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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE ODONTOLOGÍA
CARRERA DE ODONTOLOGÍA
“EFECTO INHIBITORIO DE DILUCIÓN DE SANGRE DE DRAGO Y
EXTRACTO HIDROALCOHÓLICO DE UÑA DE GATO FRENTE A
PORPHYROMONA GINGIVALIS. ESTUDIO IN VITRO”
Proyecto de Investigación presentado como requisito parcial para aprobar el trabajo de
titulación, para optar por el Título de Odontóloga.
Autor: Segura Sangucho Paola Stefania
Tutor: Dr. Juan Pablo Jaramillo Burneo
Quito, Octubre 2018
ii
DERECHOS DE AUTOR
Yo, SEGURA SANGUCHO PAOLA STEFANIA, en calidad de autora de la tesis realizada
sobre “Efecto inhibitorio de dilución de Sangre de Drago y extracto hidroalcohólico de Uña
de Gato frente a Porphyromona Gingivalis. Estudio in vitro”, autorizo a la Universidad
Central Del Ecuador a hacer uso del contenido total o parcial que me pertenecen, con fines
estrictamente académicos o de investigación.
Los derechos que como autora me corresponden, con excepción de la presente autorización,
seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los artículos 5, 6, 8, 19
y de las demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su Reglamento.
También autorizo a la Universidad Central del Ecuador realizar la digitalización y
publicación de este trabajo de investigación en el repositorio virtual, de conformidad a lo
dispuesto en el artículo 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.
………………………………………
SEGURA SANGUCHO PAOLA STEFANIA
CI 19008181236
iii
APROBACIÓN DE TUTORÍA
Yo, JUAN PABLO JARAMILLO BURNEO en mi calidad de tutor del trabajo de titulación,
modalidad proyecto de Investigación, elaborado por: PAOLA STEFANIA SEGURA
SANGUCHO cuyo tema es: “Efecto inhibitorio de dilución de Sangre de Drago y extracto
hidroalcohólico de Uña de Gato frente a Porphyromona Gingivalis. Estudio in vitro”, previo
a la obtención del título de Odontóloga: considero que el mismo reúne los requisitos y
méritos necesarios en el campo metodológico y epistemológico, para ser sometido a la
evaluación por parte del tribunal examinador que se designe, por lo que lo APRUEBO, a fin
de que el trabajo sea habilitado para continuar con el proceso de titulación determinado por
la Universidad Central del Ecuador.
En la ciudad de Quito, a los 20 días del mes de septiembre del 2018.
..........................................
Dr. JUAN PABLO JARAMILLO BURNEO DOCENTE- TUTOR
CI 1713048310
iv
APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL
El tribunal constituido por:
Dr. Marcelo Espín, Dr. Fernando Morales. Luego de receptar la presentación oral del trabajo
de titulación previo a la obtención del título de Odontóloga General, presentado por el Srta.
Paola Stefania Segura Sangucho.
Con el título:
“Efecto inhibitorio de dilución de Sangre de Drago y extracto hidroalcohólico de Uña de
Gato frente a Porphyromona Gingivalis. Estudio in vitro”
Emite el siguiente veredicto: Fecha:...........................
Para constancia de lo actuado firman:
NOMBRE APELLIDO CALIFICACIÓN FIRMA
Presidente: Dr. Marcelo Espín _____________ _______
Vocal 1 Dr. Fernando Morales _____________ _______
v
DEDICATORIA
Por su apoyo, sus consejos y amor incondicional este logro se lo dedico a mis padres
Gloria y Luis quienes han creído en mí siempre y sobre todo han sabido guiar cada paso
que he dado.
A mis hermanos Luis y Mafer mis segundos padres quienes en ausencia de mis padres me
han sabido guiar y han estado ahí siempre que los he necesitado.
vi
AGRADECIMIENTOS
En primer lugar, agradecida con Dios que me ha permitido obtener este logro.
A los seres que más amo en este mundo, mis padres por ser ese motor que siempre me
impulsa a salir adelante, por apoyarme en cada etapa de mi vida y sobre todo por
brindarme su amor incondicional.
A mis hermanos Luis, Mafer, Jenny, Christian, Jamil y Belén por ser mi ejemplo, mi apoyo
en todo momento, por sus consejos y cada palabra de aliento cuando más lo he necesitado.
A mis sobrinos Alejandro, Mateo e Isabella quienes con su sonrisa y ocurrencias han
sabido llenarme de alegría.
A mi tutor Dr. Juan Pablo Jaramillo quien supo guiarme de la mejor manera a culminar
este proyecto.
A Mercy, Erika, Giovanni, Cristina, Alejandra, Diego, Johana, Ma. Fernanda por
brindarme su amistad y haber compartido conmigo alegrías y tristezas, dejándome el más
bonito recuerdo de la etapa universitaria.
vii
ÍNDICE
DERECHOS DE AUTOR ..................................................................................................... ii
APROBACIÓN DE TUTORÍA ........................................................................................... iii
APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL ............................................................. iv
DEDICATORIA .................................................................................................................... v
AGRADECIMIENTOS ........................................................................................................ vi
ÍNDICE ................................................................................................................................ vii
LISTA DE TABLAS ............................................................................................................ ix
LISTA DE FIGURAS ........................................................................................................... x
LISTA DE ANEXOS ........................................................................................................... xi
RESUMEN .......................................................................................................................... xii
ABSTRACT ....................................................................................................................... xiii
INTRODUCCIÓN ................................................................................................................. 1
CAPITULO I ......................................................................................................................... 3
1 PROBLEMA ................................................................................................................. 3
1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ............................................................... 3
1.1.1 FORMULACIÓN DEL PROBLEMA ............................................................ 4
1.2 OBJETIVOS ........................................................................................................... 5
1.2.1 GENERAL: ..................................................................................................... 5
1.2.2 ESPECIFICOS: ............................................................................................... 5
1.3 HIPOTESIS ............................................................................................................ 6
1.4 JUSTIFICACIÓN ................................................................................................... 7
CAPITULO II ........................................................................................................................ 8
2 MARCO TEORICO ...................................................................................................... 8
2.1 INFECCIONES BUCALES ................................................................................... 8
2.2 ENFERMEDAD PERIODONTAL ........................................................................ 8
2.2.1 DEFINICIÓN .................................................................................................. 8
2.2.2 ETIOLOGÍA .................................................................................................... 9
2.2.3 BIOFILM ......................................................................................................... 9
2.3 PORPHYROMONA GINGIVALIS ..................................................................... 10
2.3.1 MORFOLOGÍA ............................................................................................ 10
2.3.2 TAXONOMÍA .............................................................................................. 11
2.3.3 ESTRUCTURA ............................................................................................. 11
2.3.4 FACTORES DE VIRULENCIA ................................................................... 11
2.4 ANTISEPTICOS EN PERIODONCIA ................................................................ 12
2.4.1 CLORHEXINA ............................................................................................. 12
2.5 FITOTERAPIA ..................................................................................................... 14
2.6 SANGRE DE DRAGO ......................................................................................... 14
2.6.1 TAXONOMÍA .............................................................................................. 14
2.6.2 HÁBITAT ...................................................................................................... 15
2.6.3 PROPIEDADES FÍSICAS ............................................................................ 15
2.6.4 COMPOSICIÓN QUÍMICA ......................................................................... 15
2.6.5 PRINCIPIOS ACTIVOS ............................................................................... 15
2.6.6 PROPIEDADES TERAPÉUTICAS ............................................................. 16
2.6.7 EFECTOS ADVERSOS ................................................................................ 16
2.7 UÑA DE GATO ................................................................................................... 16
2.7.1 TAXONOMÍA .............................................................................................. 17
viii
2.7.2 HÁBITAT Y DISTRIBUCIÓN..................................................................... 17
2.7.3 PROPIEDADES ............................................................................................ 17
2.7.4 COMPOSICIÓN QUÍMICA ......................................................................... 18
2.7.5 EFECTOS ADVERSOS ................................................................................ 19
CAPITULO III .................................................................................................................... 20
3 MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................................... 20
3.1 DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN ................................................................... 20
3.1.1 POBLACIÓN ................................................................................................ 20
3.1.2 MUESTREO .................................................................................................. 20
3.1.3 MUESTRA .................................................................................................... 20
3.1.4 CRITERIOS DE INCLUSIÓN ...................................................................... 20
3.1.5 CRITERIOS DE EXCLUSIÓN .................................................................... 20
3.1.6 VARIABLES ................................................................................................. 21
3.1.7 DEFINICIÓN OPERACIONAL DE LAS VARIABLES ............................. 22
3.1.8 ESTANDARIZACIÓN ................................................................................. 23
3.2 MANEJO Y MÉTODO DE RECOLECCIÓN DE DATOS ................................ 23
3.2.1 FASE PRE-EXPERIMENTAL ..................................................................... 23
3.2.2 Fase de experimental ..................................................................................... 25
CAPITULO IV .................................................................................................................... 36
4 RESULTADOS ........................................................................................................... 36
4.1 ANÁLISIS ESTADISTICO ................................................................................. 37
4.1.1 PRUEBA DE NORMALIDAD ..................................................................... 37
4.2 ANALISIS DESCRIPTIVO ................................................................................. 38
4.3 Muestras independientes-Kruskal-Wallis ............................................................. 41
4.4 PRUEBA MANN WHITNEY .............................................................................. 43
CAPITULO V ..................................................................................................................... 48
5 DISCUSION ................................................................................................................ 48
5.1 CONCLUSIONES: ............................................................................................... 51
5.2 RECOMENDACIONES: ...................................................................................... 52
BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................................... 53
ANEXOS ............................................................................................................................. 57
ix
LISTA DE TABLAS
Tabla 1 ................................................................................................................................. 36
Tabla 2 ................................................................................................................................. 36
Tabla 3: Prueba Shapiro-Wilk ............................................................................................. 37
Tabla 4: Medias - Dilución de sangre de drago ................................................................... 38
Tabla 5:Concentraciones - Dilución de sangre de drago ..................................................... 38
