fotossíntese, crescimento e metabolismo...
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UNIVERSIDADE ESTADUAL DE SANTA CRUZ
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM GENÉTICA E BIOLOGIA MOLECULAR
Fotossíntese, crescimento e metabolismo antioxidativo em
plântulas de cacau submetidas ao estresse mecânico por
compactação e a variações de doses de fósforo
em solo de tabuleiros costeiros
THAYSE FRANÇA TOSTO
ILHÉUS – BAHIA – BRASIL
Fevereiro de 2015
ii
THAYSE FRANÇA TOSTO
Fotossíntese, crescimento e metabolismo antioxidativo em
plântulas de cacau submetidas ao estresse mecânico por
compactação a e variações de doses de fósforo
em solo de tabuleiro costeiro
ILHÉUS – BAHIA – BRASIL
Fevereiro de 2015
Dissertação apresentada à Universidade
Estadual de Santa Cruz, como parte das
exigências para obtenção do título de
Mestre em Genética e Biologia Molecular.
Área de concentração: Genética e Biologia
Molecular
Orientador: Prof. Dr. Alex-Alan Furtado de
Almeida
iii
THAYSE FRANÇA TOSTO
Fotossíntese, crescimento e metabolismo antioxidativo em
plântulas de cacau submetidas ao estresse mecânico por
compactação e a variações de doses de fósforo
em solo de tabuleiro costeiro
APROVADA: 24 de fevereiro de 2015
Dr. Mauricio Antonio Coelho Filho Dra. Bruna Carmo Rehem
(EMBRAPA- CNPMF) (IFBA)
Dr. Márcio Gilberto Cardoso Costa Dr. Alex-Alan Furtado de Almeida
(UESC) (UESC – Orientador)
Dissertação apresentada à Universidade
Estadual de Santa Cruz, como parte das
exigências para obtenção do título de
Mestre em Genética e Biologia Molecular.
Área de concentração: Genética e Biologia
Molecular
Orientador: Prof. Dr. Alex-Alan Furtado de
Almeida
iv
DEDICATÓRIA
Dedico este trabalho a todos que me ensinaram o que eu aprendi: em especial aos
meus pais Divinalva França Tosto e Maxwell Kleber Imbassahy Tosto, pelo incentivo
e apoio em todas as minhas escolhas e decisões, amo vocês.
v
“Leve na sua memória para o resto de sua vida as coisas boas que surgiram no
meio das dificuldades. Elas serão uma prova de sua capacidade em vencer as
provas e lhe darão confiança na presença divina, que nos auxilia em qualquer
situação, em qualquer tempo, diante de qualquer obstáculo.”
Chico Xavier
vi
AGRADECIMENTOS
Agradeço a DEUS pela vida e por me guiar para que chegasse até aqui.
Aos meus pais Divinalva e Maxwell, que sempre foram os maiores idealizadores e
que sempre fizeram de tudo para que eu pudesse chegar onde estou.
A minha avó Elizabeth, por estar sempre torcendo e rezando para que meus
objetivos sejam alcançados;
Ao meu irmão Cleberth pelo apoio, carinho e atenção que teve comigo;
A meu namorado Marcos Antonio, por ter estado ao meu lado durante todo esse
percurso completando minha felicidade, pelo amor, apoio, confiança, motivação e
incentivo a percorrer este caminho, por compartilhar angústias e dúvidas,
estendendo suas mãos nos momentos mais difíceis;
À Universidade Estadual de Santa Cruz (UESC) e ao Programa de Pós-Graduação
em Genética e Biologia Molecular, pela oportunidade concedida para a realização do
Mestrado.
À Fundação de Amparo a Pesquisa do Estado da Bahia (FAPESB), pela concessão
de bolsa durante o curso.
Ao meu orientador Dr. Alex-Alan Furtado de Almeida, pelos ensinamentos,
orientação, palavras de incentivo, paciência, dedicação e oportunidade de realizar
este trabalho.
Ao prof. Dr. Arlicélio de Queiroz Paiva, pela disponibilidade e orientação para a
montagem e realização do experimento, além da disponibilização do Laboratório de
Física e Manejo de solos.
Aos professores do Programa de Pós-Graduação em Genética e Biologia Molecular,
pelos valiosos ensinamentos.
Aos técnicos do Laboratório de Física e Manejo de Solos, Gerson e Pablo; e aos
IC’s do Laboratório de Fisiologia Vegetal Alessandro e Jadiel, pela assessoria e
ajuda na montagem do experimento.
Aos membros da banca por aceitarem o convite de participar.
Ao Centro de Biotecnologia e Genética (CBG) e a todos que fazem parte dele, em
especial aos Laboratórios Genômica e Biologia Molecular.
vii
Ao funcionário da casa de vegetação Marcelo, pela disponibilidade e importante
ajuda na montagem do experimento.
Aos colegas do Laboratório de Fisiologia Vegetal: Graciele, Joedson, Ivanildes,
Márcia, Tainã e Téssio, pela convivência e disposição para ajudar. Em especial a
Graciele, que se mostrou uma grande companheira nessa caminhada, por estar
sempre me ajudando, seja na montagem, coleta do experimento, realização dos
procedimentos metodológicos e análises.
Aos meus amigos e familiares, pelo carinho e pela compreensão nos momentos em
que a dedicação aos estudos foi exclusiva.
A todos que, de alguma forma, contribuíram para realização deste trabalho, meus
sinceros agradecimentos.
viii
ÍNDICE
EXTRATO ................................................................................................................... x
ABSTRACT ............................................................................................................... xii
LISTA DE FIGURAS ................................................................................................ xiv
LISTA DE TABELAS ............................................................................................... xviii
1. INTRODUÇÃO ........................................................................................................ 1
2. REVISÃO DE LITERATURA ................................................................... ................4
2.1. Theobroma cacao L. ......................................................................................... 4
2.2. Solos de Tabuleiro Costeiro (TC) ...................................... ................................5
2.3. Deficiência de fósforo (P) para a cultura do cacau em solos TC. ..................... 6
2.4. Estresse mecânico em plantas. ........................................................................ 7
2.5. Sistema radicular e os estímulos mecânicos .................................................... 8
2.6. Estresse e metabolismo antioxidativo ............................................................. 10
2.7. Emissão de fluorescência e trocas gasoas em nível foliar ............................. 12
3. MATERIAL E MÉTODOS ...................................................................................... 13
3.1. Material vegetal e condições de cultivo ........................................................... 13
3.1.1. Caracterização da área experimental ....................................................... 13
3.1.2. Solo e adubação ....................................................................................... 13
3.2. Fluorescência transiente da clorofila .............................................................. 18
3.3. Medições de trocas gasosas foliares .............................................................. 18
3.4. Metabolismo antioxidativo ............................................................................... 19
3.4.1. Preparo do extrato bruto ........................................................................... 19
3.4.2. Dismutase do superóxido (SOD) .............................................................. 20
3.4.3. Catalase (CAT) ......................................................................................... 21
3.4.4. Peroxidase do ascorbato (APX) ................................................................ 21
3.5.5. Peroxidase do guaiacol (GPX) .................................................................. 21
3.5. Variáveis de Crescimento ............................................................................... 22
3.6. Análise estatística ........................................................................................... 22
4. RESULTADOS ...................................................................................................... 24
4.1. Fluorescência da clorofila ............................................................................... 24
ix
4.2. Trocas gasosas foliares .................................................................................. 27
4.3. Variáveis de crescimento ................................................................................ 30
4.4. Metabolismo antioxidativo ............................................................................... 37
5. DISCUSSÃO ......................................................................................................... 53
5.1. Fotossíntese.................................................................................................... 53
5.2. Variáveis de crescimento ................................................................................ 54
5.3. Metabolismo antioxidativo ............................................................................... 57
6. CONCLUSÕES ..................................................................................................... 59
7. REFERÊNCIAS ..................................................................................................... 60
x
EXTRATO
TOSTO, Thayse França, MSc, Universidade Estadual de Santa Cruz, Ilhéus, BA, fevereiro de 2015. Fotossíntese, crescimento e metabolismo antioxidativo em plântulas de cacau submetidas ao estresse mecânico por compactação e a variações de doses de fósforo em solo de tabuleiro costeiro. Orientador: Alex-Alan Furtado de Almeida. Co-orientadores: Arlicélio de Queiros Paiva e Carlos Priminho Pirovani.
Na região cacaueira da Bahia, Brasil, existem grandes áreas de solos de Tabuleiros
Costeiros (TC), caracterizados como Latossolos Amarelos, distróficos ou álicos, que
apresentam horizontes subsuperficiais coesos, onde normalmente não se cultivam
cacau em virtude de limitações físicas e químicas do solo. Objetivou-se, no presente
trabalho, avaliar a fotossíntese, o crescimento e o metabolismo antioxidativo em
plântulas de cacau submetidas ao estresse mecânico, por compactação, e a
variações de doses de fósforo (P) em solo de tabuleiros costeiros. Ao analisar as
trocas gasosas foliares e a emissão de fluorescência da clorofila, não foram
encontradas diferenças significativas (p ≤0,05) entre os parâmetros avaliados. Para
as variáveis de crescimento, verificou-se um aumento significativo (p ≤0,05) no
número de folhas por plântula nas densidades de solo correspondentes a 1,3; 1,4;
1,5 e 1,7 kg dm-3 em relação ao controle (1,0 kg dm-3). Houve, também, um aumento
na área foliar por planta nas densidades 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3, independentemente
de doses de P. Além disso, observou-se, nas densidades de 1,0 e 1,3 kg dm-3 com P
adicional no solo, uma maior área foliar por plântula em relação as outras
densidades com P remanescente. Em contrapartida, a altura e o diâmetro do coleto
das plântulas não foram influenciados significativamente (p ≤0,05) pelas densidades
e doses de P no solo. Já o comprimento da raiz principal das plântulas diferiu
significativamente (p ≤0,05) em relação às doses de P. Nas densidades do solo
correspondentes a 1,4 e 1,5 kg dm-3, houve maior comprimento da raiz principal na
presença de P, ao passo que no tratamento controle o maior comprimento foi
verificado no tratamento sem adição de P. Verificou-se, ao avaliar a biomassa seca
dos diferentes órgãos das plântulas, que as biomassas de caule e folha não foram
xi
alteradas pelas densidades e doses de P no solo. Em contrapartida, nas densidades
de 1,0; 1,3; e 1,4 kg dm-3 e nas densidades de 1,0 e 1,4 kg dm-3, sem e com adição
de P no solo, respectivamente, houve um maior incremento na biomassa seca de
raiz. Além do mais, em relação à adição ou não de P, houve diferença significativa (p
≤0,05) apenas na densidade correspondente a 1,7 kg dm-3. Por outro lado, quando
se analisou a biomassa seca de raiz por camada, constatou-se diferenças
significativas (p ≤0,05) entre a camada 2, na densidade de 1,5 kg dm-3 com adição
de P, e a camada 3, nas densidades 1,3 e 1,4 kg dm-3, independentemente da
adição de P, cujas biomassas secas foram superiores em relação aos demais
tratamentos. Adicionalmente, pôde-se observar, também, atividade diferencial para
as enzimas dismutase do superóxido (SOD), catalase (CAT), peroxidase do
ascorbato (APX) e peroxidase do guaiacol (GPX), envolvidas no metabolismo
antioxidativo, em folhas e raízes das plântulas de cacau submetidas ao referido
estresse mecânico e as doses de P. Em suma, a compactação e a adição diferencial
de P no solo promoveram alterações nas variáveis de crescimento, principalmente
em nível de raízes, além das mudanças na atividade das enzimas envolvidas no
metabolismo antioxidativo em folhas e raízes. Entretanto, não interferiram na
atividade fotossintética.
Palavras-chave: Fluorescência da clorofila, Latossolo amarelo, Metabolismo
antioxidativo, Solos de tabuleiro costeiro, Theobroma cacao, Trocas gasosas
foliares.
xii
ABSTRACT
TOSTO, Thayse França MSc, State University of Santa Cruz , Ilhéus, BA, February
2015. Photosynthesis, growth and antioxidant metabolism in cocoa seedlings
subjected to mechanical stress by compaction and the variations in the
phosphorus content in soil of coastal plains. Advisor: Alex-Alan Furtado de
Almeida. Co-Advisors: Arlicélio de Queiros Paiva and Carlos Priminho Pirovani.
In the cocoa region of Bahia, Brazil, there are large areas of coastal plain soils
(CPS), characterized as yellow Latosols, dystrophic or alic, with subsurface cohesive
horizons, which usually do not cultivate cocoa due to physical and chemical
limitations of the soil. This study aimed to evaluate photosynthesis, growth and
antioxidant metabolism in cocoa seedlings subjected to mechanical stress, by
compaction, and to variations in the phosphorus content in soil of coastal plains.
When analyzing the leaf gas exchange and chlorophyll fluorescence emission, no
significant (p ≤0.05) differences were found between the evaluated parameters. For
the growth parameters, there was a significant increase (p ≤0.05) in the number of
leaves per seedling in soil densities corresponding to 1.3, 1.4, 1.5 and 1.7 kg dm-3
compared with control (1.0 kg dm-3). There was also an increase in leaf area per
plant in the densities of 1.4, 1.5 to 1.7 kg dm-3, regardless of doses of P. In addition, it
was observed at densities of 1.0 and 1.3 kg dm-3, with additional soil P a greater leaf
area per seedling when compared with the other densities with P content remaining.
In contrast, the height and stem diameter of seedlings were not affected significantly
(p ≤0.05) by density and soil P content. Since the main root length of seedlings
differed significantly (p ≤0.05) by P content. In the soil densities corresponding to 1.4
and 1.5 kg dm-3, there was a greater length of the primary root in the presence of P,
whereas in the control treatment the greater root length was observed in the
treatment without the addition of P. In assessing the dry biomass of different organs
of seedlings, it was found that the stem biomass and leaf were not changed by the P
content and by soil density. However, in the densities of 1.0, 1.3, and 1.4 kg dm-3 and
xiii
of 1.3; 1.5 and 1.7 kg dm-3, without and with addition of P, respectively, there was a
greater increase in root dry biomass. Moreover, for the addition or not of P, there was
a significant difference only on the corresponding density of 1.7 kg dm-3. On the other
hand, when was analyzed the root dry biomass per layer, significant differences were
found between layer 2, in the density 1.5 kg dm-3 with the addition of P, and the
layer 3, in the densities 1.3 and 1.4 kg dm-3, regardless of the addition of P, whose
dry biomass were higher than the other treatments. Additionally, it was observed
differential activity for the enzymes superoxide dismutase (SOD), catalase (CAT),
ascorbate peroxidase (APX), and guaiacol peroxidase (GPX), involved in the
antioxidant metabolism of leaves and roots of cocoa seedlings subjected to
mechanical stress and P content. In summary, the soil compaction and addition of P
caused changes in growth variables, especially in roots level; and in the activity of
enzymes involved in the antioxidant metabolism of leaves and roots. However, they
did not affect the photosynthetic activity.
