estágio básico corrigido
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FACULDADE DE MEDICINA DE SÃO JOSÉ DO RIO PRETO
Técnicas Básicas em
Histologia Estágio Básico
Ana Paula Ribeiro F. da Costa 15/01/2011
Relatório de Estágio Básico apresentado à Faculdade de Medicina de
São José do Rio Preto - FAMERP.
Orientador: Prof. Dr. Júlio César André.
Ana Paula R. F. da Costa
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Agradecimentos
À Domingos Zanchetta Neto, pela amizade, auxílio, paciência e bom humor durante a
supervisão do estágio.
À Zanclayr Alves Santana, pela simpatia e apoio durante o estágio.
Ao Prof. Dr. Júlio César André, pela disponibilidade e pela oportunidade.
A todos do laboratório de Histotecnologia pela colaboração e partilha de
conhecimentos.
Ana Paula R. F. da Costa
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Sumário
1. Introdução ......................................................................................................................... 4
2. Objetivos........................................................................................................................... 5
3. Procedimento no Laboratório de Histotecnologia ............................................................... 5
3.1. Composição e Preparo da Solução Sulfocrômica: ....................................................... 5
3.2. Cuidados Gerais de Laboratório ................................................................................. 5
4- Preparação de Tecidos para Exame Microscópico .............................................................. 7
4.1. Dissecação e coleta do material .................................................................................. 7
4.2. Fixação ...................................................................................................................... 8
4.2.1. Conceitos Gerais ................................................................................................ 8
4.2.2. Soluções: Principais fixadores ............................................................................ 9
4.3. Descalcificação ........................................................................................................ 10
4.4. Inclusão ................................................................................................................... 11
4.5. Microtomia .............................................................................................................. 12
4.6. Distensão em Banho Maria e Captura dos Cortes ..................................................... 13
4.7. Desparafinização e Hidratação ................................................................................. 13
4.8. Montagem ............................................................................................................... 14
4.9. Montagem total de Mesentério ................................................................................. 15
4.10. Métodos de Coloração ......................................................................................... 15
4.10.1. Conceito .......................................................................................................... 15
4.10.2. Coloração de Rotina: Hematoxilina e Eosina (HE) ........................................... 16
4.10.3. Coloração especial ........................................................................................... 19
5. Documentação Fotográfica .............................................................................................. 23
6. Análise Histológica ......................................................................................................... 23
5.1. Introdução ............................................................................................................... 23
5.1.1. Tecidos Epiteliais ................................................................................................ 23
5.1.2. Tecidos Conectivos .......................................................................................... 24
5.1.3. Tecido Nervoso ................................................................................................ 24
5.1.4. Tecidos Musculares ......................................................................................... 25
5.2. Análise de Foto micrografias ................................................................................... 25
5.2.1. Traquéia........................................................................................................... 25
5.2.2. Orelha .............................................................................................................. 30
5.2.3. Língua ............................................................................................................. 31
Ana Paula R. F. da Costa
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5.2.4. Esôfago ............................................................................................................ 34
5.2.5. Estômago ......................................................................................................... 36
5.2.6. Intestino Delgado ............................................................................................. 38
5.2.7. Intestino Grosso ............................................................................................... 41
5.2.9. Fígado.............................................................................................................. 45
5.2.10. Rim.................................................................................................................. 47
5.2.11. Bexiga ............................................................................................................. 49
5.2.12. Mesentério ....................................................................................................... 51
5.2.13. Artéria Elástica ................................................................................................ 53
5.2.14. Coração ........................................................................................................... 54
7. Referências Bibliográficas ............................................................................................... 55
Ana Paula R. F. da Costa
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1. Introdução
Histologia (do grego hydton = tecido + logos = estudos) é o estudo dos tecidos do
corpo e de como estes tecidos se organizam para constituir órgãos. (JUNQUEIRA E
CARNEIRO, 2004). Nesse contexto, o objeto de estudo da histologia é entender não só
a micro anatomia das células, dos tecidos e dos órgãos, mas também aprender o máximo
possível sobre sua função em termos estruturais (MICHAEL E ROMRELL,1993).
Logo, utilizam-se métodos extremamente diversificados, que vão muito além dos cortes
iniciais em parafina corados com hematoxilina e eosina (HE) comumente utilizados
para cursos histológicos básicos tal como propõe o presente estágio.
Atualmente, em toda a histologia animal definem-se quatro tipos básicos de tecidos.
São eles: tecido epitelial, tecido conjuntivo, tecido muscular e tecido nervoso. Estes, de
modo geral, são constituídos por células e matriz extracelular (MEC), sendo esta última,
composta por inúmeras moléculas, as quais podem formar estruturas complexas tal
como fibrilas de colágeno e membranas basais. Para o estudo adequado da organização
abordada o procedimento mais utilizado consiste na preparação de cortes histológicos,
posteriormente observados sob microscópio de luz, no qual a imagem forma-se após um
feixe de luz atravessar determinada estrutura. Dessa maneira células vivas, camadas
muito delgadas de células ou de tecidos, membranas transparentes de animais vivos
(mesentério, por exemplo) são observadas diretamente no microscópio (JUNQUEIRA E
CARNEIRO, 2004). Embora, hoje, a interpretação detalhada da micro anatomia, fique
a cargo da microscopia eletrônica, em virtude de sua maior ampliação – poder de
resolução – para um curso básico em técnicas histológicas cabe utilizar a microscopia
de luz, a partir da qual inúmeras análises posem ser realizadas, atingindo os objetivos
propostos.
No intuito de analisar adequadamente a organização tecidual é necessária a
aplicação de técnicas histológicas, buscando a preservação das características celulares
e teciduais dos órgãos (LUZ E NETTO, 1998). Inicialmente, as estruturas são coletadas
do animal por meio de técnica específica, logo, são fragmentadas a fim de uma melhor
penetração do fixador – solução especifica para evitar a autólise tecidual. Agora já é
possível a desidratação, diafanização e impregnação de parafina. Então se obtém blocos
parafinados, onde se incluem os fragmentos das estruturas submetidas a analise. Porém,
nessa etapa ainda, a maioria dos tecidos e órgãos são espessos, impossibilitando a
penetração adequada de luz a fim de formar uma imagem. Desse modo, por meio de um
instrumento de grande precisão, o micrótomo, fatiam-se milimetricamente as estruturas,
obtendo grande precisão. Essa é uma das etapas mais importantes do processo. Agora já
é possível aprisionar os cortes sob as lâminas de vidro para serem corados. Resumiu-se,
então, a preparação de tecidos para exame microscópio.
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2. Objetivos
Aprender as técnicas abordadas acima foi o objetivo do estágio “Técnicas Básicas
em Histologia” no laboratório de Histotecnologia do Departamento de Anatomia da
Faculdade de Medicina de São José do Rio Preto – FAMERP. A convivência diária em
um laboratório de Histotecnologia, além do contato direto com diversos profissionais
que utilizam o laboratório referido para os mais diversos tipos de estudos possibilitou
um amadurecimento a respeito da importância da Histologia como base para estudo de
outras disciplinas, como por exemplo, a Patologia, a fisiologia e imunologia.
3. Procedimento no Laboratório de Histotecnologia
Para maior segurança dos pesquisadores e atuantes no laboratório, assim como para
o sucesso dos procedimentos, as drogas e vidrarias devem ser rotuladas e catalogadas.
Essas devem sempre ser manuseadas de modo adequado e com segurança, tomando as
precauções necessárias. É imprescindível o controle de entrada e saída do material do
laboratório.
Na técnica histológica deve-se primeiramente ler a técnica para em seguida colocar
no lugar de trabalho todo o material a ser utilizado, já devidamente identificado e
rotulado. É importante seguir pormenorizadamente as etapas da técnica, acatando com
precisão sempre os tempos de cada passo do processo.
A vidraria do laboratório deve ser bem lavada e seca em estufa apropriada. Já para a
limpeza das lâminas deve-se colocá-las em solução sulfocrômica durante vinte e quatro
horas, em seguida lavá-las em água corrente e enxugá-las com pano tipo fralda,
guardando-as em caixas próprias.
3.1. Composição e Preparo da Solução Sulfocrômica:
- 1 l de água;
- 30 gramas de bicromato de potássio;
- 50 ml de ácido sulfúrico;
Dissolver o bicromato de potássio na água e adicionar o ácido.
As demais recomendações a serem seguidas correspondem às normas de segurança
e manutenção aplicáveis a todos os laboratórios.
3.2. Cuidados Gerais de Laboratório
1. Usar sempre material de proteção (luvas, óculos, máscaras, etc.) indicado para cada
caso particular. Segurança é um dever e uma obrigação.
2. Manter sempre limpo o local de trabalho, evitando obstáculos inúteis que possam
dificultar a análise.
3. Usar uniformes adequados.
4. Proteger bem os pés usando sapatos adequados, bem fechados.
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5. Não correr dentro do laboratório.
6. Beber, comer e fumar, somente nos locais permitidos.
7. Não usar nenhum objeto ou utensílio de laboratório para uso pessoal.
8. Ler os rótulos de reagentes com atenção (inflamável, tóxico, etc.) e utilizar os
mesmos com os devidos cuidados.
9. Tomar o cuidado necessário ao trabalhar com substâncias ácidas ou básicas.
10. Quando for diluir ácidos fortes, sempre adicionar ácido à água e nunca o contrário.
11. Ao preparar soluções que produzem reações exotérmicas fortes, sempre usar capela
ou banho de gelo seco.
12. Não colocar as tampas de frascos ou pipetas sobre a bancada.
13. Ao preparar reagentes, rotular imediatamente os frascos para evitar confusões.
14. Ao derrubar alguma substância sobre a bancada ou chão, limpe imediatamente para
evitar acidentes.
15. Não trabalhar e não deixar frascos com inflamáveis próximos de chamas ou
resistências elétricas.
16. Não aquecer substâncias inflamáveis (álcool, benzeno, etc.) sem os devidos
cuidados. Usar manta térmica ou banho-maria.
17. Não inalar vapores de gases irritantes ou inflamáveis. Utilizar a capela de exaustão
na presença dos mesmos.
18. Ter muita cautela ao testar um novo composto químico; não colocá-lo próximo ao
nariz.
19. Nunca deixar sem atenção qualquer operação que envolva aquecimento ou reação
violenta.
20. Não deixar sobre a bancada vidros quentes; se isto for necessário, avisar todos os
colegas.
21. Nunca trabalhar ou aquecer tubos de ensaio com abertura dirigida para si ou outra
pessoa. Direcionar para a capela.
22. Não aquecer reagentes em sistemas fechados.
23. Ligar o exaustor sempre que houver escape de valores ou gases no laboratório.
24. Antes de realizar uma reação da qual não saiba os resultados esperados, fazer uma
em escala na capela.
25. Não trabalhar com material imperfeito, principalmente vidros. Improvisações é o
primeiro passo para um acidente.
26. Após trabalhar com material tóxico, lavar bem as mãos, o local de trabalho e os
materiais utilizados.
27. Lubrificar os tubos de vidro, antes de tampá-los com uma rolha.
28. Proteger as mãos com luvas apropriadas.
29. Não jogar nenhum material sólido dentro da pia ou do ralo. Colocar em recipientes
especiais para lixo. Quando não forem inflamáveis ou tóxicos, despejar na pia com
bastante água.
30. Ter a localização dos chuveiros de emergência, lavadores de olhos e extintores e
saber usá-los corretamente.