Tabla 6:Prueba Wilcoxon - Dilución de sangre de drago .................................................... 39
Tabla 7:Medias -Extracto hidroalcohólico de uña de gato .................................................. 39
Tabla 8:Extracto hidroalcohólico de uña de gato ................................................................ 40
Tabla 9: Prueba Wilcoxon - Extracto hidroalcohólico de uña de gato ................................ 40
Tabla 10: Prueba Kruskal-Wallis ........................................................................................ 41
Tabla 11: Prueba de Kruskal-wallis..................................................................................... 41
Tabla 12:Medias en relación a clorhexidina 0,12% y Suero Fisiológico ............................ 42
Tabla 13: Clorhexidina 0,12% - Dilución de sangre de drago - Extracto hidroalcohólico de
uña de gato ........................................................................................................................... 42
Tabla 14: Prueba de Mann Whitney - Dilución de sangre de drago.................................... 43
Tabla 15:Suero fisiológico - Dilución de sangre de drago - Extracto hidroalcohólico de uña
de gato ................................................................................................................................. 44
Tabla 16: Prueba de Mann Whitney - Extracto hidroalcohólico de uña de gato ................. 44
Tabla 17 ............................................................................................................................... 45
Tabla 18: HSD Tukey .......................................................................................................... 46
Tabla 19 ............................................................................................................................... 46
Tabla 20:HSD Tukey ........................................................................................................... 47
x
LISTA DE FIGURAS
Figura 1: Sangre de Drago, dilución 50%, 75%, 100% ....................................................... 24
Figura 2: Uña de Gato, extracto hidroalcohólico 50%, 75%, 100% ................................... 25
Figura 3:Activación de cepa de Porphyromona Gingivalis ................................................. 26
Figura 4: Incubación de medios de cultivo con Porphyromona Gingivalis ........................ 27
Figura 5: Rotulación de cajas Petri ...................................................................................... 28
Figura 6: Estandarización del inoculo bacteriano ............................................................... 29
Figura 7: Inoculación de la cepa de Porphyromona Gingivalis ATCC® 3327 TM ............ 30
Figura 8: Colocación de discos blancos embebidos en sustancias de estudio ..................... 31
Figura 9: Colocación de discos blancos embebidos en sustancias de estudio ..................... 31
Figura 10: Colocación de discos blancos embebidos en sustancias de estudio ................... 32
Figura 11: Colocación de discos blancos embebidos en sustancias de estudio en la jarra
Gaspak ................................................................................................................................. 33
Figura 12: Medición de halos de inhibición ....................................................................... 34
xi
LISTA DE ANEXOS
ANEXO 1: Certificado de elaboración del trabajo. ............................................................ 57
ANEXO 2: Certificado de estado Liofilizado de la cepa. ................................................... 59
ANEXO 3: Activación de la cepa de acuerdo a las especificaciones del fabricante ........... 60
ANEXO 4:Tabla de recolección de datos............................................................................ 61
ANEXO 5: Certificado de manejo de desechos .................................................................. 62
ANEXO 6: Certificado de uso de materia estéril ............................................................... 63
ANEXO 7: Autorización para uso de instalaciones ............................................................ 64
ANEXO 8: Hoja de Resultados ........................................................................................... 65
ANEXO 9: Certificado del Comité de Étoca ...................................................................... 66
ANEXO 10: Aprobación del Tema ..................................................................................... 67
ANEXO 11: Renuncia del Estadístico................................................................................. 69
ANEXO 12: TOPIC ............................................................................................................ 70
ANEXO 13: Certificado del URKUND .............................................................................. 71
xii
TEMA: “Efecto inhibitorio de dilución de Sangre de Drago y extracto hidroalcohólico
de Uña de Gato frente a Porphyromona Gingivalis. Estudio in vitro”
Autor: Segura Sangucho Paola Stefania
Tutor: Juan Pablo Jaramillo Burneo
RESUMEN
La enfermedad periodontal es una enfermedad de origen infeccioso que produce gran
destrucción de los tejidos de sostén del diente. Es una enfermedad infecciosa polimicrobiana,
uno de sus agentes etiológicos más importantes es la Porphyromona Gingivalis, especie de
bacterias anaerobias estrictas, Gram Negativas, la misma que aprovecha las condiciones que
tiene el huésped para generar mayor virulencia. Sangre de Drago (Croton lechleri) es una
planta que crece a lo largo de los trópicos y las regiones Amazónicas de América del Sur,
principalmente en países como Colombia, Perú y Ecuador, contiene una resina o látex, al
mismo que se le atribuye propiedades medicinales, cicatrizantes, antivirales, antimicrobiana
como lo demuestran diversos estudios. Uña de Gato (Uncaria Tomentosa) es una planta
originaria de la región Amazónica y de áreas tropicales de clima cálido y húmedo de América
del Sur y Centro américa, de la misma se utiliza la corteza debido a que contiene propiedades
como aantiinflamatoria, antineoplásica, anticonceptiva, inmunoestimulante y propiedades
antioxidantes. Debido a que no se ha encontrado datos científicos que puedan sustentar la
eficacia de estos Fitoterapéuticos frente a la Porphyromona Gingivalis. El objetivo de esta
investigación fue determinar el efecto inhibitorio de la Sangre de Drago y Uña de Gato sobre
cepas de Porphyromona Gingivalis. Se utilizó dilución de Sangre de Drago y extracto
hidroalcohólico de Uña de Gato en concentraciones de 50%, 75% y 100% y dos controles
un control positivo de clorhexidina 0,12% y suero fisiológico como control negativo, se
midió los halos de inhibición, obteniendo que Sangre de Drago en concentraciones del 50%
presenta un halo de inhibición de 9mm sobre Porphyromona Gingivalis, las concentraciones
de 75% y 100% presentan un halo de 6 y 7, las concentraciones de 75% y 100% de Uña de
Gato presentan halos de inhibición de 8 y 9mm y finalmente la concentración de 50% de
Uña de Gato presenta un halo de 6 y 7mm similares al suero fisiológico.
PALABRAS CLAVE: SANGRE DE DRAGO/ UÑA DE GATO/ PORPHYROMONA
GINGIVALIS.
xiii
TOPIC: “Inhibitory effect of the Sangre de Drago and the hydro alcoholic extract of
Cat’s Claw on the Porphyromona Gingivalis. In-vitro study”
Author: Segura Sangucho Paola Stefania
Tutor: Juan Pablo Jaramillo Burneo
ABSTRACT
The periodontal disease is an infectious illness that produces a great damage of the tissues
that hold the tooth. It is a poly-microbial disease and one of its most important etiologic
agents is the Porphyromona Gingivalis, which is a specie of anaerobic, gram-negative
bacteria that takes advantage of the conditions of the host to generate a greater virulence.
The Sangre de Drago (Croton lechleri) is a plant that grows along the tropical areas and the
Amazonian regions of South America, especially in countries like Colombia, Peru and
Ecuador. It has resin, or latex, which is supposed to have medicinal, healing, antiviral and
antimicrobial properties, as shown in different studies. The Cat’s Claw (Uncaria Tomentosa)
is a plant that comes from the Amazonian region and from tropical areas with warm and wet
weather from South and Central America. Its bark is used because it has anti-inflammatory,
antineoplastic, contraceptive, immune-stimulant and antioxidant properties. As it hasn’t
been possible to find scientific data to support the effectiveness of this phyto-therapeutic
elements, the purpose of this research is to determine the inhibitory effect of the Sangre de
Drago and the Cat´s Claw on the strain of Porphyromona Gingivalis. It was performed a
dilution of the Sangre de Drago and hydro alcoholic extract of Cat’s Claw at 50%, 75% and
100%, and two controls: one positive, with chlorhexidine at 0.12% and the other negative
with saline solution. The inhibition halos were measured, and the results showed that the
Sangre de Drago at 50% had a halo of 9mm whwn used against the Porpchyromona
Gingivalis, while the concentrations at 75% and 100% had a halo of 6 and 7mm. The Cat´s
Claw at 75% and 100% showed inhibition halos of 8 and 9mm, and in the last concentration,
at 50%, the halo was of 6 mm and 7mm, similar to that of the saline solution.
KEY WORDS: SANGRE DE DRAGO/ CAT´S CLAW/ PORPHYROMONA
GINGIVALIS.
1
INTRODUCCIÓN
La enfermedad periodontal es un proceso inflamatorio de la encía y del aparato de inserción
adyacente, producido por diversos microorganismos que colonizan el área supra y
subgingival, (1) uno de los principales microorganismos es la Porphyromona Gingivalis,
bacteria gram negativa, anaerobia estricta que aprovecha las condiciones que da el huésped
para generar mayor daño. (2)
Los aspectos anatómicos y fisiológicos del surco y las bolsas periodontales permiten que
sean sitios resistentes al efecto de limpieza de la saliva, de la actividad mecánica de la lengua
y de las mejillas y se convierten en un área con las condiciones adecuadas para su
crecimiento. Inducen reacciones que tienen repercusión a nivel sistémico y pueden incluso
generar o exacerbar procesos patognomónicos que afectarían no solo la salud oral, sino
también la salud general del huésped. (3)
En la actualidad el uso de la fitoterapia como una alternativa terapéutica ha tenido gran
importancia en el ámbito de la salud ya sea para prevenir, para atenuar o para curar un estado
patológico. Durante generaciones las plantas medicinales se han empleado de manera
esporádica como agentes terapéuticos debido a su fácil adquisición, su bajo costo y baja
toxicidad cuando se usa de manera adecuada, esta sería una de las principales ventajas. (4)
Croton lechleri conocida comúnmente como Sangre de Drago es un árbol de gran tamaño
(entre 10 a 20 metros) que crece a lo largo de los trópicos y las regiones Amazónicas de
América del Sur, principalmente en países como Colombia, Perú y Ecuador, contiene una
resina o látex de color rojo similar a la sangre humana de ahí viene su nombre “Sangre de
Drago”, al mismo que se le atribuye propiedades medicinales tales como, cicatrizantes,
antivirales, antimicrobiana según lo demuestran varios diversos estudios. (5,6,7)
Uncaria Tomentosa comúnmente conocida como “Uña de Gato”, es una planta originaria de
la región Amazónica y de otras áreas tropicales de clima cálido y húmedo de América del
Sur y Centro américa. (8) Estudios han demostrado que esta planta tiene propiedades como
anti-inflamatoria, antineoplásica, anticonceptiva, inmunoestimulante y propiedades
antioxidantes. (4)
2
La presente investigación tiene como objetivo determinar el efecto inhibitorio de la Sangre
de Drago y la Uña de Gato sobre cepas de Porphyromona Gingivalis, debido a que no existen
estudios científicos que nos aporten una información fiable sobre la eficacia de estas
diluciones y extractos sobre bacterias periodontopatógenas, de esta manera tratar de impulsar
el uso de estos agentes naturales como coadyuvantes alternativos en el tratamiento de la
enfermedad periodontal, al mismo tiempo que pudieran complementar o sustituir el uso de
otras sustancias que al ser usadas de manera prolongada producen efectos adversos.
3
CAPITULO I
1 PROBLEMA
1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
En el 2005 Bascones y Figuero (9) afirman que las infecciones periodontales son un conjunto
de enfermedades localizadas en la encía y las estructuras de soporte del diente, es una
enfermedad polimicrobiana, uno de cuyos agentes más importantes es la Porphyromona
Gingivalis, especie de bacterias anaeróbicas estrictas, Gram negativas.
El uso de agentes antimicrobianos es considerado como un complemento tanto en la
prevención como en el control de la enfermedad periodontal, en la actualidad existen
alternativas de tratamiento como el uso de antibiótico, colutorios a base de clorhexidina los
mismos que su uso prolongado o de manera no adecuada pueden causar efectos adversos
como resistencia o pigmentación dentaria, por lo cual se busca encontrar nuevas alternativas
de tratamiento.
Por otro lado tenemos el uso de la fitoterapia la misma que Cañigueral en el 2003 la define
como la ciencia que estudia la utilización de los productos de origen vegetal con una
finalidad terapéutica, ya sea para prevenir, atenuar o curar un estado patológico, la Sangre
de Drago es considerada como un importante Fitoterapéutico ya que se le atribuyen
propiedades como cicatrizante, antimicrobiana, antiinflamatoria, etc, Salas Brenes en el
2008 (10) afirma que el uso de Sangre de Drago como coadyuvante en la periodontitis ayuda
a reducir significativamente el tamaño de las bolsas periodontales, por otro lado Cayo en el
2014 y Vásquez en el 2016 afirman que Streptococcus mutans y Candida Albican son
sensibles a la Sangre de Drago.
