibition à 10-7M 90% d'inhibition à 10-5M CI50 : 220 nMSmith : CI50 : 40 nM
littérature : CI50 : 8nM
175
via une protéine membranaire. L’équipe de Cerep a, quand à elle, utilisé une préparation
membranaire contenant un mélange enzymatique et a considéré uniquement l’activité de
l’ECE grâce à un substrat et à un kit de détection spécifique de cette enzyme. Enfin, l’équipe
du Dr Smith a mis en œuvre une ECE recombinante humaine soluble et purifiée. Les résultats
obtenus semblent montrer que l’utilisation d’un substrat et d’un kit de détection de l’ET-1
spécifique n’évitent pas les interférences avec d’autres enzymes présentes dans le milieu.
De plus, les données de la littérature correspondent à un composé optiquement pur, ce
qui n’est pas le cas de la molécule que nous avons synthétisée puisque nous l’avons fait en
série racémique. Il est donc normal d’obtenir des CI50 supérieures à 8 nM, l’un des
énantiomères du mélange racémique présentant moins d’affinité pour l’ECE.
Les résultats obtenus par l’équipe du Dr Smith semblent plus proches des données de
la littérature. Cette méthode a été retenue pour tester nos molécules. Notons que le composé
10, préalablemment testé par Cerep, est encore en cours de test en Australie.
Nous allons détailler maintenant les résultats pharmacologiques obtenus pour nos
molécules et en dégager des commentaires.
3.3 : Etude de relation structure-activité :
Toutes les molécules présentent un squelette relativement commun sur lequel des
petites variations fonctionnelles ont été apportées afin de moduler les interactions potentielles.
Nous nous sommes intéressés au cours de cette étude à quatre parties de la molécule de
référence, à savoir la partie occupée par la chaîne peptidique, celle occupée par la chaîne
aralkyle ainsi qu’au groupement phosphonate servant à chélater le zinc de l’ECE et à l’amine
secondaire. Nous allons commencer par étudier la fonction chélatante du zinc.
176
3.3.1 : Variation du groupement chélatant le zinc :
Plusieurs fonctions sont connues pour chélater le zinc comme par exemple les
phosphoramidates, les phosphonamides, les acides phosphoniques, les thiols, les acides
hydroxamiques, les acides carboxyliques et d’autres encore.
Nous avons décidé de nous restreindre aux acides phosphoniques, hydroxamiques et
carboxyliques pour notre étude. Pour cela deux séries de composés ont été synthétisées
comportant chacune un squelette identique et une des trois fonctions citées ci-dessus (fig 55 et
56).
Figure 55 : Variation du chélatant sur la plateforme acide 2-amino-3-biphényl-4-yl-propanoïque
Figure 56 : Variation du chélatant sur la plateforme acide (2S, 3aS, 7aS)-1-(2-amino-3-biphenyl-4-ylpropanoyl)-octahydro-1H-indole-2-carboxylique
NH
OH
OPO
OHOH
NH
OH
O
OH
ONH
OH
O
NH
O
OH
2
HCl HCl
65
34,1 % d'inhibition à 10-7M99,6 % d'inhibition à 10-5M
2,7 % d'inhibition à 10-7M4,5 % d'inhibition à 10-5M
00,0% d'inhibition à 10-7M11,0 % d'inhibition à 10-5M
NH
N
O H
HH
OH
ONH
O
OHNH
N
O H
HH
OH
OOH
ONH
N
O H
HH
OH
OPO
OHOH
8 97
HCl
13,0 % d'inhibition à 10-7M37,4 % d'inhibition à 10-5M
03,3 % d'inhibition à 10-7M11,4 % d'inhibition à 10-5M
0 % d'inhibition à 10-7M0 % d'inhibition à 10-5M
177
3.3.1.1 : Résultats pharmacologiques obtenus :
Nous voyons que pour les composés de la figure 55, c’est la fonction acide
phosphonique 2 qui donne le meilleur résultat pour la chélation du zinc. En effet, les
pourcentages d’inhibition de l’ECE sont de 34,1 % et 99,6 % pour des concentrations
respectives de 10-7 et 10-5 M de ligands alors qu’ils sont très faibles dans le cas de l’acide
hydroxamique 5 et de l’acide carboxylique 6.
De même, au regard des résultats obtenus pour les molécules de la figure 56, les
conclusions sont similaires. En effet, les pourcentages d’inhibition du composé 7 sont de 13%
à 10-7 M et de 37,4% à 10-5 M alors qu’ils sont plus faibles pour l’acide hydroxamique 8 et
nuls dans le cas de l’acide carboxylique 9.
3.3.1.2 : Conclusion :
Dans les deux cas étudiés, nous voyons que pour un même squelette carboné, la
présence de l’acide phosphonique contribue à l’inhibition de l’ECE alors que les acides
hydroxamiques et carboxyliques limitent l’interaction avec l’ECE.
Ces résultats indiquent qu’une mauvaise chélation du zinc peut entraîner une perte
d’affinité pour l’ECE. C’est pourquoi nous avons décidé de nous limiter à des acides
phosphoniques pour le reste de notre étude.
3.3.2 : Variation autour de la position P1’ :
Pour l’étude de cette partie de nos molécules, nous allons nous intéresser à trois
composés qui ne différent que par cette chaîne (fig. 57). Pour cela nous avons remplacé la
178
chaîne aralkyle par un biphényle dans la molécule 2, substituant ainsi la triple liaison par un
groupement phényle, et par un benzyle dans la molécule 3 supprimant ainsi le deuxième
groupement phényle.
Figure 57 : Variation de la chaîne aralkyle à partir de la plateforme acide[(phosphonomethyl)amino]acetique
3.3.2.1 : Résultats pharmacologiques obtenus :
Pour les composés de cette série, les résultats pharmacologiques sont en faveur du
composé 2. En effet, les valeurs d’inhibition obtenues pour des concentrations de ligands à 10-
5 M pour les ligands 4 et 2 sont identiques alors qu’à 10-7 M, le composé 2 inhibe 1,7 fois plus
l’ECE que le 4. Le composé 3 est beaucoup moins intéressant n’inhibant l’ECE qu’à 10,8% à
10-5 M. Nous voyons que ces variations conduisent à d’importantes variations au niveau de
l’affinité de nos composés pour l’ECE.
3.3.2.2 : Conclusion
Les principales différences entre les composés 2 et 4 résident dans le remplacement de
la triple liaison par un reste phényle et dans la suppression des deux atomes de fluor. D’après
NH
OH
O
FF
PO
OHOH
NH
OH
OPO
OHOH
NH
OH
OPO
OHOH
4 2
HCl
3
HCl
19,8 % d'inhibition à 10-7M100 % d'inhibition à 10-5M
34,1 % d'inhibition à 10-7M99,6 % d'inhibition à 10-5M
06,7 % d'inhibition à 10-7M10,8 % d'inhibition à 10-5M
179
la littérature, le fluor en para ne semble pas avoir une grande importance contrairement à
celui en ortho. Nous remarquons que la perte des interactions de type accepteur-donneur est
compensée par la présence du phényle remplaçant la triple liaison. Cette substitution ne
change d’ailleurs rien au niveau des interactions mises en jeu qui sont de types aryle-aryle
mais se traduit par une augmentation du volume occupé. De plus, la géométrie mise en jeu
n’est plus du tout la même car la libre rotation du phényle portant les atomes de fluor dans le
composé 4 est plus difficile dans le composé 2 du fait de la présence du premier groupement
phényle.
Le composé 3 ne présente qu’une modeste affinité pour l’ECE. Ceci s’explique sans
doute par la perte des interactions liées à l’absence du second phényle. Le volume occupé par
le benzyle est plus petit et ne permet peut être pas une interaction optimale dans le site actif de
l’enzyme. De plus les interactions de type aryle-aryle liées à la présence du second phényle
n’existent plus ce qui doit également contribuer à défavoriser la reconnaissance de cette
molécule par l’ECE.
La substitution de la triple liaison par un phényle est plutôt bénéfique puisqu’en plus
de compenser la perte d’interactions liées à la disparition des deux atomes de fluor, elle
permet d’améliorer le pourcentage d’inhibition. De plus, chimiquement parlant, ce type de
molécule est plus facile à manipuler que ceux porteurs d’une triple liaison pouvant se
dégrader dans un bon nombre de réactions comme par exemple des oxydations ou des
hydrogénations au cours de nos synthèses. Ceci est également vrai en terme de
biotransformation mais l’hydroxylation en para du biphényle est maintenant possible
contrairement au cas de la molécule (±) 1, où cette position est occupée par un fluor.
Pour toutes ces raisons, nous avons décidé de remplacer la chaîne aralkyle par un
biphényle dans la plupart de nos produits.
180
3.3.3 : Variation autour de la position P2’ :
C’est la partie sur laquelle nous avons porté le plus d’effort. En effet, après avoir
observé les variations induites par des changements de fonctionnalités sur la molécule de
référence (±) 1, nous avons préparé une série de composés sans partie C-terminale et une
autre série correspond à des composés porteurs de fonctions aminées et hétérocycliques.
3.3.3.1 : Variations autour de la molécule de référence (±) 1 :
3.3.3.1.1 : Molécules utilisées pour cette comparaison :
Tout d’abord, la molécule (±) 1 et deux autres synthons peuvent être comparés dans le
cadre de cette étude (fig. 58). La chaîne peptidique a été remplacée par un espaceur linéaire de
même longueur dans le cas du synthon 10 et supprimée dans celui de la molécule 4.
Figure 58 : Etude de l’importance de la chaîne peptidique à partir de la plateforme acide -5-(2,4-difluorophényl)-2-(phosphonométhyl-amino)-pent-4-ynoïque.
3.3.3.1.2 : Etude des données pharmacologiques obtenues :
OH
ONH
ONH
ONH
PO
OHOH
F F
NH
NH
O
FF
OH
OPO
OHOH
NH
OH
O
FF
PO
OHOH
10 41
60 % d'inhibition à 10-7M90 % d'inhibition à 10-5M
00 % d'inhibition à 10-7M85 % d'inhibition à 10-5M
19,8 % d'inhibition à 10-7M100 % d'inhibition à 10-5M
181
La molécule (±) 1 présente la meilleure affinité dans cette série. Mais les résultats
obtenus pour les deux autres composés sont à noter. En effet, le fait de substituer cette chaîne
peptidique par une chaîne de même longueur sans maillon amide nous conduit à un composé
de puissance comparable à une concentration de 10-5 M (composé 10). Par contre ce composé
perd toute affinité à une concentration de 10-7 M. Nous devons toutefois utiliser ces valeurs
avec précaution car elles proviennent des tests effectués avec l’ECE mélangée à d’autres
enzymes. Ce composé est en cours d’évaluation sur l’ECE recombinante purifiée par l’équipe
du Dr Smith. De même, le composé 4, ne portant qu’une fonction acide carboxylique libre en
cette position présente un potentiel inhibiteur 3 fois moins fort que celui obtenu pour la
référence pour une concentration de 10-7 M.
3.3.3.1.3 : Conclusions :
Ces résultats nous suggèrent que le fait de supprimer toutes les interactions de type
liaison hydrogène sur cette partie de la molécule conduit à une perte d’affinité pour l’ECE.
Nous pouvons en conclure que des interactions de type accepteur-donneur doivent être mise
en jeu dans la reconnaissance des ligands par l’ECE dans le site S2’ du site actif de l’enzyme.
Par contre, le fait d’avoir un acide libre en bout de chaîne ne semble pas être un
facteur important pour l’affinité. En effet, au regard des molécules (±) 1 et 10, nous pouvons
constater une chute d’activité qui signale que l’interaction liée à l’amide au centre de la chaîne
doit être primordiale. Par contre, la comparaison des résultats obtenus pour les synthons 10 et
4, montre que le fait d’avoir une chaîne terminée par un acide carboxylique n’apporte rien, le
composé 10 présentant une plus faible affinité que le 4. Les interactions décisives semblent
liées à la présence des deux groupements amides et pas à sa partie C-terminale sinon le
composé 4 devrait être un meilleur candidat que le composé 10. La présence de la première
182
fonction amide dans notre molécule de référence est mimée dans le cas des produits 10 et 4
par la présence respective d’une fonction amide et d’un acide carboxylique.
Finalement, la conclusion qui se dégage est que la fonction amide en milieu de chaîne
semble importante. De plus, des interactions hydrophobes peuvent aussi favoriser un meilleur
positionnement de cette chaîne dans le site actif de l’ECE.
3.3.3.2 : Molécules ne portant pas de partie C-terminale :
La fonction amide au centre de la chaîne peptidique portée par la molécule de
référence joue un rôle important dans la reconnaissance de nos composés par l’ECE. Nous
avons voulu voir ce qu’il en était pour la première fonction amide de cette chaîne.
3.3.3.2.1 : Molécules utilisées pour cette comparaison :
Trois composés ont été préparés dans le but de vérifier l’influence de cette partie dans
le cadre de notre étude relation structure-activité (fig. 59). Nous avons pris le composé 3
comme référence pour cette comparaison malgré sa relativement faible activité comme
inhibiteur de l’ECE. Il peut tout de même nous permettre de voir l’effet de la partie acide,
mimant la première fonction amide de la référence. Nous avons tout d’abord supprimé l’acide
carboxylique dans le cas de la molécule 11, puis rajouté un groupement phényle pour le
ligand 13. Le composé 12 est un peu différent car il porte un squelette beaucoup plus rigide de
par la présence d’une N-phénylpipérazine.
183
Figure 59 : Etude de l’importance de la fonction acide mimant la première fonction amide denotre référence en terme d’interaction.
3.3.3.2.2 : Données pharmacologiques obtenues
Dans cette série de molécules, c’est le composé 13 qui semble le plus intéressant. En
effet, il est 3,7 fois plus puissant que le 3. Ce dernier est relativement similaire à la molécule
12 d’un point de vue pharmacologique bien qu’il ait une affinité un peu plus forte à une
concentration de 10-7 M. Par contre la molécule 11 présente un meilleur potentiel inhibiteur
puisqu’elle bloque l’ECE 1,7 fois mieux que le composé 3, tout en étant moins bon que la
molécule 13.
3.3.3.2.3 : Conclusions :
La comparaison des molécules 3 et 11, identiques à l’exception de la présence d’un
acide carboxylique sur le synthon 3, laisse à penser que la présence de cette fonction n’est pas
essentielle. En effet, le composé 11, qui n’en est pas porteur, est un meilleur inhibiteur. Ceci
peut vouloir dire que l’interaction mise en jeu à ce niveau n’est pas importante.
NH
OH
OPO
OHOH
P NO
OHOH N
P NH
OOH
OH
P NH
OOH
OHHCl
3
2 HCl
11 12 13
HCl
HCl
06,7 % d'inhibition à 10-7M10,8 % d'inhibition à 10-5M
11,3 % d'inhibition à 10-7M18,4 % d'inhibition à 10-5M
1,5 % d'inhibition à 10-7M8,4 % d'inhibition à 10-5M
24,7 % d'inhibition à 10-7M30,3 % d'inhibition à 10-5M
184
De plus, au regard de la molécule 12, nous pouvons estimer que la rigidification liée à
la présence du noyau pipérazine ne permet pas le bon positionnement simultané de la fonction
phosphonate et du phényle dans le site actif de l’ECE.
Enfin, le composé 13, ne différant de la molécule 11 que par la présence d’un phényle
supplémentaire, présente un meilleur profil d’inhibition. L’ajout d’un phényle contribue donc
à la reconnaissance de ce ligand par l’ECE et témoigne du fait que des interactions aryle-aryle
supplémentaires peuvent être productrices d’affinité.
3.3.3.3 : Molécules ayant une chaîne aminée sur la position P2’:
Afin de synthétiser des molécules ayant des interactions plus proches de celles mises
en jeu par notre référence, nous avons préparé plusieurs produits porteurs de chaîne aminée à
la place de la chaîne peptidique. Sur ces composés, la présence de la première fonction amide
a été maintenue par commodité de synthèse.
3.3.3.3.1 : Molécules utilisées pour cette comparaison :
Nous avons synthétisé six molécules (7, 14, 15, 16, 17 et 18) pouvant servir à cette
étude (fig. 60) en remplaçant la chaîne peptidique par la N-methylpipérazine, l’acide
octahydro-1H-indole-2-carboxylique, la 4-[4-(2-méthoxyphényl)-pipérazin-1-yl]-butylamine,
la N-phénylpipérazine, la 1-éthylpyrrolidin-2-yl-méthylamine et par la 2-pipérazin-1-
ylpyrimidine.
185
Figure 60 : Remplacement de la chaîne peptidique par une chaîne aminée à partir de laplateforme acide 3-biphényl-4-yl-2-[(phosphonométhyl)amino]propanoïque.
3.3.3.3.2 : Données pharmacologiques obtenues
Le composé 2 se détache à nouveau dans cette série. Les variations apportées à ces
ligands n’ont donc pas permis d’améliorer les caractéristiques pharmacologiques de nos
molécules.
Cependant, la comparaison de toutes ces molécules nous apporte tout de même des
renseignements sur les interactions mises en jeu pour la reconnaissance de ces produits par
NH
N
O
N
PO
OHOH
NH
N
O H
HH
OH
OPO
OHOH
NH
NH
ON
N
O
POHOH
O
NH
N
O
N
PO
OHOH
NH
NH
OP NO
OHOH N
HN
O
N
PO
OHOH
N
N
NH
OH
OPO
OHOH
14
2 HCl
7
HCl
3 HCl
15 16
1718
2 HCl
2 HCl2 HCl
2
HCl
34,1 % d'inhibition à 10-7M99,6 % d'inhibition à 10-5M
13,0 % d'inhibition à 10-7M37,4 % d'inhibition à 10-5M
08,1 % d'inhibition à 10-7M26,3 % d'inhibition à 10-5M
04,0 % d'inhibition à 10-7M27,1 % d'inhibition à 10-5M
13,5 % d'inhibition à 10-7M33,1 % d'inhibition à 10-5M
13,4 % d'inhibition à 10-7M33,5 % d'inhibition à 10-5M
26,0 % d'inhibition à 10-7M17,9 % d'inhibition à 10-5M
186
l’ECE. Si l’on exclue le composé 2 de cette étude, le meilleur candidat en terme d’inhibiteur
pour une concentration à 10-7 M se trouve alors être la molécule 18, celle-ci étant 2 fois plus
puissante que les composés 7, 16 et 17 dont les profils sont relativement comparables. Les
molécules 14 et 15 présentent la moins bonne affinité avec une inhibition de l’ECE
respectivement 3 et 6,5 fois moins bonne que le composé 18 à la même concentration.
3.3.3.3.3 : Conclusions :
Les composés 14, 16 et 18 sont très proches puisqu’ils ne se différencient que par un
substituant. En effet, le groupement méthyle de la molécule 14 est remplacé dans la molécule
16 par un groupement phényle et dans la 18 par un groupement pyrimidine. Les résultats
obtenus pour ces trois composés sont remarquables puisque le produit 18 inhibe à 26% l’ECE
à une concentration de 10-7 M alors que les produits 16 et 14 ne le font respectivement qu’à
13, 5% (soit 2 fois moins) et 8,1% (soit plus de 3 fois moins). Nous voyons qu’un groupement
méthyle n’est pas très favorable, alors qu’un groupement phényle est bien meilleur, des
interactions de type aryle-aryle doivent probablement être mises en jeu dans la poche S2’. Le
composé 18 est meilleur alors que la seule variation mise en place est la substitution du noyau
phényle par un noyau pyrimidine, suggérant qu’outre des interactions de type aryle-aryle à cet
endroit de la poche P2’ du site actif de l’ECE, des interactions de type accepteur-donneur
doivent aussi être mises en jeu.
Les synthons 7, 16 et 17 présentent des profils similaires du point de vue
pharmacologique malgré des différences de structure importantes. En effet le composé 7
comporte un acide carboxylique à la place de l’amine des composés 16 et 17. De plus les
produits 7 et 17 n’ont pas de groupements aromatiques contrairement à la molécule 16. Ils
inhibent pourtant tous à environ 13% l’ECE à une concentration de 10-7 M. Le composé 7
187
comporte un acide carboxylique de configuration déterminée. Le produit 16 a lui une amine
dans cette même position qui est rigidifiée par un cycle pipérazine. De plus, il est porteur d’un
groupement phényle. Enfin, le ligand 17 porte aussi une amine dans cette position mais la
rigidification qu’il subit est beaucoup moins forte. La perte des interactions liées au
groupement phényle porté par le composé 16 est compensée, dans le cas du produit 7, par une
plus grande flexibilité de la position de l’acide carboxylique permettant des interactions de
type accepteur-donneur. De même, le système comportant l’amine dans le ligand 17 est
beaucoup moins rigide que celui mis en jeu dans le composé 16 puisqu’une rotation du cycle
est permise par le biais d’un espaceur méthyle. La rigidification liée au cycle pipérazine ne
permet certainement pas un positionnement optimal dans le site actif de l’ECE. Par contre,
une plus grande liberté de mouvement de l’amine dans cette position semble compenser la
perte des interactions de type aryle-aryle.
Enfin les composés 14 et 15 sont de moins bons candidats en terme d’inhibiteur. Ceci
peut s’expliquer pour le premier par le fait que la position de l’amine est relativement figée
par rigidification et qu’aucune interaction de type aryle-aryle n’est possible. Les deux
groupements aminés présents sur le composé 15 ne doivent pas être à la bonne place. En effet,
le résidu butyle servant d’espaceur, positionne ces amines plus loin dans la poche P2’ et
semble limiter les interactions de types accepteur-donneur. Ceci est peut être en plus accentué
par le fait qu’elles sont à nouveau sur un cycle pipérazine rigide ne peuvent donc pas se
positionner correctement.
En conclusion, des interactions de types accepteur-donneur et de types aryle-aryle
semblent nécessaires au niveau de cette poche P2’ du site actif de l’ECE.
188
3.3.4: Composés obtenus en série rétro :
Deux composés ont été synthétisés dans cette série, à savoir les produits 21 et 22,
respectivement porteur d’un acide carboxylique et d’un acide hydroxamique (fig 61).
Figure 61 : composés « rétros »
3.3.4.1 : Données pharmacologiques :
3.3.4.1.1 : Comparaison de ces deux molécules :
Si le composé 21 ne présente aucun intérêt pharmacologique, n’inhibant quasiment pas
l’ECE, nous retrouvons pour la molécule 22 une inhibition comparable à celle obtenue pour
plusieurs de nos synthons.
NH
O
OHO
NH
ONH
O
NH
ONH
O
OH
21 22
0,3 % d'inhibition à 10-7M1,8 % d'inhibition à 10-5M
16,2 % d'inhibition à 10-7M24,3 % d'inhibition à 10-5M
189
3.3.4.1.2 : Comparaison des acides carboxyliques :
Figure 62 : Acides carboxyliques
Nous voyons au regard des résultats obtenus pour ces trois composés qu’ils présentent
une faible activité inhibitrice de l’ECE. Cela nous permet de confirmer à nouveau que les
acides carboxyliques ne sont pas de bons chélatants du zinc.
3.3.4.1.3 : Comparaison des acides hydroxamiques :
Figure 63 : Acides hydroxamiques
Les résultats sont un peu plus encourageants dans cette série. En effet bien que les
composés 5 et 8 ne soient pas de bons candidats inhibiteurs, le profil du ligand 22 s’avère un
NH
O
OHO
NH
O
NH
OH
O
OH
O NH
N
O H
HH
OH
OOH
O21
HCl
6 9
0,3 % d'inhibition à 10-7M1,8 % d'inhibition à 10-5M
00 % d'inhibition à 10-7M11 % d'inhibition à 10-5M
0 % d'inhibition à 10-7M0 % d'inhibition à 10-5M
NH
O
NH
ONH
O
OH
NH
OH
O
NH
O
OH
NH
N
O H
HH
OH
ONH
O
OH
22 5 8
16,2 % d'inhibition à 10-7M24,3 % d'inhibition à 10-5M
2,7 % d'inhibition à 10-7M4,5 % d'inhibition à 10-5M
03,3 % d'inhibition à 10-7M11,4 % d'inhibition à 10-5M
190
peu plus convaincant. En effet, il inhibe l’ECE à 16,2 % et à 24,3 % pour des concentrations
respectives de 10-7 M et 10-5 M. La seule différence entre ce composé et le 5 réside dans
l’inversion de la partie amino-acide, elle entraîne une hausse d’activité non négligeable de ce
ligand.
3.3.4.2 : Conclusions :
Les deux composés obtenus dans cette série ne sont pas de bons candidats pour notre
travail. Cependant, le composé 22 est le seul acide hydroxamique de nos molécules qui
présente un réel potentiel inhibiteur.
3.3.5: Etude du rôle de l’amine secondaire portée par la molécule (±) 1 :
Trois molécules ont servi à cette étude. En effet, deux composés porteurs d’une amine
tertiaire ont été synthétisés pour déterminer l’influence de cette fonction vis-à-vis des
interactions mises en jeu dans le site actif de l’ECE (fig. 64).
NH
OH
OPO
OHOH
NOH
OPO
OHOH
NOH
OPO
OHOH
2
HCl
19
HCl
20
HCl
34,1 % d'inhibition à 10-7M99,6 % d'inhibition à 10-5M
06,4 % d'inhibition à 10-7M13,5 % d'inhibition à 10-5M
15,1 % d'inhibition à 10-7M35,5 % d'inhibition à 10-5M
Figure 64 : Etude de l’amine à partir de la plateforme acide 3-biphenyl-4-yl-2-[(phosphonomethyl)amino]propanoïque
191
3.3.5.1 : Résultats pharmacologiques obtenus :
Grâce à cette étude, nous avons vu que l’amine secondaire semble avoir un rôle
important dans la reconnaissance de nos ligands par l’ECE. En effet, au regard des
pourcentages d’inhibitions de ces molécules. C’est l’amine secondaire qui a la meilleure
affinité. En effet, la présence d’un groupement benzyle supplémentaire sur cette amine
entraîne une diminution de plus d’un facteur deux du pourcentage d’inhibition obtenu et celle
d’un méthyle rend le composé presqu’inactif.
3.3.5.2 : Conclusion
Nous voyons que la présence de l’atome d’hydrogène semble importante pour la
reconnaissance de nos molécules par l’ECE. La substitution de celui-ci par un méthyle fait
perdre presque complètement l’activité de ce composé. Par contre, une compensation semble
avoir lieu lorsque c’est un benzyle qui est utilisé pour substituer cet atome d’hydrogène. Une
perte d’activité est constatée mais celle-ci est bien moindre, ce qui pourrait signifier que des
interactions de types aryle-aryle pourraient être mises en jeu dans le site S1 du site actif de
l’ECE.
192
3.4 : Conclusions et perspectives :
3.4.1 : Récapitulatif des résultats pharmacologiques :
3.4.1.1 : Valeurs données par Cerep :
Tableau 15 : Molécules 1 et 10.
10-7 M 10-5M
(±) 1 60,0% 90,0% 220 nM
10 0,0% 85,0% nd
% Inhibition ECERéférence de l'inhibiteur Structure
Inhibition ECE CI50
OH
ONH
ONH
ONH
PO
OHOH
F F
NH
NH
O
FF
OH
OPO
OHOH
3.4.1.2 : Valeurs données par Dr Smith :
Tableau 16 : Molécule de référence
10-7 M 10-5M
(±) 1 nd nd 40 nM
% Inhibition ECERéférence de l'inhibiteur Structure
Inhibition ECE CI50
OH
ONH
ONH
ONH
PO
OHOH
F F
193
Tableau 17 : Molécules 2 à 9.
10-7 M 10-5M
2 34,1% 99,6%
3 6,7% 10,8%
4 19,8% 100,0%
5 2,7% 4,5%
6 0,0% 11,0%
7 13,0% 37,4%
8 3,3% 11,4%
9 0,0% 0,0%
% Inhibition ECERéférence de l'inhibiteur Structure
NH
OH
OPO
OHOH
HCl
NH
OH
OPO
OHOH
HCl
NH
OH
O
NH
O
OH
NH
OH
O
OH
O
HCl
NH
N
O H
HH
OH
ONH
O
OH
NH
N
O H
HH
OH
OOH
O
NH
OH
O
FF
PO
OHOH
NH
N
O H
HH
OH
OPO
OHOH HCl
194
Tableau 18 : Molécules 11 à 17.
10-7 M 10-5M
11 11,3% 18,4%
12 1,5% 8,4%
13 24,7% 30,3%
14 8,1% 26,3%
15 4,0% 27,1%
16 13,5% 33,1%
17 13,4% 33,5%
% Inhibition ECERéférence de l'inhibiteur Structure
P NH
OOH
OH HCl
P NH
OOH
OH
HCl
NH
N
O
N
PO
OHOH
2 HCl
P NO
OHOH N
2 HCl
NH
NH
ON
N
O
POHOH
O
3 HCl
NH
N
O
N
PO
OHOH
2 HCl
NH
NH
OP NO
OHOH 2 HCl
195
Tableau 19 : Molécules 18 à 23.
10-7 M 10-5M
18 26,0% 17,9%
19 6,4% 13,5%
20 15,1% 35,5%
21 0,3% 1,8%
22 16,2% 24,3%
23 nd nd
% Inhibition ECERéférence de l'inhibiteur Structure
NH
N
O
N
PO
OHOH
N
N
2 HCl
NOH
OPO
OHOH
HCl
NOH
OPO
OHOH
HCl
NH
O
OHO
NH
O
NH
O
NH
ONH
O
OH
NH
O
OHO
NH
O
196
3.4.2 : Conclusions :
Tout d’abord, force est de constater que les molécules synthétisées dans ce travail de
relation structure-activité ne sont pas plus affines que la molécule de référence (±) 1. Mais
ceci n’était pas un travail trivial car celle-ci présentait déjà des caractéristiques puissantes
puisque c’est un très fort inhibiteur sélectif de l’ECE possédant une CI50 de 8 nM.
Par contre, tous les composés nous ont permis d’obtenir de plus amples
renseignements sur la nature du site actif de l’ECE. Nous savions que c’était une
métalloprotéase à zinc. Nous avons mis en évidence que pour le type de squelette que nous
avions choisi, c’était la fonction acide aminophosphonique qui était la meilleure. En effet,
l’étude des acides hydroxamiques et carboxyliques a conduit à des composés non reconnus
par l’ECE. De plus, le fait d’encombrer l’amine a conduit à une baisse d’activité mais a
montré que non loin de la zone interagissant avec cette fonction des interactions de type aryle-
aryle pouvaient avoir lieu. C’est pourquoi il serait intéressant d’obtenir des molécules
diversement substituées sur le carbone en α de l’atome de phosphore comme par exemple des
chaînes insaturées ou des groupements aromatiques.
De même, il a été montré qu’au niveau de la poche S1’ occupée dans le cas de notre
molécule de référence par la chaîne aralkyle, des interactions de type aryle-aryle et de type
accepteur-donneur étaient mises en jeu. Nous avons vu que le fait de remplacer la triple
liaison par un groupement phényle était bénéfique. Il est à noter que l’utilisation
d’hétérocycles azotés de type pyridine, pyrimidine ou pyridazine par exemple à la place d’un
groupement phényle pourrait être intéressante à mettre en œuvre afin de mimer les
interactions obtenues par la présence des atomes de fluors sur la molécule de référence.