31. Combustíveis e substâncias altamente inflamáveis devem ter local próprio e bem
determinado no laboratório.
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32. Algumas substâncias se alteram à temperatura ambiente devendo ser conservadas
em câmara fria, geladeira ou freezer.
33. Substâncias higroscópicas devem ser acondicionadas no dissecador.
34. Manter ao abrigo da luz toda substância fotossensível.
35. Em incêndio produzido por papel, madeira ou material que faça brasas ou cinzas,
usar água. Dirigir jato de água para a base do fogo.
36. Os recipientes contendo vidro, quando se inflamam devem ser cobertos com tela de
amianto ou outro objeto apropriado, para evitar a entrada de ar, apagando desta
forma o fogo.
37. Não jogar água em fogo produzido por líquidos inflamáveis que não sejam
miscíveis em água. Apague as chamas com extintores (CO2 ou pó químico) ou
abafe imediatamente.
38. Não usar extintores de líquido em circuitos elétricos; usar sempre extintores de CO2.
39. Ao sair do laboratório, verifique se não há torneiras de água ou gás abertas. Desligar
todos os aparelhos, deixar os equipamentos limpos e lavar as mãos. Fechar as
janelas, apagar a luz e fechar a porta. (MINISTÉRIO DA AGRICULTURA, 1981)
4- Preparação de Tecidos para Exame Microscópico
Consiste na preservação dos tecidos de modo que suas estruturas se mantenham
normais e muito próximas do natural.
4.1. Dissecação e coleta do material
Geralmente o material coletado é proveniente de sacrifício e dissecação, ou produto
de necropsia e biopsia. Durante o estágio realizou-se a dissecação de rato albino macho
pesando em torno de 300g, obtido no biotério da FAMERP. O animal foi anestesiado
com éter e teve suas patas amarradas a uma placa de madeira para distensão do mesmo,
facilitando o procedimento. Após a realização de uma incisão xifo-pubiana, o plastrão
esternal foi rebatido para expor a cavidade torácica. Em seguida, canalizou-se o
ventrículo esquerdo com uma agulha para a entrada de solução salina e fixadora
enquanto o átrio direito foi seccionado para saída da mesma. Primeiramente, perfundiu-
se a solução salina - 1ml/g – e em seguida, a solução de formol a 10% - 1ml/g .
Após a perfusão foram retirados os seguintes fragmentos de órgãos: fígado,
pulmão, coração, intestino grosso, intestino delgado, estômago, pâncreas, baço, rins,
glândula adrenal, testículos, bexiga, cérebro, cerebelo, medula espinal, língua, traquéia,
costela e mesentério. Como aponta Luz e Netto, é importante sempre evitar pinçar o
material selecionado ou comprimi-lo de qualquer forma, lacerar a amostra a ser coletada
ou manuseá-la de forma indevida.
Ainda segundo Luz e Netto, o ponto mais importante da coleta do material refere-se
à rapidez com que o ato se processa após a morte do espécime, a fim de evitar autólises.
A suscetibilidade dos tecidos à autólise é bastante variável. De 5 à 30 minutos após a
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morte inicia-se a autólise do sistema nervoso, pâncreas, hipófise, glândulas salivares e
células sangüíneas. Após 1 a 2 horas da morte, fígado, rins, adrenais e intestinos sofrem
lise, após 6 horas: coração, pele e pulmão. Mais de 6 horas é indevida a coleta de baço,
estômago, músculos lisos, esqueléticos, ossos, dentes e cartilagens. Portanto, uma vez
coletado adequadamente, o material deve ser fixado apropriadamente o mais breve
possível.
4.2. Fixação
4.2.1. Conceitos Gerais
Fixadores são substâncias químicas que mantêm a integridade do tecido após a
morte, sem alteração da estrutura celular. Portanto, as finalidades básicas dos fixadores
são evitar o máximo alterações da constituição química celular, fixar proteínas e inativar
enzimas proteolíticas, o mais rápido possível, pois são as responsáveis pelos fenômenos
de autólise. É também seu objetivo permitir o estudo da célula ou do tecido como se
estivessem, naquele momento, vivos. No entanto, em geral, por melhor que seja o
fixador, sempre ocorrem contração e diminuição de volume (entre 20 e 40%),
dependendo do fixador empregado.
A fixação pode ser feita por agentes físicos como o calor ou por meios químicos.
Para a escolha do fixador, deve-se levar em conta a velocidade de penetração nos
tecidos e a finalidade do exame a ser realizado. Existem fixadores que só podem ser
usados para pequenos fragmentos de tecidos (aldeído glutárico, álcool, éter etc.). Outros
podem ser empregados para fragmentos maiores (aldeído fórmico, Zenker etc.), pois
têm maior poder de penetração. Como regra geral nunca o fragmento de tecido deve ter
espessura maior que 5 mm.
Para adequada fixação é necessário que o volume do fixador seja, pelo menos, 30
vezes maior que o do tecido nele mergulhado. Certos tecidos, como o pulmonar e o
gorduroso, que têm densidades menores que a do líquido fixador, flutuam e, portanto,
parte do tecido não mergulhado não se fixa adequadamente. Nesses casos, é importante
cobrir todo o tecido com algodão hidrofílico.
O tempo de fixação depende do fixador e da temperatura em que este se encontra.
Quando se deseja, por exemplo, uma fixação rápida para os casos de cortes imediatos de
congelamento, emprega-se a formalina aquecida a 50ºC por 1 hora. Esse mesmo fixador
em temperatura ambiental requer pelo menos 12h pra exercer sua atividade.
A temperatura aumenta a velocidade de fixação, ampliando a penetração do fixador
através do tecido. Quanto mais elevada ela for, mais rápida será a penetração. Certas
precauções requerem, no entanto, penetração lenta para melhor preservação estrutural.
Nesses casos, recomenda-se o resfriamento entre 0 ºC e 6 ºC.
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Os corantes comuns não penetram nas células vivas. Assim torna-se necessário que
elas sejam mortas por fixador para então serem coradas. Para que as células vivas se
corem sem prévia fixação, devem-se usar corantes chamados “vitalis”, como azul de
metileno, azul tripan, vermelho neutro, vermelho congo, etc.
De acordo com sua propriedade de agir sobre as proteínas, os diferentes fixadores
são classificados em coagulantes ou precipitantes. Os fixadores podem ser simples
como o formol, o álcool etílico e o metílico, o ácido pícrico, o ácido acético, o ácido
crômico, o bicromato de potássio e etc. Frequentemente, os fixadores são constituídos
de um principal, associado às vezes a outros, trata-se das misturas fixadoras. Cita-se
como exemplo o líquido de Zenker (mistura bicromato – ácido acético), o líquido de
Fleming, a mistura crômio-ósmio acética (Helly), a mistura picro-formol-acética
(líquido de bouin), bem como a mistura bicromato-sublimato-formol. Essas
combinações devem ser estudadas com cuidado pela possibilidade de sua combinação, o
que seria inadequado para uma boa fixação. Quase todos os bons fixadores são,
entretanto, constituídos de duas ou mais substâncias fixadoras, corrigindo uma os
defeitos da outra (TOLOSSA, RODRIGUES, BEHMER E NETO, 2003).
Os principais são:
a) Acetona;
b) Ácido acético;
c) Ácido ósmico;
d) Ácido pícrico;
e) Álcool etílico
f) Álcool metílico;
g) Aldeído fórmico;
h) Áldeido glutárico;
i) Bicloreto de mercúrio;
j) Cromato;
k) Permaganato de potássio;
Os fixadores mais usados em laboratórios de histologia são o formol neutro, o
líquido de Bouin e o fixador de Helly. Tratamento subseqüente ao tecido: variável de
acordo com o fixador empregado.
4.2.2. Soluções: Principais fixadores
Formol a 10%
Formol: 10 ml.
Água Destilada: 90ml.
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Formol Tamponado
Aldeído fórmico (37% a 40%): 100ml.
Água destilada: 900ml.
Fosfato monossódico (monobásico): 4g.
Fosfato dissódico (dibásico): 6,5g
Fixador de Bouin (normal)
Solução aquosa de ácido pícrico: 75 ml.
Formol: 25ml.
Ácido acético: 5ml
4.3. Descalcificação
Processo que permite o estudo de estruturas ósseas ou de tecidos com áreas de
calcificação. Nesta etapa, remove-se o cálcio tecidual sem a alteração dos elementos
celulares. Normalmente, as substâncias empregadas possuem natureza ácida – ácido
nítrico, clorídrico e sulfúrico.
A. Descalcificador com ácido nítrico:
Solução A:
Água: 750 ml.
Formol: 250 ml.
Solução B:
Água: 750 ml.
Ácido nítrico: 250 ml.
Misturar partes iguais na hora do uso. Depois de descalcificado, mergulhar em
bicarbonato de sódio e lavar em água durante 2 horas.
B. Descalcificador com Citrato de sódio:
Solução A:
Citrato de sódio a 20%
Solução B:
Ácido fórmico a 50%
Misturar partes iguais na hora do uso. Deixar imerso no descalcificador por uma ou
duas semanas.
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C. EDTA* – formol
EDTA 50g
Hidróxido de cálcio 10%: 50 ml.
Formol: 150 ml.
Água destilada: 800 ml.
*Etilenodiaminotetracetatotetrasódio.
D. EDTA- (fixação de medula óssea)
EDTA: 0,7g/l
Tartarato de sódio e potássio: 8 mg/l
Ácido clorídrico: 99,2 ml/l
Tartarato de sódio: 0,14 g/l
Água destilada: 1 l
4.4. Inclusão
A inclusão proporciona a impregnação dos tecidos com uma substância rígida, para
poder cortá-los em fatias finas – microtomia – e corá-los. Embora a técnica seja
complexa, o material obtido pode ser estocado e guardado uma vez que é permanente,
podendo ser submetido a uma série de análises distintas (JUNQUEIRA, 1983).
A embebição em parafina, isto é, a inclusão geralmente é precedida por duas
técnicas: desidratação e clareamento. A água é inicialmente extraída passando os
fragmentos por diversos banhos de soluções de concentrações crescentes de etanol
(normalmente de etanol 70% em água até etanol 100%). Durante o estágio, colocaram-
se os fragmentos em pequenas caixas de plástico, os cassetes básicos para inclusão.
Então, realizaram-se as passagens gradativas do material pelo etanol 70%, 80%, 95% e
absolutos I, II, e III, respectivamente, permanecendo em cada um por 1 hora. Esta etapa
remove a água do tecido e permite que ele seja colocado em líquido não aquoso, como o
xilol que é miscível em parafina derretida (ROSS E ROMRELL, 1989).
Após a desidratação, o etanol presente nos fragmentos deve ser substituído por uma
substância intermediária (geralmente um solvente orgânico) que é miscível tanto em
etanol como no meio que foi escolhido para inclusão (parafina ou resina) – processo
denominado diafanização. Para a inclusão em parafina a substância mais comumente
utilizada é o xilol. Ao serem embebidos no solvente orgânico os fragmentos de tecido
ficam translúcidos (JUNQUEIRA E CARNEIRO, 2008). Durante o estágio realizou-se
duas embebições do material em xilol por 1hora cada.
A seguir o material é colocado em parafina quente (56 - 60°C) – mergulhado duas
vezes. A temperatura elevada provoca a evaporação do solvente orgânico enquanto que,
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o espaço existente dentro dos tecidos vai se preenchendo com a parafina. Após
permanecer por cerca de 1 hora e 30 minutos na estufa, ao retirar os fragmentos da
estufa a parafina se solidifica e eles enrijecem.
