impacto de la calidad microbiológica del aire externo en...
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FODECYT 002-08
CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA –CONCYT- SECRETARÍA NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA –SENACYT-
FONDO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA –FONACYT- FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS Y FARMACIA UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA
INFORME FINAL
Impacto de la calidad microbiológica del aire externo en el ambiente interno en la salud del personal de cuatro laboratorios de instituciones públicas en la Ciudad de
Guatemala y Bárcenas Villa Nueva.
PROYECTO FODECYT No. 002-08
Msc. Karin Larissa Herrera Aguilar Investigadora Principal
GUATEMALA, 31 DE JULIO DE 2009
FODECYT 002-08
AGRADECIMIENTOS
La realización de este trabajo ha sido posible gracias al apoyo financiero dentro del Fondo Nacional de Ciencia y Tecnología –FONACYT-, otorgado por la Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología –SENACYT- y al Consejo Nacional de Ciencia y
Tecnología –CONCYT-. (FODECYT No. 002-08).
FODECYT 002-08
EQUIPO DE INVESTIGACIÓN MULTIDISCIPLINARIO UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA
Karin Larissa Herrera Aguilar Química Bióloga. MSc. Estudios Ambientales. Universidad del Valle de Guatemala. Guatemala. Profesora Titular VI de los cursos de Control Microbiológico de Alimentos, Cosméticos y Medicamentos y Análisis y Control Microbiológico de Procesos Industriales para estudiantes de Química Biológica. Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. Investigadora Principal. Oscar Manuel Cóbar Pinto Químico Farmacéutico. Dr. Química Orgánica con especialización en Química de Productos Naturales Marinos. Universidad de Puerto Rico, USA. Decano de La Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. Investigador Asociado. Jorge Luis de León Arana Químico Biólogo. Doctorado en Ciencias y Epidemiología. Instituto de Ciencia y Tecnología de Cuba. Cuba. Instituto de Investigaciones Químicas y Biológicas-IIQB-. Investigador Asociado B. Elsa Jáuregui Jiménez Química Bióloga. Autoridad para el manejo sustentable de la cuenca del lago de Amatitlán (AMSA). Investigadora Asociada D Ana Rodas Química Bióloga. Laboratorio de análisis Fisicoquímico y Microbiológico-LAFYM-. Investigadora Asociada E.
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Héctor Gudiel Ingeniero Químico. Laboratorio unificado de Química y Microbiología Sanitaria “Dra. Alba Tabarini” -EMPAGUA-. Investigador Asociado F. Suzette Boburg Juárez Microbióloga, Universidad de La Habana. Cuba. Incorporación en el grado de Licenciada como Química Bióloga en la Universidad de San Carlos de Guatemala. Investigadora Asociada G. María Alejandra Marroquín Rosales Estudiante de cuarto año de la carrera de Química Biológica. Auxiliar de investigación A. Julio César Maas Mo Bachiller en Ciencias y Letras. Técnico de Laboratorio, Laboratorio Microbiológico de Referencia –LAMIR- Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia USAC.
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ÍNDICE
RESUMEN I SUMMARY ii GLOSARIO
iii
PARTE I I.1 INTRODUCCIÓN 1
I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA (Antecedentes y Justificación del trabajo de investigación)
4
I.3 OBJETIVOS 8 I.3.1. Objetivos I.3.1.1 General I.3.1.2 Específicos I.3.1.3 Hipótesis I.4 METODOLOGÍA (Descripción detallada de la
metodología) 9
I.4.1 Indicadores 8 I.4.2 Estrategia metodológica 9 I.4.3 El Método 11 I.4.4 La Técnica Estadística 16 PARTE II MARCO TEÓRICO 19 PARTE III III.1 RESULTADOS 55 III.1.1 Discusión de Resultados 118 PARTE IV IV.1 CONCLUSIONES 174 IV.2 RECOMENDACIONES 177 IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 179 IV.4 ANEXOS PARTE V V.1 INFORME FINANCIERO V.2 CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES
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ÍNDICE DE GRÁFICAS Página Gráfica
Gráfica 1 Concentración total de bacterias y hongos viables en el aire (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación
55
Gráfica 2 Concentración total de bacterias y hongos viables en el aire (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación del LAMIR
57
Gráfica 3 Concentración total de bacterias y hongos viables en el aire (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación del LAFYM
58
Gráfica 4 Concentración total de bacterias y hongos viables en el aire (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación de AMSA
59
Gráfica 5 Concentración total de bacterias y hongos viables en el aire (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación de EMPAGUA
60
Gráfica 6 Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriana (UFC/m3) a lo largo de los muestreos en el LAMIR
62
Gráfica 7 Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fúngica (UFC/m3) a lo largo de los muestreos en el LAMIR
63
Gráfica 8 Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriana (UFC/m3) a lo largo de los muestreos en el LAFYM
64
Gráfica 9 Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fúngica (UFC/m3) a lo largo de los muestreos en el LAFYM
66
Gráfica 10 Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriológica (UFC/m3) a lo largo de los muestreos en AMSA
67
Gráfica 11 Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fúngica (UFC/m3) a lo largo de los muestreos en AMSA
68
Gráfica 12 Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriana (UFC/m3) a lo largo de los muestreos en EMPAGUA
70
Gráfica 13 Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fúngica (UFC/m3) a lo largo de los muestreos en EMPAGUA
71
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Gráfica 14 Comportamiento de la carga fúngica y bacteriana expresada en UFC/m3 presentes en el ambiente interior y exterior de LAMIR a lo largo de los seis muestreos del aire
73
Gráfica 15 Comportamiento de la carga fúngica y bacteriana expresada en UFC/m3 presente en el ambiente interior y exterior de LAFYM a lo largo de los seis muestreos del aire
74
Gráfica 16 Comportamiento de la carga fúngica y bacteriana expresada en UFC/m3 presente en el ambiente interior y exterior de AMSA a lo largo de los seis muestreos del aire
76
Gráfica 17 Comportamiento de la carga fúngica y bacteriana expresada en UFC/m3 presente en el ambiente interior y exterior de EMPAGUA a lo largo de los seis muestreos del aire
78
Gráfica 18 Variación de los phyla bacterianos caracterizados durante los seis meses de muestreo en los cuatro laboratorios
80
Gráfica 19 Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire interior de LAMIR
82
Gráfica 20 Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior de LAMIR
83
Gráfica 21 Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire interior de LAFYM
84
Gráfica 22 Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior de LAFYM
86
Gráfica 23 Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire interior de AMSA
87
Gráfica 24 Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior de AMSA
88
Gráfica 25 Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire interior de EMPAGUA
90
Gráfica 26 Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior de EMPAGUA
91
Gráfica 27 Comparación de la carga fúngica expresada en UFC/m3
entre los cuatro locales muestreados
110
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Gráfica 28 Comparación de la carga fúngica expresada en UFC/m3
presente en al ambiente interior con respecto al ambiente exterior de AMSA.
114
Gráfica 29 Comparación de la carga fúngica expresada en UFC/m3
presente en el ambiente interior con respecto al ambiente exterior de EMPAGUA.
116
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ÍNDICE TABLAS Tablas Página Tabla 1 Carga bacteriana y fúngica expresada en unidades
formadoras de colonias por metro cúbico (UFC/m3), presente en el aire durante el monitoreo para la selección de la hora de mayor contaminación en el aire interior y exterior del LAMIR
56
Tabla 2 Carga bacteriana y fúngica expresada en unidades formadoras de colonias por metro cúbico (UFC/m3), presente en el aire durante el monitoreo para la selección de la hora de mayor contaminación en el aire interior y exterior del LAFYM
58
Tabla 3 Carga bacteriana y fúngica expresada en unidades formadoras de colonias por metro cúbico (UFC/m3), presente en el aire durante el monitoreo para la selección de la hora de mayor contaminación en el aire interior y exterior de AMSA
59
Tabla 4 Carga bacteriana y fúngica expresada en unidades formadoras de colonias por metro cúbico (UFC/m3), presente en el aire durante el monitoreo para la selección de la hora de mayor contaminación en el aire interior y exterior de EMPAGUA
60
Tabla 5 Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriana registrada en los meses de muestreo en ambiente interior y exterior del LAMIR
61
Tabla 6 Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fúngica registrada en los meses de muestreo en ambiente interior y exterior del LAMIR
63
Tabla 7 Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriana registrada en los meses de muestreo en ambiente interior y exterior de LAFYM
64
Tabla 8 Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fúngica registrada en los meses de muestreo en el ambiente interior y exterior de LAFYM
65
Tabla 9 Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriana registrada en los meses de muestreo en ambiente interior y exterior de AMSA
67
Tabla 10 Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fungica registrada en los meses de muestreo en ambiente interior y exterior de AMSA
68
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Tabla 11 Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriana registrada en los meses de muestreo en ambiente interior y exterior de EMPAGUA
69
Tabla 12 Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fúngica registrada en los meses de muestreo en ambiente interior y exterior de EMPAGUA
71
Tabla 13 Recuento de hongos microscópicos, bacterias gram positivo y gram negativo presente en el aire interior y exterior de LAMIR a lo largo de los seis monitoreos del aire.
72
Tabla 14 Recuento de hongos microscópicos, bacterias gram positivo y gram negativo presente en el aire interior y exterior de LAFYM a lo largo de los seis monitoreos del aire.
74
Tabla 15 Recuento de hongos microscópicos, bacterias gram positivo y gram negativo presente en el aire interior y exterior de AMSA a lo largo de los seis monitoreos del aire.
75
Tabla 16 Recuento de hongos microscópicos, bacterias gram positivo y gram negativo presente en el aire interior y exterior del Laboratorio unificado de Química y Microbiología Sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA) a lo largo de los seis monitoreos del aire.
75
Tabla 17 Phyla de bacterias presentes en los cuatro locales expresados en porcentaje de aparición a lo largo de los seis muestreos periódicos.
79
Tabla 18 Frecuencia de aparición de los phyla bacterianos presentes en los cuatro locales expresado en porcentaje de aparición.
80
Tabla 19 Géneros fúngicos predominantes presentes en el aire interior de LAMIR expresado en porcentaje de aparición.
81
Tabla 20 Géneros fúngicos predominantes presentes en el aire exterior del LAMIR expresado en porcentaje de aparición.
83
Tabla 21 Géneros fúngicos predominantes presentes en el aire interior de LAFYM expresado en porcentaje de aparición.
84
Tabla 22 Géneros fúngicos predominantes presentes en el aire exterior del laboratorio LAFYM expresado en porcentaje de aparición.
85
Tabla 23 Géneros fúngicos predominantes presentes en el aire interior del laboratorio de AMSA expresado en porcentaje de aparición.
87
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Tabla 24 Géneros fúngicos predominantes presentes en el aire exterior del laboratorio de AMSA expresado en porcentaje de aparición.
88
Tabla 25 Géneros predominantes presentes en el aire interior del laboratorio de EMPAGUA expresado en porcentaje de aparición.
89
Tabla 26 Género predominantes presentes en el aire exterior del laboratorio de EMPAGUA expresado en porcentaje de aparición.
91
Tabla 27 A Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de aparición durante los seis muestreos periódicos.
92
Tabla 27 B Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de aparición durante los seis muestreos periódicos.
93
Tabla 28 Pregunta 1. Edad del personal estable encuestado en cada uno de los laboratorios.
94
Tabla 29 Pregunta 2. Estudios realizados por el personal estable que labora en cada uno de los laboratorios.
95
Tabla 30 Pregunta 3. ¿Cuánto tiempo hace que trabaja en el mismo local?
96
Tabla 31 Pregunta 4. La temperatura y humedad/ produce 96 Tabla 32 Pregunta 5. Síntomas oculares. 97 Tabla 33 Pregunta 6. Síntomas nasales. 98 Tabla 34 Pregunta 7. Síntomas de garganta. 98 Tabla 35 Pregunta 8. Trastornos respiratorios. 99 Tabla 36 Pregunta 9. Trastornos cutáneos. 100 Tabla 37 Pregunta 10. Síntomas parecidos a la gripe. 100 Tabla 38 Pregunta 11. Visita al médico. 101 Tabla 39 Pregunta 12. Toma algún medicamento para estos
padecimientos. 102
Tabla 40 A Cuestionario de limpieza en el laboratorio Microbiológico (preguntas 1 a la 6, anexo No. 3)
103
Tabla 40 B Cuestionario de limpieza en el laboratorio Microbiológico (preguntas 7 a la 12, anexo No. 3)
104
Tabla 40 C Cuestionario de limpieza en el laboratorio Microbiológico (preguntas 13 a la 18, anexo No. 3)
105
Tabla 40 D Cuestionario de limpieza en el laboratorio Microbiológico (preguntas 19 a la 23, anexo No. 3)
106
Tabla 40 E Cuestionario de limpieza en el laboratorio Microbiológico (preguntas 24 a la 29, anexo No. 3)
107
Tabla 40 F Cuestionario de limpieza en el laboratorio Microbiológico (preguntas 30 a la 35, anexo No. 3)
108
Tabla 41 Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3 109
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Tabla 42 A Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3 de LAMIR, Anova bacteria amb.
111
Tabla 42 B Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3 de LAMIR, Anova hongos amb.
111
Tabla 43 A Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3 de LAFYM, Anova bacteria amb.
112
Tabla 43 B Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3 de LAFYM, Anova hongos amb.
112
Tabla 44 A Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3 del laboratorio de AMSA, Anova bacterias amb.
113
Tabla 44 B Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3 del laboratorio de AMSA, Anova hongos amb.
113
Tabla 45 A Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3 del laboratorio de EMPAGUA, Anova bacterias amb.
115
Tabla 45 A Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3 del laboratorio de EMPAGUA, Anova hongoss amb.
115
Tabla 46 Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3 117
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RESUMEN
Debido a la necesidad de establecer el impacto de la calidad del aire de los laboratorios del personal de los mismos, se consideró necesario el estudio de la calidad microbiológica del aire en cuatro laboratorios, tres de ellos ubicados en la Ciudad Capital de Guatemala (LAMIR, EMPAGUA y LAFYM), y uno ubicado en Bárcenas Villa Nueva (AMSA). Se realizó un muestreo para la selección de hora de mayor contaminación. Al establecer esta hora, se llevaron a cabo seis muestreos periódicos mensuales. Para ello se empleó el método volumétrico por impactación utilizando un biocolector Eco MAS 100. El muestreo se llevó a cabo en tres puntos ubicados dentro del laboratorio y tres puntos ubicados en el área exterior.
El laboratorio que presentó mayor carga fúngica en el aire interior a lo largo de este estudio fue EMPAGUA (8100 ufc/m3) y en el aire exterior fue AMSA (14460 ufc/m3). Estos valores presentan riesgo para la salud ocupacional del personal, ya que sobrepasan la norma aplicada (2000 ufc/m3). El laboratorio que presentó mayor contaminación bacteriana tanto en el ambiente interior como en el exterior fue el laboratorio de AMSA, sin embargo todos los laboratorios se encuentran por debajo de la norma aplicada para bacterias (1000 ufc/m3). El laboratorio que presentó la menor carga microbiológica (fúngica y bacteriana) a lo largo de este estudio fue el LAFYM. Se aislaron y caracterizaron diecisiete géneros fúngicos de los cuales Cladosporium, Penicillium y Aspergillus predominaron a lo largo de los seis meses de muestreo. Además, se aislaron y caracterizaron 40 géneros bacterianos de los cuales Staphylococcus y Bacillus fueron los géneros predominantes. Se creó un cepario, que contiene los géneros mencionados con anterioridad, se aplicó la técnica de conservación en aceite mineral.
La falta de un procedimiento de limpieza y desinfección adecuada, influyó en la carga
fúngica y bacteriana presente en los cuatro laboratorios. Con el objetivo de conocer los suministros, prácticas y frecuencia de limpieza en cada uno de ellos, se realizó un cuestionario de limpieza a los jefes de los laboratorios. Además, se realizó una encuesta mensual al personal estable de cada laboratorio. Esta constó de diez preguntas cerradas que proporcionaron información general del personal, del ambiente del laboratorio y de las afecciones de salud asociadas a una carga elevada de microorganismos. Con base a esto y a los resultados obtenidos del muestreo del aire se elaboraron cuatro manuales de bioseguridad y limpieza para cada uno de los laboratorios, con base a la infraestructura y géneros microbiológicos encontrados. Esto con el fin de proveer un normativo de salud, seguridad, limpieza y desinfección que pueda ser implementado en los laboratorios estudiados, para evitar cualquier tipo de infección, que los patógenos oportunistas identificados en el estudio puedan provocar al personal que labora en estos lugares. Además para facilitar el acceso y sociabilización de estas normativas se diseño un trifoliar que proporciona las normas básicas de bioseguridad, el mismo puede ser utilizado en otros laboratorios que no participaron del estudio.
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SUMMARY
In order to establish the impact of the air quality in human health, a research about the microbiological air quality was made in four laboratories, three of them were place in Guatemala City (LAMIR, EMPAGUA and LAFYM) and one in Barcenas Villa Nueva (AMSA). One sampling was made in order to determine the hour of highest contamination. After stablish this, there were made six sampling every month through the volumetric method. An Eco Mas 100 aeroscope were used for sampling. Samplings were carried out in three spots inside the laboratories and three spots in the outside.
The highest fungal load in the indoor environment was showed by the laboratory of EMPAGUA (8100 ufc/m3) and in the outdoor environment was AMSA (14460 ufc/m3). This values indicates occupational hazard for the personnel, because they are over the regulation applied (2000 ufc/m3). The highest bacteriological load, both indoor and outdoor, was showed by the laboratory of AMSA, however all the laboratories are under the regulation applied for bacterias (1000 ufc/m3). The lowest microbiological (fungical and bacteriological) load though all the research was showed by LAFYM. Seventeen fungal genera were isolated and characterized; Cladosporium, Penicillium and Aspergillus dominated in the course of the six monthly samplings. Besides, 40 bacteriological genera were isolated and characterized; Staphylococcus and Bacillus were the dominating genera. Due to the importance this research has for occupational safety, a strain collection was created with all the genera identified within the research. The oil conservation technique was used.
The lacking of clean and disinfect adequate procedures had an influence in the fungal and bacteriological load presented in the four laboratories. A questionnaire about clean procedures was done to all the managers in the last sampling, with the purpose of know the cleaning frecuency, practices and supplies of each laboratory. Besides, a monthly survey was done to all the stable personnel. This had ten close questions about personal data, lab environment and health condition associated with a high microbiological load showed by the personnel during the monthly samplings. Based on this data and in the sampling results, four cleaning and biosafety handbooks were created for each laboratory. With the aim of provide a health, security and cleaning guideline that can be set up on the laboratories, to avoid any type of infection caused by the pathogen identified in this research to the personnel who works in the laboratories. A three foliar with the basic rules of biosafety was made to facilitate the access of the information, this can also be used in other laboratories that didn´t take part of this research.
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GLOSARIO
1. AEROBIOLOGÍA: es la disciplina que estudia los organismos y partículas biológicas presentes en el aire, tanto de exteriores como de interiores.
2. AEROBACTERIOLOGÍA: es la disciplina que estudia las bacterias presentes en el aire, tanto en exteriores como de interiores.
3. AEROSOL: gas o aire enriquecido con sustancias sólidas o líquidas y capaces de mantener partículas en suspensión durante un tiempo prolongado. Este concepto se asimila también al Smog, la neblina, los productos en spray, la mezcla aire - residuos de la combustión de residuos, etc.
4. AIRE: fluido que forma la atmósfera de la Tierra. Es una mezcla gaseosa, que, descontado el vapor de agua que contiene en diversas proporciones, se compone aproximadamente de 21 partes de oxígeno, 78 de nitrógeno y una de argón y otros gases semejantes a este, al que se añaden algunas centésimas de dióxido de carbono.
5. AIRE INTERIOR: se aplica al ambiente interior no industrial, sino casas, edificios, hospitales y laboratorios entre otros.
6. AFLATOXINA: toxina producida por Aspergillus flavus y otros hongos, en granos y alimentos almacenados. Puede ser carcinogénica en animales, incluido el hombre.
7. AGAR: gel coloidal formado por hidratos de carbono que forma parte de la composición de un medio de cultivo.
8. BACILO: bacteria en forma de bastoncillo.
9. BACTERIAS gram positivas: bacterias que se tiñen de color morado al añadir el colorante cristal violeta por poseer una capa gruesa de peptidoglucanos de N-acetil murámico en su pared dando una coloración morada.
10. BACTERIAS gram negativas: bacterias que en su pared poseen una capa delgada de peptidoglicano N-acetil glusamínico lo cual no permite que retengan el colorante cristal violeta al añadir el alcohol cetona, tiñéndose de color rojo con safranína.
11. BIOAEROSOLES: son partículas transportadas por el aire, constituidas por seres vivos, o moléculas grandes que han sido liberadas por un ser vivo.
12. BIOSEGURIDAD: es el conjunto de normas que están diseñadas para la protección del individuo, la comunidad y el medio ambiente del contacto accidental con agentes que son potencialmente nocivos.
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13. CALENTAMIENTO GLOBAL: un cambio en el clima atribuible directa o indirectamente a las actividades humanas que alteran la composición de la atmósfera y que se suman a la variabilidad natural del clima observada durante períodos comparables de tiempo.
14. CALIDAD DEL AIRE: es una forma de medir las condiciones del aire en espacios exteriores e interiores.
15. CEPA: cultivo de microorganismos que se derivan de otros con caracteres morfológicos específicos.
16. CEPAS: población de una misma especie, descendiente de un único antepasado o que tiene un mismo origen; conservada por medio de una serie de pasos o cultivo.
17. CEPARIO: colección de cepas bien caracterizadas y viables, conservadas por método de liofilización o congelación.
18. CAI: calidad de aire de interiores.
19. ENDOTOXINAS: toxina retenida en el cuerpo vivo de las bacterias que no se separa de ella sino por disgregación de las mismas.
20. FACTORES DE RIESGO: existencia de elementos, fenómenos, ambiente y acciones humanas que encierran una capacidad potencial de producir lesiones o daños materiales, y cuya probabilidad de ocurrencia depende de la eliminación y/o control del elemento agresivo.
21. FACTORES METEOROLÓGICOS: conjunto de valores que toman los parámetros meteorológicos en un momento dado, que hacen variar las condiciones atmosféricas de un lugar, tales como precipitación, temperatura, dirección y velocidad del viento, entre otros.
22. GOTICAS DE FLUGGE: góticas de saliva que se dispersan por el ambiente.
23. INFECCIÓN: invasión y multiplicación de microorganismos en los tejidos corporales, produciendo enfermedad.
24. INFECCIÓN RESPIRATORIA AGUDA (IRA): conjunto de infecciones del aparato respiratorio causadas por microorganismos virales, bacterianos y otros, con un período inferior a 15 días, con la presencia de uno o más síntomas o signos clínicos tales como tos, otitis, obstrucción nasal, respiración ruidosa, entre otros.
25. LEVADURA: organismo unicelular, de la familia de los blastomicetos, que se reproduce por gemación.
26. MEDIO DE CULTIVO: solución acuosa que se solidifica y contiene diversos nutrientes para facilitar el crecimiento de diversos microorganismos y por modificaciones en su composición inhibir algunos de ellos.
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27. MEDIO ESPECÍFICO: medio de cultivo que contiene sustratos apropiados para que sólo los microorganismos de interés sean reconocidos con facilidad.
28. MEDIO SELECTIVO: medio de cultivo que contiene sustancias inhibidoras o factores de crecimiento singulares para el crecimiento particular de un tipo determinado de microorganismos.
29. MICROORGANISMO: organismos que no son visibles al ojo humano, por lo tanto requieren el uso de un microscopio para su observación y estudio.
30. MICROORGANISMO PATÓGENO: microorganismo que posee factores de virulencia (toxinas, adhesinas, cápsula) que le facilitan colonizar, proliferar o producir enfermedad.
31. MICROORGANISMO OPORTUNISTA: microorganismo que dependiendo de las condiciones del hospedador como personas inmunosuprimidas, puede perjudicar la salud.
32. PATÓGENO: lo que puede producir una enfermedad, especialmente de las bacterias y los virus.
33. PATULINA: es un antibiótico producido por Penicillium expansum. Es una policetona.
34. PELIGRO: es la fuente o situación con potencial de daño en términos de lesión, enfermedad, daño a la propiedad, daño al ambiente de trabajo o a una combinación de éstos. Por ejemplo: trabajos en altura, alta tensión, con agentes biológicos, etc. Los peligros están relacionados con los procesos que se llevan a cabo en cada lugar de trabajo.
35. PROBIÓTICOS: son microorganismos vivos que, cuando se administran en cantidades adecuadas, confieren un beneficio a la salud del hospedador.
36. PULVERIZACIÓN: transformación en polvo de una cosa. Esparcimiento de un líquido en gotas muy pequeñas.
37. RÁFAGAS DE VIENTO: son vientos fuertes, repentinos y de corta duración. Pueden formar nubes de poco cuerpo o densidad, especialmente cuando hay o va a haber mutación de tiempo.
38. RIESGO: es la probabilidad, oportunidad o posibilidad de que pueda ocurrir algún daño a partir de un peligro. Se representa comúnmente como una combinación de frecuencia de exposición, probabilidad de daño y las consecuencias de un incidente específico identificado.
39. RIESGO BIOLÓGICO: presencia de un organismo, o la sustancia derivada de un organismo, que genera una amenaza a la salud humana.
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40. TAXONES: es un grupo de organismos emparentados, que en una clasificación dada han sido agrupados, asignándole al grupo un nombre en latín, una descripción, y un "tipo", que si el taxón es una especie es un espécimen o ejemplar concreto.
41. TOXINA: sustancias productoras de efectos tóxicos secretadas por bacterias. Son antigénicas. Existen las exotoxinas que son liberadas al exterior y las endotoxinas, que sólo se liberan al destruirse la bacteria.
42. TROSPOSFERA: región inferior de la atmósfera, hasta una altura de unos 12Km, donde tienen lugar la mayoría de los fenómenos que afectan a la meteorología o al clima.
43. UNIDADES FORMADORAS DE COLONIA (UFC): crecimiento de un microorganismo sobre un medio de cultivo que se puede visualizar microscópicamente en las muestras para su recuento e identificación.
44. VIRULENCIA: grado de patogenicidad de un agente infeccioso (en epidemiología se expresa por la tasa de letalidad).
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PARTE I
I.1. INTRODUCCIÓN
El término aerobiología fue acuñado en los años 30 por Fred C. Meier con el fin de incluir bajo esta denominación los estudios que se estaban realizando sobre las esporas de hongos, granos de polen y bacterias contenidos en la atmósfera (Gregory, 1973). Sin embargo, más recientemente, Pathirane (1975) consideró la aerobiología como una ciencia multidisciplinaria que comprende la liberación, retención, dispersión, deposición e incidencia atmósférica de esporas, pólenes y otros microorganismos del aire. Actualmente se incluye también dentro de la aerobiología el estudio de las partículas o los gases abióticos que afectan a los organismos vivos como, por ejemplo: plomo, mercurio, asbestos, cadmio, monóxido de carbono, dióxido sulfúrico, etc. (Nilsson, 1992). Se ha demostrado que los granos de polen y las esporas son capaces de transportar, sobre su superficie, partículas inorgánicas de un lugar a otro. Por otra parte, las partículas y los gases contaminantes pueden influir en la forma, ultraestructura y viabilidad de los granos de polen y las esporas, así como modificar sus proteínas (alérgenos), aunque la importancia de esta interacción y el efecto final en los humanos son todavía insuficientemente conocidos. La atmósfera no tiene una microbiota autóctona pero es un medio para la dispersión de muchos tipos de microorganismos (esporas, bacterias, virus y hongos), procedentes de otros ambientes. Algunos han creado adaptaciones especializadas que favorecen su supervivencia y permanencia. Los microorganismos dispersados por el aire tienen una gran importancia biológica y económica. Producen enfermedades en plantas, animales y humanos, causan alteración de alimentos y materiales orgánicos y contribuyen al deterioro y corrosión de monumentos y metales (Pathirane, 1975). Los microorganismos pueden ser transportados rápidamente, en forma de bioaerosoles, a través de grandes distancias con el movimiento del aire que representa el mejor camino de dispersión. Algunos han creado adaptaciones especializadas que favorecen su supervivencia y su dispersión en la atmósfera. El transporte se realiza sobre partículas de polvo, fragmentos de hojas secas, piel, fibras de la ropa, en gotas de agua o en gotas de saliva eliminadas al toser, estornudar o hablar (Blom et.al., 1984). El ambiente intramuros, o espacios cerrados, puede afectar la salud de los ocupantes de un edificio en tres formas distintas: alergias, hipersensibilidad y los efectos del edificio enfermo que normalmente se reconocen como malestar, sensaciones de frío o calor, entre otros.
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El hombre permanece alrededor de un 90% de su tiempo en el interior de edificios, en muchos de los cuales la calidad del aire interior se encuentra disminuida por la acumulación de compuestos orgánicos volátiles (COVs), bacterias, hongos, entre otros (Cordova, 2000). Los agentes biológicos tienen un serio impacto en los índices de calidad del aire interno de edificios, viviendas y clínicas diversas y, los principales factores biológicos que causan el problema son hongos, bacterias y virus, protozoarios, insectos, algas y roedores. Según las características de construcción, ventilación y uso, el edificio puede permitir la acumulación y proliferación de microorganismos y sus metabolitos (por ejemplo: endotoxinas y micotoxinas) así como la acumulación de otros compuestos orgánicos y la circulación del aire exterior contaminado (Campos, 2001). En el presente proyecto se plantea una evaluación de la calidad del aire en diferentes instituciones públicas ubicadas en la ciudad de Guatemala y Bárcenas, Villa Nueva, a través de un estudio aerobiológico. El objetivo fue evaluar el impacto de la calidad microbiológica del aire exterior sobre el ambiente interior de los siguientes laboratorios: Laboratorio Microbiológico de Referencia –LAMIR- zona 12, Laboratorio de la Autoridad para el Manejo Sustentable del lago de Amatitlán –AMSA- en Bárcenas, Villa Nueva, Laboratorio de la Empresa Municipal de Agua en la zona 12 y el Laboratorio de Análisis Fisicoquímicos y Microbiológicos –LAFYM- ubicado en la zona 1 de la ciudad de Guatemala. Se relacionó la influencia de la contaminación del aire externo a los laboratorios sobre el ambiente interior y en la salud de los trabajadores en los cuatro laboratorios considerados. Para comparar las condiciones de contaminación microbiológica del aire de los laboratorios con la influencia de la contaminación externa. Se determinaron los niveles (UFC/m3 de aire) de contaminación bacteriana y fúngica en el aire exterior en algunos puntos de muestreo ubicados en instituciones públicas dentro de la cuenca del lago de Amatitlán y de la ciudad de Guatemala. Se estableció la influencia que ejerce la contaminación de origen microbiológico del aire en el ambiente ocupacional de los laboratorios considerados para el estudio sobre la salud del personal que labora en los mismos. Se llevó a cabo la caracterización de los géneros bacterianos y fúngicos presentes en los diferentes puntos de muestreo por la importancia que posee el estudio y el impacto de los microorganismos en los diferentes ámbitos, por medio de la utilización de pruebas primarias, secundarias, terciarias y cepas de referencia las cuales a su vez permiten la validación de las metodologías empleadas y la formación de un cepario de trabajo y consulta para futuros proyectos de investigación, que también podrán utilizarse con fines de diagnóstico clínico y servicio en instituciones públicas o privadas que lo soliciten.
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Para la toma de muestras de aire se empleó el método volumétrico por impactación utilizando un biocolector (Aeroscopio MAS 100 ECO). Con una capacidad de aire absorbido de 0-100 L/minuto. Se utilizó cajas de Petri con medio de cultivo, Saboraud con NaCl (Cloruro de sodio), para el crecimiento de hongos y para el crecimiento de bacterias se utilizó, PCA (Plate Count Agar), Manitol sal y MacConkey. Los puntos de muestreo de los ambientes exterior e interior, fueron seleccionados con base a la carga fúngica y bacteriana presente en los puntos de muestreo, los cuales dependieron del nivel de contaminación microbiológico y periodicidad de desinfección y limpieza. También se realizó un cuestionario que llenaron los responsables de cada laboratorio, para evaluar las condiciones de limpieza y desinfección de los laboratorios muestreados. También se realizó otro cuestionario para el personal fijo de cada laboratorio con el fin de evaluar la salud ocupacional del personal. Los resultados obtenidos se utilizaron como guía para ayudar sensibilizar y socializar entre el personal de las instituciones participantes e investigadores la necesidad de implementar un normativo de bioseguridad de acuerdo a las condiciones particulares de cada una de las instituciones participantes, así como la propuesta de guías recomendadas para la limpieza y desinfección que sea aplicable a todos los niveles donde se trabaje directa o indirectamente con microorganismos dentro de las instituciones públicas participantes. Cada manual o normativo se hizo considerando los requerimientos y necesidades de cada laboratorio. El normativo de “Bioseguridad, guía para la limpieza y desinfección de áreas”, están armonizados con requerimientos de normativas nacionales e internacionales disponibles en un ambiente globalizado en el que se comparten los beneficios y avances tecnológicos, pero también la problemática ambiental actual producto del calentamiento global, cuyos efectos adversos nos afectan a todos.
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I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
I.2.1 ANTECEDENTES
En años recientes ha aumentado el interés a nivel global por vigilar las condiciones de salud y seguridad ocupacional en diferentes ámbitos laborales, e incluso se han elaborado nromativas internacionales dirigidas a velar por la salud y seguridad de los trabajadores (LAFYM, LAMIR, EMPAGUA y AMSA). Los laboratorios de análisis microbiológicos del país, no son ajenos a esta necesidad; han hecho falta estudios dirigidos al análisis de los riesgos para la salud a los que se enfrenta el personal de estos laboratorios. Además del compromiso de las instituciones para velar en disminuir estos riesgos para la salud. En los laboratorios seleccionados para llevar a cabo esta investigación se llevan a cabo trabajos docentes, de investigación y servicio donde hay manipulación directa e indirecta de microorganismos. Estos podrían ser toda una fuente de contaminación por no contar con la infraestructura necesaria, así como por todas las normas de bioseguridad ambientales requeridas. Lo anterior, podría estar contribuyendo la diseminación de los microorganismos (inocuos, patógenos, y oportunistas), en el medio ambiente y laboratorios. Además, se tiene la contaminación que se origina en el aire exterior influenciado por factores climáticos como son la temperatura, la humedad, el smog, el calentamiento global, y las ráfagas de viento provocadas. La contaminación en el ambiente interior y exterior se produce por la fácil diseminación de los hongos microscópicos y bacterias, los que tienen la posibilidad de ocasionar daños en la salud, la cultura, la economía y el ambiente, es decir que podrían afectar la calidad del aire en el ambiente exterior sobre el ambiente interior.
Además, de este tipo de contaminación los laboratorios se ven afectados por la falta de toda la infraestructura necesaria, deficiencias en la ventilación y limpieza, así como por la elevada población estudiantil en los laboratorios de unidades académicas, el incremento en las actividades de investigación que involucran el uso de microorganismos y la realización simultánea de las diferentes actividades en algunas áreas, sin tener la distribución o separación requeridas por falta de espacio físico.
Debido a este problema es necesario realizar estudios aerobiológicos en las áreas exteriores y en el interior de los laboratorios, que determinen los niveles de contaminación de hongos microscópicos y de bacterias, así como la influencia que ejercen en la salud ocupacional, el nivel de riesgo que implican y la importancia de prestar atención, a la necesidad de contar con un manual de normas de bioseguridad, basado en las necesidades de cada laboratorio, para así aplicar normas basadas en la realidad de cada institución.
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Por todo lo anterior es conveniente obtener los resultados de la calidad del aire por medio de la identificación y caracterización de los hongos microscópicos y las bacterias aisladas del mismo, con el fin de determinar su patogenicidad. La caracterización se realizó por medio de pruebas microbiológicas Crystal, API, entre otras, y cepas de referencia secundarias con las que cuenta el LAMIR dentro del cepario fúngico y bacteriano secundarios y cepas de referencia que son compradas a instituciones reconocidas. Estas cepas a su vez ayudaron en el proceso de validación de las metodologías utilizadas.
Con las cepas aisladas y caracterizadas en este trabajo se formó un cepario secundario de trabajo por medio de la conservación por duplicado en aceite mineral, el cual puede ser utilizado en futuros proyectos de investigación, como controles microbiológicos dentro de los cuatro laboratorios y con fines de docencia.
I.2.2 JUSTIFICACIÓN DEL TRABAJO DE INVESTIGACIÓN
Considerando que únicamente existe un estudio sobre la calidad micológica del aire y el impacto del mismo sobre el ambiente exterior e interior de diferentes áreas de la Universidad de San Carlos de Guatemala, se hace indispensable realizar un estudio aerobiológico donde se abarque tanto hongos como bacterias en instituciones ubicadas en Bárcenas, Villa Nueva (con influencia de la cuenca del lago de Amatitlán) y la ciudad de Guatemala (que tiene influencia de la cuenca en la parte sur), y la influencia que ejerce la contaminación microbiológica del aire en la cuenca de este lago sobre laboratorios de instituciones públicas ubicadas dentro de esta cuenca tales como LAMIR y el laboratorio de AMSA, un laboratorio de la Empresa Municipal de Agua y su comparación con un punto de referencia LAFYM, laboratorio institucional ubicado fuera de la cuenca del lago, en la ciudad de Guatemala. Se propuso observar la relación que existe entre los contaminantes microbiológicos presentes en el ambiente exterior, el ambiente interior y la salud del personal que labora en cada laboratorio.
Este estudio es necesario, puesto que el aire es recurso importante para el ecosistema y la vida en general, siendo evidente que en Guatemala, en general, se está produciendo un proceso acelerado de deterioro en la calidad del mismo, debido al incremento de partículas contaminantes y factores ambientales adversos entre los cuales se encuentran las ráfagas de viento y el cambio climático que es un fenómeno ambiental provocado en gran parte por el calentamiento global proceso que se está dando al igual en otros países. Estos fenómenos meteorológicos contribuyen con la diseminación de los contaminantes de un país a otro, de una ciudad a otra y de un ambiente a otro sin importar la distancia, provocando la aparición de nuevos microorganismos que no son endémicos de determinadas regiones o países. Otro factor importante es que la gente pasa más del 90% de su tiempo adentro, en lugares, escuelas y edificios públicos totalmente cerrados y con escasa ventilación (Reijula 1996).
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La ventilación insuficiente, el polvo y los microorganismos son los principales problemas que se presentan en la salud ocupacional de los ambientes cerrados (Husman 1996), ocasionando enfermedades transmitidas por el aire, producidas por bacterias, virus y hongos. Estas enfermedades incluyen entre otras, las respiratorias (neumonía, tosferina, tuberculosis, legionelosis, resfriado, gripe), sistémicas (meningitis, sarampión, varicela, micosis) y alérgicas.
La conexión entre el uso de un edificio como lugar de trabajo o vivienda y la aparición, en algunos casos, de molestias y síntomas que responden a la definición de una enfermedad es un hecho que ya no puede cuestionarse. La principal responsable es la contaminación de diversos tipos presente en el edificio, que suele denominarse “mala calidad del aire en interiores”. Los efectos adversos debidos a esa deficiente calidad del aire en espacios cerrados afecta a muchas personas, ya que se ha demostrado que los habitantes de las ciudades pasan entre el 58 y el 78 % de su tiempo en un ambiente interior que se encuentra contaminado en mayor o menor grado. Es un problema que se ha visto agravado por la construcción de edificios diseñados para ser más herméticos y que reciclan el aire con una proporción menor de aire fresco procedente del exterior con el fin de aumentar su rentabilidad energética. Actualmente se acepta de forma general que los edificios que carecen de ventilación natural presentan riesgo de exposición a contaminantes (Berenguer et al., 1994).
El término aire interior suele aplicarse a ambientes de interior no industriales: edificios de oficinas, edificios públicos (colegios, hospitales, laboratorios, teatros, restaurantes, eentre otros) y viviendas particulares. Las concentraciones de contaminantes en el aire interior de estas estructuras suelen ser de la misma magnitud que las encontradas habitualmente al aire exterior (Anexo 1). Muchos ocupantes de edificios se quejan de la calidad del aire que respiran, por lo que es necesario investigar esta situación (Guardino, 1984).
La salud ocupacional es entendida principalmente como la salud del trabajador en su ambiente de trabajo. Sin embargo, el concepto de salud es mucho más amplio, pues no sólo comprende la salud ocupacional sino también la salud del trabajador fuera de su ambiente laboral. Por ello, la salud del trabajador considera no sólo los accidentes de trabajo y las enfermedades ocupacionales, lo hace además con las patologías asociadas al trabajo y a las derivadas de su vida fuera de su centro laboral (Instituto Internacional de Administración de Riesgos, 1996).
La importancia de la salud ocupacional es que trata los efectos crónicos de los riesgos, las enfermedades ocupacionales de cada uno de los trabajadores. Dentro de edificios donde se tiene contacto directo e indirecto con microorganismos como son laboratorios e industrias es de suma importancia hacer estudios donde se determine los riesgos que se tienen dentro de las instalaciones.
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Así, aplicar las normas de seguridad que se ocupan de los efectos agudos de los riesgos, es decir, de los accidentes y a su vez se debe delimitar los riegos para la salud del personal por contaminantes que pudiesen provocar hipersensibilidad, alergias y problemas respiratorios debido a que el personal tiene una permanencia dentro de las instalaciones de un 45%, donde la inhalación de bioaerosoles y partículas de polvo en suspensión, producto de las actividades, es uno de los mecanismos principales de las infecciones respiratorias (Anexo 1) (David, 1996).
El monitoreo del aire de laboratorios es indispensable para poder controlar y con los resultados obtenidos tratar de normalizar niveles de contaminación en aire interior de locales ocupacionales, con el fin de disminuir la contaminación en general ya que cuando más del 20 % de los ocupantes de un edificio se quejan de la calidad del aire o presentan síntomas claros de alguna de las enfermedades asociadas al tipo de contaminación en el local; se puede afirmar que existe el fenómeno conocido como síndrome del edificio enfermo (Anexo 1) (Guardino, 1984). Por lo tanto, es importante que todas las personas conozcan las condiciones bajo las que trabajan y cómo pueden reducir el riesgo por esta contaminación microbiológica mediante la aplicación por medio de buenas prácticas de higiene, desinfección y cumpliendo con normas de bioseguridad estipuladas para cada tipo de trabajo que lleve a cabo.
Por la importancia que posee el estudio en el ámbito de la salud ocupacional y el impacto de los microorganismos en los diferentes ámbitos como es en salud, biodeterioro de patrimonio nacional, agricultura, entre otras, se conservó las cepas caracterizadas que conforman un cepario primario y secundario. El cepario secundario puede prestar servicio para docencia, investigación y como controles de calidad en servicio a diferentes instituciones públicas o privadas que lo soliciten (Eagle Industrial Higiene Associates, 2004).
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I.3 OBJETIVOS I.3.1 Objetivos
I.3.1.1 General
Evaluar el impacto de la contaminación microbiológica del aire exterior sobre el ambiente interior ocupacional de laboratorios de instituciones públicas ubicadas en la Ciudad Capital y Bárcenas, Villa Nueva, algunas ubicadas en la cuenca del lago de Amatitlán.
I.3.1.2 Específicos
a. Determinar los niveles (ufc/m3 de aire) de contaminación bacteriana y fúngica en el aire exterior en algunos puntos de muestreo ubicados en instituciones públicas dentro de la cuenca del lago de Amatitlán y de la ciudad de Guatemala.
b. Establecer la influencia que ejerce la contaminación de origen microbiológico del aire en el ambiente ocupacional de los laboratorios considerados para el estudio sobre la salud del personal que labora en los mismos.
c. Establecer si existe contaminación cruzada entre los diferentes locales interiores y las áreas exteriores.
d. Identificar los géneros predominantes de bacterias gram positivas y gram negativas y hongos aislados tanto en aire exterior como interior.
e. Crear un cepario de trabajo, por medio de la conservación de las cepas aisladas y caracterizadas en los muestreos ambientales.
f. Elaborar propuesta para implementar un normativo de salud, seguridad, limpieza y desinfección ocupacional que contenga los elementos necesarios de acuerdo a las condiciones evaluadas, para implementarlo en las diferentes áreas que participaron en el estudio y en las que se trabaja directa o indirectamente con microorganismos.
g. Señalar los posibles efectos del tipo de contaminación microbiológica encontrada sobre la salud y seguridad del personal que trabaja en los laboratorios de instituciones públicos ubicados dentro de la cuenca del lago de Amatitlán y en el que se encuentra ubicado fuera de la cuenca.
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I.4 METODOLOGÍA I.4.1 Estrategia Metodológica
I.4.1.1 Selección de las áreas de muestreo
Para la selección de las áreas y/o locales de estudio se realizó una encuesta al personal para obtener información general sobre el laboratorio y el personal de trabajo (anexo 2), que contiene aspectos que indican la posible presencia de microorganismos relacionados con algunas afecciones en la salud como son: síntomas oculares, síntomas de garganta, trastornos respiratorios, síntomas bucales, trastornos cutáneos y padecimiento de síntomas parecidos a la gripe.
Los locales donde se llevó a cabo el monitoreo del aire son laboratorios donde se procesan muestras de origen ambiental, industrial y natural principalmente, ubicados en: - Laboratorio de Análisis Fisicoquímico y Microbiológico –LAFYM- ubicado en el primer nivel del edificio de la Antigua Facultad de Farmacia en la zona 1 de la ciudad de Guatemala, sin influencia de la cuenca del lago de Amatitlán, latitud 14˚ 38´y 45.01” N (norte); longitud 90˚ 33´y 44.46” O (oeste). Elevación SNM (sobre el nivel del mar): 1,497 metros, temperatura promedio: 22.4 ˚C y porcentaje de humedad relativa: 49.6% (anexo 32.2). - Laboratorio Microbiológico de Referencia –LAMIR- ubicado en el segundo nivel del edificio T12 en la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia, Ciudad Universitaria zona 12, ciudad de Guatemala con influencia de la cuenca de lago de Amatitlán, latitud 14˚35´y 3.48” N (norte); longitud 90˚33´y 17.02” O (oeste). Elevación SNM (sobre el nivel del mar): 1,481 metros, temperatura promedio: 22.6 ˚C y porcentaje de humedad relativa: 59.1% (anexo 32.1). - Uno de los laboratorios de la Empresa Municipal del Agua –EMPAGUA- ubicado en el segundo nivel del edificio T5 en la Facultad de Ingeniería, Ciudad Universitaria zona 12, ciudad de Guatemala con influencia de la cuenca de lago de Amatitlán, latitud 14 ˚35´y 15.17” N (norte); longitud 90˚33´y 13.70” O (oeste). Elevación SNM (sobre el nivel del mar): 1,487 metros, temperatura promedio: 20.9 ˚C y porcentaje de humedad relativa: 64.6% (anexo 32.4). - Laboratorio de la Autoridad para el Manejo Sustentable del lago de Amatitlán-AMSA- ubicado en Bárcenas, Villa Nueva con influencia de la cuenca de lago de Amatitlán, latitud 14˚31´y 8.98” N (norte); longitud 90˚ 37´ y 17.01” O (oeste). Elevación SNM (sobre el nivel del mar): 1.461 metros, temperatura promedio: 21.4̊C y porcentaje d e humedad relativa: 56.5% (anexo 32.3).
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A partir de los resultados obtenidos a través de las encuestas, se seleccionó un área en el interior de cada laboratorio de la institución correspondiente para determinar los niveles de contaminación microbiológica ambiental, en base a esta ubicación se seleccionó un área de muestreo en el ambiente exterior de cada institución y por último se realizó la caracterización e identificación de los géneros más frecuentes en las dos áreas seleccionadas en cada Institución Pública.
Se seleccionaron tres áreas de muestreo en la cuenca del Lago de Amatitlán donde se determinó la contaminación microbiológica y se identificaron de los géneros presentes en estos puntos estableciendo el impacto que esta provoca sobre la contaminación de la cuenca del lago de Amatitlán, y se seleccionó un área de muestreo fuera de la cuenca como referencia.
I.4.1.2 Selección de la hora de muestreo
Se realizó un muestreo periódico mensual durante seis meses del desarrollo del proyecto, en el Laboratorio Microbiológico de Referencia-LAMIR- (anexo 21), Laboratorio de Análisis Fisicoquímico y Microbiológico-LAFYM- (anexo 20), el Laboratorio unificado de Química y Microbiología Sanitaria “Dra. Alba Tabarini” -EMPAGUA- (anexo 23) y el Laboratorio de la Autoridad para el manejo sustentable del Lago de Amatitlán-AMSA- (anexo 22) y su áreas exteriores seleccionada. Este monitoreo se llevó a cabo a la hora donde se obtuvo mayor índice de contaminación microbiológica en el muestreo previo de 5 horas, en el horario comprendido de 8:00am a 12:00pm (Rojas y Martínez, 2000; Rojas, 1998). En estos laboratorios y área exterior se escogieron 3 puntos de muestreo en los cuales se llevó a cabo el análisis aerobiológico de cada área. Luego se llevó a cabo la determinación de las Unidades Formadoras de Colonias por metro cúbico de aire (ufc/ m3 de aire) según NRP 201 (NRP 201, 1987), en cada hora muestreada, lo cual permitió saber la hora de mayor contaminación en cada local (Rojas y Martínez, 2000). I.4.1.3 Monitoreo microbiológico del aire Para la toma de muestras de aire se empleó el método volumétrico por impactación utilizando un biocolector (aeroscopio) Eco MAS-100 (anexo 4) que posee una capacidad de absorción de 0-100 L/minuto de aire. La capacidad de absorción que se utilizó durante los seis meses de muestreo es de 100 L/min en el ambiente interior y exterior de cada laboratorio (anexo 5). Se siguió un diseño diagonal, tomando tres puntos a la altura de un metro de distancia del piso en dependencia de las dimensiones del local y área exterior seleccionada.
• Se empleó agar para recuento en placa como medio patrón para bacterias y agar Dextrosa de Saboraud más 7.5 % de NaCl como medio patrón para el crecimiento de hongos microscópicos según recomendaciones para estos fines (Buttner y Stetzenbach, 1991; Rojas y Martínez, 2000).
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• Se pesó la cantidad exacta indicada de agar, se diluyó en agua y se calentó los
ingredientes hasta lograr su total disolución. Se esterilizó en la autoclave a 121 °C por 15 min. Se distribuyó asépticamente el medio en cajas de Petri de 90mm, se dejó reposar hasta su solidificación, se tapó las cajas y se incubó una de las cajas para el control de esterilidad y en otra se realizo en control microbiológico por medio de la siembra de un microorganismo capaz de crecer en este medio de cultivo. Ambos controles se incubaron a 37ºC durante 24 horas para observar si existía algún tipo de contaminación en el medio de cultivo y observar el crecimiento del microorganismo.
• Se colocó cada una de las cajas en el biocolector para la toma de muestra de aire por impactación en cada uno de los puntos de muestreo seleccionados, se tomó la muestra y se retiró del equipo. Las cajas de Petri con plate count agar-PCA- y Saboraud con cloruro de sodio muestreadas se empacaron de manera aséptica y se transportaron al laboratorio donde las cajas con agar PCA fueron colocadas en incubación por 24 horas a 37̊ C y las cajas con agar Saboraud con cloruro de sodio fueron incubadas a 26˚C durante 7 días.
I.4.2 Indicadores
I.4.2.1 Contaminación por bacterias presentes en el aire
Se hizo un recuento de las colonias emergentes en las cajas de Petri con agar PCA, MacConkey y Manitol Sal luego de haberse realizado el monitoreo del aire (anexo 24 y 26), se esperó 24 horas de incubación a 37̊ C . El valor que se obtuvo se encuentra en unidades formadoras de colonias por mililitro (UFC/ml), este valor se corrige de acuerdo a la fórmula de Feller para eliminar el sesgo debido a los múltiples orificios que posee el equipo de captación de aire:
Pr = N [1/N + 1/N-1 + 1/N-2 + 1/N – r + 1]
Pr: total estadístico probable.
N: constante.
r: número de unidades formadoras de colonias contadas en cajas de Petri de 90 mm.
Luego se convirtió estas UFC/ml en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) por estequiometria:
UFC/ml * 1000 ml * 1000 Lt = UFC/m3
100 Lt de aire 1m3 absorbido
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El valor que se obtuvo en unidades formadoras de colonia por metro cúbico es el indicador de la contaminación que existe en cada local por bacterias.
I.4.2.2 Contaminación por hongos microscópicos presentes en el aire:
Se hizo un recuento de las colonias emergentes en la caja de Petri con agar Saboraud con cloruro de sodio (anexo 24 y 25). Luego de haberse realizado el monitoreo de aire, se esperó siete días de incubación a 26˚C. El valor obtenido se encuentra en unidades formadoras de colonias por mililitro (UFC/ml), este valor se corrigió de acuerdo a la fórmula de Feller para eliminar el sesgo que se genera por los múltiples orificios que posee el equipo de captación de aire:
Pr = N [1/N + 1/N-1 + 1/N-2 + 1/N – r + 1]
Pr: total estadístico probable.
N: constante.
r: número de unidades formadoras de colonias contadas en cajas de Petri de 90mm.
Luego se convirtió las unidades formadoras de colonia por mililitro (UFC/ml) corregidas en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) por estequiometria:
UFC/ml * 1000 ml * 1000 Lt = UFC/m3
100 Lt de aire 1m3 absorbido
El valor que se obtuvo en unidades formadoras de colonia por metro cúbico es el indicador de la contaminación que existe en cada local por hongos microscópicos. Los cuales son patógenos oportunistas en su mayoría.
I.4.2.3 Detección del nivel de unidades formadoras de colonia por metro cúbico establecido para ambientes interiores (Klanova, 2000 y EIHA, 2004)
Los valores de unidades formadoras de colonia por metro cúbico de hongos se compararon con los valores establecidos por Klanova en el año 2000 y EIHA en el 2004, determinando si dentro de los locales, el aire implica alguna afección para la salud ocupacional.
Los valores obtenidos de unidades formadoras de colonias de bacterias se compararon con los valores establecidos por SEGLA en el año 2005 y en bacterias gram negativas se compararon con los valores establecidos por Rosas en el año 2003, determinando si la calidad del aire dentro de cada uno de los laboratorios implica alguna afección para la salud de los trabajadores.
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I.4.3 El Método
I.4.3.1 Recuento de colonias bacterianas emergentes en las cajas de Petri muestreadas
Las cajas de Petri utilizadas en cada uno de los muestreos de aire se incubaron por 24 horas a una temperatura de 37̊C. Luego se procedió a realizar el recuento de colonias emergentes utilizando la cámara de Quebec que posee una lupa que permitió observar mejor las colonias emergentes (anexo 24).
El valor obtenido del recuento de colonias bacterianas está expresado en unidades formadoras de colonias por mililitro (UFC/ml), este valor posee un error estadístico debido a los múltiples orificios que posee la tapa metálica del equipo de monitoreo del aire, por lo que fue necesario corregir los valores utilizando la fórmula de Feller:
Pr = N [1/N + 1/N-1 + 1/N-2 + 1/N – r + 1]
Pr: total estadístico probable. N: constante. r: número de unidades formadoras de colonias contadas en cajas de Petri de 90mm.
El valor corregido de la carga fúngica presente en el aire en cada una de las áreas se convirtió por regla de tres en unidades formadoras de colonias por metro cúbico (UFC/m3).
UFC/ml * 1000 ml * 1000 Lt = UFC/m3
100 Lt de aire 1m3
absorbidos
Con los valores que se obtuvieron luego de hacer el recuento de colonias emergente obtenidas en las cajas de Petri del muestreo de selección de hora de mayor contaminación, se determinó la hora en la cual hubo mayor carga fúngica presente en el aire interior y exterior de cada laboratorio.
En los seis muestreos periódicos que se llevaron a cabo en cada área se hizo el recuento do colonias bacterianas emergentes siguiendo la misma metodología empleada para el recuento de colonias durante el muestreo de selección de la hora de mayor contaminación. De estas cajas se realizó el aislamiento de algunas colonias para su posterior caracterización y conservación.
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I.4.3.2 Aislamiento de cepas bacterianas presente en las cajas de Petri muestreadas
De las colonias emergentes que se obtuvieron en las cajas de Petri utilizadas durante los muestreos aerobiológicos, se realizó el aislamiento de las bacterias haciendo un pase de las colonias a cajas Petri de 57mm con medio de cultivo Tripticasa Soya o agar Nutritivo, el cual permitió verificar la pureza de las mismas y luego se llevó a cabo la identificación de las bacterias (Anexo 12). (Rojas, 1998)
I.4.3.3 Caracterización, identificación y conservación de colonias bacterianas presentes en las cajas de Petri muestreadas
1. Se realizó un aislamiento de las bacterias presentes en las muestras de aire de los locales a la hora de mayor contaminación en ambos ambientes a fin de obtener un cultivo puro.
2. La identificación de las bacterias aisladas se comenzó aplicando una tinción de
gram al frotis de la bacteria, luego se observó al microscopio determinando la forma, el gram del microorganismo y sus características morfológicas (anexo 13).
3. Posteriormente se realizó la prueba de oxidasa y catalasa en los casos que aplicaba
realizar estas pruebas (anexos 14 y 15). A las bacterias gram negativas se les realizó una batería bacteriológica para su caracterización preliminar de la siguiente manera:
a. Prueba MIO (Motility-Indole-Ornitine ó Motilidad-Indol-Ornitina)
Esta prueba bioquímica permite identificar bacterias de acuerdo a su motilidad a la reacción de indol a la descarboxilación de la ornitina inoculando en picada las cepas de microorganismos en el medio de cultivo e incubar por 24 horas a 37ºC.
b. Prueba TSI (Triple Sugar Iron ó Triple Azúcar Hierro)
El TSI es un medio nutriente y diferencial que permite estudiar la capacidad de producción de ácido y gas a partir de glucosa, sacarosa y lactosa en un único medio. También permite la identificación de la producción de SH2. Luego se debe inocular los tubos de TSI con punta (alambre recto). Para eso introducir la punta hasta 3 a 5 mm. del fondo del tubo. Tras retirar el alambre del fondo, estriar el pico con un movimiento hacia uno y otro lado. Incubar a 35° durante 24 horas.
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c. Prueba LIA (Lysine Iron Agar ó Agar Lisina Hierro)
Esta prueba permite diferenciar los microorganismos que producen descarboxilación o desaminación de la lisina. Se puede detectar además la producción de SH2 y es más sensible que el TSI para la detección de SH2. Es muy utilizado para descartar Salmonella de aislamientos primaros. Debe inocularse en forma de estría los microorganismos en el medio de cultivo e incubar por 24 horas a 37°C.
d. Agar Citrato
La utilización de citrato como única fuente de carbono es una prueba útil en la identificación de enterobacterias. La utilización de citrato como única fuente de carbono se detecta en un medio de cultivo con citrato como única fuente de carbono mediante el crecimiento y la alcalinización del medio. Este aumento de pH se visualiza con el indicador azul de bromotimol que vira al alcalino a pH 7,6. Se inocula el agar inclinado en una sola estría en el pico. Utilizar un cultivo de 24 horas en un medio sólido y cuidando no arrastrar medio de cultivo, ya que se pueden producir falsos positivos por crecimiento a partir del medio de cultivo del inóculo. Incubar a 35°C durante 4 días. El ensayo es positivo cuando se observa crecimiento a lo largo de la estría, acompañado o no de un viraje del indicador al azul.
e. Agar Urea
Medio utilizado para diferenciar microorganismos en base a la actividad ureásica, identificando bacterias que hidrolizan urea, tales como Proteus spp., otras enterobacterias y estafilococos. Algunas bacterias hidrolizan la urea por medio de la enzima ureasa liberando amoníaco y dióxido de carbono. Estos productos alcalinizan el medio haciendo virar el rojo de fenol del amarillo al rojo. En este medio, la fermentación de la glucosa activa la enzima ureasa, acelerando la velocidad del metabolismo en aquellos organismos que hidrolizan lentamente la urea, como especies de Enterobacter o Klebsiella. A partir de un cultivo puro de 18-24 horas, estriar la superficie del pico de flauta. Incubar por 24 horas a 37ºC, algunos microorganismos pueden requerir más tiempo de incubación. Se recomienda no punzar la capa profunda para controlar el color (BioCen, 2004).
4. Se realizaron pruebas bioquímicas para determinar el género y en algunos casos la especie de las bacterias por medio de CRYSTAL (anexos 16 y 17). En los casos en los que se conocía el género se aplicó API (anexos 18,19 y 20).
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5. Por último se llevó a cabo la conservación de las cepas estudiadas utilizando el método de conservación por transferencia periódica o repique (anexo 10).
Junto con la aplicación de las pruebas de caracterización que se realizó a las cepas en estudio, se realizó las mismas pruebas a las cepas de referencia, que dio la confirmación de la caracterización y la validación de la metodología. Las cepas de referencia se reconstituyeron y se sembraron, utilizando medios de cultivo y condiciones de incubación indicadas en las disposiciones para cada tipo de microorganismo, por el proveedor de las cepas (BioCen, 2004; Alemán, 2005).
I.4.3.4 Recuento de colonias fúngicas emergentes en las cajas de Peri muestreadas
Las cajas de Petri utilizadas en cada uno de los muestreos de aire se incubaron por siete días a temperatura ambiente (26˚C), se procedió pasado este tiempo a realizar el recuento de colonias emergentes utilizando la cámara de Quebec que permite observar mejor las colonias para su recuento (anexo 24).
El valor obtenido del recuento de colonias emergentes está expresado en unidades formadoras de colonias por mililitro (UFC/ml), este valor contiene un error estadístico debido a los múltiples orificios que posee la tapa metálica del equipo de monitoreo del aire, por lo que fue necesario corregir los valores utilizando la fórmula de Feller:
Pr = N [1/N + 1/N-1 + 1/N-2 + 1/N – r + 1]
Pr: total estadístico probable. N: constante. r: número de unidades formadoras de colonias contadas en cajas de Petri de 90mm.
El valor corregido de de la carga fúngica presente en el aire en cada una de las áreas se convirtió por regla de tres en unidades formadoras de colonias por metro cúbico (UFC/m3).
UFC/ml * 1000 ml * 1000 Lt = UFC/m3
100 Lt de aire 1m3
absorbidos
Con los valores obtenidos en cada local después de haber realizado el muestreo de selección de hora de mayor contaminación, se determinó la hora en la cual hubo mayor carga fúngica presente en el aire interior y exterior de cada laboratorio. Luego se realizó el recuento de colonias fúngicas emergentes en cada área durante los seis nuestros periódicos a la hora seleccionada, utilizando el mismo procedimiento que se llevo a cabo en el recuento de colonias emergentes para la selección de la hora de mayor contaminación. De estas cajas se realizó el aislamiento de algunas cepas para su posterior caracterización y conservación.
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I.4.3.5 Aislamiento de colonias fúngicas emergentes presentes en las cajas de Petri muestreadas
De las colonias que se obtuvieron en las cajas de Petri utilizadas para llevar a cabo los muestreos aerobiológicos, se realizo el aislamiento de los hongos microscópicos, realizando un pase de las colonias a cajas de Petri de 57mm con agar Czapek, Saboraud y Extracto de malta el cual permitió verificar la pureza de las colonias, para luego llevar a cabo la caracterización (anexo 27).
I.4.3.6 Caracterización, identificación y conservación de hongos microscópicos presentes en las cajas de Petri muestreadas
Se realizó el aislamiento de los hongos presentes en los locales de mayor contaminación de ambos ambientes a fin de obtener cultivos puros.
1. La caracterización de los hongos aislados se comenzó observando las características morfológicas de las colonias como es la textura, color, forma de crecimiento, etc.
2. Posteriormente se realizaron preparaciones en fresco con solución de azul de lactofenol de las colonias aisladas y se observaron al microscopio óptico (anexo 29) (Rico, 1998).
3. Se realizó la identificación de los géneros fúngicos empleando los criterios planteados por Barnett y Hunter (1987).
4. Por último se llevó a cabo la conservación de las cepas estudiadas utilizando el método de conservación por transferencia periódica o repique (anexo 9).
I.4.3.7 Técnica estadística
Para llevar a cabo el análisis estadístico se elaboró una matriz de datos totales de las ocho áreas muestreadas (cuatro interiores y cuatro exteriores), dicha matriz de datos fue analizada con el programa Stata versión 10, realizando un análisis de varianza de entrada múltiple para establecer si existían diferencias significativa en cuanto a local, ambiente y microorganismo, estableciendo para dichas diferencias el valor de p-value (p-value < 0.05, para diferencia significativa y p-value > 0.05, en caso de no existir diferencia significativa). Para evaluar gráficamente los resultados se procedió a construir las gráficas de caja de Tukey. Se utilizaron gráficas de barra, y se calculó la media estadística y la desviación estándar de los niveles de contaminación entre los locales y los diferentes ambientes. También se llevó a cabo un estudio de conveniencia en la selección de los locales.
I.4.3.8 Manuales y carteles de Bioseguridad Se elaboraron cuatro manuales de bioseguridad con las características y necesidades específicas para cada laboratorio. Así mismo se llevó a cabo la realización de carteles de bioseguridad con las medidas preventivas que deben ponerse en función para cada laboratorio (anexo 30).
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I.4.3.9 Trifoliar de Bioseguridad Se hizo un trifoliar con la información básica sobre las normas de bioseguridad que deben ser aplicadas en todo trabajo que se realice dentro de los laboratorios, con el objetivo de socializar las mismas en el sector de trabajadores en laboratorios de análisis microbiológicos (anexo 31).
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PARTE II
II.1 MARCO TEÓRICO
II.1.1 Aerobiología.
La aerobiología es una rama de la biología que estudia partículas orgánicas, tales como bacterias, esporas de hongos , insectos muy pequeños y polen, las cuales son pasivamente transportadas por el aire. Uno de los principales campos de la aerobiología ha sido el de contar estas partículas como ayuda en el tratamiento de los alérgicos (Nilsson, 1992).
Una aplicación importante médica de la aerobiología, es el estudio de transmisión de enfermedades por el aire. Se sabe que muchas bacterias, virus y hongos pueden ser transportados a través del aire, posiblemente dentro de gotas (Domínguez y Vilches, 1992).
La aerobiología es una ciencia en pleno desarrollo, que interactúa con muchas otras ciencias como la ingeniería y la meteorología. La Asociación Panamericana de Aerobiología (PAAA) es una sociedad de individuos que comparten un interés profesional o académico en la ciencia de aerobiología (Frenguelli, 1992).
II.1.2 Estudio microbiológico del ambiente.
Durante la Segunda Guerra Mundial hubo un gran interés en conocer cómo se propagaban las infecciones respiratorias, especialmente en instalaciones militares estadounidenses y se realizaron numerosos estudios sobre Streptococcus pyogenes (Hamburger et al., 1945) y S. pneumoniae (Hodges et al. 1946). Un trabajo curioso realizado en esta época, fue el análisis del aire de barcos de guerra, incluidos submarinos, que resultaron relativamente puros (Ellis y Raymound, 1948).
La década de los años cincuenta en el siglo XX, se caracterizó por la aparición de una ciencia multidisciplinar, la aerobiología, en la que se estudian los microorganismos del aire desde todos sus aspectos: identidad, comportamiento, movimientos y supervivencia, así como sus implicaciones con otros microorganismos, el hombre, los animales y la vegetación. Uno de sus principales cultivadores fue Philip Gregory, botánico inglés que durante más de veinte años realizó numerosas investigaciones sobre la propagación de esporas de los hongos, así como cursos monográficos especializados (Gregory, 1961). También fue importante el grupo de la Universidad Mc Gill de Montreal, que realizó numerosos estudios de la atmósfera de las regiones árticas (Polunin y Kelly, 1952) y del Océano Atlántico (Pady y Kelly, 1954), utilizando aeroplano, en los que describen los numerosos géneros de bacterias y hongos identificados.
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Otro aspecto en el que se realizan grandes innovaciones fue en la tecnología. Se diseñaron diversos aparatos para facilitar la toma de muestras en el campo, como el muestreador volumétrico automático de Hirst (1952), el transportable de Gregory (1954) o el de Andersen (1958). Todos ellos son por impacto, pero con mejores ventajas que los anteriores, de fácil transporte, mayor volumen de aire analizado y mejor recuperación de los microorganismos. También en estos años empiezan a utilizarse los filtros de celulosa (Millipore) adaptándolos para el análisis del aire (Goetz, 1953).
En la década de los años sesenta y debido al lanzamiento de satélites y naves al espacio, la NASA (National Aeronautics and Space Administration) promueve un programa para el estudio de los microorganismos de la estratosfera y del espacio. Sus objetivos fueron: mantener la esterilidad de los aparatos para evitar la contaminación de la atmósfera, determinar la supervivencia de los microorganismos en las condiciones del espacio y conocer la posible existencia de microorganismos extraterrestres capaces de transmitir vida entre planetas (Gregory y Monteith, 1967). La NASA realizó varias investigaciones en condiciones de laboratorio sobre el efecto de las radiaciones ultravioletas y el alto vacío sobre la viabilidad de las esporas microbianas demostrando que no eran destruidas (Silverman et al., 1964). También se realizaron estudios en satélites y naves en vuelo donde concluyeron que las condiciones del espacio no causan la total inactivación de la micropoblación terrestre (Hotchin et al., 1965).
En términos generales, la aerobiología enfoca el estudio del transporte pasivo de organismos y partículas de origen biológico presentes en el aire de ambientes interiores y exteriores (Harrison et al., 1992). En términos más específicos estudia el origen (fuente), liberación, dispersión, deposición e impacto sobre las superficies, de las partículas biológicas trasportadas por el aire presente en la tropósfera (Mandrioli y Ariatti, 2001), así como la diversidad, concentración y distribución de la mismas. En las últimas décadas la aerobiología ha ampliado su marco de acción y ha incluido otras disciplinas implicadas no sólo con la medicina, sino también con la agronomía, el patrimonio cultural, el cambio climático, etc., incluyendo ramas como la aeromicología, aerobacterología, biometeorología y biodeterioro.
Gregory en 1961, había pronosticado que el futuro de la aerobiología era el espacio exterior, incluso había profetizado: «El tiempo es corto. Antes de que nos demos cuenta tendremos la Luna en nuestro umbral y Marte en nuestras manos». La profecía se cumplió, ya que en Julio de 1969 el hombre pisaba la Luna.
La aparición, en 1976 en Filadelfia, de una epidemia de una enfermedad respiratoria denominada «de los legionarios» y el conocimiento posterior de una nueva bacteria (Legionella pneumophila) como agente etiológico y de su transmisión por aerosoles procedentes del aire acondicionado, supuso un resurgimiento del estudio de los microorganismos que se transmiten por el aire (Fraser et al., 1977).
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El estudio microbiológico en ambientes hospitalarios y zonas estériles ha ido en aumento, siendo actualmente práctica habitual e incluso obligatoria, el efectuar recuentos y controles periódicos del aire en estas áreas (Denyer, 1992) e industrias farmacéuticas (De la Rosa et al., 2000). También suelen controlarse otros ambientes cerrados, como fábricas de aparatos electrónicos, escuelas y edificios de oficinas. Este último caso, se debe a que, en los últimos años, se ha descrito una nueva enfermedad «el síndrome del edificio enfermo» que se produce en los ocupantes de determinados edificios. El origen de los síntomas, irritación de las membranas mucosas, dolor de cabeza, erupciones y dificultad respiratoria, no está aún muy claro, pero entre las posibles causas se citan factores ambientales (temperatura, humedad), químicos (adhesivos, pinturas) y microorganismos (hongos y bacterias) (Stetzenbach, 1997).
La colección de partículas biológicas en el aire es llamada bioaerosol. Generalmente los bioaerosoles están generados por gotas dispersas o partículas en un rango de diferentes tamaños, desde 0.5 hasta 30 µm y es el aire el que sirve como modo de dispersión de un lugar a otro. Estas partículas biológicas incluyen a las bacterias, esporas fúngicas, algas, virus, protozoos, granos de polen, ácaros y algunos fragmentos de plantas. Dentro de todos ellos las esporas fúngicas y las bacterias ocupan gran parte del material biológico suspendido en el aire, representando los grupos más numerosos, alcanzando concentraciones muy significativas en determinadas épocas del año (Mahon y Manuselis, 2000).
Aunque el aire no constituye un hábitat para los microorganismos que existen en él, únicamente como contaminantes accidentales, constituye un medio por el que estos son transportados a través de las corrientes de aire, el polvo aéreo y las góticas de Flügge (Piatkin y Krivoshein, 1981). Por lo cual varios autores estudian la supervivencia de los microorganismos en los aerosoles, tanto bacterias: Bacillus (Harper et al., 1952), Escherichia coli y Pseudomonas (Brown, 1953), Corynebacterium, Micrococcus, Serratia y Mycobacterium (Ferry et al., 1958), Staphylococcus (Webb, 1959); como hongos: Aspergillus, Pestalotia (Mazur y Weston, 1955); o virus: influenza (Schechmeister, 1950).
De todos los tipos de microorganismos presentes en la atmósfera, las esporas de los hongos (células encargadas de la reproducción) representan el grupo más numeroso. Estas esporas alcanzan concentraciones muy significativas en determinadas épocas y son las responsables del elevado porcentaje de pacientes sensibilizados a estos aeroalergenos y diagnosticados con problemas de alergia (Rojas y Martínez, 2000; Mishalski, 1985 y Garrity et al., 2001).
La inhalación de esporas fúngicas puede desencadenar una variedad de síntomas respiratorios, como rinitis alérgica, asma, bronquitis crónica, etc., que dependen de la especie, de las condiciones, tanto del medio en el que se desarrolla el hongo como climáticas, y de la reactividad inmunológica del sujeto (Abarca, 2000).
El segundo grupo de mayor frecuencia en el aire son las bacterias, las cuales dentro del ser humano desencadenan una serie de enfermedades como pueden ser respiratorias, estomacales y pueden ocasionas en caso de infecciones sistémicas la muerte.
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Lo anterior condujo a que en la cumbre llevada a cabo en Managua, Nicaragua en el año 1994 del proyecto SIGA se plantearan los siguientes objetivos:
1. Promover la generación y transferencia de tecnologías limpias para mejorar la productividad y desarrollo de estándares técnicos ambientales y estimular la producción sin deterioro del ambiente.
2. Armonizar y modernizar los parámetros ambientales, la legislación y la actuación de las instituciones del Estado y de la iniciativa privada encargadas de la gestión ambiental en Guatemala y en la región de Centroamérica.
3. Reducir los niveles de contaminación del aire, el agua y el suelo.
4. Fortalecer la capacidad de regulación, supervisión y aplicación de un marco normativo y legal relacionado con la gestión ambiental nacional, así como definir en forma consensuada y multisectorial qué es lo que debe considerarse como delito ambiental.
5. Fomentar la discusión nacional y regional de políticas comunes sobre nuevos productos ambientalmente compatibles, sellos verdes y estudios de impacto ambiental. Elaborar un balance de los procesos y funciones que realizan las diferentes instituciones para detectar duplicidades, traslapamiento de actividades, intercepciones y brechas.
6. Determinar campos de especialidad ambiental para hacer más eficiente la gestión de la calidad ambiental.
7. Sistemas de acreditación y certificación que involucren a los diferentes actores de la gestión ambiental en los procesos de evaluación y control ambiental (Primer Seminario-Taller sobre Gestión y Calidad Ambiental, 1999).
II.1.3 Importancia de estudios ambientales
La atmósfera no tiene una microbiota autóctona, pero es un medio para la dispersión de muchos tipos de microorganismos (esporas, bacterias, virus y hongos), procedentes de otros ambientes. Algunos han creado adaptaciones especializadas que favorecen su supervivencia y permanencia. Los microorganismos dispersados por el aire tienen una gran importancia biológica y económica. Producen enfermedades en plantas, animales y humanos, causan alteración de alimentos y materiales orgánicos y contribuyen al deterioro y corrosión de monumentos y metales. La microbiología del aire comienza en el siglo XIX, con Pasteur y Miquel que diseñaron métodos para estudiar los microorganismos en el aire y descubrir la causa de algunas enfermedades. Desde entonces numerosos investigadores han trabajado en este campo tanto en el aire exterior como en recintos cerrados. Las enfermedades transmitidas por el aire, producidas por bacterias, virus y hongos, son las respiratorias (neumonía, tosferina, tuberculosis, legionelosis, resfriado, gripe), sistémicas (meningitis, sarampión, varicela, micosis) y alérgicas.
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A nivel mundial hay un gran interés sobre el impacto de los contaminantes en la salud ocupacional y los efectos ocasionados por la contaminación microbiológica del aire en diferentes ecosistemas. A causa de esta polémica, se han llevado a cabo en diversos países estudios aerobiológicos en áreas exteriores e interiores de diversas instituciones, cultivos, domicilios e industrias.
En el año de 1999, en Ecuador las instituciones Dirección Metropolitana de Medio Ambiente (DMMA-Municipio del Distrito Metropolitano de Quito) y la Fundación Natura (FN- Organización no gubernamental), iniciaron la ejecución del proyecto “Calidad del Aire”, I Fase que duró hasta marzo del 2003, bajo un acuerdo firmado entre los Gobiernos del Ecuador y Suiza, con la finalidad de mejorar la calidad de vida de los habitantes de Quito, a partir del mejoramiento de la calidad del aire con base en la prevención y control del detrimento de la calidad del aire y salud.
En el año 2001 se llevó a cabo en Almería España un estudio aerobiológico analizando el comportamiento estacional e intradiario de los conidios de Altenaria y Cladosporium en la atmósfera de Almería, así como la influencia de los parámetros meteorológicos sobre sus concentraciones. Obteniéndose presencia de estos dos géneros todo el año, lo que en diferentes concentraciones según los cambios climáticos y las estaciones, siendo una de las causas principales de enfermedades respiratorias en esta ciudad (Sabariego et al., 2004).
En 2004 Oliva, llevó a cabo en Guatemala un estudio sobre la calidad del aire exterior basado específicamente en pruebas físico químicas en diferentes puntos de la ciudad de Guatemala, el cual obtuvo resultado interesantes que pusieron en evidencia: altos índices de contaminación química como es NO2 (difusión pasiva y activa), SO2, partículas < 10µ, partículas totales suspendidas y lluvia ácida. Además de este trabajo las industrias (alimentos, farmacéuticas, químicas, etc.) y hospitales realizan algunos análisis rutinarios de densidad bacteriana con fines de calidad del aire por medio de muestreos ambientales interiores de los locales o salas que deben permanecer con cierto grado de esterilidad o con esterilidad completa (salas de operaciones e intensivo).
Durán presentó en el 2006 en el Congreso Internacional de Calidad Ambiental en Interior de Edificios, los resultados obtenidos de muestreos ambientales realizados en el Hospital San Juan de Dios de Barcelona, los cuales le han permitido reducir la contaminación cruzada, la contaminación intrahospitalaria, el aislamiento y caracterización y el mejoramiento de la asepsia. Además ha impartido cursos sobre limpieza y desinfección, antisépticos y desinfectantes, antibioticoterapia, procesos de esterilización, normas de aislamiento, estudios de contaminación del aire y superficies, definición de zonas críticas y zonas comunes, estudios de los sistemas de climatización, control del material de un solo uso, control de soluciones farmacéuticas, infecciones quirúrgicas, estudios microbiológicos de alimentos, entre otros, lo cual permite la socialización de la importancia de llevar a cabo estudios ambientales en ambientes interiores y exteriores.
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En el 2006 se llevó a cabo una investigación sobre el nivel de contaminación de ambientes ocupacionales en la Facultad de Biología de la Universidad de la Habana, el cual, demostró la influencia de la contaminación cruzada y los niveles de contaminación elevados dentro de estos locales y la influencia que ejerce sobre la salud del personal que transita en estas áreas, así como el poder biodeteriorante que presenta algunos de los microorganismos aislados (Concepción, 2006).
Rojas en el 2006, llevó a cabo un estudio aerobiológico en cultivos de tabaco en la región Occidental de Cuba, observando contaminación cruzada entre el aire exterior y la cuenca de agua natural utilizada para el regadío.
En el 2008 se llevó a cabo una investigación sobre el nivel de contaminación fúngica de ambientes ocupacionales y aire exterior en instalaciones de la Universidad de San Carlos de Guatemala el cual demostró que factores ambientales como es la humedad relativa influye directamente sobre la presencia de esporas fúngicas en el aire. Así mismo se demostró que no existe una relación directa entre los contaminantes en el aire exterior con respecto a los contaminantes presentes en el aire interior, ya que estos dos ambientes no presentaron una contaminación cruzada (Herrera et. al., 2008).
II.1.4 Origen de los contaminantes del aire
En la ciudad la contaminación del aire puede ser causada por automóviles, buses y aviones, al igual que por la industria y la construcción. La polución del aire en el campo puede ser causada por el polvo de los tractores que están arando los campos, camiones y automóviles que están manejando por carreteras destapadas o con gravilla, por canteras de donde extraen piedras y por humo de fuego de madera y de fuego de cultivos (Jackson, 2000).
La contaminación en los ambientes interiores tiene diferentes orígenes como son los propios ocupantes, los materiales inadecuados o con defectos técnicos utilizados en la construcción del edificio; el trabajo realizado en el interior; el uso excesivo o inadecuado de productos normales (plaguicidas, desinfectantes, productos de limpieza y encerado); los gases de combustión (procedentes del tabaco, de las cocinas, de las cafeterías y de los laboratorios); y la conjunción de contaminantes procedentes de otras zonas mal ventiladas que se difunde hacia áreas vecinas, afectándolas.
En lo que respecta a la contaminación biológica, su origen se debe fundamentalmente a la presencia de agua estancada, de materiales impregnados con agua o microorganismos, gases, etc., y a un mantenimiento incorrecto de los humidificadores y las torres de refrigeración (Ager, y Tickner, 1983; Aikhomu, et al., 2000).
Por último, debe considerarse también la contaminación procedente del exterior, la que contiene polen, esporas fúngicas, bacterias y metabolitos secundarios. Con respecto a la actividad humana, hay tres fuentes principales: la combustión en fuentes estacionarias (centrales energéticas), la combustión en fuentes móviles (vehículos) y los procesos industriales. Algunas de las empresas por un mal manejo de agentes biológicos dentro de algunos procesos son contaminantes microbiológicos del aire (Burguess, et al., 1989; Buttner y Stetzenbach, 1991; Davies y Breslin, 2003).
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Una de las principales causas de contaminación del aire exterior son los fenómenos ambientales que en la actualidad se están presentando a causa del calentamiento global, siendo difíciles de controlar y disminuir, ocasionando fuertes daños en la salud humana y la economía de los países en general.
Los sistemas de ventilación y aire acondicionado pueden introducir contaminantes del exterior, a través de sus ductos provocando que los contaminantes circulen de una zona del edificio a otra. Dichos sistemas pueden ser ineficaces a la hora de eliminar o diluir los contaminantes de un edificio.
Los cambios en el estado de una persona debido a la mala calidad del aire interior puede manifestarse en diversos síntomas agudos y crónicos así como en forma de diversas enfermedades específicas, tales como: tuberculosis, neumonía, alergias, rinitis, diarreas, presión en el pecho, irritación en las mucosas, dolor de cabeza y conjuntivitis entre otras (Garrity et al., 2001).
Como hemos visto, a lo largo del siglo XX el interés por la Microbiología del aire ha sido variable, alternándose épocas de entusiasmo con otras de escepticismo. Actualmente, nos encontramos en un período de renovación de este interés en todos los ambientes lo que ha supuesto un resurgimiento de la aerobiología y un desarrollo de la actividad investigadora en este campo (De la Rosa, 2002).
II.1.5 Desarrollo histórico de la microbiología del aire
La existencia de una multitud de corpúsculos en el aire fue observada desde la antigüedad. Lucretius (55 A.C.) observó las partículas de polvo brillando en un rayo de sol en una habitación oscura y concluyó que su movimiento se debía al bombardeo de innumerables e invisibles átomos en el aire, aunque fue necesario esperar al descubrimiento del microscopio para ver que en el aire había microorganismos vivos.
Las esporas de los hongos fueron vistas por un botánico napolitano, Valerius Cordus, en el siglo XVI, pero fue Micheli (1679-1737) quien primero las dibujó observando las esporas de los mohos que se transmitían por el aire (Miquel y Cambert, 1901). Leeuwenhoek (1722) observa y describe por primera vez las bacterias en distintos ambientes posteriormente, Hesse (1884) diseñó un sistema para contar los microorganismos, consistente en un tubo grueso recubierto en su interior de gelatina. En 1882 demostró que a medida que aumenta la altitud, disminuye el número de microorganismos, en los análisis que realizó desde el tejado del Panteón de París (82 m).
Posteriormente, otros investigadores corroboraron esta afirmación. Así, en 1883 y 1884, Freudenreich, estudiando el aire de diversos picos de los Alpes, concluyó que a 300 m hay muy pocos microorganismos y que por encima de 4.000 la pureza era absoluta.
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También Cristiani en 1893, obtiene los mismos resultados en unos experimentos realizados en globo. Además Miquel, junto con Moreau, estudiaron el aire de diversos mares como Atlántico y Mediterráneo en investigaciones que duraron dos años (1884-86). En ellas observan que el número de bacterias y hongos es alto en las costas, mientras que es prácticamente puro a sólo 100 Km. Miquel y Cambert (1901) afirman que la mayoría son saprofitas y proceden del suelo, encontrando una gran variedad, siendo las más frecuentes las bacterias cromógenas, los bacilos esporulados y los cocos. Resultados semejantes obtuvieron Grace y Frankland (1887) en Londres y Dyar (1895) en Nueva York.
La hipótesis de la existencia de bacterias patógenas en el aire, llevó a Lister en 1867 a la utilización de pulverizaciones del aire con ácido carbólico para evitar la infección de las heridas quirúrgicas, comenzando así la época de la antisepsia en la cirugía. Posteriormente se demostró la presencia en el aire de varias bacterias patógenas como Staphylococcus aureus, Streptococcus pyogenes, Mycobacterium tuberculosis, etc. y que, por tanto, a través de él podían transmitirse enfermedades infecciosas como la escarlatina, tuberculosis, tosferina y rubéola (Macé, 1913).
Tuvo gran importancia el descubrimiento de los «núcleos goticulares», demostrando que algunos microorganismos patógenos podían transmitirse a grandes distancias y sobrevivir en el ambiente durante semanas o meses. Igualmente interesante fue la introducción del método de centrifugación para la detección de los microorganismos del aire (1933) y la utilización de las radiaciones ultravioletas en los ambientes cerrados para el control de estos microorganismos, demostrando que eran efectivos tanto contra bacterias como contra virus (1936).
En los años cuarenta del siglo XX se realizaron numerosos estudios por Bourdillon y sus colaboradores. Son muy amplios y comprenden desde aires confinados como casas, hospitales (1946) y fábricas (1948), hasta la investigación de la supervivencia de las bacterias (1948) y el descubrimiento de nuevos aparatos y métodos como el muestreador de rendija (1941). También en esta época otros investigadores utilizan nuevos métodos para la detección de microorganismos en el aire, como la precipitación electrostática (Berry, 1941; Luckiesh et al., 1946) y el impacto en «cascada» (May, 1945), y resurge el uso de desinfectantes químicos para el control de estos microorganismos, tanto en el laboratorio como en el campo (Lidwell, 1990).
II.1.6 Origen de los microorganismos
Ehrenberg, en sus memorias publicadas de 1822 a 1858, demostró que tanto las partículas atmosféricas del interior de las casas y hospitales como las del aire exterior de elevadas montañas estaban compuestas de esporas criptogámicas. En esta misma época en Francia, Gaultier de Claubry (1855), inaugura la investigación científica estudiando las partículas atmosféricas mediante un procedimiento que las retiene haciendo borbotear el aire en agua destilada. Pero fue Pasteur el que perfeccionó los procedimientos empleados por este investigador y realizó los primeros estudios precisos de las bacterias del aire, cuando demostró la no existencia de la generación espontánea.
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El método utilizado consistió en hacer pasar un volumen determinado de aire con ayuda de un aspirador por algodón-pólvora colocado en un tubo de vidrio, que posteriormente se disolvía en alcohol-éter. En el líquido se depositaban todas las partículas del aire, entre ellas esporas de mohos y de bacterias. En 1862 escribe:
«Hay constantemente en el aire un número variable de corpúsculos cuya forma y estructura anuncian que son organizados. Sus dimensiones se encuentran
alrededor de 1:100 mm. Unos son esféricos, otros ovoides, muchos son translúcidos y parecen esporas de mohos» (Pasteur, 1862).
A partir de esto se sabe que hay microorganismos en el aire, aunque no se puede asegurar que existe un verdadero «aeroplankton» que viven, se alimentan y se reproducen permanentemente en él. Muchos microorganismos que viven en la hidrósfera y litósfera pueden encontrarse en el aire. Son microbios alóctonos, procedentes del suelo, agua y seres vivos que pueblan estos ambientes. Los movimientos del aire y de los seres vivos son los que sitúan a los microorganismos en la atmósfera. Junto al suelo hay una capa laminar de aire que impide el fácil paso de microorganismos del suelo al aire. Para que pasen se necesita una fuerte corriente de aire que levante polvo del suelo o agua de sus depósitos (mares, ríos, entre otros). También las plantas los lanzan en sus movimientos de dehiscencia y diseminación (polen, esporas) y los animales en los actos respiratorios normales y anormales (estornudos, gotas de flügge, entre otros).
A menudo, tanto las esporas como los microorganismos vegetativos entran en la atmósfera como bioaerosoles, que pueden formarse por muchas causas: lluvia, movimiento del agua en los ríos y mar, tratamiento de aguas residuales, aspersores de riego, aire acondicionado o secreciones respiratorias del hombre y de los animales. Ésta última es muy importante en la dispersión de bacterias patógenas y virus animales. Los microorganismos también pueden encontrarse en el aire sobre partículas de polvo o en el suelo (Atlas y Bartha, 2002).
II.1.7 Número y distribución de microorganismos
El número de microorganismos de la atmósfera cambia según la altura (10-104 por m3), obteniéndose el más alto junto al suelo, sobre todo en los dos metros inferiores, que constituyen el microclima del hombre, disminuyen hasta los 200 metros y luego se hacen más escasos hasta los 5.000 metros, su presencia es rara hasta el límite de la troposfera y no se encuentran en la estratosfera. El número de microorganismos del aire en las zonas pobladas depende de la actividad en esa zona, tanto industrial o agrícola, como de los seres vivos y la cantidad de polvo. El número de microorganismos es mayor en las zonas pobladas y después en el mar, cerca de las costas. En las zonas desérticas no hay más que lo que aportan los vientos de las zonas habitables próximas y en los casquetes polares no hay nada. En las zonas con clima seco, el aire contiene numerosos microorganismos y el número desciende después de la lluvia debido a que ésta los arrastra por lavado del aire. Hay variaciones estacionales en el número de microorganismos en la atmósfera.
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Los hongos son típicamente más abundantes en verano que en el resto del año, mientras que las bacterias son más abundantes en primavera y otoño debido a factores como la temperatura, humedad relativa del aire, exposición a la luz solar, etc. (Bovallius et al., 1978).
II.1.8 Factores que contribuyen a la contaminación ambiental
Determinadas localizaciones temporales de la tropósfera pueden ser hábitats adecuados para el crecimiento de los microorganismos. Las nubes poseen agua, intensidad de luz y concentración de CO2 suficiente para permitir el crecimiento de los microorganismos fotoautótrofos. En zonas industriales, puede haber, incluso, la suficiente concentración de sustancias orgánicas en la atmósfera que permita el crecimiento de algunos microorganismos heterótrofos (Atlas y Bartha, 2002). El desarrollo de microorganismos está influenciado por supuesto por factores físicos tales como temperatura, humedad, luz, polvo, aerosoles, viento y turbulencia, pero lo primero que determina que una bacteria o un hongo se mantenga en el ambiente viable es la cantidad de agua disponible que existe (Mishalski, 1985; Miller, 1992).
a. Humedad y temperatura
La humedad y la temperatura son los factores esenciales para la viabilidad de los microorganismos presentes en suspensión dentro de la atmósfera. Para cada microorganismo se tiene una temperatura y humedad relativa óptima de crecimiento y desarrollo de los mismos por lo cual los valores pueden variar en dependencia de la clasificación de los microorganismos y sus características intrínsecas (Jantunen et al., 1987).
b. Ventilación La aeración es un factor que incide en el estado de conservación de los objetos presentes en ambientes interiores. Cuando un local está bien ventilado se evapora la humedad y se reduce la temperatura superficial, modificándose estos dos factores ambientales de los que depende el crecimiento del microorganismo (Valentín, 1993). El aire estancado favorece considerablemente la propagación de los microorganismos, así como su deposición en superficies, alimentos, agua y tierra, mientras que el aire circulante no sólo contribuye a impedir que los microorganismos suspendidos en él se depositen, sino que ayuda a mantener seco el local, de ahí que la ventilación es esencial para lograr una baja actividad biológica en los ambientes internos (Mishalski, 1985).
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A través de la ventilación se consigue:
• Significativo descenso de la humedad relativa. • Descenso del contenido de humedad en los objetos. • Aumento del movimiento de las esporas, las cuales pueden ser
transportadas por las corrientes de aire, evitándose así la germinación y el comienzo de su desarrollo.
• Diseminación del riesgo de los procesos de condensación producidos en las superficies frías (Mishalski, 1985).
c. Polvo
Entre los elementos que componen la atmósfera tenemos el polvo, que es un factor tóxico en la misma, ya que está siempre cargado de esporas de microorganismos y estas constituyen el componente mayoritario. Como los componentes del polvo, tanto químicos como biológicos, pueden dañar los materiales, éste debe ser retirado periódicamente para prevenir el biodeterioro (Mahon y Manuselis, 2000).
El polvo, que tiene componentes biológicos, se deposita sobre los materiales por diferentes vías, siendo una vía de infección cuando las condiciones atmosféricas sean tales que favorezcan el desarrollo de microorganismos. Además, contiene huevos de insectos y esporas de microorganismos, sales inorgánicas y trazas de las sustancias volátiles orgánicas que llegan con las evaporaciones acuosas a un substrato adecuado y crean las condiciones favorables, permitiendo el desarrollo de microorganismos (Matthais-Maser et al., 2000).
Se deben tomar cuidados especiales al hacer la operación de limpieza, por el personal en cuestión, ya que pueden ser afectados por los microorganismos patógenos. Esta medida es muy importante y aunque parezca simple es difícil de llevar a cabo y comprender por el personal que debe realizarlo.
d. Ráfagas de viento
Son vientos fuertes, repentinos y de corta duración. Pueden formar nubes de poco cuerpo o densidad, especialmente cuando hay o va a haber cambios de tiempo; por ejemplos los aires del Sahara, estos se formaron por el calentamiento del Sahara provocando que el polvo ascienda a la atmósfera superior y atraviese el océano Atlántico con la ayuda de vientos alisios o disturbios climáticos como las ondas tropicales. Aunque una parte de la arena cae al mar, el mayor por ciento se compacta con el aire más húmedo y frío de las capas bajas de la atmósfera, avanzando según informes de la Dirección General de Meteorología del Ineter hacia Centroamérica.
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Este fenómeno contiene partículas nocivas entre las que destacan: pesticidas, microorganismos y otros contaminantes químicos, que inducen a crisis de asma y alergias. Además de la contaminación del aire, las ráfagas de viento sacuden la superficie de las aguas, las rizan y dan lugar a ondulaciones que van creciendo en amplitud. Cuando el viento sopla muy fuerte, las crestas de las olas se cierran sobre sí mismas y caen formando volutas. Los vientos suaves producen aguas calmadas con ondas que pueden recorrer miles de kilómetros, y los vientos fuertes producen aguas tempestuosas (Rojas y Martínez, 2000).
II.1.9 Principales focos de contaminación biológica Los principales focos de contaminación biológica relacionados con los sistemas de ventilación/climatización son:
a. El aire exterior: Éste transporta granos de polen, bacterias y hongos tanto sus formas vegetativas como sus formas resistentes (esporas), la mayoría son inocuos para el hombre pero algunos de ellos pueden ser patógenos.
b. Los sistemas de filtración: En ellos, y esa es su misión, queda retenido buena parte del material particulado que lleva el aire y al que pueden ir asociados microorganismos, este material es un buen medio para la proliferación de los mismos.
c. El sistema de refrigeración: Durante la estación cálida el vapor de agua que contiene el aire condensa sobre los serpentines de refrigeración, ese agua puede quedar estancada en el suelo del equipo donde, junto a la suciedad que allí esté acumulada, se crean las condiciones adecuadas para el desarrollo de agentes biológicos. Otro foco de contaminación asociado al sistema de refrigeración lo constituyen las torres de refrigeración, en ellas las temperaturas que alcanza el agua no están lejos de las que favorecen el desarrollo de las bacterias causantes de la legionelosis, entre 350 y 45ºC y de otros microorganismos como algas, amebas y bacterias. De las torres de refrigeración, debido a su diseño y funcionamiento, se desprenden a la atmósfera aerosoles que pueden contener microorganismos, los cuales se suman a la contaminación exterior, pudiendo reintroducirse en el sistema de ventilación del mismo edificio o de los edificios situados en la proximidades, dependiendo de la dirección de los vientos predominantes en la zona así como de la ubicación de las tomas de aire.
d. Los materiales porosos: En ocasiones están presentes en los sistemas de ventilación/climatización, normalmente como aislantes acústicos o como material de construcción de los conductos. En ellos se pueden dar las circunstancias que favorecen el crecimiento de agentes biológicos, por ejemplo la suciedad que aporta nutrientes y el agua que transporta el aire.
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e. El aire del interior de los locales: El aire ha ido recogiendo la contaminación
producida en los diferentes focos. Uno de los más importantes son las personas que ocupan el edificio, estas personas pueden ser portadores sintomáticos o asintomáticos de agentes biológicos. Hay que tener en cuenta que muchos sistemas de ventilación funcionan reciclando el aire interior por lo que el sistema puede, en conjunto, convertirse en el diseminador de la contaminación generada en una zona, al resto del edificio (Burgess, et.al, 1989).
II.1.10 Composición del aire
El aire limpio y puro forma una capa de aproximadamente 500 000 millones de toneladas que rodea la tierra, entre sus componentes se encuentran los siguientes:
a. Gases: • 78,9% Nitrógeno • 21 % Oxígeno • 0,9% Argón • 0,003% Dióxido ce carbono • Trazas de muchos otros gases • Muy bajas concentraciones de nutrientes orgánicos e inorgánicos
(Arango, 2008).
b. Vapor de agua condensada: • Agua libre sólo a intervalos irregulares: lluvia, nubes niebla, etc. (Arango,
2008). c. Polvo:
• Partículas de diferente origen y tamaño que sedimentan a diferentes velocidades (Arango, 2008).
II.1.11 Contenido microbiológico del aire
La atmósfera no tiene una microbiota autóctona pero es un medio para la dispersión de muchos tipos de microorganismos (esporas, bacterias, virus y hongos), procedentes de otros ambientes, porque la microflora es transitoria y variable. Algunos han creado adaptaciones especializadas que favorecen su supervivencia y permanencia. Los microorganismos dispersados por el aire tienen una gran importancia biológica y económica. Producen enfermedades en plantas, animales y humanos, causan alteración de alimentos y materiales orgánicos y contribuyen al deterioro y corrosión de monumentos y metales. Entre el contenido microbiológico del aire se encuentra:
• Bacterias y hongos (esporas y células vegetativas) • Esporas de algas • Quistes de protozoos (Arango, 2008).
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Para producir una enfermedad, un agente biológico debe estar presente en un ambiente (reservorio), llegar a ser abundante (amplificación) y pasar al aire o agua en estado infectivo (diseminación). Normalmente la diseminación requiere de alguna acción que altere los reservorios, por ejemplo el flujo de aire, la pulverización del agua o la limpieza de los mismos (Buttner y Stetzenbach, 1991; Clesceri, et al., 1998; OIT, 1989).
El hecho de que aparezca una enfermedad dependerá de varios factores, entre los que destacan la virulencia del agente biológico, la cual está genéticamente controlada, y la inmunidad de la persona (Cone y Hodgson, 1989).
La virulencia está asociada a la especie y pueden existir diferentes grados de virulencia entre cepas de una misma especie. Por ejemplo, la inhalación de un bacilo de la tuberculosis puede desencadenar la enfermedad, mientras que en otras especies, para que la enfermedad aparezca, se requiere que el agente alcance una concentración elevada como es el caso de una aspergilosis (Pelczar, et al., 1993; Prescott, et al., 1999; Rico, 1998).
II.1.11.1 Diseminación de los microorganismos y enfermedad
La contaminación microbiológica presente en el aire puede provocar irritación en los ojos, la garganta y los pulmones. El ardor en los ojos, la tos y la presión en el pecho son comunes con la exposición a niveles altos de contaminación microbiológica en el aire (Hendrickson, 1999).
El aire es vehículo y diseminador de infinidad de enfermedades microbianas tales como:
• Alergias al polen, a los ácaros, a los mohos. • Toxinas procedentes de mohos (micotoxinas: aflatoxinas, patulina, tricotecenos). • Toxinas procedentes de de bacterias (endotoxinas estafilocóccicas y de clostridios). • Enfermedades provocadas por cepas nosocomiales mutadas: estafilococos,
estreptococos, pseudomonas, bacillus). • Enfermedades víricas (gripe, sarampión, meningitis, resfriados comunes). • Infecciones fúngicas (aspergilosis). • Infecciones bacterianas (legionelosis, tuberculosis, tos ferina, difteria, meningitis)
(Castro, 2000).
II.1.12 Contaminación fúngica y bacteriana
Los hongos son organismos evolutivamente más desarrollados que las bacterias. Poseen filamentos llamados hifas que forman el micelio visible en la superficie de los objetos. Su desarrollo óptimo se establece a un pH entre 4-6, humedades relativas superiores a 70 % y temperaturas entre 22-30°C. Los hongos al igual que muchas especies bacterianas, producen pigmentaciones de diferentes tonalidades, como resultado de los productos que excretan.
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En su metabolismo se producen enzimas tales como la celulasa o diferentes tipos de proteasas y ácidos orgánicos (acético, cítrico, láctico, glucónico, glucurónico, fumárico, oxálico), los cuales interfieren con los componentes del soporte modificando sus propiedades químicas y físicas. Las bacterias se desarrollan con mayor facilidad a pH 7-8 y temperaturas entre 25 y 38°C, aunque muchas especies toleran temperaturas inferiores a 0°C, otras, como las termófilas, resisten más de 45°C. Pueden ser aerobias o anaerobias. También las bacterias producen enzimas y ácidos orgánicos e inorgánicos que están implicados en los mecanismos de deterioro de los materiales que le sirven de sustrato. El contenido de humedad en un material es uno de los factores más importantes en el crecimiento fúngico y bacteriano, y determina la cantidad de agua presente para la germinación de las esporas o conidios microbianas. Muchas especies de hongos y bacterias comienzan su desarrollo en función del contenido de humedad sobre la superficie de un objeto. Una vez formados los micelios fúngicos, servirán para retener agua, favoreciendo a su vez la multiplicación celular (Shames, 2008).
II.1.13 Bacterias
Son microorganismos unicelulares, de forma diferente, hábitat variable, algunas son capaces de formar una envoltura o cápsula, se multiplican por división, otras son capaces de formar endosporas más resistentes a las formas adversas de vida. El oxígeno es indispensable para las bacterias aeróbicas y resulta nocivo para las anaeróbicas que lo toman de compuestos oxigenados. Son capaces de generar mutantes y producir enfermedades por medios tales como: producción de toxinas dañinas para el hombre, las plantas y algunos animales es importante que se conozca las características de cada cepa, lo cual permite la identificación y clasificación de las mismas (Rojas, 1998; Stetzenbach, 1997; Pelczar, et al., 1993).
Las bacterias se diferencian por su capacidad de producir ciertas toxinas que son sustancias de naturaleza proteica que dan origen a lesiones o síntomas de su acción característica, al invadir un organismo vivo. Estas toxinas pueden ser excretadas en el ambiente, recirculando en el aire. Entre ellas tenemos las exotoxinas que actúan fuera de la célula bacteriana, esparciéndose en el medio rápidamente y las endotoxinas que permanecen dentro del microorganismo en tanto esté vivo y actúa cuando es alisado y se libera el contenido celular (Pelczar, et al., 1993).
La identificación de una bacteria es su asignación a un taxón según una clasificación dada. Consiste en la determinación de las características fenotípicas y/o genotípicas y la comparación de estas características con los diferentes taxones de la clasificación considerada. Las características a determinar y su número depende principalmente del tipo de bacteria y del fin que se persigue en la identificación (BioCen –Centro Nacional de Biopreparados–, 2004).
Es de suma importancia la caracterización de estos microorganismos por su propagación en diferentes ecosistemas como son agua, aire y tierra; permitiendo su fácil expansión, pudiendo provocar daño a nivel de salud, biodeterioro, agricultura y ambiente (Brock, y Madigan, 1998; Pelczar, et al., 1993).
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Salmonella spp. es un ejemplo de contaminación en aire la cual, es una bacteria con capacidad de infectar tanto vía alimentaria, animal como ambiental. En estudios anteriores realizados en avícolas se tuvo presencia de Salmonella spp. en muestras de polvo, agua y superficies, con lo cual se obtuvo el estatus sanitario del lote en estudio. Las muestras fueron analizadas según la norma ISO 6579:2002 (Cone, et al., 1989).
Las bacterias de referencia que pueden ser utilizadas para confirmar la identificación de bacterias aisladas, son cepas que se encuentran perfectamente caracterizadas por diferentes metodologías y conservadas por diferentes técnicas en las cuales permanece con sus características autóctonas intactas. Además, también se utilizan para verificar el cumplimiento de las normas de calidad y demostrar la trazabilidad, el laboratorio debe utilizar cepas de referencia de microorganismos suministrados por una colección nacional o internacional reconocida (Rodríguez, 2001).
II.1.13.1 Géneros bacterianos aislados en el aire
Dentro de los géneros bacterianos encontrados en el aire con frecuencia están Staphylococcus, Streptococcus, Bacillus subtilis, Micrococcus y Actinomyces como bacterias Gram positivas, ampliamente relacionadas con cuadros infecciosos de vías respiratorias. De las que no se encuentran con mucha frecuencia están: Klebsiella spp; Pseudomonas spp, Enterobacter spp, Citrobacter sp, Enterobacter y Serratia spp como bacterias Gram negativas.
El género Staphylococcus comprende microorganismos que están presentes en la mucosa y en la piel de los humanos y de otros mamíferos y aves, incluyendo a 35 especies y 17 subespecies, muchas de las cuales se encuentran en los humanos. Las especies que se asocian con más frecuencia a las enfermedades en humanos son Staphylococcus aureus (el miembro más virulento y conocido del género), Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus saprophticus, Staphylococcus capitis, "Staphylococcus afarensis" y Staphylococcus haemolyticus (Nicolle, 2006).
Pantoea sp es una bacteria gram negativa perteneciente a la familia de las Enterobacterias. Comprende siete especies y dos sub-especies (Mensa, 2004). Causa fundamentalmente infecciones nosocomiales, aunque también se han descrito casos de meningitis neonatal y de artritis séptica. Puede crecer en medios ricos en glucosa, por lo que ocasionalmente produce infecciones relacionadas con la infusión intravenosa de sueros, que pueden originar brotes de bacteriemia en los hospitales. Se ha referido un aumento de las resistencias de este microorganismo a los antibióticos betalactámicos, lo que puede motivar el empleo de los carbapenemes en ciertos casos (Jiménez y Velázquez, 2005).
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Bacillus, es un género de bacterias en forma de bastón y gram positiva. El género Bacillus pertenece a la división Firmicutes. Son aerobios estrictos o anaerobios facultativos. En condiciones estresantes forman una endoespora de situación central, que deforma la estructura de la célula. Dicha forma esporulada es resistente a las altas temperaturas y a los desinfectantes químicos corrientes. La mayoría de especies dan positivo a la prueba de la catalasa y son saprófitas. Viven en el suelo, agua del mar y ríos, aparte de alimentos que contaminan con su presencia. Aunque generalmente son móviles, con flagelos peritricos, algunas especies de interés sanitario (B. anthracis, causante del carbunco) son inmóviles. Hay especies productoras de antibióticos (Palavecino, 2001).
La Serratia un bacilo gramnegativo de la familia Enterobacteriaceae. Puede ser peligroso para el hombre, ya que a veces es patógena, como causa de infecciones nosocomiales y urinarias (Donellan, 1968).
Corynebacterium es un género de bacterias, bacilos y gram positivos, inmóviles, anaerobio facultativos, pertenecientes al filo actinobacteria. Es uno de los géneros más numerosos de actinobacterias con más de 50 especies, la mayoría no causa enfermedades, sino que son parte de la flora saprófita de la piel humana (Matthew, 2004).
Micrococcus, es un género de bacterias del filo Actinobacteria. Se encuentran en ambientes diversos, incluyendo agua y suelo. Son bacterias gram-positivas con células esféricas de diámetro comprendido entre 0,5 y 3 micrómetros que típicamente aparecen en tétradas. Micrococcus tiene una gruesa pared celular que puede abarcar tanto como el 50% del materia celular. Su genoma es rico en guanina y citosina (GC), típicamente en porcentaje del 65 al 75% de contenido GC. A menudo contienen plásmidos (de tamaño comprendido entre 1 y 100MDa) que proporcionan al organismo características útiles (Sims, 1986).
Pseudomonas, es un género de bacilos rectos o ligeramente curvados, gram negativos, oxidasa positivos, aeróbicos estrictos aunque en algunos casos pueden utilizar el nitrato como aceptor de electrones. El catabolismo de los glúcidos se realiza por la ruta de Etner-Doudoroff y el ciclo de los ácidos tricarboxílicos. Algunos miembros del género son psicrófilos, mientras que otros sintetizan sideróforos fluorescentes de color amarillo-verdoso con gran valor taxonómico. Es común la presencia de plásmidos y no forman esporas (Anzai, 2000). Muy repartidas por el medio: suelo, agua y de aquí pasan a las plantas o animales. En el hombre son oportunistas. Los alimentos implicados: vegetales crudos, agua, leche no pasteurizada. Producen una exotoxina responsable de diarreas al ingerir vía oral (Almendariz, et. al. 2001).
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Klebsiella pneumoniae, es la especie de mayor relevancia clínica dentro del género bacteriano Klebsiella, compuesto por bacterias gram-negativo de la familia Enterobacteriaceae, que desempeñan un importante papel como causa de las enfermedades infecciosas oportunistas, subespecie ozaenae y subespecie rhinoscleromatis forman parte de los patógenos habituales en las infecciones nasofaríngeas. El género fue llamado así en honor a Edwin Klebs, un microbiólogo alemán de finales del siglo XIX. Las Klebsiellas se detectan en tierra, plantas y agua. Además, en alrededor del 30% de la población sana se encuentran en el tracto gastrointestinal o en las vías respiratorias superiores. Las enfermedades provocadas por Klebsiella son principalmente neumonía (neumonía de Friedländer), sepsis e infección urinaria. No obstante, en ocasiones también pueden provocar endocarditis, meningitis, enteritis o infecciones de partes blandas. La proporción de infecciones nosocomiales es de alrededor del 5 -10%. Los microorganismos se absorben por vía aérea, a través de vegetales comestibles o agua contaminada. Una parte de las infecciones se produce de forma endógena (Yagi, et.al., 2005).
II.1.13.2 Patogenicidad bacteriana
Patogenicidad microbiana se ha definido como los mecanismos bioquímicos por medio de los cuales los microorganismos causan enfermedad y virulencia se entiende como el grado en el que se expresa la patogenicidad. No todos los microorganismos tienen la misma probabilidad de causar infección y subsecuentemente enfermedad, entendiéndose por infección la persistencia o la multiplicación exitosa del patógeno sobre o dentro del hospedero, mientras que el término de enfermedad se utiliza para describir una infección que causa daño significativo en el hospedero. En contraste, la persistencia de bacterias que no causan enfermedad en el organismo se le conoce como colonización. Si las defensas del hospedero son adecuadas, una persona puede ser infectada por una bacteria que cause enfermedad y si por un periodo de tiempo prolongado no se presentan signos y síntomas esto se conoce como portador asintomático. Este binomio infección-enfermedad depende pues, tanto del patógeno como del hospedero. Es conveniente hacer la aclaración entre patógeno primario que es aquel microorganismo que causa infección y enfermedad cuando entra a un huésped no inmune y patógeno oportunista que raramente causa enfermedad en humanos sanos, pero en un organismo cuyo sistema de defensas está alterado, causan enfermedades a menudo fatal (Molina, 1998).