Au niveau de la poche S2’, nous avons mis en évidence qu’en plus des interactions de
types accepteur-donneur obtenues par la chaîne peptidique de la molécule de référence, des
197
interactions de types aryle-aryle pouvaient aussi être imaginées. L’apport d’un noyau
aromatique en bout de chaîne s’est avéré bénéfique.
Enfin, l’inversion de la partie amino-acide peut conduire à une augmentation du
pourcentage d’inhibition. Ceci nous a amené à envisager de décaler d’un carbone la chaîne
aralkyle se logeant dans la poche S1’ ce qui suggèrent que la poche S1’ n’a pas été totalement
explorée. L’ensemble de ces résultats est reporté sur le schéma 41.
Schéma 41 : Récapitulatifs des interactions mises en évidence.
NH
POH
OHO
NH
O
InteractionAryle-Aryle
InteractionAccepteur-Donneur etAryle-Aryle
InteractionAccepteur-Donneur
InteractionAccepteur-Donneur etAryle-Aryle
InteractionAryle-Aryle
Site S1'
Site S2'
Site S1
Site de chélation du zinc
198
Conclusion générale
199
Depuis la caractérisation de trois peptides endogènes de structure très proches,
présentant une forte activité vasoconstrictive, notés ET-1, ET-2 et ET-3, beaucoup de travaux
permis de comprendre leurs modes d’action et leur biosynthèse. Plusieurs isoformes de
l’ECE, enzyme spécifique permettant le clivage des big ETs en ETs, ont également été
découverts. Cependant, dans le système endothélial, c’est l’ET-1 et l’ECE-1 qui sont
respectivement le peptide et l’enzyme prépondérant. L’ET-1 peut être mis en cause dans de
multiples pathologies comme par exemple l’hypertension, les vasospasmes cérébraux, l’arrêt
cardiaque chronique et bien d’autres encore. De ce fait, beaucoup d’études ont été faites pour
obtenir des agonistes ou des antagonistes des récepteurs de ce système ainsi que des
inhibiteurs de l’ECE-1. Pour ce dernier type de composés, plusieurs familles de composés ont
été décrites comme par exemple des peptides, des acides phosphoniques, des acides
aminophosphoniques ou encore des acides hydroxamiques.
Durant cette thèse, nous avons préparé une molécule de référence (±) 1 comme chef de
file et vingt deux analogues susceptibles d’être des inhibiteurs de l’enzyme de conversion de
l’endothéline par le biais d’un travail de relation structure-activité. Ces ligands ont ensuite été
testés afin de déterminer leurs caractéristiques biologiques.
Au cours de nos synthèses, un manque de réactivité des amines secondaires en β des
atomes de phosphore a été mis en évidence. Afin de mieux comprendre celui-ci, nous avons
réalisé une étude physico-chimique de ce type de composés mettant en jeu des titrages
potentiométriques et RMN de ces ligands. Cette étude nous a permis de mettre en évidence
une forte interaction entre le résidu phosphonate et l’atome d’azote en β ce qui expliquerait
cette faible réactivité chimique. Une réaction tricomposante a également été développée
permettant l’accès à des plateformes β-aminophosphonate à partir d’un aldéhyde, d’un
carbamate et d’un phosphite en présence d’acide de Lewis. Cette réaction est particulièrement
simple à mettre en œuvre et très générale.
200
L’ensemble des molécules synthétisées dans ce travail ne nous a pas permis d’accéder
à un meilleur ligand que notre chef de file. Par contre, elles nous ont permis d’obtenir de plus
amples connaissances sur la topologie du site actif de l’ECE. Pour le type de composés
étudiés, la fonction acide aminophosphonique semble être la meilleure fonction en terme de
chélation du zinc. L’amine basique de cette famille de produits contribue également à la
reconnaissance de ce type de ligand par l’ECE et des interactions de type aryle-aryle doivent
être mise en jeu à proximité de la zone occupée par celle-ci. Au niveau de la poche S1’ des
interactions de type aryl-aryl et de type accepteur-donneur ont été mises en évidence.
L’insertion d’hétérocycles azotés de type pyridine, pyrimidine ou pyridazine par exemple à la
place d’un groupement phényle pourrait conduire à des ligands intéressants. Le même de type
de conclusion a été obtenu pour la poche S2’ puisque l’apport d’un noyau aromatique
hétérocyclique en bout de chaîne s’est avéré bénéfique. Par contre, la position des fonctions
servant à assurer ces interactions est assez importante.
Suite à l’ensemble de ces remarques nous pouvons envisager l’importance d’une
troisième poche dans le site actif (S1) de cette enzyme ou à l’élargissement de la poche S1’ ce
qui pourrait être mis en évidence par l’usage des plateformes β-aminophosphonique ou par un
pontage reliant le carbone en α du phosphore à la chaîne aralkyle. Nous voyons donc que
grâce aux molécules synthétisées durant cette thèse, nous avons affiné notre connaissance du
site actif de l’ECE et qu’un grand nombre de variations restent encore envisageables.
201
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208
Annexe
209
Annexe 1 : Les acides aminés naturels :
Acides aminés à chaîne aliphatique :
Acides aminés à chaîne hydroxylée :
Acides aminés à chaîne soufrée :
NH2OH
ONH2
OH
ONH2
OH
ONH2
OH
ONH2
OH
O
GGly
Glycine
AAla
Alanine
VVal
Valine
LLeu
Leucine
IIle
Isoleucine
NH2OH
O
OH
NH2OH
O
OH
SSer
Serine
TThr
Thréonine
NH2OH
O
SH
NH2OH
O
S
CCys
Cystéine
MMet
Methionine
210
Acides aminés à chaîne carboxylée ou amide :
Acides aminés à chaîne aminée :
Acides aminés à chaîne aromatique :
NH2OH
O
O
OH
NH2OH
O
O
NH2
NH2OH
O
O OH
NH2OH
O
NH2O
DAsp
Aspartate
NAsn
Asparagine
EGlu
Acide glutamique
QGln
Glutamine
NH2OH
O
NH2
NH2OH
O
NH
NNH2
NH2OH
O
NHN
KLys
Lysine
RArg
Arginine
HHis
Histidine
NH2OH
ONH2
OH
O
OH
NH2OH
O
NH
FPhe
Phénylalanine
YTyr
Tyrosine
WTrp
Tryptophane
211
Acide aminé cyclique :
Annexe 2 : Analyse :
RMN : Résonance magnétique nucléaire
Les spectres RMN 1H, 13C et 31P ont été enregistrés avec les spectrophotomètres Bruker
DPX 200 (200 MHz) et Bruker DPX 300 (300 MHz) à transformée de Fourier, à température
ambiante. Les déplacements chimiques (δ) sont exprimés en partie par million (ppm).
RMN 1H (fréquence d’irradiation (MHz), solvant), δ (ppm) : déplacement chimique
(multiplicité du signal, valeur absolue de la constante de couplage (J), valeur de l’intégration,
attribution (Hx)).
RMN 13C (fréquence d’irradiation (MHz), solvant), δ (ppm) : déplacement chimique
(nature du carbone (C, CH2, CH3 ; attribution Cx).
Point de fusion :
Les points de fusion (Pf) sont déterminés à l’aide d’un appareil Metler FP62 et les valeurs
ne sont pas corrigées.
NH
OH
O
PPro
Proline
212
Microanalyse :
Les analyses élémentaires ont été réalisées par le service de microanalyse du C.N.R.S.
(Vernaison)
Solvants et réactifs :
Tous les réactifs ont été achetés auprès des fournisseurs suivants : Aldrich, Avocado, Fluka,
Lancaster, Sigma, et sont utilisés sans purification. Les solvants employés ont été séchés ou
distillés avant utilisation, si nécessaire. L’éther éthylique et le THF sont distillés sur
sodium/benzophénone, sous argon. La di-iso-propylamine est distillée sur KOH sous argon.
Les chromatographies préparatives sur gel de silice sont effectuées avec de la silice 60
Merck (granulométrie 40-60 µm), sous pression.
Abréviations :
arom aromatique
Bn benzyle
d doublet
dd doublet de doublet
éq équivalent
g gramme
h heure
LDA diisopropylamidure de lithium
m multiplet
213
mg milligramme
mmol millimoles
mol moles
q quadruplet
s singulet
sl, singulet large
tr triplet
T.A température ambiante
214
Partie expérimentale du chapitre II
215
Modes opératoires généraux :
Déprotection des phosphonates par NaOH 1N et TMSBr :
De la soude (1N, 3,1 éq.) est ajoutée à une solution du phosphonate correspondant (1
mmol) dans du méthanol (5 mL). Après 1h30 d’agitation à T.A, le milieu réactionnel est
concentré sous pression réduite. L’huile ainsi obtenue est solubilisée dans du dichlorométhane
(15 mL) et cette solution est mise sous agitation à T.A. De la diisopropyléthylamine (5 éq.) est
alors ajoutée au milieu réactionnel ainsi que du bromure de triméthylsilyle (20 éq.). Après 0,5
h d’agitation à T.A, le milieu réactionnel est à nouveau concentré sous pression réduite sans
chauffage. Le résidu ainsi obtenu est mis en suspension dans de l’eau (mL) et la solution
obtenue est agité à T.A pendant 0,5 h. Le précipité brun formé est alors filtré et lavé à l’éther
pour conduire à l’obtention d’un solide.
Estérification des amino-acides par le chlorure de thionyle :
L’amino-acide (100 mmol) est mis en suspension dans de l’éthanol (360 mL). La
solution est alors refroidie à 0°C puis le chlorure de thionyle (3 éq.) est ajouté goutte à goutte.
Le milieu réactionnel est agité à T.A pendant 6 h avant d’être concentré sous pression réduite.
Le solide obtenu est ensuite trituré dans l’éther puis filtré et séché pour conduire à solide
blanc.
Synthèse de la base de Schiff :
La benzophénone imine (100 mmol) est solubilisée dans du dichlorométhane (180
mL). A cette solution est ajouté le chlorhydrate d’ester méthylique ou éthylique d’amino-
acide (1 éq.) en poudre fine. Le milieu réactionnel est alors agité à T.A pendant 24 h sous
garde à chlorure de calcium avant d’être filtré. Le filtrat est ensuite condensé sous pression
réduite, puis repris dans de l’éther diéthylique. Cette solution est alors lavée à l’eau et à la
saumure, puis séchée sur sulfate de sodium et concentrée sous pression réduite. Le résidu
obtenu est trituré dans un mélange éther/hexane, puis filtré et séché pour donner un solide
blanc.
Alkylation de la base de Schiff :
La base de Schiff (50 mmol) et l’halogénure d’alkyle (1,1 éq.) sont solubilisés dans de
l’acétonitrile (790 mL). A cette solution est ajouté de l’iodure de tétra-tert-butylammonium
216
(0,1 éq.) et du carbonate de potassium (3 éq.). Le milieu réactionnel est alors chauffé à reflux
sous agitation durant 24h, puis filtré. Le filtrat est alors condensé sous pression réduite pour
conduire à une huile brune qui est utilisée telle quelle pour la suite.
Hydrolyse de l’imine :
L’imine (50,6 mmol) est mise en solution dans de l’éther éthylique (620 mL). Une
solution d’acide chlorhydrique (1N, 620 mL) est alors ajoutée. Le milieu biphasique obtenu
est alors agité vivement à T.A pendant 3 h. Après avoir laissé décanter ce mélange, la phase
aqueuse est récupérée, lavée à l’éther et concentrée sous pression réduite. Le résidu obtenu est
alors rincé à l’éther et séché pour donner un solide blanc.
Protection d’amine par un groupement Boc :
Le chlorhydrate d’amine (50 mmol) est mis en suspension dans du dichlorométhane.
La triéthylamine (2 éq.) est ensuite ajoutée et une solubilisation totale est obtenue. Une
solution de di-tert-butyldicarbonate (1,2 éq.) et de diméthylaminopyridine (1 pointe de
spatule) dans du dichlorométhane (140 mL) est alors additionnée à ce milieu réactionnel.
Après 5 heures d’agitation à T.A, celui-ci est hydrolysé par de l’eau et extrait au
dichlorométhane. La phase organique est alors lavée à l’eau et à la saumure avant d’être
séchée sur sulfate de sodium et concentrée sous pression réduite. L’huile jaune ainsi obtenue
est purifiée par chromatographie sur colonne de silice pour conduire à une huile incolore.
Saponification des esters par de la soude 1N :
L’ester (50 mmol) est mis en solution dans du méthanol (195 mL). De la soude (1N, 1
éq.) est ensuite additionnée à ce milieu réactionnel. Après 4 h d’agitation à T.A, celui-ci est
hydrolysé par l’ajout d’une solution normale d’acide chlorhydrique, puis extrait à l’acétate
d’éthyle. La phase organique est ensuite lavée à l’eau et à la saumure avant d’être séchée sur
sulfate de sodium et concentrée sous pression réduite pour conduire à l’obtention d’une huile
légèrement jaune.
Couplage d’acide et d’amine en présence de BOP :
L’acide (10 mmol) et le chlorhydrate d’amine (1,05 éq.) sont solubilisés dans
du diméthylformamide (55mL). A cette solution sont ajoutée la N-méthylmorpholine (2,1 éq.)
et le BOP (1,1 eq.). La solution obtenue est ensuite agitée à T.A pendant 17 h avant d’être
hydrolysée par de l’eau et extraite à l’acétate d’éthyle. La phase organique est ensuite lavée à
217
l’eau, avec une solution saturée de bicarbonate de sodium et à la saumure. Elle est séchée sur
sulfate de sodium et concentrée sous pression réduite. L’huile obtenue est alors
chromatographiée sur colonne de silice pour donner une huile incolore.
Déprotection du Boc en milieu acide chlorhydrique :
L’amine protégée (10 mmol) est solubilisée dans de l’acétate d’éthyle (32 mL). Après
saturation de cette solution par de l’acide chlorhydrique gazeux, le milieu réactionnel est agité
à T.A pendant 30 minutes avant d’être concentré sous pression réduite. Le résidu obtenu est
alors trituré dans de l’éther diéthylique, filtré et séché pour conduire à un solide blanc.
Couplage d’une amine sur une solution de triflate :
Le chlorhydrate d’amine est mis en suspension dans du benzène. Du gaz l’ammoniac
est mis à buller dans cette suspension pendant 20 minutes afin de neutraliser le chlorhydrate.
Le milieu réactionnel obtenu est filtré et concentré sous pression réduite.
L’amine (10 mmol) est mise en suspension dans du dichlorométhane (45 mL). De la
diisopropyléthylamine (1,5 éq.) est ensuite additionnée. La solution obtenue est alors refroidie
à 0°C puis la solution de diméthyl((((trifluorométhyl)sulfonyl)oxy)methyl)phosphonate (1,25
éq.) est ajoutée en une fois. Le milieu réactionnel est agité à 0°C pendant 3 h avant d’être
hydrolysé par ajout d’eau puis extrait au dichlorométhane. La phase organique est ensuite
lavée par une solution saturée de bicarbonate de sodium et de la saumure avant d’être séchée
sur sulfate de sodium et concentrée sous pression réduite. L’huile jaune obtenue est purifiée
par chromatographie sur colonne de silice pour conduire à une huile incolore.
Estérification d’amino-acide par le chlorure d’acétyle :
Le chlorure d’acétyle (2,85 éq.) est ajouté goutte à goutte à du méthanol (140 mL)
refroidi à 0°C. Une fois l’addition terminée, le milieu réactionnel est agité à 0°C pendant 10
minutes, puis l’amino-acide (100 mmol) est ajouté d’un coup. La solution est alors chauffée à
reflux durant 3 h, puis concentrée sous pression réduite. Le résidu obtenu est trituré dans
l’éther, filtré et séché pour donner un solide blanc.
Couplage d’un chlorhydrate d’amine sur un triflate :
Le chlorhydrate d’amine (5 mmol) est mis en suspension dans du dichlorométhane (35
mL). De la diisopropyléthylamine (2 éq.) est ensuite additionnée. La solution obtenue est
alors refroidie à 0°C le diméthyl((((trifluorométhyl)sulfonyl)oxy)methyl)-phosphonate (1,2
218
éq.) est ajouté en solution dans du dichlorométhane (7 mL) en une fois. Le milieu réactionnel
est agité à 0°C pendant 30 minutes puis à T.A pendant 8 h avant d’être hydrolysé par ajout
d’eau et extrait au dichlorométhane. La phase organique est ensuite lavée par une solution
saturée de bicarbonate de sodium et de la saumure avant d’être séchée sur sulfate de sodium et
concentrée sous pression réduite. L’huile jaune obtenue est purifiée par chromatographie sur
colonne de silice pour conduire à une huile incolore.
Déprotection de phosphonate en milieu acide chlorhydrique :
Le phosphonate (1,0 mmol) est mis en suspension dans une solution aqueuse d’acide
chlorhydrique (6N, 10 mL). Ce milieu réactionnel est chauffé à reflux durant 2 h avant d’être
condensé sous pression réduite à l’aide d’un co-entraînement à l’éthanol et trituré dans un
mélange éthanol/éther pour conduire à un solide blanc.
Déprotection d’ester tert-butylique (ou de Boc) par de l’acide trifluoroacétique :
L’ester tert-butylique (ou l’amine boquée) (1 mmol) est mis en solution dans du
dichlorométhane (5 mL). A cette solution est ajouté de l’acide trifluoroacétique (5 mL). Au
bout de 3 h d’agitation à T.A, le milieu réactionnel est concentré sous pression réduite et le
résidu obtenu est trituré dans de l’éther diéthylique, filtré et séché pour conduire à un solide
légèrement beige.
Déprotection d’ester benzylique par hydrogénation catalytique en présence de
Pd/sulfate de baryum :
L’ester benzylique (1 mmol) est solubilisé dans du méthanol (30 mL). Du palladium
sur sulfate de baryum (0,41 g) est ajouté à cette solution après dégazage sous azote pendant 10
minutes. Le milieu réactionnel est ensuite agité à T.A sous une pression de 50 psis
d’hydrogène pendant 12 h. La solution est ensuite filtrée sur célite puis concentrée sous
pression réduite. Le résidu obtenu est ensuite trituré dans de l’éther diéthylique, filtré et séché
pour donner un solide blanc.
Synthèse de phosphonate par une réaction tricomposante :
Sous atmosphère d’azote, un mélange d’aldéhyde (10 mmol), de diméthylphosphate (1
éq.) et de carbamate de benzyle (1 éq.) en solution dans de l’acétonitrile (50 mL) est agité à
0°C. A cette solution est ajouté du BF3.OEt2 (1,2 éq.) en une seule fois. Au bout de quelques
minutes, un précipité fin apparaît qui disparaît au fur et à mesure de l’avancement de la
219
réaction. Au bout de 30 minutes d’agitation à 0°C, la solution est remise à T.A et agitée ainsi
pendant 4 h. Le milieu réactionnel est alors hydrolysé par ajout d’une solution saturée de
bicarbonate de sodium puis extrait au toluène. La phase organique est ensuite lavée à la
saumure, séchée sur sulfate de sodium, filtrée et condensée sous pression réduite. L’huile
obtenue est purifiée par chromatographie sur colonne de silice pour conduire à l’obtention
d’un solide blanc.
220
Acide (S, S)-2-{2-[5-(2,4-difluorophényl)-2-(phosphonométhylamino)-pent-4-ynoylamino]-4-méthyl-pentanoylamino}-propionique [(±) 1]
Formule brute : C21H28F2N3O7P
Masse molaire : 503,44 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection des phosphonates par
NaOH 1N et TMSBr en utilisant du (S, S)-2-{2-[5-(2,4-difluorophényl)-2-
([{diméthoxyphosphoryl}-méthyl]-amino)-pent-4-ynoylamino]-4-méthyl-pentanoylamino}-
propionate de méthyle 40 (0,70g, 1,3 mmol), de la soude (1N, 4 mL, 3,1 éq.), de la
diisopropyléthylamine (1,14 mL, 5 éq.) et du bromure de triméthylsilyle (3,4 mL, 20 éq.).
Obtention d’un solide beige (0,13 g).
Rendement : 20%Point de fusion : 205-208°C.
RMN 1H (300 MHz, DMSO-TFA) δ : 7,53-7,59 (m, 1H, Harom) ; 7,28-7,33 (m, 1H, Harom) ;7,05-7,12 (m, 1H, Harom) ; 4,45 (t, J=7 Hz, 1H, CH) ; 4,27 (t, J=7Hz, 1H, CH) ; 4,03 (m, 1H,CH) ; 3,00-3,28 (m, 5H) ; 1,55-1,73 (m, 1H) ; 1,50 (t, J=7 Hz, 2H) ; 1,20-1,30 (m, 1H) ; 1,15(d, J=7 Hz, 3H) ; 0,91 (d, J=7Hz, 6H).
RMN 13C (75 MHz, DMSO-TFA) δ : 176,2 (C, C=O) ; 174,3 (C, C=O) ; 171,6(C, C=O) ;167,8 (C, CaromF) ; 167,5 (C, CaromF) ; 133,1 (CH, CArom) ; 111,7 (CH, Carom) ; 106,5 (CH,Carom) ; 104,3 (CH, Carom) ; 90,3 (C, C13) ; 83,4 (C, C14) ; 64,8 (CH) ; 57,8 (CH) ; 47,9 (CH) ;41,6 (CH2, C21) ; 41,1 (CH2, C6) ; 25,1 (CH,) ; 22,0 (2 CH3, C8 et C9) ; 19,7 (CH2, C12) ; 17,3(CH3, C3)
RMN 31P (121,5 MHz, DMSO-TFA) δ : 13,1
Microanalyse : C21H28F2N3O7P, 0,5 H2OC H N
Calculé : 49,22 5,70 8,20Trouvé : 49,11 5,72 8,18
OH
ONH
ONH
ONH
F F
PO
OHOH
12
3
45
67
8
9
10
11
1213
14
15
16 17 18
1920
21
221
Chlorhydrate de l’acide 3-biphényl-4-yl-2-[(phosphonométhyl)amino]propanoïque (2)
Formule brute : C16H19ClNO5PMasse molaire : 371,76 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection de phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du 3-biphényl-4-yl-2-{[(diméthoxyphosphoryl)-méthyl]-
amino}-propanoate de méthyle 46 (0,30 g, 0,80 mmol). Obtention d’un solide blanc (0,13 g)
Rendement : 44%Point de fusion : 209-212°C
RMN 1H (200 MHz, DMSO) δ : 7,54-7,72 (m, 4H, 4 Harom) ; 7,23-7,51 (m, 5H, 5 Harom) ;4,22-4,54 (m, 1H, NH) ; 3,55-3,74 (m, 1H, CH) ; 2,94-3,51 (m, 4H, 2 CH2).
RMN 13C (50 MHz, DMSO) δ : 171,9 (C, C1) ; 140,3 (C, Carom) ; 139,9 (C, Carom) ; 136,7 (C,Carom) ; 129,3 (CH, 2 CHarom) ; 129,0 (CH, 2 CHarom) ; 128,3 (CH, 2 CHarom) ; 127,7 (C, C13) ;126,6 (CH, 2 CHarom) ; 57,2 (CH, C2) ; 45,5-41,5 (CH2, C17); 38,1 (CH2, C4).
RMN 31P (81 MHz, DMSO) δ : 14,2
Microanalyse pour C16H19ClNO5P, 0,2 H2OC H N
Calculé : 51,20 5,21 3,73Trouvé : 51,18 5,26 3,87
Chlorhydrate de l’acide 3-phényl-2-[(phosphonométhyl)amino]propanoïque (3)
Formule brute : C10H15ClNO5PMasse molaire : 295,66 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection de phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du 2-{[(diméthoxyphosphoryl)méthyl]amino}-3-
phénylpropanoate de méthyle 48 (0,19 g, 0,63 mmol). Obtention d’un solide blanc (72 mg).
NH
OH
OPO
OHOH
HCl1
2
345
6
78
9
10
11 12
1314
15
16
NH
OH
OPO
OHOH
HCl,
12
34
56
7
8910
222
Rendement : 39%Point de fusion : 187-190°C
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,31-7,50 (m, 5H, 5 Harom) ; 4,46 (t, 6,7 Hz, 1H, CH) ; 3,12-3,40 (m, 4H, 2 CH2)
RMN 13C (75 MHz, MeOD) δ : 172,0 (C, C1) ; 139,2 (C, C4) ; 130,1 (CH, 2 CHarom) ; 130,0(CH, 2 CHarom) ; 128,9 (CH, C7) ; 58,1 (CH, C2) ; 44,6-37,0 (CH2, C10); 41,5 (CH2, C3).
RMN 31P (121,5 MHz, MeOD) δ : 15,6
Microanalyse pour C10H15ClNO5P, 0,7 H2OC H N
Calculé : 38,96 5,36 4,54Trouvé : 39,07 5,35 4,49
Acide -5-(2,4-difluorophényl)-2-(phosphonométhyl-amino)-pent-4-ynoïque (4)
Formule brute : C12H12F2NO5PMasse molaire : 319,20 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection des phosphonates par de lasoude 1N et du TMSBr en utilisant du 2-{[(diméthoxyphosphoryl)-méthyl]-amino}-5-(2,4-difluorophényl)-pent-4-ynoate d’éthyle 49 (0,28 g, 0,75 mmol), de la soude (1N, 2,3 mL, 3,1éq.), de la diisopropyléthylamine (0,66 mL, 5 éq.) et du TMSBr (2,0 mL, 20 éq.). Obtentiond’un solide beige (50 mg).
Rendement : 21%Point de fusion : 214-217°C.
RMN 1H (300 MHz, DMSO-TFA) δ : 7,48-7,63 (m, 1H, Harom) ; 7,28-7,46 (m, 1H, 1 Harom) ;7,07-7,26 (m, 1H, 1 Harom) ; 6,17-6,33 (m, 1H, NH) ; 4,17-4,34 (m, 1H, CH) ; 3,15-3,38 (m,2H, CH2) ; 2,90-3,11 (m, 2H, CH2)
RMN 13C (75 MHz, DMSO-TFA) δ : 168,1 (C, C1) ; 159,9-161,6 (C, CaromF) ; 166,5-160,0(C, CaromF) ; 135,1 (CH, C7) ; 111,5-110,8 (CH, C8) ; 107,3-106,6-105,8 (CH, C10) ; 104,5-103,8 (CH, C6) ; 89,0 (C, Calcyne) ; 82,6 (C, Calcyne) ; 64,9 (CH, C2) ; 45,4-41,3 (CH2, C12) ;27,5 (CH2, C3).
RMN 31P (121,5 MHz, DMSO-TFA) δ : 11,6
NH
OH
O
FF
PO
OHOH
12
3
45
67
8
9
10
11
12
223
Microanalyse pour C12H12F2NO5P, 0,6 H2OC H N
Calculé : 43,67 4,03 4,25Trouvé : 43,56 4,05 4,31
Acide 3-biphényl-4-yl-2-{[2-(hydroxyamino)-2-oxoéthyl]amino}propanoïque (5)
Formule brute : C17H18N2O4Masse molaire : 314,34 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection d’ester benzylique par
hydrogénation catalytique en présence de Pd/sulfate de baryum en utilisant de l’acide 2-({2-
[(benzyloxy)amino]-2-oxoéthyl}amino)-3- biphényl-4-ylpropanoïque 55 (0,17 g, 0,42 mmol)
et 170 mg de palladium sur sulfate de baryum. Obtention d’un solide blanc (0,13 g).
Rendement : 98 %Point de fusion : 189-193°C
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,28-7,72 (m, 9H, 9 Harom) ; 3,91-4,15 (m, 1H, CH) ; 3,45-3,72 (m, 2H, CH2), 3.01-3.35 (m, 2H, CH2).
RMN 13C (75 MHz, MeOD) δ : 171,1 (C, C=O) ; 170,6 (C, C=O) ; 140,2 (C, Carom) ; 138,7(C, Carom) ; 136,1 (C, Carom) ; 129,5 (CH, 2 CHarom) ; 129,2 (CH, 2 CHarom) ; 128,6 (CH, 2CHarom) ; 127,5 (CH, C13) ; 126;8 (CH, 2 CHarom) ; 56,2 (CH, C2) ; 44,8 (CH2, C16) ; 38,0(CH2, C3).
Microanalyse : C17H18N2O4C H N
Calculé : 64,96 5,77 8,91Trouvé : 65,11 5,59 8,97
NH
OH
O
NH
O
OH 1
2
34
56
78
9
10
1112
13
1415
16
17
224
Chlorhydrate de l’acide 3-biphényl-4-yl-2-[(carboxyméthyl)amino]propanoïque (6)
Formule brute : C17H18ClNO4Masse molaire : 335.79 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection des phosphonates en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du 2-[(2-tert-butoxy-2-oxoéthyl)amino]-3-biphényl-4-yl-
propanoate de méthyle 52 (0,31 g, 0,84 mmol). Obtention d’un solide blanc (0,15 g).
Rendement : 55%Point de fusion : 191-194°C
RMN 1H (200 MHz, MeOD) δ : 7,25-7,74 (m, 9H, 9 Harom) ; 4,13-4,48 (m, 3H, CH et CH2) ;3,72-4,07 (m, 2H, CH2).
RMN 13C (50 MHz, MeOD) δ : 173,0 (C, C=O) ; 168,5 (C, C=O) ; 140,0 (C, Carom) ; 139,1(C, Carom) ; 136,3 (C, Carom) ; 130,2 (CH, 2 CHarom) ; 129,0 (CH, 2 CHarom) ; 128,4 (CH, 2CHarom) ; 127,3 (CH, C13) ; 127,0 (CH, 2 CHarom) ; 55,8 (CH, C2) ; 44,0 (CH2, C16) ; 38,9(CH2, C3).
Microanalyse pour C17H18ClNO4, 0,3 H2OC H N
Calculé : 59,84 5,50 4,11Trouvé : 59,76 5,48 4,19
Chlorhydrate de l’acide (2S,3aS,7aS)-1-(2-(phosphonométhyl)amino-3-(biphényl-4yl)-propanoyl)octahydro-1H-indole-2-carboxylique (7)
Formule brute : C25H35ClN2O6PMasse molaire : 522,97 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection de phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant de l’acide (2S,3aS,7aS)-1-(2-
NH
OH
O
OH
O
HCl, 12
3
4
5 6
78
9
10
11 1213
1415
16
17
NH
N
O H
HH
OH
OPO
OHOH HCl
1 2
345
67
8
9
1011
12
13 14
15
1617
18192021
22 2324
25
225
((diméthoxyphosphoryl)méthyl)amino-3-(biphényl-4yl)-propanoyl)octahydro-1H-indole-2-
carboxylique 59 (0,33 g, 0,64 mmol). Obtention d’un solide blanc (0,11 g)
Rendement : 33%
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,15-7,73 (m, 9H, 9 Harom) ; 4,27-4,72 (m, 1H, CH) ; 3,87-4,20 (m, 1H, CH) ; 3,63-3,82 (m, 1H, CH) ; 3,42-3,55 (m, 1H, CH2) ; 3,03-3,32 (m, 2H,CH2) ; 2,25-2,81 (m, 2H, CH2) ; 0,94-2,17 (m, 10H, 5 CH2).