Para finalizar, os espécimes são colocados em formas de metal e, conforme a
necessidade, as formas são preenchidas com cera de abelha. Após o endurecimento, os
blocos recém-formados foram levados ao congelador por 30 minutos, em seguida
segue-se a microtomia.
4.5. Microtomia
Trata-se da etapa mais difícil da preparação
histológica. Consiste na obtenção de cortes sucessivos dos
blocos de parafina que contém os fragmentos dos órgãos.
Tem por objetivo reduzir os tecidos a cortes finíssimos,
transparentes ao microscópio. Os cortes são realizados em
aparelhos especiais chamados micrótomos, dos quais
existem modelos para inclusão em parafina, celoidina e
congelação. Cortes por congelação são vantajosos nas biópsias cirúrgicas para
determinar a natureza benigna ou maligna de uma lesão, enquanto o paciente é mantido
na mesa cirúrgica. Durante o estágio utilizou-se a parafina.
Os blocos de parafina contendo os tecidos são levados ao micrótomo. Este aparelho
especial consiste em nada mais que um equipamento com uma navalha de aço, bem
afiada e um braço, ao qual se prende o bloco que se desloca verticalmente. Agora as
estruturas podem ser seccionadas pela lâmina de aço ou vidro, fornecendo cortes de 1-
10 micrômetros de espessura. Os cortes obtidos devem ser os mais finos possíveis,
sendo o mais usual o de 5 micrômetros – os mais utilizados possuem de 3 a 8
micrômetros. Para Luz e Netto, a obtenção do ângulo adequado entre a face cortante da
navalha e do bloco é fundamental para a formação de fitas ou tênias e deve ser entre 5º e
10°. Para que a microtomia se processe com êxito as seguintes normas devem ser
seguidas:
1. Prender o suporte do bloco firmemente no braço do micrótomo;
2. Colocar o maior eixo vertical ao fio da faca. Se o tecido tiver regiões mais duras,
colocá-las na região superior;
3. Orientar o bloco para que a superfície de corte fique paralela ao fio da faca;
4. O bloco deve ter de 2 a 3 mm de parafina sem tecido nas suas regiões superiores e
inferiores. Nas laterais retira-se o máximo possível de parafina, a fim de permitir que
se estique melhor no banho-maria.
5. Aproximar com o controle manual o bloco o mais perto possível do fio da navalha,
sem nele encostar. Prossegue-se, então, tirando o excesso de parafina do bloco até
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chegar ao órgão. Os cortes devem sair presos um ao outro, formando as fitas ou
tênias.
6. Ao cortar o bloco, deve-se atentar a velocidade de corte. Geralmente tecidos moles
cortam melhor em velocidades mais lentas. É importante testar várias velocidades
antes de obter os cortes definitivos.
7. Manter a navalha e o micrótomo sempre limpos e lubrificados.
8. Tomar cuidado com a navalha, pois se trata de instrumento muito afiado que pode
causar cortes profundos e perigosos (Junqueira, 1983).
Após secção, os cortes são colocados para flutuar sobre uma superfície de água
aquecida e, logo, são colocados sobre lâminas de vidro, nas quais aderem e onde serão
posteriormente corados.
4.6. Distensão em Banho Maria e Captura dos Cortes
As fitas de corte são transferidas para o banho Maria com auxílio de uma pinça. O
banho Maria deve possuir fundo escuro e temperatura em alguns graus abaixo da de
fusão da parafina – de 3 a 8°C abaixo. A fita é colocada paulatinamente na água,
iniciando-se por sua extremidade livre. Desse modo, é possível evitar a formação de
bolhas de ar em baixo da fita. Também é possível cortar os segmentos da tênia em
banho Maria.
Uma vez na superfície da água, os cortes são
pinçados e logo distendidos. A distensão pode ser obtida
por meio de pinça curva ou anatômica, a fim de eliminar
dobras. Após a distensão e individualização dos cortes,
estes são colhidos na superfície de uma lâmina
previamente preparada e mergulhada paralelamente aos
cortes dentro de banho Maria. Caso a fita de corte esteja ainda muito pregueada, o que
provavelmente foi provocado pela presença de dentes na navalha, utiliza-se álcool 50%
para banhá-la e somente após essa etapa coloca-se a fita em banho Maria. Os cortes
assim obtidos são transferidos para um suporte inclinado que é colocado dentro de uma
estufa a 60°C. Lá permanecem durante 1 a 24 horas aproximadamente.
4.7. Desparafinização e Hidratação
Uma vez montados na lâmina, os cortes devem ser desparafinados para que o
corante possa penetrar nas células e corá-las. Desse modo, a parafina deve ser retirada
do corte e em seguida o tecido deve ser hidratado. Logo, a coloração poderá ser
realizada com qualidade.
As lâminas devem permanecer na estufa à 56°C por aproximadamente 24 horas, a
fim de retirar dos tecidos a parafina excedente. Porém, a estufa não retira a parafina
completamente, havendo a necessidade de antes de serem coradas, realizar novamente a
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diafanização, retirando a parafina incrustada nos tecidos. Para isto as lâminas são
passadas em solvente de parafina (xilol).
Procedimentos para desparafinação e hidratação dos cortes:
Desparafinização
Xilol I................................................................................................................. 15 min.
Xilol II................................................................................................................ 15 min.
Hidratação
Álcool Absoluto (ABS) I............................................................................... 6 mergulhos.
Álcool ABS II................................................................................................ 6 mergulhos.
Álcool 50%..................................................................................................... 6 mergulhos.
Água corrente................................................................................................. 6 mergulhos.
4.8. Montagem
Nessa etapa, coloca-se uma substância líquida sobre o corte, denominada meio de
montagem. Essa substância será responsável pela aderência da lamínula à lâmina, bem
como por oferecer um meio óptico transparente e possibilitar uma clarificação do corte.
O verniz, o entelan e o bálsamo do Canadá são exemplos de meios de montagem. O
primeiro deles enquadra-se como o melhor pelo seu custo baixo, resultados satisfatórios
e pouca toxicidade.
Para qualificar uma substância como um bom meio de montagem deve-se
considerar o tempo de secagem, o índice de refração, a neutralidade da mesma quando
comparada aos índices da substância responsável pela coloração. Uma boa combinação
permitirá a não alteração da cor ou do estado físico ao longo do tempo.
Para realizar a montagem da lâmina, deve-se retirá-la do último banho de xilol e
com um pano limpo retirar o xilol do seu dorso, bem como das regiões laterais onde não
há corte. Em seguida, pinga-se uma gota de verniz sobre o corte, cobrindo-o,
posteriormente, com uma lamínula limpa permitindo que ela desça gradualmente em
diagonal com o corte, evitando, dessa forma, a formação de bolhas de ar. É possível
proceder de maneira inversa, ao colocar a gota de verniz sobre a lamínula e depositar
sobre ela a lâmina que abriga o corte. Nesse caso, para se retirar o excesso de verniz e as
bolhas de ar é necessário pressionar suavemente a lamínula com uma pinça e passar um
papel na margem da lamínula. Por fim, a lâmina deve ser limpa e etiquetada.
Ana Paula R. F. da Costa
15
4.9. Montagem total de Mesentério
O mesentério, por ser uma membrana muito fina e delicada, não necessita de
inclusão. Para o preparo da montagem total, retirou-se uma parte do intestino, onde se
contra o mesentério. Segundo Moore e Dalley, um mesentério é uma lâmina dupla de
peritônio que ocorre como resultado da invaginação do peritônio por um órgão e
constitui uma continuidade do peritônio visceral e parietal que propicia meios para a
comunicação neurovascular entre o órgão e a parede do corpo. O mesentério liga o
órgão à parede abdominal posterior e é caracterizado por um cerne de tecido conectivo
contendo vasos sanguíneos e linfáticos, nervos, linfonodos e gordura.
O mesentério foi retirado do animal com o intestino delgado e
aberto em cima de uma placa de parafina sendo fixado por meio de
alfinetes. Em seguida, fixado em formol a 10% por 20 minutos.
Posteriormente, foi lavado em água corrente e corado com Azul de
Toluidina a 1% também por 20 minutos. Após a coloração, fragmentos
de mesentério foram recortados e distendidos em lâminas. Estas são
colocadas em estufa a 40ºC para secar e permitir a montagem do
preparado histológico com verniz.
Outra coloração efetuada nos fragmentos de mesentério foi a Orceína. Para isso,
os mesentérios foram mergulhados na solução de Orceína, 10 minutos em estufa e mais
50 minutos em temperatura ambiente. Depois, imersos em álcool a 70%, em solução de
ácido pícrico e em água corrente, 5 minutos cada, e a montagem da lâmina realizada em
seguida.
4.10. Métodos de Coloração
4.10.1. Conceito
Como a maioria dos tecidos orgânicos são incolores, para observação
microscópica torna-se necessária a coloração artificial, de modo que evidencie e
diferencie determinados componentes estruturais de células e tecidos, conforme
coloração adequada. Nesse contexto a coloração torna-se uma etapa indispensável.
Muitos corantes se comportam como substâncias de caráter ácido ou básico e
tendem a formar ligações eletrostáticas (salinas) com componentes ionizados dos
tecidos. (JUNQUEIRA E CARNEIRO, 2008). Existem componentes basófilos e
acidófilos, sendo que os primeiros coram-se bem com corantes básicos – são
substâncias ácidas - enquanto que os segundos – substâncias básicas - com corantes
ácidos. Os principais componentes ácidos das células e tecidos (substâncias basófilas)
Ana Paula R. F. da Costa
16
são os ácidos nucléicos (devido aos radicais fosfatos), os polissacarídeos ácidos (devido
aos radicais sulfato e carboxila) e as proteínas ácidas (devido ao grande número de
aminoácidos ácidos). As proteínas podem ser ácidas ou básicas, de acordo com a
predominância de aminoácidos ácidos (aspártico, glutâmico, etc.), ou básicos (lisina,
arginina, histidina). Já os principais componentes básicos dos tecidos (estruturas
acidófilas) são as proteínas ricas em aminoácidos básicos (colágeno), as proteínas dos
grânulos eosinófilos dos leucócitos e as proteínas mitocondriais.
4.10.2. Coloração de Rotina: Hematoxilina e Eosina (HE)
Trata-se da coloração básica geral para posterior escolha de colorações especiais.
Dentre todos os corantes, a combinação de Hematoxilina e Eosina (HE) é a mais
utilizada.
A Hematoxilina é um corante natural que, combinado com sais como ferro,
alumínio e tungstênio, passa a adquirir afinidade tintorial pelo núcleo da célula e outras
estruturas basófilas. Ela cora as mesmas em tonalidades de azul, roxo ou violeta,
mostrando sua propriedade policromática. Assim, o núcleo das células e outras
estruturas ácidas, tais como porções do citoplasma ricas em RNA e a matriz da
cartilagem hialina.
A coloração de fundo é feita com Eosina, safranina, floxina e outros corantes. Ela
tinge as estruturas acidófilas em tonalidade rósea – citoplasma e colágeno.
