manual de practicas de laboratorio bioquimica

SERGISERGIO SÁNCHEZ SÁNCHEZ ENRÍQUEZENRÍQUEZLUIS JAVIERJAVIER FLORES ALVARADO ALVARADO

CARMENCARMEN MAGDALENAMAGDALENA GURROLAGURROLA DÍAZDÍAZPATRICIPATRICIA HEREDIA HEREDIA CHÁVEZCHÁVEZ

TERCERA EDICIÓN

Manual de prácticas de laboratorio deprácticas de laboratorio de

SÁNCHEZ • FLORES • GURROLA • HEREDIAM

ANUAL DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO DE

Manual de prácticas de laboratorio de

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Sergio Sánchez Enríquez, MD, PhD

Médico Cirujano y ParteroEspecialidad en Ortopedia y Traumatología

Maestría en FarmacologíaDoctorado en Biología Molecular en Medicina

Miembro del Sistema Nacional de Investigadores (SNI-I)Perfi l PROMEP

Presidente de la Asociación Mexicana de Egresados de Ciencias de la Salud (AMECIS, A. C.)

Laboratorio de Bioquímica, Departamento de Biología Molecular y GenómicaProfesor Docente Titular, CUCS, Universidad de Guadalajara

TERCERA EDICIÓN

MÉXICO • BOGOTÁ • BUENOS AIRES • CARACAS • GUATEMALAMADRID • NUEVA YORK • SAN JUAN • SANTIAGO • SAO PAULOAUCKLAND • LONDRES • MILÁN • MONTREAL • NUEVA DELHISAN FRANCISCO • SIDNEY • SINGAPUR • ST. LOUIS • TORONTO

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Director editorial: Javier de León FragaEditor de desarrollo: Héctor F. Guerrero AguilarSupervisora de producción: Ángela Salas Cañada

Prohibida la reproducción total o parcial de esta obra, por cualquier medio, sin autorización escrita del editor.

DERECHOS RESERVADOS © 2014, respecto a la tercera edición, porMcGRAW-HILL INTERAMERICANA EDITORES, S. A. de C. V. Prolongación Paseo de la Reforma 1015, Torre A, Piso 17, Col. Desarrollo Santa Fe, Delegación Álvaro Obregón C. P. 01376, México, D. F. Miembro de la Cámara Nacional de la Industria Editorial Mexicana, Reg. No. 736

ISBN: 978-1-4562-2012-9

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Impreso en México Printed in Mexico

NOTALa medicina es una ciencia en constante desarrollo. Conforme surjan nuevos conocimientos, se requerirán cambios de la terapéutica. El(los) autor(es) y los editores se han esforzado para que los cuadros de dosifi cación medicamentosa sean precisos y acordes con lo establecido en la fecha de publicación. Sin embargo, ante los posibles errores humanos y cambios en la medicina, ni los editores ni cualquier otra persona que haya participado en la preparación de la obra garantizan que la información contenida en ella sea precisa o completa, tampoco son responsables de errores u omisiones, ni de los resultados que con dicha información se obtengan. Convendría recurrir a otras fuentes de datos, por ejemplo, y de manera particular, habrá que consultar la hoja informativa que se adjunta con cada medicamento, para tener certeza de que la información de esta obra es precisa y no se han introducido cambios en la dosis recomendada o en las contraindicaciones para su administración. Esto es de particular importancia con respecto a fármacos nuevos o de uso no frecuente. También deberá consultarse a los laboratorios para recabar información sobre los valores normales.

TERCERA EDICIÓN

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PEDRO GARZÓN DE LA MORA

Médico Cirujano y Partero, Universidad de Guadalajara (U de G)

Doctorado en Ciencias Biomédicas, U de GProfesor Investigador Titular, CUCS, U de G

MERCEDES GONZÁLEZ HITA

Químico Farmacobiólogo, Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM)

Maestría en Nutrición y Metabolismo, Massachusetts Institute of Technology

Doctorado en Bioquímica, Massachusetts Institute of Technology

Profesora perfi l PROMEPCuerpo Académico de Estudio

Multidisciplinario de Enfermedades Crónico Degenerativas, UDG-CA-533

Profesora Investigadora Titular C de Bioquímica, CUCS, U de G

Perfi l PROMEP

CARMEN MAGDALENA GURROLA DÍAZ

Química Farmacobióloga, Maestría en Ciencias Biomédicas, Especialidad en Genética Humana, Universidad de Guadalajara (U de G)

Doctora en Ciencias, Universidad Ruprecht-Karls de Heidelberg, Alemania

Profesora Investigadora Titular B, Instituto de Enfermedades Crónico-Degenerativas, CUCS, U de G

PATRICIA HEREDIA CHÁVEZ

Química Farmacobióloga, Universidad de Guadalajara (U de G)

Especialidad de Docencia en el Área de Bioquímica, Universidad Autónoma de Aguascalientes

Especialidad en Docencia Universitaria, Universidad del Valle de Atemajac

Maestría en Investigación en Ciencias de la Educación, U de G

Académica del Departamento de Biología Molecular y Genómica, Laboratorio de Bioquímica. CUCS, U de G

LUIS HUACUJA RUIZ

Licenciatura en Biología, Maestría en Biología Molecular, UNAM

Doctor en Ciencias, U de GProfesor Investigador Titular A,

Instituto de Enfermedades Crónico-Degenerativas. CUCS, U de G

MARÍA DE LOURDES ISAAC VIRGEN

Doctora en Ciencias. Maestría en NutriciónQuímica Farmacobióloga, Médica en

Veterinaria y Zootecnista, U de GProfesora Investigadora Titular C, Departamento

de Biología Molecular y Genómica, División de Ciencias Básicas. CUCS, U de G

Perfi l PROMEPMiembro del Sistema Nacional de

Investigadores (SNI-1)

IRMA NOEMÍ LÚA RAMÍREZ


Académica del Departamento de Biología Molecular y Genómica, Laboratorio de Bioquímica. CUCS, U de G

Maestría en Metodología de la Enseñanza, U de G

BEATRIZ TERESITA MARTÍN MÁRQUEZ


Profesora Investigadora Asociada B. CUCS, U de G

Maestría en Ciencias Biomédicas con Orientación en Inmunología, U de G

MARTHA LETICIA ORNELAS ARANA

Médica Cirujana y Partera, Universidad de Guadalajara (U de G)

Doctorado en Genética HumanaMiembro del Cuerpo Académico

de Enfermedades Metabólicas CA-27, U de G

Profesor Docente Asociado BPerfi l PROMEP

Colaboradores

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MARÍA ROSALBA RUIZ MEJÍA

Cirujana Dentista, Universidad de Guadalajara (U de G)

Maestría en Salud Pública, U de GProfesora perfi l PROMEPCoordinadora de Docencia del Departamento

de Biología Molecular y GenómicaProfesora Docente Titular. CUCS, U de G

SONIA URIBE LUNA

Profesora Investigadora. Departamento de Clínicas Quirúrgicas, Instituto de Oftalmología y Ciencias Visuales. CUCS, U de G

Doctora en Ciencias con especialidad en Microbiología, Escuela Nacional de Ciencias Biológicas del Instituto Politécnico Nacional (IPN)

Perfi l PROMEP

GUILLERMO PÉREZ GARCÍA

Médico Cirujano y Partero, Universidad de Guadalajara (U de G)

Doctorado en Genética HumanaJefe del Laboratorio de Bioquímica.

CUCS, U de GMiembro del Cuerpo Académico

de Enfermedades Metabólicas CA-27, U de G

Profesor docente titular CPerfi l PROMEP

IRMA RAMOS RODRÍGUEZ


Licenciada en Nutrición, U de GDoctora en Ciencias de la Salud

en el Trabajo, U de GAcadémica del Departamento de Biología

Molecular y Genómica. Laboratorio de Bioquímica, CUCS, U de G

MERCEDES ROMERO GÓMEZ


Académica del Departamento de Biología Molecular y Genómica. Laboratorio de Bioquímica. CUCS, U de G

Miembro del Cuerpo Académico de Enfermedades Metabólicas CA-27, U de G

vi Colaboradores

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del metabolismo y métodos diagnósticos de las enferme-dades por atesoramiento de glucógeno. Entre los cursos que ha impartido se cuentan los de bioquímica avanzada y fi siopatología molecular para estudiantes del doctorado en Farmacología. Es profesor del curso de Estructura y función celular.

La doctora Carmen Magdalena Gurrola Díaz es Quí-mica Farmacobióloga y tiene maestría en Ciencias Bio-médicas, con especialidad en Genética Humana, por la U de G. Tiene doctorado en Ciencias, por la Universidad Ruprecht-Karls de Heidelberg, Alemania. Actualmen-te es Profesora Investigadora Titular “C”, en el CUCS, U de G. Tiene perfi l PROMEP y es miembro del Sistema Nacional de Investigadores (SNI-I), así como del Institu-to de Enfermedades Crónico-Degenerativas.

La doctora Patricia Heredia Chávez es Química Farmacobióloga por la U de G. Tiene especialidad de Docencia en el área de Bioquímica, por la Universidad Autónoma de Aguascalientes, y especialidad en Docencia Universitaria por la Universidad del Valle de Atemajac. Tiene también Maestría en Investigación en Ciencias de la Educación, por la U de G.

El doctor Sergio Sánchez Enríquez es médico cirujano y partero. Cuenta con una especialidad en ortopedia y trau-matología, una maestría en farmacología y un doctorado en biología molecular en medicina, todos ellos por la Uni-versidad de Guadalajara (U de G). Entre los cursos que ha impartido se cuentan los de fi siología humana, farma-cología humana, terapéutica farmacológica, bioquímica y bioquímica clínica. Actualmente es Profesor Investiga-dor Titular “C”, en el Centro Universitario de Ciencias de la Salud (CUCS), U de G. Tiene Perfi l PROMEP y es miembro del Sistema Nacional de Investigadores (SNI-I). Responsable del Cuerpo Académico consolidado UDG-CA-533 de Estudio multidisciplinario de las Enfermeda-des Crónico-Degenerativas.

El doctor Luis Javier Flores Alvarado es médico, ci-rujano y partero, por la Facultad de Medicina de la U de G. Tiene una maestría en Ciencias, con especialidad en biología celular, por el Centro de Investigaciones y Estu-dios Avanzados. Es Profesor Investigador Titular “C”, en el CUCS, U de G. Posee perfi l PROMEP y es miembro del Sistema Nacional de Investigadores (SNI-I). Ha to-mado cursos de farmacología molecular, errores innatos

Acerca de los autores

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Contenido

Práctica 5. Regulación no específi ca de la actividad enzimática . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 35

• Irma Noemí Lúa Ramírez• Carmen Magdalena Gurrola Díaz• Patricia Heredia Chávez• Sergio Sánchez Enríquez

Práctica 6. Metabolismo de carbohidratos. . . . . . . . . . 47• Sergio Sánchez Enríquez• Mercedes Elvira González Hita• Luis Javier Flores Alvarado

Práctica 7. Metabolismo de lípidos . . . . . . . . . . . . . . . 57• Patricia Heredia Chávez• Irma Ramos Rodríguez• Mercedes Elvira González Hita• Sergio Sánchez Enríquez

Práctica 8. Metabolismo de compuestos nitrogenados . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 67

• Irma Noemí Lúa Ramírez• María Rosalba Ruiz Mejía• Beatriz Teresita Martín Márquez• Luis Javier Flores Alvarado• Sergio Sánchez Enríquez

Práctica 9. Extracción de DNA de células vegetales . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 73

• Sonia Uribe Luna• Irma Noemí Lúa Ramírez• María Rosalba Ruiz Mejía• Mercedes Romero Gómez• Sergio Sánchez Enríquez

Apéndices

1. Defi nición de prefi jos, unidades y constantes físicas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 77• Sonia Uribe Luna

2. Constantes biológicas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 79• Mercedes Romero Gómez

3. Determinación del gasto energético diario (GED). . . 81• Sergio Sánchez Enríquez• Patricia Heredia Chávez

4. Historia clínica . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 87• Sergio Sánchez Enríquez

Colaboradores . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . v

Acerca de los autores . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . vii

Prólogo . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . x

Presentación del manual. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1

Guía del estudiante . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2

Diagrama de fl ujo para la elaboración del caso integrador . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3

Normas de seguridad en el laboratorio. . . . . . . . . . . . . 4

Acciones que se deben tomar en caso de accidente . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4

Recomendaciones para tener éxito en las prácticas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 5

Práctica 1. Normas de bioseguridad y manejo de muestras biológicas, material, equipo y procedimientos. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 7

• Mercedes Romero Gómez• María de Lourdes Isaac• Virgen Luis Huacuja Ruiz• Irma Ramos Rodríguez• Martha Leticia Ornelas Arana• Guillermo Pérez García

Práctica 2. Agua y soluciones. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 15• Mercedes Romero Gómez• María de Lourdes Isaac Virgen• Luis Huacuja Ruiz• Irma Ramos Rodríguez• Sergio Sánchez Enríquez

Práctica 3. pH y amortiguadores . . . . . . . . . . . . . . . . . 21• Sonia Uribe Luna• Patricia Heredia Chávez• Sergio Sánchez Enríquez• Pedro Garzón de la Mora

Práctica 4. Aminoácidos y proteínas . . . . . . . . . . . . . . 29• Carmen Magdalena Gurrola Díaz• María de Lourdes Isaac Virgen• Sergio Sánchez Enríquez

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Prólogo

estos conocimientos, obtenidos en un salón de laborato-rio, más tarde en su carrera profesional. De tal manera, estudiantes de las carreras de medicina, odontología, nu-trición, enfermería, cultura física y del deporte, y técnicos superiores en radiología e imagen, encontrarán en este Manual de prácticas un recurso didáctico y aplicativo im-portante para el desarrollo de un ejercicio intelectual que encontrará su nicho de aplicabilidad no sólo durante su estancia en nuestro Centro Universitario de Ciencias de la Salud, sino tal vez más allá de su entorno.

Los autores de este manual de prácticas, pertene-cientes a la Academia de Bioquímica, han hecho un es-fuerzo honesto y auténtico para que nuestros alumnos de Bioquímica “aprendan a no temerle” más al proceso de aprendizaje de la Bioquímica. Que aprendan a entender que los procesos metabólicos, y que las reacciones interio-rizadas en cada célula de nuestro cuerpo, son más lumino-sas y fáciles de entender de lo que aparentan.

Dr. en C. Juan Armendáriz Borunda

La Universidad de Guadalajara, y en particular el Cen-tro Universitario de Ciencias de la Salud, han hecho un enorme esfuerzo para que los alumnos involucrados en el proceso de enseñanza-aprendizaje relacionado con las ciencias básicas impartidas, tengan en sus manos las herramientas necesarias para entender y comprender una de las materias más importantes en su formación: la Bioquí mica. Este Manual de prácticas de Laboratorio de bioquímica conducirá a nuestros alumnos al interior de la mayor parte de conceptos de bioquímica en sus as-pectos fundamentales. Así, es evidente que este manual complementará los conocimientos que serán impartidos en el aula de manera teórica, fundamentados en la ex-periencia de maestros de bioquímica que han impartido dicha asignatura por muchos años.

La metodología utilizada y fundamentada en este Manual de prácticas permite de manera sencilla, pero al mismo tiempo científi ca y validable, que el alumno nave-gue por experimentos y reacciones que sin duda alguna lo llevarán a preguntarse de qué manera podrá aplicar

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Presentación del manual

El presente Manual de prácticas de bioquímica se ha di-señado para realizar actividades en el laboratorio y ex-tra-aula con el fi n de que cada uno de los estudiantes de Ciencias de la Salud fortalezca o adquiera nuevas habi-lidades y conocimientos de Bioquímica con experiencias propias o cercanas a ellos.

En el Manual de prácticas se contemplan tres aspec-tos a desarrollar:

• Empleo de equipo e introducción a los conceptos básicos del laboratorio de Bioquímica.

• Ejecución de experimentos que manifi estan las propiedades estructurales y químicas del agua y diferentes biomoléculas.

• Fundamentos del análisis bioquímico, su aplica-ción en la clínica e integración metabólica.

Las prácticas se desarrollan en concordancia con el programa de estudios por competencias, teniendo como eje conceptual la relación del hombre con su medio nu-tricio.

Por ello, en la programación de las prácticas se ha considerado que cada una debe representar la actividad integradora de cada unidad. Con el fi n de reforzar los conocimientos adquiridos, en cada práctica se incluyen actividades de aprendizaje, en las que el estudiante debe realizar una investigación bibliográfi ca que sustente la respuesta dada a la actividad correspondiente.

Con el fi n de evitar un aprendizaje fragmentado de la bioquímica y facilitar la integración del metabolis-mo de los nutrientes, las muestras biológicas deben obte-nerse de los alumnos, bajo condiciones específi cas. Para ello, se requiere la participación de estudiantes que pre-senten sobrepeso, presión arterial elevada, antecedentes familiares relacionados con enfermedades cardiovascula-

res o diabetes. A lo largo del curso práctico se evalúan pa-rámetros antropométricos y bioquímicos que presentan una correlación integral. El análisis y la interpretación de estos datos en su conjunto representan el Caso inte-grador del Programa por Competencias de Bioquímica. Por ello, los esfuerzos de profesores y estudiantes deben encaminarse a la recolección, el análisis de los datos y la interpretación de los resultados, para concluir con el Seminario de Integración Metabólica.

Teniendo como meta la elaboración del Caso inte-grador que refl eje el aprendizaje obtenido, se invita a los estudiantes a participar y cooperar en el desarrollo de cada una de las prácticas. En la Guía del estudiante de este manual se encuentran la programación y las condiciones en que el alumno debe asistir a su toma de muestra. Esta experiencia permite al participante y a sus compañeros contar con el material biológico apropiado para la reali-zación de las prácticas.

El estudiante tiene la vivencia de ser un paciente, lo que le permite identifi car y valorar los obstáculos que po-drían afectar el éxito de un diagnóstico. Esta actividad también permite sensibilizar al estudiante para que de-sarrolle habilidades, al solicitar que un paciente se incor-pore a un régimen nutricional y modifi que su actividad física, sus actitudes o sus hábitos nocivos.

Al concluir la asignatura de Bioquímica, el estu-diante tendrá las bases para continuar con su programa formativo y habrá adquirido nuevas actitudes y valores requeridos en un profesional de Ciencias de la Salud.

Los profesores, los técnicos, los instructores y el per-sonal administrativo de la Academia de Bioquímica dan la bienvenida a los estudiantes y les ofrecen su mejor dis-posición para que tengan una productiva estancia en el laboratorio de Bioquímica.

1

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Guía del estudiante

A continuación se describe el proceso para desarrollar el ejercicio de la integración metabólica. Asimismo, para una mejor comprensión, se acompaña de un diagrama de fl ujo.

1. El estudiante realizará como actividades prelimina-res lo siguiente:

a) El llenado de las actividades extra-aula, que se encuentra en la Práctica núm. 6 (Metabolismo de carbohidratos) y deberá completarse dos semanas antes de su realización.

El registro tendrá la siguiente información:

• Edad• Peso• Estatura• Índice de masa corporal (IMC)• Diámetro de cintura• Porcentaje de grasa por bioimpedancia• Presión arterial• Factores de riesgo para diabetes

mellitus tipo 2

Con excepción de la presión arterial y el por-centaje de grasa, los cuales se determinarán du-rante la Práctica núm. 6, todos los demás datos serán obtenidos por el estudiante.

Nota: la forma apropiada para obtener cada uno de los datos se indica en la Práctica núm. 6.

b) El estudiante también llenará la información so-bre sus antecedentes familiares de padecer diabe-tes mellitus. Los datos provendrán de al menos tres familiares directos entre 18 y 55 años de edad, en el siguiente orden de prioridad: padre, madre, hermanos, abuelos y tíos.

La información será recabada para comple-tar el registro localizado en la Actividad extra-au-la de la Práctica núm. 6.

2. El profesor revisará la información solicitada en el punto anterior dos semanas antes de realizar la Prác-tica núm. 6 y seleccionará a tres estudiantes, entre 18 y 35 años, que presenten factores de riesgo de diabe-tes mellitus.

3. En la Práctica núm. 6 se tomará sangre en ayuno de 12 horas, así como a los 30 y 90 min después de un desayuno habitual, a los tres estudiantes con predis-posición de desarrollar diabetes mellitus. La sangre se centrifugará para la obtención de plasma�suero.

La determinación de la glucosa deberá realizarse dentro de los 90 min de haberse tomado la muestra, por lo que se recomienda que se extraiga la muestra de sangre y tome su desayuno antes de iniciar con la explicación de la práctica. En caso de que no se hubiese logrado determinar la glucosa posprandial en la sesión de la Práctica núm. 6, determinarla en la Práctica núm. 7.

Si la glucemia posprandial está por arriba de 160 mg�dl, se recomendará al estudiante repetir su análisis en un laboratorio particular y solicitar una consulta médica.

A partir de esta fecha, los estudiantes en estudio iniciarán una dieta, indicada por un nutriólogo de la Unidad de Síndrome Metabólico del Laboratorio de Bioquímica (Departamento de Bioquímica y Genó-mica del CUCS), y 30 min de actividad física diaria (caminata).

En otra ciudad:

4. En la Práctica núm. 7 se tomarán muestras de sangre (ayuno de 12 horas) a los estudiantes sometidos a dieta y actividad física para la obtención de plasma�suero. Se determinarán colesterol, triacilgliceroles y c-HDL de las muestras. Se integrarán los resultados de esta práctica con los de la glucemia determinada en la Práctica núm. 6, para determinar si el estudian-te presenta síndrome metabólico o está en riesgo de padecerlo.

5. En la Práctica núm. 8 se determinarán los compues-tos nitrogenados de las muestras. Se compararán los resultados para conocer si existe una relación entre los valores encontrados en las prácticas previas.

6. Se recopilarán todos los datos para llevar a cabo un análisis de los mismos y presentarlos en el Seminario de Integración Metabólica.

2


a. Llenar la información clínica y antropométrica del estudiante, siguiendo las

instrucciones de la Práctica núm. 6.

b. Incluir la información de los antecedentes familiares.

Actividad extra-aula 1

a. Obtener muestra de sangre en ayuno de 12 horas de los estudiantes que se

encuentren bajo una dieta balanceada y ejercicio.

b. Determinar glucosa, lípidos y triacilgliceroles.

Actividad de la Práctica núm. 7 4

a. Determinar la concentración de los compuestos nitrogenados de las muestras

basales, posprandiales y después de dieta y ejercicio.

b. Recabar la información de todos los datos obtenidos.


Presentación del CASO INTEGRADOR.

Seminario de Integración Metabólica 6

a. Determinar el porcentaje de grasa empleando la báscula de

bioimpedancia.

b. Determinar el IMC.

c. Determinar el riesgo de desarrollar diabetes mellitus tipo 2.

d. Determinar la predisposición al desarrollo del síndrome

metabólico.

e. El profesor seleccionará con dos semanas de anticipación a

tres estudiantes con predisposición a desarrollar síndrome

metabólico y les dará indicaciones para la toma de muestras.

Actividad preliminar para la Práctica núm. 6 2

a. Obtener suero o plasma en ayuno de 12 horas.

b. Inmediatamente después de la toma de muestra el estudiante

ingerirá su desayuno habitual.

c. Determinar glucosa basal y posprandial a los 30 y 90 min.

Si los valores a los 90 min se encuentran por arriba de 160

mg�dl, realizar recomendaciones al estudiante.

d. Iniciar una dieta adecuada recomendada por un nutriólogo y

30 min de caminata diaria. Mantener dieta y ejercicio por 15

días.


Diagrama de fl ujo para la elaboración del caso integrador


Normas de seguridad

en el laboratorio

El funcionamiento correcto del laboratorio está sujeto al cumplimiento de las siguientes normas:

1. El alumno ingresará al laboratorio con bata, la cual debe ser blanca y de manga larga. Es indispensable portar la bata abotonada y guardar el comportamien-to apropiado durante la estancia en el laboratorio.

2. El alumno se familiarizará con los sitios en donde se encuentran localizadas las regaderas, extinguidores, botes de basura, caja para material punzocortante, bolsa roja para desecho de material biológico, etc. El material punzocortante y desechos biológicos debe-rán depositarse en los contenedores correspondientes.

3. En ningún momento se permitirá la aplicación de cosméticos, fumar y�o ingerir alimentos dentro del laboratorio.

4. Tomar la postura más cómoda para trabajar correc-tamente con el fi n de tener el control y precisión de los movimientos durante el uso de materiales, equi-pos y reactivos.

5. Limpiar las mesas de trabajo antes y después de cada práctica, así también durante la práctica si se ha de-rramado algún reactivo o muestra biológica.

6. Para evitar quemaduras, se deberán apagar mecheros y�o planchas calientes cuando éstos no se utilicen. Así también, se deberán emplear gradillas o pinzas para sostener o transportar tubos calientes.

7. Mantener las sustancias químicas infl amables aleja-das de fuego, planchas calientes, o ambos.

8. No se deberá olfatear y�o probar reactivos o solu-ciones. No se debe mirar nunca el interior de un tubo de ensayo que se esté calentando, ni apuntar hacia alguna persona porque el contenido podría proyec-tarse en cualquier momento. La misma precaución debe tomarse cuando se mezclen reactivos o se agiten vigorosamente los tubos.

9. Utilizar guantes de látex y gafas de seguridad cuando se manejen ácidos, hielo seco o sustancias descono-cidas.

10. Utilizar pipetores o perilla de goma para la medición de los líquidos corrosivos, ácidos, bases, sustancias volátiles, venenos, entre otros. No aspirar con la boca.

11. Evitar agregar agua sobre ácidos para prevenir que-maduras por proyección. Para diluir cualquier ácido, se vierte el ácido sobre el agua y nunca agua sobre ácido. Emplear baño de hielo o baño de agua fría para preparar soluciones diluidas de ácidos.

12. Mantener los frascos de reactivos tapados para evitar derrames.

13. Depositar en los recipientes apropiados las puntillas y lavar las pipetas inmediatamente.

14. Utilizar guantes desechables cuando se manejen muestras biológicas. Considerar que cualquier mate-rial biológico es potencialmente infeccioso aun cuan-do proceda de personas aparentemente sanas.

15. Lavarse las manos con agua y jabón antes de salir del laboratorio.

16. Reportar inmediatamente al profesor del laboratorio cualquier accidente o lesión que suceda para que se tomen las medidas apropiadas.

Acciones a tomar

en caso de accidente

1. En caso de que exista contacto de ácidos o bases con la piel, ojos o boca. Se recomienda enjuagar el área con abundante agua con el propósito de disminuir su acción por dilución; para ello en el laboratorio exis-ten las tarjas, regaderas especiales y lavaojos.

2. En caso necesario llamar inmediatamente a los telé-fonos de urgencias en Guadalajara: 066; Cruz Roja (3613-1550, 3614-2707 y 3614-5600); Cruz Verde (3614-5252, 3613-1572, 3812-5143 y 3643-7190).

En otra ciudad:

3. En caso de ingestión de corrosivos NUNCA provo-car vómito. Si existe ingestión de ácidos hacer beber inmediatamente una solución de bicarbonato de so-dio (2 cucharadas soperas en 2 vasos de agua); en

4


caso de ingestión de soluciones cáusticas (hidróxido de sodio o de potasio) ingerir una cucharada de vina-gre o 25 ml de jugo de limón en agua.

4. Al ingerir otras sustancias químicas hacer vomitar a la persona accidentada. Vigilar que exista una venti-lación adecuada y mantener las vías aéreas permea-bles mientras se traslada al hospital.

5. Si hay derramamiento de un ácido, neutralizar agre-gando bicarbonato de sodio y en caso de bases agregar ácido acético (vinagre). NUNCA tratar de adicionar agua. Emplear bata, guantes y gafas durante la lim-pieza.