También tenemos a la Uña de Gato como Fitoterapéutico, Leonardo Costa en el 2009 afirma
que la Uña de Gato también conocida como Uncaria tomentosa es una planta tropical
Amazónica la cual es conocida por sus propiedades como antifúngica, antibacteriana,
anticonceptiva, analgesia, para tratar la artritis, entre otras, afirmando también que es
efectivo para combatir la Candidiasis Oral, por otra parte Ccahuana en el 2007 afirma que
Uncaria Tomentosa presenta efecto antimicrobiano frente a Enterobacteriaceae, S. mutans
y Staphylococcus spp .
4
Debido a la poca cantidad de respaldo teórico entre los dos Fitoterapéuticos se desea saber
cuál es la eficacia de Sangre de Drago y la Uña de gato frente a agentes periodontopatógenos
como los es la Porphyromona Gingivalis.
1.1.1 FORMULACIÓN DEL PROBLEMA
Es por ello que se realiza la siguiente pregunta: ¿existirá efecto inhibitorio de Dilución de
Sangre de Drago y Extracto hidroalcohólico de Uña de Gato en concentraciones de 50%,
75% y 100% frente a Porphyromona Gingivalis?
5
1.2 OBJETIVOS
1.2.1 GENERAL:
Determinar el efecto inhibitorio mediante la medición del halo de inhibición de dilución de
Sangre de drago y extracto Hidroalcohólico de uña de Gato en concentraciones de 50%, 75%
y 100% sobre la cepa de Potphyromona Gingivalis.
1.2.2 ESPECIFICOS:
1. Medir el halo de inhibición de Diluciones de Sangre de Drago y Extracto
Hidroalcohólico de uña de Gato sobre la cepa de Potphyromona Gingivalis en
tiempos de 24, 48 y 72 horas.
2. Comparar el efecto inhibitorio de dilución de Sangre de Drago y extracto
hidroalcohólico de Uña de Gato al 100%, 75% y 50% vs la clorhexidina al 0.12%
como control positivo y suero fisiológico como control negativo.
6
1.3 HIPOTESIS
H1
• El efecto inhibitorio De dilución de Sangre de Drago y extracto hidroalcohólico de
Uña de Gato a 100%, 75% y 50% es igual o mayor al de la clorhexidina al 0,12%
H0
• El efecto inhibitorio De dilución de Sangre de Drago y extracto hidroalcohólico de
Uña de Gato a 100%, 75% y 50% no es igual o mayor al de la clorhexidina al 0,12%
7
1.4 JUSTIFICACIÓN
Varios autores afirman que la enfermedad periodontal es un proceso inflamatorio que afecta
a las estructuras de soporte del diente, está estrechamente relacionado por la acumulación de
placa y cálculo, así como también la colonización de microorganismos en la zona supra y
subgingival, Donald en el 2011 afirma que entre los principales microorganismos presentes
en la periodontitis tenemos a la porphyromona gingivalis, bacteria anaerobia estricta, Gram-
negativa. (11,9,2)
Debido a la gran acumulación de bacterias es de suma importancia el poder controlar los
microrganismos ya sea con sustancias antisépticas o antimicrobianas los mismos que nos
ayudan a disminuir la carba bacteriana de la cavidad bucal, sin embargo, muchas de dichas
sustancias han creado resistencia o suelen tener efectos adversos como la pigmentación
dentaria las mismas que se producen debido a su uso prolongado.
Por lo mencionado anteriormente el campo de la medicina recurre a la investigación de
plantas medicinales que nos ayuden como alternativas o complementos a diversas
infecciones como las orales. El Uso de Sangre de Drago, latex que se obtiene de la palanta
Croton Lechleri nos ayuda en la reducción de las bolsas periodontales, así como también
presenta efecto inhibitorio frente a Streptococcus Mutans y Candida Albicans. Por otra parte,
la Uncaria Tomentosa o Uña de gato nos ayuda como alternativa de tratamiento para la
Candidiasis Oral, también presenta efecto inhibitorio frente a a Enterobacterias, S. mutans
y Staphylococcus spp.
Debido a que no existe respaldo científico sobre la Sangre de Grado y la Uña de Gato como
uso Fitoterapéutico en odontología se procede a realizar el presente estudio el cual busca
determinar el efecto inhibitorio de Dilución de Sangre de Drago y extracto hidoralcohólico
de Uña de gato frente a cepas de Porphyromona Gingivalis, ya que de esta manera podremos
llegar a crear un conocimiento científico que verifique el valor de ambos Fitoterapéuticos
frente a la enfermedad periodontal.
8
CAPITULO II
2 MARCO TEÓRICO
2.1 INFECCIONES BUCALES
Las infecciones bucales se producen debido a que la flora bucal tiene un desequilibrio, las
mismas que pasan de comensales a oportunistas, tienen su origen en la cavidad bucal y
pueden afectar a dientes, periodonto, mucosa oral, lengua y huesos maxilares. Son
producidas por distintos factores y pueden ser polimicrobianas o mixtas. (12,13)
Pueden presentarse de manera aguda con presencia de signos y síntomas o crónica con signos
y síntomas menos evidentes. (13)
2.2 ENFERMEDAD PERIODONTAL
2.2.1 DEFINICIÓN
La enfermedad periodontal es de condición inflamatoria asociadas a la formación y
persistencia del biofilm subgingival bacteriano en la superficie dentaria, que afectan a las
estructuras de sostén de los dientes, a la encía, al ligamento periodontal, cemento radicular,
al hueso alveolar y tejidos gingivales. (14,11)
La enfermedad periodontal está producida por una gran cantidad de microorganismos
patógenos, entre los principales encontramos a las bacterias anaerobias Gram-negativas,
estas bacterias tienen un importante papel en el comienzo y posterior desarrollo de la
enfermedad periodontal debido a que participan en la formación de la bolsa periodontal,
destrucción del tejido conectivo y reabsorción de hueso alveolar a través de un mecanismo
inmunopatogénico. (9,1)
Se incluyen dentro de las enfermedades crónicas multifactoriales, donde la capacidad
reducida del huésped trae como resultado la aparición de alteraciones en el periodonto, que
se expresan desde una discreta inflamación gingival hasta la pérdida de hueso de la cresta
alveolar.
9
Tenemos como enfermedades periodontales de condición inflamatoria tanto a la gingivitis
como a la periodontitis, su formación se debe a la persistencia del biofilm subgingival
bacteriano en la superficie dentaria, es prevalente en la población adulta y produce perdida
de piezas dentarias si no es tratada a tiempo. (11)
Se caracteriza por la infección y eventos proinflamatorios que se manifiestan de diversas
maneras en enfermedades sistémicas y trastornos fisiológicos, el biofilm y sus productos
metabólicos pueden entrar en el torrente sanguíneo, lo que puede tener causalidad con
diversas enfermedades sistémicas y enfermedades degenerativas. (15)
2.2.2 ETIOLOGÍA
La enfermedad periodontal es de origen infeccioso producida principalmente por bacterias
anaerobias Gram-negativas las mismas que se desarrollan dentro del surco gingival, también
es importantes saber que existen diversos factores genéticos, ambientales y biológicos, entre
otros, los mismos pueden favorecer la evolución de la enfermedad a un proceso destructivo
de la unidad gingivo-periodontal. (16,9)
Las bacterias liberan sus productos y estos a su vez estimulan a las células del huésped para
que estos liberen mediadores inflamatorios como las citoquinas y prostaglandinas, las
mismas que van a exacerbar el daño y destrucción de tejidos periodontales. (16,11)
Las bacterias anaerobias gramnegativas más importantes y prevalentes en el área subgingival
son:
Actinobacillus actinomycetemcomitans (Aa),
Porphyromonas gingivalis (Pg),
Prevotella intermedia (Pi)
Tannerella forsythensis (Tf) (9)
2.2.3 BIOFILM
Biofilm se puede definir como una forma de crecimiento más frecuente de las bacterias, una
comunidad bacteriana inmersa en un medio líquido, caracterizada por bacterias que se
encuentran embebidas en una matriz extracelular propia y que se encuentran adheridos a una
superficie viva o inerte. (17,18)
10
Pueden desarrollarse de dos formas:
A partir de una célula planctónica o adhesión primaria es una forma de crecimiento cuando
las bacterias se encuentran suspendidas en un medio líquido, es decir cuando las bacterias se
encuentran en la saliva en un medio líquido, la adhesión secundaria es cuando las bacterias
se unen a una superficie esta puede ser viva o inerte (diente, restauraciones, prótesis o
implantes), en donde forman una película gelatinosa adherente a la cual se le denomina:
Bofilm dental. (17,19)
El biofilm está compuesto por bacterias, que representan un 15%- 20% del volumen, y una
matriz o glicocálix, que representaría el 75% - 80%, el glicocalix está compuesto por una
mezcla de exopolisacáridos, proteínas, sales minerales y material celular, en menor cantidad
se encuentran otras macromoléculas como proteínas, DNA y productos diversos procedentes
de la lisis de las bacterias (17,20)
2.3 PORPHYROMONA GINGIVALIS
Es una bacteria predominante en la enfermedad periodontal, anaeróbica estricta, Gram-
negativa, la misma que aprovecha las condiciones que tiene el huésped para generar mayor
virulencia. Se le asocia con la destrucción activa del aparato de soporte periodontal y con el
inicio y severidad de ciertas enfermedades y condiciones sistémicas, tales como trastornos
cardiovasculares y parto prematuro con bajo peso del neonato. (2,21)
2.3.1 MORFOLOGÍA
Porphyromona gingivalis es un bacilo corto o cocobacilo, que mide de 0.5-0.8um x 1-3.5um
anaerobio estricto, gram negativo, posee abundantes fimbrias, no es esporulado y no tiene
flagelos, siendo considerado un comensal en la cavidad oral, su nutrición depende de
pequeños péptidos y aminoácidos y requiere de hemina como fuente de hierro (2,3)
En su superficie presenta vesículas que contienen una variedad de enzimas que juegan un
rol importante en su virulencia. Así́ también produce múltiples enzimas que tienen capacidad
de degradar compuestos proteicos (2).
11
2.3.2 TAXONOMÍA
Han sido reclasificadas al nuevo genereo de Prevotella las especies de Bacteroides sensibles
a la bilis y moderadamente sacarolíticas, y las especies de Bacteroides asacarolíticas son
ahora miembros del género Porphyromona (22).
La Porphyromona Gingivalis es una bacteria que pertenece al grupo de bacteroides,
anaerobios estrictos, Gran-negativos, no esporulados y de forma bacilar (2,16).
