indication, mÉthode et interprÉtation des analyses …

ÉCOLE NATIONALE VÉTÉRINAIRE D’ALFORT

Année 2017

INDICATION, MÉTHODE ET INTERPRÉTATION DES ANALYSES D’URINE DE 24H CHEZ LE CHAT

ÉTUDE PILOTE DE LA FAISABILITÉ D’UN RECUEIL D’URINE DE 24H CHEZ LE PROPRIÉTAIRE

THÈSE

Pour le

DOCTORAT VÉTÉRINAIRE

Présentée et soutenue publiquement devant

LA FACULTÉ DE MÉDECINE DE CRÉTEIL

le……………

par Héloïse Morgane Adélaïde ANDRY

Née le 17 mai 1991 à Massy (Essonne)

JURY

Président : Pr.

Professeur à la Faculté de Médecine de CRÉTEIL

Membres Directeur : Christelle Maurey-Guénec, Maître de conférences

Co-directeur: Ghita Benchekroun, Maître de conférences Assesseur : Fanny Storck, Maître de conférences

vlebechec

Texte tapé à la machine

31 janvier 2017

vlebechec

Texte tapé à la machine

SOUSSY

ÉCOLE NATIONALE VÉTÉRINAIRE D’ALFORT

Année 2017

INDICATION, MÉTHODE ET INTERPRÉTATION DES ANALYSES D’URINE DE 24H CHEZ LE CHAT


THÈSE

Pour le

DOCTORAT VÉTÉRINAIRE

Présentée et soutenue publiquement devant

LA FACULTÉ DE MÉDECINE DE CRÉTEIL

le……………

par Héloïse Morgane Adélaïde ANDRY

Née le 17 mai 1991 à Massy (Essonne)

JURY

Président : Pr.

Professeur à la Faculté de Médecine de CRÉTEIL

Membres Directeur : Christelle Maurey-Guénec, Maître de conférences

Co-directeur: Ghita Benchekroun, Maître de conférences Assesseur : Fanny Storck, Maître de conférences

LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT Octobre 2016

Directeur : M. le Professeur Gogny Marc Directeurs honoraires : MM. les Professeurs : Cotard Jean-Pierre, Mialot Jean-Paul, Moraillon Robert, Parodi André-Laurent, Pilet Charles, Toma Bernard.

Professeurs émérites : Mme et MM. : Bénet Jean-Jacques, Chermette René, Combrisson Hélène, Courreau Jean-François, Deputte Bertrand, Niebauer Gert, Paragon Bernard, Pouchelon Jean-Louis.

Département d’élevage et de pathologie des Équidés et des Carnivores (DEPEC)

Chef du département : Pr Grandjean Dominique - Adjoint : Pr Blot Stéphane Unité pédagogique de cardiologie - Pr Chetboul Valérie* - Dr Gkouni Vassiliki, Praticien hospitalier Unité pédagogique de clinique équine - Pr Audigé Fabrice - Dr Bertoni Lélia, Maître de conférences - Dr Bourzac Céline, Maître de conférences contractuelle - Dr Coudry Virginie, Praticien hospitalier - Pr Denoix Jean-Marie - Dr Giraudet Aude, Praticien hospitalier * - Dr Jacquet Sandrine, Praticien hospitalier - Dr Mespoulhès-Rivière Céline, Praticien hospitalier - Dr Moiroud Claire, Praticien hospitalier Unité pédagogique de médecine interne - Dr Benchekroun Ghita, Maître de conférences - Pr Blot Stéphane* - Dr Canonne-Guibert Morgane Maître de conférence contractuel - Dr Freiche-Legros Valérie, Praticien hospitalier - Dr Maurey-Guénec Christelle, Maître de conférences

Discipline : imagerie médicale - Dr Stambouli Fouzia, Praticien hospitalier

Unité pédagogique de médecine de l’élevage et du sport - Dr Cléro Delphine, Maître de conférences - Dr Fontbonne Alain, Maître de conférences - Pr Grandjean Dominique* - Dr Maenhoudt Cindy, Praticien hospitalier - Dr Nudelmann Nicolas, Maître de conférences Unité pédagogique de pathologie chirurgicale - Pr Fayolle Pascal - Dr Mailhac Jean-Marie, Maître de conférences - Dr Manassero Mathieu, Maître de conférences - Pr Moissonnier Pierre - Pr Viateau-Duval Véronique* Discipline : anesthésie, réanimation, urgences, soins intensifs - Dr Zilberstein Luca, Maître de conférences Discipline : ophtalmologie - Dr Chahory Sabine, Maître de conférences Discipline : nouveaux animaux de compagnie - Dr Pignon Charly, Praticien hospitalier

Département des Productions Animales et de la Santé Publique (DPASP) Chef du département : Pr Millemann Yves - Adjoint : Pr Dufour Barbara

Unité pédagogique d’hygiène, qualité et sécurité des aliments - Pr Augustin Jean-Christophe - Dr Bolnot François, Maître de conférences * - Pr Carlier Vincent

Unité pédagogique de maladies règlementées, zoonoses et épidémiologie - Pr Dufour Barbara* - Pr Haddad/Hoang-Xuan Nadia - Dr Praud Anne, Maître de conférences - Dr Rivière Julie, Maître de conférences

Unité pédagogique de pathologie des animaux de production - Pr Adjou Karim* - Dr Belbis Guillaume, Maître de conférences - Pr Millemann Yves - Dr Ravary-Plumioën Bérangère, Maître de conférences - Dr Plassard Vincent, Praticien hospitalier

Unité pédagogique de reproduction animale - Dr Constant Fabienne, Maître de conférences* - Dr Desbois Christophe, Maître de conférences (rattaché au DEPEC) - Dr El Bay Sarah, Praticien hospitalier - Dr Mauffré Vincent, Assistant d’enseignement et de recherche contractuel Unité pédagogique de zootechnie, économie rurale - Dr Arné Pascal, Maître de conférences - Pr Bossé Philippe* - Dr De Paula Reis Alline, Maître de conférences - Pr Grimard-Ballif Bénédicte - Dr Leroy-Barassin Isabelle, Maître de conférences - Pr Ponter Andrew - Dr Wolgust Valérie, Praticien hospitalier

Département des sciences biologiques et pharmaceutiques (DSBP) Chef du département : Pr Chateau Henry - Adjoint : Dr Pilot-Storck Fanny

Unité pédagogique d’anatomie des animaux domestiques - Pr Chateau Henry - Pr Crevier-Denoix Nathalie - Pr Degueurce Christophe - Pr Robert Céline* Unité pédagogique de bactériologie, immunologie, virologie - Pr Boulouis Henri-Jean* - Pr Eloit Marc - Dr Le Poder Sophie, Maître de conférences - Dr Le Roux Delphine, Maître de conférences - Pr Quintin-Colonna Françoise Unité pédagogique de biochimie - Pr Bellier Sylvain* - Dr Lagrange Isabelle, Praticien hospitalier - Dr Michaux Jean-Michel, Maître de conférences Discipline : éducation physique et sportive - M. Philips Pascal, Professeur certifié Unité pédagogique d’histologie, anatomie pathologique - Dr Cordonnier-Lefort Nathalie, Maître de conférences - Pr Fontaine Jean-Jacques* - Dr Laloy Eve, Maître de conférences - Dr Reyes-Gomez Edouard, Maître de conférences

Unité pédagogique de management, communication, outils scientifiques - Mme Conan Muriel, Professeur certifié (Anglais) - Dr Desquilbet Loïc, Maître de conférences (Biostatistique, Epidémiologie) * - Dr Fournel Christelle, Maître de conférences contractuelle (Gestion et management) Unité de parasitologie, maladies parasitaires, dermatologie - Dr Blaga Radu, Maître de conférences (rattaché au DPASP) - Dr Cochet-Faivre Noëlle, Praticien hospitalier (rattachée au DEPEC) - Dr Darmon Céline, Maître de conférences contractuelle (rattachée au DEPEC) - Pr Guillot Jacques* - Dr Polack Bruno, Maître de conférences - Dr Risco-Castillo Véronica, Maître de conférences Unité pédagogique de pharmacie et toxicologie - Pr Enriquez Brigitte, - Dr Perrot Sébastien, Maître de conférences * - Pr Tissier Renaud Unité pédagogique de physiologie, éthologie, génétique - Dr Chevallier Lucie, Maître de conférences (Génétique) - Dr Crépeaux Guillemette, Maître de conférences (Physiologie, Pharmacologie) - Dr Gilbert Caroline, Maître de conférences (Ethologie) - Pr Panthier Jean-Jacques (Génétique) - Dr Pilot-Storck Fanny, Maître de conférences (Physiologie, Pharmacologie) - Pr Tiret Laurent, (Physiologie, Pharmacologie) *

* responsable d’unité pédagogique

REMERCIEMENT

Je remercie le Professeur de la Faculté de Médecine de Créteil pour m’avoir fait l’honneur d’accepter la

présidence du jury de thèse.

Je remercie évidemment le Dr Christelle Maurey et le Dr Ghita Benchekroun pour la confiance qu’elles

m’ont accordée, le temps qu’elles ont investi dans cette étude et leurs précieux conseils.

Je voudrais également remercier le Dr Fanny Storck, notamment pour son aide dans la réalisation de

l’étude pilote. Merci de son engagement et de son efficacité.

Je tiens à remercier toute l’équipe du laboratoire de génétique de l’ENVA. Leur disponibilité pour

m’expliquer le fonctionnement du matériel et répondre à mes questions était une aide précieuse.

J’aimerais remercier tous les étudiants et leurs chats respectifs pour leur participation à l’étude pilote de la

thèse : Alexis et Laszlo, Charlotte et Fuchi, Julie et Tchi, Sophie et Isseho, Marie et Maki, Juliette et

Milka, Anne-Sophie et Evin, Alexandra et Curly, Juliette et Hazel, Laetitia et Topaze.

Un grand merci également à toutes les personnes de mon entourage qui m’ont aidée à concrétiser ce

projet,

A mes parents, qui m’ont permis d’arriver jusque là et qui m’ont toujours soutenu dans tous mes projets.

Avec mon infinie reconnaissance et toute mon affection.

A mon frère et ma sœur qui m’ont toujours aidé et remonté le moral, même du bout du monde.

A mes grands-parents qui ont toujours cru en moi.

A mes chères CDLC avec qui j’ai passé des années inoubliables. Merci pour tous ces fous rires, ces

soirées, ces souvenirs… J’espère que nos retrouvailles seront nombreuses !!

A ma poulotte toujours pleine d’entrain et de bonnes idées pour me motiver, aux poulots du groupe 8

pour tous ces bons moments passés ensembles.

Au Pink Peppers pour toutes ces folles répétitions et ces concerts mémorables.

1

TABLE DES MATIÈRES

LISTE DES FIGURES................................................................................................................................4 LISTE DES TABLEAUX ...........................................................................................................................5

LISTE DES ANNEXES ..............................................................................................................................6 INTRODUCTION .......................................................................................................................................7

PREMIERE PARTIE : INDICATIONS, METHODES ET INTERPRETATIONS DES ANALYSES URINAIRES CHEZ LE CHAT.........................................................................................................................................................9

I. Préambule : Rappels sur la formation et la composition de l’urine...........................................11 1. Formation de l’urine .....................................................................................................................11 2. Composition urinaire ....................................................................................................................12

2.1. Les composés organiques .......................................................................................................13 2.2. Les composés inorganiques....................................................................................................13

II. Indications de l’analyse urinaire en pratique vétérinaire..........................................................14 1. Analyse physico-chimique............................................................................................................14

1.1. Paramètres physiques .............................................................................................................14 1.1.1. Le volume urinaire ...........................................................................................................14 1.1.2. La couleur de l’urine........................................................................................................16 1.1.3. La transparence de l’urine................................................................................................17 1.1.4. L’odeur de l’urine ............................................................................................................17 1.1.5. La densité urinaire............................................................................................................17

1.2. Analyse biochimique ..............................................................................................................22 1.2.1. pH urinaire .......................................................................................................................22 1.2.2. Glucose ............................................................................................................................23 1.2.3. Corps cétoniques..............................................................................................................25 1.2.4. Hématies, hémoglobine et myoglobine............................................................................27 1.2.5. Protéinurie........................................................................................................................29 1.2.6. Bilirubine .........................................................................................................................33 1.2.7. Urobilinogène ..................................................................................................................34 1.2.8. Leucocytes .......................................................................................................................35 1.2.9. Nitrites..............................................................................................................................35

2. Analyse quantitative des paramètres urinaires .............................................................................36 2.1. Protéinurie ..............................................................................................................................36

2.1.1. Méthodes de mesure quantitative de la protéinurie .........................................................36 2.1.2. Microalbuminurie ............................................................................................................37

2.2. Aminoacidurie ........................................................................................................................39 2.3. Fraction d’excrétion................................................................................................................40 2.4. Dosages hormonaux ...............................................................................................................42

2.4.1. Le cortisol ........................................................................................................................42 2.4.2. L’aldostérone ...................................................................................................................44 2.4.3. Les catécholamines ..........................................................................................................45

3. Examen microscopique du sédiment urinaire...............................................................................47 3.1. Indications ..............................................................................................................................47 3.2. Méthode pour l’examen du sédiment urinaire........................................................................47

3.2.1. Préparation de l’échantillon .............................................................................................47 3.2.2. Examen au microscope ....................................................................................................48

3.3. Interprétation ..........................................................................................................................48 3.3.1. Hématies ..........................................................................................................................48

2

3.3.2. Leucocytes .......................................................................................................................49 3.3.3. Cellules épithéliales .........................................................................................................50 3.3.4. Cylindres ..........................................................................................................................51 3.3.5. Bactéries...........................................................................................................................53 3.3.6. Levures et champignons filamenteux ..............................................................................53 3.3.7. Parasites ...........................................................................................................................53 3.3.8. Spermatozoïdes ................................................................................................................54 3.3.9. Lipidurie...........................................................................................................................54 3.3.10. Cristaux ..........................................................................................................................54

III. Prélèvements d’urine ponctuels et techniques de conservation des échantillons ...................58 1. Prélèvement ponctuel....................................................................................................................58

1.1. Miction spontanée ..................................................................................................................58 1.2. Taxis externe ..........................................................................................................................59 1.3. Sondage urinaire.....................................................................................................................59 1.4. Cystocenthèse .........................................................................................................................60

2. Techniques de conservation d’échantillons et leurs impacts sur la composition urinaire............61 2.1. Variations de la composition d’une urine non conservée.......................................................61 2.2. Réfrigération...........................................................................................................................62 2.3. Congélation.............................................................................................................................62 2.4. Acidification ...........................................................................................................................62 2.5. Autres conservateurs usuels ...................................................................................................63

IV. Indications, méthodes et pertinence des analyses urinaires sur 24h........................................64 1. Les limites d’un prélèvement ponctuel.........................................................................................64

1.1. Les rythmes biologiques responsables des variations de composition et de volume urinaire64 1.2. Les variations des concentrations hormonales au cours de la journée ...................................65

1.2.1. Variation du cortisol ........................................................................................................65 1.2.2. Variation de l’aldostérone et de l’angiotensine II............................................................66

1.3. Comparaisons entre des échantillons d’urine prélevés à divers moments de la journée........66 1.3.1. Impact sur le volume et la densité urinaire ......................................................................66 1.3.2. Impact sur la protéinurie ..................................................................................................67 1.3.3. Impact sur la glycosurie ...................................................................................................67 1.3.4. Impact sur l’examen du sédiment urinaire.......................................................................67

1.4. Les limites du rapport protéines/créatinine urinaire comme alternative à la protéinurie sur 24h... ................................................................................................................................................67

2. Paramètres ayant un impact sur le volume et la composition de l’urine recueillie sur 24h .........69 2.1. Age .........................................................................................................................................69 2.2. Poids vifs ................................................................................................................................69 2.3. Sexe et stérilisation.................................................................................................................69 2.4. Consommation d’eau..............................................................................................................70 2.5. Alimentation ...........................................................................................................................71

2.5.1. Influence du sodium.........................................................................................................71 2.5.1. Influence de l’apport protéique........................................................................................71 2.5.2. Influence de l’humidité ....................................................................................................72

2.6. Conditions environnementales ...............................................................................................72 2.7. Activité physique de l’animal.................................................................................................72

3. Analyses urinaires réalisées sur un recueil d’urine sur 24h..........................................................73 3.1. Capacité de concentration.......................................................................................................73 3.2. Débit de filtration glomérulaire ..............................................................................................74

3.2.1. Indications........................................................................................................................74 3.2.2. Méthodes de mesure ........................................................................................................74 3.2.3. Interprétation....................................................................................................................74

3.3. Protéinurie ..............................................................................................................................75 3.4. Supersaturation relative ..........................................................................................................76

3.4.1. Indications........................................................................................................................76

3

3.4.2. Méthode de mesure ..........................................................................................................76 3.4.3. Interprétation....................................................................................................................78

3.5. Concentration en électrolytes .................................................................................................79 3.6. Concentration hormonale .......................................................................................................80

4. Les techniques de prélèvement adaptées au recueil d’urine sur 24h ............................................80 4.1. Sondage urinaire à demeure ...................................................................................................81 4.2. Cage à métabolisme................................................................................................................81 4.3. Autres alternatives ..................................................................................................................82

DEUXIEME PARTIE : ETUDE PILOTE SUR LA FAISABILITE DU RECUEIL D’URINE DE CHAT SUR 24H CHEZ LE PROPRIETAIRE........................................................................................................................................85

I. Contexte scientifique.......................................................................................................................87 II. Objectifs..........................................................................................................................................87 III. Matériel et méthodes....................................................................................................................87

1. Population d’étude ........................................................................................................................87 1.1. Critères d’inclusion ................................................................................................................87 1.2. Critères d’exclusion................................................................................................................88

2. Dispositif utilisé pour le recueil d’urine .......................................................................................88 3. Validation du dispositif de recueil ................................................................................................88 4. Matériel de mesure .......................................................................................................................89 5. Protocole .......................................................................................................................................89

5.1. Déroulement du recueil d’urine..............................................................................................89 5.2. Stockage et récolte des urines.................................................................................................89 5.3. Paramètres urinaires étudiés ...................................................................................................89 5.4. Questionnaire d’évaluation de la faisabilité du recueil ..........................................................90

6. Statistiques....................................................................................................................................90 IV. Résultats ........................................................................................................................................91

1. Sujets d’étude................................................................................................................................91 2. Validation du dispositif de recueil ................................................................................................92 3. Recueil et analyse urinaire............................................................................................................93

3.1. Volume urinaire......................................................................................................................93 3.2. pH urinaire..............................................................................................................................96 3.3. Densité urinaire ......................................................................................................................99 3.4. Bandelette urinaire................................................................................................................101 3.5. Supersaturation relative ........................................................................................................101 3.6. Horaires de mictions.............................................................................................................103

4. Etude de la faisabilité..................................................................................................................104 V. Discussion .....................................................................................................................................104

1. Faisabilité du recueil pour le propriétaire......................................................................................104 2. Paramètres étudiés ......................................................................................................................105 2.1. Volumes urinaires ....................................................................................................................106 2.2. pH.............................................................................................................................................106 2.3. Densité urinaire ........................................................................................................................107 2.4. Bandelette urinaire ...................................................................................................................107 2.5. Supersaturation relative ...........................................................................................................107

CONCLUSION........................................................................................................................................109

ANNEXE ..................................................................................................................................................111 BIBLIOGRAPHIE ..................................................................................................................................113

4

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Vascularisation glomérulaire ......................................................................................................11

Figure 2 : Mouvements d'eau et de solutés dans un néphron lors de la formation de l'urine......................12

Figure 3 : Réaction enzymatique permettant la détection de glucose sur les bandelettes urinaire .............23

Figure 4 : Hématies x40 dans un culot urinaire...........................................................................................48

Figure 5 : Leucocytes, hématies et bactéries x40 dans un culot urinaire ....................................................49

Figure 6 : Différents types de cellules épithéliales x40 dans un culot urinaire...........................................50

Figure 7 : Principaux cylindres urinaires x20 dans un culot urinaire..........................................................52

Figure 8 : Cristaux de struvites ...................................................................................................................56

Figure 9 : Cristaux d'oxalates de calcium ...................................................................................................57

Figure 10 : Cystocenthèse échoguidée ........................................................................................................60

Figure 11 : Prélèvement d'urine par cystocenthèse .....................................................................................60

Figure 12 : Principe de saturation relative (mesure de la supersaturation relative ou RSS) .......................78

Figure 13 : Dispositif utilisé pour le recueil d'urine....................................................................................88

Figure 14 : Evolution de la température du liquide dans le dispositif de recueil ........................................92

Figure 15 : Volume urinaire recueilli à J1, J2 et J3.....................................................................................94

Figure 16 : Différences de volume urinaires entre J1, J2 et J3....................................................................95

Figure 17 : pH urinaires mesurés à J1, J2 et J3 ...........................................................................................97

Figure 18 : Différences de pH urinaires entre J1, J2 et J3...........................................................................98

Figure 19 : Densités urinaires mesurées à J1, J2 et J3...............................................................................100

Figure 20 : Différence de densité urinaire entre J1, J2 et J3 .....................................................................101

5

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Principales colorations de l'urine et leurs causes......................................................................16

Tableau 2 : Différentes causes d’hyposthénurie .........................................................................................21

Tableau 3 : Causes de glycosurie ................................................................................................................24

Tableau 4 : Causes de cétonurie ..................................................................................................................26

Tableau 5 : Causes d'hématurie, de myobloginurie et d'hémoglobinurie....................................................28

Tableau 6 : Causes de protéinurie selon leur localisation ...........................................................................32

Tableau 7 : Interprétation du rapport créatinine/protéine urinaire (RCPU) ................................................36

Tableau 8 : Valeurs de référence des fractions d'excrétion des principaux ions chez le chat .....................41

Tableau 9 : Comparaison de l'incidence et des facteurs de prédisposition pour la formation des calculs de

struvites et d’oxalates de calcium .......................................................................................................57

Tableau 10 : Liste des chats participant à l'étude ........................................................................................91

Tableau 11 : Résultats des examens échographiques et cliniques...............................................................92

Tableau 13 : Indicateurs du volume urinaire recueilli à J1, J2 et J3 ...........................................................93

Tableau 12 : Volume urinaire recueilli à J1, J2 et J3 ..................................................................................93

Tableau 14 : Différences entre les volumes urinaires entre J1, J2 et J3......................................................94

Tableau 15 : Indicateurs des différences de volumes urinaire de J1, J2 et J3 .............................................95

Tableau 16 : pH urinaires mesurés à J1, J2, J3 et sur l’ensemble J1+J2+J3 ...............................................96

Tableau 17 : Indicateurs du pH urinaire à J1, J2 et J3.................................................................................96

Tableau 18 : Différences de pH urinaire entre J1, J2 et J3..........................................................................97

Tableau 19 : Indicateurs des différences de pH urinaires entre J1, J2 et J3 ................................................98

Tableau 20 : Densités urinaires mesurées à J1, J2 et J3 ..............................................................................99

Tableau 21 : Indicateurs de la densité urinaire à J1, J2 et J3.......................................................................99

Tableau 22 : Différences de densité urinaire entre J1, J2 et J3 .................................................................100

Tableau 23 : Indicateurs des différences de densité urinaire entre J1, J2 et J3 .........................................100

Tableau 24 : Mesures de l’excrétion urinaire ionique (mmol/l) dans les urines et supersaturation relative

vis-à-vis des oxalates de calcium et des struvites..............................................................................102

Tableau 25 : Délai entre la mise en place de la litière et sa première utilisation, délai entre les mictions103

6

LISTE DES ANNEXES

Annexe : Questionnaire pour évaluer la faisabilité du recueil d'urine par les propriétaires......................111

7

INTRODUCTION

Les analyses urinaires représentent un outil diagnostique incontournable en médecine vétérinaire. Une

analyse urinaire permet notamment de compléter l’évaluation de l’état d’hydratation du patient, de sa

fonction rénale et du tractus urinaire. Elle permet également de s’orienter vers d’autres affections non

urinaires telles qu’un diabète, une affection hépatique, ou une dysendocrinie.

Les analyses urinaires comportent différentes étapes : examen physique, biochimique, cytologique ou

bactériologique. Il existe différentes méthodes pour prélever de l’urine en vue d’une analyse, chacune

présente des avantages et des inconvénients selon les paramètres à évaluer. D’autre part, le prélèvement

d’un échantillon d’urine peut être ponctuel ou effectué sur une durée de temps déterminée.

Pour quantifier les substances exogènes ou les substances endogènes ayant un taux d’excrétion constant

au cours de la journée, une analyse sur un prélèvement ponctuel est satisfaisante. Toutefois, l’excrétion de

la plupart des substances endogènes est influencée par des rythmes biologiques qui entrainent des

variations de concentrations notables au cours de la journée. Ainsi, pour quantifier les substances

endogènes, une analyse sur un prélèvement d’urine de 24h est souvent préférable.

Cependant, à l’heure actuelle les prélèvements d’urine sur 24h sont rarement effectués en pratique

courante. Leur réalisation est trop contraignante pour les animaux et leurs propriétaires. Le recueil d’urine

au cours d’une hospitalisation peut par ailleurs engendrer des biais dus au stress de l’animal. Ainsi, nous

nous sommes intéressés à développer une méthode de recueil d’urine sur 24h chez le propriétaire pour

améliorer la faisabilité du recueil et réduire les biais des résultats.

Dans un premier temps, notre travail s’attachera à rappeler les mécanismes de formation de l’urine et sa

composition. Puis, nous développerons les différentes indications des analyses urinaires chez le chat, les

techniques de prélèvement ainsi que de conservation de l’urine. Nous discuterons ensuite de l’intérêt des

analyses urinaires effectuées à partir d’échantillons de 24h. Enfin, nous étudierons la faisabilité du recueil

d’urine sur 24h chez le propriétaire au travers d’une étude pilote.

9

PREMIERE PARTIE : INDICATIONS,

METHODES ET INTERPRETATIONS DES

ANALYSES URINAIRES CHEZ LE CHAT

11

I. Préambule : Rappels sur la formation et la composition de l’urine

1. Formation de l’urine

Chaque rein contient des centaines de milliers de néphrons. Un néphron se décompose en plusieurs

parties : le glomérule, le tubule contourné proximal, l’anse de Henlé avec une branche descendante et

ascendante, le tubule contourné distal et le tube collecteur.

L’urine est d’abord un ultrafiltrat formé lors de la filtration glomérulaire. Elle est ensuite remaniée dans

les tubules via des phénomènes de sécrétions et de réabsorptions (Sink et Weinstein, 2012).

Le sang arrive jusqu’au glomérule par l’artériole afférente puis repart avec l’artériole efférente (Figure 1)

(Combrisson, 2011). Il est alors filtré par la barrière de filtration glomérulaire et les globules blancs, les

globules rouges, les plaquettes et les protéines de poids moléculaire supérieur à 69 kDa ne traversent pas

le filtre glomérulaire.

La filtration glomérulaire est un processus passif, elle dépend du volume sanguin et de la pression

sanguine. La concentration en créatinine, urée, acides aminés, glucose, bicarbonate et électrolytes ainsi

que la densité et l’osmolalité sont similaires dans le plasma et dans le filtrat glomérulaire (Watson, 1998).

Le débit de filtration glomérulaire peut être affecté par de nombreux facteurs comme la volémie du

patient, le nombre de néphrons fonctionnels et le débit cardiaque (Stockham et Scott, 2008).