II.1.14 Hongos microscópicos
Los hongos tienen un metabolismo aeróbico obligado por lo que pueden degradar fácilmente las proteínas complejas con enzimas proteolíticas (Child, 1995). Entre estas proteínas se encuentran el colágeno y la elastina, principales constituyentes del tejido conectivo de animales y humanos (Lehninger, 2001), siendo una de sus características patogénicas tanto en animales como en plantas y biodeteriorante.
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El crecimiento de los hongos es probable si la actividad del agua (aw) del material oscila entre los valores de 0.76-0.96 (dependiendo de la especie fúngica), temperatura, tiempo y composición del material. La aw es el término usado para describir la concentración efectiva de agua en un sustrato. El crecimiento fúngico no es directamente controlado por la humedad del aire, sino que tiene que existir la suficiente humedad sobre el sustrato (aw) para que el crecimiento ocurra (Pasanen et al., 1991).
Aspergillus es un género de hongo filamentoso ubicuo, productor de enfermedades de distribución universal que ocasionalmente pueden aparecer en forma de brotes hospitalarios tras obras de remodelación. Este género es un ejemplo de lo que denominamos "patógeno oportunista", es decir, que suele afectar a pacientes con mecanismos de defensa comprometidos (Alcalá et al., 1999). El pequeño tamaño de los conidios de algunos hongos permite su aspiración y fácil penetración al tracto respiratorio, causando infección en el pulmón y en los senos paranasales (Stetzenbach, 1997).
Estudios recientes han demostrado que las esporas de algunos hongos como son las de Aspergillus mantienen intacta su capacidad invasiva, e incluso parece aumentar su potencial alergénico incrementando la liberación de enzimas después de miles de años. Se han encontrado esporas de A. niger y A. flavus en la comida, ropas, flores y otros objetos de las tumbas de los faraones del antiguo Egipto (Roponen et. al, 2002).
También se ha señalado la presencia de ambas especies en los restos del rey Casimiro de Polonia y en la momia y el sarcófago de Ramses II, lo cual muestra el incremento en la producción de colagenasa y elastasa. (O. I. T, 1989). Además de estas dos enzimas algunos hongos producen patulina, citrinina, lovastatina, monacolina J, monacolina L, y
mevastatina, obteniéndose estas últimas en mayor proporción con el incremento en la concentración de glutamato e histidina (Hendrickson et al., 1999; Kennedy et al., 1999).
Las esporas de Curvularia son comunes en la atmósfera y tienden a ser miembros especialmente importantes de los bioaerosoles de áreas tropicales. Sin embargo, poco se conoce sobre las actuales proteínas alergénicas, de ahí que se asuma su poder alergénico y además se plantea que puede ser una causa de sinusitis por hongos (Nolard y Beguin, 2003).
Además de su carácter invasivo poseen la habilidad de ser microorganismos biodeteriorantes, el fenómeno del biodeterioro constituye un proceso familiar ampliamente distribuido que afecta principalmente a los materiales orgánicos e inorgánicos por ejemplo la corrosión biológica de los metales, materias primas y materiales manufacturados. Resulta asombroso los lugares insospechados en los que puede ocurrir biodeterioro tales como: en superficies de vidrio en condiciones de humedad, riesgo particular de los instrumentos ópticos, en los tanques de combustible de los aviones, en las piedras, hormigón, ladrillo, cuevas, pinturas y productos de farmacia entre otros (Sánchez, 1989). El biodeterioro realizado por los microorganismos ocurre siempre y cuando las condiciones de crecimiento (nutrientes, temperatura, humedad, pH y aireación) sean contribuyentes.
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En Guatemala el biodeterioro es mucho más agudo ya que la temperatura generalmente oscila en un rango de 25 ºC a 35 ºC y una humedad relativa (HR) por encima del 70%, por lo que estas condiciones son altamente conducentes para el crecimiento de microorganismos, fundamentalmente los hongos, colocando al patrimonio cultural en alto riego de biodeterioro (Rojas, 1998). Algunos de estos patrimonios como son las ruinas Mayas ya están sufriendo las consecuencias del biodeterioro a causa de especies de Aspergillus, Penicillium y Cladosporium, los cuales son comunidades microbianas que se desarrollan asociadas a los sustratos de roca, siendo en parte responsables del deterioro químico y físico de la misma y alteran a través de diferentes mecanismos la apariencia estética y la integridad física del material (Krumbein, 1998) con la consecuente formación de ensuciamiento y transformación de minerales. La excreción de enzimas y ácidos inorgánicos y orgánicos disuelve los componentes estructurales del sustrato mineral, contribuyendo a los procesos de deterioro (Videla et. al., 2003).
El género con mayor frecuencia en el biodeterioro es Aspergillus, el cual ha sido aislado de madera, textil, papel, gomas y plásticos, vidrio, materiales poliméricos, granos en almacén, aire de locales interiores como son las bibliotecas y aire de locales exteriores, por ejemplo en suelo, agricultura y monumentos.
Alarcón y de la Torre (1993) plantearon que la mayoría de los procesos bioquímicos llevados a cabo por los mohos son consecuencia del metabolismo microbiano y estos se pueden expresar, entre otros, como:
a) Secreción de ácidos orgánicos: oxálico, glucónico, cítrico y succínico que dan lugar a la solubilización de cationes, a la pérdida de peso del sustrato, y por consiguiente al debilitamiento de las estructuras cristalinas.
b) Formación de quelatos entre los ácidos orgánicos simples y fenoles, y elementos minerales solubilizados.
II.1.14.1 Géneros fúngicos microscópicos aislados en el aire
Los hongos ambientales se encuentran tanto en el exterior como en el interior de los domicilios. A pesar de que las diferencias entre la concentración de elementos fúngicos presentes en espacios cerrados y ambientes abiertos es controvertida, se acepta que los niveles de hongos en el exterior están muy condicionados por las variaciones climáticas, y esto también influye en la diversidad de los hongos del interior (Garret, 1998).
Cada región geográfica puede presentar una flora fúngica atmosférica diferente, dependiente, en gran medida, de las condiciones climáticas; así, en Europa y Norteamérica, Penicillium y Cladosporium son los géneros más abundantes en ambientes interiores. Cladosporium, además, junto con Alternaria, se considera un moho fundamentalmente de exterior (Jacob et al, 2002).
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Entre los años 60 y 70, en Francia, se llevaron a cabo numerosos estudios aeromicológicos de gran importancia que dejaron establecidas las relaciones de los principales géneros fúngicos presentes en la atmósfera. En España, según el mapa micológico de 1974, se establece la presencia de diversos géneros de hongos en la atmósfera, así como su frecuencia en las diferentes épocas del año (Kaliner, 1992).
En Argentina, se reporta la presencia de Alternaria, Cladosporium, Penicillium, Aspergillus y Mucor ligada a las variaciones estacionales en diferentes regiones del país (Zapater, 1979).
La mayoría de los géneros aislados de la atmósfera son considerados alergénicos. No obstante, algunos de ellos, como Alternaria, Cladosporium y Aspergillus, aparecen como los más importantes.
En el sur de la Península Ibérica (Cádiz, Almería), se ha descrito a Cladosporium como el hongo de exterior más abundante, resultado que podría ser extrapolado para otras ciudades de clima mediterráneo, como Barcelona. No obstante, diferentes estudios demuestran que la presencia de hongos varía según la estación del año en que se recoge la muestra; en verano y principio de otoño es cuando se encuentran más cantidad de especies fúngicas.
El género Clasdosporium pertenece a la familia-forma Demaciáceas (Orden forma Moniliales, Subdivisión Deuteromicotinas) que engloba a unas 40 especies, algunas de ellas fitopatógenas y la mayoría saprofitas sobre vegetación o sobre el suelo; algunas de sus especies son capaces de atacar celulosa, pectina y lignina. Es un género de distribución cosmopolita, siendo uno de los taxones más aislado y abundante en los recuentos aerobiológicos de todo el mundo. Es ampliamente citado como productor de asma y esporosis, e incluso algunas de sus especies actúan como oportunistas y son capaces de intervenir en ciertos procesos micóticos pulmonares, atacar la piel, producir cromoblastomicosis y lesiones neurotrópicas. Aunque el mayor interés por estos hongos, desde el punto de vista sanitario, viene dado por la capacidad alergógena de sus conidios, que pueden alcanzar en la atmósfera, tanto en interiores como en exteriores de edificaciones, concentraciones muy altas. Según los datos facilitados por la Unidad de Alergia del Hospital Reina Sofía de Córdoba, en esta provincia, Cladosporium es el tercer alergeno fúngico en importancia tras Alternaria y Aspergillus; de los pacientes sensibles a hongos, el 22 % lo son a este taxón (Baudilio, et. al, 1996).
Alternaria, es un hongo que se encuentra en alimentos, tejidos, así como en diferentes tipos de suelo. Tiene tendencia a habitar en sustratos orgánicos en descomposición. Dentro de las viviendas puede aislarse del aire, polvo y lugares con humedad como los marcos de las ventanas, en las que se produce condensación. Su distribución es universal y se considera que es un hongo de espacios abiertos. Puede provocar lesiones cutáneas y subcutáneas después de traumatismos en personas con inmunosupresión.
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También es causa de endoftalmitis postquirúrgica y de onicomicosis. Se han observado infecciones invasoras sistémicas (como encefalitis) en pacientes con sida. Alternaria alternata es uno de los hongos más extensamente distribuidos y uno de los principales alérgenos. La fracción alergénica más importante es heterogénea y puede inducir reacciones de hipersensibilidad en concentraciones muy bajas en personas sensibilizadas (Rubio, et. al, 2009).
Fusarium, es un extenso género de hongos filamentosos ampliamente distribuido en el suelo y en asociación con plantas. La mayoría de las especies son saprofitas y son unos miembros relativamente abundantes de la microbiota del suelo. Las esporas del hongo son fácilmente reconocibles al microscopio por su forma de media luna o de canoa. Algunas especies producen micotoxinas en los cereales y que pueden afectar a la salud de personas y animales si estas entran en la cadena alimentaria. La principal toxina producida por estas especies de Fusarium son fumonisinas y trichothecenos. Son patógenos facultativos, capaces de sobrevivir en el agua y suelo alimentándose de materiales en descomposición. Son importantes agentes de contaminación en los laboratorios de microbiología (Nelson, 1983).
El género Aspergillus, es un género de alrededor de 200 hongos (mohos), y es ubicuo. Los hongos se pueden clasificar en dos formas morfológicas básicas: las levaduras y las hifas. Aspergillus es un hongo filamentoso (compuesto de cadenas de células, llamadas hifas), el tipo de hongos opuesto a las levaduras, éstas últimas compuestas de una sola célula redondeada. El hábitat natural del Aspergillus son el heno y el compostaje. Es un hongo oportunista y uno de los que toma ventaja de personas inmunocomprometidas. Entre las patologías más frecuentes se encuentran:
• Aspergilosis pulmonar invasiva: especialmente importante en inmunosuprimidos. • Onicomicosis: enfermedad de las uñas. • Otomicosis: enfermedad principalmente del oído externo. • Sinusitis alérgica.
Es relativamente frecuente confundir una infección por Aspergillus con las más comunes infecciones bacterianas, así como puede haber una infección simultánea con ambos microorganismos (García et. al, 2007).
II.1.14.2 Patogenicidad de los hongos
El aire es el vehículo de ácaros, pólenes, epitelios y hongos, responsables de diversos procesos alérgicos. Los propágulos fúngicos producen una patología respiratoria más grave que el pelo de gato o los ácaros. Los hongos ambientales pueden ser responsables de procesos infecciosos del aparato respiratorio de diferente naturaleza y gravedad (O´Driscoll, 2005).
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Los hongos son capaces de ocasionar patologías de diferente índole, tienen la posibilidad de desencadenar una serie de reacciones alérgicas, asma, irritación dérmica y de membranas, neumonitis hipersensible (Nolard y Beguin, 2003), infecciones o intoxicaciones que afectan al hombre fundamentalmente (Stetzenbach, 1997).
Más de 80 géneros de hongos han sido registrados por estar asociados con alergias del tracto respiratorio (Horner et al., 1995; Latge, 1999); entre los más conocidos como alergenos se destacan Aspergillus, Penicillium, Cladosporium y Alternaria. Las respuestas alérgicas son generalmente debidas más bien a la inhalación de esporas que al material derivado del micelio (Sabariego, 2003).
La exposición a los alérgenos fúngicos se produce tanto en espacios abiertos como cerrados. Muchos de los alérgenos de interiores son los mismos que se encuentran en el exterior de los edificios, penetrando por ventanas y puertas, sistemas de ventilación, o por grietas u otras aberturas en las paredes. Además los hongos pueden ser introducidos en los edificios a través de la tierra arrastrada por los zapatos de las personas que acceden a éstos (Nolard y Beguin, 2003).
De esta forma, los síntomas causados por los hongos atmosféricos incluyen enfermedades respiratorias, tanto de vías respiratorias altas como bronco-pulmonares, con inflamación de las membranas mucosas. Existe una gran variedad de mecanismos productores de dichas alteraciones, como la hipersensibilidad mediada por la inmunoglobulina E (IgE), la inflamación crónica provocada por esporas fúngicas o sus metabolitos y, posiblemente, una reacción tóxica a la inhalación de productos (micotoxinas) producidos por hongos, como Stachybotrys (Stark, et. al, 2005).
Dentro de las enfermedades alérgicas respiratorias se destacan el asma bronquial y la rinitis (Nolard, 2001), ambas asociadas a alérgenos que se hallan en el interior de domicilios y lugares de trabajo, en cambio aquellos vinculados con molestias alérgicas estacionales proceden del medio ambiente exterior.
La prevalencia de asma, rinosinusitis crónica y alergias respiratorias ha ido en aumento en el mundo occidental, de ahí la importancia de conocer las especies fúngicas presentes en las vías respiratorias, considerando las fosas nasales como una puerta de entrada fundamental. El conocimiento de cuál es la flora fúngica nasal contribuiría a establecer si existe relación con el desarrollo de un proceso alérgico. Los hongos ambientales se encuentran tanto en el exterior como en el interior de los domicilios (Strachan, et. al., 1990).
Las alergias respiratorias provocadas por la inhalación de esporas de hongos del aire inducen efectos adversos a la salud y quizás sean estas las reacciones en humanos más comunes provocadas por los hongos debido a su comportamiento como alergenos, es decir, sustancias capaces de provocar una respuesta inmune cuando se entra en contacto con ellos provenientes del exterior.
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II.1.15 Descripción general de áreas consideradas para muestreo
II.1.15.1 Ciudad de Guatemala
La situación geográfica de la Ciudad de Guatemala cuenta con la condición de poseer una vía libre para la circulación del viento proveniente de noreste la mayor parte del año, lo cual representa una adecuada dilución de los contaminantes gaseosos y particulados, ya que los mismos pueden ser transportados por el viento, lo que favorece un continuo sistema de limpieza del aire de la ciudad, sin embargo dicha circulación puede no ser suficiente corriendo el riesgo de inversiones térmicas, principalmente en época seca (García, 2002).
En la época lluviosa se tiene un promedio de precipitación pluvial de 1100 a 1200 mm de lluvia para el centro del valle de la ciudad, lo cual puede provocar que algunos contaminantes del aire se depositen en el suelo. Esto se puede corroborar en los resultados obtenidos desde 1995 en donde para algunos contaminantes se observa un descenso de los valores en la época lluviosa (García, 2002).
II.1.15.1.1 Tabla No. 1. Parámetros de caracterización de la Ciudad de Guatemala Parámetro Valor Área: del valle de la Ciudad de Guatemala: principalmente conformada por la cuenca del río Las Vacas y la cuenca del río Villa Lobos
800 Km2
Altura: depende de la región metropolitana, la cual se conforma desde el valle central hasta las montañas periféricas
De 1500 a 2200-2300 msnm
Precipitación pluvial: depende de la región del área metropolitana. El valor presentado es para la región central del valle.
De 1100-1200 mm de lluvia (l/m2/año)
Épocas climáticas: época seca y época lluviosa
Época lluviosa de mayo a octubre Época seca de noviembre a abril
Vientos: la mayoría del año los vientos provienen del noreste y para la época lluviosa a veces los vientos provienen del sur.
Noreste Sur
Fuente: INSIVUMEH, tomado de: Oliva, P. Informe anual 2006, Monitoreo del aire en la ciudad de Guatemala, Laboratorio de Monitoreo, Escuela de Química, Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia, USAC. 2007.
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En esta ciudad se ha monitoreado la calidad del aire desde hace 12 años, y la presencia de los agentes químicos contaminantes determinados se puede afirmar que sigue en ascenso con comparación al año 1995. En el 2008 se sobrepasaron los niveles de PTM, con 143 miligramos por metro cúbico (el valor recomendado es 75 mg/m3); los de PM10, con 80 miligramos por metro cúbico (aconsejado, 20) y los de SO2, 46 miligramos por metro cúbico (recomendación de 20), todas estas recomendaciones propuestas por la Organización Mundial de la Salud.
II.1.15.2 Cuenca del lago de Amatitlán, Bárcenas, Villa Nueva
El Lago de Amatitlán, se ubica en el municipio del mismo nombre, en el departamento de Guatemala y es límite político entre los municipios Villa Canales, Villa Nueva y San Miguel Petapa; tiene un área aproximada de quince kilómetros cuadrados y sus coordenadas geodésicas son las siguientes: Latitud Norte 14º 2325″ y Longitud Oeste 90º 4125″ (García, 2002). Sin embargo, es conveniente aclarar que la cuenca del lago de Amatitlán también incluye un área de la parte sur de la ciudad de Guatemala.
El lago de Amatitlán, cuenta en sus alrededores se encuentran vestigios arqueológicos que datan desde l año 2,000 A.C. de sus profundidades se han rescatado piezas de gran valor histórico, elaboradas en jade, hueso y arcilla.
Sin embargo, el Lago de Amatitlán se acerca a un pantanoso futuro. Estudios realizados por la Autoridad para el Manejo Sustentable de la Cuenca y del Lago de Amatitlán -AMSA-, confirman que en el año 1,800 el lago tenía una profundidad promedio de 33 metros; par el año 1,996 esa profundidad se redujo a 18 mts. y para el 2,016, si no se toman acciones para rescatarlo será un pantano de 7 metros y medio, lo cual se debe al incremento poblacional de esa área, la alta explotación de los Recursos Naturales, escasez de agua; todo esto es parte de un triste proceso: El deterioro del lago de Amatitlán y sus Cuencas tributarias, que hoy está en camino de ser una pérdida inminente como recurso y como patrimonio nacional (AMSA, 2007).
Las causas del proceso de degradación del lago de Amatitlán son tanto industriales, como demográficas y geográficas. Una de ellas es el llamado asolvamiento, ocasionado por la erosión y que provoca una pérdida en la capacidad de retención del agua. Del mismo modo, cada año aumenta la eutrofización. Eutrofización es la sobrecarga de nutrientes que reciben los cuerpos de agua y que ocasionan la degradación de los ecosistemas acuáticos; caracterizado por el aumento de la producción de algas y de otros vegetales (Boletín Informativo, 2002).
El deterioro nutritivo en el lago se debe principalmente al crecimiento demográfico de la ciudad de Guatemala y de otros municipios vecinos; a la explotación indiscriminada de agua y al crecimiento industrial (García, 2002).
La razón de la explotación del agua subterránea de la cuenca y del lago de Amatitlán, se debe a que ésta es la zona de mayor permeabilidad, es decir, es la zona con mayor cantidad de agua subterránea.
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El deterioro del algo de Amatitlán va más allá del puro interés ecológico y uno de los factores más importantes es la escasez del agua. La falta de oportunidad en el resto del país obliga a la población rural a emigrar y concentrarse en la ciudad de Guatemala, con el fin de mejorar sus ingresos.
Para el año 2000 se proyecta una población en la República de Guatemala de 12.22 millones de habitantes, de los cuales, 38.5% se concentra en las zonas urbanas de la Ciudad Capital y de las urbes departamentales. 12 se localizan sobre las zonas de recarga de los acuíferos y en la parte alta de las cuencas hidrográficas. Los indicadores de contaminación potencial señalan cinco cuencas en las que existen problemas crecientes de manejo por el aumento de la presión demográfica urbano/industrial sobre las cuencas, y su falta de ordenamiento territorial además de la cuenca del Lago de Amatitlán:
1. Cuenca del río María Linda. 2. Cuenca del lago de Atitlán. 3. Cuenca del río Achiguate. 4. Cuenca del río Motagua. 5. Cuenca del río Samalá.
Los principales efectos de la presión demográfica sobre estas cuencas son:
1. Mayor presión urbano-industrial 2. Deforestación acelerada. 3. Alteración del ciclo hidrológico. 4. Sedimentación creciente 5. Mayor contaminación de los cuerpos de agua por descargas de desechos líquidos
industriales y domiciliares, así como por actividades agrícolas y agroindustriales. 6. Aumento de riesgos de desastres naturales.
Uno de los puntos críticos de contaminación identificados en la gestión de los recursos hídricos es la parte de la captación y saneamiento del agua para consumo humano. Diferentes estudios consultados indican que la cobertura y calidad del servicio de saneamiento del agua es aún insuficiente; generalmente es intermitente (Encarta, 2005).
En los sistemas de captación, donde se han realizado pocos estudios microbiológicos, se ha detectado contaminación bacteriana. El único método de desinfección consiste en la cloración. Este es usado en un tercio de los sistemas. En 1994 sólo en 108 de 329 municipalidades se aplicaba cloro al agua. Esto, según informes recientes, no ha tenido cambios sustanciales. Es claro que esta baja calidad microbiológica del agua incrementa los riesgos de contaminación y es un peligro para la salud, la calidad de vida, la competitividad de la producción y la protección de los ecosistemas (Boletín Informativo, 2002).
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El lago de Amatitlán es contaminado por 22 desagües de fábricas, las aguas negras tiene una serie de elementos como arsénico, plomo, cobre y hierro lo cual produce cancerígenos en el organismo. En la cuenca de lago de Amatitlán se ubica el 25% de las industrias nacionales. Estas se ubican entre las zonas 11 y 12 de la capital y en Villa Nueva. Hasta el momento no existe ningún sistema de tratamiento de las aguas servidas industriales ni de los desechos peligrosos que se originan de los diferentes procesos industriales por lo que todo eso va a parar al lago contaminando el lago y el fondo del mismo contribuyendo así con la destrucción de la vida animal y vegetal del mismo (Reyna, 1998).
Las personas que viven expuestas a la contaminación atmosférica durante períodos prolongados, sufren alteraciones de la salud, tales como: aumento de la mortalidad y de las enfermedades respiratorias (bronquitis, asma), aumento de enfermedades alérgicas, conjuntivitis, incremento del grado de insolación y deterioro de la piel. Los contaminantes químicos del aire pueden causar resequedad de las mucosas, irritación y comezón en la piel, así como diversas enfermedades respiratorias, vasculares y cardiacas, disminución de la capacidad de la sangre para transportar sustancias nutritivas y oxígeno al organismo, trastornos digestivos, problemas en huesos y dientes por fluoruros, asma, bronquitis, aumento de la frecuencia de cáncer bronquial y efisema pulmonar, problemas cardiovasculares, como trombosis, coágulos e infartos de gente adulta (Sola, 2004).
Las autoridades de Salud Pública de Guatemala, en eventuales publicaciones de prensa, han manifestado la detección en las aguas del lago de microorganismos como las bacterias E. coli, causante de la diarrea; en los inicios del invierno la Vibrio cholerae, causante del cólera (aunque desde hace algunos años, no ha sido reportado nuevamente como un contaminante); y la Entamoeba histolitica, que caracteriza a la amebiasis.
Las enfermedades más frecuentes que padecen sus habitantes de la cuenca del lago de Amatitlán, son las siguientes:
• Síndrome diarreico agudo secundario a E. coli o E. histolitica y V. cholerae. • Micosis en piel • Problemas alérgicos • Parasitismo intestinal • Infecciones respiratorias agudas • Conjuntivitis • Infecciones respiratorias agudas • Conjuntivitis • Dengue • Malaria
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El lago recibe en un día los desechos orgánicos de 1.200.000 habitantes, sin olvidar los numerosos basureros clandestinos que crecen diariamente en sus alrededores. La actual autoridad, AMSA (Autoridad para el Manejo Sustentable de la cuenca del lago de Amatitlán), con el fin de lograr la recuperación del lago de la contaminación que tiene fue creada, a través del decreto 64-96 y tiene como fin planificar, coordinar y ejecutar todas las medidas y acciones del sector público y privado que sean necesarias para recuperar el ecosistema de la cuenca y mejorar la calidad de vida de su población (AMSA, 2006).
II.1.16 Toma de muestra volumétrica por impactación
Durante la epidemia de cólera que apareció en Europa en 1847 y 1848. Ehrenberg en Berlín, Swagne, Brittan y Budd en Inglaterra, Robin y Pouchet en Francia, realizaron diversas investigaciones para descubrir en el aire de los hospitales los «gérmenes» causantes de esta enfermedad (Miquel y Cambert, 1901). También en la siguiente epidemia de cólera, Thompson (1855) intentó descubrir el agente causante utilizando el método de Claubry, observando vibrios y mohos. Otros investigadores como Selmi en Italia y Salisbury en EEUU (1866), estudiaron el aire de los pantanos con el fin de conocer la causa de la fiebre intermitente y la malaria. El método que usaron estos primeros investigadores fue muy simple: consistía en explorar el aire con un portaobjetos con un líquido viscoso como la glicerina.
El aeroscopio sustituyó con ventaja a estos métodos. Inventado por Pouchet en 1860, consistía en un tubo grueso cilíndrico unido por uno de sus extremos a una tubuladura por el cual se aspiraba el aire, y por el otro extremo se colocaba una lámina de vidrio recubierta de una sustancia viscosa como glicerina, que podía observarse al microscopio. Cunningham lo reformó en 1872 y Miquel lo unió a una veleta y posteriormente a una bomba aspiradora para poder realizar análisis cuantitativos (1879). Hesse (1884) diseñó un sistema para contar los microorganismos, consistente en un tubo grueso recubierto en su interior de gelatina. El aire penetraba mediante un tubo unido a un aspirador a través de un orificio realizado en la membrana de caucho que recubría un extremo del tubo. A partir de este aparato, Miquel diseñó un modelo más práctico consistente en un matraz cónico con una tubuladura lateral, por la que entraba el aire a través de un tubo capilar inmerso en un medio de gelatina (De la Rosa, et. al., 2002).
Pierre Miquel fue sin duda el investigador que más estudió los microorganismos del aire, en el observatorio de Montsouris en París, desde 1879 y durante más de 25 años, realizó numerosos ensayos creando y perfeccionando una gran variedad de métodos. Además del aeroscopio, empleó un procedimiento basado en el fraccionamiento de los cultivos para determinar el número de hongos y bacterias, consistente en dirigir el aire en tubos de bolas y posteriormente (1880), en un matraz de borboteo, conteniendo líquidos nutritivos estériles (De la Rosa, et. al., 2002).
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A partir de 1882 se generalizan los análisis microbiológicos del aire, estudiándose el número y tipo presentes en diversos ambientes. Miquel fue el que realizó los estudios más numerosos y variados. Analizó tanto el aire confinado de casas y hospitales como la atmósfera de diversas calles de París, de los parques, el cementerio de Mont Parnasse, e incluso las alcantarillas. No sólo determinó el número por m3 presente en cada uno de estos ambientes, sino su naturaleza y propiedades patógenas, así como la influencia de los diversos factores (temperatura, lluvia, corrientes de aire, altitud, número de personas, etc.) y la posibilidad de transmisión por el aire de enfermedades contagiosas (Miquel y Cambert, 1901).
El uso de este método permite la separación de partículas del torrente de aire utilizando la inercia de las mismas para forzarlas a su deposición en una superficie sólida ó semisólida. La superficie de colecta es generalmente un medio de cultivo agarizado o un portaobjetos de vidrio cubierto de una sustancia adhesiva, aunque se pueden utilizar medios líquidos (Chantigny et al., 1989; Rojas y Martínez, 2000).
Este método se lleva a cabo a través de equipos llamados biocolectores que absorben un volumen de aire definido. El objetivo de utilizar un biocolector es la remoción y colección de partículas biológicas del aire de manera que no afecte la integridad biológica de los microorganismos colectados. La capacidad de colección de estos equipos depende de su forma física y de las características fisiológicas del microorganismo (Buttner y Stetzenbach 1991).
Existe una gran variedad de muestreadores comerciales de bioaerosol, el funcionamiento de varios de estos muestreadores ha sido comparado en diferentes ensayos en laboratorios y terrenos (Solom, 1995; Tortora et al., 2001). La selección del muestreador depende de un número de factores tales como la ejecución del muestreador, la concentración de bioaerosoles esperada y el método de análisis. Antes de iniciar una investigación, el investigador debe tener conocimiento de los objetivos específicos del monitoreo aéreo así como de las limitaciones de los métodos de muestreo.
Entre los biocolectores por impacto se incluyen al impactador por hendidura o rendija Aeroscopio y el Burkard (ambos emplean un sólo orificio generalmente rectangular para la entrada de aire), el Surfase Air Sampler (SAS) de tipo criba (emplea varios orificios, usualmente de forma circular) y el Andersen (de 3 y 6 estadios) de tipo cascada (emplea numerosas etapas con sucesivos pequeños orificios) (Buttner y Stetzenbach, 1991).
II.1.17 Cepas de referencia
Para la identificación de microorganismos recirculantes en el aire, se debe contar con pruebas microbiológicas y cepas de referencia o material de referencia que ostenta valores de una o más propiedades suficientemente homogéneas y bien conocidas que permite su uso en la calibración de aparatos, la evaluación de un método de medición o la atribución de valores a estos materiales (Buttner y Stetzenbach, 1991).
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Las cepas de referencia son distribuidas y presentadas comercialmente liofilizadas; asimismo, los organismos de acreditación son los encargados de considerar válida la fuente de procedencia de la cepa a fin de que se cumpla con el requisito de prevenir mutaciones, deterioro o alteración de las características típicas de las cepas. (Davies, y Breslin, 2003). Estas son registradas cumpliendo con tres pasos como procedimiento los cuales son: como primer paso deben ser almacenadas entre 0-5 º C hasta su uso; en el segundo paso se realiza la reconstitución y siembra de la Cepas de referencia, utilizando medios de cultivo, las condiciones de incubación y el procedimiento indicado en las disposiciones para cada tipo de microorganismo del organismo proveedor de las cepas y por último las cepas de referencia serán sometidas a un control de calidad de pureza y viabilidad, así se le dará registro. (Garrity et al., 2001; Harrison, 1992).
El número de repiques a partir de una cepa de referencia a de ser limitado, aceptándose hasta cinco repiques como máximo a partir de dicha cepa de referencia y se utilizan a fin de acreditar o conservar la acreditación de un ensayo, evaluación de la calidad de los medios de cultivo, controles de calidad interno durante la ejecución de los ensayos, controles de calidad de reactivos, pruebas confirmatorias y validación de métodos. El número, la elección del género y su especie son dependientes de los ensayos que se elaboran y de las necesidades de trazabilidad que asumen estos (García y Uruburu, 2000).
Asimismo, toda cepa adquirida por una vía que no sea la propia colección, no podrá mencionarse utilizando el número que tienen en esa colección, sino únicamente como derivada de la cepa de colección. (Garrity, 2001).
Las cepas de referencia adquiridas son registradas cumpliendo con los tres pasos que la planilla establece como procedimiento. Son distribuidas y presentadas comercialmente liofilizadas; asimismo, los organismos de acreditación son los encargados de considerar válida la fuente de procedencia de la cepa a fin de que se cumpla con el requisito de prevenir mutaciones, deterioro o alteración de las características típicas de las cepas (Alemán, 2005; Rodríguez, 2001).
II.1.18 Importancia de los métodos de conservación de microorganismos
En cualquier laboratorio de microbiología es fundamental el mantenimiento y conservación de las colecciones de microorganismos con las que se trabaja. Existe una gran variedad de métodos de mantenimiento y conservación de los microorganismos cuya utilización va a depender en parte del tiempo previsto (mantenimiento a cortos períodos de tiempo (días); conservación a largos períodos de tiempo (años) y en parte de las características de los diferentes microorganismos (bacterias, hongos, virus, algas, protozoos) (Mateos, 2007).
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Los objetivos de las colecciones de los microorganismos son muy simples:
1. Mantener los cultivos viables a lo largo del tiempo. 2. Mantener los cultivos puros, sin contaminaciones. 3. Mantener los cultivos sin cambios en sus características, es decir estables (Mateos,
2007).
II.1.19 Conservación de cepas
La preservación de cepas microbianas no es tarea fácil y debe garantizar la viabilidad, pureza y estabilidad genética de los cultivos, características que coinciden con los objetivos de un buen método de conservación. El conocimiento de las peculiaridades de las disímiles técnicas de preservación existentes para su correcta aplicación, así como el seguimiento continuo de las propiedades de las cepas, propician su empleo como inóculo confiable en la industria, la docencia y la investigación (Mishalski, 1985; Clesceri, et al., 1998; Alemán, 2005).
Con frecuencia la elección de la técnica más adecuada para conservar cultivos microbianos resulta difícil, pues deben tomarse en consideración los criterios de viabilidad y pureza de las cepas, cambios poblacionales y genéticos, número y valor de los cultivos, costo, suministro y transporte de cepas, así como la frecuencia del uso de los cultivos (Castro et al., 2000; García y Uruburu, 2000).
El método de conservación que se elija debe garantizar la supervivencia de al menos el 70 % de las células por un período considerable de tiempo, de forma tal que la población sobreviviente se asemeje a la original como sea posible, conserve las propiedades de importancia de los cultivos y minimice la ocurrencia de los eventos genéticos. De igual manera debe reducir al mínimo el riesgo de contaminación y permitir que la pureza del cultivo permanezca inalterable (Castro et al., 2000; Rodríguez, 2001).
En relación con el número y valor de los cultivos, debe considerarse el tiempo a emplear por los curadores en la preservación inicial, manipulación y control periódico de las cepas, el espacio de almacenamiento disponible y su importancia, al ser empleadas en su mayoría como materiales de referencia en el aseguramiento de la calidad microbiológica. Es recomendable entonces la selección de al menos 2 métodos de conservación que brinden seguridad y reduzcan los riesgos de pérdida durante el almacenamiento (Alemán, 2005).
En la conservación y modo de mantener los microorganismos vivos, puros y la cepa microbiana auténtica, es primordial tener en cuenta los conocimientos fundamentales microbiológicos, suministrar condiciones ajustadas para cada tipo de microorganismo, así mismo, tener en cuenta que con cada subcultivo, existe un riesgo de mutación de la cepa y para ello debe evitarse el crecimiento (Chantigny, 1989; Castro, 2000).
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II.1.19.1 Requisitos básicos para un método de conservación
• Medio de cultivo o medio de soporte adecuado. • Temperatura de almacenaje. • Establecer la frecuencia entre las transferencias. • Examinar pureza de los cultivos en cada transferencia o realización de método. • Aceite mineral debe tener una densidad de 0.830 a 0.890. • Establecer el medio de soporte que debe ser un buen agente crioprotector.
II.1.19.2 Técnicas de mantenimiento y conservación de los microorganismos
a. Subcultivo seriado
Consiste en resembrar el microorganismo cada cierto tiempo en un medio adecuado; generalmente se utiliza agar inclinado ya que en medio sólido se detectan mejor los contaminantes que en medio líquido y el hacerlo inclinado tiene por objeto el evitar la desecación rápida del medio (Kirsop,1994).
Este método es válido para cortos períodos de tiempo (desde una hasta dos semanas), por lo que deben ser resembrados con frecuencia lo que incrementa el riesgo de contaminación. Además, al mantenerlos a temperatura ambiente, pueden crecer y espontáneamente cambiar sus características genéticas (mutación, pérdida de plásmidos, entre otros) que pueden afectar al carácter por el que fueron seleccionados. Estos dos inconvenientes pueden subsanarse en parte enlenteciendo el metabolismo de los microorganismos al mantenerlos a 4°C con lo que su crecimiento es inferior y la necesidad de hacer subcultivos se prolonga a 1 - 3 meses. En microbiología industrial hay que pensar en mantener las colecciones durante períodos de años y no de meses, por lo tanto se utilizan otras técnicas que nos ahorran trabajo y disminuyen los riesgos (Kirsop, 1994).
b. Desecación
La eliminación del agua (deshidratación) es un método de conservación que reduce drásticamente el metabolismo. Sin embargo, no todos los microorganismos sobreviven a estos métodos de secado, por lo que se hace necesario añadir agentes protectores (leche descremada, glutamato sódico al 10%). Una vez secos es importante mantener el producto sellado (tapón de rosca, ampolla) para evitar el contacto con el aire ya que son higroscópicos. Los soportes que se suelen utilizar son arena, suelo, sílica gel previamente secados y esterilizados por calentamiento con aire caliente (no utilizar autoclave y sí calor seco). Sobre estos soportes se añade la suspensión de los microorganismos y se deja secar a temperatura ambiente. También se pueden utilizar como soportes discos o tiras de papel, agar, discos de gelatina donde se añade la suspensión de microorganismos y posteriormente se seca al vacío evitando la congelación, lo que se denomina L-secado (L-drying). Estos métodos de secado son particularmente útiles para conservar microorganismos productores de esporas, p.j. actinomicetos.
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c. Congelación
Al bajar la temperatura hasta el punto de congelación o por debajo de éste se reduce el metabolismo drásticamente hasta el caso de prácticamente anularlo con nitrógeno líquido (-196°C). Existe una serie de problemas que se deben tener en cuenta. La formación de cristales de hielo pueden romper las células, además al eliminar el agua líquida por convertirse en hielo existe una concentración de sales que puede ser perjudicial. Para evitar estos problemas se debe utilizar suspensiones que contengan el mínimo de sales posibles así como utilizar agentes protectores como el glicerol (25%) o dimetilsulfóxido (DMSO c.a. 10%) que neutralizan el efecto de las sales. El realizar el proceso de congelación de una forma rápida o gradualmente no está claro. Algunos recomiendan una bajada gradual (1°C/min) hasta -20°C para posteriormente enfriar rápidamente. Sin embargo, la descongelación debe ser rápida.
Las distintas temperaturas que se utilizan para la conservación de los microorganismos por congelación son:
• 30°C: congelador de frigorífico: no se recomienda debido a la formación de eutécticos (suspensión con distintos puntos de congelación debido a los solutos que pueden dañar a las células).
• 70°C: nieve carbónica (CO2 sólido) o ultracongeladores: es el método más utilizado en los laboratorios de microbiología.
• 196°C: nitrógeno líquido: se utiliza para la conservación de bacterias, virus y líneas celulares. Existen varios problemas prácticos: el nitrógeno se evapora continuamente por lo que se debe rellenar regularmente; se deben utilizar recipientes que resistan bien estas temperaturas y que estén bien cerrados para evitar la entrada de nitrógeno líquido (Smith, 1994).
d. Liofilización
Es el método más utilizado por las colecciones internacionales de cultivos tipo para la conservación de los microorganismos. Básicamente consiste en congelar rápidamente una suspensión de microorganismos y eliminar el agua como vapor de agua directamente del hielo sin pasar por el estado intermedio líquido. Por lo tanto, combina las dos técnicas anteriormente citadas ya que es una desecación por sublimación. El sistema requiere tres componentes: mecanismo de congelación, bomba de vacío y una trampa de agua.
Los liofilizados se conservan entre 0 y 5°C durante varios años. Para su recuperación se resuspende el liófilo en el medio de cultivo adecuado y se incuban a la temperatura adecuada. No obstante, hay que estudiar, como en los casos anteriores (desecación y congelación), las condiciones óptimas de supervivencia de nuestro microorganismo (Mateos, 2007).
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e. Conservación en aceite mineral
Es una técnica simple y efectiva para prolongar la conservación de muchos organismos y consiste en cubrir completamente el cultivo después de su desarrollo en medio sólido, con una capa de aceite mineral o vaselina estéril. Los cultivos en esta forma se pueden conservar a temperatura ambiente o aún mejor en refrigeración por períodos de varios años (2-20 años). Algunos autores sostienen que en estas condiciones los microorganismos pueden continuar reproduciéndose, con posibilidades de aparición de mutantes; sin embargo se acepta que estas alteraciones no se observan hasta los tres años de mantenimiento. Entre las ventajas es de bajo costo, equipo requerido bajo y las desventajas trabajo moderado y baja estabilidad genética (García y Uruburu, 2000).
• Ventajas: -Bajo costo, -no se requiere equipo especializado, -manejo simple.
• Desventajas: -Posible pérdida de la línea celular. El cultivo (cepa microbiana o viral, línea celular) es el elemento vital de la investigación o producción celular), -pérdida de las características, morfológicas o fisiológicas y patógenas, - selección de células atípicas (variantes o mutantes), - riesgos de contaminación, - supervisión especializada, - espacio relativamente grande para su almacenamiento (García y Uruburu, 2000).
II.1.19.3 Conservación de diferentes grupos de microorganismos Debido a la gran variedad que presentan los microorganismos no existe ningún método óptimo para todos e incluso para un grupo particular de microorganismos ya que lo que funciona bien para algunos no es útil para otros. No obstante, en líneas generales podemos asumir lo siguiente:
1. Algas y cianobacterias: la mayor parte de los cultivos se han mantenido como subcultivos seriados a temperaturas entre 10 y 15°C. Para crecer estos cultivos se necesita luz (fotosintéticos). Algunas cianobacterias pueden conservarse bien desecadas ya que presentan formas de resistencia (akinetos). En general, las algas no aguantan bien la liofilización ni la desecación. En cuanto a la congelación los mejores resultados se obtienen con nitrógeno líquido.
2. Bacterias: prácticamente se han usado todos los métodos conocidos con buenos y malos resultados, aunque en líneas generales el mejor método es la liofilización debido a su facilidad de transporte.
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3. Virus: se han utilizado todos los métodos obteniendo en líneas generales baja supervivencia. Se recomienda para su conservación durante largos períodos de tiempo el nitrógeno líquido.
4. Hongos: la mayoría de los hongos pueden conservarse por desecación en suelo. Aunque, al igual que las bacterias, presentan una gran diversidad encontrándonos de todo (García y Uruburu, 2000).
II.1.20 Salud y seguridad ocupacional El grado de contaminación presente en ambientes interiores es la causa de la mayoría de los múltiples problemas de variada naturaleza que pueden abarcar desde una simple fatiga o incomodidad, hasta síntomas compatibles con alergias, enfermedades respiratorias, infecciones y cáncer, entre otras. Existen instituciones como la Agencia de Protección del Medioambiente (EPA) y la Agencia Federal de Salud e Higiene Ocupacional (OSHA) que tienen en su haber métodos estándares para el muestreo y monitoreo de factores de riesgo dentro de la industria que puedan afectar la salud de los operarios y empleados en general. Están dedicadas a aspectos relacionados a la salud e higiene industriales en ambientes ocupacionales e instituciones. Además, los grupos de trabajo como Atlantic Environmental, INC. y Polaroid Corporation-Waltham, MA. han desarrollado un amplio conocimiento en identificación y corrección de problemas de ambientes internos (Indoor air quality IAQ, 1999) . La salud ocupacional es proveer de seguridad, protección y atención a los empleados en el desempeño de su trabajo. El incremento en los accidentes en los laboratorios clínicos, algunos más serios que otros, debido entre otras cosas al manejo de muestras potencialmente contaminadas, reactivos peligrosos, materiales de uso delicado, infraestructuras inadecuadas y en alguna medida por fallas humanas, hacen necesario que todo laboratorio pueda contar con un manual que sirva de guía para minimizar estos riesgos y establezca el protocolo a seguir en caso de accidentes. Un programa de salud ocupacional debe contar con los elementos básico para cumplir con estos objetivos, los cuales incluyen datos generales de prevención de accidentes, la evaluación médica de los empleados, la investigación de los accidentes que ocurran y un programa de entrenamiento y divulgación de las normas para evitarlos (Fleming, 1995). II.1.20.1 Riesgos del ambiente de trabajo
• Riesgos químicos: los riesgos de los químicos incluyen concentraciones excesivas en el aire de polvo, humos, gases, o vapores que pueden hacer daño al respirarlas. Esta categoría también incluye químicos que se absorben por la piel o que actúan directamente sobre la piel o membranas mucosas, y químicos ingeridos. Los riesgos de químicos se ubican en categorías según sus efectos sobre la salud e incluyen irritantes, corrosivos, sensibilizantes, cancerígenos (cosas que causan el cáncer), toxinas, agentes tóxicos, hepatotóxicos (el hígado), nefrotóxicos (los riñones), neurotóxicos (el sistema nervioso), agentes que dañan a la sangre, asfixiantes, y agentes que dañan los pulmones.
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• Riesgos físicos: los riesgos físicos incluyen sonidos, temperatura, y extremos de
presión, radiación de iones y sin iones, y vibración.
• Riesgos biológicos: los riesgos biológicos incluyen insectos, bacteria, virus, hongos y otros organismos que pueden causar infecciones o de otros modos afectar la salud de los empleados.
• Riesgos ergonómicos: los riesgos ergonómicos incluyen tareas de trabajo que requieren posiciones y movimientos dificultosos del cuerpo, mociones repetitivas, el levantar excesivamente u otros factores del ambiente que pueden causar problemas de salud. El diseñar las herramientas y las tareas del empleado puede controlar los riesgos ergonómicos (ACGIH-American Conference of Gubernamental Industrial Hygienist, 2000).
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PARTE III
III.1. RESULTADOS
III.1.1 Selección de hora de mayor contaminación en los cuatro locales
En la gráfica No. 1 se puede observar la carga bacteriana y fúngica expresada en unidades formadoras de colonias por metro cúbico (UFC/m3) durante el muestreo intradiurno de cinco horas para seleccionar la hora de mayor contaminación en el aire interior y exterior de cada uno de los cuatro laboratorios. Como se observa en el gráfico, la hora de mayor contaminación seleccionada está indicada por los picos más elevados en cada uno de los locales. El laboratorio unificado de Química y Microbiología Sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA) presento mayor índice de contaminación en el aire interior como se muestra en la gráfica. En segundo lugar con menor contaminación se encuentra el laboratorio de AMSA donde la contaminación es mayor en el ambiente exterior como se observa en los picos de las barras de la gráfica.
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500
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4000
4500
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EMPAGUA Interior
EMPAGUA Exterior
LAMIR Interior
LAMIR Exterior
LAFYM Interior
LAFYM Exterior
AMSA Interior
AMSA Exterior
Gráfica 1. Concentración total de bacterias y hongos viables en el aire (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación
8:00 a.m UFC/m3Bacterias
8:00 a.m UFC/m3 Hongos
9:00 a.m UFC/m3Bacterias
9:00 a.m UFC/m3 Hongos
10:00 a.m UFC/m3Bacterias
10:00 a.m UFC/m3 Hongos
11:00 a.m UFC/m3Bacterias
11:00 a.m UFC/m3 Hongos
12:00 a.m UFC/m3Bacterias
12:00 a.m UFC/m3Hongos
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En la tabla 1 se puede observar los valores de la carga bacteriana y fúngica presente en el Laboratorio Microbiológico de Referencia –LAMIR-, donde se puede observar que la hora de mayor contaminación en el ambiente interior (LAMIR) es a las 9:00 de la mañana con un valor de 530 UFC/m3 de bacterias y 890 UFC/m3 de hongos microscópicos y para el ambiente exterior (AZOTEA) es a las 10:00 de la mañana con un valor de 180 UFC/m3
de bacterias y 510 UFC/m3 de hongos microscópicos, a pesar de no ser la hora en la que presenta la mayor carga fúngica que es a las 11:00 am o a las 12:00 pm como se muestra en la tabla, es la hora en la que se tiene la mayor cantidad de representantes bacterianos y una contaminación microbiológica más uniforme con lo cual se garantiza poder obtener mayor cantidad de representantes microbianos en el aire interior y exterior de este laboratorio.
Tabla 1. Carga bacteriana y fúngica expresada en unidades formadoras de colonias por metro cúbico (UFC/m3), presente en el aire durante el monitoreo para la selección de la hora de mayor contaminación en el aire interior y exterior del LAMIR
Local y área muestreada Hora 08:00 09:00 10:00 11:00 12:00
LAMIR Bacterias 230 530 210 100 330
AZOTEA Bacterias 160 140 180 60 40
LAMIR Hongos 530 890 930 1790 2030
AZOTEA Hongos 1450 580 510 670 830 Fuente: Proyecto FODECYT 002-08
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Como se observa en la gráfica 2 la hora de mayor contaminación microbiológica en el ambiente interior se obtuvo a las 9:00 de la mañana y en el ambiente exterior se obtuvo a las 10:00 de la mañana. En otras horas como se observa en la gráfica, la carga bacteriana presente en el aire era menor a pesar que la carga fúngica fuese mayor en alguno de los casos, por lo cual se seleccionó la hora en la que se tuviese mayor cantidad de ambas clases o tipos de microorganismos.
En la tabla 2 se puede observar los valores de la carga bacteriana y fúngica presente en el Laboratorio de Análisis Fisicoquímico y Microbiológico –LAFYM-, donde se puede observar que la hora seleccionada para llevar a cabo los muestreos periódicos tanto en el ambiente interior como en el ambiente exterior es a las 9:00 de la mañana. En el ambiente interior se tiene un valor de 420 UFC/m3 de bacterias y 640 UFC/m3 de hongos microscópicos dando un total de microorganismos presentes en el aire interior de 1,060 UFC/m3 y para el ambiente exterior se tiene un valor de 700 UFC/m3 de bacterias y 580 UFC/m3 de hongos microscópicos registrándose un total de 1,280 UFC/m3. A pesar de no ser la hora de mayor contaminación fúngica presente en el aire de este laboratorio, se selecciono esta hora convenientemente por la alta sensibilidad que poseen las bacterias a los cambios climáticos haciendo difícil su aislamiento del aire interior y exterior.
0
500
1000
1500
2000
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Hongos Bacterias
Total por hora/local Total por hora/local
Gráfica 2. Concentración total de bacterias y hongos viables en el aire (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación del
LAMIR
08:00 Interior
08:00 Exterior
09:00 Interior
09:00 Exterior
10:00 Interior
10:00 Exterior
11:00 Interior
11:00 Exterior
12:00 Interior
12:00 Exterior
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Tabla 2. Carga bacteriana y fúngica expresada en unidades formadoras de colonias por metro cúbico (UFC/m3), presente en el aire durante el monitoreo para la selección de la hora de mayor contaminación en el aire interior y exterior del LAFYM
Local y área muestreada Hora
08:00 09:00 10:00 11:00 12:00
LAFYM Bacterias 230 420 230 420 240
ÁREA EXTERIOR Bacterias 190 700 300 480 160
LAFYM Hongos 470 640 510 390 1490
ÁREA EXTERIOR Hongos 630 580 610 540 1420
Fuente: Proyecto FODECYT 002-08
Como se observa en la gráfica 3 la hora de mayor contaminación bacteriana y fúngica presente en el aire coincide en ambos ambientes siendo a las 9:00 de la mañana la hora de mayor contaminación. En otras horas como se observa en la gráfica, la carga bacteriana presente en el aire era menor a pesar que la carga fúngica fuese mayor en alguno de los casos, por lo cual se seleccionó la hora en la que se tuviese mayor cantidad de representantes bacterianos e igual proporción fúngica en el aire pues este último grupo microbiano es de fácil diseminación y propagación en el aire.
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200
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1000
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Hongos Bacterias
Total por hora/local Total por hora/local
Gráfica 3. Concentración total de bacterias y hongos viables en el aire (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación del
LAFYM
08:00 Interior
08:00 Exterior
09:00 Interior
09:00 Exterior
10:00 Interior
10:00 Exterior
11:00 Interior
11:00 Exterior
12:00 Interior
12:00 Exterior
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En la tabla 3 se puede observar los valores de la carga bacteriana y fúngica presente en el Laboratorio que pertenece a la Autoridad para el Manejo Sustentable del Lago de Amatitlán –AMSA-, donde se puede observar que la hora de mayor contaminación tanto en el ambiente interior como en el ambiente exterior es a las 8:00 de la mañana donde presentó valores de 620 UFC/m3 de bacterias en el ambiente interior y 1,710 UFC/m3 de hongos microscópicos en el ambiente interior y en el ambiente exterior se reporto valores de 430 UFC/m3 de bacterias en el ambiente interior y 2,310 UFC/m3 de hongos microscópicos en el ambiente exterior. Tabla 3. Carga bacteriana y fúngica expresada en unidades formadoras de colonias por metro cúbico (UFC/m3), presente en el aire durante el monitoreo para la selección de la hora de mayor contaminación en el aire interior y exterior de AMSA
Local y área muestreada Hora
08:00 09:00 10:00 11:00 12:00 AMSA Bacterias 620 520 550 400 240 AMSA EXTERIOR Bacterias 430 400 300 230 260 AMSA Hongos 1710 1640 1390 1460 920 AMSA EXTERIOR Hongos 2310 1740 1650 2110 1830 Fuente: Proyecto FODECYT 002-08
Como se observa en la gráfica 4, la hora de mayor contaminación bacteriana y fúngica presente en el aire interior y exterior del laboratorio de AMSA es a las 8:00 horas, se presenta esta hora el pico de mayor contaminación microbiológica.
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2000
2500
Hongos Bacterias
Total por hora/local Total por hora/local
Gráfica 4. Concentración total de bacterias y hongos viables en el aire (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación del
laboratorio de AMSA
08:00 Interior
08:00 Exterior
09:00 Interior
09:00 Exterior
10:00 Interior
10:00 Exterior
11:00 Interior
11:00 Exterior
12:00 Interior
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En la tabla 4 se puede observar los valores de la carga bacteriana y fúngica presente en el Laboratorio Unificado de Química y Microbiología Sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA), donde se puede observar que la hora de mayor contaminación en el ambiente interior es a las 9:00 de la mañana con un valor de 940 UFC/m3 de bacterias presentes en el aire y 2130 UFC/m3 de hongos microscópicos presentes en el aire. En el ambiente exterior se obtuvo la mayor carga microbiológica a las 8:00 de la mañana con un valor de 1010 UFC/m3 de bacterias y 1510 UFC/m3 de hongos microscópicos.
Tabla 4. Carga bacteriana y fúngica expresada en unidades formadoras de colonias por metro cúbico (UFC/m3), presente en el aire durante el monitoreo para la selección de la hora de mayor contaminación en el aire interior y exterior del laboratorio de EMPAGUA
Local y área muestreada Hora
08:00 09:00 10:00 11:00 12:00 EMPAGUA Bacterias 380 940 380 660 420 EMPAGUA EXTERIOR Bacterias 1010 260 160 330 170 EMPAGUA Hongos 4510 2130 2080 1910 2940 EMPAGUA EXTERIOR Hongos 1510 1150 1220 1350 1450 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008
Como se observa en la gráfica 5 la hora de mayor contaminación bacteriana y fúngica presente en el aire interior a las 9:00 de la mañana y la hora de mayor contaminación bacteriana y fúngica en el aire exterior es a las 8:00 de la mañana. En otras horas como se observa en la gráfica, la carga bacteriana presente en el aire es menor a pesar que la carga fúngica es mayor en otras horas, por lo cual se seleccionó la hora en la que se tuviese mayor cantidad de ambos tipos o clases de microorganismos.
0500
100015002000250030003500400045005000
Hongos Bacterias
Total por hora/local Total por hora/local
Gráfica 5. Concentración total de bacterias y hongos viables en el aire (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación del
laboratorio de EMPAGUA
08:00 Interior
08:00 Exterior
09:00 Interior
09:00 Exterior
10:00 Interior
10:00 Exterior
11:00 Interior
11:00 Exterior
12:00 Interior
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III.1.2 Resultados de muestreos periódicos
A. Resultados expresados en UFC/m3 del recuento de bacterias y hongos de los muestreos periódicos, su relación con la temperatura y el porcentaje de humedad relativa registrados en cada ambiente de los cuatro laboratorios.
Comportamiento de la temperatura medida en grados Celsius (°C) y la humedad relativa medida en porcentaje con respecto a la carga microbiológica (bacterias y hongos) emergente en el ambiente interior y exterior a lo largo de los seis muestreos periódicos llevados a cabo en cada local.
En la tabla 5 se muestra la relación que existe entre la temperatura y la humedad relativa con respecto a la carga bacteriana presente en el aire. Acá se observa que en el mes de octubre se reportó el valor más alto de temperatura (25.1°C) al igual que en el ambiente exterior (28.8°C), sin embargo el valor más alto de humedad relativa corresponde al mes de diciembre (66%) en el ambiente interior y al mes de Febrero en el ambiente exterior. La mayor carga bacteriana presente en el aire en el ambiente interior es en el mes de febrero (360 UFC/m3) y en el ambiente exterior es en el mes de enero (400 UFC/m3).
Tabla 5. Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriana registrada en los meses de muestreo en ambiente interior y exterior del LAMIR
Carga bacteriana en ambiente
interior (UFC/m3) (a)
Temperatura interior (°C)
(b)
% H.Ri. (c)
Carga bacteriana en ambiente
exterior (UFC/m3) (d)
Temperatura exterior (°C)
(e)
% H.Re. (f)
Octubre 120 25.1 53 30 28.8 44 Noviembre 50 24.1 60 80 31 58 Diciembre 280 19.9 66 170 20.7 53 Enero 180 22.6 57 400 22.3 51 Febrero 360 22.3 57 180 20.8 59 Marzo 150 21.6 62 110 22.2 45
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. (a y d) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Temperatura interior (°C). (c) = Porcentaje de humedad relativa interior. (e) = Temperatura exterior (°C). (f) = Porcentaje de humedad relativa exterior.
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%H.Ri= porcentaje de humedad en el ambiente interior. %H.Re= porcentaje de humedad en el ambiente exterior.
En la gráfica 6 se observa que la mayor contaminación en el aire interior se presentó en el mes de febrero (360 UFC/m3) donde la humedad relativa presentó un valor intermedio de 52%. Sin embargo, la mayor contaminación exterior se registró en el mes de enero (400 UFC/m3), acá la humedad relativa presentó un valor promedio de 51%. La menor contaminación se reportó en noviembre, en ambiente interior con 50 UFC/m3, y en el mes de octubre en el ambiente exterior con 30 UFC/m3.
En la tabla 6 se observa que durante el mes de enero se tiene la mayor carga fúngica presente en el aire interior y exterior del Laboratorio Microbiológico de Referencia -LAMIR- con valores de 2,720 UFC/m3 en el ambiente interior y 2.930 UFC/m3 en el ambiente exterior, sin embargo los valores reportados de temperatura (22.6°C en el ambiente interior y 22.3°C en el ambiente exterior) y humedad relativa (57% en el ambiente interior y 51% en el ambiente exterior) durante este mes son valores promedio.
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
octubre noviembre diciembre enero febrero marzo
Gráfica 6. Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriana (UFC/m3 ) a lo largo de los muestreos en el LAMIR
Carga bacteriana en ambiente interior (UFC/m3)
Temperatura interior (°C)
% H.Ri.
Carga bacteriana en ambiente exterior (UFC/m3)
Temperatura exterior (°C)
% H.Re.
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Tabla 6. Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fúngica registrada en los meses de muestreo en ambiente interior y exterior del LAMIR
Carga fúngica en ambiente interior
(UFC/m3) (a)
Temperatura interior (°C)
(b)
% H.Ri.
(c)
Carga fúngica en ambiente exterior
(UFC/m3) (d)
Temperatura exterior (°C)
(e)
% H.Re.
(f)
Octubre 1840 25.1 53 2000 28.8 44 Noviembre 560 24.1 60 490 31 58 Diciembre 1180 19.9 66 940 20.7 53 Enero 2720 22.6 57 2930 22.3 51 Febrero 2570 22.3 57 1900 20.8 59 Marzo 570 21.6 62 750 22.2 45 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. (a y d) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Temperatura interior (°C). (c) = Porcentaje de humedad relativa interior. (e) = Temperatura exterior (°C). (f) = Porcentaje de humedad relativa exterior.
%H.Ri= porcentaje de humedad en el ambiente interior. %H.Re= porcentaje de humedad en el ambiente exterior.
En la gráfica 7 se observa que la mayor contaminación fúngica presente en el aire interior y exterior se presentó en el mes de enero en ambos casos con valores de 2,720 y 2,930 UFC/m3 respectivamente. En ambos casos la humedad relativa registró valores que se encuentran por encima del valor promedio de 57% en el interior y 51% en el exterior, presentando el mismo comportamiento que la carga fúngica.
0
500
1000
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2500
3000
3500
octubre noviembre diciembre enero febrero marzo
Gráfica 7. Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fúngica (UFC/m3 ) a lo largo de los muestreos en el LAMIR
Carga fúngica en ambiente interior (UFC/m3)Temperatura interior (°C)
% H.Ri.
Carga fúngica en ambiente exterior (UFC/m3)Temperatura exterior (°C)
% H.Re.
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En la tabla 7 se observa que en el mes de enero se obtuvo la mayor carga bacteriana en el Laboratorio de Análisis Fisicoquímico y Microbiológico –LAFYM- tanto en el ambiente interior con un valor de 250 UFC/m3 como en el ambiente exterior con un valor de 300 UFC/m3. En ambos ambientes durante este mes se obtuvo valores promedio de temperatura y porcentaje de humedad relativa. Se alcanzó la mayor temperatura reportada durante este estudio en este local en el mes de octubre en el ambiente interior y en el exterior con valores de 23.7°C y 22.2°C respectivamente.
Tabla 7. Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriana registrada en los meses de muestreo en ambiente interior y exterior del LAFYM
Carga bacteriana en ambiente
interior (UFC/m3) (a)
Temperatura interior (°C)
(b)
% H.Ri. (c)
Carga bacteriana en ambiente
exterior (UFC/m3) (d)
Temperatura exterior (°C)
(e)
% H.Re. (f)
Octubre 100 23.7 63 90 22.2 60 Noviembre 160 23.4 52 130 19 55 Diciembre 120 21.7 65 280 19.7 65 Enero 250 22.4 62 300 19.7 63 Febrero 80 21.4 53 100 18 51 Marzo 130 22.1 48 130 19.4 54 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. (a y d) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Temperatura interior (°C). (c) = Porcentaje de humedad relativa interior. (e) = Temperatura exterior (°C). (f) = Porcentaje de humedad relativa exterior.
%H.Ri= porcentaje de humedad en el ambiente interior. %H.Re= porcentaje de humedad en el ambiente exterior.
0
50
100
150
200
250
300
350
octubre noviembre diciembre enero febrero marzo
Gráfica 8. Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriana (UFC/m3 ) a lo largo de los muestreos en el
LAFYM
Carga bacteriana en ambiente interior (UFC/m3)
Temperatura interior (°C)
% H.Ri.
Carga bacteriana en ambiente exterior (UFC/m3)
Temperatura exterior (°C)
% H.Re.
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En el gráfico 8 se observa que la mayor contaminación bacteriana presente en el aire interior y exterior se presentó en el mes de enero con valores de 250 UFC/m3 y 300 UFC/m3 respectivamente. Los porcentajes de humedad relativa que se presentaron durante este mes se encuentran entre los valores 62% en el interior y 63% en el exterior, estos valores se encuentran por encima del valor promedio (57%).
En la tabla 8 se observa que en el mes de enero se presentó la mayor carga fúngica en el aire interior (1240 UFC/m3) y exterior (2900UFC/m3) en el Laboratorio de Análisis Fisicoquímico y Microbiológico –LAFYM-. Sin embargo la temperatura máxima se reportó en el mes de octubre para el ambiente interior con un valor de 23.7°C. El ambiente exterior registró un valor de 22.2°C. El valor máximo de porcentaje de humedad relativa se reportó en ambos ambientes en el mes de diciembre con un valor de 65% tanto para el ambiente interior como para el ambiente exterior.
Tabla 8. Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fúngica registrada en los meses de muestreo en el ambiente interior y exterior del LAFYM
Carga fúngica en ambiente interior
(UFC/m3) (a)
Temperatura interior (°C)
(b)
% H.Ri. (c)
Carga fúngica en ambiente exterior
(UFC/m3) (d)
Temperatura exterior (°C)
(e) % H.Re. (f)
Octubre 300 23.7 63 370 22.2 60
Noviembre 480 23.4 52 580 19 55
Diciembre 584 21.7 65 560 19.7 65
Enero 1240 22.4 62 2900 19.7 63
Febrero 550 21.4 53 780 18 51
Marzo 170 22.1 48 390 19.4 54 Fuente: Poyecto FODECYT 002-2008. (a y d) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Temperatura interior (°C). (c) = Porcentaje de humedad relativa interior. (e) = Temperatura exterior (°C). (f) = Porcentaje de humedad relativa exterior.
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%H.Ri= porcentaje de humedad en el ambiente interior. %H.Re= porcentaje de humedad en el ambiente exterior.
Como se observa en la gráfica 9, el Laboratorio de Análisis Fisicoquímico y Microbiológico –LAFYM- presentó la mayor carga fúngica en enero tanto en ambiente interior como ambiente exterior con valores de 1,240 UFC/m3 y 2,900 UFC/m3
respectivamente, con valores de humedad relativa de 62 % en el ambiente interior y 63% en el área exterior; siendo estos valores intermedios entre los reportados en los demás meses en este laboratorio.
En la tabla 9 se observa que en el mes de febrero se reportó la carga bacteriana más alta en el ambiente interior del Laboratorio de AMSA (790 UFC/m3), con una temperatura de 22°C la cual sobrepasa el valor promedio (21.4°C) y un porcentaje de humedad relativa media con un valor de 59% y en noviembre se presentó la mayor carga bacteriana en el ambiente exterior (950 UFC/m3), con una temperatura alta de 19.4°C y un porcentaje de humedad relativa de 56%.
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500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
octubre noviembre diciembre enero febrero marzo
Gráfica 9. Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fúngica (UFC/m3 ) a lo largo de los muestreos en el LAFYM
Carga fúngica en ambiente interior (UFC/m3)Temperatura interior (°C)
% H.Ri.
Carga fúngica en ambiente exterior (UFC/m3)Temperatura exterior (°C)
% H.Re.
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Tabla 9. Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriana registrada en los meses de muestreo en ambiente interior y exterior de AMSA
Carga bacteriana en ambiente
interior (UFC/m3) (a)
Temperatura interior (°C)
(b)
% H.Ri. (c)
Carga bacteriana en ambiente
exterior (UFC/m3) (d)
Temperatura exterior (°C)
(e)
% H.Re. (f)
Octubre 480 20.8 58 480 18.1 59 Noviembre 640 21.6 60 950 19.4 56 Diciembre 220 21.6 61 570 19 57 Enero 250 20.2 57 700 15.7 62 Febrero 790 22 59 620 18 65 Marzo 250 22.2 44 830 19.8 63
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. (a y d) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Temperatura interior (°C). (c) = Porcentaje de humedad relativa interior. (e) = Temperatura exterior (°C). (f) = Porcentaje de humedad relativa exterior.
%H.Ri= porcentaje de humedad en el ambiente interior. %H.Re= porcentaje de humedad en el ambiente exterior.
Como se observa en la gráfica 10 en febrero se presentó la mayor carga bacteriana reportada en el laboratorio de AMSA con una temperatura alta (22°C) sin alcanzar la temperatura máxima (22.2°C) y un porcentaje de humedad relativa (59%) cercano al valor promedio (57%). En el ambiente exterior como se observa se presentó la mayor carga bacteriana en noviembre con una temperatura alta (19.4°C) sin alcanzar la temperatura máxima (19.8°C) y un porcentaje de humedad relativa del 56%.
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
octubre noviembre diciembre enero febrero marzo
Gráfica 10. Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriológica (UFC/m3 ) a lo largo de los muestreos en AMSA
Carga bacteriana en ambiente interior (UFC/m3)Temperatura interior (°C)
% H.Ri.
Carga bacteriana en ambiente exterior (UFC/m3)Temperatura exterior (°C)
% H.Re.
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En la tabla 10 se observa que la mayor carga fúngica presente en el aire interior y exterior en el Laboratorio de Autoridad para el manejo sustentable del lago de Amatitlán se reportó en octubre con valores de 2,390 UFC/m3 y 4,600 UFC/m3 respectivamente. La temperatura registrada (20.8°C en el interior y 18.1°C en el exterior) durante este mes en ambos ambientes se encuentra cercano al valor promedio (21.4 °C en el ambiente interior y 18.3°C en el ambiente exterior) reportado en este local a lo largo de la investigación así como el porcentaje de humedad relativa registrada durante este mes (58% en el interior y 59% en el exterior).
Tabla 10. Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fúngica registrada en los meses de muestreo en el ambiente interior y exterior de AMSA
Carga fúngica en ambiente
interior (UFC/m3) (a)
Temperatura interior (°C) (b)
% H.Ri. (c)
Carga fúngica en ambiente exterior
(UFC/m3) (d)
Temperatura exterior (°C) (e)
% H.Re. (f)
Octubre 2390 20.8 58 4600 18.1 59 Noviembre 2210 21.6 60 4440 19.4 56 Diciembre 750 21.6 61 1580 19 57 Enero 670 20.2 57 1490 15.7 62 Febrero 930 22 59 1530 18 65 Marzo 530 22.2 44 820 19.8 63
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. (a y d) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Temperatura interior (°C). (c) = Porcentaje de humedad relativa interior. (e) = Temperatura exterior (°C). (f) = Porcentaje de humedad relativa exterior.
%H.Ri= porcentaje de humedad en el ambiente interior. %H.Re= porcentaje de humedad en el ambiente exterior.
0
500
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2000
2500
3000
3500
4000
4500
5000
octubre noviembre diciembre enero febrero marzo
Gráfica 11. Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fúngica (UFC/m3 ) a lo largo de los muestreos en AMSA
Carga fúngica en ambiente interior (UFC/m3)
Temperatura interior (°C)
% H.Ri.
Carga fúngica en ambiente exterior (UFC/m3)
Temperatura exterior (°C)
% H.Re.
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Como se muestra en la gráfica 11, en el mes de octubre se presentó la mayor carga fúngica presente en el Laboratorio de AMSA en el ambiente interior y área exterior, a pesar de no ser durante este mes que se obtuvo la temperatura y el porcentaje de humedad relativa más elevados, por el contrario como se observa se obtuvieron valores promedios, al compararlos con los obtenidos durante los otros meses.
En la tabla 11 se puede observar que en el Laboratorio Unificado de Química y Microbiología Sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA) se obtuvo la mayor carga bacteriana presente tanto en el aire interior como en el aire exterior en el mes de marzo con valores de 660 UFC/m3 en el ambiente interior y 510 UFC/m3 en el ambiente exterior. Sin embargo la temperatura (18.1°C ambiente interior y 14.2°C ambiente exterior) y el porcentaje de humedad relativa (58% ambiente interior y 58% ambiente exterior) que se registraron durante este mes son los valores más bajos reportados a lo largo de los seis meses de monitoreo del aire en este local.
Tabla 11. Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriana registrada en los meses de muestreo en ambiente interior y exterior del laboratorio de EMPAGUA
Carga bacteriana en ambiente
interior (UFC/m3) (a)
Temperatura interior (°C)
(b)
% H.Ri. (c)
Carga bacteriana en ambiente
exterior (UFC/m3) (d)
Temperatura exterior (°C)
(e)
% H.Re. (f)
Octubre 270 23.8 65 290 19.7 80 Noviembre 400 23.7 64 270 20 76 Diciembre 130 20.4 60 120 15.7 76 Enero 190 20.5 69 310 16.2 76 Febrero 220 19.3 72 210 15.8 77 Marzo 660 18.1 58 510 14.2 58
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. (a y d) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Temperatura interior (°C). (c) = Porcentaje de humedad relativa interior. (e) = Temperatura exterior (°C). (f) = Porcentaje de humedad relativa exterior.
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%H.Ri= porcentaje de humedad en el ambiente interior. %H.Re= porcentaje de humedad en el ambiente exterior.
Como se observa en la gráfica 12 en marzo se presentó la mayor carga bacteriana presente en el aire interior (660 UFC/m3) y exterior (510 UFC/m3) del Laboratorio Unificado de Química y Microbiología Sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA). Durante este mes se reportó la menor temperatura (18.1°C en el ambiente interior y 14.2°C en el ambiente exterior) y porcentaje de humedad relativa en ambos ambientes como se muestra en la gráfica (58% en el interior y el exterior).
La tabla 12 muestra que en noviembre y diciembre se reportó la mayor carga fúngica presente en el Laboratorio Unificado de Química y Microbiología Sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA) la cual se mantuvo constante durante esos dos meses en el ambiente interior con un valor de 1,940 UFC/m3. En el ambiente exterior se obtuvo la mayor carga fúngica presente en el aire en el mes de febrero con un valor de 1,860 UFC/m3. Tanto en el ambiente interior como en el exterior se reportó una temperatura cercana al promedio (23.7°C ambiente interior noviembre, 20.4°C ambiente interior diciembre y 15.8°C ambiente exterior) al igual que en los valores reportados de porcentaje de humedad relativa (64% ambiente interior noviembre, 60% ambiente interior diciembre y 77% ambiente exterior) como se observa en la tabla.
0
100
200
300
400
500
600
700
octubre noviembre diciembre enero febrero marzo
Gráfica 12. Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga bacteriana (UFC/m3 ) a lo largo de los muestreos en el laboratorio de
EMPAGUA
Carga bacteriana en ambiente interior (UFC/m3)Temperatura interior (°C)
% H.Ri.
Carga bacteriana en ambiente exterior (UFC/m3)Temperatura exterior (°C)
% H.Re.
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Tabla 12. Influencia que ejerce la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fúngica registrada en los meses de muestreo en ambiente interior y exterior del laboratorio de EMPAGUA
Carga fúngica en ambiente interior
(UFC/m3) (a)
Temperatura interior (°C)
(b)
% H.Ri.
(c)
Carga fúngica en ambiente exterior
(UFC/m3) (d)
Temperatura exterior (°C)
(e)
% H.Re.
(f)
Octubre 1140 23.8 65 610 19.7 80 Noviembre 1940 23.7 64 680 20 76 Diciembre 1940 20.4 60 780 15.7 76 Enero 740 20.5 69 1140 16.2 76 Febrero 730 19.3 72 1860 15.8 77 Marzo 1610 18.1 58 770 14.2 58
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. (a y d) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Temperatura interior (°C). (c) = Porcentaje de humedad relativa interior. (e) = Temperatura exterior (°C). (f) = Porcentaje de humedad relativa exterior.
%H.Ri= porcentaje de humedad en el ambiente interior. %H.Re= porcentaje de humedad en el ambiente exterior. Como se observa en la gráfica 13, en el mes de noviembre y diciembre la carga fúngica se mantuvo constante, por lo que en estos dos meses se reportó la mayor carga fúngica presente en el aire interior del Laboratorio Unificado de Química y Microbiología Sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA), en el aire exterior. Se registró la mayor carga fúngica en el aire en febrero. Como se observa en el ambiente interior se reportó la mayor temperatura en octubre y el mayor porcentaje de humedad relativa se obtuvo en febrero. En el ambiente exterior se alcanzó la mayor temperatura en el mes de noviembre y el mayor porcentaje de humedad relativa se reportó en octubre.
0
500
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1500
2000
2500
octubre noviembre diciembre enero febrero marzo
Gráfica 13. Influencia de la temperatura y la humedad relativa sobre la carga fúngica (UFC/m3 ) a lo largo de los muestreos en EMPAGUA
Carga fúngica en ambiente interior (UFC/m3)Temperatura interior (°C)
% H.Ri.
Carga fúngica en ambiente exterior (UFC/m3)Temperatura exterior (°C)
% H.Re.
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B. Relación de la contaminación del aire interior y exterior por hongos microscópicos, bacterias gram positivo y gram negativo expresadas en UFC/m3 en el aire de los cuatro laboratorios.
La tabla 13 presenta que en enero se reportó en el aire interior del Laboratorio Microbiológico de Referencia -LAMIR- la mayor carga de hongos microscópicos(2,720 UFC/m3) y bacterias gram positivas (97 UFC/m3) presentes en el aire. Las bacterias gram negativas alcanzaron su mayor presencia en el aire en diciembre (24 UFC/m3). En el aire exterior hay una coincidencia pues en el mes de enero se tuvo la mayor carga fúngica (2,930 UFC/m3), de bacterias gram positivas (120 UFC/m3) y de bacterias gram negativas (20 UFC/m3).
Tabla 13. Recuento de hongos microscópicos, bacterias gram positivo y gram negativo presente en el aire interior y exterior de LAMIR a lo largo de los seis monitoreos del aire.
LAMIR Interior LAMIR Exterior
Hongos Bacterias
Hongos Bacterias
Gram positivas
Gram negativas
Gram positivas
Gram negativas
Octubre 1840 58 16 2000 15 12
Noviembre 560 28 13 490 32 14
Diciembre 1180 82 24 940 46 9
Enero 2720 97 19 2930 120 20
Febrero 2570 84 18 1900 77 9
Marzo 570 93 8 750 27 6 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
FODECYT 002-08
73
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
En la gráfica 14 se observa la variación que hubo tanto en la carga fúngica presente en el aire interior y exterior del laboratorio LAMIR como la carga de bacterias gram positivo como gram negativo. Como se muestra en el aire exterior se tuvo la mayor carga microbiológica (hongos microscópicos, bacteria gram positivas y bacterias gram negativas) presente en el aire durante el mes de enero, a diferencia del aire interior donde se observa que no hubo una coincidencia en la carga microbiológica en el aire ya que en enero se tuvo la mayor carga fúngica y de bacterias gram positivas presentes en el aire y las bacterias gram negativas tuvieron su mayor presencia en el mes de diciembre.
En la tabla 14 se observa que en el Laboratorio de Análisis Fisicoquímico y Microbiológico se obtuvo la mayor carga fúngica y de bacterias gram positivas en enero y de gram negativas en noviembre. En el ambiente exterior se presentó la mayor carga fúngica en el mes de enero, sin embargo las bacterias gram positivo y gram negativo coincidieron entre ellas presentando la mayor carga bacteriana en el aire en el mes de diciembre.
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
Gram positivasGram negativas Gram positivasGram negativas
Hongos Bacterias Hongos Bacterias
LAMIR Interior LAMIR Exterior
Gráfica 14. Comportamiento de la carga fúngica y bacteriana expresada en UFC/m3 presente en el ambiente interior y exterior de LAMIR a lo
largo de los seis muestreos del aire
Octubre
Noviembre
Diciembre
Enero
Febrero
Marzo
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Tabla 14. Recuento de hongos microscópicos, bacterias gram positivo y gram negativo presente en el aire interior y exterior del LAFYM a lo largo de los seis monitoreos del aire.
LAFYM Interior LAFYM Exterior
Hongos Bacterias
Hongos Bacterias
Gram positivas
Gram negativas
Gram positivas
Gram negativas
Octubre 300 65 15 370 34 5 Noviembre 480 64 18 580 90 17 Diciembre 584 68 16 560 122 24 Enero 1240 128 13 2900 75 15 Febrero 550 32 4 780 65 15 Marzo 170 50 7 390 70 7
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
Gram positivasGram negativas Gram positivasGram negativas
Hongos Bacterias Hongos Bacterias
LAFYM Interior LAFYM Exterior
Gráfica 15. Comportamiento de la carga fúngica y bacteriana expresada en UFC/m3 presente en el ambiente interior y exterior del
LAFYM a lo largo de los seis muestreos del aire
Octubre
Noviembre
Diciembre
Enero
Febrero
Marzo
FODECYT 002-08
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En el gráfico 15 se muestra la fluctuación de la carga microbiana presente en el aire a lo largo de los seis muestreos periódicos. Como se observa en la gráfica la carga fúngica tuvo un comportamiento ascendente los primeros tres meses hasta alcanzar la mayor concentración de hongos presentes en el aire interior del LAFYM se presentó durante el mes de enero, luego se comenzó un descenso en la concentración de hongos microscópicos. Las bacterias gram positivas tuvieron un comportamiento fluctuante alcanzando su valor máximo en el mes de enero. En el aire exterior se registró el mismo comportamiento en la carga fúngica en el aire interior alcanzando en esta área exterior la mayor carga fúngica en enero. Las bacterias gram positivas tuvieron un comportamiento similar al de los hongos lo que en menor escala, alcanzando el valor máximo registrado durante el mes de diciembre al igual que las bacterias gram negativas que registran valores de carga presente en el aire reportados bajos a comparación de los demás a lo largo de todos los muestreos, lo que provoca que no sean apreciables en la gráfica.
La tabla 15 muestra que la carga fúngica más elevada presente en el aire interior del Laboratorio de AMSA a lo largo de los seis muestreos periódicos se registró en octubre (2,390 UFC/m3), las bacterias gram positivas (286 UFC/m3) y gram negativas (62 UFC/m3) tuvieron sus niveles más elevados en noviembre. En el ambiente exterior se presentó el mismo comportamiento que en el ambiente interior teniendo la mayor carga fúngica en octubre (4,600 UFC/m3) y la mayor carga bacteriana en noviembre (453 UFC/m3 de gram positivas y 58 UFC/m3 de gram negativas).
Tabla 15. Recuento de hongos microscópicos, bacterias gram positivo y gram negativo presente en el aire interior y exterior del laboratorio de AMSA a lo largo de los seis monitoreos del aire.
AMSA Interior AMSA Exterior
Hongos Bacterias
Hongos Bacterias
Gram positivas
Gram negativas
Gram positivas
Gram negativas
Octubre 2390 192 44 4600 202 34 Noviembre 2210 286 62 4440 453 58 Diciembre 750 133 21 1580 346 39 Enero 670 168 13 1490 305 35 Febrero 930 269 40 1530 263 31 Marzo 530 128 23 820 275 52 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
FODECYT 002-08
76
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
En la gráfica 16 se observa, como, en el ambiente interior se tiene una disminución en la carga fúngica durante los primeros cuatro meses de monitoreo, presentando un incremento en febrero y luego un descenso en el mes de marzo. Se tuvo la mayor carga fúngica en octubre, sin embargo el comportamiento de las bacterias en el aire interior es fluctuante, el valor máximo de gram positivas se registró en noviembre al igual que las bacterias gram negativas. En el ambiente exterior se observa como de alcanzar el valor máximo en octubre la carga fúngica comienza a tener una disminución donde los valores se mantienen casi constantes durante los siguientes tres muestreos y vuelve a tener un descenso en el último mes de muestreo. Las bacterias presentaron en ambos casos gram + y gram – su mayor carga presente en el aire en noviembre, se registró un descenso donde permaneció el valor casi constante durante los siguientes tres muestreos y en el último mes (marzo) presentó un acenso en la carga bacteriana en el aire exterior del laboratorio de AMSA.
0500
100015002000250030003500400045005000
Gram positivasGram negativas Gram positivasGram negativas
Hongos Bacterias Hongos Bacterias
AMSA Interior AMSA Exterior
Gráfica 16. Comportamiento de la carga fúngica y bacteriana expresada en UFC/m3 presente en el ambiente interior y exterior de AMSA a lo
largo de los seis muestreos del aire
Octubre
Noviembre
Diciembre
Enero
Febrero
Marzo
FODECYT 002-08
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En la tabla 16 se observa que la carga fúngica máxima a lo largo de los seis nuestros periódicos llevados a cabo en el Laboratorio de EMPAGUA, en noviembre y diciembre se mantuvo constante la carga fúngica (1,940 UFC/m3). Estos dos meses fueron los que presentaron la mayor concentración de hongos microscópicos en el aire. Las bacterias gram positivas presentaron su máxima carga en el aire en octubre con un valor de 201 UFC/m3 y las bacterias Gram – tuvieron su mayor concentración presente en el aire interior en marzo con un valor de 43 UFC/m3. En el ambiente exterior de este laboratorio de EMPAGUA se obtuvo la mayor carga fúngica en febrero con un valor de 1,860 UFC/m3, las bacterias gram positivas y gram negativas presentaron su mayor carga presente en el aire en marzo con valores de 167 UFC/m3 y 36 UFC/m3 respectivamente. Tabla 16. Recuento de hongos microscópicos, bacterias gram positivo y gram negativo presente en el aire interior y exterior del Laboratorio Unificado de Química y Microbiología Sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA) a lo largo de los seis monitoreos del aire.
EMPAGUA Interior EMPAGUA Exterior
Hongos Bacterias
Hongos Bacterias
Gram positivas
Gram negativas
Gram positivas
Gram negativas
Octubre 1140 201 34 610 144 25
Noviembre 1940 170 40 680 111 24
Diciembre 1940 70 17 780 38 16
Enero 740 69 10 1140 107 16
Febrero 730 123 11 1860 92 11
Marzo 1610 199 43 770 167 36 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. .
FODECYT 002-08
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Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
En la gráfica 17 se observa el comportamiento en la carga fúngica presente en el aire interior del laboratorio de EMPAGUA el cual es fluctuante, la mayor carga de hongos microscópicos en el aire se observa que se presentó en noviembre y diciembre, en los que se tienen los picos más elevados y la carga estable, luego hay un descenso en la carga fúngica y vuelve a haber un ascenso en marzo. Las bacterias gram positivas registraron su mayor carga en octubre, luego hubo un descenso y a partir de enero comenzó a tener un acenso exponencial. Las bacterias gram negativas presentaron la mayor concentración en el aire interior en el mes de Marzo. En el ambiente exterior el comportamiento de la carga fúngica va en incremento hasta alcanzar su valor máximo en febrero, luego comienza a descender nuevamente la carga fúngica presente en el aire exterior. Las bacterias gram positivo y gram negativo tienen un comportamiento fluctuante que alcanzó los valores máximos en el mes de marzo como se observa en la gráfica.
III.1.3 Géneros microbiológicos identificados en los cuatro laboratorios
A. Géneros bacterianos
Se identificaron 40 géneros bacterianos que se agrupan en cuatro Phylums. Únicamente los géneros Bacillus licheniformis, Pseudomona stutzeri y Staphylococcus xylosus estuvieron presentes en los cuatro laboratorios como se puede observar en la tabla 17, los demás géneros caracterizados estuvieron presentes en algunos de los cuatro laboratorios.
0
500
1000
1500
2000
2500
Gram positivasGram negativas Gram positivasGram negativas
Hongos Bacterias Hongos Bacterias
EMPAGUA Interior EMPAGUA Exterior
Gráfica 17. Comportamiento de la carga fúngica y bacteriana expresada en UFC/m3 presente en el ambiente interior y exterior de
EMPAGUA a lo largo de los seis muestreos del aire
Octubre
Noviembre
Diciembre
Enero
Febrero
Marzo
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Fuente: Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.. Donde: LA=LAMIR, LF=LAFYM, AM=AMSA, EM=EMPAGUA. *=géneros presentes en todos los laboratorios.
Tabla 17. Phyla de bacterias presentes en los cuatro laboratorios a lo largo de los seis muestreos periódicos. DOMINIO PHYLUM CLASE ORDEN FAMILIA GENERO/ESPECIE LOCAL BACTERIA
Firmicutes
Bacilli
Bacillales
Staphylococcaceae
Staphylococcus aureus Staphylococcus capitis Staphylococcus epidermidis Staphylococcus haemolyticus Staphylococcus hominis Staphylococcus lentus Staphylococcus saprophyticus Staphylococcus sciuri Staphylococcus vitulinus Staphylococcus warnerrii Staphylococcus xylosus*
AM EM LF LF y EM LF LA y EM LF, AM y EM LA, LF y EM LF LA y LF LA, LF, AM y EM
Bacillaceae
Bacillus cereus Bacillus licheniformis* Bacillus megaterium Bacillus subtilis Bacillus pumilus
LA y LF LA, LF, AM y EM LA y AM LA y AM LF
Lactobacillales Streptococcaceae Streptococcus sanguis Lactococcus lactis
EM EM
Actinobacteria
Actinobacteria
Actino mycetales Propionibacteriaceae Propionibacterium acnes LA
Brevibacteriaceae Brevibacterium sp. LF Microcococcaceae Arthrobacter sp.
Kocuria rósea Kocuria varians Microbacterium Leifsonia aquaticum Micrococcus sp. Cellulomona sp.
LA EM LF LA y AM EM LF LA y AM
Corynebacteriaceae Corynebacterium accotens Corynebacterium striatum
LF EM
Bacteroidetes Flavobacteria Flavobacteriales Flavobacteriaceae Bergeyella zoohelcum Weeksella virosa
LA LA
Proteobacteria Gammaproteo bacteria
Enterobacteriales Enterobacteriaceae Serratia marcescens Pantoea sp. Pantoea agglomerans Salmonella gallinarium Klebsiella pneumoniae Escherichia vulneris Buttiauxella agrestes
EM LA, LF y EM LF EM AM EM EM
Pseudomonadales Moraxellaceae Acinetobacter baumann EM Pseudomonadaceae Pseudomona putida
Pseudomona stutzeri* EM LA, LF, AM y EM
FODECYT 002-08
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En la tabla 17 se muestra la relación filogenética de los géneros caracterizados en los cuatro laboratorios durante los seis meses de muestreo. Como se observa se registró un predominio de representantes de cuatro familias del phylum Actinobacteria, seguido por tres familias de Proteobacteria y Firmicutes. Se registró únicamente dos representantes del phylum Bacteroidetes presentes únicamente en LAMIR.
En la tabla 18 se observa el predominio del phylum Firmicutes en los cuatro laboratorios. El phylum Actinobacteria registró el segundo lugar en predominancia excepto en EMPAGUA donde predominó el phylum Proteobacteria. El phylum Bacteroidetes se registró únicamente en LAMIR.
Tabla 18. Frecuencia de aparición de los phyla bacterianos presentes en los cuatro locales expresado en porcentaje de aparición.
Local Phylum bacterianos
Firmicutes Actinobacteria Bacteroidetes Proteobacteria LAMIR 54% 20% 13% 13% LAFYM 59% 24% 0% 17% AMSA 50% 30% 0% 20% EMPAGUA 49% 14% 0% 37%
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. .
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
Firmicutes Actinobacteria Bacteroidetes Proteobacteria
Phyla bacterianos
Gráfica 18. Variación de los phyla bacterianos caracterizados durante los seis meses de muestreo en los cuatro laboratorios.
LAMIR
LAFYM
AMSA
EMPAGUA
FODECYT 002-08
81
En la gráfica 18 se observa la variación de los cuatro phylum presentes a lo largo de los seis muestreos periódicos en base a los géneros caracterizados en los cuatro laboratorios. Representantes del phylum Firmicutes predominaron sobre el resto de los phyla, mostrando mayor presencia en LAFYM. El phylum Actinobacteria presentó su pico máximo en el laboratorio de AMSA, mientras que Proteobacteria registró su valor máximo de porcentaje de aparición en el laboratorio de EMPAGUA. El LAMIR fue el único laboratorio que registró géneros bacterianos del phylum Bacteroidetes.
B. Géneros fúngicos
En la tabla 19 se muestra el comportamiento fúngico de los tres géneros predominantes en el aire interior a lo largo de los seis meses de muestreo dentro del Laboratorio Microbiológico de Referencia –LAMIR-, siendo estos Cladosporium, Aspergillus y Penicillium. Como se observa presentan un comportamiento fluctuante en su porcentaje de aparición con respecto a los meses. Sin embargo, el género Cladosporium fue el que presentó un mayor porcentaje de aparición durante octubre y de diciembre a marzo. El género Penicillium fue el segundo lugar en aparición a excepción del mes de noviembre cuando tuvo mayor porcentaje que Cladosporium y en octubre ocupó el tercer puesto, y el género Aspergillus como se muestra en la tabla sólo en octubre ocupó el segundo lugar en porcentaje de aparición y los siguientes cinco meses ocupó el tercer puesto de aparición, siendo de los tres géneros predominantes, el de menor porcentaje de aparición en el aire interior del laboratorio.
Tabla 19. Géneros fúngicos predominantes presentes en el aire interior de LAMIR expresado en porcentaje de aparición.
Mes de monitoreo del aire Géneros fúngicos
Cladosporium Aspergillus Penicillium Octubre 30% 25% 23% Noviembre 20% 10% 60% Diciembre 53% 1% 41% Enero 58% 10% 24% Febrero 40% 11% 37% Marzo 40% 18% 35% Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
FODECYT 002-08
82
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
En la gráfica 19 se muestra el comportamiento que presentó cada uno de los tres géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis muestreos realizados en el aire interior del Laboratorio Microbiológico de Referencia –LAMIR-. Como se observa Cladosporium tuvo una disminución en el porcentaje de aparición en noviembre e incremento su porcentaje de aparición en los meses de diciembre y enero, volviendo a decaer permaneciendo constante en los meses de febrero y marzo. El género Aspergillus presentó un descenso en el mes de noviembre y diciembre y en el mes de enero se comienza a registrar un incremento hasta el mes de marzo. El género Penicillium tuvo un incremento en el porcentaje de aparición en noviembre a la inversa que los otros dos géneros predominantes. Se registró un descenso en el mes de diciembre y enero, se volvió a incrementar su porcentaje de aparición en febrero, y se mantuvo similar al mes anterior la aparición de este hongo en marzo.
En la tabla 20 se observa en los porcentajes de aparición de cada uno de los géneros fúngicos predominantes que el género que tuvo mayor representatividad a lo largo de los seis meses de monitoreo en el aire exterior del Laboratorio Microbiológico de Referencia –LAMIR- es Cladosporium, seguido por Penicillium a excepción de octubre, cuando Aspergillus presentó valores más altos que Penicillium. El género Aspergillus presentó los valores más bajos de porcentaje de aparición con excepción del mes de octubre.
0%
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20%
30%
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Cladosporium Aspergillus Penicillium
Gèneros fúngicos
Gràfica No. 19 Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire interior de LAMIR
Octubre
Noviembre
Diciembre
Enero
Febrero
Marzo
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Tabla 20. Géneros fúngicos predominantes presentes en el aire exterior del LAMIR expresado en porcentaje de aparición.
Mes de monitoreo del aire Géneros fúngicos
Cladosporium Aspergillus Penicillium Octubre 50% 25% 15% Noviembre 59% 5% 31% Diciembre 55% 4% 33% Enero 64% 9% 20% Febrero 55% 11% 22% Marzo 60% 13% 22% Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. En la gráfica 20 se observa la variación que reportaron los tres géneros fúngicos predominantes en el aire exterior de LAMIR, mostrando Cladosporium su pico más alto en enero. Este es el género fúngico que reportó mayor porcentaje de aparición durante todos los meses. El género Penicillium como se observa en la gráfica presentó su mayor porcentaje de aparición en el mes de diciembre y es el segundo género que predominó en el aire interior de LAFYM. El género Aspergillus ocupa el tercer lugar en porcentaje de aparición y presentó su máximo pico en octubre. Este es el único mes en el que se encontró un porcentaje de aparición mayor al del género Penicillium.
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40%
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60%
70%
Cladosporium Aspergillus Penicillium
Gèneros fúngicos
Gràfica No. 20 Variaciòn de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior de LAMIR
Octubre
Noviembre
Diciembre
Enero
Febrero
Marzo
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En la tabla 21 se observa que en el aire interior del Laboratorio de Análisis Fisicoquímico y Microbiológico de los tres géneros fúngicos predominantes Cladosporium ocupa el primer lugar en porcentaje de aparición en los meses de octubre, noviembre, diciembre y marzo, se registró el valor máximo durante en Noviembre (55%), en los meses de enero y febrero, el género Penicillium alcanzó valores más elevados que Cladosporium alcanzando su valor máximo en febrero (46%). El género Aspergillus como se observa ocupa el tercer lugar de géneros más frecuentes alcanzando su valor máximo en octubre y en marzo con un valor de porcentaje de 24% en ambos meses. Tabla 21. Géneros fúngicos predominantes presentes en el aire interior de LAFYM expresado en porcentaje de aparición.
Mes de monitoreo del aire Géneros fúngicos
Cladosporium Aspergillus Penicillium Octubre 46% 24% 26% Noviembre 55% 7% 32% Diciembre 43% 12% 36% Enero 39% 16% 40% Febrero 36% 11% 46% Marzo 41% 24% 28% Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
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Cladosporium Aspergillus Penicillium
Gèneros fúngicos
Gráfica No. 21 Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire interior de LAFYM
Octubre
Noviembre
Diciembre
Enero
Febrero
Marzo
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Como se observa en la gráfica 21 el género fúngico Cladosporium, presentó un incremento en noviembre en el aire interior de LAFYM, cuando alcanzó su pico máximo, y en diciembre presentó un descenso en el porcentaje de aparición que también se registro en enero y febrero y comenzó a tener un ascenso en marzo. El género Penicillium reportó un incremento en el porcentaje de aparición lineal en los meses de noviembre a febrero y presentó un descenso evidente durante el mes de marzo. El género Aspergillus alcanzó su pico más elevado de presencia en el aire en los meses de octubre y marzo. En los meses de noviembre a enero presentó un incremento en el porcentaje de aparición y en febrero se presentó un descenso en el porcentaje de aparición en el aire interior del laboratorio.
En la tabla 22 se muestran los valores expresados en porcentaje de aparición de los tres géneros fúngicos predominantes en el aire exterior del Laboratorio de Análisis Fisicoquímico y Microbiológico. Acá se observa que el género Cladosporium prevaleció sobre los otros dos géneros con valores que oscilaron entre 45% y 61%. El género Penicillium ocupa el segundo lugar en frecuencia de aparición, este género registró algunas fluctuaciones como se observa en los meses de enero y febrero, cuando hubo una disminución pronunciada en los valores de porcentaje, se reportó el valor más bajo para este género con 18%. Aspergillus es el género que presentó menores porcentajes de aparición a lo largo del estudio, los cuales se mantuvieron relativamente constantes a lo largo de los seis meses con valores que se encuentran entre 9% y 15%.
Tabla 22. Géneros fúngicos predominantes presentes en el aire exterior del LAFYM expresado en porcentaje de aparición.
Mes de monitoreo del aire Géneros fúngicos
Cladosporium Aspergillus Penicillium Octubre 50% 9% 32% Noviembre 60% 4% 30% Diciembre 54% 8% 32% Enero 54% 15% 18% Febrero 61% 12% 18%
Marzo 45% 12% 31% Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
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Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
En la gráfica 22 se observa que el género fúngico predominante que reportó mayor porcentaje de frecuencia de aparición en el aire interior del Laboratorio de Análisis Fisicoquímico y Microbiológico es Cladosporium, alcanzó su pico máximo en febrero, en segundo lugar se encuentra el género Penicillium que alcanzó su pico máximo en octubre y diciembre con un valor de 32%. En tercer lugar se encuentra el género Aspergillus que presentó menor porcentaje de frecuencia de aparición, alcanzó su pico máximo en enero.
Como se presenta en la tabla 23 de los tres géneros fúngicos predominantes, Cladosporium es el género que presentó los valores más altos de porcentaje de frecuencia de aparición. Excepto en octubre cuando se registró predominancia del género Penicillium, el cual alcanzó en este mes su valor más alto (51%). El género Aspergillus es el tercer género más frecuente, presentó valores bajos de porcentaje de frecuencia de aparición. Sin embargo, alcanzó su valor máximo (15%) en marzo en el laboratorio de AMSA.
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Cladosporium Aspergillus Penicillium
Gèneros fúngicos
Gráfica No. 22 Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior de LAFYM
Octubre
Noviembre
Diciembre
Enero
Febrero
Marzo
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Tabla 23. Géneros fúngicos predominantes presentes en el aire interior del laboratorio de AMSA expresado en porcentaje de aparición.
Mes de monitoreo del aire Géneros fúngicos
Cladosporium Aspergillus Penicillium Octubre 25% 5% 51% Noviembre 66% 5% 22% Diciembre 55% 5% 29% Enero 61% 8% 24% Febrero 41% 9% 33%
Marzo 42% 15% 30% Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. En la gráfica 23 se observa la variación de los tres géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis muestreos periódicos realizados en el aire interior del laboratorio de la Autoridad para el Manejo Sustentable del Lago de Amatitlán. El género Cladosporium predominó sobre los otros dos géneros en los meses de noviembre a marzo, ya que únicamente en octubre el género Penicillium registró su pico más alto. Aspergillus es el género que registró porcentajes de frecuencia de aparición menores permaneciendo estables durante los primeros tres meses de muestreo y en el mes de enero se registró un incremento en el porcentaje de aparición que se siguió incrementando en el mes de febrero hasta alcanzar su pico máximo durante el mes de marzo.
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40%
50%
60%
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Cladosporium Aspergillus Penicillium
Gèneros fúngicos
Gráfica 23. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire interior de AMSA
Octubre
Noviembre
Diciembre
Enero
Febrero
Marzo
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En la tabla 24 se muestra el comportamiento de los tres géneros fúngicos predominantes presentes en el aire exterior del laboratorio de AMSA a lo largo de los seis meses de muestreo. Se observa que en el mes de enero el género Penicillium alcanzó su porcentaje de frecuencia de aparición máximo (45%), en los restantes cinco meses predominó el género Cladosporium que alcanzó su valor máximo en marzo (70%). El género Aspergillus presentó los valores más bajos a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior de AMSA encontrándose en un rango de 3% a 11%.
Tabla 24. Géneros fúngicos predominantes presentes en el aire exterior del laboratorio de AMSA expresado en porcentaje de aparición.
Mes de monitoreo del aire Géneros fúngicos
Cladosporium Aspergillus Penicillium Octubre 22% 8% 45% Noviembre 70% 3% 12% Diciembre 62% 4% 25% Enero 47% 8% 26% Febrero 51% 11% 22%
Marzo 53% 10% 21% Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
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80%
Cladosporium Aspergillus Penicillium
Gèneros fúngicos
Gráfica 24. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior de AMSA
Octubre
Noviembre
Diciembre
Enero
Febrero
Marzo
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En la gráfica 24 se observa que el género fúngico Cladosporium presentó un aumento en el porcentaje de frecuencia de aparición en el aire exterior de AMSA en noviembre, cuando alcanzó su pico más alto, registró un descenso en diciembre y enero y un incremento en febrero y marzo. El género Penicillium presentó un porcentaje de frecuencia de aparición alto en octubre, después un descenso pronunciado en el porcentaje de aparición. En diciembre y enero se reportó un incremento en la aparición de este hongo y en marzo se volvió a registrar un descenso. El género Aspergillus presentó los picos más bajos como se observa en el gráfico en comparación con los otros dos géneros presentes en el aire exterior de AMSA, sin embargo alcanzó su pico más alto en febrero.
En la tabla 25 se muestra el comportamiento de los tres géneros fúngicos predominantes presentes en el aire interior del laboratorio de EMPAGUA a lo largo de los seis meses de muestreo. Se observa que el género Cladosporium tuvo una predominancia durante los meses de octubre, noviembre, diciembre que es el mes donde alcanzó el valor máximo (58%) y febrero. Durante el mes de enero se obtuvo el mismo porcentaje de aparición para el género Cladosporium y Penicillium con un valor del 43% y en marzo predominó Penicillium alcanzando su valor más alto registrado del 70%. El género Aspergillus presentó su valor más alto durante el mes de octubre y febrero (13%).
Tabla 25. Géneros fúngicos predominantes presentes en el aire interior del laboratorio de EMPAGUA expresado en porcentaje de aparición.
Mes de monitoreo del aire Géneros fúngicos
Cladosporium Aspergillus Penicillium Octubre 53% 13% 20% Noviembre 52% 3% 38% Diciembre 58% 8% 30% Enero 43% 11% 43% Febrero 47% 13% 30%
Marzo 22% 3% 70% Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
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Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
En la gráfica 25 se observa la variación de los tres géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis muestreos periódicos realizados en el aire interior del laboratorio de unificado de Química y Microbiología Sanitaria “Dra. Alba Tabarini” –EMPAGUA-. El género Cladosporium predominó sobre los otros dos géneros en los meses de octubre, noviembre, diciembre que es el mes donde se registro el pico más alto, enero y febrero. En el mes de marzo a diferencia de los anteriores el género Penicillium registró su pico más alto y con ello fue el género predominante durante este mes. Aspergillus es el género que registró porcentajes de frecuencia de aparición menores, presentando sus picos más altos durante el mes de octubre y febrero con un 13% de frecuencia de aparición en este laboratorio.
En la tabla 26 se muestra la variación que registraron los tres géneros fúngicos predominantes durante los seis meses de muestreo del aire exterior del laboratorio de EMPAGUA. El género Cladosporium registró un comportamiento bastante homogéneo a lo largo de los seis meses presentando su valor más bajo de frecuencia de aparición durante el mes de octubre y el valor más alto durante el mes de marzo. Este género predomino en el aire interior de EMPAGUA durante los meses de octubre, diciembre, febrero y marzo. El género Aspergillus registro el segundo lugar en predominancia a diferencia en los meses de octubre y febrero como se observa en la tabla 26. El género Penicillium predominó durante los meses de noviembre y enero.
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Cladosporium Aspergillus Penicillium
Gèneros fúngicos
Gráfica 25. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire interior de EMPAGUA
Octubre
Noviembre
Diciembre
Enero
Febrero
Marzo
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Tabla 26. Géneros fúngicos predominantes presentes en el aire exterior del laboratorio de EMPAGUA expresado en porcentaje de aparición.
Mes de monitoreo del aire Géneros fúngicos
Cladosporium Aspergillus Penicillium Octubre 38% 25% 12% Noviembre 44% 5% 45% Diciembre 45% 14% 35% Enero 40% 8% 43% Febrero 46% 31% 10%
Marzo 49% 11% 31% Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
En la gráfica 26 se observa el comportamiento de cada uno de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis muestreos de aire exterior de EMPAGUA. El género Cladosporium presento un incremento en el porcentaje de aparición durante los meses de noviembre y diciembre, luego se dio un descenso en el porcentaje de aparición en enero y volvió a ascender en el mes de febrero y marzo donde alcanzó su pico máximo. Este género tuvo predominancia sobre los otros dos géneros durante el mes de octubre, diciembre, febrero y marzo. El género Aspergillus presentó predominancia sobre el género Penicillium durante el mes de octubre y febrero. Durante este último mes alcanzó su pico máximo registrado durante estos seis meses. El género Penicillium registró predominancia sobre el género Cladosporium durante los meses de noviembre y enero. Presentando su pico máximo durante el mes de noviembre.
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60%
Cladosporium Aspergillus Penicillium
Gèneros fúngicos
Gráfica 26. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior de EMPAGUA
Octubre
Noviembre
Diciembre
Enero
Febrero
Marzo
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Como se puede observar en la tabla 27, se realizó la caracterización de trece géneros fúngicos que se encontraron con menor frecuencia de aparición en el ambiente interior y exterior de los cuatro laboratorios. Algunos de estos géneros se hicieron presentes únicamente en el ambiente exterior de algunos laboratorios y en el aire interior de otros como se observa con el género Alternaria. Otros únicamente se registraron en uno de los laboratorios, como es el caso de Scopulariopsis (LAMIR interior) y Stenphylium (LAMIR interior). Tabla 27 A. Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de aparición durante los seis muestreos periódicos.
Género
LAMIR Int. % LAMIR Ext. % LAFYM Int. % LAFYM Ext. % Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar
Alternaria 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 1 Fusarium 0 1 0 2 2 1 0 5 2 1 3 0 0 1 3 0 0 1 1 3 2 0 1 2 Levaduras 2 2 2 0 3 1 0 0 3 0 2 3 0 1 1 0 1 1 0 1 1 1 3 2 Monillia 1 0 1 1 0 1 0 5 1 2 3 1 0 0 0 3 5 0 0 0 1 8 1 2 Nigrospora 2 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 3 Paecilomyces 0 0 0 1 1 1 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Rhizomucor 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Rhizopus 2 5 0 1 2 0 0 0 0 0 2 1 2 0 2 1 1 0 0 0 0 1 2 0 Rhodotorula 1 0 0 3 0 0 3 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 1 0 0 Scopulariopsis 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Stenphylium 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Trichophytum georgiae 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Trichosporum 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Morfoespecies 14 2 1 0 4 1 5 0 2 2 0 0 2 3 3 1 0 0 8 2 2 2 2 2
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.. Morfoespecies: características morfológicas de un individuo sin considerar ningún otro factor biológico por lo que no se puede determinar el género al que pertenece.
FODECYT 002-08
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Tabla 27 B. Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de aparición durante los seis muestreos periódicos.
Género
AMSA Int. % AMSA Ext. % EMPAGUA Int. % EMPAGUA Ext. % Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar
Alternaria 0 0 0 1 2 1 0 0 0 3 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Fusarium 0 3 2 0 2 2 0 5 3 0 7 1 4 0 1 0 0 0 2 4 3 0 5 1 Levaduras 0 2 2 0 2 3 3 4 1 5 2 5 0 0 1 1 1 0 0 1 2 2 2 2 Monillia 1 0 4 2 0 0 1 0 2 3 4 4 0 0 2 1 4 2 0 0 0 4 3 2 Nigrospora 0 0 0 0 1 1 0 0 0 0 1 2 0 0 0 0 2 1 0 0 0 0 2 3 Paecilomyces 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Rhizomucor 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 0 0 0 0 3 1 0 0 0 0 Rhizopus 8 1 0 0 0 1 3 1 0 0 0 1 2 5 0 1 2 0 1 0 1 0 0 0 Rhodotorula 0 0 0 0 3 1 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 5 0 0 1 0 1 Scopulariopsis 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Stenphylium 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Trichophytum georgiae 0 0 1 1 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Trichosporum 0 0 0 3 0 1 0 0 0 5 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 Morfoespecies 10 1 2 0 3 2 18 5 3 2 0 2 4 1 0 0 1 0 14 0 0 1 1 0
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. Morfoespecies: características morfológicas de un individuo sin considerar ningún otro factor biológico por lo que no se puede determinar el género al que pertenece.
FODECYT 002-08 94
III.1.4 Encuestas
III.1.4.1 Encuesta sobre la calidad del aire del entorno de trabajo relacionada con posibles alergias provocadas por hongos
Se realizó una encuesta sobre la calidad del aire y su relación con posibles alergias provocadas por hongos. Esta consta de trece preguntas cerradas que proporcionan información general del personal permanente, del ambiente del local y afecciones de la salud del personal permanente que labora dentro de los laboratorios (anexo 2). Se encuestó mensualmente a todos los trabajadores estables de cada uno de los laboratorios durante los seis meses de muestreo. A su vez se evaluó la técnica y periodicidad de limpieza en los cuatro laboratorios a través de una encuesta que se realizó a cada uno de los encargados durante el mes de marzo (anexo 3).
Como se observa en la tabla 28, cinco de las siete personas encuestadas en el LAMIR, se encuentran en un rango de edad de 18-29 años. En el LAFYM una persona se encuentra en un rango de 18-29 años y la otra persona encuestada se encuentra en un rango de 30-40 años. En el laboratorio de AMSA varió el número de personas encuestadas a lo largo de los seis meses de muestreo como se observa en la tabla, la mayor parte del personal encuestado están de 18-29 años y sólo una persona se encuentra en un rango de 30-40 años. Para el laboratorio de EMPAGUA, únicamente participó una persona en un rango de 30-40 años y la otra persona en un rango de 51-60 años.