Seguindo-se as regras de fixação corretamente, esta coloração produz bons
resultados. A Hematoxilina mais utilizada é a de Harris:
Hematoxilina de Harris
Hematoxilina (cristais)....................................................................................... 5 g
Álcool absoluto.................................................................................................. 50 ml
Alúmen de potássio ou amônio.......................................................................... 100 g
Água destilada.................................................................................................... 1000 ml
Óxido amarelo de mercúrio................................................................................ 2,5 g
Método de Preparação: Dissolver a Hematoxilina no álcool. Dissolver o alúmen em
água aquecida (sem ferver) e, após, misturar as duas soluções. Levar ao fogo novamente
até a ebulição que não deve ultrapassar um minuto. Colocar o óxido lentamente (com
solução fora do fogo). Agitar bem e retornar ao fogo até a solução adquirir a cor
Ana Paula R. F. da Costa
17
púrpura. Levar o recipiente imediatamente à água fria. Na hora de usar, adicionar 5 ml
de ácido acético glacial para cada 200ml de solução.
Eosina (solução estoque)
Eosina hidrossolúvel.......................................................................................... 1 g
Água destilada.................................................................................................... 100 ml
Floxina (solução de estoque)
Floxina B............................................................................................................ 1 g
Água destilada.................................................................................................... 100 ml
Solução de Eosina – Floxina (de uso)
Eosina (solução estoque).................................................................................... 100 ml
Floxina (solução estoque).................................................................................. 10 ml
Álcool 95%........................................................................................................ 780 ml
Ácido acético glacial.......................................................................................... 4 ml
Técnica de Coloração:
1. Desparafinar e hidratar.
2. Corar na solução de hematoxilina: 5 min
3. Lavar em água corrente para retirar o excesso do corante.
4. Diferenciar em ácido clorídrico- álcool 70%
Álcool: 70 ml
Água: 30 ml
Em 99 ml dessa solução, adicionar um ml de ácido clorídrico.
5. Lavar bem em água corrente.
6. Dar a coloração de contraste com eosina.
7. Desidratar, clarear e montar.
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Resultados: Azul: núcleos; Rosa: citoplasma.
Desparafinar
1. Xilol I: 15 minutos
2. Xilol II: 15 minutos
Hidratar
3. Álcool ABS I: 6 mergulhos
4. Álcool ABS II: 6 mergulhos
5. Álcool 50%: 6 mergulhos
6. Água corrente: 6 mergulhos
Coloração do núcleo
7. Hematoxilina: 4 a 6 minutos
8. Água corrente: 6 mergulhos
9. Diferenciação- Álcool 70% HCL: Rápida
10. Água corrente: 10 min.
11. Álcool 80%: 6 mergulhos
Coloração do citoplasma
12. Eosina: 30 segundos
Desidratar
13. Álcool 95%: 6 mergulhos
14. Álcool ABS I: 6 mergulhos
15. Álcool ABS II: 6 mergulhos
Clarificar
16. Xilol I: 6 mergulhos
17. Xilol II: 6 mergulhos
18. Xilol III: 6 mergulhos
Montar.
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4.10.3. Coloração especial
1- Tricrômio de Gomori
Fixador – Bouin.
Solução:
Cromotrope 2R................................................................................................... 0,6 g
Fast Green.......................................................................................................... 0,3 g
Ácido fosfotúngstico.......................................................................................... 0,8 g
Ácido acético...................................................................................................... 1 ml
Água destilada.................................................................................................... 100 ml
Pode-se substituir o Fast Green ou verde claro amarelado por azul de anilina,
corando o colágeno em azul.
Método de Coloração:
1. Desparafinar e hidratar os cortes.
2. Hematoxilina de Harris: 5 min.
3. Diferenciar em álcool clorídrico
4. Lavar bem em água corrente:10 min.
5. Coloca-se a lâmina num frasco borel. Despeja-se quantidade de solução Gomori no
mesmo, até cobrir o corte contido nas lâminas.
6. Corar na solução Gomori: 30 min.
7. Lavar rapidamente em água.
8. Desidratar, clarificar e montar.
Resultados
Fibras elásticas, mucoproteínas e células betas do pâncreas adquirem coloração azul
escuro. Fibras musculares, células basófilas e células da hipófise coloração vermelha.
Enquanto o verde colore fibras colágenas, células pigmentos de lipofucsina. Núcleos
adquirem coloração preta.
2- Método de Taenzer – Unna (Orceína)
Fixador: indiferente.
Orceína 0,5%- solução alcoólica acidificada com HCl.
Orceína: 0,5 gr.
Álcool absoluto: 40 ml.
Ácido clorídrico (HCl): 20 gotas.
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Água destilada: 20 ml.
Método de Coloração:
1. Desparafinar e hidratar.
2. Lavar em água destilada por 5 minutos.
3. Corar pela solução orceína, deixar na estufa por 1 hora.
4. Lavar em álcool 70%.
5. Solução saturada de ácido pícrico.
6. Lavar em água da torneira durante 5 minutos.
7. Desidratar.
8. Montar.
Resultados:
Marrom escuro: fibras elásticas.
Marrom claro: fibras colágenas.
Amarelo: outras estruturas.
3- Mastócito (Azul de Toluidina 0,5%)
Solução de azul de toluidina 0,5%:
Azul de toluidina: 0,5% g
Álcool 95%: 20 ml
Água destilada: 80 ml
Métodos de Coloração:
1. Desparafinar.
2. Hidratar.
3. Corar com azul de toluidina 0,5% por 30 minutos.
4. Rápido mergulho em água.
5. Desidratar rapidamente.
6. Clarificar.
7. Montar.
Resultados:
Os grânulos dos mastócitos coram-se em azul.
4- Ácido Periódico e Reativo de Schiff (PAS)
Fixador- Formol neutro.
Reativo de Schiff:
Fucsina básica (vermelho magenta): 1g
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Água destilada: 200 ml
Bissulfito de sódio: 2 g
Ácido clorídrico normal: 10 ml
Carvão vegetal: 1g
Dissolver a fucsina na água fervendo. Resfriar a solução até 70° C, adicionar o
bissulfito de sódio. Agitar bem até resfriar, então adicionar o ácido clorídrico normal.
Agitar bem, tampar e guardar em lugar escuro por 24 horas. Adicionar o carvão vegetal.
Agitar e filtrar (a solução não deverá ficar escura). Guardar a solução em vidro escuro e
na geladeira.
Método de Coloração:
1. Desparafinar e hidratar
2. Colocar no ácido periódico a 2% por 15 minutos
3. Lavar em água destilada por 5 minutos.
4. Corar no Reativo de Schiff por 20 minutos.
5. Lavar bem em água corrente por 20 minutos.
6. Dar 5 mergulhos rápidos na hematoxilina de Harris.
7. Lavar bem em água corrente por 10 minutos.
8. Desidratar, clarificar e montar.
Resultados:
Rosa: fibras colágenas
Rosa escuro: membrana basal e glicogênio (vermelho magenta).
5- Azul de Alcian
Fixador - indiferente.
Solução de Azul de Alcian a ph 1,0:
Azul de alcian 8Qx:1 gr
Solução de Ácido Clorídrico 1N: 100 ml
Ácido acético diluído a 3% pH 2,5:100 cc
Alcian blue: 0,2g
Método de Coloração:
1- Desparafinar e hidratar os cortes.
2- Corar pelo Azul de Alcian por 30 min.
3- Lavar os cortes.
4- Corar pela Floxina por 1 min.
5- Lavar os cortes.
6- Desidratar, clarificar e montar
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Resultados:
Roxo: polissacarídeos
Rosa: demais estruturas
6- Retículo de Gomori (Impregnação Argêntica)
Fixador- Formol 10%
Solução de Prata Amoniacal:
Solução de nitrato de prata a 10%: 20ml
Hidróxido de potássio a 10%: 4 ml
Esta mistura (24 ml) formará um precipitado escuro, adicionar hidróxido de amônio
P.A. até a dissolução do precipitado, no máximo 4 ml. Adicionar igual volume de água
destilada. A solução será desprezada depois do uso.
Método de Coloração:
1- Desparafinar e hidratar.
2- Permanganato de potássio a 1%: 2 min.
3- Lavar em água.
4- Ácido oxálico a 3%: 1 minutos.
5- Lavar em água.
6- Alúmen férrico a 1%: 2 minutos.
7- Lavar em água, passar em água destilada.
8- Solução de prata amoniacal: 2 min.
9- Lavar passando pela água destilada.
10- Solução de formol a 10%: 3 minutos
11- Lavar em água, passar pela água destilada.
12- Cloreto de ouro a 0,2%: 5 min.
13- Lavar em água.
14- Hipossulfito de sódio a 2%:1 min.
Lavar bem em água destilada.
Contrastar com solução saturada de ácido pícrico: 2 min.
Desidratar, clarificar e montar.
Resultados:
Negro: fibras reticulares.
Marrom-castanho: células e fundo.
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5. Documentação Fotográfica
Para a obtenção das fotomicrografias foi utilizado o método de captura de imagens
através do microscópio Axioshop 2 – ZEISS, cuja imagem é transferida para um
programa de computador por meio do qual se pode realizar os ajustes.
6. Análise Histológica
5.1. Introdução
Segundo Ross e Romrell, ao examinar-se a estrutura do corpo com microscopia de
luz, é evidente que as células e as substâncias extracelulares que compõem os vários
órgãos e partes do corpo apresentam uma variedade de padrões de organização
reconhecíveis e, muitas vezes, padrões distintos. De fato, geralmente são o arranjo
ordenado e os padrões distintos de células que chamam a atenção. Esse arranjo
ordenado é reflexo do trabalho conjunto de células semelhantes para realizar
determinada função. Tal conjunto é denominado Tecido.
Considera-se tecido um conjunto de células iguais ou diferentes com uma
determinada função. Há quatro tipos básicos, são eles: Tecidos Epiteliais, Tecidos
Conectivos, Tecido Nervoso ou Neural e Tecidos Musculares. Segundo Junqueira e
Carneiro cada um dos tecidos fundamentais é formado por vários tipos de células
características daquele tecido e por associações e arranjos característicos entre as células
e a matriz extracelular. Estas associações são geralmente, muito peculiares e facilitam o
reconhecimento dos muitos subtipos de tecidos, conforme será analisado.
5.1.1. Tecidos Epiteliais
Caracteriza-se basicamente pela contigüidade e justaposição das células. Sua
substância intercelular é escassa e quase ausente, há grande coesão entre as células em
virtude de inúmeras estruturas juncionais. Apóia-se sobre uma membrana basal,
responsável por separá-lo do tecido subjacente. É avascular e recebe nutrientes por meio
de difusão a partir da Membrana Basal.
Quanto ao número de camadas classificam-se como simples, estratificado ou
pseudo-estratificado. Quanto à forma das células podem ser pavimentosas, cúbicas,
cilíndricas ou de transição. Já quanto à presença de especializações podem possuir
microvilosidades (borda em escova ou estriada), células caliciformes e queratina.
Funções: proteção, recepção sensorial, transporte transcelular (transcitose),
absorção, secreção, excreção (ANDRÉ, 1998).
Ana Paula R. F. da Costa
24
5.1.2. Tecidos Conectivos
O tecido conectivo é amplamente distribuído pelo nosso corpo. A principal função
do tecido conjuntivo é o preenchimento de espaços vazios e fazer a ligação de órgãos e
de tecidos diversos e entre outros, como, preenchimento, sustentação, transporte e
defesa.