La sécrétion et la réabsorption dans les tubules impliquent des mécanismes passifs et actifs différents

selon les segments des tubules (Figure 2). L’eau et les solutés demeurant dans le fluide tubulaire sont

excrétés dans l’urine. Dans le tubule proximal, la majorité de l’eau et des solutés sont réabsorbés. Le

sodium est activement réabsorbé et l’eau suit passivement. Les acides aminés, le glucose, le phosphate, le

chlorure, le potassium et le bicarbonate sont également réabsorbés dans le tubule proximal.

F= quantité de soluté filtrée R= quantité de soluté réabsorbée S=quantité de soluté sécrétée E=quantité de soluté excrétée

Figure 1 : Vascularisation glomérulaire (Combrisson, 2011)

12

Au niveau de la branche descendante de l’anse de Henlé, de l’eau est réabsorbée, ce qui entraine une

augmentation de l’osmolalité du filtrat. La branche descendante de l’anse de Henlé est perméable à l’eau

mais imperméable aux électrolytes. A l’opposé, la branche ascendante est perméable à l’urée et aux

électrolytes (surtout au potassium, sodium et chlorure) et imperméable à l’eau. Le sodium et le chlorure

sont réabsorbés passivement puis activement (Sink et Weinstein, 2012).

Dans le tubule distal, le sodium et le chlorure peuvent être réabsorbés sous l’influence de l’hormone

antidiurétique (ADH) et l’aldostérone.

Dans le tube collecteur, de l’eau peut être réabsorbée seulement en présence d’ADH. La majorité de l’eau

est absorbée dans le tubule proximal mais le volume final et la densité de l’urine sont déterminés par la

potentielle réabsorption d’eau au niveau du tube collecteur. En l’absence d’ADH, l’urine produite est

diluée par rapport au plasma.

2. Composition urinaire

Durant la formation d’urine, certains solutés sont conservés et d’autres sont éliminés. L’urine contient

donc des substances organiques et non organiques solubles en nombre et en quantité variable, éliminées

par le rein, pour maintenir l’homéostasie. L’urine contient également des substances qui inhibent la

formation de lithiases (comme la mucoprotéine de Tamm Horsfall), l’agrégation de cristaux (comme la

néphrocalcine), et luttent contre les infections urinaires bactériennes (comme les immunoglobulines A).

Si l’urine est éliminée par les voies naturelles, elle peut contenir des substances supplémentaires qui ne

sont pas présentes dans l’urine juste après sa formation, telles que des hématies, des leucocytes, des

cellules tubulaires, transitionnelles et épithéliales squameuses, des cylindres hyalins ou granuleux, des

cristaux, des bactéries, des spermatozoïdes ou des gouttelettes de graisse (Osborne et Stevens, 1999). En

cas de néphropathie ou d’affection du bas appareil urinaire, la composition de l’urine peut être modifiée.

Figure 2 : Mouvements d'eau et de solutés dans un néphron lors de la formation de l'urine (Osborne et Stevens, 1999)

L’osmolarité urinaire est exprimée en mmol/L

13

L’urine normale est composée d’environ 95% d’eau et 5% de solutés dont l’urée, la créatinine, le

potassium, l’ammonium, le sodium, le chlore, le calcium et le phosphate (Sink et Weinstein, 2012).

2.1. Les composés organiques

Les principaux composés organiques de l’urine sont l’urée, la créatinine, l’acide urique, et quelques

mucoprotéines et immunoglobulines.

L’urée représente 2% des composés organiques de l’urine et constitue le produit terminal du catabolisme

protéique. La créatinine, produite à partir de la créatinine musculaire représente 0,1% des composés

organiques. L’acide urique représente 0,03% des composés organiques, il est issu du catabolisme des

acides nucléiques (ARN, ADN) (Chew et DiBartola, 1987).

Les protéines de poids moléculaire supérieur à 69 kDa ou possédant une charge négative comme

l’albumine ne passent pas la barrière de filtration glomérulaire. Les protéines de faible poids moléculaire

sont réabsorbées au niveau des tubules proximaux. L’urine d’un animal sain ne contient ainsi que de très

faibles quantités de protéines. Par ailleurs, des protéines sont sécrétées par les tubules rénaux comme des

immunoglobulines ou des mucoprotéines de Tamm-Horsfall (Sink et Weinstein, 2012). La présence

excessive de protéines dans les urines, appelée protéinurie, nécessite des investigations particulières que

nous développerons ultérieurement.

Une petite quantité d’urobilinogène est réabsorbée et excrétée dans les urines. Cependant, la quantité

d’urobilinogène normalement présente dans les urines est très faible et l’intérêt de l’interprétation de ce

paramètre est limité en médecine vétérinaire (Reine et Langston, 2005).

Il est anormal de retrouver du glucose, des corps cétoniques, des hématies, de l’hémoglobine ou des

leucocytes dans l’urine d’un animal sain.

2.2. Les composés inorganiques

Les principaux composés inorganiques sont des minéraux excrétés par les tubules rénaux lors de la

formation de l’urine. Leur quantité peut être variable dans l’urine selon la composition de la ration de

l’animal. En moyenne, pour un animal sans anomalie clinique, l’urine de 24h contient principalement du

sodium (0 à 3,7 mEq/kg), du chlore (0 à 3,4 mEq/kg), du potassium (0 à 3,1 mEq/kg), du phosphate (0 à

60 mg/kg), du calcium (0 à 1,4 mg/kg) et du magnésium (Chew et DiBartola, 1987).

L’urine d’un animal sain contient des nitrates qui proviennent de l’alimentation. Les nitrites sont la forme

réduite des nitrates et ne sont normalement pas présents dans l’urine. Ils sont produits par des bactéries et

leur présence dans l’urine peut donc suggérer une bactériurie (Osborne et Stevens, 1999).

14

II. Indications de l’analyse urinaire en pratique vétérinaire

L’analyse des paramètres physiques et biochimiques de l’urine est une pratique courante en médecine

vétérinaire. Ce sont des analyses rapides, réalisables avec du matériel abordable et pertinentes pour le

dépistage d’anomalies en routine.

1. Analyse physico-chimique

1.1.Paramètres physiques

1.1.1. Le volume urinaire

a) Indications

La mesure du volume urinaire produit en 24h permet de confirmer une polyurie ou une oligurie rapportée

ou non par le propriétaire, évaluer la quantité de substances excrétées dans l’urine, estimer la perfusion

rénale des patients en choc et quantifier les déficits et les excédents hydriques au cours d’une

fluidothérapie (Osborne et Stevens, 1999).

b) Méthode de mesure

Le volume urinaire comprend toute l’urine produite en 24h. En dehors d’un contexte critique, le recueil

d’urine sur une longue période ou une période de 24h s’effectue grâce à une cage à métabolisme (Sink et

Weinstein, 2012). Cette technique de recueil sera développée ultérieurement.

La vessie de l’animal est vidangée par sondage urinaire au début du recueil, l’urine prélevée est jetée.

Après un intervalle connu durant lequel l’urine a été conservée, la vessie est vidangée à nouveau et l’urine

conservée. Toute l’urine recueillie est rassemblée et homogénéisée et son volume peut alors être mesuré.

Cette formule permet d’extrapoler le volume produit sur 24h (Osborne et Stevens, 1999) :

Intervalle de temps véritable du recueil (min) x volume urinaire (ml) /14440 (min/24h) = volume produit

sur 24h (ml)

15

c) Interprétation

Un chat produit en moyenne 28 ml par kilogramme de poids vif quotidiennement (Osborne et Stevens,

1999). Toutefois le volume urinaire est très dépendant de nombreux facteurs que nous développerons

ultérieurement.

Un animal présente une polyurie lorsqu’il produit une trop grande quantité d’urine. Un volume urinaire

supérieur à 40ml/kg/j pour un chat est compatible avec une polyurie (Osborne et Stevens, 1999). Il est

parfois difficile pour les propriétaires de faire la distinction entre polyurie et pollakiurie. Une pollakiurie

implique plus souvent une affection du bas appareil urinaire alors qu’une polyurie implique généralement

une affection rénale ou un trouble métabolique (diabète insipide, diabète sucré, syndrome de Cushing…)

(Reine et Langston, 2005).

La polyurie n’est pas toujours pathologique. Celle-ci peut être un phénomène physiologique ou

compensatoire lié à une consommation trop importante d’eau par exemple. Pour vérifier que la polyurie

présentée par un animal est physiologique, un test de restriction hydrique peut être effectué. Ce test

consiste à priver progressivement l’animal d’eau pendant trois jours puis à mesurer régulièrement sa

densité urinaire pendant 40h. Si l’animal arrive à concentrer ses urines en réponse à la privation hydrique

(Du>1,030) sa polyurie est physiologique ou compensatrice.

Les polyuries pathologiques avec une densité urinaire inférieure à celle du filtrat glomérulaire, dite

hyposthénurique, peuvent être causées par une insuffisance d’ADH (diabète insipide central), une réponse

absente ou diminuée des tubules rénaux face à une quantité normale d’ADH (diabète insipide

néphrogénique) ou une polydipsie psychogène. Les polyuries pathologiques avec une densité urinaire

égale ou supérieure à celle du filtrat glomérulaire peuvent être causées par une excrétion trop importante

d’une substance dissoute par rapport à la capacité de résorption des tubules rénaux (comme le glucose

lors de diabète sucré), une insuffisance rénale primitive provoquant la diminution de la réabsorption

tubulaire d’un soluté, une concentration médullaire réduite d’un soluté (comme l’urée dans le cas d’un

shunt porto-systémique) (Osborne et Stevens, 1999).

Une polyurie peut aussi avoir une origine iatrogène, par exemple lors de fluidothérapie ou suite à

l’administration de diurétiques.

Une oligurie se définit au contraire comme une diminution de la formation d’urine et une diminution de

l’élimination d’urine. Une oligurie physiologique peut être causée par une insuffisance pré-rénale souvent

liée à une diminution de la perfusion rénale. Elle a alors un rôle compensateur.

16

Une oligurie pathologique peut être observée lors de la phase débutante d’une insuffisance rénale aiguë

due à une affection ischémique généralisée ou tubulaire néphrotoxique (Osborne et Stevens, 1999). Une

atteinte du bas appareil urinaire peut également être à l’origine d’une oligurie.

En cas d’absence de production d’urine on parle d’anurie.

1.1.2. La couleur de l’urine

L’examen de la couleur des urines se fait dans un récipient transparent, à la lumière et devant un fond

blanc.

L’urine normale présente une coloration jaune translucide. Cette coloration est surtout due à l’excrétion

rénale d’urochrome plasmatique (Osborne et Stevens, 1999). En cas d’anomalie, la couleur de l’urine

peut varier de jaune très clair à une coloration ambrée foncée, voire noire. La plupart du temps, l’urine

peu concentrée est très claire et l’urine très concentrée assez foncée. Cependant, il ne faut pas utiliser la

coloration de l’urine au détriment de la densité urinaire comme seul indicateur de la concentration

urinaire (Reine et Langston, 2005).

Une coloration urinaire anormale peut être due au régime alimentaire, au degré de concentration urinaire,

à une prise médicamenteuse, à l’environnement de l’animal ou à une affection (Tableau 1).

Tableau 1 : Principales colorations de l'urine et leurs causes (Ben-Erza et al., 2007 ; Gregory, 2003 ; Stockham et Scott,

2008)

Couleur de l’urine Différentes causes possibles

Translucide à jaune

pâle

Faible concentration, dilution

Jaune foncée à

orange

Forte concentration, bilirubinurie

Brune Bilirubinurie

Jaune verdâtre Biliverdine, oxydation de bilirubine

Rouge Hématurie, hémoglobinurie, myoglobinurie

Noire Méthémoglobinurie

Pourpre Porphyrinurie

Bleue à verdâtre Elimination urinaire de méthocarbamol, de bleu de méthylène,

ou d’amitriptyline

17

1.1.3. La transparence de l’urine

L’urine normale doit être transparente. En cas d’opacité ou de turbidité, il faut poursuivre les analyses, un

examen microscopique est souvent recommandé.

Il est important de prendre en compte le pH ou des éventuelles modifications de température qui peuvent

être à l’origine de la turbidité. La cause principale de turbidité urinaire, excepté la contamination de

l’échantillon, est la formation de cristaux (Reine et Langston, 2005). Moins fréquemment, les hématies,

les leucocytes ou les cellules épithéliales, les bactéries, les levures ou les gouttelettes lipidiques peuvent

aussi être à l’origine d’une turbidité de l’urine (Osborne et Stevens, 1999).

1.1.4. L’odeur de l’urine

L’odeur de l’urine peut être utilisée comme un indicateur de la nécessité de poursuivre les analyses mais

n’a pas de signification diagnostique spécifique.

Une urine tout juste excrétée présentant une odeur d’ammoniac suggère une infection urinaire par des

bactéries productrices d’uréases. Une cétonurie peut également être détectée grâce à une odeur sucrée ou

fruitée mais la fiabilité de ce diagnostic est très faible (Osborne et Stevens, 1999).

1.1.5. La densité urinaire

a) Définition

La densité urinaire est le ratio du poids d’un volume donné d’urine sur le poids d’un même volume d’eau

pure à la même température (Watson, 1998). La densité donne une indication sur la concentration des

urines effectuée par le rein. Toutefois, le poids moléculaire de chaque substance a une influence sur la

densité donc celle-ci ne dépend pas seulement du nombre de particules présentes mais également de la

nature de ces particules. Pour deux solutions ayant le même nombre de particules dissoutes mais de

nature différente la densité ne sera pas la même. Ainsi la densité et la concentration totale des substances

dissoutes ne sont pas nécessairement équivalentes (Osborne et Stevens, 1999).

Il existe aussi d’autres indicateurs de la concentration urinaire plus précis : l’osmolarité et l’osmolalité.

L’osmolarité se définit comme le nombre de particules par unité de volume de solution en mOsm/l et

l’osmolalité comme le nombre de particules par unité de poids de solvant en mOsm/kg (Watson, 1998).

18

L’osmolalité est indépendante de la température, contrairement à l’osmolarité. Toutefois, les valeurs

numériques de l’osmolalité et de l’osmolarité de l’urine sont généralement très proches et considérées

comme interchangeables (Osborne et Stevens, 1999). L’osmomètre permet de mesurer précisément

l’osmolarité mais ce matériel n’est disponible que dans des laboratoires spécialisés et non en clientèle.

Pour évaluer la concentration des urines, la mesure de la densité urinaire est donc plus couramment

utilisée. Cependant, les concentrations en solutés du plasma ou du filtrat glomérulaire sont souvent

exprimées en osmolalité et non en densité donc il est important de connaître la relation entre densité et

osmolalité. Ces deux paramètres sont reliés par l’équation suivante : Ou= 36000 (Du-1) (Watson, 1998).

Pour les chats, les valeurs usuelles d’osmolalité urinaire s’étendent de 600 à 3000 mOsm/kg alors que les

valeurs usuelles d’osmolalité plasmatique s’étendent de 290 à 330 mOsm/kg (Waldrop, 2008).

b) Indications

Les principales indications d’une mesure de densité urinaire sont les suivantes (Watson, 1998) :

- Recherche d’une polyurie

- Evaluation relative d’une perte de substance dans l’urine

- Evaluation de l’état d’hydratation du patient

- Evaluation de la fonction rénale

La densité urinaire et le volume urinaire sur 24h sont inversement liés (Sink et Weinstein, 2012). Ainsi,

une polyurie peut être suspectée lorsque l’on mesure une densité urinaire faible. Cependant, la densité

urinaire mesurée sur un échantillon ponctuel ne peut que suggérer une polyurie et non la confirmer. Pour

être plus précis, il faudrait mesurer la densité sur un prélèvement de 24h.

La mesure de la densité présente aussi un intérêt pour estimer la perte réelle d’une substance dans l’urine.

Pour un même taux d’une substance excrétée dans les urines, cette substance sera plus présente dans une

urine peu concentrée. Par exemple, une protéinurie à 2+ (soit 1 à 3 g/L) suggère une plus grande perte

protéique dans une urine diluée dont la densité est de 1,010 que dans une urine plus concentrée avec une

densité de 1,040. (Watson, 1998). La densité urinaire est donc à prendre en compte pour interpréter

d’autres paramètres de l’analyse urinaire de routine.

Grace à la densité urinaire, un suivi de l’équilibre hydrique du patient peut être effectué, notamment lors

de fluidothérapie (Osborne et Stevens, 1999).

Enfin la mesure de la densité urinaire permet d’évaluer la capacité des reins à concentrer et à diluer

l’urine. C’est donc principalement la réabsorption tubulaire qui est représentée par ces résultats.

Toutefois, l’aptitude du rein à concentrer les urines est maintenue jusqu’à ce que plus de deux tiers des

néphrons soient non fonctionnels, donc une valeur de densité urinaire peut être dans les normes lors de

maladie rénale chronique en phase précoce. (Sink et Weinstein, 2012).

19

c) Méthodes de mesure

Il existe plusieurs méthodes de mesures pour évaluer la densité urinaire. En clientèle le réfractomètre est

le plus couramment utilisé pour des dépistages de routine. Les valeurs maximales mesurées par les

bandelettes urinaires sont trop faibles pour être pertinentes lors de l’évaluation de la capacité de

concentration des urines chez le chat (Osborne et Stevens, 1999). La mesure de densité donnée par les

bandelettes est donc ininterprétable en médecine vétérinaire.

Le réfractomètre donne une valeur indirecte de la densité spécifique urinaire qui est considérée comme

satisfaisante comparée à d’autres méthodes de mesures directes comme l’uromètrie (Sink et Weinstein,

2012). D’autre part, il est relativement peu onéreux et simple d’utilisation.

Le réfractomètre mesure l’indice de réfraction de l’urine, c’est-à-dire le rapport entre la réfraction de la

lumière dans l’air et la réfraction de la lumière dans l’urine (Osborne et Stevens, 1999). L’indice de

réfraction urinaire dépend du nombre de molécules dissoutes. Plus la solution est concentrée, plus la

vitesse de la lumière dans l’urine s’en trouve diminuée et la lumière réfractée.

L’indice de réfraction étant influencé par la température, il est important de calibrer le réfractomètre à une

température de référence. Certains réfractomètre sont équipés d’un mécanisme compensateur intégré

adapté à des températures allant de 15 à 37 °C (Osborne et Stevens, 1999).

En cas d’affection rénale persistante dont le diagnostic n’a pas été établi, il peut être nécessaire de

mesurer l’osmolarité avec un osmomètre pour évaluer plus précisément la capacité de concentration

rénale (Osborne et Stevens, 1999).

d) Interprétation

• Valeur usuelle de densité urinaire :

Pour les chats, la valeur de densité urinaire attendue est généralement comprise entre 1,035 et 1,060

(Watson, 1998). Toutefois, il est possible de trouver une large variation de ces valeurs sans que l’animal

ne soit malade. La gamme de valeurs acceptables pour une densité urinaire de chat peut être élargie à

1,001-1,080 (Osborne et Stevens, 1999).

20

• Valeurs anormales de densité et leur interprétation :

De nombreux paramètres sont à prendre en compte pour interpréter correctement une valeur de densité

urinaire comme la consommation d’eau, l’état d’hydratation, l’activité de l’animal, l’âge ou le régime

alimentaire (Rishniw et Bicalho, 2015).

Par exemple, en cas de déshydratation, une densité urinaire élevée permet d’exclure une affection rénale

comme cause de déshydratation. Il est donc anormal de trouver une densité urinaire faible pour un animal

déshydraté (Reine et Langston, 2005).

Il est également important de mesurer la densité urinaire avant toute fluidothérapie car sa mesure sera

modifiée (dilution).

En cas de forte protéinurie ou de glycosurie, il faut appliquer un facteur de correction à la valeur de la

densité urinaire avant de pouvoir l’interpréter convenablement. Pour une protéinurie de 20g/L, il faut

soustraire 0,005 à la valeur de densité urinaire mesurée. Pour chaque augmentation de 2,7g/L de glucose

dans les urines il faut soustraire 0,001 à la densité (Watson, 1998).

- Hyposthénurie ou urine diluée, Du<1,008 :

Lors d’hyposthénurie, l’osmolalité de l’urine est plus faible que celle du plasma (Reine et Langston,

2005). Ceci montre que les solutés sont fortement réabsorbés par les tubules rénaux. Cette observation

permet d’exclure une insuffisance rénale.

La dilution de l’urine est une réponse compensatrice appropriée et attendue à une hydratation excessive

(Osborne et Stevens, 1999). En cas de normohydratation ou de déshydratation, une hyposthénurie est en

revanche pathologique.

Plusieurs causes peuvent être à l’origine d’une dilution excessive des urines (Tableau 2).

21

Tableau 2 : Différentes causes d’hyposthénurie (Watson, 1998)

Bonne capacité de rétention d’eau - Compensation d’une hydratation excessive

- Polydipsie primaire

Altération de la capacité de rétention

d’eau

- Déficit en hormone anti-diurétique (diabète insipide central)

- Réponse déficiente des tubules rénaux à l’ADH (diabète insipide rénal)

- Hypercorticisme (rare chez le chat)

- Tubulopathie (glycosurie, syndrome de Fanconi)

- Hypercalcémie

- Hypokaliémie

- Hypo-urémie (insuffisance hépatique)

- Hyponatrémie

- Réduction de la tonicité médullaire (polyurie prolongée)

- Isosthénurie, 1,008 < Du <1,012 :

L’osmolalité de l’urine est la même que celle du plasma. Ces valeurs peuvent être retrouvées chez des

chats sains. Cependant, en fonction du contexte clinique, une insuffisance rénale peut être suspectée.

Plusieurs mesures sont à effectuer pour confirmer une isosthénurie pathologique (Sink et Weinstein,

2012).

- Hypersthénurie, Du >1,035 :

La résorption tubulaire est bien fonctionnelle. Il est rare qu’un chat azotémique ait une densité urinaire

supérieure à 1,035. Toutefois, les signes d’insuffisance rénale n’apparaissent que lorsque les deux tiers

des néphrons ne sont plus fonctionnels donc un chat peut présenter une densité urinaire normale avec des

lésions rénales. Il faut toujours utiliser l’état d’hydratation de l’animal et ses paramètres rénaux pour

statuer.

Une urine très concentrée peut être signe d’hypovolémie, d’insuffisance cardiaque ou

d’hémoconcentration (Watson, 1998).

22

1.2. Analyse biochimique

En médecine vétérinaire, l’analyse biochimique de l’urine est utilisée en routine. Les tests sur des

bandelettes urinaires sont les plus couramment utilisés en clientèle. En effet, ce sont des tests fiables,

pratiques et rapides d’utilisation qui nécessitent une faible quantité d’urine. Différents paramètres

biochimiques peuvent être mesurés et apportent des informations importantes pour avancer dans le

diagnostic ou pour dépister une anomalie.

1.2.1. pH urinaire

a) Indications

Le pH de l’urine rend compte de l’équilibre acido-basique systémique (Reine et Langston, 2005). Il joue

également un grand rôle dans la solubilité de certains types de calculs urinaires. La mesure du pH peut

ainsi contribuer à l’identification de la nature de cristaux présents dans les urines. Les calculs de

phosphate de calcium (apatite) et de phosphate ammoniaco-magnésiens (PAM ou struvite) apparaissent

dans une urine basique alors que les calculs de cystine et d’acide urique apparaissent dans une urine

acide. D’autres calculs, comme les cristaux d’urate d’ammonium, peuvent se former dans une urine acide

ou basique. Les calculs d’oxalate de calcium et de silice ne sont pas influencés par le pH urinaire

(Osborne et Stevens, 1999).

La mesure du pH urinaire peut également indiquer une infection urinaire par des bactéries productrices

d’uréases (Osborne et Stevens, 1999). La plupart du temps, les bactéries productrices d’uréases rendent

l’urine basique.

De plus, il est important de mesurer le pH urinaire pour interpréter correctement d’autres paramètres

comme la protéinurie, la présence d’hématies, de leucocytes, de cylindres ou d’autres structures

protéiques qui ont tendance à se désintégrer en présence d’une urine basique (Osborne et Stevens, 1999).


Pour mesurer le pH avec une précision optimale, l’idéal est d’utiliser un pHmètre. Cependant, les

cliniques vétérinaires ne sont pas habituellement équipées d’un pHmètre donc cette méthode de mesure

est peu employée. Pour mesurer le pH de l’urine ce sont donc les bandelettes urinaires qui sont utilisées

en routine. Du rouge de méthyl ou du bleu de bromothymol, présents sur la bandelette, réagissent avec les

ions d’hydrogène de l’urine pour produire une couleur identifiable. La plage de pH mesurable s’étend

généralement de 5 à 9 (Sink et Weinstein, 2012).

23

c) Interprétation

Une valeur de pH urinaire doit toujours être interprétée en relation avec d’autres paramètres. En effet, le

pH urinaire varie selon le moment de la journée, le type d’alimentation ou le type d’affection que peut

présenter l’animal. Par exemple, une alimentation riche en protéines entraine la production d’une urine

plus acide (Osborne et Stevens, 1999). Le pH urinaire est souvent plus élevé après un repas.

Habituellement, le pH urinaire d’un chat varie entre 5,5 et 7,0.

Une même valeur de pH urinaire peut être anormale ou normale selon l’animal. Pour interpréter

correctement un pH urinaire il faut mesurer également le pH sanguin et la concentration plasmatique en

bicarbonates. En cas d’acidose, une urine basique suggère une acidose tubulaire rénale distale ou

proximale. Les reins ne sont dans ce cas pas capables d’acidifier l’urine en réponse aux besoins de

l’organisme (Osborne et Stevens, 1999).

1.2.2. Glucose

a) Indications

Le glucose est normalement présent dans l’urine mais en quantité trop faible pour être détectée par les

tests sur bandelette urinaire. Une glycosurie peut orienter vers une hyperglycémie, une tubulopathie

proximale, ou être d’origine médicamenteuse (Osborne et Stevens, 1999; Reine et Langston, 2005).

La glycosurie permet également d’évaluer la réponse à un traitement à base d’insuline en cas de diabète

sucré. C’est un suivi qui peut être réalisé chez le propriétaire en situation non stressante. Néanmoins, le

suivi de la glycémie est complémentaire pour ajuster le traitement (Osborne et Stevens, 1999).


La glycosurie est généralement mesurée grâce aux bandelettes urinaires. Deux enzymes, la glucose

oxydase et la peroxydase, sont présentes sur la bandelette et réagissent avec le glucose pour faire

apparaître une couleur spécifique indiquant sa présence (Sink et Weinstein, 2012) (Figure 3).

Figure 3 : Réaction enzymatique permettant la détection de glucose sur les bandelettes urinaire

24

c) Interprétation

Le glucose est une molécule de taille relativement faible qui passe dans le filtrat glomérulaire. Dans les

reins, les cellules du tubule proximal réabsorbent le glucose par transports actifs et passifs (Lee et al.,

2007). Une glycosurie apparaît lorsque le glucose est présent en quantité trop importante pour être

entièrement réabsorbé par les tubules proximaux. Les systèmes de transport de glucose sont saturés pour

une glycémie de 280 à 290mg/dL (Gregory, 2003 ; Stockham et Scott, 2008). Une glycosurie est soit la

conséquence d’une hyperglycémie, soit la conséquence d’un trouble du fonctionnement du système de

réabsorption des tubules proximaux (Tableau 3).

Tableau 3 : Causes de glycosurie (Gregory, 2003 ; Osborne et Stevens, 1999 ; Stockham et Scott, 2008 ; Wamsley et

Alleman, 2007)

Glycosurie physiologique

transitoire

- Période post-prandiale

- Episode de stress

Glycosurie avec

hyperglycémie

- Diabète sucré

- Pancréatite aigue

- Hypercorticisme

- Phéochromocytome

- Administration de progestagène

- Sepsis

- Atteinte hépatique chronique avec absence d’élimination du glucagon

Glycosurie sans

hyperglycémie

- Lésions des tubules rénaux (ingestion de substances néphrotoxiques, hypovolémie,

hypotension, hypoxie, agents infectieux ou néoplasie)

- Syndrome de Fanconi (rare chez le chat)

- Glycosurie rénale primitive

Certains éléments peuvent fausser les résultats et doivent être pris en compte.