Keywords: Chlorophyll fluorescence, Yellow latosol, Antioxidant metabolism, Coastal
Plain soils, Theobroma cacao, Leaf gas exchange.
xiv
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 - Esquema da montagem dos anéis, componentes dos vasos, usados para
a germinação de sementes e crescimento das plântulas de cacau .......................... 17
Figura 2 - Visão panorâmica do experimento. Plântulas de cacau, com 7 (A), 15 (B),
30 (C) e 60 (D) dias após a emergência das plântulas, crescidas em vasos, cujo solo
da camada intermediária foi submetido a compactação, criando diferentes
densidades (1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3), e o solo da camada inferior submetido a
doses de P [com (400 mg dm-3) e sem adição (P remanescente do solo)]. . ............ 18
Figura 3 - Biomassa seca de raiz (A), caule (B) e folha (C) de plântulas de cacau
submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Fósforo remanescente do
solo (- P, ) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )]. Valores médios de
dez repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e
minúsculas, entre as densidades e dentre as doses de P, respectivamente, não
diferem entre si pelo teste de Scott-Knott (p ≤0,05).. ................................................ 33
Figura 4 - Biomassa seca de raiz, nas camadas 1 (A), 2 (B) e 3 (C), de plântulas de
cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Fósforo
remanescente do solo (- P, ) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )].
Valores médios de cinco repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras
maiúsculas e minúsculas, entre as densidades e dentre as doses de P,
respectivamente, não diferem entre si pelo teste de Scott-Knott (p ≤0,05). .............. 34
Figura 5 – Fotografias de raízes de plântulas de cacau submetidas a diferentes
densidades (1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3) e doses de fósforo [com P adicional (+
P) e com P remanescente (- P)] no solo. Densidade do solo 1,0 kg dm-3 e - P (A);
densidade do solo 1,0 kg dm-3 e + P (B); densidade do solo 1,3 kg dm-3 e - P (C);
densidade do solo 1,3 kg dm-3 e + P (D); densidade do solo 1,4 kg dm-3 e - P (E);
densidade do solo 1,4 kg dm-3 e + P (F); densidade do solo 1,5 kg dm-3 e - P (G);
densidade do solo 1,5 kg dm-3 e + P (H); densidade do solo 1,7 kg dm-3 e - P (I) e
densidade do solo 1,7 kg dm-3 e + P (J). Fotos tiradas aos 60 dias após a
emergência das plântulas...........................................................................................35
xv
Figura 6 - Fotografias de raízes de plântulas de cacau submetidas a diferentes
densidades (1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3) e doses de fósforo [com P adicional (+
P) e com P remanescente (- P)] por camada de solo. Camada 1 (superior a
compactada), camada 2 (compactada) e camada 3 (inferior a compactada). Fotos
tiradas aos 60 dias após a emergência das plântulas.. ............................................. 36
Figura 7 - Detalhes do caule das plântulas de cacau, mostrando a presença de
lenticelas (setas). Fotos tirada aos 60 dias após a emergência das plântulas na
densidade correspondente a 1,7 kg dm-3... ............................................................... 37
Figura 8 - Atividade da dismutase do superóxido (SOD) em folhas de plântulas de
cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B)
e 60 (C) dias após a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (- P,
) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )]. Valores médios de cinco
repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas,
dentre as densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de
Scott-Knott (p ≤0,05)..................................................................................................39
Figura 9 - Atividade da dismutase do superóxido (SOD) em raízes de plântulas de
cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B)
e 60 (C) dias após a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (- P,
) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )]. Valores médios de cinco
repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas,
dentre as densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de
Scott-Knott (p ≤0,05).. ............................................................................................... 40
Figura 10 - Atividade da catalase (CAT) em folhas de plântulas de cacau submetidas
a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B) e 60 (C) dias após
a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (- P, ) e fósforo
adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )]. Valores médios de cinco repetições (±
EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas, dentre as
densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de Scott-Knott (p
≤0,05).. ...................................................................................................................... 43
xvi
Figura 11 - Atividade da catalase (CAT) em raízes de plântulas de cacau submetidas
a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B) e 60 (C) dias após
a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (- P, ) e fósforo
adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )]. Valores médios de cinco repetições (±
EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas, dentre as
densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de Scott-Knott (p
≤0,05).. ...................................................................................................................... 44
Figura 12 - Atividade da peroxidase do guaiacol (GPX) em folhas de plântulas de
cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B)
e 60 (C) dias após a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (- P,
) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )]. Valores médios de cinco
repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas,
dentre as densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de
Scott-Knott (p ≤0,05).. ............................................................................................... 47
Figura 13 - Atividade da peroxidase do guaiacol (GPX) em raízes de plântulas de
cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B)
e 60 (C) dias após a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (- P,
) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )]. Valores médios de cinco
repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas,
dentre as densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de
Scott-Knott (p ≤0,05).. ............................................................................................... 48
Figura 14 - Atividade da peroxidase do ascorbato (APX) em folhas de plântulas de
cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B)
e 60 (C) dias após a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (- P,
) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )]. Valores médios de cinco
repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas,
dentre as densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de
Scott-Knott (p ≤0,05)..................................................................................................51
Figura 15 - Atividade da peroxidase do ascorbato (APX) em raízes de plântulas de
cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B)
xvii
e 60 (C) dias após a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (- P,
) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3 (+ P, )], Valores médios de cinco
repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas,
dentre as densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de
Scott-Knott (p ≤0,05). ................................................................................................ 52
xviii
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 - Análise física do solo utilizado no experimento, coletado no horizonte B do
Latossolo Amarelo coeso, localizado no município de Ilhéus, BA.. ........................... 15
Tabela 2 - Análise química do solo utilizado no experimento, coletado no horizonte B
do Latossolo Amarelo Coeso, localizado no município de Ilhéus, BA.. ..................... 15
Tabela 3 - Fluorescência inicial (F0), máxima (Fm), variável (Fv) e razão Fv/Fm de
plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo.
Plântulas com 30 dias após emergência. Valores médios de cinco repetições (±
EP)... ......................................................................................................................... 25
Tabela 4 - Fluorescência inicial (F0), máxima (Fm), variável (Fv) e razão Fv/Fm de
plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo.
Plântulas com 60 dias após emergência. Valores médios de cinco repetições (±
EP)... ......................................................................................................................... 26
Tabela 5 - Taxa fotossintética líquida por unidade de área foliar (A), condutância
estomática ao vapor de água (gs), concentração interna de CO2 (Ci), transpiração
(E) e déficit de pressão de vapor de água entre a folha e a atmosfera (VPDL) em
folhas de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no
solo. Plântulas com 30 dias após a emergência. Valores médios de cinco repetições
(± EP) ........................................................................................................................ 28
Tabela 6 - Taxa fotossintética líquida por unidade de área foliar (A), condutância
estomática ao vapor de água (gs), concentração interna de CO2 (Ci), transpiração
(E) e déficit de pressão de vapor de água entre a folha e a atmosfera (VPDL) em
folhas de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no
solo. Plântulas com 60 dias após a emergência. Valores médios de cinco repetições
(± EP) ........................................................................................................................ 29
Tabela 7 - Número de folhas (NF), área foliar (AF), altura da planta (AP),
comprimento de raiz (CR) e diâmetro do coleto (DC) de plântulas de cacau
xix
submetidas a diferentes densidades (kg dm-3) e doses de P (mg dm-3) no solo.
Valores médios de dez repetições (± EP). ................................................................ 32
1
1. INTRODUÇÃO
A natureza séssil das plantas faz com as mesmas dependam do seu
ambiente circundante (CHEHAB et al., 2009). Em condições de estresse ambiente
pode haver limitações para o seu crescimento e desenvolvimento. Dentre os
estresses abióticos podemos destacar o estresse mecânico por compactação do
solo e as limitações de fósforo (P) no solo. Geralmente, para minimizar estes fatores
estressores, são utilizadas várias práticas de manejo do solo, como a subsolagem e
adubação fosfatada. Entretanto, estas práticas apresentam alto custo e podem
inviabilizar economicamente o cultivo de espécies de interesse econômico.
Normalmente, os solos de tabuleiros costeiros possuem limitações físicas e
químicas que comprometem o crescimento e desenvolvimento das plantas. As
limitações físicas estão associadas à presença de horizontes coesos, em virtude da
acomodação de colóides que migraram da superfície, provocando a obstrução dos
macroporos e, como consequência, diminuindo a permeabilidade e a aeração do
solo (POTOCKA et al., 2011; AGUIAR NETTO; NACIF,1988). Além disso, observa-
se, também, redução na profundidade efetiva do solo, prejudicando a dinâmica da
água no seu perfil, impedindo o aprofundamento do sistema radicular e
comprometendo o desenvolvimento da planta toda. Por outro lado, as limitações
químicas, neste tipo de solo, estão relacionadas com a baixa capacidade de
suprimento de nutrientes, o aumento da acidez com a profundidade, o caráter álico e
a baixa capacidade de retenção de água (SOUZA, 1996).
Baixas densidades no solo podem ser benéficas ao crescimento das raízes,
já que estas dependem da interação de seu ápice com as partículas de solo,
aumentando assim o seu contato com o solo para absorção de água e nutrientes.
Por outro lado, altas densidades no solo limitam o crescimento de raízes nas
camadas compactadas, em detrimento da redução da área de absorção de água e
nutrientes e do suprimento de oxigênio (ALVARENGA et al., 1996; ROSELEM et al.,
1994). Plantas crescidas em solos compactados sofrem desequilíbrios no seu
desempenho e na sua fisiologia, pois a compactação do solo, à semelhança do
alagamento do solo, resulta, também, em hipoxia e, ou anoxia, que,
2
consequentemente, (i) danifica as raízes, em consequência da inibição da
respiração celular aeróbica e ativação da respiração anaeróbica ou fermentação,
reduzindo, assim, a produção de ATP; (iv) aumenta a produção de espécies reativas
de oxigênios (GILL; TUJETA, 2010); (v) promove o fechamento estomático e
redução da atividade fotossintética em nível foliar; (iii) altera a produção de
biomassa; (iv) altera a expressão gênica, em virtude da síntese de proteínas
anaeróbicas; (v) promove o desenvolvimento de aerênquima e de lenticelas
hipertrofiadas; dentre outras alterações. (BERTOLDE et al., 2014; BERTOLDE et al.,
2009).
Em condições de estresse, o acúmulo de espécies reativas de oxigênio
(EROs), nas células dos tecidos vegetais, pode levar a morte celular devido sua alta
toxicidade (GILL; TUJETA, 2010). Para minimizar os efeitos deletérios de EROs, as
plantas possuem um mecanismo antioxidativo enzimático e não enzimático. Dentre
os mecanismos enzimáticos temos a atuação de enzimas importantes como a
dismutase do superóxido (SOD), peroxidase do ascorbato (APX), peroxidase do
guaiacol (GPX), catalase (CAT), dentre outras (MITTLER, 2002). No entanto, os
mecanismos não enzimáticos, compreendem várias substâncias como o ácido
ascórbico (vitamina C), a glutationa, a prolina, o α-tocoferol (vitamina E) e os
flavonóides em sistemas de oxidorredução (MITTLER et al., 2004), dentre outros.
O cacau (Theobroma cacao L.) é uma espécie perene, cultivada para
fabricação de chocolate e apresenta grande importância econômica mundial
(ALMEIDA et al., 2007). Na região cacaueira da Bahia, Brasil, existe grandes áreas
de solos de tabuleiros costeiros, caracterizados como Latossolo Amarelo Coeso,
onde normalmente não se cultivam cacau, em virtude de limitações físicas e
químicas destes solos. A deficiência de fósforo, associada a estas limitações,
compromete também o crescimento e o desenvolvimento das plantas de cacau.
O presente trabalho teve como objetivo principal avaliar a fotossíntese, o
crescimento e o metabolismo antioxidativo em plântulas de cacau submetidas ao
estresse mecânico por compactação do solo de tabuleiros costeiros, com variações
nas doses de P. Além disso, teve como objetivos específicos avaliar (i) as trocas
gasosas e a emissão de fluorescência da clorofila em nível foliar; (ii) o crescimento
da planta toda e a morfologia do sistema radicular; (iii) e a atividade de enzimas
3
envolvidas no metabolismo antioxidativo, em níveis radicular e foliar, de plântulas de
cacau submetidas ao estresse mecânico por compactação do solo e a variações de
doses de P no solo.
4
2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1. Theobroma cacao L.
O gênero Theobroma pertence à família Malvaceae, compreende 22
espécies, dentre as quais se destaca T. cacao, que tem como centro de origem as
florestas quentes e úmidas das terras baixas do México, da América Central e das
bacias do rio Amazonas e Orinoco (ALMEIDA; VALLE, 2009; 2007). O T. cacao é
uma espécie perene, lenhosa, preferencialmente alógama, com altura que varia
entre 4-8 m. (MONTEIRO; AHNERT, 2011). Além disso, trata-se de uma espécie de
grande importância econômica mundial, já que suas sementes fermentadas e secas,
denominadas amêndoas, são a matéria prima na fabricação de chocolate e de uma
série de outros produtos com grande valor agregado.
A espécie T. cacao está dividida em três grupos principais denominados
Criollo, Forastero e Trinitário, caracterizados por diferenças morfológicas, sensoriais,
geográficas e relacionadas a tipos botânicos (CARR LOCKWOOD, 2011; ALMEIDA;
VALLE, 2009;). O grupo Criollo, considerado o príncipe da espécie, foi domesticado
a mais de três mil anos na Mesoamérica pelos indígenas (McNEIL, 2006). Hoje esse
grupo é cultivado principalmente na Venezuela, outros países da América Latina,
Madagascar, Ilhas Comores, Sri Lanka, Java e Samoa, e representa apenas 5% da
produção mundial. O Forastero foi introduzido nas regiões de cultivo do Criollo em
meados do século XVIII, cujas árvores são consideradas estrangeiras, razão pela
qual apresentam essa denominação. Esse grupo representa aproximadamente 80%
da produção mundial (MARITA et al., 2001), além de ser o mais cultivado no Brasil,
seus genótipos são resistentes a doenças e altamente produtivos. Por outro lado, o
grupo Trinitário foi originado da hibridização entre Forastero e Criollo, iniciado em
Trinidad, em meados do século XVIII, sendo cultivado comercialmente no Caribe e
Papua Nova Guiné; representa 15% da produção mundial (ZHANG et al., 2011;
CARR; LOCKWOOD, 2011).