É caracterizado por inúmeros tipos de células e abundante material intercelular
(matriz extracelular). São responsáveis pelo estabelecimento e manutenção da forma do
corpo. Este papel mecânico é dado por um conjunto de moléculas (matriz) que conecta e
liga as células e órgãos dando suporte ao corpo. Do ponto de vista estrutural, os
componentes do tecido conjuntivo podem ser divididos em três classes: células, fibras e
substância fundamental. Diferente de outros tecidos que são formados apenas por
células, o principal constituinte do conjuntivo é matriz. As matrizes extracelulares
consistem em diferentes combinações de proteínas fibrosas e de substância
fundamental. Substância fundamental é um complexo viscoso e altamente hidrofílico de
macromoléculas aniônicas (glicosaminoglicanos e proteoglicanos) e glicoproteínas
multiadesivas(laminina, fribonectina, entre outras) que se ligam a proteínas receptoras
(integrinas) presente na superfície das células bem como a outros componentes da
matriz, fornecendo, desse modo, força tênsil e rigidez à matriz.
É classificado em tecido conectivo propriamente dito, conectivo frouxo e conectivo
denso. Suas principais células são: fibroblastos, macrófagos, mastócitos, plasmócitos,
adipócitos e leucócitos.
5.1.3. Tecido Nervoso
Coordena as atividades de diversos órgãos, recebendo informações do meio externo
e respondendo aos estímulos. Encontra-se no cérebro, medula espinal, e nervos que
percorrem o corpo. Em particular está em contacto com os músculos, regulando o seu
movimento, e com os tecidos glandulares regulando a sua atividade secretora. As
células que formam o tecido nervoso podem ter diversas formas, características,
comprimentos e funções muito diversas, segundo o papel desempenhado por cada uma,
dividem-se basicamente em neurônios e células da glia. Os neurônios são responsáveis
pelas funções receptivas enquanto que as células da glia ou neuróglia são responsáveis
pela sustentação e pela proteção dos neurônios.
Os neurônios podem ser classificados quanto à forma em: multipolares, bipolares,
unipolares ou pseudo-unipolares, quanto à função dividem-se em: motores, sensoriais e
interneurônios. Já as células da glia dividem-se principalmente em: astrócitos,
oligodendrócitos e células microgliais.
Ana Paula R. F. da Costa
25
5.1.4. Tecidos Musculares
O tecido muscular é constituído por células alongadas, altamente especializadas e
dotadas de capacidade contrátil, denominadas fibras musculares. A capacidade de
contração das fibras é que proporciona os movimentos dos membros, das vísceras e de
outras estruturas do organismo. As células musculares têm nomes específicos para as
suas estruturas. Assim, a membrana plasmática é denominada sarcolema, enquanto o
citoplasma é chamado de sarcoplasma.
Existem três variedades de tecido muscular: tecido muscular liso, tecido muscular
estriado esquelético, tecido muscular estriado cardíaco. O tecido muscular liso é
formado por células alongadas fusiformes, uninucleadas, contendo no citoplasma
miofibrilas muito finas. Apresenta contrações lentas e involuntárias e é encontrado nas
paredes do tubo digestivo, nas vias respiratórias, nos vasos sangüíneos e nos órgãos do
sistema urogenital. Já as células alongadas e plurinucleadas compõem o tecido muscular
estriado. Os músculos esqueléticos apresentam contrações rápidas e voluntárias. Esses
músculos envolvem as vísceras e a locomoção. É constituído por várias fibras com
estrias transversais.
O tecido muscular estriado cardíaco tem contração rápida, involuntária e rítmica; é
composto de células com um ou dois núcleos de localização central. Cabe ressaltar a
presença de estruturas juncionais especializadas, os discos intercalares.
As fibras musculares são formadas por 80% de água, 1% de sais minerais e
compostos orgânicos, como a glicose, fosfocreatina, proteínas, utilizados em seu
metabolismo.
5.2. Análise de Foto micrografias
5.2.1. Traquéia
Trata-se de um tubo que se origina na laringe e termina se bifurcando para formar
os brônquios primários. Possui parede reforçada por anéis de cartilagem hialina em
forma de ferradura. Caracteriza-se por três camadas: mucosa, submucosa e adventícia.
A mucosa é constituída por um epitélio pseudo-estratificado cilíndrico ciliado com
células caliciformes, por tecido conectivo subepitelial e por um feixe de fibras elásticas
relativamente espessas, que separa a mucosa da submucosa. As células caliciformes
constituem grande parte do total da população do epitélio respiratório e são responsáveis
pela produção de glicoproteínas. As células colunares ciliadas também se apresentam
em grandes quantidades no epitélio, são delgadas e altas com o núcleo localizado na
região basal com cílios e microvilos na membrana celular apical. A lâmina própria da
traquéia é constituída por tecido conjuntivo frouxo fibroelástico.
Ana Paula R. F. da Costa
26
Já a submucosa traqueal é composta por tecido conjuntivo denso, irregular
fibroelástico onde se encontram numerosas glândulas serosas e mucosas. Também se
encontram suprimento sangüíneo e linfático.
A camada adventícia é composta por tecido conectivo fibroelástico, tendo como
principal característica os anéis em C de cartilagem hialina e o tecido conectivo fibroso
interposto. É responsável por ancorar a traquéia às estruturas adjacentes.
A cartilagem hialina presente na traquéia é a modalidade cartilaginosa mais
freqüente no organismo humano, estando também presente nas fossas nasais e laringe,
na extremidade ventral das costelas e recobrindo superfícies articulares dos ossos longos
(JUNQUEIRA E CARNEIRO,2004). É molde de cartilagem para muitos ossos durante
o desenvolvimento embrionário e constitui os discos epifisários dos ossos em
crescimento (GARTNER E HIATT,1999).
A cartilagem hialina é constituída por fibrilas de colágeno tipo II, associados ao
ácido hialurônico, proteoglicanas e glicoproteínas. Além do colágeno, a matriz contém
glicosaminoglicanas, formando proteoglicanas. A glicoproteína estrutural condronectina
também é outro importante componente da matriz da cartilagem hialina. Esta cartilagem
é revestida por uma camada de tecido conectivo denso denominado pericôndrio (figura
3), responsável pela nutrição, oxigenação e eliminação dos refugos metabólicos da
cartilagem. Desse modo, no pericôndrio encontram-se vasos sanguíneos e linfáticos,
inexistentes no tecido cartilaginoso (JUNQUEIRA E CARNEIRO, 2004).
Há, basicamente, três tipos de células constituintes da cartilagem: as células
condrogênicas - diferenciam-se em condroblastos, bem como em células
osteoprogenitoras - os condroblastos, originados das células mesenquimais e das células
condrogênicas e os condrócitos, condroblastos rodeados de matriz.
As células condrogênicas são fusiformes, estreitas, derivadas de células
mesenguimais, com núcleo ovóide e citoplasma esparso. Os condroblastos são células
dilatadas, basófilas, apresentando organelas necessárias para a síntese protéica. Já os
condrócitos encontrados na periferia da matriz são ovóides enquanto os mais profundos,
redondos (GARTNER E HIATT,1999).
Ana Paula R. F. da Costa
27
Figura 1
Fotomicrografia de Traquéia: A luz (L) é revestida por um tecido epitelial pseudo-
estratificado cilíndrico ciliado (seta) demarcado pelo tecido conectivo subjacente (TC) e
cartilagem hialina (CH). Coloração de HE , aumento 40x.
EP
CH
CH L TC
Ana Paula R. F. da Costa
28
Figura 2
Fotomicrografia de uma preparação corada por HE onde se vê a membrana basal
(BM) da Traquéia. Sua aparência é uma estrutura espessa e homogênea estendida logo
abaixo do epitélio (EP). Na realidade, faz parte do tecido Conectivo (TC) e é constituída
em grande parte por fibrilas (de colágenos) do tecido conectivo, densamente
comprimidas. Para demonstrar a membrana basal associada ao epitélio glandular, como
ocorre na maioria dos demais tecidos epiteliais, necessita-se de técnicas especiais de
coloração, tal como o PAS, aumento: 400X.
EP
TC
TC G L BM
Ana Paula R. F. da Costa
29
Figura 3
Fotomicrografia de cartilagem hialina da traquéia, corada em HE, com aumento de
400x. Esta cartilagem possui a função de sustentação, evitando o colabamento da
traquéia. Nela se observa o pericôndrio (P), camada de tecido conjuntivo que envolve a
cartilagem, cuja função, como já dito anteriormente, é nutrição e crescimento. O
pericôndrio é formado por duas camadas: camada condrogênica, mais rica em células e
mais próxima da cartilagem; e camada fibrosa (tecido conjuntivo denso não modelado),
rica em fibras de colágeno tipo I. Nota-se também condroblastos (1), encontrados
geralmente na superfície da cartilagem abaixo do pericôndrio, embora também seja
encontrado dentro da matriz cartilaginosa (isto se deve ao tipo de crescimento da
cartilagem, que é intersticial e aposicional). São responsáveis por sintetizar e renovar as
macromoléculas da matriz cartilaginosa. Os condrócitos (2) aparecem dentro da matriz
cartilaginosa, são células mais arredondadas, porém podem aparecer em grupos (grupos
isógenos). Responsáveis por manter a matriz óssea.
P
-1
-2
Ana Paula R. F. da Costa
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5.2.2. Orelha
Estrutura conhecida como pavilhão auditivo, composta histologicamente por pele
fina e seus anexos, bem como por cartilagem elástica. A pele que recobre tem uma
camada subcutânea nítida apenas na superfície posterior da orelha e é provida de poucos
e pequenos pêlos e glândulas sebáceas associadas, sendo as últimas, às vezes de
tamanho considerável. Glândulas sudoríparas são raras e quando presentes são pequenas
(BLOOM E FAWCETT, 1977). A cartilagem elástica é encontrada também no conduto
auditivo externo, na tuba auditiva, na epiglote e na cartilagem da laringe. É basicamente
semelhante à cartilagem hialina, porém apresenta fibrilas de colágeno tipo II e uma
abundante rede de fibras elásticas entremeadas e contínuas com as do pericôndrio. Do
mesmo modo que a cartilagem hialina a cartilagem elástica também possui pericôndrio
e cresce principalmente por aposição, entretanto ela é menos sujeita a processos
degenerativos que a cartilagem hialina (JUNQUEIRA E CARNEIRO, 2004). Ela
apresenta condrócitos mais numerosos e maiores, matriz pouco ampla e seus feixes de
fibras elásticas da matriz territorial são maiores e mais espessos do que os da matriz
interterritorial (GARTNER E HIATT, 1999).
Figura 4
Fotomicrografia de orelha revestida por um tecido epitelial estratificado queratinizado
(cabeça de setas). Subjacente ao tecido epitelial visualiza-se um tecido conectivo (TC)
vascularizado, com folículos pilosos (FP) e glândulas sebáceas (Gl) associadas aos
mesmos. O eixo de sustentação da orelha apresenta-se constituído por uma musculatura
estriada esquelética (M) e cartilagem elástica (seta). H E – aumento 40 x.
TC Gl
Gl
FP
FP
M
Ana Paula R. F. da Costa
31
5.2.3. Língua
Trata-se de um órgão muscular recoberto por membrana mucosa. Esta membrana é
constituída por epitélio estratificado pavimentoso, queratinizado em certas partes, e
repousa sobre um tecido conjuntivo frouxo (ROSS E ROMRELL, 1989). A língua é a
maior estrutura da cavidade oral, extremamente móbil devido à grande massa de fibras
musculares esqueléticas entrelaçadas que compõe o seu arcabouço. As fibras
musculares estão organizadas em três planos e se cruzam umas com as outras formando
ângulos retos, cada fibra é longa, cilíndrica, multinucleada (núcleos periféricos) e
estriada.