2.3.3 ESTRUCTURA
Su pared celular presenta a nivel de su membrana externa las endotoxinas, son capsulados,
no esporulados, sin flagelos y abundantes fimbrias de diferentes tipos. (2,23)
A nivel superficial presenta vesículas que contienen una variedad de enzimas que juegan un
rol importante en su virulencia. Así también produce múltiples enzimas con capacidad de
degradar compuestos proteicos. (2)
2.3.4 FACTORES DE VIRULENCIA
2.3.4.1 CÁPSULA
Es un factor importante en las infecciones, tiene un factor anti fagocítico, está compuesta
por polisacáridos, es una estructura de importancia ya que permite que la bacteria se
adhiera a las superficies y ayuda a la evasión el sistema inmunológico, eludiendo la
fagocitosis, opsonización y accionar del complemento. (2,23)
2.3.4.2 ENDOTOXINAS
Se encuentra en la membrana externa constituida en gran parte por el lípido A, ayudando a
interrumpir la homeostasis del huésped, su virulencia produce la inflamación gingival, la
misma que se asocia con la destrucción del tejido conectivo y la reabsorción del hueso
alveolar por activación de osteoclastos. (2,21)
12
2.3.4.3 VESÍCULAS DE MEMBRANA EXTERNA
Son sacos cerrados que se encuentran a un nivel más externo de la bacteria, en su interior
contienen numerosas enzimas (fosfolípasa C, proteasas, fosfatasa alcalina, hemolisinas). Las
mismas que al ser liberadas producen daño a las células periodontales y neutrófilos. (2,23)
2.3.4.4 HEMAGLUTININAS
Son proteínas que promueven la colonización por mediación de la unión bacteriana a
receptores oligosacaridos en células humanas, codificadas por el gen hag y estas pueden ser
5 de A-E. (2,23)
2.3.4.5 FIMBRIAS
Están compuestos por monómeros de fimbrilina, codificados por el gen fimA, presentan la
capacidad de unirse a diferentes sustratos, moléculas, y células, como epitelial, fibrinogeno,
fibronectina, también tienen propiedades quimiotácticas y de inducción de citoquinas. (2,23)
2.4 ANTISÉPTICOS EN PERIODONCIA
La terapia periodontal no quirúrgica es la clave para el control y el mantenimiento de la
enfermedad periodontal logrando evitar la fase quirúrgica (raspado y alisado radicular) en
muchos casos, ya que esta no disminuye la carba bacteriana. (24)
Por ello varios estudios recomiendan el uso de sustancias antisépticas, antimicrobianas que
nos ayuden a disminuir la carba bacteriana, como es la clorhexidina la misma que al ser una
sustancia química actúa sobre la placa cuantitativa y cualitativamente. (25)
2.4.1 CLORHEXIDINA
El gluconato de clorhexidina es una sustancia química antibacteriana, el primer compuesto
dentro del grupo de las bisguanidas. (25)
Desarrollada en Inglaterra en 1954, su fórmula base es mínimamente soluble en agua, pero
su forma en sal, el digluconato, es mucho más soluble (25).
13
Ha demostrado tener alta eficacia antiplaca y antigigivitis, reduciendo hasta un 60% la placa,
gingivitis y problemas periodontales. (26)
2.4.1.1 MECANISMO DE ACCIÓN
Efecto bacteriostático es cuando se une fuertemente a la membrana celular bacteriana, lo que
a bajas concentraciones produce un aumento de la permeabilidad con filtración de los
componentes intracelulares incluido el potasio y en concentraciones más altas produce la
precipitación del citoplasma bacteriano y muerte celular que vendría a ser efecto bactericida.
En boca se adsorbe rápidamente a las superficies, incluidos los dientes con película
adquirida, proteínas salivales y a la hidroxiapatita. (25) (24).
“Produce una reducción de la formación de la película adquirida, la alteración del desarrollo
bacteriano y pérdida de inserción del diente”. (27)
2.4.1.2 PRESENTACIÓN
Existen tres tipos de presentación:
A. Digluconato
B. Acetato
C. Hidrocloruro
El más utilizado es el digluconato en concentrados del 0.20 ó 0.12%. (27)
2.4.1.3 REACCIONES ADVERSAS
A. Los enjuagues bucales a base de clorhexidina pueden provocar tinciones de dientes,
restauraciones estéticas (composites) y lengua. (25,27)
B. Altera el sentido del gusto
C. Descamación de la mucosa oral
D. Irritación de la lengua y de la mucosa oral
E. Aparición de resistencias si se utiliza durante largos periodos de tiempo. (25)
14
2.5 FITOTERAPIA
Las plantas para uso medicinal han venido siendo utilizadas desde tiempos inmemoriales
con la finalidad de prevenir y tratar distintos males que afectan al hombre, gracias a sus
componentes químicos y propiedades terapéuticas comprenden un importante arsenal
químico, que ha sido estudiado mínimamente en relación a la gran cantidad de plantas
existentes que se conoce de sus propiedades terapéuticas, sin embargo, no han sido
documentadas y otras que se han extinguido. (28,29)
La Fitoterapia es descrita como una ciencia que investiga el manejo de sustancias de origen
vegetal con fines terapéuticos, buscando prevenir, atenuar o solucionar una enfermedad. (30)
2.6 SANGRE DE DRAGO
Sangre de drago es el nombre común que se le otorga al látex que se produce al cortar la
corteza de algunas especies vegetales tropicales. Se trata de un líquido viscoso, de color rojo
sangre y sabor astringente (31). Tiene componentes químicos que le brindan propiedades
terapéuticas frente a varias enfermedades, tales como, diarreas, úlceras y en la cicatrización
de heridas.
Según Risco en el 2005 afirma que se han documentado al menos 5 especies en Sudamérica,
principalmente en Perú, con capacidad de exudar el látex denominado sangre de drago.
Podemos mencionar las especies Croton lechleri, Croton draconoides, Croton erytrochilus,
Croton palanostigma, Croton huitotorum, presentando características dendrológicas muy
similares entre ellas (6). Croton lechleri es la especie más utilizada y estudiada (31).
2.6.1 TAXONOMÍA
El árbol de la Sangre de drago pertenece a la familia Euforbiáceas, género Croton, la especie
más utilizada de la que se obtiene el látex se denomina lechleri, se lo conoce en toda
Sudamérica con distintos nombres como sangre de drago, sangre de grado, palo de drago,
balsa macho, entre otros. La parte que más se utiliza es el látex que se obtiene de la corteza
del árbol (32,33).
15
2.6.2 HÁBITAT
La Sangre de drago se la puede encontrar en toda América tropical y sub tropical, desde la
Amazonía peruana hasta las Guayanas. En América del Sur se la obtiene en Brasil, Bolivia,
Colombia, Ecuador y Perú. (31)
En nuestro país podemos ubicarlo en la región amazónica principalmente en las provincias
de Napo, Pastaza y Morona Santiago. En la provincia de Pichincha se halla en bosques del
Cantón Mejía y el Cantón Pedro Vicente Maldonado. (34)
2.6.3 PROPIEDADES FÍSICAS
La sangre de drago presenta características similares al de la sangre humana y, algunas
propiedades físicas son compartidas.
Es una sustancia líquida de color rojo, altamente viscosa y un poco más densa que el agua;
se seca rápidamente al contactar con el aire dejando una mancha donde fue colocada, al
frotarlo sobre la piel, produce abundante espuma, es de fácil adherencia, de sabor amargo y
olor agradable, no es miscible en agua, pero sí en alcohol, no es inflamable y tiene un punto
ebullición de 91ºC y de congelación a 0ºC (6).
2.6.4 COMPOSICIÓN QUÍMICA
Se encontraron en su composición esteroides, cumarinas, alcaloides, flavonoides, taninos,
saponinas, antocianinas; antracenos; compuestos reductores como lactosa, galactosa y
ramnosa, triterpenoides. Compuestos fenólicos (ácido gálico); además contiene vitamina A,
E y C; presenta ácidos orgánicos débiles como almidón, celulosa, grasas, lignanos,
mucílagos, proteínas y catequinas (32).
2.6.5 PRINCIPIOS ACTIVOS
Dentro de los principios activos del látex podemos mencionar metabolitos secundarios
pertenecientes a diferentes grupos: fenoles, terpenoides, alcaloides, leptinas, polipéptidos,
tales como: la taspina que actúa activamente en la cicatrización de heridas. La
16
proantocianidina SP-303 con su acción antiviral y ciertos compuestos fenólicos, ácido
clorequínico y coberinas A y B que cumplen funciones antisépticas y antimicrobianas (6,33).
2.6.6 PROPIEDADES TERAPÉUTICAS
La sangre de drago es utilizada en la medicina tradicional de Sudamérica de la misma manera
que la han utilizado los indígenas desde la antigüedad.
Es recomendada para hemorragias, antiséptico vaginal y por vía tópica, para curar heridas,
ulceras en la boca, intestinos y estómago; como antiviral para virus de vías respiratorias
altas, virus estomacales, entre otros; por vía tópica para trastornos de la piel y picaduras de
insectos (32).
Entre sus principales propiedades terapéuticas tenemos:
A. Actividad Cicatrizante
B. Actividad antiinflamatoria
C. Actividad antiviral y antibacteriana
2.6.7 EFECTOS ADVERSOS
La sangre de drago puede producir:
a) Estreñimiento,
b) Trastornos estomacales
c) Trastornos circulatorios.
No se recomienda utilizarla indiscriminadamente ni en grandes heridas causadas por
quemaduras, debido a la actividad citotóxica de la Taspina; su uso en úlcera duodenal
puede causar lesiones de hígado (33). Sin embargo, se han realizado estudios en ratas
donde no se evidencian efectos de toxicidad a una dosis adecuada según el peso corporal
(7).
2.7 UÑA DE GATO
También conocida como Uncaria tomentosa, la palabra Uncaria proviene del latín uncus
que significa uña o gancho, nos indica la presencia de prominencias en forma de gancho en
la planta. (35).
17
Se da el nombre popular de "Uña de Gato" a plantas trepadoras, especialmente leguminosas,
que poseen espinas recurvadas. Es más utilizado el género Uncaria, y en particular a la
especie tormentosa a la cual se han atribuido importantes propiedades medicinales: como
antiinflamatorios para el tratamiento de enfermedades reumáticas, como citostático para el
tratamiento del cáncer y como antiviral para los casos de síndrome de inmunodeficiencia
adquirida (SIDA), aparte de considerársele como tónico y reconstituyente. (36)
2.7.1 TAXONOMÍA
Pertenece a la familia Rubicacea, la especie mas utilizada es la Uncaria de manera mas
particular la Tomentosa, también se conoce como Naucleaaculeata HBK, Nauclea tomentosa
Willd y Ourouparia Tomentosa (4), se la puede llamar popularmente Uña de gato, garabato
amarillo. (35)
2.7.2 HÁBITAT Y DISTRIBUCIÓN
Podemos encontrar un promedio de 34 especies del género Uncaria distribuidas
mayoritariamente en el área tropical de Asia, presente en menor número en África y en
ciertas áreas de América (35).
El género en Sudamérica se encuentra distribuida desde las Guayanas y Venezuela hasta
Bolivia y Brasil en estos sectores se han descrito dos especies del género Uncaria: Uncaria
guianensis (Aubl.) Gmel y Uncaria tomentosa, siendo la Uncaria tomentosa la que cuenta
con más investigaciones en el campo de la salud (37).
2.7.3 PROPIEDADES
La parte que se utiliza es la corteza o tallo el mismo que es utilizado para el tratamiento
curativo de lesiones tumorales malignas, evita la acumulación de material purulento
previniendo la formación de abscesos, coadyuvante de dolencias gástricas y de
articulaciones presenta efecto antiacnéico (35).
Esta planta presenta acción antiinflamatoria, antipirética, antiestamínica, anticonceptiva,
disminuye el azúcar en sangre, coadyudante de problemas intestinales, empleada en cefaleas,
18
es antibacteriana y antimicótica, presenta acción analgésica y sedativa. (8), también se la
emplea como tratamiento antiviral, antioxidante y como un buen estimulante inmunológico
(38), además presenta muy baja toxicidad, que es una de las mejores ventajas de esta planta.
(4)
2.7.4 COMPOSICIÓN QUÍMICA
La corteza de la Uncaria tomentosa es la fuente principal de materia prima que se
comercializa libremente en el mercado, esta corteza presenta un rendimiento y calidad
heterogénea de compuestos químicos, que poseen buena actividad biológica, debido a
muchos factores como la variación del hábitat (clima, suelo, época del año, altitud, entre
otros) y factores genéticos propios de la planta.