O cacau é considerado uma das culturas perenes mais importantes do
planeta, com uma produção mundial de amêndoas estimada próxima a 4 milhões de
5
toneladas na safra 2012-2013; sendo o sul da Bahia a principal região produtora de
cacau do Brasil (ICCO, 2013). No entanto, para manter alta produtividade de cacau,
é imprescindível que as condições do solo estejam adequadas para promover o
desenvolvimento da planta. Para isso, a adubação com nutrientes se faz necessário,
para manter ou mesmo ampliar o potencial produtivo. Estudos realizados em solos
que se cultivam e produzem cacau na Bahia, revelaram a baixa disponibilidade de P,
até mesmo os solos considerados altamente produtivos para a cultura cacaueira
(SILVA et al.,1967).
2.2. Solos de Tabuleiros Costeiros (TC)
Os tabuleiros costeiros (TC) são formações terciárias que ocorrem desde o
Amapá ao Rio de Janeiro, abrangendo uma zona litorânea na região nordeste de
cerca de 5.321.800 ha (JACOMINE, 1996). Os solos de TC são caracterizados como
Latossolos Amarelos, distróficos ou álicos, que apresentam horizontes
subsuperficiais coesos. A coesão ocorre tanto nas áreas sob florestas como nas
áreas sob cultivo; por isso, não se pode considerar este fenômeno como herança do
manejo, parecendo tratar-se de um processo de transformação do material de
origem. A coesão é originada da acomodação de colóides que migraram da
superfície, provocando a obstrução dos macroporos e, como consequência,
diminuindo a permeabilidade e a aeração (AGUIAR NETTO; NACIF,1988).
O endurecimento dos solos coesos é resultante do ajuste das suas
partículas, favorecido principalmente pela boa cristalinidade e pela forma laminar da
caulinita presente nesse ambiente (DE VIÇOSA-UFV, 1984). Moreau et al. (2006)
estudaram solos de TC da região Sul da Bahia, Brasil, e observaram que não houve
tendência de aumento de silício (Si) e alumínio (Al) nos horizonte coesos. Estes
autores não identificaram a presença de gibbsita nos horizonte coesos, encontrando
esse mineral apenas nos horizontes livres de coesão. Essa afirmação está de
acordo com a hipótese destacada por DE VIÇOSA-UFV (1984), de que a gibbsita
6
dificulta o ajuste entre as lâminas de caulinita, impedindo, assim, a manifestação do
caráter coeso.
Apesar de serem considerados profundos, os solos de TC possuem uma
profundidade efetiva reduzida pela presença de horizontes coesos, prejudicando a
dinâmica da água no perfil e, principalmente, o aprofundamento do sistema
radicular, agravando assim as suas limitações (SOUZA, 1996). Outros problemas
agrícolas que os solos de TC apresentam são a baixa fertilidade natural, aumento de
acidez com a profundidade, caráter álico, baixa capacidade de troca catiônica, baixa
saturação por bases e baixa capacidade de retenção de água.
Diversos trabalhos já foram desenvolvidos com o Latossolo Amarelo coeso
do Estado da Bahia, Brasil, procurando avaliar a dinâmica da água neste solo. Costa
(1993) avaliou a condução e retenção de água e observou que o horizonte Bw1,
muito coeso, constitui um impedimento à livre movimentação de água no perfil. Mota
(1995), também estudando o Latossolo Amarelo, onde avaliou a variação do
potencial total da água, sob diferentes sistemas de preparo, afirma que, no período
chuvoso, não foram observadas grandes diferenças no potencial total da água no
solo. Já no período seco, com os tratamentos de subsolagem + arado de disco e
subsolagem + arado de aiveca, os solos de TC tenderam a permanecer mais tempo
com potenciais de água mais elevados, o que significa um maior conteúdo de água
no solo.
2.3. Deficiência de P para a cultura do cacau em solos TC
A produtividade do cacau é influenciada por vários fatores, dentre eles
podemos citar o clima, o solo e as práticas culturais, que incluem adubação e
irrigação. A nutrição mineral é essencial, uma vez que eleva a produtividade e
melhora a qualidade dos frutos (SANTANA et al., 1988). Os nutrientes fornecidos por
meio da adubação química devem ser aplicados, levando em consideração as
exigências nutricionais da planta e a forma de adubação utilizada. Dentre os
7
elementos minerais, o fósforo (P) é o fator nutricional mais limitante à produção de
cacau (GAMA-RODRIGUES, 2004).
Nos solos tropicais muito intemperizados e argilosos, a capacidade de
fixação de P é elevada, reduzindo sua disponibilidade às plantas. O nutriente P atua
como componente estrutural das membranas celulares, bem como fazendo parte de
compostos responsáveis pela fixação do CO2 atmosférico e pelo metabolismo de
açúcares, sendo fundamental para que as plantas alcancem seu potencial
(SANTANA et al., 1988).
Solos brasileiros, como os solos de TC, são deficientes em P (SILVA et
al.,1967), tornando-se necessária a utilização de adubos químicos para suprir a
deficiência. Os sintomas de deficiência de P ocorrem em folhas maduras, onde se
observa a redução do seu tamanho, estas tornam-se amareladas e ainda podem
apresentar limbo com manchas avermelhadas (NAIDO et al., 1978). Os problemas
relacionados ao aproveitamento de P em solos ácidos, como é o caso dos solos de
TC, ocorrem em virtude de altas concentrações de alumínio trocável (Al3+) existente
nestes solos, que tem a capacidade de adsorver o P, deixando assim indisponível
para as plantas. A adsorção de P resulta da interação entre Al3+/P conhecida como
reação-precipitação, na qual confere sintomas de deficiência de P em plantas
crescidas em solos álicos (NAIDO et al., 1978). Além disso, quando o crescimento
das plantas é limitado pela deficiência de P no solo, estas desenvolvem um maior
número de raízes, na busca de aumentar a chance de capturar o nutriente (NAIDO
et al., 1978).
2.4. Estresse Mecânico em Plantas
Os estímulos físicos ou mecânicos afetam vários aspectos do crescimento e
desenvolvimento das plantas. Em geral, muitos destes estímulos induzem respostas
específicas. O estresse mecânico em plantas geralmente induz alterações
morfológicas durante o seu crescimento (LIU et al., 2007). As respostas mais
8
comuns a este tipo de estresse, verificadas numa grande variedade de espécies
vegetais, estão associadas ao retardamento do alongamento e da espessura do
entrenó (BIRO et al., 1980). Estas respostas das plantas aos estímulos mecânicos é
denominada thigmomorphogenesis (JAFFE, 1973).
As plantas percebem e respondem aos estímulos mecânicos, de forma
imediata ou a longo prazo, por meio da síntese de uma matriz de fitormonios e de
outros produtos químicos, além de expressão de gênica (CHEN et al., 2005;.
CHEHAB et al., 2008), induzindo alterações morfofisiológicas em seu crescimento e
desenvolvimento (SAIDI et al., 2009). As respostas bioquímicas ao estresse
mecânico são complexas. Especificamente, em nível celular, foi demonstrado que a
tensão mecânica afeta a parede celular, promovendo uma diminuição na expansão
celular (BOYER et al., 1979). Em entrenós de Bryonia dioica, a inibição do
alongamento está relacionada ao rápido aumento da atividade de peroxidases, que,
por sua vez, induz um aumento no teor de lignina (JAEGHER et al., 1985). Estas
enzimas têm sido envolvidas em muitos processos fisiológicos e bioquímicos,
interferindo no crescimento e na expansão celular (PASSARDI et al., 2004), no
catabolismo de auxina e no processo de lignificação (CAIA et al., 2006), bem como
nas respostas aos estresses abióticos e bióticos. O aumento da atividade de
peroxidases, observado em várias plantas submetidas ao estresse mecânico, tem
sido frequentemente usado como marcador bioquímico de estresse envolvido no
mecanismo de defesa das plantas (LIU et al., 2007).
2.5. Sistema radicular e os estímulos mecânicos
O sistema radicular da planta, responsável pelo crescimento e
desenvolvimento da parte subterrânea da planta, é composto de diferentes tipos de
raízes que diferem na morfologia e função, cujo funcionamento é fundamental para a
planta toda (POTOCKA et al., 2011). O meristema apical da raiz (MAR), localizado
no ápice, possue células que crescem e se dividem dando origem a todos os tecidos
do vértice (CUTTER, 1971). Além disso, a configuração espacial e a distribuição
9
dessas raízes determinam a arquitetura do sistema radicular no solo, que, por sua
vez, regula principalmente a aquisição de recursos como água e nutrientes. O
tamanho e a forma de MAR são diferentes em várias espécies (ROST; BAUM,
1988). Entretanto, o arranjo das células do ápice maduro, crescendo em condições
mais ou menos estáveis, permanece relativamente constante; já a organização de
MAR pode sofrer mudanças naturais (CHAPMAN et al., 2003; BAUM et al., 2002). O
crescimento do ápice exposto a estímulos físicos, bem como a produtos químicos,
também pode apresentar um rearranjo de MAR (KOZHEVNIKOVA et al., 2007;
WAWRECKI; ZAGO'RSKA-MAREK, 2007).
Como parte constituinte de uma planta, as raízes respondem a esses
estímulos mecânicos (CHEHAB et al., 2009), manifestando respostas bioquímicas
complexas, quando submetidas ao estresse (SAIDI et al., 2009), o que implica em
alterações em seu desenvolvimento (ANTEN et al., 2010). Naturalmente, a raiz em
crescimento empurra as partículas do solo no sentido do crescimento, muitas vezes
enfrentando resistência mecânica de diferentes direções (POTOCKA et al., 2011).
Em experiências nas quais tais condições são simuladas, vários efeitos foram
observados, tais como (i) aumento no diâmetro da raiz, associado à alteração na
dimensão das células do córtex; (ii) diminuição no alongamento da raiz e, ou
alterações na sua osmoregulação (CLARK et al., 2001 ), e (iii) mudanças nos limites
das células (IIJIMA et al., 2000). No entanto, pouco se sabe sobre a resposta de
MAR ao tratamento mecânico.
O sistema radicular cresce em estreita coordenação com o crescimento da
planta toda, cujas funções são reguladas pela ciclagem de nutrientes entre parte
aérea e a raiz (WANG et al., 2006). O tipo de nutriente presente no solo, bem como
a sua mobilidade, está estreitamente relacionado com a morfofisiologia da raiz
(WANG et al., 2006). O processo de aquisição de P tem sido mais extensivamente
estudado, usando topologia entre os nutrientes minerais; avaliando como ocorre a
sua aquisição através da raiz, e as adaptações na raiz para melhorar a sua
aquisição no solo, devido sua relativa imobilidade (WANG et al., 2006).
Os mecanismos envolvidos na absorção e no transporte de nutrientes
minerais foram recentemente elucidados em nível molecular (WANG et al., 2006).
10
Foram identificados vários genes relacionados ao transporte de nutrientes minerais
em vários sistemas, tais como Arabidopsis thaliana, proporcionando assim o
entendimento de estratégias que superem o estresse, possibilitando, assim, uma
melhor produtividade das culturas quando são cultivadas em solos com deficiência
nutricional (WANG et al., 2006). O transporte de fósforo inorgânico (Pi) na planta é
mediado por famílias de proteínas transportadoras de dois tipos principais: Pht1 e
Pht2. As transportadoras Pht1 são divididas em duas subfamílias, as que são
expressas em raízes e na parte aérea e aquelas que são somente expressas
quando são privadas de P (BUCHER et al., 2001). Alguns autores propuseram
identificar genes envolvidos no processo de tensão subterrânea, estudando a
expressão no mecanismo de estresse na raiz (KIMBROUGH et al., 2004). Verificou-
se, nas plantas submetidas ao estresse mecânico, uma super produção de espécies
reativas de oxigênio (EROs), as quais são altamente reativas e tóxicas, resultando
em estresse oxidativo e morte celular programada (MCP) (GILL; TUJETA, 2010).
Além disso, as células podem utilizar EROs como moléculas de sinalização para
regular a expressão de genes (CHEHAB et al., 2009), controlando, assim, diversos
processos como crescimento, ciclo celular e MCP, em respostas ao estresse abiótico
(GILL; TUJETA, 2010).
2.6. Estresse e metabolismo antioxidativo
Estresse, tanto biótico quanto abiótico, é um desvio significativo das
condições ótimas para o crescimento e desenvolvimento das plantas, uma vez que
provoca mudanças e lançam respostas em todos os níveis funcionais do organismo.
As mudanças, por sua vez, podem ser reversíveis, como forma de aclimatação, mas
podem se tornar permanentes, como proposta de adaptação ao estresse
(LARCHER, 2000). As plantas normalmente estão expostas a estresses bióticos e
abióticos que prejudicam o seu crescimento, desenvolvimento e sua produtividade
(TAIZ; ZEIGER, 2013). Estes estresses desencadeiam várias respostas, como
alterações na expressão gênica, no metabolismo celular, na taxa de crescimento e
11
na produção de biomassa. Entretanto, as plantas conseguem modular respostas de
defesa de forma a superar tais estresses e retornar ao metabolismo normal (GILL;
TUJETA, 2010).
No início do estresse, pode haver redução de algumas atividades
antioxidantes, contribuindo para o aumento da produção de EROs, como
subprodutos do metabolismo dos organelos celulares com alta atividade de oxidação
metabólica ou com fluxo de elétrons sustentado, como cloroplastos, mitocôndrios e
peroxissomos (ASADA, 2006), a exemplo de superóxidos (O2-), peróxido de
hidrogênio (H2O2), radical hidroxila (OH) e oxigênio “singlet” (O2*), cujo acúmulo que,
não podendo ser eliminado pelos sistemas enzimático e não-enzimático, induz MCP
e provoca a destruição do sistema de transporte de elétrons durante condições de
estresse (ÉAUX, 2007; MITTLER, 2002). Nos cloroplastos, por exemplo, a formação
de EROs está relacionada com eventos da fotossíntese e são produtos
intermediários de várias reações metabólicas. Além do mais, concentrações
elevadas de EROs reagem também com lipídios, proteínas, pigmentos e ácidos
nucléicos, ocasionando danos à membrana e inativando várias enzimas (GRATÃO
et al., 2005). Por outro lado, as enzimas que protegem as células vegetais e seus
compartimentos subcelulares dos efeitos citotóxicos causados por EROs,
influenciam diversas reações envolvidas na sinalização de defesa vegetal. A
concentrações de EROs e as atividades antioxidativas estão relacionadas a muitos
processos fisiológicos envolvidos em mecanismos de sinalização celular na defesa
vegetal ou no estresse oxidativo (MITTLER et al., 2011; PANDA; CHOUDHURY,
2005; DIPIERRO et al., 2005; ).