O tecido muscular estriado esquelético é ricamente vascularizado e apresenta-se
envolvido pelo epimísio (tecido conjuntivo denso não modelado). Do epimísio partem
de tecido conjuntivo que circundam feixes de fibras musculares denominados perimísio
(tecido conjuntivo denso). O perimísio origina um tecido conectivo frouxo que envolve
cada célula muscular denominado endomísio (composto por fibras reticulares).
A maior parte da musculatura é formada de arranjos longitudinais de miofibrilas
cilíndricas. O arranjo destas, paralelamente é responsável pelas estriações tansversais, as
faixas claras e escuras, observadas em cortes longitudinais.
As faixas escuras são denominadas bandas A (anisotrópicas à luz polarizada) e as
claras, bandas I (isotrópicas). O centro da banda A é ocupado por uma área clara, a
banda H, que é dividida pela linha M. Cada banda I é dividida por uma fina linha
escura, o disco Z (linha Z). A região da miofibrila entre dois discos Z sucessivos
conhecida por sarcômero, é considerada a unidade de contração das fibras musculares
esqueléticas.
A massa muscular é recoberta por uma membrana mucosa muito aderente. A
lâmina própria densa está ligada ao tecido conjuntivo intersticial do músculo. Só há uma
camada mucosa na superfície ventral (BLOMM E FAWCETT, 1977).
A superfície dorsal do terço posterior da língua é irregular por causa da presença
das tonsilas linguais. Destacam-se também as papilas linguais. A maioria das papilas
linguais se projeta sobre a superfície, cobrindo os dois terços anteriores da face dorsal
da língua. Elas são classificadas em filiformes, fungiforme, foliáceas e circunvaladas.
As filiformes são numerosas, delgadas, revestidas por epitélio estratificado pavimentoso
queratinizado e atuam raspando o alimento. É importante ressaltar que não possuem
botões gustativos. As fungiformes assemelham-se a um cogumelo, cuja delgada haste
liga um largo capuz à superfície da língua, seu revestimento epitelial é estratificado
pavimentoso não queratinizado. Destacam-se seus botões gustativos no lado dorsal dos
capuzes. Já as papilas foliáceas possuem botões gustativos nos recém nascidos, porém
degeneram no 1º ou 2º ano de vida. Nota-se a abertura, na base dos sulcos, dos ductos
delgados das glândulas de Von de Ebner, glândulas salivares serosas pequenas,
localizadas no interior da língua.
Ana Paula R. F. da Costa
32
Há entre 8 e 12 papilas circunvaladas no V lingual. Estas papilas estão submersas
na superfície da língua, de modo que ficam rodeadas por um sulco revestido de epitélio,
cuja base é perfurada pelos ductos das glândulas de Von de Ebner. Também possuem
botões gustativos.
Os botões gustativos são órgãos sensoriais intra-epiteliais que atuam na percepção
do gosto. São constituídos por quatro tipos de células: células basais, células escuras,
células claras e células intermediárias. Não se sabe ao certo a função destas células, mas
alguns acreditam que as células basais atuam como células de reserva e regeneram as
células dos botões gustativos; outros, porém, afirmam que as células basais originam
células escuras, que amadurecem em células claras, logo, se tornam células
intermediárias e morrem (GATNER E HIATT, 1999).
Figura 5
Fotomicrografia da superfície dorsal da língua revestida por epitélio estratificado
pavimentoso queratinizado (EP); subjacente, o tecido conjuntivo (TC) e o músculo
estriado esquelético (ME). Projeções do tecido conectivo revestidas pelo tecido epitelial
constituem as papilas filiformes (cabeça de setas). A: HE (100X). B: Tricrômico do
Gomori que diferencia tecido conectivo (azul turquesa) do tecido muscular (roxo), em
vermelho observa-se a superfície queratinizada (100X).
A B
EP EP
TC TC
ME ME
Ana Paula R. F. da Costa
33
Figura 6
Fotomicrografia da musculatura
da língua. A está corada com
Tricrômio de Gomori enquanto
B está corada em HE e Azul de
Alcian, todas com um aumento
de 400x. O músculo é estriado e
de organização única; em A
destaca-se os núcleos das
células. A maioria dos cortes
mostra fibras musculares
cortadas longitudinalmente,
sendo que em A nota-se à direita
inferior um corte transversal. Em
B destaca-se em azul as bainhas
envoltórias.
A
B
N
Ana Paula R. F. da Costa
34
5.2.4. Esôfago
Trata-se de um tubo muscular, contínuo à faringe. É dividido em três porções:
cervical, torácica e abdominal. No tórax situa-se ventral mente à coluna vertebral e
dorsalmente à traquéia, próximo à aorta. Ao atingir o abdômen atravessa o músculo
diafragma, desembocando no estômago. Tem sua luz aumentada durante a passagem do
bolo alimentar, em virtude dos movimentos peristálticos, providenciados pela
musculatura da parede do esôfago (DANGELO E FATTINI, 2003).
É composto por três camadas: mucosa, submucosa e muscular. A primeira é
composta de um epitélio estratificado, não queratinizado, apoiando-se sobre uma lâmina
própria de tecido conjuntivo. É importante ressaltar a possibilidade da presença de
queratina no epitélio, variando conforme a região da mucosa esofágica e o tipo de dieta
alimentar. A segunda é constituída por pequenas glândulas que lançam suas secreções
em direção à luz do esôfago, essas secreções contêm substâncias responsáveis pelo
combate aos agentes infecciosos do meio externo. Já a camada muscular divide-se em
externa e interna, sendo que sua parte proximal é constituída por fibras musculares, em
sua maioria estriada esqueléticas, enquanto que a parte distal possui majoritariamente
fibras musculares lisas.
Figura 7
Fotomicrografia corada em HE, ilustrando parte queratinizada (Q) do epitélio
pavimentoso estratificado (EP) da parede do esôfago. Tecido Conjuntivo (TC).
Aumento de 400x.
Q
EP
TC
Ana Paula R. F. da Costa
35
Figura 8
Fotomicrografia corada em HE, mostrando células musculares lisas, alongadas e
fusiformes da parede do esôfago de rato. Os núcleos celulares são achatados. A – corte
longitudinal. B – corte transversal. Aumento de 400x.
A
B
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36
5.2.5. Estômago
O estômago é um órgão relacionado não só com o armazenamento como com a
digestão dos alimentos. No homem, a função de armazenamento é muito menos
importante do que nos herbívoros, particularmente nos ruminantes. No estômago
humano, o alimento semi-sólido resultante de mastigação é reduzido a um fluido pela
contração da parede muscular do órgão, e pela mistura do alimento com secreções das
glândulas de sua membrana mucosa (BLOOM E FAWCETT, 1977).
Trata-se da região mais dilatada do tubo digestivo. É uma estrutura em forma de
saco. Além da liquefação do alimento e continuidade da digestão, é responsável pela
produção de HCL e das enzimas pepsina, renina e lípase gástrica, bem como pela
produção de hormônios parácrinos.
Possui basicamente 4 regiões: cárdia (estreita região gastresofágica), fundo (região
em forma de cúpula, preenchida por gás), corpo (maior região, responsável pela
formação do quimo) e piloro ( região em forma de funil, provida de um esfíncter piloro
espesso, que controla a liberação do quimo ao duodeno).
A mucosa do fundo estomacal é revestida por epitélio, tecido conjuntivo (a lâmina
própria) e a musculatura da mucosa. O epitélio é simples cilíndrico, constituído de
células que produzem muco. O tecido conjuntivo é frouxo, altamente vascularizado,
com grande quantidade de plasmócitos, linfócitos, mastócitos, fibroblastos e raras
células musculares lisas. Grande parte da lâmina própria é ocupada por glândulas
fúndicas.
A musculatura da mucosa é constituída por células musculares lisas, arrumadas em
três camadas, sendo que as camadas circular interna e longitudinal externa são bem
definidas, porém a terceira é pouco evidente.
Já o tecido conectivo da submucosa gástrica é denso não modelado e possui uma
rica rede avascular e linfática que supre e drena os vasos da lâmina própria. A
população celular da submucosa parece com a de qualquer tecido conectivo
propriamente dito (GARTNER E HIATT,1999).
Ana Paula R. F. da Costa
37
Figura 9
Fotomicrografias da superfície do corpo e fundo do estômago, sendo B aumento da
região destacada de A. São nítidas nas figuras as criptas gástricas (setas). A mucosa de
revestimento apresenta-se constituída por um tecido epitelial simples cilíndrico secretor
(cabeças de setas), uma lâmina própria (LP) e muscular da mucosa (MM). A e B corado
em HE. A: aumento de 100x e B: aumento de 400x. As células epiteliais de
revestimento da superfície são todas secretoras de muco, assim como as células que
revestem as fovéolas gástricas, isto é, criptas rasas de forma estrelada (P). Em A
destaca-se a presença de numerosas glândulas gástricas.
B
B
A
MM
LP
P
P
Ana Paula R. F. da Costa
38
5.2.6. Intestino Delgado
Trata-se do segmento mais longo do tubo digestivo, com aproximadamente 7m de
comprimento. É subdividido em três regiões: duodeno – recebe enzimas e um tempão
alcalino do pâncreas e a bile do fígado – jejuno e íleo.
É responsável pela digestão e absorção dos produtos finais do processo digestivo.
Sua superfície luminal é modificada, observando-se, deste modo, três tipos de
modificações: pregas circulares, vilosidades e micro vilosidades. As pregas circulares
são dobras transversais da mucosa, formando elevações semicirculares e helicoidais.
Tais pregas constituem um apêndice permanente do duodeno e do jejuno e terminam na
metade proximal do íleo. As vilosidades são protrusões da lâmina própria coberta por
epitélio, em forma de dedo ou folha. São estruturas permanentes, encontradas em maior
número no duodeno. Tais vilosidades conferem a aparência aveludada ao revestimento
do órgão, ademais aumentam a superfície de absorção do intestino em 10 vezes. Já as
microvilosidades são modificações do plasmalema apical das células epiteliais que
cobrem as vilosidades intestinais e aumentam a área de superfície do intestino em 20
vezes.
O intestino delgado também possui uma mucosa constituída por três camadas. A
primeira é um epitélio cilíndrico simples que cobre as vilosidades e a superfície dos
espaços entre elas. É composto de células absortivas, células caliciformes e células
enteroendócrinas. As células absortivas são numerosas e altas, com núcleo oval
localizado na base, apresenta uma superfície apical com borda em escova, tendo como
principal função a digestão terminal e a absorção de água e nutrientes. São responsáveis
pela reesterificação dos ácidos graxos em quilomícrons e pelo transporte da maior parte
dos nutrientes absorvidos para a lâmina própria, a segunda camada da mucosa, se onde
serão distribuídos ara o resto do corpo.
As células caliciformes são glândulas exócrinas unicelulares em forma de cálice.
Possui uma região basal estreita que se apóia na lâmina basal, enquanto sua porção
apical alargada, a taça, volta-se para a luz do tubo digestivo. Estas células produzem
mucinogênio cuja forma hidratada é a mucina, um componente do muco e uma camada
protetora que reveste a lus.
A segunda camada da mucosa intestinal é constituída de tecido conectivo frouxo da
lâmina própria e forma o eixo das vilosidades. É rica em linfócitos que ajudam a
proteger o revestimento intestinal da invasão de microorganismos.
