morocho angamarca, alex daniel departamento de ciencias de
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Evaluación de la aplicación de consorcios microbianos en un sistema de producción de
plántulas de aguacate (Persea americana Mill.) cultivar ‘criollo’
Carátula
Morocho Angamarca, Alex Daniel
Departamento de Ciencias de la Vida y de la Agricultura
Carrera de Ingeniería Agropecuaria
Trabajo de titulación previo a la obtención del título de Ingeniero Agropecuario
Ing. Landázuri Abarca, Pablo Aníbal, Mgs
04 de Septiembre de 2020
2 Urkund
3 Certificación
3
4 Responsabilidad de autoría
4
5 Autorización de publicación
5
6 Dedicatoria
A la Santísima Virgen María en la advocación de nuestra Señora de Guadalupe, por su
amor e intercesión ante Dios.
7 Agradecimiento
A Dios y a la Santísima Virgen María por su amor incondicional y por haber permitido que
culmine con éxito mis estudios universitarios.
A mis padres, Ángel Morocho y Esperanza Angamarca, y a mis hermanos Darwin y Alexandra por
su apoyo y confianza.
A los docentes del IASA por las enseñanzas impartidas, especialmente al Ing. Pablo Landázuri por
haber dirigido este proyecto y al Dr. Jaime Villacís por su apoyo, también a los empleados civiles
del IASA por su ayuda desinteresada.
Al Fondo Regional de Tecnología Agropecuaria (FONTAGRO) que financió esta investigación
mediante el proyecto Productividad y Competitividad Frutícola Andina; al Ing. Juan Pablo Gaona,
Ing. Andrea Sotomayor y demás investigadores y empleados del Programa de Fruticultura del
Instituto Nacional de Investigaciones Agropecuarias (INIAP) por brindarme las facilidades para
realizar la fase de campo de esta tesis.
A mis compañeros de universidad, especialmente a Anahí Bastidas, Anita Remache y Mishel
Morales por su apoyo incondicional en esta etapa estudiantil.
A mis amigos del Movimiento Lazos de Amor Mariano por su amistad y sus oraciones.
8 Índice de contenidos
Carátula .................................................................................................................................1
Urkund ..................................................................................................................................2
Certificación ..........................................................................................................................3
Responsabilidad de autoría ....................................................................................................4
Autorización de publicación ...................................................................................................5
Dedicatoria ............................................................................................................................6
Agradecimiento .....................................................................................................................7
Índice de contenidos ..............................................................................................................8
Índice de tablas .................................................................................................................... 12
Índice de figuras................................................................................................................... 13
Resumen ............................................................................................................................. 14
Abstract ............................................................................................................................... 15
Capítulo I
Introducción ........................................................................................................................ 16
Antecedentes ...................................................................................................................... 16
Justificación ......................................................................................................................... 18
Objetivos ............................................................................................................................. 19
Objetivo general .................................................................................................................. 19
Objetivos específicos............................................................................................................ 19
Hipótesis ............................................................................................................................. 19
Capítulo II
Revisión de literatura ........................................................................................................... 20
Consorcios microbianos ....................................................................................................... 20
Clasificación de los consorcios microbianos ........................................................................... 20
Biofertilizantes ..................................................................................................................... 21
Elaboración del biofertilizante .............................................................................................. 21
Inóculo microbiano .................................................................................................. 21
Acarreadores ........................................................................................................... 22
Métodos de aplicación ............................................................................................. 22
9 Microorganismos utilizados en bioinsumos ........................................................................... 23
Trichoderma ............................................................................................................ 23
Hongos micorrízicos arbusculares ............................................................................. 24
Otros microorganismos usados en consorcios microbianos ....................................... 24
Beneficios de la aplicación de microorganismos en agricultura .............................................. 25
Absorción de nutrientes ........................................................................................... 25
Producción de reguladores de crecimiento ............................................................... 26
Biocontrol ................................................................................................................ 27
Resistencia sistémica inducida .................................................................................. 27
Productos comerciales de consorcios microbianos ................................................................. 27
Fungifert micorriza ................................................................................................... 27
Trichoeb 5 WP ......................................................................................................... 28
ReviB ....................................................................................................................... 28
ReFuerza.................................................................................................................. 29
Generalidades del aguacate (Persea americana Mill.) ........................................................... 29
Características botánicas...................................................................................................... 30
Requerimientos edafo-climáticos .......................................................................................... 30
Propagación ........................................................................................................................ 31
Sistemas de producción de portainjertos de aguacate ........................................................... 32
Instalaciones ........................................................................................................................ 32
Área de sustratos ..................................................................................................... 32
Semillero ................................................................................................................. 32
Vivero ...................................................................................................................... 33
Umbráculo ............................................................................................................... 33
Invernadero ............................................................................................................. 33
Sustrato para siembra de portainjertos ................................................................................ 33
Preparación de la semilla para la producción de portainjertos ............................................... 34
Siembra de portainjertos ...................................................................................................... 35
Nutrición de portainjertos .................................................................................................... 36
Riego de portainjertos .......................................................................................................... 38
Control de malezas............................................................................................................... 38
Plagas y enfermedades en vivero.......................................................................................... 39
10 Capítulo III
Materiales y métodos .......................................................................................................... 40
Ubicación del lugar de la investigación ................................................................................. 40
Métodos .............................................................................................................................. 41
Instalación del proyecto en invernadero ............................................................................... 41
Análisis químico del sustrato ................................................................................................ 41
Análisis químico del agua de riego ........................................................................................ 42
Inoculación de microorganismos .......................................................................................... 43
Fertilización ......................................................................................................................... 43
Riego ................................................................................................................................... 44
Control de Plagas ................................................................................................................. 44
Variables de respuesta ......................................................................................................... 44
Altura de planta ................................................................................................................... 44
Diámetro de tallo ................................................................................................................. 44
Área foliar ........................................................................................................................... 45
Concentración de clorofila .................................................................................................... 45
Peso fresco de plántula ........................................................................................................ 45
Peso seco de plántula ........................................................................................................... 45
Análisis de nutrientes ........................................................................................................... 46
Relaciones entre variables evaluadas en la investigación ...................................................... 46
Diseño experimental ............................................................................................................ 47
Factores y tratamientos ....................................................................................................... 47
Características de la unidad experimental............................................................................. 47
Croquis experimental ........................................................................................................... 49
Análisis de la información .................................................................................................... 49
Capítulo IV
Resultados y discusión ......................................................................................................... 52
Resultados ........................................................................................................................... 52
Variables de desarrollo vegetativo ....................................................................................... 52
Evaluación general durante la fase de vivero ............................................................ 52
Evaluación a los 170 días después de la siembra ....................................................... 53
11 Peso de plántula .................................................................................................................. 54
Concentración de nutrientes en plántula ............................................................................... 55
Relaciones entre variables .................................................................................................... 57
Discusión ............................................................................................................................. 60
Variables de desarrollo vegetativo ....................................................................................... 60
Concentración de nutrientes en plántula de aguacate ........................................................... 63
Capítulo V
Conclusiones y recomendaciones ......................................................................................... 65
Conclusiones ........................................................................................................................ 65
Recomendaciones ................................................................................................................ 66
Bibliografía .......................................................................................................................... 67
12 Índice de tablas
Tabla 1 Concentración de elementos minerales esenciales en la solución nutritiva
Hoagland y Arnon ......................................................................................................... 37
Tabla 2 Características del sustrato a utilizarse en el experimento ........................................... 41
Tabla 3 Características del agua que se utilizará para el fertirriego en el experimento ............ 42
Tabla 4 Niveles críticos para el diagnóstico nutricional del aguacate con base en el análisis
foliar ............................................................................................................................. 46
Tabla 5 Tratamientos evaluados en el experimento .................................................................. 47
Tabla 6 Productos comerciales de consorcios microbianos utilizados en el experimento .......... 48
Tabla 7 Promedio ± desviación estándar de variables vegetativas de plántulas de aguacate
medidas a los 80, 110, 140 y 170 días después de la siembra (dds) .............................. 52
Tabla 8 Promedio ± desviación estándar de variables vegetativas de plántulas de aguacate
bajo el efecto de 3 consorcios microbianos promotores de crecimiento durante la
fase de vivero ................................................................................................................ 53
Tabla 9 Promedio ± desviación estándar de variables vegetativas de plántulas de aguacate
bajo el efecto de 3 consorcios microbianos promotores de crecimiento a los 170
dds ................................................................................................................................ 54
Tabla 10 Promedio ± desviación estándar de peso fresco y peso seco de plántulas de
aguacate bajo el efecto de 3 consorcios microbianos promotores de crecimiento a
los 170 dds ................................................................................................................... 55
Tabla 11 Promedio ± desviación estándar de la concentración de nutrientes en la raíz de
plántulas de aguacate bajo el efecto de 3 consorcios microbianos promotores de
crecimiento .................................................................................................................. 56
Tabla 12 Promedio ± desviación estándar de la concentración de nutrientes en la parte
aérea de plántulas de aguacate bajo el efecto de 3 consorcios microbianos
promotores de crecimiento .......................................................................................... 57
Tabla 13 Modelos de regresión para las variables altura de plántula y tiempo (dds) bajo el
efecto de los consorcios microbianos aplicados. .......................................................... 58
Tabla 14 Modelos de regresión para las variables diámetro de tallo de plántula y tiempo
(dds) bajo el efecto de los consorcios microbianos aplicados........................................ 59
13 Índice de figuras
Figura 1 Ubicación geográfica del experimento ........................................................................ 40
Figura 2 Distribución de los tratamientos en campo ................................................................. 49
Figura 3 Evolución de la altura de plántula de aguacate durante la fase de vivero bajo la
aplicación de consorcios microbianos ......................................................................... 58
Figura 4 Evolución del diámetro de tallo en plántula de aguacate durante la fase de vivero
bajo la aplicación de consorcios microbianos .............................................................. 59
14 Resumen
La productividad de huertos comerciales de aguacate parte de su establecimiento con plántulas
de calidad, para lo cual se están utilizando microorganismos benéficos que mejoren su
desarrollo y estado nutricional. La presente investigación se realizó en los invernaderos de la
Granja Experimental Tumbaco, donde se evaluó el efecto de la aplicación de tres consorcios
microbianos comerciales: T1 (Trichoeb 5WP +Fungifert Micorriza), T2 (ReviB) y T3 (ReFuerza) en
un sistema de producción de plántulas de aguacate (Persea americana Mill.) cultivar ‘Criollo’.