Recomendaciones para

tener éxito en las prácticas

1. El alumno leerá la práctica completa y la discutirá con el profesor antes de la realización de la misma.

2. Los útiles y objetos personales deberán ser colocados en la parte inferior de las mesas de trabajo.

3. El material con el que se trabajará deberá estar per-fectamente limpio antes y después de la práctica.

4. Antes de preparar las mezclas de reacción etiquetará apropiadamente cada uno de los tubos con marcador indeleble.

5. Por ningún motivo alterar el orden de adición de reactivos en la práctica.

6. Utilizar agua destilada en todos los experimentos en los que se solicite agregar agua.

7. Mantener los frascos de reactivos tapados para evitar contaminación y�o vaporización de los mismos.

8. Utilizar sólo la cantidad requerida de reactivos para evitar el desperdicio de los mismos.

9. Procurar no regresar excedentes de reactivo al frasco de donde se extrajo el mismo.


• Mercedes Romero Gómez

• María de Lourdes Isaac Virgen

• Luis Huacuja Ruiz

• Irma Ramos Rodríguez

• Martha Leticia Ornelas Arana

• Guillermo Pérez García

Normas de bioseguridad y manejo

de muestras biológicas, material,

equipo y procedimientos

1Práctica

Normas de bioseguridad general

a) Mantener el lugar de trabajo en condiciones higiéni-cas y aseadas.

b) Evitar maquillarse, fumar, comer o beber en el sitio de trabajo.

c) No guardar alimentos en los equipos donde se refri-geran sustancias contaminantes o químicas.

d) Manejar a todo paciente como si pudiera estar in-fectado.

e) Lavarse con cuidado las manos antes y después de cada procedimiento.

f) Utilizar de forma sistemática guantes plásticos o de látex en procedimientos en que se manipulan sustan-cias biológicas, se maneja instrumental o equipo con-taminado en la atención de los pacientes, o en ambas situaciones.

g) Abstenerse de tocar con las manos enguantadas al-guna parte del cuerpo y de manipular objetos dife-rentes a los requeridos durante el procedimiento.

h) Emplear mascarilla y protectores oculares durante procedimientos que puedan generar salpicaduras, gotitas aerosoles de sangre u otros líquidos corpo-rales.

i) Usar bata durante la estancia en el laboratorio. j) Mantener los elementos de protección personal en

condiciones óptimas de aseo, en un lugar seguro y de fácil acceso.

k) Si se tienen lesiones exudativas o dermatitis serosas, evitar la atención directa de pacientes hasta que éstas hayan desaparecido.

l) Utilizar las técnicas correctas en la realización de todo procedimiento.

m) Manejar con estricta precaución los elementos pun-zocortantes y desecharlos en los recipientes indica-dos, a prueba de perforaciones.

n) Evitar el cambio de los elementos punzocortantes de un recipiente a otro.

o) Evitar el reciclaje de material contaminado, como agujas, jeringas u hojas de bisturí.

p) Desinfectar y limpiar las superfi cies y los equipos de trabajo, en caso de contaminación.

q) En caso de que se rompa material de vidrio contami-nado con sangre u otro líquido corporal, recoger los trozos con escoba y recogedor (nunca con las manos) y depositarlos en el contenedor para punzocortantes.

r) Los recipientes para transporte de muestras deben ser de material irrompible y contar con cierre hermé-tico (tapón de rosca).

s) Manipular, transportar y enviar las muestras en reci-pientes seguros, con tapa y rotulación adecuada.

t) A su vez, transportar las gradillas en recipientes her-méticos, de plástico o acrílico, que retengan fugas o derrames accidentales. Además, deben ofrecer facili-dad de lavado.

u) Restringir el ingreso a las áreas de alto riesgo bioló-gico a personal no autorizado, a quien no utilice los elementos de protección personal y a los niños.

v) Disponer el material patógeno en bolsas resistentes, de color rojo, que se identifi quen con el símbolo de riesgo biológico.

w) Las personas sometidas a tratamiento con inmuno-depresores no deben trabajar en áreas de riesgo bio-lógico.

Medidas generales de protección

a) Lavarse las manos con frecuencia y al quitarse los guantes.

b) Usar guantes cuando se manejen líquidos biológicos.c) Establecer y respetar áreas sucias y áreas limpias.

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8 Manual de prácticas de laboratorio de bioquímica

das, según las normas ofi ciales mexicanas NOM-017-STPS-2008 (equipo de protección personal) y NOM-087-ECOL-SSA1-2002 [manejo de residuos peligrosos biológico-infecciosos (RPBI]).

Equipo de protección

a) Bata. Que sea de manga larga y algodón; mantenerla cerrada para protegerse de salpicaduras.

b) Guantes. Usarlos durante la práctica; deben ajustarse bien. En caso de que se rompan, reemplazarlos con unos nuevos.

c) Cubrebocas. Utilizarlo en áreas donde se produzcan salpicaduras o aerosoles.

d) Lentes de seguridad. Usarlos en áreas donde se pro-duzcan salpicaduras o aerosoles.

Limpieza del área

y el material de trabajo

a) El área y el material de trabajo deben mantenerse limpios y libres de contaminantes.

b) El material de desecho debe colocarse en los conte-nedores especiales.

c) En caso de derrames de líquidos biológicos, debe ab-sorberse el derrame con toallas de papel y desecharse en el contenedor adecuado.

d) Desinfectar el sitio del derrame con una solución de hipoclorito de sodio a 5% en dilución 1:10; dejar 30 minutos, absorber con toallas de papel y lavar con agua para quitar el olor.

Obtención y manejo

de muestras biológicas

Introducción

En las prácticas del laboratorio de bioquímica se realizan algunas pruebas analíticas en muestras de sangre, orina, o ambas. Estas pruebas se realizan con el fi n de desarrollar habilidades formativas y aplicar los conocimientos teóri-cos en el laboratorio.

Es importante saber cómo obtener y manejar las muestras biológicas para llegar a resultados confi ables, además de conocer las medidas de seguridad que deben poner en práctica las personas que obtienen las muestras y de las que se obtienen éstas.

También es importante conocer el aspecto ético en la toma de una muestra biológica.

Aspectos éticos

Debe informarse a la persona que se planea obtener una muestra, el tipo de ésta, las pruebas que se realizan con ellas, y los resultados esperados y obtenidos.

d) No tocar las áreas sin contaminación con guantes contaminados.

e) Utilizar el pipetor para aspirar sustancias corrosivas a través de la pipeta.

f) Ingresar sin maquillaje al laboratorio.g) Es riesgoso consumir alimentos o masticar chicle en

las áreas de trabajo.h) No fumar en las áreas de trabajo.i) No tapar de nuevo las agujas.j) Depositar los objetos punzocortantes en los contene-

dores adecuados.

Lavado de manos

El lavado de manos es el método más efi caz para prevenir y evitar infecciones. Debe realizarse:

a) Cuando exista contaminación de sangre o líquidos corporales.

b) Después de completar la práctica y antes de abando-nar el área de trabajo.

c) Cuando se hayan quitado los guantes. d) Antes de comer, beber, aplicarse maquillaje, cambiar-

se lentes de contacto. e) Antes y después de ir al baño.

Método del lavado de manos

a) Abrir la llave del agua. b) Usar una cantidad generosa de jabón no abrasivo. c) Tallar bien todas las superfi cies de las manos, cuando

menos durante 10 segundos. d) Limpiar bien abajo y alrededor de las uñas. e) Enjuagar con las manos hacia abajo. f) Evitar las salpicaduras. g) Secarse bien con toallas de papel. h) Cerrar la llave utilizando una toalla de papel. i) Tirar la toalla en un cesto con bolsa negra. j) Utilizar una crema para evitar resequedad o irritación.

Medidas de seguridad para

el manejo de muestras biológicas

Introducción

Las medidas de seguridad son muy importantes para la persona que toma muestras biológicas, porque su manejo conlleva el riesgo de transmisión de una gran cantidad de infecciones, como hepatitis y VIH, por mencionar algu-nas. Por este motivo, se debe considerar que todo paciente al que se le tome una muestra biológica puede estar infec-tado. Las normas deben aplicarse para todos los pacien-tes, sin importar el diagnóstico.

Las medidas que se tomen deben permitir que el personal trabaje en un entorno físico seguro, y que éste conozca los riesgos y las medidas de protección adecua-


Práctica 1. Normas de bioseguridad y manejo de muestras biológicas, material, equipo y procedimientos 9

vez que el alcohol se ha evaporado, se introduce una aguja afi lada, adaptada a una jeringa de tamaño adecuado y estéril; enseguida se tira del émbolo de la jeringa para que la sangre penetre en ésta. En cuanto se ha obtenido una cantidad sufi ciente, se libera la presión ejercida sobre el brazo y se extrae la aguja.

Se aplica una torunda de algodón estéril en el sitio de la punción y se ejerce presión fi rme durante medio mi-nuto para evitar escurrimiento de la sangre en los tejidos circunvecinos. Debe quitarse la aguja de la jeringa antes de distribuir la sangre en los tubos de ensayo (fi gura 1-1).

Anticoagulantes

Si se necesita suero, puede verterse la sangre en el interior de un tubo de ensayo esterilizado. Si se necesita sangre total o plasma, debe emplearse algún anticoagulante; el más común para la mayor parte de exámenes es el EDTA (ácido etilen-diamino-tetra-acético). El citrato de sodio a 3.8% también es un anticoagulante.

La heparina es un anticoagulante antitrombocítico que se usa en pruebas en que no se desea la eliminación de iones calcio.

Es importante obtener el consentimiento de esta persona. El tipo de consentimiento puede ser verbal o escrito, de acuerdo con los objetivos. En caso de que se pretenda conocer el estado de salud, puede ser verbal. Si es con fi nes de investigación, el consentimiento debe exponerse por escrito, indicando el procedimiento y las repercusiones que puede tener para su persona (sobre todo si es una muestra para análisis del DNA o identifi -cación de VIH), y la hoja de aceptación debe tener fi rma de consentimiento.

Toma de sangre

Composición de la sangre

El corazón y los vasos sanguíneos de un adulto contienen casi 5 litros de sangre. Ésta se compone de células suspen-didas en un líquido llamado plasma. El color de la sangre se debe a los eritrocitos (glóbulos rojos), que contienen el pigmento hemo; también hay leucocitos (glóbulos blan-cos) y trombocitos (plaquetas).

Suero y plasma

Cuando se extrae sangre y se deja reposar en un recipiente de vidrio por algunos minutos, ésta se coagula, debido a la precipitación de una proteína plasmática a la que se le denomina fi brinógeno, que forma hebras de fi brina insoluble. Las células sanguíneas quedan atrapadas en una red de fi brina que poco a poco se contrae y libera un líquido llamado suero. Éste no contiene fi brinógeno ni algunos factores de la coagulación, porque se han con-sumido durante la formación del coágulo. El plasma, a diferencia del suero, sí contiene factores de coagulación; es posible obtener plasma, si el tubo donde se recolecta la sangre tiene un anticoagulante.

Obtención de sangre

Cuando se requiere una cantidad pequeña de sangre, pue-de obtenerse puncionando la piel del dedo o el lóbulo de la oreja con un instrumento cortante (lanceta). En lactan-tes, se puede obtener del talón. En primer lugar, se limpia la piel con alcohol (etanol a 95% v/v) y se deja secar. Se inserta una lanceta o aguja estéril en la piel, a 1 o 2 mm de profundidad. La primera gota de sangre que sale de la herida se limpia con torunda de algodón. Las gotas siguientes se recogen con un portaobjetos para frotis, con una pipeta o con algún otro recipiente para pruebas. Debe obtenerse una cantidad de sangre mayor de 0.5 ml por venopunción. Por lo general, se prefi ere sangre veno-sa para la mayor parte de exámenes, y es recomendable obtener una mayor cantidad, en caso de que se necesite repetir la prueba. Es común que se emplee una vena del brazo: se aplica un torniquete para bloquear la circula-ción venosa, se selecciona alguna vena adecuada por su calibre y prominencia y se limpia la piel con alcohol. Una

Figura 1-1. Técnica para la extracción de sangre de vena

periférica. A, colocación del torniquete. B, antisepsia previa

a la venopunción. C, venopunción y adaptador vacutainer. D,

extracción de la sangre con tubo vacutainer. E, retiro de la

aguja. F, depósito de la muestra de sangre en tubos con an-

ticoagulantes.

A

C

E

B

D

F



para cultivos deben obtenerse por sondeo o aspiración suprapúbica con aguja.

Medidas a seguir en caso

de exposición a líquidos biológicos

Cuando haya exposición a líquidos biológicos (punciones con aguja contaminada, salpicadura de mucosas, etc.) se debe avisar al profesor, al técnico responsable del grupo, o a ambos.

a) Lavar el área afectada con agua abundante.b) Realizar los siguientes exámenes, tanto a la muestra

contaminada como a la persona afectada:• Antígenos de superfi cie contra virus de la hepatitis

B.• Anticuerpos contra VIH.• Anticuerpos contra virus de la hepatitis C.

Material, equipo

y procedimientos

Introducción

La aplicación de algunos de los conocimientos teóricos obtenidos en el salón de clases se logra mediante prácti-cas de laboratorio en que se requiere familiaridad con la utilidad y el manejo apropiados del equipo de laborato-rio, como espectrofotómetro, centrífuga, potenciómetro, baños de temperatura constante, placa caliente, agitador magnético, material de vidrio, etc. Asimismo, el estudian-te debe emplear el vocabulario apropiado y los conceptos de uso común en el laboratorio.

En la fi gura 1-2 se muestran algunos de los materiales y equipos más utilizados en el laboratorio.

Objetivo general

Manejar adecuadamente el material y equipo de labora-torio.

Objetivos específi cos

Identifi car los materiales y equipos de uso común en el laboratorio.

Utilizar de manera apropiada algunos de los equipos de laboratorio.

Materiales y equipo

• Vasos de precipitado

• Matraz Erlenmeyer

• Matraces aforados de diferentes capacidades

• Pipetas graduadas de 1, 5 y 10 ml

• Micropipetas con puntas

Toma de muestra de orina

Varones

Casi siempre, resulta sencillo obtener una muestra de ori-na limpia a mitad de la micción. De manera sistemática, pueden proporcionarse instrucciones por escrito o colo-carse en la pared del laboratorio. El procedimiento debe ser el siguiente:

1. Retracción del prepucio (fuente usual de contamina-ción de la muestra) y aseo del meato con cloruro de benzalconio o hexaclorofeno.

2. Eliminar la primera parte del chorro (15 a 30 ml).3. Reunir la siguiente porción (de 50 a 100 ml) en un

recipiente estéril para muestras, que se debe tapar de inmediato.

4. Vaciar por completo la vejiga en el sanitario. En-seguida se preparará una parte de la muestra para exámenes macroscópico y microscópico; el resto se guarda en un recipiente estéril para cultivos posterio-res, si son necesarios.

Mujeres

Es casi imposible obtener, sin ayuda, una muestra lim-pia, satisfactoria, a mitad de la micción. Si la paciente no está preparada, su orina no resulta útil, a menos que sea por completo normal. El mejor método para reunir una muestra limpia a mitad de la micción en mujeres es el siguiente:

1. Colocar a la paciente en la mesa de exploración, en posición de litotomía.

2. Asear la vulva y el meato uretral con cloruro de ben-zalconio o hexaclorofeno.

3. Separar los labios y pedir a la paciente que inicie la micción en un recipiente que se conserva cerca de la vulva; una vez que se han eliminado los primeros 10 a 20 ml de orina, reunir los siguientes 50 a 100 ml en un recipiente estéril, que se tapa de inmediato.

4. A continuación, permitir que la paciente vacíe por completo la vejiga.

Como esta técnica exige gran esfuerzo, es aceptable pedir a la paciente que obtenga en el sanitario una mues-tra inicial en un recipiente no estéril. Si los resultados del análisis general son normales, no está indicado hacer más estudios; en caso contrario, hay que obtener una muestra de orina con una técnica más exacta.

Niños

Obtener muestras satisfactorias de orina en niños peque-ños puede representar un desafío. La orina para otros análisis, como cultivos bacterianos, puede obtenerse de niños y niñas al cubrir el meato uretral aseado con una bolsa de plástico; por lo general, las muestras de orina



presenta la velocidad por unidad de aceleración angular, se le denomina coefi ciente de sedimentación y se le simbo-liza con s. Su dimensión es (cm · s−2)�(cm · s−2) ≡ s.

Una unidad conveniente para s es el Svedberg, llama-da así en honor de T. Svedberg, quien fue el precursor en las investigaciones sobre sedimentación de partículas por ultracentrifugación. Un Svedberg se defi ne como 10–13 s.

La velocidad y el tiempo con el que se somete una muestra a centrifugación para separar sus componentes depende de la distancia que recorren las partículas, ade-más de la viscosidad del medio. Esta distancia se relacio-na con la forma y el tamaño del rotor; por ello, en las cen-trífugas suelen seleccionarse las revoluciones por minuto (rpm). Debido a que la aceleración angular es diferente a la lineal, se debe realizar la conversión de una forma a la otra de acuerdo con la siguiente ecuación:

Vs = ω2 · ref · s

Vs = velocidad de sedimentación (cm · s−1) ω = velocidad angular (radianes · s−1) r = radio efectivo (cm) s = coefi ciente de sedimentación S (Svedberg = 10−13 s)

S = Mr (1 − V · ρ)

f

Mr = masa molecular relativaV = volumen específi co parcial de la partícula

(cm3 × g–1)ρ = densidad de la solución (g × cm–3)f = coefi ciente friccional

• Probetas

• Buretas

• Embudos

• Tubos de ensayo 13 × 100

• Gradillas

• Pinzas para tubos

• Balanza granataria

• Plato caliente

• Agitador magnético

• Vórtex

• Espectrofotómetro

• Báscula de bioimpedancia

• Centrífuga

Centrifugación

La centrifugación es un método empleado para separar partículas con base en la velocidad de sedimentación de cada una de ellas, como resultado de la fuerza centrífuga a la que se les somete.

Fundamento

Una esfera de masa m y de volumen específi co V, que cae a través de un medio viscoso de densidad ρ, bajo la infl uencia de un campo gravitacional, alcanza una velo-cidad terminal νt. En analogía a la caída libre de una es-fera en un campo gravitacional, una molécula (de masa m y volumen específi co parcial V) que sedimenta a través de un medio viscoso en un campo sometido a la fuerza centrífuga, alcanza también una velocidad νt. De aquí se deduce que la aceleración centrífuga ω2x reemplaza la aceleración gravitacional g. Al cociente de νt�ω2x, que re-

Figura 1-2. Materiales y equipo de

uso frecuente en el laboratorio de bio-

química. A, tubos de ensayo de dife-

rentes capacidades y gradilla. B, ma-

traz aforado. C, matraz Erlenmeyer. D,

probetas de diferente volumen. E, pla-

ca caliente. F, agitador eléctrico (vór-

tex).

A

D

B

E

C

F



Espectrofotometría

La base de la colorimetría y la espectrofotometría es que muchas sustancias tienen color propio, o pueden dar lu-gar a productos fi nales de color en ciertas reacciones quí-micas. Hay una relación entre la intensidad del color y la concentración del producto. Es preciso conocer las leyes físicas en que se basan los instrumentos de medición.

Espectrofotómetro

Se trata de un aparato que sirve para medir la intensidad de la luz absorbida por una solución en un estrecho inter-valo de longitudes de onda del espectro UV visible. Cuan-ta mayor intensidad de color de una solución, mayor es la absorción de la luz; por tanto, esa absorción puede utilizarse como medida directa de la intensidad de color. La relación entre la concentración de una sustancia y la absorción se basa en la ley de Beer-Lambert, que enuncia que la concentración de una sustancia es directamente proporcional a la cantidad de luz absorbida e inversa-mente proporcional al logaritmo de la luz transmitida (cuadro 1-1).

Un espectrofotómetro es un dispositivo que posee una fuente de radiación que se puede dirigir hacia una muestra. Se espera que ésta absorba parte de la radiación, que se detecta enseguida mediante un circuito que produ-ce una señal reproducible.

Centrífuga

El equipo empleado para realizar la centrifugación es la centrífuga. Está compuesta por un motor eléctrico unido a un dispositivo que gira a gran velocidad alrededor de un eje vertical, el rotor o corona; provoca el aumento de atracción gravitacional en el fondo del tubo que contiene la muestra. El resultado de toda centrifugación es la sepa-ración de dos fases: una insoluble, el residuo o precipitado, y una líquida, el sobrenadante.

El uso adecuado de la centrífuga requiere el segui-miento de estas acciones:

1. En la centrífuga, los tubos deben colocarse por pares, uno frente al otro, de acuerdo con su peso.

2. Aumentar la velocidad poco a poco, hasta que se al-cance la velocidad requerida, para no forzar el motor.

3. Permitir que el rotor de la centrífuga se detenga por su propia inercia, sin tratar de detenerlo con las ma-nos.

4. Levantar la tapa de la centrífuga hasta que el rotor quede inmóvil por completo.

5. En caso de ruptura de un tubo dentro de la centrí-fuga, debe hacerse un aseo completo de inmediato, empleando desinfectantes como cloro y benzal. De-bido a la enorme fuerza que puede alcanzar el rotor, el mal uso de la centrífuga representa un peligro, si no se utiliza de manera apropiada. En la fi gura 1-3 se muestra una centrífuga clínica.

Cuadro 1-1. Características del espectro

UV y la luz visible.

Color

de la luz

Nombre de

la longitud

de onda

Muestra

absorbida

Región

espectral

absorbida

en nm

Verde azuloso Rojo Visible 620 a 700

Azul verdoso Anaranjado Visible 600 a 620

Azul Amarillo Visible 575 a 600

Violeta Verde

amarillento

Visible 555 a 575

Púrpura Verde Visible 505 a 555

Rojo Verde

azuloso

Visible 495 a 505

Anaranjado Azul

verdoso

Visible 475 a 495

Amarillo Azul Visible 430 a 475

Verde

amarillento

Violeta Visible 380 a 430

— No visible UV 220 a 380

— No visible UV lejana 180 a 220

Figura 1-3. A, centrífuga analítica desde su aspecto exter-

no. B, rotor y sitios de inserción de los tubos (la fl echa indica

la forma correcta de colocar los pares de tubos).

A

B



mala conductividad del medio se le denomina resistencia (R); el componente que se debe a la acción de los conden-sadores recibe el nombre de reactancia capacitiva (Xc); en adelante aquí se le denomina tan sólo reactancia.

La ecuación que las relaciona es:

(Z)2 = (R)2 + (Xc)2

La bioimpedancia representa la oposición de un me-dio biológico al paso de una corriente alterna, y también cuenta con los componentes de resistencia y reactancia ya expuestos. La resistencia está condicionada por la resistividad de los diferentes tejidos a la conducción de la corriente eléctrica: los tejidos graso y óseo son malos conductores y la corriente circula mejor por los fl uidos intra y extracelulares, que son soluciones electrolíticas. La reactancia se debe al efecto aislante de las membranas celulares, que se comportan como condensadores que se cargan y descargan al paso de la corriente. En la fi gura 1-5 se muestra una báscula de bioimpedancia.

Actividades de aprendizaje

1. Leer completas las NOM-017-STPS-2008 y NOM-087-ECOL-SSA1-2002.

2. Investigar cuál es el símbolo de RPBI.3. Investigar cuáles son las partes de una centrífuga.4. Investigar la clasifi cación de los materiales de vidrio

utilizados en el laboratorio de bioquímica.

Los componentes de un espectrofotómetro son los siguientes:

1. Fuente de luz.2. Filtro.3. Cubeta con la muestra.4. Célula fotoeléctrica.5. Amplifi cador y medidor.

La fuente de luz aplica una gran intensidad sobre una superfi cie limitada. Algunas muestras deben mane-jarse con luz ultravioleta o infrarroja; para ello, se utilizan lámparas con características especiales.

El fi ltro es un dispositivo que tiene la función de per-mitir el paso de luz de una longitud de onda específi ca. No debe absorber cantidades apreciables de la luz en una longitud de onda determinada, que debe ser de un color complementario al de la muestra.

Las cubetas o celdas analíticas suelen ser tubos re-dondos o rectangulares de espesor constante, de diversos materiales, como vidrio, cuarzo o plástico.

Una muestra puede presentar una absorbancia de cero: no absorbe la radiación incidente y, por tanto, trans-mite 100% de esa radiación. La situación opuesta se tie-ne con un cuerpo opaco a un intervalo determinado del espectro electromagnético; en este caso, la transmisión es nula y la absorción es completa.

La determinación cuantitativa de una sustancia de-pende de la relación entre la cantidad de radiación ab-sorbida por la muestra problema y la absorbancia de una sustancia de referencia, con una concentración conocida.

Los espectrofotómetros permiten efectuar la com-paración entre la señal obtenida por una mezcla que no contiene la sustancia en estudio y otra que sí la tiene, para obtener la señal de esa diferencia. En la fi gura 1-4 se muestra un espectrofotómetro de luz visible.

Bioimpedanciometría

Fundamento

Sin entrar en los detalles físicos y matemáticos, que están más allá del alcance de esta obra, la ley fundamental de la electricidad que relaciona la impedancia con la inten-sidad y el voltaje es la ley de Ohm: impedancia = voltaje/intensi dad. Cuando la corriente eléctrica alterna circula por un medio, la impedancia depende en parte de la fa-cilidad de éste para conducir la corriente, y es proporcio-nal a la resistividad o mala conductividad del medio. Si, además, el circuito eléctrico contiene condensadores (sis-temas de placas separadas por un medio aislante, donde se acumula una carga eléctrica que se libera cuando el siste-ma se satura), la impedancia también depende del núme-ro de condensadores que tenga que atravesar la corriente y de la facilidad de carga y descarga de éstos (capacidad). Al componente de la impedancia (Z) que se debe a la

Figura 1-4. A, espectrofotómetro de luz visible. B, botón

selector de longitud de onda del espectrofotómetro.

A

B



Conclusiones

Bibliografía

William RD. Exámenes urológicos de laboratorio. En: Tanagho EA, McAninch JW. Urología general de Smith, 10a ed. Edito-rial El Manual Moderno, 1993:51-63.

WoodLiff HJ, Herrmann RP. Hematología clínica, 1a ed. Edi-torial El Manual Moderno, 1981.

5. Investigar qué otros métodos se utilizan para cuanti-fi car el porcentaje y la distribución de grasa corporal.

6. Investigar el espectro completo de la luz (ultravioleta, visible e infrarroja).

7. Investigar los daños que genera la exposición a luz ultravioleta.

8. Investigar si la luz ultravioleta se utiliza para el trata-miento de algunas enfermedades.

Discusión

Figura 1-5. Báscula de bioimpedancia. Se utiliza para ob-

tener el porcentaje de grasa corporal.




• Luis Huacuja Ruiz


• Sergio Sánchez Enríquez

Agua y soluciones2

Práctica

Introducción

Agua

Las propiedades fi sicoquímicas del agua dependen de su carácter bipolar y de su capacidad para formar puentes de hidrógeno, lo que le confi ere propiedades únicas.

Soluciones homogéneas

Una solución es una mezcla con aspecto homogéneo, for-mada por uno o más solutos y un solvente; cualesquiera de ellos puede estar en alguno de los tres estados de la materia.

El soluto es la sustancia que se disuelve o dispersa por vía molecular en otra, y el solvente es el compuesto más abundante.

En una solución, el soluto y el solvente pueden en-contrarse como moléculas o como iones. Por ejemplo, cuando la sacarosa (azúcar común) se disuelve en agua, la molécula se incorpora por completo en la solución (no

disociada); por el contrario, cuando el cloruro de sodio (sal de mesa) se disuelve en agua, se disocia en iones so-dio y cloro. En cualquier caso, las moléculas o iones es-tán rodeadas por moléculas de agua (hidratadas), que las mantienen separadas entre sí, como se representa en la fi gura 2-1.

Las propiedades del soluto y el solvente, como la po-laridad y el carácter iónico, afectan la solubilidad.

Los factores que afectan la velocidad de disolución son:

1. Tamaño de la partícula.2. Cantidad de soluto.3. Agitación.4. Temperatura.5. pH.

A la relación entre las cantidades de soluto y solvente se le denomina concentración. Una solución puede ser no saturada, saturada o supersaturada, de acuerdo con la capacidad del solvente para solvatar al soluto.

H12 22 11C O

O H

H

O H

H

O H

H

O H

H

O H

H

O H

H

B

Na+

C1–

O H

H

O H

H

O H

H

O H

H

O H

H

O H

H

O H

H

O H

H

O H

H

A

Figura 2-1. Representación de la capacidad de solvatación del agua (hidratación). A, molécula de cloruro de sodio disociada

en iones sodio y cloro hidratados. B, hidratación de una molécula de carbohidratos.



40 g =

x

1 M 0.2 M

x = 8 g

Por tanto, se necesitan 8 g de NaOH para prepa-rar 1 litro de solución; sin embargo, el volumen que se desea obtener es de 300 ml, de modo que se aplica una segunda regla de tres para corregir el volumen:

8 g =

x

1 L 0.3 L

x = 2.4 g

Con esto se sabe la cantidad de gramos necesa-rios para preparar la solución solicitada.

Otra opción consiste en utilizar el análisis bidi-mensional modifi cado, utilizando la siguiente ecua-ción:

g = PM × M × V

g = gramos de soluto PM = peso molecular del soluto, en gramos M = molaridad V = volumen, en litros.

Al sustituir los valores conocidos, se obtiene:

g = 40 × 0.2 × 0.3

g = 8

Con esto se obtiene un resultado igual que con el procedimiento anterior.

Un caso diferente resulta si el soluto que se va a utilizar es líquido y, en especial, un ácido que nunca tiene 100% de pureza. Para esto, puede utilizarse cua-lesquiera de los procedimiento realizados, pero debe agregarse la fórmula de densidad para corregir de gramos a mililitros y una regla de tres adicional para corregir la pureza. Otra opción consiste en utilizar el análisis bidimensional, modifi cando la ecuación de la siguiente manera:

Existen varias formas de expresar la concentración de una solución; las de uso más frecuente son porcentual, molar y normal. A continuación se describe la forma de calcular cada una de ellas:

1. Porcentual (%). Representa la proporción del soluto que se encuentra en una solución utilizando la base 100 expresada en gramos o en mililitros. Existen cua-tro diferentes formas para referirse a la concentra-ción porcentual:

• Porcentaje en peso (% p�p). Cantidad de g de solu-to en 100 g de solución.

• Porcentaje en volumen (% v�v). Número de milili-tros de soluto en 100 ml de solución.

• Porcentaje en peso-volumen (% p�v). Cantidad de gramos de soluto en 100 ml de solución.

• Porcentaje en moles (% mol). Número de moles de soluto disueltos en 100 ml de solución.

En ciencias de la salud, las más utilizadas son las soluciones porcentuales p�v (p. ej., ¿cuántos gramos de NaCl se requieren para preparar 250 ml de solu-ción salina a 1%?).

