jamer de jesús hoyos lópez - universidad de córdoba
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Efecto de un probiótico comercial activado en un sistema de cultivo de tilapia roja (Oreochromis sp.), en el municipio de Momil, Córdoba, Colombia
Jamer de Jesús Hoyos López
Programa de Acuicultura Departamento de Ciencias Acuícolas
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia UNIVERSIDAD DE CÓRDOBA
Montería 2020
Trabajo de Grado como requisito para optar al título de Profesional en Acuicultura.
Efecto de un probiótico comercial activado en un sistema de cultivo de tilapia roja
(Oreochromis sp.), en el municipio de Momil, Córdoba, Colombia
Jamer de Jesús Hoyos López
Directora: Adriana Vallejo Isaza
Bióloga, Ph.D.
Directora: Diana Sofia Herazo Cárdenas
Bióloga Marina, M.Sc.
Programa de Acuicultura Departamento de Ciencias Acuícolas
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia UNIVERSIDAD DE CÓRDOBA
Montería 2020
I
Nota de aceptación
Presidente del jurado
__________________________________ Samir Brú Cordero, Jurado
__________________________________ Héctor Contreras Martínez, Jurado
Montería, ____ de Noviembre de 2020
II
El jurado calificador del trabajo no será responsable de las ideas emitidas por el Autor (artículo 46, acuerdo 006 del 29 de mayo /1979 del consejo superior)
III
DEDICATORIA
A Dios por darme la vida, sabiduría y su infinita misericordia en los malos y buenos momentos y por darme fuerzas para culminar este
trabajo. A mis padres José Ignacio Hoyos Franco y Ana Isabel López
Espinoza, por regalarme la vida y siempre han sido mi apoyo en todo momento y por ser mi razón.
A mis abuelas Nancy & Niza por regalar tan buenos consejos de perseverancia y superación.
A mis tíos, primos y amistades en especial a Fabio Andrés Hoyos, Joaquín Pablo García y María José Suárez, que siempre estuvieron
acompañando y deseándome éxitos en este proceso. Mil gracias.
Jamer Hoyos López
IV
AGRADECIMIENTOS
A la Universidad de Córdoba y Labservis Ltda. Por la financiación a través de la convocatoria: Emprendimiento (Investigación, Desarrollo Tecnológico e innovación - I+D+I) Para Fomentar La Relación Universidad- Empresa-Estado 2017 Fase II, Convenio Vie-013-2017 Universidad De Córdoba - Grupo Labservis Ltda.
A mis directoras Adriana Vallejo Isaza y Diana Herazo Cárdenas por brindarme la oportunidad de realizar este trabajo bajo su orientación, por sus grandes consejos, confianza, paciencia y calidad humana.
A los jurados evaluadores, por sus correcciones y sugerencias en este trabajo.
A los compañeros Juan Esteban Barrios, Julio Cesar Otero, Etsael Arturo Pacific, por el apoyo, el tiempo y dedicación que me brindaron durante el desarrollo de la fase de laboratorio.
A los profesionales en Acuicultura Xiomara Cogollo L., Isaura García Cordero y Héctor Contreras, por su constante apoyo colaboración en la realización de este trabajo y por brindarme su amistad.
A los Docentes del Programa por su aporte en nuestra formación profesional y por su colaboración y concejos en especial a los profesores Luis Carlos Ruiz, Martha Prieto G., Fredys Segura G., Charles Olaya N., Luz Marina Arias R., Betty Rodríguez P., Samir Brú C., Vicente Pertuz B. y Robinson Rosado C.
Especial agradecimiento a la empresa Jaibú S.AS y al Jefe de Producción Diego Pulgarín Hernández por permitir realizar esta investigación en las instalaciones de la finca.
V
TABLA DE CONTENIDO
Página
RESUMEN .................................................................................................................................................... 1
ABSTRACT ................................................................................................................................................... 2
1 INTRODUCCIÓN .................................................................................................................................. 3
2 OBJETIVOS .......................................................................................................................................... 5
2.1 OBJETIVO GENERAL ......................................................................................................................... 5
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS .................................................................................................................. 5
3 MARCO TEÓRICO ................................................................................................................................ 6
3.1 TILAPIA ............................................................................................................................................ 6
3.1.1 Generalidades. .......................................................................................................................... 6 3.1.2 Taxonomía ................................................................................................................................ 8 3.1.3 Producción de Tilapia a nivel mundial. ..................................................................................... 8 3.1.4 Producción de Tilapia a nivel nacional. ..................................................................................... 8
3.2 CALIDAD DE AGUA EN LA ACUICULTURA ......................................................................................... 9
3.2.1 Requerimientos de calidad de agua en acuicultura .................................................................. 9 3.2.2 Seguimiento al Sistema Semi-intensivo .................................................................................... 9 3.2.3 Impacto de sistema Acuícola sobre el ambiente. .................................................................... 10
3.3 CICLOS BIOGEOQUÍMICOS ............................................................................................................ 10
3.3.1 Ciclo del nitrógeno. ................................................................................................................. 10
3.4 PROBIÓTICOS ................................................................................................................................ 15
3.4.1 Uso de probióticos en Acuicultura .......................................................................................... 16 3.4.2 Composición del probiótico comercial .................................................................................... 16 3.4.3 Bacterias implicadas en el probiótico comercial (PC) ............................................................. 17 3.4.4 Activación del producto comercial .......................................................................................... 17
3.5 BACTERIAS DEL GÉNERO BACILLUS. ................................................................................................. 17
3.6 MÉTODOS DE CARACTERIZACIÓN BACTERIANA ............................................................................ 19
3.6.1 Métodos cualitativos............................................................................................................... 19 3.6.2 Métodos cuantitativos ............................................................................................................ 20
4 MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................................................. 23
4.1 DESCRIPCIÓN DEL ÁREA DE ESTUDIO ............................................................................................ 23
4.2 TIPO DE ESTUDIO ........................................................................................................................... 24
4.3 PERIODO DE MUESTREO ............................................................................................................... 24
4.4 TAMAÑO DE MUESTRA ................................................................................................................. 24
4.5 FASE DE CAMPO ............................................................................................................................ 24
4.5.1 Manejo de cultivo de los peces ............................................................................................... 24
VI
4.5.2 Variables de cultivo ................................................................................................................. 24 4.5.3 Activación del Probiótico comercial (PC) ................................................................................. 25 4.5.4 Método de adición del Probiótico comercial ........................................................................... 25 4.5.5 Variables Biológicas ................................................................................................................ 25
4.6 FASE DE LABORATORIO ................................................................................................................. 26
4.6.1 Determinación de nutrientes en laboratorio........................................................................... 26 4.6.2 Determinación de especies bacterianas en agua .................................................................... 27 4.6.3 Caracterización de los microorganismos de los diferentes estanques. ................................... 27 4.6.4 Determinación por enzimología .............................................................................................. 27 4.6.5 Identificación de cepas del Probiótico comercial en laboratorio ............................................ 28 4.6.6 Método de recuento Indirecto en placa vertida. ..................................................................... 28
4.7 DISEÑO EXPERIMENTAL, PROCESAMIENTO E INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS ................. 29
5 RESULTADOS Y DISCUSIÓN................................................................................................................ 31
5.1 DEMOSTRACIÓN LA ACTIVACIÓN DEL PROBIÓTICO COMERCIAL EN EL MEDIO
ACUÁTICO. .................................................................................................................................... 31
5.1.1 Aislados bacterianos en el medio acuático y producto comercial .......................................... 31 5.1.2 Tiempo de activación y densidad del probiótico comercial en placa vertida. ......................... 34
5.2 CARACTERIZACIÓN BIOQUÍMICA DE LA CEPA AISLADA DEL PC. .................................................... 35
5.3 DETERMINACIÓN DE LA CALIDAD DE AGUA AL ADICIONAR EL PROBIÓTICO COMERCIAL. ............ 36
5.3.1 Temperatura (°C) .................................................................................................................... 36 5.3.2 Oxígeno Disuelto (OD mg/L) ................................................................................................... 37 5.3.3 pH. ........................................................................................................................................... 38 5.3.4 Transparencia (cm). ................................................................................................................ 39 5.3.5 Conductividad (μs.cm-1). ......................................................................................................... 40 5.3.6 Alcalinidad (mg.L-1CaCO3) ....................................................................................................... 41 5.3.7 Dureza (mg.L-1 CaCO3) ............................................................................................................. 42 5.3.8 Fosfatos (PO4 mg.L-1)............................................................................................................... 43 5.3.9 Amonio total (NH3 – NH4 mg.L-1) ............................................................................................. 44 5.3.10 Nitrito (NO2 mg/L) ................................................................................................................... 46
5.4 EFICIENCIA DEL PROBIÓTICO COMERCIAL CON EL CRECIMIENTO DE LOS PECES........................... 47
5.4.1 Tasa de conversión alimenticia (TCA) ..................................................................................... 47 5.4.2 Ganancia de peso/día (g.d-1) ................................................................................................... 48 5.4.3 Biomasa (kg) ........................................................................................................................... 49
5.5 CORRELACIÓN DE VARIABLES FÍSICO QUÍMICAS DEL AGUA Y PÁRAMETROS
ZOOTECNICOS ............................................................................................................................... 51
6 CONCLUSIONES ................................................................................................................................. 53
7 RECOMENDACIONES ......................................................................................................................... 54
8 BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................................................... 55
ANEXOS ................ …………………………………………………………………………………………………………………………………64
VII
LISTA DE TABLAS Página
TABLA 1. Variables independientes y dependientes. ....................................................... 30
TABLA 2. Características de las colonias de las cepas bacterianas aisladas de los estanques de cultivo inoculados con el PC. ...................................................... 33
TABLA 3. Características morfológicas y bioquímicas de las bacterias aisladas de los estanques de cultivo inoculados con el PC. ................................................. 33
TABLA 4. Enzimología de la cepa aislada del PC. .............................................................. 36
VIII
LISTA DE FIGURAS
Página
Figura 1. Tilapia roja Oreochromis sp. (Foto: Jamer Hoyos L.) ........................................... 6
Figura 2. Ciclo global del nitrógeno Fuente: Brock y Madigan (1993) ............................. 11
Figura 3. Ciclo global del azufre (Fuente: Boyd, 2015) .................................................... 15
Figura 4. Ubicación geográfica de la estación piscícola (Fuente: Google Maps). ............ 23
Figura 5. Mapa conceptual de los procesos en la metodología. ..................................... 26
Figura 6. Método de recuento indirecto en placa vertida (Brock y Madigan, 1993).................................................................................................................. 28
Figura 7. Características macroscópicas y microscópicas de microorganismo aislado del PC. ................................................................................................... 32
Figura 8. Características macroscópicas y microscópicas de microorganismo aislado del estanque de cultivo. ........................................................................ 32
Figura 9. Tiempo de activación del PC en 3 diferentes tiempos de incubación. ............. 34
Figura 10. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua temperatura y Oxígeno disuelto .............................................................................................................. 38
Figura 11. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua pH y transparencia ................ 40
Figura 12. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua Conductividad y Alcalinidad ......................................................................................................... 41
Figura 13. Parámetro fisicoquímicos de calidad de agua Dureza y Fosfatos. ................... 44
Figura 14. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua NH3 y NH4 ............................... 46
Figura 15. Parámetro fisicoquímico de calidad de agua nitrito ......................................... 47
Figura 16. Tasa de conversión alimenticia (TCA) fuente: Autor ........................................ 48
Figura 17. Ganancia de peso diaria (g.d-1).......................................................................... 49
Figura 18. Biomasa total en los estanques de cultivo (kg) fuente: Autor. ........................ 50
Figura 19. Aporte de las variables físico-químicas (Activas), sobre variables biológicas (suplementarias) en la componente F1 y F2. ................................... 52
IX
ANEXOS
Página
Anexo 1. Características morfológicas de los aislados de estanque de cultivo. .............. 64
Anexo 2. Identificación de flora acompañante de los estanques de cultivo. .................. 66
Anexo 3. Parámetros físico químicos de calidad de agua en los estanques de cultivo ................................................................................................................ 69
Anexo 4. Análisis de componentes principales (ACP) entre variables fisicoquímicas de calidad de agua con variables biológicas (rendimiento de los peces)................................................................................ 73
Anexo 5. Eficiencia del probiótico comercial con el crecimiento de los peces ................ 81
1
RESUMEN
La demanda alimentaria mundial ha aumentado proporcionalmente al crecimiento poblacional, por lo que cada día se busca implementar mejores actividades zootécnicas (FAO, 2016). Como una actividad productiva, la acuicultura está enfocada en incrementar la producción alimentaria mundial, que garantice que sus productos sean de excelente calidad, minimizando el impacto ambiental, mediante la implementación de diversas estrategias tecnológicas. Esta investigación se llevó a cabo con el objetivo de evaluar la eficiencia de producto en el cultivo de tilapia roja (Orechromis sp.). En la finca Inversiones Jaibu S.A.S, mediante un diseño experimental en DBCA, usando dos réplicas, durante un ciclo de producción se verificó el efecto PC (Probiótico Comercial) (T1 sin probiótico y T2 con probiótico) sobre variables de calidad del agua (físicas, químicas y nutrientes) y variables biológicas (ganancia de peso diario, TCA y biomasa) en 4 estanques de cultivo con un área aproximada de 10.000 m2. Los aislados y la identificación microbiana se realizaron mediante métodos microbiológicos clásicos y por enzimología. Se obtuvieron en total 117 aislados provenientes de suelo y agua, de los cuales se identificaron Bacillus subtilis, B. cereus, Pseudomonas sp., Aeromonas sp., Vibrio sp., Acinetobacter calcoaceticus y colifirmes Shigella sp. Mediante análisis estadístico no paramétrico se estableció que temperatura, oxígeno disuelto, pH, conductividad, dureza, amonio total no presentaron diferencias estadísticamente significativas entre T1 y T2 (p<0,05); de otra parte, transparencia, alcalinidad, NO2, PO4 resultaron presentar diferencias significativas entre T1 y T2: la transparencia presentó valores 18,62 ± 9,99 cm para T1 y 9,12±3,94cm en el tratamiento T2. La alcalinidad registró 123,56 ± 29,24 mg.L-1 CaCO3 en T1, y 191,69 ± 70,80 mg.L-1 CaCO3 en T2. El nitrito presentó valores 0,02 ± 0,02 mg.L-1 y 0,56 ± 0,77 mg.L-1, en T1 y T2, respectivamente. El fosfato presentó varió entre 0,63 ± 0,35 mg.L-1 (T1) y 1,23 ± 1,28 mg.L-1 (T2), siendo más estable en el tratamiento sin PC. Adicionalmente se realizó el Análisis de Componentes Principales (ACP) para observar la correlación entre los parámetros fisicoquímicos de calidad de agua y los parámetros zootécnicos de la especie, en donde el (PO4, NO2, amonios NH3-NH4, dureza, alcalinidad, pH y transparencia) se correlacionan con la biomasa, mientras las variables de temperatura y el OD se correlacionan con la TCA y ganancia de peso diario. En relación a los parámetros biológicos, no se observó diferencia estadísticamente significativa (p<0,05) entre tratamientos. El uso de probióticos en la acuicultura si se suministra en las cantidades adecuadas puede contribuir a mejorar la calidad del agua, con la subsecuente reducción de los metabolitos no deseados en el agua; sin embargo, en relación a las variables biológicas en este estudio no se observó una mejora significativa sobre los parámetros biológicos de crecimiento y desarrollo.