Nos vegetais, a produção de EROs é favorecida por diversos fatores
ambientais estressores como a exposição a níveis elevados de luz, deficiência
hídrica, altas concentrações de metais pesados, alta concentração de sais, extremos
de temperatura, radiação UV, poluição atmosférica, herbicidas, estresses físico e
mecânico, além de respostas a estresses bióticos tais como o ataque de patógenos
(MALLICK; RAÍ, 1999). As plantas protegem suas células e compartimentos
subcelulares dos efeitos citotóxicos das EROs com o auxílio do metabolismo
antioxidativo, por meio de sistemas enzimáticos, envolvendo enzimas antioxidantes
12
como dismutase do superóxido (SOD), peroxidase do ascorbato (APX), catalase
(CAT), peroxidade guaiacol (GPX), dentre outras (MITTLER, 2002); e não
enzimáticos. Estes sistemas antioxidativos vêm sendo utilizados para identificar
possíveis estresses em plantas submetidas às condições adversas, uma vez que
EROs, em baixas concentrações, induzem genes de defesa e respostas de
aclimatação; porém, em níveis elevados, direcionam as plantas a condições de
estresse (BREUSEGEM et al., 2001).
2.7. Emissão de fluorescência e trocas gasosas em nível foliar
Os equipamentos utilizados para as medições da emissão de fluorescência
da clorofila têm se mostrado bastante eficaz, uma vez que são de fácil manuseio,
com medições não destrutivas das plantas e leituras obtidas de forma imediata.
Além disso, são bastante utilizados na identificação de danos do sistema
fotossintético das plantas causadas por vários tipos de estresse (BAKER, 2008;
TORRES NETTO, 2005). As variáveis de emissão de fluorescência mais comumente
utilizadas para avaliar a eficiência fotoquímica e o estado fisiológico geral das
plantas sob estresse são as fluorescências inicial (F0), variável (Fv) e máxima (Fm),
e o rendimento quântico máximo de PS2 (Fv/Fm) (BAKER; ROSENQVIST, 2004). A
variável F0 representa a fluorescência quando todos os centros de reação estão
abertos; Fm quando todos os centros de reação estão fechados; e Fv é definida pelo
estado do centro de reação (aberto ou fechado) (STRASSER et. al., 2004). Já a
razão Fv/Fm avalia a integridade de PS2 em folhas, exibindo o nível energético de
excitação dos pigmentos fotossintéticos (BAKER, 2008). A cinética de emissão de
fluorescência da clorofila vem sendo utilizada para detectar plantas tolerantes a
estresses bióticos e abióticos. Vários trabalhos vêm demonstrando a eficiência da
fluorescência da clorofila, como ferramenta para diagnosticar como a maquinaria
fotossintética se comporta frente às adversidades ambientais (Lu e ZHANG, 2000;
BAKER; ROSENQVST, 2004; MACHADO et. al., 2004). Durães et. al. (2002),
trabalhando com a seleção de plantas tolerantes à doenças, a Al e ao déficit hídrico,
e com plantas eficientes no uso de nitrogênio (N), observaram que essas limitações
13
provocaram danos em PS2, possibilitando selecionar genótipos tolerantes e
intolerantes a cada um dos estresses avaliados.
A redução da disponibilidade de O2 no solo, devido a compactações, dentre
outros fatores, influencia a sobrevivência, o crescimento e a produtividade das
plantas (PEZESHKI, 2001), crescidas nestes ambientes; interfere nas trocas
gasosas foliares, ocasionando uma diminuição da condutância estomática e na taxa
de fotossíntética; na absorção de macro e micronutrientes minerais; no balanço
hormonal (LOPEZ; KURSAR, 2003; KOZLOWSKI et al., 1999); na partição e
translocação de fotoassimilados e na produção de biomassa (PEZESHKI, 2001),
dentre outras respostas morfofisiológicas.
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1. Material vegetal e condições de cultivo
3.1.1. Caracterização da área experimental
O experimento foi conduzido em condições de casa de vegetação, localizada
no Campus Soane Nazaré de Andrade, da Universidade Estadual de Santa Cruz
(UESC), Rodovia Jorge Amado, km 16, Bairro Salobrinho, Ilhéus, BA, nas
coordenadas 39°13’59’’ de longitude oeste e 14°45’15’’ de latitude sul, no período de
15/06/14 a 15/09/14, com duração de 92 dias.
3.1.2. Solo e adubação
O solo utilizado no experimento foi coletado na Fazenda São Sebastião (14º
54’ 3,59” S; 39º 07’ 2,3” W), no município de Ilhéus, BA, de um horizonte B de
um Latossolo Amarelo coeso. O solo foi seco ao ar e passado em peneira de
4,0 mm de abertura de malha. Subamostras de solo foram retiradas para
14
caracterizar inicialmente os atributos físicos (Tabela 1) e químicos (Tabela 2),
na fração de 2,0 mm de diâmetro (EMBRAPA, 2009).
15
Tabela 1 – Análise física do solo utilizado no experimento, coletado no horizonte B do Latossolo Amarelo coeso, localizado no
município de Ilhéus, BA.
AREIA SILTE ARGILA
----------------------------------------------- g kg-1 -----------------------------------------------
487,3 65,7 447,0
Tabela 2 – Análise química do solo utilizado no experimento, coletado no horizonte B do Latossolo Amarelo coeso, localizado no
município de Ilhéus, BA.
pH
CaCl2
P MO H+Al Al K Ca Mg SB CTC B Cu Fe Mn Zn
mg dm-3 g dm-3 -------------------- mmolc dm-3 --------------------- -------------- mg dm-3 --------------
4,8 3 6 28 1,2 1,8 10 6 17,8 45,8 0,2 0,1 20 0,4 1,1
P, K, Ca e Mg (Resina) B (água quente) Cu, Fe, Mn e Zn (DTPA) Al (Cloreto de Potássio 1 mmolc dm-3) MO Walkley Black (Col.) SB (Soma de bases trocáveis - Ca+2, Mg+2, K+, Na+ e mmolc dm-3) CTC (Capacidade de troca catiônica - mmolc dm-3
16
De posse das análises física e química do solo, foi feita a correção de
acidez e da fertilidade do solo antes do preenchimento dos anéis e a cada 15
dias fez-se uma adubação nitrogenada por vaso, na forma de uréia, após o
plantio.
Posteriormente, fez-se a semeadura utilizando sementes do genótipo de
cacau CCN– 51, oriundas de autofecundação de plantas com cinco anos de idade,
cultivadas nas fazendas reunidas do vale da Juliana (Igrapiúna, BA). As sementes
foram germinadas em tubos PVC com 0,22 m de altura e 0,10 m de diâmetro
interno, dividido em 3 anéis sobrepostos. Os anéis superior e inferior, com 8 cm de
altura, foram preenchidos com o Latossolo Amarelo de forma que sua densidade
fosse de 1,0 kg dm-3. Ainda no anel inferior, adicionou-se uma dose de P (400 mg
dm-3) no solo, e manteve-se como controle para P a concentração existente no solo,
considerada baixa (P remanescente do solo). O anel intermediário, com 6 cm de
altura, foi também preenchido com o mesmo tipo de solo utilizado nos outros dois
anéis. Porém, antes do preenchimento, foi adicionado caulim nas paredes do anel,
de forma que se formasse uma interface solo-PVC preenchida com caulim. Para isto,
o caulim foi umedecido com água, para formação de uma pasta, que foi passada na
parede do anel até que se formasse uma camada de caulim com 0,01m de
espessura. Esse procedimento foi realizado, pois o caulim possui, em sua
constituição, alumínio tóxico (Al3+) que impede que as raízes cresçam entre o solo e
a parede de PVC, forçando, assim, o seu crescimento na camada de solo
compactada. Após a adição do caulim na parede de PVC do anel intermediário,
procedeu-se a compactação do solo de forma que se criassem densidades variáveis
no solo (1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3) deste anel, de acordo com o grau de
compactação. A compactação foi realizada mecanicamente, com o auxilio de um
bastão de madeira com diâmetro compatível com o do anel do tubo de PVC. O
volume da amostra de solo, para esta etapa, foi calculado para se obter as
compactações correspondentes aos tratamentos de densidade no solo. Após o
preenchimento dos três anéis com o solo, de acordo com os tratamentos
preestabelecidos (duas doses de P e cinco densidades), estes, por sua vez, foram
sobrepostos e unidos por meio de fita plástica adesiva. Posteriormente, o fundo dos
17
vasos (anéis sobrepostos) foi tampado com lâmina de isopor perfuradas, e
colocados sobre bancadas da casa de vegetação.
22 cm (altura ) e100 mm (diâmetro)
1,0 kg dm-3
1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3
1,0 kg dm-3
P: 0* e 400 mg dm-3
Camada 10 – 8 cm
Camada 28 – 14 cm
Camada 314 – 22 cm
Caulim (1,0 cm)
* Sem adição de P do solo.
Figura 1 – Esquema da montagem dos anéis, componentes dos vasos, usados para a germinação de sementes e crescimento das plântulas de cacau.
18
A B
C D
Figura 2 - Visão panorâmica do experimento. Plântulas de cacau, com 7 (A), 15 (B),
30 (C) e 60 (D) dias após a emergência das plântulas, crescidas em vasos, cujo solo
da camada intermediária foi submetido a compactação, criando diferentes
densidades (1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3), e o solo da camada inferior submetido a
doses de P [com (400 mg dm-3) e sem adição (P remanescente do solo)].
3.2. Fluorescência da clorofila
A emissão fluorescência da clorofila foi medida usando um fluorômetro
portátil Pocket PEA Clorophyll Fluorimeter – v 1.10 (Hansatech Instruments, Norfolk,
UK) na segunda ou terceira folha a partir do ápice da plântula, nos diversos
tratamentos de compactação do solo e doses de P e em duas épocas, aos 30 e 60
19
dias após a emergência das plântulas. Os dados foram coletados em agosto e
setembro de 2014 entre 7h: 30min e 9h: 30min, usando 5 plântulas de cada
tratamento, totalizando 50 plântulas em cada medição. As folhas selecionadas foram
submetidas a um período de adaptação ao escuro por 20 min, suficiente para a
oxidação completa dos centros de reação dos fotossistemas 1 (PS1) e 2 (PS2) da
fase fotoquímica da fotossíntese. Após este período, as folhas foram expostas a um
pulso saturante de luz com intensidade de 3500 μmol m−2 s−1, comprimento de onda
650 nm, por 1s. Os sinais de emissão de fluorescência foram registrados no sistema
de aquisição de dados do Pocket PEA, utilizando um software específico. Dentre os
parâmetros obtidos, foram avaliados as fluorescências inicial (F0), máxima (Fm) e
variável (Fv) e o rendimento quântico máximo de PS2 (Fv/Fm).
3.3. Medições de trocas gasosas foliares
Aos 30 e 60 dias após a emergência das plântulas, foram realizadas
avaliações de trocas gasosas foliares, na segunda ou terceira folha madura a partir
da extremidade do eixo ortotrópico das plântulas, entre 7h: 30min e 9h: 30min,
utilizando um sistema portátil de medição de fotossíntese Li-Cor, modelo Li-6400 (Li-
Cor Biosciences Inc., Lincoln, NE, USA), equipado com uma fonte de luz artificial
6400-02B RedBlue. Durante as medições, a fonte de luz artificial foi ajustada para
prover uma radiação fotossinteticamente ativa de 800 μmol m−2 s−1, acima da
irradiância de saturação para espécie T. cacao, sem provocar fotoinibição. As
leituras foram registradas em intervalos de 1-2 min., quando o coeficiente de
variação atingisse valores inferiores a 0,3% (CV < 0,3%). O fluxo de CO2 foi ajustado
para manter uma concentração de 380 µmol mol-1 no interior da câmara e a
temperatura da câmara foliar foi mantida constante em 26°C. As taxas de
fotossíntese líquida (A) e de transpiração (E) por unidade de área foliar, a
condutância estomática ao vapor de água (gs), a concentração interna de CO2 (Ci)
no mesofilo foliar e o déficit de pressão de vapor de água entre a folha e a atmosfera
(VPDL), foram estimadas a partir dos valores da variação de CO2 e da umidade no
20
interior da câmara, determinados pelo analisador de gases por infravermelho do
referido aparelho.
3.4. Metabolismo antioxidativo
Coletaram-se amostras da segunda ou terceira folha madura, a partir do
ápice do eixo ortotrópico, e de raízes das plântulas nos diversos tratamentos, aos
30, 45 e 60 dias após a emergência das plântulas. Durante a coleta de raízes, fez-se
a retirada dos anéis. Em seguida, realizou-se a separação das raízes do solo,
utilizando a lavagem em peneiras com água corrente de torneira, para minimizar, ao
máximo, as perdas de raízes finas. Imediatamente após a coleta do material vegetal,
fez-se a imersão das amostras em nitrogênio líquido e o armazenamento em
ultrafreezer a -80 °C. Posteriormente, as amostras foram liofilizadas e armazenadas
em freezer -20 °C para as análises bioquímicas.
3.4.1. Preparo do extrato bruto
As coletas de folhas e raízes foram realizadas entre 7 e 10 h, aos 30, 45 e
60 dias após a emergência das plântulas, utilizando cinco plantas por tratamento,
totalizando 50 plantas por coleta. Para realização dos ensaios enzimáticos em raízes
e folhas, o tecido vegetal foi submetido à maceração em nitrogênio líquido.
Imediatamente após, foram pesados em balança analítica (SHIMADZO – AUW 220)
40 mg do macerado, que, em seguida, foi acondicionado em microtubos eppendorf
de 2 mL. Logo após, adicionou-se polivinilpirrolidona (PVP) (0,7 g de PVP/g de
tecido) para evitar a oxidação do macerado. Imediatamente após, o macerado foi
ressuspenso em 800 µL de tampão de extração, que variou de acordo com o tipo de
enzima envolvida no metabolismo antioxidativo [tampão fosfato de potássio, 50 mM,
pH 7,0, para as atividades das enzimas catalase (CAT), peroxidase do ascorbato
(APX); tampão fosfato de sódio 50 mM, pH 6,0, para a atividade da enzima e
peroxidase do guaiacol (GPX); e tampão fosfato de potássio, 50 mM, pH 7,8 para a
21
atividade da enzima dismutase do superóxido (SOD)], seguido de agitação em
vórtex. Posteriormente, as amostras foram submetidas à sonicação, em
ultrassonicador de sonda (Gex 130, 130 W), sob amplitude de 70%, 8 pulsos de 5 s,
com intervalos de 10 s, seguido de centrifugação (10.000 x g) por 10 min a 4°C. Em
seguida, coletou-se o sobrenadante, considerado como extrato bruto, e fez-se a sua
transferência para um novo microtubo de 2 mL, que foi mantido em isopor com gelo,
para uso imediato.