RMN 13C (75 MHz, MeOD) δ : 174,3 (C, C=O) ; 174,1 (C=O) ; 141,3 (C, Carom) ; 140,0 (C,Carom) ; 136,1 (C, Carom) ; 129,5 (CH, 2 CHarom) ; 129,1 (CH, 2 CHarom) ; 128,0 (CH, 2 CHarom); 127,6 (CH, C13) ; 126,7 (CH, 2 CHarom) ; 65,0 (CH) ; 64,7 (CH) ; 61,3 (CH) ; 44,6-40,7(CH2, C1) ; 37,3 (CH2) ; 36,0 (CH) ; 33,1 (CH2) ; 29,8 (CH2) ; 28,1 (CH2) ; 24,3 (CH2) ; 23,0(CH2).
RMN 31P (121,5 MHz, MeOD) δ : 13,5
Microanalyse pour C25H35ClN2O6P, 0,8 H2OC H N
Calculé : 55,56 6,83 5,18Trouvé : 55,38 6,91 5,11
Acide (2S,3aS,7aS)-1-(2-{[2-(hydroxyamino)-2-oxoéthyl]amino}-3-biphényl-4-yl-propanoyl)octahydro-1H-indole-2-carboxylique (8)
Formule brute : C26H31N3O5Masse molaire : 465,55 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection d’ester benzylique par
hydrogénation catalytique en présence de Pd/sulfate de baryum en utilisant du (2S,3aS,7aS)-1-
(2-{[2-(benzyloxyamino)-2-oxoéthyl]-amino}-3-biphényl-4-yl-propanoyl)-octahydro-1H-
indole-2-carboxylate de phényle 62 (0,23 g, 0,36 mmol) et 150 mg de palladium sur sulfate de
baryum. Obtention d’un solide blanc (0,15 g).
Rendement : 94 %Point de fusion : 197-200°C
NH
N
O H
HH
OH
ONH
O
OH 12 3
456
78
9
10
1112
13
14 1516
1718
1920
212223
2425
26
226
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,15-7,73 (m, 9H, 9 Harom) ; 4,32-4,75 (m, 1H, CH) ; 3,92-4,31 (m, 1H, CH) ; 3,65-3,84 (m, 1H, CH) ; 3,51-3,60 (m, 1H, CH) ; 3,01-3,35 (m, 4H,2CH2) ; 0,94-2,22 (m, 10H, 5 CH2)
RMN 13C (75 MHz, MeOD) δ : 174,2 (C, C=O) ; 172,0 (C, C=O) ; 168,5 (C, C=O) ; 139,9(C, Carom) ; 139,5 (C, Carom) ; 136,0 (C, Carom) ; 130,2 (CH, 2 CHarom) ; 130,2 (CH, 2 CHarom) ;128,7 (CH, 2 CHarom) ; 128,1 (CH, 2 CHarom) ; 127,3 (CH, C14) ; 127,0 (CH, 2 CHarom) ; 65,1(CH); 64,6 (CH); 62,0 (CH); 45,7 (CH2) ; 37,9 (CH2); 36,0 (CH) ; 32,1 (CH2) ; 30,2 (CH2) ;28,7 (CH2) ; 23,5 (CH2) ; 22,9 (CH2).
Microanalyse pour C26H31N3O5, 0,5 H2OC H N
Calculé : 65,80 6,80 8,86Trouvé : 66,02 6,63 8,93
Acide (2S, 3aS, 7aS)-1-(2- carboxyméthyl)amino -3-biphényl-4-ylpropanoyl)octahydro-1H-indole-2-carboxylique (9)
Formule brute : C26H30N2O5Masse molaire : 450,54 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection d’ester benzylique par
hydrogénation catalytique en présence de Pd/sulfate de baryum en utilisant du (2S,3aS,7aS)-1-
(2-(2-benzyloxy-2-oxoéthyl)-amino-3-biphényl-4-yl-propanoyl)-octahydro-1H-indole-2-
carboxylate de phényle 63 (0,18 g, 0,28 mmol) et 120 mg de palladium sur sulfate de baryum.
Obtention d’un solide blanc (0,12 g).
Rendement : 97 %Point de fusion : 205-208°C
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,20-7,68 (m, 9H, 9 Harom) ; 4,20-4,46 (m, 1H, CH) ; 4,01-4,13 (m, 1H, CH) ; 3,52-3,61 (m, 1H, CH) ; 3,35-3,42 (m, 1H, CH) ; 3,11-3,27 (m, 2H, CH2) ;2,29-2,53 (m, 2H, CH2) ; 0,98-2,17 (m, 10H, 5 CH2).
RMN 13C (75 MHz, DMSO-TFA) δ : 174,8 (C, C=O) ; 174,1 (C, C=O) ; 168,2(C, C=O) ;140,2 (C, Carom) ; 139,7 (C, Carom) ; 135,5 (C, Carom) ; 130,2 (CH, 2 CHarom) ; 129,2 (CH, 2CHarom) ; 128,1 (CH, 2 CHarom) ; 127,5 (CH, C14) ; 127,0 (CH, 2 CHarom) ; 65,0 (CH); 64,6
NH
N
O H
HH
OH
OOH
O
12 3
54
6
78
9
10
1112
13
14 15
16
1718
1920
21
2223
24 25
26
227
(CH); 60,5 (CH); 49,1 (CH2) ; 38,9 (CH2); 36,0 (CH) ; 32,6 (CH2) ; 30,1 (CH2) ; 28,5 (CH2) ;23,6 (CH2) ; 23,0 (CH2).
Microanalyse pour C26H30N2O5, 0,8 H2OC H N
Calculé : 67,16 6,85 6,03Trouvé : 66,89 6,71 6,21
Acide -2-[5-(2,4-difluorophényl)-2-(phosphonométhylamino)-pent-4-ynoylamino]-pentanoïque (10)
Formule brute : C17H21F2N2O6PMasse molaire : 418,34 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection des phosphonates par de la
soude 1N et du TMSBr en utilisant du 5-[2-(((diméthoxyphosphoryl)méthyl)amino-5-(2,4-
difluorophényl)-pent-4-ynoylamino]pentanoate de méthyle 67 (0,66 g, 1,4 mmol), de la soude
(1N, 4,5 mL, 3,1 éq.), de la diisopropyléthylamine (1,26 mL, 5 éq.) et du TMSBr (3,8 mL, 20
éq.). Obtention d’un solide beige (0,13 g).
Rendement : 25%Point de fusion : 202-205°C.
RMN 1H (300 MHz, DMSO-TFA) δ : 7,45-7,61 (m, 1H, Harom) ; 6,80-7,05 (m, 2H, 2Harom) ;4,21 (t, J= 6,5 Hz, 1H, CH) ; 3,72 (s, 3H, OMe) ; 3,36-3,51 (m, 2H, CH2(N)) ; 3,14 (d,J=6,5 Hz, 2H, CH2alcyne) ; 2,78 (t, J=7,1 Hz, 2H, CH2(C=O)) ; 1,50-1,76 (m, 4H, 2 CH2).RMN 13C (75 MHz, DMSO-TFA) δ : 179,1 (C, C=O) ; 167,5-161,0 (C, CaromF) ; 165,9-159,3 (C, CaromF) ; 159,7 (C, C=O) ; 132,8 (CH, C12) ; 111,5-110,7(CH, C13) ; 107,2-106,4-105,9 (CH, C15) ; 104.1-104,0 (C, C11) ; 91,0 (C, CHalcyne) ; 81,8 (C, CHalcyne) ;64,8 (CH, C7) ;44,8-40,7 (CH2, C17) ; 40,3 (CH2, C5) ; 33,8 (CH2, C2) ; 28,1 (CH2) ; 22,0 (CH2) ; 20,1 (CH2).
RMN 31P (121,5 MHz, DMSO-TFA) δ : 12,3
Microanalyse pour C17H21F2N2O6PC H N
Calculé : 48,81 5,06 6,70Trouvé : 49,03 4,97 6,76
NH
NH
O
FF
OH
OPO
OHOH
12
3
4
5
67
89
1011 12
13
141516
17
228
Acide {[(2-phényléthyl)amino]méthyl}phosphonique (11)
Formule brute : C9H15ClNO3PMasse molaire : 251,65 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection de phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du {[(2-phényléthyl)amino]méthyl}-phosphonate de
diméthyle 68 (0,22 g, 0,90 mmol). Obtention d’un solide blanc (0,12 g)
Rendement : 51%
RMN 1H (300 MHz, DMSO) δ : 7,14-7,43 (m, 5H, 5 Harom) ; 3,13-3,37 (m, 4H, 2 CH2) ;2,81-3,02 (m, 2H, CH2).
RMN 13C (75 MHz, DMSO) δ : 140,6 (C, C6) ; 129,3 (CH, 2 CHarom) ; 128,1 (CH, 2 CHarom); 126,1 (CH, C7) ; 53,2 (CH2) ; 48,3 (CH2) ; 35,0 (CH2).
RMN 31P (121,5 MHz, DMSO) δ : 14,6
Microanalyse pour C9H15ClNO3PC H N
Calculé : 42,96 6,01 5,57Trouvé : 43,11 5,88 5,63
Acide [(4-phénylpipérazin-1-yl)méthyl]phosphonique (12)
Formule brute : C11H19Cl2N2O3PMasse molaire : 329,17 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection de phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du diméthyl [(4-phénylpipérazin-1-yl)méthyl]phosphonate 69
(0,30 g, 1,05 mmol). Obtention d’un solide blanc (0,16 g)
Rendement : 48 %
P NH
OOH
OH HCl,
1 2
3
4
56
7
89
P NO
OHOH N
2 HCl,
1 23
4 56 7
8
910
11
229
RMN 1H (300 MHz, DMSO) δ : 7,12-7,30 (m, 2H, 2 Harom) ; 6,88-6,93 (m, 2H, 2 Harom) ;6,70-6,85 (m, 1H, Harom) ; 3,23-3,71 (m, 10H, 5 CH2).
RMN 13C (75 MHz, DMSO) δ : 150,6 (C, C6) ; 129,3 (CH, 2 CHarom) ; 120,5 (CH, C9) ;117,0 (CH, 2 CHarom) ; 53,1 (CH2, C1) ; 52,6 (2 CH2) ; 51,1 (2 CH2).
RMN 31P (121,5 MHz, DMSO) δ : 15,1
Microanalyse pour C11H19Cl2N2O3PC H N
Calculé : 40,14 5,82 8,51Trouvé : 39,96 5,86 8,37
Acide {[(2,2-diphényléthyl)amino]méthyl}phosphonique (13)
Formule brute : C15H19ClNO3PMasse molaire : 327,75 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection de phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du {[(2,2-diphényléthyl)amino]méthyl}-phosphonate de
diméthyle 70 (0,26 g, 0,81 mmol). Obtention d’un solide blanc (0,12 g)
Rendement : 45%
RMN 1H (300 MHz, DMSO) δ : 8,84 (sl, 1H, NH) ; 7,10-7,47 (m, 10H, 10 Harom) ; 4,43 (t,J= 5Hz, 1H, CH) ; 3,80 (d, J= 7,2 Hz, 2H, CH2) ; 3,17 (d, J= 13,1 Hz, 2H, CH2(-P)).
RMN 13C (75 MHz, DMSO) δ : 149,3 (C, C4 et C10) ; 128,5 (CH, 4 CHarom) ; 127,7 (CH, 4CHarom) ; 126,6 (CH, C7 et C13) ; 52,6 (CH2) ; 51,8 (CH2) ; 45,9 (CH, C3).
RMN 31P (121,5 MHz, DMSO) δ : 15,8
Microanalyse pour C15H19ClNO3PC H N
Calculé : 54,97 5,84 4,27Trouvé : 54,79 5,88 4,16
P NH
OOH
OHHCl,
1 23
4 56
7
89
1011
1213
14
15
230
Acide ({[1-(biphényl-4-yl)-2-(4-méthylpipérazin-1-yl)-2-oxoéthyl]amino}méthyl)phosphonique (14)
Formule brute : C21H30Cl2N3O4PMasse molaire : 490,37 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection de phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du {[((1-biphényl-4-yl)-2-oxo-2-(4-méthylpipérazin-1-yl)-
éthyl)-amino]-méthyl}-phosphonate de diméthyle 77 (0,27 g, 0,61 mmol). Obtention d’un
solide blanc (0,11 g)
Rendement : 37%Point de fusion : 189-192°C
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,12-7,84 (m, 9H, 9 Harom) ;4,45-4,73 (m, 1H, CH) ; 3,30 (s,3H, Me) ; 2,98-4,04 (m, 8H, 4 CH2) ; 2,65-2,97 (m, 2H, CH2) ; 2,18-2,61 (m, 2H, CH2).
RMN 13C (75 MHz, MeOD) δ : 172,6 (C, C=O) ; 140,6 (C, Carom) ; 140,1 (C, Carom) ; 136,7(C, Carom) ; 130,0 (CH, 2 CHarom) ; 129,2 (CH, 2 CHarom) ; 127,9 (CH, 2 CHarom) ; 127,5 (CH,C13) ; 127,1 (CH, 2 CHarom) ; 62,3 (CH, C2) ; 55,0 (CH2) ; 54,6 (CH2) ; 47,2 (CH3, C21) ; 44,8-41,2 (CH2, C1) ; 41,0 (CH2) ; 40,2 (CH2) ; 37,3 (CH2).RMN 31P (121,5 MHz, MeOD) δ : 14,5
Microanalyse pour C21H30Cl2N3O4P, 1 H2OC H N
Calculé : 49,61 6,34 8,27Trouvé : 49,53 6,41 8,20
NH
N
O
N
PO
OHOH 2 HCl,
231
Trichlorhydrate de l’acide 4{[1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-oxo-2-{4-[4-(2-méthoxyphényl)pipérazin-1-yl]butyl}aminoéthyl]amino}méthylphosphonique (15)
Formule brute : C31H44Cl3N4O5PMasse molaire : 690,05 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection de phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du 4{[1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-oxo-2-{4-[4-(2-
méthoxyphényl)pipérazin-1-yl]butyl}aminoéthyl]amino}méthylphosphonate de diméthyle 79
(0,29 g, 0,48 mmol). Obtention d’un solide blanc (0,12 g)
Rendement : 37%Point de fusion : 205-209°C
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,26-7,82 (m, 9H, 9 Harom) ; 6,78-7,21 (m, 4H, 4 Harom) ;4,33-4,37 (m, 1H, CH) ; 3,88 (s, 3H, OMe) ; 2,81-3,65 (m, 16H, 8 CH2) ; 1,11-1,85 (m, 4H, 2CH2).
RMN 13C (75 MHz, MeOD) δ : 170,3 (C, C=O) ; 150,4 (C, Carom) ; 141,5 (C, Carom) ; 141,1(C, Carom) ; 140,2 (C, Carom) ; 136,2 (C, Carom) ; 130,3 (CH, 2 CHarom) ; 129,0 (CH, 2 CHarom) ;128,1 (CH, 2 CHarom et C28) ; 127,5 (CH, C13) ; 127,1 (CH, 2 CHarom) ; 120,0 (CH, CHarom) ;114,5 (CH, CHarom) ; 111,9 (CH, CHarom) ; 60,5 (CH, C2) ; 56,0 (CH3, C31) ; 55,2 (CH2) ; 52,9(2 CH2) ; 52,5 (CH2) ; 45,1- 41,2 (CH2, C1) ; 40,1 (CH2) ; 36,5 (CH2) ; 28,7 (CH2) ; 28,2(CH2).
RMN 31P (121,5 MHz, MeOD) δ : 16,4
Microanalyse pour C31H44Cl3N4O5P, 0,5 H2OC H N
Calculé : 53,26 6,49 8,02Trouvé : 53,34 6,61 7,91
NH
NH
ON
N
O
POHOH
O
3 HCl,
1
2
345
6 7
89
10 1112
1314
15
16
17
18
19
20 2122
2324 25
2627
282930
31
232
Acide ({[(1-biphényl-4-yl)-2-oxo-2-(4-méthylpipérazin-1-yl)éthyl]amino}méthyl)phosphonique (16)
Formule brute : C26H36Cl2N3O4PMasse molaire : 552,44 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du ({[(1-biphényl-4-yl)-2-oxo-2-(4-phénylpipérazin-1-yl)-
éthyl]-amino}-méthyl)-phosphonate de diméthyle 81 (0,18 g, 0,35 mmol). Obtention d’un
solide blanc (80 mg).
Rendement : 41%Point de fusion : 217-221°C
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,69-7,83 (m, 2H, 2 Harom) ; 7,30-7,68 (m, 7H, 7 Harom) ;7,01-7,23 (m, 5H, 5 Harom) ; 4,03-4,27 (m, 1H, CH) ; 3,55-3,88 (m, 2H, CH2) ; 3,23-3,54 (m,8H, 4 CH2) ; 2,98-3,21 (m, 2H, CH2).
RMN 13C (75 MHz, MeOD) δ : 173,6 (C, C=O) ; 150,8 (C, Carom) ; 142,5 (C, Carom) ; 140,0(C, Carom) ; 135,8 (C, Carom) ; 130,1 (CH, 2 CHarom) ;129,2 (CH, 2 CHarom) ; 129,0 (CH, 2CHarom) ; 128,0 (CH, 2 CHarom) ; 127,5 (CH, C13) ; 126,9 (CH, 2 CHarom) ; 121,0 (CH, C24) ;117,3 (CH, 2 CHarom) ; 62,7 (CH, C2) ; 51,4 (2 CH2) ; 44,6-40,6 (CH2, C1) ; 41,8 (CH2) ; 41,7(CH2) ; 37,3 (CH2).
RMN 31P (121,5 MHz, MeOD) δ : 16,1
Microanalyse pour C26H36Cl2N3O4PC H N
Calculé : 56,53 5,84 7,61Trouvé : 56,40 5,93 7,74
NH
N
O
N
PO
OHOH 2 HCl,
1
2
34
56 7
89
1011 12
1314
15
1617 18
1920
21
22 2324
2526
233
Dichlorhydrate de l’acide ({[1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-{[(1-éthylpyrrolidin-2-yl)méthyl]amino}-2-oxoéthyl]amino}méthyl)phosphonique (17)
Formule brute : C23H34Cl2N3O4PMasse molaire : 518,42 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection de phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du {[1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-{[(1-éthylpyrrolidin-2-
yl)méthyl]amino}-2-oxoéthyl]amino}méthylphosphonate de diméthyle 83 (0,23 g, 0,49
mmol). Obtention d’un solide blanc (0,1 g)
Rendement : 39%
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,54-7,71 (m, 4H, 4 Harom) ; 7,27-7,50 (m, 5H, 5 Harom) ;4,78-4,90 (m, 1H, CH) ; 4,39-4,55 (m, 1H, CH) ; 3,16-3,80 (m, 8H, 4 CH2) ; 2,88-3,13 (m,2H, CH2) ; 1,54-2,12 (m, 4H, 2 CH2) ; 1,21-1,42 (m, 3H, Me).
RMN 13C (75 MHz, DMSO-TFA) δ : 171,2 (C, C=O) ;141,4 (C, Carom) ;139,8 (C, Carom) ;135,5 (C, Carom) ; 130,1 (CH, 2 CHarom) ; 129,0 (CH, 2 CHarom) ; 128,1 (CH, 2 CHarom) ; 127,6(CH, C13) ; 127,0 (CH, 2 CHarom) ; 64,5 (CH) ; 62,1 (CH) ; 54,6 (CH2) ; 48,9 (CH2) ; 44,6-40,6 (CH2, C1) ; 39,9 (CH2) ; 36,4 (CH2) ; 30,1 (CH2) ;23,0 (CH2) ; 13,3 (CH3, C23).
RMN 31P (121,5 MHz, DMSO-TFA) δ : 13,3
Microanalyse pour C23H34Cl2N3O4P, 1 H2OC H N
Calculé : 51,50 6,76 7,83Trouvé : 51,53 6,85 7,69
NH
NH
OP NO
OHOH 2 HCl
1
2
345
67
8910 11
12
1314
15
16 1718
1920
21
22
23
234
Dichlorhydrate de l’acide {[1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-oxo-2-(4-pyrimidin-2-ylpipérazin-1-yl)éthyl]amino}méthyl-phosphonique (18)
Formule brute : C24H30Cl2N5O4PMasse molaire : 554,42 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du {[1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-oxo-2-(4-pyrimidin-2-
ylpipérazin-1-yl)-éthyl]-amino}-méthyl-phosphonate de diméthyle 85 (0,30 g, 0,59 mmol).
Obtention d’un solide blanc (125 mg)
Rendement : 38%Point de fusion : 200-203°C
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 8,40 (d, J= 4,9 Hz, 2H, 2 Harom) ; 7,28-7,71 (m, 9H, 9Harom) ; 6,80-6,84 (m, 1H, 1 Harom) ; 4,95-5,08 (m, 1H, CH) ; 3,03-4,00 (m, 10H, 5 CH2) ;2,77-3,04 (m, 2H, CH2).
RMN 13C (75 MHz, MeOD) δ : 173,9 (C, C=O) ; 162,0 (C, C21) ; 157,8 (CH, C22 et C24) ;141,5 (C, Carom) ; 140,1 (C, Carom) ; 136,0 (C, Carom) ; 129,8 (CH, 2 CHarom) ; 129,1 (CH, 2CHarom) ; 127,9 (CH, 2 CHarom) ; 127,4 (CH, C13) ; 126,9 (CH, 2 CHarom) ; 110,2 (CH, C23) ;62,8 (CH, C2) ; 44,5-40,6 (CH2, C1) ; 43,9 (CH2) ; 43,3 (CH2) ; 42,6 (CH2) ; 37,2 (CH2, C3).
RMN 31P (121,5 MHz, MeOD) δ : 16,9
Microanalyse pour C24H30Cl2N5O4PC H N
Calculé : 51,99 5,45 12,63Trouvé : 52,12 5,48 12,69
Chlorhydrate de l’acide 3-biphényl-4-yl-2-[méthyl(phosphonométhyl)amino]propanoïque (19)
Formule brute : C17H21ClNO5PMasse molaire : 385,79 g/mol
NH
N
O
N
PO
OHOH
N
N
2 HCl,
1
2
34
56 7
8
9
10
1112 13
1415
16 17
18
1920
21
2223
24
NOH
OPO
OHOH
HCl
1
2
3
45
6 7 8
910
11 1213
1415
16
17
235
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection de phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du 3-biphényl-4-yl-2-[[(diméthoxyphosphoryl)-méthyl]-
(méthyl)-amino]-propanoate de méthyle 88 (0,30 g, 0,77 mmol). Obtention d’un solide blanc
(124 mg).
Rendement : 42 %Point de fusion : 167-169°C
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,56-7,74 (m, 4H, 4 Harom) ; 7,27-7,53 (m, 5H, 5 Harom) ;4,62-4,66 (m, 1H, CH) ;3,44-3,70 (m, 2H, CH2) ; 3,32 (s, 3H, Me) ; 2,73 (d, J= 15 Hz, 2H,CH2(-P)).
RMN 13C (75 MHz, MeOD) δ : 179,5 (C, C=O) ; 141,2 (C, Carom) ; 140,0 (C, Carom) ; 136,0(C, Carom) ; 129,5 (CH, 2 CHarom) ; 129,1 (CH, 2 CHarom) ; 128,6 (CH, 2 CHarom) ; 127,4 (CH,C14) ; 127,0 (CH, 2 CHarom) ; 57,8 (CH, C3) ; 55;1-51;8 (CH2, C3) ; 44;7 (CH3, C2) ; 32,9(CH2, C4).
RMN 31P (121,5 MHz, MeOD) δ : 14,7
Microanalyse pour C17H21ClNO5PC H N
Calculé : 52,93 5,49 3,63Trouvé : 52,87 5,61 3,78
Chlorhydrate de l’acide 3-biphényl-4-yl-2-[benzyl(phosphonométhyl)amino]propanoïque (20)
Formule brute : C23H25ClNO5PMasse molaire : 461,89 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du 3-biphenyl-4-yl-2-[[(diméthoxyphosphoryl)méthyl]-
(benzyl)-amino]-propanoate de méthyle 91 (0,50 g, 1,07 mmol). Obtention d’un solide blanc
(187 mg)
Rendement : 38 %Point de fusion : 178-181°C
NOH
OPO
OHOH
HCl
12
34
65
78
9
101112
1314
1516
17 1819
2021
22
23
236
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,00-7,58 (m, 14H, 14 Harom) ; -3,93-4,02 (m, 2H, CH2-P) ;3,51 (s, 3H, OMe) ; 3,42 (d, J= 11,2 Hz, 6H, 2 OMe-P) ; 2,88-3,30 (m, 4H, 2 CH2).
RMN 13C (75 MHz, MeOD) δ : 175,1 (C, C=O) ; 141,0 (C, Carom) ; 140,2 (C, Carom) ; 140,0(C, Carom) ; 136,4 (C, Carom) ; 131,5 (CH, 2 CHarom) ; 129,1 (CH, 2 CHarom) ; 129,0 (CH, 4CHarom) ; 128,6 (CH, 2 CHarom) ; 127,4 (CH, C20) ; 127,1 (CH, C6) ; 126,9 (CH, 2 CHarom) ;63,0 (CH, C9) ; 55,9 (CH2, C2) ; 53,8-50,5 (CH2, C1) ; 33,3 (CH2, C10).
RMN 31P (121,5 MHz, MeOD) δ : 15,3
Microanalyse pour C23H25ClNO5P, 0,4 H2OC H N
Calculé : 58,89 5,54 2,99Trouvé : 59,02 5,59 3,03
Acide {[2-(acetylamino)-3-biphényl-4-ylpropanoyl]amino}acétique (21)
Formule brute : C19H20N2O4Masse molaire : 340,38 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de saponification d’ester par de la soude 1N
utilisant du {[2-(acétylamino)-3-biphényl-4-ylpropanoyl]amino}acétate de méthyle 94 (1,0 g,
2.82 mmol) et de la soude (1N, 3,4 mL, 1,2 éq.). Obtention d’une solide légèrement beige
(0,91 g).
Rendement : 95 %
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,50-7,70 (m, 4H, 4 Harom) ; 7,23-7,48 (m, 5H, 5 Harom) ;;4,73-4,81 (m, 1H, CH) ; 3,69-3,98 (m, 2H, CH2) ; 2,90-3,18 (m, 2H, CH2) ; 2,06 (s, 3H, Me).
RMN 13C (75 MHz, MeOD) δ : 176,2 (C, C1) ; 169,2 (C=O) ; 168,5 (C, C=O) ; 141,2 (C,Carom) ; 140,0 (C, Carom) ; 135,8 (C, Carom) ; 130,2 (CH, 2 CHarom) ; 129,0 (CH, 2 CHarom) ;127,4 (CH, C15) ; 127,1 (CH, 4 CHarom) ; 56,8 (CH, C4) ; 43,1 (CH2) ; 38,1 (CH2) ; 23,1 (CH3,C19).
NH
O
OHO
NH
O
12 3
5 67
89
10
11
12 13
14
1516
17
4 18 19
237
Microanalyse pour C19H20N2O4C H N
Calculé : 67,05 5,92 8,23Trouvé : 66,88 5,85 8,20
2-(acétylamino)-3-biphényl-4-yl-N-[2-(hydroxyamino)-2-oxoéthyl]propanamide (22)
Formule brute : C19H21N3O4Masse molaire : 355,40 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection d’ester benzylique par
hydrogénation catalytique en présence de Pd/sulfate de baryum en utilisant du 2-
(acétylamino)-3-biphényl-4-yl-N-[2-(benzyloxyamino)-2-oxoéthyl]propanamide 95 (0,23 g,
0,52 mmol) et 240 mg de palladium sur sulfate de baryum. Obtention d’un solide blanc (0,17
g).
Rendement : 91 %
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,55-7,70 (m, 4H, 4 Harom) ; 7,26-7,51 (m, 5H, 5 Harom) ;4,53-4,73 (m, 1H, CH) ; 3,78-4,02 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 3,69-3,72 (m, 1H, 1 H de CH2) ;3,18-3,32 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 2,90-3,11 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 1,99 (s, 3H, Me).
RMN 13C (75 MHz, MeOD) δ : 171,0 (C, C=O) ; 169,7 (C, C=O) ; 168,6 (C, C=O) ; 140,1(C, Carom) ; 139,9 (C, Carom) ; 136,7 (C, Carom) ; 129,7 (CH, 2 CHarom) ; 129,2 (CH, 2 CHarom) ;127,5 (CH, C14) ; 127,3 (CH, 2 CHarom) ; 127,0 (CH, 4 CHarom) ; 53,1 (CH, C3) ; 44,6 (CH2) ;37,9 (CH2); 22,4 (CH3, C1).
Microanalyse pour C19H21N3O4, 0,7 H2OC H N
Calculé : 62,01 6,14 11,42Trouvé : 61,88 6,12 11,29
NH
O
NH
ONH
O
OH
238
Acide 2-{[2-(acétylamino)-3-biphényl-4-ylpropanoyl]amino}-3-biphényl-4-ylpropanoïque (23)
Formule brute : C32H30N2O4Masse molaire : 506,61 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de saponification d’ester par de la soude 1N
en utilisant du 2-{[2-(acétylamino)-3-biphényl-4-ylpropanoyl]amino}-3-biphényl-4-
ylpropanoate de méthyle 96 (0,7 g, 1,34 mmol) et de la soude (1N, 1,6 mL, 1,2 éq.).
Obtention d’un solide blanc (0,60 g).
Rendement : 90 %
RMN 1H (300 MHz, DMSO-TFA) δ : 8,05-8,23 (m, 1H, 1 Harom) ; 7,80-7,98 (m, 1H, 1Harom) ; 7,03-7,68 (m, 16H, 16 Harom) ; 4,30-4,50 (m, 1H, CH) ; 4,11-4,28 (m, 1H, CH) ; 3,05-3,26 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 2,85-2,98 (m, 2H, 2 H de CH2) ; 2,58-2,68 (m,1H, 1 H de CH2) ;1,74 (s, 3H, Me).
RMN 13C (75 MHz, DMSO-TFA) δ : 172,1 (C, C=O) ; 169,9 (C, C=O) ; 169,3 (C, C=O) ;141,3 (C, Carom) ; 140,2 (C, 2 Carom) ; 136,7 (C, Carom) ; 135,8 (C, Carom) ; 135,1 (C, Carom) ;129,2 (CH, 2 CHarom) ; 129,0 (CH, 4 CHarom) ; 128,5 (CH, 2 CHarom) ; 127,5 (CH, C14 et C29) ;127,2 (CH, 2 CHarom) ; 127,0 (CH, 6 CHarom) ; 57,1 (CH) ; 52,1 (CH) ; 37,6 (CH2) ; 37,0(CH2); 22,2 (CH3, C1)
Microanalyse pour C32H30N2O4, 0,4 H2OC H N
Calculé : 74,80 6,04 5,45Trouvé : 74,97 6,10 5,48
NH
O
OHO
NH
O
239
Chlorhydrate du glycinate d’éthyle (24)
Formule brute : C4H10ClNO2Masse molaire : 139,58 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire d’estérification des amino-acides par le
chlorure de thionyle en utilisant de la glycine (15 g, 199,8 mmol) et du chlorure de thionyle
(44 mL, 3 éq.). Obtention d’un solide blanc (27,3 g).
Rendement : 98%Point de fusion : 140-144°C
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 4,18 (q, J= 7,1 Hz et 14,2 Hz, 2H, OCH2) ; 3,41 (s, 2H,CH2) ; 1,27 (t, J= 7,1 Hz, 3H, CH3).