Palabras clave: Impacto de la acuicultura, calidad del agua, Tilapia, biorremediación, probióticos.
2
ABSTRACT
Global food demand has increased in proportion to population growth, which is why we try to improve zootechnical activities everyday (FAO, 2016). As a productive activity, aquaculture focuses on increasing world food production. Which through the implementation of various technological strategies guarantees that its products are of excellent quality and minimize the environmental impact. This investigation was carried out with the objective of evaluating the product efficiency in the cultivation of red Tilapia (Oreochromis sp.). In the farm Inversiones Jalibu SAS, through an experimental design in DBCA, using two replicas, during a production cycle, the effect PC (Commercial Probiotic) (T1 without probiotic and T2 with probiotic) on water quality variables (physical, chemicals and nutrients) and biological variables (daily weight gain, TCA and biomass) in 4 culture ponds with an approximate area of 10.000m2. The isolates and microbial identification were carried out by classical microbiological methods and by enzymology. A total of 117 isolates were obtained from soil and water from both ponds, of which the presence of Bacillus Subtilis, B. Cereus, Pseudomonas sp, Aeromonas sp., Vibrio sp., Acinetobacter Calcoaceticus and Colifirms Shigella sp., where detected. Trough non-parametric statistical analysis it was established that (Temperature, Dissolved oxygen, pH, conductivity, hardness, total ammonium) they did not present statistically significant differences between T1 and T2 (p <0.05); Different from the variables (transparency, alkalinity, NO2, PO4), which turned out to present significant differences between T1 and T2, transparency presented average values of 18,62±9,99 cm and 9,12±3,94cm. For T1 and T2 respectively, the alkalinity presented average values of (123,56±29,24 mg/L CaCO3) for 191,69±70,80 mg.L-1 in T2, nitrite presented average values of 0,02±0,02 mg.L-1 and 0,56±0,77 mg.L-1, for T1 and T2 respectively, phosphate presented average values of 0,63±0,35 mg.L-
1, for T1 and 1,23±1,28 mg.L-1 for T2; treatment without PC being more stable. Additionally, the Principal Component Analysis (ACP) was carried out to observe the correlation between the physicochemical parameters of water quality and the zootechnical parameters of the species, where the (PO4, NO2, ammonium NH3-NH4, harness, alkalinity, pH and transparency) are correlated with biomass, while the variables of (temperature, OD) are correlated with TCA and daily weight gain. In relation to the biological parameters, no statistically significant difference (p <0, 05) was observed between treatments. The use of probiotics in aquaculture can improve water quality, with the subsequent reduction of unwanted metabolites, although it did not influence the performance of the fish, this if supplied in adequate quantities. Key words: aquacuIture’s impact, water quality, Tilapia, bioremediation, probiotics microorganisms.
3
1 INTRODUCCIÓN
La demanda alimentaria mundial ha aumentado proporcionalmente al crecimiento
poblacional, por lo que cada día se busca implementar mejores actividades
zootécnicas (FAO, 2016). Como una actividad productiva, la acuicultura está
enfocada en incrementar la producción alimentaria mundial, garantizando productos
de excelente calidad minimizando el impacto y alteración ambiental, mediante la
implementación de nuevas tecnologías, que a día de hoy han permitido el desarrollo
de la producción de los sistemas acuícolas y su calidad del agua (Boyd, 2015).
La descarga de efluentes generada en esta actividad presenta altas cargas de
nutrientes, compuestos orgánicos e inorgánicos (García y Sánchez, 2015). Por tal
motivo es de importancia conservar una buena calidad del agua en el sistema de
producción acuícola, para así mantener a los organismos en excelentes condiciones
reduciendo el estrés ambiental y evitar la acumulación de nutrientes al finalizar el
periodo de cultivo. (Von Sperling, 2012)
Una de las alternativas para mejorar la calidad del agua en los sistemas de cultivo
es el uso de los probióticos (Espinoza-Berrezueta, 2017); estos microorganismos
tienen múltiples beneficios, como: Disminuir la cantidad de materia orgánica en la
columna de agua, lo cual favorece el aumento de la concentración de oxígeno, como
consecuencia de la remineralización de la materia orgánica en general, además por
efecto antagonista compiten con bacterias patógenas que se encuentran en el
medio, mejoran el factor de conversión alimenticia de los organismos cultivados y
aumentan la probabilidad de organismos acuícolas más saludables (Priyadarshini
et al., 2013).
Actualmente, numerosos productores han comenzado a utilizar probióticos para
reducir el impacto causado por los efluentes acuícolas, optimizando el ambiente de
cultivo, a través de la mejora en la calidad del agua.
La empresa piscícola Inversiones Jaibú S.A.S, está desarrollando el Programa de
Mejoramiento Continuo (PMC), en la búsqueda de la excelencia de sus productos,
zonas de trabajo y velar por que sus actividades no deterioren la calidad de vida de
los pobladores vecinos. Actualmente busca adoptar nuevas estrategias sostenibles
4
a fin de mejorar la producción y disminuir los impactos ambientales generados por
las operaciones de producción. De este modo, a futuro podrá alcanzar un alto
desempeño que certifique las Buenas Practicas Acuícolas (BPA), por lo cual, es
necesario establecer el efecto benéfico del uso de un probiótico comercial en sus
sistemas de cultivo, conformado por 4 especies de bacterias.
Con la presente investigación, se pretende determinar la eficiencia de un probiótico
comercial en los sistemas cultivo de Tilapia roja, mediante el planteamiento de la
hipótesis: Los estanques inoculados con el probiótico comercial presentan mejor
calidad de agua al finalizar el ciclo de cultivo, que en aquellos donde no se aplica el
probiótico, observando a la vez, mayores rendimientos en crecimiento.
5
2 OBJETIVOS
2.1 OBJETIVO GENERAL
Evaluar la eficiencia de un probiótico comercial en los sistemas de cultivo de Tilapia
roja (Orechromis sp.).
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Demostrar la activación del probiótico comercial en el medio acuático.
Determinar el efecto del probiótico comercial sobre la calidad del agua de
cultivo.
Establecer la eficiencia del probiótico comercial con el crecimiento de los
peces.
6
3 MARCO TEÓRICO
3.1 TILAPIA
3.1.1 Generalidades.
La Tilapia roja (Fig. 1), es un híbrido proveniente de líneas mejoradas partiendo de
las cuatro especies más importantes del género Oreochromis la cuales son: O.
niloticus, O. aureaus, O. mossambicus y O. urolepis hornorum. Por estar
emparentadas entre sí, sus comportamientos reproductivos y alimenticios son
similares. Habitan en la mayor parte de las regiones tropicales del mundo, donde
las condiciones son favorables para su reproducción y crecimiento; su cultivo se
inició en 1820 en África y desde ahí se ha extendido a gran parte del mundo (Espejo
y Torrez, 2001) (Lara Mantilla, 2016).
Figura 1. Tilapia roja Oreochromis sp. (Foto: Jamer Hoyos L.)
Son peces herbívoros, cuya dieta se puede dividir en tres categorías: omnívoros,
fitoplanctívoros y comedores de malezas (Lowe-Mc Connell, 1982). Aunque la tilapia
del Nilo (O. niloticus) y tilapia Congo (T. rendalli) respectivamente, se clasifican
como comedores omnívoros y de malezas, su dieta también Incluyen las
7
cianobacterias, algas verdes, diatomeas y macrófitos. Otros componentes de los
alimentos como el zooplancton, caracoles, larvas de insectos, huevos de peces y
embriones y los residuos de alimento, (Caulton, 1977); (Getachew y Fernando,
1989); (Perea-Román, et al., 2018).
En general, la tilapia se puede considerar como omnívora oportunista con gran
tendencia a la herbívora (Starling, 1998). Además, el comportamiento de
alimentación es flexible, con una alta capacidad reproductiva (Fryer y Iles, 1972);
(Morejón y Valenzuela, 2011). Desovan durante todo el año (Kolding, 1993); (Botero
et al., 2011) poseen gran resistencia a las enfermedades y están adaptadas a
ambientes con altas temperaturas (entre 24 y 32ºC), concentración de oxígeno baja
(entre 2 y 4 mg.L-1) y elevadas concentraciones de amoníaco en agua (1,0 mg.L-1)
(Borges, 2004); (Córdova, 2013), características que dan a la tilapia ventajas
competitivas frente a otras especies en la colonización de hábitats inestables en
ambientes lacustres en las zonas tropicales y subtropicales (Starling,1998); (Alarcón
2015).
Debido a la gran capacidad proliferativa, el exceso de biomasa de esta especie
dentro de un cuerpo de agua, conduce al deterioro de la calidad del sistema
(Kubitza, 1999). A pesar de ser una especie recomendada en bio-manipulación para
controlar las floraciones, hay una clara evidencia de que pueden contribuir al
enriquecimiento de nutrientes de los ecosistemas acuáticos, a través de la excreción
y la suspensión de estos (Starling, 1998); (Balcázar et al., 2006).
Entre otras cualidades adaptativas de la Tilapia está la tolerancia a altas densidades
poblacionales (CIDEA; UCA, 2002), a los cambios de temperatura y salinidad, lo
mismo que su adaptación al cautiverio, amplios rangos de alimentación, resistencia
a enfermedades. Además, su carne blanca y de buena calidad, constituyen
parámetros para su aceptación en el mercado y despertando gran interés comercial
en la acuicultura mundial.
8
3.1.2 Taxonomía
Actualmente se clasifica como:
Reino: Animalia Filo: Chordata Subfilo: Vertebrata Clase: Osteichthyes Orden: Perciforme Familia: Ciclidae Género: Oreochromis Especie: Oreochromis sp.
3.1.3 Producción de Tilapia a nivel mundial.
A nivel mundial para el año 2014 la produccion de peces proveniente de la
Acuicultura fue de 73,8 millones de toneladas, de estos el cultivo de Tilapia ocupa
el segundo lugar en producción en el mundo, en donde los mayores productores de
esta especie son los paises asiaticos como China, Vietnam, Banglades, India y
Filipinas con una producción de por encima de las 300.000 Ton/año (FAO, 2016),
además esta especie se encuentra distribuida como exótica por América Central,
sur América, Norteamérica, Europa y Oceanía.
3.1.4 Producción de Tilapia a nivel nacional.
En Colombia la Tilapia es un pez considerado de alto valor comercial por su color
atractivo y rendimiento, hoy su consumo, precio y perspectivas futuras han
aumentado significativamente, fue introducido en la década de los años 80s como
seguridad alimentaria (Muñoz et al., 2010). La producción de la Acuicultura en
Colombia para el año 2016 fue de 109.300 Ton, en donde el cultivo de Tilapia fue
el 62% dentro de esta, los mayores productores de la especie dentro del territorio
nacional se concentran en los departamentos de Huila, Tolima, Meta y Antioquia,
sin embargo otros departamento como Cesar, Córdoba, Bolívar en los últimos años
han contribuido con un aumento significativo en la crianza de Tilapias (AUNAP,
2018)
9
3.2 CALIDAD DE AGUA EN LA ACUICULTURA
3.2.1 Requerimientos de calidad de agua en acuicultura
Para llevar a cabo una producción de organismos acuáticos hay que tener en cuenta
la fuente donde se va a realizar la captación del recurso hídrico, en lo posible que
se encuentre libre de contaminantes como herbicidas, aguas residuales, residuos
industriales y vertimientos de aguas negras (Rodríguez y Anzola, 2001).
Los parámetros físicos y químicos de calidad de agua para el cultivo de Tilapia son
de suma importancia, ya que el rendimiento de los peces está directamente
relacionado con estos factores. En cuanto a parámetros físicos a tener en cuenta
en los sistemas de producción están la temperatura, luz y transparencia. Los
parámetros químicos corresponden a oxígeno disuelto, pH, compuestos
nitrogenados (amonio no ionizado, amonio, nitrito; nitrato), fosfato, alcalinidad,
dureza. Todos estos parámetros presentan en el transcurso de un día variaciones
en función de la época climática, hora del día, descarga de nutrientes y presencia
de microorganismos, además se encuentran estrechamente relacionados entre sí.
De acuerdo con Boyd (2015), la temperatura óptima de cultivo oscila entre 20° a 32°
C, transparencia de 20 a 50 cm, oxígeno de 2,0 a 8,0 mg.L-1, pH entre 6,5 y 9,0. En
cuanto a los compuestos nitrogenados el autor sugiere que sea menor a 1,0 mg.L-
1, fosfatos < 2,0 mg.L-1, alcalinidad entre 100 y 120 mg.L-1 CaCO3 y dureza entre
100 y 120 mg.L-1 CaCO3.
3.2.2 Seguimiento al Sistema Semi-intensivo
Este sistema de producción utiliza estanques de 0,5 a 3 hectáreas con recambios
de agua considerables que van desde 15 al 30% diario de todo el volumen del
estanque, además se utilizan aireadores dependiendo del grado de intensidad de
siembra del sistema (desde 2 HP a 12 HP por hectárea). Las densidades manejadas
son muy variables y se encuentran en el rango de 4 a 15 peces por m2, para una
producción en el rango de 20 a 50 toneladas / hectárea / año, con factores de
conversión de 1,4 a 1,9 para peces de 700 gramos (Salazar Ariza, 2001).
10
La vigilancia de las variables químicas y físicas, tanto como las biológicas
(crecimiento, desarrollo y salud) son muy importantes para el éxito de la práctica
acuícola. En relación a la alimentación de Tilapia en este sistema se utiliza alimento
peletizado o extrusado, con niveles de proteína desde 40 a 24% dependiendo de la
fase de producción (Poot-Delgado et al., 2009).
3.2.3 Impacto de sistema Acuícola sobre el ambiente.
La acuicultura frecuentemente es citada como una alternativa de mercado para
incrementar la oferta de productos acuáticos, sin embargo al aumentar la demanda
sobre determinados recursos, lo que se conoce como intensificación de los cultivos
acuícolas produce una serie de efectos ambientales como las descargas de
efluentes, liberando altos contenidos de materia orgánica, excretas, alimento no
consumido, dióxido de carbono, gas metano, ácido sulfhídrico y compuestos
nitrogenados, esto último debido a que solo el 30% de los nutrientes suministrados
son asimilados, el resto es liberado al medio a través de efluentes acuícolas; la
degradación causada por la acuicultura al medio ambiente es un aspecto que se
debe tener muy en cuenta (Pardo et al., 2006). No obstante, estas desventajas,
conociendo la ecología del sistema y teniendo alternativa de manejo de los
efluentes, es posible reducir el impacto ambiental y utilizar los nutrientes de las
descargas en otras actividades como la agricultura (Pantoja-Viveros et al., 2015).