Se evaluó: el desarrollo vegetativo de las plántulas de aguacate (altura de plántula, diámetro de
tallo, concentración de clorofila, área foliar, peso fresco y seco de plántula) y la concentración
de nutrientes (N5+, P5+, K+, Ca2+, Mg2+, S4+, B3+, Zn2+, Cu2+, Fe3+ y Mn2+). Los diseños empleados en
la investigación fueron de parcela dividida y de bloques completos al azar con cinco
repeticiones; se utilizó la prueba de LSD de Fisher al 5% para determinar rangos de significación.
El T1 y T2 presentaron la mayor altura de plántula (47.73 y 47.53 cm) al momento de injertar.
Con el T1 se alcanzó la mayor concentración de Cu2+ en raíz (7.08 mg kg-1) y en parte aérea de
plántula (4.74 mg kg-1), así como la mayor concentración de Zn2+ en parte aérea (7.90 mg kg-1).
Se determinó que con T2 las plántulas alcanzarían los parámetros mínimos para injertación
(altura de plántula >30 cm y diámetro de tallo >5mm) a los 105 y 96 días después de la siembra.
Palabras clave: consorcio microbiano, microorganismos PGPM, aguacate “criollo”,
portainjerto, sistema producción aguacate
15 Abstract
The productivity of commercial avocado orchards starts from their establishment with quality
seedlings, for which beneficial microorganisms are being used to improve their development
and nutritional status. The present research was carried out in the greenhouses of the
Experimental Farm of Tumbaco, where the effect of the application of three commercial
microbial consortia was evaluated: T1 (Trichoeb 5WP + Fungifert Micorriza), T2 (ReviB) and T3
(ReFuerza) in an avocado seedling (Persea americana Mill.) cultivate 'Criollo' production system.
It was evaluated: the vegetative development of the avocado seedlings (seedling height, stem
diameter, chlorophyll concentration, leaf area, fresh and dry seedling weight), the concentration
of nutrients (N5+, P5+, K+, Ca2+, Mg2+, S4+, B3+, Zn2+, Cu2+, Fe3+ y Mn2+). The designs used in the
research were divided plot and randomized complete blocks with five repetitions; the Fisher LSD
test at 5% was used to determine significance ranges. T1 and T2 presented the highest seedling
height (47.73 and 47.53 cm) at time of grafting. With T1, it was reached the highest
concentration of Cu2+ in the root (7.08 mg kg-1) and in the aerial part of the seedling (4.74 mg kg-
1), as well as the highest concentration of Zn2+ in the aerial part (7.90 mg kg-1). Seedlings treated
with T2 would reach the minimum parameters for grafting (seedling height > 30 cm and stem
diameter > 5mm) at 105 and 96 days after sowing, was determined.
Keywords: microbial consortium, PGPM microorganisms, “criollo” avocado, rootstock,
avocado production system
16
Capítulo I
Introducción
Antecedentes
El aguacate es una fruta muy apreciada en el Ecuador donde se la consume
principalmente en fresco; las zonas productoras de este frutal se encuentran en las provincias
de Loja, Imbabura, Azuay, Pichincha, Tungurahua, Carchi y Santa Elena (Viera et al., 2016). La
producción de aguacate se destina principalmente para el consumo local; sin embargo, aumenta
la demanda internacional para su consumo en fresco y como materia prima en la elaboración de
aceites, pulpa, productos de belleza, entre otros (Pérez et al., 2015). El principal destino de
exportación es Colombia con 99.7%, seguido de los Países Bajos, España y Japón (Camargo y
Ávila, 2014).
El aguacate requiere de un período de crecimiento a nivel de vivero previo al trasplante
a huertos comerciales, siendo esta fase la que determina la calidad de planta que será
entregada al agricultor. Para la producción de plántulas de aguacate se requiere primero
producir portainjertos de buena calidad, sobre los cuales se injertan las variedades comerciales.
Las principales variedades cultivadas en el país son “Fuerte” para mercado nacional y “Hass”
para exportación, injertadas sobre portainjertos de cultivares criollos (Sotomayor et al., 2019a).
En los países productores de aguacate como México, Costa Rica, Colombia y Ecuador, se
han elaborado manuales técnicos para el cultivo de aguacate, incluyendo la fase de vivero en la
que se produce los portainjertos y se realiza la injertación, con el fin de estandarizar los sistemas
de producción por parte de los agricultores. Sin embargo, en estos manuales se hace énfasis en
la fertilización inorgánica y el uso de pesticidas químicos para controlar plagas y enfermedades,
17
lo cual tiene graves repercusiones en la salud de los agricultores, contamina el medio ambiente
e incrementa el costo de producción (IICA, 2016). La necesidad de obtener plántulas de mejor
calidad y de reducir el uso de productos agroquímicos, ha promovido la investigación sobre el
uso de microorganismos en agricultura (Alvarado, 2017).
Salamanca y Cano (2005), Camargo y Ávila (2014), entre otros han determinado que la
aplicación de microorganismos mejora la calidad de planta, incrementa la supervivencia de las
plántulas, promueve el crecimiento vegetal en menor tiempo, y reduce costos de producción al
disminuir el uso de productos agroquímicos. En la naturaleza los microorganismos se relacionan
positiva o negativamente, la asociación positiva de diversos grupos de microorganismos
constituye un consorcio microbiano, en el cual cada grupo se beneficia de las actividades de los
demás, posibilitando la mutua supervivencia (Zhang et al., 2018). El uso de consorcios
microbianos aumenta el crecimiento y rendimiento de los cultivos debido al efecto sinérgico
entre microorganismos que mejoran la absorción de nutrientes, agentes de biocontrol,
productores de hormonas vegetales, entre otros (Reddy y Saravanan, 2013).
En un estudio realizado en papa (Solanum phureja) por Galindo et al. (2018) se encontró
que al inocular las plantas con Trichoderma harzianum y hongos micorrízicos del género Glomus,
se incrementó la biomasa y mejoró la absorción de nutrientes de las mismas. Molina y Loya
(2019) inocularon abono orgánico de champiñón con Trichoderma harzianum, Beauveria
bassiana, Paecilomyces lilacinus y Lecanicillium lecanii para utilizarlo en cultivo de papa; se
encontró que con la aplicación del abono orgánico inoculado con Trichoderma harzianum, en
una dosis de 20 t ha-1, se obtuvo un mayor rendimiento por hectárea. El Instituto Nacional de
Investigaciones Agropecuarias (INIAP), mediante el Programa de Fruticultura en la Granja
Experimental Tumbaco, está desarrollando investigaciones sobre inoculación de
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microorganismos para mejorar la calidad de plántulas de aguacate; por ejemplo, se ha
demostrado el incremento de la absorción de nutrientes en aguacate en vivero con la aplicación
de Trichoderma harzianum y hongos micorrízicos del género Glomus (Sotomayor et al., 2019b).