3.4.2. Dismutase do superóxido (SOD)
A reação de ativação da atividade de SOD foi mensurada como proposto por
Gianopolitis e Ries (1977), com modificações. A unidade de atividade (UA) foi
calculada para medir a capacidade da enzima de inibir 50% da redução fotoquímica
de nitroazul de tetrazólio (NBT), que leva a formação do precipitado formazana azul.
Ao extrato bruto foi adicionado o tampão de extração (fosfato de potássio, 50 mM,
pH 7,8), EDTA (1mM) e metionina (13 mM). A atividade enzimática teve início com a
adição de riboflavina (1 mM). A leitura inicial ocorreu após a placa ter ficado no
escuro por 10 min, e a segunda leitura foi realizada após a placa ter sido submetida
à luz fluorescente de 15 W por mais 20 min. Os brancos foram os poços que não
continham extrato vegetal. As leituras foram realizadas em comprimento de onda de
560 nm e as amostras lidas em quadruplicatas no espectrofotômetro de microplacas
Espectramax Paradigm (Molecular Devices).
3.4.3. Catalase (CAT)
A atividade de CAT foi determinada por meio do consumo de H2O2, segundo
o método descrito por Havir e Mchale (1987), com modificações.
22
O ensaio ocorreu a 30°C, momento no qual foi adicionado tampão de reação
(tampão fosfato de potássio, 50 mM, pH 7,0) em 5 µL do extrato vegetal de folhas e
raízes. A reação teve início com o acréscimo de H2O2 a 30 mM. As leituras foram
realizadas em quadruplicatas, calculando-se o decaimento em comprimento de onda
de 240 nm por 300 s, contra um branco sem extrato vegetal, e expressa em µmol
H2O2 g-1 MS min-1, usando-se o coeficiente de extinção molar de 36 M cm-1. A
atividade foi realizada no espectrofotômetro de microplacas Espectramax Paradigm
(Molecular Devices).
3.4.4. Peroxidase do ascorbato (APX)
A atividade de APX foi determinada de acordo com a metodologia descrita
por Nakano e Asada (1981), com modificações. Na reação, a presença de APX no
extrato vegetal reduz a concentração de H2O2 do meio, em função da redução de
ácido ascórbico adicionado. Ao extrato vegetal diluído foi acrescentado o tampão de
reação (fosfato de potássio a 50 mM pH 7,0, ascorbato a 0,5 mM, EDTA a 0,1mM e
H2O2 a 0,1 mM). A reação teve início com a adição do ascorbato. O decaimento foi
acompanhado no comprimento de onda de 290 nm por 300 s, com leituras a cada 30
s. A atividade foi determinada em espectrofotômetro de microplacas Espectramax
Paradigm (Molecular Devices). A análise foi realizada em quadruplicatas e os
valores expressos em µmol ascorbato g-1 MS min-1.
3.4.5. Peroxidase do guaiacol (GPX)
A determinação da atividade de GPX, consistiu no preparo do ensaio
enzimático, em microplacas de 96 poços contendo 140 µL de tampão de reação
GPX 2x [guaiacol 40 mmol L-1, H2O2 a 0,06% e tampão fosfato de sódio (20 mmol L-
1, pH 6,0)], 139 µL de tampão fosfato de sódio (50 mmol L-1, pH 6,0) e 1 µL de
extrato enzimático de folhas e raízes. A leitura das amostras foi realizada em
quadruplicatas, em espectrofotômetro de microplacas (VERSAmax), no comprimento
de onda de 470 ƞm. A leitura foi realizada por 100 s e o valor de consumo de GPX
23
expresso com o aumento do consumo de guaiacol em µmol s-1 g-1 MS. A conversão
dos dados obtidos em valores de absorvância a 470 nm min-1 g-1 MS para consumo
de guaiacol em mmol h-1 g-1 MS foi feita com o uso da equação y= 0,1284x + 0,0189,
originada a partir de uma curva padrão para POD-guaiacol (REHEM et al., 2011).
3.5. Variáveis de crescimento
No final do experimento, parte das plantas de cada tratamento foi dividida
em raiz, caule e folha. Em seguida, após medição de área foliar total, fez-se a
contagem do número de folhas por planta; mediram-se a altura da planta, o
comprimento da raiz primária e o diâmetro do coleto. Logo após, as diferentes partes
da planta foram armazenadas, isoladamente, em sacos de papel e colocadas para
secar em estufa de circulação forçada de ar a 75 oC até massa constante, para
obtenção da biomassa seca total da planta e de suas partes. A área foliar foi
mensurada com um medidor de área modelo Li-3100 (LI-Cor, Inc. Lincoln, Nebraska,
USA). O diâmetro do coleto e a altura do caule foram medidos com o uso de
paquímetro digital e régua, respectivamente.
3.6. Análise estatística
O delineamento experimental utilizado foi o inteiramente casualizado, com
10 tratamentos [5 densidades de solo x 2 doses de P (com e sem adição de P no
solo), em esquema fatorial 5 x 2, com número variável de repetições (cinco para os
dados de trocas gasosas foliares, emissão de fluorescência da clorofila e
metabolismo antioxidativo; e 10 para variáveis de crescimento) e uma plântula por
unidade experimental. Os dados foram submetidos à análise de variância (ANOVA)
e, posteriormente, fez-se as comparações de médias dos tratamentos, por meio do
teste Scott-Knott (p ≤0,05), quando pertinente.
24
4. RESULTADOS
4.1. Fluorescência da clorofila
Não houve diferenças significativas (p ≤0,05) entre e dentre os níveis de
compactação e doses de P, aos 30 (Tabela 3) e 60 (Tabela 4) dias após a
emergência das plântulas, para as variáveis de emissão de fluorescência da clorofila
(F0, Fm, Fv e Fv/Fm) avaliadas .
25
Tabela 3 - Fluorescência inicial (F0), máxima (Fm), variável (Fv) e razão Fv/Fm de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Plântulas com 30 dias após emergência. Valores médios de cinco repetições (± EP).
Densidade
(kg dm-3)
Fósforo
(mg dm-3) F0 Fm Fv Fv/Fm
1,0 (-P) 6880,6 ± 194ns* 34395,4 ± 796ns 27514,8 ± 843ns 0,8 ± 0,008ns
1,0 (+P) 7257,0 ± 132ns 36559,4 ± 896ns 29302,4 ± 1012ns 0,8 ± 0,009ns
1,3 (-P) 7623,6 ± 207ns 37346,2 ± 548ns 29722,6 ± 457ns 0,8 ± 0,004ns
1,3 (+P) 6941,4 ± 59ns 35342,4 ± 275ns 28401,0 ± 302ns 0,8 ± 0,003ns
1,4 (-P) 6939,8 ± 48ns 35499,6 ± 570ns 28559,8 ± 535ns 0,8 ± 0,002ns
1,4 (+P) 7117,2 ± 436ns 33891,6 ± 2073ns 26774,4 ± 1794ns 0,8 ± 0,011ns
1,5 (-P) 7215,8 ± 188ns 36374,8 ± 623ns 29159,0 ± 587ns 0,8 ± 0,005ns
1,5 (+P) 7373,2 ± 281ns 34173,0 ± 1644ns 26799,8 ± 1791ns 0,8 ± 0,018ns
1,7 (-P) 7163,2 ± 212ns 35474,2 ± 456ns 28311,0 ± 630ns 0,8 ± 0,008ns
1,7 (+P) 7306,4 ± 74ns 36764,0 ± 538ns 29457,6 ± 483ns 0,8 ± 0,002ns
* Médias entre e dentre densidades não diferiram entre si pelo teste de Scott-Knott (p ≤0,05). ns – não significativo.
26
Tabela 4 - Fluorescência inicial (F0), máxima (Fm), variável (Fv) e razão Fv/Fm de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Plântulas com 60 dias após emergência. Valores médios de cinco repetições (± EP).
Densidade
(kg dm-3)
Fósforo
(mg dm-3) Fo Fm Fv Fv/Fm
1,0 (-P) 7885,8 ± 446ns* 34008 ± 1458ns 26122,2 ± 1622ns 0,8 ± 0,018ns
1,0 (+P) 6842,6 ± 288ns 35532,8 ± 372ns 28690,2 ± 372ns 0,8 ± 0,008ns
1,3 (-P) 7331,4 ± 109ns 34877,6 ± 1088ns 27546,2 ± 1169ns 0,8 ± 0,010ns
1,3 (+P) 6996,4 ± 127ns 35659,2 ± 757ns 28662,8 ± 632ns 0,8 ± 0,01ns
1,4 (-P) 7042,2 ± 164ns 34176 ± 979ns 27133,8 ± 862ns 0,8 ± 0,004ns
1,4 (+P) 6905 ± 342ns 35001,4 ± 866ns 28096,4 ± 872ns 0,8 ± 0,010ns
1,5 (-P) 7522,6 ± 299ns 35093 ± 823ns 27570,4 ± 944ns 0,8 ± 0,011ns
1,5 (+P) 7519,8 ± 162ns 34615 ± 1754ns 27095,2 ± 1616ns 0,8 ± 0,008ns
1,7 (-P) 7175 ± 92ns 35400,8 ± 277ns 28225,8 ± 265ns 0,8 ± 0,003ns
1,7 (+P) 7011,4 ± 114ns 35717,4 ± 949ns 28706 ± 911ns 0,8 ± 0,005ns
* Médias entre e dentre densidades não diferiram entre si pelo teste de Scott-Knott (p ≤0,05). ns – não significativo.
27
4.2. Trocas gasosas foliares
Verificou-se, também, para as trocas gasosas foliares, que não houve
diferença significativa (p ≤0,05) entre e dentre os níveis de compactação do solo e
doses de P para as variáveis A, gs, Ci, E e VPDL, aos 30 (Tabela 5) e 60 (Tabela 6)
dias após a emergência das plântulas.
28
Tabela 5 - Taxa fotossintética líquida por unidade de área foliar (A), condutância estomática ao vapor de água (gs), concentração interna de CO2 (Ci), transpiração (E) e déficit de pressão de vapor de água entre a folha e a atmosfera (VPDL) em folhas de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Plântulas com 30 dias após a emergência. Valores médios de cinco repetições (± EP).
Densidade (kg dm-3)
Fósforo (mg dm-3)
A (µmol m-2 s-1)
gs (mol m-2s-1)
Ci (µmol mol-1)
E (mmol m-2 s-1)
VPDL (kPa)
1,0 (-P) 2,5 ± 0,2ns* 0,036 ± 0,003ns 151,2 ± 6,9ns 0,7 ± 0,05ns 2,0 ± 0,03ns
1,0 (+P) 2,6 ± 0,1ns 0,037 ± 0,003ns 139,3 ± 4,4ns 0,7 ± 0,05ns 2,1 ± 0,02ns
1,3 (-P) 2,4 ± 0,2ns 0,035 ± 0,003ns 157,1 ± 5,5ns 0,7 ± 0,05ns 2,0 ± 0,02ns
1,3 (+P) 2,7 ± 0,2ns 0,043 ± 0,005ns 147,1 ± 4,2ns 0,8 ± 0,07ns 2,0 ± 0,04ns
1,4 (-P) 2,4 ± 0,1ns 0,033 ± 0,003ns 145,7 ± 7,7ns 0,7 ± 0,04ns 2,1 ± 0,03ns
1,4 (+P) 1,9 ± 0,1ns 0,029 ± 0,002ns 150,0 ± 1,8ns 0,6 ± 0,04ns 2,1 ± 0,02ns
1,5 (-P) 2,1 ± 0,1ns 0,027 ± 0,001ns 138,5 ± 7,7ns 0,6 ± 0,02ns 2,1 ± 0,02ns
1,5 (+P) 1,6 ± 0,1ns 0,022 ± 0,001ns 136,6 ± 2,8ns 0,5 ± 0,03ns 2,1 ± 0,02ns
1,7 (-P) 2,3 ± 0,1ns 0,032 ± 0,001ns 146,1 ± 5,5ns 0,6 ± 0,01ns 2,0 ± 0,01ns
1,7 (+P) 2,2 ± 0,2ns 0,028 ± 0,002ns 131,3 ± 3,3ns 0,6 ± 0,04ns 2,1 ± 0,02ns
* Médias entre e dentre densidades não diferiram entre si pelo teste de Scott-Knott (p ≤0,05). ns – não significativo.
29
Tabela 6 - Taxa fotossintética líquida por unidade de área foliar (A), condutância estomática ao vapor de água (gs), concentração interna de CO2 (Ci), transpiração (E) e déficit de pressão de vapor de água entre a folha e a atmosfera (VPDL) em folhas de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Plântulas com 60 dias após a emergência. Valores médios de cinco repetições (± EP).
* Médias entre e dentre densidades não diferiram entre si pelo teste de Scott-Knott (p ≤0,05). ns – não significativo.
Densidade (kg dm-3)
Fósforo (mg dm-3)
A (µmol m-2 s-1)
gs (mol m-2s-1)
Ci (µmol mol-1)
E (mmol m-2 s-1)
VPDL (kPa)
1,0 (-P) 3,9 ± 0,4ns* 0,035 ± 0,003ns 233,9 ± 11,3ns 0,6 ± 0,06ns 1,7 ± 0,03ns
1,0 (+P) 2,4 ± 0,3ns 0,023 ± 0,002ns 238,8 ± 15,2ns 0,4 ± 0,03ns 1,8 ± 0,02ns
1,3 (-P) 3,5 ± 0,4ns 0,033 ± 0,004ns 234,7 ± 9,8ns 0,6 ± 0,06ns 1,7 ± 0,03ns
1,3 (+P) 2,9 ± 0,4ns 0,031 ± 0,004ns 243,4 ± 12,1ns 0,5 ± 0,06ns 1,7 ± 0,02ns
1,4 (-P) 3,2 ± 0,3ns 0,030 ± 0,002ns 236,9 ± 12,7ns 0,5 ± 0,04ns 1,7 ± 0,04ns
1,4 (+P) 2,7 ± 0,5ns 0,028 ± 0,004ns 256,5 ± 15,8ns 0,5 ± 0,06ns 1,8 ± 0,02ns
1,5 (-P) 2,6 ± 0,3ns 0,024 ± 0,001ns 237,6 ± 16,8ns 0,4 ± 0,02ns 1,7 ± 0,02ns
1,5 (+P) 2,9 ± 0,4ns 0,028 ± 0,002ns 239,5 ± 20,4ns 0,5 ± 0,04ns 1,7 ± 0,02ns
1,7 (-P) 2,7 ± 0,3ns 0,027 ± 0,002ns 241,9 ± 14,0ns 0,5 ± 0,04ns 1,7 ± 0,02ns
1,7 (+P) 2,6 ± 0,3ns 0,025 ± 0,003ns 229,7 ± 12,8ns 0,4 ± 0,05ns 1,8 ± 0,02ns
30
4.3. Variáveis de Crescimento
Observou-se, para as variáveis de crescimento, um aumento significativo (p
≤0,05) no número de folhas por plântula nas densidades de solo correspondentes a
1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3 em relação ao controle (1,0 kg dm-3) (Tabela 7). Houve,
também, um aumento na área foliar por plântula nas maiores densidades do solo
(1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3), independentemente de doses de P. Além disso, verificou-se,
também, nas densidades de 1,0 e 1,3 kg dm-3, com P adicional no solo, uma maior
área foliar por plântula em relação as outras densidades de solo com P
remanescente. Em contrapartida, para as análises alométricas de altura e diâmetro
do coleto das plântulas não houve diferença significativa (p ≤0,05) entre os
tratamentos (densidades e doses de P no solo). Já o comprimento da raiz principal
das plântulas diferiu significativamente (p ≤0,05) em relação às doses de P em
algumas densidades. Na densidade do solo correspondente 1,5 kg dm-3, houve
maior comprimento da raiz principal na presença de P, ao passo que nos
tratamentos 1,0 e 1,4 kg dm-3 o maior comprimento foi verificado no tratamento sem
adição de P (Tabela 7).