Les bandelettes doivent être conservées dans une boîte fermée, à l’abri de la lumière et au sec (Osborne et

Stevens, 1999). Pour éviter les résultats « faux négatifs », il faut bien que l’urine soit à température

ambiante pour mesurer le taux de glucose avec une bandelette urinaire. La présence de formol ou d’une

forte quantité d’acide ascorbique peut également interférer avec le test et donner lieu à des « faux

négatifs ». Au contraire des résultats « faux positifs » peuvent être causés par la présence de peroxyde

d’hydrogène, de chlorine, d’hypochlorite (composant de l’eau de javel) lorsque l’échantillon est

contaminé, notamment s’il est récolté au sol ou sur la table de consultation (Reine et Langston, 2005 ;

Stockham et Scott, 2008).

25

1.2.3. Corps cétoniques

a) Indications

La recherche de corps cétoniques dans les urines est importante pour le suivi des chats diabétiques afin de

contrôler une possible évolution vers un diabète acido-cétosique.

Par ailleurs, la détection de la présence de corps cétoniques dans les urines peut être indiquée pour

dépister des maladies génétiques rares (myopathie mitochondriale, maladie de l’emmagasinage

glycogénique de Van Gierke) ou en fin de gestation pour orienter vers une toxémie de gestation (Osborne

et Stevens, 1999).


Les corps cétoniques primaires comprennent l’acide acéto-acétique, l’acétone et l’acide

bétahydroxybutyrique. Le plus souvent, les bandelettes urinaires sont utilisées pour détecter la présence

de corps cétoniques dans les urines.

Le test est basé sur la réaction du nitropussiate de sodium avec l’acétone ou l’acide acéto-acétique faisant

apparaître une couleur violette. Ce test ne détecte pas l’acide bétahydroxybutyrique. D’autre part, il est

plus sensible pour la détection de l’acide acéto-acétique que pour celle de l’acétone (Reine et Langston,

2005).

Pour confirmer la présence de corps cétoniques dans l’urine mise en évidence par les bandelettes urinaires

un Acetest® peut être effectué. Du lactose est rajouté au nitropussiate de sodium pour augmenter les

nuances de couleur. Ce test se présente sous la forme d’un comprimé réactif (Sink et Weinstein, 2012).

c) Interprétation

Les corps cétoniques sont produits à partir de la dégradation des acides gras en cas de déficit de glucose.

Ils peuvent être utilisés comme source d’énergie par certains organes comme l’encéphale.

La production de corps cétoniques est favorisée par une consommation insuffisante de glucides

alimentaires (anorexie, activité physique importante, modification de la ration alimentaire, exposition à

un environnement froid), par la baisse de l’utilisation endogène des glucides (diabète) ou par la perte

excessive de glucides (troubles tubulaires rénaux, troubles digestifs). Lorsque leur production dépasse la

capacité d’oxydation, ils s’accumulent dans le plasma, le lait et les urines. Ils sont éliminés du sang par

filtration glomérulaire. Même à de faibles concentrations plasmatiques, les corps cétoniques apparaissent

dans l’urine (Osborne et Stevens, 1999).

26

La cétonurie est assez rare chez les chats (Osborne et Stevens, 1999) et les causes peuvent être multiples

(Tableau 4). Une cétonurie est rencontrée plus fréquemment chez les chats diabétiques. Le passage des

corps cétoniques dans l’urine s’accompagne d’une fuite d’électrolytes, en particulier du sodium et du

potassium. Ce phénomène provoque l’augmentation de la polyurie déjà présente chez un patient

diabétique. Cela entraine une déshydratation et donc une mauvaise perfusion rénale et une hypoxie. La

quantité d’acide bétahydroxybutyrique s’en trouve augmentée et le patient peut présenter alors une cétose

sévère avec une cétonurie faible révélée par la bandelette urinaire (Osborne et Stevens, 1999).

Tableau 4 : Causes de cétonurie (Gregory, 2003 ; Osborne et Stevens, 1999 ; Stockham et Scott, 2008 ; Wamsley et

Alleman, 2007)

Animal diabétique - Complication de diabète acido-cétosique

Animal en reproduction - Toxémie de gestation

Animal apparemment sain - Anorexie prolongée

- Jeûne (surtout chez les jeunes)

- Régime alimentaire riche en graisse, faible en glucides

Autre - Ingestion de substances médicamenteuses ou toxiques (cystéine, acide butyrique,

paracétamol)

- Septicémie

- Maladies génétiques rares (myopathie mitochondriale, maladie de l’emmagasinage

glycogénique de Van Gierke)

Pour éviter les erreurs d’interprétation, les bandelettes doivent être conservées dans une boite fermée et au

sec pour préserver le réactif. D’autre part, en présence de substances ayant un impact sur la coloration de

l’urine, comme la bilirubine, le test peut aboutir à des résultats « faux-positifs » (Reine et Langston,

2005).

27

1.2.4. Hématies, hémoglobine et myoglobine

a) Indications

Sur une urine rougeâtre ou marron, l’inspection du surnageant de l’échantillon après centrifugation ainsi

que la réalisation d’un test sur bandelette urinaire, peuvent différencier une hématurie d’une

hémoglobinurie/myoblobinurie. La présence d’une hématurie aide à localiser l’origine d’une éventuelle

protéinurie. Il peut faciliter la différenciation entre micro-hématurie, hémoglobinurie et myoglobinurie.

La recherche d’hémoglobine par des moyens chimiques peut être nécessaire pour interpréter correctement

la signification d’un sédiment urinaire. En effet, l’examen microscopique du sédiment ne permet pas de

détecter l’hémoglobine libre en présence d’hématies lysées. Pour éviter une sous-estimation de la gravité

de l’hématurie, il est nécessaire de compléter l’examen du sédiment par une analyse chimique des urines.

D’autre part, ce test peut participer à l’évaluation de l’intensité des lésions musculaires associées à la

libération de myoglobine (Osborne et Stevens, 1999).


Les bandelettes urinaires permettent de détecter la présence d’hémoglobine, de myoglobine et d’hématies

lorsqu’elle est non visible à l’œil nu. Une hématurie est visible à l’œil nu à partir de 0,5 ml de sang pour

un litre d’urine, soit 2500 hématies/ml alors que la bandelette permet de détecter les hématies à partir de 5

à 20 hématies/ml (Reine et Langston, 2005).

L’hème situé sur l’hémoglobine et sur la myoglobine réagit comme une peroxydase. Du peroxyde et un

chromogène sont présents sur la bandelette. Un changement de couleur est provoqué par la catalyse du

peroxyde par l’hémoglobine ou la myoglobine. Deux types de résultats sont observables. En présence

d’hématies intactes, le carré réactif est plus ou moins tacheté selon la densité des hématies. Si le nombre

d’hématies est très important, le carré réactif sera de couleur uniforme. En présence d’hémoglobine ou de

myoglobine libre, le carré réactif sera de couleur uniforme avec différentes nuances de couleur selon leur

concentration (Sink et Weinstein, 2012).

28

c) Interprétation

La présence d’hématie, d’hémoglobine ou de myoglobine dans les urines est anormale.

Une hématurie indique un saignement de l’appareil urinaire (Tableau 5). L’observation de signes

cliniques associés comme la strangurie, la dysurie ou la pollakyurie permettent de la localiser au bas

appareil urinaire. Des examens complémentaires en imagerie ou un examen microscopique de la

sédimentation (présence de bactéries, de cellules malignes, de cristaux etc…) sont également préconisés

pour poursuivre la démarche diagnostique (Forrester, 2004 ; Sink et Weinstein, 2012).

Une myoglobinurie est plutôt rare chez les chats. Elle résulte d’une lésion musculaire importante

(Tableau 5).

Une hémoglobinurie résulte d’une hémolyse extra- ou intra-vasculaire, elle peut aussi être intra-vésicale

(Tableau 5). Dans le cas d’une hémolyse intra-vasculaire, le plasma associé sera de couleur rose et une

anémie est attendue (Forrester, 2004 ; Sink et Weinstein, 2012).

Tableau 5 : Causes d'hématurie, de myobloginurie et d'hémoglobinurie (Forrester, 2004 ; Sink et Weinstein, 2012 ;

Osborne et Stevens, 1999)

Hématurie - Trouble acquis ou congénital de la coagulation

- Coagulation intravasculaire disséminée (CIVD) (lors d’un choc, d’une pancréatite ou d’une

septicémie)

- Traumatisme

- Infectieux

- Iatrogène

- Néoplasie

Myoglobinurie - Traumatisme musculaire

- Ischémie musculaire

- Nécrose musculaire

Hémoglobinurie - Origine non urinaire associée à une hémoglobinémie (hémolyse): intoxication, traumatisme,

hypophosphatémie, isoérythrolyse, transfusion sanguine incompatible, anémie hémolytique à

médiation immune (AHMI)

- Origine urinaire : hémolyse extravésicale (urine diluée ou basique)

Un faible taux d’hématies (5 à 15 hématies/ml) sans aucune autre anomalie trouvée à l’analyse est

probablement dû à une contamination de l’échantillon lors de la cystocenthèse (Forrester, 2004). La

présence de peroxyde d’hydrogène, d’eau de javel (hypochlorite), d’ion bromure ou d’iodure en grande

quantité peut causer des résultats « faux-positifs ». La présence d’acide ascorbique, de formol ou de

captopril entraine également l’apparition de « faux-négatifs. » (Osborne et Stevens, 1999 ; Stockham et

Scott, 2008 ; Wamsley et Alleman, 2007).

29

D’autre part, il faut bien vérifier l’absence d’une hémorragie externe à l’appareil urinaire (Stockham et

Scott, 2008 ; Wamsley et Alleman, 2007).

1.2.5. Protéinurie

La protéinurie se définit comme la présence de protéines dans l’urine (Harley et Langston, 2012; Lyon et

al., 2010 ; Osborne et Stevens, 1999). En temps normal l’urine ne contient qu’une quantité très faible ou

non détectable de protéines. Les protéines parfois présentes dans les urines sont des protéines

plasmatiques de faible poids moléculaire, des protéines sécrétées par les cellules épithéliales des tubules

rénaux (par exemple la protéine Tamm Horsfall), des protéines provenant du tractus urogénital si

l’échantillon a été récolté par miction spontanée ou sondage, de l’albumine en quantité souvent non

détectable, des globulines et des protéines de Bence-Jones (Lyon et al., 2010 ; Osborne et Stevens, 1999 ;

Sink et Weinstein, 2012).

a) Indications

La détection d’une éventuelle protéinurie fait partie de l’analyse urinaire de routine pratiquée

fréquemment par les vétérinaires même chez les patients sans anomalie clinique apparente (Lees et al.,

2005).

La protéinurie peut être un indicateur de lésion rénale. Une protéinurie persistante avec un sédiment

urinaire sans pyurie, bactériurie ni hématurie est un marqueur reconnu de maladie rénale chronique

(Grauer, 2005). Des études récentes montrent également que la protéinurie chez les chats peut être un

indicateur pronostique. L’association entre protéinurie et diminution du taux de survie chez des chats

azotémiques ou hypertendus et avec le développement d’azotémie chez des chats âgés apparemment sains

renforce l’idée que la protéinurie est directement dommageable pour les reins des chats (Syme, 2009).


Différentes méthodes de mesures semi-quantitatives ou quantitatives ont été mises en point. Aucune de

ces méthodes ne peut complètement en remplacer une autre et elles peuvent être utilisées de manières

complémentaires (Lees et al., 2005).

Dans cette partie nous ne traiterons que les méthodes de mesure semi-quantitatives effectuées dans les

analyses de routines, à savoir le test colorimétrique par bandelette et le test de turbidimétrie à l’acide

sulfosalicylique. Les méthodes quantitatives seront détaillées ultérieurement.

30

• Test colorimétrique par bandelette :

Sa facilité d’utilisation et son faible coût font de ce test un outil diagnostique souvent utilisé en pratique

vétérinaire. Ce test peut détecter tout type de protéines mais reste plus sensible pour l’albumine (Grauer,

2007 ; Harley et Langston, 2012 ; Lyon et al., 2010). Le principe de ce test repose sur la capacité des

groupes aminés des protéines à se lier avec certains indicateurs acido-basiques et à altérer leur coloration,

même lorsque le pH de l’échantillon reste stable grâce à une substance tampon présente sur la plage

réactive (Osborne et Stevens, 1999). Lors du contact entre les protéines et l’indicateur coloré il y a

libération d’ions hydrogènes, ce qui entraine une modification de coloration. Ce test peut détecter une

protéinurie lorsque la concentration urinaire en protéine est supérieure à 30 mg/dl (Lees, 2004).

• Test de turbidimétrie à l’acide sulfosalicylique :

En présence d’acide sulfosalicylique, les protéines précipitent entrainant l’apparition d’une turbidité dans

l’échantillon. Ce test est basé sur la proportionnalité de l’importance de la turbidité par rapport à la

quantité de protéines contenue dans l’échantillon. Il est recommandé de centrifuger l’échantillon et

d’effectuer ce test avec le surnageant. Cette opération réduit la possibilité d’une turbidité liée à d’autres

substances présentes dans l’urine. L’acide sulfosalicylique est ajouté en volume équivalent à celui de

surnageant à tester. L’importance de la turbidité doit être comparée à celle d’un échantillon témoin

contenant le surnageant de l’échantillon analysé avec de l’eau en proportion équivalente. Ce test détecte

l’albumine, les protéines de Bence-Jones et les globulines. Il est généralement effectué lors d’un résultat

positif au test colorimétrique (Osborne et Stevens, 1999).

c) Interprétation

Pour un chat sain, le résultat du test colorimétrique par bandelette doit être négatif, ou « +1 » si l’urine est

très concentrée. En effet, ce test a été élaboré pour l’urine humaine qui est moins concentrée (Osborne et

Stevens, 1999). Le test à l’acide sulfosalicylique permet de vérifier, notamment lors de résultats modérés

de type +1 que la protéinurie est réelle (Lyon et al., 2010). Lorsque le résultat est fortement positif (par

exemple, +2, +3, +4) la protéinurie est avérée. Les résultats négatifs sont obtenus seulement si la

concentration en protéines est en dessous du seuil limite de détection du test. Cependant, des résultats

faux-négatifs sont possibles, notamment chez les chats (Harley et Langston, 2012). Ils peuvent être

obtenus si l’urine est alcaline ou trop concentrée ou si le sédiment contient des marques d’hématurie,

pyurie ou bactériurie (Grauer, 2007).

31

De plus, Il faut prendre en considération la densité urinaire lors de l’interprétation de ces tests. En effet,

pour un patient dont la densité urinaire est faible le résultat du test doit être interprété comme une

protéinurie plus importante que pour un patient dont la densité urinaire est élevée. Pour s’affranchir des

disparités de densité urinaire il est recommandé de mesurer la protéinurie avec le rapport protéines

urinaires sur créatinine urinaire (RCPU) (Lees, 2004).

• Les différentes origines de la protéinurie :

La quantité et le type de protéines, la filtration glomérulaire, la capacité de réabsorption des cellules du

tubule proximal déterminent le niveau de protéinurie (Stockham et Scott, 2008). La présence de protéines

dans les urines a donc différentes origines possibles. On distingue trois types de protéinurie classés selon

leur origine : pré-rénale, rénale et post-rénale.

La protéinurie pré-rénale est causée par une augmentation de la quantité de protéines plasmatiques de

faible poids moléculaire en amont du rein (Tableau 6). Les mécanismes de réabsorption des tubules

proximaux sont alors surchargés et les protéines en excès sont évacuées dans l’urine (Harley et Langston,

2012 ; Sink et Weinstein, 2012). La protéinurie pré-rénale peut également être fonctionnelle. Dans ce cas

elle sera légère et rapidement réversible (Osborne et Stevens, 1999).

La protéinurie rénale se subdivise selon le type de lésion rénale : glomérulaire, tubulaire ou, moins

fréquemment, interstitielle (Harley et Langston, 2012 ; Sink et Weinstein, 2012). Elle peut être transitoire

ou persistante. Lorsque la barrière de filtration glomérulaire est altérée, les protéines ne sont plus filtrées

de manière sélective et des protéines de taille plus importante, telles que l’albumine, passent dans le filtrat

(Littman, 2011) (Tableau 6).

En cas d’altération du mécanisme de réabsorption des tubules proximaux, des protéines de faible poids

moléculaire et de l’albumine vont demeurer dans le filtrat, menant à une protéinurie (Tableau 6).

D’autres signes de néphropathie concomitants peuvent être observés selon la cause de la lésion, comme

une azotémie, une concentration urinaire anormale ou des cylindres (Sink et Weinstein, 2012).

La protéinurie post-rénale provient d’une exsudation de protéines classiquement engendrée par une

inflammation qui peut survenir tout le long du tractus urinaire, c’est-à-dire dans les uretères, l’urètre, la

vessie ou provenant du tractus génital (Lees et al., 2005). Une protéinurie de cette origine se résout après

une prise en charge de l’affection (Harley et Langston, 2012).

32

Tableau 6 : Causes de protéinurie selon leur localisation (Osborne et Stevens, 1999 ; Stockham et Scott, 2008 ;

Strasinger et DiLorenzo, 2008 ; Harley et Langston, 2012)

Protéinurie pré-rénale Protéinurie rénale Protéinurie post-rénale

Pathologique Fonctionnelle Glomérulaire Tubulaire et interstitielle Au niveau du tractus

urinaire ou génital

- Traumatisme

musculaire

(myoblogine)

- Hémorragie

intravasculaire

(hémoglobine)

- Infection

(Bence Jones)

- Néoplasie

(Bence Jones)

- Exercice intense

- Chaleur intense

- Froid intense

- Stress

- Hyperthermie

- Epilepsie

- Congestion

veineuse

- Primaire :

Inflammation

Néoplasie

Maladie de la membrane

basale antiglomérulaire

- Secondaire :

Dépôts d’immuns complexes

Amyloïdose

Hyperfiltration

Hypercorticisme

- Intoxication

- Hypoxie

- Infection

- Inflammation

- Néoplasie

- Lithiases

- Inflammation

- Infection

- Hémorragie

• Démarche diagnostique pour localiser la protéinurie :

Lorsque les tests ont révélé la présence d’une quantité excessive de protéines dans les urines, il faut

pouvoir en déterminer la cause. Voici différentes étapes successives qui permettent la localisation de la

protéinurie (Lees et al., 2005).

- Pour exclure une cause extra-urinaire de protéinurie post-rénale il faut analyser un échantillon prélevé

par cystocenthèse.

- La recherche d’une hyperprotéinémie ou hypergammaglobulinémie est nécessaire pour exclure une

protéinurie d’origine pré-rénale. Si la concentration en protéines totales dans le sang est normale, et que la

protéinurie est persistante, l’origine de la protéinurie est donc rénale ou post-rénale.

Il convient alors d’examiner le sédiment urinaire pour trouver des signes d’inflammation ou

d’hémorragie.

- La mise en évidence d’une inflammation ou d’une hémorragie avec ou sans signe clinique de trouble de

la miction (par exemple une pollakiurie) mais sans signe clinique de néphrite permet de s’orienter vers

une origine urinaire post-rénale.

- La présence de signes d’inflammation associés à une néphrite (par exemple hyperthermie, insuffisance

rénale) permet de s’orienter vers une origine interstitielle.

33

Si l’origine de la protéinurie est urinaire et que le sédiment ne montre aucun signe d’inflammation ou

d’hémorragie les origines probables restantes sont une origine tubulaire, glomérulaire ou fonctionnelle. Il

faut alors définir si la protéinurie est persistante ou transitoire. Une protéinurie est persistante si elle est

mise en évidence au moins deux fois à un mois d’intervalle (Lees, 2004).

- La mise en évidence de l’aspect transitoire de la protéinurie permet de s’orienter vers une origine

fonctionnelle.

- Une protéinurie d’origine tubulaire et une protéinurie d’origine glomérulaire sont plus difficiles à

distinguer. Avec ces deux origines, la protéinurie est persistante et tous les critères précédemment vérifiés

sont identiques. Si l’origine de la protéinurie est tubulaire, elle peut être accompagnée d’une glycosurie

sans hyperglycémie ou d’une excrétion anormale d’un électrolyte mais ce n’est pas systématique. La

technique d’électrophorèse permet de différencier les tailles de protéines retrouvées dans l’urine et ainsi

de déterminer l’origine de la protéinurie. Cette technique est peu utilisée en pratique et sera détaillée

ultérieurement.

A partir d’une certaine quantité de protéine excrétée dans l’urine, l’origine tubulaire peut être exclue.

Pour établir précisément cette quantité de protéine une autre méthode de mesure doit être utilisée, telle

que le RPCU.

A partir du moment où une protéinurie d’origine rénale est suspectée il faut mesurer le RPCU pour

quantifier la présence de protéines dans les urines (Lyon et al., 2010). Cette méthode de mesure sera

développée ultérieurement.

1.2.6. Bilirubine

a) Indications

La présence de bilirubine dans l’urine est un signe précoce d’une anomalie du métabolisme de la

bilirubine, souvent liée à un ictère. Chez le chat, la bilirubine ne peut pas être sécrétée par les reins mais

seulement filtrée par le glomérule. Ainsi chez le chat, une bilirubinurie est un signe de bilirubinémie.


La bilirubine peut être détectée par les bandelettes urinaires grâce à un sel de diazonium présent sur le

carré réactif. En milieu acide une réaction azo-couplée entre la bilirubine et le sel de diazonium entraine

la formation d’un colorant. Selon le sel de diazonium utilisé les nuances de couleurs varient (Osborne et

Stevens, 1999). En général les bandelettes peuvent détecter la présence de bilirubine à partir de 0,4 à

0,8mg/dl. Le test détecte surtout la bilirubine conjuguée (Reine et Langston, 2005).

34

c) Interprétation

Au sein de la rate et du foie les hématies dégénérées sont phagocytées par les macrophages. L’hème de

l’hémoglobine est alors extrait et converti en bilirubine. La bilirubine est conjuguée dans le foie puis

libérée dans les voies biliaires puis dans l’intestin. Une petite quantité de bilirubine conjuguée passe dans

le système vasculaire. La bilirubine non conjuguée ou bilirubine libre est liée à l’albumine. Seule la

bilirubine conjuguée peut être filtrée par les glomérules. La quantité de bilirubine normalement présente

dans l’urine de chat est trop faible pour être détectée (Osborne et Stevens, 1999 ; Sink et Weinstein,

2012).

Chez le chat, la bilirubinurie est donc rare et toujours indicatrice d’une anomalie. Une bilirubinurie

persistante suggère un trouble du métabolisme biliaire pré-hépatique, hépatique ou post-hépatique. Une

très forte bilirubinurie oriente vers une affection hépatocellulaire lobulaire périphérique ou une

obstruction des voies biliaires. Une bilirubinurie variable peut être un signe d’hémolyse intravasculaire

qui induit une augmentation de la production de bilirubine à partir d’hémoglobine (Osborne et Stevens,

1999).

Des résultats « faux-positifs » peuvent être provoqués par la présence d’une quantité importante de

phénothiazine. Des résultats « faux-négatifs » peuvent être provoqués par la présence d’une grande

quantité d’acide ascorbique ou de nitrites (Reine et Langston, 2005). Si aucun conservateur n’a été utilisé

il faut analyser l’échantillon dans les 30 minutes et ne pas le centrifuger ou le secouer. D’autre part, la

bilirubine est dégradée par la lumière (Osborne et Stevens, 1999).

1.2.7. Urobilinogène

a) Indication et interprétation

Après son passage dans les voies biliaires, la bilirubine conjuguée est dégradée en urobilinogène par les

bactéries de l’intestin. Une petite quantité d’urobilinogène est réabsorbée et excrétée dans les urines. Le

taux d’urobilinogène présent dans les urines est faiblement corrélé à des troubles hépatiques ou biliaires.

En médecine vétérinaire l’intérêt de l’interprétation de ce paramètre est faible (Reine et Langston, 2005).

35


Le carré réactif des bandelettes urinaire contient du sel de diazonium et un rehausseur de couleur qui

produisent une couleur rosée en présence d’urobilinogène. Ce test est basé sur la réaction d’Ehrlich. Au-

delà d’un taux d’urobilinogène de 2mg/dl le résultat est anormal (Sink et Weinstein, 2012).

L’urobilinogène est très instable et les échantillons d’urine doivent être fraichement récoltés (Osborne et

Stevens, 1999).

1.2.8. Leucocytes

1. Indication et interprétation

Ce test permet de détecter une inflammation septique ou non de l’appareil urinaire. Cependant, ce test

n’est pas utilisable en médecine féline. Il est spécifique mais pas sensible pour les chiens et non

interprétable pour les chats. En effet, le nombre de « faux-positifs » observé chez les chats est trop

important pour être fiable (Osborne et Stevens, 1999).

2. Méthode de mesure

Un ester et un sel de diazonium sont présents sur la bandelette urinaire. La leucocyte-estérase se trouvant

dans les granules cytoplasmiques des granulocytes, monocytes et macrophages hydrolyse l’ester en

indoxyl qui réagit alors avec le sel de diazonium en formant une couleur visible sur la bandelette. Les

lymphocytes, les hématies, les bactéries ou les cellules rénales ne possèdent pas d’estérase donc ils ne

sont pas détectés par ce test (Sink et Weinstein, 2012).

1.2.9. Nitrites

En temps normal, l’urine contient des nitrates qui proviennent de l’alimentation. Les nitrites sont la forme

réduite des nitrates et ne sont normalement pas présents dans l’urine. Ils sont produits par des bactéries et

leur présence dans l’urine peut donc suggérer une bactériurie. Cependant, ce test ne détecte pas toujours

une bactériurie significative et est considéré comme non fiable (Osborne et Stevens, 1999).

36

2. Analyse quantitative des paramètres urinaires

2.1. Protéinurie

2.1.1. Méthodes de mesure quantitative de la protéinurie

a) Rapport protéines/créatinine urinaires ou RPCU

La méthode idéale pour calculer la protéinurie est de mesurer la concentration urinaire sur un échantillon

de 24h. L’obtention d’un échantillon d’urine sur 24h nécessite une technique de prélèvement trop

contraignante qui n’est presque jamais utilisée en pratique. Le RPCU est un indicateur de la perte

protéique totale via l’urine. C’est le rapport entre la concentration de protéines dans l’urine et la

concentration de créatinine dans l’urine à un moment donné. Le fait de diviser la concentration en

protéine par la concentration en créatinine permet d’ajuster la concentration en protéine par rapport aux

variations quotidiennes en densité et en volume urinaire car la quantité de créatinine excrétée varie peu au

cours de la journée. Le RCPU peut donc être calculé à partir d’un échantillon ponctuel. Il a été prouvé

que le RCPU calculé sur un échantillon ponctuel est une estimation précise de la protéinurie chez le chat

(Monroe et al., 1989). Le RCPU est donc utilisé couramment et constitue un équivalent satisfaisant à la

protéinurie mesurée sur 24h chez le chat sain ou atteint d’insuffisance rénale (Adams et al., 1992).

D’après le consensus American College of Veterinary Internal Medicine (ACVIM) publié en 2004, chez

le chat une protéinurie rénale persistante est actuellement définie par un RPCU ≥ 0,5. Une

recommandation publiée en accord avec « the International Renal Interest Society » (IRIS) définit les

valeurs seuil de la protéinurie chez le chat (Lees et al., 2005) (Tableau 7 : Interprétation du rapport

créatinine/protéine urinaire (RCPU).