La resolución de este problema es sencilla, si se parte de la base de que por cada 100 ml de solución se requiere 1 g de NaCl (1%), de acuerdo con el plan-teamiento de la siguiente regla de tres:

1 g =

x

100 ml 250 ml

x = 2.5 g

2. Molar (M). Cantidad de moles de soluto en un litro de solución.

M = Moles de soluto

Litro de solución

Mol se defi ne como el peso molecular de una sustancia expresado en gramos. En el ámbito expe-rimental, este número es igual a 6.022 × 1023 molé-culas (número de Avogadro). La masa molecular o peso molecular (PM) de una sustancia es la suma de los pesos atómicos de cada uno de sus componentes; por ejemplo, el PM del ácido sulfúrico (H2SO4) es de 98 g�mol, como se describe en el cuadro 2-1.

Para preparar soluciones molares se tiene que ha-cer el cálculo matemático, que es diferente si el soluto es un sólido o un líquido. En el primer caso, como cuando se usa NaOH o NaCl, la pureza es casi de 100% y no se tiene que convertir de gramos a mililitros con la fórmula de la densidad (ρ = m�v). Por tanto, para saber, por ejemplo, cuántos gramos de NaOH se requieren para preparar 300 ml de una solu ción de esta sustancia a 0.2 M, si el peso molecular del NaOH es 40 g, se utiliza, en primer lugar, una regla de tres, para corregir la molaridad (de 1 M a 0.2 M):

Cuadro 2-1. Procedimiento

para calcular el peso molecular.

Átomo

Peso

atómico

(PA)

Número de

átomos en la

molécula (NAM) PA × NAM

Hidrógeno (H) 1 2 2

Azufre (S) 32 1 32

Oxígeno (O) 16 4 64

Peso molecu-

lar (PM)

98


Práctica 2. Agua y soluciones 17

PM × M × Vml =

ρ × Proporción de pureza

Por ejemplo, si se quiere saber cuántos mililitros de la solución stock de H3PO4, con densidad de 1.71 g�ml y pureza del 85%, hay que extraer para preparar 400 ml de solución de H3PO4 al 0.3 M, se sigue este procedimiento:

ml = 98 × 0.3 × 0.4

1.71 × 0.85

ml = 8.11

Nota: cuando se prepara una solución de ácido, nunca se debe poner primero el ácido y luego el agua, porque se produce una reacción exotérmica que pue-de proyectar el ácido y quemar. Vale la pena recordar el aforismo “Nunca le des de beber a un ácido”.

Para preparar de manera correcta esta solución se coloca primero un poco de agua, después se depo-sita el ácido, que debe descender por las paredes del matraz, y luego se vierte agua, una vez más, hasta alcanzar el volumen deseado.

3. Normal (N). Cantidad de equivalentes químicos de soluto en un litro de solución:

N = Equivalente químico del soluto

Litro de solución

El equivalente químico (eq) se defi ne como la capacidad de reacción de un átomo, ion o molécula. Por ejemplo, al colocar H2SO4 en solución acuosa, la molécula se disocia en dos hidrogeniones (H+) y un ion sulfato (SO4

2−) como se muestra en la siguiente reacción:

H2SO4 g H+ + H+ + SO42−

En este ejemplo, el equivalente químico en gra-mos se obtiene al dividir el peso molecular del áci-do entre el número de hidrogeniones sustituibles (2), como se muestra en la siguiente ecuación:

PM (98 g ∙ mol)Eq gramo =

Hidrogeniones sustituibles (2)

Eq gramo = 49 g de H2SO4

Debido a que el H2SO4 se encuentra en estado líquido, es necesario convertir los gramos del mismo a unidades de volumen (ml). Para este fi n se usa la fórmula de la densidad:

ρ = m

vρ = densidad

m = masa en gramos

que se despeja de la siguiente manera:

v = mρ

Al sustituir por sus valores, se debe considerar que la densidad del H2SO4 es de 1.88 g�ml.

49 gV =

1.88 g�ml

Volumen = 26.06 ml

Este volumen sería el correcto si el ácido estu-viera a 100% de pureza, pero como se encuentra a 98%, se debe hacer la corrección utilizando una regla de tres:

26.06 ml=

x

98% 100%

x = 26.6 ml

Este volumen sería adecuado para preparar una solución a 1 N; si se solicitara una a 0.1 N, habría que corregir con una regla de tres, de la siguiente manera:

26.6 ml=

x

1N 0.1 N

x = 2.66 ml

Estos 2.66 ml serían correctos si se necesita un litro; sin embargo, si se solicitan 500 ml, habría que realizar una última regla de tres:

2.66 ml=

x

1 L 0.5 L

x = 1.33 ml

Otra opción consiste en realizar un análisis bi-dimensional modifi cado, que integre todas estas va-riables en una sola ecuación. Si se continúa con el mismo caso (preparar 0.5 l de una solución de H2SO4

a 0.1 N, para una pureza de 98%, con densidad de 1.88 g�ml, y considerando el equivalente químico de H2SO4 = 49 g), se utiliza la siguiente ecuación:

Eq × N × Vv =

ρ × Proporción de pureza

donde V es el volumen en litros. Al sustituir las varia-bles por su valor, se obtiene:

v = 49 g × 0.1 N × 0.5 L

1.88 g�ml × 0.98

v = 1.33 ml

Como puede observarse, se obtiene el mismo resultado con cualquiera de los dos procedimientos. Por ello, el estudiante tiene la libertad de utilizar el que más domine.



traer del stock para preparar la nueva solución, más di-luida?

Al sustituir las variables de la ecuación anterior con sus valores, se tiene:

V1 = 0.5 L × 0.5 N

2 N

V1 = 0.125 L = 125 ml

Por tanto, se deben medir 125 ml de la solución 2 N de H2SO4, depositarla en un matraz volumétrico de 500 ml y completar en volumen a la marca de aforo.

Objetivo general

Realizar cálculos para la preparación de soluciones por-centuales, molares y normales. Realizar una curva de una solución de fenolftaleína utilizando el espectrofo-tómetro.

Materiales y equipo

• Matraz aforado de 100 ml

• Tubos de ensayo de 13 × 100

• Gradilla para tubos

• Pipetas serológicas de 1, 5 y 10 ml

• Probeta de 100 ml

• Vasos de precipitado de 250 ml


Soluciones y reactivos

• Agua destilada

• Solución de fenolftaleína a 0.5%

• Solución de etanol a 50%

Desarrollo experimental

Experimento 1

Manejo de concentraciones

por espectrofotometría

Fundamento

La fenolftaleína con PM de 318.33, en solución alcohóli-ca a 50% y pH de 11.5, se ioniza y produce color violeta (véase la fi gura 2-2).

Procedimiento

A partir de una solución almacenada (A) de fenolftaleína a 0.5%, hacer las siguientes diluciones:

1. Tomar una alícuota de 1 ml y aforar a 100 ml, con la solución de alcohol a 50% y pH de 11.5 (B), etiquetar seis tubos de ensayo de 13 × 100 (cuadro 2-2).

2. Leer el espectrofotómetro a una longitud de onda de 530 nm, ajustando a cero con el blanco. Al grafi car

Propiedades de las soluciones

Las propiedades físicas de las soluciones se dividen en tres categorías: constitutivas, aditivas y coligativas.

Propiedades constitutivas. Son las que dependen de manera exclusiva de la naturaleza de las moléculas que la forman. Son propiedades constitutivas los caracteres áci-do, básico, oxidante, reductor, radiactivo, dulce, insípido, colorido, etcétera.

Propiedades aditivas. Son las que dependen de la suma de las propiedades correspondientes a los constitu-yentes de la solución. La única propiedad rigurosamente aditiva es el peso molecular.

Propiedades coligativas. Son las que dependen del nú-mero de moléculas por unidad de volumen (la concentra-ción del soluto). Algunos ejemplos son: punto de fusión, punto de ebullición, presión de vapor, presión osmótica y presión oncótica. Estas propiedades tienen un papel rele-vante en las soluciones biológicas.

Diluciones

En el laboratorio, a menudo es necesario preparar solu-ciones de trabajo diluidas a partir de reactivos u otras concentradas. A una misma cantidad de soluto y diferen-tes cantidades de solvente, la concentración de la solución es diferente.

Cuando la concentración se expresa sobre una escala volumétrica, la cantidad de soluto presente en un volu-men de solución es igual al producto de la concentración por el volumen:

Cantidad de soluto = Volumen × Concentración

Al diluir una solución, aumenta el volumen y se re-duce la concentración, si se tiene la misma cantidad de soluto. La relación que existe cuando se preparan dos so-luciones con diferente concentración, utilizando la misma cantidad de soluto, es:

V1 × C1 = V2 × C2

V1 = volumen inicialV2 = volumen fi nalC1 = concentración inicialC2 = concentración fi nal

Si se conocen tres valores entre la solución conoci-da y la que se desea preparar se puede calcular el cuarto parámetro, respetando las mismas unidades para el volu-men (ml, L, etc.) y para la concentración (molar, normal).

Al sustituir en la ecuación anterior, se tiene:

V1 = V2 × C2

C1

Por ejemplo, si se desea preparar 500 ml de una so-lución de H2SO4 a 0.5 N, a partir de una solución stock que se encuentra a 2 N, ¿qué volumen se necesita ex-


Práctica 2. Agua y soluciones 19

a) Peso molecular (PM) del ácido fosfórico: 98 g�mol.b) Pureza de 85%.c) Densidad de 1.71 g�cm3.

Describir los cálculos hechos para conocer el volu-men del ácido fosfórico concentrado que se utilizó para preparar 500 ml de esa solución.

3. Preparar 500 ml de una solución de NaOH a 0.1 M, con peso molecular de 40. Describir los cálculos para saber cuántos gramos se deben tener de NaOH.

4. Preparar dos soluciones: una de HCl y otra de NaOH a 0.01 N. Se necesitan 1 000 ml de cada una. El PM del HCl es de 36.5 y su densidad a 20°C es de 1.060 g�ml. El PM del NaOH es de 40. Describir los cálcu-los para conocer las cantidades de solutos (HCl y NaOH) que hay que utilizar.

5. Investigar en el libro de texto de qué manera se pue-de convertir una solución porcentual a solución os-molar.

los valores de densidad óptica (DO), se obtiene una línea recta, lo que indica que la DO es directamente proporcional a la concentración (DO ∝ C).

3. Grafi car los valores obtenidos en la práctica (DO versus concentraciones) en papel milimétrico (cua-dro 2-3).


Realizar los cálculos para la preparación de las siguientes soluciones:

1. Preparar 250 ml de una solución de cloruro de sodio a 0.9% (p�v). Describir los cálculos para conocer la cantidad de cloruro de sodio que debe pesarse, para aforarla al volumen deseado.

2. Preparar 500 ml de una solución de ácido fosfórico (H3PO4) a 0.1 M, tomando como base los siguientes datos:

OH OH OH

C

C

O

O

C

O

C OH

O

OH

C

O

C O

O

-

H O2+ H O+

3

IForma

seudo o normal(incolora)

IIForma

ionogénica(roja)

IIIIon

(rojo)

Figura 2-2. Fórmula. Reacciones químicas de la fenolftaleína.

Cuadro 2-2. Diluciones de fenolftaleína

y su concentración.

Núm.

de tubo Fenolftaleína

Etanol a 50%,

pH 11.5 (ml)

Concentración

(mg/tubo)

1 0.5 4.5 2.5

2 1 4.0 5

3 1.5 3.5 7.5

4 2 3 10

5 2.5 2.5 12.5

6 3 2 blanco

Cuadro 2-3. DO esperada para una concentración

determinada de fenolftaleína.

Núm. de

tubo

DO (530 nm)Concentración

(mg)Esperado Experimental

1 0.160 2.5

2 0.296 5

3 0.377 7.5

4 0.527 10

5 0.655 12.5

6 0.0 Blanco



6. Investigar la composición en miliequivalentes de la solución salina a 0.9%, glucosada a 5%, Hartman, Ringer, solución mixta (NaCl�glucosa) y registrarla en un cuadro.

7. Calcular la osmolaridad de las anteriores soluciones.

Discusión

Conclusiones

Preparación de reactivos

1. Solución de etanol a 50%: Mezclar partes iguales de alcohol y agua destilada, tomando en cuenta la pureza del alcohol. Ajustar a pH de 11.5 con tres gotas de NaOH a 40%.

2. Solución de fenolftaleína a 0.5%: En un matraz volumétrico de 100 ml, colocar 0.5 g de fenolftaleína, mezclar y aforar con alcohol a 50%.

Bibliografía

Bigelow P. How to make standard solutions for Chemistry. http:��www.scn.org [Revisado 16�09�2013].

Chang R. Química, 7a ed. McGraw-Hill, 2003.Kotz JC, Treichel PM. Química y reactividad química, 5a ed.

Editorial Thomson, 2003.


• Sonia Uribe Luna

• Patricia Heredia Chávez


• Pedro Garzón de la Mora

pH y amortiguadores3

Práctica

Introducción

Agua

La molécula de agua tiene una capacidad limitada para disociarse en un ion hidrógeno (H+), al que también se le llama protón, y un ion hidroxilo (OH−).

H2O (l) H+ + OH−

Agua Protón Ion hidroxilo

En solución acuosa, un protón se combina de inme-diato con una molécula de agua para formar el ion hidro-nio o hidrogenión (H3O+).

H+ + H2O (l) H3O+

Protón Agua Hidronio

Sin embargo, por convención, en las reacciones de ionización del agua se utiliza la representación del protón en lugar del ion hidronio.

Las concentraciones de protones y iones hidroxilo, en agua pura, son de 10−7 M para cada uno, como muestra la siguiente expresión:

[H+] = [OH−] = 10−7 M

Las concentraciones de ambos iones exponen una re-lación recíproca: cuando H+ aumenta, OH− disminuye, y viceversa. El producto de sus concentraciones es una constante conocida como producto iónico del agua (Kw), que tiene un valor de 1 × 10−14 M.

Kw = [H+] × [OH−] = 1 × 10−14 M

Con el fi n de facilitar los cálculos para determinar H+, además de su interpretación, en 1909 el químico da-nés Sørensen defi nió el potencial hidrógeno (pH) como

el logaritmo negativo de la concentración de iones hi-drógeno.

pH = –log10 [H+]

Más adelante, en 1923 Johannes Brønsted y Thomas Lowry propusieron, en forma independiente, los concep-tos de ácido, como la capacidad de las sustancias para ceder protones en una solución acuosa, y de base, como la de aceptar protones. En la práctica, las disoluciones acuosas se clasifi can en ácidas, si presentan un pH menor a 7.0; básicas, si el pH es mayor a 7.0, y neutras, si el pH es igual a 7.0.

Por otra parte, no todos los ácidos se disocian con la misma facilidad. A los que lo hacen por completo en una solución acuosa, se les considera ácidos fuertes; los que se disocian en parte, son ácidos débiles. Algunos ácidos o bases débiles tienen importancia biológica porque evitan cambios bruscos de pH cuando se les agrega pequeñas cantidades de ácidos o bases. A esta propiedad se le de-nomina capacidad amortiguadora. El fi n de los amorti-guadores es mantener el pH estable en un intervalo muy estrecho (p. ej., en la sangre va de 7.35 a 7.45).

El pK es el pH necesario para que un ácido esté 50% no disociado y 50% disociado (es decir, la razón o propor-ción de ácido disociado y no disociado es 1). Cuando la solución presenta un pH cercano a su pK (± 1.0) posee su mayor capacidad amortiguadora.

Los ácidos o las bases producidas por el catabolis-mo de carbohidratos, lípidos y aminoácidos dan lugar a una gran cantidad de compuestos con potencial para modifi car el pH fi siológico. Sin embargo, existen sistemas amortiguadores que evitan cambios bruscos del pH. Un ejemplo es el sistema bicarbonato�ácido carbónico, que mantiene el pH de los líquidos intercelulares en valores cercanos a 7.4. En éste, la combustión completa de carbo-hidratos y lípidos genera bióxido de carbono y agua, que



se combinan para producir ácido carbónico en el nivel tisular. El ácido carbónico en solución acuosa se disocia para formar su base conjugada (el bicarbonato), lo que genera un sistema amortiguador (fi gura 3-1).

Si aumenta la concentración de protones en el me-dio, debido a cualquier proceso químico, el equilibrio se desplaza a la izquierda y el exceso de CO2 producido se elimina a través de los pulmones. Por el contrario, si disminuye la concentración de protones, el equilibrio se desplaza a la derecha.

Las proteínas (en forma específi ca, las enzimas) son sensibles a los cambios bruscos de pH. Por tanto, el pH sanguíneo debe conservarse en un intervalo de 7.35 a 7.45, con el fi n de mantener la homeostasis.

Además de los sistemas amortiguadores de pH, el sistema nervioso (centro respiratorio), el aparato respi-ratorio y los riñones contribuyen a mantener en nuestros órganos y tejidos el pH en los rangos apropiados.

Objetivo general

• Analizar las propiedades de soluciones ácidas y bá-sicas.


• Medir el pH de diferentes sustancias.• Evaluar la capacidad amortiguadora de líquidos bio-

lógicos.• Determinar los valores de pK de un ácido poliprótico.

Materiales y equipo

• Materiales y equipo

• Bureta

• Matraz Erlenmeyer de 250 ml


• Pipetas de 1, 5 y 10 ml

• Vasos de precipitado de 100 y 250 ml

• Tubos de ensayo 13 × 100

• Soporte universal

• Pinzas en mariposa para bureta

• Gradilla

• Potenciómetro

• Tiras reactivas para pH

• Agitador magnético

• Pipetores


Soluciones Muestras*

H3PO4 a 0.1 M

NaOH a 0.1 M

NaOH a 0.01 N

HCl a 0.01 N (3.8%)

NaHCO3 con pH 7.4

Reactivo de Yamada

Solución amortiguadora

de referencia a pH 4.0

Solución amortiguadora

de referencia a pH 7.0

Saliva

Orina

Sudor

Leche

Refresco oscuro

Refresco claro

Jugo de naranja

Yogurt

Agua

* El alumno debe proporcionar las muestras.


Experimento 1

Medición del pH con tiras reactivas

Una forma rápida de medir el pH consiste en utilizar tiras reactivas diseñadas para ese fi n.

Fundamento

Las tiras reactivas contienen diferentes compuestos, a los que se les denomina indicadores de pH, que cambian de color de acuerdo con el pH en que se encuentran. A estas mediciones se les considera semicuantitativas, porque no indican el valor exacto del pH. La coloración que presen-ta la tira se compara con la gama de colores de referencia incluida en el recipiente de las tiras.

Procedimiento

1. Sumergir la tira reactiva en el líquido problema y mantenerla por 10 segundos.

2. Retirar la tira y quitar el exceso de líquido.3. Comparar los cambios de color obtenidos con la

gama de colores existentes en el contenedor de las tiras.

4. Registrar los valores de pH obtenidos de las solucio-nes incluidas en el cuadro 3-1.

CO2 + H2O H2CO3 HCO3− + H+

Bióxido Agua AC

Ácido Bicarbonato Protónde carbono carbónico

AC = anhidrasa carbónica

pKa = 6.1

Figura 3-1. Reacción de disociación del ácido carbónico. A la izquierda del ácido carbónico se muestra la disociación media-

da por la anhidrasa carbónica y a la derecha la disociación espontánea (sin enzima).


Práctica 3. pH y amortiguadores 23

Procedimiento

a) Preparar una serie de tubos numerados de acuer-do con el cuadro 3-3. Realizar las diluciones del hi-dróxido de aluminio y magnesio (Melox) y el subsa-licilato de bismuto (Peptobismol). El volumen total debe ser 2.5 ml; de ellos, 0.5 ml corresponden a Melox o Peptobismol, mezclados con 2 ml de agua destilada.

b) Agregar la base (NaOH) a la dilución de los tubos nones y el ácido (HCl) a la de los tubos pares.

c) Mezclar bien.d) Medir el pH de cada solución, empleando tiras reac-

tivas.

Experimento 4

Curva de titulación

del ácido fosfórico (H3PO4)

Fundamento

El ácido fosfórico, H3PO4, es un ácido poliprótico (tiene tres protones, que pueden disociarse). Mediante titula-ción, es posible determinar los tres valores de pKa de este compuesto.

Para titular un ácido débil se agregan cantidades pe-queñas de una base fuerte que permite desplazar el equi-librio hacia la formación de su base conjugada. Después de cada adición de la base, se determina el pH, mediante

Experimento 2

Sistemas amortiguadores

Fundamento

El objetivo de este experimento es comparar diferentes líquidos que contienen amortiguadores y ver cuál es más efi caz para evitar cambios importantes de pH ante la ex-posición a un ácido o una base. Se tiene un control que no es amortiguador (agua).

Desarrollo

a) Preparar una serie de tubos numerados de acuerdo con el cuadro 3-2.

b) Medir el pH de cada solución, empleando tiras reac-tivas.

c) Registrar el pH fi nal.d) Analizar los cambios observados.

Experimento 3

Capacidad antiácida del hidróxido de

aluminio y magnesio

y del subsalicilato de bismuto

Fundamento

El propósito de este experimento es observar el compor-tamiento de dos fármacos utilizados como antiácidos, cuando se exponen a soluciones básicas y ácidas. Como control, se tiene agua destilada.

Cuadro 3-1. Resultados de la medición

de pH de distintas soluciones.

Solución pH obtenido

Saliva

Orina

Sudor

Leche

Refresco oscuro

Refresco claro

Jugo

Yogurt

Solución de jabón

Solución de sosa cáustica

Agua

Cuadro 3-2. Resultados obtenidos para el pH

de diferentes soluciones, antes y después de la

exposición a un ácido y a una base.

Tubos

Muestra

(2.5 ml)

pH

inicial

NaOH

0.01N

HCl

0.01N

pH

fi nal

1 Orina 0.5 ml —

2 Orina — 0.5 ml

3 Suero 0.5 ml —

4 Suero — 0.5 ml

5 NaHCO3 a

0.1 N y pH

7.0

0.5 ml —

6 NaHCO3 a

0.1 N y pH

7.0

— 0.5 ml

7 Agua

destilada

0.5 ml —

8 Agua

destilada

— 0.5 ml



potenciometría, y su valor se registra en una gráfi ca para determinar el comportamiento del ácido débil. De la mis-ma forma, se puede titular una base débil empleando un ácido fuerte.

En el proceso de titulación se modifi ca el pH (en este caso, de valores ácidos a otros cada vez más básicos). Esto se puede determinar a partir de cambios de color, si se agrega a la reacción una mezcla de indicadores de pH, como el reactivo de Yamada.

Potenciómetro

Se trata de un aparato que mide el pH y que funciona por medio de electrodos. El electrodo es un dispositivo que contiene una solución amortiguadora; al ponerse en con-tacto con la solución problema, mide la concentración de los hidrogeniones.

El uso del potenciómetro depende del modelo. Sin embargo, en forma general se deben tener los siguientes cuidados:

• Antes de medir el pH, debe mezclarse la solución que se desea analizar empleando el agitador magnético. Se recomienda evitar el uso de varillas de vidrio como agitadores, porque se corre el riesgo de romper los electrodos, que son frágiles.

• Los electrodos deben enjuagarse con agua destilada antes y después de utilizarse, y no se deben tocar con la mano.

• Antes de utilizar el potenciómetro, debe calibrarse con una solución de referencia (pH 4, pH 7 o pH 10).

• Los electrodos deben mantenerse en agua destilada cuando no estén en uso, evitando que se sequen. Si esto ocurre, deben sumergirse en agua y calibrarse varias veces antes de hacer las mediciones.

En la fi gura 3-2 se muestra una fotografía de un modelo de potenciómetro portátil, junto con sus adi-tamentos.

Procedimiento

1. En un vaso de precipitado de 250 ml, depositar 25 ml de una solución de H3PO4 a 0.1 M.

2. Agregar 4 gotas del reactivo de Yamada (mezcla de indicadores de pH).

3. Medir el pH con un potenciómetro. El potencióme-tro debe calibrarse de antemano con amortiguadores de referencia, a pH 4.0 y pH 7.0.

4. Preparar una bureta con 50 ml de una solución de NaOH a 0.1 M.

5. Agregar al H3PO4 alícuotas de 3.0 ml de NaOH a 0.1 M. Mezclar con el agitador magnético y medir el pH después de cada adición, hasta completar 75 ml de la base NaOH.

6. Grafi car en papel milimétrico el volumen de NaOH gastado contra el pH.

7. Determinar los valores de pKa1, pKa2 y pKa3 para el H3PO4.


1. Investigar la composición promedio de las siguientes soluciones y cuál de esos compuestos contribuye más al pH de la solución.

Figura 3-2. Potenciómetro portátil con electrodo de vidrio.

Cuadro 3-3. Resultados obtenidos para el pH

de hidróxido de aluminio y magnesio (Melox),

subsalicilato de bismuto (Peptobismol) y agua,

antes y después de exponerlos a una base y a un ácido.

Tubos

Muestra

(2.5 ml)

pH

inicial

NaOH

a 0.01

N

HCl a

0.01

N

pH

fi nal

1 Hidróxido

de aluminio

y magnesio

(1:5)

0.5 ml —

2 Hidróxido

de aluminio

y magnesio

(1:5)

— 0.5 ml

3 Subsalici-

lato de

bismuto (1:5)

0.5 ml —

4 Subsalici-

lato de

bismuto (1:5)

— 0.5 ml

5 Agua

destilada

0.5 ml —

6 Agua

destilada

— 0.5 ml



9. Investigar la utilidad práctica de los siguientes com-puestos y marcarlos en el siguiente cuadro:

Antiácido Amortiguador

Efecto

sistémico

Bicarbonato

de sodio

Hidróxido

de mag-

nesio

Hidróxido

de aluminio

Subsalici-

lato de

bismuto

10. Explicar la diferencia entre un sistema amortiguador y el de una sustancia con propiedad antiácida.

Discusión

Conclusiones

Solución Compuesto

Saliva

Orina

Sudor

Leche

Refresco oscuro

Refresco claro

Jugo

Yogurt

Solución de jabón

Agua

2. ¿Qué pH tiene la mayor parte de las sustancias estu-diadas en este experimento?

3. De acuerdo con los resultados obtenidos en el experi-mento 2, investigar qué sistema o sistemas de amorti-guadores se encuentran en cada una de las soluciones utilizadas.

Muestra

Descripción del sistema

amortiguador

Orina

Suero

NaHCO3 a 0.1 N y pH 7.0

Agua destilada

4. ¿Cuál de estos amortiguadores es el mejor?5. ¿Cuál de los antiácidos utilizados en el experimento

3 es mejor?6. ¿Cuál de los pKa del ácido fosfórico es mejor amor-

tiguador a pH fi siológico?7. Investigar cuáles enfermedades tienen relación con

el pH8. Completar la información del siguiente cuadro:

Indicadores del

reactivo de Yamada

ColorIntervalos de pH

Azul de timol

Rojo de metilo

Azul de bromotimol

Fenolftaleína



Bibliografía

Garzón de la Mora P. Manual de prácticas de bioquímica. Pro-yecto IV de pH y Buffers, 2002:85-93.

McKee T. Bioquímica, 3a ed. Cap 3. El agua: el medio de la vida. McGraw-Hill, 2003:65-91.

Roskoski R Jr. Bioquímica. Cap 3. Aminoácidos y proteínas. McGraw-Hill, 1998:65-91.

http:��www.uclm.es. Equilibrio ácido-base. [Revisado el 16 de septiembre de 2013.]


H3PO4 0.1 M NaOH 0.1 MHCl 0.01 NNaOH 0.01 NSolución NaHCO3 a 0.1N: ajustar el pH a 7.0

Reactivo de Yamada:

Azul de timol 5.0 mgRojo de metilo 12.5 mgAzul de bromotimol 50.0 mgFenolftaleína 100.0 mgDisolver en 200 ml de alcohol etílico a 50%


• Carmen Magdalena Gurrola Díaz



Aminoácidos y proteínas4

Práctica

Introducción

Las proteínas constituyen el grupo de compuestos más abundante en los seres vivos; en algunos casos represen-tan hasta 50% del peso total seco. Esta abundancia se debe a que desempeñan diversas funciones:

1. Catálisis, en el caso de las enzimas.2. Transporte, en el de la hemoglobina.3. Almacenamiento, como sucede con la ferritina.4. Movimiento (p. ej., actina y miosina).5. Soporte mecánico (colágeno).6. Protección inmunológica, a través de los anticuer-

pos.7. Regulación de procesos biológicos y comunicación

celular, como algunas hormonas y sus receptores.

Las proteínas son macromoléculas de elevado peso molecular, porque su estructura consta de cadenas de aminoácidos unidos por enlaces peptídicos entre el gru-po alfa carboxilo de un aminoácido y el grupo alfa amino de otro.

Aunque en la naturaleza existen más de 300 amino-ácidos, las proteínas sólo utilizan 20, de diferente tamaño, forma, carga, capacidad de formar puentes de hidrógeno o enlaces disulfuro y reactividad química.

Los aminoácidos tienen la capacidad de formar dos tipos de isómeros, D y L, que indican si el grupo amino se encuentra a la derecha o a la izquierda del carbono quiral. En las proteínas, sólo se encuentran los isómeros L-alfa.

Las cuantiosas combinaciones que se pueden lograr con los 20 aminoácidos en las cadenas polipeptídicas, otorgan gran diversidad a las funciones proteínicas.

La presencia de grupos químicos ionizados en los aminoácidos permite que las proteínas presenten carac-terísticas fi sicoquímicas específi cas en el microambiente biológico; de allí la importancia de su estudio.

A varios aminoácidos se les denomina esenciales, porque el organismo carece de la capacidad de sinteti-zarlos y, por tanto, es necesario ingerirlos en la dieta. Los aminoácidos no esenciales son los que el cuerpo humano sí puede sintetizar.