Este conocimiento de ecología acuática, incluye el entendimiento de los ciclos
biogeoquímicos y de los microorganismos involucrados.
3.3 CICLOS BIOGEOQUÍMICOS
3.3.1 Ciclo del nitrógeno.
El ciclo del nitrógeno (Fig. 2) se inicia con la reducción del nitrógeno atmosférico
(N2) a amonio (NH4+), proceso al que se le denomina fijación de N2, esta pude ser
biológica (FBN, fijación Biológica de Nitrógeno), o catalizada por descargas
eléctricas (rayos) y de forma artificial para la fabricación de fertilizantes.
Posteriormente, el amonio se convierte en nitrato (NO3-) mediante la nitrificación
(Odum, 2006). El amonio y el nitrato son asimilables por las plantas, que a su vez
sirven para la nutrición del hombre y otros animales (Roldán, 1992); (Boyd, 2015)
11
Figura 2. Ciclo global del nitrógeno Fuente: Brock y Madigan (1993)
Con la reducción del nitrato a N2 mediante el proceso de respiración anóxico llamado
desnitrificación, se completa el ciclo del N en la biosfera. En condiciones
anaeróbicas además puede suceder la reducción de nitrato a amonio por procesos
asimilativos o por procesos desasimilativos (reducción desasimilativa de nitrato a
amonio, del inglés DNRA). Este último es llevado a cabo en general por bacterias
fermentadoras que compiten por el nitrato con las bacterias desnitrificantes en
condiciones anóxicas (Ronald y Atlas, 2002); (Cerón y Aristizábal, 2012)
3.3.1.1 Nitrificación.
La nitrificación es el proceso aerobio, donde sucede la oxidación biológica de
nitrógeno amoniacal en nitrato, con la presencia de nitrito intermediario, realizado
por bacterias del género Nitrosomonas (que oxidan N-NH4+ a N-NO2
-) y Nitrobacter
(que oxidan N-NO2- a NO3
-); estas bacterias conocidas como bacterias nitrificantes,
por su función de la nitrificación en la naturaleza (Roldán, 1992); (Cerón y
Aristizábal, 2012).Las bacterias nitrificantes son organismos litoautotróficos no
esporulados Gram negativos y pueden ser de morfología esférica, bacilar o espiral.
12
Teniendo en cuenta que las bacterias nitrificantes obtienen la energía del nitrógeno,
se considera un proceso autotrófico; la energía necesaria para el crecimiento
bacteriano se obtiene de la oxidación de compuestos de nitrógeno, principalmente
amoníaco. Para la síntesis de células nuevas, los organismos nitrificadores emplean
el dióxido de carbono (carbono orgánico) (Marín, 2003).
3.3.1.2 Desnitrificación.
Las bacterias desnitrificantes obtienen energía para su crecimiento a partir de la
conversión en nitrógeno gaseoso, pero requieren una fuente de carbono para la
síntesis celular, con frecuencia una fuente externa de carbono. La desnitrificación
es un proceso respiratorio anaerobio heterotrófico del tipo anóxico, donde la
reducción del nitrato hasta N2 sigue una serie de pasos que involucran la actividad
de enzimas diferentes (Roldán, 1992); (Hakspiel Segura, 2014)
En esta vía anaeróbica, se utiliza el nitrato como aceptor final de electrones, el cual
luego de una serie de pasos es reducido hasta N2 y en algunos casos sólo hasta
N2O. Los géneros desnitrificantes más citados incluyen: Alcaligenes, Paracoccus,
Pseudomonas, Thiobacillus, Thiosphaera, y Thauera, entre otros. La mayoría de
ellos son heterótrofos, pero algunos pueden crecer autotróficamente con hidrógeno
y CO2, o con compuestos reducidos (Grant y Long, 1989); (Hakspiel Segura, 2014).
3.3.1.3 Vías no clásicas de nitrificación y desnitrificación.
Estudios como los de (Boyd, 2015) han sugerido la existencia de sistemas “no
convencionales” de eliminación de nitrógeno entre los cuales se han reportado: la
desnitrificación aeróbica, la nitrificación heterotrófica, la oxidación anaeróbica del
amonio y la desnitrificación por bacterias nitrificantes autotróficas.
Dentro del grupo funcional de las bacterias nitrificantes litoautótrofas, se han
encontrado especies heterótrofas como Pseudomonas putida (Roldán, 1992);
(García y Gallardo, 2017), hongos y algas capaces de oxidar amonio a nitrito y/o a
nitrato. Sin embargo, en la nitrificación heterótrofa no ocurre la generación de
energía acoplada a este proceso como si ocurre en la nitrificación litótrofa. Como
consecuencia de ello, la nitrificación heterótrofa es dependiente de la oxidación de
13
sustrato orgánico (Grant y Long, 1989); (Roldán, 1992); (Odum, 2006); (Madigan et
al., 2009). Durante la nitrificación heterotrófica, el amonio o las formas orgánicas de
nitrógeno (ej. Grupos amino de los aminoácidos) es oxidado a hidroxilamina, óxido
de nitrógeno gaseoso, nitrito o nitrato. A pesar de ello, la nitrificación heterótrofa ha
sido considerada un contribuyente marginal en lo que respecta al ciclo global del
nitrógeno y podría tratarse de un mecanismo de detoxificación de compuestos
amoniacales (Brady, 1984) (García y Gallardo, 2017).
3.3.1.4 El papel de Bacillus en el ciclo del nitrógeno y su importancia como biorremediador
Es de notar que en el ciclo del Nitrógeno influyen una gran cantidad de
microorganismos ya sea para la reducción o asimilación o transformación de los
diferentes compuestos nitrogenados que van surgiendo a medida que se da el curso
de este (Boyd, 2015).Por su parte la familia Bacillaceae son microorganismos que
juegan un papel muy importante en la transformación y asimilación de NH4, NO2 y
NO3, además de producir enzimas ayudan a la degradación de la materia orgánica
que se dan en los suelos y el agua (Buitrago-Villamil, 2018), esto mediante el
metabolismo ya que toman como fuente principal los compuestos nitrogenados y la
materia orgánica generada por los desechos de las diferentes producciones
agrícolas, pecuaria y acuícola (Madigan et al., 2009)
3.3.1.5 Ciclo del azufre
Las actividades de las bacterias proteolíticas, además de liberar Amonio no ionizado
(NH3), también libera ácido sulfhídrico (H2S) desde los aminoácidos sulfurados. Este
compuesto, muy inestable, se oxida tanto químicamente como por la acción de
bacterias y hongos. El compuesto en más alto estado de oxidación formado en este
proceso es el SO4, fuente primaria de azufre para las plantas verdes fotosintéticas
(Marín, 2003); (Mascot-Gómez, 2013).
La oxidación del H2S es realizada por gérmenes quimioautótros del género
Thiobacillus y probablemente por sulfobacterias filamentosas de los géneros
Beggiatoay Thiotrix, así como en menor medida, por algunos hongos. El proceso se
da tanto en aguas desoxigenadas como oxigenadas. De este modo, en lagos
14
estratificados y debido a la gran reactividad del oxígeno frente al H2S, este último
suele concentrarse en general en las capas profundas sometidas a anaerobiosis o
anoxia (Odum, 2006). En la capa limitante que separa aguas oxigenadas de las
sulfurosas (con sulfuros o sulfhídrico) se propicia una alternativa entre organismos
oxidantes de sulfuros (p.e., Thiobacillus aerobios) y sulfobacterias y clorobacterias
anaerobias que rigen los cambios incluso diarios de la concentración de ácido
sulfhídrico del agua, siendo esta alta durante la noche y baja durante el día (Odum,
2006); (Boyd, 2015).
El ciclo del azufre se cierra con la reducción de los compuestos oxidados. En el caso
del sulfato, se requiere la ausencia O2 y la presencia de materia orgánica (por
ejemplo, ácidos orgánicos y alcoholes) que suministren H2 reductor. Además,
algunas bacterias también pueden emplear el propio H2 gas. Finalmente, la
producción de sulfhídrico se denomina “desulfuricación” siendo un fenómeno
paralelo al de desnitrificación (Marín, 2003); (Macías, 2016).
De los organismos reductores de sulfatos (mayoritariamente anaerobio estricto), el
más común es el D. desulfuricans, frecuente en el lodo de lagos y estanques e
incluso también en el agua libre. Otras especies reductoras de sulfatos son los
bacilos esporulados de tipo Desulfomaculatum nigrificans, así como alguna bacteria
anaerobia facultativa. Las condiciones óptimas para que se produzcan la
desulfuricacion son las experimentadas en el lodo y sedimentos de las aguas poco
oxígeno y gran cantidad de materias orgánicas, así como en zonas profundas de
lagos eutróficos y en zonas anaerobias oceánicas concretas (Grant y Long, 1989);
(Martín y Klotz, 2011).
Las proporciones entre el H2S producido por protiolosis y por desulfuricación varían,
según las fuentes consultadas, entre el 99% y el 3 %, dependiendo de cantidad y
tipo de proteínas existentes en cada agua, flora bacteriana concreta y estando,
incluso, sujeta a variaciones estacionales. Para finalizar, la (Fig. 3). Recoge un
esquema del ciclo global del azufre; resumiendo la mineralización de compuestos
orgánicos azufrados se suele dar en condiciones aerobias mientras en medio
anaerobio se produce H2S (Marín, 2003); (Mascot, 2013).
15
Figura 3. Ciclo global del azufre (Fuente: Boyd, 2015)
3.4 PROBIÓTICOS
El término “probiótico” quiere decir, “a favor de la vida”; consiste en microorganismos
o sustancias producidas por los mismos con la capacidad de ayudar a mantener el
equilibrio de la microbiota intestinal (López-Acevedo, Aguirre-Guzmán y Vázquez-
Sauceda, 2013). Estos microorganismos no parásitos que viven en verdadera
simbiosis tanto en hombres como animales, realizan diferentes funciones, unos
ayudan a mantener la buena salud denominándose por esta razón protectores y
otros intervienen en la recuperación de algunos trastornos, conocidos entonces
como terapéuticos (Lara y Burgos, 2010).
Entre los probióticos más estudiados se encuentran las bacterias y las levaduras.
Algunos ya se comercializan bajo la forma de preparados que contiene uno o varios
microorganismos vivos. De los géneros bacterianos más investigados están:
Lactobacillus, Bifidobacterium, Streptococcus y Enterococcus y esporas de Bacillus,
siendo los dos primeros lo que presentan mejores resultados, siendo Lactobacillus
los primeros microorganismos en ser administrados en su forma viva, por vía oral,
con el objetivo de producir efectos benéficos a la microbiota digestiva animal
(Balcázar et al., 2006).
16
3.4.1 Uso de probióticos en Acuicultura
La primera historia exitosa en la selección de probióticos del medio acuático ha sido
lograda con larvas de crustáceos. En Japón, (Nogami y Maeda, 1992) aislaron una
cepa bacteriana que reprimía el crecimiento del Vibrio spp. Patógeno, e
incrementaba la producción de la larva del cangrejo Portunus trituberculatus. En
laboratorios de crianza ecuatorianos, (Griffith, 1995) reportó que larvas de camarón
fueron afectadas por una enfermedad bacteriana caracterizada por un descenso en
cantidades de Vibrio alginolyticus y el incremento de V. parahaemolyticus.
Dieciocho años después el gremio camaronero hace la introducción de una fuente
de carbono disponible a los productos de probióticos comerciales, para darle un
sustrato de colonización y multiplicación a los microorganismos reportando una
mejora en la biorremediación del agua de cultivo, mejores rendimientos zootécnicos
y disminución de EMS y Vibrio ssp. (Kawahigashi, 2018) Las prometedoras
posibilidades de los probióticos están relacionadas a aplicaciones nutricionales y
veterinarias, pero esto esta moderado por algunas recomendaciones de manejo
cuidadoso e higiénico (Ringo, et al., 2010). (FAO, 2014) designó el uso de los
probióticos como una alternativa importante para la mejora de la calidad del medio
ambiente acuático (Ringo et al., 2010). La mayoría de estudios a nivel mundial sobre
los efectos de los probióticos en animales acuáticos cultivados han revelado una
reducción en la mortalidad o la mejora de la resistencia contra los agentes
patógenos oportunistas (Martínez-Cruz, et al., 2012; Wang, 2010; Garrido-Pereira
et al., 2014).
3.4.2 Composición del probiótico comercial
El probiótico comercial evaluado, corresponde a una mezcla concentrada de
probióticos, enzimas y catalizadores orgánicos para el tratamiento de materia
orgánica como fuente contaminante de desechos (lixiviados, excretas), por medio
de un proceso biológico aeróbico sin olores y natural: Este acelera el proceso natural
de biorremediación en pro de estimular la protección del medio ambiente y
ecosistemas acuáticos.
17
3.4.3 Bacterias implicadas en el probiótico comercial (PC)
Este producto consta de 4 especies de microrganismo y 7 enzimas diferentes para
llevar a cabo de manera eficaz dicho tratamiento.
Las bacterias que integran este producto son:
Bacillus subtilis
Bifidobacterium longhum
Lactobacillus acidophillus
Bifidobacterium thermophilum
Las diferentes enzimas que incluye el PC:
Amylasa
Proteasa
Cellulase
Xilanase
Lipasa
Phytase
Pectinasa
3.4.4 Activación del producto comercial
Se disuelve 1kg del PC en 39 litros de agua reposada (sin residuos de cloro).
3.4.4.1 Medio de uso del PC:
El PC es empleado en diversas actividades zootécnicas y agropecuarias lo que las
dosificaciones presentan variantes en la actividad que se vaya a emplear, en el caso
de la piscicultura se debe utilizar 50 gramos de PC por Hectárea y realizar
aplicaciones cada quince días, de 50 gramos durante el ciclo de cultivo.