Tableau 7 : Interprétation du rapport créatinine/protéine urinaire (RCPU)

Protéinurie non existante Protéinurie douteuse Protéinurie avérée

RPCU < 0,2 0,2-0,4 > 0,4

Le RPCU peut faciliter la différenciation entre protéinurie pré-rénale, rénale et post-rénale. Dans le cas

d’une protéinurie post ou pré-rénale, le RCPU est relativement faible (Osborne et Stevens, 1999). Pour

une protéinurie pathologique d’origine glomérulaire, le RPCU est classiquement élevé (>2) (Lees et al.,

2005).

37

b) Mesure de la protéinurie par électrophorèse

La technique d’électrophorèse sur gel de polyacrylamide en présence de sodium dodecyl-sulfate (SDS-

PAGE) permet de différencier les tailles de protéines retrouvées dans l’urine. Grâce à cette méthode, il est

possible de distinguer protéinurie glomérulaire et protéinurie tubulaire lorsque des causes pré-rénales et

post rénales ont été exclues au préalable. Les protéines de grande taille (>69000 Da) sont associées à une

protéinurie glomérulaire et les plus petites protéines à une protéinurie tubulaire (Harley et Langston, 2012

; Littman, 2011).

2.1.2. Microalbuminurie

La microalbuminurie est définie par la présence d’une quantité faible mais anormale d’albumine dans les

urines. La concentration urinaire en albumine considérée comme une microalbuminurie chez le chat est

comprise entre 1 mg/dl et 30 mg/dl (valeur à partir de laquelle le test colorimétrique sur bandelette

détecte une protéinurie) pour une urine normalisée avec une densité de 1,010. Une concentration urinaire

en albumine supérieure ou égale à 30 mg/dl définit une albuminurie, au même titre qu’un RCPU ≥ 0,5

définit une protéinurie (Lees, 2004).

a) Indication

La détection d’une microalbuminurie permet un diagnostic plus précoce d’une augmentation d’excrétion

de protéines dans les urines (Pressler, 2013). Mesurer la quantité d’albumine excrétée dans les urines est

la prochaine étape lors d’une recherche de signes de néphropathie chez des patients qui semblent sains,

c’est-à-dire ceux qui ont déjà fourni un résultat négatif au test semi-quantitatif pour la protéinurie et un

RPCU inférieur à 0,2. Il ne semble pas nécessaire d’effectuer ce test sur tous les animaux sains mais

seulement ceux qui présentent des facteurs prédisposant importants pour développer une néphropathie

(par exemple l’âge ou la race). Un test de détection d’albuminurie peut aussi être intéressant pour les

animaux dont le RPCU est douteux ou dont les résultats aux tests semi-quantitatifs sont suspectés d’être

faux-positifs. Pour les animaux dont le RPCU est supérieur à 2, il n’est pas nécessaire de détecter une

microalbuminurie car il est certain que leur urine contient une quantité importante d’albumine et le test

n’apportera pas d’informations utiles pour progresser dans le diagnostic (Lees, 2004).

Si une microalbuminurie a été détectée, il est important d’effectuer à nouveau un test au moins deux

semaines plus tard pour déterminer si la microalbuminurie est persistante. Un patient avec une

microalbuminurie persistante doit être réévalué régulièrement pour surveiller son évolution (Grauer,

2007).

38


Méthode de mesure semi-quantitative :

Le test ERD-Health Screen® (Heska, Fort Collins, CO) est un immunotest semi-quantitatif. Ce test utilise

un anticorps monoclonal spécifique anti-albumine féline (Whittemore et al., 2007). L’échantillon d’urine

est dilué au préalable pour obtenir une densité de 1,010 afin de limiter les erreurs dues à la variation de

capacité de concentration de l’urine des patients. Le résultat est positif si la concentration en albumine est

supérieure à 1 mg/dl. Un résultat positif est classifié (faible, modéré et élevé) selon l’intensité de la

réaction. Ce test obtient beaucoup moins de résultats faux positifs que le test semi-quantitatif de

protéinurie sur bandelette (Langston, 2004 ; Sink et Weinstein, 2012).

Il a été prouvé que ce test obtient des résultats hautement corrélés avec le RPCU et permet une meilleure

détection d’une faible quantité d’albumine dans l’urine par rapport à d’autres tests directement utilisables

par les vétérinaires praticiens (Garner et Wiedmeyer, 2007 ; Lyon et al., 2010 ; Mardell et Sparkes, 2006).

D’autres tests du même type utilisant des anticorps anti-albumine humain existent (Clinitek

Microalbumin reagent strip, Micral (Roche Diagnostics Corporation, IN)) (Sink et Weinstein, 2012)

Méthode de mesures quantitative :

Selon le même principe que le RPCU, le taux d’albumine dans les urines peut être mesuré en calculant le

rapport entre la concentration urinaire en albumine et la concentration urinaire en créatinine (RACU).

Ainsi, le taux d’albumine peut être évalué de manière précise sur un échantillon ponctuel tout en

s’affranchissant des erreurs liées à la variation de densité et de volume urinaire au cours d’une journée. Le

RACU permet de mesurer le taux d’albumine avec une sensibilité et une spécificité plus élevées par

rapport à d’autres tests comme le test colorimétrique sur bandelette ou le test de turbidité à l’acide

salicilyque. Bien que les résultats du RACU ne soient pas directement comparables à ceux du RPCU, il

fournit des informations similaires. Le RPCU reste la méthode quantitative la plus utilisée étant donné

que peu de laboratoires proposent le RACU à l’heure actuelle (Langston, 2004 ; Sink et Weinstein, 2012).

39

c) Interprétation

Comme pour la protéinurie, la microalbuminurie peut être due à des causes pré-rénales, rénales

fonctionnelles ou pathologiques (glomérulaire, tubulaire, interstitielle) ou post-rénale.

Une microalbuminurie est plus préoccupante si elle est d’origine rénale. L’excès d’albumine dans l’urine

peut provenir d’un trouble de la barrière de filtration glomérulaire, par exemple une hypertension des

capillaires du glomérule, ou d’une diminution de la réabsorption tubulaire. Une étude a montré une

association significative entre le RACU et la présence d’hypertension et l’azotémie chez le chat (Syme et

al., 2006).

Une microalbuminurie peut aussi être la conséquence d’une affection non liée à une néphropathie

primaire. Les affections dentaires, les cholangiohépatites, les maladies inflammatoires chroniques de

l’intestin, les maladies à médiation immunitaire, la péritonite infectieuse féline, la leucose, le syndrome

d’immunodéficience acquise du chat figurent parmi les pathologies associées à une microalbuminurie

chez le chat (Langston, 2004).

2.2. Aminoacidurie

Le tubule proximal est le seul lieu de réabsorption de certains solutés, notamment les acides aminés

(Klootwijk et al., 2015). Le diagnostic du syndrome de Fanconi est confirmé par un test urinaire

métabolique effectué en laboratoire mesurant l’aminoacidurie, la glycosurie, la phosphaturie et la

lactaturie. Le syndrome de Fanconi est causé par une anomalie du tubule proximal qui provoque une

mauvaise réabsorption de ces solutés parmi lesquels figurent du glucose, des acides aminés, de l’acide

lactique, de l’acide urique, des protéines filtrées, du bicarbonate, du phosphate, du sodium, du potassium

et de l’eau. Les signes cliniques observables sont une polyurie, polydipsie, déshydratation,

amaigrissement, ils peuvent varier en intensité selon les cas (de Morais et al., 2008). Souvent le premier

signe d’appel est une glycosurie ou une hypoglycémie.

A l’heure actuelle, le syndrome de Fanconi est très rare chez le chat. Il a été diagnostiqué seulement sur

quatre chats qui ont déclaré un syndrome de Fanconi acquis suite à un traitement à base de chlorambucil

(Reinert et Feldman, 2015). Dans cette étude, un lymphome digestif de bas grade ou une maladie

inflammatoire chronique de l’intestin justifiant le recours au chlorambucil avait été diagnostiqué sur les

quatre chats. Le diagnostic de syndrome de Fanconi a été confirmé par un dépistage urinaire mesurant

l’aminoacidurie effectué dans le laboratoire PennGen de l’université vétérinaire de Pennsylvanie.

40

2.3. Fraction d’excrétion

a) Indications

La fraction d’excrétion est la fraction d’une substance filtrée retrouvée dans les urines suite à la

réabsorption et à la sécrétion tubulaire (Reine et Langston, 2005). L’alimentation, l’influence hormonale

et la variation journalière ont un impact sur la fraction d’excrétion. Elle ne correspond donc pas

réellement à l’excrétion d’une substance dans l’urine sur 24h mais seulement à une approximation

raisonnable. Lors de l’interprétation des résultats il est donc important de prendre en compte d’autres

éléments du tableau clinique (Finco et al., 1997).


En comparant la concentration urinaire d’un soluté et la créatinine avec les concentrations dans le plasma,

la fraction d’excrétion peut être calculée (Waldrop, 2008). Quand la fraction d’excrétion est inférieure à

1,0, le soluté a une résorption nette, si le ratio est supérieur à 1,0 le soluté a une sécrétion nette (Rose et

Post, 2001). La fraction d’excrétion est calculée grâce à la formule suivante (Reine et Langston, 2005) :

FE (soluté)= (U(soluté)/P(soluté)) x (P(Cr)/U(Cr)) x 100

Avec U(soluté) la concentration urinaire en un soluté, P(Cr) concentration du plasma en créatinine, U(Cr)

concentration urinaire en créatinine, P(soluté) la concentration du plasma en un soluté.

Avant de mesurer la fraction d’excrétion, il est préférable de normaliser la ration alimentaire de l’animal

au moins une semaine avant le test pour minimiser les fluctuations dues au régime alimentaire. L’animal

doit être normohydraté et ce depuis plusieurs jours pour éviter les erreurs dues à une compensation rénale

en réponse à un déséquilibre hydrique (Pressler, 2013).

c) Interprétation

La détermination des valeurs de référence de fraction d’excrétion est difficile chez le chat car beaucoup

de facteurs influencent la fraction d’excrétion (Adams et al., 1991) (Tableau 9). Les valeurs de fraction

d’excrétion varient selon les besoins de l’animal pour maintenir l’homéostasie. Certaines valeurs de

fraction d’excrétion peuvent donc être la conséquence d’une adaptation physiologique et non de lésions

pathologiques entrainant un dysfonctionnement tubulaire (Lefebvre et al., 2008).

41

De plus, il a été montré dans une étude que la fraction d’excrétion du sodium et du potassium n’étaient

pas des indicateurs fiables de l’excrétion de ces électrolytes sur 24h chez les chats avec une insuffisance

rénale chronique ou un débit de filtration glomérulaire inconnu. La fraction d’excrétion du potassium et

du sodium ne correspondait que modérément à leur excrétion sur 24h chez des chats cliniquement sains

(Adams et al., 1991).

Tableau 9 : Valeurs de référence des fractions d'excrétion des principaux ions chez le chat (Lefebvre et al., 2008)

Avant d’interpréter les résultats il faut prendre en compte plusieurs paramètres. Il faut avoir connaissance

de la concentration dans le sérum de l’électrolyte dont on souhaite mesurer la fraction d’excrétion (si la

concentration sérique est supérieure aux valeurs usuelles il est normal de trouver une fraction d’excrétion

plus élevée que ce qui est attendu).

D’autre part, une potentielle maladie endocrinienne peut modifier les résultats. Pour un patient

hyperparathyroïdien, la fraction d’excrétion du calcium est plus faible que la norme et celle du phosphore

plus élevée. Une quantité insuffisante d’aldostérone entraine une réabsorption diminuée du sodium et une

réabsorption excessive du potassium dans le tubule distal (Osborne et Stevens, 1999). Enfin, même en cas

de néphropathie aiguë ou chronique, la concentration sérique en électrolyte peut être dans la norme si les

segments indemnes du néphron peuvent compenser les segments lésionnels (Pressler, 2013).

A cause des fluctuations de la fraction d’excrétion et des paramètres à prendre en compte pour

l’interpréter correctement, elle est peu utilisée en clinique. En pratique, la fraction d’excrétion peut être

utilisée pour diagnostiquer une insuffisance rénale aiguë pré-rénale ou une perte en ions.

Na Cl K P

Fraction

d’excrétion

<1% 1,3% 24% 73%

42

2.4. Dosages hormonaux

2.4.1. Le cortisol

Le cortisol est secrété par la zone fasciculée des glandes surrénales à partir du cholestérol. Sa sécrétion est

stimulée par l’ACTH (adrenocorticotrophic hormone) sécrétée par l’adénohypophyse qui est elle-même

stimulée par la CRH (Corticotropin Releasing Hormone) sécrétée par l’hypothalamus. Le cortisol exerce

un rétro-contrôle sur cet axe corticotrope à deux niveaux en inhibant la sécrétion de CRH et d’ACTH.

Chez le chat, bien que le cortisol soit le glucocorticoïde le plus sécrété par les glandes surrénales,

seulement une faible quantité de cortisol libre, cortisol conjugué et cortisol métabolisé sont excrétés par

les reins et se retrouvent dans les urines (Goossens et al., 1995).

a) Indication

Le rapport créatinine/cortisol urinaire (RCCU) permet une évaluation de la sécrétion de glucocorticoïdes

sur une période de temps. La créatinine urinaire est stable au cours de la journée donc ce rapport permet

de réduire l’impact des variations journalières du cortisol. C’est donc une bonne évaluation de la fonction

corticosurrénalienne qui peut être utilisée pour diagnostiquer un hyperadrénocorticisme (de Lange et al.,

2004). L’hyperadrénocorticisme est une affection très rare chez le chat. Les chats atteints

d’hyperadrénocorticisme souffrent souvent de diabète insulino-résistant concomitant (Goossens et al.,

1995). Ainsi, les signes cliniques sont ceux d’un diabète ainsi que des signes propres à l’hypercorticisme

(signes cutanés et distension abdominale).

Certaines affections d’origine non surrénalienne comme une maladie rénale ou une affection du bas

appareil urinaire peuvent aussi affecter l’axe corticotrope et entrainer un RCCU supérieur à la norme

(Henry et al., 1996). Certaines preuves suggèrent également que l’hyperthyroïdisme chez les chats est

associé à une réponse excessive du cortex surrénalien (Zerbe et al., 1987) et une étude menée par De

Lange et al. en 2004 montre que le RCCU peut être anormalement haut pour des chats atteints

d’hyperthyroïdie. Bien que les signes cliniques de l’hyperthyroïdie et de l’hyperadrénocorticisme chez le

chat soient différents, l’hyperthyroïdie devrait être exclue par un dosage de l’hormone T4 lors de

suspicion d’hyperadrénocorticisme basée sur un RCCU anormalement élevé.

43


La méthode idéale pour mesurer l’excrétion de cortisol consiste à mesurer la concentration en cortisol sur

un prélèvement d’urine sur 24h pour tenir compte des variations journalière du cortisol. Pour s’affranchir

de cette méthode de recueil contraignante, l’excrétion de cortisol peut être mesurée en calculant le RCCU

à partir d’un prélèvement ponctuel (Cauvin et al., 2003 ; de Lange et al., 2004 ; Goossens et al., 1995).

Plusieurs techniques peuvent être utilisées pour mesurer la concentration en cortisol dans les urines, par

exemple un dosage radio-immunologique (Rijnberk et al., 1988) ou un immunodosage en

chimioluminescence (Cauvin et al., 2003). Selon la technique de mesure choisie, les valeurs de référence

pour les RCCU peuvent être différentes. Chaque laboratoire devrait donc établir des valeurs de référence

(Cauvin et al., 2003; Zimmer et Reusch, 2003).

c) Interprétation

La concentration urinaire en cortisol peut varier sous l’influence de nombreux facteurs provoquant une

stimulation de l’axe corticotrope. Chez le chat, l’axe corticotrope répond fortement à des épisodes de

stress tels que les manipulations ou la vaccination, provoquant une augmentation de la sécrétion de

cortisol.

Différentes études ont comparé les RCCU selon les conditions de prélèvement de l’urine. Zimmer et

Reusch (2003) ont montré que le RCCU prélevé en clinique était significativement plus élevé que ceux

prélevés à la maison. Ni l’âge, ni le sexe, ni le type d’environnement habituel (extérieur/intérieur) n’ont

eu d’influence sur la concentration urinaire en cortisol. De même Cauvin et al. (2003) ont montré qu’une

augmentation significative du RCCU était observée lorsque le chat était hospitalisé ou soumis à un acte

vétérinaire. Il paraît donc préférable de prélever les urines au préalable, chez le propriétaire au calme,

pour obtenir des résultats cohérents avec l’état réel de la fonction corticosurrénalienne de l’animal.

Cauvin et al. (2003) ont également montré que le RCCU était très variable d’un chat à l’autre, ce qui

suggère que la concentration urinaire de cortisol pourrait varier aussi selon le rythme circadien.

44

2.4.2. L’aldostérone

L’aldostérone est un minéralocorticoïde produit dans la zone glomérulée des glandes surrénales. Cette

hormone favorise l’excrétion de potassium dans les urines et l’absorption du sodium au niveau des

cellules du tubule contourné distal rénal et des tubes collecteurs rénaux ainsi qu’au niveau des glandes

sudoripares, salivaires et du côlon. La réabsorption du sodium a pour conséquence une réabsorption d’eau

ce qui mène à une augmentation de la volémie. L’hyperaldostéronisme est une affection rare chez le chat.

L’hyperaldostéronisme primaire est dû à une tumeur ou à une hyperplasie des glandes surrénales qui

sécrètent de l’aldostérone de manière autonome (Ash et al., 2005 ; Volmer, 2007 ; Djajadiningrat-Laanen

et al., 2008 ; Javadi et al., 2005).

A l’heure actuelle, le diagnostic de l’hyperaldostéronisme repose sur un rapport augmenté entre la

concentration plasmatique en aldostérone et la concentration plasmatique en rénine (RAR) (Javadi et al.,

2005). En effet, une concentration plasmatique en rénine faible indique une origine primaire de

l’hyperaldostéronisme alors qu’une concentration plasmatique normale ou augmentée de la rénine oriente

vers un hyperaldostéronisme secondaire à une maladie rénale chronique. Cependant, les techniques de

prélèvement pour obtenir le RAR présentent quelques inconvénients. Pour obtenir un RAR, le volume de

sang à prélever est important (au moins 4ml) et le plasma doit être congelé directement après le

prélèvement. La mesure de la concentration plasmatique en rénine est peu disponible et les valeurs de

référence sont très variables selon les laboratoires (Djajadiningrat-Laanen et al., 2008). De plus, plusieurs

mesures de RAR sont nécessaires pour confirmer le diagnostic d’hyperaldostéronisme (Javadi et al.,

2005). La mesure du rapport entre la concentration urinaire d’aldostérone et de créatinine (RAU)

constitue une évaluation de la sécrétion d’aldostérone dans le temps. Pour cette mesure l’échantillon ne

nécessite pas une congélation immédiate et le prélèvement est relativement facile.

Dans une étude menée par Djajadiningrat-Laanen et al en 2008, le RAU a été mesuré sur 42 chats sains

avant et après administration de chlorure de sodium et d’acétate de fludrocortisone. La gamme de valeur

de référence obtenue était assez large ce qui montre une certaine variation interindividuelle du RAU. Les

résultats ont montré qu’une valeur anormale de RAU ne révélait pas toujours un hyperaldostéronisme.

Djajadiningrat-Laanen et al. ont également voulu montrer si un nouveau test de suppression à base de

fludrocortisone ou de chlorure de sodium était envisageable pour confirmer un RAU augmenté. Le test de

suppression à base de chlorure de sodium administré par voie orale n’a pas permis de détecter

correctement les patients atteints d’hyperaldostéronisme. Cependant, pour les 15 chats sains qui ont reçu

de l’acétate du fludrocortisone le RAU s’est vu diminuer. Pour les trois chats atteints

d’hyperaldostéronisme, un seul a présenté une augmentation significative de son RAU suite à

l’administration d’acétate de flurocortisone. Ce résultat suggère que le test de suppression à base

d’acétate de fludrocotisone pourrait s’avérer utile dans le diagnostic d’hyperaldostéronisme chez le chat.

45

2.4.3. Les catécholamines

Les catécholamines sont synthétisées au niveau de la zone médullaire des glandes surrénales et par les

neurones postganglionaires du système nerveux orthosympathique. Parmi les catécholamines figurent

l’adrénaline, la noradrénaline et la dopamine.

a) Indication

Le rapport de concentration urinaire de catécholamine sur créatinine est surtout utilisé pour le diagnostic

de phéochromocytomes. Il existe différents types de phéochromocytome. Certains sont appelés

surrénaliens si la tumeur se développe dans la médulla, d’autres extrasurrénaliens (paragangliomes) si la

tumeur se développe au niveau des paraganglions. Ils peuvent être localisés au niveau du cou, du

médiastin et dans la région pelvienne (Sheps et al., 1990). Les tumeurs de la glande surrénale sont très

rares chez le chat. Leur fréquence est 6 à 7 fois moindre que chez le chien. Les phéochromocytomes

constituent 22% des tumeurs surrénaliennes chez le chat (Myers, 1997). Peu de phéochromocytomes

félins ont donc été décrits. Les principaux signes cliniques rapportés sont une polyurie-polydipsie, un

abattement et de l’anorexie. Des crises épileptiques et des vomissements intermittents peuvent également

être observés (Maher et McNiel, 1997). Trois cas de phéochromocytomes extrasurrénaliens ont été décrits

chez le chat dans les années 90 (Chun et al., 1997; Patnaik et al., 1990).

Il a été en prouvé par Kook et al. en 2007 que le rapport de concentration urinaire en catécholamines sur

créatinine était plus élevé chez des chiens atteints de phéochromocytomes que chez des chiens sains. Vu

la faible incidence du phéochromocytome chez le chat, la fiabilité de ce rapport n’a pas été encore

évaluée dans cette espèce.


L’excrétion de catécholamines subit également des variations diurnes comme les autres hormones. Le

calcul du rapport de la concentration urinaire en catécholamines sur la concentration urinaire en créatinine

permet une bonne évaluation de l’excrétion de catécholamines dans le temps (Quante et al., 2010). Ce test

se fait sur un prélèvement ponctuel dans un laboratoire spécialisé.

46

c) Interprétation

La libération de catécholamines peut être stimulée par l’hypovolémie, l’hypotension, une hémorragie,

l’hypoglycémie, un stress ou la perception d’un danger (Kemppainen et Behrend, 1997). Les

catécholamines sont excrétées en faible proportion dans les urines. Leur excrétion dépend de l’activité du

patient, par exemple chez l’homme elle est stimulée par une activité intense intellectuelle ou physique.

Les catécholamines alimentaires sont excrétées sous la forme conjuguée. Il est donc préférable de doser

les catécholamines libres pour évaluer au mieux la concentration urinaire en catécholamines

(Kemppainen et Behrend, 1997).

Plusieurs facteurs ont une influence sur l’excrétion de catécholamines et peuvent fausser les résultats.

Dans une étude Kook et al. ont montré en 2007 que le stress d’un acte vétérinaire comme un prélèvement

urinaire, ou le stress lié à une hospitalisation provoquait une augmentation du rapport

catécholamines/créatinine urinaires chez le chien.

D’autre part, Quante et al. ont montré en 2010 que certains chiens atteints d’hypercorticisme présentaient

des rapports catécholamines/créatinine urinaires augmentés par rapport aux chiens sains. Ainsi, un rapport

catécholamines/créatinine urinaires augmenté n’est pas forcément signe de phéochromocytome. Pour

distinguer phéochromocytome et hypercorticisme, il faut calculer les rapports pour tous les différents

types de catécholamines. D’après une étude de Cameron et al. en 2010, des chiens atteints d’autres

maladies systémiques graves (pancréatites, maladies auto-immunes, affection hépatobiliaire, troubles

respiratoires, affections neurologiques, néoplasies) peuvent présenter un rapport urinaire

catécholamines/créatinine urinaires supérieur à ceux de chiens sains du même âge.

Ces études suggèrent une influence similaire du stress et d’autres maladies systémiques sur le rapport

urinaire catécholamines/créatinine urinaires chez le chat, bien que rien n’ait été démontré dans cette

espèce.

47

3. Examen microscopique du sédiment urinaire

L’examen du sédiment urinaire est une phase importante de l’analyse urinaire de routine. L’examen

macroscopique du sédiment est la première étape et apporte déjà des éléments intéressants. Cependant,

c’est surtout l’examen microscopique qui permet d’approfondir le diagnostic.

3.1. Indications

L’examen microscopique du sédiment urinaire est souvent complémentaire de l’analyse physique et

biochimique de l’urine. Il permet de mettre en évidence des éléments que les bandelettes ne peuvent

détecter comme des cristaux, des leucocytes, des cellules épithéliales, des bactéries, des cylindres, des

levures, des hyphes ou des parasites.

Les éléments diagnostiques révélés par les bandelettes sont à mettre en relation avec d’autres éléments

révélés par l’examen du sédiment. Par exemple, une protéinurie modérée en l’absence d’un nombre

significatif d’hématies et de leucocytes suggère une protéinurie d’origine glomérulaire. Au contraire, une

protéinurie modérée associée à la présence d’hématies et de leucocytes indique une réponse

inflammatoire de l’appareil urinaire ou génital (Osborne et Stevens, 1999).

L’examen du sédiment n’est pas toujours effectué si les analyses chimiques et physiques sont normales et

que l’animal ne présente aucun signe clinique.

3.2. Méthode pour l’examen du sédiment urinaire

3.2.1. Préparation de l’échantillon

L’échantillon obtenu doit être bien homogénéisé afin de limiter la perte d’éléments organisés. Il est

ensuite transféré dans un tube ou un cône fermé en vue d’une centrifugation. La centrifugation doit se

faire pendant 5 minutes à une vitesse relativement faible, idéalement avec une force de centrifugation

relative de 450 tours par minute, pour ne pas induire des artéfacts sur les structures présentes. Le freinage

de la centrifugeuse doit se faire naturellement pour ne pas remettre en suspension des éléments du

sédiment. Une fois centrifugé, le surnageant de l’échantillon est prélevé en laissant 0,5 ml d’urine avec le

sédiment. Le sédiment et l’urine restante doivent être homogénéisés doucement, à l’aide d’une pipette ou

en tapotant du doigt. Une goutte du sédiment remis en suspension est déposée sur une lame de

microscope et recouverte par une lamelle. L’utilisation systématique du même matériel est recommandée

pour standardiser l’examen. Une coloration n’est pas nécessaire la plupart du temps pour visualiser les

éléments du sédiment (Osborne et Stevens, 1999 ; Sink et Weinstein, 2012).

48

3.2.2. Examen au microscope

Pour mieux visualiser les éléments du sédiment, le condensateur du microscope doit être abaissé. Il est

important de tourner en continu la molette de la mise au point fine pour bien visualiser les éléments du

sédiment. L’ensemble de la lamelle est d’abord parcouru au premier grossissement (x10). Les éléments

les plus lourds comme les cylindres ont tendance à s’accumuler sur le bord de la lamelle. Au faible

grossissement on peut observer les cylindres, les cristaux et certains parasites. Au grossissement x40 on

peut observer des hématies, des globules blancs, des cellules épithéliales, des bactéries, des champignons,

des parasites ou des plus petits cristaux.

Pour une numération précise des éléments, il est préférable d’utiliser un quadrillage d’évaluation

standardisé. Sinon, il est possible de compter chaque structure dans au moins 10 à 15 champs et faire une

moyenne des éléments vus mais cette méthode n’apportera pas de résultats précis.