Justificación
Actualmente en el país existe una alta demanda de plántulas de aguacate por la
aceptación que esta fruta tiene en el mercado y las posibilidades de exportación. Por esto, se ha
incrementado el establecimiento de viveros no certificados que producen plantas de baja
calidad, susceptibles a enfermedades, de escasa producción y poca longevas lo cual, afecta el
rendimiento y producción del cultivo a futuro (Viera et al., 2016). Para la producción de
plántulas de aguacate se utiliza fertilización inorgánica y control químico de enfermedades; esto
incrementa los costos de producción, perjudica el medio ambiente y la salud del personal (IICA,
2016).
El uso de microorganismos benéficos en la producción de plántulas en vivero es una
alternativa para que estas alcancen el tamaño adecuado para la injertación o venta en menor
tiempo. Estos microorganismos promueven el crecimiento vegetal al facilitar la absorción de
nutrientes y protegerlas de microorganismos patógenos; lo que produce un ahorro de recursos
como agua, fertilizantes y pesticidas, generando mayores ganancias para el productor. Estos
beneficios se incrementan al utilizar consorcios microbianos debido a la interacción que se
produce entre los microorganismos que lo conforman (Sotomayor et al., 2019a).
En Ecuador se está optando por la utilización de microorganismos en la agricultura para
una producción sustentable; sin embargo, no existe documentación sobre el uso de consorcios
microbianos aplicados a los cultivos. En el presente estudio se evaluará el efecto de la aplicación
de consorcios microbianos comerciales en el desarrollo y estado nutricional de plántulas de
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aguacate cultivar ‘Criollo’, usados como portainjertos en la producción de las variedades
comerciales “Fuerte” y “Hass”.
Objetivos
Objetivo general
Evaluar la aplicación de consorcios microbianos en un sistema de producción de
plántulas de aguacate (Persea americana Mill.) cultivar ‘Criollo’ sobre el desarrollo y estado
nutricional de plántulas.
Objetivos específicos
● Evaluar el desarrollo vegetativo en plántulas de aguacate inoculadas con consorcios
microbianos para determinar la calidad de plántula frente a las no inoculadas.
● Comparar el estado nutricional en plántulas de aguacate inoculadas con consorcios
microbianos frente a las no inoculadas.
● Identificar las relaciones entre variables de desarrollo vegetativo y de concentración de
nutrientes de las plántulas de aguacate.
Hipótesis
H0: La aplicación de consorcios microbianos no tiene influencia en el desarrollo y estado
nutricional en plántulas de aguacate en fase de vivero.
H1: La aplicación de consorcios microbianos tiene influencia en el desarrollo y estado
nutricional en plántulas de aguacate en fase de vivero.
20
Capítulo II
Revisión de literatura
Consorcios microbianos
Un consorcio microbiano es una asociación de microorganismos que contiene al menos
dos o más miembros, viven juntos en un ambiente contiguo e interactúan entre sí. Los
microorganismos que conforman los consorcios pueden ser: bacterias, arqueas, hongos, virus y
algas. En el consorcio se dan las siguientes interacciones que potencian su actividad: división
sinérgica de recursos (sustratos-productos), comensalismo con estimulación de crecimiento
microbiano, remoción de sustancias inhibidoras o tóxicas, antagonismo que promueve la
producción de metabolitos benéficos y formación de nuevas rutas de biotransformación (Zhang
et al., 2018).
Clasificación de los Consorcios Microbianos
Los consorcios microbianos se clasifican de acuerdo al tipo de microorganismo que los
conforman en bacteriano, fúngico y bacteriano-fúngico. Se han realizado consorcios entre
bacterias promotoras de crecimiento vegetal PGPR (plant growth-promoting rhizobacteria),
bacterias fijadoras de nitrógeno, hongos micorrízicos arbusculares (HMA), agentes de control
biológico (Barea et al., 2007). También se realizan combinaciones entre ellos, por ejemplo,
consorcio entre HMA y bacterias fijadoras de nitrógeno como Rhizobium spp. Además, se puede
clasificar a los consorcios microbianos de acuerdo a la función que cumplen en la agricultura
como: promotores de crecimiento vegetal, fijadores de nitrógeno, solubilizadores de fósforo y
control de patógenos (hongos, bacterias, virus, nematodos e insectos) (Reddy y Saravanan,
2013).
21
Biofertilizantes
Un biofertilizante o inoculante microbiano es un fertilizante biológico, una sustancia que
contiene microbios vivos o latentes (hongos, bacterias, solos o formando consorcios) que
aplicados a la semilla, suelo o planta promueven el crecimiento y la productividad de los
cultivos. Un biofertilizante se diferencia de un abono orgánico, como humus o compost, debido
a la presencia de microorganismos vivos (Avis et al., 2008). Los biofertilizantes compuestos por
consorcios microbianos contienen: microorganismos que mejoran la absorción de nutrientes,
agentes de biocontrol, productores de hormonas vegetales, entre otros; que por efecto
sinérgico aumentan el crecimiento y rendimiento de los cultivos (Reddy y Saravanan, 2013).
Elaboración del biofertilizante
Para la elaboración de un biofertilizante se debe tener en cuenta la preparación del
inóculo microbiano con la composición y concentración deseada, la selección de un acarreador
apto para mantener viables los microorganismos y finalmente determinar el método de
aplicación en campo (Reddy & Saravanan, 2013).
Inóculo microbiano
El inóculo para hongos micorrízicos arbusculares se lo produce a partir de plantas
hospederas (sorgo, maíz o cebolla) sembradas en arena, tierra, perlita o zeolita de donde se
extrae el sustrato con estructuras fúngicas (esporas, fragmentos de hifas, y residuos de raíces
micorrizadas). Este inóculo es diluido en un acarreador que puede ser turba, arcilla o materia
orgánica. Los inóculos de varias especies de Trichoderma así como de ectomicorrizas se
elaboran mediante fermentación. El inóculo de la mayoría de bacterias usadas en
biofertilizantes se realiza en cultivo líquido bajo condiciones de laboratorio, de donde se las
cosecha y diluye hasta alcanzar la concentración de bacterias viables deseada (por lo general
22
≥108 UFC.ml-1). Para formar consorcios microbianos se cultiva cada cepa por separado y luego se
mezcla (Malusá et al., 2012).
Acarreadores
Un acarreador o “carrier” es un material que ocupa la mayor parte del producto
comercial, sirve de soporte y protección al inoculante microbiano y se clasifican en sólidos y
líquidos. Debe ser capaz de liberar un número suficiente de microorganismos viables durante
una vida media de al menos 2-3 meses (Aguado, 2012). Un buen acarreador debe tener las
siguientes características: estable, económico, ecológico, fácil de aplicar, de fácil disponibilidad y
con buena capacidad para mantener la humedad y amortiguar el pH. Además, debe ser posible
mezclarlo con otros componentes como nutrientes o adyuvantes (Reddy y Saravanan, 2013).
Los acarreadores sólidos pueden ser orgánicos (turba, carbón, aserrín, cascarilla de trigo
o arroz, ácidos húmicos) o inorgánicos (vermiculita, perlita, silicatos). Los acarreadores líquidos
suelen ser caldos de cultivo, suspensiones en soluciones de ácidos húmicos, suspensiones en
aceites minerales u orgánicos o suspensiones aceite/agua. En las bacterias el acarreador es
opcional ya que estas pueden almacenarse en forma liofilizada (Malusá et al., 2012).
Métodos de aplicación
La aplicación de biofertilizantes debe ajustarse a los métodos y maquinaria
normalmente utilizados por los agricultores. La aplicación de productos en formulación líquida
es fácil, rápida y adaptable para el agricultor, pudiendo incluso utilizarse el sistema de
fertirrigación. Por lo general, el material inerte se mezcla con el inóculo microbiano en la fábrica;
sin embargo, algunas formulaciones líquidas requieren ser mezcladas por el usuario en campo.
Los métodos de aplicación de biofertilizantes más empleados son: recubrimiento de semillas,
aplicación al trasplante, aplicación directa al surco y aplicación foliar (Malusá et al., 2012).