El catabolismo defi ciente de los aminoácidos lleva a su acumulación en el plasma y su excreción excesiva en la orina; a esto se le conoce como aminoaciduria. En el adul-to normal, la excreción urinaria de aminoácidos es cons-tante; en un periodo de 24 horas se excreta un promedio de 200 mg de nitrógeno alfa aminado. Existen diversos trastornos en que aumenta la cantidad de aminoácidos en la orina.

Métodos de separación

de aminoácidos y proteínas

Los métodos de cromatografía en capa fi na y de electrofo-resis son adecuados para determinar la cantidad absoluta y relativa de los diferentes aminoácidos en una muestra (análisis cualitativo); sin embargo, para los análisis cuan-titativos es necesaria la cromatografía de líquidos de alta presión (HPLC).

• Electroforesis. Se trata de un proceso en que algunas biomoléculas con carga (como proteínas, polinucleó-tidos, biopolímeros) se separan a partir de su distinta velocidad de migración en un campo eléctrico. Por lo general, los aminoácidos no se presentan en forma aislada; de modo que es necesario separarlos antes de poder cuantifi carlos. Entre las técnicas de sepa-ración, se mencionan a continuación las de uso más frecuente en el laboratorio.

• Cromatografía en capa fi na. Se fundamenta en la se-paración de las moléculas adsorbidas en una placa (fase estacionaria), con una capa muy delgada de



gel de sílice; se coloca en posición vertical en una cá-mara con un sistema de solventes (fase móvil), que ascienden debido al fenómeno de capilaridad. La se-paración se realiza con base en la polaridad de las moléculas.

• Analizador automático de aminoácidos (HPLC). Exis-ten dos técnicas para la determinación de aminoáci-dos mediante cromatografía líquida: en columnas de intercambio iónico y de alta resolución en columnas de fase reversa: ∘ Cromatografía líquida en columnas de intercambio

iónico. La cromatografía iónica está relacionada con los métodos modernos y efi caces para la de-terminación de iones, que se basan en el uso de resinas de intercambio iónico. Se hacen pasar los aminoácidos a través de una columna de resina con grupos catiónicos o aniónicos; dependiendo de la carga de los aminoácidos, éstos se unen a la colum-na y, más adelante, mediante un cambio gradual en el pH del solvente, se eluye cada aminoácido a un pH distinto (de acuerdo con el punto isoeléctrico del aminoácido).

∘ Cromatografía líquida de alta resolución en colum-nas de fase reversa. Este método consiste en aplicar aminoácidos disueltos en una fase acuosa acidifi -cada (fase móvil) a una columna de sílice unida a una cadena hidrocarbonada (fase estacionaria). La selectividad se basa en las interacciones específi cas entre el soluto y la fase móvil, que puede ser de tipo polar, de formación de puentes de hidrógeno o mediante equilibrios secundarios provocados al variar la composición de la fase móvil (ácido-base, formación de complejos o pares iónicos, adición de complejos metal-ligando o reactivos quirales para separar los isómeros ópticos, etcétera).

Objetivo general

Seleccionar pruebas de laboratorio que permitan el estu-dio de las propiedades fi sicoquímicas de aminoácidos y proteínas, además de su identifi cación.

Objetivo específi co

Utilizar técnicas analíticas que permitan la identifi cación de aminoácidos en general, aminoácidos específi cos y proteínas, en cualquier espécimen biológico.

Material

Biológico: Químicos:

• Solución de albúmina de

huevo (clara de huevo di-

luida 1:50)

• Solución de glicina a 1%

• Solución de ninhidrina a

0.2%

• Agua destilada


Experimento 1

Prueba de la ninhidrina

Fundamento

La ninhidrina reacciona de manera específi ca con el gru-po alfa amino de los aminoácidos, sean libres o estén uni-dos mediante enlaces peptídicos.

La ninhidrina a pH de 4 a 8 es un oxidante muy fuerte y siempre reacciona con los grupos alfa amino, liberando amonio; éste se condensa con la ninhidrina reducida y con otra molécula de ninhidrina, formando un compues-to coloreado que va del azul violeta al púrpura. En la fi gura 4-1 se muestra la reacción química de la ninhidrina con los aminoácidos.

Reacción:

Figura 4-1.

Procedimiento

1. Numerar tres tubos de ensayo de acuerdo con el cua-dro 4-1.

2. En el tubo 1, colocar 1 ml de agua (blanco).3. En el tubo 2, colocar 1 ml de solución de glicina (o

cualquier otro aminoácido) a 1%.4. En el tubo 3, colocar 1 ml de solución de albúmina

de huevo.

Figura 4-1. Reacción de la ninhidrina. La ninhidrina reac-

ciona con los grupos alfa amino de los aminoácidos.

Aminoácidos + Biuret Color violeta

O

C

N

H

R

C

H

H

N

C

R

C

O

H

Cu+

O

C

N

Cu

N

C

N

C

N

C

O

O

O

Cuadro 4-1. Organización de los tubos de reacción

y su contenido.

Tubo

Agua

destilada

Glicina

1%

Albúmina

de huevo

Reactivo

(ninhidrina

a 0.2%)

1

Blanco1 ml — — 10 gotas

2

Patrón— 1 ml — 10 gotas

3

Problema— — 1 ml 10 gotas


Práctica 4. Aminoácidos y proteínas 31

Material

Biológico: Químicos:

• Solución de albúmina de

huevo (clara de huevo di-

luida 1:50)

• Solución de fenilalanina

a 1%

• Reactivo de Biuret

• Agua destilada

Procedimiento

1. Enumerar tres tubos de ensayo, de acuerdo con el cuadro 4-2.

2. En el tubo 1, colocar 2 ml de agua destilada (blanco).3. En el tubo 2, colocar 2 ml de solución de fenilalanina

(u otro aminoácido) a 1%.4. En el tubo 3, colocar 2 ml de albúmina de huevo

a 1%.5. Añadir a cada tubo 2 ml del reactivo de Biuret.6. Mezclar y observar.

Resultados esperados

El tubo que contiene la proteína albúmina es el único que debe presentar coloración violeta, porque contiene enla-ces peptídicos.

Resultados obtenidos

5. Agregar a cada tubo 10 gotas de solución de ninhi-drina a 0.2%.

6. Mezclar y colocar en baño María durante 5 minutos.

Resultados esperados

Los tubos 2 y 3 deben presentar el color azul violeta que revela la presencia de aminoácidos.

Resultados obtenidos

Experimento 2

Prueba de Biuret

Existen varias pruebas para la cuantifi cación de proteínas en muestras biológicas. La elección del método depende de varios factores; uno de ellos es la cantidad de proteínas en la muestra. Por ejemplo, si la cantidad se encuentra en el or-den de los microgramos, es recomendable utilizar la prue-ba de Lowry. Por el contrario, en muestras en que la can-tidad es mayor; la prueba de elección es la de Biuret.

Fundamento

La prueba de Biuret sirve para investigar la presencia de enlaces peptídicos, que representan uniones específi -cas entre los aminoácidos. Se basa en la formación de sales complejas de color violeta cuando se añade sulfato cúprico en solución alcalina. El complejo está formado por enlaces de coordinación, en que los pares electrónicos proceden de los grupos amino de los aminoácidos de la cadena polipeptídica (fi gura 4-2).

Reacción

Figura 4-2.

Figura 4-2. Reacción de Biuret. El reactivo de Biuret detec-

ta la presencia de enlaces peptídicos.

OH

C

NHO

OH

OH+

2

R COOH

CR H+CO 2

O

O

O

OH

HNH3+

2H O2 O

O

N=

O

O-

Ninhidrina + alfa aminoácido Complejo coloreado + aldehído


y su contenido.

Tubo

Agua

destilada

Fenilala-

nina a 1%

Albúmina

de huevo

a 1%

Reactivo

(Biuret)

1

Blanco2 ml — — 2 ml

2

Patrón— 2 ml — 2 ml

3

Problema— — 2 ml 2 ml



Cálculos

Proteínas totales (g�100 ml) =

Absorbancia del problema

× [patrón]* Absorbancia del

patrón

*[ ] = Concentración

Determinación de albúmina

1. Disponer de tres tubos: blanco, patrón y problema, de acuerdo con el cuadro 4-5.

2. Mezclar y dejar que repose durante 15 minutos, a temperatura ambiente.

3. Medir la absorbancia del patrón y de la muestra a 630 nm.

4. Ajustar a cero de absorbancia con el blanco.5. Registrar los resultados de absorbancia y concentra-

ción de albúmina en el cuadro 4-6.

Cálculos

Albúmina (g�100 ml) =


× [patrón] Absorbancia del

patrón

Experimento 3

Determinación de las proteínas

totales del suero y la relación entre

albúmina y globulina (A:G)

Fundamento

La prueba de Biuret permite determinar las proteínas to-tales del suero.

La albúmina reacciona de manera específi ca con el colorante verde de bromocresol, por el método llama-do “error proteínico de los indicadores”, formando una coloración verde proporcional a la concentración de la fracción de albúmina, que puede medirse con un espec-trofotómetro. Las globulinas se calculan a partir de la diferencia entre la cantidad de las proteínas totales y la fracción de albúmina.

Materiales

Biológicos: Químicos:

• Suero o plasma del

voluntario

• Suero humano, control

multiparamétrico (labtrol,

ortho, etc.)

• Solución de verde de

bromocresol

• Reactivo de Biuret

• Agua destilada

Procedimientos

Determinación de proteínas totales

1. Disponer de tres tubos: blanco, patrón y problema, de acuerdo con el cuadro 4-3.

2. Mezclar y dejar que repose durante 15 minutos a temperatura ambiente.

3. Ajustar a cero de absorbancia con el blanco (545 nm).4. Medir la absorbancia del patrón y de la muestra y

registrarlas en el cuadro 4-4.


y su contenido.

Blanco Patrón Problema

Agua

destilada100 μl — —

Suero

problema

— — 100 μl

Suero

control

— 100 μl —

Reactivo de

Biuret

5 ml 5 ml 5 ml

Cuadro 4-4. Resultados obtenidos para absorbancia

y concentración de proteínas totales.

Absorbancia

Concentración

de proteínas

totales g/dl

Blanco

Patrón

Problema 1

Problema 2

Problema 3


y su contenido.

Blanco Muestra Patrón

Solución

de verde

bromocresol

5 ml 5 ml 5 ml

Suero

problema

— 20 μl —

Suero

control

— — 20 μl

Agua



Práctica 4. Aminoácidos y proteínas 33

4. Dejar que seque.5. Revelar las placas mediante la aplicación, sobre su

superfi cie, de ninhidrina contenida en un atomizador.6. Calcular la RF (relación de frentes) de cada mancha

mediante la siguiente fórmula:

RF = Distancia recorrida por el problema

Distancia recorrida por el solvente

Discusión

Conclusiones


1. Nombrar los 10 aminoácidos esenciales.

Valores normales de referenciaProteínas totales: 6.0 a 8.0 g por 100 mlAlbúmina: 3.5 a 5.5 g por 100 mlGlobulinas: 1.5 a 2.5 g por 100 ml

Experimento 4

Separación de aminoácidos

por cromatografía en capa fi na

Fundamento

Se extrae de una fase líquida móvil la sustancia que se quiere separar y se le retiene en una fase sólida. El fenó-meno depende de adsorción por fuerzas de van der Waa-lls, puentes de hidrógeno o intercambio de iones.

El método de la cromatografía consiste en extender el adsorbente deseado sobre una placa de vidrio o algún soporte. La gota de solución problema se aplica en un punto inicial conocido. La placa se coloca en una cámara cromatográfi ca cerrada, junto con un sistema de solven-tes adecuado. Por capilaridad, el solvente recorre la capa estacionaria y separa los componentes de la muestra. Después de la separación, se sacan las placas y, mediante la adición de ciertos reactivos, se revelan las manchas co-rrespondientes a los aminoácidos y estándares.

Procedimiento

1. En la cromatoplaca, colocar (con un tubo capilar) una gota de la mezcla de aminoácidos, de amino-ácidos individuales, o ambos, a una distancia de 1 cm del borde.

2. Introducir la placa, con la línea de muestra hacia abajo, en la cámara de cromatografía que contiene el sistema de solventes:ácido acético:butanol:agua V�V:30:50:10. Nota: verifi car que la altura del sol-vente no exceda de 0.5 cm.

3. Cerrar la cámara y dejar en reposo, sin moverla. Sa-car la placa cuando el solvente llegue a 1.5 cm del borde superior de ésta. Marcar con un lápiz la altura del solvente.

Cuadro 4-6. Resultados de absorbancia

y concentración de albúmina.

Absorbancia

Concentración

de albúmina

g/dl

Blanco

Patrón

Problema 1

Problema 2

Problema 3



5. Investigar por lo menos tres patologías ocasionadas por defi ciencias en las enzimas metabolizadoras de los aminoácidos.


a) Reactivo de Biuret

1. Pesar 3 g de sulfato de cobre, 12 g de tartrato de sodio y potasio tetrahidratado y 2 g de yoduro de potasio.

2. Añadir 100 ml de agua destilada y agitar hasta su dilución.

3. Añadir, con movimientos rotatorios constantes, 600 ml de hidróxido de sodio (NaOH) a 10%.

4. Diluir hasta 2 litros con agua destilada y mezclar.

b) Solución de verde de bromocresol

1. Verde de bromocresol 500 mg y NaOH al 10%.

Bibliografía

Garzón de la Mora P. Manual de prácticas de bioquímica. Pro-yecto V, aminoácidos y su identifi cación en las proteínas, 2002:94-110.

Pérez García G. Bioquímica: temas selectos y prácticas. Práctica 6 aminoácidos y proteínas. 1996:47-53.

http:��depa.fquim.unam.mx�. Estructura de aminoácidos. [Re-visado el 16 de septiembre de 2013]

2. Investigar algunos alimentos, en especial de origen vegetal, que no aporten alguno de los aminoácidos esenciales.

3. Investigar las causas de la hipoalbuminemia (dismi-nución de albúmina sérica).

4. Investigar qué otras pruebas de identifi cación de ami-noácidos existen.


• Irma Noemí Lúa Ramírez

• Carmen Magdalena Gurrola Díaz



Regulación no específi ca

de la actividad enzimática

5Práctica

Introducción

Las enzimas son proteínas con capacidad de catalizar reacciones biológicas. Al igual que los catalizadores inor-gánicos, las enzimas aumentan la velocidad con que se alcanza el equilibrio de la reacción. El mecanismo que permite que las enzimas incrementen la velocidad de la reacción es la reducción de la energía libre de activación requerida para transformar un sustrato al producto co-rrespondiente, sin afectar la constante de equilibrio.

A + B v1

C + Dv2

Keq =[C][D]

[A][B]

A y B = Sustratos C y D = Productos v1 = Velocidad de la reacción para formar los pro-

ductos v2 = Velocidad de la reacción para formar los sustra-

tos Keq = Constante de equilibrio [ ] = Concentración molar.

A continuación se presenta un resumen de las carac-terísticas que distinguen a una enzima:

1. Es una proteína.2. Resulta muy específi ca para el sustrato.3. Incrementa la velocidad de la reacción.4. No modifi ca la constante de equilibrio (Keq).5. Se modifi ca de manera temporal, pero esta modifi ca-

ción no persiste al fi nal de la reacción, ni forma parte de los productos.

6. Requiere condiciones óptimas para la catálisis.

La actividad de una enzima se evalúa de acuerdo con la velocidad de la reacción. La cinética enzimática estudia la velocidad de la reacción enzimática, los facto-res que la modifi can y el mecanismo de la reacción. Los factores fi sicoquímicos que modifi can la actividad de la enzima son los siguientes:

1. Concentración del sustrato.2. Concentración de la enzima.3. pH.4. Temperatura.5. Fuerza iónica.6. Inhibidores.

Catalasa

En esta práctica se utilizará la enzima catalasa como modelo para analizar algunos aspectos de la regulación no específi ca de la enzima (pH, temperatura, tiempo de reacción, concentración del sustrato y concentración de enzima).

La catalasa es una hemoproteína que contiene cua-tro grupos hemo. Además, posee actividad de peroxida-sa, utiliza una molécula de peróxido de hidrógeno (H2O2) como sustrato donador de electrones y otra molécula de H2O2 como oxidante o aceptor de electrones.

catalasa2H2O2 g 2H2O + O2

La catalasa se encuentra en la sangre, la médula ósea, las mucosas, el riñón y el hígado. Su función es la des-trucción del H2O2 formado por la acción de las oxidasas. Los microcuerpos, o peroxisomas, se encuentran en cuan-tiosos tejidos, incluido el hígado. En ellos abundan las oxidasas y la catalasa, lo que sugiere que tal vez haya una ventaja biológica en el agrupamiento de las enzimas que



de prisa, porque la sangre se coagula en la pipeta si se deja más de medio minuto.

Fundamento

En cada experimento, la concentración de H2O2 se de-termina mediante titulación con estándar de KMnO4. La titulación de un tubo control por cada experimento sirve como medida de la concentración de peróxido al comienzo del experimento. La titulación del tubo expe-rimental es una medida del peróxido remanente al fi nal del experimento. La diferencia entre las dos titulaciones representa la cantidad de peróxido descompuesto. En este experimento, se considera que los miliequivalentes (meq) de peróxido descompuesto por unidad de tiempo son la medida de la actividad de la catalasa.

Reacciones

2 H2O2 2 H2O + O2

5 H2O2 + 2 KMnO4 + 6H 5O2 + 2Mn++ + 8H2O

Desarrollo

Se evalúan el efecto de la concentración de sustrato, la concentración de la enzima, el pH, la temperatura y el tiempo en la actividad de la catalasa.

Experimento 1

Efecto de la concentración de la enzima

1. Preparar una serie de matraces de acuerdo con el cua-dro 5-1. Los matraces tienen concentración fi ja de sustrato (H2O2) y concentración variable de catalasa. El matraz 1 es el control sin enzima. Después de co-locar la enzima, todos los matraces deben dejarse en reposo por 5 minutos y en cuanto se detenga la reac-ción con el H2SO4 2 N (desnaturalizante).

2. Titular KMnO4 a 0.05 N, gota a gota, agitando des-pués de la aplicación de cada gota hasta la aparición de un color rosa permanente.

3. Contar la cantidad de gotas necesarias para adquirir el color permanente.

4. Calcular, de la siguiente manera, los meq de H2O2 des-truidos por la catalasa, por mililitro de sangre total:

Se calcula la cantidad de meq de H2O2 (x) en las mezclas de reacción. Se considera H2O2 total en las mezclas de reacción con ausencia de catalasa y H2O2 remanente en las mezclas con presencia de catalasa.

Para calcular los miliequivalentes (meq) de H2O2 en la titulación, se debe considerar que 1000 ml de KMnO4 a 0.05N contienen 0.05 eq o 50 meq (ver ejer-cicio de equivalencias en la Práctica 2).

producen H2O2 con la enzima que lo destruye. Además de las enzimas peroxisómicas, se debe considerar que los sistemas mitocondriales y microsómicos de transporte de electrones, además de la xantina oxidasa, son fuentes de H2O2.

Objetivo general

• Evaluar la actividad de la catalasa en presencia de reguladores no específi cos.


• Determinar el efecto del pH sobre la velocidad de reacción.

• Identifi car el efecto de la temperatura sobre la ve-locidad de la reacción.

• Determinar el efecto de la concentración de sustra-to y enzima sobre la velocidad de reacción.

• Determinar el efecto del tiempo sobre la velocidad de reacción

Materiales y equipo

• 8 matraces volumétricos de 25 ml

• Gradilla

• Pipetas graduadas de 1, 5 y 10 ml

• Micropipeta de 20 μl

• Matraz Erlenmeyer de 125 ml


• Jeringa de 3 ml

• Torniquete

• Torundas de algodón con alcohol etílico

• Tiras reactivas para medir pH

• Termómetro

• Vaso de precipitado de 250 ml

• Pipetor

• Recipiente con hielo


• Ácido sulfúrico (H2SO4) a 2 N, que contiene 1 mg por ml

de sulfato de manganeso (MnSO4)

• Permanganato de potasio (KMnO4) a 0.05 N

• Soluciones de sustrato: H2O2 a 0.24 % acidulada a pH 3,

pH 7 y pH 9


Preparación de la solución de catalasa

1. Obtener una muestra de sangre, con la técnica y los cuidados descritos en la práctica 1. Al mismo tiem-po, otro estudiante debe colocar 25 ml de agua desti-lada (fría) en un matraz pequeño. Depositar 20 μl de sangre total en el matraz con agua fría y mantener la mezcla en baño de hielo. Esta etapa debe realizarse


Práctica 5. Regulación no específi ca de la actividad enzimática 37

De aquí se aplica la siguiente fórmula:

x = A (50 meq)

1 000 ml

x = miliequivalentes de H2O2

A = ml de KMnO4 gastados en la titulación

5. Calcular el H2O2 descompuesto:

Y = H2O2 total − H2O2 remanenteY = H2O2 descompuesto

6. En los experimentos siguientes, realizar los mismos cálculos para obtener los meq de H2O2 no destruidos.

7. Grafi car en papel milimétrico la cantidad de meq de H2O2 destruido contra la concentración de enzima.

8. Interpretar los resultados, explicando el comporta-miento de la actividad de la enzima en función de su concentración.

Experimento 2

Efecto de la concentración de sustrato

1. Preparar una serie de matraces de acuerdo al cua-dro 5-2.

2. Calcular los meq de H2O2 destruidos, de acuerdo con lo ya descrito. Es necesario observar que en este caso se comparan el matraz 2 con el 1, el 4 con el 3 y el 6 con el 5.

3. Grafi car en papel milimétrico la cantidad de meq de H2O2 destruidos en comparación con la concentra-ción del sustrato.

4. Interpretar los resultados, explicando el comporta-miento de la actividad de la enzima en función de la concentración del sustrato.

Cuadro 5-1. Organización y contenido de cada uno de los matraces para el experimento 1.

Tubo

H2O2

a pH 7 Catalasa

H2SO4

a 2 N

Titular

(ml de KMnO4 a 0.05 N)

meq de H2O2

no destruido

meq de H2O2

destruido

1 5 ml 0.0 ml R

E

P

O

S

O

5 min

5 ml

2 5 ml 0.10 ml 5 ml

3 5 ml 0.20 ml 5 ml

4 5 ml 0.40 ml 5 ml

5 5 ml 0.80 ml 5 ml


Tubo

H2O2

pH 7 H2O Catalasa

H2SO4

a 2 N

Titular


meq de H2O2

no destruido

meq de H2O2

destruido

1 5 ml — — R

E

P

O

S

O

5 min

5 ml

2 5 ml — 0.5 ml 5 ml

3 2.5 ml 2.5 ml — 5 ml

4 2.5 ml 2.5 ml 0.5 ml 5 ml

5 1.25 ml 3.75 ml — 5 ml

6 1.25 ml 3.75 ml 0.5 ml 5 ml



Experimento 4

Efecto de la temperatura sobre

la velocidad de la reacción

1. Preparar una serie de matraces, de acuerdo con el cuadro 5-4.

2. Calcular los meq de H2O2 destruidos restando los meq de H2O2 no destruidos del tubo 2 a los meq de H2O2 no destruidos del 1; hacer lo mismo restando los del 4 a los del 3; los del 6 a los del 5 y los del 8 a los del 7.

3. Grafi car en papel milimétrico los meq de H2O2 des-truidos en comparación con la temperatura.

4. Interpretar los resultados explicando el comporta-miento de la actividad de la enzima en función de la temperatura de reacción.

Experimento 3

Efecto del tiempo sobre la reacción

1. Preparar una serie de matraces de acuerdo con el cua-dro 5-3.

2. Calcular los meq de H2O2 destruidos, restando los meq de H2O2 no destruidos de los tubos 2, 3, 4 y 5 a los meq de H2O2 no destruidos del tubo 1.

3. Grafi car en papel milimétrico los meq de H2O2 des-truidos por minuto en comparación con el tiempo.

4. Interpretar los resultados explicando el comporta-miento de la actividad de la enzima en función del tiempo de reacción.


Tubo

H2O2 a

pH 7 Temp Catalasa

H2SO4

a 2 N

Titular


meq de H2O2

no destruido

meq de H2O2

destruido

1 5 ml 15°C 0.5 ml

R

E

P

O

S

O

5 min

5 ml

2 5 ml 15°C — 5 ml

3 5 ml 25°C 0.5 ml 5 ml

4 5 ml 25°C — 5 ml

5 5 ml 40°C 0.5 ml 5 ml

6 5 ml 40°C — 5 ml

7 5 ml 60°C 0.5 ml 5 ml

8 5 ml 60°C — 5 ml


Tubo

H2O2

a pH 7 Catalasa Reposo

H2SO4

a 2 N

Titular

(ml de KMnO4 a 0.05N)

meq de H2O2

no destruido

meq de H2O2

destruido

1 5 ml — — 5 ml

2 5 ml 0.5 ml 1 min 5 ml

3 5 ml 0.5 ml 3 min 5 ml

4 5 ml 0.5 ml 5 min 5 ml

5 5 ml 0.5 ml 7 min 5 ml

6 5 ml 0.5 ml 10 min 5 ml



Discusión

Conclusiones

Experimento 5

Efecto del pH sobre

la velocidad de la reacción

1. Preparar una serie de matraces, de acuerdo con el cuadro 5-5.

2. Calcular los meq de H2O2 destruidos restando los meq de H2O2 no destruidos resultantes del tubo 2 a los del tubo 1; hacer lo mismo con los del 4 a los del 3; los del 6 al 5 y los del 8 al 7.

3. Grafi car en papel milimétrico los meq de H2O2 des-truido en comparación con el pH.

4. Interpretar los resultados explicando el comporta-miento de la actividad de la enzima de acuerdo con el pH.

Cuadro 5-5. Organización y contenid o de cada uno de los matraces para el experimento 5.

Tubo

H2O2

5 ml Catalasa

H2SO4

a 2 N

Titular


meq de H2O2

no destruido

meq de H2O2

destruido

1 pH 3 0.5 ml

R

E

P

O

S

O

5 min

5 ml

2 pH 3 — 5 ml

3 pH 5 0.5 ml 5 ml

4 pH 5 — 5 ml

5 pH 7 0.5 ml 5 ml

6 pH 7 — 5 ml

7 pH 9 0.5 ml 5 ml

8 pH 9 — 5 ml


1. Defi nir enzima, coenzima, cofactor y grupo prosté-tico.

2. Elaborar una lista de los radicales libres que se gene-ran en las células.



3. Investigar el pH óptimo de la pepsina, la amilasa sali-val, la fosfatasa alcalina y las hidrolasas lisosómicas.

4. Escribir 4 reacciones en que se genere H2O2 en la célula.

a)

b)

c)

d)

5. Explicar la utilidad de determinar la actividad enzi-mática en la clínica. Dar tres ejemplos:

a)

b)

c)


1. Solución de H2SO4 a 2 N.

Ácido sulfúrico (H2SO4; PM = 98; ρ = 1.89).

En un matraz volumétrico de 1 L, depositar 600 ml de agua destilada y agregar poco a poco, por las pare-des del matraz, 51.8 ml de H2SO4 mezclando en cada adición. Aforar a 1 L con agua destilada.

2. Solución de KMnO4 a 0.05 N.

Permanganato de potasio (KMnO4; PM = 158).

En un matraz volumétrico de un litro, depositar 7 g de KMnO4, disolver en casi 400 ml de agua destilada. Una vez disuelta la sal, aforar a un litro con agua destilada.

3. Solución de H2O2 a 0.24% y pH de 3, 5, 7 y 9.

Peróxido de hidrógeno (H2O2; PM 34).

En un matraz volumétrico, verter 8 ml de H2O2 a 30% y aforar a un litro. Ajustar al pH requerido, utilizan-do NaOH o HCl, según sea el caso.

Bibliografía

Garzón de la Mora P. Manual de prácticas de bioquímica. Pro-yecto VI: condiciones óptimas para medir una actividad en-zimática, 2002:111-125.

McKee T. Bioquímica, 3ª ed. Cap 6. Enzimas. McGraw-Hill, 2003:161-199.



• Mercedes Elvira González Hita

• Luis Javier Flores Alvarado

Metabolismo de carbohidratos6

Práctica

Introducción

Los carbohidratos son las biomoléculas más abundantes de la naturaleza. Representan más de la mitad de todo el carbono orgánico y 0.3% del peso corporal en el ser hu-mano. Además, proporcionan de 50 a 60% de la energía consumida por un individuo.

Defi nición de carbohidrato

Los carbohidratos son un grupo de biomoléculas orgáni-cas, entre las que se incluyen los azúcares, como la saca-rosa, y los polisacáridos, como el almidón, el glucógeno y la celulosa, entre otros. En esencia, están compuestos por carbono, hidrógeno y oxígeno, en una proporción 1:2:1; por tanto, su fórmula general es Cn(H2O)n.

Clasifi cación de los carbohidratos

Los carbohidratos se clasifi can de acuerdo con el número de monómeros que contiene en monosacáridos (un mo-nómero), oligosacáridos (de 2 a 10 monómeros unidos por enlace glucosídico) y polisacáridos (más de 10 mono-sacáridos unidos). Los monosacáridos, de acuerdo con su grupo funcional, se dividen en aldosas (polihidroxialdehí-dos) y cetosas (polihidroxicetonas). A su vez, de acuerdo con la cantidad de carbonos que contienen, se subdividen en triosas, tetrosas, pentosas, hexosas y heptosas (de 2 a 7 carbonos, respectivamente).