Al igual que los alcaloides presentes en la corteza ya recogida cambian al transcurrir el
tiempo y dependiendo de la época del año que fue cultivada. Siendo la época con mayores
precipitaciones de lluvia entre los meses de Febrero – Abril la mejor época de cultivo. (39)
De la corteza de la planta se han descrito un gran número de compuestos químicos entre los
que tenemos: alcaloides de tipo oxindólicos tetra y pentacíclicos como: la Especiofilina, la
mitrafilina, la uncarina F, la pteropodina, la isomitrafilina, la rinchofilina, la isorrinchofilina,
la isopteropodina, y la N-óxidodihidrocorinanteina. (4) (8). También encontramos:
compuestos de isopentano (3-tripertenos pilihidroxilanos), glicósidos(3 glicósidos del ácido
quinóvico) y esteroides (β- sitosterol, stigmasterol, campesterol) (37). Además de la
presencia de tres importantes flavonoides (Artochamin C, 5’-Hydroxycudraflavone A y
Dihydrocudraflavone B). Y la existencia de triterpenos comunes (ácidos oleanólico y
ursólico). (35)
Los alcaloides oxindólicos son los responsables de estimular al sistema inmunológico del
ser humano ya que promueven una eficaz fagocitosis por parte de: neutrófilos y macrófagos
tisulares. Por su parte la Uncarina F, produce inhibición o disminución del crecimiento
celular de células neoplásicas malignas. Los glicósidos presentes poseen un efecto
inhibitorio de virus principalmente del virus de la estomatitis vesicular. El β- sitosterol posee
un efecto antiinflamatorio moderado. La pteropodina por su parte presenta un efecto
hipotensor y bradicárdico. (37)
19
La mitrafilina es el más sobresaliente de los alcaloides de la Uncaria tomentosa, este es
responsable de las actividades antifúngicas, inmunoestimulantes e antiinflamatorias,
esenciales en el tratamiento de Cándida albicans. (8)El Artochamin C, 5’-
Hydroxycudraflavone A y Dihydrocudraflavone B, son flavonoides presentes en la Uncaria
tomentosa responsables de la actividad antibacteriana y antifúngica que posee esta planta.
(4)
2.7.5 EFECTOS ADVERSOS
a) La Uncaria tomentosa es lo suficientemente segura de usar, aunque su uso por mucho
tiempo puede producir molestias digestivas e hipotensión.
b) Su uso está contraindicado durante el embarazo ya que puede reducir los niveles
plasmáticos de estradiol y progesterona, provocando abortos espontáneos.
c) No se debe confundir la Uncaria tomentosa con el género Brugmansia ya que esta es
tóxica para el sistema nervioso. (37)
20
CAPITULO III
3 MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN
Experimental In Vitro: Es experimental y comparativo ya que se estudió el efecto
inhibitorio de dilución de Sangre de Drago y Extracto hidroalcohólico de Uña de
Gato y fue comparado con la Clorhexidina.
3.1.1 POBLACIÓN
Se tomóo como población 15 cajas Petri que fueron inoculadas con Cepas de
Porphyromonas gingivalis ATCC® 33277™, las mismas que fueron obtenidas del
Laboratorio Medibac y viabilizadas en el laboratorio de Microbiología de la Facultad
de Ciencias Químicas UCE, que fueron activadas en medio de Agar Mueller Hinton
3.1.2 MUESTREO
El tipo de muestreo que fue utilizado en la presente investigación es no probabilístico
por conveniencia.
3.1.3 MUESTRA
15 cajas Petri con agar Mueller Hinton inoculadas con Porphyromona Gingivalis, En cada
caja Petri se colocó 8 discos: tres discos con diluciones de 50%, 75% y 100 % de uña de gato
y tres con diluciones de sangre de drago en las mismas concentraciones y dos discos de
control con Clorhexidina al 0.12 % y suero fisiológico como control negativo.
3.1.4 CRITERIOS DE INCLUSIÓN
1. Dilución de Sangre de Drago en concentraciones de 50%, 75%y 100%
2. Extracto hidroalcohólico de Uña de Gato en concentraciones de 50%, 75%y 100%.
3. Cajas petri con agar Muller Hinton sin contaminación
3.1.5 CRITERIOS DE EXCLUSIÓN
• . Cajas Petri con agar Muller Hinton que hayan sido inoculadas y que sufrieran,
21
fractura o contaminación al momento de la inoculación
3.1.6 VARIABLES
3.1.6.1 CONCEPTUALIZACIÓN DE VARIABLES
DEPENDIENTE
EFECTO INHIBITORIO DE PORPHYROMONA GINGIVALIS
Capacidad de Inhibir o limitar el crecimiento y desarrollo de Porphyromona Gingivalis, zona
que forma alrededor de un disco.
INDEPENDIENTES
DILUCIÓN DE SANGRE DE DRAGO DE 50%, 75% Y 100%
Preparado obtenido de la maceración de las hojas de la planta silvestre, que tiene propiedades
medicinales como cicatrizante, antiviral, antimicrobiano.
EXTRACTO HIDROALCOHÓLICO DE UÑA DE GATO DE 50%, 75% y 100%
Preparado de una planta silvestre obtenido mediante proceso de maceración o percolación
con propiedades medicinales como antiinflamoria, antibacteriana, antimicótica.
CLORHEXIDINA AL 0,12% Gold Standar
Es una sustancia antiséptica de acción bactericida y fungicida. Es utilizada en enjuagues
bucales para el tratamiento de la gingivitis y de enfermedades periodontales y en distintos
tratamientos odontológicos, el mismo que es utilizado como gold standar.
SUERO FISIOLOGICO Control Negativo
Solución salina normal, es una solución estéril que contiene cloruro de sodio al 0,9%, el
mismo que será utilizado como control negativo.
22
3.1.7 DEFINICIÓN OPERACIONAL DE LAS VARIABLES
Variables Definición operacional Tipo Clasificación Indicador
categórico
Escala de medición
Efecto inhibitorio Capacidad de Inhibir o limitar el crecimiento y
desarrollo de bacterias como la P.Gingivalis .Se
obtiene mediante observación de las cajas Petri y
medición en mm.
Dependiente Cualitativa Halos de
inhibición
S. Nula < 8mm S.
límite 9-14mm S.
sensible ≥ 20mm
Dilución de Sangre de
Drago 50%, 75%, 100%
Preparado de una planta silvestres que se obtendrá
mediante percolación. Se obtendrá en el
Laboratorio de Ciencias Químicas de la
Universidad Central
Independiente Cuantitativa 1-20 1
20
Extracto Hidroalcohólico
de Uña de Gato 50%,
75%, 100%
Preparado de una planta silvestre obtenido
mediante proceso de maceración o percolación
con propiedades medicinales. Se obtendrá en el
Laboratorio de Ciencias Químicas de la
Universidad Central
Independiente Cuantitativa 1-20 1
20
Clorhexidina
Gold Estándar
Sustancia que limita el crecimiento de
Porphyromona Gingivalis. Dato que se obtiene
mediante observación en la cajas Petri
Independiente Cuantitativa 1-20 1
20
Suero fisiológico
Control negativo
Solución embebida en los discos para sustancia
control
Independiente Cuantitativa 1-6 1
6
23
3.1.8 ESTANDARIZACIÓN
El presente estudio no requiere estandarización debido a que fue realizado por el Ingeniero
Darwin Roldan experto en desarrollar sustancias, el mismo que nos ayudó a realizar la
Dilución de Sangre de Drago y Extracto hidroalcohólico de uña de gato y por la Doctora
Rachide Acosta experta en microbiología la misma que nos ayudó con la activación de la
bacteria, siembra de la bacteria y colocación de los discos para la fase experimental del
presente estudio. (ANEXO1)
3.2 MANEJO Y MÉTODO DE RECOLECCIÓN DE DATOS
3.2.1 FASE PRE-EXPERIMENTAL
3.2.1.1 Obtención del Látex de Sangre de Drago y de la corteza del tallo de la Uña de
Gato
El látex de Sangre de Drago y la corteza de Uña de gato fueron obtenidos directamente por
el investigador en el Barrio Nueva Esperanza en el Cantón El Pangui Provincia de Zamora
Chinchipe.
3.2.1.2 Obtención de dilución de Sangre de Drago.
La dilución se la pudo obtener mediante Oferta de Servicios y Productos (OSP) de la
Facultad de Ciencias Químicas, por intermedio del Ingeniero. Darwin Roldan, quien realizó
la dilución de Sangre de Drago.
a) Recolección de la muestra.
b) El extracto de Sangre de Drago se preparó partiendo del extracto comercial
asumiendo su concentración al 100 %
c) Se procedió a hacer las diluciones respectivas al 75 y 50 % de la siguiente forma.
Para el extracto de 75 % se mezclaron 5 ml de agua destilada y 15 ml del extracto
al 100 %, para el de 50 % se mezclaron 10 ml de agua destilada y 10 ml del
extracto de 100 %.
d) Fueron envasados en frascos ámbar de vidrio.
e) Una vez realizadas las diluciones se procede a esterilizar por radiación UV.
24
Figura 1: Sangre de Drago, dilución 50%, 75%, 100%
Fuente: Paola Segura
3.2.1.3 Obtención del Extracto Hidroalcohólico de la uña de Gato.
El extracto se pudo obtener mediante Oferta de Servicios y Productos (OSP) de la Facultad
de Ciencias Químicas, por intermedio del Ingeniero. Darwin Roldan, quien realizó el
extracto hidroalcohólico de Uña de Gato.
a) Se realizó la desinfección del material vegetal (corteza de uña de gato) con alcohol
antiséptico de 75 °
b) Se pesa el material vegetal, en este caso para obtener el extracto pesamos 50
gramos de material vegetal y añadimos la solución extractora que está compuesta
por alcohol potable y agua destilada en una proporción 1/ 1 es decir 50 ml de agua
y 50 ml de alcohol.
c) Se sometió a extracción continua por 48 horas y luego se filtró.
d) Al filtrado se le añade 50 gramos de material vegetal nuevo y se procede a realizar
la extracción por otras 48 horas.
e) Se procedió de la misma forma con un tercer peso de 50 gramos de material
vegetal.
f) Una vez concluida la extracción se filtró y el extracto obtenido se considera como
de 100 %.
25
g) Se procedió a hacer las diluciones respectivas al 75 y 50 % de la siguiente forma.
Para el extracto de 75 % se mezclaron 5 ml de agua destilada y 15 ml del extracto
al 100 %, para el de 50 % se mezclaron 10 ml de agua destilada y 10 ml del
extracto de 100 %.
h) Se procedió a envasar en frascos ámbar de vidrio.
i) Una vez realizadas las diluciones se procedió a esterilizar por radiación UV.
Figura 2: Uña de Gato, extracto hidroalcohólico 50%, 75%, 100%
Fuente: Paola Segura
3.2.1.4 Compra de la cepa
La cepa fue adquirida mediante la extensión de una autorización del propietario directo de
la cepa, para poder utilizarla.
3.2.1.5 Almacenamiento
El almacenamiento de la cepa se realizó en en los laboratorios de la facultad de Ciencias
Químicas de la Universidad Central del Ecuador para su posterior activación.