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Microorganismos utilizados en bioinsumos
Los microorganismos promotores de crecimiento de plantas incluyen bacterias y hongos
aislados de la rizósfera que inoculados a la planta mejoran su desarrollo mediante múltiples
mecanismos. Estos microorganismos benéficos pueden agruparse, desde el punto de vista
agropecuario, en rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal (PGPR por sus siglas en
inglés) y agentes de control biológico. Los principales microorganismos utilizados en
biofertilizantes son: Trichoderma, hongos micorrízicos arbusculares y las PGPR entre las cuales
destacan Bacillus y Pseudomonas (Reddy y Saravanan, 2013).
Trichoderma
Los hongos del género Trichoderma son hongos saprófitos que se encuentran
especialmente en suelos con material vegetal en descomposición; con gran plasticidad ecológica
debido a su capacidad enzimática para degradar sustratos y su antagonismo frente a otros
hongos, muchos de ellos fitopatógenos (Infante et al., 2009). Las especies de Trichoderma más
utilizadas para la elaboración de bioinsumos son T. harzianum y T. viride, estas se utilizan solas o
en combinación con otros microorganismos para generar un efecto sinérgico (Reddy y
Saravanan, 2013).
Los mecanismos de control biológico de Trichoderma frente a los fitopatógenos son:
competencia por nutrientes, colonización, micoparasitismo directo y antibiosis. Trichoderma
también promueve resistencia inducida en las plantas, crece de manera endofítica en ciertas
especies vegetales fomentando su crecimiento, finalmente es usado en programas de
biorremediación por su capacidad de adaptación a suelos contaminados con productos
agroquímicos (Howel, 2003).
24
Hongos micorrízicos arbusculares
Los hongos micorrízicos arbusculares (HMA) pertenecen al orden Glomales de los
Zigomicetes, se encuentran en casi todos los ecosistemas, llegando a hacer simbiosis con el 80%
de las familias de plantas terrestres (Reddy y Saravanan, 2013). Están conformados por una red
de micelio extracelular que conecta las raíces con las esporas, hifas y arbúsculos; estos últimos
son hifas ramificadas en las que se realiza el intercambio de nutrientes (Camarena, 2012).
Los HMA facilitan la absorción de agua y nutrientes por parte de las plantas,
especialmente el fósforo, induce resistencia contra patógenos, las hace tolerantes a la salinidad
y a la sequía; a cambio la planta proporciona al hongo un hábitat y azúcares producto de la
fotosíntesis (Beltrano et al., 2013). Los HMA, con su red de micelio, favorecen el crecimiento del
aguacate debido a que esta planta carece de pelos radiculares (Montenegro et al., 2017).
Otros microorganismos usados en consorcios microbianos
Entre las especies de rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal (PGPR) utilizadas
en consorcios aplicados a la agricultura se destacan Azospirillum y Azotobacter como fijadores
de N de vida libre y Pseudomonas y Bacillus como controladores de hongos fitopatógenos como
Fusarium, Rhizoctonia, Pythium, Colletotrichum, Verticillium, Botrytis, entre otros (Siddiqui,
2006). El género Pseudomonas cuenta con algunas especies que se utilizan como agentes de
control biológico, P. fluorescens y P. putida; pero en ausencia de patógenos también actúan
como solubilizadores de fosfatos y producen ácido indol-3-acético (Avis et al., 2008).
Los microorganismos del género Bacillus, al igual que Pseudomonas, actúan
principalmente como agentes de biocontrol, pero también ayudan en la solubilización de P y
degradación de materia vegetal y animal (Corrales et al., 2017). B. thuringiensis se utiliza para el
control de insectos plaga, como nematicida y en biorremediación (Sauka, 2017). B. subtilis
25
produce los metabolitos surfactina, fengicina e iturina A, B y C, los cuales suprimen algunos
patógenos como Fusarium, Pythium, Phytophthora, Rhizoctonia, Sclerotinia, Septoria y
Verticillium (Ariza y Sánchez, 2012). B. megaterium y B. licheniformis son promotores de
crecimiento vegetal y se usan en biocontrol de ciertos patógenos de las plantas (Tejera et al.,
2011; Goswami et al., 2018).
Otros microorganismos frecuentemente utilizados en bioinsumos se describen a
continuación. Beauveria bassiana es usado para el control de insectos plaga principalmente de
las familias Coleoptera y Lepidoptera (Carballo, 2004). Streptomyces spp. es un actinomiceto
endofítico que actúa como biocontrolador debido a la producción de enzimas quitinasas
(Quecine et al., 2008). Paecilomyces lilacinus y Pochonia chlamydosporia son hongos
nematófagos, efectivos contra Meloidogyne spp., (Romero, 2004; Arévalo et al., 2012). Varias
especies de Penicillium (P. purpurogenum, P. frequentans, entre otros) son utilizadas en control
biológico y para promover el crecimiento vegetal (Vázquez, 2013). Los microorganismos
Saccharomyces cerevisiae y Aspergillus orizae se utilizan en bioinsumos como fermentadores de
materia orgánica (Córdova, 2015).
Beneficios de la aplicación de microorganismos en agricultura
Entre los beneficios de la aplicación de microorganismos a las plantas se encuentran:
mejor absorción de nutrientes, producción de reguladores de crecimiento, biocontrol, inducción
de resistencia sistémica, entre otros (Reddy y Saravanan, 2013).
Absorción de nutrientes
En agricultura convencional se utiliza gran cantidad de fertilizantes nitrogenados, lo cual
representa el 50 % de los costos de producción; sin embargo, entre el 50-60 % de N aplicado se
pierde por lixiviación y volatilización. El nitrógeno y el fósforo que se lixivian contribuyen a la
26
eutrofización de ambientes acuáticos, con perjuicio para los organismos que allí habitan. El
empleo de inoculantes microbianos que contengan bacterias fijadoras de N2 ayuda a eliminar o
al menos reducir el uso de fertilizantes nitrogenados. Estas bacterias pueden ser nodulantes,
como Rhizobium, o de vida libre como Azospirillum y Azotobacter (Reddy y Saravanan, 2013).
El fósforo es el segundo elemento limitante en la producción agrícola y que encarece los
costos de producción; aunque existe abundante fósforo en el suelo en forma de fosfato, entre
400-1200 mg kg-1 (mg kg-1), solamente 1 ppm está disponible para las plantas. De los fertilizantes
fosforados que se añaden al suelo, el 70-90% se convierte en formas insolubles que la planta no
puede aprovechar. La absorción de P se puede mejorar mediante el uso de microorganismos
como las micorrizas y las bacterias solubilizadoras de fosfato que pertenecen a los géneros
Bacillus, Pseudomonas y Rhizobium (Avis et al., 2008).
Producción de reguladores de crecimiento
Los reguladores de crecimiento o fitohormonas son hormonas que regulan el desarrollo
de la planta, siendo las principales: auxinas, citoquininas, giberelinas, etileno y ácido abscísico.
Aproximadamente el 90% de los microorganismos presentes en la rizósfera producen
fitohormonas. El principal regulador de crecimiento que se produce en la rizósfera es la auxina
AIA (Ácido 3-indol-acético) que promueve el desarrollo radicular. Los microorganismos de la
rizósfera también producen giberelinas, especialmente GA1 y cerca de 30 compuestos de la
familia de las citoquininas (isopenteniladenina, zeatina, kinetina, isopenteniladenosina, entre
otros) que estimulan la división celular. Los microorganismos se encargan de mantener bajo el
nivel de etileno para evitar la inhibición de crecimiento radicular que ocasiona su exceso (Reddy
y Saravanan, 2013).
27
Biocontrol
Los cultivos son afectados por varias plagas y enfermedades para cuyo control se utilizan
plaguicidas químicos que tienen efectos negativos para el medio ambiente y la salud de las
personas. Biocontrol es el proceso mediante el cual ciertos microorganismos benéficos son
desfavorables para la supervivencia o actividad de los microorganismos patógenos de la planta.
Los mecanismos de biocontrol utilizados por los microorganismos son: competencia por
nutrientes y por espacio, producción de sideróforos, antibiosis, antagonismo, inducción de
resistencia, entre otros. Entre los microorganismos utilizados en control biológico destacan:
Trichoderma spp., Bacillus thuringiensis, Beauveria bassiana (Reddy y Saravanan, 2013).
Resistencia sistémica inducida
La resistencia sistémica inducida es la capacidad de la planta para defenderse contra
patógenos. Algunos microorganismos inducen la resistencia sistémica mediante compuestos
microbianos, moléculas señal y metabolitos antifúngicos; entre los que se destacan
Pseudomonas fluorescens y Rhizobium spp. (Avis et al., 2008).