Funciones de los carbohidratos

1. Fuente energética principal (p. ej., la glucosa).2. Estructura (como la celulosa en las plantas y la qui-

tina en el exoesqueleto de los insectos).3. Precursores de biomoléculas complejas, como los

ribonucleótidos del ácido ribonucleico (como la

ribosa) y los desoxirribonucleótidos (la desoxirri-bosa).

4. Almacén de energía, en forma de almidón en los ve-getales y de glucógeno en los animales.

Carbohidratos de la dieta

El individuo puede ingerir los carbohidratos en forma de monosacáridos y disacáridos, también denominados azúcares simples, o de polisacáridos, denominados azúca-res complejos. Los azúcares simples aumentan la glucosa sanguínea (glucemia) en mayor proporción y más rápido que los complejos. Por lo anterior, se recomiendan carbo-hidratos complejos en los pacientes con diabetes mellitus para “suavizar” los picos de hiperglucemia posprandial (después de la ingesta de alimentos). Por lo contrario, en pacientes con hipoglucemia, se recomienda la ingesta o administración intravenosa de azúcares simples, para au-mentar la glucemia.

Regulación de la glucemia

e importancia biológica

La concentración normal de glucosa en sangre (normo-glucemia) es de 60 a 100 mg�100 ml, aun durante los esta-dos posprandial, de ayuno o de inanición. La insulina se encarga de disminuir la glucemia, al promover el ingreso de glucosa en las células, su utilización (glucólisis), su al-macenamiento en hígado y músculo en forma de glucóge-no (glucogénesis), y su transformación en triacilgliceroles en el tejido adiposo, entre otras acciones. Por otra parte, las hormonas contrarreguladoras de la insulina, como el glucagon, la adrenalina y los glucocorticoides, elevan la glucemia al activar la destrucción de glucógeno (gluco-genólisis), la formación de glucosa a partir de lactato, aminoácidos y glicerol (gluconeogénesis), la degradación de triglicéridos (lipólisis) y la degradación de proteínas



hiperinsulinemia) induce al desarrollo de un conjunto de alteraciones que evolucionan a otras enfermedades cró-nicas, como la diabetes mellitus y las enfermedades car-diovasculares. Por tanto, es importante detectar la RI de manera oportuna para evitar, en lo posible, el desarrollo de esas enfermedades.

Existen varios métodos para el diagnóstico de resis-tencia. En esta práctica, se utiliza la medición de la con-centración de insulina sanguínea en ayunas, como una expresión de la sensibilidad a la hormona (opcional).

También se han propuesto diversas fórmulas para la estimación de RI; una de las más utilizadas es el análi-sis del modelo homeostático, más conocido como índice HOMA:

[Concentración de insulina en ayuno (μU�ml) ×

HOMA-RI = Concentración de glucosa en ayuno mmol�L]

22.5

La fórmula para el cálculo del HOMA, cuando se utilizan mg�dl de glucosa, queda de la siguiente manera:

[Concentración de insulina en ayuno (μU�ml) ×

HOMA-RI = Concentración de glucosa en ayuno mg�dl]

405

En la práctica clínica cotidiana, los métodos más simples y económicos para estimar la RI son la concen-tración sanguínea de triglicéridos (TG) y el valor de la relación TG�HDL − colesterol. Los puntos de corte son:

• Nivel circulante de triglicéridos ≥ 130 mg�dl.• Relación TG�HDL-c ≥ 3.0

Evaluación antropométrica

La antropometría es la técnica que se ocupa de medir las dimensiones físicas y la composición global del cuerpo humano en diferentes edades y estados fi siológicos. Como ventajas principales, se encuentran su sencillez y bajo cos-to. Las mediciones antropométricas permiten evaluar la composición corporal y hacer inferencias acerca del cre-cimiento y desarrollo físico, y del estado de nutrición del individuo. Cuando se evalúa la composición corporal, el peso normal se divide entre masa magra (80%) y masa grasa (20%).

Los depósitos de grasa visceral están relacionados con el desarrollo de enfermedades crónicas, como re-sistencia a la insulina, diabetes mellitus y enfermedades cardiovasculares que representan las primeras causas de morbilidad y mortalidad en México y el mundo. En épo-cas recientes, se ha identifi cado que el diámetro de cintura tiene más valor, porque, al parecer, está relacionado con los depósitos de grasa visceral y las morbilidades debidas a la obesidad.

En el cuadro 6-1 se muestran las mediciones antropo-métricas más utilizadas en la práctica clínica.

(proteólisis), al mismo tiempo que reducen el empleo pe-riférico de la glucosa.

La homeostasis de la glucosa es fundamental, porque las neuronas, los eritrocitos y otras células del organismo utilizan glucosa como combustible principal, y las conse-cuencias del défi cit o ausencia de glucosa en estos tejidos son catastrófi cas.

Cuando el organismo pierde la capacidad de regular la glucemia, la glucosa plasmática se eleva. A este tras-torno se le denomina diabetes mellitus. De acuerdo con la Norma Ofi cial Mexicana, “La diabetes mellitus es la enfermedad sistémica, crónico-degenerativa, de carácter heterogéneo, con grados variables de predisposición he-reditaria, con participación de factores ambientales, que se caracteriza por hiperglucemia crónica, debido a la de-fi ciencia en la acción o producción de insulina, lo que afecta el metabolismo intermedio de los carbohidratos, proteínas y grasas”.

Categorías de la glucemia en ayuno

1. Glucosa plasmática en ayuno <100 mg�dl (<5.6 mmol�L) = glucosa normal.

2. Glucosa plasmática en ayuno ≥100 mg�dl y ≤125 mg�dl (5.6 a 6.9 mmol�L) = glucemia anormal de ayuno (prediabetes).

3. Glucosa plasmática en ayuno ≥126 mg�dl (≥7.0 mmol�L) = diagnóstico provisional de diabetes. También se puede diagnosticar diabetes en hemoglo-bina glicada o glucosilada ≥6.5%, glucemia ≥200 mg�dl durante una curva de tolerancia oral a la glu-cosa y glucemia casual ≥200 mg�dl más signos y sín-tomas clásicos de diabetes.

Hemoglobina glucosilada

La elevación continua y prolongada de la glucemia, que es una característica de la diabetes, origina la glucosila-ción de las proteínas del organismo. Esta modifi cación química causa alteraciones en su función y su estructu-ra, lo que tiene relevancia en las complicaciones cróni-cas de la diabetes. La hemoglobina glucosilada (HbA1c) y la albúmina glucosilada son las proteínas circulantes en sangre, con aplicación en el diagnóstico y pronóstico de la diabetes. La concentración de HbA1c se utiliza en la práctica clínica como un criterio de la calidad del control del paciente diabético en las 6 a 8 semanas previas a la prueba.

Resistencia a la insulina

La resistencia a la insulina (RI) se defi ne como la dis-minución de la capacidad de la insulina para ejercer sus acciones biológicas en tejidos típicos de destino, como el músculo estriado, el hígado o el tejido adiposo. Como respuesta compensatoria, el páncreas produce hiperinsu-linemia. La combinación de estas dos condiciones (RI e


Práctica 6. Metabolismo de carbohidratos 49


• Desarrollar las habilidades básicas de la antropo-metría.

• Desarrollar habilidades para la toma de presión arterial.

• Demostrar habilidades para la obtención y manejo de muestras sanguíneas.

• Diferenciar los cambios de la glucemia en el estado pre y posprandial.

• Determinar la glucemia utilizando tiras reactivas.

Materiales y equipo

• Cinta métrica fl exible

• Báscula de pedestal con estadímetro

• Marcador de tinta indeleble (permanente)

• Jeringas desechables de 5 y 10 ml, o aguja y

adaptador para vacutainer

• Tubo vacutainer rojo

• Torniquete

• Lancetas

• Torundas de algodón secas y con alcohol

• Tiras reactivas para glucosa

• Pipetas Pasteur

• Bulbos de látex para pipetas Pasteur

• Micropipetas de 20, 25, 50 y 200 μl

• Microtubos de 1.5 ml para centrífuga

• Gradillas para tubos de ensayo

• Gradillas para microtubos

• Pipetas de 5 ml

• Celdillas de 1 cm para espectrofotómetro

• Centrífuga clínica

• Espectrofotómetro de luz visible


• Equipo (kit) para determinación enzimática de glucosa

con patrón

Evaluación de la presión arterial

La toma de la presión se utiliza para medir la fuerza o presión que ejerce la sangre en las paredes de las arterias. La sangre no fl uye de forma continua, lo hace a borbo-tones y en oleadas que corresponden a cada latido del corazón. La presión tiene dos medidas: la presión sistó-lica es la máxima y la diastólica es la mínima; ambas se representan con cifras: 120�80.

La presión arterial puede presentar variaciones entre una persona y otra, además de variaciones durante el día. Por lo general, cuando una persona duerme, la presión tiende a disminuir; cuando tiene actividad física, a ele-varse.

La presión alta (hipertensión arterial) desencadena problemas cardíacos, renales, vasculares, etc. En el cuadro 6-2 se muestran los valores de la presión arterial normal y los diferentes grados de hipertensión.

Objetivo general

• Analizar la relación entre las mediciones antropo-métricas y la glucemia.

Cuadro 6-1. Medidas antropométricas

y su aplicación en la práctica clínica.

Medida Evalúa

Peso Masa corporal total

Estatura Longitud total

del cuerpo

Circunferencia de muñeca Complexión

Índice cintura-cadera (ICC) Depósitos de grasa en la

región abdominal

Índice de masa corporal

(IMC)

Desnutrición, sobrepeso y

normalidad

Panículo adiposo Espesor de la grasa debajo

de la piel

Sumatoria de panículos

adiposos

% de grasa corporal

% del peso ideal (PI) Desnutrición, sobrepeso y

normalidad

% del peso habitual (PH) Desnutrición, sobrepeso y

normalidad

% de cambio reciente de

peso (CRP)

Riesgo de morbilidad y

mortalidad

Modifi cado de Trejo B. Evaluación del estado de nutrición.

En: Pérez Lizaur AB, Marvan Laborde L. Manual de Dietas normales y terapéuticas, 5a ed. Prensa Médica Mexicana,

2005:57.

Cuadro 6-2. Categorías de la presión

arterial normal y de la hipertensión.

Categoría

Sistólica

(mmHg)

Diastólica

(mmHg)

Óptima <120 <80

Normal 120 a 129 80 a 84

Normal alta 130 a 139 85 a 89

Hipertensión

Grado I (leve) 140 a 159 90 a 99

Grado II (moderada) 160 a 179 100 a 109

Grado III (intensa) >180 >110

Sistólica aislada >140 <90

Tomado de Journal of Hypertension (2003;21:1011-1053; Eur Heart J, 1998;19:1434-1503;1998)



gramos entre la estatura en metros elevada al cuadra-do, como se muestra en la siguiente fórmula:

pIMC =

t2

p = peso en kilogramos t = talla en metros

Resultado _________

4. Medir la circunferencia de cintura.La circunferencia de cintura (CC) se debe medir

en centímetros, utilizando una cinta métrica (fi gura 6-2), mientras el individuo está parado en posición de fi rmes, con los brazos colgando del cuerpo y el abdomen descubierto. La cinta debe estar paralela al piso. Tomar como referencia la mitad de la distancia entre el borde costal inferior y el borde superior de la cresta ilíaca. Registrar la medida en centímetros y con una precisión de 0.1 cm.

Resultado _________

5. Medición de la circunferencia de cadera.La circunferencia de cadera (CCa) se puede me-

dir en la misma posición que la CC. Realizar la medi-ción, con la cinta métrica paralela al piso, en el nivel de ambos trocánteres mayores y pasando por la parte más prominente de los glúteos.

Resultado _________

6. Calcular el índice de cintura�cadera (ICC).El ICC se obtiene al dividir la circunferencia de

cintura entre la de cadera, de acuerdo con la siguiente fórmula:

ICC = Circunferencia de la cintura

Circunferencia de la cadera

El ICC es útil para determinar si la grasa cor-poral está distribuida en el nivel central (abdominal, visceral o androide) o periférica (localizada en bra-zos y cadera o ginecoide). Es importante conocer esta


Procedimiento general (fi gura 6-1)

A) Mediciones antropométricas

Las mediciones antropométricas se realizarán de acuerdo con las normas antropométricas internacionales aplica-das por la International Society for the Advancement of Kinanthropometry (ISAK, 2001). Debe tomarse en cuenta que algunas de estas medidas se utilizan de nuevo en la Práctica 7.

Todos los alumnos deben realizar las siguientes acti-vidades, trabajando en binas o pares:

1. Medir el peso.El peso corporal se puede medir en báscula de

pedestal o con la báscula de bioimpedancia con pre-cisión de ±100 g. El sujeto debe quitarse los zapatos, quedarse con una cantidad mínima de ropa y colocar su cabeza en el plano de Frankfurt.

Resultado _________

2. Medir la talla.La estatura se puede medir con el estadímetro de

la báscula de pedestal o de pared, con una precisión de ±0.5 cm. Medir con los sujetos descalzos y du-rante una inspiración profunda, mientras mantiene la cabeza en el plano de Frankfurt.

Resultado _________

3. Calcular el índice de masa corporal (IMC).El IMC (índice de Quetelet) es el parámetro más

útil y práctico para determinar la condición nutricia de un individuo. Se obtiene al dividir el peso en kilo-

Figura 6-2. Cinta métrica fl exible para medición de circun-

ferencias corporales.

Figura 6-1. Flujograma de la práctica del metabolismo de carbo-

hidratos.

Flujograma de las actividades de la práctica

de metabolismo de carbohidratos

Evaluación

clínica

(para todos los

alumnos)

1. Medir peso,

talla y diámetro

de cintura

Extraer sangre

venosa a tres

voluntarios

en estado de

ayuno

Cuantifi car

glucemia en

ayuno utilizando

tiras reactivas

(el resto de los

estudiantes)

2. Realizar tomas

de presión

arterial

Evaluación

de laboratorio

Cuantifi car glucemia basal, 30 y

90 minutos pospandriales



ción del aire poco a poco; es recomendable poner atención para escuchar el pulso del corazón, me-morizar o anotar el número indicado en el marca-dor con el primer latido. Este número es la presión sistólica (máxima). Cuando el pulso se detenga al seguir desinfl ando la banda, anotar o memorizar una vez más el número indicado, que representa la presión diastólica (baja). Es recomendable dejar pasar por lo menos 3 minutos antes de tomar de nuevo la presión.

Este procedimiento requiere cierta práctica. La arteria braquial es un vaso sanguíneo que va del hombro a debajo del codo. Esta arteria es la más utilizada para medir la presión.

C) Extracción y procesamiento

de muestras biológicas

1. Extraer, a tres voluntarios, una muestra de 5 ml de sangre venosa. Utilizar tubos vacutainer sin anticoa-gulante (de tapa roja). El estudiante que extraiga la muestra debe utilizar guantes de látex para su pro-tección.

distribución porque la grasa visceral se relaciona con mayor riesgo de alteraciones metabólicas y de enfer-medades cardiovasculares.

Resultado _______

B) Medición de la presión arterial

Técnica práctica para la toma de presión arterial

La persona que se va a evaluar debe estar sentada en posi-ción cómoda, por lo menos durante 5 minutos, tranquila y sin hablar, con brazos y piernas relajados.

• Colocar el brazo sobre el nivel del corazón, de ma-nera que descanse sobre una mesa; si la persona está acostada, extender tan sólo el brazo.

• Colocar el brazalete del baumanómetro alrededor del brazo sin ropa, por encima del codo. El braza-lete no debe quedar muy apretado; se recomienda que quede suelto donde quepan dos dedos entre el brazo y el mango (fi gura 6-3).

• Colocar el diafragma del estetoscopio en el lado interior de la hendidura del codo (fi gura 6-4). Insu-fl ar con rapidez el brazalete del baumanómetro con la perilla (bombilla de hule), a una presión de 200 a 220 mmHg (si se insufl a la banda con lentitud, se puede alterar la presión). Comenzar la libera-

Figura 6-3. Localización del pulso antebraquial y coloca-

ción del brazalete del baumanómetro. Localizar con los dedos

índice y medio el pulso de la arteria antebraquial. Colocar el

brazalete del baumanómetro alrededor del brazo sin ropa,

por encima del codo. La banda no debe quedar muy apreta-

da; es recomendable dejarla tan suelta como para que que-

pan dos dedos entre el brazo y el mango.

Figura 6-4. Técnica para tomar la presión arterial. Colocar

el diafragma del estetoscopio en el lado interno de la hendi-

dura del codo. Insufl ar con rapidez el brazalete del baumanó-

metro con la perilla (bombilla de hule) a una presión de 200

a 220 mmHg; si se insufl a el brazalete con lentitud se podría

alterar la presión.

Resultado de presión arterial (primera toma) ________

Presión arterial (segunda toma) _________



5. Después de 10 minutos, leer en el espectrofotómetro la absorbancia de cada tubo contra el reactivo de des-tino, a una longitud de onda de 520 nm.

6. Calcular la glucemia mediante la siguiente fórmula:

Glucosa (mg�dl)

= Absorbancia del problema

Absorbancia del patrón ×

Concentración del patrón

7. Valores esperados: 70 a 105 mg�dl o 3.8 a 5.8 mmol�L.8. Realizar el mismo procedimiento después de desayu-

nar y tomar muestras a los 30 y 90 minutos. Tomar una nueva muestra, a los 120 minutos, a los estudian-tes que después de 90 minutos sigan con valores de glucemia entre 140 y 200 mg�dl. Registrar en el cua-dro 6-4 los resultados de glucemia de cada uno de los voluntarios:

Con los datos obtenidos, realizar un cuadro comparativo de los valores de glucosa en ayuno y posprandial.

Ayuno Pospandrial

E) Determinación de la glucosa sanguínea

capilar utilizando tiras reactivas

Fundamento

Las tiras reactivas para glucosa son tiras plásticas con un cojinete impregnado con reactivos en un extremo. Con-tienen:

• Glucosa oxidasa 0.6 U.I.• Peroxidasa 6.0 U.I.

2. Los estudiantes seleccionados deben ingerir un de-sayuno habitual en cuanto se les tomen las muestras basales; deben tomárseles nuevas muestras a los 30 y 90 minutos.

3. Centrifugar las muestras a 2 500 revoluciones por mi-nuto (rpm) durante 5 minutos.

4. Con una pipeta Pasteur, aspirar el suero (líquido de color amarillo en la parte superior del tubo), tenien-do cuidado de no aspirar el paquete celular (en el fondo del tubo y de color rojo).

D) Determinación de la glucemia

en ayuno y posprandial

Fundamento

En solución acuosa, la enzima glucosa oxidasa oxida a la glucosa para dar ácido glucónico y peróxido de hidró-geno.

1. En presencia de la enzima peroxidasa, el peróxido de hidrógeno reacciona con el fenol y la 4-aminofenazo-na, para formar un complejo de color rojo.

2. La intensidad de color desarrollada se relaciona de forma directamente proporcional a la concentración de la glucosa.

3. Se determina mediante espectrofotometría a una longitud de onda entre 460 y 560 nm, empleando un patrón de 100 mg�dl de glucosa.

Procedimiento

A partir de las muestras obtenidas y procesadas de los tres estudiantes seleccionados, realizar el siguiente pro-cedimiento:

1. Con el marcador indeleble, etiquetar tres tubos de ensayo, de acuerdo con el esquema del cuadro 6-3.

2. Añadir a cada tubo 2.5 ml de reactivo para glucosa.3. Preincubar las muestras a 37ºC (con el calor de la

mano).4. Agregar 20 μl (0.020 ml) de agua, suero o estándar a

los tubos correspondientes y mezclar con suavidad.

Cuadro 6-3. Organización y contenido

de los tubos para medición de glucosa.

Tubo

Agua

destilada

Solución

patrón

Suero o

plasma Reactivo

No. 1

Blanco20 μl — — 2.5 ml

No. 2

Patrón

— 20 μl — 2.5 ml

No. 3

Problema

— — 20 μl 2.5 ml

Cuadro 6-4. Resultados de glucemia en ayuno y

posprandial.

Tiempo

Voluntario

1

Voluntario

2

Voluntario

3

Basal

30 minutos

90 minutos

120 minutos

(condicio-

nada)



• Dihidrocloruro de orto-toluidina 0.0750 mg.• Ingredientes no reactivos 91 mg.

Procedimiento

1. Con una torunda impregnada en alcohol, limpiar el dedo que se va a puncionar.

2. Con una lanceta, puncionar el pulpejo o la yema del dedo.

3. Obtener una gota de sangre al ejercer presión en el dedo puncionado.

4. Colocar la gota de sangre en el cojinete reactivo de la tira.

5. Dispersar la gota de sangre sobre el área reactiva.6. Secar el excedente de sangre a los 30 segundos exac-

tos, ejerciendo presión con papel facial en dos oca-siones (no frotar).

7. Colocar la tira reactiva sobre el papel facial, con el cojinete hacia arriba.

8. Esperar 90 segundos exactos.9. Realizar la lectura comparando con la carta de colo-

res que está adherida al frasco.10. Anotar los resultados.

NOTA: estas indicaciones pueden variar de acuerdo a la marca de la tira reactiva, por lo cual se sugiere siempre leer las indicaciones del frasco a utilizar.

Resultado de la glucemia capilar _________

Discusión

Conclusiones


1. Realizar una encuesta en que se registre edad, género, peso, talla, IMC, circunferencia de cintura, circunfe-rencia de cadera, ICC y glucemia de cada uno de los integrantes del grupo.

2. Registrar en una base de datos de Excel los datos de la variables anteriores y sacar el promedio y la des-viación estándar.

3. Identifi car la cantidad y el porcentaje de compañeros que tengan peso bajo, peso normal, sobrepeso, obesi-dad tipo I, tipo II y tipo III.

4. Analizar qué porcentaje de compañeros tiene gluce-mia normal, hiperglucemia de ayuno o diabetes, de acuerdo con los criterios descritos en esta práctica.

5. Dividir la base de datos por género y repetir de la acción 1 a la 4.

a) ¿La frecuencia de alteraciones de peso (bajo, so-brepeso y obesidad) es mayor en hombres o en mujeres?

b) ¿La frecuencia de alteraciones de la glucemia es mayor en hombres o en mujeres?

3. Realizar una evaluación propia y de la familia, in cluyen-do cada uno de los datos solicitados en el cuadro 6-5.

Contestar la encuesta del cuadro 6-6 y determi-nar cuál es el riesgo propio y de los familiares de de-sarrollar diabetes mellitus tipo 2.

En caso de que el alumno o sus familiares tengan un puntaje mayor de 9, se sugieren cambios en los hábitos de alimentación (especifi cados por un nutrió-logo de la unidad de síndrome metabólico del labora-torio de bioquímica) y un programa de ejercicio (ca-minata diaria de 30 minutos) para disminuir el riesgo de desarrollar diabetes y para mantenerse sanos.

4. En el cuadro 6-7 se muestran algunas pruebas clíni-cas y de laboratorio que orientan al grado de control metabólico de un paciente diabético. En caso de que se tenga un familiar con esta enfermedad, evaluar su grado de control metabólico.

5. De acuerdo con este cuadro, indicar cómo se conside-ra el control metabólico del familiar o los familiares diabéticos:

Adecuado _________________Aceptable _________________Defi ciente _________________

Si el familiar tiene un control metabólico defi -ciente, se sugiere explicar la importancia de lograr un control adecuado.



Cuadro 6-6. Califi cación de riesgo para el desarrollo de diabetes mellitus tipo 2.

Variable Puntaje Estudiante Familiares Otros

Edad (años)

45 a 54

55 a 64

2

3

IMC (kg�m2)

Mayor de 25 y menor de 30

Mayor de 30

1

3

Circunferencia de cintura (cm)

Hombres: 94 a <102

Mujeres: 80 a <88

Hombres: ≥102; mujeres: ≥88

3

3

4

Uso de medicamentos antihipertensivos (para presión alta) 2

Antecedentes de glucosa sanguínea alta 5

Actividad física menor a 4 horas por semana (individuos que

trabajan sentados, no caminan mucho, que en su tiempo

libre leen, ven televisión o no realizan labores físicas en el

hogar)

2

Falta de consumo diario de frutas y vegetales 1

Total 0 a 20

Una califi cación ≥9 signifi ca riesgo alto de desarrollar diabetes mellitus (con 81% de sensibilidad y 76% de especifi cidad). La

sensibilidad es la probabilidad de que la prueba sea positiva para sujetos que, en el futuro, pueden requerir tratamiento far-

macológico por diabetes. (En este caso, 81% de las personas con califi cación igual o mayor de 9 pueden requerir tratamiento

farmacológico por diabetes en el futuro.) La especifi cidad es la probabilidad de que la prueba sea negativa en personas que no

requieran tratamiento farmacológico en el futuro. (En este caso, es probable que 76% de las personas que tengan califi cación

menor de 9 no desarrollen diabetes tratada con fármacos.)

Modifi cado de: Lindström J, et al. Diabetes Care, 2003;26:725-731.

Cuadro 6-5. Evaluación de factores de riesgo para diabetes en el entorno familiar del estudiante.

Evaluación Estudiante

Familiares

OtrosPadre Madre

Presión arterial (mmHg)

IMC (kg�m2)

Diámetro de cintura

(cm)

Uso de medicamentos

antihipertensivos (sí�no)

Último valor de glucosa

(mg�dl)

Actividad física por se-

mana (horas)

Consumo de frutas y

verduras a diario (sí�no)



Actividad complementaria

Resolver el siguiente cuestionario:

1. Defi nir estado posprandial.

2. ¿Cuál es la diferencia entre suero y plasma?

3. ¿Cómo se espera que se encuentre la glucemia, la insulina y el glucagón en el estado de ayuno y pos-prandial?

4. ¿Qué tipo de carbohidratos elevan menos la glucemia del paciente diabético? Fundamentar la respuesta.

Cuadro 6-7. Indicadores de control metabólico.

Indicador Adecuado

Grado de control

Aceptable Defi ciente

Glucemia en ayunas (mg�dl) 80 a 120 121 a 140 >140

Glucemia posprandial 2 h (mg�dl) 80 a 160 160 a 180 >180

HbA1c % (hemoglobina glucosilada) 3 a 6 <7 >8

Colesterol (mg�dl) <200 200 a 240 >240

Colesterol de LDL (mg�dl) <100 100 a 129 >130

Colesterol de HDL (mg�dl) >45 35 a 45 <35

Triglicéridos (mg�dl) <130 150 a 250 >250

Relación TG�HDL ≥3

Colesterol no HDL (mg�dl) <130 >130

Presión arterial (mmHg) <130�85 >140�90

Índice de masa corporal (kg�m2) 20 a 25 >25

Circunferencia de cintura (cm) Mujeres: <88

Hombres: <100

Modifi cado de American Diabetes Association 1998.



Bibliografía

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Trejo B. Evaluación del estado de nutrición. En: Pérez Lizaur AB, Marvan Laborde L. Manual de dietas normales y tera-péuticas, 5a ed. Prensa Medica Mexicana, 2005:5

5. ¿Cómo están los niveles de insulina sérica si la perso-na ingiere una dieta abundante en fructosa y por qué?


Reactivo para glucosa. Se prepara a temperatura ambiente con agua desti-

lada o desionizada, libre de contaminantes. Al contenido de cada frasco, añadir la cantidad de agua indicada en la etiqueta. Una vez diluido, se tiene la composición del cuadro 6-8.

Cuadro 6-8. Composición de reactivos.

Ingrediente activo

Concentración mínima

aproximada

Glucosa oxidasa

(Aspergillus)2 000 U�L

Peroxidasa (rábano

picante)1 250 U�L

4-aminofenazona 2 mM

Fenolato de sodio 10 mM

Amortiguador de fosfatos 100 mM

Excipientes y

estabilizadorespH 7 ±0.2




• Mercedes Elvira González Hita


Metabolismo de lípidos7

Práctica

Introducción

Defi nición

Los lípidos son uno de los principales grupos de biomo-léculas de los seres vivos. Se defi nen como un conjunto de compuestos con heterogeneidad química que tienen en común su poca o nula solubilidad en agua y, por el con-trario, su solubilidad en solventes orgánicos como éter y cloroformo, entre otros.

Funciones

Esa gran heterogeneidad estructural conlleva diversas funciones biológicas. Entre ellas se encuentran, por citar algunas: fuente y almacenamiento de energía (triacilglice-roles), reguladores metabólicos y fi siológicos (hormonas esteroideas y prostaglandinas), vitaminas liposolubles (A, D, E y K), emulsifi cantes (sales biliares) y estructura de las membranas celulares (fosfolípidos y colesterol).

Importancia de la interacción

de los lípidos con el agua

El modo y el grado de interacción de estas biomoléculas con el agua también determinan aspectos importantes en los procesos biológicos; por ejemplo, el carácter anfi pá-tico de los fosfolípidos favorece la formación efi ciente de micelas y bicapas. Por otra parte, el carácter apolar de los ácidos grasos y los triacilgliceroles requiere mecanismos específi cos de transporte en la sangre, mediante la albú-mina y las lipoproteínas plasmáticas.

Metabolismo de los lípidos

El organismo humano cuenta con la capacidad de sin-tetizar casi todas las moléculas lipídicas. Sin embargo,

éste debe obtener de los alimentos algunas vitaminas liposolubles, además los ácidos grasos esenciales, como el linoleico (C18:9,12), de la familia omega 3, y el linolé-nico (C18:9,12,15), de la familia omega 6. El organismo humano tiene vías metabólicas, tanto anabólicas (síntesis de ácidos grasos, síntesis de triacilgliceroles, síntesis del colesterol, etc.) como catabólicas (lipólisis, oxidación de ácidos, oxidación de cuerpos cetónicos, etc.); la activa-ción de las enzimas de estas vías reguladoras depende de la presencia de múltiples factores bioquímicos y fi sioló-gicos, con el único fi n de mantener la homeostasis (para conocer de manera detallada esta regulación, revísese el libro de texto).