3.5 BACTERIAS DEL GÉNERO Bacillus.
Los miembros del genero Bacillus son bacterias Gram positivas aerobio facultativo,
esporulados, cuyo tamaño oscila entre 1 a 1.2 micrómetros de ancho y de 3 a 5
micrómetros de largo (Schnepf et al., 1998); (Porcar y Juarez, 2004), nativo del
suelo y catalogado como cosmopolita (Balaraman, 2005) (Ruiz et al., 2004) la cual
se ha aislado de ecosistemas como bosques tropicales y templados, zonas
desérticas, sabanas, archipiélagos, frutales, suelos agrícolas, arena y cuevas en los
cinco continentes (Ruiz et al., 2004); (Maduell et al., 2002) ,son considerados los
18
organismos más frecuentes de muestras de tierra cuando son cultivados en el
laboratorio en medios artificiales, aunque también ha habido reportes de
aislamientos del genero Bacillus en tejido gastrointestinales de rumiantes (Bertel-
Mesa et al., 2019) Este microorganismo crece bien en medio rico en azucares,
ácidos orgánicos, alcoholes, etc., como únicas fuentes de carbono y amonio como
la única fuente de nitrógeno (Brock y Madigan, 1993). En las dos últimas décadas
diferentes industrias farmacéuticas se han enfocado a realizar investigaciones
rigurosas a este grupo bacteriano, ya que se ha encontrado diferentes usos como
biorremediadores de suelos, agua, extracción de metabolitos secundario como
(enzimas, proteínas) para la síntesis de biofungicidas, vacunas, bio-bactericidas e
inoculación como probióticos intestinales, entre otros usos, por lo que presentan un
amplio espectro por lo que han sido introducidos en el campo biotecnológico,
agrícola, pecuario y acuícola (Buitrago-Villamil, 2018), (Brock y Madigan, 1993)
(Acuña et al., 2010). Las especies de Bacillus más investigadas son: Bacillus
subtilis, B. licheniformis, B. pumilis, B. megaterium, B. amyloliquefanciens B.
toyonensis, B. thurigiensis, debido a su fácil manejo, la gran mayoría de estas
especies se caracterizan por presentar esporas, lo que le permite encapsularse
cuando las condiciones no son favorables y debido a este atributo puede ser
suministrado como probiótico intestinal, ya que resiste las condiciones de altas
concentraciones de sales biliares, pH ácidos y temperatura, coloniza el tracto
gastrointestinal y desplaza por antagonismo hongos y bacterias no deseadas
(Bertel-Mesa et al., 2019); (Lara Mantilla; 2016). El uso de Bacillus como probióticos
en la acuicultura ha mejorado el estado de salud de los organismos por la inclusión
de estos en el alimento (Probiótico intestinal) o en el agua (efecto biorremediador)
de demostrado generalmente por la resistencia a infecciones con agentes
patógenos como hongos oportunistas bacterias saprofitas como Vibrio sp.
Aeromonas sp. y Pseudomonas sp. Por inhibición competitiva (Villamil Díaz y
Martínez Silva, 2009) además de aumentar la respuesta inmune (Burujana et al.,
2014) del huésped y mantener una mejora en la calidad del agua por su función
biológica de remineralización de la materia orgánica (Cuervo Lozada, 2010);
(Subuntith y Verapong, 2011)
19
3.6 MÉTODOS DE CARACTERIZACIÓN BACTERIANA
Algunos de los métodos utilizados para la identificación bacteriana se realizan por
medio de técnicas convencionales basados en las características fenotípicas,
puesto que su realización y coste los hace más asequible (Isenberg, 2004). Los
esquemas tradicionales de identificación fenotípica bacteriana se basan en
características observables de las bacterias, como su morfología, desarrollo, y
propiedades bioquímicas y metabólicas (Madigan, 2004); (Madigan et al., 2009).
3.6.1 Métodos cualitativos
3.6.1.1 Basados en criterios morfológicos
Los rasgos morfológicos estructurales han ayudado a los taxonomistas por muchos
años a clasificar organismos. Los organismos superiores tienen rasgos anatómicos
tan diferentes que pueden ser fácilmente utilizados en su clasificación, pero con
respecto a los microorganismos, éstos lucen bajo el microscopio tan similares que
se dificulta su clasificación. Es decir, que estos microorganismos que se ven tan
parecidos bajo un microscopio, pueden diferir en propiedades bioquímicas,
fisiológicas y/o serológicas. Sin embargo, aun cuando la morfología celular dice
poco sobre las relaciones filogenéticas, sigue siendo útil para la identificación
bacteriana (Madigan et al., 2004).
3.6.1.2 Basados en tinción diferencial
Es posible sacar conclusiones en relación con la morfología de una bacteria,
examinando una lámina que fue sometida a un proceso de tinción diferencial. Estos
criterios morfológicos encabezan las primeras etapas del proceso de identificación
bacteriana. La mayor parte de las bacterias, teñidas con Gram, se pueden clasificar
como gram positivas o gram negativas, otras tinciones diferenciales, como la ácido
resistente, se aplican a otro tipo de bacterias, como por ejemplo micobacterias
(Madigan et al., 2004).
3.6.1.3 Basados en pruebas bioquímicas
Las pruebas bioquímicas han sido ampliamente utilizadas para diferenciar
bacterias. Estas pruebas se fundamentan en demostrar si el microorganismo es
20
capaz de fermentar azúcares, la presencia de enzimas, la degradación de
compuestos, la producción de compuestos coloreados, etc. Aun bacterias
fuertemente relacionadas pueden separarse en dos especies diferentes con base a
pruebas bioquímicas (Madigan et al., 2004)
3.6.1.4 Basados en biología molecular
Las técnicas de Biología molecular ocupan un papel cada vez más importante en lo
referido al diagnóstico, a todos los niveles, desde la Sanidad humana hasta la
Sanidad Animal, el uso de estas técnicas moleculares utiliza procedimientos y
reactivos, que se pueden detectar determinadas secuencias de ADN (Madigan et
al., 2004). Entre las más utilizadas se encuentran la reacción en cadena de la
polimerasa o PCR y todas sus variantes, y la prueba ELISA sobre amplificado, las
técnicas de caracterización como la secuenciación automática, la restricción
enzimática, por su rapidez, sencillez y elevada sensibilidad y especificidad (Toroghi
et al., 2003). La PCR es una de las técnicas más populares, hasta el punto de
constituir un pilar central dentro de la mayoría de los protocolos en las pruebas de
diagnóstico molecular conocidas. La PCR es una técnica que utiliza
fundamentalmente tres propiedades; por un lado, dos intrínsecas a los ácidos
nucleicos como son la complementariedad de bases y la desnaturalización/
renaturalización de las cadenas de los ácidos nucleicos por efecto de la temperatura
(temperatura de fusión o Tm) y por otro, la capacidad polimerizante de las enzimas
termoestables denominadas polimerasas capaces de sintetizar ácidos nucleicos en
presencia de sus monómeros específicos, es decir nucleótidos (Domínguez et al.,
2008). La técnica de amplificación mediante un suceso cíclico que consta de tres
fases (desnaturalización, hibridación y elongación), puede amplificar
específicamente y con elevada sensibilidad secuencias cortas del ácido nucleico de
interés (Madigan et al., 2009).
3.6.2 Métodos cuantitativos
El conteo bacteriano señala la magnitud de la población total bacteriana en ese
sentido se puede determinar por muchas técnicas que se basan en algunos de los
siguientes tipos de medida: cuenta celular (directamente al microscopio o mediante
21
un contador electrónico de partículas o indirectamente con la cuenta de colonias),
masa celular (en forma directa pesando el contenido celular del nitrógeno o
indirectamente por turbidimetría, proporcional al número de células) y actividad
celular (indirectamente relacionando el grado de actividad bioquímica al tamaño de
la población bacteriana) (Brock, 1993, Madigan et al., 2009). Existen muchos
medios diferenciales, en la práctica rutinaria se usan los siguientes:
3.6.2.1 Conteo en caja de Petri
Método más usado para contar bacterias. Un caldo de cultivo con microorganismos
es diluido y posteriormente muestras del mismo son distribuidas en la caja de Petri
contenedora de agar. Es de suponerse que cada célula se dividirá en sus múltiples
alrededores para producir colonias separadas en el agar. Cada célula es llamada
unidad formadora de colonias (UFC). Después de la incubación, el número de
colonias se reflejará en el número de células UFC originalmente presentes. Es
importante considerar un número limitado de colonias pues de no ser así, éstas
pueden sobre poblarse y dificultar el conteo de las mismas (rango sugerido de
acuerdo a FDA 25-250 colonias). El conteo se facilita utilizando un contador de
colonias (Tortora, 2004).
Este método es deseable porque estima el total de células viables (sólo células
vivas) en contraste con el conteo microscópico y el conteo de peso seco. Una
desventaja se encuentra en el tiempo que requiere para producir las colonias, ya
que se necesitan como mínimo 24 horas o más. Por otra parte, no es 100% fiable
porque regularme las colonias crecen unidas en cadenas o en grupos (Tortora,
2004; Acebedo-Barrios et al., 2013)
3.6.2.2 Método del número más probable (NMP)
Es una técnica de estimación estadística basada en el hecho que, a mayor número
de bacterias en una muestra, mayor será la dilución necesitada para reducir la
densidad, hasta el punto en que a ninguna bacteria se le permita crecer en la serie
de tubos de dilución. Muestras microbianas son añadidas a tubos con caldos de
lactosa y la presencia o ausencia de gas formado en la fermentación da un número
estimado de células. El NMP es la única afirmación en la cual existe 95% de
22
probabilidad que la población bacteriana sea de rango correcto, siendo el número
estadístico más probable (Brock & Madigan, 1993, Madigan et al., 2009).
23
4 MATERIALES Y MÉTODOS
4.1 DESCRIPCIÓN DEL ÁREA DE ESTUDIO
Esta investigación se llevó a cabo en la Finca Inversiones Jaibú S.A.S, ubicada entre
el municipio de Momil, Córdoba y el municipio de Palmito-Sucre, localizada a los
09°19’53” de latitud Norte y 75°36’00” de longitud oeste, a una altura de 7 msnm.
Dista de Montería la capital departamental 65 km por vía terrestre (Fig. 4). La
topografía es plana y cenagosa, con terrenos dentro del plano inundable del río
Sinú, que alimenta las ciénagas Momil y Sapal. Sus tierras se encuentran en clima
cálido, la temperatura promedio anual es de 28,2°C aproximadamente, siendo abril
el mes de mayor temperatura y octubre el de menor. La precipitación media anual
es de 1.442 mm, está asociada a la Zona de Convergencia Intertropical (ZCIT) y se
distribuye en un régimen monomodal que se extiende entre los meses de abril a
noviembre, siendo junio y septiembre los meses más lluviosos (IGAC, 2015).
Figura 4. Ubicación geográfica de la estación piscícola (Fuente: Google Maps).
24
4.2 TIPO DE ESTUDIO
Esta investigación corresponde a un tipo de estudio experimental, con aspectos
descriptivos sobre las bacterias aisladas.
4.3 PERIODO DE MUESTREO
Se realizó un diseño experimental en campo utilizando cuatro unidades
experimentales en sistema no controlado, en un ciclo de cultivo con una frecuencia
de muestreo de 3 a 4 semanas por un período de tiempo equivalente a un ciclo de
producción (aproximadamente 120 días).
4.4 TAMAÑO DE MUESTRA
Se emplearon 4 estanques de cultivo para dos tratamientos: Tratamiento T1 sin
probiótico comercial y Tratamiento T2 con probiótico comercial y dos (2) réplicas en
cada uno.
4.5 FASE DE CAMPO
4.5.1 Manejo de cultivo de los peces
Los peces de cultivo fueron iniciados en estanques de precría hasta tener un peso
promedio de 26 ± 5,3 gramos, después de esto los organismos se sembraron en
cada una de las unidades experimentales en donde fueron monitoreados
semanalmente para registrar los parámetros biométricos, ajustando la tasa de
alimentación en relación al peso vivo de los organismos o biomasa.
4.5.2 Variables de cultivo
Se procedió a medir in situ la Transparencia (cm) con disco Secchi, la medición del
pH, la temperatura (°C) y el OD (mg.L-1), se realizó con la sonda multiparámetros
(HACH HQd/IntelliCALTM Rugged Field Kit 8505300). Para el análisis de nitrógeno
total, nitrito, nitrato, amonio y fosfatos, dureza y alcalinidad, se recolectó en frascos
de vidrio de 500 ml agua en cada una de las unidades experimentales para su
posterior medición en laboratorio, teniendo en cuenta conservar la muestra
refrigerada (7 3 ºC) hasta su procesamiento. Las muestras de agua se
25
recolectaron mensualmente para los respectivos análisis según la metodología
propuesta por (Bhujel, 2008)
4.5.3 Activación del Probiótico comercial (PC)
Se siguió las instrucciones del fabricante del PC para la activación, se agregó 100
gramos del producto en un recipiente con capacidad de 4 Litros de agua sin cloro.
4.5.4 Método de adición del Probiótico comercial
La aplicación del producto comercial una vez activado, se suministró directamente
al agua de los estanques de cultivo, mediante un bombeo manual.
4.5.5 Variables Biológicas
Los datos de rendimiento de cultivo fueron proporcionados por el jefe de producción
para su posterior análisis.
26
4.6 FASE DE LABORATORIO
Figura 5. Mapa conceptual de los procesos en la metodología.
4.6.1 Determinación de nutrientes en laboratorio
El análisis de las muestras se realizó en el Laboratorio de la finca del estudio y el
Laboratorio de Sanidad Acuícola y Calidad de Agua de la Universidad de Córdoba.
Las variables consideradas fueron, concentración (mg/L-1) de Amonio no
T1r2
sin PC
T2r1
con
PC
T2r2
con
PC
T1r1
sin PC
Efectividad del probiótico comercial en un sistema de producción piscícola
Calidad F-Q del agua Características del probiótico
activado
Crecimiento y desarrollo de los
peces
Muestreo en campo:
TºC, pH, OD, Dur,
Alk, nutrientes (N y P)
Muestreo en campo:
Especies Bacterias presentes
y densidad microbiana
Muestreo en campo:
Variables biológicas
Unidades
experimentales
Fase de laboratorio:
• Determinación de
Nutrientes
Fase de laboratorio:
• Identificación de grupos microbianos
• Densidad (UFC/mL)
Fase de laboratorio:
• Ganancia en peso día
• TCA
• Biomasa
4 m
uest
reos
1 c
iclo
de
culti
vo
Diseño experimental
En bloques aleatorios
Hipótesis: Hay diferencias entre la aplicación del probiótico, respecto la no aplicación del probiótico en la
calidad del agua y la productividad del sistema de cultivo
27
ionizado(NH3), Amonio Ionizado (NH4), nitritos (NO2), Fosfatos (PO4), Alcalinidad
(CaCO3) y Dureza (CaCO3), por colorimetría y fotometria.
4.6.2 Determinación de especies bacterianas en agua
Una vez tomada las muestras en campo, se procedió al transporte al Laboratorio de
Sanidad y calidad de agua de la Universidad de Córdoba.
Para las muestras de agua se realizó una siembra directa del agua a los diferentes
agares específicos.
Se incubó durante 24 a 48 horas e inspeccionó el crecimiento de las colonias en las
diferentes cajas de Petri en agares como: Tripticasa de Soya (TSA), Agar nutritivo;
Agar GSP, Agar EMB, Agar TCBS y Agar MRS.