Tabla 28. Pregunta 1. Edad del personal estable encuestado en cada uno de los laboratorios
Mes LAMIR/No. personas LAFYM/No. personas AMSA/No. personas EMPAGUA/No. personas
18-29*
30-40*
41-50*
51-60* >60* Total
18-29*
30-40*
41-50*
51-60* >60* Total
18-29*
30-40*
41-50*
51-60* >60* Total
18-29*
30-40*
41-50*
51-60* >60* Total
oct-08 3 1 1 0 0 5 1 1 0 0 0 2 5 1 0 0 0 6 1 0 1 1 0 3 nov-08 5 1 1 0 0 7 1 1 0 0 0 2 4 1 0 0 0 5 0 2 0 1 0 3 dic-08 5 1 1 0 0 7 1 1 0 0 0 2 3 0 0 0 0 3 0 1 0 1 0 2 ene-09 5 1 1 0 0 7 1 1 0 0 0 2 4 0 0 0 0 4 0 1 0 1 0 2 feb-09 5 1 1 0 0 7 1 1 0 0 0 2 4 0 0 0 0 4 0 1 0 1 0 2 mar-09 5 1 1 0 0 7 1 1 0 0 0 2 5 1 0 0 0 6 0 1 0 1 0 2
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. Donde: * = edad en años.
FODECYT 002-08 95
En la tabla 29, se observa el grado académico alcanzado por el personal permanente de cada laboratorio. En LAMIR tres personas se encuentran en cuarto año de la carrera de Química Biológica, una persona cerró pensum de la carrera de Química Biológica, una persona cerró pensum de la carrera de Química Farmacéutica, una persona culminó bachillerato y una persona es graduada de estudios superiores. En el LAFYM trabajan dos personas, una de ellas cerró pensum de la carrera de Química Biológica y la otra se graduó de estudios superiores. En el laboratorio de AMSA la mayor parte del personal culminó los estudios superiores y en el laboratorio de EMPAGUA, se encuestaron dos personas en el área de muestreo, una es graduada de sexto primaria y la otra es graduada se estudios superiores. Tabla 29. Pregunta 2. Estudios realizados por el personal estable que labora en cada uno de los laboratorios
Mes LAMIR/No. personas LAFYM/No. personas AMSA/No. personas EMPAGUA/No. personas
1 2 3 4 5 Total 1 2 3 4 5 Total 1 2 3 4 5 Total 1 2 3 4 5 Total oct-08 0 0 1 3 1 5 0 0 0 1 1 2 0 1 0 2 3 6 0 2 0 0 1 3 nov-08 0 0 1 5 1 7 0 0 0 1 1 2 0 0 0 1 4 5 0 1 0 0 2 3 dic-08 0 0 1 5 1 7 0 0 0 1 1 2 0 0 0 2 1 3 0 1 0 0 1 2 ene-09 0 0 1 5 1 7 0 0 0 1 1 2 0 0 0 3 1 4 0 1 0 0 1 2 feb-09 0 0 1 5 1 7 0 0 0 1 1 2 0 0 0 3 1 4 0 1 0 0 1 2 mar-09 0 0 1 5 1 7 0 0 0 1 1 2 0 0 0 3 3 6 0 1 0 0 1 2
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. Donde: 1= ninguno/primario sin acabar; 2= graduado de sexto primaria; 3= Bachillerato; 4= Estudios superiores y 5= Graduado de estudios superiores.
En la tabla 30, se muestra el tiempo que lleva trabajando cada una de las personas con un contrato permanente en los cuatro laboratorios que participaron en esta investigación. En el LAMIR de las siete personas, no todas son permanentes, sólo una de ellas lleva de cinco a diez años de trabajo dentro de este laboratorio. En el LAFYM únicamente hay dos personas fijas dentro del laboratorio, una lleva de cinco a diez años y la otra más de seis meses. En el laboratorio de AMSA, tres personas tienen más de seis meses y tres tienen de uno a cinco años de estar trabajando en este laboratorio. En el laboratorio de EMPAGUA una persona tiene más de seis meses de estar trabajando en este laboratorio y una persona que lleva más de 10 años de trabajo en esta institución.
FODECYT 002-08 96
Tabla 30. Pregunta 3. ¿Cuánto tiempo hace que trabaja en el mismo local?
Mes
LAMIR/No. personas LAFYM/No. personas AMSA/No. personas EMPAGUA/No. personas 1 2 3 4 5 Total 1 2 3 4 5 Total 1 2 3 4 5 Total 1 2 3 4 5 Total
oct-08 2 1 1 1 0 5 1 0 0 1 0 2 2 2 2 0 0 6 0 0 1 0 2 3 nov-08 4 1 1 1 0 7 1 0 0 1 0 2 1 1 3 0 0 5 0 0 2 0 1 3 dic-08 4 1 1 0 1 7 1 0 0 1 0 2 1 1 1 0 0 3 0 0 1 0 1 2 ene-09 4 1 1 0 1 7 1 0 0 1 0 2 1 1 2 0 0 4 0 0 1 0 1 2 feb-09 4 1 1 0 1 7 1 0 0 1 0 2 0 2 2 0 0 4 0 0 1 0 1 2
mar-09 4 1 1 0 1 7 1 0 0 1 0 2 3 0 3 0 0 6 0 0 1 0 1 2 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. Datos: 1= más de seis meses; 2= seis meses a un año; 3= de uno a cinco años; 4= de cinco a diez años y 5= más de 10 años.
En la tabla 31, se observan las respuestas a los efectos que producen en la salud los niveles de calor y temperatura que se produce en cada uno de los laboratorios a lo largo de los seis meses de muestreo. En todos los laboratorios se obtuvieron respuestas que muestran la presencia de afecciones a la salud por el elevado calor, demasiado frío, excesiva humedad, ambiente muy seco y en muy pocos casos la temperatura y la humedad no provocan problemas. Tabla 31. Pregunta 4. La temperatura y humedad /produce
Mes
LAMIR/No. personas LAFYM/No. personas AMSA/No. personas EMPAGUA/No. personas 1 2 3 4 5 6 Total 1 2 3 4 5 6 Total 1 2 3 4 5 6 Total 1 2 3 4 5 6 Total
Oct-08 1 2 1 0 0 1 5 1 0 0 0 0 1 2 1 1 0 0 0 4 6 2 0 0 0 0 1 3 Nov-08 1 2 1 0 0 3 7 2 0 0 0 0 0 2 1 0 0 1 0 3 5 2 1 0 0 0 0 3 Dic-08 1 4 1 0 0 1 7 2 0 0 0 0 0 2 1 0 1 1 0 0 3 1 1 0 0 0 0 2 Ene-09 1 5 1 0 0 0 7 2 0 0 0 0 0 2 1 0 2 1 0 0 4 0 2 0 0 0 0 2 Feb-09 0 3 1 0 0 3 7 1 0 0 0 0 1 2 2 0 1 0 1 4 0 1 0 0 0 1 2 Mar-
09 1 2 2 1 0 1 7 1 0 0 0 0 1 2 3 0 1 1 0 1 6 2 0 0 0 0 0 2 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. Datos: 1= demasiado calor; 2= demasiado frío; 3= demasiada humedad; 4= demasiada sequedad; 5= otros especifique y 6= no crea problemas.
FODECYT 002-08 97
En la tabla 32, se reporta la presencia de síntomas oculares y la frecuencia de aparición en el personal de cada uno de los laboratorios a lo largo de los seis muestreos periódicos. Se observa que en el LAMIR durante los meses de noviembre y marzo se presentó el índice más alto de síntomas oculares. En el LAFYM, se reportaron estos síntomas durante los meses de febrero y marzo. En AMSA se indicó la presencia de síntomas oculares durante los meses de octubre, noviembre y diciembre se indicó y en EMPAGUA únicamente en octubre.
Tabla 32. Pregunta 5. Síntomas oculares
Mes LAMIR/No. personas LAFYM/No. personas AMSA/No. personas EMPAGUA/No. personas
Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No Oct-08 0 0 0 0 0 0 0 5 0 0 0 0 0 0 0 2 2 0 0 2 0 0 0 4 1 1 0 0 0 0 0 2
Nov-08 4 2 1 1 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 2 2 0 0 1 1 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 3
Dic-08 1 1 0 0 0 0 0 6 0 0 0 0 0 0 0 2 2 0 0 1 0 0 1 1 0 0 0 0 0 0 0 2
Ene-09 2 1 1 0 0 0 0 5 0 0 0 0 0 0 0 2 1 1 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 2
Feb-09 2 1 0 1 0 0 0 5 1 1 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 2
Mar-09 3 3 0 0 0 0 0 4 1 1 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 6 0 0 0 0 0 0 0 2 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. Datos: S= semanal; Q= quincenal; M= mensual; T= trimestral; Sm= semestral y A= anual.
En la tabla 33, se observa la cantidad de personas que presentaron síntomas nasales a lo largo de los seis meses de muestreo. Además de la frecuencia de esta afección. De los cuatro laboratorios que participaron únicamente el personal del LAFYM no reportó síntomas nasales.
FODECYT 002-08 98
Tabla 33. Pregunta 6. Síntomas nasales
Mes
LAMIR/No. personas LAFYM/No. personas AMSA/No. personas EMPAGUA/No. personas Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No
Oct-08 3 3 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 2 2 2 0 0 0 0 0 4 1 0 0 0 1 0 0 2 Nov-08 3 3 0 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 5 1 1 0 0 0 0 0 2 Dic-08 6 6 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 2 1 1 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 2 Ene-09 3 2 1 0 0 0 0 4 1 1 0 0 0 0 0 1 2 2 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 2 Feb-09 4 1 1 2 0 0 0 3 1 1 0 0 0 0 0 1 2 1 0 0 0 1 0 2 0 0 0 0 0 0 0 2 Mar-09 3 1 0 1 1 0 0 4 1 1 0 0 0 0 0 1 3 2 0 0 1 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 2
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. Datos: S= semanal; Q= quincenal; M= mensual; T= trimestral; Sm= semestral y A= anual.
En la tabla 34, se observa la presencia de síntomas de dolor de garganta y la periodicidad con que los trabajadores de los cuatro laboratorios padecen este síntoma. En el LAMIR y el laboratorio de AMSA se presentan semanalmente los síntomas de garganta. En el laboratorio de EMPAGUA únicamente se reportó la presencia de síntomas de dolor de garganta en una persona en el mes de noviembre y en el LAFYM no se reportaron síntomas de dolor de garganta. Tabla 34. Pregunta 7. Síntomas de garganta
Mes
LAMIR/No. personas LAFYM/No. personas AMSA/No. personas EMPAGUA/No. personas Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No
Oct-08 3 3 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 2 2 2 0 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 3 Nov-08 5 5 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 2 2 2 0 0 0 0 0 3 1 1 0 0 0 0 0 2 Dic-08 2 2 0 0 0 0 0 5 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 2 Ene-09 1 1 0 0 0 0 0 6 0 0 0 0 0 0 0 2 2 2 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 2 Feb-09 4 2 0 2 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 2 1 1 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 2 Mar-09 2 2 0 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 2 3 1 2 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 2
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. Datos: S= semanal; Q= quincenal; M= mensual; T= trimestral; Sm= semestral y A= anual.
FODECYT 002-08 99
En la tabla 35, se presenta la frecuencia de aparición de algunos desórdenes respiratorios en las personas que laboran en los cuatro laboratorios a lo largo de los seis meses de monitoreo del aire. Como se observa en el LAMIR se presentó la mayor frecuencia de desórdenes respiratorios en el personal en el mes de febrero. En el LAFYM únicamente se reportó en febrero. En el laboratorio de AMSA se obtuvo la mayor frecuencia en noviembre y en el laboratorio de EMPAGUA no hubo presencia de desórdenes respiratorios. Tabla 35. Pregunta 8. Trastornos respiratorios
Mes
LAMIR/No. personas LAFYM/No. personas AMSA/No. personas EMPAGUA/No. personas Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No
Oct-08 1 1 0 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 2 1 1 0 0 0 0 0 5 0 0 0 0 0 0 0 3 Nov-08 0 0 0 0 0 0 0 7 0 0 0 0 0 0 0 2 3 0 1 1 1 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 3 Dic-08 0 0 0 0 0 0 0 7 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 2 Ene-09 0 0 0 0 0 0 0 7 0 0 0 0 0 0 0 2 1 1 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 2 Feb-09 3 1 0 2 0 0 0 4 1 1 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 2 Mar-09 1 0 0 0 1 0 0 6 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 6 0 0 0 0 0 0 0 2
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. Datos: S= semanal; Q= quincenal; M= mensual; T= trimestral; Sm= semestral y A= anual.
En la tabla 36, se observa en qué laboratorios el personal, reportó enfermedades cutáneos. El personal del LAMIR registró el mayor número de enfermedades cutáneas en los meses de febrero y marzo. En el LAFYM únicamente se reportaron en marzo. En el laboratorio de AMSA se registró la mayor frecuencia en los meses de enero, febrero y marzo y en EMPAGUA no hubo presencia de enfermedades cutáneas.
FODECYT 002-08 100
Tabla 36. Pregunta 9. Trastornos cutáneos
Mes
LAMIR/No. personas LAFYM/No. personas AMSA/No. personas EMPAGUA/No. personas Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No
Oct-08 1 1 0 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 2 1 0 1 0 0 0 0 5 0 0 0 0 0 0 0 3 Nov-08 2 2 0 0 0 0 0 5 0 0 0 0 0 0 0 2 1 0 0 1 0 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 3 Dic-08 1 1 0 0 0 0 0 6 0 0 0 0 0 0 0 2 2 1 1 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 2 Ene-09 1 1 0 0 0 0 0 6 0 0 0 0 0 0 0 2 3 0 2 0 0 1 0 1 0 0 0 0 0 0 0 2 Feb-09 4 3 0 1 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 2 3 2 0 1 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 2 Mar-09 4 3 0 1 0 0 0 3 1 1 0 0 0 0 0 1 3 1 0 1 1 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 2
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. Datos: S= semanal; Q= quincenal; M= mensual; T= trimestral; Sm= semestral y A= anual.
En la tabla 37, se presentan los reportes de síntomas parecidos a la gripe. El único laboratorio que no registró estos síntomas fue el laboratorio de EMPAGUA, en los restantes tres laboratorios (LAMIR, LAFYM y AMSA) se registró la presencia de estos síntomas.
Tabla 37. Pregunta 10. Síntomas parecidos a la gripe
Mes
LAMIR/No. personas LAFYM/No. personas AMSA/No. personas EMPAGUA/No. personas Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No Sí S Q M T Sm A No
Oct-08 1 1 0 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 2 2 0 0 0 1 0 1 4 0 0 0 0 0 0 0 3 Nov-08 0 0 0 0 0 0 0 7 1 0 0 0 0 0 1 1 2 0 0 0 1 1 0 3 0 0 0 0 0 0 0 3 Dic-08 0 0 0 0 0 0 0 7 1 0 0 0 0 0 1 1 1 0 0 1 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 2 Ene-09 0 0 0 0 0 0 0 7 0 0 0 0 0 0 0 2 1 0 0 1 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 2 Feb-09 3 0 1 1 1 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 2 Mar-09 2 0 1 0 1 0 0 5 0 0 0 0 0 0 0 2 2 0 1 1 0 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 2
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. Datos: S= semanal; Q= quincenal; M= mensual; T= trimestral; Sm= semestral y A= anual.
FODECYT 002-08 101
En la tabla 38, el reporte de visitas al médico en el LAMIR y en el laboratorio de EMPAGUA, hubo visitas al médico. En el LAFYM y en el laboratorio de AMSA no se reportaron visitas al médico en los seis meses de monitoreo del aire.
Tabla 38. Pregunta 11. Visita al médico
Mes
LAMIR/No. personas LAFYM/No. personas AMSA/No. personas EMPAGUA/No. personas Sí No Sí No Sí No Sí No
Nov-08 2 5 0 2 0 5 0 3 Dic-08 1 6 0 2 0 3 2 0 Ene-09 1 6 0 2 0 4 0 2 Feb-09 2 5 0 2 0 4 0 2 Mar-09 2 5 0 2 0 6 2 0
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
En la tabla 39, se presenta la cantidad de los trabajadores de los cuatro laboratorios que ingiere medicamentos por algún padecimiento en la salud reportado en alguna de las preguntas anteriores (anexo 2). En el LAMIR, se registró ingestión de medicamentos a partir de diciembre, de un trabajador, y hasta marzo dos trabajadores. En el LAFYM únicamente se reportó ingestión de medicamentos por una persona en febrero. En el laboratorio de EMPAGUA se reportó la ingestión de medicamentos por dos trabajadores en diciembre y marzo. En el laboratorio de AMSA no se registró ingestión de medicamentos.
FODECYT 002-08 102
Tabla 39. Pregunta 12. Toma algún medicamento para estos padecimientos
Mes
LAMIR/No. personas LAFYM/No. personas AMSA/No. personas EMPAGUA/No. personas Sí No Sí No Sí No Sí No
Nov-08 0 7 0 2 0 5 0 3 Dic-08 1 6 0 2 0 3 2 0 Ene-09 1 6 0 2 0 4 0 2 Feb-09 2 5 1 1 0 4 0 2 Mar-09 2 5 0 2 0 6 0 2
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
III.1.4.2 Cuestionario de limpieza en los laboratorios Microbiológicos
Se realizó un único cuestionario de limpieza a cada uno de los encargados del laboratorio durante el mes de marzo. Este consta de 35 preguntas cerradas que proporcionan información general de la técnica y material que se emplea para llevar a cabo el proceso de limpieza de cada uno de los laboratorios (anexo 3).
En la tabla 40 A se observa que en LAMIR únicamente hay dos personas fijas, al igual que en EMPAGUA y LAFYM, a diferencia de AMSA donde hay seis personas fijas. En tres de los laboratorios (LAMIR, LAFYM y AMSA) existe un encargado de limpieza como se observa en la pregunta 2 donde únicamente EMPAGUA no cuenta con una persona encargada de realizar la limpieza dentro de este laboratorio. En la pregunta 3 observamos que únicamente el LAMIR no posee un área de limpieza dentro de las instalaciones del laboratorio ya que el personal encargado de limpieza pertenece al departamento de Microbiología. La pregunta 4 nos indica la ubicación del área de limpieza, donde en el LAFYM se encuentra ubicada al final del área de preparación de reactivos, en AMSA se encuentra en una gaveta debajo del lavado de cristalería y en el baño, en EMPAGUA se encuentra a la par de las incubadoras a pesar de no contar con una persona designada para esta tarea y en LAMIR se encuentra ubicada en el departamento de Microbiología. Como se muestra en la tabla en la pregunta 5 únicamente LAMIR y LAFYM cuentan con procedimientos estándar de operación o manual de limpieza. Solamente tres de los laboratorios poseen asignado un día específico de limpieza como se observa en la pregunta 6.
FODECYT 002-08 103
Tabla 40 A. Cuestionario de limpieza en el laboratorio Microbiológico (ver preguntas 1 a la 6 en el anexo No. 3)
Local
Pregunta 1/ respuesta
elegida
Pregunta 2/ respuesta
elegida
Pregunta 3/ respuesta
elegida Pregunta 4/ respuesta
elegida
Pregunta 5/ respuesta
elegida
Pregunta 6/ respuesta
elegida LAMIR Dos personas Si No No hay Si Si LAFYM Dos personas Si Si Área reactivos Si Si AMSA Seis personas Si Si Debajo lavadero y baño No Si
EMPAGUA Dos personas No Si Al costado de incubadoras No No
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
En la tabla 40 B se observa que en la pregunta 7 se indica la periodicidad le limpieza donde en EMPAGUA no hubo respuesta y en los restantes tres laboratorios si existe periodicidad en la limpieza del laboratorio. En la pregunta 8 podemos observar que los cuatro laboratorios utilizan tres desinfectantes diferentes dentro de la limpieza del laboratorio, habiendo una periodicidad de limpieza diaria en el LAMIR, mensual en LAFYM y AMSA y quincenal en EMPAGUA como se muestra en la pregunta 9. En la pregunta 10 se observa en la tabla que en LAMIR y LAFYM se utilizan en diferentes casos como son derrames, antes de iniciar el trabajo dentro del laboratorio y al finalizar el mismo, en AMSA se utiliza el desinfectante antes de comenzar a trabajar una muestra y en EMPAGUA se utiliza el desinfectante en la limpieza de pisos. En la pregunta 11 se indica de que material es el piso en cada uno de los laboratorios (anexo 3), donde en LAMIR, LAFYM y EMPAGUA poseen piso de granito a diferencia de AMSA que posee piso cerámico. En la pregunta 12 se indicó con que se realiza la limpieza del piso luego de determinar el material del mismo. Como se observa en la tabla 40 B en AMSA se realiza la limpieza del piso con trapeador en lo que en LAMIR, LAFYM y EMPAGUA se realiza con dos o más opciones de las que se les presento en la encuesta como se observa en el anexo 3.
FODECYT 002-08 104
Tabla 40 B. Cuestionario de limpieza en el laboratorio Microbiológico (ver preguntas 7 a la 12 en el anexo No. 3)
Local Pregunta 7/
respuesta elegida
Pregunta 8/ respuesta
elegida
Pregunta 9/ respuesta
elegida
Pregunta 10/ respuesta
elegida
Pregunta 11/ respuesta
elegida
Pregunta 12/ respuesta
elegida
LAMIR Semanal
Alcohol al 70 %, Cloro,
Detergentes Trimestral
Limpieza de pisos y manos y muestras de agua
residuales Granito
Escoba, detergente,
agua y trapeador
LAFYM Quincenal
Alcohol al 70 %, Cloro,
Detergentes Mensual
Derrames y después de trabajar una
muestra Granito
Detergente, agua y
trapeador
AMSA Quincenal
Alcohol al 70 %, Cloro,
Detergentes Mensual
Antes de comenzar a trabajar una
muestra Cerámico Trapeador y desinfectante
EMPAGUA No hubo respuesta Alcohol al 70 %,
Cloro, Lysol Trimestral
Antes de después de comenzar a
trabajar una muestra Granito
Escoba y trapeador
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
En la tabla 40 C se indica las respuestas obtenidas por parte de los encargados de laboratorio en las preguntas que van de la 13 a la 18. En la pregunta 13 se observa que en los cuatro laboratorios se realiza una limpieza del piso a diario, utilizando en el caso de los laboratorios de LAMIR y AMSA desinfectantes comerciales y EMPAGUA y LAFYM utilizan dos tipos de desinfectantes de los mencionados en la pregunta 14 del cuestionario de limpieza como se observa en el anexo 3. En la pregunta 15 se indica el tipo de material de la puerta de cada uno de los laboratorios, como se observa los cuatro laboratorios poseen puerta de madera. El LAMIR y EMPAGUA no utilizan nada para la limpieza de la puerta como se observa en la pregunta 16 en lo que LAFYM y AMSA utilizan desinfectantes comerciales para llevar a cabo la limpieza de la puerta. Esta limpieza se lleva a cabo semanalmente en el LAFYM y a diario en AMSA como se observa en la pregunta 17 y en la pregunta 18 se observa el tipo de desinfectante que aplican en la puerta que en el caso de LAMIR, LAFYM y AMSA aplican desinfectantes comerciales.
FODECYT 002-08 105
Tabla 40 C. Cuestionario de limpieza en el laboratorio Microbiológico (ver preguntas 13 a la 18 en el anexo No. 3)
Local
Pregunta 13/ respuesta
elegida
Pregunta 14/ respuesta
elegida
Pregunta 15/ respuesta
elegida Pregunta 16/
respuesta elegida
Pregunta 17/ respuesta
elegida Pregunta 18/
respuesta elegida
LAMIR Diario Desinfectantes
comerciales Madera Nada Nunca Desinfectantes
comerciales
LAFYM Diario Desinfectantes
comerciales Madera Desinfectante
comercial Semanalmente Desinfectantes
comerciales
AMSA Diario Desinfectantes
comerciales Madera Desinfectante
comercial Diario Desinfectantes
comerciales
EMPAGUA Diario
Cloro, desinfectantes comerciales Madera Nada Nunca No hubo respuesta
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
En la tabla 40 D se muestra la información obtenida por parte de los cuatro laboratorios en las preguntas 19 a la 23 del cuestionario de limpieza. En la pregunta 19 se observa que el LAMIR, LAFYM y EMPAGUA poseen superficies de trabajo de madera con fórmica en lo que en AMSA son de otro tipo de material no enlistado en el cuestionario (anexo 3). En la pregunta 20 se indica que en LAFYM se realiza la limpieza de las superficie de trabajo con esponja y detergente, en AMSA con trapo con agua, en EMPAGUA se utiliza dos de los materiales enlistados y en LAMIR se utiliza un material diferente a los enlistados en el cuestionario (anexo 3). Estas superficies se desinfectan en LAMIR con alcohol al 70% y en LAFYM, AMSA y EMPAGUA con desinfectante comercial como se muestra en la pregunta 21. En la pregunta 22 no se obtuvo respuesta en LAMIR y EMPAGUA ya que no se menciono el uso de desinfectantes comerciales y en LAFYM y AMSA utilizan Lysol en la limpieza de las superficies de trabajo. LAMIR, LAFYM y AMSA llevan a cabo la limpieza de las superficies de trabajo a diario en lo que EMPAGUA lo realiza mensualmente como se muestra en la pregunta 23.
FODECYT 002-08 106
Tabla 40 D. Cuestionario de limpieza en el laboratorio Microbiológico (ver preguntas 19 a la 23 en el anexo No. 3)
Local
Pregunta 19/ respuesta
elegida
Pregunta 20/ respuesta
elegida Pregunta 21/
respuesta elegida Pregunta 22/ respuesta
elegida Pregunta 23/
respuesta elegida
LAMIR Madera y formica
Detergente con esponja Alcohol al 70 % No hubo respuesta Diario
LAFYM
Material resistente a sustancias corrosivas
Detergente con esponja
Desinfectantes líquidos comerciales Lysol Diario
AMSA Granito Trapo con agua Desinfectantes
líquidos comerciales Lysol Diario
EMPAGUA Madera y metal
Detergente con esponja y trapo
con agua Desinfectantes
líquidos comerciales No hubo respuesta Mensual Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
En la tabla 40 E se muestra las respuestas obtenidas por parte de los laboratorios en las preguntas 24 a la 29. En la pregunta 24 se muestra que el personal de LAMIR, LAFYM y AMSA se lava las manos después de cada cambio de actividad, y en EMPAGUA el personal realiza el lavado de manos tres veces al día. En la pregunta 25 se indica con qué frecuencia se realiza este lavado, en el caso de LAMIR y LAFYM se realiza después de cada cambio de actividad, en EMPAGUA antes de ingresar al laboratorio y después de salir de este y en AMSA se realiza en dos de las opciones enlistadas en el cuestionario. En la pregunta 26 se indica qué tipo de jabón utilizan en el lavado de manos en los laboratorios, en LAMIR se utiliza jabón líquido y espuma y en LAFYM, AMSA y EMPAGUA se utiliza únicamente jabón líquido. Luego del proceso de lavado se indica en la pregunta 27 con que realizan el proceso de secado. Como se observa en los laboratorios de LAMIR, LAFYM y EMPAGUA se secan las manos con toallas de papel y en EMPAGUA se lleva a cabo con dos opciones de las enlistadas en el cuestionario (anexo 3). En la pregunta 28 se indica el número de basureros que posee cada laboratorio, como se observa LAMIR posee un recipiente de basura al igual que EMPAGUA, LAFYM posee tres recipientes de basura y AMSA posee cuatro. Los cuatro laboratorios poseen recipientes para la basura plásticos como se indica en la pregunta 29.
FODECYT 002-08 107
Tabla 40 E. Cuestionario de limpieza en el laboratorio Microbiológico (ver preguntas 24 a la 29 en el anexo No. 3)
Local
Pregunta 24/ respuesta
elegida
Pregunta 25/ respuesta
elegida
Pregunta 26/ respuesta
elegida
Pregunta 27/ respuesta
elegida
Pregunta 28/ respuesta
elegida Pregunta 29/
respuesta elegida
LAMIR
Después de cada cambio de
actividad
Después de cada cambio de actividad
Liquido y espuma Toallas de papel Tres Plástico
LAFYM
Después de cada cambio de
actividad
Después de cada cambio de actividad Liquido Toallas de papel Tres Plástico
AMSA
Después de cada cambio de
actividad Cuando sea necesario Liquido Toallas de papel Cuatro Plástico
EMPAGUA Tres veces al
día
Antes y después de salir de laboratorio Liquido
Toallas de papel y con la bata Uno Plástico
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
En la tabla 40 F se muestra la información proporcionada por el encargado de cada laboratorio en las preguntas 30 a la 35 en cada uno de los laboratorios. En la pregunta 30 como se observa en la tabla únicamente el LAFYM posee diferente tipo de basurero en dependencia del material que se va descartar. En las preguntas 31, 32 y 33 se obtuvo información sobre el tipo de ventilación que posee cada uno de los laboratorios donde se observa que únicamente AMSA y EMPAGUA posee aire acondicionado. En las preguntas 34 y 35 se indica si se toman precauciones de acuerdo al riesgo al que puede estar expuesto el personal con algún tipo de muestra y el equipo de protección que se utiliza en el procesamiento de las mismas, en los cuatro laboratorios. Únicamente EMPAGUA no toma en cuenta el riesgo al que puede estar expuesto sus trabajadores y por ende no utilizan ninguna medida de protección física durante el procesamiento de las muestras.
FODECYT 002-08 108
Tabla 40 F. Cuestionario de limpieza en el laboratorio Microbiológico (ver preguntas 30 a la 35 en el anexo No. 3)
Local
Pregunta 30/ respuesta
elegida
Pregunta 31/ respuesta
elegida
Pregunta 32/ respuesta
elegida
Pregunta 33/ respuesta
elegida
Pregunta 34/ respuesta
elegida Pregunta 35/
respuesta elegida
LAMIR No Ventanas abiertas
Ventanas de paleta Anual Si
Guantes, mascarilla, cofia, redecilla o gorro,
bata, lentes de seguridad
LAFYM Si Ventilador Ventanas lisas Semanalmente Si
Guantes, mascarilla, cofia, redecilla o gorro,
bata, lentes de seguridad
AMSA No Aire
acondicionado Ventanas lisas Diario Si
Guantes, mascarilla, cofia, redecilla o gorro,
bata, lentes de seguridad
EMPAGUA No
Ventanas abiertas y aire acondicionado Ventanas lisas Mensual No No hubo respuesta
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
FODECYT 002-08 109
III.1.5 Análisis estadístico
Tabla 41. Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3
anova hongos lugar amb Number of obs = 8 R-squared = 0.9426 Root MSE = 228.035 Adj R-squared = 0.8660 Source | Partial SS df MS F Prob > F -----------+---------------------------------------------------- Model | 2560200.00 4 640050.00 12.31 0.0332 | lugar | 2445000.00 3 815000.00 15.67 0.0245 amb | 115200.00 1 115200.00 2.22 0.2334 | Residual | 156000.00 3 52000.00 -----------+---------------------------------------------------- Total | 2716200.00 7 388028.571 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
Al llevar a cabo el análisis estadístico de los datos utilizando un análisis de varianza de entrada múltiple, en donde las covariables fueron: hongos que se refiere a la carga fúngica expresada en UFC/m3, lugar que se refiere al laboratorio donde se llevó a cabo el muestreo y por último el ambiente que se refiere a si se muestreó en el interior de la instalación o en el exterior. Como se puede observar en la tabla 41 hubo diferencia significativa con respecto a los lugares donde se llevó a cabo el estudio ya que se obtuvo un valor menor de 0.05.
FODECYT 002-08 110
510
2130 Hongos
1 2 3 4
Grafica 27. Comparación de la carga fúngica expresada en UFC/m3 entre los cuatro locales muestreados.
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. Código Local
1 EMPAGUA 2 LAMIR 3 LAFYM 4 AMSA
Como se observa en la gráfica 27 existe diferencia significativa entre cada local ya que P posee un valor de 0.0245 entre la carga fúngica presente en un área con respecto a la carga fúngica presente en otra área. En el primer local que corresponde al Laboratorio Unificado de Química y Microbiología Sanitaria “Dra. Alba Tabarini”-EMPAGUA-, los valores son elevados como se observa en la altura de la caja de Tukey. En esta área por su valor de media se observa que la carga fúngica es bastante elevada en comparación con las demás áreas y por la altura de la caja es el local más contaminada. En caja No. 2 que corresponde al Laboratorio Microbiológico de Referencia-LAMIR-, por la altura de la caja de Tukey es uno de los locales con menor contaminación en esta investigación a pesar de no ser el que presentó los valores más bajos. En la caja No. 3 que corresponde a LAFYM se observa el mismo comportamiento que presentó LAMIR, con la diferencia que este local reportó los valores más bajos de contaminación fúngica presente en el aire como se muestra en la altura de la caja No. 3. En la cajita No. 4 que corresponde a AMSA se observa que los valores son bastante homogéneos con respecto a la media, observándose por la altura de esta caja, que esta área, tiene mucha contaminación por hongos microscópicos en comparación con los dos locales anteriores, siendo está la segunda área más contaminada de las cuatro áreas estudiadas.
FODECYT 002-08 111
Tabla 42. Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3 de LAMIR.
A. anova bacteria amb Number of obs = 10 R-squared = 0.3585 Root MSE = 122.638 Adj R-squared = 0.2783 Source | Partial SS df MS F Prob > F -----------+---------------------------------------------------- Model | 67240.00 1 67240.00 4.47 0.0674 | amb | 67240.00 1 67240.00 4.47 0.0674 | Residual | 120320.00 8 15040.00 -----------+---------------------------------------------------- Total | 187560.00 9 20840.00 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
Al llevar a cabo el análisis estadístico de los datos utilizando un análisis de varianza de entrada múltiple, las covariables fueron: bacterias que se refiere a la carga bacteriana expresada en UFC/m3 y el ambiente que se refiere a si el muestreó se realizó en el interior o exterior de LAMIR. Como se puede observar en la tabla 42 (A), no hubo diferencia significativa en este laboratorio con respecto a los ambientes donde se llevó a cabo el estudio ya que se obtuvo un valor de P = 0.0674 mayor a 0.05. Por ende no existe una relación directa entre el ambiente interior y el ambiente exterior. Por tanto no hay contaminación cruzada entre ambos ambientes.
B. anova hongos amb Number of obs = 10 R-squared = 0.1696 Root MSE = 526.972 Adj R-squared = 0.0658 Source | Partial SS df MS F Prob > F -----------+---------------------------------------------------- Model | 453690.00 1 453690.00 1.63 0.2370 | amb | 453690.00 1 453690.00 1.63 0.2370 | Residual | 2221600.00 8 277700.00 -----------+---------------------------------------------------- Total | 2675290.00 9 297254.444 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
Al llevar a cabo el análisis estadístico de los datos utilizando un análisis de varianza de entrada múltiple, las covariables fueron: hongos que se refiere a la carga fúngica expresada en UFC/m3 y el ambiente que se refiere al área donde se realizo el muestreo (interior o exterior) en LAMIR. Como se puede observar en la tabla 42 (B), no hubo una diferencia significativa entre el ambiente interior y el ambiente exterior ya que P = 0.2370, siendo este valor mayor que 0.05. Esto indica que no existe una relación directa entre ambos ambientes, lo que conlleva a que no exista una contaminación cruzada entre ambos ambientes.
FODECYT 002-08 112
Tabla 43. Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3 de LAFYM.
A. anova bacteria amb Number of obs = 10 R-squared = 0.0333 Root MSE = 174.714 Adj R-squared = -0.0875 Source | Partial SS df MS F Prob > F -----------+---------------------------------------------------- Model | 8410.00 1 8410.00 0.28 0.6139 | amb | 8410.00 1 8410.00 0.28 0.6139 | Residual | 244200.00 8 30525.00 -----------+---------------------------------------------------- Total | 252610.00 9 28067.7778 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
Al llevar a cabo el análisis estadístico de los datos obtenidos utilizando un análisis de varianza de entrada múltiple, las covariables fueron: bacterias que se refiere a la carga bacteriana expresada en UFC/m3 y el ambiente que se refiere a si el muestreó se realizó en el interior o exterior de LAFYM. Como se puede observar en la tabla 43 (A), no hubo diferencia significativa en este laboratorio con respecto a los ambientes donde se llevó a cabo el estudio ya que se obtuvo un valor de P = 0.06139, valor que es mayor a 0.05. Por ende no existe una relación directa entre el ambiente interior y el ambiente exterior, lo que indica que no existe contaminación cruzada entre ambos ambientes.
B. anova hongos amb Number of obs = 10 R-squared = 0.0057 Root MSE = 413.60 Adj R-squared = -0.1186 Source | Partial SS df MS F Prob > F -----------+---------------------------------------------------- Model | 7840.00 1 7840.00 0.05 0.8358 | amb | 7840.00 1 7840.00 0.05 0.8358 | Residual | 1368520.00 8 171065.00 -----------+---------------------------------------------------- Total | 1376360.00 9 152928.889 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
Al llevar a cabo el análisis estadístico de los datos obtenidos en el proyecto, utilizando un análisis de varianza de entrada múltiple, las covariables fueron: hongos que se refiere a la carga fúngica expresada en UFC/m3 y el ambiente que se refiere al área donde se realizó el muestreo (interior o exterior) en LAFYM. Como se puede observar en la tabla 43 (B), no hubo una diferencia significativa entre el ambiente interior y el ambiente exterior ya que P = 0.8358, posee un valor mayor a 0.05. Esto indica que no existe una relación directa entre ambos ambientes, por lo que no hay una contaminación cruzada entre ellos.
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Tabla 44. Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3 del laboratorio de AMSA.
A. anova bacteria amb Number of obs = 10 R-squared = 0.2964 Root MSE = 122.291 Adj R-squared = 0.2085 Source | Partial SS df MS F Prob > F -----------+---------------------------------------------------- Model | 50410.00 1 50410.00 3.37 0.1037 | amb | 50410.00 1 50410.00 3.37 0.1037 | Residual | 119640.00 8 14955.00 -----------+---------------------------------------------------- Total | 170050.00 9 18894.4444 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. Al llevar a cabo el análisis estadístico de los datos obtenidos utilizando un análisis de varianza de entrada múltiple, las covariables fueron: bacterias que se refiere a la carga bacteriana expresada en UFC/m3 y el ambiente que se refiere a si el muestreó se realizó en el interior o exterior del laboratorio de AMSA. Como se puede observar en la tabla 44 (A), no hubo diferencia significativa en este laboratorio con respecto a los ambientes donde se llevó a cabo el estudio ya que se obtuvo un valor de P = 0.1037, valor que es mayor a 0.05. Por ende no existe una relación directa entre el ambiente interior y el ambiente exterior, lo que indica que no existe contaminación cruzada entre ambos ambientes.
B. anova hongos amb
Number of obs = 10 R-squared = 0.4806 Root MSE = 292.874 Adj R-squared = 0.4157 Source | Partial SS df MS F Prob > F -----------+---------------------------------------------------- Model | 635040.00 1 635040.00 7.40 0.0262 | amb | 635040.00 1 635040.00 7.40 0.0262 | Residual | 686200.00 8 85775.00 -----------+---------------------------------------------------- Total | 1321240.00 9 146804.444 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. Al llevar a cabo el análisis estadístico de los datos utilizando un análisis de varianza de entrada múltiple, las covariables fueron: hongos que se refiere a la carga fúngica expresada en UFC/m3 y el ambiente que se refiere al área donde se realizo el muestreo (interior o exterior) en el laboratorio de AMSA. Como se puede observar en la tabla 44 (B), hubo una diferencia significativa entre el ambiente interior y el ambiente exterior con un valor de P = 0.0262, valor que es menor a 0.05. Esto indica que existe una influencia negativa del ambiente exterior sobre el ambiente interior, existiendo una relación directa entre ambos ambientes.
FODECYT 002-08 114
920
2310 Hongos
1 2
Grafica 28. Comparación de la carga fúngica expresada en UFC/m3 presente en el ambiente interior con respecto al ambiente exterior de AMSA.
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
Código Ambiente 1 Interior 2 Exterior
En la gráfica 28 se observa que en la primera caja de Tukey la mayor cantidad de hongos microscópicos presentes en el ambiente interior del laboratorio de AMSA se encuentran por encima de la media a pesar de tener un valor fuera de la caja y por debajo de la media. Esto indica que los valores de contaminación por hongos en el ambiente interior son elevados, sin embargo la altura en la caja de la caja No. 2 es mayor ya que presenta mayor contaminación fúngica en el aire exterior como se puede observar en la gráfica. En esta segunda caja al igual que la primera la mayor cantidad de valores de contaminación fúngica presente en el aire exterior se encuentran por encima de la media, siendo un indicativo de la elevada contaminación presente en este ambiente provocando que sea mayor que la que se registró en el ambiente interior. Este gráfico corrobora lo obtenido en la tabla 44 (B) donde se observa que el valor de P es de 0.0262, habiendo una diferencia significativa entre ambos ambientes.
FODECYT 002-08 115
Tabla 45. Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3 del laboratorio de EMPAGUA.
A. anova bacteria amb Number of obs = 10 R-squared = 0.0884 Root MSE = 305.131 Adj R-squared = -0.0255 Source | Partial SS df MS F Prob > F -----------+---------------------------------------------------- Model | 72250.00 1 72250.00 0.78 0.4041 | amb | 72250.00 1 72250.00 0.78 0.4041 | Residual | 744840.00 8 93105.00 -----------+---------------------------------------------------- Total | 817090.00 9 90787.7778 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008. Al llevar a cabo el análisis estadístico de los datos utilizando un análisis de varianza de entrada múltiple, las covariables fueron: bacterias que se refiere a la carga bacteriana expresada en UFC/m3 y el ambiente que se refiere a si se muestreó en el interior del laboratorio de EMPAGUA o en el exterior del laboratorio. Como se puede observar en la tabla 45 (A), no hubo diferencia significativa en este laboratorio con respecto a los ambientes donde se llevó a cabo el estudio ya que se obtuvo un valor mayor a 0.05, siendo P = 0.4041. Con esto se indica que no existe una contaminación cruzada entre ambos ambientes, cada uno de ellos es independiente.
B. anova hongos amb Number of obs = 10 R-squared = 0.4995 Root MSE = 771.171 Adj R-squared = 0.4369 Source | Partial SS df MS F Prob > F -----------+---------------------------------------------------- Model | 4747210.00 1 4747210.00 7.98 0.0223 | amb | 4747210.00 1 4747210.00 7.98 0.0223 | Residual | 4757640.00 8 594705.00 -----------+---------------------------------------------------- Total | 9504850.00 9 1056094.44 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
Al llevar a cabo el análisis estadístico de los datos utilizando un análisis de varianza de entrada múltiple, las covariables fueron: hongos que se refiere a la carga fúngica expresada en UFC/m3 y el ambiente que se refiere al área donde se realizo el muestreo (interior o exterior) en el laboratorio de EMPAGUA. Como se puede observar en la tabla 45 (B), hubo una diferencia significativa entre el ambiente interior y el ambiente exterior con un valor de P = 0.0223, valor que es menor a 0.05. Esto indica que existe una influencia negativa del ambiente interior sobre el ambiente exterior, existiendo una relación directa entre ambos.
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1150
4510 Hongos
1 2
Grafica 29. Comparación de la carga fúngica expresada en UFC/m3 presente en al ambiente interior con respecto al ambiente exterior de EMPAGUA.
Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
Código Ambiente 1 Interior 2 Exterior
Como se observa en la gráfica 29 en la caja No. 1 los valores se encuentran por encima de la media y se tiene un valor que queda fuera de la gráfica con respecto a la media. En esta área por su valor de media y la altura que presenta la cajita se aprecia que la carga fúngica es elevada en comparación con el ambiente exterior. En la caja No. 2 se observa que con respecto a la media, los valores presentaron un comportamiento bastante homogéneo ya que es mínima la diferencia de altura del área de arriba de la media con respecto al área de abajo que presenta un poco más de altura. Se registró menor contaminación en el ambiente exterior como se observa en la altura de esta segunda caja con respecto a la primera que corresponde al ambiente interior. Este gráfico corrobora lo obtenido en la tabla 45 (B) donde se observa que el valor de P es de 0.0223, habiendo una diferencia significativa entre ambos ambientes.
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Tabla 46. Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3
anova bact lugar amb Number of obs = 8 R-squared = 0.6026 Root MSE = 3266.48 Adj R-squared = 0.0728 Source | Partial SS df MS F Prob > F -----------+---------------------------------------------------- Model | 48540185.5 4 12135046.4 1.14 0.4770 | lugar | 38480330.4 3 12826776.8 1.20 0.4416 amb | 10059855.1 1 10059855.1 0.94 0.4032 | Residual | 32009755.4 3 10669918.5 -----------+---------------------------------------------------- Total | 80549940.9 7 11507134.4 Fuente: Proyecto FODECYT 002-2008.
Para el análisis estadístico de los datos se utilizó un análisis de varianza de entrada múltiple, en el cual las covariables fueron: bacterias que se refiere a la carga bacteriana presente en el aire expresada en UFC/m3, lugar que se refiere al laboratorio donde se llevó a cabo el muestreo y por último el ambiente que se refiere a si se muestreó en el interior de la instalación o en el exterior. Como se puede observar en la tabla 46 no hubo diferencia significativa con respecto a los lugares donde se llevó a cabo el estudio y en el ambiente sin importar si es interior o exterior ya que los valores obtenidos son mayores de 0.05 siendo para el lugar 0.4416 y para ambiente 0.4032.
FODECYT 002-08 118
III.2 Discusión de Resultados
III.2.1 Determinación de la hora de máxima contaminación
Con el objetivo de seleccionar la hora de mayor contaminación bacteriana y fúngica en el aire, se realizó un muestreo intradiurno, que consiste en llevar a cabo un estudio a diferentes horas de la mañana hasta el medio día (8:00 am – 12:00 pm) en el ambiente interior y exterior de cuatro laboratorios públicos como se observa en la gráfica 1.
En la gráfica 1 se observa la existencia de una variación en la concentración de bacterias y hongos microscópicos presentes en el aire con respecto a las horas donde se llevó a cabo el monitoreo del aire, observándose que el 100% de los puntos muestreados (LAMIR, LAFYM, EMPAGUA y AMSA), presentaron mayor concentración de colonias emergentes en horas de la mañana, por lo cual las horas fijadas para realizar los muestreos de aire periódicos en cada uno de los laboratorios fue: LAMIR interior-9:00 am, LAMIR exterior-10:00 am (Tabla 1), LAFYM interior-9:00 am, LAFYM exterior-9:00 am (Tabla 2), EMPAGUA exterior-8:30 am, EMPAGUA interior-9:15 am (tabla 4), AMSA interior-8:00 am y AMSA exterior-9:00 am (tabla 3).
Al comparar la carga fúngica y bacteriana presente en el aire a través del tiempo en los diferentes laboratorios (gráfica 1), se observa que hay una fluctuación en la concentración de la carga microbiológica del aire presentando valores más elevados y constantes en horas tempranas de la mañana, lo cual corrobora la influencia de factores ambientales (humedad relativa, velocidad del ciento y precipitaciones) como ha sido señalado por Rojas et al., en el año 2006. Siendo mayores los niveles de contaminación microbiológica en el laboratorio de EMPAGUA ambiente interior y AMSA ambiente exterior.
Para la selección de hora de mayor contaminación se hizo un análisis de los resultados obtenidos del monitoreo de cinco horas (gráfica 1), y se determinó que la concentración de hongos microscópicos y de bacterias presentes en el aire difieren según la hora y cantidad, por lo que fue necesario seleccionar la hora en la cual se tenía la mayor cantidad de representantes bacterianos por ser un género de menor frecuencia en el aire, a diferencia de los hongos microscópicos que son cosmopolitas. A pesar de no tener su valor máximo a la hora seleccionada presentaron valores elevados de carga fúngica presente en el aire con lo cual se garantizó obtener la mayor cantidad de géneros fúngicos presentes durante la época seca.
FODECYT 002-08 119
Los niveles de microorganismos en el aire exterior se ven afectadas por muchos factores más que los hongos como son la locación geográfica, la época del año y su proximidad con actividades agrícolas, grupos de animales, industrias o áreas urbanas (Flanningan et al., 2001). Los hongos son microorganismos ubicuos en el ambiente y representan un creciente problema en nuestra sociedad actual como organismos contaminantes del aire, del agua, de superficies de las casas, oficinas, industrias, hospitales, laboratorios y patógenos importantes para la salud humana (Brul y Klis, 1999; Singh, 2005). Si bien la mayoría no son patógenos, pueden comportarse como oportunistas y afectar adversamente a la salud produciendo alergias, infecciones y toxicidad (Jarvis, 2002; Fischer y Dott, 2003; Singh, 2005). En pequeñas zonas climáticas (como son las áreas de estudio ubicadas en el exterior) la variación de las esporas presente en el aire depende de la cantidad y tipo de vegetación, la humedad relativa, la velocidad del viento, la temperatura, el microambiente local y la actividad humana (Lacey, 1981). Un cambio súbito en las condiciones atmosféricas puede explicar una alteración brusca del nivel de bacterias presentes en el aire (Grau, 2006), lo cual se verifica con los resultados obtenidos en la gráfica 1 donde es notorio que el nivel de contaminación presente en el aire por hongos microscópicos es mayor a los niveles presentes de bacterias debido a la susceptibilidad de estas últimas ante cambios climáticos.
III.2.2 Niveles de contaminación periódica en las diferentes áreas muestreadas
La atmósfera no tiene una microbiota autóctona pero es un medio para la dispersión de muchos tipos de microorganismos (esporas, bacterias, virus y hongos), procedentes de otros ambientes. Algunos han creado adaptaciones especializadas que favorecen su supervivencia y permanencia. Los microorganismos dispersados por el aire tienen una gran importancia biológica y económica. Producen enfermedades en plantas, animales y humanos, causan alteración de alimentos y materiales orgánicos y contribuyen al deterioro y corrosión de monumentos y metales (Rosas et al., 2002). En varios países es usual llevar un registro de la presencia de aeroalergenos en la atmósfera en forma continua, con el objeto de conocer la distribución de los más importantes en una localización determinada, e informar al personal de salud y al público sobre la presencia de estas partículas con el fin de tomar medidas preventivas y evitar las enfermedades transmitidas por el aire, producidas por bacterias, virus y hongos que son las respiratorias (neumonía, tosferina, tuberculosis, legionelosis, resfriado, gripe), en algunos casos sistémicas (meningitis, sarampión, varicela, micosis) y alérgicas (Jarvis, 2002; Fischer y Dott, 2003; Singh, 2005).
Al analizar los datos que se obtuvieron de carga bacteriana y fúngica dentro de los laboratorios y el ambiente exterior se consideran entre las principales fuentes de contaminación atmosférica a:
• Fuentes naturales: polvo que contiene materias biológicas, esporas, polen y bacterias.
• Fuentes agrícolas: insecticidas y herbicidas empleados en la agricultura. Fuentes tecnológicas:
FODECYT 002-08 120
• Procesos industriales de todo tipo. • Consumo industrial y doméstico de combustibles fósiles. • Vehículos de motor (Yassi A, et,al., 2002).
El número de microorganismos del aire en las zonas pobladas depende de la actividad en esa zona, tanto industrial o agrícola, como de los seres vivos y la cantidad de polvo. El número de microorganismos es mayor en las zonas pobladas y después en el mar, cerca de las costas. En las zonas desérticas no hay más que lo que aportan los vientos de las zonas habitables próximas y en los casquetes polares no hay nada. En las zonas con clima seco, el aire contiene numerosos microorganismos y el número desciende después de la lluvia debido a que ésta los arrastra por lavado del aire. Hay variaciones estacionales en el número de microorganismos en la atmósfera. Los hongos son típicamente más abundantes en verano que en el resto del año, mientras que las bacterias son más abundantes en primavera y otoño debido a factores como la temperatura, humedad relativa del aire y exposición a la luz solar (Bovallius et al., 1978). Esto se evidencia en los resultados obtenidos a lo largo de los seis muestreos periódicos llevados a cabo en los cuatro diferentes laboratorios durante época seca únicamente pues en nuestro país Guatemala no se marcan las cuatro estaciones sino únicamente la época seca y lluviosa.
Algunos microorganismos, incluidos bacterias, virus y hongos, son capaces de viajar grandes distancias sin perder viabilidad. Es el caso de Cladosporium que formando una nube de esporas llegó a Dinamarca procedente de Inglaterra a través del mar del Norte (Gregory y Monteith, 1967). Un ejemplo parecido es el de la bacteria Coxiella burnetii que es capaz de transmitirse por el viento hasta 12 Km. Así, en 1996, produjo una epidemia de fiebre Q entre los residentes de la localidad alemana de Rollshausen y ciudades vecinas, a través de la inhalación de polvos y aerosoles contaminados, procedentes de las granjas cercanas de bovinos, ovejas y cabras. El principio de la epidemia correspondió con un período excepcionalmente seco y el viento contribuyó soplando en la dirección de la granja hacia la ciudad (Lyytikäinen et al., 1997). También se produjo una epidemia de fiebre Q en la localidad francesa de Briancon, causada por la dispersión de aerosoles contaminados producida por un helipuerto cercano a las granjas (Armengaud et al., 1997).
En las últimas décadas se reportan evidencias sobre la asociación entre los contaminantes atmosféricos y el incremento de las consultas de urgencias por enfermedades respiratorias, por lo que se hace necesario conocer los niveles de contaminación microbiológica del aire presente en locales ocupacionales y ambiente exterior, ya que este último presenta una influencia elevada sobre la contaminación del ambiente interior (Romieu, et,al., 1996; Schwartz, 1999 y Martínez, et, al., 2004).
Se llevaron a cabo seis muestreos periódicos en cuatro locales ocupacionales con sus áreas exteriores, y se determinó la carga bacteriana y fúngica presente en cada ambiente, la humedad relativa y la temperatura presente a la hora seleccionada para llevar a cabo el muestreo en cada una de las áreas.
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III.2.2.1 Relación entre la carga microbiológica presente en el aire en el ambiente ocupacional y exterior del Laboratorio Microbiológico de Referencia-LAMIR-, con respecto a la temperatura y el porcentaje de humedad relativa.
En la tabla 5 se pueden observar los datos obtenidos de bacterias colectados en UFC/m3 de aire del total de muestreos en el local ocupacional y área exterior de LAMIR ubicado en el Edificio T-12 de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. Los niveles se comportan entre 50-360 UFC/m3 de aire en el ambiente interior, correspondiendo el valor más bajo al mes de noviembre con un porcentaje de humedad relativa de 60% y una temperatura de 24.1°C y el valor más alto al mes de febrero con un porcentaje de humedad relativa del 57% y una temperatura de 22.3°C. Como se puede observar en la gráfica 6 la carga bacteriana se ve afectada por la temperatura y el porcentaje de humedad relativa. Estos dos factores deben encontrarse equilibrados como se observa en el mes de febrero cuando la temperatura se encuentra en un valor intermedio entre los valores registrados en este local a lo largo de los seis meses al igual que el porcentaje de humedad por lo que una variación en alguno de estos dos factores provoca un incremento o una disminución en la carga bacteriana presente en el aire. Otro factor que influye directamente con la carga bacteriana dentro del laboratorio LAMIR es la cantidad de personal que labora dentro del mismo y la permanencia dentro del laboratorio. El personal de tránsito tiene una permanencia dentro del laboratorio del 45%, en jornadas que abarcan el 100% del horario laboral del laboratorio y el técnico del laboratorio un 90% de su tiempo pasa en el interior de las instalaciones. El hacinamiento de personal dentro de los laboratorios que no poseen la capacidad y el espacio físico para que las personas se encuentren bien distribuidas dentro de las instalaciones provoca un incremento en la contaminación del aire por falta de ventilación, espacio, acumulo de polvo en las mesas de trabajo y entrada y salida del personal. Esto podría ocasionar una sintomatología específica denominada Síndrome del edificio enfermo (SEE) (anexo 1), lo cual provoca afecciones en la salud del personal como se observa en las tablas 32 a 37.
Estudios realizados por Gonzales y colaboradores en el año 2005 comprobaron que las personas pasan un 90% de su tiempo laboral dentro de las instalaciones, en muchos de los cuales la calidad del aire interior se encuentra disminuida por la acumulación de compuestos orgánicos volátiles (COVs), bacterias, hongos, etc., que han propiciado la aparición de una sintomatología específica denominada Síndrome del Edificio Enfermo (SEE), así como alergias, asma y otras enfermedades (anexo 1).
En octubre se observa (gráfica 6) que el valor registrado de temperatura es el valor más alto reportado en este local en el ambiente interior. El porcentaje de humedad relativa que se registró durante este mismo mes corresponde al valor más bajo registrado durante los seis meses. Se obtuvo un valor de 120 UFC/m3 de carga bacteriana que al compararlo con los valores registrados en el mes de noviembre, se hace evidente el efecto de estos factores sobre la carga bacteriana, ya que hubo una disminución en la carga presente en el aire, la que alcanzo el valor más bajo registrado para este laboratorio, también se registro un descenso en la temperatura y un incremento en el porcentaje de humedad relativa.
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En el ambiente exterior de LAMIR (gráfica 6) se observa un comportamiento en campana de gauss. En el mes de octubre se registró el valor más bajo de carga bacteriana con 30 UFC/m3, en el mes de noviembre hubo un incremento en la carga bacteriana a 80 UFC/m3, suceso inverso al que se reportó durante este mes en el ambiente interior. En el mes de diciembre se reportó nuevamente un incremento en la carga bacteriana, el cual se mantuvo hasta enero donde alcanzó la carga bacteriana máxima reportada en esta área con 400 UFC/m3. En febrero y marzo hubo un descenso en la carga bacteriana registrada, lo cual termina de dar forma al gráfico de campana de gauss.
El comportamiento de la temperatura que se registró a lo largo de los seis muestreos no presentó el mismo comportamiento que la carga bacteriana. Como se observa, en la tabla 5, en octubre la carga bacteriana fue la menor y se registró una temperatura elevada de 28.8°C (tabla 5) y al mismo tiempo se reportó el valor más bajo de humedad relativa (44%), esto se debe a que las bacterias por su estructura son más sensibles a cambios climáticos fuertes (OMS, 2002 y Flannigan, 1992). En noviembre se reportó el valor más alto de temperatura (31°C) con un valor alto de humedad relativa de 58%. En diciembre se registró un descenso en la temperatura (20.7°C), y un porcentaje de humedad relativa de 53%; este descenso en la temperatura y el porcentaje de humedad con valores cercanos de la media registrada, en esta área lo que provocó un incremento en la carga bacteriana (170 UFC/m3). Este comportamiento varió en enero, ya que se registró un incremento en la temperatura alcanzando un valor de 22.3°C con humedad relativa de 51%, ambos valores están cercanos a los valores promedio, ya que debe haber un equilibrio entre la temperatura y el porcentaje de humedad para que las bacterias resistan esas condiciones. Esto se repite en marzo, ya que se registró un valor de 22.2°C de temperatura, valor que es casi igual al registrado en el mes de enero. Sin embargo, el valor que se registró de porcentaje de humedad es de 45% el cual es menor al registrado en enero, y está alejado del valor promedio, por lo que se produjo un descenso en la carga bacteriana. Estos resultados corresponden con los obtenidos por Rodríguez y Milena en 2005. Determinaron que la formación de bioaerosoles dependen de factores que influencian su existencia y dispersión tales como: parámetros meteorológicos, condiciones ambiéntales y del medio, y la concentración de material. Y se ven afectados los valores de carga microbiológica presente en el aire por las variaciones climáticas (Rodríguez y Milena, 2005).
En el ambiente interior se registró mayor contaminación bacteriana que la contaminación registrada en el ambiente exterior. A pesar de haber una diferencia marcada entre estos ambientes, no hubo una diferencia significativa estadística ya que P presentó un valor por encima de 0.05 como se muestra en la (tabla 42 A).
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En la tabla 6 se observan los resultados obtenidos de carga fúngica colectada en UFC/m3 de aire durante los seis meses de monitoreo ambiental en el área ocupacional y área exterior de LAMIR. Los niveles se comportan entre 560 UFC/m3, el valor más bajo registrado en el ambiente interior, y 2,720 UFC/m3 que es el valor más alto registrado en el ambiente interior de LAMIR. En el ambiente exterior la carga registrada a lo largo de los seis meses de muestreo, se encontró entre 490 UFC/m3 que es el valor más bajo registrado en el mes de noviembre y además se registró el valor más alto de temperatura (31°C) y 2,930 UFC/m3 que es el valor más alto registrado en el mes de enero en la (azotea) del LAMIR. La contaminación en el ambiente interior es mayor que la contaminación registrada por hongos microscópicos en el ambiente exterior. Sin embargo no existe diferencia significativa entre estos dos ambientes de estudio en LAMIR, ya que P posee un valor mayor a 0.05 como se observa en la (tabla 42 B).
En la gráfica 7 se observa como varió la carga fúngica con respecto a la temperatura que se registró en cada uno de los muestreos y con respecto a la humedad relativa que se registró durante este tiempo. En noviembre se registró el valor más bajo de carga fúngica presente en el aire interior del LAMIR, no siendo así el valor registrado de temperatura (24.1°C) y porcentaje de humedad relativa (60%). El valor máximo de carga fúngica presente en el aire interior de LAMIR se reportó en enero (2,720 UFC/m3), con una temperatura de 22.6°C y un porcentaje de humedad de 57%. Estos resultados corroboran que la carga fúngica se encuentra estrechamente ligada con los factores ambientales que en este estudio se evaluaron y son la temperatura y la humedad relativa; ya que si los valores de temperatura son elevados, el porcentaje de humedad relativa, que es inversamente proporcional, se encuentran disminuida, esto provoca una disminución en la carga fúngica. Estas dos variables son de importancia para regular la cantidad de esporas fúngicas presentes en el aire interior de este laboratorio, para mejorar la calidad del aire ocupacional (Rodríguez y Milena, 2005 y Rojas et al., 2002).
En noviembre en el ambiente exterior, se registró un comportamiento similar al reportado en el ambiente interior. Se reportó la menor carga fúngica (490 UFC/m3) presente en el aire exterior de este laboratorio con una temperatura de 31°C y 58% de humedad relativa y el valor máxima se registró durante el mes de enero con una temperatura de 22.3°C y un porcentaje de humedad de 51%. Al observar los valores obtenidos en octubre (2,000 UFC/m3, 28.8°C y 44%) no presentaron una relación directa con el porcentaje de humedad relativa, ya que este es el valor más bajo registrado de humedad relativa en esta área. Este comportamiento que se registró en el mes de octubre pudo deberse a un error de manipulación del hidrómetro, colocándolo algún lugar inapropiado (anexo 10) para la toma de temperatura y porcentaje de humedad, ya que debe ser colocado bajo sombra para obtener mejores resultados, lo cual no siempre fue posible en la azotea, por la falta de sombra. Al colocarlo bajo el sol, los rayos le dan directamente al equipo reportando mayor temperatura y con ello menor humedad relativa.
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Otro factor a tomar en cuenta en el ambiente exterior es el viento que transporta las esporas fúngicas que son propulsadas a la atmósfera por procesos que dependen de la presencia de agua y aumenta su concentración aérea durante los períodos de humedad y lluvia, mientras que otras son transportadas libremente por el viento en días secos y ventosos (Sabariego, 2003), lo cual si representó un factor directo que afecto en octubre. Esto no coincide con lo obtenido por Concepción en 2006, ya que en ese estudio se reportó que al haber mayor porcentaje de humedad relativa, había mayor concentración de esporas en el aire.
III.2.2.2 Relación entre la carga microbiológica presente en el aire en el ambiente ocupacional y exterior del Laboratorio de Análisis Fisicoquímico y Microbiológico-LAFYM-, con respecto a la temperatura y el porcentaje de humedad relativa.
Como se puede observar en la tabla 7, los valores registrados de carga bacteriana en el ambiente interior del LAFYM se encuentran entre 80 y 250 UFC/m3, valores similares se obtuvieron en el área exterior donde se encuentran en un rango de 90-300 UFC/m3.
En el ambiente interior se registró el valor mínimo de carga bacteriana en febrero 80 UFC/m3 (tabla 7), una temperatura de 21.4°C y un porcentaje de humedad relativa de 53%. El valor máximo de carga bacteriana en enero, con una temperatura de 22.4°C y un porcentaje de humedad relativa de 62%. En la gráfica 8 se observa el comportamiento de la carga bacteriana y su relación con los valores reportados de temperatura y humedad relativa, los cuales deben ser moderados para que existan altos niveles de bacterias en el aire, debido a la alta sensibilidad que poseen las mismas ante los cambios climáticos (Flannigan, 1992). Sin embargo, estos dos factores físicos se encuentran en un rango intermedio según los valores obtenidos a lo largo de los seis meses, y las bacterias parecen tener una mayor sensibilidad ante los cambios climáticos que otros microorganismos, presentes en el aire, monitoreado.
En octubre se obtuvo el valor mínimo de carga bacteriana presente en el aire del ambiente exterior (tabla 7) con una temperatura de 22.2°C y 60% de humedad relativa. El valor máximo de carga bacteriana se registró en enero, al igual que en el ambiente interior con una temperatura de 19.7°C y 63% de humedad relativa. En ambos ambientes se obtuvo la mayor concentración bacteriana con porcentajes de humedad relativa altos, ya que se encuentran por encima del valor promedio (59 % interior y 58% exterior) registrado en este laboratorio. Esto se pudo deber a los cambios en la temperatura y la incidencia de personal dentro y fuera de las instalaciones, ya que en este mes se reincorporó a sus actividades todo el personal de este laboratorio y de las instalaciones que rodean al laboratorio. La temperatura registrada en ambos ambientes en el mes de mayor carga bacteriana, se encuentra cercana a los valores promedio (22.5°C en el interior y 20°C en el exterior).
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La carga bacteriana reportada en el ambiente exterior es mayor a la carga bacteriana reportada en el ambiente exterior de este laboratorio. A pesar de presentar una marcada diferencia entre los valores reportados en cada una de las áreas, no se presentó diferencia significativa entre el ambiente interior y el exterior, con lo cual se comprueba que no hay una contaminación cruzada entre ambos ambientes, por reportar P un valor mayor a 0.05 (tabla 43 A).
La carga fúngica presente en el aire interior del LAFYM tuvo un comportamiento en forma de campana de gauss. A partir de octubre (300 UFC/m3) se dio un incremento en la carga fúngica registrada en este local. Este incremento continuó en noviembre y diciembre, hasta alcanzar su valor máximo en enero (1,240 UFC/m3). En febrero se dio un descenso en la carga fúngica, el valor más bajo registrado en este laboratorio (170 UFC/m3). El comportamiento de la temperatura y el porcentaje de humedad relativa dentro de este laboratorio no coinciden con lo reportado por Rojas en el año 1998. En la gráfica 9 se observa que no hay una relación inversamente proporcional entre la temperatura y el porcentaje de humedad relativa, ya que en noviembre, al disminuir la temperatura (23.4°C), disminuyó el porcentaje de humedad relativa a 52%, que es el valor más bajo que se registró en el interior de este laboratorio. En diciembre se registró un comportamiento inversamente proporcional, se observa que al disminuir la temperatura a 21.7°C, se incrementó el valor de porcentaje de humedad relativa a 65% y disminuyó la carga fúngica a 120 UFC/m3. En enero se presentó un comportamiento similar; se registró el valor más alto de carga fúngica (250 UFC/m3) en el aire interior de este laboratorio, además se reportó un incremento en la temperatura a 22.4°C y una disminución en el porcentaje de humedad relativa a 62%. En febrero en ambos parámetros descendieron a diferencia de marzo, que registró un incremento en la temperatura (22.1°C), y un descenso en el porcentaje de humedad relativa (48%). Esta variación en la temperatura y el porcentaje de humedad relativa está condicionada a otros factores climáticos como es el viento y las lluvias, entre otros (Sabariego, 2003).
En el ambiente exterior la carga fúngica tuvo un comportamiento similar al registrado en el ambiente interior, sin presentar una forma de campana de gauss como se observa en la gráfica 10. Esta variación se debe a un incremento en la carga fúngica en el ambiente exterior registrado en noviembre. En enero se reportó la mayor carga fúngica en el ambiente exterior del LAFYM al igual que en el ambiente interior. En este mes se registró una temperatura de 19.7°C y un porcentaje de humedad relativa de 63%. La menor carga fúngica en el ambiente exterior se reportó en octubre (370 UFC/m3), además se registró la mayor temperatura de los seis meses de muestreo en el ambiente exterior (22.2°C) y un porcentaje de humedad relativa de 60%. Para febrero se registró la menor temperatura de 18°C en el ambiente exterior, a su vez en este mes se obtuvo el valor más bajo de humedad relativa con 51%. En el exterior del LAFYM en noviembre y febrero se determinó un comportamiento directamente proporcional entre la temperatura y la humedad relativa del ambiente, además se registró una disminución en ambos parámetros (gráfica 9). Este comportamiento no coincide con los resultados obtenidos por Medina y colaboradores en el año 1999 y Rojas y Martínez en el año 2000, sin embargo si coinciden con lo que se reportó en Guatemala por Herrera en el año 2008.
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En el ambiente exterior se reportó mayor contaminación por hongos microscópicos presentes en el aire que los niveles registrados en el ambiente exterior. A pesar de existir una diferencia entre los valores de carga fúngica obtenidos en cada uno de los ambientes, no existe una diferencia significativa reportándose un valor de P mayor a 0.05 (tabla 43 B), lo que trae consigo que no exista una contaminación cruzada entre ambos ambientes de LAFYM.
III.2.2.3 Relación entre la carga microbiológica presente en el aire en el ambiente ocupacional y exterior del Laboratorio de la Autoridad para el manejo sustentable de lago de Amatitlán-AMSA-, con respecto a la temperatura y el porcentaje de humedad relativa.
Como se observa en la gráfica 10, en el laboratorio de AMSA se registró un comportamiento irregular en la carga bacteriana del aire interior. Se reportó un incremento en la carga bacteriana en noviembre (640 UFC/m3) con relación a octubre (480 UFC/m3). En diciembre se observó un descenso en la carga bacteriana alcanzando el valor más bajo registrado para este laboratorio en los seis muestreos del aire (220 UFC/m3). Para enero nuevamente se incrementó la carga bacteriana en 30 UFC/m3 con respecto al valor registrado en diciembre lo mismo sucedió en febrero, ya que se registró un incremento en la carga bacteriana alcanzando el valor máximo para este laboratorio, el cual es de 790 UFC/m3, valor que triplica el valor registrado en enero. En marzo hubo un descenso en la carga bacteriana hasta 250 UFC/m3. El comportamiento de la temperatura presentó fue bastante homogéneo en el interior del laboratorio ya que posee climatización por medio de aire acondicionado, lo cual provocó un rango de temperatura a lo largo de los seis meses de 20.2°C a 22.2°C. La menor temperatura se registró en enero y la temperatura máxima alcanzada en el interior de AMSA corresponde a marzo (tabla 9).
En el área interior del laboratorio de AMSA existe una relación directamente proporcional entre la temperatura y el porcentaje de humedad relativa con excepción de marzo que presentó un comportamiento inversamente proporcional. Se observó en este mes la mayor temperatura (22.2°C) y el menor porcentaje de humedad relativa (44%).
Para el mes de octubre en el ambiente exterior se registró el mismo valor de carga bacteriana presente en el aire que el reportado en el ambiente interior (480 UFC/m3) a pesar de registrar un valor de temperatura menor (18.1°C) y una humedad relativa de 59%, muy similar a la registrada en el ambiente interior. Esto demuestra que la variación de temperatura y humedad relativa en el ambiente exterior depende únicamente de factores ambientales como son las ráfagas de viento, nubes de polvo y lluvias (Bovallius et al., 1978). Para el mes de noviembre se registró el valor más alto de carga bacteriana presente en el aire en el ambiente exterior (950 UFC/m3) con una temperatura de 19.4°C, la cual es la segunda temperatura más elevada registrada en los seis meses de muestreo y una humedad relativa de 56%. Como se observa en este mes el comportamiento la temperatura con respecto a la humedad relativa fue inversamente proporcional, lo cual si corresponde con lo reportado por Sabariego en el 2003 y Rojas y colaboradores en el 2006.
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En diciembre descendió la carga bacteriana en el aire exterior a 570 UFC/m3, con una temperatura menor a la registrada en el mes anterior (19°C) y una humedad relativa de 57% con un incremento de un 1% en comparación, con la registrada en noviembre. A consecuencia de una disminución en la temperatura y un incremento en la humedad relativa, se registró un descenso en la carga bacteriana, ya que la presencia de estos microorganismos en el aire depende directamente de factores climáticos que contribuyan a crear el ambiente adecuado para la supervivencia y diseminación de las bacterias en el aire.
La carga bacteriana de enero presentó un incremento (700 UFC/m3), sin embargo se registró la menor temperatura a lo largo de los seis meses de muestreo con un valor de 15.7°C y un porcentaje de humedad relativa de 62%, este comportamiento es inversamente proporcional, y permitió que se crearan las condiciones propicias para la diseminación y supervivencia de las bacterias en el aire exterior. Posteriormente en febrero, se presentó un descenso en la carga bacteriana a 620 UFC/m3 con un incremento en la temperatura a 18°C, además se registró el valor más elevado en esta área de humedad relativa con un valor de 65%. Este incremento en la temperatura y en la humedad relativa provocó el descenso en la carga bacteriana presentándose un comportamiento directamente proporcional. Por último, en el mes de marzo se incrementó la carga bacteriana a 830 UFC/m3, debido al incremento en la temperatura 19.8°C, y el descenso en la humedad relativa (63%). Esto se basa en que, los microorganismos en el aire no tienen oportunidad de desarrollarse, sólo se mantienen en él, por lo que los más resistentes a la desecación serán los que más resistirán (Mohr, 1997).
La carga bacteriana registrada en el ambiente interior y exterior del aire del laboratorio de AMSA. A pesar de haber climatización en el ambiente interior, este registró la misma carga bacteriana en el aire en ambas áreas, siendo el valor más bajo reportado en el ambiente exterior de 480 UFC/m3 en el mes de octubre. A partir del mes de noviembre se registró un comportamiento poco uniforme, ya que aumentó la carga bacteriana al punto de alcanzar el valor más alto registrado para el ambiente exterior. En el ambiente interior en este mes la temperatura y la humedad relativa presentaron un comportamiento directamente proporcional a diferencia del ambiente exterior, donde se presentó un comportamiento inversamente proporcional entre estos dos factores físicos.
En el mes de diciembre disminuyó la carga bacteriana en ambos ambientes. En el ambiente interior se debe a la disminución de personal dentro de los laboratorios, ya que como se observa en la tabla 28 y 29, en este mes únicamente estuvieron presentes durante muestreo tres personas, y se considera que este factor influyó en la disminución de la contaminación, ya que la temperatura registrada es la misma que se registró en mes noviembre y la humedad relativa únicamente incremento en un 1%, variación que provocó también un descenso en este tipo de contaminación. En el ambiente exterior se tuvo un descenso en la temperatura y un aumento en la humedad relativa, lo cual produjo esta disminución en la carga bacteriana. En enero se incrementó la carga bacteriana en ambos ambientes, y se registraron cambios en la temperatura y humedad relativa.
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Para febrero se registraron comportamientos diferentes, en el ambiente interior se alcanzó el valor máximo de carga bacteriana de 790 UFC/ m3, y en el ambiente exterior disminuyó la carga bacteriana a 620 UFC/ m3. Esta variación se debe al cambio en la temperatura y humedad relativa. Para marzo se presentó un comportamiento inversamente proporcional para la carga bacteriana, ya que se incrementó en el ambiente exterior y disminuyó en el ambiente interior, se registró el valor más bajo que fue de 250 UFC/ m3, a lo largo de los seis meses. Esto se corresponde con lo encontrado por Grau en 2006, quien determinó que la presencia de las bacterias sube o baja no tanto en función de la localización geográfica como de los cambios de temperatura y de humedad ambiental. Lo cual añade a la ecuación, el problema del calentamiento global.
Entre ambos ambientes no hubo una diferencia significativa (P= 0.1037) en cuanto a la carga bacteriana lo que indica que no hay una relación directa entre ambos ambientes es decir, la ausencia de una contaminación cruzada en estas dos áreas con respecto a las bacterias que se encuentran dispersas en el aire (tabla 44 A).
En la tabla 10 se presenta el comportamiento de la carga fúngica presente en el aire interior y exterior del laboratorio de AMSA, con respecto a la temperatura y humedad relativa reportada en cada uno de los meses de muestreo en cada área. En el mes de octubre se registraron los valores más altos reportados de carga fúngica presente en el aire interior (2,390 UFC/m3) y exterior (4,600 UFC/m3). Para el mes de noviembre descendió la carga fúngica en el ambiente interior y se incrementaron la temperatura a 21.6°C y la humedad relativa a 60%, se presentó un comportamiento directamente proporcional a diferencia del ambiente exterior, donde descendió la carga fúngica, con un incremento en la temperatura a 19.4°C y un descenso en la humedad a 56%, en este caso el comportamiento es inversamente proporcional. Este cambio en el comportamiento puede deberse a que el ambiente exterior únicamente está influenciado por factores climáticos y no depende de la aglomeración de personal, ventilación y limpieza. En diciembre nuevamente descendió la carga fúngica del ambiente interior a 670 UFC/m3. En este mes se reportó la misma temperatura que en noviembre de 21.6°C y un porcentaje de humedad relativa de 61%. Este pequeño incremento en la humedad relativa del ambiente interior de AMSA provocó un descenso en la carga fúngica, así como la baja incidencia de personal dentro de las instalaciones. En el ambiente exterior también se registró un descenso en la carga fúngica, una temperatura de 19°C, la cual bajó, en comparación con la registrada para noviembre y un valor de humedad relativa de 57%, la cual reportó un incremento. Estos dos factores ambientales presentaron un comportamiento inversamente proporcional en el ambiente exterior (tabla 10) y en el interior presentaron un comportamiento directamente proporcional.
En enero se registró un descenso en la carga fúngica (670 UFC/m3) en el ambiente interior y la temperatura alcanzó el valor más bajo de 20.2°C y la humedad relativa fue 57%. Esto pudo deberse, a que en la fecha, en que se realizó el muestreo de aire no se había incorporado todo el personal que labora en este laboratorio. Los dos factores climáticos que se midieron presentaron un comportamiento directamente proporcional.
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En el ambiente exterior (1,490 UFC/m3) al igual que en el interior (670 UFC/m3), se presentó un descenso en la carga fúngica y la temperatura registró el valor más bajo a lo largo de los seis meses de muestreo de 15.7°C, a diferencia de la humedad relativa que reportó un aumento a 62%, el comportamiento es inversamente proporcional con respecto a la temperatura. Como se observa en la tabla 10, en febrero aumentó la carga fúngica en el ambiente interior a 930 UFC/m3, y se presentó un aumento en la temperatura (22°C) y en la humedad relativa a 59%. En el ambiente exterior se reportó un crecimiento en la carga fúngica a 1,530 UFC/m3 en el aire, así como en la temperatura (18°C) y en la humedad relativa (65%), este fue el único mes, en el cual estos dos factores presentaron un comportamiento directamente proporcional en todos los muestreos del ambiente exterior. En marzo disminuyó la carga fúngica en ambos ambientes (530 UFC/m3 en el ambiente interior y 820 UFC/m3 en el ambiente exterior). A diferencia de la temperatura que reportó un incremento en el ambiente interior y alcanzó el valor máximo registrado en este laboratorio (22.2°C) y la humedad relativa disminuyó a 44%, valor mínimo reportado en los seis muestreos del aire interior. En el ambiente exterior aumentó la temperatura y disminuyó la humedad relativa, presentando un comportamiento inversamente proporcional entre estos dos parámetros. Este comportamiento corresponde con los resultados obtenidos por Sabariego en 2003, quien obtuvo un comportamiento inversamente proporcional entre la temperatura y la humedad relativa en ambiente exterior.
En la gráfica 11 se puede observar el comportamiento que presentó la carga fúngica en el aire interior y exterior, así como la diferencia en el comportamiento de la misma según el área. En el ambiente interior se observa que el pico máximo de carga fúngica presente en el aire interior se obtuvo en octubre, mes en el cual se tenía la mayor cantidad de personal permanente dentro del laboratorio como se observa en la tabla 28. Durante los primeros cuatro meses de muestreo (octubre, noviembre, diciembre y enero) la carga fúngica presentó un comportamiento lineal decreciente, luego en febrero hubo un aumento en las esporas de hongos microscópicos presentes en el aire interior, y durante el mes de marzo hubo una disminución en la carga fúngica. Esta presentó un comportamiento variable a lo largo de los monitoreos de aire lo cual se debe a factores como son la periodicidad de limpieza, forma en que se realiza la misma, la cantidad de personal que labora dentro de los laboratorios y buena manipulación del material que se trabaja en el laboratorio para que no quede esparcido polvo que puedan traer los frascos en la parte exterior (tablas 28-39). En el ambiente exterior al igual que en el ambiente interior la contaminación tuvo su pico máximo en octubre. En este ambiente al igual que en el interior se presentó un comportamiento lineal decreciente de la carga microbiana en los primeros cuatro meses. Para febrero aumentó la carga fúngica presente en el aire exterior, lo cual podría deberse a que en este muestreo se registraron corrientes de aire fuertes y los puntos de muestreo se encuentran entre la vegetación, esto junto con ráfagas de viento, liberan microorganismos que se encuentran adheridos a la vegetación y arrastra contaminantes que se presume se encuentran suspendidos en el relleno sanitario.
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Esto se corresponde con lo expuesto por de la Rosa y colaboradores en el año 2002, que investigaron el aire como hábitat y medio de transmisión de microorganismos, encontrando que al haber presencia de ráfagas de viento por pequeñas que sean arrastran mayor contaminación de la que se había estado detectando anteriormente. En marzo, disminuyó la carga fúngica presente en el aire exterior. En ambos ambientes se presentó el mismo comportamiento en la carga fúngica a lo largo de los seis meses de muestreo, presentado una diferencia significativa de P= 0.0262 (tabla 44 B y gráfica 28).
III.2.2.4 Relación entre la carga microbiológica presente en el aire en el ambiente ocupacional y exterior de uno de los laboratorios de la Empresa Municipal del Agua EMPAGUA, con respecto a la temperatura y el porcentaje de humedad relativa.
Con respecto al laboratorio de EMPAGUA, se presentó la mayor carga bacteriana en marzo en ambos ambientes (interior y exterior) como se observa en la tabla 11. Los valores de carga bacteriana en ambiente interior (UFC/m3) se encuentran entre 130-660 UFC/m3. En diciembre se presentó la menor carga bacteriana con una humedad relativa de 60% y una temperatura interior de 20.4°C, mientras que la mayor carga bacteriana se presentó en el mes de marzo, con una humedad relativa de 58% y una temperatura de 18.1°C.
En octubre se registró el valor más alto de temperatura en el aire interior del laboratorio de EMPAGUA (23.8°C), con una carga bacteriana de 270 UFC/m3 y 65% de humedad relativa (valor promedio). En el ambiente exterior se registró el valor más elevado de humedad relativa (80%), lo cual influyó en la carga bacteriana no fuera elevada (290 UFC/m3). Esto se debe a que las bacterias dependen directamente de las condiciones físicas, por lo cual estos valores deben encontrarse cercanos los valores de temperatura y humedad relativa promedio, o se compensan uno con otro para así crear las condiciones atmosféricas necesarias para resistir la desecación en el aire, ya que estas poseen características morfológicas que las hacen susceptibles a cambios climáticos (Flannigan et al., 2001).
En noviembre aumentó la carga bacteriana en el ambiente interior a 400 UFC/m3, el cual se debe a una disminución en la temperatura a 23.7°C y la humedad relativa de 64%, ambos factores físicos presentaron un comportamiento directamente proporcional entre ellos e inversamente proporcional con la carga bacteriana. En el ambiente exterior por el contrario disminuyó la carga bacteriana a 270 UFC/m3, así como la humedad relativa a 76% y aumentó la temperatura alcanzando el valor máximo registrado durante los muestreos.
La relación que existe entre las bacterias presentes en el aire y la humedad relativa, es la disposición de agua que existe en el aire. Al haber un descenso en la humedad relativa, disminuye el agua disponible para los microorganismos, y causa deshidratación sin embargo, esto no ocurrió en este local, ya que en el mes de marzo disminuyó la humedad relativa junto con la temperatura, y se registró un aumento en la carga bacteriana.
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Lo cual se debe a que las bacterias no dependen únicamente de la humedad relativa, sino también de la temperatura. Al haber un descenso de esta pudo haber creado las condiciones físicas necesarias que compensaran la falta de humedad y las bacterias se pudieron diseminar y sobrevivir en el aire. En el ambiente interior, se puede considerar como causas probables de una alta carga bacteriana en marzo, a la falta de ventilación, la contaminación producida por el laboratorio de suelos que se encuentra en el mismo edificio, además la limpieza no se realiza periódicamente (tabla 40 B).
En diciembre disminuyó considerablemente la carga bacteriana en el ambiente interior a 130 UFC/m3, con una temperatura de 23.7°C y una humedad relativa de 60%, debido a que se llevó a cabo una limpieza profunda del laboratorio, se activó el uso del aire acondicionado y el laboratorio de suelos no trabajó ya que los estudiantes de ingeniería se encontraban de vacaciones. Se realizó esta limpieza profunda y se encendió el aire acondicionado porque el personal de este laboratorio quería comprobar si el uso del aire acondicionado junto con una buena limpieza lograba reducir los niveles de contaminación dentro de las instalaciones del laboratorio de EMPAGUA. Estos resultados corroboran lo esperado por el personal en este mes, y se alcanzó el valor más bajo de contaminación por bacterias en el aire interior. En el ambiente exterior se registró un comportamiento similar, ya que disminuyó puesto que hubo una disminución en la carga bacteriana a 120 UFC/ m3, siendo el valor más bajo registrado en el interior del laboratorio de EMPAGUA. La temperatura presentó a su vez una disminución a 15.7°C y la humedad relativa permaneció constante (76%). Esta disminución en el aire exterior se vio influenciada por el descenso abrupto en la temperatura afectando así la supervivencia de las mismas en el aire.
En el mes de enero se registró un aumento en la carga bacteriana en ambos ambientes, en el ambiente interior fue de 190 UFC/m3, también aumentó la temperatura a 20.5°C y la humedad relativa a 69%, provocando condiciones ambientales favorables para la propagación y supervivencia de las bacterias en el aire. En este mes dieron inicio las clases, las cuales tuvieron una mayor afección en el ambiente interior donde se registró un incremento mayor en la carga bacteriana presente en el aire exterior (310 UFC/m3), se incrementó la temperatura a 16.2°C y el porcentaje de humedad relativa permaneció constante a 76%. Los puntos de muestreo en el ambiente exterior del laboratorio de EMPAGUA se encuentran ubicados al aire libre en una zona donde se encuentran unos ranchitos para que los estudiantes de ingeniería estudien o se sienten a conversar. Al iniciar el ciclo, inicia el afluente de estudiantes en esta área y con ella el tráfico de personas, lo cual es un factor importante pues se levanta polvo al caminar y con ello se dispersan los microorganismos. La fuente principal de bacterias en el aire exterior es la superficie del suelo donde se encuentran, siendo mayor su concentración en áreas cultivables que en áreas urbanas (Flannigan et al., 2001).
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En febrero nuevamente se incrementó la carga bacteriana en el ambiente interior, disminuyó la temperatura a 19.3°C y aumentó la humedad relativa a 72% alcanzando esta última el valor más alto reportado en el ambiente interior a lo largo de los seis meses de muestreo. Estos dos factores climáticos presentaron un comportamiento inversamente proporcional en este mes únicamente. Esto corrobora lo discutido con anterioridad con respecto a la influencia de estos dos factores en la carga bacteriana presente en el aire. Otro factor que influyó en este incremento en la contaminación fue el inicio de los laboratorios de suelos, los cuales contribuyen significativamente en la carga bacteriana presente en el aire, por las grandes concentraciones de polvo que se liberan durante estas práctica y por la ausencia de una buena ventilación dentro de este local, se quedan depositadas dentro del mismo (anexo 32). En el ambiente exterior por el contrario hubo un descenso en la carga bacteriana a 210 UFC/m3, al igual que en la temperatura (15.8°C) y en la humedad relativa se registró un aumento (77%) y se presentó una variación en la misma, luego de haber permanecido constante durante tres meses. Esta disminución en la carga bacteriana reportada para este mes pudo deberse al descenso brusco en la temperatura, provocando un desequilibrio en las condiciones climáticas, lo que trajo a su vez una disminución de las bacterias en el aire exterior.
En marzo se incrementó la carga bacteriana en ambos ambiente hasta el valor máximo reportado en ambas áreas de los seis meses de muestreo del aire (660 UFC/m3 en el interior y 510 UFC/m3 en el exterior). En el ambiente interior se demuestra que la limpieza es un factor importante con respecto a la contaminación ambiental del local, ya que no se hizo una limpieza profunda. Y que el laboratorio de suelos también influye, ya que durante este mes el personal y estudiantes trabajaron en ese laboratorio se encontraban laborando en el mismo, a su vez disminuyó la temperatura alcanzándose el valor más bajo de 18.1°C reportado durante los muestreos del aire, y la humedad relativa de 58%, la cual es la valor más baja reportada a lo largo de los muestreos. Esta variación en la temperatura y humedad relativa demuestran la importancia de contar con un sistema de climatización dentro de los laboratorios y mantenerlos encendidos para evitar fluctuaciones en estos factores que podrían contribuir a la propagación y supervivencia de los microorganismos en el aire. En el ambiente exterior se reportó el mismo comportamiento, alcanzando el valor máximo de carga bacteriana (510 UFC/m3), y los valores mínimos de humedad relativa (58%) y de temperatura (14.2°C), lo cual influyó en el incremento de la carga bacteriana.
A pesar que en ambos ambientes se registró comportamientos similares no se encontró diferencia significativa entre ambos ambientes como se muestra en la tabla 45 A, siendo de P= 0.4041. Lo que indica que no existe una influencia directa del ambiente exterior sobre el ambiente interior, es decir, no existe una contaminación cruzada entre ellos.
En la gráfica 12 se observa que ambos ambientes presentaron un comportamiento similar con respecto a la carga bacteriana. En noviembre se observó una diferencia, en el ambiente interior, ya que se incrementó la carga bacteriana, y en el ambiente exterior se reportó el comportamiento inverso; se registró un descenso en la carga bacteriana. En diciembre y enero como se observa en las barras que representan estos meses en la gráfica presentaron la misma tendencia.
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En febrero a diferencia de los meses anteriores, se incrementó la carga bacteriana presente en el aire interior y disminuyó la presente en el ambiente exterior, comportamiento similar al reportado en noviembre. En marzo se observaron los picos más altos reportados en ambos ambientes a lo largo de los seis meses de muestreo. Esta tendencia que se presentó en los seis muestreos confirma, que la variación del personal dentro de los laboratorios, la climatización, la limpieza y los factores climáticos provocan una variación en la carga bacteriana. Por lo que permite observar cuales son las condiciones ideales para mantener los niveles bajos de bacterias presentes en el aire y así evitar cualquier riesgo de daño para la salud ocupacional.
En la tabla 12 se observa que la mayor carga fúngica se registró en noviembre y diciembre presentado valores iguales en el ambiente interior de 1,940 UFC/m3, a pesar de haber estado funcionando el aire acondicionado durante el mes de diciembre y de haberse realizado una limpieza profunda. Mientras que la menor carga fúngica se registró en febrero con 730 UFC/m3. La temperatura registrada en estos meses fue de 23.7 °C en noviembre y de 20.4 °C respectivamente, con una humedad relativa de 64 % y 60 %.
En enero disminuyó la carga fúngica en el aire interior a 740 UFC/m3, con una temperatura de 20.5°C y humedad relativa de 69%. El aumento en los dos factores climáticos indica un comportamiento directamente proporcional que provocó, la disminución de la carga fúngica en el ambiente interior. Los hongos poseen estructuras más resistentes a cambios climáticos, pero esto no quiere decir, que no se vean afectados con el aumento o disminución en la temperatura y humedad relativa (Bueno et. al., 2003). Esto se comprueba con los resultados obtenidos en febrero, ya que se registró el valor más bajo reportado en el ambiente interior, y a su vez disminuyó la temperatura a 19.3°C, y aumentó la humedad relativa a 72% alcanzando el valor máximo reportado para este ambiente en este laboratorio. En marzo, por el contrario, se incrementó la carga fúngica a 1,610 UFC/m3, y disminuyó la temperatura a 18.1°C alcanzando el valor más bajo reportado en el aire interior de esta área y además disminuyó la humedad relativa en 58%, la cual a su vez representa el valor más bajo en el área interior de EMPAGUA. La variación en los factores climáticos influye en el aumento o disminución de hongos microscópicos presentes en el aire interior y exterior. Es de suma importancia conocer los niveles de contaminación fúngica en el interior, ya que las esporas fúngicas son componentes normales de ambientes externos. Aunque el aire de muchos ambientes internos también contiene esporas generalmente, se introduce la contaminación proveniente de los ambientes exteriores, ya que actualmente, se conoce que el aire presente en los ambientes exteriores puede ser la fuente de esporas fúngicas contaminantes de los ambientes internos (Bueno et. al., 2003).
En el ambiente exterior se reportó la menor carga fúngica en el aire en octubre, con una temperatura de 19.7°C y una humedad relativa de 80%. Este último es el valor máximo alcanzado en esta área a lo largo de los seis meses de muestreo.
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En noviembre se incrementó la carga fúngica exterior a 680 UFC/m3 con una temperatura mayor a la reportada en el mes anterior de 20°C y una humedad relativa menor a la anterior de 76%, la cual permaneció constante durante tres meses (noviembre, diciembre y enero), esta variación en los dos parámetros climáticos medidos, provocó un ambiente propicio para la supervivencia de esporas de hongos microscópicos en el aire. En diciembre aumentó la carga fúngica a 780 UFC/m3, disminuyó la temperatura a 15.7°C y una humedad relativa del 76% se mantuvo igual. En enero aumentó la carga fúngica a 1,140 UFC/m3, con una temperatura de 16.2°C y la humedad relativa fue constante. En febrero se registró una variación en la humedad relativa ascendiendo a 77%, mientras la temperatura disminuyó a 15.8°C y la carga fúngica fue el valor máximo de 1,860 UFC/m3, reportado a lo largo de los seis muestreos periódicos. En marzo disminuyó la carga fúngica a 770 UFC/m3, con una temperatura de 14.2°C, que es el valor más bajo reportado en este laboratorio a lo largo de los seis meses de muestreo. El mismo comportamiento presentó la humedad relativa con un valor del 58%, siendo el valor más bajo registrado en los monitoreos periódicos. Esta variación que presentó la temperatura y la humedad relativa influyeron en la disminución de la carga fúngica presente en el aire exterior, la presencia de esporas de hongos microscópicos fue normal.
Los valores reportados en el ambiente interior son mayores a los reportados en el ambiente exterior, lo cual es preocupante, ya que esto indica que la periodicidad de limpieza y la metodología que se aplica para llevar a cabo este procedimiento, necesita algunos cambios. Esto implica que las esporas de los hongos si se dan las condiciones adecuadas para su desarrollo, en cuanto a temperatura y humedad relativa, pueden acantonarse en cualquier tipo de material (como paredes, pisos, muebles, etc.) y crecer desmesuradamente, proyectando al ambiente un número elevado de esporas con el consiguiente riesgo para la salud.
En estudios realizados por Bueno y colaboradores en 2003, Rojas y colaboradores en 2002 y Concepción en 2006, encontraron que existía una relación entre la contaminación del ambiente exterior con la contaminación del ambiente interior, existiendo una contaminación cruzada entre ambos ambientes. Sin embargo, en el laboratorio de EMPAGUA los resultados no coinciden con lo reportado por estos autores, ya que se encontró con el análisis estadístico (tabla 45 (B)), que hay una diferencia significativa con P = 0.0223, habiendo mayor contaminación en el ambiente interior que en el exterior de este laboratorio. Estos resultados se corroboraron con el análisis estadístico donde en la gráfica 28, se denota por las alturas de las cajas de Tukey, que el ambiente interior del laboratorio de EMPAGUA posee una influencia negativa sobre el aire exterior pudiendo llegar a ser un factor de contaminación para este último, por lo que se concluye que si existe una contaminación cruzada del interior hacia el exterior de este laboratorio. (Bueno et. al., 2003; Rojas et. al., 2002 y Concepción 2006).
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III.1.3. Relación de la contaminación del aire interior y exterior por hongos microscópicos, bacterias gram positivo y gram negativo expresadas en UFC/m3 en el aire de los cuatro laboratorios.
Como se observa en las tablas de la 13 a la 16, la carga fúngica presente en los cuatro laboratorios es mayor a la carga bacteriana que se registró en cada uno de ellos. Esto se debe a que la cantidad de bacterias en el aire, y en general, es en función del número de personas presentes en el recinto, no así los hongos que su presencia parece comportarse en forma independiente del número de personas (Rivas, et al., 2005).
Por medio del uso de medios selectivos se registró la carga presente en el aire de bacterias gram positivo y gram negativo, entre las cuales predominaron notoriamente las bacterias gram positivo. Esto se debe a que poseen una pared gruesa y rígida que les confiere mayor resistencia a la desecación (Madigan, 2003).
Existe una mayor carga fúngica presente en el aire, debido a la estructura de las esporas, que les confiere la propiedad de ser resistentes a variaciones climáticas como son la temperatura y humedad relativa, sin ser afectadas significativamente en su concentración, ya que estas estructura son los elementos de perpetuación de la especie, y pueden permanecer latentes durante mucho tiempo (Barnett y Hunter, 1998).
En el LAMIR para el mes de enero como se observa en la tabla 13, se registró la mayor carga fúngica (2,720 UFC/m3) y de bacterias gram positivo (97 UFC/m3) en el ambiente interior. A diferencia de las bacterias gram negativo que registraron su mayor concentración (24 UFC/m3) en diciembre en el aire del ambiente interior. Esta diferencia en cuanto al mes, y se encontró la mayor concentración de cada uno de los grupos de microorganismos que se evaluaron a lo largo de esta investigación; esto indica que no existe una relación directa entre bacterias gram positivas y gram negativas, ya que cada microorganismo es independiente y varia su supervivencia en el aire en dependencia de sus características morfológicas. La carga fúngica y las bacterias gram positivo presentaron el mismo comportamiento en el aire exterior, registrándose la mayor concentración de cada uno de ellos en el mes de enero (2,930 UFC/m3 de hongos microscópicos y 120 UFC/m3 de bacterias gram positivo). Las bacterias gram negativo por su parte presentaron un comportamiento diferente al registrado en el ambiente interior, ya que se registró la mayor concentración en enero (20 UFC/m3). En este mes, en el aire exterior del LAMIR, se presentó la mayor carga microbiológica de estos tres grupos de microorganismos en el aire. Esta diferencia tan marcada en las concentraciones, de cada uno de los grupos de microorganismos evaluados se denota bien en la gráfica 14, donde se observa que las bacterias gram negativo por poseer valores muy pequeños en comparación con las bacterias gram positivo y la carga fúngica, no es apreciable en el gráfico.
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La contaminación del interior de este laboratorio puede deberse a los ocupantes del laboratorio, que representan una fuente de contaminación, ya que el ser humano produce de modo natural dióxido de carbono, vapor de agua, partículas y aerosoles biológicos. Por otro lado, hay una serie importante de contaminantes que pueden ser generados por el edificio, por su contenido o pueden incluso depender de su ubicación. Otro grupo es el uso de productos de limpieza, mantenimiento y embellecimiento que genera la presencia de contaminantes en el interior del edificio, cuando no se realiza la limpieza de la forma adecuada y periódica según el área que se desee limpiar o desinfectar (Berenguer y Martí, 1985).
En la gráfica 27 se observa, que la carga fúngica presente en este local no es una de las más altas, pero no es la concentración más baja reportada de los cuatro laboratorios. Al observar la altura de la caja de Tukey No.3, se determina que la carga fúngica presente en este local es bastante homogénea y no presenta diferencia significativa con respecto a los dos ambientes donde se realizó el monitoreo del aire (tabla 40). En la literatura se señalan diferentes niveles de esporas fúngicas que pueden constituir problemas de higiene y salud ocupacional en un local, en dependencia del género de hongo que se trate, de las condiciones climatológicas y del trabajo que se realice (Holmberg, 1987; Reynolds et al., 1990; Reponen et al., 1992; Klanova, 2000 y Eagle Industrial Higiene Associates (EIHA), 2004). Si se siguen los criterios planteados por Reynolds et al., 1990 y Reponen et al., 1992, los cuales en países de clima frío, coinciden en que niveles mayores de 500 UFC/m3 de aire son indicativos de condiciones anormales en el aire interior. Lo anterior indica que el LAMIR excede los límites establecidos por estos autores en los seis meses de muestreo. Sin embargo, Rojas et al., 2002; Aira et al., 2002 plantearon que en países con clima tropical valores en el orden de 102 UFC/m3 son comunes en el aire de ambiente interior. En Guatemala que es un país de clima templado la carga fúngica presente en ambientes interiores coincide con los valores establecidos para clima tropical.
Klanova en el 2000, estableció que la concentración de hongos en ambientes interiores por encima de 2000 UFC/m3 de aire puede ser considerada como un factor de riesgo serio para la salud de los ocupantes. Por otra parte EIHA en el 2004, plantearon que concentraciones por encima de 1000 UFC/m3 de aire puede implicar afectaciones a la salud, lo que se registró en el LAMIR en los meses de octubre, diciembre, enero y febrero, en los que los factores atmosféricos fueron favorables para el desarrollo de los hongos microscópicos. Es decir, que se aplican los criterios anteriores en detalle de límites de carga fúngica en UFC/m3 a los resultados, se puede decir que se reportaron para este local cuatro meses (octubre-1,840 UFC/m3; diciembre-1,180 UFC/m3; enero-2,720 UFC/m3 y febrero-2570 UFC/m3), en los cuales los niveles detectados pueden implicar afecciones en la salud del personal, de este laboratorio.
Morey en 1985, estableció que valores menores a 103 UFC/m3 de bacterias es permisible en ambientes interiores, sin ser un riesgo para la salud ocupacional, pero esto está estrechamente relacionado con el género y la patogenicidad de las bacterias aisladas. Si se aplica lo establecido por Morey, en el ambiente interior de LAMIR no hay riesgo para la salud del personal en cuanto a los valores registrados de UFC/m3 en los seis muestreos. Pero con respecto a los géneros encontrados se discutirá más adelante.
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Esto indica que se cuenta con buenas condiciones de temperatura y humedad relativa que no permiten que las mismas formen nichos dentro del ambiente interior del laboratorio y por lo tanto, no pueden reproducirse e incrementar la contaminación en el aire.
En el LAFYM en el ambiente interior, se reportó al igual que en LAMIR, la mayor contaminación fúngica y de bacterias gram positivo en enero con valores de 1,240 UFC/m3 de hongos microscópicos en el aire y 128 UFC/m3 de bacterias gram positivo. Las bacterias gram negativo a diferencia de los dos grupos anteriores registró su valor máximo en noviembre (18 UFC/m3), ya que, las condiciones climáticas fueron propicias para que este grupo de microorganismos resistieran en el medio ambiente. En el interior de este laboratorio aparte de los factores climáticos, también se tiene el factor humano, debido a que este laboratorio presta servicio para la rotación periódica de estudiantes de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la USAC que se encuentran realizando sus prácticas de EDC. En el ambiente exterior, la carga fúngica registró el mismo comportamiento que en el ambiente interior, registrando la mayor carga fúngica en enero. A diferencia del ambiente interior, las bacterias gram positivo y gram negativo registraron su máxima concentración en diciembre. Esto indica que durante este mes se crearon las condiciones óptimas para la diseminación y supervivencia de las bacterias en el aire exterior. La concentración bacterias gram positivas, gram negativas y carga fúngica son mayores en el ambiente exterior que en el ambiente interior. Esto pudo deberse a la afluencia de personas que transita por el área exterior de LAFYM, en dirección de otras oficinas, así como el humo de las camionetas por la ubicación geográfica que posee este laboratorio (anexo 32.2). Estos resultados no se corresponden con lo expuesto por Flannigan y colaboradores en el año 2001, quienes determinaron que en la ciudad disminuye la concentración bacteriana debido al alto nivel de contaminación química, la cual las afecta a tal punto de disminuir su concentración.
En la gráfica 15 se observa que la contaminación por hongos microscópicos, bacterias gram positivo y bacterias gram negativo es mayor en el aire exterior, que en el aire interior a pesar de no haber diferencia significativa estadísticamente entre estos dos ambientes (tabla 43 A y B). Esto de denota al observar el alto que presentan las barras en cada uno de los grupos. Al igual que en caso del LAMIR la concentración de bacterias gram negativa en tan baja que no es apreciable en el gráfico.
En este laboratorio se reportó el nivel más bajo de los cuatro laboratorios, con relación a la carga fúngica, como se observa en la caja de Tukey No.3 y en el gráfico 27, que es la que posee menor altura, indicando el nivel de contaminación por hongos microscópicos que se presentó en este local.
Si se considera lo establecido por la EIHA en 2004, que planteó que las concentraciones por encima de 1000 UFC/m3 de aire puede implicar afectaciones a la salud. El LAFYM registró únicamente en enero 1240 UFC/m3 en el ambiente interior y 2900 UFC/m3 en el ambiente exterior (tabla 14), lo que coincidió con los factores atmosféricos favorables para el desarrollo de los hongos microscópicos.
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En este mes los niveles detectados pueden implicar afecciones en la salud de las personas, de este laboratorio. Si además, se aplica lo establecido por Morey en 1985, con relación a los niveles menores de 103 UFC/m3 de carga bacteriana en ambientes interiores, los resultados son normales. El LAFYM registró niveles de contaminación bacteriana por debajo de 103 UFC/m3, lo que indica que el ambiente interior de este laboratorio no es un riesgo para la salud del personal. Sin embargo, el riesgo que representan las bacterias en el aire, así como de los hongos va depender los géneros que se encuentren en el aire interior y la patogenicidad de éstos.
En el laboratorio de AMSA se reportó la mayor concentración de carga fúngica en octubre (2,390 UFC/m3). A diferencia de este comportamiento que presentó la carga fúngica, las bacterias gram positivo (286 UFC/m3) y gram negativo (62 UFC/m3), presentaron su máxima concentración en noviembre. Esto indica que en este mes se tuvieron las condiciones de temperatura y humedad relativa (tabla 7) adecuadas para la supervivencia de las bacterias en general, presentes en el aire. La diferencia en cuanto al mes que registró la mayor carga fúngica y bacteriana, indica que estos microorganismos son independientes entre sí, por tanto no es indispensable la presencia de hongos microscópicos para que pueda haber presencia de bacterias en el aire. Inclusive se puede decir que los géneros de las bacterias son independientes las gram positivas y de las gram negativas. En el ambiente exterior se registró el mismo comportamiento que en el ambiente interior, se reportó la mayor carga fúngica en octubre con un valor de 4,600 UFC/m3, y la mayor concentración de bacterias gram positivo (453 UFC/m3) y de las gram negativo (58 UFC/m3), en noviembre. Los resultados obtenidos en este laboratorio se encuentran influenciados por la cercanía del relleno sanitario, así como por la vegetación tan abundante que hay alrededor de este laboratorio. Flanigan y colaboradores plantearon en el 2001, que la fuente principal fuente de bacterias en el aire exterior es la superficie del suelo donde se encuentran, siendo mayor su concentración en áreas cultivables que en áreas urbanas.
Se incrementó la carga microbiológica en el ambiente exterior (gráfica 16) con representante de los tres grupos de microorganismos evaluados. A diferencia de los dos laboratorios anteriores, en este laboratorio si se observan algunos de los picos reportados a lo largo de los seis muestreo periódicos. Este incremento pudo deberse a la fauna silvestre y la cercanía del relleno sanitario, así como las grandes ráfagas de viento que levantan nubes de polvo que contienen los microorganismos. Este laboratorio reportó la mayor contaminación en el área exterior como se observa en la altura de la caja de Tukey en la gráfica 27.
Se puede establecer que el peligro básico asociado a la presencia de microorganismos potencialmente patógenos es el contacto mano-boca-nariz y la formación de aerosoles que pueden ser inhalados o alojarse en el aparato respiratorio superior y pasar al interior dependiendo de su tamaño. Por lo que también los buenos hábitos higiénicos incluidos en las medidas de bioseguridad, pueden reducir el riesgo.
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Por esta razón es importante establecer estos niveles de contaminación, determinando el riesgo que corre el personal que labora dentro de las instalaciones, pues si aplicamos a este laboratorio lo establecido por Rojas et al., 2002 y Aira et al., 2002, quienes plantearon que en países con clima tropical valores en el orden de 102 UFC/m3 son comunes en el aire de ambiente interior, por lo que el laboratorio de AMSA en los meses de octubre-2,390 UFC/m3 y noviembre-2,210 UFC/m3, se encuentran fuera de lo establecido, es decir hay riesgo en la salud del personal de este laboratorio.
Las esporas fúngicas son componentes normales de ambientes externos. Aunque el aire de muchos ambientes internos también contiene esporas, ya que se introduce generalmente la contaminación proveniente de los ambientes exteriores. Actualmente, se conoce que el aire presente en los ambientes exteriores puede ser la fuente de esporas fúngicas contaminantes de los ambientes internos (Bueno et. al., 2003). Esto se corrobora con lo presentado en la tabla 44 (B), ya que hay una diferencia significativa entre el ambiente exterior y el ambiente interior, es decir, existe una influencia directa de un ambiente sobre el otro, hay una contaminación cruzada. Esta influencia del ambiente exterior sobre el interior pudo provocar el aumento hasta niveles mayores de 102 UFC/m3 de hongos microscópicos en el aire exterior en los dos meses mencionados, es un factor de riesgo para la salud del personal susceptible o con su sistema inmunológico comprometido, ya que los hongos microscópicos en su mayoría son microorganismos oportunistas y no son componentes normales de ambiente interior (Salvato 1992).
Si además de aplicar los parámetros establecidos para esporas fúngicas presentes en el aire interior, se aplica lo establecido por Morey en 1985, quién determinó que valores menores de 103 UFC/m3 de carga bacteriana en aire interior es permisible. Se determina que el laboratorio de AMSA a pesar de haber reportado valores mayores de contaminación bacteriana en el ambiente interior que los dos laboratorios anteriores, es inocuo, ya que todos los valores registrados a lo largo de los muestreos, están por debajo de 103 UFC/m3, es decir no es un riesgo para la salud en cuanto a la carga bacteriana. Es importante no sólo determinar la carga bacteriana y fúngica para así dar un diagnóstico del laboratorio, sino a su vez caracterizar el género de estos microorganismos para poder determinar el nivel de riesgo para la salud ocupacional de acuerdo a la patogenicidad de los mismos.
En el laboratorio de EMPAGUA (tabla 16), existe una mayor contaminación en el ambiente interior que en el ambiente exterior. Este laboratorio es el que registró mayor contaminación fúngica en el ambiente interior de los cuatro laboratorios estudiados como se observa en los resultados obtenidos en el análisis estadístico (gráfica 27), en la caja de Tukey No. 1, y en la tabla 45 B hay una diferencia significativa entre el ambiente interior y el ambiente exterior. Esto indica que hay contaminación cruzada, es decir, la carga fúngica reportada en el ambiente interior podría pasar al ambiente exterior y provocar en algún momento un incremento de la misma (gráfica 29).
En noviembre y diciembre como se observa en la tabla 16, se registró el valor más elevado de carga fúngica presente en el aire interior (1940 UFC/m3). En los dos meses se reportó la misma carga fúngica, por lo que durante este tiempo se presentaron las condiciones de temperatura y humedad relativa propicias para favorecer el ambiente y que las esporas fúngicas pudiesen mantenerse viables en el aire y no sufrir desecación.
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La concentración más elevada de bacterias gram positivas se registró en octubre (201 UFC/m3) y de bacterias gram negativas se registró en marzo (43 UFC/m3). En el ambiente exterior se registró la mayor contaminación microbiológica en los últimos meses de estudio. La carga fúngica máxima se reportó en febrero (1860 UFC/m3), la carga de bacterias gram positivas y gram negativas a diferencia del ambiente interior, coincidieron en marzo (gram positivo-167 UFC/m3 y gram negativo-36 UFC/m3). El registro de los niveles más altos de carga bacteriana en marzo, es un indicativo de que en este mes, se presentaron las condiciones climáticas adecuadas para la supervivencia de bacterias en el aire, así como su propagación en el mismo.