2-Benzhydrylidèneaminoéthanoate d’éthyle (25)
Formule brute : C17H17NO2Masse molaire : 267,33 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de la base de schiff en utilisant
de la benzophénone imine (15 g, 82,8 mmol) et du chlorhydrate du glycinate d’éthyle 24 (11,6
g, 1 éq.) en poudre fine. Obtention d’un solide blanc (17,7 g).
Rendement : 80%Point de fusion : 50-53°C
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,60-7,75 (m, 2H, 2 Harom) ; 7,31-7,45 (m, 6H, 6 Harom) ;7,12-7,20 (m, 2H, 2 Harom) ; 4,28 (s, 2H, CH2) ; 4,16 (q, J=7 Hz et 14,2 Hz, 2H, OCH2) ; 1,28(t, J=7Hz, 3H, CH3).
3-(2,4-fluorophényl)prop-2-ynol (26)
Formule brute : C9H6F2OMasse molaire : 168,14 g/mol
NH2O
OHCl,
NO
O
F
FOH
240
Une suspension de 2,4-difluoroiodophényle (12,63 g, 52,6 mmol), d’alcool
propargylique (3,07 mL, 1 éq.), de dichlorobis(triphénylphosphine)-palladium (II) (370 mg,
0,01 éq.), d’iodure de cuivre (51 mg, 0,005 éq.) et de diéthylamine (88 mL) est agité à T.A
sous atmosphère d’azote. Au bout de 20 minutes, une solubilisation totale est obtenue. Après
5 h d’agitation à T.A, la diéthylamine est évaporée sous pression réduite et le milieu
réactionnel obtenu est solubilisé dans de l’éther éthylique et de l’eau puis extrait à l’éther. La
phase éthérée est ensuite lavée à la saumure, séchée sur sulfate de sodium et concentrée sous
pression réduite. L’huile brune ainsi obtenue est chromatographiée sur colonne de silice
(hexane/ether 4/1) pour donner une huile légèrement jaune (7,3 g)
Rendement : 82%
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,37-7,46 (m, 1H, Harom) ; 6,81-6,91 (m, 2H, 2 Harom) ; 4,53(s, 2H, CH2).
1-bromo-3-(2,4-fluorophényl)prop-2-yne (27)
Formule brute : C9H5BrF2Masse molaire : 231,04 g/mol
Le 3-(2,4-fluorophényl)prop-2-ynol 26 (3,96g, 23,6 mmol) est solubilisé dans de
l’éther diéthylique (14 mL) et de la pyridine (0,48 mL) est ajoutée. Cette solution est alors
refroidie à 0°C et une solution de tribromure de phosphore (1,14 mL, 0,5 éq.) dans de l’éther
diéthylique (7mL) est ajoutée doucement en l’espace de 15 minutes. Le milieu réactionnel est
ensuite agité à T.A pendant 3 heures puis refroidit à 0°C pour être hydrolysé par ajout de
glace. De l’eau est ensuite ajoutée et le milieu réactionnel est alors extrait à l’éther. La phase
éthérée obtenue est alors lavée à l’eau, puis avec une solution saturée de bicarbonate de
sodium et enfin à la saumure. Après séchage sur sulfate de sodium et concentration sous
pression réduite, une huile jaune est obtenue qui est purifiée par chromatographie sur colonne
de silice (hexane/ether 9/1) pour conduire à une huile légèrement jaune (3,8 g)
Rendement : 70%
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,37-7,46 (m, 1H, Harom) ; 6,81-6,90 (m, 2H, 2 Harom) ; 4,18(s, 2H, CH2).
F
FBr
241
Chlorhydrate du 2-amino-4-méthyl-pentanoate de méthyle (28)
Formule brute : C7H16ClNO2Masse molaire : 181,66 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire d’estérification des amino-acides par du
chlorure de thionyle en utilisant de la leucine (5 g, 38,1 mmol) et du chlorure de thionyle (8,3
mL, 3 éq.). Obtention d’un solide blanc (6,8 g).
Rendement : 98%Point de fusion : 150-153°C
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 4,59 (t, J=7 Hz, 1H, CH) ; 4,08-4,13 (m, 1H, CH) ; 3,79 (s,3H, OMe) ; 1,60-1,67 (m, 2H, CH2) ; 0,95-1,01 (m, 6H, 2 CH3).
2-N-tert-butoxycarbonylamino-4-méthyl-pentanoate de méthyle (29)
Formule brute : C12H23NO4Masse molaire : 245,32 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de protection d’amine par un groupement
Boc en utilisant du chlorhydrate du 2-amino-4-méthyl-pentanoate de méthyle 28 (6g, 33,0
mmol), de la triéthylamine (9,2 mL, 2 éq.), du di-tert-butyldicarbonate (8,65 g, 1,2 éq.) et de
la diméthylaminopyridine (1 pointe de spatule) Obtention d’une huile incolore (7,1 g) après
chromatographie sur colonne de silice (hexane/acétate d’éthyle 4/1).
Rendement : 87 %
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 4,57 (t, J=7 Hz, 1H, CH) ; 4,11-4,15 (m, 1H, CH) ; 3,75 (s,3H, OMe) ; 1,61-1,74 (m, 2H, CH2) ; 0,92-0,98 (m, 6H, 2 CH3), 1,45 (s, 9H, tBu)
NH2O
OHCl,
NH
O
O
O
O
242
Acide 2-N-tert-butoxycarbonylamino-4-méthylpentanoïque (30)
Formule brute : C11H21NO4Masse molaire : 231,29 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de saponification d’ester par de la soude 1N
en utilisant du 2-N-tert-butoxycarbonylamino-4-méthyl-pentanoate de méthyle 29 (6g, 24,5
mmol) et de la soude (1N, 24,5 mL, 1 éq.). Obtention d’une huile légèrement jaune (5,5 g).
Rendement : 97 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 4,55 (t, J=7 Hz, 1H, CH) ; 4,12-4,18 (m, 1H, CH) ; 1,65-1,74 (m, 2H, CH2) ; 0,90-1,01 (m, 6H, 2 CH3), 1,45 (s, 9H, tBu)
2-(2-N-tert-butoxycarbonylamino-4-méthyl-pentanoylamino)propionate de méthyle (31)
Formule brute : C15H28N2O5Masse molaire : 316,40 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’acide et d’amine en présence
de BOP en utilisant de l’acide 2-N-tert-butoxycarbonylamino-4-méthyl-pentanoïque 30 (2g,
8,65 mmol), 1,27 g de chlorhydrate de l’ester méthylique de l’alanine (1,05 équ), 2,04 mL de
N-méthylmorpholine (2,1 équ) et 4,27 g de BOP (1,1 equ). Obtention d’une huile incolore
(2,5 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 92 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 6,65 (d, J= 6,9 Hz, 1H, NH) ; 4,93 (d, J= 7 Hz, 1H, CH) ;4,57 (t, J= 7,2 Hz ; 1H, CH) ; 4,11-4,15 (m, 1H, CH) ; 3,75 (s, 3H, OMe) ; 1,61-1,74 (m, 2H,CH2) ; 1,45 (s, 9H, tBu) ; 1,40 (d, J=7,2 Hz, 3H, CH3) ; 0,92-0,98 (m, 6H, 2 CH3).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 173,1 (C, C=O) ; 172,2 (C, C=O) ; 156,3 (C=O) ; 77,3 (C,C12) ; 54,9 (CH, C6) ; 51,7 (CH3, C1) ; 47,4 (CH, C3) ; 41,2 (CH2; C7); 28,1 (CH3, C13, C14 etC15) ; 24,5 (CH, C8) ; 21,8 (CH3; C9 et C10) ; 18,1 (CH3, C4).
NH
OH
O
O
O
NH
NH
O
O
O O
O
123
4
56
78
9
10
11
12
13
1415
243
Chlorhydrate du 2-(2-amino-4-méthyl-pentanoylamino)propionate de méthyle (32)
Formule brute : C10H21ClN2O3Masse molaire : 252,74 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection du Boc en milieu acide
chlorhydrique en utilisant du 2-(2-N-tert-butoxycarbonylamino-4-méthyl-pentanoylamino)
propionate de méthyle 31 (2g, 6,32 mmol). Obtention d’un solide blanc (1,55 g).
Rendement : 97 %
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 4,95 (m, 1H, CH) ; 4,55 (m 1H, CH) ; 4,08-4,15 (m, 1H,CH) ; 3,72 (s, 3H, OMe) ; 1,63-1,75 (m, 2H, CH2) ; 1,40 (m, 3H, CH3) ; 0,90-1,01 (m, 6H, 2CH3).
Trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate de diméthyle (33)
Formule brute : C4H8F3O6PSMasse molaire : 272,14 g/mol
Méthode A :
Le phosphite de diméthyle (2,75g, 25,0 mmol) et le formaldéhyde (0,75g, 1 éq.) sont
mis en suspension dans de la diisopropyléthylamine (0,34 mL, 1 éq.). Cette suspension est
alors agitée dans un bain d’huile préchauffé à 140°C sous agitation jusqu’à l’obtention d’une
huile incolore (réaction très exothermique). Après retour à T.A, elle est solubilisée dans du
dichlorométhane (100 mL). La solution obtenue est refroidie à -78°C avant l’ajout de la 2,6-
lutidine (4,4 mL, 1,5 éq.). Une solution d’anhydride trifluorométhanesulfonique (7,1 g, 1 éq.)
dans du dichlorométhane (100 mL) est alors ajoutée en une seule fois. L’agitation à -78°C est
alors maintenue pendant 3h puis la solution est remise à T.A, température à laquelle elle est
agitée pendant 24h. Cette solution est utilisée telle quelle pour la suite.
Méthode B :
L’hydroxyméthylphosphonate de diméthyle 41 (5,03 g, 35,9 mmol) est solubilisé dans
du dichlorométhane (80 mL). La solution obtenue est refroidie à -50°C avant l’ajout de la 2,6-
NH2NH
OO
O
HCl,
PO
MeOOMe
OSO2CF3
244
lutidine (5,13 mL, 1,25 éq.). Une solution d’anhydride trifluorométhanesulfonique (6,94 mL,
1,15 éq.) dans du dichlorométhane (20 mL) est alors ajoutée goutte à goutte. L’agitation est
alors maintenue jusqu’à ce que la température du bain soit revenue à 0°C (environ 6h). Le
milieu réactionnel est alors hydrolysé par ajout de glace et d’eau, puis extrait au
dichlorométhane. La phase organique est alors lavée rapidement à l’eau glacée, avec une
solution d’acide chlorhydrique 1N à 0°C et à la saumure, puis séchée sur sulfate de sodium et
concentrée sous pression réduite sans chauffage pour conduire à une huile brune (8,1 g)
conservée au congélateur.
Rendement : 83%
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 4,65 (d, J=8,8 Hz, 2H, CH2) ; 3,89 (d, J=11,0 Hz, 6H, 2OMe).
2-Benzhydrylidèneamino-5-(2,4-difluorophényl)pent-4-ynoate d’éthyle (34)
Formule brute : C26H21F2NO2Masse molaire : 417,46 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire d’alkylation de la base de Schiff en utilisant
du 2-benzhydrylidèneamino-éthanoate d’éthyle 25 (16,9g, 63.2 mmol), du 1-bromo- 3-(2,4-
fluorophényl)prop-2-yne 27 (16,05 g, 1,1 éq.), de l’iodure de tétrabutylammonium (2,33 g,
0,1 éq.) et du carbonate de potassium (26,2 g, 3 éq.). Obtention d’une huile brune (21,1 g).
Rendement : 80%
Chlorhydrate du 2-amino-5-(2,4-difluorophényl)pent-4-ynoate d’éthyle (35)
Formule brute : C13H14ClF2NO2Masse molaire : 289,71 g/mol
NO
O
FF
NH2O
O
FF
HCl,
245
Composé obtenu selon le mode opératoire d’hydrolyse de l’imine en utilisant du 2-
benzhydrylidèneamino-5-(2,4-difluorophényl)pent-4-ynoate d’éthyle 34 (21,1 g, 50,6 mmol).
Obtention d’un solide blanc (14,6 g)
Rendement : 100 %Point de fusion : 187-190°C
RMN 1H (200 MHz, MeOD) δ : 7,36 (q, J=8,6 Hz et 14,3 Hz, 1H, Harom) ; 6,80 (t, J=8,6 Hz,2H, 2Harom) ; 4,26 (q, J=7,1 Hz et 14,4 Hz, 2H, OCH2) ; 3,70 (t, J=5,6 Hz, 1H, CH) ; 2,88 (d,J= 5,6 Hz, 2H, CH2) ; 1,30 (t, J= 6,9 Hz, 3H, CH3).
2-N-tert-butoxycarbonylamino-5-(2,4-difluorophényl)pent-4-ynoate d’éthyle (36)
Formule brute : C18H21F2NO4Masse molaire : 353,37 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de protection d’amine par un groupement
Boc en utilisant du chlorhydrate du 2-amino-5-(2,4-difluorophényl)pent-4-ynoate d’éthyle 35
(13,7g, 47,3 mmol), de la triéthylamine (13,2 mL, 2 éq.), du di-tert-butyldicarbonate (12,39g,
1,2 éq.) et de la diméthylaminopyridine (1 pointe de spatule). Obtention d’une huile incolore
(13,7 g) après chromatographie sur colonne de silice (hexane/acétate d’éthyle 3/1)
Rendement : 82 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,33 (q, J=7,1 Hz et 16,1 Hz, 1H, Harom) ; 6,79 (t, J=9,7 Hz,2H, 2 Harom) ; 5,39 (d, J=6,8 Hz, NH) ; 4,54-4,60 (m, 1H, CH) ; 4,28 (q, J=7 Hz et 14,2 Hz,2H, OCH2) ; 2,98 (t, J=4,7 Hz, 2H, CH2) ; 1,46 (s, 9H, tBu) ; 1,28 (t, J= 7Hz, 3H, CH3).
Acide 2-N-tert-butoxycarbonylamino-5-(2,4-difluorophényl)pent-4-ynoïque (37)
Formule brute : C16H17F2NO4Masse molaire : 325,31 g/mol
NH
O
O
FF
O
O
NH
OH
O
FF
O
O
246
Composé obtenu selon le mode opératoire de saponification des esters par de la soude
1N en utilisant du 2-N-tert-butoxycarbonylamino-5-(2,4-difluorophényl)pent-4-ynoate
d’éthyle 36 (13,6g, 38,5 mmol) et de la soude (1N, 38,5 mL, 1 éq.). Obtention d’une huile
légèrement jaune (11,5 g).
Rendement : 92 %
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,26-7,39 (m, 1H, Harom) ; 6,75-6,87 (m, 2H, 2 Harom) ; 5,34-5,43 (m, Hz, NH) ; 4,57-4,62 (m, 1H, CH) ; 2,98 (m, 2H, CH2) ; 1,47 (s, 9H, tBu).
2-{2-[2-N-tert-butoxycarbonylamino-5-(2,4-difluorophényl)-pent-4-ynoylamino]-4-méthyl-pentanoylamino}-propionate de méthyle (38)
Formule brute : C26H35F2N3O6Masse molaire : 523,58 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’acide et d’amine en présence
de BOP en utilisant de l’acide 2-N-tert-butoxycarbonylamino-5-(2,4-difluorophényl)-pent-4-
ynoïque 37 (1,47g, 4.54 mmol), du chlorhydrate du 2-(2-amino-4-méthyl-pentanoylamino)-
propionate de méthyle 32 (1,2g, 1,05 éq.), de la N-méthylmorpholine (1,08 mL, 2,1 éq.) et du
BOP (2,25 g, 1,1 éq.). Obtention d’une huile incolore (2,23 g) après chromatographie sur
colonne de silice (acétate d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 94 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,36 (q, J=7,1 Hz et 16,1 Hz, 1H, Harom) ; 6,75 (t, J=9,7 Hz,2H, 2 Harom) ; 6,73 (d, J= 6,9 Hz, 1H, NH) ; 5,48 (d, J=6,8 Hz, NH) ; 4,93 (d, J= 7 Hz, 1H,CH) ; 4,50-4,62 (m; 2H, 2 CH) ; 4,08-4,13 (m, 1H, CH) ; 3,71 (s, 3H, OMe) ; 2,83-2,92 (m,2H, CH2alcyne) 1,65-1,77 (m, 2H, CH2) ; 1,48 (s, 9H, tBu) ; 1,42 (d, J=7,2 Hz, 3H, CH3) ;0,90-1,00 (m, 6H, 2 CH3).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 172,9 (C, C=O) ; 172,0 (C, C=O) ; 171,3 (C, C=O) ; 168,7-162,1 (C, CaromF) ; 166,2-161,4 (C, CaromF) ; 150,6 (C, C=O) ; 133,8 (CH, C17) ; 111,3-110,6(CH, C18) ; 106,7-106,0-105,4 (CH, C20) ; 103,6-103,5 (CH, C16) ; 85,9 (C, C14) ; 82,4 (C,
NH
NH
O
FF
O
O
NH
OO
O1
23
4
56
78
9
10
11
12
1314
15
16
171819
2021
22
23
24
2526
247
C15) ; 76,8 (C, C23) ; 56,1 (CH) ; 52,3 (CH3, C1) ; 51,4 (CH) ; 47,8 (CH) ; 41,6 (CH2) ; 28,3(CH3 ; C24, C25 et C26) ; 23,7 (CH) ; 23,1 (CH2) ; 21,7 (CH3 ; C9 et C10) ; 18,2 (CH3, C4).
Chlorhydrate du 2-{2-[2-amino-5-(2,4-difluorophényl)-pent-4-ynoylamino]-4-méthyl-pentanoylamino}-propionate de méthyle (39)
Formule brute : C21H28ClF2N3O4Masse molaire : 459,92 g/mol
Composé synthétisé selon le mode opératoire de déprotection du Boc en milieu acide
chlorhydrique en utilisant du 2-{2-[2-N-tert-butoxycarbonylamino-5-(2,4-difluorophényl)-
pent-4-ynoylamino]-4-méthyl-pentanoylamino}-propionate de méthyle 38 (2,1 g, 4,0 mmol).
Obtention d’un solide blanc (1,83 g).
Rendement : 100 %
RMN 1H (200 MHz, MeOD) δ : δ : 7,30-7,42 (m, 1H, Harom) ; 6,72-6,81 (m, 2H, 2 Harom) ;4,90-4,98 (m, 1H, CH) ; 4,53-4,61 (m; 2H, 2 CH) ; 4,06-4,13 (m, 1H, CH) ; 3,74 (s, 3H,OMe) ; 2,83-2,90 (m, 2H, CH2alcyne) 1,69-1,75 (m, 2H, CH2) ; 1,46 (s, 9H, tBu) ; 1,39 (d,J=7,2 Hz, 3H, CH3) ; 0,92-0,99 (m, 6H, 2 CH3).
(S, S)-2-{2-[5-(2,4-difluorophényl)-2-(((diméthoxyphosphoryl)-méthyl)-amino)-pent-4-ynoylamino]-4-méthyl-pentanoylamino}-propionate de méthyle (40)
Formule brute : C24H34F2N3O7PMasse molaire : 545,53 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’une amine sur une solution
de triflate en utilisant du 2-{2-[2-amino-5-(2,4-difluorophényl)-pent-4-ynoylamino]-4-
méthyl-pentanoylamino}-propionate de méthyle 39 (1,47 g, 3,47 mmol), de la
NH2NH
O
FF
NH
OO
OHCl,
NH
NH
O
FF
NH
OO
OPO
MeOOMe
248
diisopropyléthylamine (0,90 mL, 1,5 éq.), de la solution de
trifluorométhylsulfonyloxymethylphosphonate de diméthyle 33 (35,6 mL, 1,25 éq.).
Obtention d’une huile incolore (0,75 g) après chromatographie sur colonne de silice (AcOEt).
Rendement : 40%
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,32-7,41 (m, 1H, Harom) ; 6,68-6,73 (m, 2H, 2 Harom) ; 4,88(d, J= 7 Hz, 1H, CH) ; 4,50-4,62 (m; 2H, 2 CH) ; 4,08-4,13 (m, 1H, CH) ; 3,81 ( d, J=10,8 Hz,6H, 2 OMe(P)) ; 3,71 (s, 3H, OMe) ; 3,00-3,29 (m 2H, CH2-P) ; 2,83-2,92 (m, 2H, CH2alcyne) 1,65-1,77 (m, 2H, CH2) ; 1,48 (s, 9H, tBu) ; 1,42 (d, J=7,2 Hz, 3H, CH3) ; 0,90-1,00 (m, 6H, 2CH3).
RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 26,3
Hydroxyméthylphosphonate de diméthyle (41)
Formule brute : C3H9O4PMasse molaire : 140,08 g/mol
Le phosphite de diméthyle (6 g, 54,5 mmol) et le formaldéhyde (1,64 g, 1 éq.) sont
mis en suspension dans de la triéthylamine (0,77 mL, 0,1 éq.). Cette suspension est alors mise
dans un bain d’huile préchauffé à 140°C sous agitation jusqu’à l’obtention d’une huile
incolore (réaction très exothermique). Après retour à T.A, elle est chromatographiée sur
colonne de silice (dichlorométhane/méthanol 95/5) pour donner une huile incolore (6,87 g)
Rendement : 90%RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 3,95 (d, J=6 Hz, 2H, CH2) ; 3,81 (d, J=10,6 Hz, 6H, 2 OMe).
Chlorhydrate du glycinate de méthyle (42)
Formule brute : C3H8ClNO2Masse molaire : 125,56 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire d’estérification d’amino-acide par le
chlorure d’acétyle en utilisant du chlorure d’acétyle (40,6 mL, 2,85 éq.) et de glycine (15 g,
200 mmol). Obtention d’un solide blanc (24,8 g).
Rendement : 99%
PO
MeOOMe
OH
NH2O
OHCl,
249
RMN 1H (300 MHz, DMSO) δ : 8,63 (sl, 2H, NH2) ; 3,75 (s, 2H, CH2) ; 3,71 (s, 3H, OMe).
2-Benzhydrylidèneamino-éthanoate de méthyle (43)
Formule brute : C16H15NO2Masse molaire : 253,30 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de la base de Schiff en utilisant
de benzophénone imine (15 g, 82,8 mmol) et du chlorhydrate du glycinate de méthyle 42
(10,4 g, 1 éq.). Obtention d’un solide blanc (16,8 g).
Rendement : 80%Point de fusion : 43-45°C
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,58-7,73 (m, 2H, 2 Harom) ; 7,31-7,49 (m, 6H, 6 Harom) ;7,15-7,23 (m, 2H, 2 Harom) ; 4,23 (s, 2H, CH2) ; 3,75 (s, 3H, OMe).RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 176,2 (C, C=N) ; 168,1 (C, C=O) ; 140,2 (C, C5 et C11) ;130,1 (CH, 2 CHarom) ; 129,6 (CH, 2 CHarom) ; 129,1 (CH, 1 CHarom) ; 128,6 (CH, 2 CHarom) ;128,1 (CH, 1 CHarom); 127,9 (CH, 2 CHarom); 55,2 (CH2, C3); 52,9 (CH3, C1)
2-Benzhydrylidèneamino-3-biphényl-4-yl-propanoate de méthyle (44)
Formule brute : C29H25NO2Masse molaire : 419,53 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire d’alkylation de la base de Schiff en utilisant
du 2-benzhydrylidèneamino-éthanoate de méthyle 43 (5 g, 19,7 mmol), du 4-chlorométhyl-
biphényle (4,40 g, 1,1 éq.), de l’iodure de tétrabutylammonium (0,73 g, 0,1 éq.) et du
carbonate de potassium (8,19 g, 3 éq.). Obtention d’une huile brune (6,0 g).
Rendement : 72%
NO
O1
234
56
78
9
10
1112
1314
15
16
NO
O
250
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : δ : 7,58-7,76 (m, 6H, 6 Harom) ; 7,30-7,55 (m, 11H, 11Harom) ; 7,15-7,23 (m, 2H, 2 Harom) ; 4,35 (t, J=6,8 Hz, 1H, CH) ; 3,72 (s, 3H, OMe), 3,10-3,31(m, 2H, CH2).
Chlorhydrate du 2-amino-3-biphényl-4-yl-propanoate de méthyle (45)
Formule brute : C16H18ClNO2Masse molaire : 291,78 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire d’hydrolyse de l’imine en utilisant du 2-
benzhydrylidèneamino-3-biphényl-4-yl-propanoate d’éthyle 44 (6,0 g, 14,3 mmol). Obtention
d’un solide blanc (3,8 g).
Rendement : 91 %Point de fusion : 187-190°C
RMN 1H (300 MHz, DMSO) δ : 8,87 (sl, 2H, NH2) ; 7,60-7,76 (m, 4H, 4 Harom) ; 7,45-7,55(m, 2H, 2 Harom) ; 7,30-7,42 (m, 3H, 3 Harom) ; 4,29 (t, J=7 Hz, 1H, CH) ; 3,70 (s, 3H, OMe) ;3,15-3,34 (m, 2H, CH2).
RMN 13C (75 MHz, DMSO) δ : 172,0 (C, C2) ; 145,1 (C, Carom) ; 141,3 (C, Carom) ; 136,8 (C,Carom) ; 129,7 (CH, 2 CHarom) ; 129,1 (CH, 2 CHarom); 128,2 (CH, 2 CHarom); 127,5 (CH, C14) ;127,1 (CH, 2 CHarom) ; 55,2 (CH, C3) ; 53,0 (CH3, C1) ; 42,1 (CH2, C4).
3-biphényl-4-yl-2-{[(diméthoxyphosphoryl)méthyl]amino}propanoate de méthyle (46)
Formule brute : C19H24NO5PMasse molaire : 377,38 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’un chlorhydrate d’amine sur
un triflate en utilisant du chlorhydrate du 2-amino-3-biphényl-4-yl-propanoate de méthyle 45
(0,41 g, 1,4 mmol), de la diisopropyléthylamine (0,50 mL, 2 éq.) et du
NH2O
OHCl, 1
23
45
6 7 8
910
11 1213
14
1516
NH
O
OPO
MeOOMe
1
23
456
7
89
10
11
1213
1415
16
17
1819
251
trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate de diméthyle 33 (0,46 g, 1,2 éq.). Obtention
d’une huile incolore (0,30 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate
d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 56%
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,28-7,76 (m, 9H, 9 Harom) ; 3,72-3,75 (m, 1H, CH) ; 3,73 (d,J=11,2 Hz, 6H, 2 OMe(P)) ; 3,67 (s, 3H, OMe) ; 2,82-3,21 (m, 4H, 2 CH2).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 172,8 (C, C2) ; 140,8 (C, Carom) ; 140,0 (C, Carom) ; 136,8 (C,Carom) ; 130,2 (CH, 2 CHarom) ; 129,1 (CH, 2 CHarom) ; 128,3 (CH, 2 CHarom) ; 127,6 (CH, C14); 126,8 (CH, 2 CHarom) ; 56,3 (CH, C3) ; 53,8-53,4 (CH3, C18 et C19) ; 52,1 (CH3, C1) ; 38,7-34,6 (CH2, C17) ; 38,3 (CH2, C4).RMN 31P (121,5 MHz, CdCl3) δ : 28,1
Chlorhydrate du 2-amino-3-phénylpropanoate de méthyle (47)
Formule brute : C10H14ClNO2Masse molaire : 215,68 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire d’estérification par le chlorure d’acétyle en
utilisant du chlorure d’acétyle (6,16 mL, 2,85 éq.) et de la phénylalanine (5 g, 30,3 mmol).
Obtention d’un solide blanc (6,53 g).
Rendement : 100%Point de fusion : 204-207°C
RMN 1H (200 MHz, MeOD) δ : 7,28-7,45 (m, 5H, 5 Harom) ; 4,38 (t, 6,7 Hz, 1H, CH) ; 3,84(s, 3H, OMe) ; 3,25-3,34 (m, 2H, CH2).
2-{[(diméthoxyphosphoryl)méthyl]amino}-3-phénylpropanoate de méthyle (48)
Formule brute : C13H20NO5PMasse molaire : 301,28 g/mol
NH2O
OHCl,
NH
O
OPO
OO 1
23
45
67
8
9101112
13
252
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’un chlorhydrate d’amine sur
un triflate en utilisant du chlorhydrate du 2-amino-3-phénylpropanoate de méthyle 47 (0,27 g,
1,25 mmol), de la diisopropyléthylamine (0,44 mL, 2 éq.) et du
trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate de diméthyle 33 (0,34 g, 1,2 éq.). Obtention
d’une huile incolore (0,19 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate
d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 49%
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,28-7,45 (m, 5H, 5 Harom) ; 4,38 (t, 6,7 Hz, 1H, CH) ; 3,84(s, 3H, OMe) ; 3,78 (d, J=11,7 Hz, 6H, 2 OMe) ; 3,09-3,34 (m, 4H, 2 CH2)
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 173,2 (C, C2) ; 141,2 (C, C5) ; 130,6 (CH, 2 CHarom) ; 128,4(CH, 2 CHarom) ; 126,0 (CH, C8) ; 56,2 (CH, C3) ; 53,1-52,6 (CH3, C12 et C13) ; 52,6 (CH3; C1); 38,5-34,5 (CH2, C11) ; 38,2 (CH2, C4).
RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 26,3
2-(((diméthoxyphosphoryl)-méthyl)-amino-5-(2,4-difluorophényl)-pent-4-ynoate d’éthyle(49)
Formule brute : C16H20F2NO5PMasse molaire : 375,31 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’amine sur une solution de
triflate en utilisant du 2-amino-5-(2,4-difluorophényl)pent-4-ynoate d’éthyle 35 (0,68 g, 2,69
mmol), de la diisopropyléthylamine (0,70 mL, 1,5 éq.) et de la solution de
trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate de diméthyle 33 (27,6 mL, 1,25 éq.).
Obtention d’une huile incolore (0,37 g) après chromatographie sur colonne de silice (AcOEt).
Rendement : 37%
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,28-7,43 (m, 1H, Harom) ; 6,78-6,87 (m, 2H, 2 Harom) ; 4,24(q, 6,5 Hz et 14,7 Hz, 2H, OCH2) ; 3,81 (d, J=10,8 Hz, 6H, 2 OMe) ; 3,63 (t, J=6Hz, 1H,CH) ; 3,00-3,29 (m, 2H, CH2P) ; 2,89 (d, J=6 Hz, CH2) ; 1,30 (t, J=6 Hz, 3H, CH3).
NH
O
O
FF
PO
MeOOMe
12
34
5
67
89
10
11
1213
14
15
16
253
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 173,1 (C, C3) ; 167,7-161,2 (C, CaromF) ; 166,0-159,4 (C,CaromF) ; 132,8 (CH, C9) ; 111,5-110,8 (CH, C10) ; 103,8-103,1 (C, C8) ; 87,7 (C, Calcyne) ; 81,1(C, Calcyne) ; 62,1 (CH2, C2) ; 60,3 (CH, C4) ; 52,8-52,6 (CH3, C15 et C16) ; 39,3-35,2 (CH2,C14) ; 25,7 (CH2, C5) ; 14,0 (CH3, C1).
RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 26,5
2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-3-biphényl-4-ylpropanoate de méthyle (50)
Formule brute : C21H25NO4Masse molaire : 355,44 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de protection d’amine par un groupement
Boc en utilisant du chlorhydrate du 2-amino-3-biphényl-4-yl-propanoate de méthyle 45 (10 g,
34,3 mmol), de la triéthylamine (9,6 mL, 2 éq.), du di-tert-butyldicarbonate (9,0 g, 1,2 éq.) et
de la diméthylaminopyridine (1 pointe de spatule). Obtention d’une huile incolore (10,1 g)
après chromatographie sur colonne de silice (hexane/éther 4/1).
Rendement : 83 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,29-7,65 (m, 7H, 7 Harom) ; 7,21 (d, J=8,1 Hz, 2H, 2 Harom) ;5,01 (d, J= 7,8 Hz, 1H, NH) ; 4,60-4,68 (m, 1H, CH) ; 3,75 (s, 3H, OMe) ; 3,05-3,23 (m, 2H,CH2) ; 1,43 (s, 9H, tBu).
Acide 2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-3-biphényl-4-ylpropanoïque (51)
Formule brute : C21H25NO4Masse molaire : 341,41 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de saponification d’ester par de la soude 1N
en utilisant de 2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-3-biphényl-4-ylpropanoate de méthyle 50 (10
NH
O
OO
O
NH
OH
OO
O
254
g, 28,1 mmol) et de la soude (1N, 33,4 mL, 1,2 éq.). Obtention d’une huile légèrement jaune
(8,8 g).
Rendement : 92 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,52-7,65 (m, 4H, 4 Harom) ; 7,17-7,50 (m, 5H, 5 Harom) ;4,99 (d, J= 8,1 Hz, 1H, NH) ; 4,63-4,68 (m, 1H, CH) ; 3,07-3,32 (m, 2H, CH2) ; 1,43 (s, 9H,tBu)
2-[(2-tert-butoxy-2-oxoéthyl)amino]-3-biphényl-4-yl-propanoate de méthyle (52)
Formule brute : C22H27NO4Masse molaire : 369,46 g/mol
Le chlorhydrate du 2-amino-3-biphényl-4-yl-propanoate de méthyle 45 (0,36 g, 1,23
mmol) est mis en suspension dans du diméthylformamide (5 mL). A cette solution est ajoutée
de la triéthylamine (0,18 mL, 1 éq.). Le milieu réactionnel est alors agité à T.A pendant 1 h,
filtré et condensé sous pression réduite. Le résidu obtenu est solubilisé dans du
diméthylformamide (6 mL). Du t-butylbromoacétate (0,56 mL, 3 éq.) et de la triéthylamine
(0,53 mL, 3 éq.) sont ajoutés à cette solution. Ce milieu réactionnel est agité 5 h à T.A avant
d’être filtré et concentré sous pression réduite. Le résidu obtenu est repris dans de l’acétate
d’éthyle, lavé à l’eau et à la saumure puis séché sur sulfate de sodium et concentré sous
pression réduite. L’huile jaune obtenue est purifiée par chromatographie sur colonne de silice
(hexane/éther 1/1) pour conduire à une huile incolore (0,34 g).
Rendement : 75%
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,22-7,66 (m, 9H, 9 Harom) ; 3,69 (s, 3H, OMe) ; 3,62 (t,J=6,8 Hz, 1H, CH) ; 3,30 (d, J=13 Hz, 2H, CH2) ; 2,95-3,12 (m, 2H, CH2) ; 1,44 (s, 9H, tBu).
RMN 13C (75 MHz, DMSO-TFA) δ : 173,5 (C, C=O) ; 172,9 (C, C=O) ; 140,0 (C, Carom) ;139,5 (C, Carom) ; 136,1 (C, Carom) ; 130,6 (CH, 2 CHarom) ; 129,1(CH, 2 CHarom); 128,4 (CH, 2CHarom) ; 127,5 (C, C14) ; 126,8 (CH, 2 CHarom) ; 78,5 (C, C19) ; 60,1 (CH, C3) ; 52,8 (CH2,C17) ; 52,0 (CH3, C1) ; 39,7 (CH2, C4) ; 26,9 (CH3, C20, C21 et C22).
NH
O
O
O
O 1
23
45
67
89
10
11
12 1314
15
16
17
18
1920
21
22
255
Trifluoroacétate de l’acide {[1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-méthoxy-2-oxoéthyl]amino}acétique (53)
Formule brute : C20H20F3NO6Masse molaire : 427,38 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection d’ester tert-butylique par de
l’acide trifluoroacétique en utilisant du 2-[(2-tert-butoxy-2-oxoéthyl)amino]-3-biphényl-4-yl-
propanoate de méthyle 52 (0,30 g, 0,81 mmol) d’un solide légèrement beige (0,35 g).
Rendement : 100%
RMN 1H (200 MHz, MeOD) δ : 7,25-7,71 (m, 9H, 9 Harom) ; 4,40-4,46 (m, 1H, CH); 3,98(m, 2H, CH2) ; 3,79 (s, 3H, OMe) ; 3,32-3,43 (m 2H, CH2).
2-({2-[(benzyloxy)amino]-2-oxoéthyl}amino)-3- biphényl-4-ylpropanoate de méthyle (54)
Formule brute : C25H26N2O4Masse molaire : 418,50 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’acide et d’amine en présence
de BOP en utilisant du trifluoroacétate de l’acide {[1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-méthoxy-2-
oxoéthyl]amino}acétique 53 (0,30 g, 0,7 mmol), du chlorhydrate du O-benzylhydroxylamine
(0,11 g, 1,05 éq.), de la N-méthylmorpholine (0,34 mL, 3,1 éq.) et du BOP (0,47 g, 1,1 éq.).
Obtention d’une huile incolore (0,25 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate
d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 85 %
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 8,78 (sl, 1H, NH) ; 7,10-7,68 (m, 14H, 14 Harom) ; 4,70 (s,2H, CH2) ; 3,76 (s, 3H, OMe) ; 3,43-3,51 (m, 1H, CH) ; 3,26-3,37 (m, 1H, 1 H de CH2), 3,00-3,15 (m, 2H, 2 H de CH2) ; 2,66-2,76 (m, 1H, 1 H de CH2).
NH
O
O
OH
O
TFA,
NH
O
O
NH
O
O
1
23
45
6 7 8
910
1112
13
1415
16
1718
19202122
23
24 25
256
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 172,1 (C, C=O) ; 171,1 (C, C=O) ; 140,8 (C, Carom) ; 139,6(C, Carom) ; 136,1 (C, Carom) ; 135,7 (C, Carom) ; 130,0 (CH, 2 CHarom) ; 129,2 (CH, 2 CHarom) ;128,1 (CH, 2 CHarom) ; 127,4 (CH, C14) ; 126,6 (CH, 2 CHarom) ; 126,1 (CH, C23) ; 125,1 (CH,2 CHarom) ; 80,1 (CH2, C19) ; 55,3 (CH, C3) ; 52,1 (CH3, C1) ; 46,7 (CH2, C17) ; 38,2 (CH2, C4).
Acide 2-({2-[(benzyloxy)amino]-2-oxoéthyl}amino)-3- biphényl-4-ylpropanoïque (55)
Formule brute : C24H24N2O4Masse molaire : 404,47 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de saponification d’ester par de la soude 1N
en utilisant du 2-({2-[(benzyloxy)amino]-2-oxoéthyl}amino)-3- biphényl-4-ylpropanoate de
méthyle 54 (0,2 g, 0,48 mmol) et de la soude (1N, 0,57 mL, 1,2 éq.). Obtention d’une huile
légèrement jaune (0,18 g).
Rendement : 93 %
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,15-7,81 (m, 14H, 14 Harom) ; 4,72 (s, 2H, CH2) ; 3,86-4,03(m, 1H, CH) ; 3,28-3,45 (m, 2H, CH2), 2,85-3,18 (m, 2H, CH2).
(2S, 3aS, 7aS)-1-(2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-3-biphényl-4-ylpropanoyl)octahydro-1H-indole-2-carboxylate de phényle (56)
Formule brute : C36H42N2O5Masse molaire : 582,75 g/mol
NH
OH
O
NH
O
O
NH
N
OO
O
H
HH
O
O
1
23
45 6
78
9
1011
1213
141516
1718
19
2021
2223
24
2526
27 28
29
3031
32
3334
35
36
257
Composé obtenu selon le mode opératoire de coulage d’acide et d’amine en présence
de BOP en utilisant de l’acide 2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-3-biphényl-4-ylpropanoïque 51
(8,6 g, 25,2 mmol), du p-toluènesulfonate de (2S,3aS,7aS)-octahydro-1H-indole-2-carboxylate
de phényle (11,5 g, 1,05 éq.), de la N-méthylmorpholine (8,32 mL, 2,1 éq.) et du BOP (17,0 g,
1,1 éq.). Obtention d’une huile incolore (10,6g) après chromatographie sur colonne de silice
(acétate d’éthyle/hexane 2/8).
Rendement : 72 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,15-7,75 (m, 14H, 14 Harom) ; 5,11 (s, 2H, CH2-Ph) ; 4,99(d, J= 8,1 Hz, 1H, NH) ; 4,27-4,72 (m, 1H, CH) ; 3,87-4,20 (m, 1H, CH) ; 3,63-3,82 (m, 1H,CH) ; 3,42-3,55 (m, 1H, CH) ; 3,03-3,32 (m, 2H, CH2) ; 1,43 (s, 9H, tBu) ; 0,94-2,17 (m,10H, 5 CH2).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 172,1 (C, C=O) ; 171,3 (C, C=O) ; 158,2 (C, C=O) ; 140,5(C, Carom) ; 136,9 (C, Carom) ; 136,3 (C, Carom) ; 135,9 (C, Carom) ; 129,4 (CH, 2 CHarom) ; 129,0(CH, 2 CHarom) ; 128,7 (CH, 2 CHarom) ; 128,4 (CH, 2 CHarom) ; 128,2 (CH, C34) ; 127,8 (CH,2 CHarom) ; 127,5 (C, C17) ; 127,1 (CH, 2 CHarom) ; 79,7 (C, C4) ; 66,4 (CH2, C30) ; 60,1 (CH);58,6 (CH); 55,3 (CH); 38,5 (CH2) ; 36,2 (CH); 32,9 (CH2) ; 30,7 (CH2) ; 29,1 (CH2) ; 28,2(CH3, C1, C2 et C3) ; 24,2 (CH2) ; 22,9 (CH2).
Trifluoroacétate de (2S, 3aS, 7aS)-1-(2-amino-3-biphényl-4-ylpropanoyl)octahydro-1H-indole-2-carboxylate de phényle (57)
Formule brute : C33H35F3N2O5Masse molaire : 596,65 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection d’amine protégée par un
Boc par de l’acide trifluoroacétique en utilisant du (2S,3aS,7aS)-1-(2-[(tert-butoxycarbonyl)-
amino]-3-biphényl-4-yl-propanoyl)-octahydro-1H-indole-2-carboxylate de phényle 56 (10,5
g, 18,0 mmol). Obtention d’un solide légèrement beige (10,5 g).
Rendement : 98%
NH2N
O H
HH
O
OTFA,
258
RMN 1H (200 MHz, MeOD) δ : 7,10-7,79 (m, 14H, 14 Harom) ; 5,18 (s, 2H, CH2-Ph) ; 4,35-4,88 (m, 1H, CH) ; 3,92-4,31 (m, 1H, CH) ; 3,75-3,89 (m, 1H, CH) ; 3,49-3,72 (m, 1H, CH) ;3,05-3,33 (m, 2H, CH2) ; 0,88-2,25 (m, 10H, 5 CH2)
(2S, 3aS, 7aS)-1-(2-((diméthoxyphosphoryl)méthyl)amino-3-(biphényl-4yl)-propanoyl)octahydro-1H-indole-2-carboxylate de benzyle (58)
Formule brute : C34H41N2O6PMasse molaire : 604,69 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’amine sur un triflate en
utilisant du trifluoroacétate de (2S,3aS,7aS)-1-(2-amino-3-biphényl-4-ylpropanoyl)octahydro-
1H-indole-2-carboxylate de phényle 57 (1,1g, 1,84 mmol), de la diisopropyléthylamine (0,67
mL, 2 éq.) et du trifluorométhylsulfonyloxymethylphosphonate de diméthyle 33 (0,63 g, 1,2
éq.). Obtention d’une huile incolore (0,45 g) après chromatographie sur colonne de silice
(acétate d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 41 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,10-7,71 (m, 14H, 14 Harom) ; 5,18 (s, 2H, CH2-Ph) ; 4,98-5,03 (sl, 1H, NH) ; 4,20-4,61 (m, 1H, CH) ; 3,92-4,13 (m, 1H, CH) ; 3,60-3,71 (m, 1H, CH) ;3,58 (d, J= 11,4 Hz, 6H, 2 OMe) ; 3,39-3,45 (m, 1H, CH) ; 2,94-3,33 (m, 2H, CH2) ; 2,25-2,76 (m, 2H, CH2) ; 1,04-2,18 (m, 10H, 5 CH2).
RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 23,5
NH
N
O H
HH
O
OPO
OO
259
Acide (2S, 3aS, 7aS)-1-(2-((diméthoxyphosphoryl)méthyl)amino-3-(biphényl-4yl)-propanoyl)octahydro-1H-indole-2-carboxylique (59)
Formule brute : C27H35N2O6PMasse molaire : 514,56 g/mol
Le (2S,3aS,7aS)-1-(2-((diméthoxyphosphoryl)-méthyl)-amino-3-(biphényl-4yl)-
propanoyl)-octahydro-1H-indole-2-carboxylate de benzyle 58 (0,44 g, 0,73 mmol) est
solubilisé dans du méthanol (20 mL). Du palladium sur charbon (44 mg) est ajouté à cette
solution après dégazage sous azote pendant 10 minutes. Le milieu réactionnel est ensuite agité
à T.A sous une pression de 50 psis d’hydrogène pendant 12 h. La solution est ensuite filtrée
sur célite puis concentrée sous pression réduite. Le résidu obtenu est ensuite trituré dans de
l’éther diéthylique, filtré et séché pour donner un solide blanc (0,35 g).
Rendement : 93 %Point de fusion : 190-194°C
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,11-7,62 (m, 9H, 9 Harom) ; 4,94-5,01 (sl, 1H, NH) ; 4,20-4,63 (m, 1H, CH) ; 3,91-4,15 (m, 1H, CH) ; 3,63-3,72 (m, 1H, CH) ; 3,55 (d, J= 11,4 Hz, 6H,2 OMe) ; 3,35-3,48 (m, 1H, CH) ; 2,90-3,31 (m, 2H, CH2) ; 2,25-2,76 (m, 2H, CH2) ; 1,01-2,17 (m, 10H, 5 CH2).
(2S,3aS,7aS)-1-(2-(2-tert-butoxy-2-oxoéthyl)amino-3-biphényl-4-ylpropanoyl)octahydro-1H-indole-2-carboxylate de phényle (60)
Formule brute : C37H44N2O5Masse molaire : 596,77 g/mol
NH
N
O H
HH
OH
OPO
OO
NH
N
O H
HH
O
OO
O
1
2
3
4
56 7
8910
1112
13
14
1516
1718
19
20
2122
2324
25
2627
2829
30
3132
33
343536
37
260
Le trifluoroacétate de (2S,3aS,7aS)-1-(2-amino-3-biphényl-4-ylpropanoyl)octahydro-
1H-indole-2-carboxylate de phényle 57 (0,60 g, 1,01 mmol) est mis en suspension dans du
diméthylformamide (5 mL). A cette solution est ajoutée de la triéthylamine (0,14 mL, 1 éq.).
Le milieu réactionnel est alors agité à T.A pendant 1 h, filtré et condensé sous pression
réduite. Le résidu obtenu est ensuite solubilisé dans du diméthylformamide (10 mL). Du t-
butylbromoacétate (0,45 mL, 3 éq.) et de la triéthylamine (0,42 mL, 3 éq.) sont alors ajoutés à
cette solution. Ce milieu réactionnel est agité 5 h à T.A avant d’être filtré et concentré sous
pression réduite. Le résidu obtenu est repris dans de l’acétate d’éthyle, lavé à l’eau et à la
saumure puis séché sur sulfate de sodium et concentré sous pression réduite. L’huile jaune
obtenue est purifiée par chromatographie sur colonne de silice (hexane/éther 1/1) pour
conduire à une huile incolore (0,49 g).
Rendement : 82%
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,11-7,77 (m, 14H, 14 Harom) ; 5,16 (s, 2H, CH2-Ph) ; 4,95-5,02 (sl, 1H, NH) ; 4,25-4,66 (m, 1H, CH) ; 3,87-4,12 (m, 1H, CH) ; 3,63-3,77 (m, 1H, CH) ;3,39-3,48 (m, 1H, CH) ; 2,90-3,32 (m, 4H, 2 CH2) ; 1,44 (s, 9H, tBu) ; 1,01-2,11 (m, 10H, 5CH2).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 176,1 (C, C=O) ; 172,5 (C, C=O) ; 170,7 (C, C=O) ; 140,2(C, Carom) ; 138,7 (C, Carom) ; 135,9 (C, 2 Carom) ; 129,8 (CH, 2 CHarom) ; 129,1 (CH, 2 CHarom); 128,2 (CH, 2 CHarom) ; 128,0 (CH, C35) ; 127,8 (CH, 2 CHarom) ; 127,7 (CH, 2 CHarom) ;127,4 (C, C18) ; 126,8 (CH, 2 CHarom) ; 80,1 (C, C4) ; 66,1 (CH2, C31) ; 65,2 (CH); 63,6 (CH);62,8 (CH); 48,5 (CH2) ; 39,5 (CH2); 36,8 (CH) ; 32,7 (CH2) ; 30,1 (CH2) ; 29,1 (CH2) ; 28,0(CH3, C1, C2 et C3) ; 23,5 (CH2) ; 22,7 (CH2).
Trifluoroacétate de (2S,3aS,7aS)-1-{2-[(carboxyméthyl)amino]-3-biphényl-4-yl-propanoyl}octahydro-1H-indole-2-carboxylate de phényle (61)
Formule brute : C35H37F3N2O7Masse molaire : 654,69 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection d’ester tert-butylique par de
l’acide trifluoroacétique en utilisant du (2S,3aS,7aS)-1-(2-(2-tert-butoxy-2-oxoéthyl)-amino-
NH
N
O H
HH
O
OOH
O TFA
261
3-biphényl-4-yl-propanoyl)-octahydro-1H-indole-2-carboxylate de phényle 60 (0,40 g, 0,67
mmol). Obtention d’un solide légèrement beige (0,44 g).
Rendement : 100%
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,06-7,75 (m, 14H, 14 Harom) ; 5,21 (s, 2H, CH2-Ph) ; 4,30-4,81 (m, 1H, CH) ; 3,92-4,31 (m, 1H, CH) ; 3,72-3,84 (m, 1H, CH) ; 3,51-3,72 (m, 1H, CH) ;3,00-3,37 (m, 4H, 2CH2) ; 0,92-2,29 (m, 10H, 5 CH2)
(2S,3aS,7aS)-1-(2-{[2-(benzyloxyamino)-2-oxoéthyl]amino}-3-biphényl-4-yl-propanoyl)octahydro-1H-indole-2-carboxylate de phényle (62)
Formule brute : C40H43N3O5Masse molaire : 645,81 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’acide et d’amine en présence
de BOP en utilisant du trifluoroacétate de (2S,3aS,7aS)-1-{2-[(carboxyméthyl)amino]-3-
biphényl-4-yl-propanoyl}octahydro-1H-indole-2-carboxylate de phényle 61 (0,30 g, 0,46
mmol), du chlorhydrate du O-benzylhydroxylamine (74 mg, 1,05 éq.), de la N-
méthylmorpholine (0,15 mL, 2,1 éq.) et du BOP (0,30 g, 1,1 éq.). Obtention d’une huile
incolore (0,23 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate d’éthyle/méthanol
95/5).
Rendement : 77 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 8,01-8,19 (sl, 1H, NH) ; 7,09-7,81 (m, 19H, 19 Harom) ; 5,25(s, 2H, CH2-Ph) ; 5,16 (s, 2H, CH2-Ph) ; 4,91-4,99 (sl, 1H, NH) ; 4,23-4,61 (m, 1H, CH) ;3,89-4,13 (m, 1H, CH) ; 3,59-3,71 (m, 1H, CH) ; 3,40-3,49 (m, 1H, CH) ; 2,85-3,30 (m, 4H, 2CH2) ; 0,91-2,09 (m, 10H, 5 CH2).RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 173,8 (C, C=O) ; 171,3 (C, C=O) ; 168,9 (C, C=O) ; 140,0(C, Carom) ; 138,9 (C, Carom) ; 135,7 (C, 2 Carom) ; 135,0 (C, Carom) 130,2 (CH, 2 CHarom) ;
NH
N
O H
HH
O
ONH
O
O1
2 34
56
7
8
9 10
111213
1415
16
17
1819
2021
22
23
2425
2627
28
293031
32
33
3435
36
3738
39
40
262
129,4 (CH, 2 CHarom) ; 128,5 (CH, 2 CHarom) ; 128,1 (CH, C38) ; 127,9 (CH, 2 CHarom) ; 127,7(CH, 2 CHarom) ; 127,5 (CH, C21) ; 127,1 (CH, 2 CHarom) ; 126,9 (CH, 2 CHarom) ; 126,6 (CH,C1) ; 125,9 (CH, 2 CHarom) ; 79,0 (C, C7) ; 66,3 (CH2, C31) ; 65,0 (CH); 63,4 (CH); 63,0 (CH);45,9 (CH2) ; 38,1 (CH2); 36,8 (CH) ; 32,9 (CH2) ; 30,5 (CH2) ; 28,7 (CH2) ; 23,9 (CH2) ; 23,1(CH2).
(2S,3aS,7aS)-1-(2-(2-benzyloxy-2-oxoéthyl)amino-3-biphényl-4-ylpropanoyl)octahydro-1H-indole-2-carboxylate de phényle (63)
Formule brute : C40H42N2O5Masse molaire : 630,79 g/mol
Le trifluoroacétate de (2S,3aS,7aS)-1-(2-amino-3-biphényl-4-ylpropanoyl)octahydro-
1H-indole-2-carboxylate de phényle 57 (0,56 g, 0,94 mmol) est mis en suspension dans du
diméthylformamide (5 mL). A cette solution est ajoutée de la triéthylamine (0,14 mL, 1 éq.).
Le milieu réactionnel est alors agité à T.A pendant 1 h, filtré et condensé sous pression
réduite. Le résidu obtenu est ensuite solubilisé dans du diméthylformamide (10 mL). Du
benzylbromoacétate (0,46 mL, 3 éq.) et de la triéthylamine (0,40 mL, 3 éq.) sont alors ajoutés
à cette solution. Ce milieu réactionnel est agité 5 h à T.A avant d’être filtré et concentré sous
pression réduite. Le résidu obtenu est repris dans de l’acétate d’éthyle, lavé à l’eau et à la
saumure puis séché sur sulfate de sodium et concentré sous pression réduite. L’huile jaune
obtenue est purifiée par chromatographie sur colonne de silice (hexane/éther 1/1) pour
conduire à une huile incolore (0,51 g).
Rendement : 86%
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,13-7,77 (m, 19H, 19 Harom) ; 5,31 (s, 2H, CH2-Ph) ; 5,18(s, 2H, CH2-Ph) ; 4,82-4,89 (sl, 1H, NH) ; 4,21-4,53 (m, 1H, CH) ; 3,92-4,11 (m, 1H, CH) ;3,57-3,65 (m, 1H, CH) ; 3,41-3,49 (m, 1H, CH) ; 3,11-3,30 (m, 2H, CH2) ; 2,36-2,69 (m, 2H,CH2) ; 0,97-2,01 (m, 10H, 5 CH2).
NH
N
O H
HH
O
OO
O
1
23
4
56
7
89 10
11
1213
14
1516
17
1819
2021
22
23
2425
2627
28
2930
31 32
33
3435
36
37
38 39
40
263
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 175,9 (C, C=O) ; 171,3 (C, C=O) ; 170,3(C, C=O) ; 140,2(C, Carom) ; 138,7 (C, Carom) ; 135,6 (C, 2 Carom) ; 135,2 (C, Carom) 129,7 (CH, 2 CHarom) ;129,2 (CH, 2 CHarom) ; 128,8 (CH, 2 CHarom) ; 128,5 (CH, C1) ; 128,2 (CH, 2 CHarom) ; 128,1(CH, 2 CHarom) ; 128,0 (CH, C38) ; 127,8 (CH, 2 CHarom) ; 127,6 (CH, 2 CHarom) ; 127,4 (CH,C21) ; 127,1 (CH, 2 CHarom) ; 68,5 (CH2, CH2-Ph) ; 66,8 (CH2, CH2-Ph) ; 65,0 (CH); 64,1(CH); 63,6 (CH); 46,5 (CH2) ; 40,5 (CH2); 37,0 (CH) ; 32,6 (CH2) ; 30,5 (CH2) ; 28,5 (CH2) ;23,3 (CH2) ; 22,8 (CH2).
Chlorhydrate du 5-aminopentanoate de méthyle (64)
Formule brute : C6H14ClNO2Masse molaire : 167,64 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire d’estérification d’amino-acide par le
chlorure de thionyle en utilisant de l’acide 5-aminopentanoïque (2 g, 17,1 mmol) et 3,74 mL
du chlorure de thionyle (3,74 mL, 3 équ). Obtention d’un solide blanc (2,75 g).
Rendement : 96%
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 8,24 (sl, 2H, NH2) ; 3,68 (s, 3H, OMe) ; 3,05-3,09 (m, 2H, 1CH2(N)) ; 2,39 (t, J= 6,5 Hz, 2H, CH2(C=O)) ; 1,76-1,92 (m, 4H, 2 CH2).
5-[2-N-tert-butoxycarbonylamino-5-(2,4-difluorophényl)-pent-4-ynoylamino]-pentanoatede méthyle (65)
Formule brute : C22H28F2N2O5Masse molaire : 438,48 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’acide et d’amine en présence
de BOP en utilisant de l’acide 2-N-tert-butoxycarbonylamino-5-(2,4-difluorophényl)-pent-4-
ynoïque 37 (1,62 g, 5,0 mmol), et du chlorhydrate du 5-aminopentanoate de méthyle 64 (0,88
g, 1,05 éq.), de la N-méthylmorpholine (1,63 mL, 2,1 éq.) et du BOP (3,33 g, 1,1 éq.).
Obtention d’une huile incolore (1,93 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate
d’éthyle/méthanol 95/5).
NH2 O
O
HCl,
NH
NH
O
FF
O
OO
O
264
Rendement : 88 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,38-7,54 (m, 1H, Harom) ; 6,83-7,04 (m, 2H, 2 Harom) ;4,08-4,17 (m, 1H, CH) ; 3,63 (s, 3H, OMe) ; 3,18-3,30 (m, 2H, CH2(N)) ; 2,80-2,93 (m, 2H,CH2alcyne) ; 2,29 (t, J=7,2Hz, 2H, CH2(C=O)) ; 1,45-1,67 (m, 4H, 2 CH2) ; 1,45 (s, 9H, tBu).
Chlorhydrate du 5-[2-amino-5-(2,4-difluorophényl)-pent-4-ynoylamino]-pentanoate deméthyle (66)
Formule brute : C17H21ClF2N2O3Masse molaire : 374,82 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection du Boc en milieu acide
chlorhydrique en utilisant du 5-[2-N-tert-butoxycarbonylamino-5-(2,4-difluorophényl)-pent-
4-ynoylamino]-pentanoate de méthyle 65 (1,8 g, 4,1 mmol). Obtention d’un solide blanc (1,51
g).
Rendement : 97 %
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,45-7,70 (m, 1H, Harom) ; 6,88-7,17 (m, 2H, 2 Harom) ;4,12(t, J= 6,5 Hz, 1H, CH) ; 3,69 (s, 3H, OMe) ; 3,42-3,68 (m, 2H, CH2(N)) ; 3,13 (d, J=6,1 Hz,2H, CH2alcyne) ; 2,62 (t, J=6,6 Hz, 2H, CH2(C=O)) ; 1,49-1,72 (m, 4H, 2 CH2).
5-[2-(((diméthoxyphosphoryl)-méthyl)-amino-5-(2,4-difluorophényl)-pent-4-ynoylamino]-pentanoate de méthyle (67)
Formule brute : C20H27F2N2O6PMasse molaire : 460,42 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’amine sur une solution de
triflate en utilisant du 5-[2-amino-5-(2,4-difluorophényl)-pent-4-ynoylamino]-pentanoate de
NH2NH
O
FF
O
OHCl,
NH
NH
O
FF
O
OPO
MeOOMe
1
3 2
4
5
6
78
910
1112 13
1415
16
17
18
19
20
265
méthyle 66 (1,30 g, 3,84 mmol), de la diisopropyléthylamine (1,0 mL, 1,5 éq.) et de la
solution de trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate de diméthyle 33 (39,4 mL, 1,25
éq.). Obtention d’une huile incolore (0,74 g) après chromatographie sur colonne de silice
(AcOEt).
Rendement : 42%
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,48-7,67 (m, 1H, Harom) ; 6,83-7,12 (m, 2H, 2 Harom) ;4,12(t, J= 6,5 Hz, 1H, CH) ; 3,78 (d, J=11,5 Hz, 6H, OMe) ; 3,69 (s, 3H, OMe) ; 3,40-3,62 (m,2H, CH2(N)) ; 3,07 (d, J=6,1 Hz, 2H, CH2alcyne) ; 2,69 (t, J=6,6 Hz, 2H, CH2(C=O)) ; 1,54-1,70 (m, 4H, 2 CH2).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 171,7 (C, C=O) ; 161,5-167,4 (C, CaromF) ; 159,5 (C, C=O) ;159,3-167,8 (C, CaromF) ; 133,4 (CH, Carom) ; 110,9-111,9 (CH, C14) ; 105,5-106,3-106,8 (CH,C16) ; 102,7-103,4 (C, C12) ; 91,4 (C, Calcyne) ; 82,0 (C, Calcyne) ; 63,0 (CH, C8) ; 53,7-53,3(CH3, C19 et C20) ; 51,6 (CH3, C1) ; 41,1 (CH2, C6) ; 35,3-39,3 (CH2, C18) ; 33,4 (CH2, C3) ;28,0 (CH2) ; 20,9 (CH2) ; 19,8 (CH2).
RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 27,2
{[(2-phenyléthyl)amino]méthyl}phosphonate de diméthyle (68)
Formule brute : C11H18NO3PMasse molaire : 243,24 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’amine sur un triflate en
utilisant de la (2-phényléthyl)amine (0,23 g 1,90 mmol), de la diisopropyléthylamine (033
mL, 1 éq.) et du trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate de diméthyle 33 (0,62 g, 1,2
éq.). Obtention d’une huile incolore (0,22 g) après chromatographie sur colonne de silice
(acétate d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 47 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,03-7,40 (m, 5H, 5 Harom) ; 3,75 (d, J= 10,8 Hz, 6H, 2OMe) ; 3,22 (d, J= 9Hz, 1H, NH) ; 2,73-3,16 (m, 6H, 3 CH2).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 140,7 (C, C6) ; 129,1 (CH, 2 CHarom) ; 128,2 (CH, 2 CHarom) ;126,9 (CH, C9) ; 53,8 (CH3, C1 et C2) ; 48,7 (CH2) ; 37,1 (CH2) ; 35,0 (CH2).