4.6.3 Caracterización de los microorganismos de los diferentes estanques.
4.6.3.1 Determinación macroscópica y microscópica.
En la caracterización macroscópica de las colonias de bacterias como color,
tamaño, forma borde, viscosidad, carácter óptico entre otras, se empleó el manual
de (Bergey, 1994); (Madigan et al., 2009), luego a las colonias aisladas y purificadas
se les realizó tinción Gram para identificar la forma celular.
4.6.4 Determinación por enzimología
Las colonias aisladas de los estanques de cultivo, fueron observadas bajo el
microscopio con tinción de Gram; además se realizaron pruebas de catalasa y
oxidasa (Bergey; 1994). Los microorganismos Gram negativos aislados, fueron
identificados mediante la prueba API 20, con el uso del programa Eric web®.
Los microrganismos Gram positivos, se sometieron a pruebas bioquímicas
(enzimología) convencionales con pruebas de ureasa, prueba OF, gelatinasa,
prueba de reducción de nitratos, reducción de azucares como manitol, arabinosa,
xilosa, glucosa, prueba de movilidad en agar blando, Voges-Proskauer (VP), caldo
salino al (6,5%) y citrato como fuente de carbono.
28
4.6.5 Identificación de cepas del Probiótico comercial en laboratorio
Para el análisis del PC se realizó una conversión de acuerdo a la ficha técnica del
producto, disolviendo un (1) g en 39 ml de agua destilada, manteniendo el períodos
de 1 a 6 horas, 6 a 12 horas y 12 a 24 horas para la activación de las bacterias, con
el fin de verificar el tiempo adecuado para la activación de los microrganismos y
posteriormente realizar el recuento de estos mediante el método indirecto en placa
vertida.
4.6.6 Método de recuento Indirecto en placa vertida.
Una vez activado el inóculo bacteriano en los diferentes tiempos se procedió a la
siembra, dependiendo de la carga bacteriana.
Se realizaron siete (7) niveles de dilución, de los cuales de eligieron los 3 últimos.
Se tomó 1 ml del inóculo o la muestra madre, se suministró a un tubo de ensayo
con 9 ml de caldo peptona a 0,89%. A las tres (3) mayores diluciones se les tomó
una alícuota de 1 ml y se virtió en el fondo de las placas Petri, en agar cuenta
gérmenes, teniendo en cuenta posteriormente el factor de dilución (Fig. 6); se incubó
24 a 48 horas tiempo tras el cual se inspeccionó el crecimiento de los
microorganismos y se realizó el conteo de las colonias formadas.
Figura 6. Método de recuento indirecto en placa vertida (Brock y Madigan, 1993).
29
Los aislados se purificaron en agar nutritivo incubados a 28-32°C durante 24 a 48
horas, donde se realizó tinción de Gram, caracterización de colonias típicas, series
bioquímicas y los demás criterios de identificación como se indica en el
procedimiento de las cepas aisladas de los estanques de cultivo.
4.7 DISEÑO EXPERIMENTAL, PROCESAMIENTO E INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS
La información fue recopilada y ordenada en hoja electrónica de cálculo (Excel®).
Microsoft®. Utilizando el software StatrPlus AnalystSoft Inc., StatPlus: mac. Versión
v6, 2020 y con el paquete estadístico XLSTAT v. 2020,
Para establecer cuantitativamente las bondades y beneficios del probiótico
comercial en cuanto a la calidad del agua, la riqueza de la microflora bacteriana y el
crecimiento y desarrollo de los peces, se procedió a realizar un diseño experimental
en bloque completamente aleatorizado (DBCA):
Yij= μ+τi+βi+εij Donde:
μ= Parámetro; efecto medio τi= Parámetro efecto de tratamiento βi= Parámetro efecto de bloque εij= Valor aleatorio, error experimental de la V.C ij Yij= Observación de la unidad experimental i= 1,2…,…t j= 1,2…,…r
Para todas las variables evaluadas, se verificó los supuestos de normalidad y
homogeneidad de varianza. Los valores se presentaron como promedio ±
desviación típica, para cada una de las variables. Se verificó la normalidad de los
datos tanto para los parámetros físico y químicos de calidad de agua y parámetros
zootécnicos, en los casos en los cuales los supuestos de normalidad no se
cumplieron, se aplicó el análisis de varianza no paramétrico Wilcoxon Mann Whitney
(WMW), para determinar las diferencias significativas entre las medias de los
tratamientos.
30
La correlación entre las variables dependientes e independientes se realizó
mediante estadística no paramétrica, aplicando el análisis de componentes
principales (ACP) con el paquete estadístico XLSTAT v. 2020.
TABLA 1. Variables independientes y dependientes.
Variables independientes
Unidad Variables dependientes Unidad
Aplicación del probiótico comercial
V / V W/V
Riqueza microbiana Presencia/ ausencia
Abundancia UFC/ml
Calidad del agua
Compuestos nitrogenados pH Dureza Alcalinidad
Período de tiempo semanas
Crecimiento y desarrollo de peces
Ganancia g/día
Peso
Factor de Conversión alimenticio
31
5 RESULTADOS Y DISCUSIÓN
5.1 DEMOSTRACIÓN LA ACTIVACIÓN DEL PROBIÓTICO COMERCIAL EN EL MEDIO ACUÁTICO.
5.1.1 Aislados bacterianos en el medio acuático y producto comercial
De las muestras de agua para el tratamiento (T1 sin PC) se caracterizaron 117
aislados microbianos mientras que para el tratamiento (T2 con PC), fueron 76
aislados durante el estudio. La caracterización de las colonias típicas unificadas y
las series bioquímicas para las Gram positivas se presentan en el Anexo 1.
Los microorganismos Gram negativos aislados en las cuatro unidades
experimentales (tratamientos T1 y T2), correspondieron a Pseudomonas sp.,
Aeromonas sp., A. calcoceaticus, Vibrio spp. y de la familia enterobacteriaceae
Shigella sp. (Anexo 2).
Los resultados de esta investigación coinciden con los reportados por Atencio et al.,
(2015) en la evaluación de larvicultura de Bochacico P. magdalenae, utilizando
macroagregados de floc como primera alimentación con agua proveniente de un
estanque de cultivo destinado a la maduración del sistema, donde hay
predominancia de estos grupos bacterianos, como Bacillus sp., Aeromonas sp.,
Pseudomonas sp., entre otras. Resultados similares reportaron Madigan (2009) y
Brú (2016), quienes identificaron grupos bacterianos en el medio acuático natural y
para el cultivo de peces en sistema intensivo Aeromonas sp., Pseudomonas sp.,
Bacillus sp.
A partir de los aislados en agar TSA y agar nutritivo en los dos estanques de cultivo,
se unificaron un total de 10 colonias típicas, las cuales fueron caracterizadas
macroscópica y microscópicamente.
La figura 7 presenta las colonias bacterianas aisladas del medio acuático y la figura
8 obtenida del producto comercial. Dentro de las observaciones macroscópicas se
reconocieron colonias redondas, color crema, borde ondulado, tamaño de 3 a 4 mm,
elevación convexa y de carácter óptico brillante, algunas de consistencia mucosa
32
otras de consistencia seca. Bioquímicamente resultaron oxidasa negativa, catalasa
positiva compatibles con B. subtilis.
Las características morfológicas de las bacterias aisladas en están investigación
coinciden con las reportadas por Cuervo-Lozada (2010), quién describió colonias
de color blanco, tamaño de 3 a 5 mm, borde ondulado, consistencia seca.
Microscópicamente se observaron bacilos esporulados, Gram positivos, que
corresponden a Bacillus sp.
Figura 7. Características macroscópicas y microscópicas de microorganismo aislado del PC.
Figura 8. Características macroscópicas y microscópicas de microorganismo aislado del estanque de cultivo.
33
La Tabla 2 muestra la morfología de las colonias aisladas según los estanques de
cultivo. La tabla 3 presenta los resultados de las pruebas bioquímicas de los
aislados provenientes de los estanques inoculados con el probiótico comercial (PC).
TABLA 2. Características de las colonias de las cepas bacterianas aisladas de los estanques de cultivo inoculados con el PC.
ORIGEN MUESTRA CARACTERÍSTICAS DE LAS COLONIAS
Estanque de cultivo
1 M1EST13CEP46 Crema > 4mm Ondulado Redonda Plana Opaca
2 M1EST13CEP47 Crema 2-3 mm
Ondulado Redonda Plana Opaca
3 M2EST13CEP14 Crema > 4mm Lobulado Redonda Plana Opaca
4 M2EST13CEP15 Crema > 4mm Ondulado Redonda Curva Brillante
5 M3EST13CEP22 Blanca > 4mm Lobulado Ameboide Plana Opaca
6 M3EST13CEP23 Blanca > 4mm Lobulado Ameboide Plana Opaca
7 M3EST14CEP40 Blanca > 4mm Lobulado Ameboide Plana Opaca
8 M4EST14CEP14 Blanca 2-3 mm
Ondulado Redonda Curva Brillante
9 M4EST14CEP31 Crema 3-4 mm
Ondulado Redonda Curva Brillante
10 M4EST14CEP31 Blanca 2-3 mm
Ondulado Redonda Curva Brillante
Producto comercial
1 PBCEP001 Blanca >4mm Ondulado Redonda Plana Opaca
TABLA 3. Características morfológicas y bioquímicas de las bacterias aisladas de los estanques de cultivo inoculados con el PC.
ORIGEN MUESTRA CARACTERÍSTICAS BIOQUIMICAS
SP Gram catalasa oxidasa esporas gelatina nitrato
Estanque de cultivo
1 M1EST13CEP46 POS POS NEG POS POS POS B. subtilis
2 M1EST13CEP47 POS POS NEG POS POS POS B. subtilis
3 M2EST13CEP14 POS POS NEG POS POS POS B. subtilis
4 M2EST13CEP15 POS POS NEG POS NEG NEG B. cereus
5 M3EST13CEP22 POS POS NEG POS NEG POS B. subtilis
6 M3EST13CEP23 POS POS NEG POS NEG POS B. subtilis
7 M3EST14CEP40 POS POS NEG POS POS POS B. subtilis
8 M4EST14CEP14 POS POS NEG POS NEG NEG B. cereus
9 M4EST14CEP31 POS POS NEG POS NEG NEG B. cereus
10 M4EST14CEP31 POS POS NEG POS NEG NEG B. cereus
Producto comercial
1 PBCEP001 POS POS NEG POS POS POS B. subtilis
34
5.1.2 Tiempo de activación y densidad del probiótico comercial en placa vertida.
Figura 9. Tiempo de activación del PC en 3 diferentes tiempos de incubación.
En la figura 9 se presenta el resultado en un periodo de activación de 1 a 48 horas
el recuento en placa, y el número de colonias viables de los microorganismos
Para que una cepa bacteriana se categorice como probiótica debe cumplir con
ciertos criterios, uno de ellos es tener un recuento mínimo 1,0 x108 UFC.mL-1. En
esta investigación los microorganismos obtuvieron un crecimiento en tiempo dentro
de los rangos estandarizados por (Madigan, 2009) que van dentro de 12 a 48 horas.
En cuanto al recuento en placa vertida el PC para este estudio fue de 3,5x106
UFC.mL-1 no cumplió con los criterios propuestos anteriormente, resultados
similares obtuvieron Nimrat y Vuthiphandchai (2011) al evaluar 12 probióticos
comerciales de distintos fabricantes a nivel mundial, donde solamente uno de los
doce con procedencia americana cumplió el estándar exigido para el recuento
bacteriano que fue de 1,30 x109 UFC.mL-1, el resto de los productos comerciales no
superaron los requisitos para el recuento bacteriano. Por su parte Günther y
Jimenez-Montealegre (2004), utilizaron un producto comercial (Producto
Aquabiotic®) a base de B. subtilis como biopreparado en la alimentación de
langostino Macrobrachium rosenbergii y tilapia nilotica. La densidad obtenida en su
p=0,034 p=0,870 p=0,269p=0,026
p=0,212p=0,005*
0,E+00
2,E+07
4,E+07
6,E+07
8,E+07
1,E+08
1,E+08
1,E+08
T1 (1 a 6 h) T2 ( 6 a 12 h) T3 (12 a 24 h) T4 (24 a 48 h)
UFC
.mL-1
Duración de la activación (horas)
*: significativo al nivel alfa=0,05
35
estudio fue de 5,0x108 UFC.mL-1, diferentes a los resultados obtenidos en el
presente estudio
5.2 CARACTERIZACIÓN BIOQUÍMICA DE LA CEPA AISLADA DEL PC.
La Tabla 5 Muestra las características bioquímicas de la cepa aislada del producto
comercial (PC).
Esta cepa correspondió a bacilos esporulados Gram positivos, con endospora
lateral, crecimiento aeróbico, catalasa positiva, oxidasa negativa reductor d nitrato,
no produce indol, poca cantidad de ácido sulfúrico, presenta crecimiento en NaCl al
7%, tiene reacción positiva Voges Proskauer. No presenta hidrólisis de úrea y utiliza
el citrato como fuente de carbono. Con base en los resultados, la cepa Cep001
corresponde a B. subtilis (Bergey’s, 2000).
Resultado similar presentó Cuervo Lozada (2010), quien aisló bacilos esporulados
Gram positivos, con presencia de espora central, confirmadas mediante pruebas
enzimológicas con hidrólisis de almidón positiva, crecimiento en NaCl positiva y
reducción de los nitratos e identificados B. subtilis. Milián et al. (2014) identificaron
mediante prueba rápida (API 50 CHB) cepas del genero Bacillus sp., provenientes
de mezcla de suelo, heces de ganado, ciego de pollo y jugo de tomate. Por su parte
Gutiérrez-Ramírez (2016) caracterizó mediante la prueba de PCR, series
bioquímicas y pruebas API, 3 cepas del genero Bacillus y bacterias ácido lácticas
provenientes del tracto digestivo de tilapia roja Oreochromis spp.
36
TABLA 4. Enzimología de la cepa aislada del PC.
PRUEBA REACCIÓN
Reacción a tinción de Gram Positiva
Crecimiento anaeróbico Negativa
Posición de la espora Lateral
Oxidasa Negativa
Catalasa Positiva
Fermentación de la glucosa Positiva
L-arabinosa Positiva
D-xilosa Positiva
D-Manitol Negativa
Hidrólisis de la caseína Positiva
Hidrólisis de la Urea Negativa
Movilidad Positiva
Utilización del Citrato Positiva
Reducción de Nitrato Positiva
Crecimiento en NaCl al 7% Positiva
Hidrólisis de la Gelatina Positiva
Vosges-Proskauer Positiva
5.3 DETERMINACIÓN DE LA CALIDAD DE AGUA AL ADICIONAR EL PROBIÓTICO COMERCIAL.
Las variables fisicoquímicas de calidad de agua en los estanques de cultivo, se
presentan en el Anexo 3.