Un factor importante que se observa en este laboratorio es el alto índice de bacterias gram negativas que a pesar de no exceder la carga de bacterias gram positivas, si registró valores más elevados que en los otros tres laboratorios. Esto pudo deberse al tipo de muestras que se procesan en este laboratorio, así como el período que estas se mantienen almacenadas luego de su procesamiento previo a ser descartadas. Los altos niveles de bacterias gram negativo son indicativos de la presencia de agua estancada y contaminada dentro de las instalaciones del laboratorio (Berenguer y Martí, 1985). Ya que no existe diferencia significativa entre ambos ambientes con respecto a la carga bacteriana (tabla 45 A). A diferencia del comportamiento estadístico que presentaron las bacterias, teniendo un comportamiento independiente entre ellas, los hongos microscópicos presentes en el aire si registraron una diferencia significativa entre ambientes lo que nos conduce a la existencia de una contaminación cruzada, donde el ambiente interior influye sobre el ambiente exterior. Este comportamiento inusual registrado en la carga fúngica no corresponde con los resultados obtenidos por Concepción en el 2006, donde encontraron que el ambiente exterior influye sobre el ambiente interior, puesto, que este es el hábitat normal donde se encuentran las esporas fúngicas por la vegetación, las ráfagas de viento, el clima, las aves y el suelo.
Como se observa en la gráfica 17, las bacterias gram negativas se presentaron tanto en el laboratorio de AMSA, como en el laboratorio de EMPAGUA, esto es un indicativo de alto nivel de contaminación por este grupo de microorganismos. Sin embargo, si se aplica lo propuesto por Morey en 1985, este laboratorio se puede catalogar como un laboratorio de bajo riesgo para la salud ocupacional con respecto a los valores reportados de carga bacteriana, los cuales oscilan en el rango de 69 a 201 UFC/m3 de bacterias gram positivo y de 11 a 43 UFC/m3 de bacterias gram negativo.
Se han señalado diferentes niveles de esporas fúngicas que pueden constituir problemas de higiene y salud ocupacional en un lugar, en dependencia del género de hongo que se trate, de las condiciones climatológicas y del trabajo que se realice (Holmberg, 1987; Reynolds et al., 1990; Reponen et al., 1992; Klanova, 2000 y Eagle Industrial Higiene Associates (EIHA), 2004). Si se aplican los criterios planteados por Reynolds et al., 1990 y Reponen et al., 1992, para países de clima frío, coinciden en que niveles mayores de 500 UFC/m3 de aire son indicativos de condiciones anormales en el aire interior, Sin embargo, Rojas et al., 2002; Aira et al., 2002 plantearon que en países con clima tropical valores en de 102 UFC/m3 son comunes en el aire de ambiente interior. En Guatemala se tiene un clima templado por lo que la carga fúngica presente en ambientes interiores coincide con los valores establecidos para clima tropical.
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Si se compara únicamente con los parámetros establecidos para clima tropical, durante los meses de octubre-1140 UFC/m3, noviembre y diciembre-1940 UFC/m3 y marzo-1610 UFC/m3, las personas que trabajan dentro de estas instalaciones pudieron tener un riesgo para su salud. Por lo tanto deben evitarse las condiciones que se reportaron durante estos meses de humedad relativa y temperatura para evitar niveles tan altos de contaminación fúngica.
Klanova por su parte en el año 2000, estableció que la concentración de hongos en ambientes interiores por encima de 2000 UFC/m3 de aire puede ser considerada como un factor de riesgo serio para la salud de los ocupantes. Si se comparan los resultados con este criterio, el laboratorio de EMAPAGUA cumpliría con los niveles permitidos de esporas fúngicas en ambiente interior. Por las características de este local (anexo 32.4), se determinó aplicar el criterio establecido por Rojas et al., 2002; Aira et al., 2002, encontrándose este laboratorio bajo condiciones anormales en la calidad del aire interior en cuatro meses de los seis meses de monitoreo microbiológico del aire como se expuso con anterioridad.
En la gráfica 17, se observa que en el ambiente interior del laboratorio de EMPAGUA, los picos en la gráfica son mayores que en el ambiente exterior. Además se aplican mejor las barras que corresponden a la carga de bacterias gram negativa, que no son apreciable en las gráficas correspondientes a LAMIR y LAFYM. Esto corrobora que los niveles de contaminación en el ambiente interior del laboratorio de EMPAGUA son los más elevados de los cuatro laboratorios.
Si se compara la carga fúngica de los cuatro laboratorios en general, en todos es mayor que la carga bacteriana. La presencia de bacterias gram positivas es mayor que la de bacterias gram negativas. Sin embargo, en ambientes interiores donde no se lleva ningún proceso de construcción, las bacterias dominantes deberían ser las correspondientes a la microbiota bacteriana normal humana, es decir, bacterias gram positivo pertenecientes a los géneros Micrococcus y Staphilococcus (Berguer y Martí, 1985). Esto se corresponde con lo obtenido en el aire interior de los cuatro laboratorios donde es mayor la carga bacteriana por bacterias gram positivo que por bacterias gram negativo, a pesar que en el laboratorio de EMPAGUA la contaminación por estas últimas es un poco más elevada que en los otros tres laboratorios.
Las concentraciones ambientales elevadas de estos tipos de bacterias, que se encuentran en la piel y en las secreciones respiratorias, indican que los niveles de ocupación son altos o que la renovación del aire es insuficiente (Seltzer, 1985). En la actualidad se admite que aquellos ambientes que no disponen de ventilación natural y que están cerrados, para conseguir un mayor rendimiento del sistema de aire acondicionado, pueden ser áreas de exposición a contaminantes. Entre ellos se encuentran oficinas, laboratorios, edificios públicos, escuelas y guarderías, edificios comerciales e incluso residencias particulares, provocando un aire interior no aceptable o enfermo, cuando los contaminantes se encuentran en cantidades elevadas que sobrepasan los límites permisibles establecidos.
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Según ASHRAE (American Society of Heating Refrigerating and Air Conditioning Engineers), un aire interior aceptable es aquel en el cual no hay contaminantes conocidos en concentraciones nocivas según determinan las autoridades competentes y una mayoría sustancial (80% o más) del personal expuesto no exprese insatisfacción. Evidentemente, la definición es imprecisa, no sólo en cuanto a niveles aceptables, sino también en cuanto al concepto de insatisfacción (Berenguer y Martí, 1985). Además ASHRAE 55-1981, establece que la temperatura interior debe mantenerse entre 20 y 24 ºC en invierno y entre 23 y 26 ºC en verano. Este estándar no especifica la humedad relativa, que se considera que debe estar entre el 20 y el 60% (preferiblemente del 30 al 50%) (Berenguer y Martí, 1985). Para así conseguir un ambiente interior apropiado y que no exista riesgo para la salud ocupacional.
En los cuatro laboratorios se obtuvieron datos con relación a las afecciones en la salud del personal a través de una encuesta (Anexo 2), que se paso cada mes, en los seis meses de muestreo. La encuesta constó de 10 preguntas cerradas, que proporcionaron información general del personal, temperatura y humedad de cada laboratorio y afecciones en la salud que padecieron los trabajadores.
Esta encuesta no la llenaron en presencia del personal del proyecto de investigación, con lo cual no se tuvo un contacto directo con los encuestados, ya que la misma quedo a cargo de el encargado del laboratorio, por lo que no se pudo dar directamente una inducción al personal que participó en la encuesta. Lo anterior influyó en que los encuestados no tuvieran la oportunidad de resolver las dudas con relación a las preguntas. Otro factor que pudo inducir un sesgo en la encuesta. Además se desconoce la importancia que los encuestados le dieron a este instrumento como un medio para resolver la problemática de la contaminación.
En LAMIR se observa en la tabla 31 que la temperatura y humedad que posee este laboratorio da la sensación al personal de mucho frío y demasiada humedad que es como se percibe el ambiente el cual pudo haber traído como consecuencia el alto índice de contaminación dentro de estas instalaciones a pesar de ser el segundo menos contaminado.
En este laboratorio se obtuvieron datos con relación a las afecciones en la salud del personal (tabla 32 a 37), donde se reportó mayor frecuencia de aparición entre el personal encuestado son síntomas nasales y de garganta en todos los meses donde se les aplicó la encuesta, seguido se tiene trastornos cutáneos que se reportaron en todos los meses en menor proporción, seguido se encuentran los síntomas oculares con menor frecuencia de aparición, luego se tienen el registro de síntomas parecidos a la gripe y por último trastornos respiratorios. Esta información proporcionada por el personal no índica que los síntomas estén directamente relacionados con la calidad del aire, pudieran verse afectados, sin embargo por la cantidad de personal que reportó estos síntomas, se puede decir que este laboratorio a pesar de no poseer la infraestructura y ventilación necesaria posee un ambiente sano. Puesto que para clasificar un ambiente como no sano, debe poseer más del 80% del personal con insatisfacción (Berenguer y Martí, 1985).
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En LAFYM se reportó que la temperatura y humedad dentro del laboratorio provocan una sensación de calor por parte del personal en los seis meses en que se les paso la encuesta, este ambiente a pesar de ser caluroso, es el que posee la menor contaminación microbiológica en el ambiente interior y exterior. Sin embargo se reportó por parte del personal según las encuestas que se padece de con mayor frecuencia síntomas nasales, seguido por síntomas oculares y parecidos a la gripe con menor frecuencia, registrándose únicamente en dos meses, luego se reportó únicamente durante el mes de febrero trastornos respiratorio (tabla 35) y trastornos cutáneos (tabla 36) únicamente en marzo. Síntomas de garganta no se reportó en ninguno de los seis meses en que se pasó la encuesta. En este laboratorio, se cuenta con un ambiente sano por poseer menos del 80% del personal con insatisfacción ((Berenguer y Martí, 1985). Esto se corrobora, con la baja contaminación bacteriana y fúngica presente en el aire interior y exterior colocándolo como el laboratorio que registró menor contaminación.
En el laboratorio de AMSA se cuenta con un sistema de climatización (aire acondicionado) dentro del laboratorio, donde la mayoría del personal coincidió en que la temperatura y la húmedad provocan sensación de sequedad y en algunos casos de calor a pesar de contar con este sistema. Esto puede deberse a que en algunas ocasiones se apaga el aire acondicionado por ahorro eléctrico, por mantenimiento o por mal funcionamiento, provocando que se pueda sentir calor dentro de este laboratorio y se produzcan variaciones en la temperatura y humedad. En este laboratorio se reportaron algunos síntomas relacionados con la salud del personal, unos con mayor frecuencia de aparición como son trastornos cutáneos y oculares. Con menor frecuencia se reportó síntomas nasales, seguido por síntomas de garganta, luego síntomas parecidos a la gripe y por último se reportó trastornos respiratorios. En este laboratorio como se observa en las tablas 32 a la 37, no se alcanza el 80% del personal con afecciones en la salud, por lo cual se dice que este laboratorio es un área sana en cuantos síntomas en la salud reportados por el personal. Este laboratorio es el que posee mayor contaminación en el ambiente exterior y existe una influencia directa sobre el aire interior, esta contaminación no puede decirse que sea un factor que provoque algunas de las afecciones en la salud por ser mayor en el aire exterior. Lo único que se puede decir es que, estos altos niveles de contaminación pudieran agravar alguna sintomatología que ya se encuentre presente en alguna de las personas que laboran dentro de esta área.
Como se observa ninguno de los cuatro laboratorios a pesar de no poseer la infraestructura apropiada y la ventilación necesaria poseen interiores sanos. Lo que indica que la contaminación por bacterias y hongos presentes en el aire, no está directamente relacionada con las afecciones en la salud del personal, por ser en su mayoría microorganismos oportunistas, que son capaces únicamente de afectar la salud de personas con un sistema inmune comprometido o bajo a causa de alguna enfermedad, pudiendo producir complicaciones en la salud de la persona.
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III.2.4 Géneros microbiológicos identificados en los cuatro laboratorios.
Es importante realizar la identificación de las colonias fúngicas y bacteriana aisladas en cada uno de los laboratorios, ya que estas se encuentran presentes en el aire y una persona a lo largo de su vida, respira varios millones de metros cúbicos de aire, gran parte del cual contiene microorganismos. Se calcula que se inhalan al día una media de diez mil microorganismos, pero el hombre posee eficaces mecanismos de defensa para evitar que invadan el aparato respiratorio. Sin embargo, el control de estas enfermedades es difícil porque los individuos que las padecen suelen seguir realizando sus actividades cotidianas y además, en algunas de ellas, no se dispone de agentes terapéuticos ni vacunas eficaces. Los microorganismos se trasmiten por las secreciones de la nariz y la garganta y son diseminados por la tos, los estornudos y la conversación pudiendo alcanzar una velocidad de 300 km/h. Una persona puede expulsar una media de 500 partículas en la tos y de 1.800 a 20.000 en un estornudo, de los cuales la mitad son menores de 10 μm. El tamaño de las partículas tiene una gran importancia, las más pequeñas penetran mejor y las más grandes tienen mayor supervivencia. La mayoría de los virus y muchas bacterias que causan infecciones respiratorias se encuentran en gotas grandes de 20 μm, ya que si son pequeñas se evaporan y se inactivan por desecación (De la Rosa, et al., 2000).
Conviene recordar que la trasmisión aérea de enfermedades no es exclusiva de microorganismos que salen de las vías respiratorias. En algunos casos se forman bioaerosoles procedentes de animales y sus productos que se resuspenden en el aire y pueden ser inhaladas, como heces desecadas y plumas de aves (Chlamydophila psittaci, Cryptococcus neoformans, Histoplasma capsulatum), placenta (Coxiella burnetii), lana, piel y marfil (Bacillus anthracis). Casos especiales son: Legionella que se encuentra en el agua y se trasmite por los aerosoles que se forman en los distintos sistemas y aparatos o Coccidioides immitis y Aspergillus fumigatus cuyas esporas, procedentes del suelo y estiércol, son diseminadas sobre el polvo y trasportadas por el viento (Benenson, 1997).
El aire de las grandes ciudades, contaminado con derivados de la combustión de hidrocarburos, incrementan la gravedad de las infecciones respiratorias (Mims, 2001). Hay numerosas enfermedades bacterianas trasmitidas por el aire. Están producidas, principalmente, por bacterias gram positivas debido a su mayor supervivencia en el aire. Afectan al tracto respiratorio superior (faringitis, epiglotitis, difteria) e inferior (bronquitis, neumonías, tosferina, tuberculosis) o, desde éste pasan a sangre y otros órganos (meningitis, carbunco pulmonar, fiebre Q, peste). De aquí, la importancia de caracterizar los géneros predominantes en cada uno de los laboratorios que participaron en este estudio.
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III.2.4.1 Géneros bacterianos.
A. Métodos de identificación para bacterias.
Se utilizaron dos sistemas de identificación para bacterias: BBL Crystal y el sistema API. El sistema BBL Crystal provee dos métodos diferentes, uno para las bacterias gram positivas que está conformado en un 50% de pruebas con fluorescencia y el resto de pruebas cromogénicas; y el BBL Crystal para bacterias gram negativas que está conformado por 30 pruebas cromogénicas. El sistema API comprende API Staph para cocos gram positivos, API CORYNE para bacilos gram positivos y API E para bacilos gram negativos. Cada uno de estos métodos presentó ventajas, desventajas y limitaciones sobre el otro método, por lo que en algunas cepas se realizó la identificación a través de los dos métodos, mientras en otras sólo a través de uno específicamente.
En el caso de los cocos gram positivos se utilizó el sistema BBL Crystal para gram positivos y el sistema API Staph. El sistema API Staph esta hecho en base al método de Schleifer & Kloos basado en 6 tests de azúcares utilizando diferentes tipos de base y temperaturas de incubación (Baird Parker,1978). Hasta ese momento la forma de identificación se basaba en los dos métodos de Baird Parker según Marples y Richardson (1982). Un estudio realizado por los autores en trescientos aislamientos de la familia Staphylococcaceae concluyó en que el sistema tiene valor epidemiológico en la identificación de las tres especies más frecuentes en patologías clínicas de Staphylococcus, sin embargo se recomienda una supervisión y mejoramiento en las pruebas de melobiosa, rafinosa y α-metil glucósido. Esto concuerda con los resultados obtenidos, ya que se identificaron 11 tipos de géneros de Staphylococcus entre ellos S.aureus, S.epidermidis y S.saprophyticus, las tres cepas con valor epidemiológico.
Además API Staph presenta la limitación de no contar con Staphylococcus vitulinus en su base de datos. Un estudio realizado en 28 cepas de Staphylococcus catalasa negativo determinó que API STAPH identificó correctamente todas las cepas de Staphylococcus sciuri y Staphylococcus lentus, no así las de Staphylocuccus vitulinus que fueron reportadas como Staphylococcus capitis (Stepanovic et al., 2005). Debido a esta limitación se utilizó el sistema BBL Crystal como primer sistema de identificación para todos los cocos gram positivos, utilizando el sistema API STAPH únicamente en aquellas cepas que no se lograron identificar con el sistema Crystal. Generalmente las cepas poco frecuentes que no se encuentran en la base de datos del BBL Crystal, son: Kokuria rosea y Cellulomonas.
Para la identificación de los bacilos gram negativos se utilizó el sistema Crystal enteric/ non fermenter, el cual es un sistema miniaturizado utilizado ampliamente en la identificación de más de 500 especies de bacilos gram negativo (Devenish y Barnum, 1980). Está diseñado para identificar a los miembros de la familia Enterobacteriaceae y otras especies de significado clínico no fermentadoras. Wauters y colaboradores concluyeron que el sistema Crystal muestra resultados consistentes comparados con la metodología manual.
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Además, Devenish y Barnum en 1980 señalaron que la interpretación visual de los resultados del sistema Crystal no difiere de la lectura del autolector en cuanto a precisión. Wauters y colaboradores reportaron una concordancia del 99.5% entre la interpretación visual y el autolector Crystal, por lo que se recomienda el uso de este con el objetivo de aumentar la velocidad de lectura pero no se menciona ninguna diferencia en cuanto a los resultados. El estudio no contó con el autolector por lo que se menciona como una limitante en cuanto a tiempo, no así en cuanto a validez de los resultados debido a lo expuesto anteriormente. En cuanto al otro sistema utilizado para la identificación de gram negativos, el sistema API E, Devenish & Barnum en 1980 reportaron una exactitud del 97.9% en doscientos cuarenta aislamientos de bacilos gran negativos en animales, lo cual concuerda con otras publicaciones de aislamientos en muestras clínicas (HAYEK y WILLIS, 1976), dando un 95% de confianza en la identificación de bacilos gram negativo fermentadores y no fermentadores. Todos estos datos respaldan los resultados obtenidos a lo largo del estudió y nos proveen de una base para confirmar la trazabilidad de las cepas identificadas.
Los bacilos gram positivo fueron identificados mayormente por el sistema API Coryne. Este cuenta en su base con 42 géneros y especies distintos de bacilos gram positivos y otras corinebacterias. Mientras que el sistema BBL Crystal para gram positivos no es específico para bacilos gram positivos y su base se compone prioritariamente por Staphylococcus y otros cocos gram positivo. Por lo que se eligió el sistema API Coryne como el sistema de identificación primaria para los bacilos gram positivo.
B. Géneros bacterianos identificados en cada uno de los cuatro laboratorios en estudio.
Se identificaron 40 géneros bacterianos pertenecientes a cuatro Phyla. Estos representan solo un reducido número de los phyla presentes en el dominio Bacteria, ya que para el 2001 existían 20 phyla identificados y alrededor de 20 a 30 phyla no cultivados en laboratorio (Madigan et al., 2003). En la tabla 17 puede observarse la relación filogenética de los 40 géneros identificados, los principales phylum con sus respectivos órdenes y familias. Todos estos géneros fueron conservados en tubos con aceite mineral en duplicado, según se observa el listado en el anexo 33.
Según Madigan para el 2003 el phylum que posee más géneros es el de Proteobacterias. Sin embargo, se aislaron únicamente nueve géneros de este phylum, los cuales representan tan solo el 23% del total de géneros identificados en el aire. La mayor parte de los géneros identificados en el aire pertenecen a los phyla Firmicutes (45%) y Actinobacteria (28%), ambos phyla con géneros gram positivos. De las once familias identificadas, siete poseen géneros gram positivos y únicamente cuatro géneros gram negativos. La predominancia de géneros gram positivo se encontró por igual en los cuatro laboratorios, como se muestra en la tabla 18.
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La frecuencia de aparición de los phyla gram positivo fue mayor al 50% de aparición en todos los laboratorios y se presentó mayor presencia de géneros Firmicutes que de Actinobacterias. Dentro del phylum Firmicutes resaltan los Staphylococcus spp. y Bacillus spp. La predominancia de bacterias gram positivas es congruente a estudios realizados anteriormente en instituciones públicas donde Miquel y Cambert en 1901 afirmaron que la mayoría de bacterias suspendidas en aire son saprófitas y proceden del suelo, siendo las más frecuentes las bacterias cromógenas, los bacilos esporulados y los cocos. Resultados semejantes obtuvieron López en 2001 en México y Sanchez en 2003 en España. La frecuencia de bacterias gram negativas es generalmente inferior a las gram positivas (Madigan y col., 2003); principalmente por la pared celular gruesa y rígida de las bacteria gram positivas, la cual les confiere mayor resistencia a la desecación. Dentro de este grupo se encuentran las bacterias formadoras de esporas, como Bacillus sp., phylum Firmicutes, lo que explica el predominio de géneros caracterizados de este phylum en todos los laboratorios. Estas bacterias no tienen la capacidad de transmitirse de una persona a otra, por lo que a pesar de su resistencia su índice de patogenicidad es generalmente bajo. Se caracterizaron cinco géneros distintos de Bacillus spp. en todos los laboratorios estudiados, como puede verse en la tabla no. 17. Esto nos alerta a tomar medidas dentro del laboratorio, ya que a pesar de no ser un microorganismo patógeno, es un patógeno oportunista que en los últimos años ha ocasionado un incremento en enfermedades e infecciones por representantes de este género en pacientes inmunocomprometidos (Marples & Richardson, 1982).
En la actualidad existen microorganismos que se aíslan con poca frecuencia, pero que son capaces de causar infecciones en determinados pacientes, para los cuales no existen puntos de corte, ni métodos de susceptibilidad estandarizados. En este último grupo podemos incluir a Bacillus spp. y Corynebacterium spp. (Palavecino, 2002). De la misma forma en el último tiempo se ha visto que Bacillus es capaz de causar infecciones severas, especialmente en pacientes inmunocomprometidos y además ha habido publicaciones referente a brotes de diarrea causados por Bacillus cereus (Sociedad americana de pediatría, 2009).
La concentración ambiental alta de las bacterias gram positivas indica que los niveles de ocupación son altos y/o la renovación del aire es insuficiente (Organización Panamericana de la salud, 2002), aspectos que concuerdan con los resultados obtenidos de las encuestas realizados en cada laboratorio y que son discutidas en este estudio.
Dentro de las bacterias gram positivo predominaron los bacilos gram positivo del phylum Actinobacteria, especies de Staphylococcus y Bacillus como fue mencionado anteriormente. Se identificaron 11 tipos de especies de Staphylococcus de los cuales únicamente S. aureus es catalogado como patógeno. Sin embargo, S. epidermidis y S. saprophyticus han sido relacionados con síndromes clínicos. Nava (1988) reporta a S. epidermidis como el mayor causante de patologías oculares infecciosas en un estudio realizado durante cinco años en secreciones oculares y Hirzel (2004) relaciona a S. saprophyticus con patologías infecciosas urinarias. Griffin y colaboradores, en 2007 identificaron, en nubes de polvo, un predominio de bacilos pleomórficos (Corynebacterium) y cocos gram positivo (Micrococcus y Staphylococcus).
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Un estudio realizado en el interior de la universidad de Madrid, reportó una frecuencia de 42.7% de Staphylococcus, 20.4% de Corynebacterium y 6.9% de Bacillus, así como un porcentaje menor de Sphingomonas, Acinetobacter, Pantoea y Micrococcus. (Sanchez, 2003). La Organización mundial de la salud reporta una cepa de Bacillus anthracis como potencial agente para uso de armas biológicas en el ambiente (OMS, 2002), sin embargo esta cepa no se aisló en este estudio. Según OMS, entre las bacterias, la más frecuente es el Bacillus con sus especies: B. coagulans, B. licheniformis, B. subtilis y B. cereus, que se consideran especies patógenas oportunistas. Su dominancia se atribuye parcialmente a la tolerancia de sus esporas a la radiación de luz ultravioleta (UV) (López, 2000). Además soportan la desecación y la elevada temperatura que puede suceder en el aire, lo que elimina bacterias no esporuladas. Esto es congruente con los resultados obtenidos en los cuatro laboratorios, ya que como se observa en la tabla 17, Bacillus licheniformis se presentó en todos los laboratorios así como otras especies de Bacillus.
De la misma forma, Staphylococcus sciuri se presentó en tres de los cuatro laboratorios estudiados: LAMIR, LAFYM y EMPAGUA, como se observa en la tabla 17. Esta bacteria puede ser aislada de muestras animales: mascotas, salvajes o alimentos de origen animal principalmente. Sin embargo, se reportó que el 4.3% de las muestras clínicas de Staphylococcus catalasa negativo son S. sciuri. Se han reportado casos donde se asocia con endocarditis, peritonitis, shock séptico e infección pélvica inflamatoria (Stepanovic, 2005). En el caso de los laboratorios estudiados las posibles fuentes de contaminación son los animales como pájaros, perros y gatos en el exterior de estos laboratorios y las muestras de alimentos o la proximidad de muestras clínicas en el caso de LAFYM.
A la vez se encontraron otras dos bacterias en todos los laboratorios Staphylococcus xylosus y Pseudomona stutzeri. Esta ultima a pesar de ser una bacteria gram negativa, perteneciente al phylum Proteobacteria, posee características específicas que le confieren una mayor sobrevivencia. Madigan en 2003, reportó que las especies pertenecientes al orden Pseudomonadal se caracterizan por ser saprófitos del agua, suelo y en pequeña proporción del hombre. Son capaces de utilizar más de cien diferentes sustratos como fuente de energía, lo cual hace del género Pseudomonas muy versátil y resistente.
Se identificaron otros géneros de bacterias gram negativo, pero en general se observó que se presentaron en menor proporción que las gram positivo en todos los laboratorios. Esto se debe posiblemente a la morfología de su pared celular, delgada a diferencia de la pared gruesa y rígida de las bacterias gran positivas, la pared de estos no les confiere resistencia a la desecación, disminuyendo con esto su sobrevivencia en el ambiente (Madigan y col., 2003).
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Únicamente el LAMIR presentó géneros pertenecientes a dos phyla de gram negativos (Proteobacterias y Bacteroidetes) mientras el resto de laboratorios presentaron géneros pertenecientes únicamente al phylum Proteobaceria. Dentro de estos géneros se encuentra Pseudomona stutzeri, la única bacteria gram negativa presente en los cuatro laboratorios. Desde su identificación en 1895 Pseudomona stutzeri ha sido relacionada como bacteria fitopatógena, encontrada en el suelo, heno y estiércol. Sin embargo, se han reportado casos de septicemia ocasionados por esta bacteria (Nuñez, 1975).
El bajo porcentaje de aparición de las bacterias gram negativas se relaciona con estudios realizados anteriormente: Madigan en 2003 reportó la presencia de Flavobacterium y Alcaligenes, aunque en menor proporción que los gram positivo y López en 2000, indicó, que la frecuencia de la familia Enterobacteriaceae es baja y está representada principalmente por Proteus, Enterobacter sp. y E.coli, según resultados obtenidos en un estudio realizado en la universidad de Monterrey. Sin embargo, a pesar de concordar con la baja aparición de bacterias gram negativas, en este estudio, no se aisló ninguna de las bacterias del phylum Proteobacteria mencionadas anteriormente. Al contrario se aislaron Salmonella, E.vulneris y Pantoea, entre otros. La ausencia de las bacterias indicadoras de contaminación fecal, se debe posiblemente a la sensibilidad de las enterobacterias a la luz UV de los rayos solares, lo que reduce al mínimo su densidad en el ambiente (López, 2000). Otros reportes indican que se ha aislado: Klebsiella spp; Pseudomanas spp, Enterobacter spp, Citrobacter sp, y Serratia spp pero en casos poco frecuentes, según Andersen (1998). De igual forma en este estudio se aisló Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas putida, y Salmonella gallinarium, como puede observarse en la tabla 17.
En general todos los laboratorios presentaron la misma relación entre gram positivos y gram negativos, mostrando algunas diferencias en cuanto al porcentaje de aparición de cada phylum como puede verse en la grafica 18, y los géneros presentes en cada laboratorio. A continuación se discute estas diferencias y su implicación para cada laboratorio.
1. Laboratorio Microbiologico de Referencia (LAMIR)
Se identificaron 15 cepas bacterianas (tabla 17) de las cuales el 74% son géneros gram positivo y el resto pertenece a dos phyla de gram negativos: Bacteroidetes y Proteobacterias. Este laboratorio es el único que presenta dos géneros del phylum Bacteroidetes, disminuyendo así el porcentaje de aparición de las bacterias gram negativos en el phylum proteobacterias (13%), siendo este el menor porcentaje de aparición de Proteobacterias de todos los laboratorios (tabla 18).
Los géneros identificados en el phylum Bacteroidetes, orden Flavobacteria son relativamente nuevos y su nombre aún se encuentra en discusión. Las características principales de la bacteria aislada fueron: colonia color transparente, bacilo gram negativo, oxidasa positiva, sin crecimiento en agar MK. Se identificó como Weeksella virosa/ Bergeyella zoohelcum, dos nombres dados al mismo género bacteriano, por el sistema de identificación BBL Crystal.
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En el caso de las cepas clínicas, han sido predominantemente aislada del tracto genital femenino, en menor proporción ha sido aislado de la sangre, zona umbilical, oídos, ojos o fluido cerebroespinal. Es generalmente registrado como contaminación en las muestras urinarias debido a su falta de crecimiento en MK y su apariencia mucosa en Agar Sangre (Reina y col., 1990). Sin embargo, Bootha (1998) demostró que las cepas clínicas difieren de las ambientales, lo que aunó la discusión sobre el nombre de este nuevo género. En el año de 1986, Holmes y colaboradores propusieron nombrar un nuevo género bacteriano de flavobacterias, llamado Weeksella. Este agruparía todas las bacterias con las características de los grupos CDC IIf y CDC IIj. En 1987, se aprobó nombrar a la especie del grupo CDC IIf como Weeksella virosa y la especie del grupo CDC IIj como Weeksella zoohelcum. Sin embargo, ambas especies mostraron diferencias significativas en su morfología, producción de indol, pigmentación y temperatura óptima de crecimiento, por lo que en 1994 Vandamme, propuso un nuevo género bacteriano para incluir la Weeksella zoohelcum, el cual se nombro como Bergeyella zoohelcum. Como se menciono anteriormente el estudio de Bootha y colaboradores (1998) demostró que las cepas ambientales de ambos géneros difieren de las cepas clínicas, originando nuevamente una discusión sobre el nombre de este género, por lo que actualmente aún se encuentra en discusión la aprobación del nuevo género llamado Bergeyella.
Este laboratorio presentó únicamente un 20% de géneros del Phyulum Actinobacteria, sin embargo, en este reducido porcentaje se encontró dos géneros exclusivos de este laboratorio: Propionibacterium acnes y Arthobacter.
Propionibacterium acnes se encuentra generalmente sobre la piel del hombre, en el tracto intestinal tanto del hombre como de los animales y en el tracto respiratorio, siendo algunas cepas consideradas como patógenas. Jaramillo y col., (2006) reportó varios casos de pacientes que padecían acné, y se establece la relación de Propionibacterium acnes y el mantenimiento de lesiones de acné vulgaris, así como su asociación con Staphylococcus epidermidis, en un estudio realizado en Perú. Este concluye en que las lesiones inflamatorias del acné están constituidas predominantemente por P. acnes y S. epidermidis. Sin embargo, en el presente estudio no se reportó ningún caso con lesiones de acné vulgaris en este laboratorio, por lo que la presencia de esta bacteria en la microbiota normal de la piel es la explicación más acertada sobre su presencia en este laboratorio.
Arthrobacter es una bacteria gram positiva aislada principalmente del suelo. Puede encontrarse en ambientes ricos en vegetación, como es el caso de los alrededores de este laboratorio. Arthrobacter es capaz de degradar simbióticamente con Streptomyces compuestos tóxicos, como insecticidas organofosforados y emplearlos como única fuente de carbono y energía, así como reducir el cromo hexavalente a trivalente y hacerlo menos toxico. Estas propiedades permiten que Arthrobacter se utilice en la biorremediación para atacar algunos contaminantes específicos como plaguicidas clorados e hidrocarburos (en el caso de los derrames de petróleo en los mares o bien, en los suelos) con el objetivo de subsanar el problema. Rivera y colaboradores (2008), reportan la capacidad de Arthrobacter para estimular el metabolismo secundario y el crecimiento vegetal, además de proteger a las plantas frente a agentes patógenos y al estrés salino.
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De igual forma, Avedaño y colaboradores (2001) presentan la actividad inhibitoria de Arthrobacter sobre el crecimiento de diversos patógenos como Vibrio anguillarum (VAR), Vibrio esplendidus, Vibrio alginolyticus y Aeromonas hydrophila. Por lo que se considera esta bacteria como probiótica de las plantas y suelos cultivables. La presencia de este microorganismo en el laboratorio, posiblemente sea producto de una contaminación cruzada con los laboratorios vecinos en el mismo edificio, donde se trabaja con muestras de suelo y algunos vegetales secos.
2. Laboratorio de la Empresa Municipal de Agua (EMPAGUA) Este laboratorio presento la misma relación entre gram positivos y gram negativos que el resto de laboratorios, sin embargo de las veintiséis cepas bacterianas identificadas en este laboratorio, doce cepas exclusivas de EMPAGUA no guardan la relación gram positivo-gram negativo, como el resto de laboratorios. El 51% de estas cepas son géneros gram negativos pertenecientes al phylum Proteobacteria y el 42% restante comprende a seis familias de bacterias gram positivas. Esto explica la diferencia en el porcentaje de aparición de los phyla en este laboratorio a comparación del resto, como puede verse en la grafica 18, donde EMPAGUA es el único laboratorio que presenta al phylum Proteobacteria en segundo lugar según su porcentaje de aparición (37%), después del phylum Firmicutes compuesto sobre todo de cocos gram positivos. El alto porcentaje de géneros gram negativo presentes en este laboratorio pueden estar relacionado con el tipo de muestras que este laboratorio procesa, el condicionamiento del laboratorio, así como por su ubicación, ya que en la planta baja de dicho edificio existe un taller de suelos y cerámica que puede afectar el ambiente general de todo el establecimiento. Sin embargo, se observó que en el mes de diciembre la carga bacteriana disminuyó notablemente como puede verse en la tabla 11. El encargado del laboratorio refirió que durante ese mes se realizó una limpieza general en el mismo y se activo el aire acondicionado. Se hace evidente que los cambios de temperatura afectan la proliferación de dichas bacterias, por lo que se sugiere mantener estas condiciones para un mejor acondicionamiento de este laboratorio.
Debe aclararse que la alta incidencia de bacterias gram negativas en este laboratorio no puede relacionarse con la presencia de estas en la microbiota normal del personal como en el caso de algunos cocos gram positivos y bacilos gram positivos, mencionados anteriormente. La presencia de estas bacterias en la microbiota normal de la piel es poco frecuente. Su falta de colonización se debe a su incapacidad para competir con los organismos gram positivos que están mejor adaptados a las condiciones de sequedad de la piel. Generalmente, está conformada por géneros de bacterias gram positivas como: Micrococcus, Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis, Corynebacterium sp. Brevibacterium sp y Propionibacterium (Orlandi,2004). Una excepción es A. baumannii bacteria gran negativa presente ordinariamente en la piel y aislada en este laboratorio.
Los géneros gram negativos aislados exclusivamente en este laboratorio son: Acinetobacter baumannii, Buttiauxella agrestis, Escherichia vulneris, Pseudomonas putida, Serratia marcescens y Salmonella gallinarium. Buttiauxella agrestis es uno de los géneros menos conocidos. En 1976, Gavini y colaboradores estudiaron algunas cepas de Citrobacter que a pesar de ser bacterias lactosa
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positiva diferían del género Citrobacter convencional en algunas pruebas bioquímicas, en la hibridación del ADN y el radio Guanina-Citocina. Como resultado designaron un nuevo taxón llamado grupo F, género Buttiauxella. Se determinaron 17 cepas en el nuevo género, aisladas de humanos, del suelo y del agua. Fueron agrupadas en la familia Enterobacteriaceae y se designó una única especie: B. agrestis. Sin embargo, en 1981 Ferragut y colaboradores identificaron tres especies más de Buttiauxella. Un estudio realizado por Brenner (1996) determino que los moluscos en especial los caracoles son los portadores más frecuentes de Buttiauxella, estudio 219 cepas de las cuales 171 fueron aisladas de caracoles de tierra. Estudios anteriores reportaron el suelo y el agua contaminada como hábitat para esta bacteria (Gavini, 1983). Esto concuerda con los resultados obtenidos por este estudio, ya que la cepa aislada pertenece al ambiente exterior del laboratorio de EMPAGUA donde la vegetación y la humedad son comunes. Por lo que la presencia de caracoles de tierra estaría plenamente justificada. Se aisló una especie poco conocida de Salmonella debido a su poca relación con patologías humanas. La tifosis aviar es una enfermedad específica de las aves causadas por la biovariedad gallinarum de Salmonella gallinarum. Es una bacteria que se encuentra sumamente adaptada al huésped y no causa enfermedad a otra especie animal distinta a las aves. Es una enfermedad típica de los pollos, pavos y faisanes, si bien ciertas aves silvestres también pueden infectarse (Melo y col., 2007). La enfermedad se difunde a través de la ingestión de alimento y agua contaminada con las excreciones de aves clínicamente afectadas. Shah y colaboradores en 1999, reportan que la importancia de esta enfermedad radica en las serias bajas económicas que ocasiona a la industria aviar a través del incremento de la mortalidad de las aves y la disminución de producción de huevos. Se observó la presencia de algunas aves silvestres en los alrededores de este laboratorio, sin embargo no puede comprobarse ninguna relación de estas con la presencia de esta bacteria en el laboratorio.
Serratia marcescens es un bacilo gram negativo, anaerobio facultativo, oxidasa negativo, perteneciente a la familia Enterobacteriacea. Se presenta como un agente nosocomial y su forma de diseminación más importante es la transmisión de persona a persona, por lo que las campañas de asepsia de manos, control de la potabilización del agua, y asepsia de instrumentos hospitalarios son de gran importancia (Berthelot et al., 1999). Su adquisición es mayoritariamente hospitalaria, especialmente en unidad de terapia intensiva, siendo las secreciones respiratorias, heridas y orina los sitios más frecuentes de colonización (Manning, 2001). Ha sido relacionada en casos de endoftalmitis neonatal (Baquero y col., 2006), fascitis necrosante (Bustamante y col., 2008), paratotiditis aguda (Dominguez y col., 1996) y osteomielitis hematógena (Aguilar y col., 1997). Sin embargo, es importante resaltar que en estos casos existieron factores predisponentes como cirugía previa, procedimientos invasores, uso de antimicrobianos previos y hospitalización prolongada.
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Estos estudios muestran que la presencia de Serratia marcescens se encuentra mayormente en ambientes hospitalarios, sin embargo Haddy y col. (1996) reportan su presencia en ambientes y reservorios pobres en nutrientes, como: agua potable, cañerías e insumos de laboratorio (jabones y antisépticos). Esto explica una posible fuente de contaminación en este laboratorio, dado que el mismo analiza fundamentalmente muestras de agua provenientes de distintas zonas. Al mismo tiempo es una alerta ante la presencia de esta enterobacteria, ya que a pesar de ser un patógeno oportunista se debe tomar las medidas sanitarias adecuadas para su control, así como de otras Enterobacterias presentes en este laboratorio, como: Escherichia vulneris.
Durante muchos años, se pensó que el género Escherichia, sólo contemplaba una especie: coli. Esto se debió a que años atrás, la bacteriología se basaba en la experiencia del bacteriólogo. Para la identificación bacteriana se utilizaban las características morfológicas o el aspecto de la colonia, pruebas rápidas como el indol, la catalasa y la oxidasa e inclusive se empleaba aspectos organolépticos. Hoy en día esto ha cambiado en forma drástica, aún se utilizan los aspectos antes mencionados, pero ahora las identificaciones ya no son manuales, al contrario se utilizan sistemas de identificación en el caso de este estudio galerías API y sistema BBL Crystal. Esto permite que el valor de las identificaciones bacterianas aumente en forma importante y como resultado el número de especies se vea incrementado (Brenner y col., 1982). Entre las nuevas especies se encuentra E. vulneris (clasificada como entérico grupo 1 del CDC), bacteria aislada predominantemente en humanos con heridas infectadas. Precisamente, su nombre en latín significa: herida (Dye y col., 1984). Levine & Golberg (1994) reportan un caso de osteomelitis causado por esta bacteria, Spaulding y col., (1996) reportan casos de bacteremias y Horii y col., (2001) lo relacionan mayormente con shock séptico en adultos. Sin embargo, su patogenicidad es cuestionable debido a un estudio realizado por Pien y col., (1985) donde se inocularon cepas de E. vulneris en forma peritoneal en los tejidos blandos de ratones de laboratorio, no encontrándose infección en estos. Se concluyó que E. vulneris causa infecciones en heridas abiertas no así en tejidos blandos. Sin embargo, si se ha encontrado su asociación con otros patógenos como S. aureus, con quien contribuye a la extensión del tejido dañado. Es por esto que se hace imperante el control sanitario de esta y el resto de enterobacterias en este laboratorio. Principalmente para la protección del personal que labora en el mismo.
Por otro lado se aislaron dos bacilos gram negativos de la familia Pseudomonadal: Pseudomona putida y Acinetobacter baumannii. Estas bacterias son primordialmente aisladas del suelo y del agua, pero a pesar de pertenecer a la misma familia, presentan características funcionales completamente divergentes. Mientras P. putida es utilizado como un probiótico en la biorremediación, A. baumannii forma parte de la microbiota normal de la piel. Ambos son patógenos oportunistas y se reportan varios casos patológicos en los que se ven relacionados. Su presencia en este laboratorio no puede ser relacionada mutuamente debido a que P. putida fue aislada en el ambiente exterior del laboratorio mientras A. baumannii en el interior del mismo.
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Como se mencionó anteriormente, P. putida se comporta en ocasiones como patógeno oportunista. Ha sido involucrado en bacteriemias en neonatos (Bouallegue y col., 2004), y en una serie de 55 casos de infecciones del tracto urinario, neumonía, sepsis, infección de herida, meningitis y peritonitis (Yang C. y col., 1996). El Ministerio de Sanidad y Consumo de Madrid ordenó la retirada del mercado de determinados lotes de jabón líquido, de una conocida marca comercial no identificada, al haberse detectado contaminación bacteriana de este producto por P. putida y P. fluorescens (Goenaga M. y col., 2005). Sin embargo, sigue siendo considerado como un patógeno poco usual. Tiene la capacidad de crecer en hidrocarburos aromáticos como benceno, tolueno y etilbenceno. Por lo que ha sido ampliamente utilizada en la sintesís biocatalitíca de compuestos químicos (Choi E. y col, 2003), su degradación (Gibson D. y col 1968) y en la bioremediación (LOH y col., 2008). Su presencia en este laboratorio se relaciona ampliamente con la presencia de muestras de suelos, polvo y cerámica en el laboratorio que se encuentra en el primer piso de dicho edificio.
Acinetobacter baumannii era conocido anteriormente como Acinetobacter calcoaceticus var anitratus, es un cocobacilo gram negativo de la familia Neiseriaceae que se encuentra ampliamente distribuido por el suelo y en el agua (Goodhart y col., 1977). Es comensal de la orofaringe y de la piel de muchas personas sanas (Madigan, 2003). Se ha descrito como el agente causal de muchas neumonías nosocomiales en pacientes inmunocomprometidos (Anstey y col., 1992) y en las unidades de cuidados intensivos. Sin embargo, Bick y col., 1993 reportan un caso de pneumonía en una mujer sana.
En cuanto a los géneros de cocos gram positivos aislados en este laboratorio, se presentó la misma relación gram positivos - gram negativos que el resto de laboratorios. Como se observa en la grafica 18, presenta un 49% de porcentaje de aparición de Firmicutes. De estos la mayor parte (60%) consiste en géneros de la familia Staphylococcaceae y el resto del porcentaje se divide en la familia Bacilli (20%) y Streptococcaceae (20%). El porcentaje de aparición de los bacilos gram positivos en general disminuyó en comparación con el resto de laboratorios, debido a que este es el único laboratorio que presenta dos géneros de la familia Streptococcaceae: Lactococcus lactis y Streptococcus sanguis.
Lactococcus es un género de bacterias del ácido láctico formado por cinco especies pertenecientes anteriormente al género Streptococcus. Las bacterias lácticas probablemente son el grupo bacteriano más ligado al hombre. Están presentes de forma natural en el ambiente y en una gran cantidad de alimentos, tanto de origen animal como vegetal, además se encuentran habitualmente asociadas a las mucosas de los vertebrados. Las especies de Lactococcus fueron aisladas inicialmente de plantas verdes y en 1985, Schleifer asignó estas bacterias a un nuevo taxón, basándose en las características presentadas por estas: tolerancia al pH, sal y temperatura, capacidad para adaptarse a distintos ambientes rápidamente y cambiar para ello su metabolismo. (Stuart et.al., 1998) Todas estas características permiten que esta bacterias sean ampliamente utilizadas en la manufactura de fermentados como quesos o yogures, y sean consideradas como bacterias seguras para el consumo humano (GRAS, acrónimo de Generally Recognized As Safe) ya que no han sido asociadas a ningún problema sanitario grave (Chamba y Jamet, 2007).
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Al ser un probiótico, estas bacterias intestinales contribuyen a la salud y el bienestar de los individuos mediante diversos efectos. Por ejemplo: manteniendo el equilibrio de la microbiota intestinal, la exclusión competitiva de patógenos y la estimulación del sistema inmunitario (Comelli y col., 2002). Sin embargo, no puede adscribirse un efecto beneficioso a una cepa, ni extrapolar esa propiedad a las restantes cepas de la misma especie. Los beneficiosos de una cepa dependen de las condiciones de su empleo y, muy particularmente, de la dosis. (Reviriego, 2008). Por lo que se debe tener cuidado en la excesiva generalización sobre los beneficios de los probióticos y evitar con esto efectos contraproducentes. De la misma forma se debe prestar atención a casos particulares y poco frecuentes donde estas bacterias han ocasionado algunas patologías como: Meningitis (Vidal y col., 2007), alteraciones inmunológicas (Kitazawa y col., 1991), abscesos hepáticos (Nakarai y col., 2000) y endocarditis (Manion y col., 1990).
Streptococcus sanguis pertenece a los Streptococcus del grupo viridans (SGV). Colman, (1972) fue el primero en clasificar los Streptococcus de este grupo. En 1977 Facklam dividió el género en S. sanguis I y en S. sanguis II. Fue hasta 1989, que Coykendall unió nuevamente el género (Coykendall , 1989). Los SGV son habitantes normales de la mucosa oral, respiratoria y gastrointestinal de los mamíferos y del tracto genital en la mujer, donde juegan un papel importante en la prevención de la colonización de patógenos potenciales. Las infecciones clínicas por SGV ocurren, mayoritariamente, tras una lesión en las zonas de su hábitat normal. Se les considera patógenos de poca virulencia, pero se les señala como los causantes más importantes de procesos patológicos de gran repercusión sanitaria como la caries dental (Carratalà J. y col. 1995). Su presencia en este laboratorio se relaciona con la ubicación de los puntos de muestreo en el ambiente exterior del laboratorio de EMPAGUA. Esta bacteria fue aislada únicamente en el ambiente exterior del laboratorio, donde se encuentra un área de recreación para los estudiantes de la facultad de Ingeniería. Este lugar presenta una alta afluencia de estudiantes que generalmente se encuentran conversando o comiendo, lo que puede explicar la presencia de esta y otras bacterias pertenecientes a la microbiota normal de la mucosa oral. De la misma forma, se observo que algunos de los estudiantes tienen el hábito de escupir en el piso y en los alrededores de este lugar, lo que contribuye a la presencia de esta bacteria en el ambiente exterior de este laboratorio.
En cuanto al phylum Actinobacteria este laboratorio presentó el menor porcentaje de aparición (14%) de todos los laboratorios, como puede verse en la grafica 18. A pesar de ello se identificaron tres géneros específicos de EMPAGUA: Corynebacterium striatum, Kokuria rosea y Leifsonia aquaticum.
Corynebacterium striatum forma parte de la microbiota de la piel y mucosas del hombre, sin embargo se ha reportado algunas casos de infecciones ocasionales producidos por esta bacteria en pacientes inmunocomprometidos. Las infecciones pulmonares por C. striatum se han descrito en pacientes con alguna alteración anatómica broncopulmonar o asociadas a alguna inmunodepresión, pero no se ha reportado ningún caso de infección pulmonar en pacientes infectados por el virus de la inmunodeficiencia humana (VIH) (Creagh et al., 2000).
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Con relación al género Kocuria, llamado así en honor del microbiólogo esloveno Miroslav Kocur, pertenece a la familia Micrococcaceae y está conformado por cocos gram positivos aeróbicos no capsulados y no formadores de endoesporas. Hay 11 especies, de las cuales hasta la fecha tres han sido asociadas con patologías humanas: K. rosea, K .varians y K. kristinae (Schumannn P. y col. 1999). K. rosea del latín color rosa, es un habitante normal en la microbiota de la piel, boca y orofaringe, tanto en humanos como en otros mamíferos. Salas (2007) reporta algunos aislamientos provenientes del suelo. Se aisló por primera vez en 1886 por Flugge y se le llamó Micrococcus rosea hasta 1995 cuando recibió su nombre actual (Stackebrandt E. y col. 1995). Generalmente se le considera una bacteria saprofita. Sin embargo, se han reportado algunos casos donde puede actuar como un germen oportunista en pacientes inmunosuprimidos. Altuntas F. y col. (2004) reportaron el primer caso de bacteremia en un catéter venoso central causado por K.rosea.
En 1962, Leifson describió unos bacilos gram positivos aislados en agua destilada, con características similares a los géneros pertenecientes al phylum Corynebacteria, los nombró Corynebacterium aquaticum. Estudios taxonómicos subsecuentes revelaron la presencia de ácido diaminbutírico (DAB) dentro de las paredes celulares de estas bacterias, lo que reveló su distancia filogénetica con el género Corynebacterium y su relación con Clavibacter, quien presenta a su vez este ácido en sus paredes celulares (Funk G. y col., 1994). Las especies de Leifsonia han sido aisladas de procedencias muy diversas: caña de azúcar, suelo, agua destilada y pozas antárticas. Su especie L. aquaticum ha sido señalada como causante de patologías humanas, como: bacteremias (Lau y col., 2002), endocarditis, meningitis e infecciones del tracto urinario (Luckman, 2007). Estas bacterias presentan la característica de cambiar de morfología microscópica dependiendo de la etapa de crecimiento en la que se encuentren. Mientras más antiguas sean las colonias la forma cocoide será más predominante. Esto fue evidenciado por medio de distintos frotes teñidos con tinción de Gram a lo largo de la identificación de la misma
Los tres géneros aislados presentan como común denominador que son bacterias saprofitas aisladas del suelo o aguas, pero patógenas oportunistas en condiciones favorables.
3. Laboratorio de la Autoridad para el Manejo Sustentable del lago de Amatitlán (AMSA)
Este laboratorio presentó la mayor carga bacteriana de todos los laboratorios, pero presentó el menor número de cepas aisladas. Se identificaron 13 cepas bacterianas. De estas el 92% son gram positivas y el restante 8%, cepas gram negativas, fue aislado exclusivamente en el ambiente exterior. En general, puede ser considerado un laboratorio “sano” ya que cumple con los valores permitidos en aire (1000UFC/m3) reportados por Morey (1985). Sin embargo, se identifican dos géneros bacterianos exclusivos de este laboratorio que presentan alta patogenicidad, lo que podría ser un alto riesgo para la salud del personal tanto en el ambiente exterior donde se aisló K.pneumoniae y en el ambiente interior donde se aisló S. aureus.
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El resto de géneros bacterianos fueron comunes en los cuatro laboratorios como se observa en la tabla 17, pero es la presencia de estos dos géneros específicos la causa de alerta en este laboratorio por las complicaciones que podrían desencadenar posteriormente.
Staphylococcus aureus, es un coco gram positivo, coagulasa positiva. Posee numerosos factores de virulencia, en su mayoría componentes de la pared celular y una variedad de exoproteínas que facilitan la colonización de nuevos hábitats. Estas propiedades hacen que esta bacteria sea un reconocido patógeno humano, siendo agente etiológico de un amplio espectro de infecciones de origen comunitario y nosocomial. Estas infecciones pueden ser simples como afecciones superficiales de la piel o graves como intoxicaciones alimentarias, neumonías, shock séptico y desórdenes autoinmunes (De Leo R. y col, 2008). De estas, la infección con el mayor número de casos reportados actualmente, es la enfermedad estafilocóccica trasmitida por alimentos. Controlar las infecciones por S.aureus no es tarea fácil debido a su patogénesis multifactorial y a la constante aparición de cepas resistentes a los antibióticos, en particular a meticilina y vancomicina. De la misma forma es importante resaltar que en la infección por S. aureus el sistema inmunitario del hospedador está deprimido por las alteraciones que los superantígenos causan al sistema inmunitario (Sievert D. y col., 2002).
Klebsiella pneumoniae, es un bacilo gram negativo, con capsula polisacárida, no móvil, perteneciente a la familia Enterobacteriaceae. La capsula cubre toda su superficie, otorgándole mayor resistencia a los mecanismos de defensa del hospedero. A la vez su alta patogenicidad se debe a los distintos antígenos presentes en su superficie celular. En humanos puede colonizar la piel, la faringe y el tracto gastrointestinal, a la vez puede encontrarse en heridas y en la orina. Sin embargo, es posible encontrarla sin provocar ninguna patología en tracto intestinal y el colon donde forma parte de la microbiota normal.
En algunas partes del mundo es una causa importante de neumonía en personas mayores. Estudios en Malasia y Japón reportan un porcentaje de aparición (15-40%) mayor a H.influenzae. En Estados Unidos la población en riesgo son las personas alcohólicas, presentando un porcentaje de aparición del 66%, en los cuales el riesgo de mortalidad es del 50% (Obiamiwe U., 2009). Esto se debe a que las infecciones provocadas por esta bacteria se relacionan con procedimientos invasivos, inmunocompromiso o defensas bajas del hospedero y uso indiscriminado de antimicrobianos. Este último se debe a los mecanismos de resistencia que esta crea en contra de los antibióticos de uso común. Un estudio realizado en 10 cepas de Klebsiella pneumonia en China, demostró que esta puede presentar resistencia a los carbapenemes por medio de β- lactamasas (Chang y col., 2008). Los Carbapenemes son considerados como una de las pocas terapias existentes para infecciones serias de enterobacterias multiresistentes. Así que la resistencia a los mismos es alarmante, ya que no existe ningún otro tratamiento de elección para dichas infecciones.
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La presencia de estas dos bacterias dentro y fuera del laboratorio de AMSA puede estar relacionada al tipo de muestra que este laboratorio procesa, la presencia de las mismas en la microbiota normal de la piel del personal en el caso de S. aureus o una posible contaminación cruzada con el relleno sanitario de Barcenas Villa Nueva, ubicado en las cercanías del laboratorio. La alerta máxima en cuanto a estas bacterias radica en su asociación con la resistencia que algunas cepas de estas bacterias poseen a los antibióticos convencionales. Sin embargo, en este estudio no se realizó la prueba de Antibiograma. Se desconoce la susceptibilidad antibiótica que estas cepas poseen.
4. Laboratorio de Análisis Fisicoquímico y Microbiológico (LAFYM)
Se identificaron veintidós cepas bacterianas en este laboratorio, como puede verse en la tabla 17. De estos el 83% son géneros gram positivos pertenecientes a dos familias del phylum Firmicutes: Staphylococcaceae (41%), Bacillaceae (18%) y a tres familias del phylum Actinobacterias (24%), esto guarda relación con los resultados presentados por todos los laboratorios, como se observa en la grafica 18. Es importante resaltar que de todas las cepas identificadas únicamente 9 (40%) se asilaron en el ambiente externo del laboratorio, mientras que el restante 60% fue aislado del ambiente interno. Esto puede deberse al alto índice de ocupación que presenta este laboratorio al ser un laboratorio escuela o a la falta de renovación del aire en el mismo.
Se identificaron nueve cepas exclusivas de este laboratorio: S.epidermidis, S.hominis, S.vitulinus, B. pumilus, K. varians, Brevibacterium, Micrococcus, Coryebacterium accotens y Pantoea agglomerans.
Del género Staphylococcus son numerosas las especies de este grupo capaces de producir enfermedad en los seres humanos y es mucha la resistencia desarrollada por sus integrantes. Hace unos años el género Staphylococcus, prácticamente se dividía solo en dos especies: Staphylococcus aureus y Staphylococcus sp. coagulasa negativa. Pero con el desarrollo de sistemas de identificación, ya sea manuales o automatizados, el número de especies de Staphylococcus coagulasa-negativo han aumentado. Y se han convertido en las bacterias más comúnmente aisladas en los laboratorios microbiológicos (Weinstein M. y col., 1997).
Las especies del género Staphylococcus colonizan ambientes muy dispares, entre ellos la microbiota habitual de la piel, la garganta y las fosas nasales. Las especies de estafilococos coagulasa negativa pueden agruparse según sus características y reservorios. Uno de estos es el grupo de S. sciuri compuesto por: S. sciuri, S. lentus y S. vitulinus. (Webster, J. y col., 1994). Estas se aíslan frecuentemente de animales de granja, mascotas y productos animales. Sin embargo, también pueden colonizar a los humanos. Se estima que estos constituyen del 0.79 – 4.3% de los Staphylococcus coagulasa negativa aislados de muestras humanas (Stepanovic, S. y col., 2003). Por otro lado, S. epidermidis, que se caracteriza por ser novobiacina sensible, fue considerado por mucho tiempo como un contaminante de cultivos.
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Sin embargo, ahora se le reconoce como un patógeno importante (Von Eiff C. y col., 2001) y es considerado el agente causal de infecciones urinarias intrahospitalarias, osteomielitis, endocarditis de válvula nativa, bacteremia en pacientes inmunosuprimidos, infecciones de dispositivos médicos o cuerpos extraños (catéteres endovenosos, fístulas para hemodiálisis, catéteres de diálisis peritoneal, etc.) (García y col., 2000). Al mismo tiempo Bayer y col., (1982) presentaron un caso de fiebre de origen indeterminado a causa de una infección con S. hominis.
A partir de estos estudios se puede establecer que las especies de Staphylococcus coagulasa negativa son posibles patógenos para el humano. Herrera (2001) cita en su estudio acerca de los Staphylococcus coagulasa negativa : “ estos pasaron de ser meros contaminantes de muestras clínicas a ser un grupo de importancia dentro de la bacteriología hospitalaria y que además, son agentes que presentan una alta resistencia a los antibióticos, donde solo la vancomicina se erige como el antibiótico de elección y lo que es más grave, con pocas alternativas en esta rama” (Herrera y col., 2001).
Bacillus pumilus es un bacilo gram positivo capaz de producir acetoína. Las diferentes especies de Bacillus son capaces de producir esta sustancia natural, e incluso esta se utiliza como un marcador natural para su identificación, sin embargo B. pumilus tiene la ventaja sobre el resto de especies en que produce esporas y células vegetativas. Esto le provee de elevada resistencia a la desecación y a la luz ultravioleta comparado con el resto de especies, por lo que tolera períodos de sequía y el aumento de la temperatura (Xiao Z. y col., 2009). Su presencia en este laboratorio está probablemente relacionada con el tipo de muestras que se analizan en el mismo, ya que la cepa fue aislada del ambiente interno del laboratorio no encontrando la misma cepa en el exterior.
A pesar de que el phylum Actinobacteria representó tan solo el 24% de aparición en este laboratorio, se identificaron cuatro bacterias exclusivas para el LAFYM. Estas presentan características dispares, comparten el ser saprófitas, pero difieren en que algunas son probióticas mientras otras patógenas.
Corynebacterium accolens ha sido aislada de heridas, muestras cervicales y esputo (Washington C. y col., 2005). Es un bacilo gram positivo que se caracteriza por su crecimiento satelital alrededor de S. aureus, pero a diferencia del resto de corynebacterias no hidroliza la esculina ni produce ureasa (Janda, 1998). Su presencia en este laboratorio puede relacionarse con la cercanía del laboratorio clínico (LABOCLIP) y una posible contaminación cruzada con el mismo, ya que el área de microbiología de este comparte una pared con LAFYM.
Pantoea agglomerans conocida anteriormente como Enterobacter agglomerans es un patógeno oportunista que pocas veces origina enfermedades en personas no inmunodeprimidas. Ha sido aislado de plantas, agua, heces animales y humanos. Suelen colonizar a los pacientes hospitalizados, en particular a los que reciben tratamiento con antibióticos, diabéticos, enfermos con cáncer, neutropénicos, enfermos con quemaduras o heridas; también pueden colonizar las vías respiratorias y urinaria (Gallagher y col.,1990).
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Se ha referido un aumento de las resistencias de este microorganismo a los antibióticos betalactámicos, lo que puede motivar el empleo de los carbapenemes en ciertos casos (Bodey, 1991). El agua de este laboratorio podría ser una de las posibles fuentes de contaminación, así como la contaminación cruzada con el laboratorio clínico expuesta anteriormente.
Las tres bacterias siguientes se aislaron en el ambiente interior de este laboratorio. Son bacterias aisladas frecuentemente de alimentos y poco relacionadas con patologías humanas. En general, la presencia de las mismas puede deberse a las muestras alimenticias procesadas en este laboratorio y a una posible contaminación de estas con los utensilios y equipo de laboratorio.
Kokuria varians posee características que le permiten ser utilizada en la producción de alimentos fermentados: reduce rápidamente el nitrato, no afecta con olor o sabor el producto e inhibe el crecimiento de microorganismos indeseables (Lucke, 1985). Además Aquilanti y col., (2007) reportan su resistencia a la deshidratación y que al carecer de las condiciones optimas de nutrientes no se ve afectada en su viabilidad. Esto puede contribuir a la permanencia de esta bacteria en este laboratorio, proveniente posiblemente de las muestras de alimentos procesados en el mismo.
Brevibacterium es una bacteria gram positiva. Es el único género de la familia Brevibacteriaceae. Su hábitat primario son los productos lácteos donde la bacteria contribuye al aroma y color de los mismos, también se aísla con menos frecuencia del suelo y en la microbiota humana (Mulder y col., 1994). Este género presenta poca relevancia clínica. Brazzola y col., (2000) reportaron el primer caso de sepsis ocasionada por esta bacteria, en una mujer de 18 años VIH positiva. Su presencia en este laboratorio puede relacionarse con las muestras de leche procesadas en el punto dos del ambiente interior o con otros alimentos que contengan lácteos.
El género Micrococcus está compuesto por cocos gram positivos dispuestos en agrupaciones irregulares en racimos, tétradas o paquetes. No son patógenos y son parte de la microbiota normal humana. Se presentan frecuentemente en alimentos, polvo y agua, pero también han sido aislados en utensilios y equipos insuficientemente lavados y desinfectados (Frazier, 1993). Todos estos factores pueden ser las posibles fuentes de contaminación en este laboratorio. Por sus características se utiliza en la industria de fermentados por lo que se le considera una bacteria Reconocida Generalmente como Segura (GRAS) por sus siglas en ingles (Miranda y col., 1999). La única alerta con respecto a esta bacteria es la posibilidad de que actúe como reservorio de genes de resistencia a antibióticos en infecciones alimentarias oportunistas. Esto es poco frecuente pero la diseminación de genes de resistencia es factible a otros microorganismos patógenos presentes en los alimentos. Esto ocasionaría un problema de salud pública en el futuro (Mujical I. y col., 2007).
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III.2.6 Géneros fúngicos predominantes en los cuatro laboratorios en estudio.
Aunque los hongos patógenos son relativamente poco frecuentes en el aire interior, existen numerosos informes que relacionan microorganismos de transmisión aérea con una serie de procesos alérgicos, entre los que se incluyen los siguientes: a) dermatitis alérgica atópica; b) rinitis; c) asma; d) fiebre por humidificadores, y e) alveolitis alérgica extrínseca (AAE), también conocida como neumonitis por hipersensibilidad (NH).
Alrededor de 20% a 30% de las enfermedades respiratorias se deben a la contaminación del aire en exteriores e interiores, especialmente en los últimos. Se puede decir que sin aire limpio, es prácticamente imposible lograr un desarrollo económico firme y los conflictos sociales son inevitables (OMS, 1997).
Las esporas de varios hongos causan reacciones de hipersensibilidad que puede ser: inmediata o alergia que afecta al aparato respiratorio superior causando rinitis y asma, producida por partículas de 30μm como las esporas de Puccinia, Alternaria y Cladosporium y retardada, que afecta al aparato respiratorio inferior produciendo alveolitis y neumonitis, debida a partículas menores de 5μm, principalmente esporas de Aspergillus y Penicillium y de bacterias como los actinomicetos termófilos. Estudios epidemiológicos han demostrado que la inhalación de las esporas de algunos hongos son la causa de los problemas respiratorios asociados al «síndrome del edificio enfermo» y otras enfermedades ocupacionales bien conocidas de agricultores, vinateros, cerveceros y carpinteros. Algunos hongos producen micotoxinas que afectan al hombre y a los animales cuando se ingieren, pero también se han producido casos de micotoxicosis por inhalación de esporas de hongos toxigénicos como Aspergillus, Fusarium y Stachybotrys, en ambientes cerrados (Yang y Johanning, 1997).
Los hongos son considerados entre los más importantes componentes de los aerosoles biológicos presentes en el aire interior. Debido a que crecen en superficies húmedas en forma de placas de moho, los hongos suelen poner en evidencia problemas de humedad y de riesgo potencial para la salud en un edificio. El crecimiento de moho contribuye tanto en número como en especies a la flora de moho del aire interior, que de lo contrario no estaría presente (Miller, 1993). La concentración de esporas en el aire está influenciadas por un gran número de factores biológicos y medioambientales que interaccionan entre ellos, de este modo cada localidad presenta su propia aeromicroflora (García, et al., 2004).
Los resultados obtenidos en el presente estudio demuestran la existencia de hongos filamentosos y levaduras como contaminantes del ambiente, por lo que se consideró importante determinar los géneros presentes en cada laboratorio. Se obtuvo un listado de los géneros encontrados con mayor frecuencia de aparición en los cuatro laboratorios que incluye a Cladosporium, Penicillium y Aspergillus, como géneros predominantes en ambos ambientes a lo largo de todo el estudio, en orden de frecuencia de aparición en el aire respectivamente. Estos resultados coinciden con los obtenidos en un estudio realizado por Rosas y Calderón (1991) en diferentes zonas de urbanización de México y resultados similares fueron obtenidos por Rainer y col. (2001), en el ambiente de la Unidad de Cuidados Especiales de un hospital en Austria.
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Entre estos géneros el que posee la mayor frecuencia de aparición es Cladosporium, hongo filamentoso, de crecimiento lento. Los conidios se encuentran frecuentemente en el aire de zonas templadas. Se desarrolla a temperaturas de 18ºC. Produce abundantes conidios. Es cosmopolita saprófito, patógeno de plantas y con una gran importancia por su capacidad para producir trastornos alérgicos en el hombre y diversas patologías en cultivos (García, et al., 2004). Además de su elevada concentración, la cual podría potenciar la respuesta inmunológica de aquellas personas sensibles a otros géneros fúngicos patógenos oportunistas como son Penicillium, Aspergillus, Fusarium, Syncephalastrum y Alternaria entre otros. Los conidios de Cladosporium también han sido citados por diversos autores en España y otros países (Aira et al., 2003; Fernández et al., 1993 y Ibañez et al., 2001) como muy frecuentes en el aire. Cada región geográfica puede presentar una microbiota fúngica atmosférica diferente, dependiente, en gran medida, de las condiciones climáticas; así, en Europa y Norteamérica, Penicillium y Cladosporium son los géneros más abundantes en ambientes interiores. Cladosporium, además, junto con Alternaria, se considera un hongo fundamentalmente de exterior (Jacob, 2002).
Los resultados obtenidos para los géneros Cladosporium y Penicillium coinciden con lo planteado anteriormente en los cuatro laboratorios, tanto en el ambiente interior como en el ambiente exterior, con la diferencia que en el presente estudio se encontró además de estos dos géneros, al género Aspergillus en ambos ambientes. El género Cladosporium es el hongo microscópico que predominó en el aire interior y exterior a lo largo de los seis meses de muestreo en los cuatro laboratorios, lo que coincide con lo expuesto por Cosentino y colaboradores en 1995, que determinaron que Cladosporium es frecuente en el aire de numerosas ciudades. A su vez coincide con Takahashi en 1997, quien publicó que el género Cladosporium predominó tanto sobre la tierra como sobre el mar y el aire aunque también es frecuente encontrar otros hongos, como Aspergillus, Penicillium, Alternaria y Mucor, y la levadura Rhodotorula según Underwood, 1992.
Con registros inferiores al género anterior se encuentra el género Penicillium (tabla 19), ya que en el LAMIR, ocupó el segundo lugar como género más frecuente en el ambiente interior, con excepción del mes de noviembre, cuando prevaleció por encima Cladosporium. En el ambiente exterior se mantuvo en segundo lugar de frecuencia de aparición en cinco meses, ya que en octubre el género Aspergillus (25%) reportó un valor más alto que el reportado por el género Penicillium (15%).
En el LAFYM, Penicillium presentó en el aire interior, en octubre, noviembre y marzo niveles de carga fúngica menores a los reportados por Cladosporium, por lo que se ubicó en segundo lugar de frecuencia de aparición. Sin embargo, en los restantes tres meses de muestreo presentó valores mayores a los reportados por Cladosporium, ocupando el primer lugar de frecuencia de aparición en el ambiente interior. En el aire exterior a diferencia del comportamiento que se registró en el ambiente interior, Penicillium ocupó el segundo lugar de frecuencia de aparición en los seis meses de muestreo del aire.
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En el aire interior y exterior del laboratorio de AMSA, Penicillium (51% interior y 45% exterior), ocupó el primer lugar de frecuencia de aparición en octubre, ya que se registró un porcentaje mayor al reportado para Cladosporium (25% interior y 22% exterior). En los otros cinco meses de muestreo se registraron valores menores a los de Cladosporium, situándose en el segundo lugar de frecuencia de aparición. Esto corrobora la influencia directa que existe del ambiente exterior sobre el ambiente interior del laboratorio de AMSA, por lo que se considera la posibilidad de una contaminación cruzada entre los dos ambientes.
En el laboratorio de EMPAGUA en los meses de octubre, noviembre, diciembre y febrero, el género Penicillium registró valores de frecuencia de aparición menores a los registrados por Cladosporium, con excepción del mes de enero, ya que se reportó el mismo valor de frecuencia de aparición para ambos géneros fúngicos en el ambiente interior. En marzo hubo un incremento en la frecuencia de aparición de Penicillium (70%), por lo que se ubicó en el primer lugar de frecuencia de aparición en el ambiente interior de este laboratorio. En el ambiente exterior a diferencia de lo que se registró en el ambiente interior, durante los meses de octubre, diciembre, febrero y marzo, este género presentó porcentaje de frecuencia de aparición menor al de Cladosporium, ocupando el segundo lugar de frecuencia de aparición. En noviembre superó a Cladosporium por 1%, por lo que fue el género predominante en este mes. En el mes de enero también registró un valor mayor de frecuencia de aparición. La predominancia del género Penicillium sobre Cladosporium en estos dos meses pudo deberse a la relación directa que existe entre el ambiente interior del laboratorio de EMPAGUA con el ambiente exterior, se considera que se filtro este ambiente en proporciones bajas, ya que el ambiente interior de este laboratorio se encuentra más contaminado que el ambiente exterior. Es importante caracterizar este género, ya que abarca a numerosas especies, es encontrado casi por todas partes, y es comúnmente el género de hongo más abundante en suelos. Especies de este género han sido reportadas como agente de penicilosis broncopulmonar, de infecciones del oído externo (Arenas, 1993), neumonitis por hipersensibilidad, alveolitis alérgica en individuos susceptibles y se ha reportado como alergénico en la piel.
Sigue en orden de frecuencia de aparición el género Aspergillus, tanto en el ambiente interior, como en el ambiente exterior de los cuatro laboratorios (tablas 19 a la 26). Este hongo se ha señalado como típico de interiores (Lehtonen et al., 1993; Li y Kendrick, 1995), lo cual coincide con lo obtenido a lo largo de esta investigación en el LAMIR, ya que se registró la mayor la frecuencia de aparición en el ambiente interior que en el ambiente exterior en los seis meses de muestreo (tablas 19 y 20). En el LAFYM al igual que en el LAMIR los niveles de contaminación por Aspergillus es mayor en el ambiente interior que en el ambiente interior (tablas 21 y 22). En el laboratorio de AMSA a diferencia de los dos laboratorios anteriores la contaminación por este género, registró valores muy similares en ambos ambientes lo cual puede estar influenciado por la contaminación cruzada que existe en este laboratorio (tablas 23 y 24). El laboratorio de EMPAGUA a diferencia de los tres laboratorios anteriores, presentó una mayor frecuencia de aparición del género Aspergillus en el ambiente exterior, que en el ambiente interior, lo cual no coincide con lo expuesto por Lehtonen y colaboradores en 1993 y Li y Kendrick en 1995, expuesto con anterioridad.
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Este género está formado por hongos anamorfos de gran importancia económica y ecológica. Especies del género son contaminantes comunes de varios sustratos, como es el caso de los materiales poliméricos, son responsables de micosis y micotoxicosis, así como son utilizados en la industria y en procesos de fermentación de alimentos (Raper y Fennell, 1965; Pitt y Samson, 1990; Klich, 1993). Su capacidad para crecer a la temperatura del cuerpo humano le diferencia de muchos otros hongos saprófitos que inhiben su crecimiento a dicha temperatura. Se ha señalado a Aspergillus como formador de conidios secos que tiene un patrón de máxima concentración de liberación de sus conidios al aire en horas del mediodía (Lacey, 1981), señalando además que la intensidad de las radiaciones solares sobre los conidios del género afectan su viabilidad.
Dentro de este género se encontraron diversas especies entre las que están: A. fumigatus, A. flavus, A. niger y A. terreus, entre otros, los cuales son causantes de infecciones profundas del tracto respiratorio en pacientes con alguna inmunodepresión (Kontoyiannis y Bodey, 2002). La especie Aspergillus fumigatus está considerado como patógena, ya que sus esporas son de pequeño tamaño (0.3µm), con sus características invasivas, por lo cual no debe estar presente en cantidades importantes en el ambiente interior de los locales.
Si se aplica lo establecido por Holmberg en 1987, que estableció que los niveles de Aspergillus deben estar por debajo de 50 UFC/m3 de aire para que no constituya un problema para la salud. En los cuatro laboratorios en el ambiente interior, hay problemas para la salud en cuanto a lo establecido anteriormente, puesto que en los cuatro laboratorios se excede esa cantidad. Otro factor muy importante que influye en el riesgo para la salud en el ambiente interior de todos los laboratorios es la presencia de Aspergillus fumigatus.
Miller y colaboradores en 1988, establecieron que los niveles de Cladosporium por debajo de 300 UFC/m3 de aire, no constituyen un problema para la salud. Al compararlo con los porcentajes que se obtuvieron de cada uno de estos géneros y los valores totales de UFC/m3 registrados en cada laboratorio se deduce que ninguno de los laboratorios cumple con esta norma, lo que indica que pudo existir un riesgo para salud de las personas que trabajan dentro de las instalaciones de estos laboratorios en los seis meses de monitoreo del aire.
III.2.7 Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de aparición durante los seis muestreos periódicos en los cuatro laboratorios en estudio.
En la tabla 27 se listan los 13 géneros que se encontraron en algunos de los laboratorios que participaron en este estudio. Es importante caracterizar los géneros fúngicos, para así saber la calidad de aire, ya que algunos de estos son considerados patógenos; por lo que no deben estar presentes en el aire interior de los laboratorios. Además, se indica la cantidad de géneros que no pudieron ser caracterizados, aunque se observaron algunas de sus características microscópicas, no se logró identificar por la falta de suficientes claves dicotómicas, por lo que se necesitará del apoyo de un experto en el extranjero que apoye con la identificación.
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Alternaria es un género fúngico versátil en el aire. Este género incluye un gran número de especies patógenas de plantas de interés agrícola pertenecientes a Solanáceas, Crucíferas, Cucurbitáceas, etc., encontrándose otras como saprobios sobre partes muertas o marcescentes de estos vegetales. Es capaz de vivir sobre una gran cantidad de substratos (suelo, cuero, pinturas, papel, madera, lana, semillas, restos vegetales, etc.). Se encuentra en baja proporción Alternaria en el aire de numerosas ciudades (Comtois y Mandrioli, 1996; Fernández et al., 1993).
Alternaria se encuentra principalmente en aire exterior, pero también en textiles, carpetas y superficies horizontales en el interior de edificios. Especies de este género como es Alternaria alternata es capaz de producir metabolitos tóxicos asociados a las infecciones en humanos y animales (Pontón, et al., 2002).
Alternaria produce esporas largas de 20-200µm de largo y 7-18µm de ancho, lo que sugiere que estas esporas se depositan en la nariz, boca y tracto respiratorio superior, por lo que se le asocia con asmas, hipersensibilidad a neumonías, sinusitis, onicomicosis, phaephomicosis subcutáneas e infecciones invasivas con presencia de enfisema pulmonar. Debido a estas afecciones que produce este género sobre la salud humana, fue importante determinar la presencia de este, en los laboratorios, para así tomar las medidas pertinentes para proteger la salud del personal sensibilizado. Este género se encontró en el LAFYM en marzo, en el ambiente interior (2%) y exterior (1%) y en el laboratorio de AMSA en el ambiente interior en enero (1%), febrero (2%) y marzo (1%). Un comportamiento similar se registró en el ambiente exterior con la diferencia que únicamente se encontró en enero (3%) y febrero (2%).
Fusarium es común en tierra y se aísla con frecuencia en el aire exterior, pero también se puede aislar de áreas interiores donde el ambiente es muy húmedo. Se reportó en el ambiente interior de LAMIR, en noviembre (1%), enero (2%), febrero (2%) y marzo (1%) y en el ambiente exterior, se registró en noviembre (5%), diciembre (2%), enero (1%) y febrero (3%). Esto pudo deberse al elevado tránsito de personal dentro de las instalaciones del laboratorio, pudiendo arrastrar hacia el interior las esporas de este hongo en el polvo de los zapatos. El ambiente exterior de este laboratorio se encuentra rodeado de vegetación, de donde provienen estas esporas fúngicas que se hicieron presentes en el aire exterior. En LAFYM se registró en el ambiente interior en noviembre (1%), diciembre (3%) y marzo (1%), y en el ambiente exterior se encontró en octubre (1%), noviembre (3%), diciembre (2%), febrero (1%) y marzo (2%), como se observa en este laboratorio hubo mayor frecuencia de aparición en el ambiente exterior que en el ambiente interior, lo cual pudo deberse al tránsito abundante de personal es está área y la exposición que posee está área a la polución provocada por camionetas y carros y las aves que llegan a este ambiente exterior, quienes transportan muchos microorganismos. En el laboratorio deAMSA en el ambiente interior se registró en noviembre (3%), diciembre (2%), febrero (2%) y marzo (2%) y en el ambiente exterior se registró en noviembre (5%), diciembre (3%), febrero (7%) y marzo (1%).
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Como se observa en este laboratorio se presentó mayor contaminación en el ambiente exterior, lo cual pudo deberse a la gran cantidad de vegetación que rodea este laboratorio, así como la influencia del relleno sanitario donde puede haber sustratos enriquecidos que favorezcan la presencia de este género, como son cereales, granos, frutas podridas y hortalizas (Griffin, 1973). En el laboratorio de EMPAGUA en el ambiente interior se registró la presencia de Fusarium en octubre (4%) y diciembre (1%). El ambiente exterior presentó un comportamiento similar al laboratorio de AMSA, se registró este hongo en octubre (2%), noviembre (4%), diciembre (3%), febrero (5%) y marzo (1%), esto pudo deberse a que, el área exterior donde se llevó a cabo el muestreo posee diversa vegetación, donde se registra la presencia de las esporas de este hongo (Griffin, 1973).
Debe evitarse la presencia de este tipo de microorganismo en el aire interior y exterior ya que pueden formar micotoxinas. Otros fusarios pueden crecer en el refrigerador. La persistencia de los fusarios en el suelo durante uno a varios años se debe, principalmente, a la presencia de los clamidosporas. Estos requieren para germinar fuentes exógenas de nutrientes, por lo que son muy sensibles al antagonismo, pero su distribución casi universal indica la omnipresencia de los microambientes específicos. La tolerancia de algunos fusarios, tales como: F. oxysporum y F. solani, a una alta presión parcial de CO2, permite el aislamiento selectivo de los mismos a partir de algunos substratos muy poblados (Griffin 1973). Los fusarios no compiten bien con las especies de Aspergillus y Penicillium (Lacey 1989), esta es una de las razones por las cuales se registró un bajo índice de representantes de este género en esta investigación, ya que Aspergillus y Penicillium son géneros que predominaron a lo largo de los seis meses de monitoreo del aire en los cuatro laboratorios.
Las levaduras fueron descritas, sin embargo se presentan como morfoespecie, ya que no se logró la identificación de las mismas. La vasta mayoría son mesófilas, con una temperatura máxima de crecimiento entre 24 y 48ºC. Sólo unas pocas (2%) son psicrófilas con una temperatura máxima de crecimiento por debajo de 24ºC, pero mayor es el número de las levaduras que tienen la temperatura óptima de crecimiento por debajo de 20ºC. Estas están ampliamente distribuidas en la naturaleza. Se encuentran sobre hojas, flores, frutos, piel, cuero, plumas y tracto digestivo de animales hervívoros y omnívoros. Algunas están asociadas con insectos, pero el suelo es el mayor reservorio (Déak & Beuchat 1996). Numerosas especies de este género se encuentran diseminadas en diferentes sustratos como son suelo, aire, productos lácteos y cárnicos. Las levaduras de las pasturas y suelo de corrales pueden ser transportadas a los mataderos y de allí a las carcasas (Déak & Beuchat 1996). Existen 623 especies conocidas de levaduras distribuidas en 60 géneros taxonómicos. Aproximadamente 30 pueden producir enfermedades humanas y animales, o contribuir a ellas, por lo que se las considera levaduras de importancia médica. Dentro de estas las más frecuentemente aisladas como agentes causales de infecciones en humanos son Cándida albicans, otras especies de este género: C. parapsilosis, C. tropicalis, C. guillermondii, C. glabrata, C. krusei, C. kefyr, C. lusitaniae y otros hongos levaduriformes, entre los cuales los de mayor importancia son Cryptococcus neoformas, Trichosporon beigelii, Malassezia furfur, Rhodotorula glutinis, Rhodotorula rubra, Saccharomyces y Hansenula (Castillo, 2006).
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Estas se registraron con un porcentaje de aparición en el aire interior del LAMIR del 2% en octubre, noviembre y diciembre, 3% en febrero y 1% en marzo. En el ambiente exterior se registró un 3% en diciembre, 2% en febrero y 3% en marzo; se registró la mayor presencia de representantes de este género en el ambiente interior de este laboratorio, lo cual pudo deberse al tránsito de personal dentro de las instalaciones de este, así como la falta de ventilación del mismo. En el LAFYM se reportó un 1% en noviembre, diciembre, febrero y marzo en el aire interior. En el ambiente exterior se reportó un 1% en noviembre, diciembre, enero, 3% en febrero y 2% en marzo. Se registró la mayor frecuencia de aparición en el ambiente exterior, que en el ambiente interior. Esto pudo deberse al alto índice de palomas que llegan a esta área, así como la contaminación automotriz y las ráfagas de viento que se producen en este ambiente. En el laboratorio de AMSA en el ambiente interior, se registró una frecuencia de aparición del 2% en los meses de noviembre, diciembre y febrero y un 3% en el mes de marzo. En el ambiente exterior se registró mayor contaminación, encontrándose en los seis meses de muestreo del aire con valores de 3% en octubre, 4% en noviembre, 1% en diciembre, 5% en enero, 2% en febrero y 5% en marzo. Este alto índice de contaminación de bacterias en el ambiente exterior es a causa de la vasta vegetación que rodea este laboratorio, así como la cercanía del relleno sanitario, que es una fuente de contaminación para el ambiente exterior. La relación de contaminación cruzada que existe entre el ambiente exterior de este laboratorio con el ambiente interior puede ser una de las causas de la presencia de levaduras dentro de las instalaciones de este laboratorio. Por último en el laboratorio de EMPAGUA, se registró en el ambiente interior un 1% en diciembre, enero y febrero. En el ambiente exterior por el contrario hubo mayor frecuencia de aparición de levaduras registrando valores de 1% en noviembre y 2% en diciembre, enero, febrero y marzo. La mayor frecuencia de aparición de levaduras en el ambiente exterior de este laboratorio es a causa de la vegetación que posee en esta área y la cercanía de un barranco de donde pudiesen llegar fuertes ráfagas de viento, influyendo en la contaminación del área exterior.
De las levaduras se caracterizaron dos especies que son Rhodotorula y Trichosporum. Rhodotorula es un género que ha sido reportada como uno de los principales agentes causales de infecciones vaginales, encontrándose en exudados vaginales al igual de Candida albicans y Trichosporum (Suárez y Lancha, 2004). Esta levadura es considerada contaminante ambiental de fácil propagación aérea, y causante de enfermedades respiratorias (neumonías) en hospitalizados (Hoheisel, et al., 2003 y Álvarez, et al., 1998). En la mayoría de las muestras de aire interior se encuentran levaduras, y en ocasiones pueden estar presentes en cantidades elevadas. Las levaduras rosas Rhodotorula o Sporobolomyces son componentes destacados de la flora en suspensión en el aire y también pueden aislarse de superficies afectadas por mohos (Flanninga, 1992). Por lo anterior es importante determinar, en qué, laboratorios se encuentra presente y en qué meses. En el LAMIR se reportó en octubre (1%) y enero (3%) en el ambiente interior; en el ambiente exterior se reportó la presencia de está levadura en mayor proporción, en los mismos meses que se reportó en el ambiente interior, registrando 3% en octubre y 2% en enero, fue mayor la contaminación en el ambiente exterior.
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La presencia de esta levadura en ambos ambientes de este laboratorio pudo deberse a la alta concentración de hongos microscópicos que se encuentran en suspensión en el aire de ambos ambientes (Flanninga, 1992), así como de la vasta vegetación que se encuentra en el área exterior. En el LAFYM se reportó un 1% en marzo y en el aire exterior se registró un 1% en enero. Como se observa la contaminación por esta levadura es baja dentro de este laboratorio y se deduce que cada uno de los ambientes es independiente, ya que no existe una relación entre los mismos. En el laboratorio de AMSA únicamente se registró la presencia de esta levadura en el ambiente interior en febrero (3%) y marzo (1%). Esto indica que en el ambiente interior de este laboratorio se encuentra el foco de contaminación por esta levadura. Por último, en el laboratorio de EMPAGUA se registró en el ambiente interior en octubre con un 1% y en el ambiente exterior a diferencia del ambiente interior, se reportó una frecuencia de aparición en octubre (5%), enero (1%) y marzo (1%). Como se observa existe una mayor contaminación por este tipo de levadura en el ambiente exterior. Esto se debe a la vegetación que posee esta área, hábitat natural donde se puede encontrar esta levadura como contaminante natural, así como en el aire donde es común que se aislé. En los cuatro laboratorios hubo aislamientos de esta levadura tanto en ambiente interior como en ambiente exterior. Esto era de esperarse, puesto que es una especie que se encuentra habitualmente como parte de la microbiota normal del aire por la polución automotriz y las fuertes ráfagas de viento que las transportan hacia lugares con vegetación permitiendo así la supervivencia de ellas en el aire (Flanninga, 1992).
El otro género identificado es Trichosporum, con una frecuencia de aparición de un 3% en enero y 1% en marzo, en el aire interior de AMSA, además se encontró en el aire exterior de este mismo laboratorio con una frecuencia de aparición del 5% en el mes de enero. También se aisló del laboratorio de EMPAGUA en el aire exterior con una frecuencia de aparición del 1% en enero. Este hongo ha sido reportado como uno de los principales agentes causales de infecciones vaginales, encontrándose en exudados vaginales al igual de Candida albicans y Rhodotorulan (Suárez y Lancha, 2004).
Se ha propuesto que diversos factores ambientales y antropógenos pueden favorecer la dispersión de indicadores y agentes patógenos en la arena de playa. Estos géneros fúngicos cosmopolitas se encontraron en aire, suelo y arena entre otros, con períodos de supervivencia bastante elevados por las estructuras de resistencia que producen (esporas), permitiendo la supervivencia de ellos en condiciones extremas.
El género Monilia es la principal causa de lesiones subcutáneas, así como infecciones vaginales denominadas Moniliacis. Las esporas de Monilia desde los cuatro hasta los quince días de edad, probaron poseer alta capacidad de germinación y patogenicidad (Bejarano, 1961). Este hongo se encuentra muy relacionado con infecciones de ojos envolviendo la cornea, asma y alergias. Debido a la importancia que posee este hongo en la salud por el contacto mano-ojos y por ser un indicador de locales muy húmedos (Labarrere, et al., 2003), es importante determinar en qué laboratorios se aíslo a este hongo. En el LAMIR, se registró en el ambiente interior con una frecuencia de aparición del 1% en octubre, diciembre, enero y marzo.
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En el ambiente exterior se reportó en cinco meses a diferencia del ambiente interior, estos fueron noviembre (5%), diciembre (1%), enero (2%), febrero (3%) y marzo (1%). En el ambiente exterior se reportó mayor frecuencia de aparición que en el ambiente interior. Esto es importante puesto la menor frecuencia de aparición debe ser en el ambiente interior, lo que disminuye el riesgo de afecciones en la salud. En el LAFYM en el ambiente interior, únicamente se registró la presencia de Monilia en enero (3%) y febrero (5%). Por el contrario en el ambiente exterior, se reportó presencia de este hongo diciembre (1%), enero (8%), febrero (1%) y marzo (2%). Se encontró mayor contaminación por este género en el ambiente exterior, el cual puede ser afectado por el tránsito frecuente de personal, la contaminación automotriz y las ráfagas de viento.
En el laboratorio de AMSA se registró mayor contaminación por Monilia en el aire interior que el reportado en los dos laboratorios anteriores. Se reportaron valores de 1% en octubre, 4% en diciembre y 2% en enero. En el ambiente exterior de este laboratorio se registró un 1% en octubre, 2% en diciembre, 3% en enero, 4% en febrero y 4% en marzo. Este laboratorio presentó la contaminación más elevada de Monilia en el ambiente interior y exterior de los cuatro laboratorios, lo cual pudo deberse a la cercanía del relleno sanitario donde se descarta material que puede contener contaminación por este hongo. En el laboratorio de EMPAGUA se reportó en el aire interior contaminación por este hongo en diciembre (2%), enero (1%), febrero (4%) y marzo (1%), y en el ambiente exterior se registró en enero (4%), febrero (3%) y marzo (3%). Estos resultados obtenidos son un indicativo de los altos niveles de humedad relativa que registraron los laboratorios en algunos de los muestreos. Es importante la identificación de este hongo, ya que esto permite recomendar medidas preventivas para la regulación de temperatura y humedad en cada uno de los laboratorios.
Nigrospora es un hongo filamentoso, considerado como alérgeno y causante de procesos pulmonares, por lo que se puede establecer la relación entre los síntomas alérgicos y la presencia de estos géneros (Calvo, 2002). Este hongo registró bajos porcentajes de frecuencia de aparición en los ambientes muestreados. Se encontró en el LAMIR en el aire interior y exterior, en octubre con un 2% en el aire interior y 1% en el aire interior de frecuencia de aparición. En el LAFYM se reportó en marzo con una frecuencia de aparición del 2% en el ambiente interior y 3% en el ambiente exterior. En los laboratorios de AMSA y EMPAGUA se encontró en febrero y marzo (tabla 47). Esto indica que en particular durante marzo, se presentaron las condiciones climáticas favorables para la supervivencia de estas esporas en el aire y evitar su desecación. La frecuencia de aparición es de 1% en febrero y marzo en el aire interior de AMSA, 1% en febrero y 2% en marzo, en el aire exterior de AMSA, 2% en febrero y 1% en marzo en el aire interior de EMPAGUA y 2% en febrero y 3% en marzo, en el aire exterior de EMPAGUA.
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El género Paecilomyces se encontró únicamente en el ambiente interior del LAMIR, en enero, febrero y marzo con una frecuencia de aparición en los tres meses de 1%, y en el ambiente exterior de este laboratorio en febrero con un 2% de frecuencia de aparición. A pesar de no ser este el laboratorio que reportó mayor contaminación, es uno de los laboratorios donde se registró mayor diversidad de géneros fúngicos, lo cual puede deberse a la cantidad de personal que labora dentro de las instalaciones de este laboratorio. Se ha determinado que los hongos clásicamente descritos como patógenos en pacientes inmunocomprometidos (Cándida y Aspergillus), se agregan otras especies menos conocidas como Mucor, Fusarium, Rhizopus, Alternaria y Paecilomyces, constituyéndose estos últimos, en nuevos agentes infecciosos emergentes. Existen pocas publicaciones acerca de la real incidencia de infecciones por hongos en pacientes inmunocomprometidos, menos aún de los patógenos emergentes (Perfect y Schell, 1996; Alvarado y Romero, 1994).
Paecilomyces pertenece a la familia de los hongos filamentosos, al igual que Aspergillus, Penicilium y Fusarium (García, et al., 1998), se encuentra presente en suelos y materia orgánica en descomposición y habitualmente es reconocido como agente infeccioso en animales e insectos (Diven, et al,. 1996). Especies de este género como Paecilomyces lilacinus se considera como patógeno infrecuente, aunque se ha descrito en la literatura en pacientes adultos, tanto inmunocompetentes (Ono, et al., 1999), como inmunocomprometidos (Perfect y Schell, 1996). Las infecciones causadas por Paecilomyces lilacinus corresponden fundamentalmente a micosis cutáneas y del globo ocular (Hecker, et al., 1997). Hay descripciones de casos únicos de compromiso pulmonar (Ono, et al., 1999) sinusal (García, et al., 1998) y un caso de fungemia en un paciente adulto posterior a un trasplante de médula ósea (Chan-Tack, et al., 1999).
El género Rhizomucor, se encontró únicamente en el laboratorio de EMPAGUA, en ambos ambientes. En el ambiente interior se registró en octubre y noviembre, ambos con un 1% de frecuencia de aparición, y en el ambiente exterior en octubre con un 3% y noviembre con un 1% de frecuencia de aparición. Rhizomucor es uno de los géneros relacionados con infecciones denominadas Zygomicosis, entre las que se encuentran infecciones angioinvasivas, vasculares y provoca una necrosis del tejido infectado e invasión perineural. También se ha reportado en casos cada vez con mayor frecuencia de infecciones cutáneas, pulmonares y rinofacial y con menor frecuencia se presentan infecciones en animales (Knudtson y Kirkbride, 1992).
Numerosas de estas infecciones suelen ser fatales, por lo que se hace necesario conocer la carga fúngica de este género presente en el aire en la que se encuentra con mayor frecuencia para poder tomar medidas de bioseguridad evitando así la exposición de pacientes inmunocomprometidos a estas esporas (Ribes, et al., 2000).
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El género Rhizopus estuvo presente en el ambiente interior del LAMIR en octubre (2%), noviembre (5%), enero (1%) y febrero (2%), y en el ambiente exterior en febrero (2%) y marzo (1%). En el LAFYM se registró en el ambiente interior en octubre (2%), diciembre (2%), enero (1%) y febrero (1%), y en el ambiente exterior en enero (1%) y febrero (2%). En el laboratorio de AMSA se reportó, en el ambiente interior con una frecuencia de aparición en octubre (8%), noviembre (1%) y marzo (1%), y en el ambiente exterior en octubre (3%), noviembre (1%) y marzo (1%). En el laboratorio de EMPAGUA se reportó en el aire interior la presencia de esporas fúngicas de este género en octubre (2%), noviembre (5%), enero (1%) y febrero (2%), y en el ambiente exterior en octubre (1%) y diciembre (1%). Como se observa en los laboratorios de EMPAGUA, LAMIR, LAFYM, se reportó mayor frecuencia de aparición por esporas de Rhizopus en el ambiente interior. Lo cual pudo deberse en el LAMIR a los residuos de polvo, en los cuales, se depositan estas esporas y a la pulpa de ciertos materiales que se ingresan en este laboratorio para ser esterilizados; en el caso del LAFYM pudo influir el alto índice de palomas que llegan a estas instalaciones, botando sus plumas en áreas cercanas a este laboratorio. Y en EMPAGUA posiblemente influyeron los altos índices de polvo por falta en la periodicidad de la limpieza. Rhizopus tiene importancia debido a que presenta gran cantidad de representantes saprófitos, se encuentra con frecuencia en suelos con arena, en el compost, en el polvo de las casas, en la pulpa de la madera, estiércol, panales de abejas, nidos y plumas de aves y en diferentes frutos y semillas. Las esporas de estos hongos no son abundantes en el aire libre, aunque su frecuencia aumenta en lugares donde hay humedad y se acumula vegetación muerta. La exposición a concentraciones elevadas de esporangiosporas de Rhizopus se ha descrito como causa de alveolitis alérgica extrínseca (pulmón de serrador) en serrerías suecas. Se ha observado una pequeña proporción de pacientes con reactividad cutánea a Rhizopus stolonifer. Puede ser un patógeno oportunista en personas inmunosuprimidas, se han descrito casos de micosis rinocerebrales en diabéticos (Pontón, et al., 2002). Se ha aislado de suelos, cereales, agua contaminada y vegetales, el cual es de amplia distribución mundial, pero crece principalmente en zonas tropicales y subtropicales (Samson et al., 1995).
El género Scopulariopsis únicamente se reportó en diciembre en el aire interior de LAMIR con un porcentaje de frecuencia de aparición de 1%. Con esto, se denota que las esporas de este género son muy estrictas en cuanto a condiciones climáticas, y su diseminación en octubre a marzo fue muy baja, presentándose únicamente en ambiente interior. Este género es el agente causal de diversas infecciones en humanos (de Hoog, et al. 2000). Provoca Onicomicosis en las uñas, lesiones de piel, micetomas, sinusitis invasiva (Kriesel, et al., 1994), queratitis, infecciones pulmonares, encarditis y abscesos cerebrales. Las infecciones invasivas provocadas por representantes de este género suelen presentarse con mayor frecuencia en pacientes inmucomprometidos. Es muy importante conocer la carga fúngica de este hongo presente en el aire en los diferentes locales estudiados, así como la estación del año donde se encuentra favorecida su esporulación y diseminación con mayor frecuencia, debido a que las infecciones provocadas por este hongo microscópico tienen una alta tasa de mortalidad (Morrison, et al., 1993 y Neglia, 1987).
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El género Sthemphylium al igual que Scopulariopsis, únicamente se registró en el ambiente interior de LAMIR, en el mes de marzo con una frecuencia de aparición del 2%. Este hongo filamentoso está caracterizado por producir conidios muriformes (de 27-42 μm) y solitarios (Barnet Hunter, 1973). Sthemphylium junto con Alternaria es uno de los hongos alergénicos cosmopolitas más comunes en el hemisferio norte, sobre todo en sus zonas templadas y subtropicales. Ambos hongos comparten fracciones alergénicas. Se ha aislado de suelos de bosques, praderas, cultivos de trigo y otros cereales, cultivos de cítricos y cafetales. Su asociación con diferentes cuadros alérgicos respiratorios ha sido observada en múltiples estudios. No se han descrito infecciones humanas por este hongo. Se encuentra en raras ocasiones en ambientes intramuros. Es responsable de producir alergias de Tipo I. Es considerado normalmente como un contaminante. Su principal importancia radica en la presencia de este en el aire exterior, puesto que es un hongo que ataca principalmente a plantas, cuando poseen una herida natural en las hojas. Agente causal de la mancha púrpura y estenfilosis (Machado, 1988).
El género Trichophyton se reportó en el aire interior de AMSA en diciembre (1%) y enero (1%), y en el ambiente exterior en enero con 1% de frecuencia de aparición. A pesar de haberse encontrado en cantidades bajas dentro de este laboratorio es importante estudiar la presencia del mismo en el aire, ya que es un hongo cosmopolita, de distribución mundial. Es endémico en México, donde ocasiona alrededor del 70% de las tinea capitis, y otros países latinoamericanos, y en las islas del Pacifico Sur. Los movimientos migratorios y los viajes juegan un importante papel en su expansión ya que, a través de los portadores asintomáticos, puede pasar de zonas endémicas a otras áreas geográficas (Pontón, et al., 2002).
Es un hongo dermatofito antropofílico frecuentemente causante de infecciones generalmente leves de la piel y confinadas a uñas, pelo y estrato córneo en personas saludables. En los pacientes inmunocomprometidos, las infecciones por dermatofitos son cómodamente atípicas, más crónicas y agresivas. También provoca lesiones, tanto endothrix como ectothrix, en el pelo. Es el agente más común de dermatofitosis: tinea pedis, tinea corporis y onicomicosis, con lesiones eritematosas, poco inflamatorias, pruriginosas que pueden ser rebeldes al tratamiento. Su presencia en cuero cabelludo o barba es excepcional. Este hongo provoca una escasa reacción alérgica en los pacientes infectados (Kwon-Chung y Bennett, 1992). La infección se adquiere por contacto directo con personas infectadas, fómites e incluso por aerosolización de artroconidias en el aire. Puede persistir de forma subclínica, originando portadores asintomáticos que propagan esporas viables durante décadas. Es el dermatofito más frecuentemente implicado en brotes familiares e institucionales y es muy persistente en ambientes cerrados (de Hoog, et al., 2000). Esta característica que posee este género para persistir en ambientes cerrados es de importancia, pues se pone en riesgo la salud ocupacional en las áreas donde se registren valores elevados de este género en la carga fúngica del aire, máximo en este laboratorio donde existe una contaminación cruzada, que puede provocar un aumento en la frecuencia de aparición de este hongo en el ambiente interior.
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Se aislaron y caracterizaron dieciséis géneros fúngicos recolectados en el aire en las ocho áreas muestreadas. Estos son considerados patógenos oportunistas en su mayoría, pues algunas especies de estos géneros se consideran patógenas como es el caso de Aspergillus fumigatus, son capaces de ocasionar daño a pacientes inmunocomprometidos e inmunocompetentes. En este aspecto radica la importancia de este estudio, donde se determinó la carga fúngica y bacteriana presente en cada ambiente, lo cual permitió determinar que los cuatro laboratorios muestreados se encuentran en riesgo para la salud ocupacional como consecuencia de los altos niveles de contaminación fúngica como se discutió con anterioridad. Ya que con respecto a la carga bacteriana, los cuatro laboratorios se encuentran dentro de la norma, en la cual se basó este estudio como se discutió en otra sección. La diversidad y frecuencia de aparición de los géneros fúngicos aislados en los laboratorios reflejo, en el análisis estadístico, ya que había diferencia significativa en los dos diferentes ambientes (interior y exterior) de los laboratorios de AMSA y EMPAGUA. Con lo cual se concluye que existe una influencia microbiológica del ambiente exterior sobre en ambiente interior y viceversa en ambos laboratorios, esto no se registró en el LAMIR y el LAFYM.
Es importante conocer los niveles de contaminación fúngica y bacteriana en cada uno de estos laboratorios, así como la infraestructura de cada uno de estos y la periodicidad y técnica de limpieza. Esto ayuda a plantear medidas preventivas que permitan disminuir la carga microbiana en el ambiente interior de estos laboratorios y así mejorar la calidad del aire interior y con ello la salud ocupacional de los trabajadores. Debido a esto se realizaron manuales de bioseguridad y limpieza específicos para cada uno de los laboratorios en dependencia de los géneros bacterianos y fúngicos encontrados en cada uno, y de los resultados obtenidos del cuestionario sobre limpieza que se realizó a cada uno de los encargados. Estos manuales contienen medidas de bioseguridad, donde se proponen normas de limpieza y desinfección aplicables para cada uno de los laboratorios, con el fin de contribuir a mejorar la calidad del aire interior.
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PARTE IV
IV.1. CONCLUSIONES
1. Se evaluó la contaminación microbiológica del aire exterior sobre el ambiente ocupacional de laboratorios de instituciones públicas ubicados en la ciudad de Guatemala y Bárcenas Villa Nueva, estableciéndose que únicamente los laboratorios que presentaron mayor carga fúngica en el aire interior a lo largo de este estudio fue EMPAGUA (8100 UFC/m3) y en el aire exterior fue AMSA (14460 UFC/ m3); mientras que con la carga bacteriana todos los laboratorios se encontraron por debajo de la norma aplicada para bacterias.
2. Se determinó que en el laboratorio de EMPAGUA los niveles de contaminación fúngica en el ambiente interior, fueron los más altos, con un total de 8,100 UFC/m3, a lo largo de los seis meses de monitoreo del aire siendo el laboratorio más contaminado, y el laboratorio en el cual se dio la menor contaminación microbiológica fue el LAFYM, con la menor carga fúngica de 170 UFC/m3 en marzo y bacteriana de 80 UFC/m3 en febrero.
3. Se determinó que el laboratorio con más contaminación fúngica en el ambiente exterior siendo el total=14,460 UFC/m3, a lo largo de los seis meses de muestreo del aire, fue el laboratorio de AMSA.
4. Se determinaron los niveles UFC/m3 tanto bacterianos como fúngicos, en el laboratorio LAMIR los cuales se mantuvieron estables durante todos los meses de muestreo, ya que en comparación con los otros laboratorios el LAMIR, no presentó ni la mayor ni la menor carga microbiológica.
5. Se aislaron géneros fúngicos conocidos como alérgenos, biodeteriorantes y fitopatógenos (Fusarium, Aspergillus, Penicillium, Alternaria, Cladosporium, Rhizopus y levaduras, entre otros), los cuales constituyen un factor indirecto que provoca afecciones en la salud, agricultura, museos y patrimonios nacionales.
6. Se estableció que humedad relativa y la temperatura influyeron en forma directamente proporcional a la carga bacteriana, ya que en la mayoría de los locales se observó que un mínimo de variación, entre estos factores climáticos, contribuyó a variar la carga bacteriana.
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7. Se determinó que la humedad relativa influyó en forma directamente proporcional a la carga fúngica, ya que en la mayoría de los laboratorios se observó, que a mayor humedad relativa mayor carga fúngica presente.
8. En los cuatro laboratorios estudiados, no se encontró una diferencia significativa con relación a la carga bacteriana tanto en el ambiente interior como exterior, lo que indica que no hay contaminación cruzada.
9. Si existe contaminación fúngica cruzada en los laboratorios de AMSA y EMPAGUA, existiendo una influencia del aire exterior sobre el aire interior en el laboratorio de AMSA y a la inversa en el laboratorio de EMPAGUA.
10. Se estableció que la carga fúngica no tiene una relación directa con la carga bacteriana, es decir no influye un grupo de microorganismos sobre el otro.
11. Los géneros de hongos microscópicos predominantes, en común en los cuatro laboratorios, en orden de predominancia son: Cladosporium, Penicillium y Aspergillus.
12. Se caracterizaron 16 géneros fúngicos, aislados de los diferentes laboratorios.
13. Se aislaron géneros de hongos microscópicos que son reconocidos como agentes oportunistas con comportamiento patógeno en diversos problemas clínicos en humanos: Alternaria, Aspergillus, Cladosporium, Fusarium, Penicillium.
14. El género que se reportó en todos los meses de muestreo, predominando durante los seis meses de muestreo fue Cladosporium.
15. De los géneros fúngicos menos predominantes, Scopulariopsis y Stemphylium, únicamente aparecieron en el aire interior del Laboratorio Microbiológico de Referencia–LAMIR-.
16. El género Rhizomucor, únicamente apareció en el aire interior y exterior del Laboratorio Unificado de Química y Microbiología Sanitaria “Dra. Alba Tabarini” -EMPAGUA-, y Trichophyton georgiae se reportó, en el aire interior y exterior del laboratorio de AMSA.
17. Se aislaron hongos con una importante acción celulolítica (Aspergillus, Fusarium y Penicillium sp.) que representan un riesgo para la documentación que se archiva en cada laboratorio.
18. La carga bacteriana de todos los laboratorios se encuentra dentro de la norma internacional (1,000 UFC/m3), por lo que no representa un riesgo para la salud ocupacional.
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19. Se aislaron y caracterizaron 40 géneros bacterianos en los cuatro laboratorios, predominaron los géneros de bacterias gram positivas; los más frecuentes fueron: Staphylococcus y Bacillus.
20. El 50% de los géneros aislados son patógenos oportunistas y pertenecen a la microbiota normal de los seres humanos; y son de relevancia clínica: S.marcescens, K.pneumoniae, S.aureus y A. baumanni, mientras que, algunos géneros bacterianos caracterizados presentan el riesgo de actuar como reservorios de genes de resistencia a antibióticos y diseminar estos a bacterias patógenas como Micrococcus y S. marcenses, entre otros.
21. Los géneros bacterianos presentes en los cuatro laboratorios estudiados fueron: Bacillus licheniformis, Pseudomona stutzeri y Staphylococcus xylosus.
22. Se identificaron tres géneros bacterianos de probióticos útiles para la agricultura: Arthobacter, Bacillus pumilus y Pseudomona putida, además de cuatro géneros bacterianos conocidos como “Bacterias Seguras para el Consumo Humano” (GRAS: siglas en ingles): Lactococcus lactis, Kocuria varians, Brevibacterium y Micrococcus.
23. Se creó un cepario, luego de caracterizar 104 cepas fúngicas autóctonas aisladas de los diferentes muestreos que conforman el cepario secundario micológico y 40 géneros bacterianos.
24. Para la puesta de un normativo, se elaboraron cuatro manuales de bioseguridad uno para cada laboratorio, con base a sus características físicas y los microorganismos que se aislaron en cada uno de ellos.
25. Con relación a los posibles efectos de la contaminación microbiológica sobre la salud y seguridad del personal estable, no se reportaron, altos niveles de incidencia en la salud de los empleados consultados en los cuatro laboratorios, mientras la falta de un procedimiento de limpieza, periodicidad de limpieza, desinfección adecuada, y ventilación con la que cuenta cada laboratorio, si influyó en la calidad del aire, carga fúngica y bacteriana; existiendo una influencia del personal estable y de tránsito sobre la calidad del aire en los cuatro laboratorios muestreados
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IV.2. RECOMENDACIONES
1. Continuar con el estudio de aerobiología de ambientes interiores y exteriores de diferentes instituciones y casas particulares, para así establecer el riesgo ocupacional de las personas según el porcentaje de tiempo que permanecen en ambientes interiores.
2. Llevar un control de la temperatura y humedad relativa en el ambiente interior de cada uno de los laboratorios como medida de prevención, evitando la supervivencia de los microorganismos en el aire interior.
3. En el caso de los que poseen climatización (aire acondicionado) se les recomienda darles mantenimiento seguido, para mantener un buen funcionamiento de los filtros de aire, y no poseer reservorios de microorganismos que los mantengan en recirculación en el aire interior, al momento de entrar y salir el aire de estos equipos.
4. Se recomienda el estudio de suceptibilidad antibiótica de cepas patógenas oportunistas presentes en los laboratorios muestreados.
5. Promover las medidas de bioseguridad que deben ser aplicadas en cada laboratorio a nivel administrativo, para contar con el apoyo necesario para las gestiones de mejoras en la infraestructura y readecuación de los laboratorios.