P NH
OO
O
266
RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 23,1
[(4-phénylpipérazin-1-yl)méthyl]phosphonate de diméthyle (69)
Formule brute : C13H21N2O3PMasse molaire : 284,30 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’amine sur un triflate en
utilisant de la 1-phénylpipérazine (0,37 g, 2,25 mmol), de la diisopropyléthylamine (0,40 mL,
1 éq.) et du trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate de diméthyle 33 (0,75 g, 1,2 éq.).
Obtention d’une huile incolore (0,33 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate
d’éthyle/méthanol 95/5) pour conduire à une huile incolore (0,33 g).
Rendement : 52 %
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,20-7,31 (m, 2H, 2 Harom) ; 6,80-6,95 (m, 3H, 3 Harom) ;3,81 (d, J= 10,5 Hz, 6H, 2 OMe) ; 3,18-3,24 (m, 4H, 2 CH2) ; 2,78 -2,90 (m, 6H, 3 CH2).
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 148,3 (C, C8) ; 129,3 (CH, 2 CHarom) ; 120,8 (CH, C11) ;117,5 (CH, 2 CHarom) ; 54,3 (2 CH2) ; 53,4 (CH3, C1 et C2) ; 46,3 (CH2, C3).
RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 22,6
{[(2,2-diphényléthyl)amino]méthyl}phosphonate de diméthyle (70)
Formule brute : C17H22NO3PMasse molaire : 319,34 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’amine sur un triflate en
utilisant de la (2,2-diphényléthyl)amine (0,33 g, 1,67 mmol), de la diisopropyléthylamine
(0,30 mL, 1 éq.) et du trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate de diméthyle 33 (0,55 g,
P NH
OO
O
1
2
3 4 56 7
8
910
11
1213
14
1516
17
P NO
OO N
1
2
3 45
678
910
1112
13
267
1,2 éq.). Obtention d’une huile incolore (0,26 g) après chromatographie sur colonne de silice
(acétate d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 49 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,11-7,42 (m, 10H, 10 Harom) ; 4,19 (t, J= 7,6 Hz, 1H, CH) ;3,72 (d, J= 10,5 Hz, 6H, 2 OMe) ; 3,33 (d, J= 7,8 Hz, 2H, CH2) ; 3,04 (d, J= 12 Hz, 2H, CH2(-P)).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 148,1 (C, C6 et C12) ; 129,1 (CH, 4 CHarom) ; 127,2 (CH, 4CHarom) ; 126,3 (CH, C9 et C15) ; 55,1 (CH2) ; 53,0 (CH3, C1 et C2) ; 46,8 (CH, C5) ; 39,9(CH2).
RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 22,3
tert-butyl [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-(4-méthylpipérazin-1-yl)-2-oxoéthyl]carbamate(71)
Formule brute : C25H33N3O3Masse molaire : 423,56 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’acide et d’amine en présence
de BOP en utilisant de l’acide 2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-3-biphényl-4-ylpropanoïque 51
(0,63 g, 1,83 mmol), de la 1-méthylpipérazine (0,23 mL, 1,05 éq.), de la N-méthylmorpholine
(0,23 mL, 1,1 éq.) et du BOP (0,90 g, 1,1 éq.). Obtention d’une huile incolore (0,60 g) après
chromatographie sur colonne de silice (acétate d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 78 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,21-7,62 (m, 9H, 9 Harom) ; 5,53 (d, J= 8,3 Hz, 1H, NH) ;4,88 (q, J= 8,3 Hz et 15,1 Hz, 1H, CH) ; 3,59-3,73 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 3,44-3,56 (m, 1H, 1H de CH2) ; 3,28-3,42 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 3,19-3,23 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 2,91-3,15 (m,2H, 2 H de CH2) ; 2,31-2,42 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 2,09-2,30 (m, 2H, CH2) ; 2,15 (s, 3H,Me) ; 1,67-1,73 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 1,43 (s, 9H, tBu).
NH
N
OO
O N1
23
5
4
6
78
910 11
12
13
14 15
16
1718
19
20 2122
2324
25
268
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 170,1 (C, C=O) ; 158,2 (C, C=0) ; 140,3 (C, Carom) ; 137,8(C, Carom) ; 137,0 (C, Carom) ; 130,1 (CH, 2 CHarom) ; 129,2 (CH, 2 CHarom) ; 128,3 (CH, 2CHarom) ; 127,6 (CH, C17) ; 126,8 (CH, 2 CHarom) ; 79,3 (C, C4) ; 55,3 (CH2) ; 54,7 (CH2) ;54,1 (CH, C6) ; 47,2 (CH3, C25) ; 41,4 (CH2) ; 40,3 (CH2) ; 39,1 (CH2) ; 27,9 (CH3, C1, C2 etC3).
tert-butyl [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-{4-[4-(2-méthoxyphényl)pipérazin-1-yl]butyl}amino-2-oxoéthyl]carbamate (72)
Formule brute : C35H46N4O4Masse molaire : 586.78 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’acide et d’amine en présence
de BOP en utilisant de l’acide 2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-3-biphényl-4-ylpropanoïque 51
(0,75 g, 2,19 mmol), de la {4-[4-(2-méthoxyphényl)pipérazin-1-yl]butyl}amine (0,87 g, 1,05
éq.), de la N-méthylmorpholine (0,99 mL, 4,1 éq.) et du BOP (1,08 g, 1,1 éq.). Obtention
d’une huile incolore (0,99 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate
d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 76 %
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,20-7,62 (m, 9H, 9 Harom) ; 6,79-7,08 (m, 4H, 4 Harom) ;6,57 (t, J= 5 Hz, 1H, NH) ; 5,30 (d, J= 7,9 Hz, 1H, NH) ; 4,28-4,39 (m, 1H, CH) ; 3,84 (s, 3H,OMe) ; 2,98-3,34 (m, 8H, 4 CH2) ; 2,48-2,70 (m, 4H, 2 CH2) ; 2,22-2,43 (m, 2H, CH2) ; 1,41(s, 9H, tBu) ; 1,34-1,62 (m, 4H, 2 CH2).
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 172,1 (C, C=O) ; 155,3 (C, C=0) ; 150,1 (C, C34) ; 141,0 (C,Carom) ; 140,5 (C, Carom) ;137,6 (C, Carom) ; 136,5 (C, Carom) ; 130,1 (CH, 2 CHarom) ; 129,1(CH, 2 CHarom) ; 128,7 (CH, 2 CHarom) ; 127,9 (CH, C34) ; 127,5 (CH, C17) ; 126,8 (CH, 2CHarom) ; 120,5 (CH, CHarom) ; 115,2 (CH, CHarom) ; 112,1 (CH, CHarom) ; 79,3 (C, C4) ; 55,6(CH, C6) ; 55,2 (CH3, C35) ; 55,0 (CH2) ; 53,6 (2 CH2) ; 52,1 (2 CH2) ; 41,4 (CH2) ; 38,2(CH2) ; 28,7 (CH2) ; 27,9 (CH3, C1, C2 et C3) ; 27,6 (CH2).
NH
NH
OO
O
NN
O
1
23
4
5 6
78
910
1112
13
1415
16 17
18
19
20
21
22
23
2426
2728
29 3031
32
3334
35
25
269
tert-butyl [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-(4-phénylpipérazin-1-yl)-2-oxoéthyl]carbamate (73)
Formule brute : C30H35N3O3Masse molaire : 485,63 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’acide et d’amine en présence
de BOP en utilisant de l’acide 2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-3-biphényl-4-ylpropanoïque 51
(0,44 g, 1,28 mmol), de la 1-phénylpipérazine (0,21 mL, 1,05 éq.), de la N-méthylmorpholine
(0,15 mL, 1,1 éq.) et du BOP (0,63 g, 1,1 éq.). Obtention d’une huile incolore (0,52 g) après
chromatographie sur colonne de silice (acétate d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 83 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,13-7,63 (m, 11 H, 11 Harom) ; 6,72-7,00 (m, 3H, 3 Harom) ;5,59 (d, J= 8,6 Hz, 1H, NH) ; 4,97 (q, J= 7,6 Hz et 14,3 Hz, 1H, CH) ; 3,80-4,00 (m, 1H, 1 Hde CH2) ; 2,85-3,74 (m, 8H, 3 CH2 et 2 H de CH2) ; 2,31-2,41 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 1,50 (s,9H, tBu).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 167,8 (C, C=O) ; 156,8 (C, C=0) ; 150,3 (C, Carom) ; 140,2(C, Carom) ; 137,5 (C, Carom) ; 136,8 (C, Carom) ; 130,0 (CH, 2 CHarom) ; 129,8 (CH, 2 CHarom) ;128,9 (CH, 2 CHarom) ; 128,3 (CH, 2 CHarom) ; 127,5 (CH, C17) ; 127,0 (CH, 2 CHarom) ; 122,3(CH, C28) ; 117,0 (CH, 2 CHarom) ; 80,3 (C, C4) ; 54,3 (CH, C6) ; 51,3 (2 CH2) ; 43,2 (CH2) ;42,4 (CH2) ; 39,1 (CH2) ; 28,0 (CH3, C1, C2 et C3).
tert-butyl [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-{[(1-éthylpyrrolidin-2-yl)méthyl]amino}-2-oxoéthyl]carbamate (74)
Formule brute : C27H37N3O3Masse molaire : 451,61 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’acide et d’amine en présence
de BOP en utilisant de l’acide 2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-3-biphényl-4-ylpropanoïque 51
NH
N
OO
O N1
23
45 6
789
10
111213
1415
16 17
18
19
2021 22
2324
25 2627
2829
30
NH
NH
OO
O
N
1
23
4
5 6
78
9 10
1112
13
14
1516
17
1819
20
21 22
2324
25
2627
270
(0,60 g, 1,75 mmol), de la [(1-éthylpyrrolidin-2-yl)méthyl]amine (0,28 mL, 1,05 éq.), de la N-
méthylmorpholine (0,23 mL, 1,1 éq.) et du BOP (0,86 g, 1,1 éq.). Obtention d’une huile
incolore (0,67 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate d’éthyle/méthanol
95/5).
Rendement : 83 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,20-7,65 (m, 9H, 9 Harom) ; 6,40 (sl, 1H, NH) ; 5,70 (sl, 1H,NH) ; 4,30-4,48 (m, 1H, CH) ; 3,33-3,56 (m, 1H, CH) ; 2,92-3,20 (m, 4H, 2 CH2) ; 2,38-2,78(m, 2H, CH2) ; 1,98-2,23 (m, 2H, CH2) ; 1,50-1,83 (m, 4H, 2 CH2) ; 1,43 (s, 9H, tBu) ; 0,79-1,09 (m, 3H, CH3).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 172,1 (C, C=O) ; 158,1 (C, C=O) ; 140,0 (C, CHarom) ; 137,5(C, CHarom) ; 136,2 (C, CHarom) ; 129,5 (CH, 2 CHarom) ; 129,0 (CH, 2 CHarom) ; 128,4 (CH, 2CHarom) ; 127,4 (CH, C17) ; 126,9 (CH, 2 CHarom) ; 80,1 (C, C4) ; 65,3 (CH, C22) ; 56,0 (CH,C6) ; 54,6 (CH2) ; 48,9 (CH2) ; 41,2 (CH2) ; 38,5 (CH2) ; 30,5 (CH2) ; 28,0 (CH3, C1, C2 et C3); 24,1 (CH2) ; 14,6 (CH3, C27).
tert-butyl [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-oxo-2-(4-pyrimidin-2-ylpipérazin-1-yl)éthyl]carbamate (75)
Formule brute : C28H38N5O3Masse molaire : 487,61g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’acide et d’amine en présence
de BOP en utilisant de l’acide 2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-3-biphényl-4-ylpropanoïque 51
(0,75 g, 2,19 mmol), de la 2-pipérazin-1-ylpyrimidine (0,39 g, 1,05 éq.), de la N-
méthylmorpholine (0,27 mL, 1,1 éq.) et du BOP (1,08 g, 1,1 éq.). Obtention d’une huile
incolore (0,87 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate d’éthyle/hexane 1/1).
Rendement : 80 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 8,23 (d, J= 4,1 Hz, 2H, 2 Harom) ; 7,20-7,61 (m, 9H, 9Harom) ; 6,47 (t, J= 4,7 Hz, 1H, Harom) ;5,57 (d, J= 8,3 Hz, 1H, NH) ; 4,91 (q, J= 8,1 Hz et 14,6Hz, 1H, CH) ; 3,51-3,92 (m, 3H, CH2 et 1H de CH2) ; 3,34-3,47 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 2,97-3,23 (m, 4H, 2 CH2) ; 1,43 (s, 9H, tBu).
NH
N
OO
O N N
N1
2
3
4
5 6
78
910 11
121314
1516 17
1819
20
2122
23 2425
2627
28
271
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 171,0 (C, C=O) ; 162,3 (C, C25) ; 158,3 (CH, C26 etC28) ;156,0 (C, C=O) ; 140,2 (CH, 2 CHarom) ; 137,8 (CH, 2 CHarom) ; 136,7 (CH, 2 CHarom) ;130,1 (CH, 2 CHarom) ; 129,8 (CH, 2 CHarom) ; 129,0 (CH, 2 CHarom) ; 128,6 (CH, 2 CHarom) ;127,4 (CH, C17) ; 126,8 (CH, 2 CHarom) ; 111,2 (C, C27) ; 79,6 (C, C4) ; 55,0 (CH, C6) ; 44,0 (2CH2) ; 43,7 (CH2) ; 43,2 (CH2) ; 38,2 (CH2) ; 28,1 (CH3, C1, C2 et C3).
Ditrifluoroacétate de [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-(4-méthylpipérazin-1-yl)-2-oxoéthyl]amine (76)
Formule brute : C24H27F6N3O5Masse molaire : 551,49 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection d’amine protégée par un
Boc par de l’acide trifluoroacétique en utilisant du tert-butyl [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-(4-
méthylpipérazin-1-yl)-2-oxoéthyl]-carbamate 71 (0,60 g, 1,23 mmol). Obtention d’un solide
légèrement beige (0,74 g).
Rendement : 97%
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,18-7,67 (m, 9H, 9 Harom) ; 4,82-4,95 (m, 1H, CH) ; 3,65-3,81 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 3,40-3,59 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 3,30-3,38 (m, 1H, 1 H de CH2) ;3,19-3,27 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 2,92-3,17 (m, 2H, 2 H de CH2) ; 2,30-2,41 (m, 1H, 1 H deCH2) ; 2,11-2,28 (m, 2H, CH2) ; 2,19 (s, 3H, Me) ; 1,69-1,85 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 1,49 (s,9H, tBu)
{[((1-biphényl-4-yl)-2-oxo-2-(4-méthylpipérazin-1-yl)éthyl)amino]méthyl}phosphonatede diméthyle (77)
Formule brute : C23H32N3O4PMasse molaire : 445,50 g/mol
NH2N
O
N
2 TFA,
NH
N
O
N
PO
OO
272
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’amine sur un triflate en
utilisant du ditrifluoroacétate de [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-(4-méthylpipérazin-1-yl)-2-
oxoéthyl]amine 76 (0,74 g, 1,33 mmol), de la diisopropyléthylamine (0,72 mL, 3 éq.) et du
trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate de diméthyle 33 (0,44 g, 1,2 éq.). Obtention
d’une huile incolore (0,27 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate
d’éthyle/méthanol/triéthylamine 95/5/3).
Rendement : 46 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,12-7,62 (m, 9H, 9 Harom) ; 3,98-4,07 (m, 1H, CH) ; 3,60 (d,J= 11,5 Hz, 6H, 2 OMe) ; 3,21-3,58 (m, 4H, 2 CH2) ; 2,67-3,18 (m, 6H, 3 CH2) ; 2,08-2,40(m, 2H, CH2) ; 2,11 (s, 3H, Me).
RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 24,3
Tri-trifluoroacétate de [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-{4-[4-(2-méthoxyphényl)pipérazin-1-yl]butyl}amino-2-oxoéthyl]amine (78)
Formule brute : C36H41F9N4O8Masse molaire : 828,74 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection d’amine protégée par un
Boc par de l’acide trifluoroacétique en utilisant du tert-butyl [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-{4-
[4-(2-méthoxyphényl)-pipérazin-1-yl]-butyl}-amino-2-oxoéthyl]-carbamate 72 (0,9 g, 1,53
mmol). Obtention d’un solide légèrement beige (1,23 g).
Rendement : 97%
RMN 1H (200 MHz, MeOD) δ : 7,23-7,67 (m, 9H, 9 Harom) ; 6,80-7,06 (m, 4H, 4 Harom) ;4,30-4,37 (m, 1H, CH) ; 3,87 (s, 3H, OMe) ; 2,99-3,37 (m, 8H, 4 CH2) ; 2,51-2,75 (m, 4H, 2CH2) ; 2,20-2,38 (m, 2H, CH2) ; 1,27-1,63 (m, 4H, 2 CH2).
NH2NH
ON
N
O
3TFA,
273
4{[1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-oxo-2-{4-[4-(2-méthoxyphényl)pipérazin-1-yl]butyl}aminoéthyl]amino}méthylphosphonate de diméthyle (79)
Formule brute : C33H45N4O5PMasse molaire : 608,72 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’amine sur un triflate en
utilisant du tri-trifluoroacétate de [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-{4-[4-(2-méthoxyphényl)-
pipérazin-1-yl]-butyl}-amino-2-oxoéthyl]-amine 78 (1 g, 1,21 mmol), de la
diisopropyléthylamine (0,86 mL, 4 éq.) et du trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate
de diméthyle 33 (0,41 g, 1,2 éq.). Obtention d’une huile incolore (0,34 g) après
chromatographie sur colonne de silice (acétate d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 46 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,23-7,72 (m, 9H, 9 Harom) ; 6,79-7,17 (m, 4H, 4 Harom) ;6,60 (t, J= 5,2 Hz, 1H, NH) ; 5,42 (d, J= 7,6 Hz, 1H, NH) ; 4,30-4,39 (m, 1H, CH) ; 3,83 (s,3H, OMe) ; 2,80-3,62 (m, 16H, 8 CH2) ; 1,10-1,78 (m, 4H, 2 CH2).
Ditrifluoroacétate de [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-(4-phénylpipérazin-1-yl)-2-oxoethyl]amine (80)
Formule brute : C29H29F6N3O5Masse molaire : 613,56 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection d’amine protégée par un
Boc par de l’acide trifluoroacétique en utilisant du tert-butyl [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-(4-
NH
NH
ON
N
O
POO
O
NH2N
O
N
2 TFA,
274
phénylpipérazin-1-yl)-2-oxoéthyl]-carbamate 73 (0,5 g, 1,03 mmol). Obtention d’un solide
légèrement beige (0,62 g).
Rendement : 99%
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ :7,10-7,68 (m, 11 H, 11 Harom) ; 6,70-7,03 (m, 3H, 3 Harom) ;4,15-4,36(m, 1H, CH) ; 3,55-3,88 (m, 2H, CH2) ; 3,23-3,54 (m, 8H, 4 CH2).
{[((1-biphényl-4-yl)-2-oxo-2-(4-phénylpipérazin-1-yl)éthyl)amino]méthyl}phosphonatede diméthyle (81)
Formule brute : C28H34N3O4PMasse molaire : 507,57 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’amine sur un triflate en
utilisant du ditrifluoroacétate de [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-(4-phénylpipérazin-1-yl)-2-
oxoéthyl]-amine 80 (0,57 g, 0,93 mmol), de la diisopropyléthylamine (0,49 mL, 3 éq.) et du
trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate de diméthyle 33 (0,32 g, 1,2 éq.). Obtention
d’une huile incolore (0,20 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate
d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 43 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,18-7,58 (m, 11H, 11 Harom) ; 6,61-6,93 (m, 3H, 3 Harom) ;3,86-4,00 (m, 1H, CH) ; 3,76 (d, J= 11,2 Hz, 6H, 2 OMe) ; 3,38-3,69 (m, 2H, CH2) ; 3,00-3,31 (m, 4H, CH2) ; 2,78-2,98 (m, 4H, 2 CH2) ; 2,20-2,33 (m, 2H, CH2).
NH
N
O
N
PO
OO
275
Ditrifluoroacétate de [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-{[(1-éthylpyrrolidin-2-yl)méthyl]amino}-2-oxoéthyl]amine (82)
Formule brute : C26H31F6N3O5Masse molaire : 579,74 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection d’amine protégée par un
Boc par de l’acide trifluoroacétique en utilisant du tert-butyl [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-{[(1-
éthylpyrrolidin-2-yl)méthyl]amino}-2-oxoéthyl]carbamate 74 (0,6 g, 1,33 mmol). Obtention
d’un solide légèrement beige (0,70 g).
Rendement : 91%
RMN 1H (200 MHz, MeOD) δ : 7,23-7,69 (m, 9H, 9 Harom) ; 4,34-4,51 (m, 1H, CH) ; 3,36-3,58 (m, 1H, CH) ; 2,88-3,23 (m, 4H, 2 CH2) ; 2,39-2,77 (m, 2H, CH2) ; 1,95-2,20 (m, 2H,CH2) ; 1,48-1,87 (m, 4H, 2 CH2) ; 1,00-1,21 (m, 3H, CH3).
{[1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-{[(1-éthylpyrrolidin-2-yl)méthyl]amino}-2-oxoéthyl]amino}méthylphosphonate de diméthyle (83)
Formule brute : C25H36N3O4PMasse molaire : 473,56 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’amine sur un triflate en
utilisant du ditrifluoroacétate de [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-{[(1-éthylpyrrolidin-2-
yl)méthyl]-amino}-2-oxoéthyl]-amine 82 (0,6 g, 1,04 mmol), de la diisopropyléthylamine
(0,55 mL, 3 éq.) et du trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate de diméthyle 33 (0,34 g,
1,2 éq.). Obtention d’une huile incolore (0,25 g) après chromatographie sur colonne de silice
(acétate d’éthyle/méthanol/triéthylamine 95/5/3).
NH2NH
O
N2 TFA,
NH
NH
OP NO
OO
276
Rendement : 51 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,11-7,67 (m, 9H, 9 Harom) ; 3,73 (d, J= 10,5 Hz, 3H, OMe) ;3,72 (d, J= 10,5 Hz, 3H, OMe) ; 3,42-3,63 (m, 2H, 2 CH) ; 2,68-3,32 (m, 6H, 3 CH2) ; 2,02-2,31 (m, 2H, CH2) ; 1,21-1,95 (m, 6H, 3 CH2) ; 1,07 (dt, J= 2,5 Hz et 7,1 Hz, 3H, Me).
Ditrifluoroacétate de [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-oxo-2-(4-pyrimidin-2-ylpipérazin-1-yl)éthyl]amine (84)
Formule brute : C27H27F6N5O5Masse molaire : 615,54 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection d’amine protégée par un
Boc par de l’acide trifluoroacétique en utilisant du tert-butyl [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-oxo-
2-(4-pyrimidin-2-ylpipérazin-1-yl)-éthyl]-carbamate 75 (0,80 g, 1,64 mmol). Obtention d’un
solide légèrement beige (0,96 g).
Rendement : 95%
RMN 1H (200 MHz, MeOD) δ : 8,20-8,31 (m, 2H, 2 Harom) ; 7,20-7,61 (m, 9H, 9 Harom) ;6,45-6,53 (m, 1H, Harom) ; 4,82-4,98 (m, 1H, CH) ; 3,67-3,99 (m, 2H, CH2) ; 3,34-3,56 (m,2H, CH2) ; 3,01-3,27 (m, 4H, 2 CH2).
{[1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-oxo-2-(4-pyrimidin-2-ylpipérazin-1-yl)éthyl]amino}méthyl-phosphonate de diméthyle (85)
Formule brute : C26H32N5O4PMasse molaire : 509,55 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’amine sur un triflate en
utilisant du ditrifluoroacétate de [1-(biphényl-4-ylméthyl)-2-oxo-2-(4-pyrimidin-2-
NH2N
O
N N
N
2 TFA,
NH
N
O
N
PO
OO
N
N
277
ylpipérazin-1-yl)éthyl]amine 84 (0,90 g, 1,46 mmol), de la diisopropyléthylamine (0,78 mL, 3
éq.) et du trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate de diméthyle 33 (0,48 g, 1,2 éq.).
Obtention d’une huile incolore (0,36 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate
d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 48 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 8,27 (d, J= 4,1 Hz, 2H, 2 Harom) ; 7,23-7,61 (m, 9H, 9Harom) ;6,47 (t, J= 4,7 Hz, 1H, 1 Harom) ; 5,57 (d, J=8,3 Hz, 1H, NH) ; 4,13 (t, J= 6,6 Hz, 1H,CH) ; 3,79 (d, J= 10,4 Hz, 3H, OMe) ; 3,78 (d, J= 10, 4 Hz, 3H, OMe) ; 3,32-3,72 (m, 6H, 3CH2) ; 3,01-3,23 (m, 4H, 2 CH2) ; 2,61-2,97 (m, 2H, CH2).
3-biphényl-4-yl-2-[( tert-butoxycarbonyl)(méthyl)amino]propanoate de méthyle (86)
Formule brute : C22H27NO4Masse molaire : 369,46 g/mol
Une solution de 2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-3-biphényl-4-ylpropanoate de
méthyle 50 (1 g, 2,81 mmol) et d’iodure de méthyle (0,36 mL, 2 éq.) dans du
diméthylformamide (10 mL) est agitée à 0°C. De l’hydrure de sodium est ajouté (0,15 g, 1,3
éq.) par portion. Une fois cet ajout terminé, le milieu réactionnel est agité à T.A pendant 15h.
Il est ensuite hydrolysé par ajout d’une solution de chlorure d’ammonium et le
diméthylformamide est évaporé sous pression réduite. La solution aqueuse obtenue est ensuite
extraite à l’acétate d’éthyle. La phase organique est lavée à l’eau et à la saumure avant d’être
séchée sur sulfate de sodium, filtrée et concentrée sous pression réduite pour conduire à
l’obtention d’une huile légèrement jaune (0,96g).
Rendement : 92 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,30-7,62 (m, 7H, 7 Harom) ; 7,21 (d, J= 8,1 Hz, 2H, 2Harom) ; 4,64 (q, J= 5,5 Hz et 13,3 Hz, 1H, CH) ; 3,75 (s, 3H, OMe) ; 3,05-3,23 (m, 2H, CH2) ;2,45 (s, 3H, Me) ; 1,49 (s, 9H, tBu).
RMN 13C (75 MHz, DMSO-TFA) δ : 172,8 (C, C=O) ; 157,1 (C, C=O) ; 140,1 (C, Carom) ;138,2 (C, Carom) ; 135,0 (C, Carom) ; 130,1 (CH, 2 CHarom) ; 129,1 (CH, 2 CHarom) ; 128,6 (CH,
NO
OO
O1
23
4
5
6
7
89
1011 12
1314
15 1617
1819
20
2122
278
2 CHarom) ; 127,5 (CH, C18) ; 126,9 (CH, 2 CHarom) ; 81,1 (C, C4) ; 58,2 (CH, C7) ; 52,0 (CH3,C22) ; 35,4 (CH2, C8) ; 31,2 (CH3, C6) ; 28,0 (CH3, C1, C2 et C3).
Trifluoroacétate de 3-biphényl-4-yl-2-(méthylamino)propanoate de méthyle (87)
Formule brute : C19H20F3NO4Masse molaire : 383,37 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection d’amine protégée par un
Boc par de l’acide trifluoroacétique en utilisant du 3-biphényl-4-yl-2-[( tert-
butoxycarbonyl)(méthyl)-amino]-propanoate de méthyle 86 (0,96 g, 2,60 mmol). Obtention
d’un solide légèrement beige (0,96 g).
Rendement : 96%
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,20-7,64 (m, 9H, 9 Harom) ; 3,71 (s, 3H, OMe) ; 3,50 (t, J=7,2 Hz, 1H, CH) ; 2,98-3,03 (m, 2H, CH2) ; 2,40 (s, 3H, Me).
3-biphényl-4-yl-2-[[(diméthoxyphosphoryl)méthyl](méthyl)amino]propanoate deméthyle (88)
Formule brute : C20H26NO5PMasse molaire : 391,41 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’amine sur un triflate en
utilisant du trifluoroacétate de 3-biphényl-4-yl-2-(méthylamino)propanoate de méthyle 87
(0,90 g, 2,35 mmol), de la diisopropyléthylamine (0,83 mL, 2 éq.) et du
trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate de diméthyle 33 (0,79 g, 1,2 éq.). Obtention
d’une huile incolore (0,40g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate
d’éthyle/hexane 75/25).
NHO
OTFA,
NO
OPO
OO
1
2
3
4
5
67
89 10
1112
13 1415
16
1718
1920
279
Rendement : 43 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,49-7,63 (m, 4H, 4 Harom) ; 7,38-7,48 (m, 2H, 2 Harom) ;7,22-7,37 (m, 3H, 3 Harom) ; 3,70-3,75 (m, 1H, CH) ; 3,68 (d, J= 10,6 Hz, 6H, 2 OMe(-P)) ;3,67 (s, 3H, OMe) ; 2,91-3,24 (m, 4H, 2 CH2) ; 2,57 (s, 3H, Me).
RMN 13C (75 MHz, DMSO-TFA) δ : 173,7 (C, C=O) ; 142,0 (C, Carom) ; 139,9 (C, Carom) ;135,8 (C, Carom) ; 130,0 (CH, 2 CHarom) ; 129,1 (CH, 2 CHarom) ; 128,4 (CH, 2 CHarom) ; 127,6(CH, C16) ; 127,1 (CH, 2 CHarom) ; 62,3 (CH, C5) ; 53,5-53,1 (CH3, C1 et C2) ; 51,6 (CH3, C20); 48,4- 45,0 (CH2, C3) ; 45,6-45,4 (CH3, C4) ; 33,0 (CH2, C6).
3-biphényl-4-yl-2-[( tert-butoxycarbonyl)(benzyl)amino]propanoate de méthyle (89)
Formule brute : C28H31NO4Masse molaire : 445.56 g/mol
Une solution de 2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-3-biphényl-4-ylpropanoate de
méthyle 50 (1 g, 2,81 mmol) et de bromure de benzyle (0,70 mL, 2 éq.) dans du
diméthylformamide (10 mL) est agitée à 0°C. De l’hydrure de sodium est ajouté (0,15 g, 1,3
éq.) par portion. Une fois cet ajout terminé, le milieu réactionnel est agité à T.A pendant 15h.
Il est ensuite hydrolysé par ajout d’une solution de chlorure d’ammonium et le
diméthylformamide est évaporé sous pression réduite. La solution aqueuse obtenue est ensuite
extraite à l’acétate d’éthyle. La phase organique est lavée à l’eau et à la saumure avant d’être
séchée sur sulfate de sodium, filtrée et concentrée sous pression réduite pour conduire à
l’obtention d’une huile légèrement jaune (1,22 g).
Rendement : 97 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,05-7,72 (m, 14H, 14 Harom) ; 3,93-4,63 (m, 3H, CH etCH2(-Ph)) ; 3,67 (s, 3H, OMe) ; 3,10-3,45 (m, 2H, CH2) ;1,51 (s, 9H, tBu).