3.2.2 Fase de experimental
El presente trabajo de investigación con cepas de Pophyromona gingivalis ATCC®
33277TM puras las mismas que se manipularon debidamente siguiendo las normas de
bioseguridad de manera estricta del Laboratorio de Microbiología de la Facultad de Ciencias
Químicas de la Universidad Central del Ecuador, que se someten a la reglamentación del
Ministerio de Salud Pública. (ANEXO2)
26
3.2.2.1 Activación de la cepa
Se procedió a viabilizar la cepa bacteriana sembrando los cristales liofilizados contenidos en
el empaque Kwik-Stik, en caldo de tripticasa soya.
Posteriormente se realizó el traslado mediante un hisopo a los medios de cultivo Agar Sangre
y en tripticasa de soya.
Figura 3:Activación de cepa de Porphyromona Gingivalis
Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas
Fuente: Paola Segura
27
Al finalizar este procedimiento se procedió a colocar en la jarra Gaspack y posteriormente a
ser incubados por 7 días a 37°C, en el Laboratorio Microbiología de la Facultad de Ciencias
Químicas. (ANEXO3)
Figura 4: Incubación de medios de cultivo con Porphyromona Gingivalis
Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas
Fuente: Paola Segura
3.2.2.2 Rotulación
Las cajas Petri fueron rotuladas utilizando un marcador negro permanente, la rotulación se
realizó en la base de las cajas Petri.
En el centro el numero de la caja: CL correspondiente al gluconato de clorhexidina
al 0,12 % (control positivo)
En la parte superior: 50S correspondiente a 50% de Sangre de Drago
En la parte izquierda: 75S y 100S correspondientes a la concentración de 75% y
100% de sangre de Drago a una distancia considerable.
En la parte inferior: 50U correspondiente a 50% de Uña de Gato
En la parte derecha: 75U y 100U correspondiente a la concentración de 75%y 100%
de Uña de Gato a una distancia considerable y SF correspondiente al Suero
Fisiológico (control negativo).
28
Figura 5: Rotulación de cajas Petri Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas
Fuente: Paola Segura
El presente estudio fue realizado con cepas de porphyromonas gingivalis puras, las mismas
que fueron manipuladas debidamente bajo estrictas normas de bioseguridad del Laboratorio
de microbiología de la Facultad de Ciencias Químicas de la UCE que se someten a la
reglamentación del MSP y no se intervino en muestras biológicas ni tejidos humanos lo que
lo justifica como un estudio in vitro.
3.2.2.3 Estandarización del inoculo bacteriano
De la cepa que fue incubada inicialmente se procedió a preparar una suspensión
estandarizada; de tal forma que esta pudo presentar la misma turbidez que la escala de
McFarland 0.5 (1X106 UFC/ml).
Dicho procedimiento fue realizado utilizando caldo de tripticasa Soya, el mismo que fue
agitado de manera constante, posteriormente se procedió a comparar visualmente hasta que
este alcance la misma turbidez que la solución McFarland.
La comparación fue realizada mediante luz blanca que es la luz apropiada y con un fondo
blanco con dos líneas negras la misma que nos ayudó a visualizar el contraste.
29
Figura 6: Estandarización del inoculo bacteriano
Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas
Fuente: Paola Segura
3.2.2.4 Inoculación de la cepa de Porphyromona Gingivalis ATCC® 3327 TM
Para realizar este procedimiento se utilizó un hisopo embebido en el tubo de ensayo en el
cual se obtuvo la Fórmula de MacFarland 0.5 (1X106 UFC/ml). Se procede a pintar la caja
Petri con agar sangre Muller Hinto tanto el medio como la parte interna de la misma, con
movimientos de s itálica, en las 15 Unidades experimentales.
Todo el procedimiento se realizó en el interior de una cámara de flujo laminar.
30
Figura 7: Inoculación de la cepa de Porphyromona Gingivalis ATCC® 3327 TM Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas
Fuente: Paola Segura
3.2.2.5 Colocación de discos blancos embebidos en las sustancias de estudio.
a) Procedimos a colocar 15 discos blancos para cada sustancia de estudio, en una caja
Petri vacía con rotulación en la base, después de haber inoculado los medios de
cultivo de agar sangre de cordero con la cepa de Porphyromona gingivalis ATCC®
33277™. Después se procedió a embeber estos discos mediante el uso de una pipeta
con dilución de sangre de Drago en concentraciones de 50%, 75%, y 100% de la
misma manera se procedió a embeber con extracto hidroalcohólico de Uña de Gato
en concentraciones de 50%, 75%, y 100%, este procedimiento se realizó con puntas
diferentes para cada concentración de las sustancias de estudio.
31
Figura 8: Colocación de discos blancos embebidos en sustancias de estudio Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas
Fuente: Paola Segura
b) Posteriormente con una nueva punta se procedió a colocar 15 discos blancos para
embeberlos de clorhexidina al 0,12% (control positivo) y de la misma manera se
procedió a embeber de Suero Fisiológico (control negativo).
Figura 9: Colocación de discos blancos embebidos en sustancias de estudio Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas
Fuente: Paola Segura
32
c) Luego de que los discos estén embebidos con las sustancias de estudio, se procedió
colocar estos discos en cada caja Petri con los medios de cultivo de agar sangre de
cordero inoculados con la cepa de Porphyromona gingivalis ATCC® 33277™, este
procedimiento se realizó utilizando una pinza anatómica, las cajas Petri fueron
previamente rotuladas. Los discos fueron colocados a una distancia no menor a
15mm entre sí y a 1,5 cm del borde de la placa.
Figura 10: Colocación de discos blancos embebidos en sustancias de estudio Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas
Fuente: Paola Segura
33
3.2.2.6 Colocación de los medios de cultivo con los discos embebidos en las
sustancias de estudio en jarra de Gaspak.
Una vez que se finalizó la colocación de los discos en sus respectivas cajas Petri, se
colocaron en una jarra de Gaspak para posteriormente ser incubados por 72 horas a 37o C,
en condiciones de anaerobiosis.
Figura 11: Colocación de discos blancos embebidos en sustancias de estudio en la
jarra Gaspak Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas
Fuente: Paola Segura
34
3.2.2.7 Medición de los halos de inhibición
Una vez transcurridas las 72 horas de incubación se procedio a medir los halos de inhibición
que se obtuvieron en los cultivos de Porphyromona gingivalis ATCC® 33277TM. Para
dicho procedimiento colocamos cada caja con cultivo en un contador de colonias y se utilizó
una regla milimetrada para medir los halos de inhibición.
Figura 12: Medición de halos de inhibición Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas
Fuente: Paola Segura
50%SD
75%SD
100%SD
50% UG
75% UG
SF
100% UG
CL
35
Para este procedimiento se tomó en cuenta la escala de Duraffourd 1986; la cual nos dice
que: El diámetro de la HICM: nula(-) si fue inferior o igual a 8 mm; sensibilidad limite (
sensible =+) de 9 a 14 mm ; media ( muy sensible =++) de 15 a 19 mm y sumamente sensible
( S.S.= +++) si fue igual o superior a 20 mm.
3.2.2.8 Manejo y recolección de datos
La recolección de datos de las muestras analizadas, se registró en el Laboratorio de
Bacteriología de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
con la ayuda del personal. Dichos datos se escribieron a mano en una tabla impresa en hoja
de papel bond. (Anexo 4)
3.2.2.9 Manejo y eliminación de deshechos
Todo este procedimiento fue realizado en una cámara de flujo laminar, el instrumental que
se utilizo fue esterilizado y suministrado por el Laboratorio de Bacteriología de la Facultad
de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
Las 15 cajas Petri utilizadas en este procedimiento fueron esterilizadas en autoclave.
Una vez que se terminó el proceso se desecharon en fundas rojas, rotuladas de manera
adecuada “DESECHOS INFECCIOSOS”, de acuerdo al protocolo de manejo de desechos
establecido por el Laboratorio de Bacteriología de la Facultad de Ciencias Químicas de la
Universidad Central del Ecuador. (ANEXO5)
36
CAPITULO IV
4 RESULTADOS
Dilución de sangre de drago 50% 75% 100%
24 h 48h 72h 24 h 48h 72h 24 h 48h 72h
Repetición Halos de inhibición (mm)
1 8 8 8 8 8 8 9 9 9
2 10 10 10 7 7 7 8 8 8
3 9 9 9 8 8 8 7 7 7
4 9 9 9 8 8 8 8 8 8
5 10 10 10 7 7 7 7 7 7
6 9 9 9 8 8 8 7 7 7
7 10 10 10 9 9 9 7 7 7
8 10 10 10 8 8 8 7 7 7
9 9 9 9 8 8 8 9 9 9
10 8 8 8 7 7 7 8 8 8
11 9 9 9 8 8 8 7 7 7
12 10 10 10 8 8 8 8 8 8
13 10 10 10 9 9 9 8 8 8
14 9 9 9 8 8 8 8 8 8
15 9 9 9 8 8 8 9 9 9
Tabla 1 Fuente: Paola Segura
Extracto hidroalcohólico de uña de gato Clorhexidina
0,12%
Suero
fisiológico 50% 75% 100%
24h 48
h
72h 24 h 48h 72h 24h 48h 72h
Halos de inhibición (mm) 6 6 6 6 6 6 6 6 6 12 6
6 6 6 10 10 10 8 8 8 13 6
6 6 6 8 8 8 8 8 8 13 6
7 7 7 9 9 9 8 8 8 12 6
7 7 7 8 8 8 11 11 11 13 6
7 7 7 9 9 9 9 9 9 12 6
7 7 7 9 9 9 11 11 11 11 6
7 7 7 9 9 9 8 8 8 12 6
6 6 6 8 8 8 9 9 9 11 6
7 7 7 8 8 8 9 9 9 13 6
7 7 7 9 9 9 8 8 8 12 6
7 7 7 9 9 9 9 9 9 13 6
7 7 7 10 10 10 8 8 8 11 6
6 6 6 9 9 9 8 8 8 12 6
7 7 7 9 9 9 10 10 10 13 6
Tabla 2 Fuente: Paola Segura
37
4.1 ANÁLISIS ESTADISTICO
Para el estudio estadístico se utiliza el programa SPSS 25 con el objetivo de determinar el
efecto inhibitorio mediante la medición del halo de inhibición de dilución de Sangre de drago
y extracto Hidroalcohólico de uña de Gato en concentraciones de 50%, 75% y 100% sobre
la cepa de Potphyromona Gingivalis. Además, se utiliza un nivel de significancia del 95% y
5% de error.
4.1.1 PRUEBA DE NORMALIDAD
Para utilizar las pruebas estadísticas, primero se realiza la prueba de normalidad,
determinando las siguientes hipótesis.
H1 Las muestras no provienen de poblaciones con distribución normal.
H0 Las muestras provienen de poblaciones con distribución normal
Tabla 3: Prueba Shapiro-Wilk
Shapiro-Wilk
Estadístico gl Valor p
Dilución de sangre de drago 50% ,798 15 ,003
Dilución de sangre de drago 75% ,763 15 ,001
Dilución de sangre de drago 100% ,806 15 ,004
Extracto uña de gato 50% ,603 15 ,000
Extracto uña de gato 75% ,814 15 ,006
Extracto uña de gato 100% ,876 15 ,041
Clorhexidina 0,12% ,806 15 ,004
Suero fisiológico . 15 .
Fuente: Ing. Luis Yumi
Como las muestras son menores a 50 se utiliza la prueba Shapiro-Wilk; donde se evidencia
que el valor p(significancia)<0,05 se rechaza la H0. Entonces, se evidencia que las muestras
no provienen de muestras normales y se utiliza pruebas no paramétricas.