5.3.1 Temperatura (°C)
La temperatura proviene de la radiación solar, esta regula procesos biológicos,
físicos y químicos que se dan en los ecosistemas acuáticos (Roldan, 1992). El
aumento de la temperatura tiene efecto directo sobre el crecimiento y tasa de
alimentación de los peces al dentro de su proceso fisiológicos, ya que al ser
poiquilotermos su temperatura corporal se regula por la temperatura ambiental. Las
condiciones climáticas son variables en zonas templadas y tropicales, que van de
4°C a 25°C y 25°C a 35°C (Vinatea, 2001) (Boyd, 2015).
Para la presente investigación la temperatura registró valores promedios de 29,50
± 0,697 °C y 29,89 ± 0.656 °C, para T1 (Sin PC) y T2 (con PC), respectivamente
evidenciado que no se encuentran diferencias significativas (P<0,05) entre
37
tratamientos. El rango de menor valor se presentó durante el mes de marzo para T1
(29,01°C); en el T2 el menor valor se observó durante el mes de enero (28,88 °C),
el mayor valor se registró tanto para el T1 como para el T2 en el mes de diciembre
(30,85 °C) y (30,62 °C) respectivamente (Figura 10).
El comportamiento de la temperatura en el T1 y T2, está ligado las variaciones
dinámicas y estacionales del ecosistema y el suministro de agua a los estanques de
cultivo, las variaciones están relacionadas con la época de sequía y de lluvia que
se dan en esta zona tropical siendo (diciembre, enero, febrero y marzo) los meses
con poca precipitación y (Abril, Mayo; Junio, Julio, Agosto) los meses con mayor
frecuencia de precipitación (Herazo, 2016). Cabe resaltar que dicha investigación
se llevó a cabo en los meses de sequía, donde no había reposición de agua a los
estanques de cultivo y se presentó una mayor evaporación.
5.3.2 Oxígeno Disuelto (OD mg/L)
El Oxigeno (O2) es el gas más abundante en el agua después del nitrógeno, pero a
su vez indispensable para todos los organismos heterotróficos, el cual regula
muchas funciones metabólicas dentro de los organismos acuáticos, las fuentes
principales de oxigeno son la fotosíntesis y la atmosfera (Vinatea, 2001), (Boyd,
2015). El consumo total de oxígeno dentro de los estanques acuícolas se da por la
respiración de la especie de cultivo, respiración de los lodos, respiración de la
columna de agua (Vinatea, 2001).
Los Tratamientos T1 y T2 presentaron OD promedio de 5,88 ± 0,688 mg.L-1 y 5,84
± 0,480 mg.L-1, sin diferencias significativas entre sí (P<0,05), obteniendo mayor
valor para el T1 en el mes de marzo (6,96 mg.L-1) y el menor para el mes de febrero
(5,06 mg/L). En febrero en el tratamiento T2 se obtuvo el mayor y menor registro de
OD (6,50 mg.L-1y 5,06 mg.L-1, respectivamente) (Figura 10), sin embargo, se
observaron oscilaciones dentro de los tratamientos (entre semanas) (Figura 9D).
Estos resultados coinciden con los reportados por Sanchéz-Sequeira (2006) para el
cultivo de tilapia nilotica O. niloticus, donde presento valores promedios de oxígeno
disuelto de (5,73 mg.L-1, 5,94 mg.L-1y 6,23 mg.L-1) para tres tratamientos.
38
Figura 10. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua temperatura y Oxígeno disuelto
Por su parte, Brú (2016), obtuvo resultados de (8,20±0,5 mg.L-1OD), siendo
superiores a los reportados en este estudio. Cabe resaltar que los resultados
obtenidos por Brú se deben a la fuente de aireación mecánica constante que
presenta este tipo de sistema intensivo.
5.3.3 pH.
El pH es el logaritmo negativo de la concentración de ion hidrógeno, mediante el
cual se expresa el grado de acidez o basicidad de un líquido (Vinatea, 2001) (Boyd,
2015). Con respecto a este parámetro químico no se observaron diferencias
significativas entre tratamientos; los valores promedio reportados se encuentran
dentro de los rangos para aguas continentales (6,5 – 8,5).
El T1 presentó valores promedio de 7,07 ± 0,267 y el T2 fue de 7,065 ± 0,282 sin
diferencia significativas entre los tratamientos (P<0,05), encontrando el menor valor
del T1 para el mes de enero (6,79) y el mayor en el mes de marzo (7,50), mientras
que el T2 el menor valor para este parámetro fue en el mes de diciembre, con valor
de (6,73), en cuanto al mayor valor registrado para este tratamiento fue en el mes
de marzo (7,50) (Figura 11).
Resultados similares obtuvo (Calderón-Espín, 2016) en un sistema de cultivo semi-
intensivo con la misma especie donde verificó que los organismos presentan un
mejor crecimiento a pH cercano al neutro (7). Este comportamiento se debe a que
p< 0,0001
TºC T1 TºC T228,5
29
29,5
30
30,5
31
31,5
Temperatura
p< 0,0001
OD T1 OD T25
5,5
6
6,5
7
7,5
Oxigeno Disuelto
39
en el ciclo día noche, el comportamiento del pH no alcanza a presentar valores
extremos de acidez, gracias al mecanismo de aireación continuo.
5.3.4 Transparencia (cm).
Este parámetro corresponde a la columna de agua iluminada, conocida como zona
eufótica. Puede variar desde algunos pocos centímetros hasta varios metros
(Esteves, 2011).
La transparencia del agua se mide con el disco Secchi. En este estudio se
encontraron diferencias significativas entre T1 y T2, (P<0,05). Para el tratamiento
T1 se observó un promedio de 18,62 ± 9,99 cm, registrándose el menor valor en el
mes de diciembre (10 cm) y el mayor valor en el mes de enero (37 cm). En el
tratamiento T2 se obtuvo una transparencia promedio de 9,12 ± 3,94 cm,
presentando el menor valor en el mes de marzo (4 cm) y el más alto en el mes de
diciembre (17 cm) (Figura 11).
En el tratamiento T2 se observó menor transparencia con respecto al T1. La
transparencia en este caso estuvo limitada por la abundancia fitoplanctónica del
cuerpo de agua, la cual fue promovida por la ración alimenticia no consumida, el
poco o nulo suministro de agua en los estanques y la evaporación del agua a medida
que transcurría el tiempo de cultivo.
Un estudio reciente realizado por Otero y Barrios (2020), reportaron valores de
transparencia de 25 cm y 13 cm, para los meses de febrero y marzo
respectivamente, en la zona del Complejo Cenagoso del Bajo Sinú (CCBS) para la
época seca, ya que está regida por el ciclo hidrológico.
40
Figura 11. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua pH y transparencia
5.3.5 Conductividad (μs.cm-1).
La conductividad es un parámetro que demuestra la mineralización de las aguas por
la conjugación de cationes de calcio, magnesio, sodio, potasio y aniones de
carbonatos, bicarbonatos sulfatos y cloruros, relacionada con la alcalinidad y dureza
(Ramírez y Viña, 1998; Boyd, 2015).
En el tratamiento T1, los valores de conductividad promedio obtenidos fueron de
(991 ± 375,344 μs.cm1), mientras que en el T2 fue de (914,118 ± 401,108 μs.cm1),
sin presentar diferencias significativas (P<0,05) entre tratamientos. En el T1 el
mayor valor de la conductividad se presentó en el mes de marzo con 1648 μs.cm1,
mientras que el menor valor se presentó en diciembre 570 μs.cm1. En el T2 se
registró un mayor valor de conductividad el mes de febrero con un valor de 1545
μs.cm1, mientras que el menor valor se presentó en marzo con un valor 235 μs.cm1
(Figura 12).
Los valores máximos ocurrieron en el mes de febrero y marzo registrado para este
parámetro siendo de1648 μs.cm1 y 1545 μs.cm1, respectivamente; una probable
explicación a este comportamiento es el hecho del aumento de temperatura y rayos
UV que se da en estos meses de sequía, disminuyendo la columna de agua de los
estanques de cultivo por lo que hay un aumento de iones de sodio y cloro en el
T1 T26,7
6,8
6,9
7
7,1
7,2
7,3
7,4
7,5
pH
p< 0,0001
Transp T1 Transp T20
5
10
15
20
25
30
35
40
45
Transparencia
41
sistema de producción causando un aumento significativo en el gradiente de la
conductividad (Ramírez y Viña, 1998).
Además que en esta investigación el suministro frecuente de cloruro de sodio (NaCl)
y cal agrícola (CaCO3), para la estabilización de otras variables de calidad de agua
dentro de los estanques de cultivo.
5.3.6 Alcalinidad (mg.L-1CaCO3)
La alcalinidad total del agua se define como la concentración de bases titulables
expresadas como carbonatos y bicarbonatos, muy relacionado con el pH del agua
(Boyd, 2015).
La alcalinidad en el tratamiento T1 presentó un promedio de 123,56 mg.L-1CaCO3 ±
29,242, mientras que en el T2 fue 191,69 mg.L-1CaCO3 ± 70,803, observando
diferencias significativas (P<0,05) (T1 > T2). En cuanto el valor máximo y mínimo,
para el T1 se presentaron en el mes de marzo 156,25 mg.L-1CaCO3 y 73,50 mg.L-1
CaCO3, respectivamente, mientras que en el tratamiento T2 el valor mínimo se
registró en diciembre con 125 mg.L-1 CaCO3 y el máximo en febrero con 325,25
mg.L-1 CaCO3 (Figura 12).
Figura 12. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua Conductividad y Alcalinidad
T1 T2200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
1800
Conductividad
p< 0,0001
Alk T1 Alk T250
100
150
200
250
300
350
400
Alcalinidad
42
Este parámetro estuvo influenciado por el suministro semanal de cal agrícola en los
estanques de cultivo de ambos tratamientos, presentado valores promedio dentro
de los rangos para cultivos de peces tropicales, similar a lo reportado por Atencio et
al. (2015). Los reportes de la Autoridad Nacional de Acuicultura y Pesca (AUNAP)
presentaron valores que van de 117 ± 16,7 mg.L-1 CaCO3 a 165±37,1 mg.L-1 CaCO3,
en larvicultura de bocachico P. magdalenae en sistema biofloc, similar a los
resultados de alcalinidad reportado por Brú (2016) 120,5±2,45 mg.L-1 CaCO3, con
O. niloticus en sistema biofloc.
Ebeling et al. (2006) plantearon que el nitrógeno absorbido en los procesos
heterotróficos durante la nitrificación puede dominar en este sistema, donde los
valores de alcalinidad están disminuidos, por causa de las aplicaciones probióticos
comerciales.
5.3.7 Dureza (mg.L-1 CaCO3)
La dureza total del agua resulta de cationes divalentes, principalmente del calcio y
magnesio, siendo generalmente menos importante que la alcalinidad como factor
biológico (Boyd, 2015).
En los tratamientos T1 y T2 se presentaron valores promedio de dureza de 219,26
± 57,44 mg.L-1 CaCO3 y 231,64 ± 63,45 mg.L-1 CaCO3, respectivamente, sin haber
diferencias significativas entre ambos tratamientos (P<0,05). El valor máximo
registrado para la dureza en estos se dio en el mes de marzo con valor de 306,25 y
333,89 mg.L-1 CaCO3, mientras que los registros mínimos en ambos tratamientos
en el mes de diciembre registró valores de 135,00 y 112,50 mg.L-1 CaCO3,
respectivamente (Figura 13).
Los valores promedio de dureza en el presente estudio para T1 y T2 fueron de
219,26 y 231,64 mg.L-1 CaCO3, respectivamente, siendo superiores a los reportados
por Kubitza (2011), Atencio et al. (2015), Brú (2016) en sistemas de biofloc. No
obstante, García-Osorio (2018) reportó valores similares a los obtenidos en el
presente estudio, debido probablemente al suministro de material calcáreo a los
estanques de cultivo en tierra. Los estanques utilizados en este estudio no poseen
43
geomembrana, por lo cual el suelo transfiere al agua los cationes de Ca++ y Mg++
que influyen sobre los valores de dureza registrados en esta investigación.
5.3.8 Fosfatos (PO4 mg.L-1)
El fósforo es generalmente el nutriente más importante que controla el crecimiento
de las plantas en los ecosistemas acuáticos; este elemento presenta varios estados
de valencia que van de -3 a 5, quedando ligado fuertemente en el sedimento (Boyd,
2015).
El fosfato en el tratamiento T1 registró 0,63 ± 0,35 mg.L-1, mientras que el
tratamiento T2 se alcanzó un valor de 1,23 ± 1,28 mg.L-1, con diferencia significativa
entre tratamientos (P<0,05) (T2 > T1). El valor mínimo registrado para el T1 fue en
el mes de diciembre con 0,23 mg.L-1, diferente al mes que registró el valor mínimo
del T2 que fue en el mes de febrero con valor de (0,03 mg/L). El valor máximo
registrado para el T1 fue en el mes de marzo con 1,28 mg.L-1mientras que en el T2
el valor máximo registrado fue en el mes de febrero (4,05 mg.L-1), (Figura 13).
Debido al aumento de peso que tiene los organismos de cultivo, a medida que
transcurre el tiempo, se tiene que suministrar una mayor cantidad de alimento
concentrado, esto se traduce a un aporte mayor de fosforo al sistema de producción,
sumado a la alta evaporación por efecto de la temperatura hace que haya una mayor
concentración de fosfatos en los recintos de cultivo, por tal razón las
concentraciones de fosfatos fueron mayores en los últimos meses de cultivo.
Otra razón por el cual hay un aumento de los compuestos fosfatados en los
estanques de cultivo, es por la transferencia de fosfatos que hay de suelo al agua
mediante la meteorización de rocas fosfatadas Boyd (2015), aunque es este caso
no sería significativo.
Los resultados para este parámetro químico en esta investigación, presentaron
diferencias significativas entre los tratamientos, siendo superior en el tratamiento T2
(Figura 13), esto podría estar asociado a las características de la comunidad
microbiana (cianobacterias) presentes en estos estanques y su capacidad de utilizar
los compuestos fosfatados.
44
Figura 13. Parámetro fisicoquímicos de calidad de agua Dureza y Fosfatos.
Diferentes resultados fueron obtenidos por Apún-Molina (2007) con valores de 0,40
± 0,04 mg.L-1 PO4 en cultivo de tilapia nilotica utilizando Lactococcus y Bacillus sp.