6. Utilizar los manuales de bioseguridad, propuestos para cada uno de los laboratorios que participaron en el proyecto de investigación, logrando con ello disminuir la carga microbiana (hongos microscópicos y bacterias) en el aire interior de cada uno de ellos y mejorar la salud ocupacional.
7. Sensibilizar al personal de trabajo, estudiantes, investigadores y personal administrativo, sobre la importancia de la limpieza ambiental y sus consecuencias.
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8. Para prevenir problemas de salud relacionados con enfermedades respiratorias, gastrointestinales y de tipo alérgico, se debe realizar de manera rutinaria un análisis de la calidad microbiológica del aire, así como una limpieza periódica de cada laboratorio para evitar los padeciminetos asociados con los microorganismos presentes en el ambiente.
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IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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FODECYT 002-08
IV.4 ANEXOS
ANEXO 1
FODECYT 002-08 204
Diagrama de un edificio que muestra diversas fuentes de contaminación de interior y exterior
Síntomas y enfermedades relacionadas con la calidad del aire interior
ANEXO 2
FODECYT 002-08 205
CUESTIONARIO SOBRE LA CALIDAD DEL AIRE DEL ENTORNO DE TRABAJO RELACIONADA CON POSIBLES ALERGIAS PROVOCADAS POR
HONGOS Por este medio se requiere su consentimiento para contribuir a obtener algunos datos relacionados a la salud ocupacional indispensables para el estudio aeromicologico de la calidad del aire en locales ocupacionales de 4 laboratorios microbiológicos: -LAMIR-, -EMPAGUA-, LAFYM-, y -AMSA- , para determinar tanto las características del entorno de trabajo como los posibles síntomas y signos, de ciertas alergias relacionadas con la calidad del aire del local de trabajo; por favor conteste si la patología que presenta considera que está relacionada con el ambiente de trabajo. Si acepta participar en este estudio llene el cuadro siguiente. Agradezco de antemano su colaboración.
1. EDAD: 1) 18-29 2) 30-40 3) 41-50 4) 51-60 5) + de 60 2. ESTUDIOS REALIZADOS: 1. Ninguno/primarios sin acabar……………… 2. Graduado de sexto primaria……………….. 3. Bachillerato……………………………………… 4. Estudios superiores……………………………… 5. Graduado de estudios superiores………….. 3. ¿Cuánto tiempo hace que trabaja en el mismo local? 1. Menos de 6 meses 2. De 6 meses a 1 año 3. De 1-5años 4. De 5-10 años 5. Más de 10 años 4. La temperatura y humedad /produce: 1. Demasiado calor……………. 2. Demasiado frío……………….. 3. Demasiada humedad……… 4. Demasiada sequedad………. 5. Otros especificar……………. 6. No crea problemas…………… En este mes, ha experimentado alguno de los síntomas que se expresan a continuación y que considere relacionados con el edificio en el que trabaja:
MES: ________________ FECHA: ______________ LABORATORIO: __________________________ FIRMA: _______________
ANEXO 2
FODECYT 002-08 206
5. Síntomas oculares: Si la respuesta es sí continúe 1. Enrojecimiento………………………………………………. 2. Escozor / picor………………………………………………. 3. Sequedad……………………………………………………. 4. Lagrimeo……………………………………………………… 5. Hinchazón……………………………………………………. 6. Visión borrosa………………………………………………... 7. Otros…………………………………………………………… Con que frecuencia padece estas afecciones: 1. Semanalmente 2. Quincenalmente 3. Mensualmente 4. Trimestralmente 5. Semestralmente 6.Anualmente 6. Síntomas nasales: Si la respuesta es si continúe 1. Hemorragia nasal…….……………………………………. 2. Congestión nasal………………………………………….. 3. Sequedad nasal…………….………………………………. 4. Rinitis (goteo nasal)………………………………………… 5. Estornudos seguidos (+ de 3)……………………………… 6. Otros……………………………………………………….. Con que frecuencia padece estas afecciones: 1. Semanalmente 2. Quincenalmente 3. Mensualmente 4. Trimestralmente 5. Semestralmente 6.Anualmente 7. Síntomas de garganta: Si la respuesta es sí continúe 1. Sequedad………..…………………………………………. 2. Picor………….……………….…………………………….
No Sí
No Sí
No Sí
ANEXO 2
FODECYT 002-08 207
3. Dolor………………...………………………………………… 4. Otros…………………………………………………………… Con que frecuencia padece estas afecciones: 1. Semanalmente 2. Quincenalmente 3. Mensualmente 4. Trimestralmente 5. Semestralmente 6.Anualmente 8. Trastornos respiratorios: Si la respuesta es si continúe 1. Dificultad para respirar…...………………………………. 2. Tos…………….……………….…………………………. 3. Dolor en el pecho...………………..……………………… 4. Otros……………………………………………………… Con que frecuencia padece estas afecciones: 1. Semanalmente 2. Quincenalmente 3. Mensualmente 4. Trimestralmente 5. Semestralmente 6.Anualmente 9. Trastornos cutáneos: Si la respuesta es sí continúe 1. Sequedad de piel………………………………………….. 2. Erupciones……...…...……….………………………………. 3. Escamas……………………………………………………… 4. Picor…………………………...………………………………. 5. Otros…………………………………………………………… Con que frecuencia padece estas afecciones: 1. Semanalmente 2. Quincenalmente 3. Mensualmente 4. Trimestralmente 5. Semestralmente 6.Anualmente
Sí No
No Sí
ANEXO 2
FODECYT 002-08 208
10. Síntomas parecidos a la gripe: Si la respuesta es sí continúe 1. Fiebre…………..………………………………………….. 2. Escalofríos….…..…...………….…………………………. 3. Debilidad……………..…………………………………… 4. Otros……………………………………………………… Con que frecuencia padece estas afecciones: 1. Semanalmente 2. Quincenalmente 3. Mensualmente 4. Trimestralmente 5. Semestralmente 6.Anualmente 11. Visita al médico: 12. Toma algún medicamento para estos padecimientos:
No Sí
Sí No
Sí No
ANEXO 3
FODECYT 002-08 209
CUESTIONARIO DE LIMPIEZA EN EL LABORATORIO MICROBIOLÓGICO
Por este medio se requiere su consentimiento para contribuir a obtener algunos datos relacionados sobre la limpieza del laboratorio de estos 4 laboratorios microbiológicos: -LAMIR-, -EMPAGUA-, LAFYM-, y -AMSA- , para determinar tanto las características del entorno de trabajo con la calidad del aire del local de trabajo. Si acepta participar en este estudio llene el cuadro siguiente. Agradezco de antemano su colaboración.
1. Número de personal fijo que labora en el laboratorio microbiológico: 2. Existe un encargado de limpieza en el laboratorio: 3. Posee un área de limpieza en el laboratorio 4. Donde se ubica el área de limpieza en el laboratorio: ESPECIFIQUE ________________________________________________________________________ 5. Cuenta con algún PEO (Procedimiento estándar de operación) o Manual de limpieza para el laboratorio: 6. Poseen un día destinado a la Limpieza GENERAL en el laboratorio (limpieza de todo el equipo de laboratorio, campanas de extracción, incubadoras, superficies, piso, paredes, etc.) Si contesto Sí en esta pregunta continúe con la pregunta No. 7; si su respuesta fue No continúe con la pregunta No. 8.
MES: ________________ FECHA: ______________ LABORATORIO: __________________________ FIRMA: _______________
No Sí
No Sí
No Sí
No Sí
ANEXO 3
FODECYT 002-08 210
7. Periodicidad de limpieza general (equipo de laboratorio, campanas de extracción, incubadoras, etc.): 1. Semanal 2. Quincenal 3. Mensual 4. Trimestral 5. Semestral 6. Anual 8. Qué tipo de desinfectante (s) utilizan en el laboratorio: 1. Alcohol al 70% 2. Aldehídos (glutaraldehidos 2-5%, formaldehídos 30-56%) 3. Cloro 4. Detergentes 5. Fenoles (Cresol 3-6%, Hexaclorofenol 0.2-3%) 6. Soluciones con yodo 7. Peróxido de hidrógeno (agua oxigenada)
8. Lysol 9. Tres de los anteriores 9. Periodicidad en la rotación del desinfectante: 1. Mensual 2. Trimestral 3. Semestral 4. Anual 5. Diario ESPECIFIQUE ________________________ 10. Casos en los que usa el desinfectante: 1. Derrames 2. Antes de comenzar a trabajar una muestra 3. Después de trabajar una muestra 4. Pisos
5. Dos o más de las anteriores ESPECIFIQUE ________________________
ANEXO 3
FODECYT 002-08 211
INFRAESTRUCTURA y LIMPIEZA 11. De que material es el piso del laboratorio: 1. Granito 2. Torta de cemento 3. Cerámico 4. Otro ESPECIFIQUE ________________________ 12. Que usa para limpiar el piso del laboratorio: 1. Escoba 2. Detergente 3. Jabón 4. Cera 5. Agua 6. Trapeador 7. Dos o más de las anteriores 13. Periodicidad de limpieza del piso: 1. Diario 2. Dos veces por semana 3. Tres veces por semana 4. Semanalmente 5. Quincenal 6. Mensual 14. Qué tipo de desinfectante utiliza en el piso: 1. Alcohol al 70% 2. Aldehídos (glutaraldehidos 2-5%, formaldehídos 30-56%) 3. Cloro 4. Fenoles (Cresol 3-6%, Hexaclorofenol 0.2-3%) 5. Desinfectantes comerciales 6. Dos de las anteriores 15. De que material es la puerta del laboratorio: 1. Madera 2. Metal 3. Plástico 4. Fórmica 5. Otro ESPECIFIQUE ________________________ 16. Que usa para limpiar la puerta: 1. Agua 2. Jabón 3. Detergente
ANEXO 3
FODECYT 002-08 212
4. Desinfectante comercial 5. Nada 17. Periodicidad de limpieza de la puerta: 1. Diario 2. Dos veces por semana 3. Tres veces por semana 4. Semanalmente 5. Quincenal 6. Mensual 7. Nunca 18. Qué tipo de desinfectante utiliza en la puerta: 1. Alcohol al 70% 2. Aldehídos (glutaraldehidos 2-5%, formaldehídos 30-56%) 3. Cloro 4. Fenoles (Cresol 3-6%, Hexaclorofenol 0.2-3%) 5. Desinfectantes comerciales 19. De que material son las superficies de trabajo: 1. Madera 2. Metal 3. Plástico 4. Fórmica 5. Dos de los anteriores 6. Todos los anteriores 7. Otro 20. Que usa para limpiar las superficies de trabajo: 1. Desempolva con plumero 2. Detergente con esponja 3. Jabón con esponja 4. Trapo con agua 5. Aspira 6. Dos de los anteriores 7. Otro ESPECIFIQUE ______________________ 21. Que desinfectante usa para limpiar las superficies de trabajo: 1. Cloro 2. Desinfectantes líquidos comerciales 3. Alcohol al 70% 4. Otro ESPECIFIQUE ___________________ 22. Sí su respuesta anterior fue desinfectante comercial mencione el nombre o nombres de este (os): _________________________
ANEXO 3
FODECYT 002-08 213
23. Cada cuanto realizan la limpieza de las superficies de trabajo: 1. Diario 2. Dos veces por semana 3. Tres veces por semana 4. Semanalmente 5. Quincenal 6. Mensual LAVADO DE MANOS 24. Cuando tiempo destina al lavado de manos: 1. Una vez al día 2. Tres veces al día 3. Después de cada cambio de actividad 25. Con que frecuencia se lava las manos en el laboratorio: 1. Antes de ingresar al laboratorio solamente
2. Antes de ingresar al laboratorio y después de salir de este
3. Después de cada cambio actividad
4. Dos de las anteriores
26. Qué tipo de jabón utiliza en el lavado de manos en el laboratorio: 1. Líquido 2. Barra 3. Espuma 4. Otro ESPECIFIQUE ________________________ 5. Líquido y espuma 27. Con que se seca las manos: 1. Toallas de papel 2. Toalla de tela 3. Con la bata 4. Secador automático 5. Con el aire 6. Dos de las anteriores BASUREROS 28. Cuántos recipientes de basura posee el laboratorio (coloque el número en el cuadro):
ANEXO 3
FODECYT 002-08 214
29. De que material (es) es o son los basurero(s): 1. Plástico 2. Metal 3.Otro ESPECIFIQUE ________________________ 30. Posee diferente basurero para descartar cada tipo de material utilizado en el laboratorio: TIPO DE VENTILACIÓN 31. Qué tipo de ventilación utiliza en el laboratorio: 1. Ventanas abiertas 2. Ventilador 3. Aire acondicionado 4. Dos de las anteriores 32. Que tipo ventanas posee en el laboratorio: 1. Ventanas de paleta 2. Ventanas lisas 3.Otro ESPECIFIQUE ______________________ 33. Cada cuanto realizan la limpieza de las ventanas: 1. Diario 2. Dos veces por semana 3. Tres veces por semana 4. Semanalmente 5. Quincenal 6. Mensual 7. Anual EQUIPO DE PROTECCIÓN 34. Toma precauciones de acuerdo al riesgo al que puede estar expuesto: 35. Si su respuesta anterior fue afirmativa indique el o los equipos de protección utilizado(s): 1. Guantes 2. Mascarilla 3. Cofia, redecilla o gorro
No Sí
Sí No
ANEXO 3
FODECYT 002-08 215
4. Bata de laboratorio 5. Lentes de seguridad 6. Todas las anteriores
ANEXO 4
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 216
Nombre: Mantenimiento y uso adecuado del Aeroscopio (MAS- 100 Eco) Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín y Lucía Lisbeth Pernilla Cardona.
Aprobó: MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
1. PROPÓSITO
Tener una guía del uso y mantenimiento adecuado del Aeroscopio MAS- 100 Eco
2. ALCANCE
Este procedimiento va dirigido al personal que labora en el –LAMIR- (Laboratorio
Microbiológico de Referencia), como personal de investigación, tesistas, técnicos, etc.
3. RESPONSABILIDADES
El responsable del proceso debe:
a. El responsable a utilizar el aeroscopio debe de seguir de manera orfenada los pasos
del respectivo POE o Manual Operativo del Aparato.
b. El responsable a utilizar el aerospcopio debe de verificar que el aparato este limpio
y en buen estado antes y después de su respectivo uso.
c. Después de usado el responable debe de limpiar el aeroscopio y guardarlo en su
respectivo estuche y lugar asignado en el laboratorio.
4. DEFINICIONES
Aeroscopio: Dispositivo utilizado en la toma de muestras de aire capaz de aspirar
diferentes volúmenes de aire en determinada cantidad de tiempo. Este funciona por
medio de impactación directa del aire sobre la caja de petri.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
ANEXO 4
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 217
Nombre: Mantenimiento y uso adecuado del Aeroscopio (MAS- 100 Eco) Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín y Lucía Lisbeth Pernilla Cardona.
Aprobó: MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado una vez al año, y el responsable de editar, revisar y
actualizar este -POE- es el profesional encargado del –LAMIR-.
En el caso de cambiar o mejorar el sistema administrativo y operativo del laboratorio
se revisirá nuevamente.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
Manual MAS-100 Eco “Qualification of air sampler systems: The MAS 100 Meier R.
und Zingre H. , Swiss Pharma 1-2/00
8. PROCEDIMIENTO
Carga de batería del Aeroscopio: Para recargar la batería debe utilizarse exclusivamente el cargador suministrado con el Aeroscopio MAS-100 Eco. Sí el cargador de bateria esta conectado al MAS-100 Eco, se iluminará el diodo de
la carcasa del cargador.
ANEXO 4
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 218
Nombre: Mantenimiento y uso adecuado del Aeroscopio (MAS- 100 Eco) Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín y Lucía Lisbeth Pernilla Cardona.
Aprobó: MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
Esta luz, desaparecerá en el momento en el que retire el cargador. Un ciclo de recarga completo dura 9 horas con la batería completamente cargada. El rendimiento del volúmen aspirado es de aproximadamente 18,000 litros, lo que
corresponde a unas 180 mediciones por cada 100 litros. Realización de una toma de muestra de aire: Colocar el MAS-100 Eco sobre una superficie estable. Abrir la tapa del orificio (con el guardapolvo acoplado) girándola hacia la
izquierda. Colocar la caja de petri, cerrrada y rellena de agar sobre la sujeción de la caja de
petri. Retirar la tapa de la caja de petri. Cerrar de nuevo la tapa del orificio del MAS-100 Eco girándola hacia la derecha. El cabezal de acumulación puede posicionarse en cualquier ángulo de la dirección
de la corriente de aire, desde horizontal a vertical, con ayuda del asa. Programar el MAS-100 Eco, el volumen a utilizar; cada uno de estos volúmenes
puede ajustarse o modificarse individualmente para una cantidad de entre 1 y 1000 litros. En este caso el volúmen utilizado es el volúmen 4 (V4=100 litros).
Retirar el protector del cabezal y comience la toma de muestras en el menú “Start” presionando “yes”.
Al terminar la toma de muestra aparece en pantalla el volúmen total el mensaje “End”.
Abrir el cabezal de acumulación, cerrar la caja de petri con su correspondiente tapa y extraiga la caja de petri.
La caja de petri esta lista para su respectivo uso, según sea el medio de cultivo utilizado.
Cuidados y Mantenimiento:
El MAS-100 Eco , es aconsejable una calibraciòn minima al año.
ANEXO 4
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 219
Nombre: Mantenimiento y uso adecuado del Aeroscopio (MAS- 100 Eco) Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín y Lucía Lisbeth Pernilla Cardona.
Aprobó: MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
Limpieza:
Limpiar el cabezal de aereoscopio por dentro y la parte que sostiene la caja de
petri con un algodón con un desinfectante apropiado como alcohol al 70 %
cuidando que este no este empapado. Seguidamente limpiar el cabezal por
fuera.
Entre tomas de muestras aéreas sucesivas puede limpiarse la tapa con un
desinfectante (como alcohol al 70% ) y un pedazo de algodón.
Instrucciones breves de manejo:
FUNCIÓN ACCIÓN DESCRIPCIÓN
1. Puesta en funcionamiento Pulse “yes” En la pantalla aparecerá brevemente el nombre MAS-100 Eco, la versión software X.X.y, a continuación, la fecha y hora
2. Selección del volúmen de acumulación
Una vez indicadas fecha y hora pulse “yes” o “no”
En la pantalla se mostrará el último volumen de aire utilizado. Si desea cambiar el volumen, pulse “no” hasta que aparezca en la pantalla el volumen deseado. Dispone de 6 volumenes de acumulación preprogramados. V1: 20 V2:50 V3:100 V4: 200 V5:250 V6: 500 Observación: estos volumenes se pueden programar individualmente en el menu de configuración (set up).
ANEXO 4
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 220
Nombre: Mantenimiento y uso adecuado del Aeroscopio (MAS- 100 Eco) Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín y Lucía Lisbeth Pernilla Cardona.
Aprobó: MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
Consultese el manual del usuario.
3. Iniciar el proceso de acumulación
Pulse “yes” En la pantalla aparecerá el mensaje “start?” si pulsa “yes” se inicia el proceso. Con “no” accederá de nuevo al menú de selección de volumen.
4. Durante el proceso de acumulación
Ninguna En la pantalla aparecerá el volumen seleccionado y una frnaja de tiempo que disminuye en proporción al volumen acumulado. Al finalizar la medición aparecerá el mensaje “END” en la pantalla.
5. Otras comprobaciones Pulsando “yes” se accede a la siguiente comprobación
En la pantalla aparecerá de nuevo el mensaje “Start?” continúe con el punto 3.
6. Desconexión del aparato Mantenga pulsado “no” durante 2-3 segundos
El MAS-100 Eco, se desconecta. La pantalla se apaga. Si no acciona el botón “No”, el aparato se apaga automáticamente al cabo de unos 100 segundos.
7. Airblock (Bloqueo de aire)
Ninguna Si aparece el mensaje “Airblock” en la pantalla, el caudal de aire es insuficiente o no se ha retirado el guardapolvo antes de iniciar el proceso.
8. Carga del MAS-100 Eco Conecte el adaptador del cargador al MAS-100 Eco
Deje el aparato cargar toda la noche.
ANEXO 4
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 221
Nombre: Mantenimiento y uso adecuado del Aeroscopio (MAS- 100 Eco) Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín y Lucía Lisbeth Pernilla Cardona.
Aprobó: MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
9. DIAGRAMA DE FLUJO (FUNCIONAMIENTO DEL AEROSCOPIO)
Abrir la tapa o cabezal del aeroscopio, girándola hacia la izquierda
Colocar la caja de petri sobre la sujeción de la caja de petri en el aeroscopio
Retirar la caja de petri y cerrar de nuevo con la tapa o cabezal del aeroscopio girándola hacia la derecha
Programar el volumen a utilizar; en este caso (V4=100 litros)
Seguidamente presione en el menú “Start” presionando “yes”, “Delay?”
presionar “No”
Al terminar la toma de muestra (1 minuto) aparece en pantalla el volúmen
total el mensaje “End”.
Retire la tapa o cabezal del aeroscopio y tape la caja de petri y retírela.
Se coloca el aeroscopio MAS-100 Eco en una superficie plana estable y retirar el protector de este.
ANEXO 4
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 222
Nombre: Mantenimiento y uso adecuado del Aeroscopio (MAS- 100 Eco) Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín y Lucía Lisbeth Pernilla Cardona.
Aprobó: MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
• Profesional encargado del LAMIR
• Profesionales de planta y tecnicos.
ANEXO 5
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 223
Nombre: Control microbiológico del aire Código de procedimiento
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó: MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
1. PROPÓSITO
Estandarizar la metodología para la toma de muestras de aire con aeroscopio.
2. ALCANCE
Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación, tesistas,
etc. del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
a. El responsable del proceso debe revisar que todo el material y el equipo a utilizar
se encuentre disponible.
b. El responsable debe de tener cuidado de hacer el muestreo en ORDEN por réplica,
punto de muestreo y área muestreada.
4. DEFINICIONES
• Aeroscopio: Dispositivo utilizado en la toma de muestras de aire capaz de
aspirar diferentes volúmenes de aire en determinada cantidad de tiempo. Este
funciona por medio de impactación directa del aire sobre la caja de Petri.
• Higroscopio: Dispositivo digital que sirve para establecer la temperatura en
grados Celsius o Fahrenheit y la humedad relativa de un lugar determinado.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
Diagrama de flujo MAS-100 Eco V 1.5x (FELL_400_Merck_SW_01_MAS-100 Eco)
ANEXO 5
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 224
Nombre: Control microbiológico del aire Código de procedimiento
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó: MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
8. PROCEDIMIENTO
Consideraciones previas
• Antes de comenzar el muestreo, tomar en cuenta las siguientes normas de
bioseguridad: colocarse guantes, bata, cerciorarse que la caja se encuentre cerrada
y desinfectar el área de trabajo.
• Para establecer la hora de máxima contaminación de cada local o ambiente se
deben de realizar dos muestreos preliminares de por los menos ocho horas
consecutivas, por cada muestreo.
• Previo a realizar el muestreo se debe de hacer un diagrama del ambiente a
muestrear, señalar de manera clara los puntos seleccionados para el muestreo y el
orden de los mismos.
Muestreo piloto
• Retirar la tapa metálica del aeroscopio, colocar la caja de Petri en el aeroscopio y
cerrar la tapa metálica. Encender el aeroscopio y establecer el volumen de aire a
muestrear, observar bien las especificaciones del fabricante para la manipulación
del aeroscopio. Realizar lo anterior por triplicado en cada uno de los puntos a
muestrear, este procedimiento se debe realizar por lo menos dos veces antes de
establecer la hora de máxima contaminación. Se recomienda elegir mínimo tres
puntos por local o ambiente.
• En cada muestreo es importante tomar la temperatura húmeda y seca, para lo cual
se utiliza el higroscopio o en su ausencia un termómetro, para la toma de la
temperatura húmeda con termómetro se debe de humedecer el extremo inferior del
mismo con un algodón con agua, se debe esperar por lo menos 5 minutos para que
ANEXO 5
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 225
Nombre: Control microbiológico del aire Código de procedimiento
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó: MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
la temperatura se estabilice. En el caso de un higroscopio se debe esperar al menos
3 minutos y se tomara como temperatura húmeda el porcentaje de humedad que
proporciona el equipo.
Muestreo periódico
• Se debe de hacer a la hora de máxima contaminación, luego de haber sido
establecida la misma por los muestreos piloto.
• Colocar el aeroscopio en el punto dentro del local o ambiente a muestrear, quitar la
tapa de seguridad de la cabeza del mismo, esterilizar la cabeza del aeroscopio con
alcohol al 70% y algodón y esperar a que este seque completamente.
• Colocar la caja de Petri en la base de la cabeza del aeroscopio sin su tapa, cerrar la
cabeza del mismo, presione el botón “yes”, seleccione el volumen de aire a tomar
presionando el botón “yes” para confirmar, el botón “no” para cambiar el volumen,
cuando tenga el volumen requerido presione “yes”, seleccionar si desea iniciar la
muestra, presionar “yes”, se le preguntara si desea retrasar el proceso, “DELAY”,
presione “yes” si lo quiere retrasar, o presione “no” si quiere iniciar sin retrasar el
proceso.
• Importante, evite a toda costa, comer, beber, o estar muy cerca del aeroscopio
mientras este se encuentre tomando la muestra ya que esto puede alterar los
resultados al ser nosotros la fuente de contaminación.
• Una vez finalizado el proceso de toma de muestra de aire por parte del aparato,
remover la cabeza del mismo y tapar la caja de Petri con su respectiva tapa y
retirar de la base del aeroscopio. Repetir el procedimiento anterior las veces que
sea necesario, en base a las replicas establecidas para cada punto a muestrear y la
cantidad de puntos establecidos.
ANEXO 5
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 226
Nombre: Control microbiológico del aire Código de procedimiento
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó: MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
9. DIAGRAMA DE FLUJO
1. Retirar tapa metalica del aeroscopio y quitar cabeza metalica del aeroscopio
2. Colocar caja de Petri y quitar la tapa plastica de la caja, exponer el medio hacia arriba
3. Colocar la cabeza del aeroscopio y asegurar la misma, presione la tecla “yes”
4. Fecha y hora correcta
Si(yes) No(no)Ver manual para
cambiar configuracion
5. Iniciar (Start?)
Si(yes) No(no)Regresa a la
opcion de volumen
6. Retrasar (DELAY ON?)
Si(yes) No(no)El muestreo se
retrasa durante 1 min
7. Inicia el muestreo, la duracion depende del volumen
seleccionado
8. Retirar la cabeza metálica y tapar la caja de Petri con la tapa plástica de la caja
Limpiar la cabeza y repetir el
proceso (3-8)
ANEXO 5
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 227
Nombre: Control microbiológico del aire Código de procedimiento
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó: MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
• Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.
• Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final
Proyecto FODECYT 40-2007.
ANEXO 6
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 228
Nombre: Aislamiento de hongos Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
1. PROPÓSITO
Ya que en un ambiente natural no es frecuente encontrar un solo tipo de
microorganismo, es necesario tener una metodología para el aislamiento específico del
microorganismo de interés, en este caso como son los hongos.
2. ALCANCE
Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier
persona que realice una investigación acerca del tema dentro del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
a. Preparar las muestras a aislar, así como los medios de cultivo y el material a
utilizar.
b. Cuidar todo el equipo, cristalería y material utilizado en el laboratorio, haciéndose
responsable de cualquier daño ocasionado a este.
c. Dejar todo el material, equipo de laboratorio y cristalería en su respectivo lugar así
como también limpio y estéril según sea el caso.
d. Desechar material biológico y no biológico en su lugar específico para cada uno de
estos.
e. Los cultivos de hongos deben ser sellados con papel parafilm o cinta adhesiva para
evita la contaminación del laboratorio.
ANEXO 6
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 229
Nombre: Aislamiento de hongos Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
f. Todos los cultivos de hongos filamentosos han de ser manipulados en el interior de
una cabina de seguridad biológica (campana de flujo laminar).
4. DEFINICIONES
• Campana de flujo laminar: La campana de flujo laminar es una cámara donde se
establece un flujo de aire vertical, a modo de cortina, que evita que las
micropartículas y aerosoles que se puedan crear al manipular los hongos o
cualquier otro microorganismo, salgan al exterior y no contaminen al manipulador
y al ambiente, creando una barrera entre la zona donde se está manejando el hongo
o microorganismo y donde se sitúa el trabajador.
• Incinerador: adj. y s. [Aparato o instalación] donde se incinera:
incineradora de desperdicios.
• Medios de cultivo: es el conjunto de nutrientes y sustratos que permiten el
crecimiento la multiplicación y el aislamiento de las diferentes especies
microbiológicas para llegar a su identificación y otros estudios complementarios.
Un medio de cultivo mínimo debe tener: agua, una fuente de carbono, una fuente
de nitrógeno y una sal para mantener estable la concentración de iones.
• Asas: Las asas básicamente son alambres unidos a un mango que permite
manipularlas. El alambre puede ser de diferente material, (ferro níquel, nicromo,
platino, etc.) y la forma (recta, curva, etc.,) dependiendo de la necesidad.
ANEXO 6
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 230
Nombre: Aislamiento de hongos Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
No aplican
8. PROCEDIMIENTO
• Todas las superficies de trabajo se limpiarán y desinfectarán con alcohol al 70% y
desinfectante (Lysol), para llevar a cabo un adecuado aislamiento fúngico.
• Se debe de utilizar bata, guantes, cofia, mascarilla, utilizar calzado adecuado para
el uso de laboratorio y el personal con el cabello largo debe llevarlo recogido, para
evitar la contaminación en el cultivo de aislamiento. Así como también para evitar
la contaminación de la propia persona que se encuentra realizando el aislamiento
de la cepa fúngica.
• Ya que se utilizará la campana de flujo laminar esta se limpiará y desinfectará de
adentro hacia fuera, antes y después de su uso, utilizando primero algodón con
desinfectante (Lysol) y luego se pasa algodón con alcohol al 70%. Luego se
enciende la luz de UV (debe evitarse la presencia de personal de trabajo en el
ANEXO 6
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 231
Nombre: Aislamiento de hongos Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
laboratorio en ese momento) por un lapso aproximado de 5 minutos para terminar
con el proceso de desinfección. Y antes de utilizarla esta se pondrá en
funcionamiento de 15 a 20 minutos antes de empezar a trabajar para que se
estabilice la circulación del aire.
• Se apaga la luz UV e inmediatamente se enciende el ventilado de la campana de
flujo laminar. Se introduce dentro de la campana de flujo laminar todo el material
que se va a utilizar en el proceso de aislamiento con el fin de realizar todas las
manipulaciones sin tener que salir y volver a entrar en la zona de trabajo. El
material que se utilizará en la campana de flujo laminar es: asas (en punta y en L),
cajas de Petri con agar o medio de cultivo, marcador rotulador, algodón con
alcohol al 70% (por si ocurriera alguna salpicadura de algún material
contaminante), cajas de Petri con cultivos o muestras a realizarles el aislamiento de
la cepa fúngica, incinerador y tiras de papel parafilm.
• Dentro de la campana introducir las manos (con guantes), con la vitrina
protectora lo más abajo posible.
• Rotular las cajas de Petri con medio de cultivo con su respectiva información
(nombre o código de la muestra, fecha, tipo de agar o medio de cultivo en la caja
de Petri), esterilizar el asa a utilizar con el incinerador, luego esperar a que se
enfríe el asa en punta, tomar un poco de muestra raspando la colonia y se siembra
en la caja de Petri con agar nuevo, se introduce el asa en punta ligeramente en el
agar en el centro de la caja.
ANEXO 6
MANUAL OPERATIVO
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Página 232
Nombre: Aislamiento de hongos Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
• Guardar las cajas sembradas en la incubadora hasta que se observe crecimiento
(aproximadamente 3-7 días según la cepa fúngica) y a una temperatura de 26°C.
• Se limpia y desinfecta la campana de flujo laminar, con el paso anteriormente
mencionado, y se guardará todo el material utilizado en su respectivo lugar
desinfectándolo con alcohol al 70 %. Se apaga el sistema de ventilado de la
campana y también el incinerador.
• Los guantes, cofia y mascarilla serán desechados (en un lugar adecuado para este
tipo de material) antes de salir del área de trabajo.
• Inmediatamente después de quitarse los guantes, se realizará un lavado de manos.
ANEXO 6
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 233
Nombre: Aislamiento de hongos Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
9. DIAGRAMA DE FLUJO
Todas las superficies de trabajo se limpiarán y desinfectarán, para llevar a cabo una adecuada caracterización microscópica fúngica.
Se debe tomar todas las medidas de seguridad correspondientes (usar bata, guantes, mascarilla etc.)
Al usar la campana de flujo laminar esta se limpiará y desinfectará antes y después de su uso, utilizando Lysol, alcohol al 70% y luz UV por 5 min.
Se apaga la luz UV e inmediatamente se enciende el ventilado de la campana de flujo laminar y se enciende el incinerador. Luego se
introduce dentro de esta todo el material de trabajo a utilizar.
Dentro de la campana rotular las cajas de Petri con agar las cuales se van a sembrar. Esterilizar el asa a utilizar con el incinerador, luego
esperar a que se enfríe el asa.
Se toma un poco de la colonia a aislar, tomando un poco con el asa en punta y se siembra en la nueva caja de Petri con agar introduciendo el asa en
punta en el centro de la caja.
Se esteriliza el asa de nuevo y se espera a que se enfríe para realizar otro aislamiento. Se guardan las cajas de Petri utilizadas en la incubadora a 26°C para
su conservación.
Se limpia y desinfecta la campana de flujo laminar, con el paso anteriormente mencionado, y se guardará todo el material utilizado. Se descarta guantes, mascarilla. Y se procede a un lavado de manos.
Se espera el crecimiento en las cajas.
ANEXO 6
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 234
Nombre: Aislamiento de hongos Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Microbiológico de referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencias y Tecnología, como parte del Informe Final proyecto
FODECYT 40-2007.
ANEXO 7
MANUAL OPERATIVO
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Página 235
Nombre: Caracterización microscópica de hongos Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
1. PROPÓSITO
Hacer una diferenciación entre géneros y definir especies de hongos.
2. ALCANCE
Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier
persona que realice una investigación acerca del tema dentro del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
a. Preparar las muestras a caracterizar, así como todo el material a utilizar.
b. Cuidar todo el equipo, cristalería y material utilizado en el laboratorio, haciéndose
responsable de cualquier daño ocasionado a este.
c. Dejar todo el material, equipo de laboratorio y cristalería en su respectivo lugar así
como también este deberá guardarse limpio y estéril según sea el caso.
d. Desechar material biológico y no biológico en su lugar específico para cada uno de
estos.
4. DEFINICIONES
• Campana de flujo laminar: La campana de flujo laminar es una cámara donde se
establece un flujo de aire vertical, a modo de cortina, que evita que las
micropartículas y aerosoles que se puedan crear al manipular los hongos o
cualquier otro microorganismo, salgan al exterior y no contaminen al manipulador
ANEXO 7
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 236
Nombre: Caracterización microscópica de hongos Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
y al ambiente, creando una barrera entre la zona donde se está manejando el hongo
o microorganismo y donde se sitúa el trabajador.
• Incinerador: adj. y s. [Aparato o instalación] donde se incinera:
incineradora de desperdicios.
• Medios de cultivo: es el conjunto de nutrientes y sustratos que permiten el
crecimiento la multiplicación y el aislamiento de las diferentes especies
microbiológicas para llegar a su identificación y otros estudios complementarios.
Un medio de cultivo mínimo debe tener: agua, una fuente de carbono, una fuente
de nitrógeno y una sal para mantener estable la concentración de iones.
• Asas: Las asas básicamente son alambres unidos a un mango que permite
manipularlas. El alambre puede ser de diferente material, (ferro níquel, nicromo,
platino, etc.) y la forma (recta, curva, etc.,) dependiendo de la necesidad.
• Azul de lactofenol: Líquido de montaje compuesto por: fenol cristalizado 20g,
ácido láctico 20 g, glicerina 40g, agua destilada 20 ml, azul de algodón 0,1 g. Para
prepararlo se disuelven los componentes y se calienta suavemente. El azul de
algodón se agrega al final.
• Cubreobjetos: Fina lámina de vidrio o plástico en forma cilíndrica, con una base
ancha y poca altura, se usa para pruebas en el laboratorio. Hay de vidrio, plástico
preesterilizadas y desechables.
ANEXO 7
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 237
Nombre: Caracterización microscópica de hongos Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
• Portaobjetos: Pequeña lámina de vidrio rectangular donde se coloca la muestra
para ser examinada al microscopio. Existen Portaobjetos, con cavidades
semiesféricas de distinto diámetro de profundidad, utilizables para técnicas de
observación en vivo de microorganismos.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se
cambia o mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
No aplican
8. PROCEDIMIENTO
• Todas las superficies de trabajo se limpiarán y desinfectarán con alcohol al 70% y
desinfectante (Lysol), para llevar a cabo un adecuado aislamiento fúngico.
• Se debe de utilizar bata, guantes, cofia, mascarilla, utilizar calzado adecuado para
el uso de laboratorio y el personal con el cabello largo debe llevarlo recogido, para
evitar la contaminación en el cultivo de aislamiento. Así como también para evitar
la contaminación de la propia persona que se encuentra realizando el aislamiento
de la cepa fúngica.
ANEXO 7
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 238
Nombre: Caracterización microscópica de hongos Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
• Ya que se utilizará la campana de flujo laminar esta se limpiará y desinfectará
antes y después de su uso de adentro hacia afuera, utilizando primero algodón con
desinfectante (Lysol) y luego se pasa algodón con alcohol al 70%. Luego se
enciende la luz de UV (debe evitarse la presencia de personal de trabajo en el
laboratorio en ese momento) por un lapso aproximado de 5 minutos para terminar
con el proceso de desinfección. Y antes de utilizarla esta se pondrá en
funcionamiento de 15 a 20 minutos antes de empezar a trabajar para que se
estabilice la circulación del aire.
• Se enciende el ventilado de la campana de flujo laminar e introducir dentro de la
campana de flujo laminar todo el material el cual se va a utilizar en el proceso de
caracterización con el fin de realizar todas las manipulaciones sin tener que salir y
volver a entrar en la zona de trabajo, como: asas (en argolla, en punta y en L),
marcador rotulador (indeleble), cubreobjetos, láminas portaobjetos, frasco con
gotero con azul de lactofenol algodón con alcohol al 70% (por si ocurriera alguna
salpicadura de algún material contaminante), cajas de Petri con cultivos o muestras
a realizarles la preparación para su respectiva caracterización de la cepa fúngica y
incinerador.
• Dentro de la campana, se introducen las manos (con guantes), con la vitrina
protectora lo más abajo posible. Rotular las láminas portaobjetos (cada cepa
fúngica que se caracterizará, se identifica con un código o nombre).
• Se esteriliza el asa a utilizar, con el incinerador, luego que se enfríe el asa, se
coloca unas 2-3 gotas de azul de lactofenol en la lámina portaobjeto, y a
continuación: con el asa se toma un poco de muestra, seleccionada para la
ANEXO 7
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 239
Nombre: Caracterización microscópica de hongos Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
caracterización, se raspa ligeramente la colonia y se deposita la muestra sobre la
lámina portaobjetos con el azul de lactofenol tratando de depositar la mayor
cantidad de muestra sobre la lámina realizando movimientos circulares con el asa y
luego se le coloca un cubreobjetos por encima de la lámina portaobjetos (tratando
de evitar la formación de burbujas).
• Se esteriliza de nuevo el asa en el incinerador y se espera a que se enfríe para
realizar otra preparación.
• Las cajas de Petri con cultivos o muestras a las que se les realizó la preparación
para su respectiva caracterización de la cepa fúngica, se protegen con papel
parafilm para evitar su contaminación y se guardan en incubadora a 26 °C para su
conservación.
• Se limpia y desinfecta la campana de flujo laminar, con el paso anteriormente
mencionado, y se guardará todo el material utilizado en su respectivo lugar.
• Los guantes, cofia y mascarilla serán desechados (en un lugar adecuado para este
tipo de material) antes de salir del área de trabajo.
• Inmediatamente después de quitarse los guantes, se realizará un lavado de
manos.
• Las láminas preparadas, se observan al microscopio para ver sus características
morfológicas y se utilizan claves dicotómicas disponibles para la identificación.
ANEXO 7
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 240
Nombre: Caracterización microscópica de hongos Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
9. DIAGRAMA DE FLUJO
Todas las superficies de trabajo se limpiarán y desinfectarán, para llevar a cabo una adecuada
caracterización microscópica fúngica.
Se debe tomar todas las medidas de seguridad correspondientes (usar bata, guantes, mascarilla etc.)
Al usar la campana de flujo laminar esta se limpiará y desinfectará antes y después de su uso, utilizando Lysol,
alcohol al 70% y luz UV por 5 min.
Se apaga la luz UV e inmediatamente se enciende el ventilado de la campana de gases. Se introduce dentro de
esta todo el material de trabajo a utilizar.
Rotular las láminas portaobjetos (cada una con el nombre de la cepa fúngica a realizarle la preparación para su
caracterización).
Se esteriliza el asa a utilizar, con el incinerado, y se coloca unas 2-3 gotas de azul de lactofenol en la lámina
portaobjeto.
Se toma un poco de muestra con el asa ya fría, y se coloca sobre la lámina portaobjetos con azul de
lactofenol y se cubre con un cubreobjetos.
Se esteriliza el asa de nuevo y se espera a que se enfríe para realizar otra preparación. Se guardan las cajas de
Petri utilizadas en la incubadora a 26°C para su conservación.
Se limpia y desinfecta la campana de flujo laminar, con el paso anteriormente mencionado, y se guardará todo el material utilizado. Se descarta guantes, mascarilla. Y se procede a un lavado de manos.
Las láminas preparadas, se observan al microscopio para ver sus características morfológicas y se utilizan claves dicotómicas disponibles para la identificación de la cepa fúngica.
ANEXO 7
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 241
Nombre: Caracterización microscópica de hongos Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
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10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Microbiológico de referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencias y Tecnología, como parte del Informe Final proyecto FODECYT 40-2007.
ANEXO 8
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 242
Nombre: Cultivo en lamina Código de procedimiento
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
1. PROPÓSITO
Estandarizar la metodología para realizar los cultivos en lamina de muestras fúngicas.
2. ALCANCE
Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación, tesistas,
etc. del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
a. El responsable del proceso debe revisar que todo el material y el equipo a utilizar
se encuentre disponible.
b. El responsable debe de tener cuidado de identificar y realizar el procedimiento de
manera ordenada y limpia
4. DEFINICIONES
Agar Sabouraud: Medio de cultivo
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
No aplican.
8. PROCEDIMIENTO
• Tome Una caja de Petri con Agar Saboraud y corte cuadritos de 1/2 cm por lado. Nota: el medio no debe haber sido inoculado.
• Tome el cuadrito de agar con asa estéril y colóquelo sobre el portaobjetos que se
encuentra en la caja de Petri de vidrio sobre una varilla en V.
ANEXO 8
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 243
Nombre: Cultivo en lamina Código de procedimiento
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
• Inocular el centro de cada uno de los extremos del cuadrito de agar con el hongo a investigar con un asa en L o en punta.
• Cubrir el agar inoculado con el cubreobjetos que se encuentra estéril dentro de la
caja de Petri de vidrio.
• Añada 8ml de agua destilada estéril a la caja de cultivo sobre el papel filtro, resbalado por las paredes de la caja.
• Incubar a 25°C hasta que aparezca esporulación.
• Al haber esporulación, levante cuidadosamente el cubreobjetos con una pinza
estéril y colóquelo sobre una superficie plana con el cultivo hacia arriba.
• Coloque una gota de azul de lactofenol sobre un portaobjetos limpio y encima coloque el cubreobjetos. (El cultivo debe ir hacia abajo en contacto con el azul de lactofenol).
• Descarte el trocito de agar con un asa en espátula o en L en un recipiente.
• Añada una gota de azul de lactofenol sobre el cultivo en el portaobjetos y coloque
un cubreobjetos encima.
• Remueva el exceso de colorante y selle la preparación con esmalte de uñas transparente.
• Coloque y Observe al microscopio para su identificación.
ANEXO 8
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 244
Nombre: Cultivo en lamina Código de procedimiento
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
9. DIAGRAMA DE FLUJO
ANEXO 8
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 245
Nombre: Cultivo en lamina Código de procedimiento
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
• Laboratorio Microbiológico de Referencia, para uso del personal.
• Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final
Proyecto FODECYT 40-2007.
ANEXO 9
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 246
Nombre: Conservación de cepas fúngicas en aceite mineral Código de procedimiento
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
1. PROPÓSITO
Estandarizar la metodología para conservar cepas fúngicas en aceite mineral.
2. ALCANCE
Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación, tesistas,
etc. del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
a. El responsable del proceso debe revisar que todo el material y el equipo a utilizar
se encuentre disponible.
b. El responsable debe de tener cuidado de tener el cuidado de identificar y realizar el
procedimiento de manera ordenada y limpia
4. DEFINICIONES
a. Cepa: Grupo de organismos dentro de una especie o variedad.
b. Conservación: conjunto de procedimientos y medidas destinadas a
asegurar, por una parte, la prevención de posibles alteraciones físicas en las
cepas a fin de mantenerlas viables para su uso posterior
c. Aceite mineral: Aceite derivado del petróleo o de una fuente mineral, a
diferencia de algunos aceites que tienen origen en plantas y animales.
d. Lysol: Solución aceitosa clara de color marrón desinfectante y antiséptico
utilizado en medicina y uso domestico
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
ANEXO 9
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 247
Nombre: Conservación de cepas fúngicas en aceite mineral Código de procedimiento
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
No aplican.
8. PROCEDIMIENTO
Consideraciones previas
La cepa fúngica se guarda como cultivo activo en el medio de cultivo que ha crecido.
Sin embargo, estas células no pueden permanecer indefinidamente en el mismo tubo,
debido a que por su actividad excretan productos tóxicos del metabolismo que se
acumulan, provocando el envejecimiento y muerte celular.
Al utilizar este método es aconsejable retardar el envejecimiento y alargar los
periodos entre dos resiembras: disminuyendo la cantidad de inóculo; rebajando la
proporción de algunos nutrientes en el medio de cultivo; inoculando en picadura los
microorganismos que son anaerobios facultativos, debido a que el crecimiento en
presencia de oxígeno es más rápido y origina productos generalmente tóxicos; y
almacenando los cultivos de 4ºC-8ºC.
Se suele recubrir el crecimiento con una capa de aceite mineral estéril. Con esto se
consigue evitar en la medida de lo posible la desecación del medio de cultivo, que podría
ser tóxico para las células al aumentar su concentración.
ANEXO 9
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 248
Nombre: Conservación de cepas fúngicas en aceite mineral Código de procedimiento
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
Conservación por transferencia periódica.
1. Preparación del medio de cultivo
a. Preparar 2 tubos en slant por cada cepa a conservar de Agar Saboraud en
tubos de cultivo con tapón de rosca de 13x100 o 16x100.
b. Añadir de 4 a 5 ml del medio de cultivo. (Importante: El slant debe estar
a 2cm del tapón del tubo de cultivo y tener un fondo de 2cm)
c. Dejar incubando los tubos por 24 horas a temperatura ambiente (25-26˚C),
para comprobar que no exista contaminación en ninguno de ellos.
d. Descartar los tubos que presenten algún tipo de contaminación y rotular el
resto de tubos con los códigos de las cepas a conservar (2 tubos por cepa).
2. Preparación del área de trabajo
a. Limpiar la campana de flujo laminar con Lysol y alcohol.
b. Encender el flujo laminar de la campana y dejar correr el aire por un
tiempo aproximado de 15 minutos antes de comenzar a trabajar. Recuerde
encender el incinerador.
3. Siembra de la cepa en tubo
a. Esterilizar un asa en punta introduciéndola dentro del incinerador hasta que
alcancen un color rojo fuego.
b. Dejar enfriar el asa por un tiempo aproximado de 1 minuto para no quemar
el inóculo que se va tomar.
c. Tomar una asada del hongo a conservar a partir de la caja de petri o tubo
donde se tiene la cepa a conservar.
d. Abrir el tubo de ensayo que contiene el medio de conservación (Nota: es
muy importante llevar un orden en los tubos para evitar confusión).
ANEXO 9
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 249
Nombre: Conservación de cepas fúngicas en aceite mineral Código de procedimiento
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
e. Inocular el slant puncionando con el asa una sola vez, cerrar el tubo y
colocar en la gradilla donde se van a tener las cepas inoculadas.
(Importante: este proceso se hace por duplicado por cada cepa que se
va conservar)
f. Retirar los tubos inoculados de la campana de flujo laminar y colocarlos en
la incubadora a 28˚C por tres días.
4. Conservación de las cepas
a. Revisar el crecimiento y pureza de las cepas. La colonia debe tener un
diámetro de 1-2 cm. Si no han alcanzado este tamaño deben permanecer en
la incubadora con un monitoreo diario para que no excedan el tamaño
permitido para su conservación.
b. Al alcanzar el tamaño indicado añadir el aceite mineral estéril resbalado
por las paredes del tubo de ensayo utilizando micropipetas Pasteur
previamente esterilizadas. Este proceso se realiza dentro de la campana por
lo que debe seguirse los pasos del 5-8 anteriormente mencionados.
c. Colocar las cepas conservadas con la técnica de aceite mineral en el lugar
seleccionado para guardar el cepario de referencia.
ANEXO 9
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 250
Nombre: Conservación de cepas fúngicas en aceite mineral Código de procedimiento
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
9. DIAGRAMA DE FLUJO Preparar 5 tubos en slant x cepa con tapón de rosca de 13x100 o 16x100.
AA1
Mediode cultivo
2 cm
Incubar tubos x 24h a temp. ambiente (25-26˚C), para descartar contaminación
Sacar los tubos y observar si existe contaminación
Rotular cada tubo con el código de la cepa que A sembrar y colocar en gradillas plásticas (Cinco tubos por cada cepa).
Limpiar la campana de flujo laminar con desinfectante (Lysol/Cloro), sino
únicamente con alcohol.
Encender el flujo laminar de la campana y dejar correr el aire por 15 min antes de comenzar a trabajar.
Encender el incinerador o el mechero bunsen hasta que caliente.
Colocar todo el material de trabajo dentro de la campana antes de sentarse a trabajar, Una vez sentado no levantarse
Esterilizar el asa hasta que se torne color rojo vivo dejando dentro del incinerador por un período de tiempo aproximado de 1 min.
Abrir la caja de Petri o el tubo de ensayo donde se tiene la cepa que se va conservar, tomar una asada de la misma, cerrar el tubo y regresar el mismo a la gradilla de donde se tomó.
Abrir el tubo de ensayo que contiene el medio de conservación y hacer el inóculo (por punción en caso de hongos y estriado en caso de bacterias) de la cepa que se este trabajando, cerrar el tubo y colocar en la gradilla donde se van a tener las cepas inoculadas.
Mediode cultivo
A
Mediode cultivo
A
Al finalizar el pase de las cepas que se estén trabajando, (por día se trabaja un aproximado de 10 cepas), se retiran de la campana de flujo laminar y se colocan en la incubadora a 28˚C los hongos y a 37˚C por 24 horas las bacterias.
En bacterias observar crecimiento y pureza al las 24hrs. En hongos observar y pureza crecimiento a los 3 dias. No debe pasar la colonia de un diámetro de 1-2 cm los hongos y haber crecimiento en el slant en las bacterias,
Al alcanzar la colonia el tamaño permitido (1-2cm/hongos, presencia de crecimiento en el slant/bacterias) se procede a añadir el aceite mineral estéril resbalado por las paredes del tubo de ensayo utilizando micropipetas Pasteur previamente esterilizadas.
Colocar las cepas conservadas con la técnica de aceite mineral en el lugar seleccionado para guardar el cepario de referencia.
Repetir este proceso con todas las cepas que se desee conservar e incluir al cepario de referencia.
Medio:Agar Sabouraud o cerebro corazón(4 a 5 ml x tubo).
El aceite mineral debe quedar 1 cm
por arriba del slant. Este proceso se realiza dentro de la campana por lo que debe seguirse los pasos del 5-8
anteriormente mencionados.
AA1
Mediode cultivo
ANEXO 9
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 251
Nombre: Conservación de cepas fúngicas en aceite mineral Código de procedimiento
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
• Laboratorio Microbiológico de Referencia, para uso del personal.
• Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final Proyecto
FODECYT 40-2007.
ANEXO 10
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 252
Nombre: Uso del hidrómetro Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
1. PROPÓSITO
Estandarizar el uso y manejo adecuado del hidrometro.
2. ALCANCE
Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier
persona que realice una investigación acerca del tema dentro del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
a. Cuidar el equipo (hidrómetro), haciéndose responsable de cualquier daño
ocasionado a este.
b. Revisar el equipo (hidrómetro) antes y después de su uso, para observar que se
encuentre en buen estado antes y después de utilizarlo.
c. Usar el equipo (hidrómetro), de manera ordenada y limpia siguiendo los pasos
adecuados según el procedimiento.
d. Guardar el equipo (hidrómetro), en un lugar adecuado y fresco al terminar su uso.
4. DEFINICIONES
• Hidrómetro: Instrumento que realiza mediciones rápidas de humedad y
temperatura.
• Temperatura: La temperatura es una medida del calor o energía térmica de las
partículas en una sustancia.
ANEXO 10
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 253
Nombre: Uso del hidrómetro Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
• Humedad relativa: es el cociente en la humedad absoluta y la cantidad máxima
de agua que admite el aire por unidad de volumen. Se mide en tantos por ciento y
está normalizada de forma que la humedad relativa máxima posible es el 100%.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
No aplican.
8. PROCEDIMIENTO
Uso del hidrómetro en el área o ambiente interior
• Antes de utilizar el hidrómetro se observa que este se encuentre en buen estado,
qué funcione correctamente y que la batería tenga carga.
• Para el área o ambiente interior se selecciona un punto fresco y central (del área o
lugar a muestrear), en donde colocar el hidrómetro y que no se vea afectado por
ningún equipo, o material que afecte los datos (temperatura y humedad relativa)
que proporcionará el hidrómetro.
• Ya seleccionada el área en donde se posicionará el hidrómetro, este se enciende y
se coloca.
ANEXO 10
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 254
Nombre: Uso del hidrómetro Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
• Luego se espera aproximadamente unos 5-10 minutos hasta que se estabilice el
hidrómetro para proceder con la lectura de los resultados.
• Ya transcurrido el tiempo, se anotan los resultados de la temperatura y de la
humedad relativa obtenidos con el hidrómetro.
Uso del hidrómetro en el área o ambiente exterior
• Antes de utilizar el hidrómetro se observa que este se encuentre en buen estado,
qué funcione correctamente y que la batería tenga carga.
• Para el área o ambiente exterior se selecciona un punto fresco y central (del área o
lugar a muestrear), en donde colocar el hidrómetro y que no se vea afectado por el
sol, vegetación, o algún otro material, que afecte los datos (temperatura y humedad
relativa) que proporcionará el hidrómetro.
• Ya seleccionada el área en donde se posicionará el hidrómetro, este se enciende y
se coloca.
• Luego se espera aproximadamente unos 5-10 minutos hasta que se estabilice el
hidrómetro para proceder con la lectura de los resultados.
• Ya transcurrido el tiempo, se anotan los resultados de la temperatura y de la
humedad relativa obtenidos con el hidrómetro.
ANEXO 10
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 255
Nombre: Uso del hidrómetro Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
9. DIAGRAMA DE FLUJO
Antes de utilizar el hidrómetro se observa que este se encuentre en buen estado, qué funcione correctamente y que la batería tenga carga.
Área
Área
Se selecciona un punto fresco y central (del área o lugar a muestrear), en donde colocar el hidrómetro y que no se vea afectado por ningún equipo, o material que afecte los datos (temperatura y humedad relativa).
Se selecciona un punto fresco y central (del área o lugar a muestrear), en donde colocar el hidrómetro y que no se vea afectado por el sol, vegetación, o algún otro material, que afecte los datos (temperatura y humedad relativa).
Ya seleccionada el área en donde se posicionará el hidrómetro, este se enciende y se coloca.
Luego se espera aproximadamente unos 5-10 minutos hasta que se estabilice el hidrómetro para proceder con la lectura de los resultados.
Se anotan los resultados de la temperatura y de la humedad relativa obtenidos con el hidrómetro.
ANEXO 10
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 256
Nombre: Uso del hidrómetro Código de procedimiento
Elaboró: Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
• Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.
• Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final
Proyecto FODECYT 40-2007.
ANEXO 11
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 257
Nombre: Reaislamiento de bacterias Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín R. Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
1. PROPÓSITO
Estandarizar la metodología para el reaislamiento de bacterias.
2. ALCANCE
Este procedimiento va dirigido al personal que labora en el –LAMIR- (Laboratorio
Microbiológico de Referencia), como personal de investigación, tesistas, técnicos, etc.
3. RESPONSABILIDADES
El responsable del proceso debe:
a. Revisar que todo el material y equipo a utilizar este disponible
b. Trabajar en un lugar limpio y desinfectado previamente con un algodón con Lysol,
seguido con alcohol al 70%.
c. Limpiar el área de trabajo.
4. DEFINICIONES
Incinerador: (Aparato o instalación), donde se incinera: incineradora de desperdicios.
Asa en argolla: Alambre unido a un mango que permite manipularlo. El alambre
forma en la punta una argolla y puede ser de diferente material (hierro, niquel,
nicromo, platino, etc.)
Medio de cultivo Mackonkey: Este medio se utiliza para el aislamiento de bacilos
Gram negativos de fácil desarrollo, aerobios y anaerobios facultativos. Permite
diferenciar bacterias que utilizan o no, lactosa en muestras clínicas, de agua y
alimentos.
ANEXO 11
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 258
Nombre: Reaislamiento de bacterias Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín R. Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
Medio de cultivo Manitol Sal: Medio de cultivo selectivo y diferencial, utilizado para
el aislamiento y diferenciación de estafilococos. Es recomendado para el aislamiento
de estafilococos patogénicos a partir de muestras clínicas, alimentos, productos
cosméticos y otros materiales de importancia sanitaria.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado una vez al año, y el responsable de editar, revisar y
actualizar este -POE- es el profesional encargado del –LAMIR-.
En el caso de cambiar o mejorar el sistema administrativo y operativo del laboratorio
se revisirá nuevamente.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
Torres, Miguel Francisco. Manual Práctico de Bacteriología Médica. Editorial
Serviprensa C.A. Guatemala. 1996. pág. 39-40.
8. PROCEDIMIENTO
Aislamiento de Bacterias
a. Preparar las cajas de petri con medio Manitol Sal o Mackonkey, según sea
el caso.
ANEXO 11
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 259
Nombre: Reaislamiento de bacterias Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín R. Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
b. Desinfectar la campana de flujo laminar con desinfectante Lysol y Alcohol
al 70%.
c. Colocar todo el material dentro de la campana de flujo laminar: medios de
cultivo, cepas a reaislar, asa de nicromo en argolla.
d. Proceder a calentar el asa en argolla en el incinerador hasta que alcanceuna
coloración anaranjada.
e. Al enfriar el asa proceder a tomar la muestra, una colonia aislada que haya
crecido bien.
f. Tomar la caja con el medio de cultivo en el cual se va a reaislar la bacteria.
g. Abrir la caja y proceder a estriar aproximadamente 0.5 cm en el borde de la
caja de petri.
h. Cerrar la caja de petri, e incinerar nuevamente el asa hasta que se elimine
los residuos y tome una coloración anaranjado.
i. Abrir nuevamente la caja de petri y proceder a la segunda estriada, donde
se toca ligeramente el inoculko original y se procede como se observa la
imagen.
j. Proceder igual al inciso “h”.
k. Abrir la caja de petri y proceder a la tercera estriada, donde se debe tocar
ligeramente el inoculo de la segunda estriada y cubrir toda la superficie
libre de medio sin tocar al final el inóculo original.
ANEXO 11
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 260
Nombre: Reaislamiento de bacterias Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín R. Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
9. DIAGRAMA DE FLUJO
1. Con el asa en argolla estéril estriar el inóculo original de aproximadamente 0.5 cm en el
borde de la caja de petri.
2. Incinerar el asa de nicromo al terminar el inóculo original.
3. Realizar la segunda estriada cruzada, donde se debe tocar ligeramente el inóculo original
Realizar el Paso No. 2
5. Realizar la tercera estriada, donde se debe tocar ligeramente la segunda estriada y cubrir toda la caja sin tocar el inóculo original.
ANEXO 11
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 261
Nombre: Reaislamiento de bacterias Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín R. Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
• Profesional encargado del LAMIR
• Profesionales de planta y tecnicos.
ANEXO 12
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 262
Nombre: Procedimiento para Tinción de Gram Código de procedimiento
Elaboró: Lucía Lisbeth Pernilla Cardona y Jeimy Alexandra Quan Lam
Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
1. PROPÓSITO
Que el personal de laboratorio realice un procedimiento estandar con la finalidad de
disminuir errores o alterar resultados.
2. ALCANCE
Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación y tesistas
del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
El responsable del proceso debe:
a. Revisar que todo el material y el equipo a utilizar se encuentre disponible, y
verificar fechas de vencimiento de reactivos a utilizar.
b. Realizar el procedimiento de manera ordenada y limpia.
4. DEFINICIONES
Tincion de Gram (Coloración Gram): Es un tipo de tinción diferencial empleado en
microbiología para la visualización de bacterias, sobre todo en muestras clínicas. Se
utiliza tanto para poder referirse a la morfología celular bacteriana como para poder
realizar una primera aproximación a la diferenciación bacteriana, considerándose
Bacteria Gram positiva a las bacterias que se visualizan de color violeta y Bacteria
Gram negativa a las que se visualizan de color rosa.
ANEXO 12
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 263
Nombre: Procedimiento para Tinción de Gram Código de procedimiento
Elaboró: Lucía Lisbeth Pernilla Cardona y Jeimy Alexandra Quan Lam
Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
Reactivos:
Cristal violeta: El cristal violeta (colorante catiónico) penetra en todas las células
bacterianas (tanto Gram positivas como Gram negativas).
Lugol: Está formado por I2 (yodo) en equilibrio con KI (yoduro de potasio), el cual
está presente para solubilizar el yodo. El I2 entra en las células y forma un complejo
insoluble en solución acuosa con el cristal violeta.
Alcohol acetona: Sirve para realizar la decoloración, ya que en la misma es soluble el
complejo I2/cristal violeta. Los organismos Gram positivos no se decoloran, mientras
que los Gram negativos sí lo hacen.
Safranina: Sirve para hacer una tinción de contraste que pone de manifiesto las
bacterias Gram negativas.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado una vez al año. En el caso de cambiar o mejorar el
sistema administrativo y operativo del laboratorio se revisirá nuevamente.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
Torres, Miguel Francisco. Manual Practico de Bacteriologia Medica. Editorial
Serviprensa C.A Guatemala, Guatemala1996. paginas 35 a 38.
ANEXO 12
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 264
Nombre: Procedimiento para Tinción de Gram Código de procedimiento
Elaboró: Lucía Lisbeth Pernilla Cardona y Jeimy Alexandra Quan Lam
Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
8. PROCEDIMIENTO
Preparación del frotis bacteriano:
a. Preparar los frotis bacterianos en la campana con flujo laminar la cual debe ser
previamente limpiada con desinfectante (Lysol y alcohol al 70 %) de la mayor
asepsia posible.
b. Seguidamente se toma la muestra con un asa de nicromo en argolla la cual se
introduce en el incinerador hasta que este tome un color rojo y asegurándose
que se quemen bien los residuos que contenga el asa para evitar la
contaminación (aproximadamente 1 o 2 minutos) . Tener cuidado de que no se
sobre caliente el mango.
c. Colocar una gota de agua destilada sobre un porta objeto y tomar una asada de
la muestra la cual se debe disolver en esta.
d. Dejar fijar al aire o fijar al mechero (si utiliza el mechero tener cuidado de no
quemar la muestra). Sobre una bandeja con varillas colocar los portaobjeto.
e. Agregar cristal violeta y dejarlo actuar por 20 segundos.
f. Lavar por 2 segundos con agua del chorro.
g. Agregar lugol por 1 minuto.
h. Decolorar con alcohol gota a gota (3 a 4 gotas) cuidando de no decolorar el
frote.
i. Lavar el frote por 2 segundos.
j. Agregar safranina por 20 segundos.
k. Lavar por 2 segundos.
l. Dejar secar al aire.
ANEXO 12
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 265
Nombre: Procedimiento para Tinción de Gram Código de procedimiento
Elaboró: Lucía Lisbeth Pernilla Cardona y Jeimy Alexandra Quan Lam
Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
9. DIAGRAMA DE FLUJO
ANEXO 12
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 266
Nombre: Procedimiento para Tinción de Gram Código de procedimiento
Elaboró: Lucía Lisbeth Pernilla Cardona y Jeimy Alexandra Quan Lam
Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
• Profesional encargado del LAMIR
• Profesionales de planta y tecnicos.
ANEXO 13
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 267
Nombre: Prueba de catalasa Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
1. PROPÓSITO
Estandarizar la metodología para realizar la prueba de catalasa.
2. ALCANCE
Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación y tesistas
del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
El responsable del proceso debe:
a. Revisar que todo el material y el equipo a utilizar se encuentre disponible.
b. Realizar el procedimiento de manera ordenada y limpia.
c. Evitar cualquier tipo de contaminación a las cepas analisadas.
4. DEFINICIONES
Catalasa: Enzima que se encuentra en la mayoría de bacterías aerobias y anaerobias
que contienen citocromo.
Peroxido de hidrogeno (H2O2) : Producto terminal oxidativo de la descomposición
aeróbica de los azúcares.
Peroxidasa: Enzima que se encuentra en la mayoría de bacterias anaerobias
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado una vez al año. En el caso de cambiar o mejorar el
sistema administrativo y operativo del laboratorio se revisirá nuevamente.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
ANEXO 13
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 268
Nombre: Prueba de catalasa Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
Bran Gonzales M. et al Manual de pruebas de laboratorio para la identificación de
bacterias, Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia, Universidad San Carlos de
Guatemala, Guatemala,2005.
8. PROCEDIMIENTO
a. Preparar todo el material a utilizar: muestra de cultivo bacteriano, reactivo
de peróxido de hidrogeno (a temperatura ambiente), asa en argolla y
portaobjetos. Limpiar el área de trabajo con alcohol, dejar secar y encender
el mechero.
b. Esterilizar el asa de nicromo en argolla colocándola sobre la llama azul del
mechero en un ángulo de 45º hasta que alcance una coloración roja.
Esperar que se enfríe en el porta asas.
c. Colocar una gota de peróxido de hidrogeno en un portaobjeto limpio.
d. Tomar una asada de la muestra bacteriana a analizar con el asa de nicromo
estéril y colocarla sobre la gota de peróxido de hidrogeno.
e. La aparición inmediata de burbujas en la superficie (formación de
oxígeno) confirmarán un resultado positivo. Una prueba negativa no
formará burbujas.
f. Volver a esterilizar el asa de nicromo y descartar el portaobjetos en un
recipiente con desinfectante.
ANEXO 13
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 269
Nombre: Prueba de catalasa Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
9. DIAGRAMA DE FLUJO
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
• Profesional encargado del LAMIR
• Profesionales de planta y tecnicos.
4 Esterilizar de nuevo todo el material y descartar
el portaobjetos en un recipiente con desinfectante.
1 Preparar todo el material a utilizar H2O2 + + +
3 Colocar una asada de la muestra sobre
la gota de peróxido de hidrogeno.
POSITIVO: aparición inmediata de
2 Colocar una gota de peroxido de
hidrogeno en un portaobjeto limpio.
H2O2
H2O2
ANEXO 14
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 270
Nombre: Prueba de la oxidasa Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín R. Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
1. PROPÓSITO
Estandarizar la metodología para la determinación de la presencia de la enzima
oxidasa.
2. ALCANCE
Este procedimiento va dirigido al personal que labora en el –LAMIR- (Laboratorio
Microbiológico de Referencia), como personal de investigación, tesistas, técnicos, etc.
3. RESPONSABILIDADES
El responsable del proceso debe:
a. Revisar que el material a utilizar y equipo este disponible
b. De trabajar en un lugar limpio y desinfectado previamente con un algodón con
Lysol, seguido con alcohol al 70%.
c. Después el responable debe limpiar el área de trabajo.
4. DEFINICIONES
Oxidasa: es un a enzima que cataliza una reacción de oxidación/reducción
envolviendo oxígeno molecular (O2) como aceptor de electrones.
Prueba de oxidasa: Se basa en la producción bacteriana de la enzima intracelular
(oxidasa). La reacción se debe a que el sistema de citocromo oxidasa activa la
oxidación del citocromo reducido por el medio de oxígeno molecular. Las bacterias
aeróbicas obtienen su energía a través de la respiración, proceso responsable de la
oxidación de varios sustratos. La oxidasa cataliza la, remoción de hidrógeno de un
sustrato utilizando únicamente oxígeno como aceptor de hidrógeno.
Incinerador: (Aparato o isntalación), donde se incinera: incineradora de desperdicios.
ANEXO 14
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 271
Nombre: Prueba de la oxidasa Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín R. Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
Asa en argolla: Alambre unido a un mango que permite manipularlo. El alambre
forma en la punta una argolla y puede ser de diferente material (hierro, niquel,
nicromo, platino, etc.)
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado una vez al año, y el responsable de editar, revisar y
actualizar este -POE- es el profesional encargado del –LAMIR-.
En el caso de cambiar o mejorar el sistema administrativo y operativo del laboratorio
se revisirá nuevamente.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
Bran, María del Carmen.et.al.Manual de pruebas de laboratorio para la identificación
de bacterias, Univesidad de San Carlos de Guatemala (USAC), Facultad de Ciencias
Químicas y Farmacia, Guatemala, 2005, pag.290.
8. PROCEDIMIENTO
a) Se desinfecta el área con LYSOL y Alcohol al 70%.
b) Se coloca el material dentro de la campana de flujo laminar previamente
desinfectada.
ANEXO 14
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 272
Nombre: Prueba de la oxidasa Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín R. Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
c) Se calienta el asa en argolla en el incinerador, hasta que tome una color anaranjado.
d) Se espera a que se enfríe el asa en argolla y se toma de la caja de petri una colonia
aislada y que haya crecido bien.
e) Aplicar la colonia sobre la zona reactiva de la tira de la prueba de oxidasa y frotar
con el asa con muestra.
f) Al cabo de aproximadamente 20 a 60 segundos comparar con la escala colorimétrica
g) Después de usar, las varillas indicadoras deben de eliminarse de la misma manera
que el material bacteriano.
Negativo Positivo Positivo
ANEXO 14
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 273
Nombre: Prueba de la oxidasa Código de procedimiento
Elaboró: María Andrea Marroquín R. Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: marzo de 2009 Fecha de revisión: marzo de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
9. DIAGRAMA DE FLUJO
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
• Profesional encargado del LAMIR
• Profesionales de planta y tecnicos.
Con el asa en argolla tomar del medio de cultivo una colonia aislada
Aplicar la colonia sobre la zona reactiva y frotar con el asa en argolla.
Al cabo de 20 a 60 segundos aproximadamente comparar con la escala
métrica.
ANEXO 15
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 274
Nombre: Crystal Gram Positivo Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
1. PROPÓSITO
Estandarizar la metodología para realizar la prueba Crystal para la identificación de
bacterias aerobias gram positivo.
2. ALCANCE
Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación y tesistas
del LAMIR involucrados en la caracterización bacteriana.
3. RESPONSABILIDADES
El responsable del proceso debe:
a. Revisar que todo el material y el equipo a utilizar se encuentre disponible.
b. Realizar el procedimiento de manera ordenada y limpia.
c. Evitar cualquier tipo de contaminación a las cepas analizadas.
4. DEFINICIONES
a. CRYSTAL (gram +): es un sistema estandarizado para la identificación de
Bacterias Gram +. Consiste en una plantilla con microtubos conteniendo reactivos
fluorogénicos y cromogénicos, deshidratados que reaccionan, al agregar una
suspensión bacteriana. Permite la realización de 30 pruebas bioquímicas a partir de
una única colonia bacteriana.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
ANEXO 15
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 275
Nombre: Crystal Gram Positivo Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado una vez al año. En el caso de cambiar o mejorar el
sistema administrativo y operativo del laboratorio se revisirá nuevamente.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
Inserto del sistema de identificación de bacterias patógenas entericas/ no
fermentadoras, BD System BBL Crystal .
ANEXO 1 Tabla de lectura Gram Positivo
Tests Componentes activos RESULTADO
NEGATIVOS
RESULTADO
POSITIVOS
FCT Control negativo fluorescencia
FGC 4MU-βD-glucosido
FVA L-valina-AMC
FPH L-fenilalanina-AMC
FGS 4MU-αD-glucosido
FPY L-ácido piroglutamico-AMC
FTR L-triptofano-AMC
FAR L-arginina-AMC
FGA 4MU-N-acetil-β-D-glucosamina
FHO 4MU-fosfato
FGN 4MU-β-D-Glucoronido
FIS L-isoleucina-ACM
Fluorescencia azul menor a la
del control
Fluorescencia azul mayor a la del control
ANEXO 15
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 276
Nombre: Crystal Gram Positivo Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
TRE Trehalosa
LAC Lactosa
MAB Metil-α&β-glucosido
SUC Sucrosa
MNT Manitol
MTT Maltotriosa
ARA Arabinosa
GLR Glicerol
FRU Fructosa
BGL p-n-p-β-D-glucosido
PCE p-n-p-β-D-celobiosido
PLN Prolina & Leucina p-nitroanilida
PHO p-n-p-fosfato
PAM p-n-p-α-D-Maltotiosa
PGO ONPG & p-n-p-α-D-galatosa
URE Urea Amarillo verde Aqua azul
ESC Esculina Transparente claro Café marrón
ARG Arginina Amarillo grisaceo Morado
8. PROCEDIMIENTO
A. PREPARACIÓN
a. Cerciorarse que las cepas a analizar son gram positivo y anotar la morfología microscopica (cocos, bacilos).
b. Sacar las tapas de la bolsa e identifiquelas. c. Tome un tubo de inóculo e identifiquelo con el codigo de la cepa a
muestrear.
Amarillo Dorado
Naranja Rojo
Amarillo
Incoloro
ANEXO 15
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 277
Nombre: Crystal Gram Positivo Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
B. PREPARACIÓN DEL INOCULO
d. Tome con un asa en argolla esteril una colonia grande bien aislada y
suspenda en el tubo de inóculo BBL Crystal . e. Cierre el tubo y agitelo. f. Tome una base e identifiquela
C. INOCULACIÓN DE LA BASE
g. Vierta todo el contenido del fluido del inóculo en el área objetivo de la base.
h. Sostenga la base con ambas manos y mueva el inóculo suavemente de un lado para otro a lo largo de las pistas hasta que se hayan llenado todos los pocillos.
i. Haga retroceder cualquier líquido sobrante del área objetivo. j. Coloque la tapa sobre la base. Apriete hasta percibir cierta resistencia y la
tapa encaje en su lugar. Debe escuchar un “click”. k. Coloque los paneles en las bandejas de incubación mirando hacia abajo. l. Incube por 18-24hrs a 35º - 37º C.
D. LECTURA E INTERPRETACIÓN
m. Leer el panel mirando hacia abajo según la tabla de lectura. (anexo 1) n. Registre los resultados en el cuadernillo de informes BBL Crystal. o. Sume los valores correspondientes a los test positivos para determinar el
perfil númerico. p. Introducir los resultados junto con los de la morfología del gram realizados
anteriormente en el software de BBL Crystal para la identificación de los microorganismos.
ANEXO 15
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 278
Nombre: Crystal Gram Positivo Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
9. DIAGRAMA DE FLUJO
ANEXO 15
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 279
Nombre: Crystal Gram Positivo Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
• Profesional encargado del LAMIR
• Profesionales de planta y tecnicos.
ANEXO 16
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 280
Nombre: Crystal Gram Negativos Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
1. PROPÓSITO
Estandarizar la metodología para realizar la prueba BBL Crystal Enteric/Nonfermenter
para la identificación de bacterias aerobias gram negativas pertenecientes a la familia
Enterobacteriaceae así como a los bacilos gram negativo fermentadores y no
fermentadores de la glucosa.
2. ALCANCE
Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación y tesistas
del LAMIR involucrados en la caracterización bacteriana.
3. RESPONSABILIDADES
El responsable del proceso debe:
a. Revisar que todo el material y el equipo a utilizar se encuentre disponible.
b. Realizar el procedimiento de manera ordenada y limpia.
c. Evitar cualquier tipo de contaminación a las cepas analizadas.
4. DEFINICIONES
a. Enterobacteriaceae: Familia que comprende a los bacilos gram negativo
patogenos del tracto gastro intestinal.
b. Prueba oxidasa: prueba para determinar la producción bacteriana de la
enzima intracelular oxidasa.
c. Prueba indol: prueba para distinguir las bacterias capaces de producir
indol por medio de la enzima triptofanasa.
ANEXO 16
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 281
Nombre: Crystal Gram Negativos Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado una vez al año. En el caso de cambiar o mejorar el
sistema administrativo y operativo del laboratorio se revisirá nuevamente.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
Inserto del sistema de identificación de bacterias patógenas entericas/ no
fermentadoras, BD System BBL Crystal .
ANEXO 1 (Tabla de lectura Crystal E/ NF) Tests Componentes
Activos
Reacción enzimas RESULTADO
NEGATIVO
RESULTADO
POSITIVO ARA Arabinosa
MNS Manosa
SUC Sacarosa
MEL Melibiosa
RHA Rammosa
SOR Sorbitol
MNT Manitol
ADO Adonitol
GAL Galactosa
Utilización de carbohidratos produce un
descenso de pH y un cambio del
indicador (rojofenol)
Naranja Rojo
Dorado Amarillo
ANEXO 16
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 282
Nombre: Crystal Gram Negativos Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
INO Inositol
PHO p-n-p-fosfato
BGL p-n-p-a βglucósido
NPG p-n-p-a βgalactósido
PRO Prolina nitroanilida
BPH p-n-p-bis-fosfato
BXY p-n-p-xilósido
AAR p-n-p-a arabinósido
PHC p-n-p-fosforilcolina
GLR p-n-p-glucurónico
NAG p-n-p-N-acetil
glucosamidina
GGL γ-L-glutamil p-
nitroanilida
ESC Esculina Hidrólisis de la esculina
presenta precipitado
negro
Transparente/Paja
Pardo/Marrón
PHE p-nitro-DL-fenilalanina Desaminación oxidativa
de la fenialanina
Amarillo Dorado/ naranja
oscuro
URE Urea Hidrólisis urea y cambio
del indicador de pH
GLY Glicina Amarillo Turquesa
CIT Citrato verde Azul
MLO Ácido malónico
TTC Cloruro de trifenil
tetrazolio
Reducción del
compuesto tetrazolio
Transparente Rosa/ rojo
ARG Arginina Catabolismo Amarillo Rojo
LYS Lisina anaerobio Amarillo pardo Purpura
Hidrólisis enzimática del glucósido incoloro,
liberación de p-nitrofenol
Amarillo
Incoloro
Hidrólisis enzimática del sustrato incoloro,
liberación de p-nitrofenol
amarillo
Degradación del sustrato, liberación de metabolitos alcalinos
ANEXO 16
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 283
Nombre: Crystal Gram Negativos Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
8. PROCEDIMIENTO
A. PREPARACIÓN
a. Cerciorarse que las cepas a analizar son bacilos gram negativo b. Realizar las pruebas de indol y oxidasa a cada cepa a muestrear y anotar los
resultados. c. Sacar las tapas de la bolsa e identifiquelas. d. Tome un tubo de inóculo e identifiquelo con el codigo de la cepa a
muestrear. B. PREPARACIÓN DEL INOCULO
e. Tome con un asa en argolla esteril una colonia grande bien aislada y suspenda en el tubo de inóculo BBL Crystal .
f. Cierre el tubo y agitelo. g. Tome una base e identifiquela
C. INOCULACIÓN DE LA BASE h. Vierta todo el contenido del fluido del inóculo en el área objetivo de la
base. i. Sostenga la base con ambas manos y mueva el inóculo suavemente de un
lado para otro a lo largo de las pistas hasta que se hayan llenado todos los pocillos.
j. Haga retroceder cualquier líquido sobrante del área objetivo. k. Coloque la tapa sobre la base. Apriete hasta percibir cierta resistencia y la
tapa encaje en su lugar. Debe escuchar un “click”. l. Coloque los paneles en las bandejas de incubación mirando hacia abajo. m. Incube por 18-24hrs a 35º - 37º C.
D. LECTURA E INTERPRETACIÓN n. Leer el panel mirando hacia abajo según la tabla de lectura. (Anexo 1) o. Registre los resultados en el cuadernillo de informes BBL Crystal. p. Sume los valores correspondientes a los test positivos para determinar el
perfil númerico.
ANEXO 16
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 284
Nombre: Crystal Gram Negativos Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
q. Introducir los resultados junto con los de oxidasa e indol realizados anteriormente en el software de BBL Crystal para la identificación de los microorganismos.
9. DIAGRAMA DE FLUJO
ANEXO 16
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 285
Nombre: Crystal Gram Negativos Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
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10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
• Profesional encargado del LAMIR
• Profesionales de planta y técnicos.
ANEXO 17
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 286
Nombre: API Staph Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
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1. PROPÓSITO
Estandarizar la metodología para realizar la prueba del API para Staphylococcus y
otros cocos gram positivo.
2. ALCANCE
Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación y tesistas
del LAMIR involucrados en la caracterización bacteriana.
3. RESPONSABILIDADES
El responsable del proceso debe:
a. Revisar que todo el material y el equipo a utilizar se encuentre disponible.
b. Realizar el procedimiento de manera ordenada y limpia.
c. Evitar cualquier tipo de contaminación a las cepas analizadas.
4. DEFINICIONES
a. API: Sistema estandarizado que permite la identificación de bacterias de la
familia Enterobacteriaceae y otros bacilos gram negativos.
b. Prueba de la catalasa: determinación de la enzima catalasa por la
descomposición del peróxido de hidrogeno.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
ANEXO 17
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 287
Nombre: API Staph Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
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6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado una vez al año. En el caso de cambiar o mejorar el
sistema administrativo y operativo del laboratorio se revisirá nuevamente.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
ANEXO 1 Tabla de lectura API Staph Tests Componentes
activos
Reacción enzimas RESULTADO
NEGATIVO
RESULTADO
POSITIVO
0 Sin substrato Testigo negativo rojo -
GLU D-glucosa Testigo positivo
FRU D-fructosa Acidificación de D-fructosa
MNE D-manosa Acidificación de D-manosa
MAL D-maltosa Acidificación de D-maltosa rojo amarillo
LAC D-lactosa Acidificación de D-lactosa
TRE D-trehalosa Acidificación de D-trehalosa
MAN D-manitol Acidificación de D-manitol
XLT Xilitol Acidificación de Xilitol
MEL D-melibiosa Acidificación de D-melibiosa
NIT Nitrato de potasio Reducción de nitratos a nitritos Incoloro-rosa
claro
Rojo
PAL β-nafti fosfato Fosfatasa alcalina amarillo Violeta
VP Pirivato de sodio Voges Proskauer Incoloro-rosa
claro
Violeta-rosaceo
ANEXO 17
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 288
Nombre: API Staph Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
RAF D-rafinosa Acidificación de D-rafinosa
XYL D-xilosa Acidificación de D-xilosa
SAC D-sacarosa
(sucrosa)
Acidificación de D-sacarosa
(sucrosa)
rojo Amarillo
MDG Metil-α-D-
glucosamina
Acidificación de Metil-α-D-
glucosamina
NAG N-acetil-
glucosamina
Acidificación de N-acetil-
glucosamina
ADH L-arginina Arginina dihidrolasa amarillo Naranja-rojo
URE Urea UREasa amarillo Rojo-violeta
8. PROCEDIMIENTO
1. PREPARACIÓN
a. Cerciorarse que las cepas a analizar son cocos gram positivo de la familia Micrococcaceae y preparar cultivos nuevos (18-24hrs.) para realizar la prueba.
b. Realizar la prueba de la catalasa a todas las cepas. 2. PREPARACIÓN DE LA GALERIA
c. Agregar 5ml de agua desmineralizada en el fondo de una cámara de incubación y colocar la tapa.
d. Identificar la camara con el nombre de la cepa a analizar en la lengüeta lateral.
e. Sacar la galería del envase y colocar en la cámara de incubación. 3. PREPARACIÓN DEL INOCULO
f. Hacer un precultivo en Agar Columbia con 5% de sangre. (24hrs-36˚C) g. Hacer una suspensión de 0.5 de McFarland con API Staph Medium.
ANEXO 17
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 289
Nombre: API Staph Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
4.INOCULACIÓN DE LA GALERIA h. Introducir la suspensión bacteriana en los tubos de la galeria. Evitar la
formación de burbujas. i. En las pruebas ADH y URE llenar la cúpula con aceite de parafina para una
atmósfera anaerobia. j. Cerrar la camara de incubación e incubar a 36º C/ 18-24hrs.
5. LECTURA E INTERPRETACIÓN k. Leer la galería según la tabla de lectura. (Anexo 1) l. A las siguientes pruebas agregar los reactivos correspondientes:
Prueba Reactivo Tiempo lectura
Resultado positivo
Resultado negativo
VP VP1 + VP2 10 min Violeta rosaceo
Rosa palido
NIT NIT1 + NIT2 instante rojo - PAL ZYM A +
ZYM B instante Violeta -
m. Prueba no.21: Resistencia a la lisostafina
Sembrar una suspensión de 107org/ml en agar P y secar (10-20min) 36˚C
Agregar 1gt de lisostafina (200µg/ml) e Incubar de 18-24hrs (35-37˚C)
Si hay lisis total o parcial esl resultado es NEGATIVO pero si hay resistencia es decir ningun cambio el resultado es POSITIVO.
n. Determinar el perfil numerico:
Colocar el resultado del test en la hoja de resultados. Sumar los valores correspondientes a los test positivos. Indicar las 7 cifras del perfil númerico del test.
ANEXO 17
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 290
Nombre: API Staph Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
9. DIAGRAMA DE FLUJO
ANEXO 17
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 291
Nombre: API Staph Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
• Profesional encargado del LAMIR
• Profesionales de planta y tecnicos.
ANEXO 18
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 292
Nombre: API Corynebacterium Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
1. PROPÓSITO
Estandarizar la metodología para realizar la prueba del API a bacterias corineformes.
2. ALCANCE
Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación y tesistas
del LAMIR involucrados en la caracterización bacteriana.
3. RESPONSABILIDADES
El responsable del proceso debe:
a. Revisar que todo el material y el equipo a utilizar se encuentre disponible.
b. Realizar el procedimiento de manera ordenada y limpia.
c. Evitar cualquier tipo de contaminación a las cepas analizadas.
4. DEFINICIONES
a. API: Sistema estandarizado que permite la identificación de bacterias
corineformes y otros bacilos gram positivos.
b. Prueba de la catalasa: determinación de la enzima catalasa por la
descomposición del peróxido de hidrogeno.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
ANEXO 18
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 293
Nombre: API Corynebacterium Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado una vez al año. En el caso de cambiar o mejorar el
sistema administrativo y operativo del laboratorio se revisirá nuevamente.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
Inserto del sistema de identificación de bacterias corineformes, Biomérieux SA
http:// www. biomerieux. com
ANEXO 1 Tabla de lectura API Coryne Tests Componentes
Activos
Reacción enzimas RESULTADO
NEGATIVO
RESULTADO
POSITIVO
NIT Nitrato potásico Reducción de nitratos Incoloro rosa palido Rosa intenso/ rojo
PYZ Pirazina carboxamida PiraZinamidasa Incoloro/colores
palido
Marrón/naranja
PYRA Ácido piroglutámico-
βnaftilamida
Pirolidonil Arilamidasa Incoloro/naranja
palido
naranja
PAL 2-naftil-fosfato Fosfatasa alcalina Purpura
βGUR Ácido naftol-ASBI-
glucorónico
βGlucUronidasa Azul
βGAL 2-naftil-βD-
galactopiranosida
β-Galactosidasa
Incoloro
Purpura
αGLU 2-naftil-α-D-
glucopiranosida
α-Glucosidasa Beige/Gris/
Verde/purpura palido
βNAG 1-naftil-N-acetil-βD-
glucosaminida
N-acetil-β-
Glucosaminidasa
Marrón
ESC Esculina citrato férrico β-glucosidasa Esculina Negro
ANEXO 18
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 294
Nombre: API Corynebacterium Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
URE Urea Ureasa Amarillo naranja Rojo rosa
GEL Gelatina (origen
bovino)
Hidrólisis Gelatina Sin difusion pigmento Difusion negro
O Testigo negativo Fermentación
GLU D-glucosa Fermentación glucosa
RIB D-ribosa Fermentación ribosa
XYL D-xilosa Fermentación xilosa
MAN D-manitol Fermentación manitol
MAL D-maltosa Fermentación maltosa Rojo Amarillo
LAC D-lactosa (bovina) Fermentación lactosa
(bovina)
Naranja Amarillo-
anaranjado
SAC D-sacarosa Fermentación sacarosa
GLYG glicógeno Fermentación glicógeno
CAT Ensayo ESC o GEL catalasa Ausencia burbujas Presencia burbuja
8. PROCEDIMIENTO
1. PREPARACIÓN
a. Cerciorarse que las cepas a analizar son bacilos gram positivo no esporulados.
b. Colocar una colonia en 0.3ml de agua estéril. c. Colocar esta solución en Agar tripticasa soya con 5% de sangre de carnero
y escobillar en toda la superficie. d. Incubar 24-48hrs. a 37º C.
ANEXO 18
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 295
Nombre: API Corynebacterium Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
2. PREPARACIÓN DE LA GALERIA
e. Agregar 5ml de agua desmineralizada en el fondo de una cámara de incubación y colocar la tapa.
f. Identificar la camara con el nombre de la cepa a analizar en la lengüeta lateral.
g. Sacar la galería del envase y colocar en la cámara de incubación. 3. PREPARACIÓN DEL INOCULO
h. Colectar todo el cultivo y suspenderlo en API Suspension Medium. (> 6 McFarland)
4. INOCULACIÓN DE LA GALERIA
i. Introducir la suspensión bacteriana en los tubos NIT a ESC de la galeria cubriendolos por completo. Evitar la formación de burbujas.
j. Llenar únicamente el tubo de la prueba URE k. Llenar tanto el tubo como la cupula de la prueba GEL l. Agregar 0.5ml de esta suspensión a API GP medium (Suspensión 2) m. Introducir la suspensión 2 en los tubos de las pruebas O a GLYG. Evitar la
formación de burbujas. n. En las pruebas URE y O a GLYG llenar la cúpula con aceite de parafina
para una atmósfera anaerobia. o. Cerrar la camara de incubación e incubar a 36º C/ 24hrs.
5. LECTURA E INTERPRETACIÓN
p. Leer la galería según la tabla de lectura. (Anexo 1) q. A las siguientes pruebas agregar los reactivos correspondientes:
ANEXO 18
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 296
Nombre: API Corynebacterium Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
Prueba Reactivo Tiempo lectura
Resultado positivo
Resultado negativo
NIT NIT1 + NIT2
10min rojo Incoloro rosa pálido
PYZ PYZ 10min Marrón naranja
Incoloro marrón/naranja
pálido PyrA, PAL,
βGURβGALαGLUβNAG ZYM A + ZYM
B
10min Ver anexo 1
Ver anexo 1
r. Prueba no.21: Prueba de catalasa
Agregar peroxido de hidrogeno al 3% a la prueba ESC o GEL La aparición inmediata de burbujas es una prueba POSITIVA
s. Determinar el perfil numerico: Colacar el resultado del test en la hoja de resultados. Sumar los valores correspondientes a los test positivos. Indicar las 7 cifras del perfil númerico del test.
ANEXO 18
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 297
Nombre: API Corynebacterium Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
9. DIAGRAMA DE FLUJO
ANEXO 18
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 298
Nombre: API Corynebacterium Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
ANEXO 18
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 299
Nombre: API Corynebacterium Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
• Profesional encargado del LAMIR
• Profesionales de planta y tecnicos.
ANEXO 19
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 300
Nombre: API Enterobacterias Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
1. PROPÓSITO
Estandarizar la metodología para realizar la prueba del API para Enterobacterias.
2. ALCANCE
Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación y tesistas
del LAMIR involucrados en la caracterización bacteriana.
3. RESPONSABILIDADES
El responsable del proceso debe:
a. Revisar que todo el material y el equipo a utilizar se encuentre disponible.
b. Realizar el procedimiento de manera ordenada y limpia.
c. Evitar cualquier tipo de contaminación a las cepas analizadas.
4. DEFINICIONES
a. API: Sistema estandarizado que permite la identificación de bacterias de la
familia Enterobacteriaceae y otros bacilos gram negativos.
b. Enterobacteriaceae: Familia que comprende a los bacilos gram negativo
patogenos del tracto gastro intestinal.
c. Prueba oxidasa: prueba para determinar la producción bacteriana de la
enzima intracelular oxidasa.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
ANEXO 19
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 301
Nombre: API Enterobacterias Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado una vez al año. En el caso de cambiar o mejorar el
sistema administrativo y operativo del laboratorio se revisirá nuevamente.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
ANEXO 1 Tabla de lectura API E
Tests Componentes
Activos
Reacción enzimas RESULTADO
NEGATIVO
RESULTADO
POSITIVO
ONPG 2 Nitro-fenil-
βDgalactopiranosi
da
β-galactosidasa INCOLORO AMARILLO
ADH L-arganina Arginina-dihidrolasa AMARILLO ROJO/ NARANJA
LDC L-lisina Liina decarboxilasa AMARILLO ROJO/ NARANJA
ODC L-ornitina Ornitina decarboxilasa AMARILLO ROJO/ NARANJA
CIT Citrato trisódico Utilización de citrato VERDE PALIDO/
AMARILLO
AZUL-VERDE/
AZUL
H2S Tiosulfato sodico Producción de H2S INCOLORO
GRISACEO
DEPOSITO NEGRO
URE Urea Ureasa AMARILLO ROJO/ NARANJA
TDA L-triptófano Triptofano desaminasa AMARILLO MARRON/ ROJIZO
IND L-triptófano Producción de indol Incoloro verde
palido/amarillo
ROSA
VP Piruvato sódico Producción de acetoína Incoloro/rosa palido Rosa/rojo
GEL Gelatina Gelatinasa No difusión Difusión pig negro
ANEXO 19
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 302
Nombre: API Enterobacterias Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
GLU D-glucosa Fermentación/oxidación
glucosa
Azul/azul verdoso Amarillo/ amarillo
grisáceo
MAN D-manitol Fermentación/oxidación
manitol
Azul/azul verdoso Amarillo
INO Inositol Fermentación/oxidación
inositol
Azul/azul verdoso Amarillo
SOR D-sorbitol Fermentación/oxidación
sorbitol
Azul/azul verdoso Amarillo
RHA L-ramnosa Fermentación/oxidación
ramnosa
Azul/azul verdoso Amarillo
SAC D-sacarosa Fermentación/oxidación
sacarosa
Azul/azul verdoso Amarillo
MEL D-melibiosa Fermentación/oxidación
melobiosa
Azul/azul verdoso Amarillo
AMY Amigdalina Fermentación/oxidación
amigdalina
Azul/azul verdoso Amarillo
ARA L-arabinosa Fermentación/oxidación
arabinosa
Azul/azul verdoso Amarillo
OX Oxidasa Citocromo-oxidasa
ANEXO 19
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 303
Nombre: API Enterobacterias Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
8. PROCEDIMIENTO
1. PREPARACIÓN
a. Cerciorarse que las cepas a analizar son bacilos gram negativo y preparar cultivos nuevos (18-24hrs.) para realizar la prueba.
b. Realizar la prueba de la oxidasa a cada cepa. 2. PREPARACIÓN DE LA GALERIA
c. Agregar 5ml de agua desmineralizada en el fondo de una cámara de incubación y colocar la tapa.
d. Identificar la camara con el nombre de la cepa a analizar en la lengüeta lateral.
e. Sacar la galería del envase y colocar en la cámara de incubación. 3. PREPARACIÓN DEL INÓCULO
f. Realizar una suspensión bacteriana homogenizando 5ml de API suspension medium o agua destilada estéril con una colonia bien aislada extraída con la PSI pipete.
4.INOCULACIÓN DE LA GALERÍA
g. Introducir la suspensión bacteriana en los tubos de la galeria con la ayuda de la PSIpette para evitar la formación de burbujas.
h. En las pruebas CIT, VP y GEL llenar el tubo y la cupula i. En las pruebas ADH, LDC, ODC, H2S y URE llenar la cúpula con aceite
de parafina para una atmósfera anaerobia. j. Cerrar la camara de incubación e incubar a 36º C/ 18-24hrs.
5. LECTURA E INTERPRETACIÓN
k. Leer la galería según la tabla de lectura. (Anexo 1) l. A las siguientes pruebas agregar los reactivos correspondientes:
ANEXO 19
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 304
Nombre: API Enterobacterias Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
Prueba Reactivo Tiempo lectura
TDA TDA Instantaneo IND* JAMES Instantaneo VP VP1 + VP2 10 min
* Agregar por último (formación de gases)
m. En el caso de que el número de pruebas positivas antes de añadir los reactivos sea menor a 3 se debe reincubar la galería 24hrs. más.
n. Determinar el perfil numerico:
Colacar el resultado del test en la hoja de resultados. Sumar los valores correspondientes a los test positivos. Indicar las 7 cifras del perfil númerico del test.
6. PRUEBAS ADICIONALES
o. Reducción de nitratos: añadir 1gota de NIT 1 en el tubo GLU. Esperar de 2-5min. Un resultado amarillo es positivo y un naranja/rojo es negativo.
p. Movilidad q. Crecimiento en McConkey r. Prueba oxidasa a la glucosa: inocular un medio OF. El cambio de color a
amarillo es positivo y verde negativo. s. Fermentación de la glucosa: inocular un medio OF y agregar aceite para
crear un medio anaerobio. El cambio de color a amarillo es positivo y verde negativo.
ANEXO 19
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 305
Nombre: API Enterobacterias Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
9. DIAGRAMA DE FLUJO
ANEXO 19
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 306
Nombre: API Enterobacterias Código de procedimiento
Elaboró: Cristina Elizabeth Mancilla Pérez Aprobó MSc. Karin Herrera Fecha de aprobación: abril de 2009 Fecha de revisión: abril de 2009 Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
FODECYT 02-08
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
• Profesional encargado del LAMIR
• Profesionales de planta y tecnicos
ANEXO 20
FODECYT 002-08 307
Laboratorio LAFYM, durante la realización de uno de los muestreos periódicos
Fuente: Proyecto FODECYT 002-08
I. Muestreo correspondiente al mes de marzo en el laboratorio LAFYM.
II. Muestreo en el área de preparación de medios de cultivo (ambiente interno) Punto No.1
III. Manipulación del equipo en LAFYM, ambiente externo Punto No. 1.
IV. Aparato en funcionamiento (ambiente externo) en el Punto No. 2.
V. Aeroscopio recolectando muestra de aire en el interior en LAFYM Punto No. 2
VI. Aeroscopio recolectando muestra de aire en el interior en LAFYM, Punto No. 1
VII. Instalaciones de LAFYM VIII. Personal de LAFYM en sus
actividades IX. Parte interna de LAFYM
ANEXO 21
FODECYT 002-08 308
Laboratorio LAMIR, durante la realización de uno de los muestreos periódicos
Fuente: Proyecto FODECYT 002-08
I. Equipo (Aeroscopio), cajas de petri y guantes listos para comenzar el muestreo.
II. Muestreo en el laboratorio LAMIR, Punto No. 1 ambiente interno.
III. Manipulación del equipo en LAMIR, ambiente interno Punto No. 2
IV. Medición de la temperatura y humedad relativa durante el muestreo.
V. Personal de LAMIR en sus actividades
VI. Instalaciones de LAMIR
VII.. Aeroscopio recolectando muestras en el ambiente exterior
VIII. Muestreo de aire en el ambiente exterior, Punto No. 1
IX. Vista del exterior durante el muestreo en LAMIR
ANEXO 22
FODECYT 002-08 309
Laboratorio AMSA, durante la realización de uno de los muestreos periódicos
Fuente: Proyecto FODECYT 002-08
I. Muestreo en el laboratorio AMSA, Punto No. 1 (ambiente interior)
II. Equipo de trabajo llevando a cabo uno de los muestreos periódicos del aire
III. Puerta de entrada al laboratorio de aguas en AMSA
IV. Instalaciones de AMSA V. Instalaciones de AMSA VI. Equipo (Aeroscopio)
recolectando muestras de aire en el punto No. 2 (ambiente interior)
VII.. Aeroscopio recolectando muestras en el ambiente exterior
VIII. Vista del exterior durante el muestreo en AMSA
IX. Personal respondiendo la encuesta de salud
ANEXO 23
FODECYT 002-08 310
Laboratorio EMPAGUA, durante la realización de uno de los muestreos periódicos
Fuente: Proyecto FODECYT 002-08
I. Muestreo en el laboratorio EMPAGUA, Punto No. 1 (ambiente interior)
II. Instalaciones de EMPAGUA III. Instalaciones de EMPAGUA
IV. Equipo (Aeroscopio) recolectando muestras de aire en el punto No. 3 (ambiente interior)
V. Instalaciones de EMPAGUA VI. Equipo (Aeroscopio) recolectando muestras de aire en el punto No.1 (ambiente exterior)
VII. Equipo de trabajo llevando a cabo uno de los muestreos periódicos del aire (exterior)
VIII. Equipo (Aeroscopio) recolectando muestras de aire en el Punto No. 3 (ambiente exterior)
IX. Vista del exterior durante el muestreo de EMPAGUA
ANEXO 24
FODECYT 002-08 311
Recuento microbiológico de las colonias fúngicas y bacterianas emergentes en cada una de las cajas utilizadas en los muestreos aerobiológicos realizados en los diversos laboratorios y área exterior.
I. Realización del recuento de colonias fúngicas emergentes en la Cámara de Quebec.
II. Caja de Petri con el recuento de las colonias fúngicas recolectadas del aire en cada local.
III. Así se observa la caja de Petri luego de realizarse el conteo de colonias bacterianas.
IV. Recuento de las tres cajas muestreadas en cada punto seleccionado.
V. Comparación de la carga microbiológica presente en diferentes puntos de la misma área.
VI. Selección de los géneros a aislar del muestreo realizado para su posterior caracterización y selección de los géneros predominantes en caso de los hongos.
Fuente: Proyecto FODECYT 002-08
ANEXO 25
FODECYT 002-08 312
Recuento, purificación y conservación de colonias fúngicas
Fuente: Proyecto FODECYT 002-08
I. Preparación de medios de cultivo para el crecimiento de las colonias fúngicas
II. Cajas de Petri con colonias fúngicas (comparación entre ambientes interior y exterior)
III. Cámara de Quebec para el recuento de colonias fúngicas
IV. Recuento de colonias fúngicas en la cámara de Quebec
V. Caja de Petri después del conteo de las colonias fúngicas
VI. Purificación de cepas fúngicas para ser conservadas en tubo con aceite mineral
VII. Observación en el microscopio para la caracterización de los géneros fúngicos
VIII. Cepas fúngicas conservadas en tubo
IX. Cepas fúngicas de LAFYM conservadas
ANEXO 26
FODECYT 002-08 313
Vista macroscópica de cultivos fúngicos en cajas de Petri (anverso)
Fuente: Proyecto FODECYT 002-08
I. Penicillium II. Aspergillus III. Nigrospora
IV. Fusarium V. Alternaria VI.Cladosporium
VII. Cladosporium VIII. Aspergillus IX. Penicillium (se observa
que el hongo pigmento el medio de cultivo de un color
beige a rojo)
ANEXO 27
FODECYT 002-08 314
Recuento, purificación y caracterización de colonias bacterianas
Fuente: Proyecto FODECYT 002-08
I. Cámara de Quebec con las cajas de Petri (izquierda) para el recuento de colonias bacterianas
II. Recuento de colonias bacterianas en la cámara de Quebec
III. Caja de Petri después del conteo de las colonias bacterianas
IV. Reaislamiento de bacterias en cajas de Petri para su caracterización
V. Incubación de bacterias por 24 horas a 37°C
VI. Bacteria aislada en una caja de Petri en agar CASO
VII. Bacterias aisladas en diferentes medios nutritivos y selectivos
VIII. Prueba MIO con indol positivo y ornitina positiva en los últimos
IX. Bandejas de API (para la caracterización de bacterias)
ANEXO 27
FODECYT 002-08 315
Fuente: Proyecto FODECYT 002-08
X. Vista de una bandeja de API, de las pruebas de: citrato (-), sulfuro de hidrógeno (-), urea (+), TDA (+)
XI. Prueba de Crystal para la identificación de bacterias (tarjeta patrón de lectura para identificación, hoja de resultados y bandeja)
XII. Bandeja de Crystal donde se evidencian los resultados colorimétricos
XIII. Bandeja Crystal bajo la lámpara de luz UV, para la identificación de fluorescencia
XIV. Equipo de trabajo anotando resultados de la prueba de Crystal
XV. Software de identificación para bacterias a las que se les realizó la prueba de Crystal
ANEXO 28
FODECYT 002-08 316
Vista microscópica de las diversas estructuras fúngicas para llevar a cabo la caracterizadas hasta género de los hongos microscópicos
Fuente: Proyecto FODECYT 002-08
I. Cladosporium II. Aspergillus III. Nigrospora
IV. Rhizomucor V. Fusarium VI. Alternaria
VII. Penicillium VIII. Scopulariopsis IX. Rhizopus
ANEXO 29
FODECYT 002-08 317
Vista microscópica de bacterias después de la tinción de gram
Fuente: Proyecto FODECYT 002-08
I. Cocos gram positivos II. Bacilos gram negativos III. Cocos gram positivos
IV. Bacilos gram negativos V. Bacilos gram positivos VI. Cocos gram positivos
ANEXO 30
FODECYT 002-08 318
ANEXO No. 30
MANUALES DE BIOSEGURIDAD de los laboratorios: LAFYM,
LAMIR, AMSA Y EMPAGUA
Manual de bioseguridad del laboratorio (LAFYM)
FODECYT 002-08
-LAFYM- Elaborado por:
Msc. Karin Herrera María Andrea Marroquín
Manual de bioseguridad del laboratorio (LAFYM)
FODECYT 02-08
ÍNDICE
Contenido Página
Prólogo 1
1. Bioseguridad 2
1.1 La bioseguridad comprende 3 1.2 Símbolo de bioseguridad 5 2. Operaciones seguras en los laboratorios donde se manipulan agentes biológicos 7 2.1 Definición y clasificación de los agentes biológicos
2.1.1 Riesgo microbiológico 2.1.2 Infecciones adquiridas en el laboratorio 2.2 Laboratorios básicos niveles de bioseguridad 1 y 2 2.2.1 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 1 2.2.2 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 2 2.3 Vías de transmisión 2.4 Equipos de protección individual (EPIs) 2.4.1 Batas 2.4.2 Guantes 2.4.2.1 Recomendaciones importantes para el uso de guantes 2.4.2.2 Recomendaciones de cómo quitarse los guantes 2.4.3 Gafas de seguridad, protectores oculares y filtros 2.4.4 Mascarillas 2.4.5 Cofias 2.4.6 Cubre zapatos
8 8 9 9 9 9 10 10 10 11 11 11 12 12 12 13
3. Géneros de bacterias y hongos aislados en el laboratorio LAFYM 14
3.1 Género de bacterias aislados en el laboratorio LAFYM breve descripción de estas 3.2 Géneros de hongos encontrados en el laboratorio LAFYM breve descripción de estas
14
16 4. Limpieza y desinfección 18
4.1 Limpieza 4.2 Desinfección
18 19
5. Esterilización en el laboratorio 20
5.1 Métodos químicos de esterilización (desinfectantes y antisépticos) 5.2 Métodos físicos de esterilización 5.2.1 Calor 5.2.1.1 Calor húmedo 5.2.1.2 Calor seco 5.2.1.3 Radiaciones 5.3 Control del proceso de esterilización 5.3.1 Indicadores químicos 5.3.2 Indicadores biológicos
20 23 23 23 24 25 25 25 26
Manual de bioseguridad del laboratorio (LAFYM)
FODECYT 02-08
5.4 Métodos de esterilización por agentes mecánicos 5.5 Descontaminación de espacios y superficies 5.5.1 Superficies 5.5.2 Pisos 5.5.3 Lavamanos y lavaderos 5.5.4 Equipo de laboratorio
26 26 26 27 28 28
6. Calibración y/o verificación de los equipos 30
6.1 Tipos de equipos que necesitan calibración y/o verificación 6.1.1 Equipos para medir la temperatura 6.1.2 Estufas y baños termostáticos 6.1.3 Autoclaves 6.1.4 Pesas y balanzas 6.1.5 Material volumétrico 6.1.6 Potenciómetros, medidores de oxígeno y equipos similares 6.1.7 Cabinas de flujo laminar y de seguridad biológica 6.1.8 Otros equipos
30 30 31 31 32 32 32 33 33
7. Lavado de manos 34
7.1 ¿Por qué lavarse las manos? 7.2 ¿Cuándo lavarse las manos? 7.3 Procedimiento para lavarse las manos
34 34 35
8. Derrames y accidentes 36
8.1 Planeación 8.2 Preparación 8.3 Capacitación
36 36 36
9. Reglas en el laboratorio microbiológico 37
9.1 Medidas generales 9.2 Medidas de higiene
37 38
10. Referencias 39
11. Carteles de bioseguridad de LAFYM 42
Manual de bioseguridad del laboratorio (LAFYM)
1 FODECYT 02-08
PRÓLOGO
Las personas que trabajan en laboratorios microbiológicos preparan muestras y realizan pruebas, reacciones y análisis para investigaciones y para la detección de enfermedades y patógenos. Trabajan con sustancias químicas, enseres de vidrio, llamas y equipos de laboratorio manuales y automáticos. Aunque los trabajadores de laboratorios hacen experimentos con muestras y reactivos, la seguridad en el laboratorio no debe ser una incógnita (Fleming et.al, 1995). Se considera que los ensayos microbiológicos incluyen ensayos de esterilidad, detección, aislamiento, recuento e identificación de microorganismos y sus metabolitos en diferentes materiales y productos o cualquier otro tipo de ensayo en el que utilicen microorganismos como parte de un sistema de detección, así como la utilización de microorganismos para ensayos ecológicos. Por lo que en todas estas actividades deben requerirse normas de bioseguridad. Al personal de salud que trabaja en el laboratorio fisicoquímico y microbiológico -LAFYM-, se brinda esta guía con recomendaciones con normas de bioseguridad, las cuales están destinadas a reducir el riesgo de transmisión de microorganismos de fuentes reconocidas o no reconocidas de enfermedades y alergias, en los laboratorios microbiológicos. El presente manual fue elaborado por el equipo de investigación del Proyecto FODECYT 02-2008 con el fin de proporcionar una guía clara que comprende los diferentes aspectos de la bioseguridad, como las normas básicas, las buenas prácticas de laboratorio, equipo de protección personal, limpieza y desinfección, cómo actuar en caso de accidentes dentro de este laboratorio, entre otros. Evitando así prevenir posibles enfermedades relacionadas con el ambiente de trabajo del personal de salud que labora en este laboratorio microbiológico (LAFYM). Este documento puede también servir de guía para los laboratorios que utilizan técnicas en áreas relacionadas con la microbiología, como bioquímica, biología molecular y cultivos celulares. Se debe tener presente que debido al desarrollo científico técnico se deben preveer revisiones periódicas de estas normas a los efectos de asegurar la actualización de las mismas.