Consecuencias del exceso

de grasa corporal

La obesidad es el incremento del peso corporal debido al aumento en la grasa. De manera particular, la grasa lo-calizada en la región visceral propicia diversas alteracio-nes metabólicas, sobre todo dislipidemias, hiperglucemia e hipertensión. Estas alteraciones se agravan con el enve-jecimiento y la continua elevación del peso corporal; ade-más, la presencia de factores hereditarios, puede originar el síndrome metabólico (SM), que confi ere riesgo para patologías crónico-degenerativas, como diabetes mellitus tipo 2 y enfermedades cardiovasculares, que en la actua-lidad son las primeras causas de morbilidad y mortalidad en México.

El factor fi siopatológico central que vincula la obesi-dad con las patologías crónicas es la resistencia a la insu-lina, que se evalúa mediante distintos métodos. El clamp insulina-glucosa es el método más exacto; sin embargo, es costoso, complejo y requiere experiencia en la técnica. Métodos más prácticos y con buena correlación con el clamp son el modelo homeostático (índice HOMA-RI)




Procedimiento general

Los alumnos deben trabajar en binas para realizar las mediciones antropométricas uno al otro. Después deben tomar muestras de sangre, centrifugarlas y obtener el sue-ro o plasma para cuantifi car los lípidos.

Experimento 1

MEDIDAS ANTROPOMÉTRICAS

A) Clasifi cación del peso corporal

de acuerdo con el IMC.

A partir del valor de IMC calculado en la Práctica 6, identifi car y resaltar o subrayar en qué categoría de peso se encuentra el alumno, de acuerdo con los puntos de cor-te del cuadro 7-2.

Para la interpretación adecuada del IMC se debe considerar si el individuo es de talla baja, si cursa algún estado fi siológico como el embarazo, si presenta aumento de peso a expensas de masa muscular (fi sicoculturistas o

y el índice triacilgliceroles�colesterol en lipoproteínas de alta densidad (TG�HDL).

Diversos organismos internacionales han establecido los criterios para el diagnóstico del SM, con base en la presencia de entidades clínicas en los sujetos afectados. En el caso de México, se ha reportado que los criterios del ATP III para el diagnóstico del SM resultan adecuados (cuadro 7-1).

Esta práctica está dirigida a revisar la relevancia clí-nica de la concentración de lípidos en la sangre, como indicador bioquímico del estado de salud de un individuo y de la aplicación de los parámetros clínicos para la detec-ción del síndrome metabólico.

Objetivo general

Analizar la relación entre las mediciones antropométricas y el perfi l de lípidos.


1. Obtener el porcentaje de grasa mediante bioimpe-dancia.

2. Determinar la categoría de peso de acuerdo con el IMC.

3. Determinar el riesgo cardiovascular de acuerdo con el ICC.

4. Determinar la concentración sanguínea de colesterol total, HDL-colesterol y TG.

5. Calcular el valor del índice TG�HDL.6. Relacionar los cambios de concentración de coleste-

rol y TG con la dieta.

Materiales y equipo

Para antropometría

• Báscula de bioimpedancia

Para las pruebas de laboratorio


• 8 tubos de ensayo de 13 × 100

• Gradilla para tubos de ensayo

• 10 tubos de ensayo de 18 × 150 con tapón

• Pinzas para tubo de ensayo

• Microtubos cónicos

• Parafi lm

• 10 pipetas serológicas de 5 ml

• Micropipetas de 20 μl

• Puntas para micropipeta


• Estufa

• Termómetro

• Agujas para vacutainer verdes y negras

• Adaptador vacutainer

• Tubos vacutainer de tapa roja y morada

• Torniquete

• Torundas de algodón con alcohol

Cuadro 7-1. Defi nición del síndrome metabólico,

de acuerdo con los criterios del ATP III.*

Presencia de tres o más de los siguientes criterios:

1. Circunferencia de cintura: >102 cm en hombres y

>88 cm en mujeres

2. Triglicéridos (TG) séricos: ≥1.7 mmol�L (150 mg�dl)

3. Presión sanguínea: ≥130�85 mmHg

4. HDL-colesterol: <1.05 mmol�L (40 mg�dl) en hombres

y <1.3 mmol�dl (50 mg�dl) en mujeres

5. Glucosa sanguínea: ≥6.1 moles�L (110 mg�dl)

*NCEP-ATP III: the National Cholesterol Education Program’s Adult Treatment Panel IIl, mejor conocido como ATP III.

Tomado de: Kahn R, Buse J. Diabetologia. ATPIII: adult treat-

ment panel III, 2005;48:1684-1699.

Cuadro 7-2. Clasifi cación del peso de acuerdo

al IMC.*

Criterio Punto de corte

Bajo peso 18.50

Peso normal 18.50 a 24.99

Sobrepeso 25.00 a 29.99

Obesidad I 30 a 34.99

Obesidad II 35 a 39.99

Obesidad III (mórbida) 40

*OMS.


Práctica 7. Metabolismo de lípidos 59

fi sicoconstructivistas) y si se trata de niños o personas de edad avanzada (en ambos casos, existen tablas más apro-piadas para su evaluación).

B) Clasifi cación del riesgo cardiovascular,

de acuerdo con el ICC.

A partir del ICC calculado en la práctica 6, identifi car y resaltar o subrayar en qué categoría de riesgo se en-cuentra el alumno, de acuerdo con los puntos de corte del cuadro 7-3.

C) Medición del porcentaje de grasa corporal

mediante bioimpedancia eléctrica.

El fundamento de la bioimpedancia se describe en la Práctica 1.

Procedimiento

1. Oprimir el botón naranja y enseguida el verde. Al presentar la opción 1, elegirla oprimiendo de nuevo el botón naranja.

2. Aparecen dos opciones de manera intermitente: adulto y niño. Elegir la adecuada con el botón verde y aceptar con el botón naranja.

3. Cuando aparezcan las siluetas de una mujer y un hombre, elegir la opción adecuada, con el mismo procedimiento del paso anterior.

4. Una vez programada la báscula con la edad y sexo del paciente, sólo falta registrar la estatura en cen-tímetros. Para ello, oprimir el botón verde hasta completar la medida deseada y aceptar con el botón naranja.

5. Queda una señal intermitente en los números de la pantalla. Cuando se borren, oprimir el botón que se encuentra al pie de la báscula y que tiene el número 1.

6. Cuando la báscula marque 0.0 kg, es el momento in-dicado para pesar al paciente. Éste debe encontrarse descalzo; además, deben hacerse las plantas de los pies con una torunda impregnada en alcohol, para retirar cualquier resto de polvo, sudor o grasa.

7. La primera lectura indica el peso en kilogramos del paciente, seguida por el porcentaje de grasa corporal.

La báscula se apaga de manera automática des-pués de que el paciente descienda de ella.

Resultado % de grasa _________ .

D) Clasifi cación del porcentaje

de grasa de acuerdo con el género.

Una vez hecha la medición de grasa mediante impedan-cia, se debe identifi car si el porcentaje obtenido es nor-mal, bajo o alto, de acuerdo con el género (cuadro 7-4).


1. Registrar el porcentaje de grasa de cada uno de los in-tegrantes del grupo.

2. Identifi car el número y el porcentaje de compañe-ros que tienen obesidad visceral, de acuerdo con el ICC.

3. Identifi car el número y el porcentaje de compañe-ros que tienen alto riesgo cardiovascular, de acuerdo con el ICC.

4. Dividir la base de datos por género.

a) ¿Quiénes tienen más grasa corporal, los hombres o las mujeres?

b) ¿Quiénes tienen más frecuencia de riesgo cardio-vascular, los hombres o las mujeres?

3. Escribir las conclusiones de acuerdo con los resul-tados.

Cuadro 7-3. Clasifi cación del riesgo

cardiovascular de acuerdo con el ICC.

Grado de riesgo Punto de corte del ICC

Bajo <0.73

Medio Mujeres: 0.73 a 0.79

Hombres: 0.73 a 0.89

Alto Mujeres: ≥0.80

Hombres: ≥0.90

Cuadro 7-4. Porcentaje de grasa corporal

normal de acuerdo con el género.

Género

Porcentaje de grasa

normal

Masculino 15 a 18

Femenino 20 a 25



principio, a colest-4-en-3-ona y peróxido de hidró-geno.

3. El peróxido de hidrógeno se combina con fenol y 4-aminoantipirina para formar un cromóforo, en cantidades directamente proporcionales a la concen-tración de colesterol en la muestra. El aumento en la concentración de quinoneimina provoca uno corres-pondiente en la absorbancia a 500 nm, lo que permite el cálculo de la concentración del colesterol.

Procedimiento

1. Obtener la muestra de sangre, de casi 5 ml, de volun-tarios en ayuno de 12 horas. Utilizar el sistema va-cutainer o jeringa y colocar la muestra en tubos se-cos, sin anticoagulante (tapa roja). Es importante que quien tome la muestra se proteja con guantes de látex y siga la norma para toma de muestras (práctica 1, Obtención y manejo de muestras biológicas).

2. Centrifugar las muestras a 3 500 rpm durante 5 mi-nutos, teniendo los cuidados referidos en el apartado de centrifugación de la Práctica 1. Para esto, se nece-sitan muestras de suero o plasma de un voluntario en ayuno de 12 horas.

3. Organizar los tubos, marcarlos con tinta indeleble, de acuerdo con lo indicado en el cuadro 7-5.

4. Una vez colocados los reactivos, mezclar y dejar en reposo por 10 minutos a 37°C o 15 minutos a tempe-ratura ambiente.

5. Ajustar el espectrofotómetro a 500 nm de longitud de onda y calibrar con el blanco hasta obtener ab-sorbancia cero.

6. Leer la absorbancia de cada muestra, lavando la cel-dilla con agua destilada entre cada medición.

7. Registrar en el cuadro 7-6 los resultados de la absor-bancia de cada muestra.

8. Realizar los cálculos de la concentración de coleste-rol, de acuerdo con la siguiente fórmula:

Concentración del colesterol

(mg�dl)=


×

Concentración de patrón (mg�dl)Absorbancia del

patrón)

9. Registrar en el cuadro 7-6 los resultados de concen-tración de colesterol para cada muestra.

4. ¿Qué acciones se podrían establecer para normalizar las variables alteradas?

Experimento 2

INDICADORES BIOQUÍMICOS

A) Determinación cuantitativa

del colesterol sérico.

Signifi cado clínico

La cuantifi cación del colesterol en suero sirve como in-dicador de las funciones hepática y biliar, la absorción intestinal, el riesgo de enfermedades cardiovasculares, las funciones tiroideas y las enfermedades arteriales. Las concentraciones de colesterol son importantes en el diag-nóstico y la clasifi cación de hiperlipoproteinemias. De la misma manera, la concentración del colesterol varía de acuerdo con la dieta, el estrés, la edad, el género, el peso corporal, el equilibrio hormonal, la actividad física y el embarazo.

Metodología

Método enzimático colorimétrico de punto fi nal, que se basa en la formulación de Allain y colaboradores, además de la modifi cación hecha por Roeschlau.

Fundamento

1. La colesterol esterasa (CE) hidroliza los ésteres de co-lesterol, mediante enzimas, a colesterol y ácidos gra-sos libres.

2. La acción de la enzima colesterol oxidasa (CO) oxida al colesterol libre, incluido el que se encontraba al

Cuadro 7-5. Organización de los tubos y su contenido para determinación de colesterol.

Tubo Agua destilada Solución patrón Suero o plasma Reactivo

1 Blanco 20 μl — — 2.0 ml

2 Patrón — 20 μl — 2.0 ml

3, 4, 5,…

Problema 1, 2, 3, …

— — 20 μl 2.0 ml



4. Investigar las causas de hipercolesterolemia.

5. Investigar las opciones de tratamiento para la hiper-colesterolemia.

6. Investigar cuál es la enzima reguladora de la síntesis de colesterol.

7. Investigar cuál es la enzima a la que inhiben los medi-camentos utilizados para reducir el colesterol.

8. ¿Cuál es la reacción normal propiciada por la enzima a la que inhiben los medicamentos que disminuyen la concentración del colesterol sérico?

B) Determinación de la concentración

sérica de triacilgliceroles (TG).


Los triacilgliceroles son una familia de lípidos compues-tos por una molécula de glicerol y por tres ácidos grasos. Sus fuentes son la dieta y la síntesis endógena a partir


1. De acuerdo con el fundamento, escribir en el cuadro las estructuras químicas correspondientes:

Ésteres de colesterol —— (CE) +

Colesterol + O2 — Colesterol-4-en-3-ona + H2O2

H2O2 + 4-aminoantipirina + Fenol-Peroxidasa cromógeno quinoneimina + H2O

2. Comparar los resultados propios y de los compañe-ros contra los valores de referencia (140 a 200 mg�dl) y describir si alguno tuvo el colesterol alto o bajo.

3. Investigar cuáles enfermedades se relacionan con la concentración elevada de colesterol (hipercolestero-lemia).


y concentración de colesterol para cada muestra.

Tubo

Valor de

absorbancia

Concentración

de colesterol

total (mg/dl)

1 Blanco

2 Patrón

3 Problema 1

4 Problema 2

5 Problema 3



3. Organizar los tubos, marcarlos con tinta indeleble según corresponda a blanco, patrón o problema 1, 2, 3, etcétera (cuadro 7-7).

4. Una vez colocados los reactivos, mezclar y dejar en reposo por 10 minutos a 37°C o durante 15 minutos a temperatura ambiente.

5. Ajustar el espectrofotómetro a una longitud de onda de 500 nm y calibrar con el blanco hasta obtener ab-sorbancia cero.


7. Registrar en el cuadro 7-8 los resultados de la absor-bancia para cada muestra.

8. Realizar los cálculos de la concentración de TG de acuerdo con la siguiente fórmula:


(mg�dl)=


×Concentración de

patrón (mg�dl)Absorbancia del patrón)

9. Registrar los resultados de concentración de TG para cada muestra en el cuadro 7-8.


1. De acuerdo con el fundamento de esta determina-ción, escribir en el cuadro las estructuras químicas correspondientes:

Triacilgliceroles + H2O — lipasa +

Glicerol + — GK +

2. ¿Cuál es la función principal de los TG?

de carbohidratos. Su cuantifi cación es importante para el diagnóstico y tratamiento de las hiperlipidemias. Estas enfermedades suelen ser de origen genético o secundarias a otros trastornos como nefrosis, diabetes mellitus y pa-decimientos endocrinos. Se ha identifi cado que el aumen-to de los TG es un factor de riesgo para ateroesclerosis y enfermedades cardiovasculares.

Metodología

Método enzimático colorimétrico de punto fi nal (Trin-der). Este procedimiento se basa en el método de Wako y en las modifi caciones de McGowan y colaboradores y de Fossati y colaboradores.

Fundamento

1. La lipasa hidroliza los TG mediante enzimas a ácidos grasos libres y glicerol.

2. La adenosina trifosfato (ATP) fosforila al glicerol, en presencia de glicerol cinasa, para dar glicerol-3-fosfa-to y adenosina difosfato (ADP).

3. La enzima glicerol fosfato oxidasa oxida al glicerol-3-fosfato para dar dihidroxiacetona fosfato y peróxido de hidrógeno.

4. En una reacción colorimétrica tipo Trinder catalizada por la peroxidasa, el peróxido reacciona con 4-ami-noantipirina y 3,5-dicloro-2-hidroxibencen-sulfona-to para producir un color rojo. La absorbancia de este cromógeno, es proporcional a la concentración de TG presentes en la muestra.

Procedimiento

1. Obtener la muestra de sangre, de casi 5 ml, de los voluntarios que estén en ayuno de 12 horas. Utilizar el sistema vacutainer o jeringa y colocar la muestra en tubos secos, sin anticoagulante (tapa roja). Los alumnos que tomen la muestra deben protegerse con guantes de látex y seguir la norma para toma de muestras referidas en la Práctica 1.

2. Centrifugar las muestras a 3 500 rpm durante 5 mi-nutos, aplicando los cuidados referidos en la práctica 1, apartado de la centrifugación. Para esta determi-nación, se requiere de muestras de suero o plasma de un voluntario en ayuno de 12 horas.

Cuadro 7-7. Organización de los tubos y su contenido para determinación de TG.

Tubo Agua destilada Solución p atrón Suero o plasma Reactivo

1 Blanco 20 μl — — 2.0 ml

2 Patrón — 20 μl — 2.0 ml

3, 4, 5,…

Problema 1, 2, 3, …

— — 20 μl 1.0 ml



3. Comparar los resultados de los compañeros contra los valores de referencia (≤150 mg�dl) y describir si alguno tuvo TG altos o bajos.

4. Investigar cuáles enfermedades se relacionan con la concentración elevada de TG (hipertrigliceridemia).

5. Investigar las causas de la hipertrigliceridemia.

6. Investigar cuáles son las opciones de tratamiento para la hipertrigliceridemia.

7. Investigar cuál es la enzima reguladora de la síntesis de TG.

8. Investiga el mecanismo que utilizan los fi bratos para disminuir los TG.

C) Determinación cuantitativa

del HDL-c sérico.


Las HDL participan en la captación de colesterol de los tejidos y en su transporte hacia el hígado, donde se elimi-nan en forma de ácidos biliares. Por esta razón, al coleste-rol HDL se le ha denominado colesterol “bueno”: cuando su concentración es mayor de 40 mg�dl en el hombre o de 50 mg�dl en la mujer tiene efecto cardioprotector (dismi-nuye el riesgo de infarto cardiaco).

Por el contrario, existe una correlación positiva en-tre concentraciones bajas de colesterol HDL en plasma e incidencia de ateroesclerosis, base fi siopatológica del infarto del miocardio y de accidentes cerebrovasculares. Existen diversos estados patológicos o factores ambienta-les relacionados con concentraciones reducidas de HDL: enfermedades hepatocelulares agudas o crónicas, hiper-alimentación intravenosa, malnutrición intensa, diabetes, anemia crónica, alteraciones mieloproliferativas, enfer-medad de Tangier, analfalipoproteinemia, estrés agudo, algunos medicamentos y tabaquismo.


para cada muestra.

Tubo

Valor de

absorbancia

Concentración

de TG (mg/dl)

1 Blanco

2 Patrón

3 Problema 1

4 Problema 2

5 Problema 3



La concentración del colesterol HDL se puede au-mentar si se realiza actividad física de manera regular, se aumenta la ingesta de ácidos grasos insaturados o se usan algunos fármacos.

Metodología

Método enzimático colorimétrico de punto fi nal. Este procedimiento se basa en el método de Burstein y colabo-radores, y en las modifi caciones de Grove y colaboradores de aislamiento de lipoproteínas por precipitación.

Fundamento

Las lipoproteínas de muy baja densidad (VLDL) y las lipoproteínas de baja densidad (LDL) presentes en la muestra (suero o plasma), se precipitan en presencia de fosfotungstato y iones de magnesio. El sobrenadante con-tiene las lipoproteínas de alta densidad (HDL); de éste, el colesterol se cuantifi ca con espectrofotometría mediante las siguientes reacciones acopladas;

colesterol esterasacolesterol

+ H2O colesterol + ácido

esterifi cado

graso

colesterol oxidasacolesterol + ½ O2 + H2O colestona + H2O2

peroxidasa2 H2O2 + 4-aminoantipirina + fenol quinonaimina + 4H2O

Reactivos

• El frasco A es el reactivo compuesto por fosfo-tungstato (0.4 mmol�L) y cloruro de magnesio (20 mmol�L).

• El frasco S es el patrón de colesterol HDL (15 mg�dl).

• Reactivos adicionales: reactivo de colesterol.• Los reactivos y el patrón están listos para su uso.

Procedimiento

Obtener suero o plasma con el procedimiento estándar, ya descrito.

Precipitación

1. En un tubo, pipetear 200 μl de la muestra y 500 μl del reactivo A del kit de colesterol HDL. Nota: se pue-den modifi car los volúmenes de la muestra y el reac-tivo, siempre y cuando se conserven las proporciones.

2. Agitar bien y dejar en reposo durante 10 minutos a temperatura ambiente.

3. Centrifugar durante 10 minutos a un mínimo de 4 000 rpm en la microcentrífuga refrigerada a 20ºC.

4. El sobrenadante debe ser claro por completo. En el caso de persistir la turbidez o de no obtener una bue-na sedimentación del precipitado, agregar otros 500 μl del reactivo A, mezclar bien y centrifugar de nue-vo. Multiplicar el resultado por 1.7 para corregir la dilución efectuada.

5. Atemperar el reactivo (kit de colesterol) a tempera-tura ambiente.

6. Pipetear en tubos de ensayo de acuerdo con lo descri-to en el cuadro 7-9.

7. Agitar bien e incubar los tubos durante 30 minutos a temperatura ambiente (16 a 25ºC) o durante 10 mi-nutos a 37ºC.

8. Ajustar el espectrofotómetro a 500 nm de longitud de onda y calibrar con el blanco hasta obtener ab-sorbancia cero.


10. Registrar en el cuadro 7-10 los resultados de la absor-bancia para cada muestra.

Cuadro 7-9. Organización de los tubos y su contenido para determinación de HDL-c.

Tubo Agua destilada Patrón HDL-c (S)

Sobrenadante

muestra

Reactivo A (kit de

colesterol)

1 Blanco 100 μl — — 1.0 ml

2 Patrón — 100 μl — 1.0 ml

3 Problema — — 100 μl 1.0 ml


para cada muestra y concentración de HDL.

Tubo

Valor de

absorbancia

Concentración

de HDL (mg/dl)

1 Blanco

2 Patrón

3 Problema 1

4 Problema 2

5 Problema 3



11. Realizar los cálculos de la concentración de HDL de acuerdo con la siguiente fórmula:


(mg�dl)=


×Concentración de

patrón (mg�dl)Absorbancia del patrón)

12. Registrar en el cuadro 7-10 los resultados de concen-tración de HDL para cada muestra.

Valores de referenciaLas concentraciones de colesterol HDL varían de manera considerable con la edad y el sexo. Se han recomendado los siguientes valores discriminantes para identifi car a in-dividuos con elevado riesgo de enfermedad de las arterias coronarias:

Hombres: <40 mg�dl

Mujeres: <50 mg�dl

Riesgo alto de enfermedad

coronaria

>60 mg�dl Riesgo bajo de enferme-

dad coronaria


1. Comparar los resultados de los compañeros contra los valores de referencia.

2. ¿Qué riesgo cardiovascular tienen estos compañeros, de acuerdo con la concentración de HDL?

3. Investigar los mecanismos que hacen que la actividad física aumente la concentración de HDL-c.

4. Investigar por qué los ácidos grasos insaturados au-mentan la concentración de HDL-c.

5. Investigar cuáles fármacos o medicamentos aumen-tan la concentración de HDL.

D) Cálculo del índice TG�HDL.

Emplear la siguiente fórmula:

Concentración de TG (mg�dl)Valor del índice =

Concentración de HDL-c (mg�dl)

Valores de referenciaPunto de corte para establecer la posibilidad de resisten-cia a la insulina: ≥3.0.



Discusión

Conclusiones

Bibliografía

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World Health Organization. Obesity and overweight. http:��www.who.int [Consultado el 1 de diciembre de 2013.]


1. Analizar los resultados a partir de los valores de re-ferencia proporcionados.

2. De acuerdo con los resultados del índice TG�HDL, identifi car si los compañeros tienen o no resistencia a la insulina.

3. Hacer recomendaciones a los compañeros que pudie-ran tener un valor elevado del índice de TG�HDL.



• María Rosalba Ruiz Mejía

• Beatriz Teresita Martín Márquez

• Luis Javier Flores Alvarado


Metabolismo de compuestos

nitrogenados

8Práctica

Introducción

Se denomina sustancias o compuestos nitrogenados a las biomoléculas que contienen nitrógeno, ya sea macro-moléculas o productos de desecho. Las macromoléculas nitrogenadas con mayor importancia biológica son los ácidos nucleicos y las proteínas; sus precursores son las bases nitrogenadas y los aminoácidos. Otros compuestos nitrogenados son las porfi rinas, que se encuentran en la hemoglobina, la mioglobina, los citocromos y la catalasa, entre otras moléculas. Los productos del catabolismo de los ácidos nucleicos, las proteínas y el grupo hemo son el ácido úrico, la urea y la bilirrubina, respectivamente. La creatinina proviene del catabolismo de la fosfocreati-na, que se forma a partir de tres aminoácidos (arginina, metionina y glicina) y, por tanto, se le puede considerar como producto del catabolismo de las proteínas.

No es posible eliminar del organismo el amoníaco producido por el catabolismo de los aminoácidos; por tanto, es necesario transformarlo en urea en el hígado. Hay varios compuestos nitrogenados más que se obtienen de la incorporación de grupos amino en los carbohidratos y en lípidos (galactosamina, glucosamina, esfi ngomieli-na y lecitina), pero no se estudian en esta práctica. Al áci-do úrico, la creatinina y la urea se les elimina en la orina y constituyen casi 93% de los compuestos nitrogenados presentes en ésta. El resto lo conforman el amoníaco y otras sustancias.

La mayor parte del nitrógeno se excreta como urea. Dentro de los tejidos, es necesaria la desaminación de los aminoácidos destinados al metabolismo energético para proporcionar el esqueleto carbonado. Existen tres mecanismos para la eliminación del grupo amino de los aminoácidos: transaminación, desaminación oxidativa y eliminación de una molécula de agua por una deshidra-tasa (serina o treonina deshidratasa).

La histidina pierde el grupo amino mediante una histidasa. Por último, el glutamato libera amoníaco por desaminación oxidativa. Al amoníaco se le transporta al hígado, donde se combina con CO2 y ATP para formar carbamoil fosfato, que se transforma en urea mediante el ciclo de la urea. Cuando el hígado carece de la capacidad de formar urea debido a una disfunción hepática pro-vocada, por ejemplo, por cirrosis hepática, el amoníaco pasa a la circulación general y provoca daños al sistema nervioso central, que desembocan en coma hepático y, en última instancia, la muerte.

Balance nitrogenado

En un adulto, se llega a un balance nitrogenado, cuando la cantidad de nitrógeno ingerido es igual a la del elimi-nado. El balance nitrogenado debe ser positivo durante el crecimiento del individuo o cuando se desea aumentar la masa muscular, y negativo cuando se tiene una alimenta-ción con un contenido proteínico defi ciente o cuando se ingiere una cantidad sufi ciente de proteína y calorías pero con defi ciencia en un aminoácido esencial. También se presenta balance negativo por enfermedad debilitante en la que se presenta un aumento del catabolismo proteínico, como se observa en el cáncer, la tuberculosis pulmonar o durante el periodo posoperatorio. Para medir el balance nitrogenado, se debe tomar en cuenta la cantidad de ni-trógeno consumida por las proteínas y eliminada por la orina, sobre todo en forma de urea. Sin embargo, también se debe tomar en cuenta el nitrógeno en heces, que repre-senta el nitrógeno no absorbido, y la urea eliminada por el sudor, sobre todo durante el ejercicio intenso. A partir de estudios preliminares en que no se tomó en cuenta que los sujetos que realizaban ejercicio intenso eliminaban urea en el sudor, se llegó a la conclusión errónea de que no se utilizaban proteínas durante el ejercicio.



que la uricemia, siempre y cuando la función renal sea normal.

Aunque la síntesis de los nucleótidos de purinas y su catabolismo o degradación tienen lugar en todos los teji-dos, el urato sólo se sintetiza en los tejidos que contienen xantina oxidasa, sobre todo el hígado y el intestino del-gado. La síntesis de urato varía en función del contenido de purinas en la dieta y de la velocidad de biosíntesis, degradación y ahorro de purinas. En condiciones nor-males, entre dos terceras y tres cuartas partes del urato sintetizado se eliminan a través del intestino. De 8 a 12% del urato fi ltrado por el glomérulo se excreta en la orina, en forma de ácido úrico. La concentración plasmática de urato varía de acuerdo con la edad y el sexo.

La patología genética más frecuente relacionada con elevación de ácido úrico en plasma es la defi ciencia adqui-rida de hipoxantina guanina fosforribosil transferasa. La defi ciencia congénita de esta enzima da lugar al síndrome de Lesch Nyhan, que consiste en hiperuricemia con daño neurológico importante. Para el diagnóstico clínico, no debe considerarse el resultado de un ensayo único, sino que debe integrar datos clínicos y de laboratorio.

Bilirrubina

Los dos principales pigmentos biliares son la bilirrubina y la biliverdina. Se originan en el sistema reticuloendotelial, incluidas las células de Kupffer del hígado y otras célu-las reticuloendoteliales que retiran a los eritrocitos de la circulación. Durante la destrucción de los eritrocitos, se libera hemoglobina; una vez degradada ésta, es posible utilizar de nuevo la globina (parte proteínica) de manera íntegra o aprovechando los aminoácidos que la constitu-yen. A la fracción porfi rínica (grupo hemo) se le desinte-gra en las células reticuloendoteliales del hígado, el bazo y la médula ósea. Durante la degradación del hemo, se libera hierro y se abre el anillo porfi rínico de cuatro gru-pos pirrólicos, para formar el primer pigmento biliar, la biliverdina.