Productos comerciales de consorcios microbianos
Fungifert micorriza
Es un biofertilizante, fabricado por BIOAMECSA, que contiene sustrato impregnado con
propágulos (esporas, micelio, raíces con vesículas y arbúsculos) de hongos micorrízicos
arbusculares del género: Glomus, Acaulospora, Entrophospora, Claroideglomus, Funneliformis y
Kuklospora. Se caracteriza por su alta infectividad, fácil manipulación y aplicación. En el
producto se encontró una concentración de 504 esporas g-1 de inóculo (Viasus, 2015). Mediante
la conformación de micorrizas, entre los hongos del producto y las raíces de las plantas, se
28
favorece la absorción de nutrientes como: nitrógeno, fosfatos solubles, potasio, magnesio,
azufre, calcio, boro, entre otros.
Trichoeb 5 WP
Producto fabricado por ECUABIOLÓGICA en forma de polvo soluble color blanco,
conformado de conidias de Trichoderma spp. y de concentración 2 x 109 UFC. Por tratarse de un
hongo del suelo es preferible realizar aplicaciones edáficas mediante drench o por el sistema de
riego a goteo, la dosis recomendada a aplicar es 1 g planta-1; sin embargo, también se puede
aplicar foliarmente. Actúa contra los siguientes fitopatógenos: Pythium, Fusarium, Rhizoctonia,
Sclerotinia sclerotiorum, Botrytis, Phytophthora, Alternaria, Verticillium y Sigatoka en banano.
También ayuda en la absorción de micronutrientes y activa los mecanismos naturales de
defensa de la planta (Espín, 2012).
ReviB
ReviB es un biofertilizante en forma de polvo mojable color oscuro con alta
concentración de microorganismos activos en proceso de fermentación, debido a esto sus
metabolitos y productos están frescos al momento de usarlos. Este producto protege y
promueve el crecimiento de las raíces, regenera la fertilidad del suelo, controla enfermedades
causadas por hongos y bacterias. Contiene los siguientes microorganismos: B. thuringiensis, B.
subtilis, B. megaterium, B. licheniformis, Trichoderma harzianum, T. viridae, Pseudomonas
fluorescens, Penicillium sp., Aspergillus orizae, Beauveria bassiana, Saccharomyces cerevisiae y
Paecilomyces lilacinus. El carrier está compuesto de humus, carbonato de calcio, humato de
potasio, extracto de algas marinas y aminoácidos, que son nutrientes de alta disponibilidad
(Tierra de Monte, 2020a).
29
ReFuerza
Este biofertilizante en un fermento activo humectable de color gris compuesto de
bacterias y hongos que protegen la raíz y favorecen la absorción de nutrientes. Los
microorganismos que lo conforman colonizan la raíz evitando el ataque de nematodos
patógenos. El consorcio microbiano está compuesto por: Paecilomyces lilacinus, Beauveria
bassiana, Bacillus licheniformis, Streptomyces spp, Saccharomyces cerevisiae y Pochonia
chlamydosporia. El carrier contiene: carbonato de calcio, ácidos húmicos, extracto de algas
marinas y aminoácidos (Tierra de Monte, 2020b).
Generalidades del aguacate (Persea americana Mill.)
El aguacate es una especie arbórea originaria del continente americano que
actualmente se ha expandido a todas las regiones tropicales y subtropicales llegando a
adaptarse, algunas variedades, a 2500 m s.n.m. El aguacate pertenece al reino Plantae, división
Magnoliophyta, clase Magnoliopsida, orden Laurales, familia Lauraceae, género Persea y a la
especie Persea americana Miller. Los cultivares de aguacate clasifican en tres razas hortícolas:
guatemalteca, mexicana y antillana (Pérez et al., 2015). Las variedades comerciales presentes en
Ecuador son “Hass” perteneciente a la raza guatemalteca y “Fuerte” que es un híbrido entre las
razas mexicana y guatemalteca (Baíza, 2003).
El aguacate se usa principalmente en alimentación debido a que su pulpa es una fuente
rica de energía, proteínas y minerales, también se usa en cosmetología para la piel y el cabello.
Además, tiene propiedades medicinales, es antirraquítico y antihelmíntico, se usa para tratar
enfermedades cardíacas y pérdida de apetito. Su aceite se usa para aliviar el reumatismo y la
infusión de hojas sirve para tratar la fiebre y migraña (Mejía, 2011). Los principales países
productores de aguacate son: México, Chile, República Dominicana, Indonesia, Estados Unidos,
30
Colombia y Perú (Mejía, 2011). Los principales importadores a nivel mundial son: Estados
Unidos, Francia, Países Bajos, Japón, Reino Unido, Alemania, Canadá, España y El Salvador
(Bernal et al., 2014).
Características botánicas
Las raíces del aguacate son superficiales en su mayor parte están acumuladas en los
primeros 50 cm de profundidad. Su sistema radicular tiene pocos pelos absorbentes; por tanto,
la planta absorbe agua y nutrientes por las puntas de las raíces, esto hace a la planta susceptible
al encharcamiento que le produce muerte por asfixia y por ataque de hongos radiculares (Baíza,
2003). El tallo es cilíndrico, leñoso y de corteza áspera. La floración presenta dicogamia y
protoginia; es decir, las flores actúan primero como flores masculinas y luego como femeninas y
de acuerdo a esto se clasifican variedades: tipo A y tipo B (Bernal et al., 2014). El fruto es una
drupa piriforme de color verde claro a verde oscuro, morado o negro, piel rugosa, pulpa verde
amarillenta y semilla redondeada ubicada en el centro y el peso varía entre 150 a 300 g. El árbol
de aguacate puede alcanzar hasta 20 m de altura; aunque, en huertos comerciales se deja que
alcance solo hasta 8 m para facilitar los controles fitosanitarios y la cosecha (Pérez et al., 2015).
Requerimientos edafo-climáticos
El cultivo de aguacate prefiere suelos francos, bien drenados, con profundidad efectiva y
nivel freático superior a 1 m, con contenido de materia orgánica de 2.5 - 3.5% y con pH entre 5.5
- 6.5. Se debe evitar su cultivo en suelos arcillosos con capas endurecidas debido al drenaje
insuficiente lo que provoca asfixia radicular y proliferación de microorganismos patógenos
(Baíza, 2003).
El aguacate crece en clima tropical o subtropical dependiendo de la variedad. Las
variedades de la raza mexicana se adaptan a temperaturas entre 5 - 17 °C, de la raza
31
guatemalteca entre 4 - 19 °C y de la raza antillana entre 18 - 26 °C. La precipitación también
varía dependiendo de las razas así: la mexicana requiere precipitaciones superiores a 1500 mm
anuales, mientras que la Antillana requiere precipitaciones menores a 1000 mm anuales. El
aguacate presenta mayor requerimiento hídrico en las etapas fenológicas desde el cuajado
hasta la recolección de frutos.
Entre otros factores importantes para el cultivo de aguacate se deben considerar: el
viento con velocidad mayor a 20 km h-1 provoca la ruptura de ramas y caída de flores y frutos; la
altitud debe ajustarse a las razas de aguacate o sus híbridos, pudiendo cultivarse desde 0 hasta
2000 m s.n.m.; también el granizo afecta drásticamente la producción por lo que se debe evitar
cultivar en zonas de frecuentes granizadas (Bernal et al., 2014).
Propagación
El aguacate puede propagarse de forma sexual mediante semillas o de forma asexual
mediante estacas, injertos y cultivos in vitro. La multiplicación de aguacate para obtener
portainjertos o patrones se realiza mediante semillas. El término portainjerto indica una planta
sobre la cual se injerta la variedad comercial que se quiere cultivar, así se obtienen plantas con
precocidad y homogeneidad de frutos. Un portainjerto debe ser de porte bajo, resistente a la
sequía, salinidad o enfermedades, debe tener buena adaptación al suelo y al clima de la zona.
El éxito de una plantación de aguacate depende en gran medida del material vegetal
entregado por los viveros. Este material debe corresponder a la variedad deseada y estar en
óptimas condiciones sanitarias, especialmente libre de Phytophthora cinnamomi que es el
principal patógeno que afecta al cultivo. Puesto que la planta en etapa de vivero no presenta
síntomas de esta enfermedad se requiere una buena selección del material de propagación y
buenas prácticas de vivero (Bernal et al., 2014).
32
Los países productores de aguacate han desarrollado manuales de cultivo de aguacate
haciendo énfasis en la producción de portainjertos de calidad. En Ecuador, por ejemplo, el
Instituto Nacional de Investigaciones Agropecuarias (INIAP) en el 2019 publicó el “Manual
técnico para la producción de plantas injertas de aguacate (Persea americana Mill.) de alta
calidad”, en el cual se ofrece a los viveristas un proceso técnico para la producción de plántulas
(Sotomayor et al., 2019a).