Manual de bioseguridad del laboratorio (LAFYM)
2 FODECYT 02-08
1. BIOSEGURIDAD
El concepto de bioseguridad se refiere al conjunto de normas de higiene y seguridad que permiten que el personal que trabaja en un laboratorio proteja su salud y desarrolle su labor con eficiencia; se estableció con el propósito de reducir el riesgo de transmisión de microorganismos de fuentes reconocidas, o no de infección, en servicios de salud vinculados a accidentes por exposición a sangre y fluidos corporales (Barriga et.al, 1996). La bioseguridad tiene una importancia directa para la seguridad alimentaria, la conservación del medio ambiente (incluida la biodiversidad) y la sostenibilidad de la agricultura. Sin embargo otros autores ampliaron el concepto, y lo definieron como un sistema de conocimientos, actitudes y prácticas que promueven la prevención de accidentes laborales en el campo de laboratorio y práctica médica, o bien como una doctrina del comportamiento que compromete a todas las personas del ambiente asistencial con el fin de diseñar estrategias que disminuyan los riesgos (Barriga, et.al, 1996). La bioseguridad se desarrolla combinadamente con el personal que trabaja en el laboratorio y que debe cumplir las normas, las autoridades que deben hacerlas cumplir y la dirección del laboratorio que debe implementar los medios para que se cumplan. El objetivo de la Bioseguridad es dictar normas, desarrollar procedimientos o promover el uso de instrumentos que permitan evitar accidentes. Por lo mismo, es recomendable que el laboratorio debe de complementarse con un diseño de instalación, equipos de seguridad y prácticas de manejo adecuadas como un programa de bioprotección el cual debe de apoyarse en un programa sólido de seguridad biológica. Mediante las evaluaciones del riesgo realizadas como parte integral del programa de bioseguridad de la institución, se acopia información sobre el tipo de organismos utilizados, su localización, el personal que necesita tener acceso a ellos y las personas responsables de ellos. Esa información puede utilizarse para determinar si la institución posee materiales biológicos de interés para quienes puedan querer usarlos incorrectamente (López, 1998). También es recomendable adoptar un manual de operaciones que identifique los riesgos posibles, especificando las prácticas y procedimientos para minimizarlos y ser expertos en las prácticas y técnicas requeridas para manipular las muestras y materiales microbiológicos en forma segura. La persona a cargo del laboratorio es responsable de brindar u organizar la capacitación adecuada del personal sobre normas de seguridad, para evitar los casos de accidentes con productos biológicos o químicos. Este documento puede servir también de orientación para los laboratorios que utilizan técnicas en áreas relacionadas con la microbiología, como bioquímica, biología molecular y cultivos celulares, aunque esos laboratorios pueden tener que cumplir otros requisitos adicionales.
BIOSEGURIDAD Proyecto Fodecyt 02-2008
BIOSEGURIDAD Proyecto Fodecyt 02-2008
Manual de bioseguridad del laboratorio (LAFYM)
3 FODECYT 02-08
1. 1. La bioseguridad comprende
- Prácticas de trabajo
Se debe considerar el riesgo real que enfrenta el operador en la labor con distintos microorganismos o con material biológico potencialmente infeccioso para determinar el nivel de bioseguridad con el que debe trabajar. Las prácticas normalizadas de trabajo son el elemento más básico y a la vez el más importante para la protección de cualquier tipo de trabajador. Por otro lado, estos procedimientos estandarizados de trabajo deben figurar por escrito y ser actualizados periódicamente (Omenn, 1984).
- Equipo de seguridad
Las buenas técnicas microbiológicas y el uso de equipos de seguridad apropiados brindan protección al personal y al ambiente cercano al laboratorio de la exposición a agentes infecciosos. Como por ejemplo: mascarillas, guantes, cofias, lentes de seguridad, cubre zapatos, etc. (OMS, et.al.1983).
- Diseño y construcción de la instalación
Al momento de diseñar un laboratorio es recomendable identificar las condiciones que se sepa, que plantean problemas de seguridad. El diseño y construcción de un laboratorio (lo que en Seguridad Biológica se conoce como "barreras secundarias") contribuye a la protección del propio personal del laboratorio, proporciona una barrera para proteger a las personas que se localizan fuera del laboratorio (es decir, aquéllas que no están en contacto con los materiales biológicos como, por ejemplo, personal administrativo del laboratorio, personas que recogen la basura, visitantes) y así proteger a las personas de la comunidad frente a posibles escapes accidentales de agentes infecciosos (Chauca, 2008). Debe tenerse en cuenta lo siguiente:
1. Se dispondrá de espacio suficiente para realizar el trabajo de laboratorio en condiciones de seguridad y para la limpieza y el mantenimiento.
2. Las superficies de trabajo serán impermeables y resistentes a desinfectantes,
ácidos, álcalis, disolventes orgánicos y calor moderado. 3. La iluminación será adecuada para todas las actividades. Se evitarán los
reflejos y brillos molestos.
4. El mobiliario debe ser robusto y debe quedar espacio entre mesas, armarios y otros muebles, así como debajo de los mismos, a fin de facilitar la limpieza. Es recomendable tener un lugar adecuado para colocar artículos de oficina, de laboratorio y equipo no inmediato.
5. Habrá espacio suficiente para guardar los artículos de uso inmediato, evitando
así su acumulación desordenada sobre las mesas de trabajo y en los pasillos. También debe preverse espacio para el almacenamiento a largo plazo, convenientemente situado fuera de las zonas de trabajo.
Manual de bioseguridad del laboratorio (LAFYM)
4 FODECYT 02-08
6. Se preverán espacio e instalaciones para la manipulación y el almacenamiento seguros de disolventes y reactivos.
7. Los locales para comer y beber y para descansar se dispondrán fuera de las
zonas de trabajo del laboratorio.
8. En cada sala del laboratorio habrá lavamanos, a ser posible con agua potable, instalados de preferencia cerca de la salida.
9. Mantener las puertas del laboratorio cerradas, para evitar el ingreso de
contaminantes del exterior.
10. Mantener un control de descarte de las muestras ya analizadas, para evitar una posible contaminación en el laboratorio.
11. Los sistemas de seguridad deben comprender medios de protección contra
incendios y emergencias eléctricas, así como duchas para casos de urgencia y medios para el lavado de los ojos.
12. Hay que prever locales o salas de primeros auxilios, convenientemente
equipados y fácilmente accesibles.
13. Cuando se planifique una nueva instalación, habrá que prever un sistema mecánico de ventilación que introduzca aire del exterior sin recirculación.
14. Es indispensable contar con un suministro regular de agua de buena calidad, es
decir, potable.
15. Debe disponerse de un suministro de electricidad seguro y de suficiente capacidad, así como de un sistema de iluminación de emergencia que permita salir del laboratorio en condiciones de seguridad.
16. Es esencial un suministro fiable y adecuado de gas. La instalación debe ser
objeto del debido mantenimiento.
17. Crear un lugar separado del área de trabajo con acceso al público, para la recepción de muestras; para evitar el ingreso de agentes contaminantes del exterior (Chauca, 2008).
Otras consideraciones que, deben ser tenidas en cuenta a la hora de la evaluación del riesgo:
a. Localización: es aconsejable que el laboratorio de microbiología se localice
fuera del tránsito de las personas y que no sea un lugar de paso para otras dependencias en las que no exista restricción para su acceso (cafeterías, almacenes, bibliotecas, parqueos, salones de clases) (Chauca, 2008).
b. Lavamanos: debe existir uno en el mismo laboratorio. Estará dotado de grifos
que puedan accionarse sin utilizar las manos y situado preferiblemente cerca de la puerta de salida (Balows, 2001).
Manual de bioseguridad del laboratorio (LAFYM)
5 FODECYT 02-08
c. Lavaojos: se recomienda que exista uno dentro del laboratorio como equipo de emergencia.
d. Superficies interiores: los suelos, paredes y techos deben ser impermeables y
resistentes a diferentes productos químicos, de forma que permitan una limpieza a fondo y una posterior descontaminación.
e. Superficies de trabajo: las mesas y bancos de trabajo deben ser resistentes al
calor moderado, a disolventes orgánicos, etc. Además, deben ser cómodas para el trabajo que se realiza.
f. Señalización: siempre que el trabajo esté en marcha, debe colocarse en la
puerta del laboratorio la señal reglamentaria de peligro biológico. Señalizar en el área de preparación de medios de cultivo, el uso obligatorio de cubre zapatos para evita que ingresen contaminantes del exterior. Otro tipo de señalización son: equipo de seguridad obligatorio en el laboratorio, anotarse en el folder o carpeta de uso del equipo en el laboratorio, peligro biológico, mantener la puerta cerrada, prohibido el uso de celular en la campana. Y la señalización de procedimientos como: que hacer en caso de derrames, pasos para el lavado de manos y procedimiento de cómo hacer soluciones desinfectantes (solución de cloro y alcohol al 70%). Esto como fin de complementar la seguridad en el laboratorio (Miller, 1993).
g. Presión negativa: se recomienda que el laboratorio se mantenga a una
negativa con respecto al exterior del mismo, es decir, con respecto a los pasillos u otras zonas del edificio, de manera que exista un flujo de aire desde las zonas menos contaminadas hacia las de mayor riesgo de contaminación. Las puertas y ventanas del laboratorio han de permanecer cerradas si se quiere mantener esa presión negativa. No es aconsejable la recirculación de aire (Zapata, 2001).
h. Residuos: establecer, que en el mismo laboratorio (o dentro de la instalación) exista algún sistema (por ejemplo, esterilización por autoclave) para el tratamiento de los residuos producidos. De no ser así, el transporte de estos residuos ha de realizarse en envases sellados (López, 2008).
1.2 Símbolo de Bioseguridad
Este símbolo indica la presencia actual o potencial de un riesgo biológico, debiendo identificar laboratorios, equipos, contenedores, habitaciones y materiales. En la entrada de todo laboratorio que manipula agentes biológicos del tipo 2 en adelante es necesario colocar un rótulo el cuál se indique el posible riesgo biológico que existe y las normas de bioseguridad que deben cumplir al momento de ingresar para evitar el arrastre de contaminantes del área exterior hacia el interior del laboratorio. Evitando posibles afecciones en las muestras a manipular en el laboratorio por estos contaminantes. En LAFYM existe ya un rótulo en la entrada con el signo de riesgo biológico, sin embargo es necesario colocar uno donde indique mantener la puerta cerrada en todo momento, para evitar contaminantes del exterior o de otro
Manual de bioseguridad del laboratorio (LAFYM)
6 FODECYT 02-08
laboratorio cercano como lo es el LABOCLIP (Laboratorio clínico popular). Por lo mismo es necesario lo siguiente: 1. El símbolo y signo internacional de peligro biológico (figura 1) deberá colocarse en
las puertas de los locales donde se manipulen microorganismos del grupo de riesgo 2 o superior.
2. Sólo podrá entrar en las zonas de trabajo del laboratorio el personal autorizado. 3. Las puertas del laboratorio se mantendrán cerradas. 4. No se autorizará ni permitirá la entrada de niños en las zonas de trabajo del
laboratorio. Todo el material biológico debe considerarse como potencialmente contaminante y por lo tanto, tomar todas las precauciones y cumplir todas las instrucciones documentadas para su manejo de eliminación. El material de descarte bolsas, los recipientes de basura que los contienen, deben estar claramente marcadas con este símbolo, al igual que refrigeradoras, congeladores y gabinetes de seguridad (Fleming, et.al. 1995).
Figura 1. Señal de advertencia de peligro biológico para las puertas del laboratorio
ACCESO RESTRINGIDO. SÓLO PERSONAL AUTORIZADO
PELIGRO BIOLÓGICO
Nivel de bioseguridad: ___________________________ Investigador encargado: __________________________ En caso de emergencia, avísese a: __________________ Teléfono diurno: _________________________________ Teléfono particular: ______________________________ Las autorizaciones de entrada deberán solicitarse al Investigador encargado mencionado más arriba
Manual de bioseguridad del laboratorio (LAFYM)
7 FODECYT 02-08
2. OPERACIONES SEGURAS EN LOS LABORATORIOS DONDE SE
MANIPULAN AGENTES BIOLÓGICOS.
Los agentes biológicos constituyen un factor de riesgo laboral por su capacidad de desencadenar enfermedades, tanto profesionales como del trabajo. Con el fin de proteger la salud de los trabajadores y estudiantes, frente a los riesgos que se derivan de la exposición a dichos agentes durante el desarrollo de sus actividades es necesaria: Antes de comenzar con las actividades prácticas, todas las personas involucradas profesores, estudiantes, personal de limpieza tienen la obligación de conocer las normas de seguridad a seguir en el laboratorio. Debe conocer los riesgos potenciales y las prácticas y técnicas requeridas para manipular las muestras y materiales microbiológicos en forma segura. Lo anterior se puede lograr por medio de una capacitación por parte de la persona encargada de laboratorio o por medio de PEOS informativos, los cuales deben tener la información de cómo manejar el equipo, cómo realizar las pruebas, limpieza de los aparatos, limpieza de área y los posibles riesgos que conlleva laborar en un laboratorio microbiológico. Deben realiza el trabajo se realice con un riesgo mínimo de exposición, tanto para las personas que lo ejecutan como para el medio ambiente. Esto es con el fin de que las personas que trabajan con materiales que contengan agentes infecciosos deben estar conscientes de los peligros potenciales asociados a estos agentes, además deben estar entrenadas en las prácticas y técnicas requeridas para manejar estos materiales de una manera segura. La persona a cargo del laboratorio debe ser responsable de brindar u organizar la capacitación adecuada del personal. Con este manual de bioseguridad, la persona encargada del laboratorio debe actuar como facilitadora para lograr capacitar y dar a conocer las normas de bioseguridad, las cuáles el personal debe acatar. Se debe comunicar al personal que labora en el laboratorio los tipos de riesgos de exposición que este posee. Aclarando el nivel de riesgo de los agentes que se manejan dentro del laboratorio. Se debe proyectar sistemas que garanticen condiciones de temperatura, velocidad del aire y humedad relativa que satisfagan el confort térmico y no permitan proliferación de hongos, mohos, virus y bacterias. Por medio de aire acondicionado en el área, si no es posible tener aire acondicionado, es recomendable realizar limpieza por lo menos cada 15 días las áreas de trabajo (superficies, puertas, ventanas, etc.) y todo el equipo (refrigeradoras, incubadoras, campana de flujo laminar, etc.). Limpiar y desinfectar, superficies de trabajo y pisos antes de comenzar a trabajar y después de terminar de trabajar (Omenn, 1984).
Manual de bioseguridad del laboratorio (LAFYM)
8 FODECYT 02-08
2.1 Definición y clasificación de agentes biológicos
Los agentes biológicos se definen como: “microorganismos, con inclusión de los genéticamente modificados, cultivos celulares y endoparásitos humanos, susceptibles de originar cualquier tipo de infección, alergia o toxicidad”. Estos agentes biológicos y materiales son potencialmente peligrosos para los seres humanos, los animales y las plantas. Entre ellos podemos citar: bacterias, virus, hongos, parásitos, productos recombinantes, alérgenos, priones, etc. (Balows, 2001). A su vez, se entiende como microorganismo, toda entidad microbiológica, celular o no, capaz de reproducirse o de transferir material genético. Se consideran cuatro tipos básicos: bacterias, hongos, virus y parásitos (protozoos, helmintos, etc.) (WHO, 1991). Cuando se menciona, cultivo celular es el resultado del crecimiento in vitro de células obtenidas de organismos multicelulares. En función del riesgo de infección, los agentes biológicos están clasificados del siguiente modo: Agente biológico del grupo 1: aquel que resulta poco probable que cause una enfermedad en el ser humano. Ejemplos: B. subtilis, Naegleria, E. coli K 12, Saccharomyces sp. (Fleming, et.al, 1995). Agente biológico del grupo 2: aquel que puede causar una enfermedad en el ser humano y puede suponer un peligro para los trabajadores, siendo poco probable que se propague a la colectividad y existiendo generalmente profilaxis o tratamiento eficaz. Ejemplos: Actinomyces sp, Bacteroides sp, Enterobacterias, Shigella sp, Candida sp, Cryptococcus neoformans (Fleming, et.al, 1995). Agente biológico del grupo 3: aquel que puede causar una enfermedad grave en el ser humano y presenta un serio peligro para los trabajadores, con riesgo de que se propague a la colectividad y existiendo generalmente una profilaxis o tratamiento eficaz. Ejemplos: Mycobacterium tuberculosis y bovis, Histoplasma capsulatum, Neisseria meningitidis, Coccidioides inmitis, Chlamydia trachomatis. (Fleming, et.al, 1995). Agente biológico del grupo 4: aquel que causando una enfermedad grave en el ser humano, supone un serio peligro para los trabajadores, con muchas posibilidades de que se propague a la colectividad y sin que exista generalmente una profilaxis o tratamiento eficaz. Ejemplos: Machupo y Ebola (Fleming, et.al, 1995). 2.1.1 Riesgo Microbiológico En el laboratorio de microbiología existen dos fuentes principales de peligros biológicos, uno de ellos lo representa el procesamiento de muestras provenientes de un paciente y en segundo lugar el manejo de cultivos de microorganismos, los cuales pueden alcanzar concentraciones muy elevadas y pueden llegar a provocar una infección si no son manipulados con precaución (Barriga, 1996).
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El riesgo microbiológico se encuentra presente cada vez que se realice una actividad práctica en el laboratorio de microbiología, razón por la cual se debe llevar a cabo con precaución, además de tener un ambiente de trabajo en el que se sea capaz de reconocer y evitar los peligros involucrados con estas actividades, para así poder evitar posibles accidentes. 2.12 Infecciones Adquiridas en el Laboratorio
Se dice que ocurre una contaminación en un laboratorio microbiológico, cuando un microorganismo, capaz de causar enfermedad, entra al cuerpo de un individuo en una concentración suficiente y a través de una ruta determinada, siendo capaz de vencer las defensas del individuo (Weatherwax, 1986).
Una infección adquirida en el laboratorio (IAL), es aquella que resulta de una tarea realizada en el Laboratorio de Microbiología, tanto por el operador como por cualquier otra persona que pudo quedar expuesta, como resultado de la manipulación de un determinado agente infeccioso (Omenn, 1984). 2.2 Laboratorios básicos niveles de bioseguridad 1 y 2 Debido a que ningún laboratorio puede ejercer un control absoluto sobre las muestras que recibe, el personal puede verse expuesto a organismos de grupos de riesgo más altos de lo previsto. Esa posibilidad debe tenerse presente en la elaboración de los planes y las políticas de seguridad. 2.2.1 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 1
1. La experiencia indica que estos microorganismos tienen pocas probabilidades de provocar enfermedades humanas o enfermedades animales de importancia veterinaria.
2. Someter a todo el personal a un reconocimiento médico previo a la
contratación en el que se anoten los antecedentes médicos de cada persona.
3. Notificar rápidamente las enfermedades o accidentes de laboratorio y que todos los miembros del personal comprendan la importancia de aplicar técnicas microbiológicas apropiadas (OMS, 1983).
2.2.2 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 2
1. El reconocimiento médico previo al empleo o a la asignación de un puesto es indispensable. Debe registrarse el historial médico de la persona y realizar una evaluación de la salud ocupacional para los fines del laboratorio.
2. El jefe del laboratorio debe mantener un registro de enfermedades y bajas
laborales.
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3. Las mujeres en edad fecunda deberán ser informadas de los riesgos que supone para el feto la exposición profesional a ciertos microorganismos. Las medidas concretas que se adopten para proteger al feto dependerán de los microorganismos a los que pueda estar expuesta la mujer.
4. Es recomendable la señalización de riesgo biológico en todas las áreas de los laboratorios catalogados de nivel de contención 2 en adelante (OMS,1983).
2.3 Vías de transmisión
Las principales de vías de entrada en el organismo de los diferentes agentes biológicos son:
o Digestiva: la transmisión por esta vía tiene lugar como consecuencia de la práctica de malos hábitos de trabajo, como pipetear con la boca o de actuaciones inadecuadas como beber, comer y fumar en el lugar de trabajo.
o Inhalatoria: es la de mayor capacidad infectiva. Los agentes biológicos susceptibles de transmitirse por esta vía se encuentran habitualmente en forma de aerosoles producidos por centrifugación de muestras o agitación de tubos y por aspiración de secreciones (tos, estornudos, etc.).
o Parenteral, piel y mucosas: esta vía de transmisión está propiciada por
pinchazos, mordeduras, cortes, erosiones, salpicaduras, entre otros. (Weatherwax, 1986).
2.4 Equipos de protección individual (EPIs):
Los EPIs son elementos que protegen a la persona que maneja productos tóxicos cuando no existe la certeza de que los medios de protección colectivos (extracción general) ofrecen el máximo de seguridad (Fleming, 1995). Es importante ser consciente de la necesidad de su uso durante todo el tiempo en que se realiza la actividad que los requiere. El equipo que se seleccione depende de la naturaleza del trabajo que se realice. 2.4.1 Batas: las batas de laboratorio deben ir abotonadas hasta arriba, ser de manga
larga, que no posea pita atrás, esto para evitar engancharse y que pudiera ocurrir algún accidente. La bata esta diseñada para proteger la ropa y la piel de las sustancias químicas que pueden derramarse o producir salpicaduras.
Se recomienda no salir con la bata puesta del laboratorio, ya que puede capturar contaminantes y no utilizar la bata que usa en este laboratorio en ningún otro laboratorio, salvo que este lavada con anterioridad.
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2.4.2 Guantes: proporcionan protección cutánea contra riesgos mecánicos y
manipulación de sustancias de tipo corrosivo, irritante, de elevada toxicidad o de elevado poder de penetración a través de la piel, objetos de vidrio cuando hay peligro de rotura (Balows, 2001).
El principal objetivo de los guantes es evitar la contaminación con microorganismos patógenos que pueden infectar al personal; la correcta colocación y forma de retirarlos son básicas para maximizar su uso y protección.
El uso de guantes no reemplaza el lavado de manos. Los guantes desechables de látex, vinilo o nitrilo de tipo quirúrgico aprobados para uso microbiológico son los más usados para el trabajo general de laboratorio y para manipular agentes infecciosos, así como sangre y otros fluidos corporales. (Balows, 2001).
2.4.2.1 Recomendaciones importantes para el uso de guantes:
Antes de ponerse los guantes, se debe retirar todo objeto y joya de las
manos. No tocar superficies ni áreas corporales, una vez tenga los guantes
puestos. Una vez puestos los guantes, no se debe contestar el teléfono, tocar
objetos personales, no tocarse la cara ni aplicarse maquillaje. En caso de presentarse ruptura en los guantes, éstos deben ser
cambiados. Utilizar guantes de la talla adecuada, ya que el uso de guantes estrechos
o laxos favorece a la ruptura y accidentes laborales. No abandonar el laboratorio con los guantes puestos. Al momento de transportar muestras de un laboratorio a otro, debe
hacerse siempre con los guantes puestos, solamente una mano con guante para evitar contaminar los picaportes al abrir o cerrar puertas (Balows, 2001).
2.4.2.2 Recomendaciones de cómo quitarse los guantes:
La forma correcta de hacerlo es tirar desde la muñeca hacia los dedos, teniendo cuidado de que la parte exterior del guante no toque la piel. Los guantes desechables deben tirarse en los contenedores designados al efecto.
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2.4.3 Gafas de seguridad, protectores oculares y filtros: estas se utilizan para
protección de los ojos contra radicaciones ionizantes, riesgos eléctricos, riesgos mecánicos, y salpicaduras de sustancias líquidas de tipo químico y/o biológico. Las gafas de máscara para proteger contra salpicaduras e impactos deben llevarse sobre las gafas graduadas normales y los lentes de contacto (que no protegen contra los riesgos biológicos o químicos). (Balows, 2001).
2.4.4 Mascarillas: provee protección respiratoria contra aerosoles sólidos, líquidos y
gases irritantes, peligrosos, tóxicos y muestras biológicas; así como también permite que la muestra no se contamine.
Para que la protección sea máxima, las mascarillas respiratorias deben ajustarse al rostro de cada trabajador y probarse previamente. Las mascarillas respiratorias no deben usarse fuera del laboratorio.
2.4.5 Cofias: es una red o gorra para sujetar el pelo la cual brinda protección a la
muestra evitando que esta pudiera contaminarse.
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2.4.6 Cubre zapatos: cubre zapatos de plásticos: se usan para evitar la contaminación de un producto ya que forman una barrera física entre el zapato del obrero y el suelo limpio de la zona de trabajo. Se pueden encontrar desechables, fabricados en papel, y plástico las cuales se desinfectan dentro de un periodo de tiempo establecido. Es recomendable utilizarlos antes de ingresar al área de procesamiento de muestras en LAFYM, para así evitar la contaminación de las muestras a analizar.
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3. GÉNEROS DE BACTERIAS Y HONGOS AISLADOS EN EL LABORATORIO LAFYM
3.1 Géneros de bacterias encontrados en el laboratorio LAFYM, breve descripción de estas:
Brevibacterium sp: es un género de bacterias del orden Actinomycetales. Son organismos de suelo gram-positivos. Es el único género de la familia Brevibacteriaceae (Palavecino E., 2002).
Corynebacterium accolens: es un género de bacterias, bacilos gram-positivos, inmóviles, anaerobio facultativos, pertenecientes al filo actinobacteria. Es uno de los géneros más numerosos de actinobacterias con más de 50 especies, la mayoría no causa enfermedades, sino que son parte de la flora saprófita de la piel. (Creagh, R. et.al. 2000).
Staphylococcus haemolyticus: son cocos gram-positivos los cuales pertenecen al grupo de los estafilococos plasmocoagulasa negativos (ECN). Se encuentra en la flora normal de piel y mucosas humanas. Se relaciona con diferentes patologías, por ejemplo, bacteriemias/sepsis, infecciones de heridas, infecciones urinarias y conjuntivitis (Orlandini C., 2004).
Staphylococcus vitulinus: son cocos gram-positivos encontrados en animales; raramente se encuentra en humanos (Orlandini C., 2004).
Staphylococcus epidermidis: son cocos gram-positivos, se presenta frecuentemente en la piel de humanos y de animales y en membranas mucosas. Debido a contaminación, S. epidermidis es probablemente la más común especie hallada en análisis de laboratorio (Orlandini C., 2004).
Staphylococcus sciuri: son cocos gram-positivos, son habitantes comunes de la piel de roedores, insectívoras, rumiantes y ungulados, y rara vez han sido asociados con enfermedades en animales o en los seres humanos (Orlandini C., 2004).
Staphylococcus saprophyticus: son cocos gram-positivos, es causa frecuente de infecciones del tracto urinario en mujeres jóvenes y uretritis en varones. (Orlandini C., 2004).
Staphylococcus warneri: son cocos gram-positivos se encuentra en racimos o grupos y son coagulasa negativo. Se encuentran en la piel de humanos y animales. Raramente causa enfermedad, pero ocasionalmente puede causar infecciones en pacientes inmuno comprometidos. (Orlandini C., 2004).
Staphylococcus hominis: son cocos gram-positivos, encontrado como fuente de contaminación en los catéteres intravenosos, en hospitales. El cuadro clínico habitual producido por el S. hominis es la endocarditis. (Orlandini C., 2004).
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Micrococcus sp.: son bacterias gram-positivo es un género de bacterias del filo Actinobacteria. Se encuentran en ambientes diversos, incluyendo agua y suelo. Estas bacterias se han aislado de la piel humana, productos lácteos y de origen animal, cerveza, etc. También se encuentran en muchos otros ambientes, incluyendo agua y suelo. Puede ser difícil identificar Micrococcus como la causa de una infección puesto que el organismo está presente normalmente en la microflora cutánea. El género es raramente asociado con enfermedades (Orlandini C., 2004).
Pseudomona stutzeri: ha sido aislada en diferentes localizaciones en el hombre. Es un bacilo gram negativo, aerobio, móvil por flagelación monótrica, bacteria encontrada en tierra; se aisló por primera vez del fluido espinal de humano. Sin embargo este tipo de pseudomona no es fluorescente. Puede ser utilizado en biodegradación de fenantreno y otros productos químicos orgánicos tóxicos y es capaz de degradar el tetracloruro de carbono (utilizado en algunos de limpieza en seco) para el dióxido de carbono y otros compuestos inertes, como en otros organismos que pueden degradar el tetracloruro de carbono producir cloroformo. En clínica es un patógeno oportunista y raramente causa infección (Reina J. et.al.1994).
Pantoea agglomerans: son bacilos gram-negativos, pertenece a la familia de las enterobacterias, se encuentra en: plantas, agua, heces animales y humanos. Puede causar infecciones en pacientes inmuno comprometidos. Se asocia a infecciones articulares relacionados a punciones con espinas o astillas vegetales (artritis séptica, sinovitis, osteítis).Infecciones intrahospitalarias asociadas a nutrición parenteral/transfusión de glóbulos rojos. También se ha descrito en colecistitis (Palavecino E. 2002).
Pantoea sp.: es una bacteria gram negativa perteneciente a la familia de las Enterobacterias. Pueden causar infecciones del aparato digestivo. Afecta personas inmunocomprometidas, es un patógeno oportunista. A pesar de que se encuentra muy ampliamente distribuida en la naturaleza, no es causa común de enfermedad, es necesario el predisponente de la inmunosupresión. Es común encontrarla en las plantas, en las semillas y en la cascara de los frutos, como las mandarinas (Palavecino E. 2002).
Bacillus licheniformis: son bacilos gram-positivo. Se encuentra en la tierra, en plumas de aves, su aplicación al suelo incrementa la materia orgánica y su grado de humificación; mejora y estabiliza la estructura. Puede ser utilizado: para la recuperación de suelos agotados y para mejorar la calidad de los suelos no agotados, y como componente de otros productos. Causa envenenamiento al ser consumido, ya que es tóxica al ser ingerida causando diarrea y vómitos. (Palavecino E. 2002).
Kocuria varians: son cocos gram-positivos, (micrococos), aerobio sin movilidad. Producen un antibiótico (Variacina) el cual controla el crecimiento de especies de bacilos (Palavecino E. 2002).
Bacillus cereus: bacilos gram-positivos esporulado, aerobio o anaerobio facultativo, móvil. La espora es ovoidea, central y no deformante. Hidroliza la lecitina de la yema del huevo y no fermenta el manitol. Temperatura optima 30°C a 37°C, su temperatura de crecimiento 5°C a 55°C y temperatura de germinacion 5°C a 8°C. Su pH optimo 4.5 a 9.3 y su concentración de sal 7.5%. Produce dos tipos de toxiinfecciones
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alimentarias: la forma diarreica y la forma emética (Palavecino E. 2002) (Palavecino E. 2002).
Bacillus pumilus: son aerobios estrictos o anaerobios facultativos. En condiciones estresantes forman una endoespora de situación central, que deforma la estructura de la célula. Dicha forma esporulada es resistente a las altas temporaturas y a los desinfectantes químicos corrientes. La mayoría de especies dan positivo a la prueba de la catalasa y son saprófitas. Viven en el suelo, agua del mar y ríos, aparte de alimentos que contaminan con su presencia (Palavecino E. 2002).
3.2 Géneros de hongos encontrados en el laboratorio LAFYM, breve descripción de estas: Aspergillus: es un hongo filamentoso (compuesto de cadenas de células, llamadas hifas), el tipo de hongos opuesto a las levaduras, éstas últimas compuestas de una sola célula redondeada. El hábitat natural del Aspergillus son el heno y el compostaje. Hongo encontrado preferentemente en interiores, se nutre de material orgánico en descomposición como comida, basura, plantas de interior, etc. (Duran, 2003). Las enfermedades más comunes que produce son asma bronquial y rinitis alérgica, sin embargo en algunas ocasiones el asma por alergia a este hongo se vuelve más intensa y produce una serie de complicaciones como neumonías y dilataciones bronquiales pasando a configurar un cuadro clínico llamado aspergilosis bronco-pulmonar alérgica. (Sneller, 1979). Streptomyces: se encuentran predominantemente en suelos y en vegetación descompuesta y la mayoría produce esporas (también denominadas conidios) en los extremos de las hifas aéreas. Se distinguen por el olor "a tierra húmeda" que desprenden, resultado de la producción de un metabolito volátil, la geosmina. Las especies de este género, son raramente patógenas, aunque pueden producir infecciones en humanos, tales como micetoma por S. somaliensis y S. sudanensis (Duran, 2003). Cladosporium: hongo filamentoso con coniodóforos con cadenas ramificadas de conidios elipsoides o cilíndricos de extremos redondeados. Es un hongo encontrado frecuentemente en el ambiente exterior, sin embargo están presentes tanto en el aire de interior como exterior durante todo el año, las mayores concentraciones se alcanzan durante el final del verano y principios del otoño, alcanzándose en ocasiones niveles muy altos su poder de sensibilización es menor que la Alternaria, sin embargo de producirse alergia a éste los síntomas son los mismos pudiendo prolongarse la duración de ellos durante todo el año, con una leve disminución en invierno. Es el tercer alérgeno fúngico en importancia tras Alternaria y Aspergillus; de los pacientes sensibles a hongos, el 22 % lo son a este taxón (Rosas et al. 1997). Penicillium: es un género encontrado casi por todas partes, y siendo comúnmente el género de hongos más abundante en suelos. Es saprófito y se alimenta de desechos, encontrado de preferencia en ambientes interiores. Su nutrición comprende comidas descompuestas, quesos, etc. (Serrat C., et.al.2006).
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Se le asocia a asma, rinitis, y en forma ocasional y rara a neumonitis de hipersensibilidad. La alergia a este hongo no se relaciona con la alergia a la penicilina (Serrat C., et.al.2006). Rhizopus: es un género, que incluye especies cosmopolitas. Es un hongo filamentoso hallado en el suelo, degradando frutos y vegetales, heces animales, y residuos. Pueden causar serias (y con frecuencia fatales) infecciones en humanos y en animales debido a su rápido crecimiento a relativamente altas temperaturas (Serrat C., et.al.2006).
Alternaria: contiene especies cosmopolitas que se encuentran en un amplio rango de materiales y productos. Como saprófito, puede deteriorar alimentos y forrajes, produciendo compuestos biológicamente activos tal como micotoxinas. Se encuentra en exteriores por excelencia se registra en las muestras de aire sobretodo en primavera-verano y especialmente a principios de otoño. Produce rinitis y asma en una proporción significativa de pacientes (Serrat C., et.al.2006). Fusarium: es un extenso género de hongos filamentosos ampliamente distribuido en el suelo y en asociación con plantas. La mayoría de las especies son saprófitas y son unos miembros relativamente abundantes de la microbiota del suelo (Serrat C., et.al.2006). Nigrospora: las colonias de este hongo son vellosas, de borde regular, superficie rugosa, de color gris oscuro en el anverso y negro en el reverso (Serrat C., et.al.2006).
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4. LIMPIEZA y DESINFECCIÓN
4.1 Limpieza La limpieza se refiere a toda actividad que contribuya a mantener el aseo y aspecto físico general y la condición higiénica del ambiente clínico. La limpieza tiene como objetivo la reducción del número de microorganismos que estén presentes en el sitio (reduciendo así el riesgo de infecciones y accidentes para tanto usuarios como personal) además de un espacio agradable para trabajar y cuidar a los usuarios (Miller, 1993). Incluye el cepillado, la aspiración, el desempolvado en seco, el lavado o el fregado con un paño y agua con jabón o detergente. La suciedad, la tierra y la materia orgánica pueden albergar microorganismos e interferir con la acción de los descontaminantes (antisépticos, germicidas químicos y desinfectantes) (Miller, 1993). El laboratorio debe establecer un programa documentado de limpieza para las instalaciones, los equipos y las superficies, teniendo en cuenta los resultados de la vigilancia de las condiciones ambientales y la posibilidad de contaminación cruzada. Asimismo, debe disponer de un procedimiento para el tratamiento de vertidos accidentales. El laboratorio debe adoptar medidas para evitar la acumulación de polvo, disponiendo de espacio suficiente para fines de almacenamiento, reduciendo al mínimo el trabajo con papeles en el laboratorio y no permitiendo la presencia de plantas y objetos personales innecesarios en el área de trabajo del laboratorio. El uso correcto de los germicidas químicos contribuirá a la seguridad en el lugar de trabajo y al mismo tiempo reducirá el riesgo que suponen los agentes infecciosos. Es recomendable, rotar 3 desinfectantes diferentes por mes, utilizando uno diferente cada semana, esto para evitar que los microorganismos puedan crear algún tipo de resistencia al desinfectante en el laboratorio (Balows, 2001). Al limpiar las superficies, siempre se debe comenzar desde la superficie con menos suciedad hasta la que tiene más suciedad, para evitar que se arrastre la contaminación. El lavado de manos es fundamental para evitar las infecciones y enfermedades y debe ser realizado después de realizar el trabajo de limpieza de algún área. Es recomendable mantener el laboratorio limpio y ordenado evitando utilizar los pasillos como almacén. Siempre debe quedar un espacio libre no inferior a 120 cm para poder evacuar el local en caso de emergencia. Pasos para la limpieza, se debe:
1. Recoger y desechar los residuos de producto, polvo o cualquier otra suciedad que están presentes en el artículo o lugar que se va a limpiar.
2. Humedecer con suficiente agua potable el lugar o superficie que se va a limpiar.
3. Preparar la solución de detergente que se va a usar.
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4. Enjabonar las superficies a limpiar esparciendo la solución de detergente con
una esponja o cepillo (estos artículos deben estar limpios). Restregar la superficie fuertemente con la ayuda de una esponja o cepillo, eliminando toda la suciedad posible. Muchas veces esta suciedad no es muy visible, por esta razón la limpieza debe ser muy bien hecha de modo que todo quede completamente limpio.
5. Dejar la solución de detergente aplicada por un tiempo corto para dejar que el detergente actúe (puede ser por tres o cinco minutos).
6. Enjuagar con suficiente agua potable asegurándose que todo el detergente se elimine.
7. Después del enjuague observar detenidamente el lugar que se limpió para verificar que haya sido eliminada toda la suciedad. En caso de necesitarse se debe hacer de nuevo un lavado con jabón hasta que quede completamente limpio (Zapata, 2001).
4.2 Desinfección La desinfección significa reducir la carga de organismos patógenos en el ambiente del laboratorio así disminuirá el riesgo de enfermedad para el personal de este. Los desinfectantes son los agentes químicos que pueden matar a los organismos patógenos al contacto. Limpiando el lugar con anterioridad a la desinfección expone a los organismos patógenos al desinfectante (Weatherwax, 1986).
El uso de desinfectantes se limita a situaciones en las que se requiere esterilizar equipo, desinfectar y descontaminar pisos y superficies, en caso de derrames. En cada situación debe escogerse el desinfectante adecuado (George, et.al. 2001).
Para elegir el desinfectante más adecuado, hay que tomar en cuenta la naturaleza de los microorganismos presentes, la evaluación de riesgos, los procedimientos a seguir para desinfectar la superficie o descontaminar un derrame de gran volumen, el riesgo inherente al uso del desinfectante (George, et.al. 2001).
Pasos para la desinfección, se debe:
1. Estar seguros que la superficie se encuentra limpia, si no es así, hay que limpiarla como se explicó anteriormente.
2. Antes de proceder a desinfectar es necesario tener lista la solución desinfectante.
3. Aplique esta solución sobre el lugar o superficie que se va a desinfectar. 4. La solución desinfectante se deja sobre el lugar que se está desinfectando por
un tiempo mínimo de 10 minutos, en el caso del cloro no es necesario enjuagar. Durante este tiempo se está logrando eliminar la mayor cantidad posible de microorganismos. (George, et.al. 2001).
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5. ESTERILIZACIÓN EN EL LABORATORIO
5.1 Métodos Químicos de esterilización (Desinfectantes y Antisépticos) Algunas sustancias químicas pueden ser usadas como agentes esterilizantes porque tienen la capacidad de promover una o más reacciones químicas capaces de dañar los componentes celulares de los microorganismos (proteínas, membranas, etc.) (Zapata, 2001) Cloro (hipoclorito sódico)
El cloro, oxidante de acción rápida, es un germicida químico de uso muy extendido y de amplio espectro. Normalmente se vende en forma de lejía, una solución acuosa de hipoclorito sódico (NaOCl) que puede diluirse en agua para conseguir distintas concentraciones de cloro libre (George, et.al. 2001).
En la medida de lo posible, el número de sustancias químicas germicidas que se utilicen deberá ser limitado por razones económicas y de control del inventario, así como para reducir la contaminación ambiental (George, et.al. 2001).
Las láminas con tinciones o cultivo en lámina: Se inactivan con lejía de uso doméstico (hipoclorito sódico al 10%) durante 30 minutos, pudiendo eliminarse a continuación por el desagüe el líquido las láminas (Zapata, 2001).
Dicloroisocianurato sódico
El dicloroisocianurato sódico (NaDCC) en polvo contiene un 60% de cloro libre. Las soluciones preparadas con NaDCC en polvo a razón de 1,7 g/l y 8,5 g/l contendrán 1 g/l y 5 g/l de cloro libre, respectivamente. Los comprimidos de NaDCC suelen contener el equivalente a 1,5 g de cloro libre por comprimido. Uno o cuatro comprimidos disueltos en un litro de agua darán aproximadamente las concentraciones requeridas de 1 g/l o 5 g/l, respectivamente. El NaDCC se puede almacenar de forma fácil y segura tanto en polvo como en comprimidos. (Eagar, eta.al. 1986).
Cloraminas
Las cloraminas existen en forma de polvo que contiene aproximadamente un 25% de cloro libre. Al liberar el cloro a menos velocidad que los hipocloritos, se requieren concentraciones iniciales más altas para obtener una eficacia equivalente a la de aquéllos. Por otro lado, las soluciones de cloramina no son inactivadas por la materia orgánica con la misma intensidad que los hipocloritos y se recomienda una concentración de 20 g/l para situaciones tanto “limpias” como “sucias” (Eagar, et.al. 1986).
Dióxido de cloro
El dióxido de cloro (ClO2) es un microbicida, desinfectante y oxidante potente y de acción rápida que a menudo tiene actividad a concentraciones inferiores a las necesarias en el caso del cloro procedente de la lejía. El dióxido de cloro (ClO2) es un desinfectante cuya capacidad biocida sobrepasa a la del cloro y sus derivados.
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Debido a sus cualidades oxidantes selectivas, su aplicación es una alternativa a ser considerada donde además de la desinfección se requiere mejorar la calidad organoléptica del agua. Tiene un gran efecto en el control del sabor y el olor, así como para destruir sustancias orgánicas que proporcionan color o que son precursoras de trihalometanos (THM) (Calderón y Vaillaizán, 1994).
El dióxido de cloro es un gas de color verde amarillento, estable y sumamente soluble en agua hasta alcanzar concentraciones de 2%. Una de las propiedades más interesantes del dióxido de cloro es su eficacia biocida en un amplio rango de pH que va de 3 a 10 (mejor de 4 a 9). Además de sus propiedades desinfectantes, el dióxido de cloro mejora la calidad del agua potable, es decir, neutraliza olores, remueve el color y oxida el hierro y el manganeso. El dióxido de cloro es sensible a la luz ultravioleta (Eagar, et.al. 1986).
Formaldehído
El formaldehído (HCHO) es un gas que mata todos los microorganismos y esporas a temperaturas superiores a los 20°C. Sin embargo, no tiene actividad contra los priones. Su acción es relativamente lenta y requiere una humedad relativa de alrededor del 70%. Se comercializa en forma de polímero sólido (paraformaldehído), en copos o comprimidos, o como formol, solución del gas en agua con aproximadamente 370 g/l (37%) y con metanol (100 ml/l) como estabilizante (Lewis y Arens, 1996). Se trata de un compuesto tóxico que ha demostrado propiedades cancerígenas en diversos experimentos con animales. En ratas puede provocar cáncer si se aplica de forma prolongada en concentraciones superiores a 6 ppm en el aire respirado. En el hombre estas concentraciones provocan ya irritaciones en ojos y mucosidades en poco tiempo (10 a 15 min. luego de la exposición) (Eagar, et.al. 1986). Por lo cual no se recomienda su uso periódico dentro del laboratorio sino únicamente como medida de desinfección de los filtros de las campanas y del área por medio de la exposición prolongada durante el fin de semana únicamente.
Glutaraldehído
Al igual que el formaldehído, el glutaraldehído (OHC(CH2)3CHO) tiene actividad contra formas vegetativas de bacterias, esporas, hongos y virus con y sin envoltura lipídica. No es corrosivo y su acción es más rápida que la del formaldehído. No obstante, tarda varias horas en matar las esporas bacterianas (Eagar, et.al. 1986).
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El glutaraldehído suele suministrarse en forma de solución con una concentración de unos 20 g/l (2%). Se utiliza, solo o en combinación con otros productos, para la limpieza, desinfección y esterilización de material clínico delicado y de superficies; su uso ha aumentado de manera progresiva, notándose un importante incremento particularmente después de la aparición del VIH (virus de la inmunodeficiencia humana) (Lewis y Arens, 1996).
El glutaraldehído es un irritante de la piel, ojos, vías respiratorias y sensibilizante, debiéndose restringir su utilización a aquellos casos que sea imprescindible. Por otro lado, la aplicación de unas buenas prácticas de manipulación, es fundamental para reducir la exposición a los niveles más bajos posibles (Zapata, 2001).
Gluconato de clorhexidina (Hibitane) Es un agente antimicrobiano tópico utilizado en enjuagues bucales para tratar la gingivitis así como la Enfermedad Periodontal (Zapata, 2001). Suele usarse antes de las intervenciones quirúrgicas en la preparación de la piel del paciente, donde tiene presentación como jabón antimicrobiano, cuyo mecanismo de acción es la disrupción de la pared celular y precipitación de las proteínas celulares (Eagar, et.al. 1986).
Presenta un amplio espectro de acción (más efectivo contra las bacterias gram positivas que gram negativas u hongos) y es un buen viricida. Además, presenta actividad residual por unirse a la queratina, no es inactivado por el material orgánico y suele ser menos irritante para la piel que los yodóforos (George, et.al. 1986).
Compuestos fenólicos Los compuestos fenólicos, un grupo amplio de productos, figuran entre los microbicida más antiguos. Sin embargo, los resultados de estudios de inocuidad más recientes recomiendan restringir su uso. Tienen actividad contra las formas vegetativas de las bacterias y contra los virus con envoltura lipídica y, cuando están debidamente formulados, también son activos contra las micobacterias (Eagar, et.al. 1986). El triclosán es común en los productos para el lavado de manos. Tiene actividad principalmente contra las formas vegetativas de las bacterias y es inocuo para la piel y las mucosas (Eagar, et.al. 1986). Entre los compuestos fenólicos se encuentran: el cresol 3-6% y el hexaclorofenol 0.2-3%; actúan contra hongos, bacterias y virus (Eagar, et.al. 1986).
Compuestos de amonio cuaternario Muchos tipos de compuestos de amonio cuaternario se utilizan como mezclas y a menudo en combinación con otros germicidas, como los alcoholes. Tienen buena actividad contra algunas bacterias en fase vegetativa y virus con envoltura lipídica.
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Algunos tipos (por ejemplo, el cloruro de benzalconio) se utilizan como antisépticos (Lewis y Arens, 1996).
Alcoholes
El etanol (alcohol etílico, C2H5OH) y el 2-propanol (alcohol isopropílico, (CH3)2CHOH) tienen propiedades desinfectantes similares. Son activos contra las formas vegetativas de las bacterias, los hongos y los virus con envoltura lipídica, pero no contra las esporas. Su acción sobre los virus sin envoltura lipídica es variable. Para conseguir la máxima eficacia deben utilizarse en concentraciones acuosas de aproximadamente un 70% (v/v): las concentraciones más altas o más bajas pueden no tener tanto poder germicida. Una de las grandes ventajas de las soluciones acuosas de alcoholes es que no dejan residuo alguno en los objetos tratados (Lewis y Arens, 1996).
Yodo y yodóforos
La acción de estos desinfectantes es análoga a la del cloro, aunque pueden ser ligeramente menos susceptibles a la inhibición por la materia orgánica. El yodo puede manchar los tejidos y las superficies del entorno, y en general no es adecuado como desinfectante. Por otro lado, los yodóforos y las tinturas de yodo son buenos antisépticos (Lewis y Arens, 1996).
Peróxido de hidrógeno y perácidos
Como el cloro, el peróxido de hidrógeno (H2O2) y los perácidos son oxidantes enérgicos y pueden servir como potentes germicidas de amplio espectro. Son también más inocuos que el cloro para el ser humano y para el medio ambiente. El peróxido de hidrógeno puede utilizarse para descontaminar las superficies de trabajo del laboratorio (Lewis y Arens, 1996).
5.2 Métodos físicos de esterilización
5.2.1 Calor:
Se puede aplicar como agente esterilizante de dos formas: el calor húmedo el cual destruye a los microorganismos por desnaturalización de las proteínas y el calor seco que destruye a los microorganismos por oxidación de sus componentes celulares. El calor es considerado como el método de esterilización por excelencia siempre y cuando el material a esterilizar soporte altas temperaturas sin sufrir ningún tipo de daño. La utilización de este método y su eficacia depende de dos factores: el tiempo de exposición y la temperatura (Miller, 1993).
Todos los microorganismos son susceptibles, en distinto grado, a la acción del calor. El calor provoca desnaturalización de proteínas, fusión y desorganización de las membranas y/o procesos oxidantes irreversibles en los microorganismos (Miller, 1993).
5.2.1.1 Calor Húmedo: produce desnaturalización y coagulación de proteínas. Estos efectos se deben principalmente a dos razones:
El agua es una especie química muy reactiva y muchas estructuras biológicas son producidas por reacciones que eliminan agua.
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El vapor de agua posee un coeficiente de transferencia de calor mucho más elevado que el aire (Miller, 1993).
Ventajas del calor húmedo:
Destrucción de bacterias y esporas en corto tiempo No deja residuos tóxicos Hay un bajo deterioro del material expuesto Económico Rápido calentamiento y penetración (Miller, 1993).
Desventajas del calor húmedo:
No permite esterilizar soluciones que formen emulsiones con el agua Es corrosivo sobre ciertos instrumentos metálicos Ejemplo de equipo que
funciona con calor húmedo:
a. Autoclave: se realiza la esterilización por el vapor de agua a presión. El modelo más usado es el de Chamberland. Esteriliza a 120º a una atmósfera de presión (estas condiciones pueden variar) y se deja el material durante 20 a 30 minutos. El equipo consta de una caldera de cobre, sostenida por una camisa externa metálica, que en la parte inferior recibe calor por combustión de gas o por una resistencia eléctrica, esta se cierra en la parte superior por una tapa de bronce. Esta tapa posee tres orificios, uno para el manómetro, otro para el escape de vapor en forma de robinete y el tercero, para una válvula de seguridad que funciona por contrapeso o a resorte (College Engineering and Engineering Technology, 2001).
b. Funcionamiento: se coloca agua en la caldera, procurando que su nivel no alcance a los objetos que se disponen sobre una rejilla de metal. Se cierra asegurando la tapa, sin ajustar los bulones del autoclave y se da calor, dejando abierta la válvula de escape hasta que todo el aire se desaloje y comience la salida de vapor en forma de chorro continuo y abundante (College Engineering and Engineering Technology, 2001).
c. Tindalización: esterilización por acción discontinua del vapor de agua, se basa en el principio de Tyndal. Las bacterias que resisten una sesión de calefacción, hecha en determinadas condiciones, pueden ser destruidas cuando la misma operación se repite con intervalos separados y en varias sesiones.
Se efectúa por medio del autoclave de Chamberland, dejando abierta la válvula de escape, o sea funcionando a la presión normal. Puede también realizarse a temperaturas más bajas, 56º u 80º ocupará evitar la descomposición de las sustancias a esterilizar, por las temperaturas elevadas (Eagar.et.al.1986).
5.2.1.2 Calor seco: produce desecación de las células, y esto es tóxico por los niveles elevados de electrolitos, fusión de membranas. Estos efectos se deben a la transferencia de calor desde los materiales a los microorganismos que están en contacto con éstos (Miller, 1993).
La acción destructiva del calor sobre proteínas y lípidos requiere mayor temperatura cuando el material está seco o la actividad de agua del medio es baja (Miller, 1993).
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Ventajas del calor seco:
No es corrosivo para metales e instrumentos. Permite la esterilización de sustancias en polvo y no acuosas, y de
sustancias viscosas no volátiles (Miller, 1993).
Desventajas del calor seco:
Requiere mayor tiempo de esterilización, respecto al calor húmedo, debido a la baja penetración del calor.
Ejemplo de equipo que funciona con calor seco:
a. Estufas: debe tener doble cámara, el aire caliente generado por una resistencia, circula por la cavidad principal y por el espacio entre ambas cámaras, a temperatura de 170º C para el instrumental metálico y a 140º C para el contenido de los tambores (Miller, 1993). Se mantiene una temperatura estable mediante termostatos de metal, que al dilatarse por el calor, cortan el circuito eléctrico (Miller, 1993).
5.2.1.3 Radiaciones: las radiaciones ionizantes se utilizan para tratar una gran diversidad de productos con distintos objetivos. Su acción depende de:
El tipo de radiación El tiempo de exposición La dosis (Miller, 1993).
Tipos de radiaciones:
Ionizantes: producen iones y radicales libres que alteran las bases de los ácidos nucleicos, estructuras proteicas y lipídicas, y componentes esenciales para la viabilidad de los microorganismos.
Tienen gran penetrabilidad y se las utiliza para esterilizar materiales termolábiles (termosensibles) como jeringas descartables, sondas, etc. Se utilizan a escala industrial por sus costos (Miller, 1993).
Rayos Ultravioletas: afectan a las moléculas de ADN de los microorganismos. Son escasamente penetrantes y se utilizan para superficies, se utilizan para la esterilización en quirófanos (Miller, 1993).
Rayos Gamma: su empleo esta basado en los conocimientos sobre la energía atómica. Este tipo de esterilización se aplica a productos o materiales termolábiles y de gran importancia en el campo industrial. Puede esterilizar antibióticos, vacunas, alimentos, entre otros (Miller, 1993).
Ventajas:
La radiación no deja residuos No hay aumento significativo de la temperatura en el material No requiere tratamiento pos-esterilización (Miller, 1993).
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Desventajas:
El tiempo de radiación es el parámetro a controlar (Miller, 1993).
5.3 Control del proceso de esterilización: todos los procesos de esterilización se deben controlar para poder asegurar que han sido efectivos. Para ello se pueden utilizar indicadores físicos, químicos y/o biológicos, los cuales deben ser colocados en cada carga de esterilización.
5.3.1 Indicadores químicos: la mayoría de estos indicadores son cintas adhesivas que se adhieren al material a esterilizar. Estas cintas están impregnadas con una sustancia química que cambia de color cuando el material ha sido sometido al proceso de esterilización (George, et.al. 2001).
5.3.2 Indicadores biológicos: son preparaciones de una población específica de esporas de microorganismos, las cuales son altamente resistentes a un proceso de esterilización en particular. Cuando se utilizan indicadores biológicos se debe verificar: Tipo de microorganismo Tipo de proceso de esterilización Número de lote Fecha de expiración Medio de cultivo utilizado Condiciones de incubación del indicador después de aplicado el proceso
de esterilización Métodos de descontaminación para evitar la diseminación de esporas en el medio ambiente (Miller, 1993).
5.4 Métodos de esterilización por agentes mecánicos: la filtración permite la
remoción de todos los microorganismos presentes en un líquido o un gas reteniéndolos sobre la superficie de un material. La esterilización por filtración se logra por el paso de un líquido o un gas a través de un material capaz de retener los microorganismos presentes. La esterilización por filtración se emplea para materiales sensibles al calor, tales como ciertos medios de cultivo, azúcares, soluciones de antibióticos y otros medicamentos, etc (Weatherwax, 1986).
5.5 Descontaminación de Espacios y superficies: antes de comenzar a trabajar y después es necesario realizar una limpieza y desinfección diaria de todas las superficies de trabajo.
5.5.1 Superficies: la descontaminación del espacio, el mobiliario y el equipo de
laboratorio requiere una combinación de desinfectantes líquidos y gaseosos. Las superficies pueden descontaminarse con una solución de hipoclorito sódico (NaOCl); una solución que contenga 1 g/l de cloro libre puede ser apropiada para la limpieza general, pero se recomiendan soluciones más potentes (5 g/l) cuando se trate de situaciones de alto riesgo. Ejemplo de cómo limpiar las siguientes superficies:
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Mesas de trabajo: despejar la superficie de las mesas a limpiar, frotar la superficie de la mesa con un trapo húmedo con desinfectante, dando movimientos circulares. Seguidamente, frotar la superficie de la mesa con un trapo humedecido con una solución de hipoclorito al 0.1%. Realizar este procedimiento tres veces al día. Mantener dedos, lápices o lapiceros lejos de la boca, ya que son fuente de contaminación por el ambiente de trabajo. Evitar el empleo de libros y material de escritorio en el área de trabajo, ya que el papel contaminado es difícil de esterilizar. (Weatherwax, 1986).
Estantes y libreras: una vez por semana, despejar la superficie, retirar el polvo con un trapo húmedo, para evitar que este se alborote y caiga sobre otras superficies. Después de retirar el polvo, rociar la superficie con desinfectante y frotarla con un trapo dando movimientos circulares, repetir el procedimiento utilizando solución de hipoclorito.
Paredes: cada dos meses limpiar bien las paredes utilizando desinfectante o
cloro, humedecer un trapo y frotar la pared incluyendo los contactos de luz. Sacudir las telarañas que pudiesen estar en las esquinas superiores de las paredes.
Puerta principal: limpiar una vez al día (diario) con trapo húmedo con
desinfectante incluyendo el marco. Mantener las puertas del laboratorio cerradas, para evitar el ingreso de contaminantes del exterior.
Ventanas: una vez al mes, aplicar limpiador de vidrios y remover la suciedad
frotando con un pedazo de papel periódico, o bien, lavar los vidrios con una solución de agua con detergente, enjuagar con agua y secar con papel periódico. (Eagar. et.al. 1986).
5.5.2 Pisos
a. Llevar a cabo la limpieza de los pisos dos veces al día (antes de iniciar las actividades y al finalizar las mismas).
b. El piso del laboratorio debe estar siempre seco.
c. Recoger la basura y el polvo con un recogedor y depositar en un basurero con tapadera para evitar que la basura se salga. Vaciar los basureros en una bolsa negra (el cual no contenga residuos biológicos).
d. Rociar el piso con desinfectante, luego deslizar el trapeador de forma uniforme por la superficie del suelo. Seguidamente realizar el mismo paso pero con hipoclorito al 0.1%.
e. Si existe algún derrame limpiar inmediatamente cualquier salpicadura de sustancias químicas/agua y notificar a los demás usuarios del laboratorio.
f. Al terminar de limpiar, despojarse de los guantes y la mascarilla, descartarlos en la bolsa de basura y lavarse bien las manos. (Eagar. et.al. 1986).
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Fuente: Fotografía tomada en LAFYM para proyecto FODECYT 002-08
5.5.3 Lavamanos y Lavaderos
a. Una vez por semana, aplicar agua en la superficie del lavamanos para humedecer.
b. Tomar un cepillo o una esponja previamente sumergido en jabón con cloro y frotar la superficie del lavamanos vigorosamente.
c. Aplicar abundante agua para retirar el jabón de la superficie del lavamanos, lavar el cepillo o la esponja para retirar los residuos de jabón del lavabo.
d. Frotar la superficie del lavamanos con un trapo humedecido con desinfectante.
e. Se recomienda lavar la cristalería en el lavadero cerca de la campana de flujo laminar. Lavar con detergente y abundante agua. (Eagar. et.al. 1986).
Para el lavado de cristalería de laboratorio existen diferentes detergentes especiales, los cuales cuidan y conservan el material, pero que tienen a la vez una gran efectividad de limpieza. Lewis y Arens. 1996).
Fuente: Fotografía tomada en LAFYM para Proyecto FODECYT 002-08
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5.5.4 Equipo de Laboratorio Refrigeradores: dos veces por semana, limpiar por fuera con un trapo húmedo con
desinfectante todo el exterior, parte superior e inferior. Realizar la limpieza interna cada seis meses, desocupar el interior del refrigerador y frotar la superficie interna de este con un algodón humedecido con alcohol al 70%. Humedecer un trapo limpio con desinfectante y frotarlo con fuerza sobre toda la superficie interna del refrigerador. (Eagar. et.al. 1986).
Incubadoras: dos veces por semana, humedecer un trapo limpio con desinfectante
líquido y frotar con fuerza el trapo sobre toda la superficie externa de la incubadora. Cada seis meses, desocupar el interior de la incubadora y frotar la superficie interna de este con un algodón humedecido con alcohol al 70%. Humedecer un trapo limpio con desinfectante y frotarlo con fuerza sobre toda la superficie interna de la incubadora. A continuación como limpiar la incubadora:
La presencia de suciedad interfiere con la acción de cualquier desinfectante,
por lo tanto; la desinfección con sustancias químicas deberá efectuarse después de un proceso de limpieza o en combinación con el mismo.
La solución de limpieza (para la limpieza de la incubadora), entre más alta
sea la temperatura más eficaz será la desinfección. Es preferible usar, por tanto, una solución desinfectante tibia o caliente que una fría.
El tiempo estimado recomendable que los desinfectantes químicos
necesitan, es un tiempo de contacto mínimo, el que puede variar de acuerdo con la actividad el desinfectante.
La concentración de la solución del desinfectante necesaria, variará de
acuerdo con las condiciones de uso. Y deberá ser adecuada para la finalidad a la que se destina y el medio ambiente en que haya de emplearse. Las soluciones deberán prepararse, por tanto, siguiendo estrictamente las instrucciones de uso que aparece en el rótulo del producto.
Todas las soluciones desinfectantes deberán ser de preparación reciente; el
mantenimiento prolongado de soluciones listas para ser usados o el relleno de soluciones existentes, puede reducir la eficacia de la solución desinfectante.
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6. CALIBRACIÓN Y/O VERIFICACIÓN DE LOS EQUIPOS
El laboratorio debe establecer un programa para la calibración y/o verificación de los equipos que tengan una influencia directa en los resultados de los ensayos. La frecuencia de estas calibraciones y/o verificaciones se establecerá en función de la experiencia documentada y se basará en el uso, tipo y resultados previos de las calibraciones de los equipos. Los intervalos entre sucesivas calibraciones y/o verificaciones deben ser más cortos que el período de tiempo durante el cual se observan desviaciones del equipo fuera de los límites aceptables (Eagar. et.al. 1986). Como parte de su sistema de calidad, el laboratorio debe documentar e implantar un programa para la limpieza, mantenimiento, calibración y/o verificación y esterilización de los equipos, cuando sea necesario. Los equipos habituales de un laboratorio microbiológico pueden clasificarse como sigue: Material de uso general: material de vidrio o plástico (matraces, tubos de
ensayo, cajas de Petri), instrumentos de muestreo, asas de siembra, etc. Baños termostáticos, estufas, cabinas de seguridad biológica, autoclaves, Homogeneizadores, frigoríficos, congeladores, equipos de filtración, etc. Equipos volumétricos, como pipetas, distribuidores automáticos, sembradores
en espiral, etc. Instrumentos de medida, como termómetros, cronómetros, balanzas, pH-
metros, contadores de colonias, etc. (Eagar. et.al. 1986).
6.1 Tipos de equipos que necesitan calibración y/o verificación: 6.1.1 Equipos para medir la temperatura Cuando la precisión de la medida de la temperatura tenga un efecto directo en el resultado del análisis, los equipos como termómetros de columna líquida, termopares o termómetros de resistencia de platino (TRP) utilizados por ejemplo, en estufas y autoclaves, deberán tener una calidad adecuada para cumplir las especificaciones del método de ensayo. La calibración de los equipos de medida de la temperatura debe ser apropiada para la precisión que se requiere (Calderón y Villaizán, 1994). La trazabilidad de la medida de la temperatura puede garantizarse mediante la calibración del equipo de medida frente a un patrón de referencia adecuado, ya sea un termómetro, termopar o termómetro de resistencia de platino, de acuerdo con un procedimiento documentado, siempre que la incertidumbre global del patrón de referencia sea apropiada para la calibración. Cuando la precisión de la medida de la temperatura no tenga un efecto directo en el resultado del ensayo, por ejemplo, en el caso de frigoríficos y congeladores, los laboratorios pueden cumplir también los requisitos de acreditación utilizando termómetros de trabajo debidamente verificados por el laboratorio. (Calderón y Villaizán, 1994). El laboratorio debe realizar una verificación independiente de los indicadores y termómetros integrados en preparadores de medios y autoclaves para demostrar su precisión. Cuando no sea posible utilizar dispositivos como termopares, se pueden instalar en el autoclave termómetros de temperatura máxima que hayan sido calibrados
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dentro del rango necesario de temperaturas, para vigilar las temperaturas alcanzadas en el interior del autoclave. De esta forma se pueden comparar la temperatura indicada en el autoclave con la temperatura máxima alcanzada en el interior del mismo. Debe mantenerse un registro de todos los controles realizados y detalles sobre cualquier acción correctora adoptada (Calderón y Villaizán, 1994). 6.1.2 Estufas y baños termostáticos La estabilidad y la uniformidad de la temperatura, así como el tiempo necesario para alcanzar condiciones de equilibrio en baños termostáticos, estufas y salas con temperatura controlada deben establecerse inicialmente y documentarse. La constancia de las características registradas durante la verificación inicial del equipo debe comprobarse y registrarse después de cada reparación o modificación. El laboratorio debe mantener un registro adecuado de las medidas de temperatura de los equipos utilizados en los ensayos (George, 2001). 6.1.3 Autoclaves El autoclave debe cumplir las tolerancias de temperatura especificadas. No se recomienda la utilización de autoclaves provistos sólo de un manómetro para esterilizar medios o descontaminar residuos (Eagar. et.al.1986). La estabilidad y la uniformidad de la temperatura, así como el tiempo necesario para alcanzar condiciones de equilibrio en los autoclaves debe verificarse inicialmente y documentarse. La constancia de las características registradas durante la verificación inicial del equipo debe comprobarse y registrarse después de efectuar una modificación o reparación, por ejemplo al sustituir el termostato o el programador (Eagar. et.al.1986). Cuando sea necesario, el ciclo de esterilización/descontaminación debe tener en cuenta el perfil de calentamiento de la carga. Deben darse instrucciones claras de funcionamiento basadas en los perfiles de calentamiento determinados para los usos que lo requieran (Eagar. et.al.1986). Debe mantenerse un registro de las operaciones realizadas en el autoclave, incluyendo la temperatura y el tiempo. Esto debe realizarse para cada ciclo, indicando su aceptación o rechazo (Eagar. et.al.1986). El control de la temperatura puede realizarse mediante una de las siguientes formas: Utilizando un termopar y un aparato registrador para obtener un gráfico
impreso Utilizando un termómetro de temperatura máxima Por observación directa y registro de la temperatura máxima alcanzada.
Además de controlar directamente la temperatura del autoclave, puede comprobarse:
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La eficacia de su funcionamiento durante cada ciclo, mediante la utilización de indicadores químicos o biológicos para fines de esterilización y descontaminación.
Debe utilizarse un sistema para distinguir que una carga ha sido procesada, pero no como un indicador para demostrar que ha finalizado un ciclo de esterilización aceptable. Eagar. et.al.1986).
6.1.4 Pesas y balanzas Las pesas y balanzas deben calibrarse a intervalos regulares y demostrar su trazabilidad a patrones nacionales o internacionales. Además de la calibración completa, las balanzas se deben verificar rutinariamente (a diario o antes de usar) para asegurarse que están en condiciones adecuadas de uso; estas verificaciones deben quedar registradas. En el caso de balanzas de precisión deben tenerse en cuenta las condiciones ambientales y/o de ubicación (Eagar. et.al.1986). 6.1.5 Material volumétrico El laboratorio debe realizar una verificación inicial de los equipos volumétricos tales como dispensadores y pipetas automáticas, y realizar controles periódicos para garantizar que los equipos cumplen en todo momento las especificaciones requeridas. Debe mantenerse un registro actualizado de estas operaciones: La verificación no será necesaria para el material de vidrio que haya sido
certificado para una tolerancia específica. El material volumétrico de vidrio y el desechable "de un solo uso", se
recomienda que provenga de empresas certificadas según 1SO 9000. Es conveniente realizar controles aleatorios de su precisión.
Si las empresas proveedoras no están certificadas según ISO 9000, el laboratorio debería verificar cada lote de equipos. (Eagar. et.al.1986).
6.1.6 Potenciómetros, medidores de oxígeno y equipos similares Los potenciómetros, medidores de oxígeno y otros equipos similares deben verificarse periódicamente o antes de ser utilizados. En el caso de los potenciómetro la verificación se hará diariamente o cada vez que vayan a utilizarse si su uso no es diario. Periódicamente se verificará el funcionamiento correcto de los electrodos. Estas verificaciones deberán quedar registradas.
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6.1.7 Cabinas de flujo laminar y de seguridad biológica En las cabinas de flujo laminar debe verificarse periódicamente la velocidad del aire, estado de los filtros y control microbiológico de esterilidad del aire. En las cabinas de seguridad biológica debe comprobarse además su estanqueidad. Estas verificaciones deben quedar registradas (George, 2001). 6.1.8 Otros equipos Cuando la humedad influya en el resultado del ensayo, deberán calibrarse los higrómetros para garantizar la trazabilidad a patrones nacionales o internacionales.
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7. LAVADO DE MANOS
El lavado de manos es el factor fundamental en la prevención de enfermedades. Las manos son el vehículo más frecuente de transmisión de enfermedades en los seres humanos. La mayoría de las personas no está conciente de la necesidad de lavarse las manos, porque desconoce o minimiza los riesgos a la salud que pueden provocar al no realizar esta práctica. (Rotter, 1997). Es imprescindible que se entienda la importancia de lavarse las manos correctamente. 7.1 ¿Por qué lavarse las manos? Las manos pueden ser reservorios de gérmenes dañinos, por lo tanto el lavado de manos puede reducir las infecciones como las provocadas por bacterias, virus y parásitos, entre otras. El lavado de manos adecuado es esencial para: Las rutinas de lavado reducen de manera significativa la transmisión de
infecciones en más de un 50%.
Eliminan gérmenes nocivos para la salud presentes en las manos. Disminuye el riesgo de padecer infecciones
Garantiza una buena higiene personal
Goza uno de buena salud (Rotter, 1997).
7.2 ¿Cuándo lavarse las manos?
Al llegar y antes de salir del trabajo. Después de ir al servicio sanitario. Tocar desperdicios y basura. Antes de incorporarse al trabajo de laboratorio tras los descansos o
interrupciones. Después de tocarse la nariz, oídos, ojos, boca, rascarse la cabeza. Antes y después de comer o beber y/o manipular alimentos. Después de manipular equipo o utensilios. Antes de ponerse guantes. Luego de haber tocado equipo de protección ya usado (mascarillas, guantes,
entre otros). Cuando toque o manipule algún objeto que, por su naturaleza debe ser tocado
constantemente por varias personas, (Ej., interruptores, perillas o perillas de puertas, sillas, teléfono, computadora, plumas y lapiceros) (Rotter, 1997).
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7.3 Procedimiento para lavarse las manos
7.3.1 Retirar de las manos reloj, pulseras y anillos. Abrir la llave del chorro con una servilleta de papel para evitar contaminarla, mojar sus manos y tome solución de jabón del frasco dispensador.
7.3.2 Frótese las manos usando jabón, enjabonándolas bien y asegurándose de tocar toda superficie de las manos. Frótese los dedos y los pulgares, entrelazándolos y moviéndoselos primero en una dirección y luego en la dirección contraria.
7.3.3 Enjuáguese las manos bajo un chorro de agua corriente limpia hasta que se quite todo el jabón.
7.3.4 Séquese las manos absorbiendo el agua con una toalla de papel limpia (Boyce, 2002).
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8. DERRAMES Y ACCIDENTES
Para lograr controlar posibles derrames, es necesario contar con tres requisitos importantes: planeación, preparación y capacitación.
8.1 Planeación:
Decidir cuál es el descontaminante que se debe utilizar según el material que se derrame y a qué concentración se debe encontrar el mismo.
Redactar un procedimiento detallado sobre los pasos para la limpieza y descontaminación para el derrame más grave posible y los derrames más probables y darlo a conocer a todo el personal involucrado en el trabajo dentro del laboratorio.
Establecer la manera de comunicar y llevar un registro de los accidentes. Determinar en qué circunstancias el personal puede hacerse cargo de la situación
por su cuenta y cuándo, dado la magnitud del accidente o el volumen del material derramado, se necesita ayuda (George, 2001;Omenn 1984)
8.2 Preparación:
Se debe preparar un kit básico de derrames y sustancias con posible riesgo biológico que contenga el siguiente material:
Solución de cloro como desinfectante estándar, aunque puede utilizarse otros desinfectantes en las concentraciones adecuadas, estas soluciones desinfectantes deben conservarse en botellas con aspersores o pizetas para un mejor manejo de dichas soluciones.
Pinzas, tenazas, escoba o cepillo que resista la temperatura del autoclave. Toallas de papel o material absorbente. Bolsas de bioseguridad (rojas) para recoger el material contaminado. Guantes industriales y los de uso de laboratorio (látex). Equipos de protección individual (gafas de seguridad, mascarillas, careta).
(Omenn, 1984).
Es importante que después de utilizar el material de este kit, se reponga por uno nuevo para que el mismo se encuentre siempre completo y listo para usar en caso de ser necesario, así también es importante que todo el personal del laboratorio conozca el lugar donde se encuentra dicho kit y que este siempre debe regresar a su respectivo lugar después de su uso (Omenn, 1984).
8.3 Capacitación:
Informar mediante teoría y entrenamiento práctico la manera de proceder ante un derrame o accidente, así también como las acciones que podrían generar aerosoles o impedir una descontaminación efectiva (Omenn, 1984).
Reportar el derrame: los detalles del accidente deben ser reportados de forma inmediata al supervisor o encargado del laboratorio en el formulario correspondiente. Adicionalmente, se debe completar un formulario de reporte de accidentes, el cual debe archivarse para futura referencia (Omen, 1984).
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9. REGLAS EN EL LABORATORIO MICROBIOLÓGICO
9.1 MEDIDAS GENERALES
Deben cumplirse en cualquier área del laboratorio.
El acceso al laboratorio estará limitado al personal autorizado. No deben entrar en el laboratorio familiares ni amigos.
El personal del laboratorio debe implicarse en el cumplimiento de las normas
de seguridad. Todas las áreas estarán debidamente marcadas con la señal de riesgo biológico
y su nivel de contención. Las puertas y ventanas deben permanecer cerradas para mantener la adecuada
contención biológica. Todas las superficies de trabajo se limpiarán y desinfectarán diariamente y
siempre que se produzca un derrame, rotando los desinfectantes. Los residuos y muestras peligrosas que van a ser incinerados fuera del
laboratorio deben ser transportados en contenedores cerrados, resistentes e impermeables siguiendo las normas específicas para cada tipo de residuo.
El laboratorio debe permanecer limpio y ordenado y no es aconsejable utilizar
los pasillos como almacén. Siempre debe quedar un espacio libre no inferior a 120 cm para poder evacuar el laboratorio en caso de emergencia.
La ropa protectora, fácilmente ajustable y confortable, así como guantes, gafas,
etc. debe estar disponible en todo momento. Todo el personal debe poner especial cuidado en evitar el contacto de la piel
con materiales potencialmente infecciosos. Con este fin deben usarse guantes cuando se manipulen muestras o cultivos que contengan posibles patógenos. Los guantes siempre serán desechados antes de salir del área de trabajo. Jamás se saldrá de la misma con los guantes puestos, ni con ellos se cogerá el teléfono, se tocarán los volantes, etc.
Tras quitarse los guantes, se realizará un lavado de manos.
Se usarán gafas protectoras y mascarillas faciales si existe riesgo de
salpicaduras y/o aerosoles. Se pondrá extremo cuidado en minimizar el riesgo de autoinoculación y de
generación de aerosoles. Los derrames y accidentes deben ser informados inmediatamente al Supervisor
y al Jefe del Laboratorio y hacerse constar por escrito.
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Está rigurosamente prohibido pipetear con la boca. Se realizará pipeteo
automático con material adecuado y cada trabajador será instruido para manejarlo debidamente.
En la zona de trabajo no debe colocarse material de escritorio ni libros ya que
el papel contaminado es de muy difícil esterilización. No deberán usarse lentes de contacto.
Los movimientos y procedimientos repetitivos pueden conducir a lesiones con
el transcurso del tiempo; tome descansos periódicos y trate de alternar tareas. 9.2 MEDIDAS DE HIGIENE:
El personal con el cabello largo debe llevarlo recogido.
Comer, beber, fumar y aplicarse cosméticos esta formalmente prohibido en
el área de trabajo del laboratorio, así como el almacenamiento de comida o bebida.
El personal debe lavarse las manos frecuentemente durante las actividades
rutinarias, tras acabar la jornada laboral y siempre antes de abandonar el laboratorio (almorzar). Se usará un jabón antiséptico y el secado se realizará con papel.
Las heridas y cortes en las manos, si se han producido en el Laboratorio,
serán comunicados al responsable de la Sección correspondiente, así como al Supervisor, que lo registrará haciendo constar todas las circunstancias. Las heridas y cortes deben ser convenientemente vendados y después es imprescindible ponerse guantes.
Evitar llevar al laboratorio, accesorios que podrían ser fuente de
contaminación (por ejemplo joyas).
Manual de bioseguridad del laboratorio (LAFYM)
39 FODECYT 02-08
10. REFERENCIAS
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Carteles de bioseguridad en el
laboratorio LAFYM
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-LAMIR- Elaborado por:
Msc. Karin Herrera María Andrea Marroquín
Manual de bioseguridad (LAMIR)
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ÍNDICE
Contenido Página
Prólogo 1
1. Bioseguridad 2
1.1 La bioseguridad comprende 3 1.2 Símbolo de bioseguridad 5 2. Operaciones seguras en los laboratorios donde se manipulan agentes biológicos 7 2.1 Definición y clasificación de los agentes biológicos
2.1.1 Riesgo microbiológico 2.1.2 Infecciones adquiridas en el laboratorio 2.2 Laboratorios básicos niveles de bioseguridad 1 y 2 2.2.1 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 1 2.2.2 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 2 2.3 Vías de transmisión 2.4 Equipos de protección individual (EPIs) 2.4.1 Batas 2.4.2 Guantes 2.4.2.1 Recomendaciones importantes para el uso de guantes 2.4.2.2 Recomendaciones de cómo quitarse los guantes 2.4.3 Gafas de seguridad, protectores oculares y filtros 2.4.4 Mascarillas 2.4.5 Cofias 2.4.6 Cubre zapatos
7 8 8 9 9 9 9 10 10 10 11 11 11 12 12 12
3. Géneros de bacterias y hongos aislados en el laboratorio LAMIR 13
3.1 Género de bacterias aislados en el laboratorio LAMIR breve descripción de estas 3.2 Géneros de hongos encontrados en el laboratorio LAMIR breve descripción de estas
13
15 4. Limpieza y desinfección 17
4.1 Limpieza 4.2 Desinfección
17 18
5. Esterilización en el laboratorio 19
5.1 Métodos químicos de esterilización (desinfectantes y antisépticos) 5.2 Métodos físicos de esterilización 5.2.1 Calor 5.2.1.1 Calor húmedo 5.2.1.2 Calor seco 5.2.1.3 Radiaciones 5.3 Control del proceso de esterilización 5.3.1 Indicadores químicos 5.3.2 Indicadores biológicos 5.4 Métodos de esterilización por agentes mecánicos 5.5 Descontaminación de espacios y superficies 5.5.1 Superficies 5.5.2 Pisos
19 22 22 22 23 24 24 24 25 25 25 25 26
Manual de bioseguridad (LAMIR)
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5.5.3 Lavamanos y lavaderos 5.5.4 Equipo de laboratorio
26 27
6. Calibración y/o verificación de los equipos 29
6.1 Tipos de equipos que necesitan calibración y/o verificación 6.1.1 Equipos para medir la temperatura 6.1.2 Estufas y baños termostáticos 6.1.3 Autoclaves 6.1.4 Pesas y balanzas 6.1.5 Material volumétrico 6.1.6 Potenciómetros, medidores de oxígeno y equipos similares 6.1.7 Cabinas de flujo laminar y de seguridad biológica 6.1.8 Otros equipos
29 29 30 30 31 31 31 32 32
7. Lavado de manos 33
7.1 ¿Por qué lavarse las manos? 7.2 ¿Cuándo lavarse las manos? 7.3 Procedimiento para lavarse las manos
33 33 34
8. Derrames y accidentes 36
8.1 Planeación 8.2 Preparación 8.3 Capacitación
36 36 36
9. Reglas en el laboratorio microbiológico 37
9.1 Medidas generales 9.2 Medidas de higiene
37 38
10. Referencias 39
11. Carteles de bioseguridad de LAMIR 41
Manual de bioseguridad (LAMIR)
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PRÓLOGO
Las personas que trabajan en laboratorios microbiológicos preparan muestras y realizan pruebas, reacciones y análisis para investigaciones y para la detección de enfermedades y patógenos. Trabajan con sustancias químicas, enseres de vidrio, llamas y equipos de laboratorio manuales y automáticos. Aunque los trabajadores de laboratorios hacen experimentos con muestras y reactivos, la seguridad en el laboratorio no debe ser una incógnita (Fleming et.al, 1995).
Al personal de salud que trabaja en el laboratorio microbiológico de referencia –LAMIR-, este laboratorio debe aplicar las normas generales de bioseguridad. Las normas de bioseguridad están destinadas a reducir el riesgo de transmisión de microorganismos de fuentes reconocidas o no reconocidas de enfermedades y alergias, en los laboratorios microbiológicos.
Los laboratorios microbiológicos constituyen medio ambientes especiales, generalmente únicos, que pueden presentar riesgos de enfermedades para las personas que se encuentren trabajando en este ambiente.
El presente manual fue elaborado por el equipo de investigación del Proyecto FODECYT 02-2008 con el fin de proporcionar una guía clara que comprende los diferentes aspectos de la bioseguridad, como las normas básicas, las buenas prácticas de laboratorio, equipo de protección personal, limpieza y desinfección, cómo actuar en caso de accidentes dentro de estos laboratorio, entre otros. Evitando así prevenir posibles enfermedades relacionadas con el ambiente de trabajo del personal de salud que labora en este laboratorio microbiológico (LAMIR).
Este documento puede también servir de guía para los laboratorios que utilizan técnicas en áreas relacionadas con la microbiología, como bioquímica, biología molecular y cultivos celulares. Se debe tener presente que debido al desarrollo científico técnico se deben preveer revisiones periódicas de estas normas a los efectos de asegurar la actualización de las mismas.
Manual de bioseguridad (LAMIR)
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1. BIOSEGURIDAD
Es una doctrina de comportamiento encaminada a lograr actitudes y conductas que disminuyan el riesgo del trabajador de salud de adquirir infecciones, en el medio laboral. Compromete también a todas aquellas personas que se encuentra en el ambiente asistencial, este ambiente debe estar diseñado en el marco de una estrategia de disminución de riesgo (Fleming et.al, 1995). Comprende el conjunto de normas de higiene y seguridad que permiten que el personal que trabaja en un laboratorio proteja su salud y desarrolle su labor con eficiencia; se estableció con el propósito de reducir el riesgo de transmisión de microorganismos de fuentes reconocidas, o no de infección (Omenn, 1984).
La bioseguridad tiene una importancia directa para la seguridad alimentaria, la conservación del medio ambiente (incluida la biodiversidad) y la sostenibilidad de la agricultura (UNAM, 2002). Sin embargo otros autores ampliaron el concepto, y lo definieron como un sistema de conocimientos, actitudes y prácticas que promueven la prevención de accidentes laborales en el campo de laboratorio y práctica médica, o bien como una doctrina del comportamiento que compromete a todas las personas del ambiente asistencial con el fin de diseñar estrategias que disminuyan los riesgos (Barriga, et.al, 1996).
La bioseguridad se desarrolla en combinadamente con el personal que trabaja en el laboratorio y que debe cumplir las normas, las autoridades que deben hacerlas cumplir y la dirección del laboratorio que debe implementar los medios para que se cumplan.
El objetivo de la bioseguridad es dictar normas, desarrollar procedimientos o promover el uso de instrumentos que permitan evitar accidentes. Por lo mismo es recomendable que el laboratorio debe de complementarse con un diseño de instalación, equipos de seguridad y prácticas de manejo adecuadas como un programa de bioprotección el cual debe de apoyarse en un programa sólido de seguridad biológica Mediante las evaluaciones del riesgo realizadas como parte integral del programa de bioseguridad de la institución, se acopia información sobre el tipo de organismos utilizados, su localización, el personal que necesita tener acceso a ellos y las personas responsables de ellos. Esa información puede utilizarse para determinar si la institución posee materiales biológicos de interés para quienes puedan querer usarlos incorrectamente (López, 1998).
También es recomendable adoptar un manual de operaciones que identifique los riesgos posibles, especificando las prácticas y procedimientos para minimizarlos y ser expertos en las prácticas y técnicas requeridas para manipular las muestras y materiales microbiológicos en forma segura.
La persona a cargo del laboratorio es responsable de brindar u organizar la capacitación adecuada del personal.
Manual de bioseguridad (LAMIR)
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1. 1. La bioseguridad comprende
- Prácticas de trabajo
Se debe considerar el riesgo real que enfrenta el operador en la labor con distintos microorganismos o con material biológico potencialmente infeccioso para determinar el nivel de bioseguridad con el que debe trabajar. Las prácticas normalizadas de trabajo son el elemento más básico y a la vez el más importante para la protección de cualquier tipo de trabajador. Por otro lado, estos procedimientos estandarizados de trabajo deben figurar por escrito y ser actualizados periódicamente (Omenn, 1984).
- Equipo de seguridad
Las buenas técnicas microbiológicas y el uso de equipos de seguridad apropiados brindan protección al personal y al ambiente cercano al laboratorio de la exposición a agentes infecciosos. Como por ejemplo: mascarillas, guantes, cofias, lentes de seguridad, cubre zapatos, etc. (OMS, et.al.1983).
- Diseño y construcción de la instalación
En el diseño de un laboratorio es recomendable identificar las condiciones, que se sepa que plantean problemas de seguridad, en este caso solamente se brindará una recomendación de medidas que en un futuro pudieran tenerse en cuenta:
1. Se dispondrá de espacio suficiente para realizar el trabajo de laboratorio en condiciones de seguridad y para la limpieza y el mantenimiento.
2. Las superficies de trabajo serán impermeables y resistentes a desinfectantes,
ácidos, álcalis, disolventes orgánicos y calor moderado. 3. La iluminación será adecuada para todas las actividades. Se evitarán los
reflejos y brillos molestos.
4. El mobiliario debe ser robusto y debe quedar espacio entre mesas, armarios y otros muebles, así como debajo de los mismos, a fin de facilitar la limpieza. Es recomendable tener un lugar adecuado para colocar artículos de oficina, de laboratorio y equipo no inmediato.
5. Habrá espacio suficiente para guardar los artículos de uso inmediato, evitando
así su acumulación desordenada sobre las mesas de trabajo y en los pasillos. También debe preverse espacio para el almacenamiento a largo plazo, convenientemente situado fuera de las zonas de trabajo.
6. Se preverán espacios e instalaciones para la manipulación y el almacenamiento
seguros de disolventes y reactivos.
7. Los locales para comer y beber y para descansar se dispondrán fuera de la zona de trabajo del laboratorio.
Manual de bioseguridad (LAMIR)
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8. En cada sala del laboratorio habrá lavamanos, a ser posible con agua potable, instalados de preferencia cerca de la salida.
9. Mantener las puertas del laboratorio cerradas, para evitar el ingreso de
contaminantes del exterior.
10. Mantener un control de descarte de las muestras ya analizadas, para evitar una posible contaminación en el laboratorio.
11. Los sistemas de seguridad deben comprender medios de protección contra
incendios y emergencias eléctricas, así como duchas para casos de urgencia y medios para el lavado de los ojos.
12. Hay que preveer locales o salas de primeros auxilios, convenientemente
equipados y fácilmente accesibles.
13. Cuando se planifique una nueva instalación, habrá que prever un sistema mecánico de ventilación que introduzca aire del exterior sin recirculación.
14. Es indispensable contar con un suministro regular de agua de buena calidad,
es decir, potable.
15. Debe disponerse de un suministro de electricidad seguro y de suficiente capacidad, así como de un sistema de iluminación de emergencia que permita salir del laboratorio en condiciones de seguridad.
16. Es esencial un suministro fiable y adecuado de gas. La instalación debe ser
objeto del debido mantenimiento.
17. Crear un lugar separado del área de trabajo con acceso al público, para la recepción de muestras; para evitar el ingreso de agentes contaminantes del exterior (Chauca, 2008).
Otras consideraciones que, deben ser tenidas en cuenta a la hora de la evaluación del riesgo:
a. Localización: es aconsejable que el laboratorio de microbiología se localice
fuera del tránsito de las personas y que no sea un lugar de paso para otras dependencias en las que no exista restricción para su acceso (cafeterías, almacenes, bibliotecas, parqueos, salones de clases) (Chauca, 2008).
b. Lavamanos: debe existir uno en el mismo laboratorio. Estará dotado de grifos
que puedan accionarse sin utilizar las manos y situado preferiblemente cerca de la puerta de salida (Balows, 2001).
c. Lavaojos: se recomienda que exista uno dentro del laboratorio como equipo
de emergencia.
d. Superficies interiores: los suelos, paredes y techos deben ser impermeables y resistentes a diferentes productos químicos, de forma que permitan una
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FODECYT 02-08 5
limpieza a fondo y una posterior descontaminación.
e. Superficies de trabajo: las mesas y bancos de trabajo deben ser resistentes al calor moderado, a disolventes orgánicos, etc. Además, deben ser cómodas para el trabajo que se realiza.
f. Señalización: siempre que el trabajo esté en marcha, debe colocarse en la
puerta del laboratorio la señal reglamentaria de peligro biológico. Señalizar en el área de preparación de medios de cultivo, el uso obligatorio de cubre zapatos para evita que ingresen contaminantes del exterior. Otro tipo de señalización son: equipo de seguridad obligatorio en el laboratorio, anotarse en el folder o carpeta de uso del equipo en el laboratorio, peligro biológico, mantener la puerta cerrada, prohibido el uso de celular en la campana.
Y la señalización de procedimientos como: que hacer en caso de derrames, pasos para el lavado de manos y procedimiento de cómo hacer soluciones desinfectantes (solución de cloro y alcohol al 70%). Esto como fin de complementar la seguridad en el laboratorio (Miller, 1993).
g. Presión negativa: se recomienda que el laboratorio se mantenga a una
negativa con respecto al exterior del mismo, es decir, con respecto a los pasillos u otras zonas del edificio, de manera que exista un flujo de aire desde las zonas menos contaminadas hacia las de mayor riesgo de contaminación. Las puertas y ventanas del laboratorio han de permanecer cerradas si se quiere mantener esa presión negativa. No es aconsejable la recirculación de aire (Zapata, 2001).
h. Residuos: establecer, que en el mismo laboratorio (o dentro de la instalación) exista algún sistema (por ejemplo, esterilización por autoclave) para el tratamiento de los residuos producidos. De no ser así, el transporte de estos residuos ha de realizarse en envases sellados (López, 2008).
1.2 Símbolo de Bioseguridad
Este símbolo indica la presencia actual o potencial de un riesgo biológico, debiendo identificar laboratorios, equipos, contenedores, habitaciones y materiales. En la entrada de todo laboratorio que manipula agentes biológicos del tipo 2 en adelante es necesario colocar un rótulo el cuál se indique el posible riesgo biológico que existe y las normas de bioseguridad que deben cumplir al momento de ingresar para evitar el arrastre de contaminantes del área exterior hacia el interior del laboratorio. Evitando posibles afecciones en las muestras a manipular en el laboratorio por estos contaminantes. En LAMIR, es recomendable colocar un cartel afuera del laboratorio que indique que contenga el símbolo de riesgo biológico. Por lo mismo es necesario lo siguiente: 1. El símbolo y signo internacional de peligro biológico (figura 1) deberá colocarse en
las puertas de los locales donde se manipulen microorganismos del grupo de riesgo 2 o superior.
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2. Sólo podrá entrar en las zonas de trabajo del laboratorio el personal autorizado. 3. Las puertas del laboratorio se mantendrán cerradas. 4. No se autorizará ni permitirá la entrada de niños en las zonas de trabajo del
laboratorio. Todo el material biológico debe considerarse como potencialmente contaminante y por lo tanto, tomar todas las precauciones y cumplir todas las instrucciones documentadas para su manejo de eliminación. El material de descarte bolsas, los recipientes de basura que los contienen, deben estar claramente marcadas con este símbolo, al igual que refrigeradoras, congeladores y gabinetes de seguridad (Fleming, et.al. 1995).
Figura 1. Señal de advertencia de peligro biológico para las puertas del laboratorio
ACCESO RESTRINGIDO. SÓLO PERSONAL AUTORIZADO
PELIGRO BIOLÓGICO
Nivel de bioseguridad: ___________________________ Investigador encargado: __________________________ En caso de emergencia, avísese a: __________________ Teléfono diurno: _________________________________ Teléfono particular: ______________________________ Las autorizaciones de entrada deberán solicitarse al Investigador encargado mencionado más arriba
Manual de bioseguridad (LAMIR)
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2. OPERACIONES SEGURAS EN LOS LABORATORIOS DONDE SE
MANIPULAN AGENTES BIOLÓGICOS
Los agentes biológicos constituyen un factor de riesgo laboral por su capacidad de desencadenar enfermedades, tanto profesionales como del trabajo. Con el fin de proteger la salud de los trabajadores frente a los riesgos que se derivan de la exposición a dichos agentes durante el desarrollo de sus actividades es necesario:
Comunicar al personal, conozca los riesgos potenciales y ser expertos en las prácticas y técnicas requeridas para manipular las muestras y materiales microbiológicos en forma segura.
Que la persona a cargo del laboratorio sea responsable de brindar u organizar la capacitación adecuada del personal.
Se deben proyectar sistemas que garanticen condiciones de temperatura, velocidad del aire y humedad relativa que satisfagan el confort térmico y no permitan proliferación de hongos, mohos, virus y bacterias.
Se considera que los análisis microbiológicos incluyen pruebas de esterilidad, detección, aislamiento, recuento e identificación de microorganismos (virus, bacterias, hongos y protozoos) y sus metabolitos en diferentes materiales y productos, o cualquier tipo de ensayo en el que se utilicen microorganismos como parte de un sistema de detección, así como la utilización de microorganismos para ensayos ecológicos. De ahí se deduce que algunas de las directrices contenidas en el presente documento, como las referentes a la bioseguridad de los laboratorios, tendrán que ser interpretadas en consecuencia.
2.1 Definición y clasificación de agentes biológicos
Los agentes biológicos se definen como: “microorganismos, con inclusión de los genéticamente modificados, cultivos celulares y endoparásitos humanos, susceptibles de originar cualquier tipo de infección, alergia o toxicidad”.
A su vez, se entiende como microorganismo, toda entidad microbiológica, celular o no, capaz de reproducirse o de transferir material genético. Se consideran cuatro tipos básicos: bacterias, hongos, virus y parásitos (protozoos, helmintos, etc.). Cuando se menciona, cultivo celular es el resultado del crecimiento in vitro de células obtenidas de organismos multicelulares (Balows, 2001).
En función del riesgo de infección, los agentes biológicos están clasificados del siguiente modo:
o Agente biológico del grupo 1: aquel que resulta poco probable que cause una enfermedad en el ser humana. Ejemplos: B. subtilis, Naegleria, E. coli K 12, Saccharomyces sp.(Fleming, et.al, 1995).
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o Agente biológico del grupo 2: aquel que puede causar una enfermedad en el ser humano y puede suponer un peligro para los trabajadores, siendo poco probable que se propague a la colectividad y existiendo generalmente profilaxis o tratamiento eficaz. Ejemplos: Actinomyces sp, Bacteroides sp, Enterobacterias, Shigella sp, Candida sp, Cryptococcus neoformans (Fleming, et.al, 1995).
o Agente biológico del grupo 3: aquel que puede causar una enfermedad grave en el ser humano y presenta un serio peligro para los trabajadores, con riesgo de que se propague a la colectividad y existiendo generalmente una profilaxis o tratamiento eficaz. Ejemplos: Mycobacterium tuberculosis y bovis, Histoplasma capsulatum, Neisseria meningitidis, Coccidioides inmitis, Chlamydia trachomatis. (Fleming, et.al, 1995).
o Agente biológico del grupo 4: aquel que causando una enfermedad grave en el ser humano, supone un serio peligro para los trabajadores, con muchas posibilidades de que se propague a la colectividad y sin que exista generalmente una profilaxis o tratamiento eficaz. Ejemplos: Machupo y Ebola (Fleming, et.al, 1995).
2.1.1 Riesgo Microbiológico En el laboratorio de microbiología existen dos fuentes principales de peligros biológicos, uno de ellos lo representa el procesamiento de muestras provenientes de un paciente y en segundo lugar el manejo de cultivos de microorganismos, los cuales pueden alcanzar concentraciones muy elevadas y pueden llegar a provocar una infección si no son manipulados con precaución (Barriga, 1996). El riesgo microbiológico se encuentra presente cada vez que se realice una actividad práctica en el laboratorio de microbiología, razón por la cual se debe llevar a cabo con precaución, además de tener un ambiente de trabajo en el que se sea capaz de reconocer y evitar los peligros involucrados con estas actividades, para así poder evitar posibles accidentes (Barriga, 1996). 2.12 Infecciones Adquiridas en el Laboratorio
Se dice que ocurre una contaminación en un laboratorio microbiológico, cuando un microorganismo, capaz de causar enfermedad, entra al cuerpo de un individuo en una concentración suficiente y a través de una ruta determinada, siendo capaz de vencer las defensas del individuo (Weatherwax, 1986).
Una infección adquirida en el laboratorio (IAL), es aquella que resulta de una tarea realizada en el Laboratorio de Microbiología, tanto por el operador como por cualquier otra persona que pudo quedar expuesta, como resultado de la manipulación de un determinado agente infeccioso (Omenn, 1984).
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2.2 Laboratorios básicos niveles de bioseguridad 1 y 2 Debido a que ningún laboratorio puede ejercer un control absoluto sobre las muestras que recibe, el personal puede verse expuesto a organismos de grupos de riesgo más altos de lo previsto. Esa posibilidad debe tenerse presente en la elaboración de los planes y las políticas de seguridad. 2.2.1 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 1
1. La experiencia indica que estos microorganismos tienen pocas probabilidades de provocar enfermedades humanas o enfermedades animales de importancia veterinaria.
2. Someter a todo el personal a un reconocimiento médico previo a la
contratación en el que se anoten los antecedentes médicos de cada persona.
3. Notificar rápidamente las enfermedades o accidentes de laboratorio y que todos los miembros del personal comprendan la importancia de aplicar técnicas microbiológicas apropiadas (OMS, 1983).
2.2.2 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 2
1. El reconocimiento médico previo al empleo o a la asignación de un puesto es indispensable. Debe registrarse el historial médico de la persona y realizar una evaluación de la salud ocupacional para los fines del laboratorio.
2. El jefe del laboratorio debe mantener un registro de enfermedades y bajas
laborales.
3. Las mujeres en edad fecunda deberán ser informadas de los riesgos que supone para el feto la exposición profesional a ciertos microorganismos. Las medidas concretas que se adopten para proteger al feto dependerán de los microorganismos a los que pueda estar expuesta la mujer.
4. Es recomendable la señalización de riesgo biológico en todas las áreas de los
laboratorios catalogados de nivel de contención 2 en adelante (OMS,1983).
2.4 Vías de transmisión
Las principales de vías de entrada en el organismo de los diferentes agentes biológicos son:
o Digestiva: la transmisión por esta vía tiene lugar como consecuencia de la práctica de malos hábitos de trabajo, como pipetear con la boca o de actuaciones inadecuadas como beber, comer y fumar en el lugar de trabajo.
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o Inhalatoria: es la de mayor capacidad infectiva. Los agentes biológicos susceptibles de transmitirse por esta vía se encuentran habitualmente en forma de aerosoles producidos por centrifugación de muestras o agitación de tubos y por aspiración de secreciones (tos, estornudos, etc.).
o Parenteral, piel y mucosas: esta vía de transmisión está propiciada por
pinchazos, mordeduras, cortes, erosiones, salpicaduras, entre otros. (Weatherwax, 1986).
2.4 Equipos de protección individual (EPIs):
Los EPIs son elementos que protegen a la persona que maneja productos tóxicos cuando no existe la certeza de que los medios de protección colectivos (extracción general) ofrecen el máximo de seguridad (Fleming, 1995). Es importante ser consciente de la necesidad de su uso durante todo el tiempo en que se realiza la actividad que los requiere. El equipo que se seleccione depende de la naturaleza del trabajo que se realice. 2.4.1 Batas: las batas de laboratorio deben ir abotonadas hasta arriba, ser de manga
larga, que no posea pita atrás, esto para evitar engancharse y que pudiera ocurrir algún accidente. La bata esta diseñada para proteger la ropa y la piel de las sustancias químicas que pueden derramarse o producir salpicaduras.
Se recomienda no salir con la bata puesta del laboratorio, ya que puede capturar contaminantes y no utilizar la bata que usa en este laboratorio en ningún otro laboratorio, salvo que este lavada con anterioridad.
2.4.2 Guantes: proporcionan protección cutánea contra riesgos mecánicos y
manipulación de sustancias de tipo corrosivo, irritante, de elevada toxicidad o de elevado poder de penetración a través de la piel, objetos de vidrio cuando hay peligro de rotura (Balows, 2001).
El principal objetivo de los guantes es evitar la contaminación con microorganismos patógenos que pueden infectar al personal; la correcta
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colocación y forma de retirarlos son básicas para maximizar su uso y protección.
El uso de guantes no reemplaza el lavado de manos. Los guantes desechables de látex, vinilo o nitrilo de tipo quirúrgico aprobados para uso microbiológico son los más usados para el trabajo general de laboratorio y para manipular agentes infecciosos, así como sangre y otros fluidos corporales. (Balows, 2001).
2.4.2.1 Recomendaciones importantes para el uso de guantes:
Antes de ponerse los guantes, se debe retirar todo objeto y joya de las
manos. No tocar superficies ni áreas corporales, una vez tenga los guantes
puestos. Una vez puestos los guantes, no se debe contestar el teléfono, tocar
objetos personales, no tocarse la cara ni aplicarse maquillaje. En caso de presentarse ruptura en los guantes, éstos deben ser
cambiados. Utilizar guantes de la talla adecuada, ya que el uso de guantes estrechos
o laxos favorece a la ruptura y accidentes laborales. No abandonar el laboratorio con los guantes puestos. Al momento de transportar muestras de un laboratorio a otro, debe
hacerse siempre con los guantes puestos, solamente una mano con guante para evitar contaminar los picaportes al abrir o cerrar puertas (Balows, 2001).
2.4.2.2 Recomendaciones de cómo quitarse los guantes:
La forma correcta de hacerlo es tirar desde la muñeca hacia los dedos, teniendo cuidado de que la parte exterior del guante no toque la piel. Los guantes desechables deben tirarse en los contenedores designados al efecto.
2.4.3 Gafas de seguridad, protectores oculares y filtros: estas se utilizan para
protección de los ojos contra radicaciones ionizantes, riesgos eléctricos, riesgos mecánicos, y salpicaduras de sustancias líquidas de tipo químico y/o biológico. Las gafas de máscara para proteger contra salpicaduras e impactos deben llevarse sobre las gafas graduadas normales y los lentes de contacto (que no protegen contra los riesgos biológicos o químicos). (Balows, 2001).
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2.4.3 Mascarillas: provee protección respiratoria contra aerosoles sólidos, líquidos y gases irritantes, peligrosos, tóxicos y muestras biológicas; así como también permite que la muestra no se contamine. Para que la protección sea máxima, las mascarillas respiratorias deben ajustarse al rostro de cada trabajador y probarse previamente. Las mascarillas respiratorias no deben usarse fuera del laboratorio.
2.4.5 Cofias: es una red o gorra para sujetar el pelo la cual brinda protección a la
muestra evitando que esta pudiera contaminarse.
2.4.6 Cubre zapatos: cubre zapatos de plásticos: se usan para evitar la contaminación de un producto ya que forman una barrera física entre el zapato del obrero y el suelo limpio de la zona de trabajo. Se pueden encontrar desechables, fabricados en papel, y plástico las cuales se desinfectan dentro de un periodo de tiempo establecido.
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3. GÉNERO DE HONGOS Y BACTERIAS AISLADOS EN EL LABORATORIO LAMIR
3.1 Géneros de bacterias encontrados en el laboratorio LAMIR, breve descripción de estas:
Staphylococcus lentus: coco gram-positivo, esta bacteria se encuentra principalmente en la saliva. Encontrado mayormente en cabras y ovejas, raramente aislado en la piel humana (Palavecino E. 2002).
Pantoea sp: bacilo gram-negativo, perteneciente a la familia de las Enterobacterias. Pueden causar infecciones del aparato digestivo. Afecta personas inmunocomprometidas, es un patógeno oportunista. A pesar de que se encuentra muy ampliamente distribuida en la naturaleza, no es causa común de enfermedad, es necesario el predisponente de la inmunosupresión. Es común encontrarla en las plantas, en las semillas y en la cascara de los frutos, como las mandarinas (Palavecino E. 2002).
Staphylococcus xylosus: coco gram-positivo, son miembros del género Estafilococo. Como otros estafilococos es coagulasa negativa y se encuentra en el ambiente, en piel humana y de animales. Ocasionalmente se asocia a infecciones humanas (Palavecino E. 2002).
Es susceptible a la Fleroxacina, Teicoplanina, Penicilina, Meticilina, Tetraciclina, y resistente a la Novobiocina, Eritromicina (Palavecino E. 2002).
Staphylococcus sciuri: coco gram-positivo, son habitantes comunes de la piel de roedores, insectívoras, rumiantes y ungulados, y rara vez han sido asociados con enfermedades en animales o en los seres humanos (Palavecino E. 2002).
Weeksella virosa: bacilo gram-negativo, no fermentador de carbohidratos oxidasa positiva (Palavecino E. 2002).
Bergeyella zoohelcum: es un bacilo gram-negativo encontrado en la microbiota bucal residente del perro. Patógeno zoonótico principalmente asociado a mordeduras causadas por perros o gatos (llamada previamente Weeksella zoohelcum) Se ha aislado a partir de abscesos, tenosinovitis, septicemia, meningitis, endocarditis y neumonía. Es susceptible a ß-lactámicos, fluoroquinolonas y cloranfenicol y tiene una susceptibilidad variable a cotrimoxazol y tetraciclina. Asociado a infecciones como septicemia, meningitis (Palavecino E. 2002).
Propionibacterium acne: es un bacilo gram-positivo, de crecimiento relativamente lento, no esporulado y anaerobio estricto, aunque se cree que posee aerotolerancia. Se halla en la biota normal de la piel y es catalogado como actor secundario en la infección dérmica. Está vinculado al acné, puede causar blefaritis crónica y es el principal causante de endoftalmitis postquirúrgicas crónicas La bacteria es en gran parte comensal y está presente en la piel de la mayoría de las personas alimentándose de los ácidos grasos del sebo secretado por los poros desde las glándulas sebáceas. También puede encontrarse en todo el aparato digestivo del ser humano y de muchos
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otros animales. Su nombre se deriva de la capacidad de la bacteria de generar ácido propiónico (Palavecino E. 2002).
Bacillus megaterium: es un bacilo gram-positivo, usado como inoculante de tierra en agricultura y horticultura. Las bacterias son arregladas dentro de una forma de estreptobacilos. Es una de las más largas eubacteria encontrada en la tierra. Los grupos de bacteria comúnmente se encuentran en cadenas donde las células están unidas unas con otras por polisacáridos en las paredes celulares. Esta bacteria resiste sobrevivir en condiciones extremas como ambientes desérticos (Palavecino E. 2002).
Bacillus cereus: bacilo gram-positivo esporulado, aerobio o anaerobio facultativo, móvil. La espora es ovoidea, central y no deformante. Hidroliza la lecitina de la yema del huevo y no fermenta el manitol. Temperatura optima 30°C a 37°C, su temperatura de crecimiento 5°C a 55°C y temperatura de germinacion 5°C a 8°C. Su pH optimo 4.5 a 9.3 y su concentración de sal 7.5%. Produce dos tipos de toxiinfecciones alimentarias: la forma diarreica y la forma emética (Palavecino E. 2002).
Arthrobacter sp.: bacilos gram-positivos; es una bacteria del suelo. Se caracterizan por ser gram variable. Poseen un complejo ciclo de vida marcado por dos distintivos escenarios. Son no esporulados, se nutren usando una variedad de sustratos en su metabolismo oxidativo incluyendo: nicotina, ácidos nucleicos y varios herbicidas y pesticidas (Palavecino E. 2002).
Staphyococcus warnerii: coco gram-positivo, miembro de los staphylococcus; es coagulasa negativo, es gram positivo con células esféricas que aparecen en grupos. Se encuentra en la piel de humanos y animales. Raramente causa enfermedad, pero ocasionalmente puede causar infecciones en pacientes inmuno comprometidos (Palavecino E. 2002).
Cellulomonas sp.: bacilo gram-positivo, se encuentra entre las bacterias celulolíticas aerobias, produce una amplia variedad de glucanasas y tiene la capacidad de degradar varios carbohidratos, como xilana, almidón y celulosa (Palavecino E. 2002).
Bacillus subtilis: es una bacteria gram-positiva, catalasa-positiva, aerobio facultativo comúnmente encontrado en el suelo. Miembro del género Bacillus, B. subtilis tiene la habilidad para formar una resistente endospora protectora, permitiendo al organismo tolerar condiciones ambientalmente extremas. No es considerado patógeno humano; sin embargo puede contaminar los alimentos, pero raramente causa intoxicación alimenticia. Sus esporas pueden sobrevivir la calefacción extrema que a menudo es usada para cocinar el alimento, y es responsable de causar la fibrosidad en el pan estropeado.
Corynebacterium sp: bacilo gram-positivo, inmóvil, anaerobio facultativo, perteneciente al filo actinobacteria. Es uno de los géneros más numerosos de actinobacterias con más de 50 especies, la mayoría no causa enfermedades, sino que son parte de la flora saprófita de la piel humana. Género de bacterias esporogénicas que están ampliamente distribuidas en la naturaleza (Creagh, R. et.al. 2000).
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3.2 Géneros de hongos encontrados en el laboratorio LAFYM, breve descripción de estas:
Penicillium: es un género encontrado casi por todas partes, y siendo comúnmente el género de hongos más abundante en suelos. Es saprófito y se alimenta de desechos, encontrado de preferencia en ambientes interiores. Su nutrición comprende comidas descompuestas, quesos, etc. (Serrat C., et.al.2006). Se le asocia a asma, rinitis, y en forma ocasional y rara a neumonitis de hipersensibilidad. La alergia a este hongo no se relaciona con la alergia a la penicilina (Serrat C., et.al.2006). Aspergillus: es un hongo filamentoso (compuesto de cadenas de células, llamadas hifas), el tipo de hongos opuesto a las levaduras, éstas últimas compuestas de una sola célula redondeada. El hábitat natural del Aspergillus son el heno y el compostaje. Hongo encontrado preferentemente en interiores, se nutre de material orgánico en descomposición como comida, basura, plantas de interior, etc. (Duran, 2003). Las enfermedades más comunes que produce son asma bronquial y rinitis alérgica, sin embargo en algunas ocasiones el asma por alergia a este hongo se vuelve más intensa y produce una serie de complicaciones como neumonías y dilataciones bronquiales pasando a configurar un cuadro clínico llamado aspergilosis bronco-pulmonar alérgica (Sneller, 1979). Nigrospora: las colonias de este hongo son vellosas, de borde regular, superficie rugosa, de color gris oscuro en el anverso y negro en el reverso (Serrat C., et.al.2006). Cladosporium: hongo filamentoso con coniodóforos con cadenas ramificadas de conidios elipsoides o cilíndricos de extremos redondeados. Es un hongo encontrado frecuentemente en el exterior, sin embargo están presentes tanto en el aire de interior como exterior durante todo el año, las mayores concentraciones se alcanzan durante el final del verano y principios del otoño, alcanzándose en ocasiones niveles muy altos su poder de sensibilización es menor que la Alternaria, sin embargo de producirse alergia a éste los síntomas son los mismos pudiendo prolongarse la duración de ellos durante todo el año, con una leve disminución en invierno. Es el tercer alérgeno fúngico en importancia tras Alternaria y Aspergillus; de los pacientes sensibles a hongos, el 22 % lo son a este taxón (Rosas et al. 1997). Rhizopus: es un género, que incluye especies cosmopolitas. Es un hongo filamentoso hallado en el suelo, degradando frutos y vegetales, heces animales, y residuos. Pueden causar serias (y con frecuencia fatales) infecciones en humanos y en animales debido a su rápido crecimiento a relativamente altas temperaturas (Serrat C., et.al.2006). Scopulariopsis: hongo con distribución mundial, se encuentra comúnmente en el suelo y otros sustratos como: madera, frutas, cereales, papel. Es un hongo filamentoso. Habita en insectos, plantas, plumas de animales. Es considerado como un contaminante que puede causar infecciones en humanos, particularmente a personas inmuno comprometidas (Serrat C., et.al.2006).