3.3. Interprétation

3.3.1. Hématies

Les hématies s’observent au grossissement x40. Elles sont incolores, homogènes, biconcaves et sans

noyau chez les chats (Figure 4). Elle peuvent changer d’aspect selon la densité de l’urine : dans une urine

très diluée les hématies sont gonflées et globuleuses, dans une urine très concentrée elles sont de taille

plus réduite, crénelées ou distordues du fait de la déshydratation (Osborne et Stevens, 1999).

Les gouttes lipidiques, les bulles d’air ou les levures peuvent facilement se confondre avec des hématies.

Lors de l’ajout d’acide acétique, les hématies sont lysées, ce qui permet de les différencier des autres

structures en cas d’incertitude. D’autre part, les hématies sont de taille plus petite et d’apparence plus

lisse que les leucocytes (Sink et Weinstein, 2012).

Figure 4 : Hématies x40 dans un culot urinaire (Sink et Weinstein, 2012)

49

3.3.2. Leucocytes

Les leucocytes sont en général 1,5 fois plus gros que les hématies et présentent un noyau qui peut être de

différentes formes. Les leucocytes les plus représentés dans l’urine sont les neutrophiles. Ils sont

reconnaissables grâce aux granules cytoplasmiques qu’ils contiennent. Les granulocytes éosinophiles sont

différenciables des granulocytes neutrophiles si l’échantillon a été coloré avec la coloration

Romanowsky. Les lymphocytes sont plus petits et présentent un noyau de taille importante par rapport à

l’espace occupé par le cytoplasme. Ils peuvent être facilement confondus avec des hématies. L’ajout

d’acide acétique permet de les différencier car les hématies seront alors lysées et le noyau des

lymphocytes plus apparent. Les macrophages sont les leucocytes les plus volumineux avec un noyau

ovoïde à lobulé avec un cytoplasme abondant. Ils peuvent parfois contenir des vacuoles et ou des

inclusions (Sink et Weinstein, 2012) (Figure 5).

Le nombre de leucocytes est jugé anormal lorsqu’il est supérieur à cinq par champ à fort grossissement.

Cet excès de leucocytes indique la présence d’une inflammation du tractus urinaire. L’inflammation peut

être stérile, par exemple en cas de processus tumoral ou d’urolithiase, ou infectieuse (Reine et Langston,

2005). En cas de pyurie il est fortement recommandé de faire une uroculture pour confirmer ou non la

présence significative de bactéries (Bailiff et al., 2008).

Lorsque l’échantillon a été prélevé par cystocenthèse, l’inflammation peut provenir des reins, des uretères

ou de la vessie. Une atteinte inflammatoire du bas tractus urinaire n’est cependant pas exclue. Pour un

échantillon récolté par miction spontanée, l’inflammation peut également provenir de l’appareil génital ou

de la peau (Osborne et Stevens, 1999).

Figure 5 : Leucocytes, hématies et bactéries x40 dans un culot urinaire (Sink et Weinstein, 2012)

Tête de flèche: hématie Flèche : leucocyte Pointillés : bactérie

50

Les infections urinaires bactériennes peuvent aussi se produire sans pyurie concomitante observable au

microscope. C’est souvent le cas des animaux atteints d’hypercorticisme, diabétiques, immunodéprimés,

ou sous traitement corticoïde (Osborne et Stevens, 1999 ; Reine et Langston, 2005).

3.3.3. Cellules épithéliales

Les cellules épithéliales retrouvées dans les urines sont issues de la dégénérescence des cellules qui

tapissent les muqueuses de l’appareil uro-génital. Il est normal d’en retrouver en faible quantité dans les

urines. Toutefois, un nombre important de cellules épithéliales peut être associé à une infection, une

inflammation, une irritation ou un phénomène néoplasique de l’appareil uro-génital (Reine et Langston,

2005).

D’autres méthodes diagnostiques plus fiables doivent être utilisées pour confirmer la présence de ces

lésions.

Trois types de cellules épithéliales peuvent être différenciés, les cellules tubulaires rénales (rares), les

cellules épithéliales transitionnelles et les cellules épithéliales squameuses (Figure 6).

Figure 6 : Différents types de cellules épithéliales x40 dans un culot urinaire (Osborne et Stevens, 1999; Sink et Weinstein, 2012)

51

3.3.4. Cylindres

a) Généralités sur les cylindres urinaires

Les cylindres se forment dans les tubules rénaux, notamment au niveau de l’anse de Henlé, les tubules

distaux et les tubes collecteurs. Ils sont constitués d’un filet de protéine fibrillaire ou matrice

mucoprotéique formée à partir de la mucoprotéine de Tamm-Horsfall (Osborne et Stevens, 1999). Cette

mucoprotéine, sécrétée par les cellules épithéliales qui tapissent la paroi des tubules, peut précipiter et

former comme un moulage de la lumière du tubule, incluant parfois des éléments du filtrat (Sink et

Weinstein, 2012). Les cylindres ont une forme cylindrique avec des côtés parallèles et leurs extrémités

peuvent être arrondies, carrées, irrégulières ou effilées. Leur forme et leur longueur varient selon la

morphologie de la lumière dans laquelle ils se sont formés (Stockham et Scott, 2008). Les cylindres se

forment préférentiellement dans une urine très concentrée ou acide et lors de stases du filtrat tubulaire

(Reine et Langston, 2005). Ils sont classifiés selon la présence ou non d’inclusions et leur nature. Il existe

des cylindres hyalins, épithéliaux, graisseux, granuleux, cireux, hématiques, leucocytaires, mixtes,

bactériens ou de grande taille (Osborne et Stevens, 1999 ; Sink et Weinstein, 2012).

Il est normal de trouver un ou deux cylindres hyalins par champ de faible grossissement dans une urine de

concentration modérée. La cylindrurie est définie par un excès de cylindre dans les urines. Elle indique

une néphropathie dont l’origine peut être primaire ou secondaire (Reine et Langston, 2005). Cependant,

l’absence de cylindre dans les urines n’exclut pas une affection tubulaire rénale et la nature des cylindres

a rarement une signification diagnostique spécifique, même si elle peut fournir des informations sur la

nature des lésions du tubule rénal (Osborne et Stevens, 1999).

52

b) Description des principaux cylindres

Les principaux cylindres retrouvés dans les urines chez le chat sont décrits dans le tableau (Figure 7).

Figure 7 : Principaux cylindres urinaires x20 dans un culot urinaire (Donna Burton ; Sink et Weinstein, 2012)

53

3.3.5. Bactéries

Des bacilles et des coques peuvent être identifiées dans le sédiment urinaire après centrifugation ou dans

l’urine non centrifugée. Une coloration Gram ou Diff-Quick facilite leur détection. De plus, un examen

sous faible lumière, au fort grossissement à sec ou sous huile à immersion est recommandé pour bien

visualiser ces structures. Toutefois, l’absence de détection de bactéries n’exclut pas leur présence dans

l’urine (Osborne et Stevens, 1999). Un chat présentant une insuffisance rénale ou un diabète sucré doit

être testé fréquemment pour repérer une infection du tractus urinaire même s’il ne présente aucun signe

clinique.

La détection de bactéries dans le sédiment urinaire suggère une infection du tractus urinaire. Cependant,

en cas de mise en évidence de bactéries dans le sédiment urinaire une culture urinaire est indispensable

pour vérifier leur présence. Une bactériurie, une pyurie ou une hématurie sont souvent associées à une

culture bactérienne urinaire positive (Bailiff et al., 2008).

3.3.6. Levures et champignons filamenteux

Les levures sont de forme ovoïde et incolores. Un test à l’acide acétique permet de les différencier des

hématies. Les champignons filamenteux se retrouvent sous la forme de filaments du mycélium appelés

hyphes. Ils peuvent se confondre avec des formes filamenteuses de bactéries (Osborne et Stevens, 1999).

Le plus souvent les levures ou champignons retrouvés dans les urines sont associés à une contamination,

comme Candida sp. qui fait partie de la flore commensale du tractus urogénital. Leur présence en grand

nombre peut être due à une infection urinaire résistante ayant été traitée par antibiothérapie ou à une

glucosurie associée à un diabète sucré. Lors de maladie fongique polysystémique impliquant les reins, des

infections fongiques de type blastomycose, cryptococcose, coccidiodomycose ou aspergillose peuvent

être révélés dans le sédiment urinaire (Sink et Weinstein, 2012).

3.3.7. Parasites

Des œufs de parasites peuvent être observés dans le sédiment urinaire par contamination fécale ou par

infection parasitaire plus rarement. Ils peuvent se confondre avec des grains de pollen (Stockham et Scott,

2008). Les œufs le plus souvent retrouvés chez le chat sont ceux de Capillaria felis cati. Ils sont incolores

avec une forme ovale et des bouchons bipolaires (Osborne et Stevens, 1999).

54

3.3.8. Spermatozoïdes

De l’urine normale de chat mâle non castré peut contenir des spermatozoïdes. Ils peuvent être retrouvés

dans des échantillons d’urine prélevés par cystocenthèse du fait d’une éjaculation rétrograde ou de leur

motilité. Ils sont facilement identifiables grâce à leur flagelle (Osborne et Stevens, 1999).

3.3.9. Lipidurie

Des gouttelettes lipidiques peuvent être observées de manière physiologique chez les chats. Elles sont de

forme sphérique avec une coloration noire lorsqu’elles sont observées à faible grossissement en lumière

tamisée. Leur origine n’est pas bien définie. Il n’y aurait aucune corrélation entre lipidémie et lipidurie


3.3.10. Cristaux

a) Définition

Beaucoup de cristaux de différents types peuvent être retrouvés dans le sédiment urinaire. Ils sont formés

par précipitation de solutés, surtout des sels inorganiques, de composants organiques et de composants

iatrogénes (Strasinger et DiLorenzo, 2008). Les cristaux se forment dans une urine sursaturée en

substances cristallogènes. Après leur formation, ils sont éliminés de manière physiologique via l’urine ou

ils stagnent dans le tractus urinaire, ce qui peut conduire à la formation d’urolithiase. La détection de

certains types de cristaux (urates d’ammonium et cystine), chez des individus cliniquement sains, la

détection fréquente d’importants agrégats de cristaux (oxalates de calcium ou phosphates ammoniaco-

magnésiens) chez des patients asymptomatiques ou la détection de n’importe quelle forme de cristaux

dans de l’urine fraichement récoltée provenant de patients ayant une urolithiase confirmée peut avoir une

importance diagnostique, thérapeutique et pronostique (Osborne et Stevens, 1999).

L’interprétation d’une cristallurie permet une détection des prédispositions de certains patients à la

formation de lithiase, une estimation de la composition minérale des lithiases et une appréciation de

l’effet de traitements mis en place pour prévenir ou dissoudre les lithiases.

Seuls les cristaux les plus souvent retrouvés dans les urines félines seront détaillés par la suite.

55

b) Facteurs influençant la formation des cristaux

Les cristaux urinaires peuvent se former in vitro après le prélèvement. L’analyse d’échantillons d’urine de

chats et de chiens stockés pendant 24h au réfrigérateur a révélé 28% de faux positifs. La réfrigération

favorise la formation de cristaux. Pour interpréter correctement une cristallurie il faut analyser

l’échantillon moins d’une heure après le prélèvement (Albasan et al., 2003).

En effet, une étude montre que 92% des chats nourris avec une alimentation mixte et ne présentant pas de

signes cliniques d’atteinte du tractus urinaire, présentaient une cristallurie dans les échantillons stockés

plusieurs heures avant analyse. Une analyse des échantillons fraichement récoltés a montré que seulement

24% des chats présentaient une cristallurie (Sturgess et al., 2001).

Une densité urinaire importante, une forte concentration urinaire en substances cristallogènes et un faible

débit urinaire sont des facteurs prédisposant à la formation de cristaux (Reine et Langston, 2005).

D’autre part, un certain intervalle de pH est propice à la formation et la persistance de différents cristaux.

Il existe aussi des cristaux dont la formation n’est aucunement influencée par le pH, comme l’oxalate de

calcium (Osborne et Stevens, 1999) (Tableau 10).

Le régime alimentaire est également un facteur influençant la formation des cristaux. Par exemple, une

alimentation humide permet une émission d’urine en quantité plus importante entrainant une réduction de

la densité urinaire et donc un risque moins élevé de formation de cristaux, notamment pour les cristaux

d’oxalates de calcium. Les félins boivent naturellement en très petite quantité. Un chat nourri avec une

alimentation sèche augmente son comportement dipsique, mais pas toujours en quantité suffisante pour

compenser le manque d’humidité de sa ration et sera plus sujet aux lithiases (Buckley et al., 2011).

La formation de certains cristaux peut aussi être due à l’utilisation de certains médicaments, comme

l’ampicilline, la sulfadiazine ou les produits de contraste radio-opaques (Osborne et Stevens, 1999).

56

c) Struvites ou cristaux de phosphate ammoniaco-magnésien (PAM)

Les cristaux de struvites représentent le type de cristaux le plus couramment retrouvé chez le chat. Ces

cristaux sont composés de phosphate ammoniaco-magnésien hexohydrate. Ils sont reconnaissables à leur

aspect de prisme incolore en forme de cercueil de taille variable. Ils ont au moins trois à six côtés et des

extrémités obliques (Osborne et Stevens, 1999) (Figure 8). Chez le chat spécifiquement, les cristaux de

struvites sont souvent retrouvés dans les urines en l’absence d’infection de tractus urinaire concomitante

(Case et al., 2011).

d) Oxalates de calcium

Les cristaux d’oxalates de calcium sont beaucoup plus présents depuis les 20 dernières années (Tableau

10). Cette augmentation d’incidence peut être expliquée par l’utilisation excessive et non adaptée d’une

alimentation spécifique favorisant la dilution des lithiases de struvites. Ce type d’alimentation à long

terme crée des conditions urinaires favorisant la formation de cristaux d’oxalates (Sturgess et al., 2001).

Les cristaux d’oxalates de calcium monohydratés ont une forme ovale, en fuseau ou en haltère. Les

cristaux d’oxalates de calcium dihydratés ont une forme caractéristique dipyramidale, octahédrique ou

d’enveloppe (Figure 9).

Figure 8 : Cristaux de struvites (Osborne et Stevens, 1999 ; Sink et Weinstein, 2012)

57

La présence de grandes quantités de cristaux de monohydrate d’oxalate de calcium dans l’urine

fraichement émise doit faire suspecter une hypercalciurie ou une hyperoxalurie (Sink et Weinstein, 2012).

Tableau 10 : Comparaison de l'incidence et des facteurs de prédisposition pour la formation des calculs de struvites et

d’oxalates de calcium ( Case et al., 2011 ; Sink et Weinstein, 2012 ; Osborne et Stevens, 1999 ; Osborne et Lulich, 2006)

Incidence (population féline) Population la plus touchée Facteurs de prédisposition

Struvites 48,5 % Chats < 4 ans - pH urinaire alcalin

- alcalose

- alimentation riche en protéines

- densité urinaire élevée

Oxalates

de calcium

40,6 % Chats > 4 ans - densité urinaire élevée

Indépendant du pH

Figure 9 : Cristaux d'oxalates de calcium (Sink et Weinstein, 2012)

58

III. Prélèvements d’urine ponctuels et techniques de conservation des échantillons

La méthode de prélèvement a une influence considérable sur les résultats de l’analyse. Il faut donc la

prendre en considération lors de leur interprétation. Il existe plusieurs méthodes qui présentent différents

avantages et inconvénients selon les paramètres mesurés.

1. Prélèvement ponctuel

1.1. Miction spontanée

Le recueil d’urine par miction spontanée est la méthode de prélèvement urinaire la moins invasive. Cette

méthode est notamment réalisable par les propriétaires. La première portion du jet urinaire est souvent

exclue du recueil car elle contient des éléments pouvant contaminer l’échantillon et provenant de

l’appareil génital, de la peau ou des poils (Osborne et Stevens, 1999). Pour limiter au maximum les

contaminations, l’urine peut être directement récupérée dans un récipient stérile et la région uro-génitale

de l’animal peut être nettoyée et désinfectée au préalable (Sink et Weinstein, 2012). Pour un chat il peut

s’avérer difficile de récupérer l’urine au moment de son émission. Il est possible de récolter l’urine dans

un bac à litière sans litière ou avec une litière non absorbante composée par exemple de billes de

propylène (Delport et Fourie, 2005).

Pour un animal stressé ou incontinent sur lequel une cystocenthèse ou un sondage urinaire serait difficile,

le recueil d’urine déjà au sol ou sur la table de consultation peut constituer une alternative. Il faudra tenir

compte des contaminations du milieu extérieur par des produits d’entretien, corps étrangers, bactéries ou

champignons et analyser l’échantillon rapidement (Sink et Weinstein, 2012).

Les échantillons prélevés au sol ou dans une litière ne semblent pas constituer de bons échantillons pour

réaliser des cultures bactériennes en raison d’une contamination liée à la flore commensale ou à

l’environnement. Néanmoins, ce type d’échantillon est valable pour une analyse urinaire physico-

chimique de dépistage.

Sa facilité d’exécution et son innocuité sont les points forts de cette technique de recueil. Cependant, elle

peut entrainer des contaminations de l’échantillon et nécessite la coopération de l’animal (Osborne et

Stevens, 1999 ; Sink et Weinstein, 2012).

59

1.2. Taxis externe

Cette technique consiste à comprimer manuellement la vessie pour induire la miction. Les chats ne

tolèrent pas toujours cette méthode qui peut se révéler traumatisante. La pression de la vessie peut

entrainer un reflux d’urine contenant potentiellement des bactéries de l’appareil génital dans le tractus du

haut appareil urinaire et augmenter les risque de pyélonéphrite ascendante si l’urine est infectée (Reine et

Langston, 2005). D’autre part, comme pour les échantillons récoltés par miction spontanée, les

échantillons récoltés par taxis externe peuvent présenter une contamination bactérienne provenant de

l’appareil génital, de la peau ou des poils de l’animal.

1.3. Sondage urinaire

Le sondage urinaire permet de prélever l’urine directement dans la vessie. La sonde doit être posée de

manière stérile et atraumatique pour éviter les complications (Osborne et Stevens, 1999). Les

conséquences d’une mauvaise technique de sondage peuvent être une infection bactérienne ou des lésions

urétrales.

Cette technique requiert un savoir-faire et du matériel stérile de qualité, notamment en cas d’obstruction

urétrale. Sur les chats, cet acte doit être réalisé sous anesthésie ou sous sédation. La zone urogénitale doit

être bien nettoyée et désinfectée au préalable pour limiter les contaminations. Pour un mâle, le pénis doit

être extériorisé du prépuce. Il faut aspirer l’urine lentement dans la vessie pour éviter de provoquer des

lésions de la muqueuse. Le passage de la sonde peut provoquer une hémorragie qui va modifier la

composition urinaire. Les premiers millilitres d’urine contiennent le plus de débris cellulaires provenant

de l’urètre et doivent être écartés de l’échantillon à analyser (Reine et Langston, 2005).

Il faut éviter les sondages inutiles pour les patients à haut risque d’infection du tractus urinaire,

notamment ceux atteints d’une affection du bas appareil urinaire, d’insuffisance rénale,

d’hypercorticisme, de diabète sucré ou de polyurie (Osborne et Stevens, 1999).

Lorsque le sondage est bien réalisé, la composition de l’échantillon obtenu est plus proche de la

composition réelle de l’urine comparée à celle d’un échantillon recueilli par taxis ou miction spontanée.

Toutefois, il n’est pas recommandé d’utiliser un échantillon recueilli par sondage urinaire pour effectuer

une analyse bactérienne et une mauvaise technique de sondage peut entrainer des complications.

60

1.4. Cystocenthèse

La cystocenthèse est la méthode idéale pour prélever de l’urine en vue d’une culture bactérienne. Cette

technique consiste à prélever l’urine directement dans la vessie à l’aide d’une aiguille stérile et d’une

seringue. Le patient est généralement placé sur le dos. La vessie peut être localisée par échographie

(Figure 10) ou manuellement. L’aiguille doit être insérée à travers la paroi abdominale avec un angle

approximatif de 45° pour limiter la fuite d’urine dans la cavité péritonéale (Figure 11). Une fois l’aiguille

bien positionnée dans la vessie, l’urine peut être aspirée lentement. Cette technique peut s’effectuer sans

anesthésie (Reine et Langston, 2005).

Il est préférable de ne pas réaliser une cystocenthèse sur une vessie en globe vésical pour éviter toute

rupture vésicale et uroabdomen. Le prélèvement par cystocenthèse représente un risque infectieux moins

important que le sondage urinaire et la contamination bactérienne de l’échantillon est moindre. De plus, il

est en général mieux toléré par les chats et facilite la localisation d’une hématurie, pyurie ou bactériurie.

Cependant, cette méthode de prélèvement peut provoquer une hématurie microscopique, surtout chez les

patients atteints de cystite, et le volume urinaire doit être suffisamment important pour permettre le

prélèvement (Osborne et Stevens, 1999).

Figure 10 : Cystocenthèse échoguidée (www.fregis.com)

Figure 11 : Prélèvement d'urine par cystocenthèse (Osborne et Stevens, 1999)

CR CR

CR : partie crâniale de l’animal

61

2. Techniques de conservation d’échantillons et leurs impacts sur la composition urinaire

2.1. Variations de la composition d’une urine non conservée

Pour obtenir des résultats significatifs lors d’une analyse urinaire, l’échantillon d’urine prélevé doit être le

plus représentatif possible de l’urine in vivo. Une fois prélevée, l’urine peut subir des modifications de

composition causées par des facteurs environnementaux comme la température, le pH ou la lumière. Les

principaux phénomènes responsables des modifications de la composition urinaire sont l’oxydation, les

réactions de photolyse, les effets de la croissance bactérienne et le métabolisme (Osborne et Stevens,

1999). Pour éviter ces phénomènes, l’échantillon d’urine doit être analysé sous 60 minutes (Albasan et

al., 2003). Dans la majorité des cas, plus le temps d’attente avant l’analyse est important et moins les

résultats sont fiables.

Lorsque l’urine est laissée à température ambiante, le CO2 qui s’échappe de l’urine et la prolifération

bactérienne produisant de l’uréase provoquent une alcalisation de l’urine. Une urine basique augmente la

probabilité d’obtenir des résultats faux-positifs de protéinurie sur bandelettes et favorise la lyse des

hématies, des cylindres et des leucocytes en quelques heures. L’augmentation du pH peut également

modifier la composition des cristaux (Osborne et Stevens, 1999).

La présence de bactéries dans l’urine, secondaire à une contamination lors du prélèvement ou à une

infection du tractus urinaire, peut fausser la concentration de glucose dans les urines (Sink et Weinstein,

2012). La prolifération bactérienne peut entrainer un changement de pH, une odeur ammoniaquée et une

diminution du glucose qui se retrouve métabolisé par les bactéries. En cas de prolifération importante,

l’urine peut également devenir trouble. Certaines bactéries ont une activité de peroxydase qui conduit à

des résultats faux-positifs d’hématurie, de myoglobinurie ou d’hémoglobinurie (Osborne et Stevens,

1999).

Une exposition à la lumière entraine la formation de biliverdine non réactive et/ou de bilirubine libre.

Pour éviter toutes ses modifications, différents moyens de conservations existent avec chacun divers

avantages et inconvénients selon l’analyse souhaitée.

62

2.2. Réfrigération

La réfrigération est le moyen de conservation d’urine le plus employé pour les analyses de routine car elle

ne risque pas d’interférer avec les réactions chimiques des bandelettes. Il est admis que l’urine peut être

conservée jusqu’à 24h entre 2 et 6°C dans un récipient hermétique et opaque afin d’éviter l’évaporation et

la photolyse. Les hématies restent stables dans une urine acidifiée réfrigérée pendant plusieurs jours et les

leucocytes restent stables dans une urine réfrigérée pendant 10 jours (Osborne et Stevens, 1999).

La réfrigération est efficace pour préserver les composants cellulaires et retarder la prolifération

bactérienne (Sink et Weinstein, 2012). Toutefois, elle n’est pas adaptée pour la recherche de cristallurie.

La réfrigération augmente le nombre de cristaux dans les échantillons (Albasan et al., 2003). De plus

l’urine froide donne lieu à une mesure de densité plus élevée que l’urine à température ambiante. Il est

donc conseillé de laisser les échantillons revenir à température ambiante avant de procéder à la mesure de

la densité et l’examen du sédiment urinaire (Sink et Weinstein, 2012).

2.3. Congélation

La congélation permet d’inhiber la prolifération bactérienne et de retarder la décomposition de la plupart

des métabolites. Elle conserve correctement le calcium, le sodium, le potassium, le chlorure, le

magnésium et les phosphates pendant au moins 10 semaines, donc la supersaturation relative (après

acidification) et les fractions d’excrétion peuvent être mesurées de manière fiable. Néanmoins, ce n’est

pas une méthode adaptée pour l’examen du sédiment car elle provoque divers degrés de destruction

cellulaire (Osborne et Stevens, 1999).

2.4. Acidification

Les cellules, les cylindres et certains constituants chimiques peuvent être conservés pendant une courte

durée par l’acidification de l’urine, surtout si le prélèvement est basique lors du recueil. Les cristaux se

trouvant normalement dans l’urine alcaline auront tendance à se dissoudre après l’acidification alors que

les cristaux existant dans l’urine acide auront tendance à se former. L’urine conservée par l’acide acétique

concentré peut être utilisée pour rechercher le calcium, l’acide oxalique, le phosphore, l’acide delta-

aminolévulinique, les catécholamines, les œstrogènes (œstradiol et œstrone) et l’hydroxyproline (Osborne

et Stevens, 1999).

63

2.5. Autres conservateurs usuels

Les conservateurs les plus utilisés sont le formol, le fluorure de sodium, le thymol et l’acide borique.

Le formol préserve les composants du sédiment et inhibe la croissance bactérienne. Néanmoins, il

interfère avec les composants chimiques du test sur bandelette pour la glycosurie, la présence de sang et

de leucocytes.

Le fluorure de sodium est utilisé pour conserver le glucose car il inhibe la glycolyse. Il interfère avec les

composants chimiques du test sur bandelette pour la glycosurie, la présence de sang et de leucocytes.

(Sink et Weinstein, 2012).

Le thymol est utilisé comme conservateur anti-bactérien, conservateur de glucose et du sédiment urinaire.

Toutefois, il interfère avec le test à l’acide sulfosalicylique pour la détection de protéinurie.

L’acide borique peut être utilisé pour l’examen du sédiment et la protéinurie. Il n’interfère pas avec des

réactifs des bandelettes sauf pour le pH urinaire (Osborne et Stevens, 1999). Une étude réalisée par

Rowlands et al. en 2011 montre que l’ajout d’acide borique à un échantillon urinaire prélevé par

cystocenthèse, en vue d’un envoi postal à température ambiante pour effectuer une culture bactérienne en

laboratoire, ne permet pas d’obtenir des résultats plus fiables. L’ajout d’acide borique augmente

significativement le nombre de résultats faux-négatifs.

Il est conseillé d’utiliser ces conservateurs en plus d’une réfrigération.

L’analyse urinaire, d’une analyse urinaire de routine à une analyse quantitative, est donc un outil

diagnostique non négligeable. Diverses techniques de prélèvement et de conservation ont été mises au

point pour obtenir le plus d’informations diagnostiques possibles à partir d’un échantillon ponctuel.

Cependant, la composition urinaire présente des variations journalières non négligeables. Les échantillons

ponctuels reflètent la composition de l’urine contenue dans la vessie au moment du prélèvement et ne

sont pas entièrement représentatifs de la composition urinaire de l’animal. Les analyses urinaires

ponctuelles constituent une alternative aux prélèvements de 24h mais présentent toutefois des limites.