38
4.2 ANÁLISIS DESCRIPTIVO
Datos descriptivos - Dilución de sangre de drago
Tabla 4: Medias - Dilución de sangre de drago Fuente: Ing. Luis Yumi
Se evidencia que las medias en concentraciones del 50% son superiores al de 75% y 100%
respectivamente. Mientras el de 75% es superior al del 100%.
Tabla 5:Concentraciones - Dilución de sangre de drago Fuente: Ing. Luis Yumi
Las 15 repeticiones a concentración del 50% son superiores, donde la primera y décima
repetición tienen los halos de inhibición (mm) más bajos.
9,2
7
9,2
7
9,2
7
7,9
3
7,9
3
7,9
3
7,8
0
7,8
0
7,8
0
7,00
7,50
8,00
8,50
9,00
9,50
24 H 48H 72H 24 H 48H 72H 24 H 48H 72H
50% 75% 100%
Medias - Dilución de sangre de drago
0
2
4
6
8
10
12
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Concentraciones - Dilución de sangre de drago
50% 75% 100%
39
Muestras relacionadas
Considerando la prueba no paramétrica para datos relacionados se utiliza Wilcoxon, que
permite analizar la diferencia en el tiempo
Estadísticos de prueba Wilcoxon
Dilución de sangre de drago de 50% en relación al 75% y 100%
Concentraciones - tiempo Valor p (significancia)
50% - 75% - 24 h ,001
50% - 100% - 24 h ,003
75% - 100% - 24 h ,593
50% - 75% - 48 h ,001
50% - 100% - 48 h ,003
75% - 100% - 48 h ,593
50% -75% - 72 h ,001
50% -100% - 72 h ,003
75% -100% - 72 h ,593
Tabla 6:Prueba Wilcoxon - Dilución de sangre de drago Fuente: Ing. Luis Yumi
Según esta prueba se evidencia que el efecto inhibitorio de dilución de Sangre de Drago en
la concentración de 50% a 75%; y 50% a 100% si existe variación, mientras en las
concentraciones de 75% a 100% estadísticamente la variación no es significante.
Datos descriptivos - Extracto hidroalcohólico de uña de gato
Tabla 7:Medias -Extracto hidroalcohólico de uña de gato Fuente: Ing. Luis Yumi
6,6
7
6,6
7
6,6
7 8,6
7
8,6
7
8,6
7
8,6
7
8,6
7
8,6
7
-
2,00
4,00
6,00
8,00
10,00
24 H 48H 72H 24 H 48H 72H 24 H 48H 72H
50% 75% 100%
Medias -Extracto hidroalcohólico de uña de gato
40
En el extracto hidroalcohólico de uña gato se evidencia que las concentraciones de 75% y
100% son iguales, pero superiores al de 50%..
Tabla 8:Extracto hidroalcohólico de uña de gato Fuente: Ing. Luis Yumi
Como se observa en la figura las concentraciones del 100% en las repeticiones cinco y
siete son superiores al resto.
Estadísticos de prueba Wilcoxon
Extracto hidroalcohólico de uña de gato 50% en relación al 75% y 100%
Concentraciones - tiempo Valor p (significancia)
50% -75% - 24 h ,001
50% -100% - 24 h ,001
75% -100% - 24 h ,927
50% -75% - 48 h ,001
50% -100% - 48 h ,001
75% -100% - 48 h ,927
50% -75% - 72 h ,001
50% -100% - 72 h ,001
75% -100% - 72 h ,927
Tabla 9: Prueba Wilcoxon - Extracto hidroalcohólico de uña de gato Fuente: Ing. Luis Yumi
0
2
4
6
8
10
12
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Extracto hidroalcohólico de uña de gato
50% 75% 100%
41
Según esta prueba se evidencia que Extracto hidroalcohólico de uña de gato en la
concentración 50% en relación de 75% y 100% si existe una variación. Pero el 75% y 100%
no.
4.3 Muestras independientes-Kruskal-Wallis
La prueba para muestras independientes en grupo de utiliza la prueba Kruskal-Wallis que
permite relacionar las variables dependientes e independientes.
Tabla 10: Prueba Kruskal-Wallis Estadísticos Kruskal-Wallis
Kruskal-Wallis 94,358
Gl 7
Sig. asintótica ,000
Fuente: Ing. Luis Yumi
Tabla 11: Prueba de Kruskal-wallis
Fuente: Ing. Luis Yumi
42
A continuación, se presenta las medias en relación a la clorhexidina 0,12% y Suero
Fisiológico
Tabla 12:Medias en relación a clorhexidina 0,12% y Suero Fisiológico Fuente: Ing. Luis Yumi
Se evidencia que la media de la clorhexidina 0,12% es 12,20, por ende es superior al Dilución
de sangre de drago y al Extracto hidroalcohólico de uña de gato, pero el suero fisiológico
con una media de 6 es inferior a todas las repeticiones.
Tabla 13: Clorhexidina 0,12% - Dilución de sangre de drago - Extracto
hidroalcohólico de uña de gato Fuente: Ing. Luis Yumi
12
,20
6,0
0
9,2
7
7,9
3
7,8
0
6,6
7 8
,67
8,6
7
0
2
4
6
8
10
12
14C
LOR
HEX
IDIN
A 0
,12
%
SUER
O F
ISIO
LÓG
ICO
Dilu
ció
n d
e s
angr
e d
ed
rago
50
%
Dilu
ció
n d
e s
angr
e d
ed
rago
75
%
Dilu
ció
n d
e s
angr
e d
ed
rago
10
0%
Extr
acto
de
uñ
a d
e ga
to5
0%
Extr
acto
de
uñ
a d
e ga
to7
5%
Extr
acto
de
uñ
a d
e ga
to1
00
%
0
5
10
15
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16
Clorhexidina 0,12% - Dilución de sangre de drago y Extracto hidroalcohólico de uña de gato
CLORHEXIDINA 0,12% Dilución de sangre de drago 50%
Dilución de sangre de drago 75% Dilución de sangre de drago 100%
Extracto de uña de gato 50% Extracto de uña de gato 75%
Extracto de uña de gato 100%
43
Se evidencia que la Clorhexidina 0,12%, es superior que las concentraciones tanto de la
Dilución de sangre de drago - Extracto hidroalcohólico de uña de gato. Para analizar la
relación con control positivo se utiliza la prueba estadística Mann Whitney (para muestras
independientes)
4.4 PRUEBA MANN WHITNEY
Tabla 14: Prueba de Mann Whitney - Dilución de sangre de drago Prueba de Mann Whitney
Grupos N Rango promedio U - Mann
Whitney
p(valor)
Dilución de sangre de
drago 50%
15 8,00 0,00 0,00
CLORHEXIDINA 0,12% 15 23,00
Dilución de sangre de
drago 75%
15 8,00 0,00 0,00
CLORHEXIDINA 0,12% 15 23,00
Dilución de sangre de
drago 100%
15 8,00 0,00 0,00
CLORHEXIDINA 0,12% 15 23,00
Extracto de uña de gato
50%
15 8,00 0,00 0,00
CLORHEXIDINA 0,12% 15 23,00
Extracto de uña de gato
75%
15 8,00 0,00 0,00
CLORHEXIDINA 0,12% 15 23,00
Extracto de uña de gato
100%
15 8,00 0,00 0,00
CLORHEXIDINA 0,12% 15 23,00
Fuente: Ing. Luis Yumi
Se evidencia estadísticamente que existe una variación entre la Clorhexidina 0,12% -
Dilución de sangre de drago - Extracto hidroalcohólico de uña de gato, al considerar que el
valor de p<0,05.
44
Tabla 15:Suero fisiológico - Dilución de sangre de drago - Extracto hidroalcohólico de
uña de gato Fuente: Ing. Luis Yumi
Se evidencia que las repeticiones del valor negativo son menores a la Dilución de sangre de
drago - Extracto hidroalcohólico de uña de gato.
Tabla 16: Prueba de Mann Whitney - Extracto hidroalcohólico de uña de gato Prueba de Mann Whitney
Grupos N Rango
promedio
U - Mann
Whitney
p(valor)
Dilución de sangre de drago 50% 15 8,00 0,00 0,00
Suero Fisiológico 15 23,00
Dilución de sangre de drago 75% 15 8,00 0,00 0,00
Suero Fisiológico 15 23,00
Dilución de sangre de drago 100% 15 8,00 0,00 0,00
Suero Fisiológico 15 23,00
Extracto de uña de gato 50% 15 8,00 37,50 0,286
Suero Fisiológico 15 23,00
Extracto de uña de gato 75% 15 8,00 7,50 0,00
Suero Fisiológico 15 23,00
Extracto de uña de gato 100% 15 8,00 7,50 0,00
Suero Fisiológico 15 23,00
Fuente: Ing. Luis Yumi
0
5
10
15
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16
Suero fisiológico- Dilución de sangre de drago y Extracto hidroalcohólico de uña de gato
SUERO FISIOLÓGICODilución de sangre de drago 50%Dilución de sangre de drago 75%Dilución de sangre de drago 100%Extracto de uña de gato 50%
45
Se evidencia estadísticamente que existe una variación entre el suero fisiológico - Dilución
de sangre de drago - Extracto hidroalcohólico de uña de gato, al considerar que el valor de
p<0,05. Excepto, la relación entre Extracto de uña de gato 50% y Suero Fisiológico que el
valor de significancia > 0,05.
Para aprobar las hipótesis de investigación:
H1 El efecto inhibitorio de dilución de Sangre de Drago y extracto hidroalcohólico de Uña
de Gato a 100%, 75% y 50% es igual o mayor al de la clorhexidina al 0,12%
H0 El efecto inhibitorio De dilución de Sangre de Drago y extracto hidroalcohólico de Uña
de Gato a 100%, 75% y 50% no es igual o mayor al de la clorhexidina al 0,12%
Se aprueba la hipótesis alternativa porque el valor p<0,05. En función de la escala de
medición según Duraffourd, se aprueba la igual de efecto inhibitorio de la dilución de Sangre
de Drago de la concentración al 50%; y extracto hidroalcohólico de Uña de Gato de la
concentración del 75% con respecto a la clorhexidina 12%.
Dilución de Sangre de Drago
50% 75% 100% CLORHEXIDINA 12% SUERO FISIOLÓGICO
PROME
DIO
Medició
n
Promedio Medició
n
Promedio Medició
n
Promedio Medició
n
Promedio Medició
n
8 Nula 8 Nula 9 Sensible 12 Sensible 6 Nula
10 Sensible 7 Nula 8 Nula 13 Sensible 6 Nula
9 Sensible 8 Nula 7 Nula 13 Sensible 6 Nula
9 Sensible 8 Nula 8 Nula 12 Sensible 6 Nula
10 Sensible 7 Nula 7 Nula 13 Sensible 6 Nula
9 Sensible 8 Nula 7 Nula 12 Sensible 6 Nula
10 Sensible 9 Sensible 7 Nula 11 Sensible 6 Nula
10 Sensible 8 Nula 7 Nula 12 Sensible 6 Nula
9 Sensible 8 Nula 9 Sensible 11 Sensible 6 Nula
8 Nula 7 Nula 8 Nula 13 Sensible 6 Nula
9 Sensible 8 Nula 7 Nula 12 Sensible 6 Nula
10 Sensible 8 Nula 8 Nula 13 Sensible 6 Nula
10 Sensible 9 Sensible 8 Nula 11 Sensible 6 Nula
9 Sensible 8 Nula 8 Nula 12 Sensible 6 Nula
9 Sensible 8 Nula 9 Sensible 13 Sensible 6 Nula
Tabla 17 Fuente: Ing. Luis Yumi
46
Comparaciones multiples
Variable dependiente: Dilución de Sangre de Drago
HSD Tukey
(I) Grupos (J) Grupos Diferencia de medias (I-J) Desv. Error Sig.