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Fusarium: es un extenso género de hongos filamentosos ampliamente distribuido en el suelo y en asociación con plantas. La mayoría de las especies son saprófitas y son unos miembros relativamente abundantes de la microbiota del suelo (Serrat C., et.al.2006). Paecilomyces: es un hongo filamentoso, algunas cepas que provienen de suelos ácidos, como esta solubilizan fosfatos de calcio in vitro. Se ha implicado en varios brotes de endoftalmitis posquirúrgica. También se ha descrito como causa de endocarditis de válvula protésica de evolución fatal y de sinusitis. Con poca frecuencia produce onicomicosis e hialohifomicosis en pacientes inmunocomprometidos (Serrat C., et.al.2006).
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4. LIMPIEZA y DESINFECCIÓN
4.1 Limpieza La limpieza se refiere a toda actividad que contribuya a mantener el aseo y aspecto físico general y la condición higiénica del ambiente clínico. La limpieza tiene como objetivo la reducción del número de microorganismos que estén presentes en el sitio (reduciendo así el riesgo de infecciones y accidentes para tanto usuarios como personal) además de un espacio agradable para trabajar y cuidar a los usuarios (Miller, 1993). Incluye el cepillado, la aspiración, el desempolvado en seco, el lavado o el fregado con un paño y agua con jabón o detergente. La suciedad, la tierra y la materia orgánica pueden albergar microorganismos e interferir con la acción de los descontaminantes (antisépticos, germicidas químicos y desinfectantes) (Miller, 1993). El laboratorio debe establecer un programa documentado de limpieza para las instalaciones, los equipos y las superficies, teniendo en cuenta los resultados de la vigilancia de las condiciones ambientales y la posibilidad de contaminación cruzada. Asimismo, debe disponer de un procedimiento para el tratamiento de vertidos accidentales. El laboratorio debe adoptar medidas para evitar la acumulación de polvo, disponiendo de espacio suficiente para fines de almacenamiento, reduciendo al mínimo el trabajo con papeles en el laboratorio y no permitiendo la presencia de plantas y objetos personales innecesarios en el área de trabajo del laboratorio. El uso correcto de los germicidas químicos contribuirá a la seguridad en el lugar de trabajo y al mismo tiempo reducirá el riesgo que suponen los agentes infecciosos. Es recomendable, rotar 3 desinfectantes diferentes por mes, utilizando uno diferente cada semana, esto para evitar que los microorganismos puedan crear algún tipo de resistencia al desinfectante en el laboratorio (Balows, 2001). Al limpiar las superficies, siempre se debe comenzar desde la superficie con menos suciedad hasta la que tiene más suciedad, para evitar que se arrastre la contaminación. El lavado de manos es fundamental para evitar las infecciones y enfermedades y debe ser realizado después de realizar el trabajo de limpieza de algún área. Es recomendable mantener el laboratorio limpio y ordenado evitando utilizar los pasillos como almacén. Siempre debe quedar un espacio libre no inferior a 120 cm para poder evacuar el local en caso de emergencia. Pasos para la limpieza, se debe:
1. Recoger y desechar los residuos de producto, polvo o cualquier otra suciedad que están presentes en el artículo o lugar que se va a limpiar.
2. Humedecer con suficiente agua potable el lugar o superficie que se va a limpiar.
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3. Preparar la solución de detergente que se va a utilizar. 4. Enjabonar las superficies a limpiar esparciendo la solución de detergente con
una esponja o cepillo (estos artículos deben estar limpios). Restregar la superficie fuertemente con la ayuda de una esponja o cepillo, eliminando toda la suciedad posible. Muchas veces esta suciedad no es muy visible, por esta razón la limpieza debe ser muy bien hecha de modo que todo quede completamente limpio.
5. Dejar la solución de detergente aplicada por un tiempo corto para dejar que el detergente actúe (puede ser por tres o cinco minutos).
6. Enjuagar con suficiente agua potable asegurándose que todo el detergente se elimine.
7. Después del enjuague observar detenidamente el lugar que se limpió para verificar que haya sido eliminada toda la suciedad. En caso de necesitarse se debe hacer de nuevo un lavado con jabón hasta que quede completamente limpio (Zapata, 2001).
4.2 Desinfección La desinfección significa reducir la carga de organismos patógenos en el ambiente del laboratorio así disminuirá el riesgo de enfermedad para el personal de este. Los desinfectantes son los agentes químicos que pueden matar a los organismos patógenos al contacto. Limpiando el lugar con anterioridad a la desinfección expone a los organismos patógenos al desinfectante (Weatherwax, 1986).
El uso de desinfectantes se limita a situaciones en las que se requiere esterilizar equipo, desinfectar y descontaminar pisos y superficies, en caso de derrames. En cada situación debe escogerse el desinfectante adecuado (George, et.al. 2001).
Para elegir el desinfectante más adecuado, hay que tomar en cuenta la naturaleza de los microorganismos presentes, la evaluación de riesgos, los procedimientos a seguir para desinfectar la superficie o descontaminar un derrame de gran volumen, el riesgo inherente al uso del desinfectante (George, et.al. 2001).
Pasos para la desinfección, se debe:
1. Estar seguros que la superficie se encuentra limpia, si no es así, hay que limpiarla como se explicó anteriormente.
2. Antes de proceder a desinfectar es necesario tener lista la solución desinfectante.
3. Aplique esta solución sobre el lugar o superficie que se va a desinfectar. 4. La solución desinfectante se deja sobre el lugar que se está desinfectando por
un tiempo mínimo de 10 minutos, en el caso del cloro no es necesario enjuagar. Durante este tiempo se está logrando eliminar la mayor cantidad posible de microorganismos. (George, et.al. 2001).
5. Utilizar más de un desinfectante para llevar a cabo la limpieza y desinfección de las superficies, paredes, puertas y ventanas, evitando crear una resistencia de los microorganismos hacia un único desinfectante.
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5. ESTERILIZACIÓN EN EL LABORATORIO 5.1 Métodos Químicos de esterilización (Desinfectantes y Antisépticos) Algunas sustancias químicas pueden ser usadas como agentes esterilizantes porque tienen la capacidad de promover una o más reacciones químicas capaces de dañar los componentes celulares de los microorganismos (proteínas, membranas, etc.) (Zapata, 2001) Cloro (hipoclorito sódico)
El cloro, oxidante de acción rápida, es un germicida químico de uso muy extendido y de amplio espectro. Normalmente se vende en forma de lejía, una solución acuosa de hipoclorito sódico (NaOCl) que puede diluirse en agua para conseguir distintas concentraciones de cloro libre (George, et.al. 2001).
En la medida de lo posible, el número de sustancias químicas germicidas que se utilicen deberá ser limitado por razones económicas y de control del inventario, así como para reducir la contaminación ambiental (George, et.al. 2001).
Las láminas con tinciones o cultivo en lámina: Se inactivan con lejía de uso doméstico (hipoclorito sódico al 10%) durante 30 minutos, pudiendo eliminarse a continuación por el desagüe el líquido las láminas (Zapata, 2001).
Dicloroisocianurato sódico
El dicloroisocianurato sódico (NaDCC) en polvo contiene un 60% de cloro libre. Las soluciones preparadas con NaDCC en polvo a razón de 1,7 g/l y 8,5 g/l contendrán 1 g/l y 5 g/l de cloro libre, respectivamente. Los comprimidos de NaDCC suelen contener el equivalente a 1,5 g de cloro libre por comprimido. Uno o cuatro comprimidos disueltos en un litro de agua darán aproximadamente las concentraciones requeridas de 1 g/l o 5 g/l, respectivamente. El NaDCC se puede almacenar de forma fácil y segura tanto en polvo como en comprimidos. (Eagar, eta.al. 1986).
Cloraminas
Las cloraminas existen en forma de polvo que contiene aproximadamente un 25% de cloro libre. Al liberar el cloro a menos velocidad que los hipocloritos, se requieren concentraciones iniciales más altas para obtener una eficacia equivalente a la de aquéllos. Por otro lado, las soluciones de cloramina no son inactivadas por la materia orgánica con la misma intensidad que los hipocloritos y se recomienda una concentración de 20 g/l para situaciones tanto “limpias” como “sucias” (Eagar, et.al. 1986).
Dióxido de cloro
El dióxido de cloro (ClO2) es un microbiocida, desinfectante y oxidante potente y de acción rápida que a menudo tiene actividad a concentraciones inferiores a las necesarias en el caso del cloro procedente de la lejía. El dióxido de cloro (ClO2) es un desinfectante cuya capacidad biocida sobrepasa a la del cloro y sus derivados.
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Debido a sus cualidades oxidantes selectivas, su aplicación es una alternativa a ser considerada donde además de la desinfección se requiere mejorar la calidad organoléptica del agua. Tiene un gran efecto en el control del sabor y el olor, así como para destruir sustancias orgánicas que proporcionan color o que son precursoras de trihalometanos (THM) (Calderón y Vaillaizán, 1994).
El dióxido de cloro es un gas de color verde amarillento, estable y sumamente soluble en agua hasta alcanzar concentraciones de 2%. Una de las propiedades más interesantes del dióxido de cloro es su eficacia biocida en un amplio rango de pH que va de 3 a 10 (mejor de 4 a 9). Además de sus propiedades desinfectantes, el dióxido de cloro mejora la calidad del agua potable, es decir, neutraliza olores, remueve el color y oxida el hierro y el manganeso. El dióxido de cloro es sensible a la luz ultravioleta (Eagar, et.al. 1986).
Formaldehído
El formaldehído (HCHO) es un gas que mata todos los microorganismos y esporas a temperaturas superiores a los 20°C. Sin embargo, no tiene actividad contra los priones. Su acción es relativamente lenta y requiere una humedad relativa de alrededor del 70%. Se comercializa en forma de polímero sólido (paraformaldehído), en copos o comprimidos, o como formol, solución del gas en agua con aproximadamente 370 g/l (37%) y con metanol (100 ml/l) como estabilizante (Lewis y Arens, 1996). Se trata de un compuesto tóxico que ha demostrado propiedades cancerígenas en diversos experimentos con animales. En ratas puede provocar cáncer si se aplica de forma prolongada en concentraciones superiores a 6 ppm en el aire respirado. En el hombre estas concentraciones provocan ya irritaciones en ojos y mucosidades en poco tiempo (10 a 15 min. luego de la exposición) (Eagar, et.al. 1986). Por lo cual no se recomienda su uso periódico dentro del laboratorio sino únicamente como medida de desinfección de los filtros de las campanas y del área por medio de la exposición prolongada durante el fin de semana únicamente.
Glutaraldehído
Al igual que el formaldehído, el glutaraldehído (OHC(CH2)3CHO) tiene actividad contra formas vegetativas de bacterias, esporas, hongos y virus con y sin envoltura lipídica. No es corrosivo y su acción es más rápida que la del formaldehído. No obstante, tarda varias horas en matar las esporas bacterianas (Eagar, et.al. 1986).
El glutaraldehído suele suministrarse en forma de solución con una concentración de unos 20 g/l (2%). Se utiliza, solo o en combinación con otros productos, para la limpieza, desinfección y esterilización de material clínico delicado y de superficies; su uso ha aumentado de manera progresiva, notándose un importante incremento particularmente después de la aparición del VIH (virus de la inmunodeficiencia humana) (Lewis y Arens, 1996).
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El glutaraldehído es un irritante de la piel, ojos, vías respiratorias y sensibilizante, debiéndose restringir su utilización a aquellos casos que sea imprescindible. Por otro lado, la aplicación de unas buenas prácticas de manipulación, es fundamental para reducir la exposición a los niveles más bajos posibles (Zapata, 2001).
Gluconato de clorhexidina (Hibitane) Es un agente antimicrobiano tópico utilizado en enjuagues bucales para tratar la gingivitis así como la Enfermedad Periodontal (Zapata, 2001). Suele usarse antes de las intervenciones quirúrgicas en la preparación de la piel del paciente, donde tiene presentación como jabón antimicrobiano, cuyo mecanismo de acción es la disrupción de la pared celular y precipitación de las proteínas celulares (Eagar, et.al. 1986).
Presenta un amplio espectro de acción (más efectivo contra las bacterias gram positivas que gram negativas u hongos) y es un buen viricida. Además, presenta actividad residual por unirse a la queratina, no es inactivado por el material orgánico y suele ser menos irritante para la piel que los yodóforos (George, et.al. 1986).
Compuestos fenólicos Los compuestos fenólicos, un grupo amplio de productos, figuran entre los microbiocidas más antiguos. Sin embargo, los resultados de estudios de inocuidad más recientes recomiendan restringir su uso. Tienen actividad contra las formas vegetativas de las bacterias y contra los virus con envoltura lipídica y, cuando están debidamente formulados, también son activos contra las micobacterias (Eagar, et.al. 1986). El triclosán es común en los productos para el lavado de manos. Tiene actividad principalmente contra las formas vegetativas de las bacterias y es inocuo para la piel y las mucosas (Eagar, et.al. 1986). Entre los compuestos fenólicos se encuentran: el cresol 3-6% y el hexaclorofenol 0.2-3%; actúan contra hongos, bacterias y virus (Eagar, et.al. 1986).
Compuestos de amonio cuaternario Muchos tipos de compuestos de amonio cuaternario se utilizan como mezclas y a menudo en combinación con otros germicidas, como los alcoholes. Tienen buena actividad contra algunas bacterias en fase vegetativa y virus con envoltura lipídica. Algunos tipos (por ejemplo, el cloruro de benzalconio) se utilizan como antisépticos (Lewis y Arens, 1996).
Alcoholes
El etanol (alcohol etílico, C2H5OH) y el 2-propanol (alcohol isopropílico, (CH3)2CHOH) tienen propiedades desinfectantes similares. Son activos contra las formas vegetativas de las bacterias, los hongos y los virus con envoltura lipídica, pero no contra las esporas. Su acción sobre los virus sin envoltura lipídica es variable. Para conseguir la máxima eficacia deben utilizarse en
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concentraciones acuosas de aproximadamente un 70% (v/v): las concentraciones más altas o más bajas pueden no tener tanto poder germicida. Una de las grandes ventajas de las soluciones acuosas de alcoholes es que no dejan residuo alguno en los objetos tratados (Lewis y Arens, 1996).
Yodo y yodóforos
La acción de estos desinfectantes es análoga a la del cloro, aunque pueden ser ligeramente menos susceptibles a la inhibición por la materia orgánica. El yodo puede manchar los tejidos y las superficies del entorno, y en general no es adecuado como desinfectante. Por otro lado, los yodóforos y las tinturas de yodo son buenos antisépticos (Lewis y Arens, 1996).
Peróxido de hidrógeno y perácidos
Como el cloro, el peróxido de hidrógeno (H2O2) y los perácidos son oxidantes enérgicos y pueden servir como potentes germicidas de amplio espectro. Son también más inocuos que el cloro para el ser humano y para el medio ambiente. El peróxido de hidrógeno puede utilizarse para descontaminar las superficies de trabajo del laboratorio (Lewis y Arens, 1996).
5.2 Métodos físicos de esterilización
5.2.1 Calor:
Se puede aplicar como agente esterilizante de dos formas: el calor húmedo el cual destruye a los microorganismos por desnaturalización de las proteínas y el calor seco que destruye a los microorganismos por oxidación de sus componentes celulares. El calor es considerado como el método de esterilización por excelencia siempre y cuando el material a esterilizar soporte altas temperaturas sin sufrir ningún tipo de daño. La utilización de este método y su eficacia depende de dos factores: el tiempo de exposición y la temperatura (Miller, 1993).
Todos los microorganismos son susceptibles, en distinto grado, a la acción del calor. El calor provoca desnaturalización de proteínas, fusión y desorganización de las membranas y/o procesos oxidantes irreversibles en los microorganismos (Miller, 1993).
5.2.1.1 Calor Húmedo: produce desnaturalización y coagulación de proteínas. Estos efectos se deben principalmente a dos razones:
El agua es una especie química muy reactiva y muchas estructuras biológicas son producidas por reacciones que eliminan agua.
El vapor de agua posee un coeficiente de transferencia de calor mucho más elevado que el aire (Miller, 1993).
Ventajas del calor húmedo:
Destrucción de bacterias y esporas en corto tiempo No deja residuos tóxicos Hay un bajo deterioro del material expuesto Económico Rápido calentamiento y penetración (Miller, 1993).
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Desventajas del calor húmedo:
No permite esterilizar soluciones que formen emulsiones con el agua Es corrosivo sobre ciertos instrumentos metálicos Ejemplo de equipo que
funciona con calor húmedo:
a. Autoclave: se realiza la esterilización por el vapor de agua a presión. El modelo más usado es el de Chamberland. Esteriliza a 120º a una atmósfera de presión (estas condiciones pueden variar) y se deja el material durante 20 a 30 minutos. El equipo consta de una caldera de cobre, sostenida por una camisa externa metálica, que en la parte inferior recibe calor por combustión de gas o por una resistencia eléctrica, esta se cierra en la parte superior por una tapa de bronce. Esta tapa posee tres orificios, uno para el manómetro, otro para el escape de vapor en forma de robinete y el tercero, para una válvula de seguridad que funciona por contrapeso o a resorte (College Engineering and Engineering Technology, 2001).
b. Funcionamiento: se coloca agua en la caldera, procurando que su nivel no alcance a los objetos que se disponen sobre una rejilla de metal. Se cierra asegurando la tapa, sin ajustar los bulones del autoclave y se da calor, dejando abierta la válvula de escape hasta que todo el aire se desaloje y comience la salida de vapor en forma de chorro continuo y abundante (College Engineering and Engineering Technology, 2001).
c. Tindalización: esterilización por acción discontinua del vapor de agua, se basa en el principio de Tyndall. Las bacterias que resisten una sesión de calefacción, hecha en determinadas condiciones, pueden ser destruidas cuando la misma operación se repite con intervalos separados y en varias sesiones.
Se efectúa por medio del autoclave de Chamberland, dejando abierta la válvula de escape, o sea funcionando a la presión normal. Puede también realizarse a temperaturas más bajas, 56º u 80º ocupará evitar la descomposición de las sustancias a esterilizar, por las temperaturas elevadas (Eagar.et.al.1986).
5.2.1.2 Calor seco: produce desecación de las células, y esto es tóxico por los niveles elevados de electrolitos, fusión de membranas. Estos efectos se deben a la transferencia de calor desde los materiales a los microorganismos que están en contacto con éstos (Miller, 1993).
La acción destructiva del calor sobre proteínas y lípidos requiere mayor temperatura cuando el material está seco o la actividad del agua del medio es baja (Miller, 1993).
Ventajas del calor seco:
No es corrosivo para metales e instrumentos. Permite la esterilización de sustancias en polvo y no acuosas, y de
sustancias viscosas no volátiles (Miller, 1993).
Desventajas del calor seco:
Requiere mayor tiempo de esterilización, respecto al calor húmedo, debido a la baja penetración del calor.
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Ejemplo de equipo que funciona con calor seco:
a. Estufas: debe tener doble cámara, el aire caliente generado por una resistencia, circula por la cavidad principal y por el espacio entre ambas cámaras, a temperatura de 170º C para el instrumental metálico y a 140º C para el contenido de los tambores. Se mantiene una temperatura estable mediante termostatos de metal, que al dilatarse por el calor, cortan el circuito eléctrico (Miller, 1993).
5.2.1.3 Radiaciones: las radiaciones ionizantes se utilizan para tratar una gran diversidad de productos con distintos objetivos. Su acción depende de:
El tipo de radiación El tiempo de exposición La dosis (Miller, 1993).
Tipos de radiaciones:
Ionizantes: producen iones y radicales libres que alteran las bases de los ácidos nucleicos, estructuras proteicas y lipídicas, y componentes esenciales para la viabilidad de los microorganismos.
Tienen gran penetrabilidad y se las utiliza para esterilizar materiales termolábiles (termosensibles) como jeringas descartables, sondas, etc. Se utilizan a escala industrial por sus costos (Miller, 1993).
Rayos Ultravioletas: afectan a las moléculas de ADN de los microorganismos. Son escasamente penetrantes y se utilizan para superficies, se utilizan para la esterilización en quirófanos (Miller, 1993).
Rayos Gamma: su empleo esta basado en los conocimientos sobre la energía atómica. Este tipo de esterilización se aplica a productos o materiales termolábiles y de gran importancia en el campo industrial. Puede esterilizar antibióticos, vacunas, alimentos, entre otros (Miller, 1993).
Ventajas:
La radiación no deja residuos No hay aumento significativo de la temperatura en el material No requiere tratamiento pos-esterilización (Miller, 1993).
Desventajas:
El tiempo de radiación es el parámetro a controlar (Miller, 1993).
5.3 Control del proceso de esterilización: todos los procesos de esterilización se deben controlar para poder asegurar que han sido efectivos. Para ello se pueden utilizar indicadores físicos, químicos y/o biológicos, los cuales deben ser colocados en cada carga de esterilización.
5.3.1 Indicadores químicos: la mayoría de estos indicadores son cintas adhesivas que se adhieren al material a esterilizar. Estas cintas están
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impregnadas con una sustancia química que cambia de color cuando el material ha sido sometido al proceso de esterilización (George, et.al. 2001).
5.3.2 Indicadores biológicos: son preparaciones de una población específica de esporas de microorganismos, las cuales son altamente resistentes a un proceso de esterilización en particular (George, et.al. 2001). Cuando se utilizan indicadores biológicos se debe verificar: Tipo de microorganismo Tipo de proceso de esterilización Número de lote Fecha de expiración Medio de cultivo utilizado Condiciones de incubación del indicador después de aplicado el
proceso de esterilización o Métodos de descontaminación para evitar la diseminación de esporas
en el medio ambiente (Miller, 1993).
5.4 Métodos de esterilización por agentes mecánicos La filtración permite la remoción de todos los microorganismos presentes en un líquido o un gas reteniéndolos sobre la superficie de un material. La esterilización por filtración se logra por el paso de un líquido o un gas a través de un material capaz de retener los microorganismos presentes. La esterilización por filtración se emplea para materiales sensibles al calor, tales como ciertos medios de cultivo, azúcares, soluciones de antibióticos y otros medicamentos, etc. (Weatherwax, 1986).
5.5 Descontaminación de espacios y superficies Antes de comenzar a trabajar y después es necesario realizar una limpieza y desinfección diaria de todas las superficies de trabajo.
5.5.1 Superficies: la descontaminación del espacio, el mobiliario y el equipo de
laboratorio requiere una combinación de desinfectantes líquidos y gaseosos. Las superficies pueden descontaminarse con una solución de hipoclorito sódico (NaOCl); una solución que contenga 1 g/l de cloro libre puede ser apropiada para la limpieza general, pero se recomiendan soluciones más potentes (5 g/l) cuando se trate de situaciones de alto riesgo. Ejemplo de cómo limpiar las siguientes superficies:
Mesas de trabajo: despejar la superficie de las mesas a limpiar, frotar la superficie de la mesa con un trapo húmedo con desinfectante, dando movimientos circulares. Seguidamente, frotar la superficie de la mesa con un trapo humedecido con una solución de hipoclorito al 0.1%. Realizar este procedimiento tres veces al día. Mantener dedos, lápices o lapiceros lejos de la boca, ya que son fuente de contaminación por el ambiente de trabajo. Evitar el empleo de libros y material de escritorio en el área de trabajo, ya que el papel contaminado es difícil de esterilizar (Weatherwax, 1986).
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Estantes y libreras: una vez por semana, despejar la superficie, retirar el
polvo con un trapo húmedo, para evitar que este se alborote y caiga sobre otras superficies. Después de retirar el polvo, rociar la superficie con desinfectante y frotarla con un trapo dando movimientos circulares, repetir el procedimiento utilizando solución de hipoclorito.
Paredes: cada dos meses limpiar bien las paredes utilizando desinfectante o
cloro, humedecer un trapo y frotar la pared incluyendo los contactos de luz. Sacudir las telarañas que pudiesen estar en las esquinas superiores de las paredes.
Puerta principal: limpiar una vez al día (diario) con trapo húmedo con
desinfectante incluyendo el marco. Mantener las puertas del laboratorio cerradas, para evitar el ingreso de contaminantes del exterior.
Ventanas: una vez al mes, aplicar limpiador de vidrios y remover la suciedad frotando con un pedazo de papel periódico, o bien, lavar los vidrios con una solución de agua con detergente, enjuagar con agua y secar con papel periódico. (Eagar. et.al. 1986).
5.5.2 Pisos
a. Llevar a cabo la limpieza de los pisos dos veces al día (antes de iniciar las actividades y al finalizar las mismas).
b. El piso del laboratorio debe estar siempre seco.
c. Recoger la basura y el polvo con un recogedor y depositar en un basurero con tapadera para evitar que la basura se salga. Vaciar los basureros en una bolsa negra (el cual no contenga residuos biológicos).
d. Rociar el piso con desinfectante, luego deslizar el trapeador de forma uniforme por la superficie del suelo. Seguidamente realizar el mismo paso pero con hipoclorito al 0.1%.
e. Si existe algún derrame limpiar inmediatamente cualquier salpicadura de sustancias químicas/agua y notificar a los demás usuarios del laboratorio.
f. Al terminar de limpiar, despojarse de los guantes y la mascarilla, descartarlos en la bolsa de basura y lavarse bien las manos. (Eagar. et.al. 1986).
5.5.3 Lavamanos y Lavaderos
a. Una vez por semana, aplicar agua en la superficie del lavamanos para humedecer.
b. Tomar un cepillo o una esponja previamente sumergido en jabón con cloro y frotar la superficie del lavamanos vigorosamente.
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c. Aplicar abundante agua para retirar el jabón de la superficie del lavamanos, lavar el cepillo o la esponja para retirar los residuos de jabón del lavabo.
d. Frotar la superficie del lavamanos con un trapo humedecido con desinfectante.
e. Se recomienda lavar la cristalería en el lavadero, con detergente y abundante agua. (Eagar. et.al. 1986).
Para el lavado de cristalería de laboratorio existen diferentes detergentes especiales, los cuales cuidan y conservan el material, pero que tienen a la vez una gran efectividad de limpieza. Lewis y Arens. 1996).
Fuente: Fotografía tomada en LAMIR para Proyecto FODECYT 002-08 5.5.4 Equipo de Laboratorio Refrigeradores: dos veces por semana, limpiar por fuera con un trapo húmedo
con desinfectante todo el exterior, parte superior e inferior. Realizar la limpieza interna cada seis meses, desocupar el interior del refrigerador y frotar la superficie interna de este con un algodón humedecido con alcohol al 70%. Humedecer un trapo limpio con desinfectante y frotarlo con fuerza sobre toda la superficie interna del refrigerador. (Eagar. et.al. 1986).
Incubadoras: dos veces por semana, humedecer un trapo limpio con desinfectante
líquido y frotar con fuerza el trapo sobre toda la superficie externa de la incubadora. Cada seis meses, desocupar el interior de la incubadora y frotar la superficie interna de este con un algodón humedecido con alcohol al 70%. Humedecer un trapo limpio con desinfectante y frotarlo con fuerza sobre toda la superficie interna de la incubadora. A continuación pasos para limpiar la incubadora: La presencia de suciedad interfiere con la acción de cualquier
desinfectante, por lo tanto; la desinfección con sustancias químicas deberá efectuarse después de un proceso de limpieza o en combinación con el mismo.
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La solución de limpieza (para la limpieza de la incubadora), entre más alta sea la temperatura más eficaz será la desinfección. Es preferible usar, por tanto, una solución desinfectante tibia o caliente que una fría.
El tiempo estimado recomendable que los desinfectantes químicos
necesitan, es un tiempo de contacto mínimo, el que puede variar de acuerdo con la actividad el desinfectante.
La concentración de la solución del desinfectante necesaria, variará de
acuerdo con las condiciones de uso. Y deberá ser adecuada para la finalidad a la que se destina y el medio ambiente en que haya de emplearse. Las soluciones deberán prepararse, por tanto, siguiendo estrictamente las instrucciones de uso que aparece en el rótulo del producto.
Todas las soluciones desinfectantes deberán ser de preparación reciente; el
mantenimiento prolongado de soluciones listas para ser usados o el relleno de soluciones existentes, puede reducir la eficacia de la solución desinfectante.
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6. CALIBRACIÓN Y/O VERIFICACIÓN DE LOS EQUIPOS
El laboratorio debe establecer un programa para la calibración y/o verificación de los equipos que tengan una influencia directa en los resultados de los ensayos. La frecuencia de estas calibraciones y/o verificaciones se establecerá en función de la experiencia documentada y se basará en el uso, tipo y resultados previos de las calibraciones de los equipos. Los intervalos entre sucesivas calibraciones y/o verificaciones deben ser más cortos que el período de tiempo durante el cual se observan desviaciones del equipo fuera de los límites aceptables (Eagar. et.al. 1986). Como parte de su sistema de calidad, el laboratorio debe documentar e implantar un programa para la limpieza, mantenimiento, calibración y/o verificación y esterilización de los equipos, cuando sea necesario. Los equipos habituales de un laboratorio microbiológico pueden clasificarse como sigue: Material de uso general: material de vidrio o plástico (matraces, tubos de
ensayo, cajas de Petri), instrumentos de muestreo, asas de siembra, etc. Baños termostáticos, estufas, cabinas de seguridad biológica, autoclaves, Homogeneizadores, frigoríficos, congeladores, equipos de filtración, etc. Equipos volumétricos, como pipetas, distribuidores automáticos, sembradores
en espiral, etc. Instrumentos de medida, como termómetros, cronómetros, balanzas, pH-
metros, contadores de colonias, etc. (Eagar. et.al. 1986).
6.1 Tipos de equipos que necesitan calibración y/o verificación: 6.1.1 Equipos para medir la temperatura Cuando la precisión de la medida de la temperatura tenga un efecto directo en el resultado del análisis, los equipos como termómetros de columna líquida, termopares o termómetros de resistencia de platino (TRP) utilizados por ejemplo, en estufas y autoclaves, deberán tener una calidad adecuada para cumplir las especificaciones del método de ensayo. La calibración de los equipos de medida de la temperatura debe ser apropiada para la precisión que se requiere (Calderón y Villaizán, 1994). La trazabilidad de la medida de la temperatura puede garantizarse mediante la calibración del equipo de medida frente a un patrón de referencia adecuado, ya sea un termómetro, termopar o termómetro de resistencia de platino, de acuerdo con un procedimiento documentado, siempre que la incertidumbre global del patrón de referencia sea apropiada para la calibración. Cuando la precisión de la medida de la temperatura no tenga un efecto directo en el resultado del ensayo, por ejemplo, en el caso de frigoríficos y congeladores, los laboratorios pueden cumplir también los requisitos de acreditación utilizando termómetros de trabajo debidamente verificados por el laboratorio. (Calderón y Villaizán, 1994). El laboratorio debe realizar una verificación independiente de los indicadores y termómetros integrados en preparadores de medios y autoclaves para demostrar su precisión. Cuando no sea posible utilizar dispositivos como termopares, se pueden instalar en el autoclave termómetros de temperatura máxima que hayan sido
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calibrados dentro del rango necesario de temperaturas, para vigilar las temperaturas alcanzadas en el interior del autoclave. De esta forma se pueden comparar la temperatura indicada en el autoclave con la temperatura máxima alcanzada en el interior del mismo. Debe mantenerse un registro de todos los controles realizados y detalles sobre cualquier acción correctora adoptada (Calderón y Villaizán, 1994). 6.1.2 Estufas y baños termostáticos La estabilidad y la uniformidad de la temperatura, así como el tiempo necesario para alcanzar condiciones de equilibrio en baños termostáticos, estufas y salas con temperatura controlada deben establecerse inicialmente y documentarse. La constancia de las características registradas durante la verificación inicial del equipo debe comprobarse y registrarse después de cada reparación o modificación. El laboratorio debe mantener un registro adecuado de las medidas de temperatura de los equipos utilizados en los ensayos (George, 2001). 6.1.3 Autoclaves El autoclave debe cumplir las tolerancias de temperatura especificadas. No se recomienda la utilización de autoclaves provistos sólo de un manómetro para esterilizar medios o descontaminar residuos (Eagar. et.al.1986). La estabilidad y la uniformidad de la temperatura, así como el tiempo necesario para alcanzar condiciones de equilibrio en los autoclaves debe verificarse inicialmente y documentarse. La constancia de las características registradas durante la verificación inicial del equipo debe comprobarse y registrarse después de efectuar una modificación o reparación, por ejemplo al sustituir el termostato o el programador (Eagar. et.al.1986). Cuando sea necesario, el ciclo de esterilización/descontaminación debe tener en cuenta el perfil de calentamiento de la carga. Deben darse instrucciones claras de funcionamiento basadas en los perfiles de calentamiento determinados para los usos que lo requieran (Eagar. et.al.1986). Debe mantenerse un registro de las operaciones realizadas en el autoclave, incluyendo la temperatura y el tiempo. Esto debe realizarse para cada ciclo, indicando su aceptación o rechazo (Eagar. et.al.1986). El control de la temperatura puede realizarse mediante una de las siguientes formas: Utilizando un termopar y un aparato registrador para obtener un gráfico
impreso Utilizando un termómetro de temperatura máxima Por observación directa y registro de la temperatura máxima alcanzada.
Además de controlar directamente la temperatura del autoclave, puede comprobarse:
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La eficacia de su funcionamiento durante cada ciclo, mediante la utilización de indicadores químicos o biológicos para fines de esterilización y descontaminación.
Debe utilizarse un sistema para distinguir que una carga ha sido procesada, pero no como un indicador para demostrar que ha finalizado un ciclo de esterilización aceptable. Eagar. et.al.1986).
6.1.4 Pesas y balanzas Las pesas y balanzas deben calibrarse a intervalos regulares y demostrar su trazabilidad a patrones nacionales o internacionales. Además de la calibración completa, las balanzas se deben verificar rutinariamente (a diario o antes de usar) para asegurarse que están en condiciones adecuadas de uso; estas verificaciones deben quedar registradas. En el caso de balanzas de precisión deben tenerse en cuenta las condiciones ambientales y/o de ubicación (Eagar. et.al.1986). 6.1.5 Material volumétrico El laboratorio debe realizar una verificación inicial de los equipos volumétricos tales como dispensadores y pipetas automáticas, y realizar controles periódicos para garantizar que los equipos cumplen en todo momento las especificaciones requeridas. Debe mantenerse un registro actualizado de estas operaciones: La verificación no será necesaria para el material de vidrio que haya sido
certificado para una tolerancia específica. El material volumétrico de vidrio y el desechable "de un solo uso", se
recomienda que provenga de empresas certificadas según 1SO 9000. Es conveniente realizar controles aleatorios de su precisión.
Si las empresas proveedoras no están certificadas según ISO 9000, el laboratorio debería verificar cada lote de equipos. (Eagar. et.al.1986).
6.1.6 Potenciómetros, medidores de oxígeno y equipos similares Los potenciómetros, medidores de oxígeno y otros equipos similares deben verificarse periódicamente o antes de ser utilizados. En el caso de los potenciómetro la verificación se hará diariamente o cada vez que vayan a utilizarse si su uso no es diario. Periódicamente se verificará el funcionamiento correcto de los electrodos. Estas verificaciones deberán quedar registradas.
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6.1.7 Cabinas de flujo laminar y de seguridad biológica En las cabinas de flujo laminar debe verificarse periódicamente la velocidad del aire, estado de los filtros y control microbiológico de esterilidad del aire. En las cabinas de seguridad biológica debe comprobarse además su estanqueidad. Estas verificaciones deben quedar registradas (George, 2001).
Fuente: Fotografía tomada en LAMIR para proyecto FODECYT 002-08 6.8 Otros equipos El hidrómetro debe ser calibrado cada cierto tiempo (según indicaciones de la casa comercial), para evitar un incremento en la contaminación microbiológica presente en el aire y con ello el riesgo de padecer de deterioro de la infraestructura y daño en la salud del personal sensible.
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7. LAVADO DE MANOS
El lavado de manos es el factor fundamental en la prevención de enfermedades. Las manos son el vehículo más frecuente de transmisión de enfermedades en los seres humanos. La mayoría de las personas no está consciente de la necesidad de lavarse las manos, porque desconoce o minimiza los riesgos a la salud que pueden provocar al no realizar esta práctica. (Rotter, 1997).
Fuente: Fotografía tomada en LAMIR para Proyecto FODECYT 002-08
Es imprescindible que se entienda la importancia de lavarse las manos correctamente. Se recomienda utilizar el lavadero más cercano a la entrada para el lavado de manos. 7.1 ¿Por qué lavarse las manos? Las manos pueden ser reservorios de gérmenes dañinos, por lo tanto el lavado de manos puede reducir las infecciones como las provocadas por bacterias, virus y parásitos, entre otras. Las rutinas de lavado reducen de manera significativa la transmisión de
infecciones en más de un 50%. El lavado de manos adecuado es esencial para: Eliminar gérmenes nocivos para la salud presentes en las manos. Disminuir el riesgo de padecer infecciones Garantizar una buena higiene personal Gozar de buena salud (Rotter, 1997).
7.2 ¿Cuándo lavarse las manos?
Al llegar y antes de salir del trabajo. Después de ir al servicio sanitario. Tocar desperdicios y basura. Antes de incorporarse al trabajo de laboratorio tras los descansos o
interrupciones. Después de tocarse la nariz, oídos, ojos, boca, rascarse la cabeza. Antes y después de comer o beber y/o manipular alimentos. Después de manipular equipo o utensilios.
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Antes de ponerse guantes. Luego de haber tocado equipo de protección ya usado (mascarillas, guantes,
entre otros). Cuando toque o manipule algún objeto que, por su naturaleza debe ser tocado
constantemente por varias personas, (Ej., interruptores, perillas o perillas de puertas, sillas, teléfono, computadora, plumas y lapiceros) (Rotter, 1997).
7.3 Procedimiento para lavarse las manos
7.3.1 Retirar de las manos reloj, pulseras y anillos. Abrir la llave del chorro con una servilleta de papel para evitar contaminarla, mojar sus manos y tome solución de jabón del frasco dispensador.
7.3.2 Frótese las manos usando jabón, enjabonándolas bien y asegurándose de tocar toda superficie de las manos. Frótese los dedos y los pulgares, entrelazándolos y moviéndoselos primero en una dirección y luego en la dirección contraria.
7.3.3 Enjuáguese las manos bajo un chorro de agua corriente limpia hasta que se quite todo el jabón.
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7.3.4 Séquese las manos absorbiendo el agua con una toalla de papel limpia (Boyce, 2002).
Fuente: Fotografía tomada en LAMIR para Proyecto FODECYT 002-08
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8. DERRAMES Y ACCIDENTES
Para lograr controlar posibles derrames, es necesario contar con tres requisitos importantes: planeación, preparación y capacitación.
8.1 Planeación:
Decidir cuál es el descontaminante que se debe utilizar según el material que se derrame y a qué concentración se debe encontrar el mismo.
Redactar un procedimiento detallado sobre los pasos para la limpieza y descontaminación para el derrame más grave posible y los derrames más probables y darlo a conocer a todo el personal involucrado en el trabajo dentro del laboratorio.
Establecer la manera de comunicar y llevar un registro de los accidentes. Determinar en qué circunstancias el personal puede hacerse cargo de la
situación por su cuenta y cuándo, dado la magnitud del accidente o el volumen del material derramado, se necesita ayuda (George, 2001;Omenn 1984)
8.2 Preparación:
Se debe preparar un kit básico de derrames y sustancias con posible riesgo biológico que contenga el siguiente material:
Solución de cloro como desinfectante estándar, aunque puede utilizarse otros desinfectantes en las concentraciones adecuadas, estas soluciones desinfectantes deben conservarse en botellas con aspersores o pizetas para un mejor manejo de dichas soluciones.
Pinzas, tenazas, escoba o cepillo que resista la temperatura del autoclave. Toallas de papel o material absorbente. Bolsas de bioseguridad (rojas) para recoger el material contaminado. Guantes industriales y los de uso de laboratorio (látex). Equipos de protección individual (gafas de seguridad, mascarillas, careta).
(Omenn, 1984).
Es importante que después de utilizar el material de este kit, se reponga por uno nuevo para que el mismo se encuentre siempre completo y listo para usar en caso de ser necesario, así también es importante que todo el personal del laboratorio conozca el lugar donde se encuentra dicho kit y que este siempre debe regresar a su respectivo lugar después de su uso (Omenn, 1984).
8.3 Capacitación:
Informar mediante teoría y entrenamiento práctico la manera de proceder ante un derrame o accidente, así también como las acciones que podrían generar aerosoles o impedir una descontaminación efectiva (Omenn, 1984).
Reportar el derrame: los detalles del accidente deben ser reportados de forma inmediata al supervisor o encargado del laboratorio en el formulario correspondiente. Adicionalmente, se debe completar un formulario de reporte de accidentes, el cual debe archivarse para futura referencia (Omen, 1984).
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9. REGLAS EN EL LABORATORIO MICROBIOLÓGICO
9.1 MEDIDAS GENERALES
Deben cumplirse en cualquier área del laboratorio.
El acceso al laboratorio estará limitado al personal autorizado. No deben entrar en el laboratorio familiares ni amigos.
El personal del laboratorio debe implicarse en el cumplimiento de las normas
de seguridad. Todas las áreas estarán debidamente marcadas con la señal de riesgo biológico
y su nivel de contención. Las puertas y ventanas deben permanecer cerradas para mantener la adecuada
contención biológica. Todas las superficies de trabajo se limpiarán y desinfectarán diariamente y
siempre que se produzca un derrame. Los residuos y muestras peligrosas que van a ser incinerados fuera del
laboratorio deben ser transportados en contenedores cerrados, resistentes e impermeables siguiendo las normas específicas para cada tipo de residuo.
El laboratorio debe permanecer limpio y ordenado y no es aconsejable utilizar
los pasillos como almacén. Siempre debe quedar un espacio libre no inferior a 120 cm para poder evacuar el laboratorio en caso de emergencia.
La ropa protectora, fácilmente ajustable y confortable, así como guantes,
gafas, etc. debe estar disponible en todo momento. Todo el personal debe poner especial cuidado en evitar el contacto de la piel
con materiales potencialmente infecciosos. Con este fin deben usarse guantes cuando se manipulen muestras o cultivos que contengan posibles patógenos. Los guantes siempre serán desechados antes de salir del área de trabajo. Jamás se saldrá de la misma con los guantes puestos, ni con ellos se cogerá el teléfono, se tocarán los volantes, etc.
Tras quitarse los guantes, se realizará un lavado de manos.
Se usarán gafas protectoras y mascarillas faciales si existe riesgo de
salpicaduras y/o aerosoles. Se pondrá extremo cuidado en minimizar el riesgo de autoinoculación y de
generación de aerosoles.
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Los derrames y accidentes deben ser informados inmediatamente al Supervisor y al Jefe del Laboratorio y hacerse constar por escrito.
Está rigurosamente prohibido pipetear con la boca. Se realizará pipeteo
automático con material adecuado y cada trabajador será instruido para manejarlo debidamente.
En la zona de trabajo no debe colocarse material de escritorio ni libros ya que
el papel contaminado es de muy difícil esterilización. No deberán usarse lentes de contacto.
Los movimientos y procedimientos repetitivos pueden conducir a lesiones con
el transcurso del tiempo; tome descansos periódicos y trate de alternar tareas 9.2 MEDIDAS DE HIGIENE:
El personal con el cabello largo debe llevarlo recogido.
Comer, beber, fumar y aplicarse cosméticos esta formalmente prohibido en
el área de trabajo del laboratorio, así como el almacenamiento de comida o bebida.
El personal debe lavarse las manos frecuentemente durante las actividades
rutinarias, tras acabar la jornada laboral y siempre antes de abandonar el laboratorio (almorzar). Se usará un jabón antiséptico y el secado se realizará con papel.
Las heridas y cortes en las manos, si se han producido en el Laboratorio,
serán comunicados al responsable de la Sección correspondiente, así como al Supervisor, que lo registrará haciendo constar todas las circunstancias. Las heridas y cortes deben ser convenientemente vendados y después es imprescindible ponerse guantes.
Evitar llevar al laboratorio accesorios que podrían ser fuente de
contaminación (por ejemplo joyas).
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10. REFERENCIAS
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laboratorio LAMIR
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-AMSA- Elaborado por:
Msc. Karin Herrera María Andrea Marroquín
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ÍNDICE
Contenido Página
Prólogo 1
1. Bioseguridad 2
1.1 La bioseguridad comprende 3 1.2 Símbolo de bioseguridad 5 2. Operaciones seguras en los laboratorios donde se manipulan agentes biológicos 7 2.1 Definición y clasificación de los agentes biológicos
2.1.1 Riesgo microbiológico 2.1.2 Infecciones adquiridas en el laboratorio 2.2 Laboratorios básicos niveles de bioseguridad 1 y 2 2.2.1 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 1 2.2.2 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 2 2.3 Vías de transmisión 2.4 Equipos de protección individual (EPIs) 2.4.1 Batas 2.4.2 Guantes 2.4.2.1 Recomendaciones importantes para el uso de guantes 2.4.2.2 Recomendaciones de cómo quitarse los guantes 2.4.3 Gafas de seguridad, protectores oculares y filtros 2.4.4 Mascarillas 2.4.5 Cofias 2.4.6 Cubre zapatos
7 8 8 9 9 9 9 10 10 10 11 11 11 12 12 12
3. Géneros de bacterias y hongos aislados en el laboratorio AMSA 13
3.1 Género de bacterias aislados en el laboratorio AMSA breve descripción de estas 3.2 Géneros de hongos encontrados en el laboratorio AMSA breve descripción de estas
13
14 4. Limpieza y desinfección 16
4.1 Limpieza 4.2 Desinfección
16 17
5. Esterilización en el laboratorio 18
5.1 Métodos químicos de esterilización (desinfectantes y antisépticos) 5.2 Métodos físicos de esterilización 5.2.1 Calor 5.2.1.1 Calor húmedo 5.2.1.2 Calor seco 5.2.1.3 Radiaciones 5.3 Control del proceso de esterilización 5.3.1 Indicadores químicos 5.3.2 Indicadores biológicos 5.4 Métodos de esterilización por agentes mecánicos 5.5 Descontaminación de espacios y superficies 5.5.1 Superficies 5.5.2 Pisos
18 21 21 21 22 23 24 24 24 24 24 24 25
FODECYT 02-08
5.5.3 Lavamanos y lavaderos 5.5.4 Equipo de laboratorio
26 27
6. Calibración y/o verificación de los equipos 28
6.1 Tipos de equipos que necesitan calibración y/o verificación 6.1.1 Equipos para medir la temperatura 6.1.2 Estufas y baños termostáticos 6.1.3 Autoclaves 6.1.4 Pesas y balanzas 6.1.5 Material volumétrico 6.1.6 Potenciómetros, medidores de oxígeno y equipos similares 6.1.7 Cabinas de flujo laminar y de seguridad biológica 6.1.8 Otros equipos
28 28 29 29 30 30 30 31 31
7. Lavado de manos 32
7.1 ¿Por qué lavarse las manos? 7.2 ¿Cuándo lavarse las manos? 7.3 Procedimiento para lavarse las manos
32 32 33
8. Derrames y accidentes 34
8.1 Planeación 8.2 Preparación 8.3 Capacitación
34 34 34
9. Reglas en el laboratorio microbiológico 36
9.1 Medidas generales 9.2 Medidas de higiene
36 37
10. Referencias 38
11. Carteles de bioseguridad del laboratorio de AMSA 40
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1. PRÓLOGO
Las personas que trabajan en laboratorios microbiológicos preparan muestras y realizan pruebas, reacciones y análisis para investigaciones y para la detección de enfermedades y patógenos. Trabajan con sustancias químicas, enseres de vidrio, llamas y equipos de laboratorio manuales y automáticos. Aunque los trabajadores de laboratorios hacen experimentos con muestras y reactivos, la seguridad en el laboratorio no debe ser una incógnita.
Al personal de salud que trabaja en el Laboratorio microbiológico –AMSA- Autoridad en el Manejo Sustentable del Lago de Amatitlán , se brinda esta guía con recomendaciones con normas de bioseguridad, las cuales están destinadas a reducir el riesgo de transmisión de microorganismos de fuentes reconocidas o no reconocidas de enfermedades y alergias, en los laboratorios microbiológicos.
Se considera que los ensayos microbiológicos incluyen ensayos de esterilidad, detección, aislamiento, recuento e identificación de microorganismos y sus metabolitos en diferentes materiales y productos o cualquier otro tipo de ensayo en el que utilicen microorganismos como parte de un sistema de detección, así como la utilización de microorganismos para ensayos ecológicos, por lo que en todas estas actividades deben requerirse normas de bioseguridad. El presente manual fue elaborado por el equipo de investigación del Proyecto FODECYT 02-2008 con el fin de proporcionar una guía clara que comprende los diferentes aspectos de la bioseguridad, como las normas básicas, las buenas prácticas de laboratorio, equipo de protección personal, limpieza y desinfección, cómo actuar en caso de accidentes dentro de este laboratorio, entre otros. Evitando así prevenir posibles enfermedades relacionadas con el ambiente de trabajo del personal de salud que labora en este laboratorio microbiológico.
Este documento puede también servir de guía para los laboratorios que utilizan técnicas en áreas relacionadas con la microbiología, como bioquímica, biología molecular y cultivos celulares. Se debe tener presente que debido al desarrollo científico técnico se deben preveer revisiones periódicas de estas normas a los efectos de asegurar la actualización de las mismas.
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2. BIOSEGURIDAD Es una doctrina de comportamiento encaminada a lograr actitudes y conductas que disminuyan el riesgo del trabajador de salud de adquirir infecciones, en el medio laboral. Compromete también a todas aquellas personas que se encuentra en el ambiente asistencial, este ambiente debe estar diseñado en el marco de una estrategia de disminución de riesgo (Fleming et.al, 1995). Comprende el conjunto de normas de higiene y seguridad que permiten que el personal que trabaja en un laboratorio proteja su salud y desarrolle su labor con eficiencia; se estableció con el propósito de reducir el riesgo de transmisión de microorganismos de fuentes reconocidas, o no de infección (Omenn, 1984).
La bioseguridad tiene una importancia directa para la seguridad alimentaria, la conservación del medio ambiente (incluida la biodiversidad) y la sostenibilidad de la agricultura. Sin embargo otros autores ampliaron el concepto, y lo definieron como un sistema de conocimientos, actitudes y prácticas que promueven la prevención de accidentes laborales en el campo de laboratorio y práctica médica, o bien como una doctrina del comportamiento que compromete a todas las personas del ambiente asistencial con el fin de diseñar estrategias que disminuyan los riesgos (Barriga, et.al, 1996 y UNAM, 2002).
La bioseguridad se desarrolla combinadamente con el personal que trabaja en el laboratorio y que debe cumplir las normas, las autoridades que deben hacerlas cumplir y la dirección del laboratorio que debe implementar los medios para que se cumplan.
El objetivo de la bioseguridad es dictar normas, desarrollar procedimientos o promover el uso de instrumentos que permitan evitar accidentes. Por lo mismo es recomendable que el laboratorio debe de complementarse con un diseño de instalación, equipos de seguridad y prácticas de manejo adecuadas como un programa de bioprotección el cual debe de apoyarse en un programa sólido de seguridad biológica Mediante las evaluaciones del riesgo realizadas como parte integral del programa de bioseguridad de la institución, se acopia información sobre el tipo de organismos utilizados, su localización, el personal que necesita tener acceso a ellos y las personas responsables de ellos. Esa información puede utilizarse para determinar si la institución posee materiales biológicos de interés para quienes puedan querer usarlos incorrectamente (López, 1998).
También es recomendable adoptar un manual de operaciones que identifique los riesgos posibles, especificando las prácticas y procedimientos para minimizarlos y ser expertos en las prácticas y técnicas requeridas para manipular las muestras y materiales microbiológicos en forma segura. La persona a cargo del laboratorio es responsable de brindar u organizar la capacitación adecuada del personal.
Este documento puede servir también para los laboratorios que utilizan técnicas en pares relacionadas con la microbiología, como bioquímica, biología molecular y cultivos celulares aunque esos laboratorios pueden tener que cumplir otros requisitos adicionales.
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1. 1. La bioseguridad comprende
- Prácticas de trabajo
Se debe considerar el riesgo real que enfrenta el operador en la labor con distintos microorganismos o con material biológico potencialmente infeccioso para determinar el nivel de bioseguridad con el que debe trabajar. Las prácticas normalizadas de trabajo son el elemento más básico y a la vez el más importante para la protección de cualquier tipo de trabajador. Por otro lado, estos procedimientos estandarizados de trabajo deben figurar por escrito y ser actualizados periódicamente.
- Equipo de seguridad
Las buenas técnicas microbiológicas y el uso de equipos de seguridad apropiados brindan protección al personal y al ambiente cercano al laboratorio de la exposición a agentes infecciosos. Como por ejemplo: mascarillas, guantes, cofias, lentes de seguridad, cubre zapatos, etc. (OMS, et.al.1983).
- Diseño y construcción de la instalación
Al momento de diseñar un laboratorio es recomendable identificar las condiciones que se sepa que plantean problemas de seguridad. El diseño y construcción de un laboratorio (lo que en Seguridad Biológica se conoce como "barreras secundarias") contribuye a la protección del propio personal del laboratorio, proporciona una barrera para proteger a las personas que se localizan fuera del laboratorio (es decir, aquéllas que no están en contacto con los materiales biológicos como, por ejemplo, personal administrativo del laboratorio, y visitantes) y así proteger a las personas de la comunidad frente a posibles escapes accidentales de agentes infecciosos (Miller, 1993). Debe tenerse en cuenta lo siguiente:
1. Se dispondrá de espacio suficiente para realizar el trabajo de laboratorio en condiciones de seguridad y para la limpieza y el mantenimiento.
2. Las superficies de trabajo serán impermeables y resistentes a desinfectantes,
ácidos, álcalis, disolventes orgánicos y calor moderado. 3. La iluminación será adecuada para todas las actividades. Se evitarán los
reflejos y brillos molestos.
4. El mobiliario debe ser robusto y debe quedar espacio entre mesas, armarios y otros muebles, así como debajo de los mismos, a fin de facilitar la limpieza. Es recomendable tener un lugar adecuado para colocar artículos de oficina, de laboratorio y equipo no inmediato.
5. Habrá espacio suficiente para guardar los artículos de uso inmediato, evitando
así su acumulación desordenada sobre las mesas de trabajo y en los pasillos.
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También debe preverse espacio para el almacenamiento a largo plazo, convenientemente situado fuera de las zonas de trabajo.
6. Se preverán espacio e instalaciones para la manipulación y el almacenamiento
seguros de disolventes y reactivos.
7. Los locales para comer y beber y para descansar se dispondrán fuera de las zonas de trabajo del laboratorio.
8. En cada sala del laboratorio habrá lavabos, a ser posible con agua corriente,
instalados de preferencia cerca de la salida.
9. Mantener las puertas del laboratorio cerradas, para evitar el ingreso de contaminantes del exterior.
10. Mantener un control de descarte de las muestras ya analizadas para evitar una
posible contaminación en el laboratorio.
11. Los sistemas de seguridad deben comprender medios de protección contra incendios y emergencias eléctricas, así como duchas para casos de urgencia y medios para el lavado de los ojos.
12. Hay que prever locales o salas de primeros auxilios, convenientemente
equipados y fácilmente accesibles.
13. Cuando se planifique una nueva instalación, habrá que prever un sistema mecánico de ventilación que introduzca aire del exterior sin recirculación.
14. Es indispensable contar con un suministro regular de agua de buena calidad.
15. Debe disponerse de un suministro de electricidad seguro y de suficiente
capacidad, así como de un sistema de iluminación de emergencia que permita salir del laboratorio en condiciones de seguridad.
16. Es esencial un suministro fiable y adecuado de gas. La instalación debe ser
objeto del debido mantenimiento.
17. Crear un lugar separado del área de trabajo con acceso al público, para la recepción de muestras; para evitar el ingreso de agentes contaminantes del exterior (Chauca, 2008).
Otras consideraciones que, deben ser tenidas en cuenta a la hora de la evaluación del riesgo:
a. Localización: es aconsejable que el Laboratorio de Microbiología se localice fuera del tránsito de las personas y que no sea un lugar de paso para otras dependencias en las que no exista restricción para su acceso (cafeterías, almacenes, bibliotecas, aparcamientos) (Chauca, 2008).
b. Lavamanos: debe existir uno en el mismo laboratorio. Estará dotado de grifos
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que puedan accionarse sin utilizar las manos y situado preferiblemente cerca de la puerta de salida (Balows, 2001).
c. Lavaojos: se recomienda que exista uno dentro del laboratorio como equipo de
emergencia.
d. Superficies interiores: los suelos, paredes y techos deben ser impermeables y resistentes a diferentes productos químicos, de forma que permitan una limpieza a fondo y una posterior descontaminación.
e. Superficies de trabajo: las mesas y bancos de trabajo deben ser resistentes al
calor moderado, a disolventes orgánicos, etc. Además, deben ser cómodos para el trabajo que se realiza.
f. Señalización: siempre que el trabajo esté en marcha, debe colocarse en la puerta del laboratorio la señal reglamentaria de peligro biológico. Señalizar en el área de preparación de medios de cultivo, el uso obligatorio de cubre zapatos para evita que ingresen contaminantes del exterior. Otro tipo de señalización son: equipo de seguridad obligatorio en el laboratorio, anotarse en el folder o carpeta de uso del equipo en el laboratorio, peligro biológico, mantener la puerta cerrada, prohibido el uso de celular en la campana. Y la señalización de procedimientos como: que hacer en caso de derrames, pasos para el lavado de manos y procedimiento de cómo hacer soluciones desinfectantes (solución de cloro y alcohol al 70%). Esto como fin de complementar la seguridad en el laboratorio (Miller, 1993).
g. Presión negativa: se recomienda que el laboratorio se mantenga a una negativa con respecto al exterior del mismo, es decir, con respecto a los pasillos u otras zonas del edificio, de manera que exista un flujo de aire desde las zonas menos contaminadas hacia las de mayor riesgo de contaminación. Las puertas y ventanas del laboratorio han de permanecer cerradas si se quiere mantener esa presión negativa. No es aconsejable la recirculación de aire (Zapata, 2001).
h. Residuos: establecer, que en el mismo laboratorio (o dentro de la instalación)
exista algún sistema (por ejemplo, esterilización por autoclave) para el tratamiento de los residuos producidos. De no ser así, el transporte de estos residuos ha de realizarse en envases sellados (López, 2008).
1.2 Símbolo de Bioseguridad
Este símbolo indica la presencia actual o potencial de un riesgo biológico, debiendo identificar laboratorios, equipos, contenedores, habitaciones y materiales. En la entrada de todo laboratorio que manipula agentes biológicos del tipo 2 en adelante es necesario colocar un rótulo el cuál se indique el posible riesgo biológico que existe y las normas de bioseguridad que deben cumplir al momento de ingresar
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para evitar el arrastre de contaminantes del área exterior hacia el interior del laboratorio. Evitando posibles afecciones en las muestras a manipular en el laboratorio por estos contaminantes. En el laboratorio AMSA, es recomendable colocar un cartel afuera del laboratorio que indique que contenga el símbolo de riesgo biológico. Por lo mismo es necesario lo siguiente: 1. El símbolo y signo internacional de peligro biológico (figura 1) deberá colocarse en
las puertas de los locales donde se manipulen microorganismos del grupo de riesgo 2 o superior.
2. Sólo podrá entrar en las zonas de trabajo del laboratorio el personal autorizado. 3. Las puertas del laboratorio se mantendrán cerradas. 4. No se autorizará ni permitirá la entrada de niños en las zonas de trabajo del
laboratorio. Todo el material biológico debe considerarse como potencialmente contaminante y por lo tanto, tomar todas las precauciones y cumplir todas las instrucciones documentadas para su manejo de eliminación. El material de descarte bolsas, los recipientes de basura que los contienen, deben estar claramente marcadas con este símbolo, al igual que refrigeradoras, congeladores y gabinetes de seguridad (Fleming, et.al. 1995).
Figura 1. Señal de advertencia de peligro biológico para las puertas del laboratorio ACCESO RESTRINGIDO.
SÓLO PERSONAL AUTORIZADO PELIGRO BIOLÓGICO
Nivel de bioseguridad: ___________________________ Investigador encargado: __________________________ En caso de emergencia, avísese a: __________________ Teléfono diurno: _________________________________ Teléfono particular: ______________________________ Las autorizaciones de entrada deberán solicitarse al Investigador encargado mencionado más arriba
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2. OPERACIONES SEGURAS EN LOS LABORATORIOS DONDE SE
MANIPULAN AGENTES BIOLÓGICOS.
Los agentes biológicos constituyen un factor de riesgo laboral por su capacidad de desencadenar enfermedades, tanto profesionales como del trabajo. Con el fin de proteger la salud de los trabajadores frente a los riesgos que se derivan de la exposición a dichos agentes durante el desarrollo de sus actividades es necesario:
Que el personal, conozca los riesgos potenciales y ser expertos en las prácticas y técnicas requeridas para manipular las muestras y materiales microbiológicos en forma segura.
Que la persona a cargo del laboratorio sea responsable de brindar u organizar la capacitación adecuada del personal.
Proyectar sistemas que garanticen condiciones de temperatura, velocidad del aire y humedad relativa que satisfagan el confort térmico y no permitan proliferación de hongos, mohos, virus y bacterias.
Se considera que los análisis microbiológicos incluyen pruebas de esterilidad, detección, aislamiento, recuento e identificación de microorganismos (virus, bacterias, hongos y protozoos) y sus metabolitos en diferentes materiales y productos, o cualquier tipo de ensayo en el que se utilicen microorganismos como parte de un sistema de detección, así como la utilización de microorganismos para ensayos ecológicos. De ahí se deduce que algunas de las directrices contenidas en el presente documento, como las referentes a la bioseguridad de los laboratorios, tendrán que ser interpretadas en consecuencia.
2.1 Definición y clasificación de agentes biológicos
Los agentes biológicos se definen como: “microorganismos, con inclusión de los genéticamente modificados, cultivos celulares y endoparásitos humanos, susceptibles de originar cualquier tipo de infección, alergia o toxicidad”.
A su vez, se entiende como microorganismo, toda entidad microbiológica, celular o no, capaz de reproducirse o de transferir material genético. Se consideran cuatro tipos básicos: bacterias, hongos, virus y parásitos (protozoos, helmintos, etc.). Cuando se menciona, cultivo celular es el resultado del crecimiento in vitro de células obtenidas de organismos multicelulares (Balows, 2001).
En función del riesgo de infección, los agentes biológicos están clasificados del siguiente modo:
o Agente biológico del grupo 1: aquel que resulta poco probable que cause una enfermedad en el ser humana. Ejemplos: B. subtilis, Naegleria, E. coli K 12, Saccharomyces sp.(Fleming, et.al, 1995).
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o Agente biológico del grupo 2: aquel que puede causar una enfermedad en el ser humano y puede suponer un peligro para los trabajadores, siendo poco probable que se propague a la colectividad y existiendo generalmente profilaxis o tratamiento eficaz. Ejemplos: Actinomyces sp, Bacteroides sp, Enterobacterias, Shigella sp, Candida sp, Cryptococcus neoformans (Fleming, et.al, 1995).
o Agente biológico del grupo 3: aquel que puede causar una enfermedad grave en el ser humano y presenta un serio peligro para los trabajadores, con riesgo de que se propague a la colectividad y existiendo generalmente una profilaxis o tratamiento eficaz. Ejemplos: Mycobacterium tuberculosis y bovis, Histoplasma capsulatum, Neisseria meningitidis, Coccidioides inmitis, Chlamydia trachomatis. (Fleming, et.al, 1995).
o Agente biológico del grupo 4: aquel que causando una enfermedad grave en el ser humano, supone un serio peligro para los trabajadores, con muchas posibilidades de que se propague a la colectividad y sin que exista generalmente una profilaxis o tratamiento eficaz. Ejemplos: Machupo y Ebola (Fleming, et.al, 1995).
2.1.1 Riesgo Microbiológico En el laboratorio de microbiología existen dos fuentes principales de peligros biológicos, uno de ellos lo representa el procesamiento de muestras provenientes de un paciente y en segundo lugar el manejo de cultivos de microorganismos, los cuales pueden alcanzar concentraciones muy elevadas y pueden llegar a provocar una infección si no son manipulados con precaución (Barriga, 1996). El riesgo microbiológico se encuentra presente cada vez que se realice una actividad práctica en el laboratorio de microbiología, razón por la cual se debe llevar a cabo con precaución, además de tener un ambiente de trabajo en el que se sea capaz de reconocer y evitar los peligros involucrados con estas actividades, para así poder evitar posibles accidentes (Barriga, 1996). 2.12 Infecciones Adquiridas en el Laboratorio
Se dice que ocurre una contaminación en un laboratorio microbiológico, cuando un microorganismo, capaz de causar enfermedad, entra al cuerpo de un individuo en una concentración suficiente y a través de una ruta determinada, siendo capaz de vencer las defensas del individuo (Weatherwax, 1986).
Una infección adquirida en el laboratorio (IAL), es aquella que resulta de una tarea realizada en el Laboratorio de Microbiología, tanto por el operador como por cualquier otra persona que pudo quedar expuesta, como resultado de la manipulación de un determinado agente infeccioso (Omenn, 1984).
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2.2 Laboratorios básicos niveles de bioseguridad 1 y 2 Debido a que ningún laboratorio puede ejercer un control absoluto sobre las muestras que recibe, el personal puede verse expuesto a organismos de grupos de riesgo más altos de lo previsto. Esa posibilidad debe tenerse presente en la elaboración de los planes y las políticas de seguridad. 2.2.1 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 1
1. La experiencia indica que estos microorganismos tienen pocas probabilidades de provocar enfermedades humanas o enfermedades animales de importancia veterinaria.
2. Someter a todo el personal a un reconocimiento médico previo a la
contratación en el que se anoten los antecedentes médicos de cada persona.
3. Notificar rápidamente las enfermedades o accidentes de laboratorio y que todos los miembros del personal comprendan la importancia de aplicar técnicas microbiológicas apropiadas (OMS, 1983).
2.2.2 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 2
1. El reconocimiento médico previo al empleo o a la asignación de un puesto es indispensable. Debe registrarse el historial médico de la persona y realizar una evaluación de la salud ocupacional para los fines del laboratorio.
2. El jefe del laboratorio debe mantener un registro de enfermedades y bajas
laborales.
3. Las mujeres en edad fecunda deberán ser informadas de los riesgos que supone para el feto la exposición profesional a ciertos microorganismos. Las medidas concretas que se adopten para proteger al feto dependerán de los microorganismos a los que pueda estar expuesta la mujer.
4. Es recomendable la señalización de riesgo biológico en todas las áreas de los
laboratorios catalogados de nivel de contención 2 en adelante (OMS,1983).
2.3 Vías de transmisión
Las principales de vías de entrada en el organismo de los diferentes agentes biológicos son:
o Digestiva: la transmisión por esta vía tiene lugar como consecuencia de la práctica de malos hábitos de trabajo, como pipetear con la boca o de actuaciones inadecuadas como beber, comer y fumar en el lugar de trabajo.
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o Inhalatoria: es la de mayor capacidad infectiva. Los agentes biológicos susceptibles de transmitirse por esta vía se encuentran habitualmente en forma de aerosoles producidos por centrifugación de muestras o agitación de tubos y por aspiración de secreciones (tos, estornudos, etc.).
o Parenteral, piel y mucosas: esta vía de transmisión está propiciada por
pinchazos, mordeduras, cortes, erosiones, salpicaduras, entre otros. (Weatherwax, 1986).
2.4 Equipos de protección individual (EPIs):
Los EPIs son elementos que protegen a la persona que maneja productos tóxicos cuando no existe la certeza de que los medios de protección colectivos (extracción general) ofrecen el máximo de seguridad (Fleming, 1995). Es importante ser consciente de la necesidad de su uso durante todo el tiempo en que se realiza la actividad que los requiere. El equipo que se seleccione depende de la naturaleza del trabajo que se realice. 2.4.1 Batas: las batas de laboratorio deben ir abotonadas hasta arriba, ser de manga
larga, que no posea pita atrás, esto para evitar engancharse y que pudiera ocurrir algún accidente. La bata está diseñada para proteger la ropa y la piel de las sustancias químicas que pueden derramarse o producir salpicaduras.
Se recomienda no salir con la bata puesta del laboratorio, ya que puede capturar contaminantes y no utilizar la bata que usa en este laboratorio en ningún otro laboratorio, salvo que este lavada con anterioridad.
2.4.2 Guantes: Proporcionan protección cutánea contra riesgos mecánicos y
manipulación de sustancias de tipo corrosivo, irritante, de elevada toxicidad o de elevado poder de penetración a través de la piel, objetos de vidrio cuando hay peligro de rotura (Balows, 2001).
El principal objetivo de los guantes es evitar la contaminación con microorganismos patógenos que pueden infectar al personal; la correcta
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colocación y forma de retirarlos son básicas para maximizar su uso y protección.
El uso de guantes no reemplaza el lavado de manos. Los guantes desechables de látex, vinilo o nitrilo de tipo quirúrgico aprobados para uso microbiológico son los más usados para el trabajo general de laboratorio y para manipular agentes infecciosos, así como sangre y otros fluidos corporales. (Balows, 2001).
2.4.2.1 Recomendaciones importantes para el uso de guantes:
Antes de ponerse los guantes, se debe retirar todo objeto y joya de las
manos. No tocar superficies ni áreas corporales, una vez tenga los guantes
puestos. Una vez puestos los guantes, no se debe contestar el teléfono, tocar
objetos personales, no tocarse la cara ni aplicarse maquillaje. En caso de presentarse ruptura en los guantes, éstos deben ser
cambiados. Utilizar guantes de la talla adecuada, ya que el uso de guantes estrechos
o laxos favorece a la ruptura y accidentes laborales. No abandonar el laboratorio con los guantes puestos. Al momento de transportar muestras de un laboratorio a otro, debe
hacerse siempre con los guantes puestos, solamente una mano con guante para evitar contaminar los picaportes al abrir o cerrar puertas (Balows, 2001).
2.4.2.2 Recomendaciones de cómo quitarse los guantes:
La forma correcta de hacerlo es tirar desde la muñeca hacia los dedos, teniendo cuidado de que la parte exterior del guante no toque la piel. Los guantes desechables deben tirarse en los contenedores designados al efecto.
2.4.3 Gafas de seguridad, protectores oculares y filtros: estas se utilizan para
protección de los ojos contra radicaciones ionizantes, riesgos eléctricos, riesgos mecánicos, y salpicaduras de sustancias líquidas de tipo químico y/o biológico. Las gafas de máscara para proteger contra salpicaduras e impactos deben llevarse sobre las gafas graduadas normales y los lentes de contacto (que no protegen contra los riesgos biológicos o químicos) (Balows, 2001).
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2.4.4 Mascarillas: Provee protección respiratoria contra aerosoles sólidos, líquidos y gases irritantes, peligrosos, tóxicos y muestras biológicas; así como también permite que la muestra no se contamine. Para que la protección sea máxima, las mascarillas respiratorias deben ajustarse al rostro de cada trabajador y probarse previamente. Las mascarillas respiratorias no deben usarse fuera del laboratorio
2.4.5 Cofias: Es una red o gorra para sujetar el pelo la cual brinda protección a la
muestra evitando que esta pudiera contaminarse.
2.4.6 Cubre zapatos: cubre zapatos de plásticos: se usan para evitar la contaminación de un producto ya que forman una barrera física entre el zapato del obrero y el suelo limpio de la zona de trabajo. Se pueden encontrar desechables, fabricados en papel, y plástico las cuales se desinfectan dentro de un periodo de tiempo establecido.
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3. GÉNEROS DE BACTERIAS Y HONGOS AISLADOS EN EL
LABORATORIO AMSA
3.1 Géneros de bacterias encontrados en el laboratorio AMSA, breve descripción de estas:
Staphylococcus aureus: cocos gram-positivos, se encuentra en la piel y fosas nasales de las personas sanas, que causa gran variedad de infecciones, desde infecciones menores de la piel (forunculos, ampollas, vejigas) y abscesos cutáneos hasta enfermedades que pueden poner en peligro la vida como neumonía, meningitis, endocarditis, síndrome del shock toxico (SST) y sepsis (Palavecino E. 2002).
Es un coco que crece agrupado en racimos (de ahí su raíz "Staphylo"), que responde positivamente a la tinción de gram, es aerobio y anaerobio facultativo por lo que puede crecer tanto en una atmósfera con oxígeno y también sin el mismo, no presenta movilidad ni forma cápsula. Es capaz de crecer hasta con un 10 % de sal común. Por esto puede crecer en el agua del mar. Produce la fermentación láctica. Es catalasa positivo y coagulasa positivo Palavecino E. 2002).
Cellulomonas sp.: bacilo gram-positivo, se encuentra entre las bacterias celulolíticas aerobias, produce una amplia variedad de glucanasas y tiene la capacidad de degradar varios carbohidratos, como xilana, almidón y celulosa (Palavecino E. 2002).
Staphylococcus saprohyticus: son cocos gram-positivos, es causa frecuente de infecciones del tracto urinario en mujeres jóvenes y uretritis en varones. (Orlandini C., 2004).
Staphylococcus xylosus: coco gram-positivo, son miembros del género Estafilococo. Como otros estafilococos es coagulasa negativa y se encuentra en el ambiente, en piel humana y de animales. Ocasionalmente se asocia a infecciones humanas (Palavecino E. 2002).
Bacillus megaterium: es un bacilo gram-positivo, usado como inoculante de tierra en agricultura y horticultura. Las bacterias son arregladas dentro de una forma de estreptobacilos. Es una de las más largas eubacteria encontrada en la tierra. Los grupos de bacteria comúnmente se encuentran en cadenas donde las células están unidas unas con otras por polisacáridos en las paredes celulares. Esta bacteria resiste sobrevivir en condiciones extremas como ambientes desérticos (Palavecino E. 2002).
Bacillus subtilis: es una bacteria gram positiva, catalasa-positiva, aerobio facultativo comúnmente encontrada en el suelo. Miembro del género Bacillus, B. subtilis tiene la habilidad para formar una resistente endospora protectora, permitiendo al organismo tolerar condiciones ambientalmente extremas. No es considerado patógeno humano; sin embargo puede contaminar los alimentos, pero raramente causa intoxicación alimenticia. Sus esporas pueden sobrevivir la calefacción extrema que a menudo es usada para cocinar el alimento, y es responsable de causar la fibrosidad en el pan estropeado (Palavecino E. 2002).
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Klebsiella pneumoniae: bacilos gram-negativos es la especie de mayor relevancia clínica dentro del género bacteriano Klebsiella; pertenece a la familia Enterobacteriaceae, que desempeñan un importante papel como causa de las enfermedades infecciosas oportunistas. Dentro de este género bacteriano, está implicada principalmente en infecciones nosocomiales. Es el agente causal de infecciones del tracto urinario, neumonías, sepsis, infecciones de tejidos blandos, e infecciones de herida quirúrgica. Son especialmente susceptibles los pacientes ingresados en unidades de cuidados intensivos, neonatos, y pacientes con diabetes mellitus o alcohólicos (Palavecino E. 2002).
Causa alrededor del 1% de las neumonías bacterianas y puede causar condensación hemorrágica extensa del pulmón. Además, en ocasiones provoca infección del aparato urinario y bacteriemia a partir de lesiones focales en pacientes debilitados que puede terminar con la vida del paciente. Algunas de las complicaciones más frecuentes son el absceso pulmonar y el empiema (Palavecino E. 2002).
3.2 Géneros de hongos encontrados en el laboratorio AMSA, breve descripción de estas: Rhizopus: es un género, que incluye especies cosmopolitas. Es un hongo filamentoso hallado en el suelo, degradando frutos y vegetales, heces animales, y residuos. Pueden causar serias (y con frecuencia fatales) infecciones en humanos y en animales debido a su rápido crecimiento a relativamente altas temperaturas (Serrat C., et.al.2006). Aspergillus: es un hongo filamentoso (compuesto de cadenas de células, llamadas hifas), el tipo de hongos opuesto a las levaduras, éstas últimas compuestas de una sola célula redondeada. El hábitat natural del Aspergillus son el heno y el compostaje. Hongo encontrado preferentemente en interiores, se nutre de material orgánico en descomposición como comida, basura, plantas de interior, etc. (Duran, 2003). Las enfermedades más comunes que produce son asma bronquial y rinitis alérgica, sin embargo en algunas ocasiones el asma por alergia a este hongo se vuelve más intensa y produce una serie de complicaciones como neumonías y dilataciones bronquiales pasando a configurar un cuadro clínico llamado aspergilosis bronco-pulmonar alérgica (Sneller, 1979). Penicillium: es un género del reino Fungi, es encontrado casi por todas partes, y siendo comúnmente el género de hongos más abundante en suelos. Hongo saprofito se alimenta de desechos, encontrado de preferencia en interiores. Su nutrición comprende comidas descompuestas, quesos, etc. (Serrat C., et.al.2006). Se le asocia a asma, rinitis, y en forma ocasional y rara a neumonitis de hipersensibilidad. La alergia a este hongo no se relaciona con la alergia a la penicilina (Serrat C., et.al.2006). Cladosporium: hongo filamentoso con conidióforos con cadenas ramificadas de conidios elipsoides o cilíndricos de extremos redondeados. Es un hongo que se
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encuentra frecuentemente en el exterior, sin embargo están presentes tanto en el aire de interior como exterior durante todo el año, las mayores concentraciones se alcanzan durante el final del verano y principios del otoño, alcanzándose en ocasiones niveles muy altos su poder de sensibilización es menor que la Alternaria, sin embargo de producirse alergia a éste los síntomas son los mismos pudiendo prolongarse la duración de ellos durante todo el año, con una leve disminución en invierno. Es el tercer alérgeno fúngico en importancia tras Alternaria y Aspergillus; de los pacientes sensibles a hongos, el 22 % lo son a este taxón (Rosas et al. 1997). Alternaria: este género contiene especies cosmopolitas que se encuentran en un amplio rango de materiales y productos. Como saprobias pueden deteriorar alimentos y forrajes, produciendo compuestos biológicamente activos tal como micotoxinas. Como patógenas reducen el rendimiento de las cosechas o afectan a los vegetales almacenados. Es necesaria una identificación precisa de las especies porque cada nombre entraña un conjunto de características (preferencias para el crecimiento, patogenicidad, producción de metabolitos secundarios) que permiten predecir el comportamiento del hongo (Andersen et al. 2001). Alternaria es, después de las especies de Cladosporium, el moho cuyos esporos se encuentran suspendidos en el aire con mayor frecuencia. Las especies de Alternaria son capaces de producir una variedad de compuestos diferentes, algunos de los cuales son tóxicos para los mamíferos y aves (micotoxinas) y otros para las plantas (fitotoxinas) como la tentoxina un tetrapéptido cíclico (Minoletti et al. 2000). Nigrospora: las colonias de este hongo son vellosas, de borde regular, superficie rugosa, de color gris oscuro en el anverso y negro en el reverso (Serrat C., et.al.2006). Fusarium: es un extenso género de hongos filamentosos ampliamente distribuido en el suelo y en asociación con plantas. La mayoría de las especies son saprófitas y son unos miembros relativamente abundantes de la microbiota del suelo (Serrat C., et.al.2006). Aspergillus niger: es un hongo que produce un moho negro en vegetales -muy común en la lechuga, el tomate o la acelga-. Es una de las especies más corrientes del género Aspergillus (Serrat C., et.al.2006). Es un género de alrededor de 200 hongos. Puede existir en dos formas básicas: levaduras e hifas (Serrat C., et.al.2006). El Aspergillus es filamentoso (compuesto de cadenas de células, llamadas hifas, el tipo de hongos opuesto a las levaduras, que se componen de u Aspergillus niger no causa tantas enfermedades como otras especies de Aspergillus, pero en altas concentraciones puede producir aspergilosis, que provoca alteraciones pulmonares. Esta enfermedad aparece con más frecuencia en horticultores, ya que inhalan el polvo del hongo con más facilidad (Serrat C., et.al.2006).
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4. LIMPIEZA y DESINFECCIÓN 4.1 Limpieza La limpieza se refiere a toda actividad que contribuya a mantener el aseo y aspecto físico general y la condición higiénica del ambiente clínico. La limpieza tiene como objetivo la reducción del número de microorganismos que estén presentes en el sitio (reduciendo así el riesgo de infecciones y accidentes para tanto usuarios como personal) además de un espacio agradable para trabajar y cuidar a los usuarios (Miller, 1993). Incluye el cepillado, la aspiración, el desempolvado en seco, el lavado o el fregado con un paño y agua con jabón o detergente. La suciedad, la tierra y la materia orgánica pueden albergar microorganismos e interferir con la acción de los descontaminantes (antisépticos, germicidas químicos y desinfectantes) (Miller, 1993). El laboratorio debe establecer un programa documentado de limpieza para las instalaciones, los equipos y las superficies, teniendo en cuenta los resultados de la vigilancia de las condiciones ambientales y la posibilidad de contaminación cruzada. Asimismo, debe disponer de un procedimiento para el tratamiento de vertidos accidentales. El laboratorio debe adoptar medidas para evitar la acumulación de polvo, disponiendo de espacio suficiente para fines de almacenamiento, reduciendo al mínimo el trabajo con papeles en el laboratorio y no permitiendo la presencia de plantas y objetos personales innecesarios en el área de trabajo del laboratorio. El uso correcto de los germicidas químicos contribuirá a la seguridad en el lugar de trabajo y al mismo tiempo reducirá el riesgo que suponen los agentes infecciosos. Es recomendable, rotar 3 desinfectantes diferentes por mes, utilizando uno diferente cada semana, esto para evitar que los microorganismos puedan crear algún tipo de resistencia al desinfectante en el laboratorio (Balows, 2001). Al limpiar las superficies, siempre se debe comenzar desde la superficie con menos suciedad hasta la que tiene más suciedad, para evitar que se arrastre la contaminación. El lavado de manos es fundamental para evitar las infecciones y enfermedades y debe ser realizado después de realizar el trabajo de limpieza de algún área. Es recomendable mantener el laboratorio limpio y ordenado evitando utilizar los pasillos como almacén. Siempre debe quedar un espacio libre no inferior a 120 cm para poder evacuar el local en caso de emergencia. Pasos para la limpieza, se debe:
1. Recoger y desechar los residuos de producto, polvo o cualquier otra suciedad que están presentes en el artículo o lugar que se va a limpiar.
2. Humedecer con suficiente agua potable el lugar o superficie que se va a limpiar.
3. Preparar la solución de detergente que se va a usar. 4. Enjabonar las superficies a limpiar esparciendo la solución de detergente con
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una esponja o cepillo (estos artículos deben estar limpios). Restregar la superficie fuertemente con la ayuda de una esponja o cepillo, eliminando toda la suciedad posible. Muchas veces esta suciedad no es muy visible, por esta razón la limpieza debe ser muy bien hecha de modo que todo quede completamente limpio.
5. Dejar la solución de detergente aplicada por un tiempo corto para dejar que el detergente actúe (puede ser por tres o cinco minutos).
6. Enjuagar con suficiente agua potable asegurándose que todo el detergente se elimine.
7. Después del enjuague observar detenidamente el lugar que se limpió para verificar que haya sido eliminada toda la suciedad. En caso de necesitarse se debe hacer de nuevo un lavado con jabón hasta que quede completamente limpio (Zapata, 2001).
4.2 Desinfección La desinfección significa reducir la carga de organismos patógenos en el ambiente del laboratorio así disminuirá el riesgo de enfermedad para el personal de este. Los desinfectantes son los agentes químicos que pueden matar a los organismos patógenos al contacto. Limpiando el lugar con anterioridad a la desinfección expone a los organismos patógenos al desinfectante (Weatherwax, 1986).
El uso de desinfectantes se limita a situaciones en las que se requiere esterilizar equipo, desinfectar y descontaminar pisos y superficies, en caso de derrames. En cada situación debe escogerse el desinfectante adecuado y rotar el uso de los mismos (George, et.al. 2001).
Para elegir el desinfectante más adecuado, hay que tomar en cuenta la naturaleza de los microorganismos presentes, la evaluación de riesgos, los procedimientos a seguir para desinfectar la superficie o descontaminar un derrame de gran volumen, el riesgo inherente al uso del desinfectante y rotarlos para evitar la resistencia a los mismos (George, et.al. 2001).
Pasos para la desinfección, se debe:
1. Estar seguros que la superficie se encuentra limpia, si no es así, hay que limpiarla como se explicó anteriormente.
2. Antes de proceder a desinfectar es necesario tener lista la solución desinfectante.
3. Aplique esta solución sobre el lugar o superficie que se va a desinfectar. 4. La solución desinfectante se deja sobre el lugar que se está desinfectando por
un tiempo mínimo de 10 minutos, en el caso del cloro no es necesario enjuagar. Durante este tiempo se está logrando eliminar la mayor cantidad posible de microorganismos. (George, et.al. 2001).
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5. ESTERILIZACIÓN EN EL LABORATORIO 5.1 Métodos Químicos de esterilización (Desinfectantes y Antisépticos) Algunas sustancias químicas pueden ser usadas como agentes esterilizantes porque tienen la capacidad de promover una o más reacciones químicas capaces de dañar los componentes celulares de los microorganismos (proteínas, membranas, etc.) (Zapata, 2001) Cloro (hipoclorito sódico)
El cloro, oxidante de acción rápida, es un germicida químico de uso muy extendido y de amplio espectro. Normalmente se vende en forma de lejía, una solución acuosa de hipoclorito sódico (NaOCl) que puede diluirse en agua para conseguir distintas concentraciones de cloro libre (George, et.al. 2001).
En la medida de lo posible, el número de sustancias químicas germicidas que se utilicen deberá ser limitado por razones económicas y de control del inventario, así como para reducir la contaminación ambiental (George, et.al. 2001).
Las láminas con tinciones o cultivo en lámina: Se inactivan con lejía de uso doméstico (hipoclorito sódico al 10%) durante 30 minutos, pudiendo eliminarse a continuación por el desagüe el líquido las láminas (Zapata, 2001).
Dicloroisocianurato sódico
El dicloroisocianurato sódico (NaDCC) en polvo contiene un 60% de cloro libre. Las soluciones preparadas con NaDCC en polvo a razón de 1,7 g/l y 8,5 g/l contendrán 1 g/l y 5 g/l de cloro libre, respectivamente. Los comprimidos de NaDCC suelen contener el equivalente a 1,5 g de cloro libre por comprimido. Uno o cuatro comprimidos disueltos en un litro de agua darán aproximadamente las concentraciones requeridas de 1 g/l o 5 g/l, respectivamente. El NaDCC se puede almacenar de forma fácil y segura tanto en polvo como en comprimidos. (Eagar, eta.al. 1986).
Cloraminas
Las cloraminas existen en forma de polvo que contiene aproximadamente un 25% de cloro libre. Al liberar el cloro a menos velocidad que los hipocloritos, se requieren concentraciones iniciales más altas para obtener una eficacia equivalente a la de aquéllos. Por otro lado, las soluciones de cloramina no son inactivadas por la materia orgánica con la misma intensidad que los hipocloritos y se recomienda una concentración de 20 g/l para situaciones tanto “limpias” como “sucias” (Eagar, et.al. 1986).
Dióxido de cloro
El dióxido de cloro (ClO2) es un microbiocida, desinfectante y oxidante potente y de acción rápida que a menudo tiene actividad a concentraciones inferiores a las necesarias en el caso del cloro procedente de la lejía. El dióxido de cloro (ClO2) es un desinfectante cuya capacidad biocida sobrepasa a la del cloro y sus derivados.
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Debido a sus cualidades oxidantes selectivas, su aplicación es una alternativa a ser considerada donde además de la desinfección se requiere mejorar la calidad organoléptica del agua. Tiene un gran efecto en el control del sabor y el olor, así como para destruir sustancias orgánicas que proporcionan color o que son precursoras de trihalometanos (THM) (Calderón y Vaillaizán, 1994).
El dióxido de cloro es un gas de color verde amarillento, estable y sumamente soluble en agua hasta alcanzar concentraciones de 2%. Una de las propiedades más interesantes del dióxido de cloro es su eficacia biocida en un amplio rango de pH que va de 3 a 10 (mejor de 4 a 9). Además de sus propiedades desinfectantes, el dióxido de cloro mejora la calidad del agua potable, es decir, neutraliza olores, remueve el color y oxida el hierro y el manganeso. El dióxido de cloro es sensible a la luz ultravioleta (Eagar, et.al. 1986).
Formaldehído
El formaldehído (HCHO) es un gas que mata todos los microorganismos y esporas a temperaturas superiores a los 20°C. Sin embargo, no tiene actividad contra los priones. Su acción es relativamente lenta y requiere una humedad relativa de alrededor del 70%. Se comercializa en forma de polímero sólido (paraformaldehído), en copos o comprimidos, o como formol, solución del gas en agua con aproximadamente 370 g/l (37%) y con metanol (100 ml/l) como estabilizante (Lewis y Arens, 1996). Se trata de un compuesto tóxico que ha demostrado propiedades cancerígenas en diversos experimentos con animales. En ratas puede provocar cáncer si se aplica de forma prolongada en concentraciones superiores a 6 ppm en el aire respirado. En el hombre estas concentraciones provocan ya irritaciones en ojos y mucosidades en poco tiempo (10 a 15 min. luego de la exposición) (Eagar, et.al. 1986). Por lo cual no se recomienda su uso periódico dentro del laboratorio sino únicamente como medida de desinfección de los filtros de las campanas y del área por medio de la exposición prolongada durante el fin de semana únicamente.
Glutaraldehído
Al igual que el formaldehído, el glutaraldehído (OHC(CH2)3CHO) tiene actividad contra formas vegetativas de bacterias, esporas, hongos y virus con y sin envoltura lipídica. No es corrosivo y su acción es más rápida que la del formaldehído. No obstante, tarda varias horas en matar las esporas bacterianas (Eagar, et.al. 1986).
El glutaraldehído suele suministrarse en forma de solución con una concentración de unos 20 g/l (2%). Se utiliza, solo o en combinación con otros productos, para la limpieza, desinfección y esterilización de material clínico delicado y de superficies; su uso ha aumentado de manera progresiva, notándose un importante incremento particularmente después de la aparición del VIH (virus de la inmunodeficiencia humana) (Lewis y Arens, 1996).
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El glutaraldehído es un irritante de la piel, ojos, vías respiratorias y sensibilizante, debiéndose restringir su utilización a aquellos casos que sea imprescindible. Por otro lado, la aplicación de unas buenas prácticas de manipulación, es fundamental para reducir la exposición a los niveles más bajos posibles (Zapata, 2001).
Gluconato de clorhexidina (Hibitane) Es un agente antimicrobiano tópico utilizado en enjuagues bucales para tratar la gingivitis así como la Enfermedad Periodontal (Zapata, 2001). Suele usarse antes de las intervenciones quirúrgicas en la preparación de la piel del paciente, donde tiene presentación como jabón antimicrobiano, cuyo mecanismo de acción es la disrupción de la pared celular y precipitación de las proteínas celulares (Eagar, et.al. 1986).
Presenta un amplio espectro de acción (más efectivo contra las bacterias gram positivas que gram negativas u hongos) y es un buen viricida. Además, presenta actividad residual por unirse a la queratina, no es inactivado por el material orgánico y suele ser menos irritante para la piel que los yodóforos (George, et.al. 1986).
Compuestos fenólicos Los compuestos fenólicos, un grupo amplio de productos, figuran entre los microbiocidas más antiguos. Sin embargo, los resultados de estudios de inocuidad más recientes recomiendan restringir su uso. Tienen actividad contra las formas vegetativas de las bacterias y contra los virus con envoltura lipídica y, cuando están debidamente formulados, también son activos contra las micobacterias (Eagar, et.al. 1986). El triclosán es común en los productos para el lavado de manos. Tiene actividad principalmente contra las formas vegetativas de las bacterias y es inocuo para la piel y las mucosas (Eagar, et.al. 1986). Entre los compuestos fenólicos se encuentran: el cresol 3-6% y el hexaclorofenol 0.2-3%; actúan contra hongos, bacterias y virus (Eagar, et.al. 1986).
Compuestos de amonio cuaternario Muchos tipos de compuestos de amonio cuaternario se utilizan como mezclas y a menudo en combinación con otros germicidas, como los alcoholes. Tienen buena actividad contra algunas bacterias en fase vegetativa y virus con envoltura lipídica. Algunos tipos (por ejemplo, el cloruro de benzalconio) se utilizan como antisépticos (Lewis y Arens, 1996).
Alcoholes
El etanol (alcohol etílico, C2H5OH) y el 2-propanol (alcohol isopropílico, (CH3)2CHOH) tienen propiedades desinfectantes similares. Son activos contra las formas vegetativas de las bacterias, los hongos y los virus con envoltura lipídica, pero no contra las esporas. Su acción sobre los virus sin envoltura lipídica es variable. Para conseguir la máxima eficacia deben utilizarse en
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concentraciones acuosas de aproximadamente un 70% (v/v): las concentraciones más altas o más bajas pueden no tener tanto poder germicida. Una de las grandes ventajas de las soluciones acuosas de alcoholes es que no dejan residuo alguno en los objetos tratados (Lewis y Arens, 1996).
Yodo y yodóforos
La acción de estos desinfectantes es análoga a la del cloro, aunque pueden ser ligeramente menos susceptibles a la inhibición por la materia orgánica. El yodo puede manchar los tejidos y las superficies del entorno, y en general no es adecuado como desinfectante. Por otro lado, los yodóforos y las tinturas de yodo son buenos antisépticos (Lewis y Arens, 1996).
Peróxido de hidrógeno y perácidos
Como el cloro, el peróxido de hidrógeno (H2O2) y los perácidos son oxidantes enérgicos y pueden servir como potentes germicidas de amplio espectro. Son también más inocuos que el cloro para el ser humano y para el medio ambiente. El peróxido de hidrógeno puede utilizarse para descontaminar las superficies de trabajo del laboratorio (Lewis y Arens, 1996).
5.2 Métodos físicos de esterilización
5.2.1 Calor:
Se puede aplicar como agente esterilizante de dos formas: el calor húmedo el cual destruye a los microorganismos por desnaturalización de las proteínas y el calor seco que destruye a los microorganismos por oxidación de sus componentes celulares. El calor es considerado como el método de esterilización por excelencia siempre y cuando el material a esterilizar soporte altas temperaturas sin sufrir ningún tipo de daño. La utilización de este método y su eficacia depende de dos factores: el tiempo de exposición y la temperatura (Miller, 1993).
Todos los microorganismos son susceptibles, en distinto grado, a la acción del calor. El calor provoca desnaturalización de proteínas, fusión y desorganización de las membranas y/o procesos oxidantes irreversibles en los microorganismos (Miller, 1993).
5.2.1.1 Calor Húmedo: produce desnaturalización y coagulación de proteínas. Estos efectos se deben principalmente a dos razones:
El agua es una especie química muy reactiva y muchas estructuras biológicas son producidas por reacciones que eliminan agua.
El vapor de agua posee un coeficiente de transferencia de calor mucho más elevado que el aire (Miller, 1993).
Ventajas del calor húmedo:
Destrucción de bacterias y esporas en corto tiempo No deja residuos tóxicos Hay un bajo deterioro del material expuesto Económico Rápido calentamiento y penetración (Miller, 1993).
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Desventajas del calor húmedo:
No permite esterilizar soluciones que formen emulsiones con el agua Es corrosivo sobre ciertos instrumentos metálicos.
Ejemplo de equipo que funciona con calor húmedo:
a. Autoclave: se realiza la esterilización por el vapor de agua a presión. El modelo más usado es el de Chamberland. Esteriliza a 120º a una atmósfera de presión (estas condiciones pueden variar) y se deja el material durante 20 a 30 minutos. El equipo consta de una caldera de cobre, sostenida por una camisa externa metálica, que en la parte inferior recibe calor por combustión de gas o por una resistencia eléctrica, esta se cierra en la parte superior por una tapa de bronce. Esta tapa posee tres orificios, uno para el manómetro, otro para el escape de vapor en forma de robinete y el tercero, para una válvula de seguridad que funciona por contrapeso o a resorte (College Engineering and Engineering Technology, 2001).
b. Funcionamiento: se coloca agua en la caldera, procurando que su nivel no alcance a los objetos que se disponen sobre una rejilla de metal. Se cierra asegurando la tapa, sin ajustar los bulones del autoclave y se da calor, dejando abierta la válvula de escape hasta que todo el aire se desaloje y comience la salida de vapor en forma de chorro continuo y abundante (College Engineering and Engineering Technology, 2001).
c. Tindalización: esterilización por acción discontinua del vapor de agua, se basa en el principio de Tyndall. Las bacterias que resisten una sesión de calefacción, hecha en determinadas condiciones, pueden ser destruidas cuando la misma operación se repite con intervalos separados y en varias sesiones.
Se efectúa por medio del autoclave de Chamberland, dejando abierta la válvula de escape, o sea funcionando a la presión normal. Puede también realizarse a temperaturas más bajas, 56º u 80º ocupará evitar la descomposición de las sustancias a esterilizar, por las temperaturas elevadas (Eagar.et.al.1986).
5.2.1.2 Calor seco: produce desecación de las células, y esto es tóxico por los niveles elevados de electrolitos, fusión de membranas. Estos efectos se deben a la transferencia de calor desde los materiales a los microorganismos que están en contacto con éstos (Miller, 1993).
La acción destructiva del calor sobre proteínas y lípidos requiere mayor temperatura cuando el material está seco o la actividad del agua del medio es baja (Miller, 1993).
Ventajas del calor seco:
No es corrosivo para metales e instrumentos. Permite la esterilización de sustancias en polvo y no acuosas, y de
sustancias viscosas no volátiles (Miller, 1993).
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Desventajas del calor seco:
Requiere mayor tiempo de esterilización, respecto al calor húmedo, debido a la baja penetración del calor.
Ejemplo de equipo que funciona con calor seco:
a. Estufas: debe tener doble cámara, el aire caliente generado por una resistencia, circula por la cavidad principal y por el espacio entre ambas cámaras, a temperatura de 170º C para el instrumental metálico y a 140º C para el contenido de los tambores. Se mantiene una temperatura estable mediante termostatos de metal, que al dilatarse por el calor, cortan el circuito eléctrico (Miller, 1993).
5.2.1.3 Radiaciones: las radiaciones ionizantes se utilizan para tratar una gran diversidad de productos con distintos objetivos. Su acción depende de:
El tipo de radiación El tiempo de exposición La dosis (Miller, 1993).
Tipos de radiaciones:
Ionizantes: producen iones y radicales libres que alteran las bases de los ácidos nucleicos, estructuras proteicas y lipídicas, y componentes esenciales para la viabilidad de los microorganismos.
Tienen gran penetrabilidad y se las utiliza para esterilizar materiales termolábiles (termosensibles) como jeringas descartables, sondas, etc. Se utilizan a escala industrial por sus costos (Miller, 1993).
Rayos Ultravioletas: afectan a las moléculas de ADN de los microorganismos. Son escasamente penetrantes y se utilizan para superficies, se utilizan para la esterilización en quirófanos (Miller, 1993).
Rayos Gamma: su empleo está basado en los conocimientos sobre la energía atómica. Este tipo de esterilización se aplica a productos o materiales termolábiles y de gran importancia en el campo industrial. Puede esterilizar antibióticos, vacunas, alimentos, entre otros (Miller, 1993).
Ventajas:
La radiación no deja residuos No hay aumento significativo de la temperatura en el material No requiere tratamiento pos-esterilización (Miller, 1993).
Desventajas:
El tiempo de radiación es el parámetro a controlar (Miller, 1993).
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5.3 Control del proceso de esterilización: todos los procesos de esterilización se deben controlar para poder asegurar que han sido efectivos. Para ello se pueden utilizar indicadores físicos, químicos y/o biológicos, los cuales deben ser colocados en cada carga de esterilización.
5.3.1 Indicadores químicos: la mayoría de estos indicadores son cintas adhesivas que se adhieren al material a esterilizar. Estas cintas están impregnadas con una sustancia química que cambia de color cuando el material ha sido sometido al proceso de esterilización (George, et.al. 2001).
5.3.2 Indicadores biológicos: son preparaciones de una población específica de esporas de microorganismos, las cuales son altamente resistentes a un proceso de esterilización en particular (George, et.al. 2001). Cuando se utilizan indicadores biológicos se debe verificar: Tipo de microorganismo Tipo de proceso de esterilización Número de lote Fecha de expiración Medio de cultivo utilizado Condiciones de incubación del indicador después de aplicado el proceso
de esterilización Métodos de descontaminación para evitar la diseminación de esporas en
el medio ambiente (Miller, 1993).
5.4 Métodos de esterilización por agentes mecánicos La filtración permite la remoción de todos los microorganismos presentes en un líquido o un gas reteniéndolos sobre la superficie de un material. La esterilización por filtración se logra por el paso de un líquido o un gas a través de un material capaz de retener los microorganismos presentes. La esterilización por filtración se emplea para materiales sensibles al calor, tales como ciertos medios de cultivo, azúcares, soluciones de antibióticos y otros medicamentos, etc. (Weatherwax, 1986).
5.5 Descontaminación de espacios y superficies Antes de comenzar a trabajar y después es necesario realizar una limpieza y desinfección diaria de todas las superficies de trabajo.
5.5.1 Superficies: la descontaminación del espacio, el mobiliario y el equipo de laboratorio requiere una combinación de desinfectantes líquidos y gaseosos. Las superficies pueden descontaminarse con una solución de hipoclorito sódico (NaOCl); una solución que contenga 1 g/l de cloro libre puede ser apropiada para la limpieza general, pero se recomiendan soluciones más potentes (5 g/l) cuando se trate de situaciones de alto riesgo.
Ejemplo de cómo limpiar las siguientes superficies:
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Mesas de trabajo: despejar la superficie de las mesas a limpiar, frotar la superficie de la mesa con un trapo húmedo con desinfectante, dando movimientos circulares. Seguidamente, frotar la superficie de la mesa con un trapo humedecido con una solución de hipoclorito al 0.1%. Realizar este procedimiento tres veces al día. Mantener dedos, lápices o lapiceros lejos de la boca, ya que son fuente de contaminación por el ambiente de trabajo. Evitar el empleo de libros y material de escritorio en el área de trabajo, ya que el papel contaminado es difícil de esterilizar (Weatherwax, 1986).
Estantes y libreras: una vez por semana, despejar la superficie, retirar el polvo con un trapo húmedo, para evitar que este se alborote y caiga sobre otras superficies. Después de retirar el polvo, rociar la superficie con desinfectante y frotarla con un trapo dando movimientos circulares, repetir el procedimiento utilizando solución de hipoclorito.
Paredes: cada dos meses limpiar bien las paredes utilizando desinfectante o
cloro, humedecer un trapo y frotar la pared incluyendo los contactos de luz. Sacudir las telarañas que pudiesen estar en las esquinas superiores de las paredes.
Puerta principal: limpiar una vez al día (diario) con trapo húmedo con
desinfectante incluyendo el marco. Mantener las puertas del laboratorio cerradas, para evitar el ingreso de contaminantes del exterior.
Fuente: Fotografía tomada en AMSA para Proyecto FODECYT 002-08
Ventanas: una vez al mes, aplicar limpiador de vidrios y remover la suciedad frotando con un pedazo de papel periódico, o bien, lavar los vidrios con una solución de agua con detergente, enjuagar con agua y secar con papel periódico. (Eagar. et.al. 1986).
5.5.2 Pisos
a. Llevar a cabo la limpieza de los pisos dos veces al día (antes de iniciar las actividades y al finalizar las mismas).
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b. El piso del laboratorio debe estar siempre seco.
c. Recoger la basura y el polvo con un recogedor y depositar en un basurero con
tapadera para evitar que la basura se salga. Vaciar los basureros en una bolsa negra (el cual no contenga residuos biológicos).
d. Rociar el piso con desinfectante, luego deslizar el trapeador de forma uniforme por la superficie del suelo. Seguidamente realizar el mismo paso pero con hipoclorito al 0.1%.
e. Si existe algún derrame limpiar inmediatamente cualquier salpicadura de sustancias químicas/agua y notificar a los demás usuarios del laboratorio.
f. Al terminar de limpiar, despojarse de los guantes y la mascarilla, descartarlos en la bolsa de basura y lavarse bien las manos. (Eagar. et.al. 1986).
5.5.3 Lavamanos y Lavaderos
a. Una vez por semana, aplicar agua en la superficie del lavamanos para humedecer.
b. Tomar un cepillo o una esponja previamente sumergido en jabón con cloro y frotar la superficie del lavamanos vigorosamente.
c. Aplicar abundante agua para retirar el jabón de la superficie del lavamanos, lavar el cepillo o la esponja para retirar los residuos de jabón del lavabo.
d. Frotar la superficie del lavamanos con un trapo humedecido con desinfectante.
e. Se recomienda lavar la cristalería en el lavadero, con detergente y abundante agua. (Eagar. et.al. 1986).
Para el lavado de cristalería de laboratorio existen diferentes detergentes especiales, los cuales cuidan y conservan el material, pero que tienen a la vez una gran efectividad de limpieza. Lewis y Arens. 1996).
Fuente: Fotografía tomada en AMSA para Proyecto FODECYT 002-08
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5.5.4 Equipo de Laboratorio Refrigeradores: dos veces por semana, limpiar por fuera con un trapo húmedo con
desinfectante todo el exterior, parte superior e inferior. Realizar la limpieza interna cada seis meses, desocupar el interior del refrigerador y frotar la superficie interna de este con un algodón humedecido con alcohol al 70%. Humedecer un trapo limpio con desinfectante y frotarlo con fuerza sobre toda la superficie interna del refrigerador. (Eagar. et.al. 1986).
Incubadoras: dos veces por semana, humedecer un trapo limpio con desinfectante
líquido y frotar con fuerza el trapo sobre toda la superficie externa de la incubadora. Cada seis meses, desocupar el interior de la incubadora y frotar la superficie interna de este con un algodón humedecido con alcohol al 70%. Humedecer un trapo limpio con desinfectante y frotarlo con fuerza sobre toda la superficie interna de la incubadora.
Pasos para lavar la incubadora:
La presencia de suciedad interfiere con la acción de cualquier desinfectante,
por lo tanto; la desinfección con sustancias químicas deberá efectuarse después de un proceso de limpieza o en combinación con el mismo.
La solución de limpieza (para la limpieza de la incubadora), entre más alta
sea la temperatura más eficaz será la desinfección. Es preferible usar, por tanto, una solución desinfectante tibia o caliente que una fría.
El tiempo estimado recomendable que los desinfectantes químicos
necesitan, es un tiempo de contacto mínimo, el que puede variar de acuerdo con la actividad el desinfectante.
La concentración de la solución del desinfectante necesaria, variará de
acuerdo con las condiciones de uso. Y deberá ser adecuada para la finalidad a la que se destina y el medio ambiente en que haya de emplearse. Las soluciones deberán prepararse, por tanto, siguiendo estrictamente las instrucciones de uso que aparece en el rótulo del producto.
Todas las soluciones desinfectantes deberán ser de preparación reciente; el
mantenimiento prolongado de soluciones listas para ser usados o el relleno de soluciones existentes, puede reducir la eficacia de la solución desinfectante.
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6. CALIBRACIÓN Y/O VERIFICACIÓN DE LOS EQUIPOS
El laboratorio debe establecer un programa para la calibración y/o verificación de los equipos que tengan una influencia directa en los resultados de los ensayos. La frecuencia de estas calibraciones y/o verificaciones se establecerá en función de la experiencia documentada y se basará en el uso, tipo y resultados previos de las calibraciones de los equipos. Los intervalos entre sucesivas calibraciones y/o verificaciones deben ser más cortos que el período de tiempo durante el cual se observan desviaciones del equipo fuera de los límites aceptables (Eagar. et.al. 1986). Como parte de su sistema de calidad, el laboratorio debe documentar e implantar un programa para la limpieza, mantenimiento, calibración y/o verificación y esterilización de los equipos, cuando sea necesario. Los equipos habituales de un laboratorio microbiológico pueden clasificarse como sigue: Material de uso general: material de vidrio o plástico (matraces, tubos de
ensayo, cajas de Petri), instrumentos de muestreo, asas de siembra, etc. Baños termostáticos, estufas, cabinas de seguridad biológica, autoclaves, Homogeneizadores, frigoríficos, congeladores, equipos de filtración, etc. Equipos volumétricos, como pipetas, distribuidores automáticos, sembradores
en espiral, etc. Instrumentos de medida, como termómetros, cronómetros, balanzas, pH-
metros, contadores de colonias, etc. (Eagar. et.al. 1986).
6.1 Tipos de equipos que necesitan calibración y/o verificación: 6.1.1 Equipos para medir la temperatura Cuando la precisión de la medida de la temperatura tenga un efecto directo en el resultado del análisis, los equipos como termómetros de columna líquida, termopares o termómetros de resistencia de platino (TRP) utilizados por ejemplo, en estufas y autoclaves, deberán tener una calidad adecuada para cumplir las especificaciones del método de ensayo. La calibración de los equipos de medida de la temperatura debe ser apropiada para la precisión que se requiere (Calderón y Villaizán, 1994). La trazabilidad de la medida de la temperatura puede garantizarse mediante la calibración del equipo de medida frente a un patrón de referencia adecuado, ya sea un termómetro, termopar o termómetro de resistencia de platino, de acuerdo con un procedimiento documentado, siempre que la incertidumbre global del patrón de referencia sea apropiada para la calibración. Cuando la precisión de la medida de la temperatura no tenga un efecto directo en el resultado del ensayo, por ejemplo, en el caso de frigoríficos y congeladores, los laboratorios pueden cumplir también los requisitos de acreditación utilizando termómetros de trabajo debidamente verificados por el laboratorio. (Calderón y Villaizán, 1994). El laboratorio debe realizar una verificación independiente de los indicadores y termómetros integrados en preparadores de medios y autoclaves para demostrar su precisión. Cuando no sea posible utilizar dispositivos como termopares, se pueden instalar en el autoclave termómetros de temperatura máxima que hayan sido calibrados
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dentro del rango necesario de temperaturas, para vigilar las temperaturas alcanzadas en el interior del autoclave. De esta forma se pueden comparar la temperatura indicada en el autoclave con la temperatura máxima alcanzada en el interior del mismo. Debe mantenerse un registro de todos los controles realizados y detalles sobre cualquier acción correctora adoptada (Calderón y Villaizán, 1994). 6.1.2 Estufas y baños termostáticos La estabilidad y la uniformidad de la temperatura, así como el tiempo necesario para alcanzar condiciones de equilibrio en baños termostáticos, estufas y salas con temperatura controlada deben establecerse inicialmente y documentarse. La constancia de las características registradas durante la verificación inicial del equipo debe comprobarse y registrarse después de cada reparación o modificación. El laboratorio debe mantener un registro adecuado de las medidas de temperatura de los equipos utilizados en los ensayos (George, 2001). 6.1.3 Autoclaves El autoclave debe cumplir las tolerancias de temperatura especificadas. No se recomienda la utilización de autoclaves provistos sólo de un manómetro para esterilizar medios o descontaminar residuos (Eagar. et.al.1986). La estabilidad y la uniformidad de la temperatura, así como el tiempo necesario para alcanzar condiciones de equilibrio en los autoclaves debe verificarse inicialmente y documentarse. La constancia de las características registradas durante la verificación inicial del equipo debe comprobarse y registrarse después de efectuar una modificación o reparación, por ejemplo al sustituir el termostato o el programador (Eagar. et.al.1986). Cuando sea necesario, el ciclo de esterilización/descontaminación debe tener en cuenta el perfil de calentamiento de la carga. Deben darse instrucciones claras de funcionamiento basadas en los perfiles de calentamiento determinados para los usos que lo requieran (Eagar. et.al.1986). Debe mantenerse un registro de las operaciones realizadas en el autoclave, incluyendo la temperatura y el tiempo. Esto debe realizarse para cada ciclo, indicando su aceptación o rechazo (Eagar. et.al.1986). El control de la temperatura puede realizarse mediante una de las siguientes formas: Utilizando un termopar y un aparato registrador para obtener un gráfico
impreso Utilizando un termómetro de temperatura máxima Por observación directa y registro de la temperatura máxima alcanzada.