64

IV. Indications, méthodes et pertinence des analyses urinaires sur 24h

1. Les limites d’un prélèvement ponctuel

1.1. Les rythmes biologiques responsables des variations de composition et de volume urinaire

Le fonctionnement des êtres vivants est soumis à différents rythmes biologiques. Ces rythmes biologiques

sont la conséquence de l’existence d’une horloge interne et de facteurs environnementaux, notamment la

lumière. Même si beaucoup d’études ont été effectuées chez l’Homme, la grande majorité des êtres

vivants, tels que les bactéries, les plantes, les champignons ou les animaux présentent également des

rythmes biologiques similaires (Teboul et al., 2005).

Le rythme circadien regroupe tous les processus biologiques qui ont une oscillation d’environ 24h. Un

des rythmes circadiens le plus important est le rythme veille-sommeil. La température corporelle oscille

aussi selon un cycle de 24h avec un pic en fin de journée et un minimum au milieu de la nuit (Math et al.,

2008). Les rythmes circadiens sont endogènes. Ils sont produits par une horloge biologique qui

fonctionne sans stimulus extérieur, dans des conditions parfaitement constantes de lumière et de

température. L’horloge biologique permet de constituer des mécanismes d’adaptation anticipative par

rapport aux changements journaliers de l’environnement (Teboul et al., 2005). L’horloge biologique ou

horloge interne est localisée dans les noyaux suprachiasmatiques de l’hypothalamus antérieur. Elle est

placée sous le contrôle de gènes d’horloge et de facteurs de l’environnement qui synchronisent l’horloge

sur 24h (Touitou, 2016). Ainsi, certains rythmes sont spontanés et complètement indépendants de

l’environnement, comme la régulation de la température corporelle ou de la concentration plasmatique en

cortisol, d’autres sont influencés par des facteurs environnementaux, comme le rythme veille-sommeil ou

la régulation de la concentration en hormone de croissance.

Le facteur environnemental le plus influent est la lumière. Lorsque la lumière traverse la rétine, un

message nerveux est transmis jusqu’au noyau suprachiasmatique via le nerf optique, puis jusqu’à la

glande pinéale ou épiphyse, lieu de production de la mélatonine. Pendant la nuit, la mélatonine est

sécrétée en quantité importante. Pendant la journée, elle n’est pas sécrétée (Math et al., 2008). La lumière

influe donc directement sur les variations de production de la mélatonine au cours du cycle circadien

(Namihira et al., 2001).

65

Le rythme d’activité a également une influence sur la synchronisation de l’horloge interne. Plus l’activité

physique et intellectuelle est importante pendant la journée et plus le sommeil se déclenchera

naturellement le soir. Le sommeil viendra plus tardivement si les activités quotidiennes ont été retardées

(Abe et al., 2004).

L’horloge interne régule l’activité de plusieurs horloges situées dans différents tissus périphériques. Elle

coordonne l’organisation des rythmes circadiens du sommeil et de la vigilance, de la sécrétion de

mélatonine et de cortisol (Math et al., 2008). Ainsi, l’activité des différents organes et les concentrations

plasmatiques hormonales varient au cours de la journée sous le contrôle de l’horloge interne. Ceci

explique que la composition et le volume urinaire présentent une fluctuation journalière.

Le chat, comme les autres animaux, est soumis au rythme circadien imposé par son horloge interne

(Lancel et al., 1991 ; Reppert et al., 1982). Toutefois, la disparité jour/nuit est moins distincte que chez

d’autres animaux. Le chat ne montre pas une phase distincte de sommeil prédominante. La distribution du

sommeil pendant la nuit et la journée est surtout dépendante de facteurs environnementaux tels que sa

stimulation sociale ou l’heure de ses repas. Sa température minimale est atteinte pendant la journée ce qui

suggère que le chat est principalement un animal nocturne (Lancel et al., 1991).

1.2. Les variations des concentrations hormonales au cours de la journée

Le cycle circadien a un impact sur la variation de production de certaines hormones au cours de la journée

(Gronfier et Brandenberger, 1998).

1.2.1. Variation du cortisol

Le cortisol est un glucocorticoïde sécrété par la zone fasciculée de la surrénale. La CRH produite dans

l’hypothalamus stimule la production d’ACTH par l’adénohypophyse qui stimule à son tour la production

de cortisol.

L’axe corticotrope est stimulé par le stress et l’activité physique. La concentration en cortisol varie donc

pendant la journée selon l’activité du patient. Par exemple, dans une étude la concentration de cortisol a

été mesurée chez des hommes pendant les périodes de travail et les périodes de repos. La concentration en

cortisol était plus importante pendant les périodes de travail et augmentait avec le nombre d’heures

travaillées (Marchand et al., 2013).

66

Chez le chat, des variations de cortisolémie dues au cycle circadien n’ont pas été mises en évidence. Une

étude menée chez des chiens a conclu à l’absence d’influence du rythme circadien sur la concentration

plasmatique en cortisol (Gordon et Lavie, 1985). Des études plus récentes seraient nécessaires pour

évaluer l’amplitude et l’origine des fluctuations de la cortisolémie sur 24h chez le chat.

1.2.2. Variation de l’aldostérone et de l’angiotensine II

Il a été montré chez le chien que les concentrations plasmatiques d’aldostérone et d’angiotensine II

varient au cours des 24h (Gordon et Lavie, 1985). Lors de cette étude, des chiens errants ont été

hospitalisés dans des cages individuelles pendant plusieurs semaines pour s’habituer aux lieux avec un

régime alimentaire fixe. L’alternance jour/nuit a été reconstituée par lumière artificielle. Au cours de

l’hospitalisation, des prélèvements urinaires sur 24h ainsi que des prélèvements sanguins pour mesurer

les concentrations de cortisol, d’aldostérone, d’ADH, d’électrolytes ont été effectués et la pression

artérielle a été mesurée. Les résultats ont montré que l’excrétion urinaire de sodium était plus importante

pendant la journée. Les concentrations plasmatiques en ADH, aldostérone et angiotensine II étaient plus

importantes la nuit qu’en journée, de même que l’excrétion urinaire en potassium. Le volume urinaire

était donc réduit pendant la nuit avec une urine d’osmolarité plus élevée et une forte concentration en

potassium. Pendant la journée, le volume urinaire était plus important avec une urine d’osmolarité plus

faible et une forte concentration en sodium. Ces modifications du volume et de la composition urinaire

étaient liées au rythme circadien des hormones. Les variations journalières de ces hormones n’ont pas

encore été démontrées chez le chat.

1.3. Comparaisons entre des échantillons d’urine prélevés à divers moments de la journée

1.3.1. Impact sur le volume et la densité urinaire

Comme vu précédemment, le volume urinaire est réduit et l’osmolarité augmentée au cours de la nuit à

cause des variations circadiennes de certaines hormones. L’urine prélevée au lever à jeun est donc

souvent plus concentrée (Osborne et Stevens, 1999). De plus, le comportement dipsique varie au cours de

la journée. Il est fortement diminué la nuit. La prise de boisson augmente au cours de la journée en cas

d’activité physique ce qui peut engendrer une densité urinaire légèrement plus faible.

D’autre part, le volume urinaire est souvent plus faible en période post-prandiale (Osborne et Stevens,

1999). Il faut également prendre en compte le moment de formation de l’urine. Le densité d’une urine de

stase est différente de celle d’une urine récemment formée.

67

1.3.2. Impact sur la protéinurie

L’excrétion de protéines dans les urines est influencée par de nombreux facteurs physiologiques et

environnementaux. L’exercice physique, un épisode de stress ou une température extérieure extrêmement

élevée ou basse augmentent l’excrétion urinaire de créatinine (Chew et DiBartola, 1987). L’activité

physique et la température sont des facteurs variables au cours de la journée. De même, un épisode de

stress est ponctuel et peut être lié à la manipulation lors du prélèvement. Par conséquent, une protéinurie

mise en évidence à partir d’un prélèvement ponctuel effectué lors de ces situations est potentiellement

physiologique et non pathologique.

1.3.3. Impact sur la glycosurie

L’urine prélevée en période post-prandiale peut présenter une glycosurie hyperglycémique (Osborne et

Stevens, 1999). Un échantillon urinaire prélevé tôt le matin peut engendrer un résultat faussement négatif.

1.3.4. Impact sur l’examen du sédiment urinaire

La différenciation des cellules normales et anormales peut être plus difficile au lever car l’exposition

prolongée à une grande variation de pH et d’osmolarité ou à des produits de dégradation peut altérer la

morphologie des cellules (Osborne et Stevens, 1999). Par conséquent, l’absence de cellules anormales à

l’examen d’un sédiment obtenu à partir d’un échantillon ponctuel n’est pas toujours fiable.

1.4. Les limites du rapport protéines/créatinine urinaire comme alternative à la protéinurie sur 24h

Une étude de Koopman et al. réalisée en 1989 sur des patients humains montre que le RPCU ne

correspond pas toujours à la protéinurie mesurée sur 24h en fonction du moment de prélèvement. Il est

possible que la même variabilité du RPCU au cours de la journée soit retrouvée chez le chat. Sur 23

patients, la protéinurie sur 24h et des RPCU à différentes heures de la journée ont été calculés et

comparés. Une estimation de la protéinurie sur 24h a également été calculée en multipliant le RPCU

d’échantillons d’urine récoltés sur 3h par l’excrétion de créatinine sur 24h. Cette estimation est plus

proche de la protéinurie sur 24h que le RPCU. En effet, l’excrétion de créatinine, comme l’excrétion de

protéine, est soumise au rythme du cycle circadien et présente des variabilités au cours de la journée

même si elles sont très faibles (ce phénomène n’a pas été observé chez tous les patients). Le RPCU

présente donc également des variabilités au cours de la journée. Les calculs du RPCU sur les

prélèvements effectués à 6h et 9h du matin sont ceux qui correspondaient le plus à la protéinurie mesurée

sur 24h. La pertinence du RPCU pour estimer la protéinurie sur 24h est donc limitée à cause du rythme

68

circadien de la protéinurie. Cependant, des échantillons recueillis à certaines heures fixes représentent une

alternative acceptable pour une estimation de la protéinurie sur 24h lors d’un suivi de patients individuels

en clinique. A des fins de recherches ou d’essais cliniques, seule la protéinurie mesurée sur 24h est

satisfaisante (Koopman et al., 1989).

D’autre part, plusieurs études suggèrent que le stress a un impact sur la protéinurie (Harley et Langston,

2012 ; Joles et al., 1984). Duffy et al. en 2015 ont mesuré le RPCU sur des prélèvements d’urine

effectués chez le propriétaire et effectués dans une clinique vétérinaire sur des chiens sains. Sur les 24

prélèvements retenus, 12/24 soit (50%) présentaient un RPCU supérieur lorsque l’urine avait été prélevée

en clinique vétérinaire, 9/24 (38%) étaient similaires, 3/24 soit (12%) présentaient un RPCU inférieur

lorsque l’urine avait été prélevée en clinique vétérinaire. Les RPCU calculés sur les prélèvements

effectués en clinique étaient plus élevés que ceux calculés sur les prélèvement effectués chez le

propriétaire pour la population totale (p=0,005).

Ainsi, les conditions de prélèvements et le stress concomitant sont associés à une différence de RPCU. Le

stress d’une manipulation vétérinaire provoque une augmentation du RPCU. Il est légitime de penser

qu’il pourrait en être de même pour le chat. De plus, cette étude nous amène à penser que la protéinurie

mesurée sur 24h en hospitalisation doit être plus importante que la protéinurie sur 24h mesurée chez le

propriétaire. Cependant, à l’heure actuelle, il n’existe pas de méthode utilisée pour recueillir de l’urine de

chat sur 24h chez le propriétaire.

Les rythmes biologiques et les variations de concentrations hormonales au cours de la journée ont un

impact important sur la composition urinaire. Un prélèvement ponctuel ne reflète donc pas la réelle

composition de l’urine. Pour un dépistage, une analyse urinaire de routine sur un prélèvement ponctuel

peut être suffisante mais certains paramètres urinaires nécessitent d’être mesurés à partir d’un échantillon

de 24h pour être interprétés correctement.

69

2. Paramètres ayant un impact sur le volume et la composition de l’urine recueillie sur 24h

2.1. Age

Un chat adulte sain produit environ 28 ml/kg d’urine par jour alors qu’un chaton sain produit environ 5 à

60 ml/kg d’urine par jour. Les chatons ont une capacité limitée à concentrer leurs urines lors de

modifications de leur volume liquidien extracellulaire, ce qui explique qu’ils peuvent être sujets à une

déshydratation rapide. La capacité de concentration de l’urine s’acquiert lors de la croissance (Osborne et

Stevens, 1999).

D’autre part, Sturgess et al. ont montré dans une étude en 2001 portant sur 41 chats sains que l’âge, une

fois le chat adulte, n’était pas significativement associé avec le pH urinaire, la densité urinaire ou la

présence de cristallurie.

2.2. Poids vifs

La production d’urine est fonction du poids vif. Pour un chat adulte sain elle est estimée à 28 ml par

kilogramme de poids vif (Osborne et Stevens, 1999). Ainsi, plus l’animal présente une taille importante

plus il va produire de l’urine. Néanmoins, il n’a pas été montré qu’un animal en surpoids produisait plus

d’urine.

2.3. Sexe et stérilisation

Lors d’une étude menée par Hendriks et al. en 1995, le volume urinaire produit sur une période de 24h a

été mesuré grâce à des cages à métabolisme sur un groupe de 26 chats dont des femelles stérilisées ou non

et des mâles castrés ou non. Le volume d’urine produit sur 24h ne présentait pas de différence

significative entre les 4 groupes. D’autre part, Sturgess et al. ont montré dans une étude comprenant 41

chats entiers (12 mâles et 29 femelles) en 2001 que le sexe de l’animal n’était pas associé avec la

cristallurie, le pH ou la densité urinaire. Il existe une différence significative entre l’excrétion urinaire de

félinine d’un chat mâle entier et d’un chat mâle castré, et entre l’excrétion urinaire de félinine d’un chat

mâle castré et d’un chat femelle stérilisé (Hendriks et al., 1995). L’excrétion urinaire de félinine est plus

importante chez les mâles, surtout chez les mâles entiers. La félinine est un acide aminé qui serait

dépendant de la testostérone et probablement impliqué dans le marquage territorial.

Le sexe et la stérilisation n’ont donc pas d’incidence sur le volume urinaire et peu d’influence sur la

composition urinaire.

70

2.4. Consommation d’eau

La consommation d’eau a un impact direct sur la volémie, ce qui entraine des modifications de la diurèse.

Les besoins hydriques d’un chat peuvent être calculés de la manière suivante (Osborne et Stevens, 1999) :

Besoin hydrique = 80 x (poids vif en kg)0,75

En moyenne un chat adulte boit entre 55 et 70 ml/kg/j (Seefeldt et Chapman, 1979).

Une des particularités du chat, liée à ses origines ancestrales, repose sur une faculté de concentration des

urines très importante, jusqu’à 1,080. Il peut ignorer une déshydratation allant jusqu’à 4% de son poids et

ne pas la corriger en augmentant l’abreuvement. En temps normal, les pertes d’eau urinaires constituent la

principale sortie d’eau. Chez un chat sain, 60 à 70% de l’eau ingérée est excrétée dans l’urine (Kirk et

Bistner, 1990). Ainsi, le volume urinaire produit en 24h dépend en grande partie des apports hydriques.

La quantité d’eau consommée sur une journée varie beaucoup selon les individus. Les chats sont

particulièrement sensibles au mode de distribution, au goût et à la propreté de l’eau. La propreté et la

nature du récipient ont une influence sur le comportement dipsique. Le chat préfère en général les

matériaux qui n’ont pas d’odeur, comme le verre ou la porcelaine en comparaison avec le plastique ou

l’inox par exemple. Certains chats sont sensibles à la présence de calcaire dans l’eau courante et préfèrent

une eau déminéralisée. Les chats boivent tout au long de la journée et de la nuit de 12 à 16 fois par jour

mais en petite quantité, 10 à 12 ml par prise. De l’eau fraiche doit donc être disponible à tout moment.

D’autre part, la localisation du point d’eau est importante. L’eau doit être éloignée de la nourriture ou de

la litière et il est préférable d’avoir plusieurs points d’eau disponibles (Pibot et al., 2008).

L’humidité de l’alimentation a un impact sur la consommation d’eau. Une alimentation sèche entraine un

comportement dipsique augmenté. Cependant, le déficit hydrique de la ration est généralement mal

compensé par la plupart des chats. La prise boisson volontaire n’est pas assez augmentée pour combler le

déficit hydrique de la ration (Buckley et al., 2011).

La consommation d’eau peut également être influencée par le mode de distribution des repas. En effet,

Kirschvink et al. en 2005 ont montré que la consommation d’eau d’un chat passait de 72 ml par jour avec

un repas unique à 95 ml par jour lorsque la ration est fractionnée en trois repas.

D’autre part, la consommation d’eau a une influence sur la formation des lithiases. Augmenter le volume

d’eau ingéré permet d’augmenter le volume urinaire et de réduire la densité urinaire. Une densité urinaire

importante favorise la formation de lithiases (Osborne et Stevens, 1999).

71

2.5. Alimentation

La composition et le volume urinaire sont liés aux métabolites et ingrédients ingérés par l’animal


2.5.1. Influence du sodium

Le volume urinaire dépend de la capacité du rein à réabsorber l’eau et le sodium. Celle-ci dépend de la

concentration plasmatique en sodium (Osborne et Finco, 1995). L’absorption du sodium a lieu dans le

tube digestif, les apports sont principalement représentés par le sodium alimentaire. Les différents types

d’alimentations sur le marché présentent un taux de sodium très variable. Yu et Morris ont établi en 1999

que le besoin minimal en sodium chez un chat adulte sain est de 0,3g/Mcal. D’après leurs observations, il

semble qu’il existe un seuil à partir duquel les effets du sodium s’exercent sur la stimulation de la prise

hydrique et sur la stimulation de l’excrétion d’urine. Toutefois, des études supplémentaires sont

nécessaires pour définir ce seuil.

2.5.1. Influence de l’apport protéique

La teneur protéique de la ration a une incidence sur le volume urinaire. Le catabolisme des acides aminés

engendre la production d’ammoniaque toxique nécessitant d’être converti en urée pour être transporté

dans le sang. Plus de 90% de l’ammoniaque résultant de la dégradation protéique est transformé en urée

dans le foie et excrété dans les urines (Harper et al., 2002). Lorsque l’apport protéique augmente

l’excrétion urinaire d’urée augmente également, ce qui entraine une augmentation de la pression

osmotique et un appel d’eau vers le fluide tubulaire. Si les apports hydriques sont suffisants, cela se

traduit par une augmentation de la prise de boisson et une dilution de l’urine, si les apports hydriques sont

limités, l’urine va se concentrer (Funaba et al., 1996). Il a été montré que l’ingestion de protéines est

corrélée avec l’ingestion d’eau chez le chat (Wagner et al., 2006).

De plus, l’augmentation de l’apport protéique provoque une acidification des urines (Funaba et al., 1996,

2003).

72

2.5.2. Influence de l’humidité

Certains chercheurs ont montré que la densité urinaire de chats qui consomment une ration sèche est plus

élevée que celle de chats qui consomment une ration humide (Buckley et al., 2011), alors que d’autres ont

montré qu’il n’y avait pas de différence significative entre la densité urinaire de chats qui consomment

une ration humide pour la prévention des lithiases et celle de chats qui consomment une ration sèche qui a

contribuée à la formation de lithiases (Lulich et al., 2004). Rishniw et Bicalho en 2015 ont trouvé que

l’humidité de la ration était liée à une légère baisse de la densité urinaire, mais seulement sur les chats

femelles.

2.6. Conditions environnementales

Les conditions environnementales influent sur le volume urinaire et la composition urinaire.

La température et l’humidité de l’environnement ont un impact sur la consommation d’eau volontaire de

l’animal, ce qui influence directement le volume urinaire comme nous l’avons vu précédemment.

D’autre part, pour un chat dont le lieu de miction est à l’intérieur, la conformation, l’emplacement, le

choix du substrat et la propreté de la litière sont déterminants. Un chat normal urine environ 2,3 fois par

jour (Panaman, 1981). Si la litière ne satisfait pas ses critères, il peut réduire sa fréquence de miction et

son volume urinaire ou uriner en dehors de la litière. Certains chats sont particulièrement sensibles à la

propreté de leur litière (Neilson, 2004). D’après une étude de Guy et al. en 2014, les chats préfèrent un

bac à litière de taille supérieure à la majorité de ceux vendus dans le commerce. Le nombre de bacs à

litière disponibles par chat est également un facteur important (Neilson, 2004). Il est recommandé de

disposer d’autant de bacs à litière que de chats dans le foyer plus un supplémentaire.

Enfin, un milieu de vie stressant a un impact sur la composition urinaire. En effet, lors d’épisodes de

stress, à titre d’exemple la concentration urinaire en cortisol et en glucose est augmentée (Berg et al.,

2010).

2.7. Activité physique de l’animal

Lors d’une activité physique intense la production de créatinine par les muscles est augmentée, ce qui

implique une excrétion plus importante de créatinine dans les urines (Chew et DiBartola, 1987).

73

3. Analyses urinaires réalisées sur un recueil d’urine sur 24h

Les variations journalières du volume et de la composition urinaires influencées par les repas, les prises

de boisson, les variations hormonales du cycle journalier, le métabolisme, le rythme circadien et diverses

maladies doivent être pris en compte pour interpréter les résultats des analyses urinaires. Comme nous

l’avons vu précédemment, les résultats d’analyses effectuées sur un échantillon ponctuel sont soumis à

tous ces facteurs de variations et ne représentent pas l’excrétion urinaire réelle. Pour s’affranchir de ces

variations, il est préférable de prélever de l’urine sur 24h.

Pour quantifier les substances endogènes (comme les acides aminés, les hormones et les électrolytes)

l’analyse doit être faite sur un échantillon de 24h (Osborne et Stevens, 1999). Pour quantifier les

substances exogènes ou des substances endogènes ayant un taux d’excrétion constant comme la

créatinine, un échantillon ponctuel ou sur un intervalle de temps plus court est souvent suffisant (Osborne

et Stevens, 1999).

3.1. Capacité de concentration

La capacité de concentration des urines est mesurée par la densité urinaire. La densité urinaire d’un

animal sain varie selon l’équilibre hydrique et électrolytique de l’organisme, la composition protéique,

minérale et aqueuse du régime alimentaire et d’autres variables liées à l’espèce et à l’individu. Elle

fluctue habituellement de manière importante d’un jour à l’autre, mais également au sein d’une même

journée (Osborne et Stevens, 1999). L’interprétation de la densité doit donc comprendre d’autres

paramètres, comme l’état d’hydratation, le volume d’urine produit, la quantité d’eau consommée ou

l’heure du recueil pour être au plus proche de la réelle capacité de concentration du patient. Sur un

échantillon récolté au lever, la densité urinaire a plus de chance d’être élevée étant donné que l’animal n’a

pas bu depuis un certain temps. De plus, nous avons vu que l’angiotensine et l’aldostérone présentent un

pic de concentration la nuit qui s’accompagne d’une réabsorption de sodium et d’eau ce qui explique la

forte concentration des urines pendant la nuit (Rittig et al., 2006). Durant la journée, la prise de boisson

augmente avec l’exercice donc la densité urinaire est souvent plus faible. L’idéal est de mesurer la densité

sur un échantillon d’urine récolté sur au moins 24h.

74

3.2. Débit de filtration glomérulaire

3.2.1. Indications

Le débit de filtration glomérulaire (DFG) permet une évaluation quantitative précise de la capacité de

filtration et d’excrétion rénale.

Pour détecter une lésion rénale le paramètre le plus souvent mesuré est la concentration en créatinine sur

un prélèvement de sang ponctuel. Cependant, les valeurs de créatinine sérique augmentent faiblement et

restent souvent dans la gamme de référence jusqu’à ce que 60 à 75% des néphrons ne soient plus

fonctionnels.

La mesure du DFG est indiquée par exemple en cas de polyurie-polydispsie non expliquée, pour éviter un

dosage excessif des traitements médicaux éliminés par les reins ou ayant un effet néphrotoxique ou pour

prédire les risques de déclaration d’insuffisance rénale après une néphrectomie chez un chat avec une

néphropathie unilatérale (Pressler, 2013 ; Von Hendy-Willson et Pressler, 2011).

3.2.2. Méthodes de mesure

La mesure du DFG consiste à injecter une substance marqueur qui est exclusivement éliminée par la

filtration glomérulaire sans être réabsorbée ni sécrétée dans les tubules. Pour déterminer le DFG, il est

possible de mesurer le taux de disparition du marqueur dans le plasma ou le taux d’apparition du

marqueur dans les urines (Von Hendy-Willson et Pressler, 2011). La mesure du taux d’apparition du

marqueur dans les urines est la plus précise. Ces deux mesures sont toutefois assez proches pour que la

mesure du taux de disparition du marqueur dans le plasma, nécessitant plusieurs prélèvements ponctuels

de sang, soit suffisante.

Plusieurs marqueurs ont été validés pour effectuer un DFG sur un chat, notamment la créatinine, l’iohexol

et des molécules radiomarqueurs (Lees, 2004; Pressler, 2013 ; Von Hendy-Willson et Pressler, 2011).

3.2.3. Interprétation

Le DFG est dépendant du débit sanguin rénal. Il varie ainsi avec de nombreux facteurs : l’état de

l’appareil cardiovasculaire, la volémie, le nombre de glomérules fonctionnels. Les mesures de débit de

filtration glomérulaires sont donc influencées par les dysfonctionnements rénaux et d’autres

dysfonctionnements de type déshydratation, hypovolémie, hypotension, hypoalbuminémie, l’utilisation

de diurétique ou une fluidothérapie (Sink et Weinstein, 2012).

75

3.3. Protéinurie

La méthode de référence utilisée pour mesurer la protéinurie consiste à quantifier l’excrétion protéique

sur un échantillon d’urine de 24h (Adams et al., 1992 ; Syme, 2009 ; Welles et al., 2006). C’est la

méthode le plus précise pour quantifier la quantité de protéines excrétées dans les urines (Stockham et

Scott, 2008).

L’excrétion protéique est soumise à une variabilité imprévisible au cours de la journée. Une protéinurie

peut être élevée dans une urine très concentrée, en début de journée ou après un repas (Osborne et Finco,

1996). Selon la dilution de l’urine, elle peut être surestimée ou sous-estimée. Lors d’une analyse effectuée

à partir d’un prélèvement ponctuel, la protéinurie physiologique ou fonctionnelle (due par exemple au

stress, à un exercice intense, une chaleur ou un froid extrême) peut orienter vers un mauvais diagnostic


Chez l’Homme, il a été montré que l’excrétion protéique est soumise au cycle circadien chez des

individus présentant des troubles glomérulaires et chez des individus sains. La protéinurie est plus

importante pendant la journée que pendant la nuit, avec une variabilité marquée dans l’amplitude du

rythme circadien (Koopman et al., 1985, 1989). Une étude réalisée sur 17 individus atteints de

glomérulopathie a montré que 13 individus présentaient une excrétion protéique maximale à 16h contre

une protéinurie minimale à 3h du matin. Il a aussi été rapporté chez l’Homme que la protéinurie est liée

aux variations nycthémérales de la pression artérielle systémique. En 1996, Hansen et al. ont mesuré la

pression artérielle moyenne, la fréquence cardiaque, le volume extracellulaire et l’albuminurie à trois

moments différents de la journée chez 47 individus diabétiques. Une corrélation entre les variations

journalières de l’albuminurie et celles de la pression artérielle a été mise en évidence. Ceci s’explique

probablement par l’hypertension nocturne, causée par l’absence d’activation du système sympathique lors

des phases de repos, qui entraine une diminution de l’excrétion urinaire (Hansen et al., 1996). D’autre

part, les rythmes circadiens de la protéinurie et de l’albuminurie sont influencés par les variations du débit

de filtration glomérulaire (Buzio et al., 1989).