Verificou-se, ao avaliar a biomassa seca dos diferentes órgãos das
plântulas, que as biomassas de caule e folha não foram alteradas significativamente
p ≤0,05, pelas densidades e doses de P no solo (Figura 3B e C). Em contrapartida,
nas densidades de 1,0; 1,3; e 1,4 kg dm-3 e nas densidades de 1,0; 1,4 kg dm-3, sem
e com adição de P no solo, respectivamente, houve um maior incremento na
biomassa seca de raiz (Figura 3A). Além do mais, em relação à adição ou não de P
em cada densidade de solo, houve diferença significativa (p ≤0,05) apenas na
densidade correspondente a 1,7 kg dm-3, onde P adicionado proporcionou maior
biomassa seca de raiz (Figura 3A).
Por outro lado, quando se analisou a biomassa seca de raiz por camada de
solo, constatou-se que não houve diferença significativa (p ≤0,05) para a camada 1
entre e dentre os tratamentos (Figura 4A). Porém, foi observado diferenças
significativas (p ≤0,05) para a camada 2, na densidade de 1,5 kg dm-3 com adição de
P (Figura 4B), e para a camada 3, nas densidades 1,3 e 1,4 kg dm-3, em relação às
demais densidades. Além disso, nas densidades 1,3 e 1,4 kg dm-3 houve um maior
incremento na biomassas secas de raízes na presença de P (Figura 4C). Por
31
conseguinte, a compactação do solo influenciou tanto a morfologia externa quanto o
volume radicular, tornando as raízes deformadas e tortuosas, principalmente nas
maiores densidades do solo (Figuras 5 e 6), além constatar-se a presença de
lenticelas (Figura 7).
32
Tabela 7 – Número de folhas (NF), área foliar (AF), altura da planta (AP), comprimento de raiz (CR) e diâmetro do coleto (DC) de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades (kg dm-3) e doses de P (mg dm-3) no solo. Valores médios de dez repetições (± EP).
Densidade Fósforo NF AF (cm2) AP (cm) CR (cm) DC (mm)
1,0 (-P) 10,7 ± 0,7Ba* 446,7 ± 33,4Bb 24,4 ± 0,6ns 24,1 ± 0,8Aa 6,4 ± 0,2ns
(+P) 10,1 ± 0,7Ba 527,5 ± 34,0Ba 23,2 ± 1,0ns 21,3 ± 0,7Ab 6,2 ± 0,2ns
1,3 (-P) 11,4 ± 1,0Aa 554,8 ± 35,2Bb 24,8 ± 1,2ns 22,1 ± 0,7Aa 6,1 ± 0,2ns
(+P) 12,4 ± 0,7Aa 543,2 ± 26,3Ba 25,6 ± 1,0ns 23,7 ± 1,4Aa 6,4 ± 0,1ns
1,4 (-P) 12,9 ± 1,1Aa 651,9 ± 46,8Ab 26,8 ± 1,2ns 24,0 ± 0,8Aa 6,1 ± 0,2ns
(+P) 12,3 ± 0,4Aa 603,9 ± 30,7Aa 25,5 ± 1,4ns 23,2 ± 0,6Ab 6,0 ± 0,1ns
1,5 (-P) 11,6 ± 0,8Aa 634,5 ± 39,9Aa 26,1 ± 1,1ns 22,1 ± 1,0Ab 6,3 ± 0,2ns
(+P) 13,0 ± 0,7Aa 568,0 ± 33,1Aa 23,5 ± 0,5ns 24,9 ± 0,7Aa 6,2 ± 0,2ns
1,7 (-P) 12,9 ± 0,8Aa 646,6 ± 52,2Aa 24,3 ± 1,4ns 23,8 ± 1,1Aa 7,0 ± 0,7ns
(+P) 12,6 ± 0,9Aa 574,7 ± 58,7Aa 23,5 ± 0,8ns 24,2 ± 1,4Aa 6,3 ± 0,2ns
* Médias entre e dentre densidades, seguidas pelas mesmas letras maiúsculas e minúsculas, respectivamente, não diferem entre si pelo teste de Scott-Knott (p ≤0,05).
ns – não significativo..
33
0.0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
0.8
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
Rai
z (g
pla
nta
-1)
A-P +P
Ba
Ba
Bb
Ba
AaAa Aa
Ba
AaAa*
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
1.6
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
Cau
le (
g p
lan
ta-1
)
B
AaAa
AaAa
AaAa
Aa
Aa AaAa
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
3.0
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
Folh
a (g
pla
nta
-1)
Densidade do solo (kg dm-3)
C
Aa
AaAa
AaAaAa
AaAa
AaAa
Figura 3 – Biomassa seca de raiz (A), caule (B) e folha (C) de plântulas de cacau
submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Fósforo remanescente do
solo (-P, ) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3
(+P, )]. Valores médios de
dez repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e
minúsculas, entre as densidades e dentre as doses de P, respectivamente, não
diferem entre si pelo teste de Scott-Knott (p ≤0,05).
34
0.0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
Rai
z (
g ca
mad
a-1
)
A-P +P
Aa
Aa
Aa
Aa
AaAa
Aa AaAa
Aa*
0.0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
Rai
z (
g ca
mad
a-1
)
B
Aa Aa
BaAa
BaAb
Aa
BaAa
Ba
0.0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
Rai
z (
g ca
mad
a-1
)
Densidade do solo (kg dm-3)
C
Ba
Aa
Aa AaAa
Ba
Ba
Ba
Ba
Ba
Figura 4 – Biomassa seca de raiz, nas camadas 1 (A), 2 (B) e 3 (C), de plântulas de
cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo. Fósforo
remanescente do solo (-P, ) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3
(+P, )].
Valores médios de cinco repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras
maiúsculas e minúsculas, entre as densidades e dentre as doses de P,
respectivamente, não diferem entre si pelo teste de Scott-Knott (p ≤0,05).
35
A B C D E
F G H I J
Figura 5 – Fotografias de raízes de plântulas de cacau submetidas a diferentes
densidades (1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3) e doses de fósforo [com P adicional (+P)
e com P remanescente (-P)] no solo. Densidade do solo 1,0 kg dm-3 e -P (A);
densidade do solo 1,0 kg dm-3 e +P (B); densidade do solo 1,3 kg dm-3 e -P (C);
densidade do solo 1,3 kg dm-3 e +P (D); densidade do solo 1,4 kg dm-3 e -P (E);
densidade do solo 1,4 kg dm-3 e +P (F); densidade do solo 1,5 kg dm-3 e -P (G);
densidade do solo 1,5 kg dm-3 e +P (H); densidade do solo 1,7 kg dm-3 e -P (I) e
densidade do solo 1,7 kg dm-3 e +P (J). Fotos tiradas aos 60 dias após a
emergência das plântulas.
36
Camada 1
Camada 3
Camada 2
1,0 kg dm-3
(-P)1,0 kg dm-3
(+P)1,3 kg dm-3
(-P)1,3 kg dm-3
(+P)1,4 kg dm-3
(-P)1,4 kg dm-3
(+P)1,5 kg dm-3
(-P)1,5 kg dm-3
(+P)
1,7 kg dm-3
(-P)1,7 kg dm-3
(+P)
Figura 6 - Fotografias de raízes de plântulas de cacau submetidas a diferentes densidades (1,0; 1,3; 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3) e doses
de fósforo [com P adicional (+P) e com P remanescente (-P)] por camada de solo. Camada 1 (superior a compactada), camada 2
(compactada) e camada 3 (inferior a compactada). Fotos tiradas aos 60 dias após a emergência das plântulas.
37
Figura 7 - Detalhes do caule das plântulas de cacau, mostrando a presença de lenticelas (setas). Fotos tirada aos 60 dias após a emergência das plântulas na densidade correspondente a 1,7 kg dm-3.
4.4. Metabolismo Antioxidativo
Avaliaram-se a atividade das enzimas SOD, CAT, GPX e APX, envolvidas
na desintoxificação de EROs, em raízes e folhas de plântulas de cacau submetidas
à diferentes densidades no solo e a dose de P, aos 30, 45 e 60 dias após a
emergência (DAE) das plântulas.
Observou-se, para a atividade de SOD em folha, aos 30 DAE das plântulas,
que não houve variações significativas (p ≤0,05) entre as densidades de solo, porém
diferiu entre as doses de P (Figura 8A). As maiores atividades de SOD ocorreram
nas densidades correspondentes a 1,0 kg dm-3 (9,57 UA mg-1 MS min-1) e 1,3 kg dm-
3 (9,07 UA mg-1 MS min-1), com P adicional, quando comparado com os tratamentos
sem adição de P no solo. Por outro lado, aos 45 DAE das plântulas, nos tratamentos
sem adição de P, a maior atividade de SOD (8,25 UA mg-1 MS min-1) foi observada
na densidade 1,5 kg dm-3. Na presença de P adicional a maior atividade de SOD
38
ocorreu na densidade de 1,3 kg dm-3 (8,68 UA mg-1 MS min-1). Além disso, ao
comparar densidades e doses de P, constatou-se que adição de P no solo,
determinou a maior atividade de SOD (7,84 UA mg-1 MS min-1) na densidade de 1,4
kg dm-3 (Figura 8B). Entretanto, aos 60 DAE das plântulas, a menor atividade de
SOD (5,20 UA mg-1 MS min-1) nos tratamentos sem adição de P, foi constatada na
densidade de 1,4 kg dm-3, enquanto que a maior atividade, com adição de P no solo
foi encontrada nas densidades de 1,0 e 1,4 kg dm-3 (8,29 e 7,78 UA mg-1 MS min-1,
respectivamente) (Figura 8C). Além do mais, na densidade correspondente a 1,4 kg
dm-3, a adição de P no solo foi determinante para o aumento da atividade de SOD, a
exemplo da atividade aos 45 DAE das plântulas.
Em geral, a atividade de SOD em raiz foi menor do que a atividade em folha.
(Figura 8 e 9). Aos 30 DAE das plântulas, as maiores atividades de SOD em raiz,
sem adição de P no solo, foram observadas nas densidades de 1,0; 1,5 e 1,7 kg dm-
3, cujos valores foram 6,63; 5,95; 6,42 UA mg-1 MS min-1, respectivamente. Em
contrapartida, com adição de P, não houve diferenças significativas (p≤ 0,05) para
atividade de SOD em raiz. Ao comparar as densidades de solo com a adição ou não
de P, verificou-se, nas densidades de 1,3 e 1,4 kg dm-3, que as maiores atividades
de SOD (6,52 e 6,10 UA mg-1 MS min-1, respectivamente) na raiz ocorreram na
presença de P (Figura 9A). Contudo, aos 45 DAE das plântulas, não foi notada
nenhuma variação significativa p ≤0,05, na atividade de SOD em raiz em relação a
densidade e dose de P (Figura 9B). Aos 60 DAE das plântulas, a maior atividade de
SOD (6,77 UA mg-1 MS min-1) em raiz, nos tratamentos sem adição de P no solo, foi
encontrada na densidade de 1,3 kg dm-3 , ao passo que para os tratamentos com
adição de P no solo, as maiores atividades de SOD (6,11 e 5,89 UA mg-1 MS min-1)
se verificaram nas densidades de 1,4 e 1,7 kg dm-3 (Figura 9C).
39
0
3
6
9
12
15
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
SOD
(U
A m
g-1M
S m
in-1
)
A-P +P
Aa Aa AaAaAa AaAa
AaAbAb*
0
3
6
9
12
15
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
SOD
(U
A m
g-1M
S m
in-1
)
B
Ba Aa
Cb
BbBaBaBa
CbBa Aa
0
3
6
9
12
15
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
SOD
(U
A m
g-1M
S m
in-1
)
Densidade do solo (kg dm-3)
C
AaAa Aa
Bb
BaAaAa BaBaAa
Figura 8 - Atividade da dismutase do superóxido (SOD) em folhas de plântulas de
cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B)
e 60 (C) dias após a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (-P,
) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3
(+P, )]. Valores médios de cinco
repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas,
dentre as densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de Scott-
Knott (p ≤0,05).
40
0
2
4
6
8
10
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
SOD
(UA
mg-1
MS
min
-1)
A-P +P
AaAa Aa
Bb
AaBb Aa
AaAaAa*
0
2
4
6
8
10
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
SOD
(UA
mg-1
MS
min
-1)
B
Aa Aa Aa AaAa AaAaAaAaAa
0
2
4
6
8
10
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
SOD
(UA
mg-1
MS
min
-1)
Densidade do solo (kg dm-3)
C
BaAa
BaAa
Bb BbBaBb
Aa
Ba
Figura 9 - Atividade da dismutase do superóxido (SOD) em raízes de plântulas de
cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B)
e 60 (C) dias após a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (-P,
) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3
(+P, )]. Valores médios de cinco
repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas,
dentre as densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de Scott-
Knott (p ≤0,05).
41
Em relação a CAT, verificou-se que a sua atividade foi maior em folhas em
comparação com as raízes (Figuras 10 e 11). Para a atividade de CAT em folhas,
constatou-se, aos 30 DAE das plântulas, que não houve variações significativas p
≤0,05, entre densidades de solo sem adição de P. Porém, com adição de P, as
maiores atividades de CAT (3.118,13 e 3.341,81 µmol H2O2 g-1 MS min-1) foram
encontradas nas densidades de 1,4 e 1,7 kg dm-3, respectivamente (Figura 10A).