A terceira camada, a muscular, da mucosa do intestino delgado possui camadas de
células musculares lisas, helicoidais de passo curto (circular interna) e helicoidal de
passo longo (longitudinal externa). Um tecido conjuntivo denso fibroelástico não-
modelado, com rico suprimento linfático e muscular, compõe a submucosa.
O intestino delgado possui vários tipos de células enteoendócrinas que produzem
hormônios parácrinos e endócrinos. Seu segmento mais curto, o duodeno, recebe a bile
do fígado e sucos digestivos do pâncreas. O duodeno difere do jejuno e do íleo em
virtude de suas vilosidades serem mais largas, mais altas e mais numerosas por unidade
de área, entretanto, o mesmo também possui um número menor de células caliciformes
e glândulas de Brürner em sua mucosa.
Ana Paula R. F. da Costa
39
Em contrapartida o jejuno possui vilosidades mais estreitas, mais curtas e mais
espessas do que o duodeno, bem como o número de células caliciformes também é
maior. No íleo as vilosidades são mais esparsas, mais curtas e mais estreitas do que as
das duas regiões anteriormente citadas. A lâmina própria do íleo abriga grupos
permanentes de linfonodos conhecidos como células de Peyer. Estas estruturas estão
localizadas na parede do íleo oposta à ligação com o mesentério (GARTNER E
HIATT,1999).
Figura 10
Fotomicrografia do epitélio intestinal delgado mostrando células caliciformes
isoladas (cabeças de setas) dispersas entre as células de absorção. Epitélio caracterizado
pela presença de luz (L), de projeções digitiformes, vilosidades intestinais, revestidas
por uma mucosa. Esta, como já citado, é constituída por um epitélio simples cilíndrico
com borda estriada e células caliciformes, lâmina própria. Aumento 400x, coloração em
HE. Em B destaca-se uma vilosidade (V).
L
L A B
V
Ana Paula R. F. da Costa
40
Figura 11
Fotomicrografias coradas em PAS, em um aumento de 400x. A coloração PAS é
principalmente usada para colorir estruturas que contém uma alta proporção de
macromoléculas de carboidratos (glicogênio, glicoproteína, proteoglicanos), tipicamente
encontradas em tecidos conjuntivos, mucos, e lâminas basais. Na figura observam-se
células caliciformes secretando muco - vermelho magenta.
Ana Paula R. F. da Costa
41
5.2.7. Intestino Grosso
Constitui a porção terminal do canal alimentar , sendo mais calibroso e mais
curto que o intestino delgado. É caracterizado pelos haustros, tênias e apêndices
epiplóicos. É subdividido em: ceco, cólon ascendente, cólon transverso, cólon
descendente, cólon sigmóide e reto (DANGELO E FATTINI, 2003).
Trata-se de uma membrana mucosa sem pregas exceto em sua porção distal. É
constituída por um epitélio cilíndrico simples com células caliciformes. Não apresenta
vilosidades. Possui glândulas intestinais longas, bem como inúmeras células
caliciformes, células absortivas e um reduzido número de células enteroendócrinas.
Suas células absortivas são colunares e caracterizadas por suas microvilosidades curtas
e irregulares. Tais estruturas corroboram na absorção de água (absorção passiva),
formação da massa fecal e produção de muco.
O epitélio situa-se sobre uma lâmina própria de tecido conjuntivo frouxo, contendo
criptas de Lieberkühn mais longas que o intestino delgado. Tal lâmina é rica em células
linfóides e em nódulos que freqüentemente se estendem até a mucosa, em virtude da
abundante população bacteriana do intestino grosso. Na região anal, a membrana
mucosa forma uma série de dobras longitudinais, as colunas retais (de Morgani). Cerca
de 2 cm acima da abertura anal a mucosa intestinal é substituída por epitélio
estratificado pavimentoso (JUNQUEIRA E CARNEIRO, 2004).
A submucosa é formada por tecido conjuntivo fibroelástico. A camada muscular é
formada por túnicas de músculo liso, uma circular interna e outra longitudinal externa.
A camada mais externa é a serosa.
Ana Paula R. F. da Costa
42
Figura 12
Fotomicrografias do intestino grosso
coradas em HE. Nota-se que o epitélio (EP)
que reveste a luz (L) apresenta numerosas
células caliciformes (cabeças de setas) e
glândulas intestinais (setas). Nota-se uma
parte da camada muscular da mucosa
(MM) e a camada muscular externa (M). A
(100x), B (400x), C ( 400x) , D (400x) e E
(40x).
B
EP
M
A
C D
E
EP
EP
EP
L
L
L
L
M
MM
MM
Ana Paula R. F. da Costa
43
5.2.8. Pâncreas
Após o fígado, trata-se da glândula anexa mais volumosa do sistema digestivo.
Situa-se posteriormente ao estômago em posição retroperitoneal, logo, está fixado à
parede abdominal posterior (DANGELLO E FATTINI, 2003). Possui três partes:
cabeça, corpo e cauda. É uma glândula mista, isto é, exócrina e endócrina, portanto
produz enzimas digestivas e hormônios.
A parte exócrina é armazenada e secretada por células da porção exócrina,
arranjadas em ácinos, sendo recolhida, posteriormente, por ductos, a saber, o
pancreático e o pancreático acessório. Tal porção exócrina do pâncreas é uma glândula
acinosa, similar à parótida em estrutura. A distinção entre estas duas glândulas se dá
pela ausência de ductos estriados e pela presença das ilhotas de langerhans no pâncreas.
Outra característica do pâncreas é a penetração das porções iniciais dos ductos
intercalares no lúmen dos ácinos. Núcleos circundados por um citoplasma claro
pertencem às células centro acinares que constituem a porção intra-acinar dos ductos
intercalares. Tais células encontram-se apenas nos ácinos pancreáticos. O ácino
pancreático exócrino é constituído por várias células serosas que circundam um lúmen,
Estas células são polarizadas, com um núcleo esférico, sendo típicas células secretoras
de proteínas (JUNQUEIRA E CARNEIRO, 2004).
Na porção endócrina são encontradas as ilhotas de langerhans que são aglomerados
arredondados de células, ricamente vascularizado. Estas possuem cinco tipos de células,
sendo elas: células B – responsáveis pela secreção de insulina- células A – responsáveis
pela secreção do glucagon – células delta – secretam somatostatina - células PP –
polipeptídeo pancreático, bem como células G – secretam gastrina. Tais células não
podem ser diferenciadas entre si com métodos de rotina, mas com processamentos
imuno-histoquímicos que permitem sua visualização (GARTNER E HIATT, 1999).
O pâncreas é revestido por uma cápsula delgada de tecido conjuntivo. Tal cápsula
envia septos para o interior do órgão, separando-o em lóbulos. Os ácinos são
circundados por uma lâmina basal, sustentada por uma bainha delicada de fibras
reticulares. O pâncreas também possui uma rede de capilares extensa, essencial para o
processo de secreção (JUNQUEIRA E CARNEIRO, 2004).
Ana Paula R. F. da Costa
44
Figura 13
Fotomicrografias do pâncreas em HE. Porção exócrina do pâncreas. Os ácinos
pancreáticos apresentam-se constituídos células acinares que contêm núcleos basófilos
ocupando o 1/3 basal. Ao redor do núcleo observa-se o ergastoplasma evidenciado pela
hematoxilina e, portanto basófilo. A abundância de ergastoplasma é típica de células
que sintetizam intensamente proteínas de exportação. No ápice das células, os grânulos
de secreção acidófilos são evidenciados pela eosina. Em A (100x) e B (40x) é nítido o
estroma subdividindo a glândula em lóbulos por septos de tecido conjuntivo que contém
vasos sanguíneos. Observa-se também uma porção endócrina, as ilhotas pancreátias
(cabeça de setas). Em C (400x) é nítida a porção exócrina da glândula, isto é, os ácinos
pancreáticos – destaque em circulo amarelo (destaque também em A). Nota-se também
destacado por setas em verde um grande ducto intralobular.
A B
C
Ana Paula R. F. da Costa
45
5.2.9. Fígado
É o mais volumoso órgão do organismo, localizando-se imediatamente abaixo do
diafragma e à direita, embora uma pequena porção ocupe a metade esquerda do
diafragma. Trata-se de uma glândula que desempenha importantes papéis nas atividades
vitais do organismo, seja interferindo no metabolismo dos carboidratos, das gorduras e
proteínas, seja secretando a bile e participando dos mecanismos de defesa (DANGELO
E FATTINI,2003).
O fígado é o órgão no qual os nutrientes absorvidos no trato digestivo são
processados e armazenados para utilização por outro órgão. E, portanto, uma interface
entre o sistema digestivo e o sangue. Grande parte do sangue que vai para o fígado
chega pela veia porta, enquanto que uma menor parte é suprida pela artéria hepática. A
posição do fígado no sistema circulatório é ideal para captar, transformar e acumular
metabólitos e para a neutralização e eliminação de substâncias tóxicas. Esta eliminação
ocorre por meio da bile, uma secreção exócrina do fígado, importante para a digestão de
lipídios. O fígado também tem sua importância na produção de proteínas plasmáticas –
albumina e outras proteínas carreadoras.
É revestido por uma cápsula delgada de tecido conjuntivo (cápsula de Glisson) que
se torna mais espessa no hilo, onde a veia porta e a artéria hepática penetram no fígado e
por onde saem os ductos hepáticos direito e esquerdo, bem como os vasos linfáticos.
O hepatócito é o componente estrutural básico do fígado. São células epiteliais
agrupadas em placas interconectadas. O lóbulo hepático é formado por uma massa
poligonal de tecido cujo tamanho é variável. Pode-se encontrar os espaços porta,
presentes nos cantos dos lóbulos – aglomerados angulares de tecido conjuntivo – onde
ficam localizados ramos da veia porta, da artéria hepática, os canalículos biliares
(tríades de Glisson), bem como vasos linfáticos .
Observa-se que os hepatócitos encontram-se radialmente dispostos no lóbulo
hepático, formando placas celulares, ou seja, a organização do fígado é em lóbulos
hepáticos com a veia central. Nos cortes geralmente os lóbulos aparecem com forma
mais ou menos hexagonal, e são constituídos por cordões de células hepáticas
estreitamente contíguas que se afastam radialmente da veia central, juntamente com os
capilares sinusoidais que correm entre os cordões. Os espaços entre essas placas
contêm capilares, os sinusoidais hepáticos, que são vasos irregularmente dilatados
compostos por uma camada descontínua de células endoteliais fenestradas.
Normalmente, os hepatócitos contêm glicogênio – depósito de glicose mobilizado
quando a glicose sanguínea cai abaixo do nível adequado, mantendo, portanto, a
glicemia estável. O hepatócito possui funções endócrinas e exócrinas, uma vez que além
de sintetizar proteínas para a sua própria manutenção e para exportação – albumina,
protrombina, fibrinogênio e lipoproteínas - secreta a bile (JUNQUEIRA E CARNEIRO,
2004).
Ana Paula R. F. da Costa
46
Figura 14
Fotomicrografias de fígado corado em PAS. A (40x); B (100x); Organização em
lóbulos hepáticos com veias centrolobulares (VC), observam-se os cordões de células
hepáticas estreitamente contíguos que se afastam radialmente da veia centrolobular. C
(400x); cordões de hepatócitos (detalhe retângulo em amarelo) mostrando o glicogênio
intracelular (setas) sob a forma de grânulos mais ou menos grosseiros, presentes em seu
citoplasma.