5.3.9 Amonio total (NH3 – NH4 mg.L-1)
En este estudio, los registros de NH3 - NH4 (Figura 14) se comportaron de manera
similar en ambos tratamientos, a su vez siendo similares a los observados en el
cultivo de tilapia en sistema semi-intensivo; sin embargo, en el tratamiento T2 en
marzo, se obtuvo un valor máximo de 1,75 mg.L-1 de NH3. Este valor puede ser el
resultado de la descomposición de la proteína aportada en el alimento no consumido
(Pei Zhao et al., 2012). Según Sánchez-Ortiz (2016), las tilapias son tolerantes a los
efectos agudos de NH3, soportando hasta 5 mg.L-1. Atencio et al. (2015) reportó
valores permisibles de NH3 para la larvicultura de bocachico siendo de (0,05 ± 0,01
mg.L-1) para el primer día de cultivo y (0,57 ± 0,43 mg.L-1) para el quinto día, en un
sistema intensivo (biofloc).
El uso de Bacillus como parte del probiótico comercial para favorecer la asimilación
y reducción de compuestos nitrogenados no se evidenció. Probablemente esto se
debió al poco tiempo al que se sometió la activación del PC, como se recomienda
en la ficha técnica.
p< 0,0001
Dur T1 Dur T2100
150
200
250
300
350
400
Dureza
p< 0,0001
PO4 T1 PO4 T20
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
Fosfatos
45
El amonio no ionizado (NH3) presentó un valor para el T1 de 0,08 ± 0,07 mg.L-1),
mientras que el T2 fue de 0,42 ± 0,60 mg.L-1, sin presentar diferencias significativas
(P<0,05) entre ambos tratamientos. El valor máximo registrado para T1 y T2 se dio
en el mes de marzo con valores de 0,22 y 1,75 mg.L-1, respectivamente. En cuanto
a los valores mínimos para el T1, se registró en el mes de diciembre 0,015 mg.L-1 y
ese mismo valor pero en el mes de enero en el T2 demostrándose una amplia
variación de este parámetro (Figura 14).
El amonio no ionizado es un metabolito tóxico para los peces, que genera estrés y
conlleva a bajo crecimiento de los peces y por ende bajo rendimiento en los cultivos
Vinatea (2008).
Gómez-Guzmán et al. (2017) argumentaron que el género Bacillus participa en la
reducción de compuestos nitrogenados de aguas residuales, coincidiendo con
Villamil y Martínez (2009), quienes indicaron que Bacillus tiene la capacidad de
disminuir los compuestos nitrogenados del agua de cultivo de los peces, como parte
del ciclo del nitrógeno en condiciones aeróbicas.
El amonio ionizado (NH4) en el T1 presentó un valor de 0,09 ± 0,071 mg.L-1, diferente
al registrado en el T2 (0,45 ± 0,64 mg.L-1). Sin embargo, no hubo diferencias
significativas entre los tratamientos (P<0,05). Si bien el estadístico no demuestró
diferencia significativa, biológicamente, se pudo constatar la difeferencia que
demuestra el probiótico.
El valor mínimo registrado en el T1 se presentó en diciembre con 0,018 mg.L-1,
mientras que en el tratamiento T2 el valor mínimo fue en enero con 0,02 mg.L-1. El
máximo registro en T2 se presentó en marzo con 1,82 mg.L-1, mientras que en T1
el mayor registro se presentó en el mes de febrero con 0,24 mg.L-1 (Figura 14).
46
Figura 14. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua NH3 y NH4
5.3.10 Nitrito (NO2 mg/L)
El nitrito es un compuesto intermediario del proceso de nitrificación, en que el
amonio es oxidado por bacterias para pasar a nitrato (Boyd, 2015), es un compuesto
toxico para los peces ya que tiene la capacidad de oxidar la hemoglobina en la
sangre convirtiéndola en metahemoglobina (Vinatea, 2001).
Este parámetro presento un valor promedio para el T1 de (0,02 mg/L±0,020),
diferente al valor promedio que obtuvo el T2 que fue de (0,56 mg/L± 0,774),
presentando diferencias significativas (P<0,05) entre tratamientos. El valor mínimo
para T1 se presentó en el mes de enero con valor de (0,002 mg/L), diferente al valor
mínimo del T2 que se dio en el mes de febrero con valor de (0,001 mg/L). El valor
máximo que registró tanto el T1 como el T2, se dio en el mes de marzo con un valor
de (0,057 mg/L) y (2,28 mg/L) correspondientemente, siendo evidente mente mayor
en el T2. (Figura 15).
Los valores promedios de nitrito para la presente investigación fue de (0,02
mg/L±0,020) y (0,56 mg/L± 0,774) para T1 y T2 respectivamente. Siendo similares
a los reportados por Brú (2016), con valores entre 0,4 mg/L y 0,05 mg/L, para el
cultivo de Cachama blanca Piaractus brachipomus y tilapia nilotica O. niloticus, en
sistema biofloc. Por su parte, Atencio et al., (2015) reportaron valores promedio
p< 0,0001
NH3 T1 NH3 T20
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
1,4
1,6
1,8
2
Amoníaco (NH3)
p< 0,0001
NH4 T1 NH4 T20
0,5
1
1,5
2
2,5
Amonio (NH4)
47
similares obtenidos a lo de esta investigación (0,02 ± 0,01 mg.L-1), para el primer
día de cultivo de Larvas de Bocachico en sistema intensivo biofloc.
Figura 15. Parámetro fisicoquímico de calidad de agua nitrito
El efecto biorremediador de PC frente a la disminución de nitrito es real
biológicamente, aunque en esta investigación se evidenció pobremente. Distinto a
los resultados reportados por Sá (2019) quien obtuvo una disminución significativa
con el uso de microorganismos probióticos del género Bacillus y Paraecoccus donde
en 24 horas redujo de 100% a un 5% la presencia de nitrito en ensayos in vitru.
5.4 EFICIENCIA DEL PROBIÓTICO COMERCIAL CON EL CRECIMIENTO DE LOS PECES.
El anexo 5 muestra los resultados de la estadística para los parámetros zootécnicos
de la especie de cultivo.
5.4.1 Tasa de conversión alimenticia (TCA)
La tasa de conversión alimenticia (TCA) para el T1 tuvo un promedio de 1,61 ± 0,548
y el T2 fue de 1,40 ± 0,289, sin observarse diferencias significativas (P>0,05) entre
tratamientos (Figura 17). Esto permite evidenciar que en términos de rendimiento el
uso de probióticos suministrados directamente a los estanques de cultivo (T2) no
afecto positivamente al desarrollo de los organismos.
p< 0,0001
NO2 T1 NO2 T20
0,5
1
1,5
2
2,5
3
Nitrito (NO2)
48
Los resultados de esta investigación difieren a los obtenidos por Günter y Jimenez-
Montealegre (2004) donde inocularon una cepa con características probiótica en la
alimentación de Tilapia nilotica O. niloticus y Langostino M. rosenbergii presentando
una TCA de 2,75 para el tratamiento con probiótico y 2,43 para el tratamiento sin
probiótico, lo que indica que la inclusión de bacterias benéficas tanto en los
estanques de cultivo como en la alimentación puede tener efectos variados en el
crecimiento de los animales, por su parte Melgar (2013) presentó resultados
positivos en el cultivo de Camarón blanco P. vannamei, aplicando bacterias
probióticas directamente a los estanques de cultivo en dos tratamientos, presentado
TCA de 1,46 ± 0,20 y 1,72 ± 0,28 frente al tratamiento control que obtuvo una TCA
de 2,13 ± 0,48.
Figura 16. Tasa de conversión alimenticia (TCA) fuente: Autor
5.4.2 Ganancia de peso/día (g.d-1)
La ganancia de peso diaria para el T1 presento un promedio de 1,86±0,998,
mientras que el T2 presento un promedio de 1,34 ± 0,712 g.d-1, sin presentar
diferencias significativas (P<0,05) entre tratamientos. La mayor ganancia de peso
para T1 se evidenció en febrero y marzo con un valor de (2,55 g.d-1) y la menor
ganancia de peso se dio en el mes de diciembre con valor de 0,44 g.d-1, en cuanto
al T2 la mayor ganancia de peso fue en febrero con 2,08 g.d-1 y la menor ganancia
de peso se dio en diciembre con valor de 0,39 g.d-1) (Figura 18).
1,25
1,9
0,8 0,695
1,1151,24
1,771,485
0
0,5
1
1,5
2
1 2 3 4
TCA
Tiempo (Meses)
TCA
T1 TCA T2 TCA
49
Figura 17. Ganancia de peso diaria (g.d-1).
Los valores promedios de ganancia de peso fue de 1,86± 0,998 g.d-1 y 1,34 ± 0,712
g.d-1 en T1 y T2, respectivamente, siendo inferiores a los reportados por Günter y
Jimenez-Montealegre (2004), en donde los organismos presentaron una ganancia
de peso diaria de 2,33 g.d-1 para el tratamiento control y 2,10 g.d-1 para el
tratamiento con probioticos, en O. niloticus, Melgar (2013) reportó significativas
ganancias de peso para la especie camarón blanco L. vannamei siendo de 0,0003
g.d-1. Por su parte, Kawahigashi (2018) presentó mejores ganancias de peso en el
cultivo de camarón blanco, siendo de 1,4 g.semana-1 con el uso de probióticos,
frente al tratamiento control que fue de 1,1 g.semana-1; Teodor-Buruiana et al.
(2014); Das et al. (2017) indicaron que el uso de probióticos mejora la supervivencia
y es estimulante como promotor de crecimiento de los organismos acuáticos
cultivados.
5.4.3 Biomasa (kg)
La biomasa es la cantidad de kilogramos en peso vivo dentro de un recinto de
cultivo. En el estudio, en el tratamiento sin probiótico (T1), alcanzó 6338,25 ±
3888,73 kg, mientras que en el T2 fueron 5763,12 ± 3716,404 kg, sin diferencias
0,435
1,925
2,55 2,55
0,385
1,6
2,075
1,3
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
1 2 3 4
g.d
-1
Tiempo (Meses)
Ganancia de Peso/día (g)
T1 peso/dia T2 peso/dia
50
significativas entre tratamientos (P<0,05). Los tratamientos T1 y T2 presentaron un
máximo de biomasa en el mes de marzo de 10.410 y 9.672,50 kg, respectivamente;
de igual forma ambos tratamientos presentaron el mínimo valor para el mes de
diciembre, cuando se inició el ciclo de producción con 1454,5 kg para T1 y 1419 kg
para T2, evidenciado que este parámetro es directamente proporcional al tiempo
transcurrido en el cultivo de organismos acuáticos (Figura 19).
Figura 18. Biomasa total en los estanques de cultivo (kg) fuente: Autor.
Los valores de la biomasa para este estudio fue de 6338,25 ± 3888,73 kg en el
tratamiento T1 y 5763,12 ± 3716,404 kg en el T2. Una de las posibles razones que
explica estos resultados está relacionada con el protocolo de activación del
Probiótico Comercial recomendado en la ficha técnica del fabricante. El bajo
recuento de colonias viables del producto comercial y el mínimo tiempo dado para
la activación del PC, pudo influir en los resultados obtenidos en el tratamiento T2.
Similares resultados reportaron Günter y Jimenez-Montealegre (2004), encontrando
baja influencia aparente de los microorganismos del probiótico aplicado en el
mejoramiento el rendimiento de los peces de cultivo. Kawahigashi, (2018) reportó
una biomasa de 1450 kg.ha-1, utilizado probiótico comercial frente al tratamiento
control 1100 kg.ha-1, al finalizar el ciclo de cultivo de camarón marino P. vannamei;
1454,5
5226
8262,5
10410
1419
4085
7876
9672,5
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
1 2 3 4
Biomasa (kg)
T1 Biomasa (Kg) T2 Biomasa (kg)
51
similarmente, Irasema et al., (2011) y Toledo et al., (2018) reportaron mejoramiento
tanto en la calidad de agua como en el rendimiento para la larvicultura y engorde
del camarón marino P. vannamei. Las recomendaciones dadas por los
investigadores como Geiger, (2001) y Gatesoupe, (1999) se encaminan a la
necesidad de trabajar con bacterias autóctonas que estén adaptadas a condiciones
ambientales y tengan la capacidad de adaptarse al medio intestinal del hospedero.
5.5 CORRELACIÓN DE VARIABLES FÍSICO QUÍMICAS DEL AGUA Y PÁRAMETROS ZOOTECNICOS
El Análisis de Componentes Principales (ACP) es una estrategia metodológica en
la estadística analítica, que permite transformar un conjunto de variables en un
número menor de variables (llamadas componentes o dimensiones), que presentan
la información más relevante (varianza) del conjunto inicial (Almenara et al., 1998;
Ávila et al., 2015).
El anexo 4 muestra el modelo del ACP obtenido de la correlación entre variables
ambientales (físicas, químicas y nutrientes) con las variables biológicas (ganancia
en peso diario, TCA y biomasa, con el efecto probiótico (T1 sin probiótico comercial
y T2 con probiótoco comercial) de la especie de cultivo.
La Figura 19 representa el modelo de ACP, en el cual se observa la influencia de
las variables físicas y químicas sobre las variables biológicas y zootécnicas. Así,
fosfato (PO4), nitrito (NO2), amonios (NH3-NH4), dureza, alcalinidad, pH y
transparencia, estuvieron correlacionadas con la biomasa (kg), aportaron al modelo
explicativo en 50,27%, observado en la componente I (F1) de manera positiva (eje
superior derecho). De otra parte, la temperatura (°C) y el oxígeno disuelto (OD),
contribuyeron al modelo explicativo de la variación de la tasa de conversión
alimenticia (TCA) y de la ganancia de peso diaria (g.d-1) en 27,0%, como se observa
en la componente II (F2).
La figura 19 presenta el algoritmo y ACP que representar en forma de variables
independientes (activas) (eje rojo) y las variables dependientes de mayor relevancia
(suplementarias) (eje azul), que dan una explicación al modelo de correlación.
52
Figura 19. Aporte de las variables físico-químicas (Activas), sobre variables biológicas (suplementarias) en la componente F1 y F2.
Estos resultados sugieren que el estrés ocasionado por el incremento en los
nutrientes influencia negativamente tanto la ganancia en peso como en la biomasa
(eje vertical con valores negativos) y la disminución del OD y temperatura,
contribuyen al aumento de la TCA.
53
6 CONCLUSIONES
En los estanques de cultivo a los cuales se les aplicó el probiótico comercial
solo se aisló una (1) de las cuatro (4) especies bacterianas presentadas en
la ficha técnica de éste.
El tiempo óptimo de activación del probiótico comercial resultó ser entre las
24 a 48 horas para alcanzar el mayor número de colonias viables de
microorganismos.
No se evidenció reducción significativa de los compuestos nitrogenados
(NH3, NH4+, NO2
=), en el tratamiento T2 con el PC.
El uso del PC aplicado al medio acuático no influyó positiva ni negativamente
sobre el desempeño productivo de la tilapia roja Oreochromis sp.
54
7 RECOMENDACIONES
Se recomienda a los productores aplicar los protocolos del manejo del
probiótico comercial tal como sugiere la ficha técnica o realizar ensayos
previos para verificar la máxima tasa de crecimiento exponencial bacteriano,
momento ideal para inocular el probiótico.