Sistemas de producción de portainjertos de aguacate
Los sistemas de producción de portainjertos se diferencian por el nivel de tecnificación
utilizado en infraestructura y en controles fitosanitarios. En Latinoamérica se emplean
diferentes tecnologías para los procesos de producción de portainjertos. En cada proceso
desarrollado a continuación se presentarán los diversos métodos empleados por los
agricultores.
Instalaciones
Área de sustratos
Zona cubierta utilizada para almacenar la tierra, abonos orgánicos y demás sustratos
empleados para el cultivo de las plantas. Aquí se realiza la desinfección, las mezclas de sustratos
y el llenado de fundas (Garbanzo y Coto, 2017).
Semillero
Es el lugar donde germinan las semillas y crecen hasta su trasplante al vivero, esta área
puede estar al aire libre o bajo invernadero. La estructura principal del semillero es la cama de
germinación que debe tener 30 cm de altura por 1 m de ancho y el largo deseado. En zonas
secas las camas pueden ubicarse a ras de suelo, pero en zonas húmedas debe estar a cierta
33
altura para evitar encharcamientos; se recomienda construirlas a 1.20 m de altura por facilidad
de manejo (Sotomayor et al., 2019a).
Vivero
Es el lugar donde se ubica las plantas para su crecimiento luego de salir de los
semilleros. El piso del vivero se debe cubrir con grava, polietileno, geomembrana, sarán, entre
otros; para evitar la germinación de malezas, exceso de humedad y propagación de
enfermedades. Además, las fundas en el vivero se disponen a doble columna con 20 cm de
separación entre fundas y 60 cm de camino entre bloques de plantas (Sotomayor et al., 2019a).
El vivero puede establecerse al aire libre o construirse en forma de umbráculo o invernadero.
Umbráculo
Es una área con cubierta de sarán que genera sombra entre 20 - 50%, se utiliza en zonas
con radiación solar muy intensa para aclimatar las plantas injertadas que salen del invernadero
antes de ser llevadas al campo, permaneciendo en este lugar por lo menos una semana
(Garbanzo y Coto, 2017).
Invernadero
Se utiliza para cultivar portainjertos en condiciones controladas de temperatura y
humedad, especialmente en zonas altas donde las bajas temperaturas nocturnas pueden afectar
el crecimiento de las plantas. Su estructura puede ser de madera o metal y cubierta por plástico
de invernadero con protección UV (Sotomayor et al., 2019a).
Sustrato para siembra de portainjertos
El sustrato es el material que sirve de anclaje a la raíz de la planta y le suministra agua y
aire. El sustrato para siembra de portainjertos de aguacate debe ser liviano, el pH debe estar
34
entre 5.5 - 6.5, debe tener buena porosidad para favorecer el crecimiento de la raíz y la
infiltración del agua. Se puede hacer mezclas de sustratos entre: suelo franco, tierra negra,
arena, materia orgánica, pomina, cascarilla de arroz, fibra de coco, entre otros (Garbanzo y
Coto, 2017). En Centroamérica se utiliza la composición: 50 % de suelo franco o franco-arenoso,
25% de arena y 25 % de materia orgánica (Baíza, 2003). En Ecuador, el Instituto Nacional de
Investigaciones Agropecuarias (INIAP) recomienda un mezcla de tierra negra y pomina en
proporción 2:1; o tierra negra, pomina y compost, 2:1:1 (Sotomayor et al., 2019a).
El sustrato se debe desinfectar mediante métodos químicos o físicos para evitar la
presencia de hongos patógenos como Phytophthora cinnamomi. El método químico consiste en
la aplicación de fungicidas a base de Metalaxyl, Mancozeb, Himexazol, Dazomet, entre otros, en
la dosis recomendada por el fabricante (Sotomayor et al., 2019a). Los métodos físicos más
utilizados son la solarización, la desinfección con vapor, con agua caliente, entre otros. La
técnica de solarización es un método hidrotérmico que consiste en formar una cama de sustrato
humedecida de 20 cm de altura, esta se cubre herméticamente con plástico transparente calibre
6 durante 30-45 días. La radiación solar provoca fluctuaciones de temperatura entre el día y la
noche, rompiendo los ciclos biológicos de los microorganismos patógenos y de varias semillas de
malezas presentes en el sustrato (Bernal et al., 2014). Para la desinfección con vapor se utiliza
un caldero que produce vapor de agua, el cual es conducido hacia un carretón de sustrato por
medio de tuberías. La desinfección se realiza con vapor a temperatura constante de 70°C
durante una hora (Sotomayor et al., 2019a).
Preparación de la semilla para la producción de portainjertos
La producción de portainjertos se realiza de forma sexual mediante semillas, aunque
también se puede realizar vegetativamente. La variedad seleccionada como portainjerto debe
35
ser adaptable al medio, compatible con la variedad a injertar y tolerante a factores bióticos o
abióticos limitantes de la zona (Bernal et al., 2014). La semilla se recomienda obtener de plantas
de aguacate criollos de raza mexicana por su rusticidad y adaptabilidad al medio, además, por su
gran capacidad de producir raíces brinda tolerancia a problemas radiculares. Los frutos deben
ser cosechados del tercio medio de árboles de por lo menos 8 años de edad, evitando recoger
frutos del suelo por el riesgo de infección con P. cinnamomi (León, 1999).
La semilla para portainjertos se extrae de frutos en estado de madurez comercial, se
lava con agua potable y se deja secar a 24 °C por 30 minutos. Luego se seleccionan las semillas
que cumplen con los estándares de calidad (ninguna afección física como ataque de insectos
perforadores o pudriciones del endocarpio). Previo a la siembra se desprende la corteza o testa
de la semilla, se hace un corte en el ápice y en la base de los cotiledones de 0.5-1 cm para
facilitar su germinación. Las semillas se pueden sumergir en una solución de ácido giberélico
para aumentar el porcentaje de germinación (Bernal et al., 2014). La desinfección de semillas se
puede realizar: con una solución que contenga fungicidas (Carboxim, Captan, Thiram) y algún
insecticida (Deltametrina) de ser necesario, con una solución de hipoclorito de sodio o con
inmersión en agua caliente a 50 °C por 30 minutos (Sotomayor et al., 2019a).
Siembra de portainjertos
Las semillas de aguacate previamente desinfectadas se siembran en el sustrato con el
ápice hacia arriba para facilitar su germinación y se las recubre con 1-2 cm de sustrato, las
plántulas inician la emergencia a los 30-45 días después de la siembra. El semillero debe
mantenerse húmedo, con temperatura constante y protegido de plagas y radiación solar directa.
La siembra de patrones puede realizarse en camas de propagación para luego realizar el
trasplante o directamente en fundas de almácigo (IICA, 2016).
36
En las camas de propagación las semillas se siembran a 10 cm entre plantas y 20 cm
entre hileras. El trasplante se realiza en horas frescas de la mañana para evitar el estrés en las
plantas, a los 30-45 días después de la siembra y cuando las plantas alcanzan 10-15 cm de altura.
Las fundas de almácigo con sustrato desinfectado y humedecido deben estar ubicadas en su
lugar definitivo en el vivero para el trasplante (Baíza, 2003).
Para la siembra directa se utilizan fundas de polipropileno color negro de 22 x 36 o 22 x
44 cm y 3 mm de calibre. Este método presenta las siguientes ventajas respecto a la siembra en
camas: se evita el estrés de las plantas por el trasplante en que las raíces sufren daños
mecánicos, se reduce la incidencia de enfermedades radiculares y se facilita la eliminación de
plantas enfermas (Bernal et al., 2014).
La injertación con la variedad comercial se realiza cuando el portainjerto alcance una
altura mayor a 30 cm y calibre mayor a 5.5 mm, similar al grosor de un lápiz, esto ocurre
aproximadamente a los 150 días después de la siembra. Además, el portainjerto debe poseer un
sistema radicular bien desarrollado, hojas color verde oscuro y buen estado fitosanitario
(Sotomayor et al., 2019a).
Nutrición de portainjertos
La nutrición en vivero debe darse de acuerdo a los requerimientos del aguacate en esta
fase de desarrollo, siendo necesario realizar análisis de sustrato, de agua de riego y foliares. En
esta fase las plántulas necesitan nutrición rica en fósforo pues este elemento favorece el
desarrollo radicular. Debido a las particularidades del sistema radicular del aguacate, se debe
aportar nutrientes de rápida disponibilidad y en el mayor número posible de fracciones, para
evitar quemaduras a las raíces y pérdida de nutrientes por lixiviación (Sotomayor et al., 2019a).