A B
C
VC
VC
VC
Ana Paula R. F. da Costa
47
5.2.10. Rim
Trata-se de um órgão par, abdominal, localizado posteriormente ao peritônio parietal –
retroparietal. É envolvido por uma cápsula fibrosa (tecido conjuntivo denso) e quase
sempre por um abundante tecido adiposo perirenal, constituindo a cápsula adiposa.
Possui uma borda medial, o hilo, por onde passam o ureter, a artéria e veia renais, vasos
linfáticos e nervos. Dentro do rim o hilo se expande formando o seio renal que aloja a
pelve. Estudando seu interior, macroscopicamente, distingui-se um córtex e uma medula
– porção mais escura (DANGELO E FATTINI,2003).
Cada rim é constituído por 1 a 4 milhões de nefros. Estes são formados por uma parte
dilatada, o corpúsculo renal, pela porção contorcida do túbulo proximal, pelas partes
delgadas e espessas de alça do nefro ou de Henle e pela porção contorcida do túbulo
distal. O nefro é a unidade funcional dos rins (JUNQUEIRA E CARNEIRO, 2004).
Figura 15
Fotomicrografias coradas em HE. A (100X) e B (400x). Transição córtico-medular
do rim, onde se observam secções transversais de túbulos coletores (TC). Em toda sua
extensão, os tubos coletores são formados por células com citoplasma que se coram
fracamente pela eosina e cujos limites intercelulares são nítidos. Os túbulos coletores da
transição córtico-medular do rim participam dos mecanismos de concentração de urina
(retenção de água).
TC
A B
B
Ana Paula R. F. da Costa
48
Figura 16
Fotomicrografia de uma preparação de rim corada pelo PAS. Os locais de coloração
róseo-escura representam a membrana basal. Os túbulos renais (T) estão nitidamente
delimitados por suas membranas basais circunjacentes e que aparecem coradas. Os
capilares glomerulares (C) e o epitélio parietal da cápsula de Bowman (CB) também
mostram a membrana basal PAS – positiva. A (40X); B (100X); D, E, F (400X).
T
T
T
T
T
T
CB CB
BC
A B
C D
E F
C
C
Ana Paula R. F. da Costa
49
5.2.11. Bexiga
É uma bolsa situada posteriormente à s[infise púbica e que funciona como
reservatório de urina. O fluxo contínuo de urina que chega pelos ureteres é transformado
graças a ela em emissão periódica (micção) (DANGELO E FATTINI, 2003).
Trata-se de um órgão de armazenamento de urina. Esta é armazenada até que a
pressão se torne suficiente para induzir a urgência da micção ou esvaziamento. A
mucosa da bexiga também atua como barreira osmótica entre a urina e a lâmina própria.
Tal mucosa é arranjada em numerosas pregas que desaparecem quando a bexiga se
distende com a urina. Durante a distenção, grandes e redondas células em forma de
cúpula do epitélio transicional tornam-se esticadas e mudam sua morfologia para
tornarem-se achatadas (GARTNER E HIATT, 1999).
É revestida por um epitélio de transição e por uma lâmina própria de tecido
conjuntivo que varia de frouxo ao denso (JUNQUEIRA E CARNEIRO, 2004). O tecido
conjuntivo pode ser subdividido em duas camadas: uma mais superficial, de tecido
conjuntivo denso e irregular, bem como uma camada mais profunda de tecido
conjuntivo frouxo composto por uma mistura de fibras colágenas e elásticas. A bexiga
não contém glândulas, exceto na região que circunda o orifício uretral, onde glândulas
mucosas podem ser encontradas.
A túnica muscular da bexiga possui disposição complexa, descrevendo-se um
músculo esfincter da bexiga ao nível do óstio interno da uretra. Tal músculo, bem como
a camada muscular do órgão estão envolvidos com a micção (DANGELO E FATTINI,
2003). A camada muscular da bexiga é composta por três camadas intercaladas de
músculo liso. Nesta, há uma camada circular média que forma o esfíncter muscular
interno em volta do orifício interno da uretra. A adventícia da bexiga é composta por um
tipo de tecido conjuntivo denso, irregular, contendo uma grande quantidade de fibras
elásticas (GARTNER E HIATT, 1999).
Ana Paula R. F. da Costa
50
Figura 17
Fotomicrografia da bexiga. A luz apresenta-se revestida por um epitélio de
transição (ET); subjacente, uma lâmina própria (LP) e uma musculatura lisa em arranjo
plexiforme (ML). A, B, C (400X) – HE. Em C as células musculares lisas são alongadas
e fusiformes, da parede da bexiga de rato. Os núcleos celulares são achatados.
A B
C
ML
ET ET
LP LP
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51
5.2.12. Mesentério
O mesentério – uma capa dupla de peritônio – é resultado do prolongamento do
peritônio visceral e parietal, invaginando-se em torno de determinados órgãos. É
responsável pela comunicação neurovascular entre os órgão envolvidos e a parede
abdominal. Possui um cilindro de tecido conjuntivo contendo os vasos sanguíneos
linfáticos e nervos. É responsável também pela fixação do jejuno e íleo na parede
posterior do abdômen. Entre as porções do mesentério se encontram os vasos
mesentéricos superiores, os gânglios linfáticos e uma quantidade variável de gordura e
de nervos autônomos. O mesentério do intestino grosso denomina-se mesocolon
(MOORE E DALLEY, 2006).
É frequentemente utilizado em montagens totais, sendo distendido sobre uma
lâmina histológica, uma vez que sua estrutura é fina o suficiente para que a luz
ultrapasse, podendo ser corado e examinado diretamente ao microscópio som precisa ser
cortado no micrótomo. Consiste em uma porção central de tecido conjuntivo revestido
em ambos os lados por um epitélio simples pavimentoso, o mesotélio. No tecido
conjuntivo são encontradas fibras colágenas e elásticas, evidenciadas após a coloração
pela orceína, bem como estruturas cilíndricas, alongadas e tortuosas. Esse conjuntivo
caracteriza-se por apresentar poucas fibras colágenas, muitas células e abundante
material amorfo. O material amorfo não se cora e aparece como espaços claros com
aspecto de vazio entre as células. É possível observar as fibras elásticas , mais delgadas,
longas e ramificadas formando uma rede fibrilar em contraste com as colágenas, mais
grossas, retas e sem ramificações.
Uma grande quantidade mastócitos pode ser observada. O mastócito é uma célula
globosa, grande e com citoplasma repleto de grânulos metacromáticos, corados devido à
alta concentração de radicais ácidos presentes nas glicosaminoglicanas. O núcleo é
pequeno, esférico e central, sendo de difícil observação uma vez que está repleto de
grânulos citoplasmáticos. Eles colaboram com as reações imunes e têm um papel
essencial na inflamação, nas reações alérgicas e na expulsão de parasitas. Apesar de
serem morfologicamente semelhantes, existem no tecido conjuntivo pelo menos dois
tipos de mastócitos, distinguidos por colorações específicas. Um é denominado de
mastócito do tecido conjuntivo, é encontrado na pele e cavidade peritoneal e seus
grânulos contêm uma substância anticoagulante – heparina. O outro é denominado de
mastócito de mucosa, presente na mucosa intestinal e nos pulmões. Seus grânulos
contêm condroitin sulfatado. Os mastócitos originam-se a partir de células precursoras
hematopoiéticas da medula óssea, saindo via corrente sangüíneos imaturos e entram nos
tecidos, onde sofrem maturação, proliferação e diferenciação (JUNQUEIRA E
CARNEIRO, 2004).
Ana Paula R. F. da Costa
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Figura 18
Fotomicrografias de montagem total de mesentério. A. mastócitos com grânulos
citoplasmáticos metacromáticos (setas) – Azul de toluidina (400x). B. mastócitos (setas)
e fibras elásticas (cabeças de seta) - Orceína (400x).
A
B
Ana Paula R. F. da Costa
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5.2.13. Artéria Elástica
Elas possuem grande importância no controle da pressão arterial, pois não deixam
que a pressão abaixe no período de diástole do ventrículo esquerdo, contribuindo,
portanto, para a estabilização do fluxo sangüíneo. Logo, a parede elástica de um vaso
como a aorta é bastante espessa e resistente, mas em proporção ao tamanho do lúmen
ela é mais delgada do que a parte das artérias musculares (BLOOM E FAWCETT,
1977).
As artérias elásticas são constituídas por uma túnica íntima, média e uma
adventícia. A túnica interna é bem desenvolvida, com grande quantidade de fibras
elásticas. Apresenta uma camada de células endoteliais, apoiada em uma camada de
tecido conjuntivo frouxo, isto é, a camada subendotelial, que pode conter células
musculares lisas. Em artérias a túnica íntima é separada da média por uma lâmina
elástica interna – componente mais externo da íntima. Na túnica média há um pequeno
o número de células musculares lisas e também há bastante substância elástica. A
camada adventícia é pouco desenvolvida.
Figura 19
Fotomicrografia de artéria de grande calibre ou artéria elástica com suas camadas:
partindo da luz (L), a túnica íntima (TI) constituída pelo endotélio e tecido conjuntivo
subendotelial (seta); a túnica média (seta – TM) com lamelas elásticas (cabeça de seta)
produzidas pelas fibras musculares lisas (ML) e a túnica adventícia (TA) constituída por
tecido conjuntivo propriamente dito.
L
TI
TM
ML
TA
Ana Paula R. F. da Costa
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5.2.14. Coração
O coração é um órgão muscular que se contrai ritmicamente, enquanto bombeia o
sangue pelo sistema circulatório. Também é responsável pela produção de um hormônio
chamado fator natriuréticoatrial. Suas paredes são constituídas por três túnicas: a
interna, ou endocárdio; a média ou miocárdio; e a externa ou pericárdio. A região
fibrosa do coração, comumente chama esqueleto fibroso, serve de ponto de apoio para
as válvulas, além de ser também o local de origem e inserção das células musculares
cardiácas (JUNQUEIRA E CARNEIRO, 2008).
O músculo cardíaco é constituído por fibras que possuem a mesma configuração,
em bandas transversais, presente no músculo estriado esquelético. Portanto, também é
estriado. Contudo difere em muitos aspectos do músculo esquelético. As diferenças
histológicas são: presença de discos intercalares, localização dos núcleos da célula
cardíaca no centro da fibra e as ramificações da fibra muscular. Todas essas diferenças
são visíveis em um corte longitudinal bem preparado (ROSS E ROMRELL, 1989).
Figura 20
As fotomicrografias coradas em HE, com um aumento de 400x, apresentam um
corte longitudinal do músculo cardíaco. As setas apontam para os discos intercalares,
que representam junções extremidade a extremidade especializadas de células
contíguas. Observa-se também a evidente ramificação das fibras musculares. Em A
destacam-se grânulos de glicogênio – retângulos.
A B
Ana Paula R. F. da Costa
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7. Referências Bibliográficas
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Engenheiro Schmidt: Educare Editora Ltda, 1998.
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Janeiro: Editora interamericana Ltda; 1977.
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“Métodos analíticos oficiais para controle de produtos de origem animal e seus
ingredientes: métodos físicos e químicos”. [Internet]. Brasília (DF), 1981. [citado em
2009 jan 28]. V. II, p. L/1 – L/6. Disponível em:
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DANGELO J. G.; FATTINI C. A. “Anatomia Humana Sistêmica e Segmentar” 3 ª
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Koogan: Rio de Janeiro, 1999.
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ROSS, M.H., ROMRELL, L. J. “Histologia: texto e atlas”. Panamericana; São Paulo;
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Editora Manole Ltda.; 2003.