Seguir investigando sobre el uso y los efectos de los probióticos comerciales
en los diferentes sistemas de producción acuícola, a escala comercial y de
laboratorio.
Verificar las especies encontradas mediante análisis molecular y realizar
previamente el recuento de las cepas bacterianas que componen a los
probióticos comerciales.
Cumplir con las recomendaciones del fabricante del producto comercial,
especificadas en la ficha técnica.
55
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64
ANEXOS
Anexo 1. Características morfológicas de los aislados de estanque de cultivo.
Continúa…
65
66
Anexo 2. Identificación de flora acompañante de los estanques de cultivo.
Continúa…
67
Continúa…
68
69
Anexo 3. Parámetros físico químicos de calidad de agua en los estanques de cultivo
Temperatura (°C)
Oxígeno Disuelto (mg/L)
pH
70
Transparencia (cm)
Conductividad (µ/cm-1)
Alcalinidad (mg/L CaCO3)
71
Dureza (mg/L CaCO3)
Fosfatos (mg/L PO4)
Amonio no ion (mg/L NH3)
72
Amonio ion (mg/L NH4)
Nitrito (mg/L NO2)
73
Anexo 4. Análisis de componentes principales (ACP) entre variables fisicoquímicas de calidad de agua con variables biológicas (rendimiento de los peces)
Estadístico descriptivo (Datos Cualitativos)
Estadísticos descriptivos (Datos cualitativos):
Variable Categorías Cuentas Frecuencias %
Tratamiento T1 4 4 50,000
T2 4 4 50,000
Continúa…
Estadísticos descriptivos (Datos cuantitativos):
Variable Observaciones Obs. con datos perdidos
Obs. sin datos perdidos
Mínimo Máximo Media Desv. típica
TºC 8 0 8 29,030 30,410 29,699 0,533 Trasp 8 0 8 4,500 33,500 13,875 8,713 OD 8 0 8 5,250 6,260 5,861 0,315 SAT (OD)
8 0 8 68,780 82,370 77,275 4,331
pH 8 0 8 6,820 7,320 7,071 0,211 Cond 8 0 8 497,750 1298,000 952,594 280,592 Dur 8 0 8 165,000 291,320 225,453 44,188 Alk 8 0 8 100,000 233,130 157,633 48,781 PO4 8 0 8 0,460 2,040 0,934 0,510 NH4 8 0 8 0,020 0,990 0,273 0,336 NH3 8 0 8 0,020 0,930 0,249 0,318 NO2 8 0 8 0,020 1,160 0,295 0,396 TCA 8 0 8 0,570 1,770 1,101 0,404 Peso/dia 8 0 8 0,390 2,550 1,605 0,849 Biomasa (Kg)
8 0 8 1419,000 10410,000 6050,688 3534,857
74
75
Análisis de componentes principales (ACP)
Valores propios:
F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7
Valor propio 6,032 2,723 1,684 0,890 0,572 0,067 0,031
Variabilidad (%) 50,267 22,695 14,034 7,420 4,766 0,562 0,256
% acumulado 50,267 72,963 86,997 94,417 99,182 99,744 100,000
0
20
40
60
80
100
0
1
2
3
4
5
6
7
F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7
Va
ria
bili
da
d a
cu
mu
lad
a (
%)
Va
lor
pro
pio
eje
Gráfico de sedimentación
76
Vectores propios:
F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7
TºC -0,088 0,507 -0,009 -0,520 0,138 -0,103 0,266
Trasp -0,319 0,081 -0,252 -0,178 0,630 0,221 -0,234
OD -0,208 0,374 0,289 0,491 0,069 -0,141 -0,033
SAT (OD) -0,217 0,411 0,261 0,394 0,079 0,028 -0,106
pH 0,276 -0,237 0,275 0,059 0,664 0,132 0,276
Cond -0,048 -0,217 0,690 -0,171 -0,154 0,490 -0,023
Dur 0,342 -0,268 -0,030 0,263 0,186 -0,456 -0,080
Alk 0,365 0,198 0,060 -0,262 -0,167 -0,002 -0,436
PO4 0,279 0,225 0,422 -0,279 0,132 -0,458 -0,011
NH4 0,376 0,193 -0,115 0,104 0,096 0,322 -0,226
NH3 0,367 0,228 -0,102 0,139 0,057 0,278 -0,306
NO2 0,342 0,272 -0,163 0,156 -0,125 0,252 0,667
Cargas factoriales:
F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7
TºC -0,216 0,836 -0,012 -0,490 0,105 -0,027 0,047
Trasp -0,784 0,134 -0,328 -0,168 0,477 0,057 -0,041
OD -0,511 0,617 0,374 0,463 0,052 -0,037 -0,006
SAT (OD) -0,532 0,678 0,339 0,372 0,060 0,007 -0,019
pH 0,679 -0,391 0,357 0,055 0,502 0,034 0,048
Cond -0,119 -0,358 0,895 -0,161 -0,117 0,127 -0,004
Dur 0,841 -0,443 -0,039 0,248 0,140 -0,118 -0,014
Alk 0,897 0,326 0,078 -0,247 -0,126 0,000 -0,076
PO4 0,685 0,371 0,548 -0,263 0,100 -0,119 -0,002
NH4 0,924 0,318 -0,149 0,098 0,073 0,084 -0,040
NH3 0,902 0,377 -0,133 0,131 0,043 0,072 -0,054
NO2 0,840 0,448 -0,211 0,147 -0,094 0,066 0,117
TCA 0,600 0,631 0,048 -0,349 0,145 -0,174 0,256
Peso/dia 0,351 -0,678 0,495 0,046 0,165 -0,077 -0,370 Biomasa (Kg) 0,695 -0,377 0,334 0,374 0,269 0,096 -0,206
Los resultados que corresponden a las variables suplementarias se muestran en la segunda parte de la tabla
77
Correlaciones entre variables dependientes y los factores (F):
Contribuciones de las variables (%):
F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7
TºC 0,775 25,662 0,009 26,993 1,918 1,069 7,060
Trasp 10,182 0,662 6,373 3,186 39,711 4,873 5,474
OD 4,323 13,972 8,327 24,073 0,477 1,998 0,106
SAT (OD) 4,694 16,878 6,833 15,516 0,621 0,080 1,131
pH 7,636 5,621 7,566 0,343 44,115 1,751 7,619
Cond 0,235 4,719 47,596 2,915 2,378 23,984 0,053
Dur 11,719 7,205 0,092 6,895 3,451 20,814 0,635
Alk 13,337 3,914 0,357 6,864 2,789 0,000 18,978
PO4 7,773 5,058 17,828 7,759 1,740 20,948 0,011
NH4 14,145 3,708 1,322 1,087 0,921 10,385 5,087
NH3 13,480 5,216 1,047 1,936 0,323 7,727 9,375
NO2 11,700 7,385 2,650 2,433 1,554 6,370 44,469
F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7
TºC -0,216 0,836 -0,012 -0,490 0,105 -0,027 0,047
Trasp -0,784 0,134 -0,328 -0,168 0,477 0,057 -0,041
OD -0,511 0,617 0,374 0,463 0,052 -0,037 -0,006
SAT (OD) -0,532 0,678 0,339 0,372 0,060 0,007 -0,019
pH 0,679 -0,391 0,357 0,055 0,502 0,034 0,048
Cond -0,119 -0,358 0,895 -0,161 -0,117 0,127 -0,004
Dur 0,841 -0,443 -0,039 0,248 0,140 -0,118 -0,014
Alk 0,897 0,326 0,078 -0,247 -0,126 0,000 -0,076
PO4 0,685 0,371 0,548 -0,263 0,100 -0,119 -0,002
NH4 0,924 0,318 -0,149 0,098 0,073 0,084 -0,040
NH3 0,902 0,377 -0,133 0,131 0,043 0,072 -0,054
NO2 0,840 0,448 -0,211 0,147 -0,094 0,066 0,117
TCA 0,600 0,631 0,048 -0,349 0,145 -0,174 0,256
Peso/dia 0,351 -0,678 0,495 0,046 0,165 -0,077 -0,370 Biomasa (Kg) 0,695 -0,377 0,334 0,374 0,269 0,096 -0,206
Los resultados que corresponden a las variables suplementarias se muestran en la segunda parte de la tabla
78
Cosenos cuadrados de las variables:
F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7
TºC 0,047 0,699 0,000 0,240 0,011 0,001 0,002
Trasp 0,614 0,018 0,107 0,028 0,227 0,003 0,002
OD 0,261 0,381 0,140 0,214 0,003 0,001 0,000
SAT (OD) 0,283 0,460 0,115 0,138 0,004 0,000 0,000
pH 0,461 0,153 0,127 0,003 0,252 0,001 0,002
Cond 0,014 0,129 0,802 0,026 0,014 0,016 0,000
Dur 0,707 0,196 0,002 0,061 0,020 0,014 0,000
Alk 0,805 0,107 0,006 0,061 0,016 0,000 0,006
PO4 0,469 0,138 0,300 0,069 0,010 0,014 0,000
NH4 0,853 0,101 0,022 0,010 0,005 0,007 0,002
NH3 0,813 0,142 0,018 0,017 0,002 0,005 0,003
NO2 0,706 0,201 0,045 0,022 0,009 0,004 0,014
TCA 0,360 0,399 0,002 0,122 0,021 0,030 0,066
Peso/dia 0,123 0,460 0,245 0,002 0,027 0,006 0,137
Biomasa (Kg) 0,483 0,142 0,111 0,140 0,073 0,009 0,042
Los resultados que corresponden a las variables suplementarias se muestran en la segunda parte de la tabla Los valores en negrita corresponden para cada variable al factor para el cual el coseno cuadrado es el mayor
Puntuaciones factoriales: F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7
1 -3,693 1,768 -1,319 -0,045 1,198 -0,054 -0,007
1 -1,747 0,866 0,109 -0,252 -1,082 0,276 0,302
2 -1,591 -0,523 -0,322 -0,083 -0,874 0,180 -0,375
2 0,109 -0,264 -0,208 -0,277 -0,689 -0,635 0,036
3 0,709 -3,591 -0,687 -0,841 0,618 0,113 0,088
3 2,469 1,637 1,994 -1,369 0,460 0,046 -0,065
4 -0,905 -0,944 2,091 1,811 0,371 -0,018 0,019
4 4,649 1,051 -1,659 1,055 -0,004 0,092 0,003
Tratamiento-T1 -1,370 -0,823 -0,059 0,211 0,328 0,055 -0,069
Tratamiento-T2 1,370 0,823 0,059 -0,211 -0,328 -0,055 0,069
Los resultados que corresponden a los centroides de las categorías se muestran en la parte inferior de la tabla
79
Contribuciones de las observaciones (%):
F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7
1 28,262 14,344 12,912 0,028 31,387 0,548 0,020
1 6,322 3,442 0,089 0,889 25,571 14,158 37,028
2 5,242 1,258 0,768 0,097 16,687 6,033 57,415
2 0,024 0,320 0,321 1,077 10,363 74,870 0,526
3 1,041 59,177 3,507 9,930 8,355 2,369 3,121
3 12,628 12,296 29,514 26,305 4,629 0,395 1,733
4 1,695 4,089 32,461 46,034 3,007 0,060 0,152
4 44,785 5,075 20,428 15,639 0,000 1,568 0,005
Cosenos cuadrados de las observaciones:
F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7
1 0,684 0,157 0,087 0,000 0,072 0,000 0,000
1 0,585 0,144 0,002 0,012 0,224 0,015 0,017
2 0,657 0,071 0,027 0,002 0,198 0,008 0,037
2 0,011 0,064 0,040 0,071 0,439 0,374 0,001
3 0,034 0,861 0,032 0,047 0,026 0,001 0,001
3 0,411 0,181 0,268 0,126 0,014 0,000 0,000
4 0,086 0,094 0,460 0,345 0,014 0,000 0,000
4 0,813 0,042 0,103 0,042 0,000 0,000 0,000
Tratamiento-T1 0,691 0,249 0,001 0,016 0,040 0,001 0,002 Tratamiento-T2 0,691 0,249 0,001 0,016 0,040 0,001 0,002
Los resultados que corresponden a los centroides de las categorías se muestran en la parte inferior de la tabla Los valores en negrita corresponden para cada observación al factor para el cual el coseno cuadrado es el mayor Resultados tras la rotación Varimax
Matriz de rotación:
D1 D2
D1 0,869 -0,495
D2 0,495 0,869
80
Porcentaje de la varianza tras rotación Varimax: D1 D2 F3 F4 F5 F6 F7
Variabilidad (%) 43,517 29,446 14,034 7,420 4,766 0,562 0,256
% acumulado 43,517 72,963 86,997 94,417 99,182 99,744 100,000
Cargas factoriales tras rotación Varimax:
D1 D2
TºC 0,226 0,833
Trasp -0,615 0,504
OD -0,139 0,789
SAT (OD) -0,127 0,852
pH 0,396 -0,676
Cond -0,281 -0,253
Dur 0,511 -0,801
Alk 0,941 -0,160
PO4 0,779 -0,016
NH4 0,960 -0,181
NH3 0,970 -0,119
NO2 0,952 -0,026
TCA 0,834 0,252
Peso/dia -0,030 -0,763
Biomasa (Kg) 0,417 -0,671
Los resultados que corresponden a las variables suplementarias se muestran en la segunda parte de la tabla Cosenos cuadrados de las observaciones tras rotación Varimax:
D1 D2
1 0,092 0,426
1 0,059 0,298
2 0,330 0,001
2 0,002 0,025
3 0,107 0,646
3 0,231 0,016
4 0,044 0,012
4 0,489 0,019
Tratamiento-T1 0,740 0,034
Tratamiento-T2 0,740 0,034
Los resultados que corresponden a los centroides de las categorías se muestran en la parte inferior de la tabla Los valores en negrita corresponden para cada observación al factor para el cual el coseno cuadrado es el mayor
81
Anexo 5. Eficiencia del probiótico comercial con el crecimiento de los peces
Tiempo (Mes) TCA
TCA T1 1,25
TCA T1 1,90
TCA T1 0,80
TCA T1 0,70
TCA T2 1,12
TCA T2 1,24
TCA T2 1,77
TCA T2 1,49
Tiempo Mes peso/dia
peso/dia T1 0,44
peso/dia T1 1,93
peso/dia T1 2,55
peso/dia T1 2,55
peso/dia T2 0,39
peso/dia T2 1,60
peso/dia T2 2,08
peso/dia T2 1,30
Tiempo en mes Biomasa (Kg)
Biomasa (Kg) T1 1454,50
Biomasa (Kg) T1 5226,00
Biomasa (Kg) T1 8262,50
Biomasa (Kg) T1 10410,00
Biomasa (kg) T2 1419,00
Biomasa (kg) T2 4085,00
Biomasa (kg) T2 7876,00
Biomasa (kg) T2 9672,50
Continúa…
82