Aos 45 DAE das plântulas as maiores atividades de CAT (10.014,8; 10.193,1 e
9.717,98 µmol H2O2 g-1 MS min-1), sem adição de P, foram observadas nas
densidades correspondentes a 1,4, 1,5 e 1,7 kg dm-3, respectivamente. Entretanto,
com adição de P, a maior atividade de CAT (10.523,5 µmol H2O2 g-1 MS min-1) foi
encontrada na densidade correspondente a 1,0 kg dm-3. Por outro lado, ao comparar
densidades e doses de P, constatou-se que, com adição de P, verificamos maior
atividade de CAT na densidade de 1,0 kg dm-3, ao passo que na densidade de 1,5 kg
dm-3 a maior atividade de CAT foi encontrada sem adição de P no solo (Figura 10B).
Em contrapartida, aos 60 DAE das plântulas, houve um incremento da atividade de
CAT com o aumento da densidade do solo, sem adição de P (Figura 9C). Com
adição de P no solo, as maiores atividades de CAT (1.328,8 e 1.179,68 µmol H2O2 g-
1 MS min-1) foram observadas nas densidades de 1,3 e 1,7 kg dm-3,
respectivamente. Quando se comparou densidades e doses de P, os maiores
valores de atividade de CAT foram encontrados, sem adição de P, nas densidades
de 1,4 e 1,5 kg dm-3 (Figura 10C).
Quando se avaliou a atividade de CAT em raiz, aos 30 DAE das plântulas,
pôde-se observar, na densidade 1,3 kg dm-3, que o valor da sua atividade (1.125,73
µmol H2O2 g-1 MS min-1) foi superior em relação aos demais tratamentos sem adição
de P. Contudo, com adição de P, as maiores atividades de CAT foram verificadas nas
densidades de 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3. Ao comparar densidades de solo com doses
de P, verificou-se o aumento na atividade de CAT em raiz, ocorreu sem adição de P
no solo na densidade correspondente a 1,3 kg dm-3 (Figura 11A). Entretanto, aos 45
DAE das plântulas (Figura 11B), a maior atividade de CAT (1.763,74 µmol H2O2 g-1
MS min-1) em raiz foi encontrada na densidade de 1,4 kg dm-3 sem adição de P no
solo; ao passo que com a adição de P a maior atividade de CAT (2.521,05 µmol
H2O2 g-1 MS min-1) foi observada na densidade de 1,5 kg dm-3. Já aos 60 DAE das
42
plântulas, as maiores atividades de CAT (952,34 e 1.133,63 µmol H2O2 g-1 MS min-1)
na raiz foram constatadas nas densidades de 1,0 e 1,4 kg dm-3, respectivamente,
sem adição de P. Ao comparar densidades de solo com doses de P, verificou-se que,
adição de P elevou significativamente p ≤0,05, a atividade da CAT da raiz na
densidade de 1,7 kg dm-3 (Figura 11C).
43
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
CA
T (µ
mo
l H2O
2g-1
MS
min
-1)
*
A-P +P
*
A-P +P
AaAa Aa
AaBa
BaAb
AbBaAa
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
CA
T (µ
mo
l H2O
2g-1
MS
min
-1)
B-P +P
Ba
Aa
Ba BaAa
BbBa
Aa AaBb
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
CA
T (µ
mo
l H2O
2g-1
MS
min
-1)
Densidade do solo (kg dm-3)
C-P +P
BaCb
BbAaAa AaAaAaAaBa
Figura 10 - Atividade da catalase (CAT) em folhas de plântulas de cacau submetidas
a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B) e 60 (C) dias após
a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (-P, ) e fósforo
adicionado ao solo [400 mg dm-3
(+P, )]. Valores médios de cinco repetições (± EP).
* Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas, dentre as
densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de Scott-Knott (p
≤0,05).
44
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
CAT
(µm
ol H
2O2
g-1M
S m
in-1
)
A-P +P
Ba
Aa AaAa
Bb
BaBa
Ba
Aa
Ba*
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
CAT
(µm
ol H
2O2
g-1M
S m
in-1
)
B-P +P
BaBb
Aa
BaBaBa
Bb
Aa
BaBa
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
CAT
(µm
ol H
2O2
g-1M
S m
in-1
)
Densidade do solo (kg dm-3)
C-P +P
AaAa Aa AaAa
BbBa
Aa
BaAa
Figura 11 - Atividade da catalase (CAT) em raízes de plântulas de cacau submetidas
a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B) e 60 (C) dias após
a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (-P, ) e fósforo
adicionado ao solo [400 mg dm-3
(+P, )]. Valores médios de cinco repetições (± EP).
* Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas, dentre as
densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de Scott-Knott (p
≤0,05).
45
Ao contrário das atividades de SOD e CAT, GPX apresentou uma atividade
maior em raiz, em relação a folhas. Ao avaliar a atividade de GPX em folhas, aos 30
DAE das plântulas, pôde-se verificar que a maior atividade de GPX (374,39 mmol g-1
MS h-1), nos tratamentos sem adição de P, ocorreu na densidade de 1,7 kg dm-3. Em
contrapartida, com adição de P, a maior atividade de GPX (424,75 mmol g-1 MS h-1)
se verificou na densidade correspondente a 1,0 kg dm-3 (Figura 12A). Por outro lado,
aos 45 DAE das plântulas, as maiores atividades de GPX foram de 327,10 e 349,69
mmol g-1 MS h-1, nas densidades de solo de 1,3 e 1,7 kg dm-3, respectivamente, para
os tratamentos sem adição de P; ao passo que com a adição de P as maiores
atividades foram de 439,76; 432,46 e 465,62 mmol g-1 MS h-1, nas densidades de
1,0; 1,3 e 1,7 kg dm-3. Ao comparar densidades de solo e doses de P, constatou-se
que a adição de P, para a maioria das densidades, contribuiu para o aumento da
atividade de GPX em nível foliar (Figura 12B). Já aos 60 DAE das plântulas, nos
tratamentos sem adição de P, a maior atividade de GPX (314,02 mmol g-1 MS h-1)
ocorreu na densidade de 1,7 kg dm-3, enquanto que com adição de P a maior
atividade de GPX (409,53 mmol g-1 MS h-1) se verificou na densidade
correspondente a 1,5 kg dm-3 (Figura 12C). Quando se comparou as densidades e
doses de P, observou-se a maior atividade de GPX ocorreu sem adição de P, na
densidade de 1,7 kg dm-3; enquanto que, para os demais tratamentos, a adição de P
contribui para o aumento da atividade de GPX em nível foliar (Figura 12C).
Nas raízes, aos 30 DAE das plântulas, a maior atividade de GPX (673,45
mmol g-1 MS h-1), sem adição de P no solo, ocorreu na densidade de 1,3 kg dm-3.
Entre as densidades do solo, com adição de P, o maior incremento na atividade de
GPX (559,76 mmol g-1 MS h-1) se verificou na densidade de 1,4 kg dm-3 (Figura 13A).
Ao avaliar as densidades do solo e doses de P, pôde-se constatar que as maiores
atividades de GPX ocorreram com adição de P, nas densidades 1,0; 1,4 e 1,5 kg dm-
3. Por outro lado, nas densidades de solo correspondentes a 1,3 e 1,7 kg dm-3, o
incremento na atividade de GPX ocorreu sem adição de P no solo (Figura 13A).
Entretanto, aos 45 DAE das plântulas, ao comparar as densidades de solo sem
adição de P, verificou-se uma maior atividade de GPX (731,31 mmol g-1 MS h-1) na
densidade de 1,4 kg dm-3. No entanto, quando se fez esta mesma comparação com
adição de P no solo, a maior atividade de GPX (664,42 mmol g-1 MS h-1) foi
46
encontrada na densidade de 1,3 kg dm-3 (Figura 13B). Além disso, quando se faz a
comparação entre densidades e doses de P, constatou que a atividade de GPX foi
maior sem adição de P, apenas na densidade de 1,4 kg dm-3 no solo (Figura 13B).
Ademais, aos 60 DAE das plântulas, as maiores atividades de GPX foram
encontradas nas densidades de 1,3 e 1,4 kg dm-3, cujos valores foram de 799,60
mmol g-1 MS h-1 e 723,16 mmol g-1 MS h-1, sem e com adição P, respectivamente.
Por outro lado, ao se comparar as interações entre densidades de solo e doses de P,
observou-se que as maiores atividades de GPX em nível raiz se encontraram, nos
tratamentos sem adição de P, nas densidades correspondentes de 1,0 e 1,3 kg dm-3
(Figura 13C).
47
0
100
200
300
400
500
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
GPX
(mm
ol g
-1M
S h-1
)
A-P +P
Ca
Eb
Bb
Db
Ca
Aa
EaDb
BaAa
*
0
100
200
300
400
500
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
GPX
(mm
ol g
-1M
S h-1
)
BAa
Cb
Aa
Aa
Ca
Ba Ab
Aa
Ba
Ab
0
100
200
300
400
500
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
GPX
(mm
ol g
-1 M
S h-1
)
Densidade do solo (kg dm-3)
C
Db
Eb
BbCb
Ba Aa
Aa
CbCaDa
Figura 12 - Atividade da peroxidase do guaiacol (GPX) em folhas de plântulas de
cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B)
e 60 (C) dias após a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (-P,
) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3
(+P, )]. Valores médios de cinco
repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas,
dentre as densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de Scott-
Knott (p ≤0,05).
48
0
150
300
450
600
750
900
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
GPX
(mm
ol g
-1M
S h-1
)
-P +P A
Cb Ca
Aa
AaBa Ba
Db Eb
Bb
Db*
0
150
300
450
600
750
900
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
GPX
(mm
ol g
-1M
S h-1
)
B
Bb
Bb Bb
Aa
Da
Db
Cb
Ca
AaBa
0
150
300
450
600
750
900
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
GPX
(mm
ol g
-1M
S h-1
)
Densidade do solo (kg dm-3)
CAa
Ba
Aa
CbBa
Db
Cb
Ea
CbDb
Figura 13 - Atividade da peroxidase do guaiacol (GPX) em raízes de plântulas de
cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B)
e 60 (C) dias após a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (-P,
) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3
(+P, )]. Valores médios de cinco
repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas,
dentre as densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de Scott-
Knott (p ≤0,05).
49
Em relação a APX, houve redução de sua atividade com o tempo de coleta
de material vegetal, para a maioria dos tratamentos, tanto em folhas quanto em
raízes. Porém, a atividade de APX em folhas foi superior à ocorrida nas raízes
(Figura 14 e 15). O mesmo fato foi observado, anteriormente, tanto para a atividade
de SOD quanto para a de CAT.
Ao comparar as densidades de solo, sem adição de P, pôde-se observar,
aos 30 DAE das plântulas, que a maior atividade de APX (38.8107,0 µmol ascorbato
g-1 MS min-1) em nível foliar ocorreu na densidade de 1,3 kg dm-3 (Figura 14A).
Entretanto, ao comparar as densidades com adição de P, não se verificou variações
significativas p ≤0,05, na atividade de APX. Por outro lado, ao avaliar as interações
entre densidades de solo e doses de P, evidenciou-se um incremento na atividade
de APX sem adição de P no solo, nas densidades de 1,0 e 1,3 kg dm-3 (Figura 14A).
Por conseguinte, aos 45 DAE das plântulas, não foram observadas variações
significativas p≤ 0,05, entre densidades de solo sem adição de P. Em contrapartida,
ao comparar densidades com adição de P de solo, verificou-se que as maiores
atividades de APX ocorreram nas densidades de 1,4; 1,5 e 1,7 kg dm-3, cujos valores
corresponderam a 63.035,7; 63.357,1; e 64.464,3 µmol ascorbato g-1 MS min-1,
respectivamente. Além disso, ao comparar densidade de solo e doses de P, pôde-se
verificar que, com a adição de P no solo na densidade 1,4 kg dm-3 a atividade de
APX foi maior (Figura 14B). Além do mais, aos 60 DAE das plântulas, ao comparar
as densidades sem adição de P no solo, observou-se que a menor atividade de APX
foi encontrada na densidade de 1,0 kg dm-3 (Figura 14C). Em contrapartida, ao
comparar densidade com adição de P no solo, as maiores atividades de APX foram
encontradas nas densidades de solo correspondentes a 1,3 e 1,7 kg dm-3, cujos
valores foram de 1.328,8 e 1.179,68 µmol ascorbato g-1 MS min-1, respectivamente.
Ademais, ao relacionar densidades e dose de P, observou-se que as maiores
atividades de APX ocorreram sem adição de P, nas densidades de 1,4 e 1,5 kg dm-3,
(Figura 14C).
Constatou-se, aos 30 DAE das plântulas, que a maior atividade de APX
(63.857,1 µmol ascorbato g-1 MS min-1) em raízes, nos tratamentos sem adição de P
no solo, ocorreu na densidade de solo de 1,3 kg dm-3 (Figura 15A). Por outro lado,
com adição de P no solo, as maiores atividades de APX foram observadas nas
50
densidades de 1,0; 1,3 e 1,4 kg dm-3, com valores de 38.714,3; 49.607,1 e 38.428,6
µmol ascorbato g-1 MS min-1, respectivamente (Figura 15A). Todavia, ao comparar
densidades e doses de P no solo, verificou-se na densidade 1,7 kg dm-3 que a maior
atividade de APX ocorreu quando não se adicionou P no solo. Entretanto, aos 45
DAE das plântulas, não foram observados diferenças significativas p ≤0,05, entre
densidades e doses de P no solo (Figura 15B). Além do mais, aos 60 DAE das
plântulas, as maiores atividade de APX em raiz ocorreram nas densidades de 1,0 e
1,4 kg dm-3, sem adição de P, cujos valores foram de 952,34 e 1.133,63 µmol
ascorbato g-1 MS min-1, respectivamente. Ademais, ao comparar densidades e doses
de P no solo, observou-se que com a adição de P no solo, a atividade de APX na
densidade 1,7 kg dm-3 foi superior significativamente p ≤0,05, em relação a adição
ou não de fósforo dentre de cada densidade (Figura 15C).
51
0
80000
160000
240000
320000
400000
480000
560000
APX
(µ
mol
asc
orba
tog-1
MSm
in-1
)
-P +P A
Ca
Ba
Aa
Aa
Ca
Aa
Ca
AaAbAb
*
0
80000
160000
240000
320000
400000
480000
560000
APX
(µ
mol
asc
orba
tog-1
MSm
in-1
)
-P +P B
AaAa Aa Ab AaAaAa
Aa
BaBa
0
80000
160000
240000
320000
400000
480000
560000
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
APX
(µ
mo
l as
corb
ato
g-1M
Smin
-1)
Densidade do solo (kg dm-3)
-P +P C
Ba Aa AaBb Aa
-P +P C
CbBa Aa Aa Aa
-P +P C
0
600
1200
1800
Figura 14 - Atividade da peroxidase do ascorbato (APX) em folhas de plântulas de
cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B)
e 60 (C) dias após a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (-P,
) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3
(+P, )]. Valores médios de cinco
repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas,
dentre as densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de Scott-
Knott (p ≤0,05).