A su vez, la biliverdina se convierte, por reducción, en bilirrubina. La bilirrubina formada en los tejidos se asocia con la albúmina sérica, constituyendo la bilirru-bina indirecta, no conjugada, insoluble en agua. En esta forma, la sangre la transporta hacia el hígado, donde las células hepáticas, mediante la acción de la enzima glu-curonil transferasa, conjugan la bilirrubina con ácido glucurónico, formando diglucurónido de bilirrubina: bi-lirrubina directa, conjugada, hidrosoluble.

Más adelante, los hepatocitos la segregan en el con-ducto hepático, que se une con el conducto cístico pro-cedente de la vesícula biliar para formar el colédoco; por ello, se le excreta con la bilis en el intestino delgado, donde el colédoco descarga su contenido. Al llegar al in-testino, la bilirrubina se libera del glucurónido y, en un paso posterior, las bacterias intestinales lo reducen hasta

Urea

Una fracción importante de las proteínas se transforma en urea, como producto de la desaminación de los ami-noácidos en el hígado, mediante un proceso denominado ciclo de la urea. La urea se elimina en la orina a través de un proceso complejo que tiene lugar en el riñón y que incluye fi ltración, secreción, reabsorción y, por último, excreción. La cuarta parte de la urea se metaboliza en los intestinos para formar amoníaco y dióxido de carbono mediante la actividad de la fl ora bacteriana normal. Más adelante, este amoníaco se reabsorbe del sistema portal y se convierte de nuevo en urea en el hígado. Las concentra-ciones sanguíneas de urea varían de manera proporcional al contenido de la dieta, al catabolismo de las proteínas durante la degradación tisular y a la función hepática. En personas sanas y que ingieren una dieta promedio, la con-centración de urea en sangre es un indicador muy sensible de la función renal. Las concentraciones sanguíneas de urea se elevan antes que se produzca cualquier alteración en las concentraciones de creatinina.

Se encuentran concentraciones elevadas de urea en plasma como consecuencia de una dieta rica en proteí-nas, aumento en el catabolismo de las proteínas, hemo-rragia gastrointestinal, ligera deshidratación, choque, insufi ciencia cardíaca o tratamiento con glucocorticoides (uremia prerrenal). La uremia posrenal se debe a trastor-nos que obstruyen el fl ujo urinario: nefrolitiasis, tumor o hipertrofi a prostática. La utilidad de la urea como indi-cador de la función renal está limitada por la variabilidad de su concentración plasmática, como consecuencia de factores no renales.

Ácido úrico

El ácido úrico es el producto fi nal del catabolismo de las bases púricas (adenina y guanina). Casi todo el ácido úrico se forma en el hígado y en la mucosa intestinal. Se excreta sobre todo a través del riñón; se le fi ltra en el glomérulo y 98% de él se reabsorbe en el túbulo contor-neado proximal. La cantidad eliminada cada día en la orina suele ir de de 250 a 750 mg�dl. La excreción varía en función de la ingesta de purinas, el catabolismo endó-geno, la insufi ciencia renal, la cetoacidosis y el uso de diu-réticos. Cuando se eleva la concentración de ácido úrico en plasma, casi siempre se relaciona con una patología, como insufi ciencia renal, con procesos de regeneración acelerada y amplia destrucción celular, como en las leu-cemias y otras neoplasias, con el uso de diuréticos y, sobre todo, con gota primaria o secundaria.

Existen cuantiosos alimentos que son fuentes exó-genas de purinas (hígado, levadura, alcachofas, riñones, sardinas, etc.) y que, por tanto, llevan a la producción de ácido úrico. Su ingestión tiende a aumentar la can-tidad diaria excretada de ácido úrico (uricosuria), más


Práctica 8. Metabolismo de compuestos nitrogenados 69

urobilinógeno y estercobilinógeno (grupo de urobilinó-genos). Enseguida, el intestino absorbe parte del urobili-nógeno, que pasa a la sangre y regresa al hígado; allí, las células hepáticas lo absorben y secretan, sin modifi car, con la bilis, lo que constituye el ciclo enterohepático del urobilinógeno. Al resto se le excreta, sobre todo en las heces, como urobilinógeno fecal, estercobilinógeno (de 40 a 280 mg diarios), y en la orina (de 0 a 4 mg en 24 horas). Cuando se le expone al aire, el urobilinógeno se oxida y pasa a urobilina.

Creatinina

La síntesis de la creatina tiene lugar en el hígado a partir de tres aminoácidos: glicina, arginina y metionina. La en-zima hepática aminotransferasa forma el radical amidina de la arginina para fi jarlo al nitrógeno de la glicina (gua-nidinoacético). Una transmetilasa que utiliza el metilo de la 5-adenosil-metionina, metila la glucociamina sobre el nitrógeno central, formando la creatina (fi gura 8-1).

La sangre transporta la creatina hasta los músculos, donde mantiene un equilibrio con la fosfocreatina (fosfá-geno), y representa una fuente de energía inmediata para volver a formar el ATP, cuando a éste se le transforma en ADP con la contracción muscular. Cada día, casi 2% de la creatina corporal se convierte en creatinina; los múscu-los no pueden utilizar ésta y se le elimina en la orina.

Objetivo general

• Identifi car algunos productos nitrogenados que se encuentran en la sangre y se excretan en la orina.


• Medir la concentración de urea en suero de sujetos normales mediante un método colorimétrico.

• Cuantifi car la concentración de ácido úrico en plasma mediante un método espectrofotométrico.

• Identifi car por medio de un método semicuantitati-vo la presencia de bilirrubina en la orina.

Materiales y equipo

• Kit para la determinación de urea

• Kit para la determinación de ácido úrico

• Tiras reactivas para identifi cación

de metabolitos en orina

• Centrífuga clínica

• Pipeta graduada de 5 ml

• Tubos de ensayo

• Gradilla


• Jeringas desechables

• Torniquete

• Torundas con alcohol

• Vasos de precipitado

• Palillos de madera o pipetas Pasteur

• Plato caliente

• Etiquetas

• Micropipeta de 0.02 ml


Experimento 1

Determinación de urea por color

Fundamento

La urea presente en el suero origina, de acuerdo con las reacciones descritas a continuación, un indofenol colo-reado que se cuantifi ca mediante espectrofotometría.

ureasaUrea + H2O 2NH4

+ + CO2

nitroprusiatoNH4

+ + Salicilato + NaCIO indofenol

Muestra

Suero, plasma (no hemolizado) u orina. La urea en suero o plasma es estable durante 7 días a temperatura de 2 a 8°C. Se recomienda la heparina como anticoagulante. Figura 8-1. Vía metabólica para la síntesis de creatinina.

L-ornitina

GlicinaL-arginina

Aminotransferasa

Acetato de guanidino

Creatina

Creatinina

Fosfocreatina

(PCr)Eliminación por

vía renal

Transmetilasa

Creatincinasa

ADPATP

O

O

O

O

O

O

O

O

O

O

O

O

O

O

O

O

HN

N

N

NN P

H

HH

NH2 NH3

NH3

NH3

CH 3

3

CH

C

3

NH3

NH2

NH2

NH2

NH

NH

NH

2

NH2

NH2

2

1

1

1

1

1

1

1

1

2

22

2

2

2

2



Experimento 2

Determinación de ácido úrico

uricasa/peroxidasa

Fundamento

El ácido úrico presente en la muestra origina, de acuerdo con las reacciones acopladas que se describen a continua-ción, un complejo coloreado que se cuantifi ca mediante espectrofotometría.

uricasaÁcido úrico + O2 + 2H2O Alantoína + CO2 + H2O2

peroxidasa2H2O2 + Aminoantipirina + DCFS Quinonaimina + 4H2O

Muestra

Suero o plasma (no hemolizado) u orina. El ácido úrico en suero o plasma es estable durante 7 días a 2 a 8°C. Los anticoagulantes como heparina, EDTA, oxalato o fl uo-ruro, no interfi eren.

Procedimiento

1. Atemperar el reactivo a temperatura ambiente.2. Pipetear en tubos de ensayo de acuerdo con el cua-

dro 8-2.Agitar bien e incubar los tubos durante 10 mi-

nutos a temperatura ambiente (16 a 25°C) o durante 5 minutos a 37°C.

3. Leer la absorbancia (A) del patrón y la muestra, a 520 nm, frente a blanco. El color es estable durante 30 minutos, por lo menos.

4. Calcular la concentración de ácido úrico en la mues-tra a partir de la siguiente fórmula general:

AMuestra

APatrón × CPatrón × Factor de dilución de la muestra

= CMuestra

Si se utiliza para calibrar, el patrón de ácido úrico suministrado, el ácido úrico sérico = (AMuestra �APatrón × 6 = mg�dl

Resultado _________

Valores de referencia

Suero y plasma:Hombres: 3.5 a 7.2 mg�dl = 210 − 420 μmol�LMujeres: 2.6 a 6.0 mg�dl = 150 − 350 μmol�LEs recomendable que cada laboratorio establezca sus

propios intervalos de normalidad.

Procedimiento

1. Atemperar los reactivos a temperatura ambiente.2. Pipetear en tubos de ensayo, de acuerdo con el cua-

dro 8-1.Agitar bien e incubar los tubos durante 10 mi-

nutos a temperatura ambiente (16 a 25°C) o durante 5 minutos a 37°C.

3. Pipetear, de acuerdo con el cuadro siguiente:

Blanco Patrón Muestra

Reactivo (B) 1 ml 1 ml 1 ml

4. Agitar bien e incubar los tubos 10 minutos a tempe-ratura ambiente o (16 a 25°C) durante 5 minutos a 37°C.

5. Leer la absorbancia (A) del patrón y de la muestra, a 600 nm, frente al blanco. El color es estable durante 2 horas.

6. Calcular la concentración de urea en la muestra a partir de la siguiente fórmula general:

AMuestra

APatrón × CPatrón × Factor de dilución de la muestra

= CMuestra

Si se utiliza para calibrar, el patrón de urea suminis-trado,

Urea sérica = (Amuestra �Apatrón) × 50 = mg�dl

Resultado _________

Valores de referencia

Suero y plasma: 15 a 39 mg�dl de urea = 7 a 18 mg�dl = 2.5 a 6.5 mmol�L de urea.

En el periodo neonatal, las concentraciones son in-feriores; en personas mayores de 60 años, se encuentran valores superiores a los de adultos. Las concentraciones también tienden a ser un poco mayores en hombres que en mujeres.

Cuadro 8-1. Organización y contenido de los tubos

para determinar concentración de urea.

Tubo Blanco Patrón Muestra

Patrón de

urea (S)

— 10 μl —

Muestra — — 10 μl

Reactivo (A) 1 ml 1 ml 1 ml


Práctica 8. Metabolismo de compuestos nitrogenados 71


1. Investigar y completar el siguiente cuadro.

Parámetros

Resultados

obtenidos

Valores

normales

Patología

relacionada

con la

alteración

Densidad 1.000 a 1.030

pH 5 y 6

Leucocitos Negativos

Nitritos Negativos

Proteínas Negativos

Glucosa Normal

Cuerpos

cetónicos

Negativos

Urobilinó-

geno

Negativo

Bilirrubina Negativa

Sangre Negativa

2. Investigar qué medicamento inhibe a la enzima xanti-na oxidasa y para qué enfermedad se utiliza.

3. Investigar cuáles son las causas de la hiperbilirrubi-nemia.

Experimento 3

Identifi cación de metabolitos

en orina con tira reactiva

Fundamento

El análisis de orina se realiza con pruebas secas listas para su empleo; se trata de tiras recubiertas de reactivos inmo-vilizados en un soporte plástico. Al sumergir la tira en la muestra de orina, se inicia una reacción que proporciona un producto coloreado. La lectura se efectúa frente a una escala de color estandarizada.

Muestra

Orina.

Procedimiento

1. Emplear orina fresca y no centrifugada. Mezclar bien la muestra. La orina a analizar no debe tener más de 4 horas de emitida.

2. Sumergir la tira reactiva por un instante (1 segundo como máximo) en la orina.

3. Al retirarla, rozar el canto lateral del borde del reci-piente para eliminar el exceso de orina.

4. Después de 60 segundos (zona de leucocitos después de 60 a 120 segundos) comparar el color de reacción con la escala cromática.

5. Los cambios de color que aparecen en el margen de las zonas reactivas o después de más de 2 minutos, ca-recen de importancia diagnóstica. Las coloraciones rosas más débiles deben valorarse como hallazgos positivos, es decir, patológicos.

Cuadro 8-2. Organización y contenido de los tubos

para determinar concentración de ácido úrico.

Tubo Blanco Patrón Muestra

Agua


Patrón de

ácido úrico

(S)

— 25 μl —

Muestra — — 25 μl

Reactivo (A) 1 ml 1 ml 1 ml



Discusión

Conclusiones

Bibliografía

Bayardo Pérez B. Apuntes de Análisis Clínicos. Facultad de Ciencias Químicas, 1978:32-33.

Baynes JW, Dominiczak MH. Bioquímica Médica, 2a ed. Else-vier Mosby, 2006:251 y 328.

Borel JP. Bioquímica dinámica. Síntesis de creatina y fosfocreati-na. Ed Médica Panamericana, 1989:677-678.

Garzón de la Mora P. Proyecto X metabolismo de substancias nitrogenadas. 2002:159-167.

McKee T. Bioquímica. Metabolismo del Nitrógeno I y II, 3a ed. Cap 14 y 15. McGraw-Hill, 2003:502-529.

4. Completar el siguiente cuadro de las porfi rias (en-fermedades por alteraciones en la síntesis del grupo hemo).

Enfermedad

Enzima

defi ciente

Manifes-

taciones

clínicas Tratamiento

5. Investigar cuáles son los productos terminales de la degradación de las pirimidinas (citosina, timina y uracilo).




• María Rosalba Ruiz Mejía



Extracción de DNA

de células vegetales

9Práctica

Introducción

Los ácidos nucleicos son polímeros de nucleótidos unidos por enlaces fosfodiéster. Por su composición química, se han clasifi cado en dos tipos: ácido desoxirribonucleico (DNA) y ácido ribonucleico (RNA). Los nucleótidos que forman al DNA están constituido por el azúcar 2′-de-soxirribosa unido mediante enlace éster a ácido fosfórico y mediante enlace N-glucosídico a una de las cuatro bases nitrogenadas (adenina, guanina, timina o citosina).

Los nucleótidos del DNA forman una hélice consti-tuida por dos hebras antiparalelas que se mantienen uni-das mediante puentes de hidrógeno. Para empaquetarse, el DNA se une a nucleoproteínas, denominadas histonas; y cuando se quieren separar estos componentes, se aplica tratamiento con ácidos o con concentraciones altas de sales.

Los nucleótidos del RNA se encuentran formados por el azúcar ribosa, unida mediante enlace glucosídico a una de cuatro bases nitrogenadas (adenina, guanina, ura-cilo o citocina), formando moléculas de una sola cadena.

La función del DNA es la de almacenar y transferir la información genética que conforma a un organismo y a su descendencia. El genoma de un individuo comprende la totalidad de la información genética contenida en el DNA. El DNA junto con los tres tipos de RNA (rRNA, tRNA y mRNA) participa en la biosíntesis ordenada de los componentes de la célula, codifi cando la expresión espacio temporal de las proteínas y respondiendo a los estímulos del medio ambiente.

El genoma se encuentra organizado en forma dife-rente en las células procarióticas y eucarióticas; en estas últimas presenta un mayor grado de complejidad. El ge-noma de las células procarióticas está integrado dentro de

una sola molécula de DNA circular, dispuesta de modo compacto en una zona nuclear denominada nucleoide. El tamaño del genoma bacteriano se puede ejemplifi car con el de Escherichia coli; tiene 1 360 nm y se encuentra cons-tituido por 4 700 kilopares de bases (kpb).

El genoma de las células eucarióticas se encuentra organizado en cromosomas, que son estructuras de DNA relacionadas con proteínas básicas, a las que se les deno-mina histonas, y proteínas no histonas; las histonas tienen carga positiva a pH fi siológico y neutralizan las cargas negativas del fosfato de los nucleótidos, lo que confi ere estabilidad y permite que el DNA que mide casi 2 me-tros de longitud se empaquete en un núcleo de 10 μm de diámetro. El genoma humano está constituido por 46 cromosomas y contiene 5 × 106 kpb en su totalidad.

De acuerdo con el tipo de célula en estudio, para ais-lar los ácidos nucleicos es necesario romper la membrana y la pared celular mediante métodos físicos, químicos o enzimáticos, para liberar las moléculas de DNA al medio extracelular. A partir de esto, la purifi cación de los ácidos nucleicos se realiza mediante la extracción de las proteí-nas y los lípidos con solventes orgánicos, y su recupera-ción, en un paso posterior, al precipitarlos con alcohol (isopropanol o etanol).

En la actualidad, se obtiene DNA de diferentes tipos de células; bacterias, linfocitos, hepatocitos, espermato-zoide humano y de otros mamíferos, células vegetales, etcétera.

Objetivo general

• Aislar e identifi car el DNA extraído del germen de trigo.



tración de cloruro de sodio en el amortiguador CSC hace que el DNA se precipite en presencia de alcohol y a baja temperatura.

Obtención de DNA de germen de trigo

1. Colocar en el congelador (−20ºC) un vaso de precipi-tado que contiene 100 ml de etanol absoluto.

2. Pesar 5 g de germen de trigo y colocarlo en un morte-ro. Agregar al mortero un trocito de hielo y moler el germen hasta que el material quede macerado.

3. Transferir el germen molido a un vaso de precipitado y agregar 20 ml de amortiguador SAS y un trozo de hielo.

4. Congelar y dejar reposar durante 10 minutos.5. Descongelar bajo el chorro de agua de la llave.6. Transferir el homogeneizado a tubos de ensayo, a tra-

vés de una gasa doble, y exprimir el material.7. Centrifugar el fi ltrado durante 10 minutos a 3 000

rpm y desechar el sobrenadante.8. Resuspender el botón en 5 ml (para todos los tubos)

de solución amortiguadora Tris, pH 8.5.9. Pasar el contenido a un vaso de precipitado de 100 ml.

10. Agregar 0.5 ml de EDTA salino.11. Añadir 5 ml de lauril sulfato de sodio.12. Agregar 1 ml de amortiguador CSC y mezclar.13. Verter el contenido de la mezcla anterior, con mucha

lentitud, por la pared de un vaso de precipitado que contenga 100 ml de etanol enfriado a −20ºC.

Nota: En este paso, el DNA forma una nata blanquecina como resultado de su precipitación con el etanol.

14. Pasar la nata con la varilla de vidrio o la cucharita de plástico a un tubo de ensayo.

Actividad de aprendizaje

Realizar el diagrama de fl ujo del procedimiento para la obtención del DNA.

Obtención del DNA de germen de trigo


• Obtener DNA de germen de trigo.• Identifi car el DNA mediante la reacción de la di-

fenilamina.

Materiales y equipo

• Mortero con pistilo

• Vasos de precipitado de 250 ml


• Pipetas de 1, 5 y 10 ml

• Centrífuga

• Tubos de centrífuga de 13 × 100

• Gasa

• Varilla de vidrio o cucharita de plástico

• Hielo

• Plato caliente

• Embudo


• Etanol de 96º frío

• Agua destilada


• Amortiguador SAS

• Solución de TRIS a 0.4 M y pH 8.5

• Lauril sulfato de sodio a 4% en agua v�v

• EDTA salino a pH 8

• Amortiguador CSC

• Difenilamina

• Ácido sulfúrico concentrado

• Citrato de sodio

• Cloruro de sodio

• Sacarosa

• Cloruro de magnesio

• Mercaptoetanol

• Ácido acético glacial


Experimento 1

Extracción del DNA

Fundamento

El germen de trigo se muele con el objetivo de obtener partículas más fi nas y destruir las nucleasas del DNA. El siguiente objetivo consiste en romper la pared celular, lo que se lleva a cabo al agregar la solución amortiguadora SAS. Posteriormente se fi ja para obtener células más dis-gregadas, se centrifuga para obtener un botón que con-tiene las células, que se mantienen en una solución amor-tiguadora. Se agrega un detergente como el lauril sulfato de sodio, para emulsifi car las membranas lipídicas. En la siguiente etapa, se utiliza EDTA y citrato de sodio, que son quelantes de Ca++ y Mg++, respectivamente; estos cationes estabilizan las nucleoproteínas. La alta concen-


Práctica 9. Extracción de DNA de células vegetales 75

Anote las observaciones, explicando el proceso reali-zado y el aspecto del material obtenido.

Experimento 2

Identifi cación de la desoxirribosa

Fundamento

Se basa en la reacción del azúcar desoxirribosa, presente en el DNA, con el reactivo difenilamina, que forma un complejo azul en condiciones ácidas.

Procedimiento

1. En un tubo de ensayo de 15 ml, colocar la nata de DNA obtenida a partir del germen de trigo y lavarla de manera cuidadosa con agua destilada para elimi-nar el exceso de alcohol.

2. Agregar 5 ml del reactivo de difenilamina.3. Poner el tubo de ensayo en baño de agua hirviendo

durante 8 minutos.4. Observar la coloración.

Actividad de aprendizaje

Realizar el diagrama de fl ujo del procedimiento para la identifi cación de la desoxirribosa.

Identifi cación de la desoxirribosa

Discusión

Conclusiones


1. Amortiguador SAS.Pesar:• 1.21 g de TRIS (hidroximetil amino metano).• 17.1 g de sacarosa.• 0.5 g de MgCl2.

Disolver cada compuesto en agua destilada uti-lizando vasos de precipitado, de manera individual. Vaciar las diluciones anteriores en un matraz volu-métrico al que se añaden 1.75 ml de mercaptoetanol y aforar con agua a un litro.



2. Solución de TRIS a 0.4 M.Pesar 48.4 g de TRIS (hidroximetil amino metano), disolver y aforar a un litro con agua destilada, ajus-tando a un pH de 8.5.

3. Lauril sulfato de sodio a 4%.Pesar 20 g de lauril sulfato de sodio, disolver en agua destilada y aforar en un matraz volumétrico de 500 ml.

4. EDTA salino.Pesar:• 18.6 g de EDTA (etilendiamino tetraacético).• 4.25 g de NaCl.

Disolver cada compuesto en agua destilada uti-lizando vasos de precipitado de manera individual. Vaciar las diluciones anteriores en un matraz volumé-trico de 500 ml. Aforar con agua destilada y ajustar la solución a un pH de 8.

5. Amortiguador CSC.Pesar:• 22 g de citrato de sodio.• 43.8 g de NaCl.

Disolver cada compuesto en agua destilada uti-lizando vasos de precipitado de manera individual. Vaciar las diluciones anteriores en un matraz volu-métrico y aforar a 500 ml.

6. Difenilamina.Disolver 5 g de difenilamina en 500 ml de ácido

acético glacial, agregar 14 ml de ácido sulfúrico con-centrado.

Bibliografía

McKee T. Bioquímica, 3a ed. Cap 17. Ácidos nucleicos. McGraw-Hill, 2003:562-608.

Pérez García G. Bioquímica: temas selectos y prácticas, 3a ed. Laboratorio de Bioquímica CUCS, 1996:130.

Plummer DT. Bioquímica práctica, 2a ed. McGraw-Hill, 1981:208.

http:��learn.genetics.utah.edu. Extracción de DNA de germen de trigo. [Revisado el 22 de septiembre de 2013.]



Defi nición de prefi jos,

unidades y constantes físicas

1Apéndice

Prefi jos de uso frecuente

Prefi jo Simbología Equivalente a

tera T 1012

giga G 109

mega M 106

kilo k 103

hecta H 102

deci d 10−1

centi c 10−2

mili m 10−3

micro μ 10−6

nano n 10−9

pico p 10−12

femto f 10−15

atto a 10−18

yacto y 10−21

11_Appendix_01_Sánchez_3R.indd 77 05/04/14 20:23


Constantes físicas

Constante física Símbolo o abreviatura Valor

Número de Avogadro N 6.022 × 1023 mol−1

Curie Ci 3.7 × 1010

desintegraciones s−1

Dalton Da 1.661 × 10−24 g

Constante de Faraday F 96 487 J�V mol−1

23 062 cal V−1 mol−1

Constante de los gases R 8.314 J mol−1 K−1

1.987 cal mol−1 K−1

Constante de Planck h 6.626 × 10−34 J s

1.584 × 10−34 cal s

Velocidad de la luz (vacío) c 2.997 × 10−10 cm s−1

Otros factores

Pi 3.1416

ln (loge) X = 2.303 log10 X

1.0 J = 0.239 cal = 107 erg = 1 W s


Apéndice


Constantes biológicas2

Prueba Muestra Unidades convencionales

Factor de

conversión Unidades SI

Ácido úrico Suero Varón: 2.4 a 7.4 mg�dl

Mujer: 1.4 a 5.8 mg�dl

59.48 Varón: 140 a 440 μmol�L

Mujer: 80 a 350 μmol�L

Bilirrubina Suero Total: 0.1 a 1.2 mg�dl

Directa (conjugada con glucu-

ronato): 0.1 a 0.4 mg�dl;

indirecta (no conjugada): 0.1 a

0.7 mg�dl

17.10 2 a 21 μmol�L <7

μmol�L

Bióxido de carbono

(CO2) total

Suero 22 a 28 meq�L

Peligro: <15 o >40 meq�L

1.00 22 a 28 mmol�L

Calcio (Ca2+) total Suero 22 a 28 meq�L

Peligro: <15 o >40 meq�L

0.25 2.1 a 2.6 mmol�L

Colesterol Suero Deseable: <200 mg�dl

Valor límite: 200 a 239 mg�dl

Riesgo grande: >240 mg�dl

0.03 Deseable: <5.2 mmol�L

Valor límite: 5.2 a 6.1

mmol�L

Colesterol de HDL Suero Varón: 27 a 67 mg�dl

Mujer: 34 a 88 mg�dl

0.026 0.7 a 1.73 mmol�L

0.88 a 2.28 mmol�L

Colesterol de LDL Suero <130 mg�dl 0.026 <3.37 mmol�L

Creatinina (Cr) Suero 0.6 a 1.2 mg�dl 83.3 50 a 100 μmol�L

Depuración

de creatinina

Orina de 24 h

simultánea con

creatinina en

suero o plasma

Adultos: 90 a 140 ml�min�1.73

m2 BSA

0.017 1.5 a 2.3 ml�s�1.73 m2

BSA

Electroforesis de

proteínas

Suero Adultos:

Albúmina: 3.3 a 4.7 g�dl

α1: 0.1 a 0.4 g�dl

α2: 0.3 a 0.9 g�dl

β: 0.7 a 1.5 g�dl

γ: 0.5 a 1.4 g�dl

10.00 33 a 47 g�L

1 a 4 g�L

3 a 9 g�L

7 a 15 g�L

5 a 14 g�L

(Continúa)



Prueba Muestra Unidades convencionales

Factor de

conversión Unidades SI

Glucosa Suero 60 a 105 mg�dl

Peligro extremo:

<40 o >500 mg�dl

0.06 3.3 a 6.3 mmol�L

Hematócrito Sangre completa Varón: 39 a 49%

Mujer: 35 a 45%

0.01 Varón: 0.39 a 0.49%

Mujer: 0.35 a 0.45%

Hemoglobina

(HbA1c)

(glucosilada)

Suero 3.9 a 6.9% (según el método)

Hemoglobina total

(Hb)

Sangre completa Varón: 13.6 a 17.5 g�dl

Mujer: 12.0 a 15.5 g�dl

10.0

Hierro (Fe2+) Suero 50 a 175 μg�dl 0.18 9 a 31 μmol�L

Magnesio (Mg2+) Suero 1.8 a 3.0 mg�dl 0.41 0.75 a 1.25 mmol�L

Nitrógeno de la

urea en sangre

Suero 8 a 20 mg�dl 0.36 2.9 a 7.1 mmol�L

Oxígeno, presión

parcial de (pO2)

Sangre

completa

heparinizada

83 a 108 mmHg 0.13 11.04 a 14.36 Kpa

pH Sangre completa Arterial: 7.35 a 7.45

Venosa: 7.31 a 7.41

Plomo (Pb) Sangre completa Niño: <25 μg�dl

Adulto: <40 μg�dl

0.05 Niño: <1.21 μmol�L

Adulto: <1.93 μmol�L

Proteínas totales Plasma o suero 6.0 a 8.0 g�dl 10.0 60 a 80 g�dl

Sodio (Na+) Suero 135 a 145 meq�L 1.0 135 a 145 mmol�L

Tiempo de

protrombina (PT)

Sangre completa 11 a 15 s

Peligro: ≥30

(específi ca de laboratorio)

Tiempo parcial de

tromboplastina

activada (PTT)

Plasma 25 a 35 s

(varían los valores)

Peligro: ≥60 s

Triacilgliceroles Suero <165 mg�dl 0.01

Bibliografía

Nicoll CD. Apéndice de valores de laboratorio de referencia. En: Tierney LN, Jr, McPhee SJ, Papadakis MA. Diagnóstico clínico y tratamiento, 39a ed. México: El Manual Moderno, 2006:1613-1623.


Apéndice

Termogénesis

por la actividad física (AF)En forma práctica, la actividad física se puede clasifi car de la siguiente manera:

Actividad física leve = 20% (del gasto energético basal).Ejemplo. La mayor parte de su actividad física la rea-

liza sentado.Actividad física moderada = 30% (del gasto energético basal).

Ejemplo. La actividad física que desarrolla un ama de casa.Actividad física intensa = 40% (del gasto energético ba-sal).

Ejemplo. La actividad de un albañil.Actividad física extrema = 100% (del gasto energético basal).

Ejemplo. Deportistas de alto rendimiento.