Además de controlar directamente la temperatura del autoclave, puede comprobarse:
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La eficacia de su funcionamiento durante cada ciclo, mediante la utilización de indicadores químicos o biológicos para fines de esterilización y descontaminación.
Debe utilizarse un sistema para distinguir que una carga ha sido procesada, pero no como un indicador para demostrar que ha finalizado un ciclo de esterilización aceptable. Eagar. et.al.1986).
6.1.4 Pesas y balanzas Las pesas y balanzas deben calibrarse a intervalos regulares y demostrar su trazabilidad a patrones nacionales o internacionales. Además de la calibración completa, las balanzas se deben verificar rutinariamente (a diario o antes de usar) para asegurarse que están en condiciones adecuadas de uso; estas verificaciones deben quedar registradas. En el caso de balanzas de precisión deben tenerse en cuenta las condiciones ambientales y/o de ubicación (Eagar. et.al.1986). 6.1.5 Material volumétrico El laboratorio debe realizar una verificación inicial de los equipos volumétricos tales como dispensadores y pipetas automáticas, y realizar controles periódicos para garantizar que los equipos cumplen en todo momento las especificaciones requeridas. Debe mantenerse un registro actualizado de estas operaciones: La verificación no será necesaria para el material de vidrio que haya sido
certificado para una tolerancia específica. El material volumétrico de vidrio y el desechable "de un solo uso", se
recomienda que provenga de empresas certificadas según 1SO 9000. Es conveniente realizar controles aleatorios de su precisión.
Si las empresas proveedoras no están certificadas según ISO 9000, el laboratorio debería verificar cada lote de equipos. (Eagar. et.al.1986).
6.1.6 Potenciómetros, medidores de oxígeno y equipos similares Los potenciómetros, medidores de oxígeno y otros equipos similares deben verificarse periódicamente o antes de ser utilizados. En el caso de los potenciómetro la verificación se hará diariamente o cada vez que vayan a utilizarse si su uso no es diario. Periódicamente se verificará el funcionamiento correcto de los electrodos. Estas verificaciones deberán quedar registradas.
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6.1.7 Cabinas de flujo laminar y de seguridad biológica En las cabinas de flujo laminar debe verificarse periódicamente la velocidad del aire, estado de los filtros y control microbiológico de esterilidad del aire. En las cabinas de seguridad biológica debe comprobarse además su estanqueidad. Estas verificaciones deben quedar registradas (George, 2001). 6.8 Otros equipos El hidrómetro debe ser calibrado cada cierto tiempo (según indicaciones de la casa comercial), para evitar un incremento en la contaminación microbiológica presente en el aire y el deterioro de la infraestructura.
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7. LAVADO DE MANOS
El lavado de manos es el factor fundamental en la prevención de enfermedades. Las manos son el vehículo más frecuente de transmisión de enfermedades en los seres humanos. La mayoría de las personas no está conciente de la necesidad de lavarse las manos, porque desconoce o minimiza los riesgos a la salud que pueden provocar al no realizar esta práctica. (Rotter, 1997). Es imprescindible que se entienda la importancia de lavarse las manos correctamente. 7.1 ¿Por qué lavarse las manos? Las manos pueden ser reservorios de gérmenes dañinos, por lo tanto el lavado de manos puede reducir las infecciones como las provocadas por bacterias, virus y parásitos, entre otras. Las rutinas de lavado reducen de manera significativa la transmisión de
infecciones en más de un 50%. El lavado de manos adecuado es esencial para: Eliminar gérmenes nocivos para la salud presentes en las manos. Disminuir el riesgo de padecer infecciones Garantizar una buena higiene personal Gozar de buena salud (Rotter, 1997).
7.2 ¿Cuándo lavarse las manos?
Al llegar y antes de salir del trabajo. Después de ir al servicio sanitario. Tocar desperdicios y basura. Antes de incorporarse al trabajo de laboratorio tras los descansos o
interrupciones. Después de tocarse la nariz, oídos, ojos, boca, rascarse la cabeza. Antes y después de comer o beber y/o manipular alimentos. Después de manipular equipo o utensilios. Antes de ponerse guantes. Luego de haber tocado equipo de protección ya usado (mascarillas, guantes,
entre otros). Cuando toque o manipule algún objeto que, por su naturaleza debe ser tocado
constantemente por varias personas, (Ej., interruptores, perillas o perillas de puertas, sillas, teléfono, computadora, plumas y lapiceros) (Rotter, 1997).
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7.3 Procedimiento para lavarse las manos
7.3.1 Retirar de las manos reloj, pulseras y anillos. Abrir la llave del chorro con una servilleta de papel para evitar contaminarla, mojar sus manos y tome solución de jabón del frasco dispensador.
7.3.2 Frótese las manos usando jabón, enjabonándolas bien y asegurándose de tocar toda superficie de las manos. Frótese los dedos y los pulgares, entrelazándolos y moviéndoselos primero en una dirección y luego en la dirección contraria.
7.3.3 Enjuáguese las manos bajo un chorro de agua corriente limpia hasta que se quite todo el jabón.
7.3.4 Séquese las manos absorbiendo el agua con una toalla de papel limpia (Boyce, 2002).
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8. DERRAMES Y ACCIDENTES
Para lograr controlar posibles derrames, es necesario contar con tres requisitos importantes: planeación, preparación y capacitación.
8.1 Planeación:
Decidir cuál es el descontaminante que se debe utilizar según el material que se derrame y a qué concentración se debe encontrar el mismo.
Redactar un procedimiento detallado sobre los pasos para la limpieza y descontaminación para el derrame más grave posible y los derrames más probables y darlo a conocer a todo el personal involucrado en el trabajo dentro del laboratorio.
Establecer la manera de comunicar y llevar un registro de los accidentes. Determinar en qué circunstancias el personal puede hacerse cargo de la situación
por su cuenta y cuándo, dado la magnitud del accidente o el volumen del material derramado, se necesita ayuda (George, 2001;Omenn 1984)
8.2 Preparación:
Se debe preparar un kit básico de derrames y sustancias con posible riesgo biológico que contenga el siguiente material:
Solución de cloro como desinfectante estándar, aunque puede utilizarse otros desinfectantes en las concentraciones adecuadas, estas soluciones desinfectantes deben conservarse en botellas con aspersores o pizetas para un mejor manejo de dichas soluciones.
Pinzas, tenazas, escoba o cepillo que resista la temperatura del autoclave. Toallas de papel o material absorbente. Bolsas de bioseguridad (rojas) para recoger el material contaminado. Guantes industriales y los de uso de laboratorio (látex). Equipos de protección individual (gafas de seguridad, mascarillas, careta).
(Omenn, 1984).
Es importante que después de utilizar el material de este kit, se reponga por uno nuevo para que el mismo se encuentre siempre completo y listo para usar en caso de ser necesario, así también es importante que todo el personal del laboratorio conozca el lugar donde se encuentra dicho kit y que este siempre debe regresar a su respectivo lugar después de su uso (Omenn, 1984).
8.3 Capacitación:
Informar mediante teoría y entrenamiento práctico la manera de proceder ante un derrame o accidente, así también, como las acciones que podrían generar aerosoles o impedir una descontaminación efectiva (Omenn, 1984) y dar inducción al personal de limpieza, para que estos realicen de la mejor manera posible su trabajo, alcanzando el objetivo de limpieza y desinfección.
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Reportar el derrame: los detalles del accidente deben ser reportados de forma inmediata al supervisor o encargado del laboratorio en el formulario correspondiente. Adicionalmente, se debe completar un formulario de reporte de accidentes, el cual debe archivarse para futura referencia (Omen, 1984).
Fuente: Fotografía tomada en AMSA para proyecto FODECYT 002-08
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9. REGLAS EN EL LABORATORIO MICROBIOLÓGICO
MEDIDAS GENERALES
Son de obligado cumplimiento en cualquier área del laboratorio.
El acceso al laboratorio estará limitado al personal autorizado. No deben entrar en el laboratorio familiares ni amigos.
El personal del laboratorio debe implicarse en el cumplimiento de las normas
de seguridad. Todas las áreas estarán debidamente marcadas con la señal de riesgo biológico
y su nivel de contención. Las puertas y ventanas deben permanecer cerradas para mantener la adecuada
contención biológica. Todas las superficies de trabajo se limpiarán y desinfectarán diariamente y
siempre que se produzca un derrame. Los residuos y muestras peligrosas que van a ser incinerados fuera del
laboratorio deben ser transportados en contenedores cerrados, resistentes e impermeables siguiendo las normas específicas para cada tipo de residuo.
El laboratorio debe permanecer limpio y ordenado y no es aconsejable utilizar
los pasillos como almacén. Siempre debe quedar un espacio libre no inferior a 120 cm para poder evacuar el laboratorio en caso de emergencia.
La ropa protectora, fácilmente ajustable y confortable, así como guantes, gafas,
etc. debe estar disponible en todo momento. Todo el personal debe poner especial cuidado en evitar el contacto de la piel
con materiales potencialmente infecciosos. Con este fin deben usarse guantes cuando se manipulen muestras o cultivos que contengan posibles patógenos. Los guantes siempre serán desechados antes de salir del área de trabajo. Jamás se saldrá de la misma con los guantes puestos, ni con ellos se cogerá el teléfono, se tocarán los volantes, etc.
Tras quitarse los guantes, se realizará un lavado de manos.
Se usarán gafas protectoras y mascarillas faciales si existe riesgo de
salpicaduras y/o aerosoles. Se pondrá extremo cuidado en minimizar el riesgo de autoinoculación y de
generación de aerosoles. Los derrames y accidentes deben ser informados inmediatamente al Supervisor
y al Jefe del Laboratorio y hacerse constar por escrito.
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Está rigurosamente prohibido pipetear con la boca. Se realizará pipeteo
automático con material adecuado y cada trabajador será instruido para manejarlo debidamente.
En la zona de trabajo no debe colocarse material de escritorio ni libros ya que
el papel contaminado es de muy difícil esterilización. No deberán usarse lentes de contacto.
Los movimientos y procedimientos repetitivos pueden conducir a lesiones con
el transcurso del tiempo; tome descansos periódicos y trate de alternar tareas MEDIDAS DE HIGIENE:
El personal con el cabello largo debe llevarlo recogido.
Comer, beber, fumar y aplicarse cosméticos esta formalmente prohibido en
el área de trabajo del laboratorio, así como el almacenamiento de comida o bebida.
El personal debe lavarse las manos frecuentemente durante las actividades
rutinarias, tras acabar la jornada laboral y siempre antes de abandonar el laboratorio (almorzar). Se usará un jabón antiséptico y el secado se realizará con papel.
Las heridas y cortes en las manos, si se han producido en el Laboratorio,
serán comunicados al responsable de la Sección correspondiente, así como al Supervisor, que lo registrará haciendo constar todas las circunstancias. Las heridas y cortes deben ser convenientemente vendados y después es imprescindible ponerse guantes.
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10. REFERENCIAS
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Química. Universidad Autónoma de México. Pág. 8- 10. Zapata M. 2001. Manual de Laboratorio de Química General. Facultad de Ciencias
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Manual de bioseguridad (AMSA)
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Carteles de bioseguridad en el laboratorio AMSA
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-EMPAGUA- Elaborado por:
Msc. Karin Herrera María Andrea Marroquín
Manual de bioseguridad del Laboratorio unificado de química y microbiología sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA)
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ÍNDICE
Contenido Página
Prólogo 1
1. Bioseguridad 2
1.1 La bioseguridad comprende 3 1.2 Símbolo de bioseguridad 6 2. Operaciones seguras en los laboratorios donde se manipulan agentes biológicos 8 2.1 Definición y clasificación de los agentes biológicos
2.1.1 Riesgo microbiológico 2.1.2 Infecciones adquiridas en el laboratorio 2.2 Laboratorios básicos niveles de bioseguridad 1 y 2 2.2.1 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 1 2.2.2 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 2 2.3 Vías de transmisión 2.4 Equipos de protección individual (EPIs) 2.4.1 Batas 2.4.2 Guantes 2.4.2.1 Recomendaciones importantes para el uso de guantes 2.4.2.2 Recomendaciones de cómo quitarse los guantes 2.4.3 Gafas de seguridad, protectores oculares y filtros 2.4.4 Mascarillas 2.4.5 Cofias 2.4.6 Cubre zapatos
8 9 9 10
10
10 10 11 11 11 12 12 12 13 13 13
3. Géneros de bacterias y hongos aislados en el laboratorio EMPAGUA 14
3.1 Género de bacterias aislados en el laboratorio EMPAGUA breve descripción de estas 3.2 Géneros de hongos encontrados en el laboratorio EMPAGUA breve descripción de estas
14
16 4. Limpieza y desinfección 18
4.1 Limpieza 4.2 Desinfección
18 19
5. Esterilización en el laboratorio 20
5.1 Métodos químicos de esterilización (desinfectantes y antisépticos) 5.2 Métodos físicos de esterilización 5.2.1 Calor 5.2.1.1 Calor húmedo 5.2.1.2 Calor seco 5.2.1.3 Radiaciones 5.3 Control del proceso de esterilización 5.3.1 Indicadores químicos 5.3.2 Indicadores biológicos 5.4 Métodos de esterilización por agentes mecánicos 5.5 Descontaminación de espacios y superficies 5.5.1 Superficies 5.5.2 Pisos
20 23 23 23 24 25 25 26 26 26 26 26 27
Manual de bioseguridad del Laboratorio unificado de química y microbiología sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA)
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5.5.3 Lavamanos y lavaderos 5.5.4 Equipo de laboratorio
28 28
6. Calibración y/o verificación de los equipos 30
6.1 Tipos de equipos que necesitan calibración y/o verificación 6.1.1 Equipos para medir la temperatura 6.1.2 Estufas y baños termostáticos 6.1.3 Autoclaves 6.1.4 Pesas y balanzas 6.1.5 Material volumétrico 6.1.6 Potenciómetros, medidores de oxígeno y equipos similares 6.1.7 Cabinas de flujo laminar y de seguridad biológica 6.1.8 Otros equipos
30 30 31 31 32 32 32 33 33
7. Lavado de manos 34
7.1 ¿Por qué lavarse las manos? 7.2 ¿Cuándo lavarse las manos? 7.3 Procedimiento para lavarse las manos
34 34 35
8. Derrames y accidentes 36
8.1 Planeación 8.2 Preparación 8.3 Capacitación
36 36 36
9. Reglas en el laboratorio microbiológico 37
9.1 Medidas generales 9.2 Medidas de higiene
37 38
10. Referencias 39
11. Carteles de bioseguridad del laboratorio de EMPAGUA 41
Manual de bioseguridad del Laboratorio unificado de química y microbiología sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA)
FODECYT 02-08 1
PRÓLOGO
Las personas que trabajan en laboratorios microbiológicos preparan muestras y realizan pruebas, reacciones y análisis para investigaciones y para la detección de enfermedades y patógenos. Trabajan con sustancias químicas, enseres de vidrio, llamas y equipos de laboratorio manuales y automáticos. Aunque los trabajadores de laboratorios hacen experimentos con muestras y reactivos, la seguridad en el laboratorio no debe ser una incógnita.
Se considera que los ensayos microbiológicos incluyen ensayos de esterilidad, detección, aislamiento, recuento e identificación de microorganismos y sus metabolitos en diferentes materiales y productos o cualquier otro tipo de ensayo en el que utilicen microorganismos como parte de un sistema de detección, así como la utilización de microorganismos para ensayos ecológicos, por lo que en todas estas actividades deben requerirse normas de bioseguridad.
Al personal de salud que trabaja en el laboratorio microbiológico, se brinda esta guía con recomendaciones con normas de bioseguridad, las cuales están destinadas a reducir el riesgo de transmisión de microorganismos de fuentes reconocidas o no reconocidas de enfermedades y alergias, en los laboratorios microbiológicos.
El presente manual fue elaborado por el equipo de investigación del Proyecto FODECYT 02-2008 con el fin de proporcionar una guía clara que comprende los diferentes aspectos de la bioseguridad, como las normas básicas, las buenas prácticas de laboratorio, equipo de protección personal, limpieza y desinfección, cómo actuar en caso de accidentes dentro de este laboratorio, entre otros. Evitando así prevenir posibles enfermedades relacionadas con el ambiente de trabajo del personal de salud que labora en este laboratorio: Laboratorio Unificado de química y microbiología sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA). Este documento puede también servir de guía para los laboratorios que utilizan técnicas en áreas relacionadas con la microbiología, como bioquímica, biología molecular y cultivos celulares. Se debe tener presente que debido al desarrollo científico técnico se deben preveer revisiones periódicas de estas normas a los efectos de asegurar la actualización de las mismas.
Manual de bioseguridad del Laboratorio unificado de química y microbiología sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA)
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1. BIOSEGURIDAD
Es una doctrina de comportamiento encaminada a lograr actitudes y conductas que disminuyan el riesgo del trabajador de salud de adquirir infecciones, en el medio laboral. Compromete también a todas aquellas personas que se encuentra en el ambiente asistencial, este ambiente debe estar diseñado en el marco de una estrategia de disminución de riesgo (Fleming et.al, 1995). Comprende el conjunto de normas de higiene y seguridad que permiten que el personal que trabaja en un laboratorio proteja su salud y desarrolle su labor con eficiencia; se estableció con el propósito de reducir el riesgo de transmisión de microorganismos de fuentes reconocidas, o no de infección (Omenn, 1984).
La bioseguridad tiene una importancia directa para la seguridad alimentaria, la conservación del medio ambiente (incluida la biodiversidad) y la sostenibilidad de la agricultura. Sin embargo otros autores ampliaron el concepto, y lo definieron como un sistema de conocimientos, actitudes y prácticas que promueven la prevención de accidentes laborales en el campo de laboratorio y práctica médica, o bien como una doctrina del comportamiento que compromete a todas las personas del ambiente asistencial con el fin de diseñar estrategias que disminuyan los riesgos (Barriga, et.al, 1996 y UNAM, 2002).
La bioseguridad se desarrolla combinadamente con el personal que trabaja en el laboratorio y que debe cumplir las normas, las autoridades que deben hacerlas cumplir y la dirección del laboratorio que debe implementar los medios para que se cumplan.
El objetivo de la bioseguridad es dictar normas, desarrollar procedimientos o promover el uso de instrumentos que permitan evitar accidentes. Por lo mismo es recomendable que el laboratorio debe de complementarse con un diseño de instalación, equipos de seguridad y prácticas de manejo adecuadas como un programa de bioprotección el cual debe de apoyarse en un programa sólido de seguridad biológica Mediante las evaluaciones del riesgo realizadas como parte integral del programa de bioseguridad de la institución, se acopia información sobre el tipo de organismos utilizados, su localización, el personal que necesita tener acceso a ellos y las personas responsables de ellos. Esa información puede utilizarse para determinar si la institución posee materiales biológicos de interés para quienes puedan querer usarlos incorrectamente (López, 1998).
También es recomendable adoptar un manual de operaciones que identifique los riesgos posibles, especificando las prácticas y procedimientos para minimizarlos y ser expertos en las prácticas y técnicas requeridas para manipular las muestras y materiales microbiológicos en forma segura. La persona a cargo del laboratorio es responsable de brindar u organizar la capacitación adecuada del personal.
Este documento puede servir también para los laboratorios que utilizan técnicas en pares relacionadas con la microbiología, como bioquímica, biología molecular y cultivos celulares aunque esos laboratorios pueden tener que cumplir otros requisitos adicionales.
Manual de bioseguridad del Laboratorio unificado de química y microbiología sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA)
FODECYT 02-08 3
1. 1. La bioseguridad comprende
- Prácticas de trabajo
Se debe considerar el riesgo real que enfrenta el operador en la labor con distintos microorganismos o con material biológico potencialmente infeccioso para determinar el nivel de bioseguridad con el que debe trabajar. Las prácticas normalizadas de trabajo son el elemento más básico y a la vez el más importante para la protección de cualquier tipo de trabajador. Por otro lado, estos procedimientos estandarizados de trabajo deben figurar por escrito y ser actualizados periódicamente.
- Equipo de seguridad
Las buenas técnicas microbiológicas y el uso de equipos de seguridad apropiados brindan protección al personal y al ambiente cercano al laboratorio de la exposición a agentes infecciosos. Como por ejemplo: mascarillas, guantes, cofias, lentes de seguridad, cubre zapatos, etc. (OMS, et.al.1983).
- Diseño y construcción de la instalación
Al momento de diseñar un laboratorio es recomendable identificar las condiciones que se sepa que plantean problemas de seguridad. El diseño y construcción de un laboratorio (lo que en Seguridad Biológica se conoce como "barreras secundarias") contribuye a la protección del propio personal del laboratorio, proporciona una barrera para proteger a las personas que se localizan fuera del laboratorio (es decir, aquéllas que no están en contacto con los materiales biológicos como, por ejemplo, personal administrativo del laboratorio, y visitantes) y así proteger a las personas de la comunidad frente a posibles escapes accidentales de agentes infecciosos (Miller, 1993).
Fuente: Fotografía tomada en EMPAGUA para Proyecto FODECYT 002-08
Manual de bioseguridad del Laboratorio unificado de química y microbiología sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA)
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Debe tenerse en cuenta lo siguiente:
1. Se dispondrá de espacio suficiente para realizar el trabajo de laboratorio en condiciones de seguridad y para la limpieza y el mantenimiento.
2. Las superficies de trabajo serán impermeables y resistentes a desinfectantes,
ácidos, álcalis, disolventes orgánicos y calor moderado. 3. La iluminación será adecuada para todas las actividades. Se evitarán los
reflejos y brillos molestos.
4. El mobiliario debe ser robusto y debe quedar espacio entre mesas, armarios y otros muebles, así como debajo de los mismos, a fin de facilitar la limpieza. Es recomendable tener un lugar adecuado para colocar artículos de oficina, de laboratorio y equipo no inmediato.
5. Habrá espacio suficiente para guardar los artículos de uso inmediato, evitando
así su acumulación desordenada sobre las mesas de trabajo y en los pasillos. También debe preverse espacio para el almacenamiento a largo plazo, convenientemente situado fuera de las zonas de trabajo.
6. Se preverán espacio e instalaciones para la manipulación y el almacenamiento
seguros de disolventes y reactivos.
7. Los locales para comer y beber y para descansar se dispondrán fuera de las zonas de trabajo del laboratorio.
8. En cada sala del laboratorio habrá lavabos, a ser posible con agua corriente,
instalados de preferencia cerca de la salida.
9. Mantener las puertas del laboratorio cerradas, para evitar el ingreso de contaminantes del exterior.
10. Mantener un control de descarte de las muestras ya analizadas para evitar una
posible contaminación en el laboratorio.
11. Los sistemas de seguridad deben comprender medios de protección contra incendios y emergencias eléctricas, así como duchas para casos de urgencia y medios para el lavado de los ojos.
12. Hay que prever locales o salas de primeros auxilios, convenientemente
equipados y fácilmente accesibles.
13. Cuando se planifique una nueva instalación, habrá que prever un sistema mecánico de ventilación que introduzca aire del exterior sin recirculación.
14. Es indispensable contar con un suministro regular de agua de buena calidad.
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15. Debe disponerse de un suministro de electricidad seguro y de suficiente capacidad, así como de un sistema de iluminación de emergencia que permita salir del laboratorio en condiciones de seguridad.
16. Es esencial un suministro fiable y adecuado de gas. La instalación debe ser
objeto del debido mantenimiento.
17. Crear un lugar separado del área de trabajo con acceso al público, para la recepción de muestras; para evitar el ingreso de agentes contaminantes del exterior (Chauca, 2008).
Otras consideraciones que, deben ser tenidas en cuenta a la hora de la evaluación del riesgo:
a. Localización: es aconsejable que el Laboratorio de Microbiología se localice fuera del tránsito de las personas y que no sea un lugar de paso para otras dependencias en las que no exista restricción para su acceso (cafeterías, almacenes, bibliotecas, aparcamientos) (Chauca, 2008).
b. Lavamanos: debe existir uno en el mismo laboratorio. Estará dotado de grifos
que puedan accionarse sin utilizar las manos y situado preferiblemente cerca de la puerta de salida (Balows, 2001).
c. Lavaojos: se recomienda que exista uno dentro del laboratorio como equipo de
emergencia.
d. Superficies interiores: los suelos, paredes y techos deben ser impermeables y resistentes a diferentes productos químicos, de forma que permitan una limpieza a fondo y una posterior descontaminación.
e. Superficies de trabajo: las mesas y bancos de trabajo deben ser resistentes al
calor moderado, a disolventes orgánicos, etc. Además, deben ser cómodos para el trabajo que se realiza.
f. Señalización: siempre que el trabajo esté en marcha, debe colocarse en la puerta del laboratorio la señal reglamentaria de peligro biológico. Señalizar en el área de preparación de medios de cultivo, el uso obligatorio de cubre zapatos para evita que ingresen contaminantes del exterior. Otro tipo de señalización son: equipo de seguridad obligatorio en el laboratorio, anotarse en el folder o carpeta de uso del equipo en el laboratorio, peligro biológico, mantener la puerta cerrada, prohibido el uso de celular en la campana. Y la señalización de procedimientos como: que hacer en caso de derrames, pasos para el lavado de manos y procedimiento de cómo hacer soluciones desinfectantes (solución de cloro y alcohol al 70%). Esto como fin de complementar la seguridad en el laboratorio (Miller, 1993).
g. Presión negativa: se recomienda que el laboratorio se mantenga a una negativa con respecto al exterior del mismo, es decir, con respecto a los pasillos u otras zonas del edificio, de manera que exista un flujo de aire desde
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las zonas menos contaminadas hacia las de mayor riesgo de contaminación. Las puertas y ventanas del laboratorio han de permanecer cerradas si se quiere mantener esa presión negativa. No es aconsejable la recirculación de aire (Zapata, 2001).
h. Residuos: establecer, que en el mismo laboratorio (o dentro de la instalación)
exista algún sistema (por ejemplo, esterilización por autoclave) para el tratamiento de los residuos producidos. De no ser así, el transporte de estos residuos ha de realizarse en envases sellados (López, 2008).
1.2 Símbolo de Bioseguridad
Este símbolo indica la presencia actual o potencial de un riesgo biológico, debiendo identificar laboratorios, equipos, contenedores, habitaciones y materiales. En la entrada de todo laboratorio que manipula agentes biológicos del tipo 2 en adelante es necesario colocar un rótulo el cuál se indique el posible riesgo biológico que existe y las normas de bioseguridad que deben cumplir al momento de ingresar para evitar el arrastre de contaminantes del área exterior hacia el interior del laboratorio. En el laboratorio de química y microbiología sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA), es recomendable colocar un cartel afuera del laboratorio que indique que contenga el símbolo de riesgo biológico. Por lo mismo es necesario lo siguiente: 1. El símbolo y signo internacional de peligro biológico (figura 1) deberá colocarse en
las puertas de los locales donde se manipulen microorganismos del grupo de riesgo 2 o superior.
2. Sólo podrá entrar en las zonas de trabajo del laboratorio el personal autorizado. 3. Las puertas del laboratorio se mantendrán cerradas. 4. No se autorizará ni permitirá la entrada de niños en las zonas de trabajo del
laboratorio. Todo el material biológico debe considerarse como potencialmente contaminante y por lo tanto, tomar todas las precauciones y cumplir todas las instrucciones documentadas para su manejo de eliminación. El material de descarte bolsas, los recipientes de basura que los contienen, deben estar claramente marcadas con este símbolo, al igual que refrigeradoras, congeladores y gabinetes de seguridad (Fleming, et.al. 1995).
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Figura 1. Señal de advertencia de peligro biológico para las puertas del laboratorio
ACCESO RESTRINGIDO. SÓLO PERSONAL AUTORIZADO
PELIGRO BIOLÓGICO
Nivel de bioseguridad: ___________________________ Investigador encargado: __________________________ En caso de emergencia, avísese a: __________________ Teléfono diurno: _________________________________ Teléfono particular: ______________________________ Las autorizaciones de entrada deberán solicitarse al Investigador encargado mencionado más arriba
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2. OPERACIONES SEGURAS EN LOS LABORATORIOS DONDE SE MANIPULAN AGENTES BIOLÓGICOS.
Los agentes biológicos constituyen un factor de riesgo laboral por su capacidad de desencadenar enfermedades, tanto profesionales como del trabajo. Con el fin de proteger la salud de los trabajadores frente a los riesgos que se derivan de la exposición a dichos agentes durante el desarrollo de sus actividades es necesario:
Que el personal, conozca los riesgos potenciales y ser expertos en las prácticas y técnicas requeridas para manipular las muestras y materiales microbiológicos en forma segura.
Que la persona a cargo del laboratorio sea responsable de brindar u organizar la capacitación adecuada del personal.
Proyectar sistemas que garanticen condiciones de temperatura, velocidad del aire y humedad relativa que satisfagan el confort térmico y no permitan proliferación de hongos, mohos, virus y bacterias.
Se considera que los análisis microbiológicos incluyen pruebas de esterilidad, detección, aislamiento, recuento e identificación de microorganismos (virus, bacterias, hongos y protozoos) y sus metabolitos en diferentes materiales y productos, o cualquier tipo de ensayo en el que se utilicen microorganismos como parte de un sistema de detección, así como la utilización de microorganismos para ensayos ecológicos. De ahí se deduce que algunas de las directrices contenidas en el presente documento, como las referentes a la bioseguridad de los laboratorios, tendrán que ser interpretadas en consecuencia.
2.1 Definición y clasificación de agentes biológicos
Los agentes biológicos se definen como: “microorganismos, con inclusión de los genéticamente modificados, cultivos celulares y endoparásitos humanos, susceptibles de originar cualquier tipo de infección, alergia o toxicidad”.
A su vez, se entiende como microorganismo, toda entidad microbiológica, celular o no, capaz de reproducirse o de transferir material genético. Se consideran cuatro tipos básicos: bacterias, hongos, virus y parásitos (protozoos, helmintos, etc.). Cuando se menciona, cultivo celular es el resultado del crecimiento in vitro de células obtenidas de organismos multicelulares (Balows, 2001).
En función del riesgo de infección, los agentes biológicos están clasificados del siguiente modo:
o Agente biológico del grupo 1: aquel que resulta poco probable que cause una enfermedad en el ser humana. Ejemplos: B. subtilis, Naegleria, E. coli K 12, Saccharomyces sp.(Fleming, et.al, 1995).
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o Agente biológico del grupo 2: aquel que puede causar una enfermedad en el ser humano y puede suponer un peligro para los trabajadores, siendo poco probable que se propague a la colectividad y existiendo generalmente profilaxis o tratamiento eficaz. Ejemplos: Actinomyces sp, Bacteroides sp, Enterobacterias, Shigella sp, Candida sp, Cryptococcus neoformans (Fleming, et.al, 1995).
o Agente biológico del grupo 3: aquel que puede causar una enfermedad grave en el ser humano y presenta un serio peligro para los trabajadores, con riesgo de que se propague a la colectividad y existiendo generalmente una profilaxis o tratamiento eficaz. Ejemplos: Mycobacterium tuberculosis y bovis, Histoplasma capsulatum, Neisseria meningitidis, Coccidioides inmitis, Chlamydia trachomatis. (Fleming, et.al, 1995).
o Agente biológico del grupo 4: aquel que causando una enfermedad grave en el ser humano, supone un serio peligro para los trabajadores, con muchas posibilidades de que se propague a la colectividad y sin que exista generalmente una profilaxis o tratamiento eficaz. Ejemplos: Machupo y Ebola (Fleming, et.al, 1995).
2.1.1 Riesgo Microbiológico En el laboratorio de microbiología existen dos fuentes principales de peligros biológicos, uno de ellos lo representa el procesamiento de muestras provenientes de un paciente y en segundo lugar el manejo de cultivos de microorganismos, los cuales pueden alcanzar concentraciones muy elevadas y pueden llegar a provocar una infección si no son manipulados con precaución (Barriga, 1996). El riesgo microbiológico se encuentra presente cada vez que se realice una actividad práctica en el laboratorio de microbiología, razón por la cual se debe llevar a cabo con precaución, además de tener un ambiente de trabajo en el que se sea capaz de reconocer y evitar los peligros involucrados con estas actividades, para así poder evitar posibles accidentes (Barriga, 1996). 2.12 Infecciones Adquiridas en el Laboratorio
Se dice que ocurre una contaminación en un laboratorio microbiológico, cuando un microorganismo, capaz de causar enfermedad, entra al cuerpo de un individuo en una concentración suficiente y a través de una ruta determinada, siendo capaz de vencer las defensas del individuo (Weatherwax, 1986).
Una infección adquirida en el laboratorio (IAL), es aquella que resulta de una tarea realizada en el Laboratorio de Microbiología, tanto por el operador como por cualquier otra persona que pudo quedar expuesta, como resultado de la manipulación de un determinado agente infeccioso (Omenn, 1984).
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2.2 Laboratorios básicos niveles de bioseguridad 1 y 2 Debido a que ningún laboratorio puede ejercer un control absoluto sobre las muestras que recibe, el personal puede verse expuesto a organismos de grupos de riesgo más altos de lo previsto. Esa posibilidad debe tenerse presente en la elaboración de los planes y las políticas de seguridad. 2.2.1 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 1
1. La experiencia indica que estos microorganismos tienen pocas probabilidades de provocar enfermedades humanas o enfermedades animales de importancia veterinaria.
2. Someter a todo el personal a un reconocimiento médico previo a la
contratación en el que se anoten los antecedentes médicos de cada persona.
3. Notificar rápidamente las enfermedades o accidentes de laboratorio y que todos los miembros del personal comprendan la importancia de aplicar técnicas microbiológicas apropiadas (OMS, 1983).
2.2.2 Normas para la vigilancia de los trabajadores que manipulan microorganismos en el nivel de bioseguridad 2
1. El reconocimiento médico previo al empleo o a la asignación de un puesto es indispensable. Debe registrarse el historial médico de la persona y realizar una evaluación de la salud ocupacional para los fines del laboratorio.
2. El jefe del laboratorio debe mantener un registro de enfermedades y bajas
laborales.
3. Las mujeres en edad fecunda deberán ser informadas de los riesgos que supone para el feto la exposición profesional a ciertos microorganismos. Las medidas concretas que se adopten para proteger al feto dependerán de los microorganismos a los que pueda estar expuesta la mujer.
4. Es recomendable la señalización de riesgo biológico en todas las áreas de los
laboratorios catalogados de nivel de contención 2 en adelante (OMS,1983).
2.3 Vías de transmisión
Las principales de vías de entrada en el organismo de los diferentes agentes biológicos son:
o Digestiva: la transmisión por esta vía tiene lugar como consecuencia de la práctica de malos hábitos de trabajo, como pipetear con la boca o de actuaciones inadecuadas como beber, comer y fumar en el lugar de trabajo.
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o Inhalatoria: es la de mayor capacidad infectiva. Los agentes biológicos susceptibles de transmitirse por esta vía se encuentran habitualmente en forma de aerosoles producidos por centrifugación de muestras o agitación de tubos y por aspiración de secreciones (tos, estornudos, etc.).
o Parenteral, piel y mucosas: esta vía de transmisión está propiciada por
pinchazos, mordeduras, cortes, erosiones, salpicaduras, entre otros. (Weatherwax, 1986).
2.4 Equipos de protección individual (EPIs):
Los EPIs son elementos que protegen a la persona que maneja productos tóxicos cuando no existe la certeza de que los medios de protección colectivos (extracción general) ofrecen el máximo de seguridad (Fleming, 1995). Es importante ser consciente de la necesidad de su uso durante todo el tiempo en que se realiza la actividad que los requiere. El equipo que se seleccione depende de la naturaleza del trabajo que se realice. 2.4.1 Batas: las batas de laboratorio deben ir abotonadas hasta arriba, ser de manga
larga, que no posea pita atrás, esto para evitar engancharse y que pudiera ocurrir algún accidente. La bata está diseñada para proteger la ropa y la piel de las sustancias químicas que pueden derramarse o producir salpicaduras.
Se recomienda no salir con la bata puesta del laboratorio, ya que puede capturar contaminantes y no utilizar la bata que usa en este laboratorio en ningún otro laboratorio, salvo que este lavada con anterioridad.
2.4.5 Guantes: Proporcionan protección cutánea contra riesgos mecánicos y
manipulación de sustancias de tipo corrosivo, irritante, de elevada toxicidad o de elevado poder de penetración a través de la piel, objetos de vidrio cuando hay peligro de rotura (Balows, 2001).
El principal objetivo de los guantes es evitar la contaminación con microorganismos patógenos que pueden infectar al personal; la correcta colocación y forma de retirarlos son básicas para maximizar su uso y protección.
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El uso de guantes no reemplaza el lavado de manos. Los guantes desechables de látex, vinilo o nitrilo de tipo quirúrgico aprobados para uso microbiológico son los más usados para el trabajo general de laboratorio y para manipular agentes infecciosos, así como sangre y otros fluidos corporales. (Balows, 2001).
2.4.2.1 Recomendaciones importantes para el uso de guantes:
Antes de ponerse los guantes, se debe retirar todo objeto y joya de las
manos. No tocar superficies ni áreas corporales, una vez tenga los guantes
puestos. Una vez puestos los guantes, no se debe contestar el teléfono, tocar
objetos personales, no tocarse la cara ni aplicarse maquillaje. En caso de presentarse ruptura en los guantes, éstos deben ser
cambiados. Utilizar guantes de la talla adecuada, ya que el uso de guantes estrechos
o laxos favorece a la ruptura y accidentes laborales. No abandonar el laboratorio con los guantes puestos. Al momento de transportar muestras de un laboratorio a otro, debe
hacerse siempre con los guantes puestos, solamente una mano con guante para evitar contaminar los picaportes al abrir o cerrar puertas (Balows, 2001).
2.4.2.2 Recomendaciones de cómo quitarse los guantes:
La forma correcta de hacerlo es tirar desde la muñeca hacia los dedos, teniendo cuidado de que la parte exterior del guante no toque la piel. Los guantes desechables deben tirarse en los contenedores designados al efecto.
2.4.3 Gafas de seguridad, protectores oculares y filtros: estas se utilizan para protección de los ojos contra radicaciones ionizantes, riesgos eléctricos, riesgos mecánicos, y salpicaduras de sustancias líquidas de tipo químico y/o biológico.
Las gafas de máscara para proteger contra salpicaduras e impactos deben llevarse sobre las gafas graduadas normales y los lentes de contacto (que no protegen contra los riesgos biológicos o químicos). (Balows, 2001).
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2.4.4 Mascarillas: Provee protección respiratoria contra aerosoles sólidos, líquidos y gases irritantes, peligrosos, tóxicos y muestras biológicas; así como también permite que la muestra no se contamine.
Para que la protección sea máxima, las mascarillas respiratorias deben ajustarse al rostro de cada trabajador y probarse previamente. Las mascarillas respiratorias no deben usarse fuera del laboratorio
2.4.5 Cofias: Es una red o gorra para sujetar el pelo la cual brinda protección a la
muestra evitando que esta pudiera contaminarse.
2.4.6 Cubre zapatos: cubre zapatos de plásticos: se usan para evitar la contaminación de un producto ya que forman una barrera física entre el zapato del obrero y el suelo limpio de la zona de trabajo. Se pueden encontrar desechables, fabricados en papel, y plástico las cuales se desinfectan dentro de un periodo de tiempo establecido.
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3. GÉNERO DE HONGOS Y BACTERIAS AISLADOS EN EL LABORATORIO EMPAGUA
3.1 Géneros de bacterias encontrados en el laboratorio EMPAGUA, breve descripción de estas:
Serratia marcescens: es un bacilo gram-negativo de la familia Enterobacteriaceae. Puede ser peligroso para el hombre, ya que a veces es patógena, como causa de infecciones nosocomiales y urinarias. El ambiente en el cual predomina es en condiciones húmedas, por esa razón es posible encontrarla creciendo en los baños y las alcantarillas, aunque puede ser eliminada mediante la aplicación de lejía y otros desinfectantes (Palavecino E. 2002).
Streptococcus sanguis: conocido también como estreptococo sanguis, es un gram- positivo facultativo, es un habitante normal de la boca humana siempre ha sido reconocido como un actor clave en la colonización bacteriana bucal, ya que se encuentra en la placa dental, es comúnmente referido como un miembro de los estreptococos viridans un nombre que se deriva de la palabra latina para el verde. S. sanguis directamente se une a las superficies orales y sirve como una traba para la conexión de una variedad de otros microorganismos orales que colonizan la superficie del diente, la forma de placa dental, y contribuir a la etiología de la caries y enfermedad periodontal. Además, S. sanguis ha sido reconocido desde hace mucho tiempo como una de las principales causas de la endocarditis bacteriana (Palavecino E. 2002).
Kocuria rósea: son cocos gram-positivos aeróbicos no capsulados y no formadores de endosporas. Es un habitante normal de la flora de la piel, boca y orofaringe tanto en humanos como en otros mamíferos y también se ha aislado en muestras de suelo. Es considerado una bacteria saprofita; puede actuar como un germen oportunista en pacientes inmunosuprimidos (Palavecino E. 2002).
Staphylococcus lentus: cocos gram-positivo, encontrados principalmente en la saliva. Encontrado mayormente en cabras y ovejas, raramente aislado en la piel humana (Palavecino E. 2002).
Staphylococcus saprophyticus: es causa frecuente de infecciones del tracto urinario en mujeres jóvenes y uretritis en varones (Orlandini C., 2004).
Staphylococcus xylosus cocos gram-positivos, es coagulasa negativa, existe en la piel de los humanos y animales. Ha sido identificado como causante de infección en humanos. Es resistente a los antibióticos Novobiocina, Susceptible a la Fleroxacina, Teicoplanina, Penicilina, Meticilina, Tetraciclina y Resistente a la Eritromicina (Palavecino E. 2002).
Lactococcus lactis es una especie de bacteria no esporulante, no mótil, gram-positiva usada extensamente en la producción de manteca y queso. L. lactis son cocos que se agrupan en pares y en cortas cadenas, de 0,5 a 1,5 µm de longitud. Al fermentar leche, L. lactis produce grandes cantidades de ácido láctico. Dan coloración anaranjada en medio de cultivo agar (Palavecino E. 2002).
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Corynebacterium striatum: bacilos gram-positivo, forma parte de la flora de piel y mucosas del hombre y de forma ocasional produce infecciones (Creagh, R. et.al. 2000).
Acinetobacter baumannii: bacilos gram-negativos, que pertenece al filo Proteobacteria. Las especies de Acinetobacter son bacilos estrictamente aerobios no fermentantes, no móviles, oxidasa-negativos que se presentan en pares al microscopio. Se distribuyen ampliamente en la naturaleza, son importantes en el suelo y contribuyen a su mineralización (Palavecino E. 2002).
Es una importante fuente de infección en los hospitales para los pacientes debilitados. Son capaces de sobrevivir en diversas superficies (tanto húmedas como secas) en el ámbito hospitalario. Ocasionalmente son aislados de los productos alimenticios y algunas cepas son capaces de sobrevivir sobre diversos equipos médicos e incluso sobre la piel humana sana (Palavecino E. 2002).
Salmonella gallinarium: bacilos gram-negativo; es específico para las aves de corral y 100% segura para los seres humanos ya que el virus no se puede pasar a los huevos (Palavecino E. 2002).
La Salmonella gallinarium, es una enfermedad causada por una de las dos cepas adaptadas de aves de corral de las bacterias Salmonella, Salmonella gallinarium. Esto puede causar la mortalidad en las aves de cualquier edad. Infecciones siguen produciéndose en todo el mundo no comercial de aves de corral, pero son raras en la mayoría de los sistemas comerciales. Infecta el hígado de pollo, los riñones, el bazo y el intestino delgado anterior (Palavecino E. 2002).
Pseudomona stutzeri: bacilos gram-negativos, ha sido aislada en diferentes localizaciones en el hombre. Es aerobio, móvil por flagelación monótrica, bacteria encontrada en tierra; se aisló por primera vez del fluido espinal de humano. Sin embargo este tipo de pseudomona no es fluorescente. Puede ser utilizado en biodegradación de fenantreno y otros productos químicos orgánicos tóxicos y es capaz de degradar el tetracloruro de carbono (utilizado en algunos de limpieza en seco) para el dióxido de carbono y otros compuestos inertes, como en otros organismos que pueden degradar el tetracloruro de carbono producir cloroformo. En clínica es un patógeno oportunista y raramente causa infección (Reina J. et.al.1994).
Pantoea sp.: es una bacteria gram negativa perteneciente a la familia de las Enterobacterias. Pueden causar infecciones del aparato digestivo. Afecta personas inmunocomprometidas, es un patógeno oportunista. A pesar de que se encuentra muy ampliamente distribuida en la naturaleza, no es causa común de enfermedad, es necesario el predisponente de la inmunosupresión. Es común encontrarla en las plantas, en las semillas y en la cascara de los frutos, como las mandarinas (Palavecino E. 2002).
Staphylococcus sciuri: son cocos gram-positivos, son habitantes comunes de la piel de roedores, insectívoras, rumiantes y ungulados, y rara vez han sido asociados con enfermedades en animales o en los seres humanos (Orlandini C., 2004).
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Staphylococcus haemolyticus: son cocos gram-positivos los cuales pertenecen al grupo de los estafilococos plasmocoagulasa negativos (ECN). Se encuentra en la flora normal de piel y mucosas humanas. Se relaciona con diferentes patologías, por ejemplo, bacteriemias/sepsis, infecciones de heridas, infecciones urinarias y conjuntivitis (Orlandini C., 2004).
Staphylococcus capitis: cocos gram-positivos, coagulasa negativo. Es la principal causa de endocarditis prostética en válvula. Sin embargo, la incidencia de endocarditis en válvula esta en aumento. (Orlandini C., 2004).
Bacillus megaterium: es un bacilo gram-positivo, usado como inoculante de tierra en agricultura y horticultura. Las bacterias son arregladas dentro de una forma de estreptobacilos. Es una de las más largas eubacteria encontrada en la tierra. Los grupos de bacteria comúnmente se encuentran en cadenas donde las células están unidas unas con otras por polisacáridos en las paredes celulares. Esta bacteria resiste sobrevivir en condiciones extremas como ambientes desérticos (Palavecino E. 2002).
Pseudomona putida: bacilos gram-negativos, es una de las cepas de mayor interés industrial entre las bacteria del género Pseudomonas, ya que unido a su potencial de degradación de compuestos aromáticos y xenobióticos, presenta la capacidad de colonizar el sistema radicular de plantas, formar biopelículas y de ser manejable desde el punto de vista genético. El genoma completo de P. putida KT2440 ha sido recientemente secuenciado y se encuentra disponible en bases de datos de libre acceso, lo que constituye una herramienta muy valiosa para el análisis funcional de la información genética del microorganismo (Reina J. et.al.1994).
Escherichia vulneris: bacilos gram-negativo. Es habitante de la flora gastrointestinal de los animales de sangre caliente. Causan infecciones en el tracto urinario, enfermedades gastrointestinales como de una simple diarrea hasta disentería (Palavecino E. 2002).
Buttiauxella agrestes: bacilos gram-negativos; se encuentran en el campo y en la tierra. Pertenece a la familia Enterobacteriaceae. Es muy difícil encontrar esta especie en el humano (Palavecino E. 2002).
3.2 Géneros de hongos encontrados en el laboratorio EMPAGUA, breve descripción de estas: Penicillium: es un género del reino Fungi, es encontrado casi por todas partes, y siendo comúnmente el género de hongos más abundante en suelos. Hongo saprofito se alimenta de desechos, encontrado de preferencia en interiores. Su nutrición comprende comidas descompuestas, quesos, etc. (Serrat C., et.al.2006). Se le asocia a asma, rinitis, y en forma ocasional y rara a neumonitis de hipersensibilidad. La alergia a este hongo no se relaciona con la alergia a la penicilina (Serrat C., et.al.2006). Cladosporium: hongo filamentoso con conidióforos con cadenas ramificadas de conidios elipsoides o cilíndricos de extremos redondeados. Es un hongo encontrado
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frecuentemente en el exterior, sin embargo están presentes tanto en el aire de interior como exterior durante todo el año, las mayores concentraciones se alcanzan durante el final del verano y principios del otoño, alcanzándose en ocasiones niveles muy altos su poder de sensibilización es menor que la Alternaria, sin embargo de producirse alergia a éste los síntomas son los mismos pudiendo prolongarse la duración de ellos durante todo el año, con una leve disminución en invierno. Es el tercer alérgeno fúngico en importancia tras Alternaria y Aspergillus; de los pacientes sensibles a hongos, el 22 % lo son a este taxón (Rosas et al. 1997). Fusarium: es un extenso género de hongos filamentosos ampliamente distribuido en el suelo y en asociación con plantas. La mayoría de las especies son saprófitas y son unos miembros relativamente abundantes de la microbiota del suelo (Serrat C., et.al.2006). Rhizomucor: es un género, que incluye especies cosmopolitas. Es un hongo filamentoso hallado en el suelo, degradando frutos y vegetales, heces animales, y residuos. Pueden causar serias (y con frecuencia fatales) infecciones en humanos y en animales debido a su rápido crecimiento a relativamente altas temperaturas (Serrat C., et.al.2006). Aspergillus: es un hongo filamentoso (compuesto de cadenas de células, llamadas hifas), el tipo de hongos opuesto a las levaduras, éstas últimas compuestas de una sola célula redondeada. El hábitat natural del Aspergillus son el heno y el compostaje. Hongo encontrado preferentemente en interiores, se nutre de material orgánico en descomposición como comida, basura, plantas de interior, etc. (Duran, 2003). Las enfermedades más comunes que produce son asma bronquial y rinitis alérgica, sin embargo en algunas ocasiones el asma por alergia a este hongo se vuelve más intensa y produce una serie de complicaciones como neumonías y dilataciones bronquiales pasando a configurar un cuadro clínico llamado aspergilosis bronco-pulmonar alérgica (Sneller, 1979). Aspergillus terreus: es un hongo, muy conocido por su refractancia a la terapia anfotericina B . Fue también la fuente inicial para la droga mevinolina (lovastatina), una droga para bajar el colesterol sérico (Sneller, 1979). Monillia: es una levadura como el hongo, es por naturaleza saprofita. Crece bajo condiciones favorables de humedad y calor. Moniliasis es también mismo campo común en los individuos obesos que sufren de hiperhidrosis y por lo tanto de la maceración crónica en los dobleces del cuerpo. La carencia del ejercicio y del aire fresco y el usar de las ropas apretadas por largases horas también predisponen la piel a esta infección. (Serrat C., et.al.2006). En adultos, el efecto observado está: Paroniquia, interdigitalis del erosio y una variedad de intertrigo que afecta flexiones y los dedos del pie; en infantes, el monilia produce la erupción del tordo y de la servilleta (Serrat C., et.al.2006). Nigrospora: las colonias de este hongoson vellosas, de borde regular, superficie rugosa, de color gris oscuro en el anverso y negro en el reverso (Serrat C., et.al.2006).
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4. LIMPIEZA y DESINFECCIÓN
4.1 Limpieza La limpieza se refiere a toda actividad que contribuya a mantener el aseo y aspecto físico general y la condición higiénica del ambiente clínico. La limpieza tiene como objetivo la reducción del número de microorganismos que estén presentes en el sitio (reduciendo así el riesgo de infecciones y accidentes para tanto usuarios como personal) además de un espacio agradable para trabajar y cuidar a los usuarios (Miller, 1993). Incluye el cepillado, la aspiración, el desempolvado en seco, el lavado o el fregado con un paño y agua con jabón o detergente. La suciedad, la tierra y la materia orgánica pueden albergar microorganismos e interferir con la acción de los descontaminantes (antisépticos, germicidas químicos y desinfectantes) (Miller, 1993). El laboratorio debe establecer un programa documentado de limpieza para las instalaciones, los equipos y las superficies, teniendo en cuenta los resultados de la vigilancia de las condiciones ambientales y la posibilidad de contaminación cruzada. Asimismo, debe disponer de un procedimiento para el tratamiento de vertidos accidentales. El laboratorio debe adoptar medidas para evitar la acumulación de polvo, disponiendo de espacio suficiente para fines de almacenamiento, reduciendo al mínimo el trabajo con papeles en el laboratorio y no permitiendo la presencia de plantas y objetos personales innecesarios en el área de trabajo del laboratorio. El uso correcto de los germicidas químicos contribuirá a la seguridad en el lugar de trabajo y al mismo tiempo reducirá el riesgo que suponen los agentes infecciosos. Es recomendable, rotar 3 desinfectantes diferentes por mes, utilizando uno diferente cada semana, esto para evitar que los microorganismos puedan crear algún tipo de resistencia al desinfectante en el laboratorio (Balows, 2001). Al limpiar las superficies, siempre se debe comenzar desde la superficie con menos suciedad hasta la que tiene más suciedad, para evitar que se arrastre la contaminación. El lavado de manos es fundamental para evitar las infecciones y enfermedades y debe ser realizado después de realizar el trabajo de limpieza de algún área. Es recomendable mantener el laboratorio limpio y ordenado evitando utilizar los pasillos como almacén. Siempre debe quedar un espacio libre no inferior a 120 cm para poder evacuar el local en caso de emergencia. Pasos para la limpieza, se debe:
1. Recoger y desechar los residuos de producto, polvo o cualquier otra suciedad que están presentes en el artículo o lugar que se va a limpiar.
2. Humedecer con suficiente agua potable el lugar o superficie que se va a limpiar.
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3. Preparar la solución de detergente que se va a usar. 4. Enjabonar las superficies a limpiar esparciendo la solución de detergente con
una esponja o cepillo (estos artículos deben estar limpios). Restregar la superficie fuertemente con la ayuda de una esponja o cepillo, eliminando toda la suciedad posible. Muchas veces esta suciedad no es muy visible, por esta razón la limpieza debe ser muy bien hecha de modo que todo quede completamente limpio.
5. Dejar la solución de detergente aplicada por un tiempo corto para dejar que el detergente actúe (puede ser por tres o cinco minutos).
6. Enjuagar con suficiente agua potable asegurándose que todo el detergente se elimine.
7. Después del enjuague observar detenidamente el lugar que se limpió para verificar que haya sido eliminada toda la suciedad. En caso de necesitarse se debe hacer de nuevo un lavado con jabón hasta que quede completamente limpio (Zapata, 2001).
4.2 Desinfección La desinfección significa reducir la carga de organismos patógenos en el ambiente del laboratorio así disminuirá el riesgo de enfermedad para el personal de este. Los desinfectantes son los agentes químicos que pueden matar a los organismos patógenos al contacto. Limpiando el lugar con anterioridad a la desinfección expone a los organismos patógenos al desinfectante (Weatherwax, 1986).
El uso de desinfectantes se limita a situaciones en las que se requiere esterilizar equipo, desinfectar y descontaminar pisos y superficies, en caso de derrames. En cada situación debe escogerse el desinfectante adecuado (George, et.al. 2001).
Para elegir el desinfectante más adecuado, hay que tomar en cuenta la naturaleza de los microorganismos presentes, la evaluación de riesgos, los procedimientos a seguir para desinfectar la superficie o descontaminar un derrame de gran volumen, el riesgo inherente al uso del desinfectante (George, et.al. 2001). Los desinfectantes deben rotarse en el proceso de limpieza, para evitar la resistencia de los microorganismos hacia ellos.
Pasos para la desinfección, se debe:
1. Estar seguros que la superficie se encuentra limpia, si no es así, hay que limpiarla como se explicó anteriormente.
2. Antes de proceder a desinfectar es necesario tener lista la solución desinfectante.
3. Aplique esta solución sobre el lugar o superficie que se va a desinfectar. 4. La solución desinfectante se deja sobre el lugar que se está desinfectando por
un tiempo mínimo de 10 minutos, en el caso del cloro no es necesario enjuagar. Durante este tiempo se está logrando eliminar la mayor cantidad posible de microorganismos. (George, et.al. 2001).
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5. ESTERILIZACIÓN EN EL LABORATORIO 5.1 Métodos Químicos de esterilización (Desinfectantes y Antisépticos) Algunas sustancias químicas pueden ser usadas como agentes esterilizante porque tienen la capacidad de promover una o más reacciones químicas capaces de dañar los componentes celulares de los microorganismos (proteínas, membranas, etc.) (Zapata, 2001) Cloro (hipoclorito sódico)
El cloro, oxidante de acción rápida, es un germicida químico de uso muy extendido y de amplio espectro. Normalmente se vende en forma de lejía, una solución acuosa de hipoclorito sódico (NaOCl) que puede diluirse en agua para conseguir distintas concentraciones de cloro libre (George, et.al. 2001).
En la medida de lo posible, el número de sustancias químicas germicidas que se utilicen deberá ser limitado por razones económicas y de control del inventario, así como para reducir la contaminación ambiental (George, et.al. 2001).
Las láminas con tinciones o cultivo en lámina: Se inactivan con lejía de uso doméstico (hipoclorito sódico al 10%) durante 30 minutos, pudiendo eliminarse a continuación por el desagüe el líquido las láminas (Zapata, 2001).
Dicloroisocianurato sódico
El dicloroisocianurato sódico (NaDCC) en polvo contiene un 60% de cloro libre. Las soluciones preparadas con NaDCC en polvo a razón de 1,7 g/l y 8,5 g/l contendrán 1 g/l y 5 g/l de cloro libre, respectivamente. Los comprimidos de NaDCC suelen contener el equivalente a 1,5 g de cloro libre por comprimido. Uno o cuatro comprimidos disueltos en un litro de agua darán aproximadamente las concentraciones requeridas de 1 g/l o 5 g/l, respectivamente. El NaDCC se puede almacenar de forma fácil y segura tanto en polvo como en comprimidos. (Eagar, eta.al. 1986).
Cloraminas
Las cloraminas existen en forma de polvo que contiene aproximadamente un 25% de cloro libre. Al liberar el cloro a menos velocidad que los hipocloritos, se requieren concentraciones iniciales más altas para obtener una eficacia equivalente a la de aquéllos. Por otro lado, las soluciones de cloramina no son inactivadas por la materia orgánica con la misma intensidad que los hipocloritos y se recomienda una concentración de 20 g/l para situaciones tanto “limpias” como “sucias” (Eagar, et.al. 1986).
Dióxido de cloro
El dióxido de cloro (ClO2) es un microbiocida, desinfectante y oxidante potente y de acción rápida que a menudo tiene actividad a concentraciones inferiores a las necesarias en el caso del cloro procedente de la lejía. El dióxido de cloro (ClO2) es un desinfectante cuya capacidad biocida sobrepasa a la del cloro y sus derivados.
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Debido a sus cualidades oxidantes selectivas, su aplicación es una alternativa a ser considerada donde además de la desinfección se requiere mejorar la calidad organoléptica del agua. Tiene un gran efecto en el control del sabor y el olor, así como para destruir sustancias orgánicas que proporcionan color o que son precursoras de trihalometanos (THM) (Calderón y Vaillaizán, 1994).
El dióxido de cloro es un gas de color verde amarillento, estable y sumamente soluble en agua hasta alcanzar concentraciones de 2%. Una de las propiedades más interesantes del dióxido de cloro es su eficacia biocida en un amplio rango de pH que va de 3 a 10 (mejor de 4 a 9). Además de sus propiedades desinfectantes, el dióxido de cloro mejora la calidad del agua potable, es decir, neutraliza olores, remueve el color y oxida el hierro y el manganeso. El dióxido de cloro es sensible a la luz ultravioleta (Eagar, et.al. 1986).
Formaldehído
El formaldehído (HCHO) es un gas que mata todos los microorganismos y esporas a temperaturas superiores a los 20°C. Sin embargo, no tiene actividad contra los priones. Su acción es relativamente lenta y requiere una humedad relativa de alrededor del 70%. Se comercializa en forma de polímero sólido (paraformaldehído), en copos o comprimidos, o como formol, solución del gas en agua con aproximadamente 370 g/l (37%) y con metanol (100 ml/l) como estabilizante (Lewis y Arens, 1996). Se trata de un compuesto tóxico que ha demostrado propiedades cancerígenas en diversos experimentos con animales. En ratas puede provocar cáncer si se aplica de forma prolongada en concentraciones superiores a 6 ppm en el aire respirado. En el hombre estas concentraciones provocan ya irritaciones en ojos y mucosidades en poco tiempo (10 a 15 min. luego de la exposición) (Eagar, et.al. 1986). Por lo cual no se recomienda su uso periódico dentro del laboratorio sino únicamente como medida de desinfección de los filtros de las campanas y del área por medio de la exposición prolongada durante el fin de semana únicamente.
Glutaraldehído
Al igual que el formaldehído, el glutaraldehído (OHC(CH2)3CHO) tiene actividad contra formas vegetativas de bacterias, esporas, hongos y virus con y sin envoltura lipídica. No es corrosivo y su acción es más rápida que la del formaldehído. No obstante, tarda varias horas en matar las esporas bacterianas (Eagar, et.al. 1986).
El glutaraldehído suele suministrarse en forma de solución con una concentración de unos 20 g/l (2%). Se utiliza, solo o en combinación con otros productos, para la limpieza, desinfección y esterilización de material clínico delicado y de superficies; su uso ha aumentado de manera progresiva, notándose un importante incremento particularmente después de la aparición del VIH (virus de la inmunodeficiencia humana) (Lewis y Arens, 1996).
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El glutaraldehído es un irritante de la piel, ojos, vías respiratorias y sensibilizante, debiéndose restringir su utilización a aquellos casos que sea imprescindible. Por otro lado, la aplicación de unas buenas prácticas de manipulación, es fundamental para reducir la exposición a los niveles más bajos posibles (Zapata, 2001).
Gluconato de clorhexidina (Hibitane) Es un agente antimicrobiano tópico utilizado en enjuagues bucales para tratar la gingivitis así como la Enfermedad Periodontal (Zapata, 2001). Suele usarse antes de las intervenciones quirúrgicas en la preparación de la piel del paciente, donde tiene presentación como jabón antimicrobiano, cuyo mecanismo de acción es la disrupción de la pared celular y precipitación de las proteínas celulares (Eagar, et.al. 1986).
Presenta un amplio espectro de acción (más efectivo contra las bacterias gram positivas que gram negativas u hongos) y es un buen viricida. Además, presenta actividad residual por unirse a la queratina, no es inactivado por el material orgánico y suele ser menos irritante para la piel que los yodóforos (George, et.al. 1986).
Compuestos fenólicos Los compuestos fenólicos, un grupo amplio de productos, figuran entre los microbiocidas más antiguos. Sin embargo, los resultados de estudios de inocuidad más recientes recomiendan restringir su uso. Tienen actividad contra las formas vegetativas de las bacterias y contra los virus con envoltura lipídica y, cuando están debidamente formulados, también son activos contra las micobacterias (Eagar, et.al. 1986). El triclosán es común en los productos para el lavado de manos. Tiene actividad principalmente contra las formas vegetativas de las bacterias y es inocuo para la piel y las mucosas (Eagar, et.al. 1986). Entre los compuestos fenólicos se encuentran: el cresol 3-6% y el hexaclorofenol 0.2-3%; actúan contra hongos, bacterias y virus (Eagar, et.al. 1986).
Compuestos de amonio cuaternario Muchos tipos de compuestos de amonio cuaternario se utilizan como mezclas y a menudo en combinación con otros germicidas, como los alcoholes. Tienen buena actividad contra algunas bacterias en fase vegetativa y virus con envoltura lipídica. Algunos tipos (por ejemplo, el cloruro de benzalconio) se utilizan como antisépticos (Lewis y Arens, 1996).
Alcoholes
El etanol (alcohol etílico, C2H5OH) y el 2-propanol (alcohol isopropílico, (CH3)2CHOH) tienen propiedades desinfectantes similares. Son activos contra las formas vegetativas de las bacterias, los hongos y los virus con envoltura lipídica, pero no contra las esporas. Su acción sobre los virus sin envoltura
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lipídica es variable. Para conseguir la máxima eficacia deben utilizarse en concentraciones acuosas de aproximadamente un 70% (v/v): las concentraciones más altas o más bajas pueden no tener tanto poder germicida. Una de las grandes ventajas de las soluciones acuosas de alcoholes es que no dejan residuo alguno en los objetos tratados (Lewis y Arens, 1996).
Yodo y yodóforos
La acción de estos desinfectantes es análoga a la del cloro, aunque pueden ser ligeramente menos susceptibles a la inhibición por la materia orgánica. El yodo puede manchar los tejidos y las superficies del entorno, y en general no es adecuado como desinfectante. Por otro lado, los yodóforos y las tinturas de yodo son buenos antisépticos (Lewis y Arens, 1996).
Peróxido de hidrógeno y perácidos
Como el cloro, el peróxido de hidrógeno (H2O2) y los perácidos son oxidantes enérgicos y pueden servir como potentes germicidas de amplio espectro. Son también más inocuos que el cloro para el ser humano y para el medio ambiente. El peróxido de hidrógeno puede utilizarse para descontaminar las superficies de trabajo del laboratorio (Lewis y Arens, 1996).
5.2 Métodos físicos de esterilización
5.2.1 Calor:
Se puede aplicar como agente esterilizante de dos formas: el calor húmedo el cual destruye a los microorganismos por desnaturalización de las proteínas y el calor seco que destruye a los microorganismos por oxidación de sus componentes celulares. El calor es considerado como el método de esterilización por excelencia siempre y cuando el material a esterilizar soporte altas temperaturas sin sufrir ningún tipo de daño. La utilización de este método y su eficacia depende de dos factores: el tiempo de exposición y la temperatura (Miller, 1993).
Todos los microorganismos son susceptibles, en distinto grado, a la acción del calor. El calor provoca desnaturalización de proteínas, fusión y desorganización de las membranas y/o procesos oxidantes irreversibles en los microorganismos (Miller, 1993).
5.2.1.1 Calor húmedo: produce desnaturalización y coagulación de proteínas. Estos efectos se deben principalmente a dos razones:
El agua es una especie química muy reactiva y muchas estructuras biológicas son producidas por reacciones que eliminan agua.
El vapor de agua posee un coeficiente de transferencia de calor mucho más elevado que el aire (Miller, 1993).
Ventajas del calor húmedo:
Destrucción de bacterias y esporas en corto tiempo No deja residuos tóxicos Hay un bajo deterioro del material expuesto Económico
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Rápido calentamiento y penetración (Miller, 1993).
Desventajas del calor húmedo:
No permite esterilizar soluciones que formen emulsiones con el agua Es corrosivo sobre ciertos instrumentos metálicos.
Ejemplo de equipo que funciona con calor húmedo:
a. Autoclave: se realiza la esterilización por el vapor de agua a presión. El modelo más usado es el de Chamberland. Esteriliza a 120º a una atmósfera de presión (estas condiciones pueden variar) y se deja el material durante 20 a 30 minutos. El equipo consta de una caldera de cobre, sostenida por una camisa externa metálica, que en la parte inferior recibe calor por combustión de gas o por una resistencia eléctrica, esta se cierra en la parte superior por una tapa de bronce. Esta tapa posee tres orificios, uno para el manómetro, otro para el escape de vapor en forma de robinete y el tercero, para una válvula de seguridad que funciona por contrapeso o a resorte (College Engineering and Engineering Technology, 2001).
b. Funcionamiento: se coloca agua en la caldera, procurando que su nivel no alcance a los objetos que se disponen sobre una rejilla de metal. Se cierra asegurando la tapa, sin ajustar los bulones del autoclave y se da calor, dejando abierta la válvula de escape hasta que todo el aire se desaloje y comience la salida de vapor en forma de chorro continuo y abundante (College Engineering and Engineering Technology, 2001).
c. Tindalización: esterilización por acción discontinua del vapor de agua, se basa en el principio de Tyndall. Las bacterias que resisten una sesión de calefacción, hecha en determinadas condiciones, pueden ser destruidas cuando la misma operación se repite con intervalos separados y en varias sesiones.
Se efectúa por medio del autoclave de Chamberland, dejando abierta la válvula de escape, o sea funcionando a la presión normal. Puede también realizarse a temperaturas más bajas, 56º u 80º ocupará evitar la descomposición de las sustancias a esterilizar, por las temperaturas elevadas (Eagar.et.al.1986).
5.2.1.2 Calor seco: produce desecación de las células, y esto es tóxico por los niveles elevados de electrolitos, fusión de membranas. Estos efectos se deben a la transferencia de calor desde los materiales a los microorganismos que están en contacto con éstos (Miller, 1993).
La acción destructiva del calor sobre proteínas y lípidos requiere mayor temperatura cuando el material está seco o la actividad del agua del medio es baja (Miller, 1993).
Ventajas del calor seco:
No es corrosivo para metales e instrumentos. Permite la esterilización de sustancias en polvo y no acuosas, y de
sustancias viscosas no volátiles (Miller, 1993).
Desventajas del calor seco:
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Requiere mayor tiempo de esterilización, respecto al calor húmedo, debido a la baja penetración del calor.
Ejemplo de equipo que funciona con calor seco:
a. Estufas: debe tener doble cámara, el aire caliente generado por una resistencia, circula por la cavidad principal y por el espacio entre ambas cámaras, a temperatura de 170º C para el instrumental metálico y a 140º C para el contenido de los tambores. Se mantiene una temperatura estable mediante termostatos de metal, que al dilatarse por el calor, cortan el circuito eléctrico (Miller, 1993).
5.2.1.3 Radiaciones: las radiaciones ionizantes se utilizan para tratar una gran diversidad de productos con distintos objetivos. Su acción depende de:
El tipo de radiación El tiempo de exposición La dosis (Miller, 1993).
Tipos de radiaciones:
Ionizantes: producen iones y radicales libres que alteran las bases de los ácidos nucleicos, estructuras proteicas y lipídicas, y componentes esenciales para la viabilidad de los microorganismos.
Tienen gran penetrabilidad y se las utiliza para esterilizar materiales termolábiles (termosensibles) como jeringas descartables, sondas, etc. Se utilizan a escala industrial por sus costos (Miller, 1993).
Rayos Ultravioletas: afectan a las moléculas de ADN de los microorganismos. Son escasamente penetrantes y se utilizan para superficies, se utilizan para la esterilización en quirófanos (Miller, 1993).
Rayos Gamma: su empleo está basado en los conocimientos sobre la energía atómica. Este tipo de esterilización se aplica a productos o materiales termolábiles y de gran importancia en el campo industrial. Puede esterilizar antibióticos, vacunas, alimentos, entre otros (Miller, 1993).
Ventajas:
La radiación no deja residuos No hay aumento significativo de la temperatura en el material No requiere tratamiento pos-esterilización (Miller, 1993).
Desventajas:
El tiempo de radiación es el parámetro a controlar (Miller, 1993).
5.3 Control del proceso de esterilización: todos los procesos de esterilización se deben controlar para poder asegurar que han sido efectivos. Para ello se pueden utilizar indicadores físicos, químicos y/o biológicos, los cuales deben ser colocados en cada carga de esterilización.
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5.3.1 Indicadores químicos: la mayoría de estos indicadores son cintas adhesivas que se adhieren al material a esterilizar. Estas cintas están impregnadas con una sustancia química que cambia de color cuando el material ha sido sometido al proceso de esterilización (George, et.al. 2001).
5.3.2 Indicadores biológicos: son preparaciones de una población específica de esporas de microorganismos, las cuales son altamente resistentes a un proceso de esterilización en particular (George, et.al. 2001). Cuando se utilizan indicadores biológicos se debe verificar: Tipo de microorganismo Tipo de proceso de esterilización Número de lote Fecha de expiración Medio de cultivo utilizado Condiciones de incubación del indicador después de aplicado el proceso
de esterilización Métodos de descontaminación para evitar la diseminación de esporas en
el medio ambiente (Miller, 1993).
5.4 Métodos de esterilización por agentes mecánicos La filtración permite la remoción de todos los microorganismos presentes en un líquido o un gas reteniéndolos sobre la superficie de un material. La esterilización por filtración se logra por el paso de un líquido o un gas a través de un material capaz de retener los microorganismos presentes. La esterilización por filtración se emplea para materiales sensibles al calor, tales como ciertos medios de cultivo, azúcares, soluciones de antibióticos y otros medicamentos, etc. (Weatherwax, 1986).
5.5 Descontaminación de Espacios y superficies
Antes de comenzar a trabajar y después es necesario realizar una limpieza y desinfección diaria de todas las superficies de trabajo.
5.5.1 Superficies: la descontaminación del espacio, el mobiliario y el equipo de laboratorio requiere una combinación de desinfectantes líquidos y gaseosos. Las superficies pueden descontaminarse con una solución de hipoclorito sódico (NaOCl); una solución que contenga 1 g/l de cloro libre puede ser apropiada para la limpieza general, pero se recomiendan soluciones más potentes (5 g/l) cuando se trate de situaciones de alto riesgo.
Ejemplo de cómo limpiar las siguientes superficies:
Mesas de trabajo: despejar la superficie de las mesas a limpiar, frotar la superficie de la mesa con un trapo húmedo con desinfectante, dando movimientos circulares. Seguidamente, frotar la superficie de la mesa con un trapo humedecido con una solución de hipoclorito al 0.1%. Realizar este
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procedimiento tres veces al día. Mantener dedos, lápices o lapiceros lejos de la boca, ya que son fuente de contaminación por el ambiente de trabajo. Evitar el empleo de libros y material de escritorio en el área de trabajo, ya que el papel contaminado es difícil de esterilizar (Weatherwax, 1986).
Estantes y libreras: una vez por semana, despejar la superficie, retirar el polvo con un trapo húmedo, para evitar que este se alborote y caiga sobre otras superficies. Después de retirar el polvo, rociar la superficie con desinfectante y frotarla con un trapo dando movimientos circulares, repetir el procedimiento utilizando solución de hipoclorito.
Paredes: cada dos meses limpiar bien las paredes utilizando desinfectante o
cloro, humedecer un trapo y frotar la pared incluyendo los contactos de luz. Sacudir las telarañas que pudiesen estar en las esquinas superiores de las paredes.
Puerta principal: limpiar una vez al día (diario) con trapo húmedo con
desinfectante incluyendo el marco. Mantener las puertas del laboratorio cerradas, para evitar el ingreso de contaminantes del exterior.
Ventanas: una vez al mes, aplicar limpiador de vidrios y remover la suciedad frotando con un pedazo de papel periódico, o bien, lavar los vidrios con una solución de agua con detergente, enjuagar con agua y secar con papel periódico. (Eagar. et.al. 1986).
5.5.2 Pisos
a. Llevar a cabo la limpieza de los pisos dos veces al día (antes de iniciar las actividades y al finalizar las mismas).
b. El piso del laboratorio debe estar siempre seco.
c. Recoger la basura y el polvo con un recogedor y depositar en un basurero con tapadera para evitar que la basura se salga. Vaciar los basureros en una bolsa negra (el cual no contenga residuos biológicos).
d. Rociar el piso con desinfectante, luego deslizar el trapeador de forma uniforme por la superficie del suelo. Seguidamente realizar el mismo paso pero con hipoclorito al 0.1%.
e. Si existe algún derrame limpiar inmediatamente cualquier salpicadura de sustancias químicas/agua y notificar a los demás usuarios del laboratorio.
f. Al terminar de limpiar, despojarse de los guantes y la mascarilla, descartarlos en la bolsa de basura y lavarse bien las manos. (Eagar. et.al. 1986).
5.5.3 Lavamanos y Lavaderos
a. Una vez por semana, aplicar agua en la superficie del lavamanos para humedecer.
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b. Tomar un cepillo o una esponja previamente sumergido en jabón con cloro y
frotar la superficie del lavamanos vigorosamente.
c. Aplicar abundante agua para retirar el jabón de la superficie del lavamanos, lavar el cepillo o la esponja para retirar los residuos de jabón del lavabo.
d. Frotar la superficie del lavamanos con un trapo humedecido con desinfectante.
e. Se recomienda lavar la cristalería en el lavadero, con detergente y abundante agua. (Eagar. et.al. 1986).
Para el lavado de cristalería de laboratorio existen diferentes detergentes especiales, los cuales cuidan y conservan el material, pero que tienen a la vez una gran efectividad de limpieza. Lewis y Arens. 1996).
5.5.4 Equipo de Laboratorio Refrigeradores: dos veces por semana, limpiar por fuera con un trapo húmedo con
desinfectante todo el exterior, parte superior e inferior. Realizar la limpieza interna cada seis meses, desocupar el interior del refrigerador y frotar la superficie interna de este con un algodón humedecido con alcohol al 70%. Humedecer un trapo limpio con desinfectante y frotarlo con fuerza sobre toda la superficie interna del refrigerador. (Eagar. et.al. 1986).
Incubadoras: dos veces por semana, humedecer un trapo limpio con desinfectante
líquido y frotar con fuerza el trapo sobre toda la superficie externa de la incubadora. Cada seis meses, desocupar el interior de la incubadora y frotar la superficie interna de este con un algodón humedecido con alcohol al 70%. Humedecer un trapo limpio con desinfectante y frotarlo con fuerza sobre toda la superficie interna de la incubadora.
Pasos para limpiar la incubadora:
La presencia de suciedad interfiere con la acción de cualquier desinfectante,
por lo tanto; la desinfección con sustancias químicas deberá efectuarse después de un proceso de limpieza o en combinación con el mismo.
La solución de limpieza (para la limpieza de la incubadora), entre más alta
sea la temperatura más eficaz será la desinfección. Es preferible usar, por tanto, una solución desinfectante tibia o caliente que una fría.
El tiempo estimado recomendable que los desinfectantes químicos
necesitan, es un tiempo de contacto mínimo, el que puede variar de acuerdo con la actividad el desinfectante.
La concentración de la solución del desinfectante necesaria, variará de
acuerdo con las condiciones de uso. Y deberá ser adecuada para la finalidad a la que se destina y el medio ambiente en que haya de emplearse. Las
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soluciones deberán prepararse, por tanto, siguiendo estrictamente las instrucciones de uso que aparece en el rótulo del producto.
Todas las soluciones desinfectantes deberán ser de preparación reciente; el
mantenimiento prolongado de soluciones listas para ser usados o el relleno de soluciones existentes, puede reducir la eficacia de la solución desinfectante.
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6. CALIBRACIÓN Y/O VERIFICACIÓN DE LOS EQUIPOS
El laboratorio debe establecer un programa para la calibración y/o verificación de los equipos que tengan una influencia directa en los resultados de los ensayos. La frecuencia de estas calibraciones y/o verificaciones se establecerá en función de la experiencia documentada y se basará en el uso, tipo y resultados previos de las calibraciones de los equipos. Los intervalos entre sucesivas calibraciones y/o verificaciones deben ser más cortos que el período de tiempo durante el cual se observan desviaciones del equipo fuera de los límites aceptables (Eagar. et.al. 1986). Como parte de su sistema de calidad, el laboratorio debe documentar e implantar un programa para la limpieza, mantenimiento, calibración y/o verificación y esterilización de los equipos, cuando sea necesario. Los equipos habituales de un laboratorio microbiológico pueden clasificarse como sigue: Material de uso general: material de vidrio o plástico (matraces, tubos de
ensayo, cajas de Petri), instrumentos de muestreo, asas de siembra, etc. Baños termostáticos, estufas, cabinas de seguridad biológica, autoclaves, Homogeneizadores, frigoríficos, congeladores, equipos de filtración, etc. Equipos volumétricos, como pipetas, distribuidores automáticos, sembradores
en espiral, etc. Instrumentos de medida, como termómetros, cronómetros, balanzas, pH-
metros, contadores de colonias, etc. (Eagar. et.al. 1986).
6.1 Tipos de equipos que necesitan calibración y/o verificación: 6.1.1 Equipos para medir la temperatura Cuando la precisión de la medida de la temperatura tenga un efecto directo en el resultado del análisis, los equipos como termómetros de columna líquida, termopares o termómetros de resistencia de platino (TRP) utilizados por ejemplo, en estufas y autoclaves, deberán tener una calidad adecuada para cumplir las especificaciones del método de ensayo. La calibración de los equipos de medida de la temperatura debe ser apropiada para la precisión que se requiere (Calderón y Villaizán, 1994). La trazabilidad de la medida de la temperatura puede garantizarse mediante la calibración del equipo de medida frente a un patrón de referencia adecuado, ya sea un termómetro, termopar o termómetro de resistencia de platino, de acuerdo con un procedimiento documentado, siempre que la incertidumbre global del patrón de referencia sea apropiada para la calibración. Cuando la precisión de la medida de la temperatura no tenga un efecto directo en el resultado del ensayo, por ejemplo, en el caso de frigoríficos y congeladores, los laboratorios pueden cumplir también los requisitos de acreditación utilizando termómetros de trabajo debidamente verificados por el laboratorio. (Calderón y Villaizán, 1994). El laboratorio debe realizar una verificación independiente de los indicadores y termómetros integrados en preparadores de medios y autoclaves para demostrar su precisión. Cuando no sea posible utilizar dispositivos como termopares, se pueden
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instalar en el autoclave termómetros de temperatura máxima que hayan sido calibrados dentro del rango necesario de temperaturas, para vigilar las temperaturas alcanzadas en el interior del autoclave. De esta forma se pueden comparar la temperatura indicada en el autoclave con la temperatura máxima alcanzada en el interior del mismo. Debe mantenerse un registro de todos los controles realizados y detalles sobre cualquier acción correctora adoptada (Calderón y Villaizán, 1994). 6.1.2 Estufas y baños termostáticos La estabilidad y la uniformidad de la temperatura, así como el tiempo necesario para alcanzar condiciones de equilibrio en baños termostáticos, estufas y salas con temperatura controlada deben establecerse inicialmente y documentarse. La constancia de las características registradas durante la verificación inicial del equipo debe comprobarse y registrarse después de cada reparación o modificación. El laboratorio debe mantener un registro adecuado de las medidas de temperatura de los equipos utilizados en los ensayos (George, 2001). 6.1.3 Autoclaves El autoclave debe cumplir las tolerancias de temperatura especificadas. No se recomienda la utilización de autoclaves provistos sólo de un manómetro para esterilizar medios o descontaminar residuos (Eagar. et.al.1986). La estabilidad y la uniformidad de la temperatura, así como el tiempo necesario para alcanzar condiciones de equilibrio en los autoclaves debe verificarse inicialmente y documentarse. La constancia de las características registradas durante la verificación inicial del equipo debe comprobarse y registrarse después de efectuar una modificación o reparación, por ejemplo al sustituir el termostato o el programador (Eagar. et.al.1986). Cuando sea necesario, el ciclo de esterilización/descontaminación debe tener en cuenta el perfil de calentamiento de la carga. Deben darse instrucciones claras de funcionamiento basadas en los perfiles de calentamiento determinados para los usos que lo requieran (Eagar. et.al.1986). Debe mantenerse un registro de las operaciones realizadas en el autoclave, incluyendo la temperatura y el tiempo. Esto debe realizarse para cada ciclo, indicando su aceptación o rechazo (Eagar. et.al.1986). El control de la temperatura puede realizarse mediante una de las siguientes formas: Utilizando un termopar y un aparato registrador para obtener un gráfico
impreso Utilizando un termómetro de temperatura máxima Por observación directa y registro de la temperatura máxima alcanzada.
Además de controlar directamente la temperatura del autoclave, puede comprobarse:
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La eficacia de su funcionamiento durante cada ciclo, mediante la utilización de
indicadores químicos o biológicos para fines de esterilización y descontaminación.
Debe utilizarse un sistema para distinguir que una carga ha sido procesada, pero no como un indicador para demostrar que ha finalizado un ciclo de esterilización aceptable. Eagar. et.al.1986).
6.1.4 Pesas y balanzas Las pesas y balanzas deben calibrarse a intervalos regulares y demostrar su trazabilidad a patrones nacionales o internacionales. Además de la calibración completa, las balanzas se deben verificar rutinariamente (a diario o antes de usar) para asegurarse que están en condiciones adecuadas de uso; estas verificaciones deben quedar registradas. En el caso de balanzas de precisión deben tenerse en cuenta las condiciones ambientales y/o de ubicación (Eagar. et.al.1986). 6.1.5 Material volumétrico El laboratorio debe realizar una verificación inicial de los equipos volumétricos tales como dispensadores y pipetas automáticas, y realizar controles periódicos para garantizar que los equipos cumplen en todo momento las especificaciones requeridas. Debe mantenerse un registro actualizado de estas operaciones: La verificación no será necesaria para el material de vidrio que haya sido
certificado para una tolerancia específica. El material volumétrico de vidrio y el desechable "de un solo uso", se
recomienda que provenga de empresas certificadas según 1SO 9000. Es conveniente realizar controles aleatorios de su precisión.
Si las empresas proveedoras no están certificadas según ISO 9000, el laboratorio debería verificar cada lote de equipos. (Eagar. et.al.1986).
6.1.6 Potenciómetros, medidores de oxígeno y equipos similares Los potenciómetros, medidores de oxígeno y otros equipos similares deben verificarse periódicamente o antes de ser utilizados. En el caso de los potenciómetro la verificación se hará diariamente o cada vez que vayan a utilizarse si su uso no es diario. Periódicamente se verificará el funcionamiento correcto de los electrodos. Estas verificaciones deberán quedar registradas.
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6.1.7 Cabinas de flujo laminar y de seguridad biológica En las cabinas de flujo laminar debe verificarse periódicamente la velocidad del aire, estado de los filtros y control microbiológico de esterilidad del aire. En las cabinas de seguridad biológica debe comprobarse además su estanqueidad. Estas verificaciones deben quedar registradas (George, 2001).
Fuente: Fotografía tomada en EMPAGUA para Proyecto FODECYT 002-08 6.8 Otros equipos El hidrómetro debe ser calibrado cada cierto tiempo (según indicaciones de la casa comercial), para evitar un incremento en la contaminación presente en el aire, y traer consigo el deterioro de la infraestructura y provocar daños en la salud del personal que sea susceptible.
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7. LAVADO DE MANOS
El lavado de manos es el factor fundamental en la prevención de enfermedades. Las manos son el vehículo más frecuente de transmisión de enfermedades en los seres humanos. La mayoría de las personas no está conciente de la necesidad de lavarse las manos, porque desconoce o minimiza los riesgos a la salud que pueden provocar al no realizar esta práctica. (Rotter, 1997). Es imprescindible que se entienda la importancia de lavarse las manos correctamente. 7.1 ¿Por qué lavarse las manos? Las manos pueden ser reservorios de gérmenes dañinos, por lo tanto el lavado de manos puede reducir las infecciones como las provocadas por bacterias, virus y parásitos, entre otras. Las rutinas de lavado reducen de manera significativa la transmisión de
infecciones en más de un 50%. El lavado de manos adecuado es esencial para: Eliminar gérmenes nocivos para la salud presentes en las manos. Disminuir el riesgo de padecer infecciones Garantizar una buena higiene personal Gozar de buena salud (Rotter, 1997).
7.2 ¿Cuándo lavarse las manos?
Al llegar y antes de salir del trabajo. Después de ir al servicio sanitario. Tocar desperdicios y basura. Antes de incorporarse al trabajo de laboratorio tras los descansos o
interrupciones. Después de tocarse la nariz, oídos, ojos, boca, rascarse la cabeza. Antes y después de comer o beber y/o manipular alimentos. Después de manipular equipo o utensilios. Antes de ponerse guantes. Luego de haber tocado equipo de protección ya usado (mascarillas, guantes,
entre otros). Cuando toque o manipule algún objeto que, por su naturaleza debe ser tocado
constantemente por varias personas, (Ej., interruptores, perillas o perillas de puertas, sillas, teléfono, computadora, plumas y lapiceros) (Rotter, 1997).
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7.3 Procedimiento para lavarse las manos
7.3.1 Retirar de las manos reloj, pulseras y anillos. Abrir la llave del chorro con una servilleta de papel para evitar contaminarla, mojar sus manos y tome solución de jabón del frasco dispensador.
7.3.2 Frótese las manos usando jabón, enjabonándolas bien y asegurándose de tocar toda superficie de las manos. Frótese los dedos y los pulgares, entrelazándolos y moviéndoselos primero en una dirección y luego en la dirección contraria.
7.3.3 Enjuáguese las manos bajo un chorro de agua corriente limpia hasta que se quite todo el jabón.
7.3.4 Séquese las manos absorbiendo el agua con una toalla de papel limpia (Boyce, 2002).
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8. DERRAMES Y ACCIDENTES
Para lograr controlar posibles derrames, es necesario contar con tres requisitos importantes: planeación, preparación y capacitación.
8.1 Planeación: Decidir cuál es el descontaminante que se debe utilizar según el material que se
derrame y a qué concentración se debe encontrar el mismo. Redactar un procedimiento detallado sobre los pasos para la limpieza y
descontaminación para el derrame más grave posible y los derrames más probables y darlo a conocer a todo el personal involucrado en el trabajo dentro del laboratorio.
Establecer la manera de comunicar y llevar un registro de los accidentes. Determinar en qué circunstancias el personal puede hacerse cargo de la situación
por su cuenta y cuándo, dado la magnitud del accidente o el volumen del material derramado, se necesita ayuda (George, 2001;Omenn 1984)
8.2 Preparación:
Se debe preparar un kit básico de derrames y sustancias con posible riesgo biológico que contenga el siguiente material:
Solución de cloro como desinfectante estándar, aunque puede utilizarse otros desinfectantes en las concentraciones adecuadas, estas soluciones desinfectantes deben conservarse en botellas con aspersores o pizetas para un mejor manejo de dichas soluciones.
Pinzas, tenazas, escoba o cepillo que resista la temperatura del autoclave. Toallas de papel o material absorbente. Bolsas de bioseguridad (rojas) para recoger el material contaminado. Guantes industriales y los de uso de laboratorio (látex). Equipos de protección individual (gafas de seguridad, mascarillas, careta).
(Omenn, 1984).
Es importante que después de utilizar el material de este kit, se reponga por uno nuevo para que el mismo se encuentre siempre completo y listo para usar en caso de ser necesario, así también es importante que todo el personal del laboratorio conozca el lugar donde se encuentra dicho kit y que este siempre debe regresar a su respectivo lugar después de su uso (Omenn, 1984).
8.3 Capacitación:
Informar mediante teoría y entrenamiento práctico la manera de proceder ante un derrame o accidente, así también como las acciones que podrían generar aerosoles o impedir una descontaminación efectiva (Omenn, 1984). Dar capacitación al personal de limpieza, para ejecutar sus tareas de la mejor manera posible.
Reportar el derrame: los detalles del accidente deben ser reportados de forma inmediata al supervisor o encargado del laboratorio en el formulario correspondiente. Adicionalmente, se debe completar un formulario de reporte de accidentes, el cual debe archivarse para futura referencia (Omen, 1984).
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9. REGLAS EN EL LABORATORIO MICROBIOLÓGICO
9.1 MEDIDAS GENERALES
Deben cumplirse en cualquier área del laboratorio.
El acceso al laboratorio estará limitado al personal autorizado. No deben entrar en el laboratorio familiares ni amigos.
El personal del laboratorio debe implicarse en el cumplimiento de las normas
de seguridad. Todas las áreas estarán debidamente marcadas con la señal de riesgo biológico
y su nivel de contención. Las puertas y ventanas deben permanecer cerradas para mantener la adecuada
contención biológica, tanto de contaminantes externos como internos; por lo mismo es recomendable mantener las puertas cerradas y las ventanas cerradas.
Fuente: Fotografías tomadas en EMPAGUA para Proyecto FODECYT 002-08 Todas las superficies de trabajo se limpiarán y desinfectarán diariamente y
siempre que se produzca un derrame. Los residuos y muestras peligrosas que van a ser incinerados fuera del
laboratorio deben ser transportados en contenedores cerrados, resistentes e impermeables siguiendo las normas específicas para cada tipo de residuo.
El laboratorio debe permanecer limpio y ordenado y no es aconsejable utilizar
los pasillos como almacén. Siempre debe quedar un espacio libre no inferior a 120 cm para poder evacuar el laboratorio en caso de emergencia.
La ropa protectora, fácilmente ajustable y confortable, así como guantes, gafas,
etc. debe estar disponible en todo momento. Todo el personal debe poner especial cuidado en evitar el contacto de la piel
con materiales potencialmente infecciosos. Con este fin deben usarse guantes cuando se manipulen muestras o cultivos que contengan posibles patógenos. Los guantes siempre serán desechados antes de salir del área de trabajo. Jamás
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se saldrá de la misma con los guantes puestos, ni con ellos se cogerá el teléfono, se tocarán los volantes, etc.
Tras quitarse los guantes, se realizará un lavado de manos.
Se usarán gafas protectoras y mascarillas faciales si existe riesgo de
salpicaduras y/o aerosoles. Se pondrá extremo cuidado en minimizar el riesgo de autoinoculación y de
generación de aerosoles. Los derrames y accidentes deben ser informados inmediatamente al Supervisor
y al Jefe del Laboratorio y hacerse constar por escrito. Está rigurosamente prohibido pipetear con la boca. Se realizará pipeteo
automático con material adecuado y cada trabajador será instruido para manejarlo debidamente.
En la zona de trabajo no debe colocarse material de escritorio ni libros ya que
el papel contaminado es de muy difícil esterilización. No deberán usarse lentes de contacto.
Los movimientos y procedimientos repetitivos pueden conducir a lesiones con
el transcurso del tiempo; tome descansos periódicos y trate de alternar tareas.
9.2 MEDIDAS DE HIGIENE:
El personal con el cabello largo debe llevarlo recogido.
Comer, beber, fumar y aplicarse cosméticos esta formalmente prohibido en
el área de trabajo del laboratorio, así como el almacenamiento de comida o bebida.
El personal debe lavarse las manos frecuentemente durante las actividades
rutinarias, tras acabar la jornada laboral y siempre antes de abandonar el laboratorio (almorzar). Se usará un jabón antiséptico y el secado se realizará con papel.
Las heridas y cortes en las manos, si se han producido en el Laboratorio,
serán comunicados al responsable de la Sección correspondiente, así como al Supervisor, que lo registrará haciendo constar todas las circunstancias. Las heridas y cortes deben ser convenientemente vendados y después es imprescindible ponerse guantes.
Evitar llevar al laboratorio, accesorios que podrían ser fuente de
contaminación (por ejemplo joyas).
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FODECYT 02-08 39
10. REFERENCIAS
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Manual de bioseguridad del Laboratorio unificado de química y microbiología sanitaria “Dra. Alba Tabarini” (EMPAGUA).
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Carteles de bioseguridad en el laboratorio
unificado de química y microbiología sanitaria “Dra. Alba Tabarini”
EMPAGUA
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ANEXO 31
FODECYT 002-08
PARTE FRONTAL: Trifoliar de Bioseguridad en el Laboratorio Microbiológico
ANEXO 31
FODECYT 002-08
PARTE INTERNA: Trifoliar de Bioseguridad en el Laboratorio Microbiológico
ANEXO 32
FODECYT 002-08 527
1. Diseño del área interior del Laboratorio Microbiológico de Referencia –LAMIR-, ubicado en el segundo nivel del edificio T12
Este laboratorio posee:
• Dos paredes completas de plancha fundida. • Una pared en el frente de plancha fundida, con una puerta de madera en el lado
derecho y otra puerta doble de madera que se mantiene cerrada hacia el lado izquierdo.
• Una pared en el fondo con ventanas de paleta de vidrio de la mitad hacia arriba. • Una mesa de trabajo en el centro de madera forrada de fórmica, con gabinetes
en la parte inferior para guardar el material de trabajo. • Una mesa que va desde la mitad de la parte posterior del laboratorio del lado
derecho hacia la puerta.
Pto 1Pto 2
Arch
ivo d
e al
mac
enam
ient
ode
equ
ipo
y re
activ
os
Cámara de refrigeración
Incu
bado
ra a
37°C
Auto
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Desecadora
Liof
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Cam
pana
tipo
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A
Gab
inet
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bio
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dB
LS 2
Basurero
Mesa de trabajo con gabinetes donde se almacena el material de trabajo
Est
erili
zado
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orno
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seco
Cen
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Arch
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Arch
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Este
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Hor
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co
Caja
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Ca
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de P
etri
Área de Trabajo
Gabinete de Bioseguridad
BLS 3
Estanteria
Cen
trifu
ga
Área dematerial
Área de balanzas
Congelador a -20°C
Salida de Emergencia. Puerta doble de madera
Car
retill
a pa
ra
trans
porte
de
mat
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l
Basurero
Basurero
Puerta de EntradaRestringido el ingreso
Gabinete de bioseguridad BLS
3 incompleto
Incubadora a 26°C
Área
de
Lava
do
Área
de
Lava
do
Dispensador agua destilada
DispensadorToalla papel
Pto 3
PotenciómetroCámara de
Quebec
Pto 1
Salida de EmergenciaDoble puerta de madera
Restringido el accesoPuerta de madera
ANEXO 32
FODECYT 002-08 528
Equipo de laboratorio:
• Una incubadora a 26°C, una incubadora a 37°C, un autoclave, dos hornos esterilizadores en seco, dos centrifugas, una desecadora, un gabinete de bioseguridad BLS 2, una campana tipo II-clase A, un potenciómetro, dos balanzas, dos vortex, una cámara de Quebec, cámara fotográfica, cámara acoplable al microscopio, un microscopio, manifold, equipo para monitoreo de aire, lámparas U.V., un congelador a -20°C, una cámara de refrigeración, una refrigeradora, bomba de vacío, sistema de gas, y vacío instalado a mesas de trabajo y campanas de flujo laminar.
Equipo de oficina:
• Una computadora de escritorio, una laptop, un UPS, una impresora, una impresora multifuncional dos archivos de gavetas, dos archivos grandes con puertas y gavetas y un teléfono.
Mobiliario:
• Tres escritorios de trabajo, un escritorio de computadora, 10 sillas, 4 bancos, tres gabinetes aéreos, un gabinete de balanzas y vortex, carretilla plástica, un dispensador de toallas de papel, tres dispensadores de jabón, dos lavaderos y una estantería.
• Un mueble blanco de madera forrado de fórmica con gavetas para guardar equipo y cristalería de laboratorio.
ANEXO 32
FODECYT 002-08 529
2. Diseño del área interior del Laboratorio de Análisis Fisicoquímico y Microbiológico –LAFYM-, ubicado en el primer nivel del edificio de la Antigua Facultad de Farmacia en la zona 1 de la ciudad de Guatemala.
Este laboratorio posee:
• Tres divisiones, dando como resultado un área blanca que se encuentra en el fondo del laboratorio, un área gris donde se encuentra la campana de flujo laminar y un área negra donde se reciben las muestras y se preparan los medios de cultivo.
Área negra:
• Ventanas dobles, para evitar el paso de microorganismos. • Una puerta de madera con vidrio que sirve de paso del área negra hacía el área
gris. • Una puerta de madera ubicada en la entrada al laboratorio. • Una mesa de trabajo en el centro del área de concreto. • Un lavamanos con ala para escurrir la cristalería.
Mesa de trabajo y preparaciónDel material a usar en el
laboratorio
Lava
man
os
y lava
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Autoclave
Gabinete de bioseguridadBLS 2
Equipo de laboratorio para análisis fisicoquímico
Equipo para análisis de aguas
Áre
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Cofia,
bata
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uan
tes
Autoclave
Refrigerador
ANEXO 32
FODECYT 002-08 530
Área gris:
• Una puerta de madera con vidrio que sirve de paso hacia esta área. • Una puerta de vidrio con marco de madera, que sirve de paso hacia el área
blanca. • Una mesa de trabajo ubicada del lado derecho de esta área de concreto donde se
realizan los análisis fisicoquímicos. • Una campana de flujo laminar ubicada del lado izquierdo del laboratorio. • Una mesa donde se encuentra el dispensador de agua desmineralizada.
Área blanca:
• Una puerta de vidrio con marco de madera que permite el ingreso y egreso. • Una mesa de trabajo ubicada del lado izquierdo que es donde se realiza el
análisis microbiológico de agua. • Una mesa en el fondo del laboratorio para el procesamiento de muestras con
mechero. • Una mesa pequeña de madera con fórmica que es donde se realiza la trituración
de los alimentos por medio del estomacher. • Un extractor de aire.
Equipo de laboratorio:
• Incubadoras, autoclaves, equipo para análisis fisicoquímico, potenciómetro, centrífuga, refrigeradoras, manifold, equipo para análisis microbiológico de agua, estomacher, autoclaves, equipo para monitoreo de aire, balanzas, vortex, lámparas U.V. y un gabinete de bioseguridad BLS 2.
Equipo de oficina:
• Una computadora de escritorio, una lap top, una impresora, archivos y un teléfono.
Mobiliario:
• Un escritorio de trabajo, un escritorio de computadora, sillas, bancos, un dispensador de toallas de papel, un dispensador de jabón, un lavadero con escurridor y lockers.
ANEXO 32
FODECYT 002-08 531
3. Diseño del área interior del Laboratorio de la Autoridad para el manejo sustentable del lago de Amatitlán, ubicado en Bárcenas, Villa Nueva.
Este laboratorio posee:
• En este laboratorio se realizó el muestreo del aire en las tres divisiones, que lo componen y son: un laboratorio de análisis fisicoquímico donde se encontraba ubicado el punto de muestreo No.1; un laboratorio de análisis microbiológico donde se encontraba ubicado el punto No.2 de monitoreo del aire interior y una sala de espera donde se ubicó el punto No. 3 de monitoreo del aire interior.
Laboratorio de análisis fisicoquímico:
• Ventanas de vidrio en el fondo del laboratorio. • Una división de pared que separa el equipo de Absorción Atómica con el área
de análisis fisicoquímico. • Una puerta de madera ubicada en la entrada al laboratorio. • Una refrigerador. • Un lavadero con área para escurrir la cristalería. • Una mesa de madera donde se colocan las muestras en frascos. • Una carretilla de metal. • Una mesa donde se encuentra ubicado el equipo de absorción atómica con su
computadora acoplado.
ANEXO 32
FODECYT 002-08 532
Laboratorio de análisis microbiológico:
• Una puerta de madera para entrar al laboratorio. • Ventanas de vidrio hacia el fondo del laboratorio. • Una mesa de concreto ubicada del lado izquierdo pegada a la pared donde
se realizan trabajos en computadora. • Un armario para guardar las batas y bolsos, ubicado al lado de la mesa de
trabajo en computadoras. • Una campana con extractor de vapores. • Una centrífuga. • Un lavadero hacia el fondo del laboratorio. • Una mesa de concreto de trabajo ubicada hacia las ventanas del laboratorio. • Una campana de flujo laminar ubicada del lado izquierdo del laboratorio. • Una mesa donde se encuentra el dispensador de agua desmineralizada. • Una puerta de madera en el fondo del laboratorio que permite el paso hacia
el área donde está ubicada la campana con flujo laminar. • Un cuarto de trabajo con microorganismos.
Sala de espera:
• Una puerta de vidrio con marco de metal que permite el ingreso y egreso. • Una mesa de madera de centro. • Cuatro sillas de metal con tela. • Plantas naturales. • Una caja de cartón para reciclaje de papel.
Equipo de laboratorio:
• Equipo para análisis fisicoquímico, centrífuga, refrigeradoras, equipo para análisis microbiológico, equipo de absorción atómica, campana con extractor de vapores e incubadora.
Mobiliario:
• Una mesita de madera con vidrio, sillas, lap tops, mesas de trabajo, lavaderos, dispensadores de jabón, un archivo de madera donde se guardan las batas y dispensador de papel.
ANEXO 32
FODECYT 002-08 533
4. Diseño del área interior del Laboratorio unificado de Química y Microbiología Sanitaria “Dra. Alba Tabarini” –EMPAGUA-, ubicado en el segundo nivel del edificio T5 en la Facultad de Ingeniería, Ciudad Universitaria zona 12, ciudad de Guatemala.
Este local posee:
Área del laboratorio de examen bacteriológico y análisis fisicoquímica:
• Una pared de ladrillo en el fondo del laboratorio y del lado del pasillo interno del edificio con ventanas de vidrio en ambas paredes.
• Dos divisiones de madera con vidrio en ambos costados del laboratorio que lo separa de las demás áreas de este local.
• El frente es de madera con vidrio al igual que la puerta de entrada. • Una unidad de aire acondicionado. • Un Higrómetro ubicado en la mesa de madera donde se encuentra el punto 2. • Tres incubadoras. • Una campana de flujo laminar. • Una mesa de madera donde se ubicó el punto de muestreo No. 2. Encima de
esta mesa se tiene un fotómetro, espectrofotómetro, potenciómetro y turbidimetro.
• Un lavadero con área para escurrir la cristalería.
ANEXO 32
FODECYT 002-08 534
• Un escritorio de madera con fórmica donde se ubico el punto No. 1 de
monitoreo del aire. • Una selladora que está ubicada sobre una mesa de madera.
Área de refrigeración:
• Un enfriador donde se almacenan los medios de cultivo preparados que se van a utilizar en los análisis microbiológicos, así como reactivos que requieren refrigeración para su almacenamiento.
• Una mesa de madera donde se ubicó el punto No. 3 de monitoreo del aire. Esta se encuentra ubicada frente a la puerta de entrada hacia el laboratorio de análisis microbiológico.
• Una mesa donde se encuentra ubicada una centrifuga.
Equipo de laboratorio:
• Un hidrómetro, un gabinete de bioseguridad BLS 2, tres incubadoras, un horno, una cámara de refrigeración y una centrífuga.
Mobiliario:
• Una unidad aire acondicionado, un escritorio, dos mesas de madera y un lavadero.
PARTE V
V.1INFORME FINANCIERO DESCRIPCIÓN DEL PRESUPUESTO Y TRANSFERENCIAS
FODECYT 002-08 535
AD-R-0013
DÉCIMA SÉPTIMA CONVOCATORIA
LINEA FODECYT
Nombre del Proyecto: Impacto de la calidad microbiológica del aire externo en el ambiente interior y en la salud del personal de cuatro laboratorios de instituciones públicas en la ciudad de Guatemala y Bárcenas, Villa Nueva.
Numero del Proyecto: 002-2008
Investigador Principal: Licda. Karin Larissa Herrera
Monto Autorizado: Q397,430.00
Plazo en meses 12 MESES
Fecha de Inicio y Finalización: 01/08/2008 al 31/07/2009
PRÓRROGA AL 31/10/2009
Grupo Renglón Nombre del Gasto Asignación Presupuestaria
TRANSFERENCIA En Ejecuciòn
Menos (-) Mas (+) Ejecutado Pendiente de
Ejecutar
1 Servicios no personales
181 Estudios, investigaciones y proyectos de factibilidad Q 115,000.00 Q 105,643.00 Q 9,357.00
181 Estudios, investigaciones y proyectos de factibilidad (Evaluación Externa de Impacto) Q 8,000.00 Q 8,000.00
121 Publicidad y propaganda Q 6,000.00 Q 4,000.00 Q 1,850.00 Q 150.00
122 Impresión, encuadernación y reproducción Q 2,000.00 Q 4,000.00 Q 6,000.00
2 MATERIALES Y SUMINISTROS
241 Papel de escritorio Q 1,200.00 Q 825.00 Q 375.00 Q -
242 Papeles comerciales, cartones y otros Q 1,300.00 Q 1,300.00 Q -
243 Productos de papel o cartón Q 1,000.00 Q 4,473.02 Q 5,473.02 Q -
244 Productos de artes gráficas Q 1,000.00 Q 125.00 Q 1,124.85 Q 0.15
249 Otros productos de papel, cartón e impresos Q 1,000.00 Q 405.00 Q 1,400.00 Q 1,979.80 Q 15.20
PARTE V
V.1INFORME FINANCIERO DESCRIPCIÓN DEL PRESUPUESTO Y TRANSFERENCIAS
FODECYT 002-08 536
261 Elementos y compuestos químicos Q 69,000.00 Q 2,125.00 Q 9,900.00 Q 76,094.99 Q 680.01
262 Combustibles y Lubricantes Q 5,500.00 Q 5,500.00 Q -
267 Tintes, pinturas y colorantes Q 4,500.00 Q 600.00 Q 4,994.15 Q 105.85
268 Productos plásticos, nylon, vinil y pvc Q 15,000.00 Q 15,000.00 Q -
269 Otros productos químicos y conexos Q 945.00 Q 945.00 Q -
272 Productos de vidrio Q 15,000.00 Q 155.55 Q 3,780.00 Q 18,624.45 Q -
283 Productos de metal Q 8,000.00 Q 8,000.00 Q -
291 Útiles de oficina Q 2,000.00 Q 138.11 Q 1,528.55 Q 333.34
292 Útiles de limpieza y productos sanitarios Q 4,000.00 Q 3,824.36 Q 2,047.60 Q 2,223.24 Q -
295 Útieles menores, médico-quirúrgicos y de laboratorio Q 15,000.00 Q 20,602.40 Q 35,601.87 Q 0.53
297 Útiles, accesorios y materiales eléctricos Q 10,000.00 Q 9,900.00 Q 100.00
3 PROPIEDAD, PLANTA, EQUIPO E INTANGIBLES
322 Equipo de oficina Q 70,000.00 Q 70,000.00 Q -
323 Equipo médico, sanitario y de laboratorio Q 70,000.00 Q 56,690.00 Q 13,310.00
324 Equipo educacional, cultural y recreativo Q 2,000.00 Q 2,000.00 Q -
329 Otras maquinarias y equipos Q 6,800.00 Q 1,300.00 Q 8,010.00 Q 90.00
GASTOS DE ADMÓN. (10%) Q 36,130.00 Q 36,130.00 Q -
Q 397,430.00 Q 121,173.02 Q121,173.02 Q 359,287.92 Q 38,142.08
MONTO AUTORIZADO Q 397,430.00
Disponibilidad Q 38,142.08
(-) EJECUTADO Q 359,287.92
SUBTOTAL Q 38,142.08
(-) CAJA CHICA Q -
TOTAL POR EJECUTAR Q 38,142.08
CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES
FODECYT 002-08 537
Actividad 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Contratación del personal
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Búsqueda y recopilación de información
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X
Gestión de cotizaciones y elaboración de solicitud de compra
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Compra de Material y equipo
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X
Implementación de métodos de análisis en el Laboratorio
X
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Preparación de material para muestreo
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X
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X
X
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X
Selección de la hora de muestreo
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Selección de los locales y áreas de muestreo
X
Tabulación de los resultados de encuestas
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Muestreos ambientales
X
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X
X
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X
Análisis de Niveles de contaminación
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X
X
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Caracterización Macroscópica de los géneros fúngicos
X
X
X
X
X
X
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X
Caracterización Microscópica de los géneros fúngicos
Caracterización microbiológica de los géneros bacterianos
Preparación de material para conservación
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X
X
X
X
X
X
X
X
CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES
FODECYT 002-08 538
Implementación de metodología de conservación de cepas
X
X
Formación de cepario de Trabajo
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X
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X
Implementación de normas de bioseguridad ambiental
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X
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X
Elaboración y distribución de trifoliar informativo
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Interpretación de resultados
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Elaboración de Informe mensual de avance del proyecto
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Elaboración de informe trimestral del proyecto
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Elaboración de informe final del proyecto
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Presentación en evento Nacional
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Presentación en evento Internacional
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Presentación de informe Final
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