La protéinurie sur échantillon de 24h n’est cependant que rarement utilisée en pratique à cause de la

méthode de recueil contraignante nécessitant une hospitalisation de l’animal. Pour des études

expérimentales, la protéinurie sur échantillon de 24h est fréquemment utilisée et donne de bons résultats

(Adams et al., 1992 ; Monroe et al., 1989).

76

3.4. Supersaturation relative

La sursaturation traduit un excès de soluté par rapport à la quantité que la solution peut dissoudre

normalement. Nous avons vu précédemment qu’il était possible d’observer des cristaux susceptibles de

former des urolithiases. La formation de ces lithiases dépend de nombreux facteurs. A concentrations

urinaires égales de substances lithogènes, la formation d’urolithiases peut avoir lieu ou non selon

l’animal. Il existe des méthodes qui permettent d’évaluer le risque de formation d’urolithiases.

3.4.1. Indications

La mesure de la supersaturation relative (RSS) est principalement utilisée pour évaluer le risque de

formation de lithiases chez le chat, pour comparer le potentiel de cristallisation de l’urine entre un chat

sain et un chat sujet aux lithiases ou pour estimer l’efficacité de certains aliments développés pour réduire

le risque de formation de lithiases (Buckley et al., 2011 ; Houston et al., 2011 ; Robertson et al., 2002).

3.4.2. Méthode de mesure

Deux méthodes ont été développées d’abord chez l’Homme, SUPERSAT en 1969 par Robertson et

EQUIL 2 en 1985 par Werness et al.. Ces méthodes ont ensuite été validées chez le chien et le chat dans

le cadre de la détermination du risque de formation des calculs d’oxalate de calcium et des calculs de

struvites (Robertson et al., 2002).

La RSS correspond au produit d’activité d’un urolithe x (PAx) divisé par son produit de solubilité

thermodynamique (Kpsx) : RSS=PAx/Kspx

Le produit de solubilité thermodynamique a été établi pour une urine moyenne humaine à 37°C pour

chacun des urolithes (Pak et al., 1977).

Le produit d’activité d’un urolithe évalue le degré de saturation de l’urine en minéraux cristallogènes, il

dépend de la concentration de la solution en minéraux, du pH urinaire et de la force ionique de la solution

(Osborne et Stevens, 1999). La force ionique est traduite par le coefficient d’activité (f). Le coefficient

d’activité représente la fraction de l’ion réellement disponible pour former le cristal.

77

Voici un exemple de calcul du produit d’activité d’un urolithe AB constitué des ions An+ et Bn+ (Bartges

et al., 1995) :

PAAB=fA[An+]xfB[Bn+]

Avec :

- fA le coefficient d’activité de l’ion An+ dépendant de sa force ionique

- fB le coefficient d’activité de l’ion Bn+

- [An+] la concentration en ion An+

- [Bn+] la concentration en ion Bn+

SUPERSPAT et EQUIL 2 sont des programmes informatiques qui permettent de calculer le RSS d’un

urolithe donné. Pour calculer le RSS des calculs d’oxalates et de struvites dans l’urine, les données

suivantes doivent être mesurées et enregistrées dans le programme informatique utilisé : pH urinaire,

concentration totale en calcium, magnésium, sodium, potassium, ammonium, phosphate, oxalate, citrate,

sulfate, acide urique, chlorure (Robertson et al., 2002). Ces mesures doivent se faire sur un échantillon

d’urine produite en 24h pour éviter les variations journalières. Lors d’une étude réalisée en 2002 par

Robertson et al., 10 chats étaient hospitalisés dans des cages métaboliques séparées pendant 48h. L’urine

était récoltée directement via des récipients en verre contenant du thymol comme conservateur et placés

sous un bac à litière. Tous les chats ont reçu une ration similaire pendant 3 semaines avant le recueil. Des

échantillons de 20 ml ont été prélevés parmi l’urine recueillie en 48h puis acidifiés à pH 2 avant d’être

congelés en vue de l’analyse. Le pH de l’échantillon a été mesuré avant acidification. Ce protocole a

permis de valider l’utilisation des programme EQUIL 2 et SUPERSAT pour le calcul des RSS des calculs

d’oxalates de calcium et de struvites chez le chat.

78

3.4.3. Interprétation

Le RSS est spécifique d’un type de cristal donné. Il définit trois degrés différents de saturation urinaire :

la sous-saturation, la sursaturation métastable, la sursaturation labile (Figure 12) (Pibot et al., 2008). Le

risque de formation de lithiases est différent selon la valeur du RSS, plus le RSS est élevé plus le risque

est important. Le RSS prend en compte un grand nombre de paramètres urinaires. Cependant, les valeurs

de référence des produits de solubilité utilisés ont été établies pour une urine humaine et tous les facteurs

mis en jeu dans la formation des lithiases ne sont pas pris en compte.

Les modifications de la composition des aliments élaborés pour limiter l’apparition d’atteinte du bas

appareil urinaire ont pour but d’abaisser le RSS d’un type de cristaux donné. Les interactions entre les

différents composants lors de la digestion ont une influence importante sur le risque de formation

d’urolithiases. Par exemple, en diminuant la quantité de calcium d’un aliment, le risque de formation

d’oxalate de calcium peut potentiellement augmenter. L’oxalate et le calcium contenus dans l’aliment

interagissent dans le tube digestif pour former de l’oxalate de calcium insoluble avec une absorption

intestinale relativement faible. Cependant, si la quantité de calcium alimentaire est diminuée alors que la

quantité d’oxalate alimentaire reste normale, la quantité d’oxalate disponible pour l’absorption intestinale

augmente et ainsi, l’excrétion d’oxalate dans les urines et la formation de calcul d’oxalate de calcium

augmentent potentiellement (Kerr, 2013).

Figure 12 : Principe de saturation relative (mesure de la supersaturation relative ou RSS), (Pibot et al., 2008)

79

D’autre part, la modification du pH urinaire a un impact sur le RSS. L’acidification de l’urine via

l’acidification de l’alimentation est utilisée comme outil pour faire diminuer le RSS des struvites et pour

la dissolution et la prévention des calculs de struvites (Buckley et al., 2011). Cependant, pour les aliments

industriels, la relation entre le RSS et le pH urinaire n’est pas toujours cohérente : un pH faible n’est pas

toujours équivalent à un RSS faible pour les struvites et un pH élevé n’est pas toujours équivalent à un

RSS faible pour les oxalates de calcium (Kerr, 2013).

Ainsi, l’impact du changement alimentaire sur la composition de l’urine devrait donc être contrôlé in vivo

en évaluant l’aliment dans sa totalité (Kerr, 2013).

3.5. Concentration en électrolytes

La fraction d’excrétion d’un électrolyte est variable en fonction du moment de la journée, de

l’alimentation et de l’influence hormonale (Finco et al., 1997).

Les électrolytes les plus souvent mesurés sont le sodium, le chlorure et le potassium.

Les mesures du sodium et du chlorure sont utilisées principalement pour différencier une hypovolémie

d’un trouble tubulaire chez des animaux qui présentent une azotémie (Waldrop, 2008). Lors

d’hypovolémie, des volorécepteurs situés dans les vaisseaux détectent la baisse de pression artérielle. Le

système rénine-angiotensine-aldostérone est alors activé et permet la réabsorption de sodium dans les

tubes collecteurs (Rose et Post, 2001). Les ions chlorures suivent le plus souvent les mouvement d’eau et

de sodium (Waldrop, 2008).

L’excrétion de ces ions est donc soumise à une forte variabilité au cours de la journée due aux

changements de concentrations des hormones selon leur cycle circadien. L’aldostérone et l’angiotensine

sont plus faiblement sécrétées pendant la journée, donc l’excrétion urinaire de sodium est plus

importante. Au contraire, l’excrétion urinaire de potassium se trouve diminuée en journée. Pendant la

nuit, l’aldostérone et l’angiotensine présentent un pic de sécrétion dans le sang ce qui induit une

réabsorption de sodium donc une diminution de l’excrétion de sodium dans les urines et une

augmentation de l’excrétion de potassium dans les urines (Gordon et Lavie, 1985; Rittig et al., 2006).

Avec un prélèvement d’urine ponctuel, les mesures des concentrations urinaires de sodium, d’ions

chlorure ou de potassium ne sont pas une représentation de leur réelle excrétion urinaire. Un prélèvement

sur 24h est nécessaire pour ces analyses.

80

3.6. Concentration hormonale

Les sécrétions hormonales dépendent de nombreux facteurs. Les sécrétions du cortisol et des

catécholamines sont stimulées par le stress, la douleur, l’hypoxie, le froid et l’hypotension (Monroe et al.,

1989).

Kook et al. ont montré lors d’une étude en 2007 que le stress d’une hospitalisation ou d’une manipulation

par un vétérinaire a un impact sur l’excrétion de catécholamines et de métadrénaline chez le chien. Des

recueils ont été effectués chez le propriétaire puis le premier jour d’hospitalisation après la visite du

propriétaire, le jour suivant puis 7 jours plus tard. Les rapports catécholamine/créatinine urinaire ont été

comparés. Le stress associé aux prélèvements et aux visites pendant l’hospitalisation entrainait une

augmentation de l’excrétion de catécholamines et de métadrénaline. Il serait préférable de faire ces

prélèvements chez le propriétaire sur 24h afin d’éviter l’hospitalisation et les pics de stress. L’excrétion

de cortisol est également augmentée lors d’épisodes de stress (Cauvin et al., 2003 ; Zimmer et Reusch,

2003).

D’autre part, une étude réalisée par Cameron et al. en 2010 a montré que l’excrétion de catécholamines

varie au cours de la journée chez le chien. Dans cette étude, plusieurs prélèvements urinaires ont été

effectués sur 8 chiens au cours de la journée puis comparés. Des différences de concentrations de 11 à

31% entre les prélèvements selon le type de catécholamines ont été observées au cours la journée.

D’autres études supplémentaires sont nécessaires pour valider cette théorie étant donné le faible nombre

d’individus testés. La sécrétion plasmatique d’aldostérone est soumise au rythme du cycle circadien, sa

production est plus importante la nuit que le jour (Rittig et al., 2006).

Peu d’études ont été faites chez le chat à l’heure actuelle, mais il est légitime de penser que le stress et le

rythme circadien ont également un impact sur l’excrétion urinaire des hormones dans cette espèce.

4. Les techniques de prélèvement adaptées au recueil d’urine sur 24h

Pour prélever de l’urine sur 24h il faut choisir une méthode qui peut être facilement répétable sans gêner

l’animal. Récupérer l’urine d’un animal sur une journée par sondages urinaires, taxis externe ou

cystocenthèses répétées ne paraît pas envisageable. Il convient donc de trouver d’autres méthodes plus

adaptées au recueil d’urine sur 24h.

81

4.1. Sondage urinaire à demeure

Des sondages urinaires trop fréquents endommagent la muqueuse de l’urètre et de la vessie. Une sonde

urinaire posée à demeure peut être une solution envisageable pour récupérer de l’urine sur 24h. Une fois

le premier sondage réalisé et la sonde urinaire bien fixée et reliée à un dispositif de recueil, le

prélèvement est atraumatique pour l’animal. Le recueil de l’urine est donc facilité et l’animal ne présente

souvent aucun stress pendant les prélèvements.

Cependant, la pose d’une sonde à demeure présente une augmentation du risque infectieux non

négligeable. Le risque infectieux peut provenir de mauvaises conditions d’asepsie durant le sondage ou de

potentielles lésions de la muqueuse de la vessie ou de l’urètre lors du sondage (Osborne et Stevens,

1999). Lors d’une étude menée par Barsanti et al. en 1985, des échantillons d’urines furent prélevés sur

27 chiens et sept chats équipés d’une sonde urinaire à demeure reliée à un système de collecte fermé. Sur

les 21 animaux présentant une urine stérile avant le sondage, 11 ont présenté un résultat d’uroculture

positif après quatre jours de sondage en moyenne.

D’autre part, la mesure du volume urinaire produit en 24h peut être faussé par une fuite entre la sonde et

le dispositif de recueil ou en cas de déplacement de la sonde (Pelligand et al., 2011).

4.2. Cage à métabolisme

La première cage équipée d’un système collecteur fut inventée en 1980 par les scientifiques Matandos et

Franz. Depuis, un modèle de cage a été standardisé et utilisé très fréquemment pour les études en

nutrition (Pelligand et al., 2011). La cage à métabolisme est une cage qui permet la récolte des urines en

continu grâce à un sol en grillage ou caillebottis (Kurien et al., 2004). Les patients sont donc hospitalisés

pendant au moins 24 à 48h. Cette méthode permet un contrôle optimal de la consommation d’eau et de

nourriture en parallèle avec la production d’urine et de fèces. Il est préférable d’hospitaliser les animaux

un à deux jours avant le recueil pour qu’ils puissent s’habituer à l’environnement (Osborne et Stevens,

1999).

Pour que le volume d’urine récolté soit plus représentatif, il est recommandé de vidanger la vessie par

sondage urinaire avant le début du recueil et de noter l’heure exacte de début et de fin du recueil (Osborne

et Stevens, 1999). En effet, le volume résiduel de la vessie peut fausser les résultats (Afshartous et

Preston, 2009).

Cette méthode présente l’avantage d’être atraumatique et de ne pas nécessiter de manipulation de

l’animal, ce qui réduit son stress.

Cependant, elle présente également de nombreux inconvénients. L’urine récoltée peut être contaminée par

des poils ou de la nourriture et son volume peut être modifié par l’évaporation selon la fréquence des

récoltes (Osborne et Stevens, 1999). De plus, la composition de l’urine peut être modifiée à cause du

82

stress de l’animal et de son comportement en hospitalisation. En effet, un animal hospitalisé a tendance à

moins s’alimenter et limiter sa prise de boisson. Il a été prouvé sur d’autres espèces que l’isolement et le

stress que provoque l’hospitalisation font aussi varier d’autres paramètres retrouvés dans les urines, tels

que le cortisol ou les catécholamines (Hiby et al., 2006).

D’autre part, le bien-être des patients est remis en cause. Le sol de la cage élaboré pour le recueil n’est

pas confortable pour une hospitalisation de longue durée. L’enrichissement du micro-environnement et du

macro-environnement ont une influence sur le bien-être du chat (Stella et al., 2014). Aménager la cage ne

suffit pas, il faut également porter une attention particulière à la pièce dans son intégralité. L’idéal est par

exemple une pièce calme contenant seulement des chats. De plus, une cage à métabolisme empêche le

chat d’enterrer ses selles, ce qui est pour lui un comportement naturel (Bateson et Turner, 1988).

4.3. Autres alternatives

Un système alternatif, plus respectueux du mode de vie naturel du chat, a été élaboré par Pastoor et al.

(1991). Son système collecteur était constitué d’une cage avec un sol dur et d’un bac à litière rempli de

litière non absorbante à base de billes de polyéthylène qui permettait de séparer les fèces et l’urine. Le

bac propre a été pesé avant d’être placé dans la cage. La production d’urine a été calculée en pesant le bac

sale à la fin des 24h et en soustrayant le poids des fèces produites et du bac propre.

Cette méthode ne prend pas en compte le moment de la miction au cours de la journée, ce qui a un impact

sur la précision du volume d’urine produit estimé (Pelligand et al., 2011).

Un autre système présentant quelques améliorations a été conçu tout en s’inspirant du précédent par

Pelligand et al. (2011). Le but de l’étude était de développer et valider une méthode précise de collection

d’urine de chat sur 24h et une méthode non invasive d’estimation du débit de filtration glomérulaire. Le

système collecteur présentait un capteur de température et un pack de glace au niveau du réservoir

recevant l’urine. Ces capteurs servaient à détecter une hausse de température liée à l’émission d’urine et

pouvaient donc indiquer l’heure d’une miction. Les capteurs étaient programmés pour mesurer la

température du réservoir toutes les minutes pendant 12h. Toutes les 12h, le réservoir était vidé et le pack

de glace changé. Une fois le volume mesuré, l’urine était ensuite stockée à -80°C en attendant d’être

analysée. Grâce à cette méthode, les recueils sur 24h ont pu être mesurés dans 98,5% des cas. Cependant,

ce système présente encore l’inconvénient de nécessiter l’hospitalisation des animaux.

Nous verrons dans la partie suivante comment un système de recueil s’inspirant de ces deux modèles peut

être adapté pour être mis en place chez le propriétaire.

83

Ainsi, nous avons vu que les rythmes biologiques entrainent des variations journalières pour de nombreux

paramètres urinaires comme le volume, la densité urinaire ou les concentrations en substances endogènes.

L’analyse d’un échantillon ponctuel peut apporter une alternative facilement réalisable en clinique, mais

il reste impossible de s’affranchir complètement du recueil d’urine sur 24h pour mesurer

significativement la capacité de concentration des urines, le RSS, les concentrations en électrolytes et les

concentrations hormonales dans les urines. La cage à métabolisme constitue la méthode de prélèvement la

plus adaptée pour recueillir l’urine sur 24h mais elle présente néanmoins des inconvénients

principalement liés à l’hospitalisation des animaux.

Nous allons donc nous intéresser au développement d’une technique de recueil sur 24h facilement

réalisable chez le propriétaire.

85

DEUXIEME PARTIE : ETUDE PILOTE SUR LA

FAISABILITE DU RECUEIL D’URINE DE CHAT

SUR 24H CHEZ LE PROPRIETAIRE

87

I. Contexte scientifique

Les différentes méthodes de recueil d’urine présentent toutes des avantages et inconvénients divers selon

le type d’analyse urinaire à effectuer. Nous avons vu précédemment qu’un recueil d’urine sur 24h est la

méthode de référence pour obtenir un échantillon adapté à la majorité des analyses urinaires quantitatives.

A l’heure actuelle en pratique vétérinaire il est difficile d’obtenir des échantillons d’urine sur 24h. La

méthode reconnue actuellement pour obtenir de tels échantillons est la cage à métabolisme. Cette

méthode est rarement utilisée en pratique car elle nécessite l’hospitalisation de l’animal. Différents

auteurs se sont intéressés précédemment à développer d’autres techniques de recueil d’urine sur 24h

améliorant le bien-être animal comme Pastoor et al. en 1991 et Pelligand et al. en 2011. Cependant, ces

deux études ont été réalisées en laboratoire. Nous nous sommes donc intéressés à développer une

méthode de recueil d’urine de chat sur 24h faisable chez le propriétaire. Une telle méthode permettrait

d’améliorer le bien-être des animaux en réduisant le stress lié au changement d’environnement et en

laissant plus naturellement l’animal exprimer son comportement mictionnel. De plus, cette méthode

pourrait être plus facilement utilisée en pratique vétérinaire.

II. Objectifs

L’objectif de cette étude pilote était d'évaluer la faisabilité d’un recueil d’urine de chat sur 24h chez le

propriétaire.

III. Matériel et méthodes

1. Population d’étude

1.1. Critères d’inclusion

Pour participer à l’étude, nous avons choisi des chats sains sans antécédents pathologiques, âgés de deux

à six ans. Un examen clinique et une échographie vésicale ont été réalisés sur chacun des animaux,

permettant de s’assurer de l’absence d’affection de l’appareil urinaire. Nous avons sélectionné des chats

recevant une alimentation industrielle sèche, vivant exclusivement à l’intérieur avec un seul chat par

foyer et ne recevant aucun traitement.

88

1.2. Critères d’exclusion

Les mâles entiers ont été écartés de l’étude pour éviter tout biais liés au comportement de marquage.

2. Dispositif utilisé pour le recueil d’urine

Pour recueillir l’urine, nous avons utilisé un bac à litière ouvert de 40 x 50 cm composé de deux

compartiments (Figure 13). Le premier compartiment comprenait la litière constituée de billes non

absorbantes de polypropylène (Katkor®) posées sur une grille filtrante pour isoler les selles de l’urine. Le

deuxième compartiment situé en dessous du premier était incliné pour faciliter l’évacuation de l’urine

dans un petit réservoir isolé récupérable individuellement. Un pack de glace était glissé juste au-dessus du

réservoir afin que les urines collectées soient refroidies.

Figure 13 : Dispositif utilisé pour le recueil d'urine

3. Validation du dispositif de recueil

Cent vingt-cinq ml d’eau chauffée à 38°C ont été déversés sur le dispositif. Un suivi de température de

l’eau contenue dans le réservoir a été effectué toutes les heures pendant les six premières heures puis

toutes les 6 heures pendant 24h. A la fin des 24h, la quantité d’eau contenue dans le réservoir a été

mesurée afin d’évaluer la quantité d’eau évaporée ou absorbée par la litière Katkor®.

89

4. Matériel de mesure

Les bandelettes urinaires VKrulab®, le pHmètre Corning Phmeter 240® et le réfractomètre RHCN-

200ATC® ont été utilisés pour analyser les urines. Le pHmètre et le réfractomètre ont été préalablement

étalonnés respectivement avec des solutions de pH 2 et 7 et de l’eau distillée.

5. Protocole

5.1. Déroulement du recueil d’urine

Pour chaque chat de l’étude, le bac à litière a été remplacé par le bac décrit ci-dessus pendant trois jours

consécutifs afin de tester la répétabilité du recueil. Le nouveau bac a été déposé au même emplacement

que le bac habituel pour perturber le moins possible l’animal. Par ailleurs, les propriétaires devaient bien

vérifier que l’animal n’avait pas uriné ailleurs et qu’il buvait et s’alimentait comme à son habitude. Par

ailleurs, il était recommandé de retirer les selles le plus rapidement possible et de noter une éventuelle

contamination des urines par une substance fécale.

5.2. Stockage et récolte des urines

Au cours d’une journée de recueil, les propriétaires étaient chargés de récupérer l’urine le plus souvent

possible et de la stocker au réfrigérateur à -4°C en séparant bien les urines des trois jours de recueil. Des

récipients spécifiques avaient été distribués aux propriétaires au préalable. Chaque récipient correspondait

à 24h de recueil et a été identifié avec la date, le numéro de jour du recueil (J1, J2, J3) et le nom de

l’animal. Les heures de recueil et les volumes récoltés ont été notés par le propriétaire au fur et à mesure.

Les échantillons d’urine ont ensuite été collectés à la fin de chaque journée de recueil puis analysés

directement avant réfrigération, en attente de congélation. A l’issue des trois jours de prélèvement, les

trois échantillons (J1, J2, J3) de chaque chat ont été mélangés, acidifiés à pH 2 puis congelés dans

l’attente de la mesure du RSS.

5.3. Paramètres urinaires étudiés

Nous avons enregistré le volume récolté en 24h, mesuré le pH et la densité et effectué une bandelette

urinaire sur chaque échantillon.

Le RSS de chaque échantillon après mélange des urines de trois jours pour chaque animal a été mesuré

gracieusement par le laboratoire du département de recherche et développement de Royal Canin. Les

urines ont été expédiées en colis rapide avec de la carboglace.

90

5.4. Questionnaire d’évaluation de la faisabilité du recueil

Chaque propriétaire participant à l’étude a reçu un questionnaire à rendre à la fin des trois jours pour

évaluer la faisabilité du recueil d’urine (Annexe).

6. Statistiques

L’analyse statistique a porté sur une analyse préliminaire de la répétabilité des mesures effectuées sur les

trois échantillons récoltés sur trois jours consécutifs (pH, densité et volume urinaires à J1, J2, J3). Le but

de l’analyse était de montrer qu’il n’y avait pas de variation significative pour le pH, la densité et le

volume urinaires des trois jours. Des boîtes à moustache constituées des différents quartiles, du minimum,

du maximum, de la médiane et de la moyenne ont été utilisées pour comparer chaque paramètre

physiologique mesuré (pH, densité, volume urinaires) sur les trois jours à l’aide d’une représentation

graphique. Les différences entre les mesures des paramètres physiologiques sur les trois jours ont été

calculées (J1-J2, J2-J3, J1-J3) et comparées à l’aide de boîtes à moustache. S’il n’y avait pas d’évolution

du paramètre sur les 3 jours, la médiane des différences devait être égale à 0 et les quartiles devaient être

proches de 0. Plus la boîte et ses « moustaches » était éloignées de 0 et moins le paramètre était constant.

Les diagrammes ont été réalisés grâce au modèle boxplot de ©2009 Vertex42 LLC.

91

IV. Résultats

1. Sujets d’étude

Dix chats ont été inclus dans l’étude (Tableau 10). Le groupe de chats était composé de 6 mâles castrés et

de 4 femelles dont une non stérilisée. Tous les chats étaient âgés de 2 à 6 ans avec une moyenne d’âge de

3,2 ans. Ils étaient tous nourris avec une alimentation sèche. Certains d’entre eux recevaient une

alimentation destinée à limiter le risque d’apparition de calculs urinaires. Seul un chat recevait une

alimentation achetée en supermarché. Ils présentaient tous un état corporel normal et un bon état de santé

sans antécédent d’affection urinaire. Tous les propriétaires participant à l’étude étaient des étudiants

vétérinaires. Ils ont effectué le recueil urinaire eux-mêmes à leur domicile à proximité du lieu où ont été

effectuées les analyses urinaires quotidiennes, excepté pour un chat dont nous avons effectué le recueil

car le domicile de sa propriétaire était trop éloigné.

* Alimentation avec un indice S/O : alimentation avec une teneur élevée en sodium qui contribue à rendre

le milieu urinaire défavorable à la formation de calculs de struvite et oxalate de calcium

** Alimentation qui diminue la probabilité de formation de calculs d’oxalate de calcium et de struvite

*** Alimentation commercialisée en supermarché

M : mâle castré

F : femelle stérilisée

F (NS) : femelle non stérilisée

Eur : européen

Tableau 10 : Liste des chats participant à l'étude

92

L’examen clinique et l’échographie vésicale réalisés sur chaque chat n’ont pas montré de contre-

indication à la participation à l’étude (Tableau 11).

2. Validation du dispositif de recueil

D’autres études expérimentales ont prouvé précédemment que la litière Katkor® est véritablement non

absorbante et n’entraine pas de modification significative entre le volume émis et le volume récolté

(Pelligand et al., 2011).

En effet, le volume d’eau recueilli dans le réservoir après 24h représentait 98,4% du volume initial de

125ml. L’évaporation était négligeable et l’écoulement du liquide dans le dispositif était satisfaisant.

Le suivi de température a montré une chute de température à 21° une heure après le déversement de l’eau

à 38°C, soit une baisse de 17°C (Figure 14). La température est ensuite restée stable pendant deux heures

puis est remontée à température ambiante soit 23°C sur le lieu du test. Ainsi, le pack de glace a permis un

refroidissement plus rapide de l’eau à température ambiante mais n’a pas été suffisant pour reproduire les

conditions idéales de stockage de l’urine, soit 4°C. Pour palier à ce phénomène les propriétaires ont eu

pour consigne de réfrigérer le plus souvent possible l’urine recueillie.

Tableau 11 : Résultats des examens échographiques et cliniques

0 5

10 15 20 25 30 35 40

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24

Tem

péra

ture

(°C

)

Temps (heures)

Figure 14 : Evolution de la température du liquide dans le dispositif de recueil

RAS : rien à signaler

93

3. Recueil et analyse urinaire

3.1.Volume urinaire

Le tableau 12 récapitule le volume d’urine recueilli sur 24h pendant les trois jours consécutifs (J1, J2, J3).

L’un des sujets n’a pas produit d’urine dans le dispositif pendant la période d’étude.