37
La fertirrigación, aplicación de fertilizantes a través del sistema de riego, se recomienda
realizar por lo menos tres veces por semana tomando en cuenta la lámina de riego
recomendada para aguacate. Se debe monitorear los valores de conductividad eléctrica (CE) y
pH del sustrato antes y después de la fertirrigación, debido a que el aguacate es sensible a la
concentración alta de sales. El aguacate soporta CE alrededor de 1.6 mS cm-1 y el pH debe estar
entre 5.5-6.5 (Sotomayor et al., 2019a). Se puede fertirrigar utilizando una solución nutritiva
universal como la de Hoagland y Arnon que se describe en la Tabla 1.
Tabla 1
Concentración de elementos minerales esenciales
en la solución nutritiva Hoagland y Arnon
Elemento Concentración mg L-1
N 210
P 31
K 234 Mg 34 Ca 160 S 64 Fe 2.5 Mn 0.5 B 0.5 Cu 0.02 Zn 0.05 Mo 0.01
Nota. Adaptado de “Nutrient solutions for hydroponic
systems”, por Trejo y Gómez, 2012, p.1-22
En viveros tradicionales se aplica fertilización edáfica cada mes o cada 15 días con los
siguientes fertilizantes: urea, nitrato de amonio, nitrato de potasio, 20-20-0, 18-46-0 y quelatos
de micronutrientes (Baíza, 2003). Una alternativa o complemento a la fertilización química es la
aplicación de biofertilizantes formulados con microorganismos promotores de crecimiento
vegetal entre los que destacan Trichoderma y micorrizas (Sotomayor et al., 2019a). Se pueden
38
realizar co-inoculaciones entre Trichoderma y micorrizas formando un consorcio microbiano
para potenciar los beneficios de estos microorganismos; para lo cual se inocula en primer lugar
las micorrizas, se espera cierto tiempo para que se establezcan y luego se inocula Trichoderma,
debido al antagonismo que este último presenta con otros microorganismos del suelo (Nzanza
et al., 2012; González, 2018).
Riego de portainjertos
El cultivo de aguacate es susceptible al exceso de agua de riego pues esto provoca
asfixia y pudrición radicular, pero también el déficit le provoca estrés hídrico. El requerimiento
hídrico en aguacate incrementa conforme al crecimiento, pero en la fase de vivero se establece
que cada planta necesita 500 mL de agua semanales. En semilleros se puede utilizar
microaspersores o riego manual con regadera de gota fina; en cambio, para las plantas
trasplantadas al vivero se recomienda utilizar un sistema de riego por goteo autocompensado
para aportar la misma cantidad de agua a cada planta (IICA, 2016). Con un gotero de caudal 2 L
h-1 se debe regar 3 veces por semana por 15 minutos para suministrar 0.5 L de agua por planta.
Con este sistema se ahorra agua, se evita el crecimiento de malezas, la propagación de
enfermedades y puede ser utilizado para fertirrigación (Sotomayor et al., 2019a).
Control de malezas
Las malezas compiten con los portainjertos por luz, agua, nutrientes y son hospederas
de plagas como la mosca blanca, Trialeurodes vaporariorum. Se debe controlar de forma manual
en las fundas y caminos, debido a que la alta concentración de pequeñas plantas en el vivero
impide la aplicación de herbicidas (Sotomayor et al., 2019a).
39
Plagas y enfermedades en vivero
El aguacate en vivero es atacado por los microorganismos patógenos: Phytophthora
cinnamomi, Colletotrichum gloeosporioides, Fusarium sp., Pythium sp., Verticillium sp.,
Rosellinea sp., Cylindrocladium sp., Rhizoctonia sp., entre otros (Garbanzo y Coto, 2017). P.
cinnamomi es la principal enfermedad del aguacate porque provoca pérdidas entre 30-50% de
plantas en la fase de vivero. Los síntomas de esta enfermedad son: escaso crecimiento, escaso
desarrollo foliar, amarillamiento de hojas y marchitamiento. En plantas injertadas se produce la
muerte ascendente del patrón y descendente de la variedad (Bernal et al., 2014).
Para prevenir estas enfermedades se recomienda utilizar portainjertos resistentes o
tolerantes a los patógenos como Duke 7, evitar el exceso de agua de riego, desinfectar el
sustrato y las semillas. La aplicación de biofertilizantes basados en Micorrizas o Trichoderma
ayuda a controlar los microorganismos patógenos. Si los síntomas aparecen luego de la siembra,
se puede aplicar cada 15-20 días fungicidas en base a Oxicloruro de Cobre, Benomil,
Carbendazim, Tiabendazol, entre otros (Bernal et al., 2014).
Entre las principales plagas que afectan al aguacate en vivero están: la mosca blanca
(Trialeurodes vaporariorum), los ácaros (Oligonichus yothersi) y los pulgones (Aphis sp.). La
mosca blanca succiona la savia de la planta provocando marchitamiento y retraso en el
crecimiento; además, propicia el ennegrecimiento de las hojas debido al hongo Capnodium sp.
que se alimenta de los desechos de las moscas blancas. Para controlar la mosca blanca se debe
mantener el vivero libre de malezas y colocar trampas cromáticas de color amarillo para
monitorear la presencia de la plaga. El control químico consiste en aplicaciones semanales de
insecticidas en rotación como: Buprofezin, Hidrogenooxalato de Tiociclam, piretroides, entre
otros; hasta romper el ciclo biológico de la plaga (Sotomayor et al., 2019a).
40
Capítulo III
Materiales y métodos
Ubicación del lugar de la investigación
Esta investigación se realizó en la provincia de Pichincha, cantón Quito, parroquia
Tumbaco, en el invernadero # 3 de la Granja Experimental Tumbaco perteneciente al Programa
de Fruticultura del INIAP. La ubicación geográfica es 00° 12’ 00’’ S y 78° 24’ 00’’ O y se encuentra
a una altitud de 2348 m s.n.m. El área agroecológica del lugar es bosque semi húmedo montano
bajo templado, cuenta con temperatura promedio es de 17°C y precipitación promedio anual
de 900 mm (Alvarado, 2017).
Figura 1
Ubicación geográfica del experimento
Nota. Tomado “INIAP Tumbaco, Ecuador en Google Maps”, Google, 2020
El invernadero #3 de la Granja Experimental Tumbaco donde se implementó la
investigación tiene cubierta plástica y suelo recubierto por media-sombra para evitar la
41
aparición de malezas y para que las plántulas no entren en contacto directo con el suelo;
además, cuenta con un sistema de riego por goteo autocompensado con caudal de 1 L h-1. La
temperatura promedio es de 23°C y humedad relativa de 41% (Sotomayor et al., 2019a).
Métodos
Instalación del proyecto en invernadero
El invernadero #3 es utilizado en la producción de portainjertos de aguacate cultivar
‘Criollo’ sobre los cuales se injertan las variedades “Hass” y “Fuerte”. Para este experimento se
utilizaron 220 portainjertos que se dividieron en grupos de 11 plantas que constituyen la unidad
experimental y se aleatorizaron los tratamientos. El ensayo empezó a los 70 días después de la
siembra (dds) de aguacate en las fundas de almácigo en el vivero. Las semillas de aguacate se
sembraron siguiendo el protocolo de desinfección y manejo propuesto por el Programa de
Fruticultura del INIAP (Sotomayor et al., 2019a). Los portainjertos de aguacate se cultivaron
hasta los 170 dds, momento en el cual se procedió a la injertación con la variedad “Hass”.
Análisis químico del sustrato
En la Tabla 2 se muestra el análisis del sustrato, suelo negro y pomina en proporción 3:1,
empleado en el experimento; este análisis se realizó en el laboratorio Agrar-Projekt.