RMN 13C (75 MHz, DMSO-TFA) δ : 172,1 (C, C=O) ; 156,2 (C, C=O) ; 140,0 (C, Carom) ;139,1 (C, Carom) ; 138,0 (C, Carom) ; 135,1 (C, Carom) ; 129,5 (CH, 2 CHarom) ; 129,1 (CH, 2CHarom) ; 128,8 (CH, 2 CHarom) ; 128,5 (CH, 2 CHarom) ; 127,6 (CH, C24) ; 127,2 (CH, C10) ;
NO
OO
O1
23
45
678
9 10
11
1213
14 15 16 17
18
1920
2122
23
25
24
26
2728
280
126,9 (CH, 2 CHarom) ; 126,8 (CH, 2 CHarom) ; 79,9 (C, C4) ; 58,7 (CH, C13) ; 52,1 (CH3, C28) ;50,0 (CH2, C6) ; 36,2 (CH2, C14) ; 28,3 (CH3, C1, C2 et C3).
Trifluoroacétate de 3-biphényl-4-yl-2-(benzylamino)propanoate de méthyle (90)
Formule brute : C25H24F3NO4Masse molaire : 459,47 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection d’amine protégée par un
Boc par de l’acide trifluoroacétique en utilisant du 3-biphényl-4-yl-2-[( tert-
butoxycarbonyl)(benzyl)-amino]-propanoate de méthyle 89 (1,22 g, 2,74 mmol). Obtention
d’un solide légèrement beige (1,18 g).
Rendement : 94%
RMN 1H (200 MHz, MeOD) δ : 7,23-7,75 (m, 14H, 14 Harom) ; 3,90-3,98 (m, 1H, CH) ; 3,76(s, 3H, OMe) ; 3,63-3,72 (m, 2H, CH2) ; 3,06-3,12 (m, 2H, CH2).
3-biphényl-4-yl-2-[[(diméthoxyphosphoryl)méthyl](benzyl)amino]propanoate deméthyle (91)
Formule brute : C26H30NO5PMasse molaire : 467,51 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’amine sur un triflate en
utilisant du trifluoroacétate de 3-biphényl-4-yl-2-(benzylamino)propanoate de méthyle 90 (1,1
g, 2,40 mmol), de la diisopropyléthylamine (0,85 mL, 2 éq.) et du
NHO
OTFA,
NO
OPO
OO
1
2
3
45
6
7 8
910
11
1213
14 15 16
1718
19 2021
2223
24
2526
281
trifluorométhylsulfonyloxymethylphosphonate de diméthyle 33 (0,79 g, 1,2 éq.). Obtention
d’une huile incolore (0,54g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate
d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 48 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,04-7,52 (m, 14H, 14 Harom) ; 4,06 (d, J=13,7 Hz, 1H, 1 Hde CH2-P) ; 3,91 (t, J= 7,5 Hz, 1H, 1 H de CH2-P) ; 3,57 (s, 3H, OMe) ; 3,55 (d, J=10,7 Hz,3H, OMe-P) ; 3,48 (d, J= 10,7 Hz, 3H, OMe-P) ; 2,90-3,31 (m, 4H, 2 CH2).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 172,8 (C, C=O) ; 141,4 (C, Carom) ; 140,2 (C, Carom) ; 139,9(C, Carom) ; 136,1 (C, Carom) ; 131,5 (CH, 2 CHarom) ; 130,0 (CH, 2 CHarom) ; 129,1 (CH, 2CHarom) ; 128,6 (CH, 2 CHarom) ; 128,1 (CH, 2 CHarom) ; 127,5 (CH, C22) ; 127,2 (CH, C8) ;127,0 (CH, 2 CHarom) ; 63,1 (CH, C11) ; 58,0 (CH2, C4) ; 53,6-53,2 (CH3, C1 et C2) ; 51,5(CH3, C26) ; 47,3-44,1 (CH2, C3) ; 33,6 (CH2, C12).
2-(acétylamino)-3-biphényl-4-ylpropanoate de méthyle (92)
Formule brute : C18H19NO3Masse molaire : 297,36 g/mol
Le chlorhydrate du 2-amino-3-biphényl-4-yl-propanoate de méthyle 45 (2,04g, 7,0
mmol) est mis en suspension dans du dichlorométhane (20mL). Cette suspension est alors
refroidie à 0°C avant l’ajout de triéthylamine (2,9mL, 3,5 éq.). La solution obtenue est agitée
à T.A et de l’anhydride acétique (0,73 mL, 1,1 éq.) est ajoutée goutte à goutte. Une fois
l’addition terminée, la solution est remise à T.A et agitée 10 h. Le milieu réactionnel est alors
repris dans de l’acétate d’éthyle avant d’être lavé par une solution d’acide chlorhydrique 1N,
de l’eau, de la soude 1N, à nouveau de l’eau et enfin de la saumure. La phase organique est
alors séchée sur sulfate de sodium avant d’être concentrée sous pression réduite. Le résidu
obtenu est trituré dans l’éther pour conduire après filtration et séchage à un solide blanc (1,98
g).
Rendement : 95 %
NH
O
O
O
12
3
456
7
89
10
1112
1314
1516
1718
282
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,25-7,70 (m, 9H, 9 Harom) ; 4,73 (q, J= 6Hz et 8,9 Hz, 1H,CH) ; 3,74 (s, 3H, OMe) ; 3,18-3,40 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 2,99-3,07 (m, 1H, 1 H de CH2) ;1,96 (s, 3H, CH3).
RMN 13C (75 MHz, MeOD) δ : 172,1 (C, C=O) ; 171,2 (C, C=O) ; 140,1 (C, Carom) ; 183,5(C, Carom) ; 135,3 (C, Carom) ; 130,1 (CH, 2 CHarom) ; 129,3 (CH, 2 CHarom) ; 127,4 (CH, C14) ;127,0 (CH, 2 CHarom) ; 126,8 (CH, 2 CHarom) ; 55,0 (CH, C3) ; 51,6 (CH3, C1) ; 38,5 (CH2, C4); 23,5 (CH3, C18).
Acide 2-(acétylamino)-3-biphényl-4-ylpropanoïque (93)
Formule brute : C17H17NO3Masse molaire : 283,33 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de saponification d’ester par de la soude 1N
en utilisant du 2-(acétylamino)-3-biphényl-4-ylpropanoate de méthyle 92 (1,90 g, 6,39 mmol)
et de la soude (1N, 7,7 mL, 1,2 éq.). Obtention d’une huile légèrement jaune (1,63 g).
Rendement : 90 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,25-7,67 (m, 9H, 9 Harom) ; 4,69-4,73 (m, 1H, CH) ; 3,23-3,33 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 2,97-3,06 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 1,95 (s, 3H, CH3).
{[2-(acétylamino)-3-biphényl-4-ylpropanoyl]amino}acétate de méthyle (94)
Formule brute : C20H22N2O4Masse molaire : 354,41 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’acide et d’amine en présence
de BOP en utilisant de l’acide 2-(acétylamino)-3-biphényl-4-ylpropanoïque 93 (1 g, 3,53
mmol), du chlorhydrate du glycinate de méthyle 42 (0,44 g, 1,05 éq.), de la N-
NH
OH
O
O
NH
O
OO
NH
O
283
méthylmorpholine (1,14 mL, 2,1 éq.) et du BOP (2,35 g, 1,1 éq.). Obtention d’une huile
incolore (1,06 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate d’éthyle/hexane 9/1).
Rendement : 85 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,23-7,62 (m, 9H, 9 Harom) ; 6,53 (t, J=5 Hz, 1H, NH(-CH2)) ; 6,26 (d, J= 8,1 Hz, 1H, NH(-CH)) ; 4,78 (q, J= 7,1 Hz et 14,3 Hz, 1H, CH) ; 3,98 (dd,J= 5,3 Hz et 12,1 Hz, 2H, CH2) ; 3,72 (s, 3H, OMe) ; 3,13 (d, J= 7,1 Hz, 2H, CH2) ; 2,00 (s,3H, Me).
2-(acétylamino)-3-biphényl-4-yl-N-[2-(benzyloxyamino)-2-oxoéthyl]propanamide (95)
Formule brute : C26H27N3O4Masse molaire : 445,52 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’acide et d’amine en présence
de BOP en utilisant de l’acide {[2-(acétylamino)-3-biphényl-4-ylpropanoyl]amino}acétique
21 (0,97 mmol), du chlorhydrate du O-benzylhydroxylamine (0,15 g, 1,05 éq.), de la N-
méthylmorpholine (0,29 mL, 2,1 éq.) et du BOP (0,59 g, 1,1 éq.). Obtention d’une huile
incolore (0,35 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate d’éthyle).
Rendement : 82 %
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,28-7,67 (m, 14H, 14 Harom) ; 4,88 (s, 2H, CH2(-Ph)) ; 4,60-4,66 (m, 1H, CH) ; 3,80 (q, J= 16,2 Hz, 36,8 Hz, 2H, CH2) ; 3,20-3,27 (m, 1H, 1 H de CH2) ;2,92-3,03 (m, 1H, 1 H de CH2) ; 1,97 (s, 3H, Me).
RMN 13C (75 MHz, MeOD) δ : 171,2 (C, C=O) ; 169,9 (C, C=O) ; 169,0 (C, C=O) ; 140,0(C, Carom) ; 139,7 (C, Carom) ; 135,3 (C, Carom) ; 134,6 (C, Carom) ; 130,2 (CH, 2 CHarom) ; 129,0(CH, 2 CHarom) ; 127,4 (CH, C14) ; 127,1 (CH, 2 CHarom) ; 126,7 (CH, 4 CHarom) ; 126,2 (CH,C24) ; 125,7 (CH, 2 CHarom) ; 77,6 (CH2, C20) ; 53,8 (CH, C3) ; 46,1 (CH2) ; 38,5 (CH2); 22,7(CH3, C1).
NH
O
NH
ONH
O
O 123
4 5 6
78
9
10
1112
13 14
15
16
1718
192021
2223
2425 26
284
2-{[2-(acétylamino)-3-biphényl-4-ylpropanoyl]amino}-3-biphényl-4-ylpropanoate deméthyle (96)
Formule brute : C33H32N2O4Masse molaire : 520,63 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’acide et d’amine en présence
de BOP en utilisant de l’acide 2-(acétylamino)-3-biphényl-4-ylpropanoïque 93 (0,5 g, 1,76
mmol), du chlorhydrate du 2-amino-3-biphényl-4-yl-propanoate de méthyle 45 (0,54 g, 1,05
éq.), de la N-méthylmorpholine (0,57 mL, 2,1 équ) et du BOP (1,17 g, 1,1 éq.). Obtention
d’une huile incolore (0,78 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate
d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 85 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,32-7,61 (m, 14H, 14 Harom) ; 7,23 (d, J= 8,1 Hz, 2H, 2Harom) ; 6,95 (d, J= 8,1 Hz, 2H, 2 Harom) ; 6,34 (d, J= 7,8 Hz, 1H, NH) ; 6,07 (d, J= 7,8 Hz, 1H,NH) ; 4,86 (q, J= 6,9 Hz et 14,6 Hz, 1H, CH) ; 4,71 (q, J= 6,9 Hz et 14,6 Hz, 1H, CH) ; 3,71(s, 3H, OMe) ; 2,92-3,18 (m, 4H, 2 CH2) ; 1,98 (s, 3H, Me).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 171,7 (C, C=O) ; 169,8 (C, C=O) ; 169,4 (C, C=O) ; 140,1(C, Carom) ; 139,7 (C, 2 Carom) ; 136,8 (C, Carom) ; 134,9 (C, Carom) ; 134,3 (C, Carom) ; 129,6(CH, 2 CHarom) ; 129,4 (CH, 2 CHarom) ; 129,1 (CH, 4 CHarom) ; 127,5 (CH, C14 et C29) ; 127,2(CH, 2 CHarom) ; 126,8 (CH, 6 CHarom) ; 56,0 (CH) ; 55,6 (CH) ; 53, 0 (CH3, C33) ; 37,8 (CH2); 37,5 (CH2); 22,6 (CH3, C1)
{[(diméthoxyphosphoryl)(phényl)méthyl]amino}acétate de méthyle (97)
Formule brute : C13H20NO5PMasse molaire : 301,28 g/mol
NH
O
OO
NH
O
123
45
67 8
9
10
11
12
13 14
15
16
1718
192021
22 23
2425
26 2728
2930
31
3233
NH
O
OPO
OO
285
A une suspension sous agitation sous atmosphère d’azote de chlorhydrate de glycinate
d’éthyle 24 (2,02 g, 14,5 mmol) dans du dichlorométhane (50 mL) sont ajoutés de la
triéthylamine (2,01 mL, 1 éq.), du benzaldéhyde (1,62 mL, 1,1 éq.) et du sulfate de sodium
(8,33 g, 4 éq.). Le milieu hétérogène est ensuite agité à T.A pendant 1h avant d’être filtré
directement dans un autre ballon sous azote. Le frité utilisé est rincé avec du dichlorométhane
(5 mL). Le filtrat est ensuite refroidi à 0°C avant l’ajout de triméthylphosphite (2,73 mL, 1,6
éq.) et de BF3.OEt2 (2 mL, 1,1 éq.). La solution obtenue est alors agitée à T.A pendant 14 h
avant d’être diluée avec du dichlorométhane et lavée à l’eau, puis séchée sur sulfate de
sodium, filtrée et concentrée sous pression réduite. L’huile jaune obtenue est purifiée par
chromatographie sur colonne de silice (Acétate d’éthyle/hexane 8/2) pour donner une huile
incolore (1,80 g).
Rendement : 41%
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,27-7,52 (m, 5H, 5 Harom) ; 4,14 (q, J= 7,1 Hz et 14,4 Hz,2H, OCH2) ; 3,78 (dd, J=2,2 Hz et 11,7 Hz, 1H, CH) ; 3,69 (d, J= 18,8 Hz, 3H, OMe) ; 3,64(d, J= 18,8 Hz, 3H, OMe) ; 3,33 (d, J= 17,4 Hz, 2H, CH2) ; 1,22 (t, J= 7,1 Hz, 3H, Me).
Chlorhydrate de l’acide {[phényl(phosphono)méthyl]amino}acétique (98)
Formule brute : C9H13ClNO5PMasse molaire : 281,63 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection de phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du {[(diméthoxyphosphoryl)(phényl)méthyl]-amino}-acétate
de méthyle 97 (0,5 g, 1,66 mmol). Obtention d’un solide blanc (0,2 g)
Rendement : 43 %
RMN 1H (300 MHz, MeOD) δ : 7,25-7,54 (m, 5H, 5 Harom) ; 3,87-4,01 (m, 1H, CH) ; 3,42 (s,2H, CH2).RMN 13C (75 MHz, MeOD) δ : 170,1 (C, C1) ; 138,7 (C, C4) ; 129,8-129,7 (CH, 2 CHarom) ;129,5-129,3 (CH, 2 CHarom) ; 128,2 (CH, C7) ; 60,2-57,0 (CH, C3) ; 48,0-47,8 (CH2, C2).RMN 31P (121,5 MHz, MeOD) δ : 12,4
NH
OH
OPO
OHOH
HCl
12
3
45
67
8
9
286
{[(diméthoxyphosphoryl)méthyl]amino}acétate de méthyle (99)
Formule brute : C6H14NO5PMasse molaire : 211,16 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’amine sur un triflate en
utilisant du chlorhydrate de glycinate de méthyle 42 (0,5 g, 3,98 mmol), de la
diisopropyléthylamine (1,41 mL, 2 éq.) et du trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate
de diméthyle 33 (1,41 mL, 1,2 éq.). Obtention d’une huile incolore (0,42 g) après
chromatographie sur colonne de silice (acétate d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 50 %
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 3,80 (d, J= 10,6 Hz, 6H, 2 OMe(-P)) ; 3,73 (s, 3H, OMe) ;3,50 (s, 2H, CH2) ; 3,06 (d, J= 12,7 Hz, 2H, CH2(-P)).
Chlorhydrate de l’acide [(phosphonométhyl)amino]acétique (100)
Formule brute : C3H9ClNO5PMasse molaire : 205,54 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection de phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du {[(diméthoxyphosphoryl)méthyl]amino}acétate de
méthyle 99 (0,42 g, 1,99 mmol). Obtention d’un solide blanc (0,15 g)
Rendement : 37 %
RMN 1H (200 MHz, MeOD) δ : 3,58 (s, 2H, CH2) ; 3,11 (d, J= 11,1 Hz, 2H, CH2(-P))
RMN 13C (50 MHz, MeOD) δ : 170,9 (C, C1) ; 54,3-50,2 (CH2, C3) ; 48,8-48,6 (CH2, C2).
RMN 31P (81 MHz, MeOD) δ : 11,9
NH
O
OPO
OO
NH
OH
OPO
OHOH
HCl1
23
287
[(tert-butoxycarbonyl)amino]acétate de méthyle (101)
Formule brute : C8H15NO4Masse molaire : 189,21 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de protection d’amine par un groupement
Boc utilisant du chlorhydrate du glycinate de méthyle 42 (2 g, 15,9 mmol), de la triéthylamine
(4,45 mL, 2 éq.), du di-tert-butyldicarbonate (4,17 g, 1,2 éq.) et de la diméthylaminopyridine
(1 pointe de spatule). Obtention d’une huile incolore (2,5g) après chromatographie sur
colonne de silice (hexane/éther 4/1).
Rendement : 83 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 3,76 (s, 2H, CH2) ; 3,69 (s, 3H, OMe), 1,48 (s, 9H, tBu).
[(tert-butoxycarbonyl)(méthyl)amino]acétate de méthyle (102)
Formule brute : C9H17NO4Masse molaire : 203,24 g/mol
Une solution de [(tert-butoxycarbonyl)amino]acétate de méthyle 101 (2,5 g, 13,2
mmol) et d’iodure de méthyle (1,70 mL, 2 éq.) dans du diméthylformamide (50 mL) est agitée
à 0°C. De l’hydrure de sodium est ajouté (0,70 g, 1,3 éq.) par portion. Une fois cet ajout
terminé, le milieu réactionnel est agité à T.A pendant 15h. Il est ensuite hydrolysé par ajout
d’une solution saturée de chlorure d’ammonium et le diméthylformamide est évaporé sous
pression réduite. La solution aqueuse obtenue est ensuite extraite à l’acétate d’éthyle. La
phase organique est lavée à l’eau et à la saumure avant d’être séchée sur sulfate de sodium,
filtrée et concentrée sous pression réduite pour conduire à l’obtention d’une huile légèrement
jaune (2,39 g).
Rendement : 89 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 3,77 (s, 2H, CH2) ; 3,69 (s, 3H, OMe), 2,45 (s, 3H, Me);1,49 (s, 9H, tBu).
NH
O
O
O
O
NO
O
O
O
288
Trifluoroacétate de (méthylamino)acétate de méthyle (103)
Formule brute : C6H10F3NO4Masse molaire : 217,15 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection d’amine protégée par un
Boc par de l’acide trifluoroacétique en utilisant de [(tert-butoxycarbonyl)-
(méthyl)amino]acétate de méthyle 102 (2,39 g, 11,75 mmol). Obtention d’un solide
légèrement beige (2,45 g).
Rendement : 96%RMN 1H (200 MHz, MeOD) δ : 3,76 (s, 2H, CH2) ; 3,71 (s, 3H, OMe), 2,49 (s, 3H, Me).
[[(Diméthoxyphosphoryl)méthyl](méthyl)amino]acétate de méthyle (104)
Formule brute : C7H16NO5PMasse molaire : 225,18 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de couplage d’amine sur un triflate
en utilisant du trifluoroacétate de (méthylamino)acétate de méthyle 103 (2,45 g, 11,28 mmol),
de la diisopropyléthylamine (4,0 mL, 2 éq.) et du
trifluorométhylsulfonyloxyméthylphosphonate de diméthyle 33 (3,71 g, 1,2 éq.). Obtention
d’une huile incolore (1,12 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate
d’éthyle/méthanol 95/5).
Rendement : 44 %
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 3,81 (s, 3H, OMe) ; 3,73 (d, J= 11Hz, 6H, 2 OMe) ; 3,50 (s,2H, CH2) ; 3,10 (d, J= 10,3 Hz, 2H, CH2(-P)) ; 2,57 (s, 3H, Me).
Chlorhydrate de l’acide [méthyl(phosphonométhyl)amino]acétique (105)
Formule brute : C4H11ClNO5PMasse molaire : 219,56 g/mol
NHO
OTFA,
NO
OPO
OO
NOH
OPO
OHOH
HCl 12
3
4
289
Composé obtenu selon le mode opératoire de déprotection de phosphonate en milieu
acide chlorhydrique en utilisant du [[(diméthoxyphosphoryl)méthyl](méthyl)amino]-acétate
de méthyle 104 (0,42 g, 1,99 mmol). Obtention d’un solide blanc (0,15 g).
Rendement : 37 %
RMN 1H (200 MHz, MeOD) δ : 3,56 (s, 2H, CH2) ; 3,13 (d, J= 10,3 Hz, 2H, CH2(-P)) ; 2,55(s, 3H, Me)
RMN 13C (50 MHz, MeOD) δ : 172,7 (C, C1) ; 56,8-53,6 (CH2, C4) ; 56,2-56,1 (CH2, C2) ;46,4-46,1 (CH3, C3).
RMN 31P (81 MHz, MeOD) δ : 9,8
Benzyloxycarbonylaminophénylméthylphosphonate de diméthyle (106)
Formule brute : C17H20NO5PMasse molaire : 349,33 g/mol
Méthode A :
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du benzaldéhyde (0,31 g, 2,92 mmol), du
diméthylphosphite (0,27 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,44 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,37 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (0,87 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 1/1 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 85 %
Méthode B :
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du benzaldéhyde (0,31 g, 2.92 mmol), du
triméthylphosphite (0,35 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,45 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,45 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (0,87 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 85 %
P NH
OO
OO
O1
2
3
4
7
5
68
9
10
11
1213
1415
1617
290
Méthode C :
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant de benzaldéhyde (0,31 g, 2.92 mmol), du
triméthylphosphite (0,35 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,45 g, 1 éq.) et du TiCl4 en
solution normale dans le dichlorométhane (3,5 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (0,84
g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate
d’éthyle pur).
Rendement : 82 %
Point de fusion : 121-124°C
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,26-7,52 (m, 10H, 10 Harom) ; 5,23 (d, J= 9,4 Hz, 1H,CH) ;5,11 (d, J= 10,9 Hz, 2H, CH2) ; 3,74 (d, J= 10,5 Hz, 3H, OMe) ; 3,50 (d, J= 10,5 Hz, 3H,OMe).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 146,2 (C, C10) ; 138,1-137,9 (C, C4) ; 135,1 (C, C12) ; 129,9-129,6 (CH, 2 CHarom) ; 129,5 (CH, C7) ; 129,4-129,2 (CH, 2 CHarom) ; 128,6 (CH, 2 CHarom) ;128,2 (CH, 2 CHarom et C15) ; 65,6 (CH2, C11) ; 55,8-52,5 (CH, C3) ; 54,0-53,6 (CH3, C1 et C2).
RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 25,0
Benzyloxycarbonylamino-(4-méthylphényl)méthylphosphonate de dimethyle (107)
Formule brute : C18H22NO5PMasse molaire : 363,35 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant de 4-méthylbenzaldéhyde (0,35 mL, 3,0 mmol), du
diméthylphosphite (0,28 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,45 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,42 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (0,83 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 1/1 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 76 %Point de fusion : 113-115°C
P NH
OO
OO
O1
2
3
45
678
9
10
11
12
1314
1516
1718
291
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,22-7,51 (m, 9H, 9 Harom) ; 5,72 (sl, 1H, NH) ; 5,13 (m, 3H,CH2 et CH) ; 3,76 (d, J= 10,6 Hz, 3H, OMe) ; 3,53 (d, J= 10,6 Hz, 3H, OMe) ; 2,35 (s, 3H,Me).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 153,7 (C, C11) ; 138,9 (C, C7) ; 135,3 (C, C13) ; 135,1-134,9(C, C4) ; 129,7-129,6 (CH, 2 CHarom) ; 129,7-129,5 (CH, 2 CHarom) ; 128,6 (CH, 2 CHarom) ;128,1 (CH, 2 CHarom et C16) ; 66,2 (CH2, C12) ; 56,1-52,8 (CH, C3) ; 54,2-53,8 (CH3, C1 et C2);21,3 (CH3, C10).
RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 24,6
Benzyloxycarbonylamino-(3,4-dichlorophényl)méthylphosphonate de diméthyle (108)
Formule brute : C17H18Cl2NO5PMasse molaire : 418,22 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 3,4-dichlorobenzaldéhyde (0,52 g, 3,0 mmol), du
diméthylphosphite (0,28 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,45 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,42 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (0,98 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 1/1 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 78 %Point de fusion : 93-95°C
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,27-7,52 (m, 8H, 8 Harom) ; 5,88 (sl, 1H, NH) ; 5,11 (m, 3H,CH2 et CH) ; 3,78 (d, 3H, J= 11,0 Hz, 3H, OMe) ; 3,62 (d, J= 11,0 Hz, 3H, OMe).
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 155,2 (C, C10) ; 136,0-135,7 (C, C4) ; 135,4 (C, C12) ; 134,1(C, C7) ; 132,8-132,7 (C, C6) ; 132,1-132,0 (CH, CHarom) ; 130,1-129,9 (CH, CHarom) ; 129,5-129,3 (CH, CHarom) ; 128,5 (CH, 2 CHarom) ; 128,2 (CH, 2 CHarom et C15) ; 66,1 (CH2, C11) ;58,1-54,9 (CH, C3) ; 54,2-53,9 (CH3, C1 et C2).
RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 24,8
P NH
OO
OO
O
ClCl
1
2
3
456
78
9
10
11
1213
1415
1617
292
Benzyloxycarbonylamino-(3,4-diméthoxyphényl)méthylphosphonate de diméthyle (109)
Formule brute : C19H24NO7PMasse molaire : 409,38 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 3,4-diméthoxybenzaldéhyde (0,83 g, 5,0 mmol), du
diméthylphosphite (0,46 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,76 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,69 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (1,6 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 1/1 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 79 %Point de fusion : 126-129°C
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,28-7,39 (m, 5H, 5 Harom) ; 6,81-7,07 (m, 3H, 3 Harom) ;5,85 (d, J= 6,0 Hz, 1H, NH) ; 5,05-5,23 (m, 3H, CH2 et CH) ; 3,90 (s, 6H, 2 OMe(-Ph)) ; 3,76(d, J= 10,5 Hz, 3H, OMe(-P)) ; 3,53 (d, J= 10,5 Hz, 3H, OMe(-P)) .
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 155,1 (C, C12) ; 150,8 (C, C7) ; 150,6-150,5 (C, C6) ; 135,5(C, C14) ; 134,7-134,4 (C, C4); 128,5 (CH, 2 CHarom) ; 128,1 (CH, 2 CHarom et C17) ; 122,2-122,0 (CH, CHarom) ; 116,9-166,7 (CH, CHarom) ; 115,0-114,9 (CH, CHarom) ; 66,0 (CH2, C13) ;58,0-54,7 (CH, C3) ; 56,2 (CH3) ; 56,0 (CH3) ; 54,1-53,9 (CH3, C1 et C2).
RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 25,8
Benzyloxycarbonylamino-(4-cyanophényl)méthylphosphonate de diméthyle (110)
Formule brute : C19H24NO7PMasse molaire : 409,38 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 4-formylbenzonitrile (0,24 g, 1,8 mmol), du
diméthylphosphite (0,17 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,27 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
P NH
OO
OO
O
OO
1
2
3
456
78
9
10
11
12
13
1415
1617
1819
P NH
OO
OO
O
N
1
2
3
45
678
9
10
11
12
1314
1516
1718
293
(0,27 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (0,52 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 1/1 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 70 %Point de fusion : 125-127°C
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,25-7,53 (m, 9H, 9 Harom) ;6,01 (sl, 1H, NH) ; 5,07-5,22 (m,3H, CH2 et CH) ; 3,76 (d, J= 10,7 Hz, 3H, OMe) ; 3,53 (d, J= 10,7 Hz, 3H, OMe).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 155,0 (C, C11) ; 142,0-141,8 (C, C4) ; 136,1 (C, C13) ; 134,2-134,1 (CH, 2 CHarom) ; 130,9-130,7 (CH, 2 CHarom) ; 128,4 (CH, 2 CHarom) ; 128,1 (CH, 2CHarom et C16) ; 118,8 (C, C10) ; 112,7 (C, C7) ; 66,0 (CH2, C12) ; 57,0-53,7 (CH, C3) ; 54,2-53,9 (CH3, C1 et C2).RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 26,2
Benzyloxycarbonylamino-(2,4-diméthoxyphényl)méthylphosphonate de diméthyle (111)
Formule brute : C19H24NO7PMasse molaire : 409,38 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 2,4-diméthoxybenzaldéhyde (0,50 g, 3,0 mmol), du
diméthylphosphite (0,28 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,45 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,42 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (0,82 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 1/1 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 67 %Point de fusion : 124-126°C
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,25-7,36 (m, 6H, 6 Harom) ; 6,45-6,53 (m, 2H, 2 Harom) ;5,92 (d, J= 7,3 Hz, 1H, NH) ; 5,46-5,67 (m, 1H, CH) ; 5,04 (d, J= 12,2 Hz, 2H, CH2) ; 3,81 (s,6H, 2 OMe(-Ph)) ; 3,73 (d, J= 10,5 Hz, 3H, OMe(-P)) ; 3,54 3,73 (d, J= 10,5 Hz, 3H, OMe(-P)).
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 163,2-162,9 (C, C5) ; 160,2 (C, C7) ; 155,0 (C, C12) ; 135,4(C, C14) ; 128,6 (CH, 2 CHarom) ; 128,2 (CH, 2 CHarom et C17) ; 112,2-111,9 (C, C4) ; 109,0-108,9(CH, CHarom) ; 100,2-100,0 (CH, CHarom) ; 66,1 (CH2, C13) ; 56,0 (CH3) ; 55,6 (CH3) ;54,2-53,9 (CH3, C1 et C2) ; 49,8-46,6 (CH, C3).
P NH
OO
OO
O
O
O1
2
3
456
78
910
11
12
13
1415
1617
1819
294
RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 25,2
Benzyloxycarbonylamino-(4-méthoxyphenyl)méthylphosphonate de diméthyle (112)
Formule brute : C18H22NO6PMasse molaire : 379,35 g/mol
Méthode A :
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 4-méthoxybenzaldéhyde (0,36 mL, 3,0 mmol), du
diméthylphosphite (0,28 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,45 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,42 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (1,0 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 1/1 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 88 %
Méthode B :
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 4-méthoxybenzaldéhyde (0,23 g, 1,69 mmol), du
triméthylphosphite (0,20 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,26 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,26 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (0,56 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 88 %
Point de fusion : 117-120°C
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,27-7,39 (m, 7H, 7 Harom) ; 6,85-6,93 (m, 2H, 2 Harom) ;5,99 (sl, 1H, NH) ; 5,02-5,23 (m, 3H, CH2 et CH) ; 3,80 (s, 3H, OMe(-Ph)) ; 3,73 (d, J= 10,8Hz, 3H, OMe(-P)) ; 3,50 (d, J= 10,8 Hz, 3H, OMe(-P)).