Le volume urinaire minimum recueilli en 24h lorsque le chat produisait de l’urine était de 20 ml et le

maximum de 131 ml. Le volume urinaire moyen recueilli en 24h était de 47,57 ml, avec une moyenne de

45,83 ml le premier jour, 37,78 ml le deuxième jour et 59,11 ml le troisième jour. Le tableau 13 montre

les indicateurs (minimum, 1er quartile, moyenne, médiane, 3ème quartile, maximum, écart type et la

différence entre le 3ème et le 1er quartile (IQR)) qui ont permis de réaliser la représentation graphique des

volumes urinaires recueillis sur les trois jours (Figure 15).

Tableau 15 : Indicateurs du volume urinaire recueilli à J1, J2 et J3

Tableau 12 : Volume urinaire recueilli à J1, J2 et J3

94

Figure 15 : Volume urinaire recueilli à J1, J2 et J3

Les moyennes et médianes des valeurs des volumes urinaires des trois jours étaient assez similaires mais

les valeurs de volume étaient assez dispersées avec des valeurs extrêmes bien différentes.

Les différences entre les volumes urinaires des trois jours ont été consignées dans le tableau suivant

) qui ont permis de réaliser leur représentation graphique (Figure 16).

0

20

40

60

80

100

120

140

J1 J2 J3

Volumes (ml) Q3-Q2 Q2-Q1 Q1 Min Max Moyenne

Tableau 14 : Différences entre les volumes urinaires entre J1, J2 et J3

95

Les médianes des différences de volume urinaire étaient autour de 20 ml de différence de volume entre 2

jours de recueil.

0

20

40

60

80

100

120

140

J1-J2 J2-J3 J1-J3

Différence de volume (ml)

Q3-Q2 Q2-Q1 Q1 Min Max Moyenne

Figure 16 : Différences de volume urinaires entre J1, J2 et J3

Tableau 15 : Indicateurs des différences de volumes urinaire de J1, J2 et J3

96

3.2. pH urinaire

Le tableau 16 récapitule le pH urinaire mesuré sur chaque échantillon de 24h et sur l’ensemble des 3

échantillons de chaque chat homogénéisés à la fin des 3 jours de recueil.

Les pH urinaires mesurés étaient compris entre 5,22 et 7,01 et le pH moyen était de 6,36, avec une

moyenne de 6,40 le 1er jour, 6,38 le 2ème jour et 6,29 le 3ème jour.

Le tableau 17 regroupe les indicateurs qui ont permis de réaliser la représentation graphique des pH

urinaires mesurés sur les trois jours (Figure 17).

Tableau 17 : Indicateurs du pH urinaire à J1, J2 et J3

Tableau 16 : pH urinaires mesurés à J1, J2, J3 et sur l’ensemble J1+J2+J3

97

Les moyennes et médianes des valeurs des pH urinaires des trois jours étaient assez similaires.

Les différences entre les pH urinaires des trois jours ont été consignées dans le tableau suivant (Tableau

18) ainsi que les indicateurs (Tableau 19) qui ont permis de réaliser leur représentation graphique (Figure

18 : Différences de pH urinaires entre J1, J2 et J3).

5.00

5.50

6.00

6.50

7.00

7.50

8.00

J1 J2 J3

pH Q3-Q2 Q2-Q1 Q1 Min Max Moyenne

Figure 17 : pH urinaires mesurés à J1, J2 et J3

Tableau 18 : Différences de pH urinaire entre J1, J2 et J3

98

Les médianes des différences de pH étaient comprises entre 0,22 et 0,46 donc assez proches de 0.

Tableau 19 : Indicateurs des différences de pH urinaires entre J1, J2 et J3

Figure 18 : Différences de pH urinaires entre J1, J2 et J3

0.00

0.10

0.20

0.30

0.40

0.50

0.60

0.70

0.80

0.90

1.00

J1-J2 J2-J3 J1-J3

Différences de pH


99

3.3. Densité urinaire

Le tableau 20 regroupe les densités urinaires mesurées sur chaque échantillon de 24h.

Les densités urinaires des échantillons de 24h étaient comprises entre 1,040 et 1,065. La moyenne des

densités urinaires était de 1,057 avec 1,050 pour le 1er jour, 1,06 pour le 2ème jour et 1,06 pour le 3ème jour.

Le tableau 21 regroupe les indicateurs qui ont permis de réaliser la représentation graphique des densités

urinaires mesurées sur les trois jours (Figure 19).

Tableau 21 : Indicateurs de la densité urinaire à J1, J2 et J3

Tableau 20 : Densités urinaires mesurées à J1, J2 et J3

100

Les moyennes et médianes des valeurs des densités urinaires des trois jours étaient assez similaires. Les

valeurs adjacentes représentées par les moustaches des écarts interquartiles (Q3-Q1) étaient relativement

peu dispersées.

Les différences entre les densités urinaires des trois jours ont été consignées dans le tableau suivant

(Tableau 22) ainsi que les indicateurs (Tableau 23) qui ont permis de réaliser leur représentation

graphique (Figure 20).

Tableau 22 : Différences de densité urinaire entre J1, J2 et J3

Tableau 23 : Indicateurs des différences de densité urinaire entre J1, J2 et J3

Figure 19 : Densités urinaires mesurées à J1, J2 et J3

1.03

1.04

1.05

1.06

1.07

1.08

1.09

1.10

J1 J2 J3

Densité Q3-Q2 Q2-Q1 Q1 Min Max Moyenne

101

Les médianes des différences de densité urinaire entre les trois jours de recueil étaient comprises entre 0

et 0,005 donc très proches de 0.

3.4. Bandelette urinaire

Les résultats des bandelettes urinaires ne montraient pas d’anomalie pour 7 chats sur les 9 qui ont produit

de l’urine, un des chats présentait comme anomalie une protéinurie (1+) et l’autre une protéinurie (1+) et

une hématurie (4+). Pour tous les chats, les résultats des bandelettes étaient similaires pour les 3

échantillons de 24h.

3.5. Supersaturation relative

La mesure des différents minéraux nécessaires au calcul du RSS vis à vis des struvites et des oxalates a

été permise pour huit chats (Tableau 24). Une valeur de RSS inférieure ou égale à 1 vis-à-vis des struvites

a été obtenue pour trois chats. Quatre chats présentaient une valeur de RSS vis-à-vis des struvites très

nettement supérieure à 1. Ces quatre chats étaient aussi ceux dont le pH urinaire était le plus élevé. Tous

les chats avaient un RSS vis-à-vis des oxalates de calcium supérieur à 1.

Figure 20 : Différence de densité urinaire entre J1, J2 et J3

0 0.005 0.01

0.015 0.02

0.025 0.03

0.035 0.04

0.045 0.05

J1-J2 J2-J3 J1-J3

Différence de densité


102

Tableau 24 : Mesures de l’excrétion urinaire ionique (mmol/l) dans les urines et supersaturation relative vis-à-vis des oxalates de calcium et des struvites

103

3.6. Horaires de mictions

Dans le questionnaire, les propriétaires devaient noter l’heure des mictions. Ainsi, un tableau regroupant

le délai avant la première utilisation du dispositif, la moyenne des délais entre les mictions et la médiane

des délais entre les mictions a pu être constitué (Tableau 25). Le chat qui n’a jamais utilisé le dispositif ne

figure pas dans le tableau.

Huit chats sur dix ont utilisé le dispositif dès le premier jour, un chat l’a utilisé à partir du 2ème jour (33h

après la mise en place du dispositif) et un chat ne l’a jamais utilisé. Parmi les huit chats qui ont utilisé le

dispositif dès le premier jour, deux chats l’ont utilisé 23h après sa mise en place, le délai le plus court

d’utilisation étant de 7h30 après la mise en place.

Tableau 25 : Délai entre la mise en place de la litière et sa première utilisation, délai entre les mictions

104

4. Etude de la faisabilité

La faisabilité du recueil était évaluée par le questionnaire distribué à tous les propriétaires (Annexe). Tous

les propriétaires ont rempli le questionnaire. Huit propriétaires sur dix ont estimé la méthode de recueil

étudiée comme facilement réalisable, un propriétaire l’a estimée comme difficile et un comme

impossible. Huit chats sur dix ont utilisé le dispositif dès le premier jour. Aucun propriétaire n’a constaté

de contamination de l’urine par les fèces lors de l’utilisation du dispositif. Neuf propriétaires sur dix ont

estimé le dispositif comme pratique à utiliser, un propriétaire l’a jugé « salissant ». Deux propriétaires ont

trouvé le dispositif trop encombrant par rapport à leur bac à litière habituel.

V. Discussion

1. Faisabilité du recueil pour le propriétaire

Cette étude est une étude pilote qui permettait une première évaluation de la faisabilité d’un recueil

d’urine de chat sur 24h chez les propriétaires.

Les critères d’inclusion et d’exclusion ont été déterminés pour constituer un échantillon de chats

représentatifs d’une population de chats d’intérieurs adultes sains. Toutefois, tous les propriétaires étaient

des étudiants vétérinaires, ce qui n’est pas représentatif de la population de propriétaires de chats. Les

étudiants vétérinaires sont motivés pour participer à des études expérimentales liées à la santé animale et

sont probablement plus disposés à manipuler de l’urine.

Le dispositif de recueil a été conçu en s’inspirant des dispositifs de recueil utilisés dans une étude

existante (Pelligand et al., 2011). L’absence d’évaporation de l’urine et d’absorption par la litière a été

validée par un test préliminaire. Ce test a été effectué une fois et avec de l’eau à 38°C et non de l’urine.

D’autre part, ce test préliminaire a montré que le pack de glace placé au-dessus du réservoir permettait

une diminution rapide de la température jusqu’à température ambiante mais pas à la température idéale de

conservation de l’urine (4°C). Les propriétaires avaient donc pour consigne de récupérer l’urine aussi

fréquemment que possible pour la réfrigérer. Cependant, leurs disponibilités étaient variables et les urines

émises durant la nuit n’ont pas pu être récoltées pendant plusieurs heures.

Le questionnaire a permis de recueillir l’avis des propriétaires sur les améliorations à apporter au

dispositif et les difficultés qu’ils ont rencontrées. Seulement un propriétaire sur dix a estimé le dispositif

comme salissant, tous les autres l’ont trouvé pratique d’utilisation. Certains propriétaires ont jugé que les

billes non absorbantes qui remplaçaient la litière étaient moins agréables d’utilisation pour les chats, par

exemple moins d’enfouissement possible pour les selles.

105

Dans ce protocole, les recueils étaient effectués sur trois jours consécutifs pour que l’animal puisse

s’habituer au dispositif et pour évaluer la répétabilité de la méthode de recueil.

Comme vu précédemment, pour un chat dont le lieu de miction est à l’intérieur, la conformation,

l’emplacement, le choix du substrat et la propreté de la litière sont déterminants. Le temps d’adaptation à

un changement d’environnement est donc important à prendre en compte pour obtenir une quantité et

qualité d’urine normales. Par exemple, dans l’étude menée par Pelligand et al. en 2011, les chats étaient

en contact avec le dispositif de recueil pendant deux semaines avant de commencer l’étude pour qu’ils se

familiarisent avec ce nouveau bac à litière.

Dans notre étude, la plupart des propriétaires ont noté des hésitations de leur animal avant d’utiliser le

dispositif. Certains propriétaires ont donc ajouté des éléments pour stimuler la miction de leur animal tel

que de l’herbe à chat à proximité du dispositif, un toit recouvrant le dispositif ou quelques résidus de

l’ancienne litière souillée. Un temps de familiarisation avec le dispositif précédant les recueils aurait pu

réduire le délai d’utilisation du dispositif lors du 1er jour de recueil (J1).

Seul un chat a refusé d’utiliser le dispositif de recueil. Cependant, le propriétaire de ce chat rapporte qu’il

est très sensible à la conformation et à la propreté de sa litière habituelle. De plus, pour ce chat les

recueils ont été effectués dans un logement différent de celui de son propriétaire ce qui implique un effort

d’adaptation plus important pour l’animal.

Huit propriétaires sur dix ont estimé cette méthode de recueil comme facilement faisable. Les deux

propriétaires qui n’ont pas estimé cette méthode de recueil de méthode comme facilement faisable

possèdent des chats exigeants et habituellement très sensibles aux modifications de conformation et de

propreté de la litière. Cette méthode de recueil semble donc être faisable en ce qui concerne la majorité

des chats. Les principales contraintes de cette méthode reposent sur la disponibilité importante du

propriétaire et l’acceptation du dispositif par l’animal.

En conclusion, dans un contexte où l’indication médicale est clairement énoncée, il est probable d’espérer

qu’un propriétaire puisse mettre en œuvre cette technique pendant plusieurs jours afin de permettre le

recueil d’urine de 24h.

2. Paramètres étudiés Cette technique de recueil semble en effet réalisable par un propriétaire. Nous avons étudié différents

paramètres permettant de relater de la cohérence de ce recueil.

106

2.1. Volumes urinaires

Les volumes urinaires récoltés sur 24h pour les chats de l’étude étaient assez faibles par rapport à la

norme de 28ml/kg/j (Osborne et Stevens, 1999). Selon cette norme, le volume récolté en 24h pour des

chats de 4-5 kg comme ceux de l’étude aurait du être de 110-140 ml. Le volume urinaire en 24h était

compris entre 20 et 131 ml (soit entre 4,4ml/kg/j et 29ml/kg/j) avec une moyenne de 47,57 ml/j (soit 10,6

ml/kg/j) et une médiane de 50ml/j (soit 11,1 ml/kg/j) sur les trois jours. Toutefois, une étude plus récente

(Queau et al., 2013) montre que des chats qui mangent une alimentation sèche ont une médiane de 12,9

ml/kg/j (avec une variation entre 2,1 et 55,8 ml/kg/j). Ainsi, finalement les chats de notre étude nourris

exclusivement avec de l’alimentation sèche avaient des valeurs cohérentes avec ces données récentes.

D’autre part, dans notre étude la médiane du volume urinaire sur trois jours était sous-estimée par le fait

que certains chats n’ont pas produit d’urine quotidiennement.

Par exemple, un des chats n’a pas utilisé la litière lors de son 1er jour, un autre ne l’a pas utilisé pendant le

2ème jour. Ces volumes nuls ont été comptabilisés car les chats n’ont pas produit d’urine en dehors du

dispositif donc les volumes des autres jours de recueil étaient par conséquent modifiés. Seul le chat qui a

refusé d’utiliser la litière sur les trois jours n’a pas été comptabilisé.

Par ailleurs, il est préférable de vider la vessie par sondage urinaire avant chaque prélèvement de 24h

pour prendre en compte le volume résiduel de la vessie (Osborne et Stevens, 1999), ce qui n’a pas été fait

ici.

D’après les résultats de l’étude, les volumes urinaires étaient assez différents entre les trois jours de

recueil. L’hésitation première des animaux à utiliser le dispositif aurait pu entrainer un volume urinaire

moins important de manière systématique en J1, ce qui n’était pas toujours le cas. Il est intéressant de

constater que les variations de volume s’observaient sur les trois jours de recueil. Une prolongation des

jours de recueil consécutifs serait à envisager pour obtenir des volumes urinaires plus réguliers.

Avec le protocole actuel, cette méthode ne semble pas être complètement adaptée pour mesurer

précisément le volume d’urine produit en 24h par un chat en temps normal sans envisager une durée

d’adaptation et une durée de recueil plus longue.

2.2. pH

Le pH urinaire mesuré sur les chats de l’étude était compris entre 5,22 et 7,01 avec un pH moyen de 6,36

ce qui correspond aux normes de pH urinaire de chats sains (Osborne et Stevens, 1999). La mesure du pH

de l’ensemble des trois échantillons dépend du volume de chaque échantillon de 24h.

D’après les résultats le pH était relativement stable sur les trois jours de recueil.

107

2.3. Densité urinaire

La densité urinaire mesurée sur les chats de l’étude était comprise entre 1,040 et 1,065 avec une moyenne

de 1,057, ce qui correspond aux normes de densité urinaire pour des chats sains (Osborne et Stevens,

1999). Les légères variations de densité urinaire au cours des trois jours de recueil n’ont pas eu d’impact

sur l’interprétation clinique des résultats. D’après les résultats, la densité urinaire était relativement stable

sur les trois jours de recueil.

2.4. Bandelette urinaire

Les résultats des analyses effectuées grâce aux bandelettes urinaires étaient stables au cours des trois

jours pour les neuf chats chez lesquels les analyses ont été réalisées. Le chat n°7 qui a présenté une

hématurie sur les trois jours de recueil présentait également une sablose à l’examen échographique. Il

serait intéressant de connaître l’évolution clinique de ce chat.

2.5. Supersaturation relative Le RSS est un bon outil pour évaluer le risque de formation de calculs. Plusieurs études utilisant le RSS

chez le chat ont été réalisées (Buckley et al., 2011 ; Lulich et al., 2004 ; Queau et al., 2013 ; Robertson et

al., 2002), mais elles restent encore peu nombreuses.

Ce recueil d’urine sur 24h a permis d’établir l’excrétion urinaire de chaque ion impliqué dans le calcul du

RSS. Lors d’une étude menée par Queau et al. en 2013, les urines de 24h de 142 chats ont été recueillies

en laboratoire sur une période de 10 ans et analysées rétrospectivement. Le pH et l’excrétion des ions

calcium, magnésium, sodium, potassium, phosphate, oxalate et ammonium ont été mesurés. Lorsque l’on

compare l’excrétion de ces ions dans les deux études, il ressort que pour chaque ion les médianes sont

proches et que le spectre de valeurs d’excrétion ionique de notre étude est inclus dans le spectre de

valeurs d’excrétion ionique de l’étude menée en laboratoire. D’autre part, il est intéressant de constater

que les trois animaux recevant une alimentation S/O avec une teneur élevée en sodium ont la

concentration en sodium urinaire la plus élevée. Les concentrations urinaires ioniques obtenues dans notre

étude sont comparables à celles attendues.

L’objectif d’une alimentation préventive par rapport au risque de calculs d’oxalate de calcium est

d’obtenir un RSS inférieur à 1, toutefois, ceci est souvent difficile. A titre d’exemple, dans la publication

de Buckley et al. en 2011 sur l’effet de l’humidité de la ration sur le RSS, la moyenne des RSS vis-à-vis

des oxalates de calcium pour des animaux nourris avec une alimentation sèche était de 2,29. Dans notre

étude, tous les chats de l’étude présentaient un RSS supérieur à 1, mais qui restait dans la zone de

108

sursaturation métastable (entre 1 et 12 pour les oxalates), le RSS vis-à-vis des oxalates maximal étant de

6,68 pour la population de chats inclus dans cette étude.

Pour les struvites, l’objectif d’une alimentation préventive par rapport au risque de formation de struvites

est d’obtenir un RSS inférieur à 1. Trois chats présentaient un RSS supérieur à 2,5, c’est-à-dire en zone de

sursaturation labile vis-à-vis des struvites. Le RSS vis-à-vis des struvites le plus élevé était attribué au

chat recevant une alimentation qui prévient le risque de formation de lithiases. Or, Lulich et al. avaient

montré dans une étude en 2013 que ce même aliment était efficace pour dissoudre les calculs de struvites.

Les chats présentant un RSS vis-à-vis des struvites élevé étaient également ceux qui avaient le pH

urinaire le plus élevé. On peut s’interroger sur l’influence de facteurs favorisant l’alcalinisation de l’urine

dans cette étude, comme la contamination par les selles ou le temps de contact entre l’air ambiant et

l’urine. Toutefois, aucun propriétaire ne rapporte une contamination par les selles et le délai entre les

mictions n’était pas plus important pour ces chats. Cependant, le délai entre la miction et la récolte par le

propriétaire était une donnée inconnue dans notre étude.

Il serait intéressant d’évaluer la répétabilité du RSS avec cette méthode de recueil dans une prochaine

étude, ainsi que la validité de cette technique sur des animaux spontanément atteints de lithiases, ce qui

n’a pour le moment jamais été réalisé.

109

CONCLUSION

Les résultats positifs sur la faisabilité du recueil encouragent à poursuivre les études sur cette méthode de

recueil à plus grande échelle avec plus de sujets, en comparant une population saine avec des chats

malades, et avec une période d’adaptation préliminaire au dispositif plus importante. D’autre part, le

questionnaire distribué aux propriétaires a donné des indications sur les améliorations à apporter au

dispositif pour le rendre plus attractif pour l’animal. Le développement d’un nouveau système de

réfrigération de l’urine dans le dispositif permettrait une plus grande liberté aux propriétaires dans la

fréquence des recueils. Cette méthode serait alors facilement accessible à une population de propriétaires

non familiarisés avec le milieu vétérinaire.

Ces résultats préliminaires sont une ouverture sur l’intérêt d’une validation de la répétabilité de cette

méthode de recueil d’urine de chat sur 24h chez le propriétaire. Les mesures de la densité et du pH

semblaient constantes sur les trois jours mais le volume était assez variable au cours des trois jours de

recueil ce qui peut être en partie expliqué par des facteurs d’erreur cités précédemment. D’autre part, les

résultats d’excrétion ionique et de RSS étaient pertinents et laissent penser que cette méthode présente un

intérêt notable pour les recherches sur la prévention et le traitement des lithiases.

Notre étude pilote témoigne de la faisabilité d’un recueil d’urine de 24h chez le propriétaire. Cette

information nous permet d’espérer la mise en œuvre d’analyses ou de mesures jusqu’alors peu pratiquées.

La mesure du RSS chez des chats souffrant de lithiases en fait partie. Nul doute que ces informations

nous seront précieuses pour lutter contre les maladies lithiasiques du haut et bas appareil urinaire, très

fréquentes dans l’espèce féline.

111

ANNEXE

Annexe : Questionnaire pour évaluer la faisabilité du recueil d’urine par les propriétaires

Thèse : INDICATION, METHODE ET INTERPRETATION DES ANALYSES D’URINE DE 24H CHEZ LE CHAT

Christelle Maurey-Ghita Benchekroun Héloïse Andry

Questionnaire

Ce questionnaire est destiné à évaluer la faisabilité du recueil d’urine de chat sur 24h chez le propriétaire. Fiche de l’animal : Nom : Age : Race : Sexe : Poids : Alimentation : Type de nourriture (sèche, humide, mixte) : Si produit industriel : préciser la marque et nom précis des croquettes ou des boites Préciser la quantité journalière : Prise d’eau : Merci de nous indiquer la quantité bue par jour en ml : J1 : J2 : J3 : Renseignements sur le recueil : Date du jour 1 (J1) : Heure de la mise en place de la litière : Heures du recueil J1 et volume de chaque recueil en ml: Heures du recueil J2 et volume de chaque recueil en ml : Heures de recueil J3 et volume de chaque recueil en ml : 1. Votre chat a utilisé notre litière :

o Dès le premier jour o Après un temps d’adaptation ! dans ce cas préciser : o Jamais

112

2. Pour recueillir l’urine vous avez trouvé la litière : o Pratique à utiliser o Salissante o Non fonctionnelle

3. Présence de selles en J1 : (si oui indiquez l’heure)

Présence de selles en J2 : Présence de selles en J3 :

L’urine vous semble-t-elle avoir été contaminée par les selles ?

o Oui o Non

4. Après cette expérience vous estimez que le recueil d’urine de chat sur 24h à domicile est :

o Facilement faisable o Difficilement faisable o Impossible

5. Remarques sur vos difficultés éventuelles : 6. Remarques pour faciliter le recueil d’urine :

Merci beaucoup pour votre participation !

113

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INDICATION, MÉTHODE ET INTERPRÉTATION DES ANALYSES D’URINE

DE 24H CHEZ LE CHAT


NOM et prénom : ANDRY Héloïse

Résumé :

Différents rythmes biologiques influencent l'excrétion urinaire des substances endogènes, entrainant ainsi

une variabilité de leurs concentrations urinaires au cours de la journée. Pour palier à ces variations

journalières, une analyse urinaire sur de l'urine récoltée sur 24h constitue la méthode de référence pour

quantifier certains paramètres, tels que le volume urinaire, la densité urinaire, la concentration en

électrolytes, protéines ou hormones ou la supersaturation relative. Les recueils d'urine sur 24h sont

actuellement réalisés grâce aux cages à métabolisme. Cette technique de recueil, réalisable en milieu

hospitalier ou en laboratoire, est contraignante et stressante pour l’animal, ce qui peut modifier les

résultats de l'analyse. Nous nous sommes ainsi intéressés à la faisabilité du recueil d'urine de chat sur 24h

par le propriétaire.

L’étude a consisté à recueillir de l’urine de 24h sur trois jours consécutifs sur 10 chats en introduisant

chez leur propriétaire respectif un bac à litière spécialement conçu pour l’étude. Le volume urinaire, le

pH, la densité, l’excrétion ionique et la supersaturation relative des urines de 24h ont été mesurés et un

questionnaire a permis d’évaluer la faisabilité du recueil par le propriétaire.

D'après notre étude pilote, le recueil d'urine de chat sur 24h est faisable chez le propriétaire. Le pH et la

densité urinaire étaient relativement stables au cours des trois jours de recueil mais le volume urinaire

présentait des variations notables. L’excrétion ionique mesurée ainsi que la supersaturation relative

étaient cohérents avec les valeurs attendues.

Ainsi, notre méthode de recueil d’urine de chat sur 24h est réalisable par le propriétaire et permettrait la

mise en œuvre d’une étude à plus large échelle, comparant chats sains et chats malades, par exemple

atteints d’urolithiases.

Mots clés : UROLOGIE, ANALYSE URINAIRE, PRELEVEMENT, PROPRIETAIRE D’ANIMAUX, LITIERE,

CARNIVORE DOMESTIQUE, CHAT

Jury :

Président : Pr.

Directeur : Dr Christelle MAUREY-GUENEC

Co-directeur : Dr Ghita BENCHEKROUN

Assesseur : Dr Fanny PILOT-STORCK

122

INDICATION, METHODOLOGY AND INTERPRETATION OF 24H

URINALYSIS IN CATS

PILOT STUDY OF THE FEASIBILITY OF 24H CAT URINE COLLECTION BY THE OWNERS

NAME: ANDRY Héloïse

Summary:

Several biological rhythms have an impact on urinary excretion of endogenous substances, thus leading to

variations in the concentration of these substances during the day. To reduce these daily modifications, a

urinalysis over 24h is the gold standard way to measure urinary parameters, such as volume, density,

concentration of electrolytes, proteins or hormones, relative supersaturation (RSS) or glomerular filtration

rate. Metabolic cages are currently used to collect urine over 24h. This collection method, used mainly for

research purpose, can be inconvenient and stressful for the animal, and can thus alter the urinalysis

results. Therefore, the aim of the study was to assess the feasibility of 24h cat urine collection by the

owners.

During the study, we collected 24h-urine from ten cats for three continuous days, at home, using a litter

box especially designed for the study. Volume, pH, urine specific density (USG), ionic excretion and RSS

were measured and a survey was provided to the owners in order to evaluate the feasibility of urine

collection.

According to this pilot study, the owners could achieve 24h-urine collection from their cat at home.

Urinary pH and USG were quite stable during the three days of collection, but the volume was variable.

Ionic excretion and the RSS were consistent with the expected values.

Thus, the 24h-cat urine collection method developed in this study is achievable by the owner and would

enable the implementation of a study including healthy cats and sick cats, for example affected with

urolithiasis.

Keywords: UROLOGY, URINALYSIS, COLLECTION, PET OWNER, LITTER, SMALL

ANIMAL, CAT

Jury:

President: Pr.

Director: Dr Christelle MAUREY-GUENEC

Co-director : Dr Ghita BENCHEKROUN

Assessor: Dr Fanny PILOT-STORCK

indication, mÉthode et interprÉtation des analyses …

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