52
0
15000
30000
45000
60000
75000
APX
(µm
ol a
scor
bato
g-1M
Smin
-1)
-P +P A
Aa
Aa
Ba
Ba
Ba
Ba Bb
Aa
Aa
*Ba
0
15000
30000
45000
60000
75000
APX
(µm
ol a
scor
bato
g-1M
Smin
-1)
-P +P B
Aa
AaAa
Aa
AaAa
Aa
Aa
Aa
Aa
0
15000
30000
45000
60000
75000
1.0 1.3 1.4 1.5 1.7
APX
(µm
ol a
scor
bato
g-1M
Smin
-1)
Densidade do solo (kg dm-3)
-P +P C
AaAa Ba Aa Ba BbAa AaAaAa
0
500
1000
1500
Figura 15 - Atividade da peroxidase do ascorbato (APX) em raízes de plântulas de
cacau submetidas a diferentes densidades e doses de P no solo, aos 30 (A), 45 (B)
e 60 (C) dias após a emergência das plântulas. Fósforo remanescente do solo (-P,
) e fósforo adicionado ao solo [400 mg dm-3
(+P, )]. Valores médios de cinco
repetições (± EP). * Médias seguidas das mesmas letras maiúsculas e minúsculas,
dentre as densidades e entre as doses de P, não diferem entre si pelo teste de Scott-
Knott (p ≤0,05)
53
5. DISCUSSÃO
5.1. Fotossíntese
Alterações nas variáveis de trocas gasosas foliares podem prever o grau de
tolerância das plantas a determinado tipo de estresse (MEDINA et al., 2009). Por
outro lado, a avaliação da fluorescência da clorofila em nível foliar tem sido
demonstrada como ferramenta importante no estudo de mecanismos de aclimatação
das plantas a diferentes tipos de estresses (MACHADO et. al., 2004), uma vez que a
maioria dos estresses afeta direta ou indiretamente o funcionamento de PS2 da fase
fotoquímica da fotossíntese. Além disso, trata-se de uma técnica não-destrutiva,
altamente sensível e de fácil manejo, e traz informações qualitativas e quantitativas
relacionadas às condições fisiológicas do maquinário fotossintético.
No presente estudo, não foram observados variações significativas (p ≤0,05)
para a taxa de fotossíntese líquida (A), condutância estomática ao vapor de água
(gs), concentração interna de CO2 (Ci), transpiração foliar (E) e déficit de pressão de
vapor de água entre a folha e a atmosfera (VPDL), bem como para as variáveis de
emissão de fluorescência da clorofila (F0, Fm, Fv e Fv/Fm), aos 30 e 60 dias após a
emergência das plântulas de cacau submetidas à compactação do solo e a doses de
P em relação às plantas controle. Logo, neste estudo, pôde-se verificar a
inexistência de danos na maquinaria fotossintética em plântulas de cacau
submetidas à compactação do solo e doses de P. Além disso, a invariabilidade de
F0, Fm, Fv e Fv/Fm, durante a emissão de fluorescência da clorofila, demonstra que
não houve danos em nível de PS2, indicando também que as membranas tilacóides
dos cloroplastos permaneceram intactas (PINCELLI, 2010; BAKER; ROSENQVST,
2004). Além do mais, os valores da razão Fv/Fm, encontrados no presente estudo,
se mantiveram em torno de 0,80; considerados ideais na faixa indicada como ótima,
para uma eficiente conversão da energia luminosa em nível de PS2 (TAIZ; ZEIGER,
2013). Geralmente, as plantas que não estão sob estresse por fotoinibição
apresentam relação Fv/Fm entre 0,85 e 0,75, para os quais valores menores que
0,75 seriam indicativos de condições inibitórias de PS2 (BOLHÁR-NORDENKAMPF;
54
ÖQUIST, 1993). Em contrapartida, Conroy et. al. (1986), ao trabalharem com plantas
de Pinus radiata cultivadas, sob deficiência de P, encontraram valores elevados de
F0, em detrimento de alterações estruturais nos pigmentos fotossintéticos de PS2.
Resultados semelhantes foram encontrados por Machado et al. (2004) trabalhado
com variedades de Zea mays tolerantes a seca, submetidos a doses de N e por Lu e
Zhang (2000) avaliando os efeitos de N na emissão de fluorescência em plantas de
Zea mays.
5.2. Variáveis de Crescimento
Alterações na estrutura do solo promovidas pela sua compactação
interferem na sua resistência mecânica, bem como na sua densidade e porosidade,
influenciando o crescimento radicular e a produtividade das culturas (COSTA, 1993).
Logo, como consequência, pode haver redução no crescimento e desenvolvimento
radicular, devido à resistência mecânica encontrada pelas raízes; e na exploração
do solo (ALVARENGA et al., 1996). A deficiência na absorção de água e nutrientes,
em solos compactados, leva as plantas a uma condição de estresse, e compromete
o crescimento e o desenvolvimento da planta toda (SOUZA et al., 2002).
No presente trabalho, o aumento do número de folhas e da área foliar por
plântula, com o incremento da densidade e adição de P no solo, em relação ao
tratamento controle, pode estar associado com mudanças na partição de
fotoassimilados, proporcionadas pelo aumento da força do dreno da parte aérea, em
detrimento do sistema radicular, em consequência da restrição do crescimento da
raiz promovida pela compactação do solo. Por outro lado, Paiva et al. (2006), ao
trabalhar com genótipos de mandioca submetidos a compactação artificial do solo,
não encontraram diferenças significativas para altura da planta. O mesmo fato foi
observado no presente trabalho tanto para altura como para o diâmetro do coleto de
plântulas de cacau. Em contrapartida, Souza et al. (2004), ao trabalhar com plantas
de Citrus, utilizando o mesmo tipo de solo usado neste trabalho, observaram
diferenças significativas, entre os tratamentos de compactação do solo, para altura
da planta e diâmetro do caule.
55
Em relação ao crescimento da planta toda e de seus órgãos, pôde-se
verificar que a compactação do solo e a variação de doses de P comprometeram
principalmente o sistema radicular das plântulas de cacau, uma vez que as
biomassas secas de caule e folha mantiveram relativamente constantes; exceto nas
densidades de 1,0; 1,3 e 1,4 kg dm-3
, onde houve um incremento na biomassa seca
de raiz. O mesmo fato foi observado por Paiva et al. (2006), avaliando os efeitos da
compactação do solo no crescimento de diferentes genótipos de Manihot esculenta;
e por Souza et al. (2002) em plantas de Citrus cultivadas também em solos de
tabuleiros costeiros da Bahia, onde se verificou uma influência negativa da coesão
do solo no crescimento e no aprofundamento do sistema radicular. Em contrapartida,
Freddi et al. (2007) e Roselem et al. (1994), ao avaliarem os efeitos da compactação
do solo no crescimento de plantas de Zea mays e de Glicine max, respectivamente,
observaram um incremento no crescimento radicular com o aumento da densidade
do solo.
O aumento da densidade do solo de tabuleiro, na camada compactada,
promoveu, além da redução na biomassa de raiz de cacau, alterações na morfologia
de raízes, tornando as raízes deformadas e tortuosas; e o surgimento de lenticelas
no caule. De acordo com Leonel et al. (2007), certos graus de compactação do solo
podem ser benéficos para o desenvolvimento do sistema radicular. Pois, as plantas
desenvolvem-se melhor em solos com baixa densidade, mas o suficiente para
manter o contato das raízes com as partículas do solo, favorecendo a absorção de
água e de nutrientes disponíveis (STIRZAKER et al., 1996). Motivo pelo qual se
observou um crescimento maior das raízes de cacau na camada 1, não compactada
(densidade de 1,0 kg dm-3), e na camada 3, também não compactada, mas abaixo
da camada 2 compactada. De acordo com Souza (1996), o crescimento de raízes de
várias espécies vegetais se limita aos horizontes do solo acima do compactado.
Segundo este autor, pode-se associar a concentração de raízes nas camadas não
compactadas à maior atividade biológica, à disponibilidade de água e nutrientes e à
oxigenação do solo. Por outro lado, o decréscimo na densidade de raízes nas
camadas compactadas está relacionado com o aumento da coesão e resistência do
solo, devido ao maior teor de argila, aumento da microporosidade e menor
quantidade de matéria orgânica (SOUZA et. al., 2002); ao passo que a formação de
56
lenticelas no caule auxilia na sobrevivência das plantas em condições de hipoxia e,
ou anoxia, favorecendo a difusão de O2 para os tecidos internos e eliminando os
gases tóxicos produzido na ausência de O2 (BAILEY-SERRES; VOESENECK,
2008).
Outro grave problema encontrado em solos de tabuleiro costeiro diz respeito
à interferência na forma com que a água é retida, uma vez que essas camadas
compactadas apresentam elevados níveis de adensamento, impedindo a percolação
normal de água com consequente dificuldade na difusão de ar (TAIZ; ZAIGER,
2013). Por seguinte, em solos com altas densidades há redução na concentração de
oxigênio (O2), em virtude da diminuição do diâmetro de macroporos, criando, assim,
uma condição de hipoxia e, ou de anoxia, que pode comprometer a respiração
aeróbica, tornando-a anaeróbica ou fermentação (BAILEY-SERRES; VOESENECK,
2008). Isto, por sua vez, reduz a produção de energia na forma de ATP, diminuindo
a absorção ativa de nutrientes minerais; e reduz a difusão de água e de nutrientes
para as raízes, o que impossibilita seu crescimento e desenvolvimento (LEONEL et
al., 2007). Além disso, os solos de tabuleiros costeiros contêm um alto teor de
alumínio trocável (Al3+) (FURLANI et al., 1983). Na presença Al3+, em altas
concentrações, associado à compactação do solo, além de promover o
encurtamento e o engrossamento de raízes; torna-as quebradiças, com coloração
anormal, normalmente com manchas escuras; com ausência de ramificações finais
em suas extremidades, contribuindo, desta forma, com uma menor área superficial
do sistema radicular e desfavorecendo, por conseguinte, a absorção de água e
nutrientes (FURLANI et al., 1983).
57
5.3. Metabolismo antioxidativo
As espécies reativas de oxigênio (EROs) são produzidas em células vegetais
em condições normais e sob estresse. Quando o sistema de defesa apresenta
formação crescente de EROs, sob condições de estresse, pode haver uma
sobrecarga do sistema (ALSCHER et al., 2002). Para sobreviver, os organismos
aeróbicos evoluíram mecanismos de defesa antioxidantes enzimáticos e não
enzimáticos (POSMYK et al., 2009). Os mecanismos enzimáticos incluem as
enzimas SOD e peroxidases, dentre outras (ZHANG et al., 2010). De um modo
geral, houve respostas diferenciais das plântulas de cacau, em relação às variações
da densidade do solo e doses de P, para a atividade das enzimas envolvidas no
metabolismo antioxidativo. As atividades de SOD, CAT e APX foram superiores em
folhas em comparação com as raízes, com o incremento da densidade de solo e da
dose de P; a exceção da atividade de GPX, cuja maior atividade se verificou em
nível de raiz.
Normalmente, em solos compactados, o déficit de nutrientes promove
alterações no metabolismo primário (STIRZAKER et al., 1996 ), provocando
aumento na produção de EROs (MITTLER et al., 2011). Na ausência de
mecanismos de proteção, o excesso de EROs pode promover a oxidação de
proteínas e lipídios de membranas celulares, o que leva ao aumento do
extravasamento de eletrólitos, com concomitante incremento do conteúdo de
malondialdeido (MDA) (KOVÁCIK et al., 2007). O MDA é o produto de
decomposição de ácidos graxos poli-insaturados de membranas, cuja concentração
aumenta de acordo com o tempo e intensidade do estresse (POSMIK et al., 2009).
As alterações na concentração de MDA em um tecido pode ser um bom indicador da
integridade estrutural de membranas celulares das plantas (SHI-SHENG, 2007). A
degradação de ácidos graxos poli-insaturados, seguido da produção de MDA, pode
promover a rigidez de membranas, ocasionando morte das células (POSMIK et al.,
2009). Isto, por sua vez, pode ter contribuído para a redução do crescimento de
raízes das plântulas de cacau na camada 2, onde houve a compactação do solo de
tabuleiro costeiro.
58
A SOD constitui a primeira enzima no processo de desintoxicação de EROs,
catalisando a dismutação de O2•-
a H2O2 e O2; logo, em seguida, a maior parte de
H2O2 é eliminada por peroxidases localizadas nos vacúolos, nas paredes celulares e
no citosol (MITTLER et al., 2011; ZHANG et al., 2010). A enzima CAT, por sua vez,
tem papel importante na conversão do H2O2 em H2O e O2 e está localizada nos
peroxissomos, sendo também requerida para a desintoxificação de EROs nas
plantas (PANDA; CHOUDHURY, 2005). As enzimas GPX e APX, juntamente com
CAT, também atuam na remoção de H2O2 no interior das células. A enzima GPX
utiliza o guaiacol como receptor de elétrons e possui um papel importante na
biossíntese de lignina (ASADA, 2006). Por outro lado, a enzima APX utiliza o ácido
ascórbico como doador de elétrons para reduzir H2O2; logo sua atividade está
relacionada com o aumento na produção de ácido ascórbico e na redução de H2O2
(DIPIERRO et al., 2005). O aumento da atividade destas enzimas antioxidantes está
relacionado com o aumento na tolerância ao estresse. Logo, as folhas das plântulas
de cacau foram menos afetadas pela compactação do solo e variações de dose de
P, em função da maior eficiência na eliminação de EROs durante o metabolismo
antioxidativo. Fato este evidenciado durante a atividade fotossintética, onde foi
demonstrado que as variáveis de trocas gasosas e de emissão de fluorescência da
clorofila não foram afetadas pelos fatores estressores.
59
6. CONCLUSÕES
As trocas gasosas foliares e a emissão de fluorescência da clorofila não se
mostraram bons indicadores para avaliação do estresse mecânico promovido por
compactação do solo, associado a variações na dose de P, em plântulas de cacau.
A compactação do solo, associado a variações na dose de P, alterou o
crescimento e a morfologia do sistema radicular, e o metabolismo antioxidativo em
plântulas de cacau, principalmente em nível de raízes, evidenciado pela baixa
atividade da maioria das enzimas envolvidas no sistema antioxidante.
60
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