Intervalo de confianza al 95%
Límite inferior Límite superior
Clorhexidina 12%
50% ,13333 ,10571 ,715 -,1627 ,4293
75% ,86667* ,10571 ,000 ,5707 1,1627
100% ,80000* ,10571 ,000 ,5040 1,0960
5,00 1,00000* ,10571 ,000 ,7040 1,2960
*. La diferencia de medias es significativa en el nivel 0.05.
Tabla 18: HSD Tukey Fuente: Ing. Luis Yumi
Solo la concentración de la Dilución de Sangre de Drago es sensible en relación a la
Clorhexidina, el resto de concentraciones no.
Extracto hidroalcohólico de Uña de Gato
50% 75% 100% Clorhexidina 12% Suero Fisiologico
Promedi
o
Medició
n
Promedi
o
Medició
n
Promedi
o
Medició
n
Promedi
o
Medició
n
Promedi
o
Medició
n
6 Nula 6 Nula 6 Nula 12 Sensible 6 Nula
6 Nula 10 Sensible 8 Nula 13 Sensible 6 Nula
6 Nula 8 Nula 8 Nula 13 Sensible 6 Nula
7 Nula 9 Sensible 8 Nula 12 Sensible 6 Nula
7 Nula 8 Nula 11 Sensible 13 Sensible 6 Nula
7 Nula 9 Sensible 9 Sensible 12 Sensible 6 Nula
7 Nula 9 Sensible 11 Sensible 11 Sensible 6 Nula
7 Nula 9 Sensible 8 Nula 12 Sensible 6 Nula
6 Nula 8 Nula 9 Sensible 11 Sensible 6 Nula
7 Nula 8 Nula 9 Sensible 13 Sensible 6 Nula
7 Nula 9 Sensible 8 Nula 12 Sensible 6 Nula
7 Nula 9 Sensible 9 Sensible 13 Sensible 6 Nula
7 Nula 10 Sensible 8 Nula 11 Sensible 6 Nula
6 Nula 9 Sensible 8 Nula 12 Sensible 6 Nula
7 Nula 9 Sensible 10 Sensible 13 Sensible 6 Nula
Tabla 19 Fuente: Ing. Luis Yumi
47
Comparaciones multiples
Variable dependiente: Extracto hidroalcohólico de Uña de Gato
HSD Tukey
(I) Grupos (J) Grupos
Diferencia de
medias (I-J) Desv. Error Sig.
Intervalo de confianza al 95%
Límite inferior Límite superior
Clorhexidina 12%
50% 1,00000* ,11602 ,000 ,6751 1,3249
75% ,33333* ,11602 ,042 ,0085 ,6582
100% ,53333* ,11602 ,000 ,2085 ,8582
Tabla 20:HSD Tukey
Tabla 20
Fuente: Ing. Luis Yumi
La diferencia de medias es significativa en el nivel 0.05.
48
CAPITULO V
5 DISCUSIÓN
En el presente estudio In-Vitro, se evaluó la capacidad inhibitoria de dilución de sangre de
Drago y extracto Hidroalcohólico de Uña de Gato en concentraciones de 50%, 75% y 100%
en comparación con clorhexidina al 0,12% frente a cepas de Porphyoromona Gingivalis.
Como una alternativa de prevención, así mismo buscando que complemente el tratamiento
periodontal como lo es el raspado y alisado.
No se han evidenciado estudios en los que se analice el efecto de Sangre de Drago y Uña de
Gato frente a Porphyromona Gingivalis específicamente, sin embargo, existen estudios que
están relacionados como:
El realizado por Lazo J. en el 2007 (40) quien en un estudio in Vivo en mujeres embarazadas
con gingivitis propia del embarazo demostró que el uso de Sangre de Drago ayuda a reducir
los signos de la Gingivitis en el embarazo, de cierta forma el uso de este agente también
ayudó a inhibir el crecimiento de cierto tipo de bacterias que se relacionan con la gingivitis.
En relación con el estudio mencionado podemos decir que al realizar el presente estudio
determinamos que Sangre de Drago en concentración de 50% puede inhibir el crecimiento
de Porphyromona Gingivalis, la misma que es una bacteria presente en la cavidad oral y es
uno de los principales agentes etiológicos de enfermedades periodontales.
Así como también el estudio de Ccahuana Vasquez y col. En el 2007 (4) quienes pudieron
comprobar mediante un estudio In- vitro que Uncaria Tomentosa (Uña de Gato)
micropulverizada puede inhibir el crecimiento de bacterias: como Streptococcus mutan,
Staphylococcus aureus, S. intermedius y enterobacterias como: Klebsiella Pneumoniae y
Citrobacter Freundii las mismas que se pueden encontrar en la cavidad oral y que bajo
ciertas condiciones son agentes etiológicos de enfermedades. Mediante el presente estudio
también se pudo determinar que el Extracto Hidroalcohólico de Uña de Gato (Uncaria
Tomentosa) presenta inhibición del crecimiento de porphyromona gingivalis bacteria
presente en la cavidad bucal, llegando a tener un halo de 8mm en concentraciones de 75% y
100%.
49
También encontramos que mediante un estudio In-Vitro realizado por Cayo y Barrea en el
2014 (41) el cual demuestra que Sangre de Drago (Croton lechleri) provenientes de Perú, en
concentraciones 50 % y 75% puede inhibir el crecimiento de Streptococcus Mutans, bacteria
presente en la cavidad oral la misma que es agente etiológico de la caries. De la misma
manera al realizar el presente estudio se pudo comprobar que la sangre de Drago (Croton
lechleri) en concentraciones de 50% también tiene acción sobre la Porphyromona Gingivalis
la misma que también se la puede encontrar en la cavidad oral y es agente etiológico de
enfermedades periodontales.
En un estudio realizado por Herrera y col. En el 2010 (38) en el que comprueba que el 2%
de gel de Uncaria tomentosa puede inhibir microorganismos endodónticos presentes en el
conducto del diente así como también en la cavidad oral, las mismas que son Enterococcus
faecalis, Sthaphylococcus aureus y Candida albicans, también se pudo determinar que si se
combina clorhexidina y Uncaria tomentosa tiene mayor acción inhibitoria frente a estos
microorganismos. En relación al estudio mencionado con el presente estudio pudimos
determinar que Porphyromona Gingivalis bacteria presente en la cavidad oral, presenta
sensibilidad al Extracto Hidroalcohólico de Uña de Gato (Uncaria Tomentosa) en
concentraciones del 75% y 100% llegando a tener un halo de hasta 8mm.
Un estudio realizado por Salas y Retana en el 2008 (10) en el cual se analizó la acción de la
Sangre de Drago en el tratamiento de la enfermedad periodontal, este estudio se realizó en
pacientes de 18 años con periodontitis crónica del adulto en el cual se pudo comprobar que
con la aplicación de Sangre de Drago se puede reducir las bolsas periodontales en un 19%
en la superficie vestibular y un 24% en la superficie palatina y lingual, de cierta forma al
ayudar a reducir el tamaño de las bolsas periodontales también tiene acción sobre bacterias
que se presentan en las bolas periodontales. En relación con el estudio mencionado en el
cual no se especifican las bacterias que están siendo inhibidas por la Sangre de Drago con el
presente estudio se pudo determinar que por efecto de Sangre de Drago en concentraciones
50% se produce inhibición del crecimiento de Porphyromona Gingivalis la misma que es
una bacteria presente en la cavidad oral y uno de los principales agentes etiológicos de la
enfermedade periodontal por ende se encuentran en las bolsas periodontales, llegando a tener
un halo de 9mm.
50
De acuerdo con las pruebas estadísticas nos dio como resultado que la clorhexidina al 0,12%
tiene mayor efecto que la dilución de Sangre de Drago y Extracto Hidroalcohólico de uña
de Gato, sin embargo, cabe mencionar que la Sangre de Drago al 50% y Uña de Gato al 75%
y 100% se les puede tomar en cuenta como un método inhibitorio y de prevención de manera
accesible y asequible frente a Porphyromona Gingivalis.
Debido a que no se registran datos de Sangre de Drago y Uña de Gato frente a microbiota
periodontopatógena se procedió a realizar la presente investigación.
En la cual pudimos determinar que la Sangre de Drago en una concentración de 50% presenta
efecto inhibitorio sobre Porphyromona Gingivalis con un halo de inhibición de 9mm y Uña
de Gato en concentraciones de 75% Y 100% presenta efecto inhibitorio sobre Porphyromona
Gingivalis con un halo de inhibición de 8mm.
51
5.1 CONCLUSIONES:
1. La Dilución de Sangre de Drago puede inhibir el crecimiento frente a Porphyromona
Gingivalis en concentraciones del 50% llegado a formar un halo de 9mm.
2. Diluciones de sangre de Drago en concentraciones de 75% Y 100% presentan bajo
efecto inhibitorio de crecimiento frente a Porphyromona Gingivalis llegando a
formar un halo de 7 mm.
3. El extracto hidroalcohólico de Uña de Gato en concentraciones de 75% y 100%
presentan efecto inhibitorio frente a Porphyromona Gingivalis llegando a formar un
halo de 8mm.
4. El extracto hidroalcohólico de Uña de Gato en concentraciones de 50% presentan
efecto inhibitorio similar al suero fisiológico frente a Porphyromona Gingivalis.
5. Al comparar la dilución de Sangre de Drago y Extracto Hidroalcohólico con la
clorhexidina al 0,12% podemos determinar que la clorhexidina tiene mejor efecto
inhibitorio sobre Porphyromona Gingivalis.
52
5.2 RECOMENDACIONES:
1. Se recomienda hacer estudios de Sangre de Drago frente a otros patógenos comunes
de la cavidad oral.
2. Se recomienda realizar estudios in vivo de Uña de Gato que analice su
comportamiento en la cavidad oral y los posibles efectos adversos.
3. Se recomienda realizar estudios in-vivo se Sangre de Drago en pacientes con
enfermedades periodontales.
53
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57
ANEXOS
ANEXO 1: Certificado de elaboración del trabajo.
58
59
ANEXO 2: Certificado de estado Liofilizado de la cepa.
60
ANEXO 3: Activación de la cepa de acuerdo a las especificaciones del fabricante
61
ANEXO 4:Tabla de recolección de datos
Extracto hidroalcohólico de uña de gato Clorhexidina
0,12%
Suero
fisiológico 50% 75% 100%
24h 48h 72h 24 h 48h 72h 24h 48h 72h
Halos de inhibición (mm)
Dilución de sangre de drago
50% 75% 100%
24 h 48h 72h 24 h 48h 72h 24 h 48h 72h
Repetición Halos de inhibición (mm)
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
62
ANEXO 5: Certificado de manejo de desechos
63
ANEXO 6: Certificado de uso de materia estéril
64
ANEXO 7: Autorización para uso de instalaciones
65
ANEXO 8: Hoja de Resultados
66
ANEXO 9: Certificado del Comité de Ética
67
ANEXO 10: Aprobación del Tema
68
69
ANEXO 11: Renuncia del Estadístico
70
ANEXO 12: TOPIC
71
ANEXO 13: Certificado del URKUND
72
ANEXO: Solicitud Repositorio
73