Fórmula de Harris

Benedict para determinar

el gasto energético diario

Varones: 66.5 + 13.75 (P) + 5.08 (T) – 6.78 (E) + ADE + AFMujeres: 65.51 + 9.56 (P) + 1.85 (T) – 4.68 (E) + ADE + AF

En donde: P = peso expresado en kilogramos E = edad expresada en años T = talla expresada en centímetros ADE = acción dinámica específi ca de los alimentos AF = actividad física

Las proporciones ideales de nutrimentos para man-tenerse sano son las siguientes:



Determinación del gasto

energético diario (GED)

3

El GED indica la cantidad de calorías que un individuo debe consumir para abastecer los requerimientos ener-géticos que le permitan realizar las actividades tanto fi -siológicas como físicas. Si el gasto corresponde a lo que consume en los alimentos, el individuo mantendrá su peso ideal; por lo contrario, si el consumo de alimentos supera el gasto energético diario, el individuo aumentará de peso. El gasto energético comprende los siguientes me-canismos termogénicos:

a) Metabolismo basal o gasto energético basal en repo-so (MB) de 60 a 70%.

b) Actividad dinámica específi ca de los alimentos de 6 a 10%.

c) Termogénesis inducida por el ejercicio de 20 a 100%.

Metabolismo basal (MB)Una forma práctica para determinar el metabolismo ba-sal es multiplicando 24 kcal por el peso del individuo en kilogramos, dando por resultado la cantidad de calorías que requiere el individuo para sobrevivir durante 24 h (si estuviera en reposo, acostado, boca arriba, sin ingesta de alimentos y sin realizar actividades intelectuales).

Ejemplo: para un individuo de 80 kg de peso

24 kcal × 80 kg = 1 920 kcal�24 h

Acción dinámica específi ca

de los alimentos (ADE)Se refi ere a las calorías que quema la persona durante el proceso de masticación, digestión y absorción de los alimentos, también conocida como termogénesis inducida por la ingesta y digestión de los alimentos. Su valor varía entre 6 y 10% del gasto energético basal, dependiendo de la cantidad y tipo de ingesta.



Proteínas = 20% como máximo (0.78 a 1.27 g�kg de peso).

Lípidos = 20 a 30% de las calorías calculadas, de las cuales:

20% lípidos insaturados y 10% saturados.Carbohidratos = 50 a 60% de las calorías calculadas.

En el cuadro A3-1 se presentan las calorías que apor-ta cada uno de los nutrimentos.

Es muy recomendable conocer los grupos de alimen-tos, las cantidades de nutrimentos que cada uno de ellos aporta y las kilocalorías que proporcionan por cada ra-ción ingerida; esta información se encuentra en el cuadro A3-2.

Con toda la información presentada se puede diseñar un menú saludable al combinar algunos de los alimentos mencionados, los cuales, si son del mismo grupo, resultan intercambiables para que se varíe día con día el menú, siempre y cuando se respeten las raciones. Las cantidades de alimentos específi cos de cada grupo de alimentos se muestran en el cuadro A3-3.

Cuadro A3-1. Calorías aportadas por cada

gramo de proteínas, lípidos y carbohidratos.

Nutrimento kcal/gramo

Proteínas 4

Lípidos 9

Carbohidratos 4

Cuadro A3-2. Grupos de alimentos, equivalentes

y composición promedio de nutrimentos.

Grupo

Energía

(kcal)

Proteínas

(g)

Lípidos

(g)

Carbohidratos

(g)

Cereales y

tubérculos

68 2 0 15

Legumi-

nosas

97 7 1 15

Verduras 28 2 0 5

Frutas 40 0 0 10

Carne,

queso y

huevo

(grupo A)

75 7 5 0

Leche 160 8 8 12

Grasa 45 0 5 0

Azúcares 40 0 0 10

Cuadro A3-3. Grupos de alimentos y raciones

recomendadas.

Cereales y tubérculos

Arroz cocido ½ de taza

Arroz infl ado ½ de taza

Bolillo con migajón ⅓ de pieza

Tortilla 1 pieza mediana

Bollo para hamburguesa ½ pieza

Camote en cuadritos ¼ de taza

Donas azucaradas ⅓ de pieza

Galletas de barquillo

rellenas

2 piezas

Galletas con chispas de

chocolate

1 ½ piezas

Galletas con malvavisco 1 pieza

Galletas de animalitos 6 piezas

Galletas de avena y pasas 1 pieza mediana

Galletas de centeno 3 piezas medianas

Galletas de coco y nuez 1 ⅓ de piezas

Galletas de higo 1 ½ piezas

Galletas de mantequilla 3 piezas medianas

Galletas dedos de novia 1 ¾ de piezas

Galletas palitos salados 2 piezas

Galletas para sopa 20 piezas

Galletas saladas 3 piezas

Galletas sándwich de

vainilla o chocolate

1 ⅓ de piezas

Harina de arroz 1 ½ cdas. soperas

Harina de centeno 2 ⅓ de cdas. soperas

Harina de trigo integral 2 ½ cdas. soperas

Harina de trigo refi nada 2 cdas. soperas

Hojuelas de avena ¼ de taza

Hojuelas de maíz ¾ de taza

Hojuelas de maíz azuca-

radas

½ taza

Hojuelas de papa ⅓ de taza

Hot cakes (panqueques) 1 pieza mediana

(Continúa)


Apéndice 3. Determinación del gasto energético diario (GED) 83

Cereales y tubérculos

Maicena 2 cdas. soperas

Maíz (granos) ½ taza

Maíz palomero infl ado 3 tazas

Medias noches ½ pieza

Pan alemán 1 rebanada delgada

Pan de caja blanco, tosta-

do o integral

1 rebanada

Panqué casero 1 rebanada delgada

Panqué de jengibre 1 rebanada delgada

Papa en cuadritos ½ taza

Pastas para sopa ½ taza

Pastelitos con nueces

(brownies)

1 pieza

Pay de cereza 1 rebanada muy delgada

Pay de durazno 1 rebanada muy delgada

Pay de fresa 1 rebanada muy delgada

Pay de limón con meren-

gue

1 rebanada muy delgada

Pay de manzana 1 rebanada muy delgada

Pay de piña 1 rebanada muy delgada

Pay de zarzamora 1 rebanada delgada

Salvado de trigo ½ taza

Tapioca cruda 1 ½ cdas. soperas

Verduras

Berenjena Libre

Berro Libre

Betabel ½ taza

Brócoli Libre

Calabacita ½ taza

Cebolla ½ taza

Cilantro Libre

Col Libre

Col de Bruselas ½ taza

Colifl or Libre

Chayote Libre

Chilacayote Libre

Chile poblano ½ taza

Ejote tierno Libre

Espárrago ½ taza

Espinaca Libre

Flor de calabaza Libre

Flor de colorín Libre

Hongos ½ taza

Huazontle ½ taza

Jitomate Libre

Lechuga Libre

Nabo ½ taza

Nopal Libre

Pepino Libre

Perejil Libre

Pimiento morrón ½ taza

Poro ½ taza

Quelite ½ taza

Rábano Libre

Romerito Libre

Tomate Libre

Verdolaga Libre

Zanahoria ½ taza

Leguminosas

Arverjones ½ taza

Chícharos (guisantes) ½ taza

Frijoles ( judías) ½ taza

Garbanzos ½ taza

Habas ½ taza

Lentejas ½ taza

Soya texturizada 1 ½ tazas, rehidratada

Verduras

Acelga Libre

Alcachofa Libre

Apio Libre(Continúa)


recomendadas (Continuación).



Frutas Ración

Contenido

de fi bra

Capulín 12 piezas Mediana

Ciruela 8 piezas Mediana

Ciruela pasa 2 piezas Baja

Chabacano

fresco

3 piezas Mediana

Chabacano seco 5 mitades Mediana

Chicozapote 1 pieza pequeña Mediana

Chirimoya 1�10 taza Alta

Dátil 2 piezas Baja

Durazno 1 pieza pequeña Mediana

Fresa ¾ de taza Alta

Granada 2 piezas Alta

Guayaba 2 piezas pequeñas Alta

Higo fresco 1 pieza Mediana

Jícama ¾ de taza, en cuadritos Baja

Lima 2 piezas Mediana

Mamey 1�10 taza Baja

Mandarina 1 pieza Mediana

Mango ½ pieza pequeña Mediana

Manzana 1 pieza Mediana

Manzana en

puré

½ taza Baja

Naranja 1 pieza pequeña Alta

Nectarina ½ pieza Baja

Papaya ¾ de taza Mediana

Pasas 2 cdas. soperas Baja

Pera ½ pieza pequeña Alta

Piña ½ taza, en cuadritos Mediana

Plátano (banana) ½ pieza (9 cm) Baja

Sandía 1 taza, en cuadritos Baja

Toronja ½ pieza Baja

Tuna ½ pieza Alta

Uva 10 piezas Baja

Zarzamora ½ pieza Alta

Carnes, huevo y pescado

Subgrupo A

Aves sin piel: avestruz, codorniz, pavo,

pollo

30 g

Clara de huevo 2

Conejo desgrasado: costilla, lomo,

pierna

30 g

Cordero desgrasado 30 g

Mariscos: almejas, camarones, jaibas,

ostiones

30 g

Quesos: cabra, cottage, fresco,

parmesano, requesón

30 g

Pescado: fresco, congelado o ahumado,

sardinas drenadas, atún drenado

30 g

Res desgrasada: aguayón, bola,

empuje, falda, fi lete, lengua, T-bone,

rosbif

30 g

Ternera desgrasada: costilla, lomo,

pierna

30 g

Azúcares

Agua de coco natural 1 taza

Almendra con chocolate 2 piezas

Azúcar refi nada 2 cucharaditas

Caramelo macizo 2 piezas

Chocolate en barra de 23 g ⅓ barra

Gelatina preparada ⅓ de de taza

Horchata de arroz ½ taza

Jalea 1 rebanada

delgada

Leche condensada 1 cucharada

Mermelada de frutas 1 cucharadita

Miel de abeja 1 cucharadita

Miel de maíz 1 cucharada

Miel de maple 1 cucharada

Nieve ¼ de taza

Piloncillo refi nado 2 cucharadas

Queso de tuna ½ rebanada

delgada

Refresco ⅓ de taza

(Continúa)




Apéndice 3. Determinación del gasto energético diario (GED) 85

Bibliografía

Espinosa T. Aspectos básicos de calorimetría. En: Casanueva E y cols. Nutriología médica, 2a ed. México: Editorial Paname-ricana, 2001:516-527.

Pérez-Lizaur AB. Plan alimentario para el individuo sano y el individuo enfermo. En: Casanueva E y cols. Nutriología Mé-dica, 2a ed. México: Editorial Panamericana, 2001:532-672.

Grasas

Aceites vegetales 1 cucharadita

Aceitunas 15 piezas

pequeñas o

7 grandes

Aguacate 30 g o

1⁄5 de pieza

Ajonjolí (sésamo) 1 cucharada

Almendra 10 piezas

Avellana 7 piezas

Cacahuate (maní) 5 piezas

Coco rallado 1 cucharada

Crema de cacahuate 1 cucharadita

Crema espesa 1 cucharada

Manteca de cerdo 1 cucharadita

Manteca vegetal 1 cucharadita

Mantequilla 1 cucharadita

Margarina 1 cucharadita

Mayonesa 1 cucharadita

Nuez 2 piezas

Paté de hígado 1 cucharada

Pepitas (semillas) 1 cucharada

Pistacho 4 piezas

Piñón 2 cucharaditas

Queso crema 1 cucharada

Semillas de girasol 1 cucharada

Tocino 1 rebanada

delgada

Leche

Leche descremada 1 taza

Yogurt de leche descremada 1 taza





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Apéndice


Historia clínica4

Fecha ____/____/____

día mes año

DATOS DE REGISTRO

NÚMERO DE FICHA:

NOMBRE:

DIRECCIÓN:

CALLE:

COLONIA:

CÓDIGO POSTAL:

CIUDAD:

TEL. CONVENCIONAL: TEL. CELULAR:

RADIOLOCALIZADOR: E-MAIL:

EDAD: GÉNERO: MASCULINO FEMENINO

LUGAR DE NACIMIENTO: LUGAR DE RESIDENCIA:

URBANA RURAL URBANA RURAL

¿DESDE CUÁNDO? MESES: AÑOS:

ESTADO CIVIL: SOLTERO CASADO DIVORCIADO UNIÓN LIBRE VIUDO OTRO

ESCOLARIDAD: PRIMARIA SECUNDARIA PREPARATORIA LICENCIATURA MAESTRÍA DOCTORADO

OCUPACIÓN: DESEMPLEADO SÍ NO



ANTECEDENTES HEREDOFAMILIARES

¿VIVE SU PADRE? SÍ NO

CAUSA DE MUERTE

¿VIVE SU MADRE? SÍ NO

CAUSA DE MUERTE

HERMANOS TOTAL FEMENINOS VIVOS MASCULINOS VIVOS

CAUSA DE MUERTE DE HERMANOS

OBESIDAD EN ABUELO PATERNO SÍ NO

OBESIDAD EN ABUELA PATERNA SÍ NO

OBESIDAD EN ABUELO MATERNO SÍ NO

OBESIDAD EN ABUELA MATERNA SÍ NO

OBESIDAD EN PADRE SÍ NO

OBESIDAD EN MADRE SÍ NO

OBESIDAD EN HERMANOS SÍ NO

OBESIDAD EN TÍOS PATERNOS SÍ NO

OBESIDAD EN TÍOS MATERNOS SÍ NO

ABUELO PATERNO DIABÉTICO SÍ NO

ABUELA PATERNA DIABÉTICA SÍ NO

ABUELO MATERNO DIABÉTICO SÍ NO

ABUELA MATERNA DIABÉTICA SÍ NO

PADRE DIABÉTICO SÍ NO

MADRE DIABÉTICA SÍ NO

HERMANOS DIABÉTICOS SÍ NO ¿CUÁNTOS?

TÍOS PATERNOS DIABÉTICOS SÍ NO ¿CUÁNTOS?

TÍOS MATERNOS DIABÉTICOS SÍ NO ¿CUÁNTOS?

FAMILIARES CON PRESIÓN ALTA SÍ NO ¿CUÁNTOS?

FAMILIARES CON INFARTO AL CORAZÓN SÍ NO ¿CUÁNTOS?

FAMILIARES CON EMBOLIA CEREBRAL SÍ NO ¿CUÁNTOS?

FAMILIARES CON ASMA BRONQUIAL SÍ NO ¿CUÁNTOS?

FAMILIARES CON HONGOS EN UÑAS SÍ NO ¿CUÁNTOS?

FAMILIARES CON HONGOS EN PIEL SÍ NO ¿CUÁNTOS?

FAMILIARES CON ALERGIA A ALIMENTOS SÍ NO ¿CUÁNTOS?

FAMILIARES CON OTRA ALERGIA SÍ NO ¿CUÁNTOS?


Apéndice 4. Historia clínica 89

ANTECEDENTES PERSONALES NO PATOLÓGICOS

¿CUÁNTO PESÓ AL NACER? GRAMOS NO SÉ

RAZA/ETNIA MESTIZA CAUCÁSICA NATIVA NEGRA ORIENTAL OTRA

VACUNAS SÍ NO BCG DPT POLIO TRIPLE QUÍNTUPLE

RESPECTO DE LA CASA QUE HABITA:

NÚMERO DE CUARTOS:

NÚMERO DE PERSONAS POR CUARTO:

PISO: TIERRA CEMENTO MOSAICO OTRO

TECHO: MATERIAL LÁMINA TEJA OTRO

SERVICIOS: AGUA DRENAJE LUZ TELÉFONO

ANIMALES DOMÉSTICOS: SÍ NO ¿CUÁNTOS?

HIGIENE:

BAÑO: DIARIO CADA TERCER DÍA 1 VEZ POR SEMANA OTRA

ASEO DE LAS

MANOS:

SIEMPRE ESTÁN

SUCIAS

ANTES DE COMER DESPUÉS DE IR AL

BAÑO

OTRA

LAVADO DE LOS

DIENTES:

DESPUÉS DE CADA

ALIMENTO

1 VEZ POR DÍA EN OCASIONES NUNCA

CAMBIO DE ROPA: DIARIO CADA TERCER DÍA SEMANAL OTRO

HISTORIA LABORAL:

TRABAJOS DESARROLLADOS:

¿TIENE ALGÚN RIESGO EN SU TRABAJO? SÍ NO

¿ACTUALMENTE TIENE TRABAJO? SÍ NO FIJO OCASIONAL OTRO

¿HA TENIDO PERIODOS DE DESEMPLEO? SÍ NO

¿CÓMO CONSIDERA SU SITUACIÓN

ECONÓMICA ACTUAL?

EXCELENTE BUENA REGULAR MALA

¿TIENE ALGO QUE LE PREOCUPE? SÍ NO ¿QUÉ COSA?

SOBRE ADICCIONES:

TABAQUISMO SÍ NO YA NO EDAD DE

INICIO

¿DESDE

CUÁNDO

DEJÓ DE

FUMAR?

¿CUÁNTO TIEMPO HA

FUMADO (EN AÑOS)?

CANTIDAD

DE

CIGARRILLOS

POR DÍA

¿CONOCE EL RIESGO?

INGESTIÓN DE BEBIDAS ALCOHÓLICAS SÍ NO YA NO CANTIDAD FRECUENCIA

EDAD DE

INICIO

TIEMPO DE CONSUMO

(EN AÑOS)

¿DESDE CUÁNDO DEJÓ DE

BEBER?

TIPO DE BEBIDA ALCOHOL CERVEZA TEQUILA BRANDY VODKA



¿TOMA ALCOHOL EN SITUACIONES DIFÍCILES, PARA TOMAR VALOR O

SENTIRSE ALEGRE?

SÍ NO

¿HA FALTADO A SU TRABAJO POR PROBLEMAS EN LA MANERA DE BEBER? SÍ NO

¿HA TENIDO PROBLEMAS LEGALES POR CAUSA DEL ALCOHOL? SÍ NO

¿HA TENIDO PROBLEMAS SOCIALES POR CAUSA DEL ALCOHOL? SÍ NO

¿BEBE POR LA MAÑANA ANTES DE REALIZAR CUALQUIER OTRA ACTIVIDAD? SÍ NO

¿LE APETECE BEBER CUANDO ESTÁ SOLO? SÍ NO

¿PRESENTA ENROJECIMIENTO DE LA CARA, PALPITACIONES, FALTA DE AIRE Y

MALESTAR GENERAL ANTES DE TERMINAR LA PRIMERA BEBIDA?

SÍ NO

¿A CUÁNTAS COPAS O CERVEZAS

PRESENTA USTED ESTOS SÍNTOMAS?

MENOS DE 1 1 A 3 3 A 5 MÁS DE 5

¿HA SIDO NECESARIO RECURRIR A ALGÚN TRATAMIENTO

DEBIDO A SU FORMA DE BEBER?

SÍ NO ESPECIFIQUE

¿SABE LOS DAÑOS A LA SALUD QUE OCASIONA? SÍ NO ESPECIFIQUE

TOXICOMANÍAS

DROGADICCIÓN SÍ NO YA NO EDAD DE INICIO ¿DESDE

CUÁNDO

YA NO?

¿CUÁNTO

TIEMPO HA SIDO

DEPENDIENTE

(EN AÑOS)?

FRECUENCIA DE

LA ADICCIÓN

EN NÚMERO DE

VECES POR DÍA

¿CONOCE EL

RIESGO?

TIPO DE DROGA SOLVENTE MARIGUANA COCAÍNA TACHAS DE DISEÑO

¿CONSUME

CAFÉ?

SÍ NO YA NO EDAD DE INICIO ¿DESDE

CUÁNDO

YA NO?

¿CUÁNTO

TIEMPO HA SIDO

DEPENDIENTE

(EN AÑOS)?

TAZAS AL DÍA ÚLTIMA FECHA

DE CONSUMO

MEDICAMENTOS SÍ NO YA NO ¿DESDE

CUÁNDO?

ÚLTIMA FECHA

DE CONSUMO

¿LOS HA

SUSPENDIDO

POR SU

CUENTA?

SÍ NO FRECUENCIA DE

CONSUMO

¿DESDE

CUÁNDO

YA NO?

TIPO DE

MEDICAMENTOS

ANTIBIÓTICOS ANTI-

INFLAMATORIOS

LAXANTES DIURÉTICOS OTROS

SÍ NO YA NO CANTIDAD FRECUENCIA

¿USA PLANTAS

MEDICINALES?

FRECUENCIA DE

CONSUMO

¿DESDE

CUÁNDO YA NO?

NOMBRE DE LA

PLANTA

PREPARACIÓN ¿PARA QUÉ

ENFERMEDAD?

RESULTADO MEJORÓ EMPEORÓ IGUAL



ANTECEDENTES PERSONALES PATOLÓGICOS

¿PADECE

ALGUNA

ENFERMEDAD?

SÍ NO ¿CUÁL?

¿DESDE

CUÁNDO?

¿RECIBE

TRATAMIENTO?

SÍ NO ¿CUÁL?

FECHA DIAGNÓSTICA: TRATAMIENTO:

¿ES USTED

DIABÉTICO?

SÍ NO TIPO I II


¿PADECE

CONVULSIONES?

SÍ NO LESIONES

OCASIONADAS

SÍ NO


¿PADECE ASMA? SÍ NO TIPO

FECHA

DIAGNÓSTICA:

¿SU

ENFERMEDAD SE

RELACIONA CON

AUMENTO DE

PESO?

SÍ NO TRATAMIENTO:

¿PADECE

PRESIÓN ALTA?

SÍ NO ¿DESDE CUÁNDO?

FECHA

DIAGNÓSTICA:

¿SU

ENFERMEDAD SE

RELACIONA CON

AUMENTO DE

PESO?

SÍ NO TRATAMIENTO:

¿LE HAN

DETECTADO EL

ÁCIDO ÚRICO

ALTO?

SÍ NO ¿DESDE

CUÁNDO?

TRATAMIENTO:

¿HA PADECIDO

HONGOS EN

LA PIEL O LAS

UÑAS?

SÍ NO ¿DESDE

CUÁNDO?

TRATAMIENTO:

¿HA PADECIDO

ALGUNA

ALERGIA?

SÍ NO ¿DESDE

CUÁNDO?

TRATAMIENTO:

CAUSA ALIMENTOS MEDICAMENTOS ANIMALES OTRAS

OTRAS ENFERMEDADES QUE HAYA PADECIDO



ANTECEDENTES GINECOOBSTÉTRICOS

EDAD DE SU PRIMERA REGLA

(MENARQUIA)

AÑOS

IRREGULARIDADES MENSTRUALES SÍ NO TIPO TRATAMIENTO

¿CADA CUÁNDO TIENE SU REGLA? DÍAS

¿CUÁNTO DURA SU REGLA? DÍAS

¿SE HA EMBARAZADO? SÍ NO NÚMERO DE VECES

NÚMERO DE ABORTOS SÍ NO ¿CUÁNTOS? CAUSAS

NÚMERO DE CESÁREAS SÍ NO ¿CUÁNTAS? CAUSAS

¿UTILIZA MÉTODOS ANTICONCEPTIVOS? SÍ NO TIPO

FECHA DE ÚLTIMA REGLA

FECHA DE ÚLTIMO PARTO, CESÁREA, O

AMBOS

INTERROGATORIO POR APARATOS Y SISTEMAS

DOLOR DE CABEZA SÍ NO

MAREOS SÍ NO

VÉRTIGO SÍ NO

CANSANCIO FÁCIL SÍ NO

CALAMBRES SÍ NO

ALTERACIONES DEL

SUEÑO

SÍ NO INSOMNIO MUCHO SUEÑO MALA CALIDAD DEL

SUEÑO

SANGRADO FÁCIL O EXCESIVO (NO MENSTRUAL) SÍ NO

MORETONES FÁCILES SÍ NO

PALIDEZ DE LA PIEL SÍ NO

DOLORES ARTICULARES (COYUNTURAS) SÍ NO

RIGIDEZ DE LAS ARTICULACIONES SÍ NO ¿CUÁNTO TIEMPO LE DURA?

HINCHAZÓN, EDEMA DE MIEMBROS

SUPERIORES E INFERIORES

SÍ NO POR LA

MAÑANA

DURANTE EL

DÍA

POR LA

NOCHE

HINCHAZÓN, EDEMA DE LA CARA SÍ NO POR LA

MAÑANA

DURANTE EL

DÍA

POR LA

NOCHE

DOLOR DE PECHO SÍ NO

EDEMA DE ARTICULACIONES SÍ NO ¿CUÁL?

ANSIEDAD SÍ NO

IRRITABILIDAD SÍ NO

TRISTEZA EXAGERADA SÍ NO

LLORA FÁCILMENTE SÍ NO

COMPULSIONES SÍ NO

AUTOMEDICACIÓN SÍ NO



HOSPITALIZACIONES SÍ NO CAUSA FECHA

CIRUGÍAS SÍ NO CAUSA FECHA

INFECCIONES FRECUENTES DE VÍAS

RESPIRATORIAS ALTAS

SÍ NO ¿CUÁLES?


RESPIRATORIAS BAJAS

SÍ NO ¿CUÁLES?


URINARIAS

SÍ NO ¿CUÁLES?

INFECCIONES FRECUENTES DE LA

PIEL

SÍ NO ¿CUÁLES?

INFECCIONES FRECUENTES DEL

ESTÓMAGO

SÍ NO ¿CUÁLES?

OTRAS INFECCIONES FRECUENTES SÍ NO ¿CUÁLES?

HÁBITOS PERSONALES

¿A QUÉ HORA SE LEVANTA? ¿A QUÉ HORA SE ACUESTA? ¿CUÁNTO TIEMPO DUERME?

¿TOMA SIESTA? SÍ NO DURACIÓN

¿CUÁNTAS VECES COME AL

DÍA?

VECES ¿COME ENTRE COMIDAS? SÍ NO

¿COME FUERA DE LA CASA? SÍ NO FRECUENCIA VECES

¿CÓMO PREFIERE LA COMIDA? ASADA COCIDA FRITA DE TODO OTROS

¿COME ALIMENTOS

INTEGRALES?

SÍ NO FRECUENCIA VECES

¿COME PRODUCTOS

CHATARRA?

SÍ NO FRECUENCIA VECES

¿DESDE CUÁNDO TIENE

SOBREPESO?

DESDE LA

NIÑEZ

EN LA ADO-

LESCENCIA

DE ADULTO DESPUÉS DEL

PARTO

DESPUÉS

DE LA

MENOPAUSIA

¿ALGUNA SITUACIÓN LE

PROVOCA HAMBRE?

SÍ NO ¿CUÁL?

¿SE CONSIDERA ADICTO AL

REFRESCO?

SÍ NO ¿CUÁL?

¿CÓMO SONSIDERA EL CONSUMO DE SAL DE

MESA?

LEVE MODERADO INTENSO

¿CUÁNTA AGUA TOMA DURANTE EL DÍA? LITROS

¿PADECE ESTREÑIMIENTO? SÍ NO FRECUENCIA DE

EVACUACIONES

VECES



ACTIVIDAD FÍSICA

¿PRACTICA EJERCICIO? SÍ NO YA NO DESDE

TIPO DE EJERCICIO/DEPORTE CAMINA CORRE

MOTIVO GUSTO SALUD OTRO

¿HA SENTIDO MEJORÍA EN SU SALUD CON EL

EJERCICIO?

SÍ NO ESPECIFIQUE

FRECUENCIA DE VECES A LA SEMANA 0 A 2 3 A 5 5 A 7

DURACIÓN DEL EJERCICIO

(MINUTOS/SESIÓN)

5 A 15 20 A 30 45 A 60 60 A 90 MÁS DE 90

INTENSIDAD MUY LEVE LEVE MODERADA ALTA

EDAD DE INICIO AÑOS TIEMPO DE PRACTICARLO MESES AÑOS

¿LO REALIZA ACOMPAÑADO? SÍ NO ESPECIFIQUE

¿PERTENECE A ALGÚN CLUB DEPORTIVO? SÍ NO ESPECIFIQUE

¿EN DÓNDE REALIZA LA SESIÓN DE EJERCICIO?

¿LE GUSTARÍA ASISTIR A ALGÚN GRUPO PARA

PRACTICAR EJERCICIO?

SÍ NO ESPECIFIQUE

ACTIVIDAD LABORAL HORAS AL DÍA NÚMERO DE

DÍAS A LA

SEMANA

NIVEL DE INTENSIDAD

ACTIVIDAD EN EL HOGAR HORAS AL DÍA NÚMERO DE

DÍAS A LA

SEMANA

NIVEL DE INTENSIDAD

FACTORES DIETÉTICOS

¿CON QUÉ FRECUENCIA BEBE

LECHE?

VECES CANTIDAD ml

¿CON QUÉ COCINA? ACEITE MANTECA

¿CUÁLES UTILIZA EN

SUS PLATILLOS O BIEN

EN SU PREPARACIÓN?

CREMA MANTEQUILLA QUESOS TOCINO ADEREZOS

CHORIZO OTROS

FRECUENCIA DE CONSUMO

CARNE SÍ NO VECES TIPO

HUEVO SÍ NO VECES ¿CUÁNTOS?

FRIJOLES SÍ NO VECES ¿CUÁNTOS?

VERDURAS SÍ NO VECES ¿CUÁNTOS?

FRUTAS SÍ NO VECES ¿CUÁNTOS?

PAN SÍ NO VECES ¿CUÁNTOS?

CEREALES SÍ NO VECES ¿CUÁNTOS?

POSTRES SÍ NO VECES ¿CUÁNTOS?