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 161,5 (C, C7) ; 155,3 (C, C11) ; 135,4 (C, C13) ; 132,4-132,2(C, C4) ; 132,1-131,9 (CH, CHarom) ; 130,5-130,3 (CH, 2 CHarom) ; 128,4 (CH, 2 CHarom) ;128,1 (CH, 2 CHarom et C16) ; 115,1-115,0 (CH, CHarom) ; 66,1 (CH2, C12) ; 55,9-53,3 (CH, C3); 55,3 (CH3, C10) ; 54,1-53,7 (CH3, C1 et C2).
RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 25,3
P NH
OO
OO
O
O
1
2
3
45
67
8
9
10
11
12
1314
1516
1718
295
Benzyloxycarbonylamino-(4-chlorophényl)méthylphosphonate de diméthyle (113)
Formule brute : C17H19ClNO5PMasse molaire : 383,77 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 4-chlorobenzaldéhyde (0,42 g, 3,0 mmol), du
diméthylphosphite (0,28 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,45 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,42 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (0,89 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 1/1 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 77 %Point de fusion : 92-95°C
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,25-7,53 (m, 9H, 9 Harom) ; 5,92 (sl, 1H, NH) ; 518-5,27 (m,1H, CH) ; 5,10 (d, J= 5,4 Hz, 2H, CH2) ; 3,73 (d, J= 10,8 HZ, 3H, OMe) ; 3,48 (d, J= 10,8HZ, 3H, OMe).RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 155,1 (C, C10) ; 135,4 (C, C12) ; 135,3-135,0 (C, C4) ; 134,9(C, C7) ; 130,7-130,5 (CH, 2 CHarom) ; 129,7-129,5 (CH, 2 CHarom) ; 128,4 (CH, 2 CHarom) ;128,1 (CH, 2 CHarom et C15) ; 65,9 (CH2, C11) ;57,3-54,0 (CH, C3) ; 54,2-53,9 (CH3, C1 et C2).
RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 24,9
Benzyloxycarbonylamino-(3-méthoxyphényl)méthylphosphonate de diméthyle (114)
Formule brute : C18H22NO6PMasse molaire : 379,35 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 2-méthoxybenzaldéhyde (0,41 g, 3,0 mmol), du
diméthylphosphite (0,28 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,45 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,42 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (0,98 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 1/1 puis acétate d’éthyle pur).
P NH
OO
OO
O
Cl
1
2
3
54
67
8
9
10
11 12 1314
1516
17
P NH
OO
OO
O
O
1
2
3
456
78
910
11
12 13 1415
16
1718
296
Rendement : 83 %Point de fusion : 82-86°C
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,27-7,78 (m, 5H, 5 Harom) ; 6,85-7,12 (m, 4H, 4 Harom) ;5,99 (sl 1H, NH) ; 5,04-5,31 (m, 3H, CH2 et CH) ; 3,83 (s, 3H, OMe(-Ph)) ; 3,75 (d, J= 10,5Hz, 3H, OMe(-P)) ; 3,53 (d, J= 10,5 Hz, 3H, OMe(-P)).
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 159,8-159,6 (C, C6) ; 155,0 (C, C11) ; 140,1-139,9 (C, C4) ;135,5 (C, C13) ;; 131,2-131,0 (CH, CHarom) ; 128,5 (CH, 2 CHarom) ; 128,1 (CH, 2 CHarom etC16) ; 121,6-121,4 (CH, CHarom) ; 117,9-117,7 (CH, CHarom) ; 116,1 (CH, C7) ; 66,0 (CH2,C12) ; 58,1-54,9 (CH, C3) ; 55,4 (CH3, C10) ; 54,1-53,7 (CH3, C1 et C2).
RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 25,7
Benzyloxycarbonylamino-(4-nitrophényl)méthylphosphonate de diméthyle (115)
Formule brute : C17H19N2O7PMasse molaire : 394,32 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 4-nitrobenzaldéhyde (0,45 g, 3,0 mmol), du
diméthylphosphite (0,28 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,45 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,42 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (0,77 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 1/1 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 65 %Point de fusion : 142-145°C
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 8,17-8,32 (m, 2H, 2 Harom) ; 7,56-7,65 (m, 2H, 2 Harom) ;7,21-7,38 (m, 5H, 5Harom) ; 5,82 (sl, 1H, NH) ; 4,98-5,12 (m, 3H, CH2 et CH) ; 3,79 (d, J=10,9 Hz, 3H, OMe) ; 3,64 (d, J= 10,9 Hz, 3H, OMe).RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 149,2 (C, C10) ; 148,7 (C, C7) ; 142,8-142,6 (C, C4) ; 135,5(C, C12) ; 130,6-130,4 (CH, 2 CHarom) ; 128,5 (CH, 2 CHarom) ; 128,1 (CH, 2 CHarom et C15) ;124,8-124,7 (CH, 2 CHarom) ; 66,0 (CH2, C11) ; 56,7-53,4 (CH, C3) ; 54,1-53,9 (CH3, C1 et C2).
RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 24,2
P NH
OO
OO
O
NO2
297
1,3-Benzodioxol-5-ylbenzyloxycarbonylaminométhylphosphonate de diméthyle (116)
Formule brute : C18H20NO7PMasse molaire : 393,34 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 1,3-benzodioxazole-5-carbaldéhyde (0,45 g, 3,0 mmol),
du diméthylphosphite (0,28 mL, 1 éq.), de carbamate de benzyle (0,45 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,42 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (1,0 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 1/1 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 85 %Point de fusion : 112-115°C
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,22-7,45 (m, 5H, 5 Harom) ; 6,71-6,87 (m, 3H, 3 Harom) ;5,97 (s, 2H, CH2(-O)) ; 5,80 (sl, 1H, NH) ; 5,07-5,23 (m, 3H, CH2 et CH) ; 3,77 (d, J= 11,0Hz, 3H, OMe) ; 3,58 (d, J= 11,0 Hz, 3H, OMe).
RMN 13C (75 MHz, DMSO-TFA) δ : 155,2 (C, C11) ; 149,9-149,8 (C, C6) ; 149,0 (C, C7) ;135,5 (C, C13) ;133,2-133,0 (C, C4) ; 128,4 (CH, 2 CHarom) ; 128,2 (CH, 2 CHarom et C16) ;123,0-122,7 (CH, CHarom) ; 111,2-111,0 (CH, CHarom) ; 110,7-110,6 (CH, CHarom) ; 110,2(CH2, C10) ; 65,9 (CH2, C12) ;58,0-54,7 (CH, C3) ; 54,1-53,9 (CH3, C1 et C2).
RMN 31P (121,5 MHz, DMSO-TFA) δ : 24,3
Benzyloxycarbonylamino-(2-naphthyl)méthylphosphonate de diméthyle (117)
Formule brute : C21H22NO5PMasse molaire : 399,39 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 2-naphtaldéhyde (0,37 g, 2,37 mmol), du
diméthylphosphite (0,22 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,36 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
P NH
OO
OO
O
OO
P NH
OO
OO
O1
2
3
45
67
89
1011
12
13
14
15 1617
18
1920
21
298
(0,36 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (0,80 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 1/1 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 85 %Point de fusion :
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,75-8,00 (m, 4H, 4 Harom) ; 7,40-7,65 (m, 3H, 3 Harom) ;7,23-7,38 (m, 5H, 5 Harom) ; 6,35 (sl, 1H, NH) ; 5,40 (m, 1H, CH) ; 5,09 (d, J= 5,1 Hz, 2H,CH2) ; 3,76 (d, J= 10,8 Hz, 3H, OMe) ; 3,45 (d, J= 10,8 Hz, 3H, OMe).
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 155,2 (C, C14) ; 137,4 (C, Carom) ; 135,4 (C, C16) ; 134,8-134,5 (C, C4) ; 133,8 (CH, CHarom) ; 131,0 (CH, CHarom) ; 130,1 (CH, CHarom) ; 128,8-128,7(CH, CHarom) ; 128,5 (CH, 2 CHarom) ; 128,3-128,1 (C, Carom) ; 128,2 (CH, 2 CHarom et C19) ;127,9-127,7 (CH, CHarom) ; 126,3-126,1 (CH, CHarom) ; 121,0 (CH, CHarom) ; 66,0 (CH2, C15) ;55,9-52,8 (CH, C3) ; 54,2-53,9 (CH3, C1 et C2).
RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 25,1
Benzyloxycarbonylamino-(5-méthyl-2-furyl)méthylphosphonate de diméthyle (118)
Formule brute : C16H20NO6PMasse molaire : 353,31 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 5-méthyl-2-furaldéhyde (0,26 g, 2,36 mmol), du
diméthylphosphite (0,22 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,36 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,36 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (0,66 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 79 %
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,30-7,45 (m, 5H, 5 Harom) ; 6,30 (t, J= 3Hz, 1H, 1Hpyr) ;5,94 (d, J= 3Hz, 1H, 1 Hpyr) ; 5,55 (d, J= 10 Hz, 1H, NH) ; 5,30 (dd, J= 10 Hz et 21 Hz, 1H,CH) ; 5,14 (s, 2H, CH2) ; 3,77 (d, J= 10,8 Hz, 3H, OMe) ; 3,67 (d, J= 10,8 Hz, 3H, OMe) ;2,28 (s, 3H, Me).
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 154,2 (C, C10) ; 153,1 (C, C7) ; 146,8-146,6 (C, C2) ; 135,6(C, C11) ; 128,5 (CH, 2 CHarom) ; 128,2 (CH, 2 CHarom et C14) ; 116,2 (CH, CHarom) ; 96,3-96,1(CH, C5) ; 66,0 (CH2, C10) ; 54,1-53,8 (CH3, C1 et C2) ; 53,5-51,4 (CH, C3) ; 14,2 (CH3, C8).
P NH
OO
OO
OO
1
2
3
45
6 7
10 11 1213
1415
16
8
9
299
RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 23,8
Benzyloxycarbonylamino-(3-furyl)méthylphosphonate de diméthyle (119)
Formule brute : C15H18NO6PMasse molaire : 339,29 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 3-furaldéhyde (0,26 g, 2,71 mmol), du
diméthylphosphite (0,25 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,41 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,41 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (0,69 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 75 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,55 (s, 1H, 1 Hpyr) ; 7,25-7,48 (m, 6H, 5 Harom et 1 Hpyr) ;6,52 (s, 1H, 1 Hpyr) ; 5,68 (sl, 1H, NH) ; 5,05-5,30 (m, 3H, CH2 et CH) ; 3,74 (d, J= 10,8 Hz,3H, OMe) ; 3,68 (d, J= 10,8 Hz, 3H, OMe).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 154,1 (C, C8) ; 145,2 (CH, CHarom) ; 141,6-141,4 (CH,CHarom) ; 134,9 (C, C10) ; 128,4 (CH, 2 CHarom) ; 128,2 (CH, 2 CHarom) ; 122,8-122,7 (C, C4) ;103,3-103,1 (CH, CHarom) ; 66,1 (CH2, C9) ; 52,8-52,4 (CH3, C1 et C2) ; 49,2-47,1 (CH, C3).
RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 24,1
(1-Benzyloxycarbonylamino-3-phénylprop-2-en-1-yl)phosphonate de diméthyle (120)
Formule brute : C19H22NO5PMasse molaire : 375,36g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 3-phénylacrylaldéhyde (0,40 g, 3,0 mmol), du
diméthylphosphite (0,28 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,45 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
P NH
OO
OO
O
O
1
2
3
45
6
7
8
9 10 1112
1314
15
P NH
OO
OO
O1
2
3
4 56
7
8
910
12
11
13
1415
1617
1819
300
(0,42 mL, 1,2 éq.). Obtention d’une huile incolore (0,88 g) après chromatographie sur colonne
de silice (acétate d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 78 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,28-7,42 (m, 10H, 10 Harom) ; 6,63 (dd, J= 5 Hz et 15 Hz,1H, 1 Halcène) ; 6,20-6,30 (m, 1H, CHalcène) ;5,38 (sl, 1H, NH) ; 5,25 (s, 2H, CH2) ; 4,85-5,02(m, 1H, CH) ; 3,85 (d, J= 10,8 Hz, 3H, OMe) ; 3,80 (d, J= 10,8 Hz, 3H, OMe).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 157,6 (C, C12) ; 137,5 (C, Carom) ; 136,3 (C, Carom) ; 130,0-129,8 (CH, CHalcène) ; 128,6 (CH, 2 CHarom) ; 128,2 (CH, 2 CHarom et C17) ; 128,1 (CH, 2CHarom) ; 128,0 (CH, 2 CHarom) ; 127,6 (CH, C9) ; 127,1-126,9 (CH, CHalcène) ; 66,7 (CH2, C13); 54,2-52,1 (CH, C3) ; 53,9-53,6 (CH3, C1 et C2).
RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 26,1
[1-Benzyloxycarbonylamino-3-(4-nitrophényl)prop-2-en-1-yl]phosphonate de diméthyle(121)
Formule brute : C19H21N2O7PMasse molaire : 420,36g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 3-(4-nitrophényl)acrylaldéhyde (0.34 g, 1,92 mmol), du
diméthylphosphite (0,18 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,29 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,30 mL, 1,2 éq.). Obtention d’une huile incolore (0,60 g) après chromatographie sur colonne
de silice (acétate d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 74 %
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 8,18 (d, J= 8,8 Hz, 2H, 2 Harom) ; 7,49 (d, J= 8,8 Hz, 2H, 2Harom) ; 7,26-7,34 (m, 5H, 5 Harom) ; 6,72 (dd, J= 3,7 Hz et 15,9 Hz ; 1H, 1 Halcène) ;6,35-6,49(m, 1H, 1 Halcène) ; 5,48 (d, J= 8,5 Hz, 1H, NH) ; 5,17 (s, 2H, CH2) ; 4,95 (m, 1H, CH) ; 3,79(d, J= 10,8 Hz, 3H, OMe) ; 3,77 (d, J= 10,8 Hz, 3H, OMe).
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 157,9 (C, C12) ; 148,6 (C, C9) ; 143,7-143,5 (C, C6) ; 136,5(C, C14) ; 130,1-129,8 (CH, CHalcène) ; 129,6 (CH, 2 CHarom) ; 128,4 (CH, 2 CHarom) ; 128,1
P NH
OO
OO
O
NO2
1
2
3
4 56
7
89
10
11
12
13
1415
1617
1819
301
(CH, 2 CHarom et C17) ; 127,0-126,8 (CH, CHalcène) ; 124,2 (CH, 2 CHarom) ; 66,8 (CH2, C13) ;53,9-51,8 (CH, C3) ; 53,5-53,2 (CH3, C1 et C2).
RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 25,8
1-Benzyloxycarbonylaminohex-2-en-1-ylphosphonate de diméthyle (122)
Formule brute : C16H24NO5PMasse molaire : 341,35 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant de l’hex-2-enal (0,19 g, 1,94 mmol), du triméthylphosphite
(0,23 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,30 g, 1 éq.) et du BF3OEt2 (0,30 mL, 1,2 éq.).
Obtention d’une huile légèrement jaune (0,46 g) après chromatographie sur colonne de silice
(acétate d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 69 %
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,22-,750 (m, 5H, 5 Harom) ; 5,63-5,87 (m, 1H, 1 Halcène) ;5,38-5,61 (m, 1H, 1 Halcène) ; 5,12-5,27 (m, 1H, NH) ; 5,14 (s, 2H, CH2(-Ph)) ; 4,55-4,73 (m,1H, CH) ; 3,75 (d, J= 10,8 Hz, 3H, OMe) ; 3,74 (d, J= 10,8 Hz, 3H, OMe) ; 1,94-2,13 (m, 2H,CH2) ; 1,39 (q, J= 7,1 Hz et 14,2 Hz, 2H, CH2) ; 0,88 (t, J= 7,1 Hz, 3H, Me).
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 158,1 (C, C9) ; 137,1 (C, C11) ; 134,2-133,9 (CH, CHalcène) ;128,5 (CH, 2 CHarom) ; 128,1 (CH, 2 CHarom et C14) ; 121,9-121,7 (CH, CHalcène) ; 66,7 (CH2,C10) ; 54,1-53,7 (CH3, C1 et C2) ; 52,0-49,9 (CH, C3) ; 33,8-33,7 (CH2, C6) ; 22,6 (CH2, C7) ;13,3 (CH3, C8).
RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 25,3
P NH
OO
OO
O1
2
3
45
6 7
8
9
10 11 1213
1415
16
302
(1-Benzyloxycarbonylamino-3-phénylpropyl)phosphonate de diméthyle (123)
Formule brute : C19H24NO5PMasse molaire : 377,38 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 3-phénylpropionaldéhyde (0,23 g, 1,71 mmol), du
triméthylphosphite (0,21 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,26 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,27 mL, 1,2 éq.). Obtention d’une huile incolore (0,46 g) après chromatographie sur colonne
de silice (acétate d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 71 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,11-7,36 (m, 10H, 10 Harom) ; 5,22 (sl, 1H, NH) ; 5,11 (s,2H, CH2benzyle) ; 4,22-4,34 (m, 1H, CH) ; 3,80 (d, J= 10,8 Hz, 3H, OMe) ; 3,78 (d, J= 10,8 Hz,3H, OMe) ; 2,70-2,99 (m, 2H, CH2) ; 2,07 (q, J= 6,9 Hz et 13,7 Hz).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 154,9 (C, C12) ; 140,2 (C, C6) ; 135,6 (C, C14) ; 129,8 (CH, 2CHarom) ; 128,4 (CH, 2 CHarom) ; 128,2 (CH, 2 CHarom et C17) ; 127,9 (CH, 2 CHarom) ; 126,0(CH, 2 CHarom) ; 65,9 (CH2, C13) ; 54,1-53,7 (CH3, C1 et C2) ; 43,5-42,2 ( CH, C3) ; 33,8-33,7(CH2) ; 27,6-27,5 (CH2).
RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 25,7
(1-Benzyloxycarbonylamino-2-méthylbutyl)phosphonate de diméthyle (124)
Formule brute : C15H24NO5PMasse molaire : 329,34 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 2-méthylbutanal (0,26 g, 3,01 mmol), du
triméthylphosphite (0,36 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,46 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
P NH
OO
OO
O1
2
3
54
67
89
10
11
12
13
1415
1617
1819
P NH
OO
OO
O1
2
3
45 6
7
8
910 11
12
1314
15
303
(0,46 mL, 1,2 éq.). Obtention d’une huile légèrement jaune (0,67 g) après chromatographie
sur colonne de silice (acétate d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 68 %
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,28-7,43 (m, 5H, 5 Harom) ; 5,41 (sl, 1H, NH) ; 5,12 (m, 3H,CH2 et CH) ; 3,95-4,37 (m, 1H, CH) ; 3,73 (t, J= 10,7 Hz, 6H, 2 OMe) ; 1,68-2,02 (m, 2H,CH2) ; 0,91-1,09 (m, 6H, 2 CH3).
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 155,2 (C, C8) ; 135,5 (C, C10) ; 128,5 (CH, 2 CHarom) ; 128,1(CH, 2 CHarom et C13) ; 66,0 (CH2, C9) ; 54,6-51,5 (CH, C3) ; 54,0-53,5 (CH3, C1 et C2) ; 39,3-39,1 (CH, C4) ; 27,1-26,9 (CH2, C6) ; 18,5-18,3 (CH3, C5) ; 12,7 (CH3, C7).RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 24,9
(1-Benzyloxycarbonylaminopropyl)phosphonate de diméthyle (125)
Formule brute : C13H20NO5PMasse molaire : 301,28 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du propionaldéhyde (0,19 g, 3,27 mmol), du
triméthylphosphite (0,39 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,50 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,50 mL, 1,2 éq.). Obtention d’une huile légèrement jaune (0,72 g) après chromatographie
sur colonne de silice (acétate d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement 73 %
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,26-7,45 (m, 5H, 5 Harom) ; 5,13 (s, 2H, CH2benzyle) ;4,98 (d,J= 10,0 Hz, 1H, NH) ; 3,90-4,18 (m, 1H, CH) ; 3,80 (d, J= 10,7 Hz, 3H, OMe) ; 3,75 (d, J=10,7 Hz, 3H, OMe) ; 1,75-2,00 (m, 2H, CH2) ; 1,01 (t, J= 7 Hz, 3H, Me).
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 154,4 (C, C6) ; 135,1 (C, C8) ; 128,5 (CH, 2 CHarom) ; 128,1(CH, 2 CHarom et C11) ; 65,8 (CH2, C7) ; 55,1-54,7 (CH3, C1 et C2) ; 37,2-35,9 (CH, C3) ;26,6-26,4 (CH2, C4) ; 13,1-12,9 (CH3, C5).
RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 24,7
P NH
OO
OO
O1
2
3
45
6
7 8 910
111213
304
Benzyloxycarbonylamino-(bicyclo[2.2.1]hept-5-en-2-yl)méthylphosphonate de diméthyle(126)
Formule brute : C18H24NO5PMasse molaire : 365,37 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du bicyclo [2,2,1]hept-5-ene-2-carbaldéhyde (0,27 g, 1,94
mmol), du triméthylphosphite (0,27 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,34 g, 1 éq.) et du
BF3OEt2 (0,34 mL, 1,2 éq.). Obtention d’une huile légèrement jaune (0,53 g) après
chromatographie sur colonne de silice (acétate d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 66 %
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,20-7,47 (m, 5H, 5 Harom) ; 5,83-6,30 (m, 2H, 2 Halcène) ;5,73 (d, J= 10,7 Hz, 1H, NH) ; 4,90-5,27 (m, 3H, CH2 et CH) ;3,72 (m, 1H, CH) ; 3,60 (d, J=10,8 Hz, 3H, OMe) ; 3,57 (d, J= 10,8 Hz, 3H, OMe) ; 2,71-3,17 (m, 2H, 2 CH) ; 1,74-1,98 (m,2H, CH2) ; 1,18-1,50 (m, 2H, CH2).
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 155,0 (C, C11) ; 138,2 (CH, CHalcène) ; 135,5 (C, C13) ; 134,5-134,4 (CH, CHalcène) ; 128,5 (CH, 2 CHarom) ; 128,1 (CH, 2 CHarom et C13) ; 66,1 (CH2, C12) ;54,0-53,6 (CH3, C1 et C2) ; 48,5-45,3 (CH, C3) ; 47,0-46,9 (CH2) ; 46,2 (CH) ; 46,1-46,0(CH) ; 41,5-41,3 (CH) ; 40,7-40,5 (CH) ; 32,6-32,3 (CH2).
RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 26,1
1-Benzyloxycarbonylaminohexylphosphonate de diméthyle (127)
Formule brute : C16H26NO5PMasse molaire : 343,36 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant de l’hexanal (0,30 g 3,0 mmol), du triméthylphosphite
(0,36 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,46 g, 1 éq.) et du BF3OEt2 (0,46 mL, 1,2 éq.).
P NH
OO
OO
O1
2
3
45
6 7
89
10
11
12 13 1415
1617
18
P NH
OO
OO
O1
2
3
4 5
6 7
8
9
10
1112
1314
1516
305
Obtention d’une huile incolore (0,73 g) après chromatographie sur colonne de silice (acétate
d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 71 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,21-7,50 (m, 5H, 5 Harom) ; 5,15 (s, 2H, CH2benzyle) ; 4,99 (d,J= 10,2 Hz, 1H, NH) ; 4,03-4,21 (m, 1H, CH) ; 3,75 (t, J= 10,8 Hz, 6H, 2 OMe) ; 1,75-1,97(m, 2H, CH2) ; 1,12-1,43 (m, 6H, 3 CH2) ; 0,90 (t, J= 7,1 Hz, 3H, Me).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 155,0 (C, C9) ; 135,5 (C, C11) ; 128,5 (CH, 2 CHarom) ; 128,1(CH, 2 CHarom et C14) ; 66,1 (CH2, C10) ; 54,1-53,5 (CH3, C1 et C2) ; 42,3-40,9 (CH, C3) ;31,2-31,0 (CH2) ; 30,5-30,0 (CH2) ; 27,8-27,5 (CH2) ; 23,5 (CH2, C7) ; 13,6 (CH3, C8).RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 25,6
(1-Benzyloxycarbonylaminopent-4-en-1-yl)phosphonate de diméthyle (128)
Formule brute : C15H22NO5PMasse molaire : 327,32 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du pent-4-enal (0,21 g, 2,5 mmol), du triméthylphosphite
(0,30 mL, 1 éq.), du carbamate de benzyle (0,38 g, 1 éq.) et du BF3OEt2 (0,38 mL, 1,2 éq.).
Obtention d’une huile légèrement jaune (0,56 g) après chromatographie sur colonne de silice
(acétate d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 69 %
RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ : 7,30-7,45 (m, 5H, 5 Harom) ; 5,70-5,90 (m, 1H, CHalcène) ;5,13 (s, 2H, CH2benzyle) ; 4,90-5,10 (m, 3H, CH2 et CH) ; 4,08-4,22 (m, 1H, NH) ; 3,78-3,88 –m, 1H, CH) ; 3,75 (t, J= 11,0 Hz, 6H, 2 OMe) ; 2,02-2,32 (m, 2H, CH2).
RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δ : 155,0 (C, C8) ; 136,5 (CH, C6) ; 135,5 (C, C10) ; 128,4 (CH, 2CHarom) ; 128,2 (CH, 2 CHarom et C13) ; 117,5 (CH2, C7) ; 66,0 (CH2, C9) ; 54,1-53,6 (CH3, C1et C2) ; 31,2-31,0 (CH2) ; 29,7-29,6 (CH2).
RMN 31P (121,5 MHz, CDCl3) δ : 25,3
P NH
OO
OO
O1
2
3
45
6 7
8
9
1011
1213
1415
306
(4-Méthoxyphényl)-(4-méthylphényl)sulfonylaminométhylphosphonate de diméthyle(129)
Formule brute : C17H22NO6PMasse molaire : 399,41 g/mol
Composé obtenu selon le mode opératoire de synthèse de phosphonate par une
réaction tricomposante en utilisant du 4-méthoxybenzaldéhyde (0,28 g, 2,06 mmol), du
triméthylphosphite (0,25 mL, 1 éq.), du p-toluènesulfonamide (0,36 g, 1 éq.) et du BF3OEt2
(0,32 mL, 1,2 éq.). Obtention d’un solide blanc (0,71 g) après chromatographie sur colonne de
silice (acétate d’éthyle/hexane 8/2 puis acétate d’éthyle pur).
Rendement : 86%
RMN 1H (200 MHz, CDCl3) δ : 7,81 (sl, 1H, NH) ; 7,43 (d, J= 8 Hz, 2H, 2 Harom) ; 7,12 (dd,J= 1,3 Hz et 8 Hz, 2H, 2 Harom) ; 6,90 (d, J= 8Hz, 2H, 2 Harom) ; 6,52 (d, J= 8 Hz, 2H, 2Harom) ; 3,87 (d, J= 10,8 Hz, 6H, 2 OMe(-P)) ; 3,76 (d, J= 7,2 Hz, 1H, CH) ; 3,65 (s, 3H,OMe) ; 2,20 (s, 3H, Me).
RMN 13C (50 MHz, CDCl3) δ : 158,2 (C, C7) ; 141,7 (C, Carom) ; 139,3 (C, Carom) ; 133,2-133,0 (C, C4) ; 131,4-131,2 (CH, 2 CHarom) ; 130,0 (CH, 2 CHarom) ; 129,1 (CH, 2 CHarom) ;116,2-116,1 (CH, 2 CHarom) ; 58,3-55,0 (CH, C3) ; 55,8 (CH3, C10) ; 54,0-53,7 (CH3, C1 etC2); 19,7 (CH3, C17).
RMN 31P (81 MHz, CDCl3) δ : 23,6
P NH
OO
O
S
O
O
O
1
2
3
45
67
89
10
1112
13
14
1516 17
307
Résumé
En 1985, les endothélines (ET-1, ET-2, ET-3), de puissants vasoconstricteurs, ont étédécouvertes. Ces peptides sont constitués de vingt et un aminoacides et de deux bouclesdisulfures intramoléculaires et proviennent d’un précurseur prépro-ET, composé d’environdeux cent résidus aminoacides. L’hydrolyse de ce précurseur par des peptidases conduit aux“ big ” ETs, peptides de quarante acides aminés, qui sont finalement dégradés par l’enzyme deconversion de l’endothéline (ECE), métalloprotéase à zinc, pour générer les ETs.
L’administration d’ET-1 exogène, peptide prépondérant de cette famille, aboutit à unevariété de disfonctionnements dans le système nerveux central, rénal et cardiovasculaire. Uneapproche possible pour inhiber ces effets est d’utiliser des antagonistes de récepteurs de cesystème. Une approche alternative pourtant moins étudiée réside dans la suppression de labiosynthèse de l’ET-1 en utilisant des inhibiteurs de l’enzyme de conversion de l’endothéline,sujet de cette thèse.
Le premier inhibiteur connu de l’ECE a été le phosphoramidon, inhibiteur classiquedes métalloprotéases à zinc. D’autres ont ensuite été obtenus, pouvant être classés dans diversgroupes comme par exemple les inhibiteurs peptidiques, les composés phosphorylés, lesthiols, les acides hydroxamiques ou carboxyliques. Un chef de file a donc été choisi pourdébuter nos travaux. C’est un acide aminophosphonique présentant une très bonne affinitépour l’ECE, une bonne sélectivité face aux autres métalloprotéases à zinc, un squelette sedifférenciant des autres et permettant un grand nombre de variations structurales. Cettemolécule de référence et 22 analogues ont été synthétisés dans le but d’une étude de relationstructure-activité.
Une étude physico-chimique a été faite afin de mieux comprendre le manque deréactivité chimique remarquable de l’amine basique portée par cette famille de composés. Unetrès forte interaction intramoléculaire de type liaison hydrogène entre l’atome de phosphore etl’azote a été mise en évidence sur une très large gamme de pH, celle-ci devant certainementavoir une influence pour la reconnaissance de nos ligands par l’ECE.
Enfin, dans le but d’obtenir une plus grande diversité pour nos ligands, la synthèse deβ-aminophosphonates diversement substitués a été mise au point via une réactiontricomposante mettant en jeu un aldéhyde, un phosphite et un carbamate en présence d’acidede Lewis.
Les caractéristiques inhibitrices de nos molécules ont été évaluées. Nous ne sommespas parvenus à obtenir une molécule meilleure que celles connues dans la littérature maisnous avons réuni des renseignements structuraux relativement intéressants pour lareconnaissance de nos ligands par l’ECE. Pour le type de composés étudiés, la fonction acideaminophosphonique semble être la meilleure fonction pour la chélation du zinc. L’aminebasique de cette famille de produits contribue également à cette reconnaissance et desinteractions de type aryl-aryl doivent être mises en jeu à proximité de la zone occupée parcelle-ci. Au niveau de la poche S1’ des interactions de type aryl-aryl et de type accepteur-donneur ont été mises en évidence. Le même de type de conclusion a été obtenu pour la pocheS2’ puisque l’apport d’un noyau aromatique hétérocyclique s’est avéré bénéfique. Par contre,la position des fonctions servant à assurer ces interactions semble assez importante.
Mots clés : endothéline, enzyme de conversion de l’endothéline, big-ET, inhibiteur,phosphoramidon, interaction intramoléculaire, acide β-aminophosphonique.