Tabla 2
Características del sustrato a utilizarse en el experimento
Parámetros Unidades Sustrato
pH (en H2O) 6,4 C.E. mS cm-1 0,09 Nitrato (NO3
-) mg kg-1 16,6 B Amonio (NH4
+) mg kg-1 0,1 B Fosfato (PO4
-3) mg kg-1 0,8 B Potasio (K) mg kg-1 3,7 B Magnesio (Mg) mg kg-1 0,9 B Calcio (Ca) mg kg-1 2,5 B
42
Parámetros Unidades Sustrato
Sulfato (SO4-2) mg kg-1 14 B
Sodio (Na) mg kg-1 9,3 B Cloruro (Cl¯) mg kg-1 5,8 B Hierro (Fe) mg kg-1 0,545 B Manganeso (Mn) mg kg-1 0,026 B Cobre (Cu) mg kg-1 0,015 B Zinc (Zn) mg kg-1 0,046 B Boro (B) mg kg-1 0,205 A
Nota. A = Alto; M = Medio; B = Bajo
Análisis químico del agua de riego
Tabla 3
Características del agua que se utilizará para el fertirriego en el experimento
Parámetro Unidad Agua Potable
“Granja Tumbaco” Recomendación*
pH 7,1 5,4 - 8,8 C.E. mS cm-1 0,1 < 1,0 (ideal: < 0,5) Dureza Total Clasificación agua muy blanda Grado Dureza °d 0,35 Dureza en mmol L-1 0,06 Dureza equivalente CaCO3
mg L-1 6,2 < 275
Nitrato (NO3-) mg L-1 1,8 < 10
Fosfato (PO4-3) mg L-1 0,1 < 15
Sulfato (SO4-2) mg L-1 1,3 < 72
Cloruro (Cl¯) mg L-1 0,5 < 106 (ideal: < 53) Bicarbonato (HCO3) mg L-1 12,2 < 183 ∑ Aniones meq L-1 0,27 Amonio (NH4
+) mg L-1 0,1 < 4,5 Potasio (K) mg L-1 0,4 < 20 Magnesio (Mg) mg L-1 0,6 < 30 Calcio (Ca) mg L-1 1,5 < 60 Sodio (Na) mg L-1 1,0 < 70 (ideal: < 35) ∑ Cationes meq L-1 0,18 Hierro (Fe) mg L-1 0,233 < 1,5 Manganeso (Mn) mg L-1 0,032 < 0,5 Cobre (Cu) mg L-1 0,010 < 0,1 Zinc (Zn) mg L-1 0,029 < 0,3 Boro (B) mg L-1 0,092 < 0,3
Nota. *La recomendación está dada para agua de riego para cultivos intensivos
43
En la Tabla 3 se muestra el análisis del agua de riego empleada en el experimento. El
análisis se realizó en el laboratorio Agrar-Projekt.
Inoculación de microorganismos
Para el tratamiento 1, consorcio microbiano entre Trichoderma y micorrizas, se
procedió de la siguiente manera: la inoculación de micorrizas se realizó a los 70 y 100 dds;
mientras, que la inoculación de Trichoderma se realizó a los 90, 120 y 150 dds, para que la
micorriza haya podido establecerse y evitar problemas de antagonismo entre estos
microorganismos benéficos. Por cada plántula se aplicó 20 g de producto Fungifert Micorriza
(Hongos micorrízicos arbusculares: Glomus, Acaulospora y Entrophospora) realizando en el
sustrato 4 orificios opuestos a una profundidad de 15 cm y se colocó 5 g de producto en cada
orificio. Para la aplicación de Trichoderma (Trichoeb 5WP) se realizó una solución del producto
comercial en dosis de 0.18 g planta-1 / 100 mL de agua, más el coadyuvante Arpón (0.15 mL L-1
de agua), de esta solución se aplicó en drench 100 mL planta-1. Los tratamientos 2 y 3 que
consistieron en la aplicación de los consorcios microbianos ReviB y ReFuerza, se aplicaron de
manera semejante a la inoculación de Trichoderma en los días 90, 120 y150 dds, solo que en
dosis de 0.4 g planta-1 / 100 mL de agua.
Fertilización
Se dio mediante fertirrigación 3 días a la semana en base a la solución nutritiva
Hoagland y Arnon, la concentración de nutrientes aplicados puede verse en la Tabla 1. La
solución alcanzó una conductividad eléctrica de 1.69 mS cm-1 y pH de 6.5. Los fertilizantes
utilizados para preparar la fertirrigación fueron: nitrato de calcio, nitrato de amonio, nitrato de
potasio, fosfato monopotásico, sulfato de magnesio y oligoelementos Tradecorp A-Z (Fe, Mn,
44
Cu, Zn, Mo y B). Adicionalmente, se aplicó fertilizante foliar Bayfolan (N 7%; P2O5 45%; K2O 5%;
boro (B) 0.10%; activadores metabólicos 3%; y algas 10%), a una dosis de 3 mL L-1 cada 15 días.
Riego
Se realizó mediante sistema de riego por goteo autocompensado con caudal de 1 L h-1
por cada gotero. Se realizó 3 riegos semanales de 8 minutos cada uno.
Control de Plagas
La mosca blanca (Trialeurodes vaporariorum) fue la principal plaga del aguacate en fase
de vivero por lo que se realizó un manejo integrado entre control químico y cultural. Como
control químico se realizaron aplicaciones semanales de insecticidas con rotación de principios
activos entre Imidacloprid (Crysking) 1 mL L-1, Lambda-cyalotrina (Crystalam) 2 mL L-1,
hidrogenooxalato de thiocyclam (Tryclam) 1 g L-1 y azadirhactina (Neem-X) 3 mL L-1. El control
cultural consistió en mantener el invernadero libre de malezas y el uso de trampas cromáticas
amarillas untadas con pegamento Biotac. Para el control de babosas se utilizó el molusquicida
Molux 6 GB (Metaldehído 60 GB), los cebos granulados del producto se esparcieron en las
fundas de almácigo y en los caminos a una dosis aproximada de 25 cebos por m2.
Variables de respuesta
Altura de planta
La altura de planta (cm) se tomó a los 80, 110, 140 y 170 dds, esta variable se midió con
un flexómetro desde la base del tallo hasta el ápice de la hoja más joven.
Diámetro de tallo
El diámetro del tallo (mm) se tomó a los 80, 110, 140 y 170 dds. Se usó un calibrador
digital para medir el diámetro a una altura de 10 cm desde la base del tallo de la plántula.
45
Para que el sitio de medición del tallo fuera el mismo para todas las plantas se usó una medida de
madera de 10 cm.
Área foliar
El área foliar (cm2) se tomó a los 80, 110, 140 y 170 dds, con el medidor láser portátil LI
3000C. Para esta medición se eligió y etiquetó una hoja y en la misma se midió en las cuatro
tomas de datos.
Concentración de clorofila
Esta concentración como clorofila total fue medida en grados SPAD, se tomó a los 80,
110, 140 y 170 dds con el medidor de grados SPAD marca Minolta. Esta medición se realizó en la
misma hoja que se usó para medir área foliar. Los grados SPAD de clorofila se transformaron a
μg.mL-1 utilizando la ecuación de correlación 𝑌 = 1.3333𝑋 − 20.251, con R2=0.9038, donde Y =
unidades SPAD y X= clorofila extractable expresada en mg.mL-1 (Ojeda et al., 2009).
Peso fresco de plántula
Esta variable se tomó a los 170 dds, tiempo en que se injertaron las variedades
comerciales de aguacate sobre los portainjertos. Se seleccionaron tres plantas por cada bloque
de cada tratamiento, se retiró el sustrato de las raíces y se separó la parte radicular de la parte
aérea de la planta; con la ayuda de una balanza digital se tomó el peso fresco (g planta-1) de raíz
y de la parte aérea.
Peso seco de plántula
Las partes frescas de las plantas se colocaron en fundas de papel etiquetadas con el
tratamiento, repetición y número de planta para luego ingresarlas en la estufa a 70ºC por 48
horas, luego de lo cual se registró el peso seco (g planta-1) de la raíz y de la parte aérea.
46
Análisis de nutrientes
Del material seco de raíz y parte aérea se envió una muestra por repetición de cada
tratamiento al Laboratorio de Suelos de AGROCALIDAD donde se determinó la concentración de
macro y micronutrientes (N5+, P5+, K+, Ca2+, Mg2+, S4+, B3+, Zn2+, Cu2+, Fe3+ y Mn2+), estos resultados
se compararon con los niveles críticos propuestos por Embleton y Jones (1964) para aguacate
como puede verse en la Tabla 4.
Tabla 4
Niveles críticos para el diagnóstico nutricional del aguacate con base en el análisis foliar
Elemento Unidad Niveles
Deficiente (menos de) Adecuado Excesivo (más de)
N % 1.60 1.60-2.20 2.20
P % 0.05 0.08-0.25 0.30
K % 0.35 0.75-2.00 3.00
Ca % 0.50 1.00-3.00 4.00
Mg % 0.15 0.25-0.80 1.00
S % 0.05 0.20-0.60 1.00
B mg kg-1 20 50-100 100
Zn mg kg-1 10 30-150 150
Fe mg kg-1 40 50-200 200
Cu mg kg-1 4 5-15 25
Mn mg kg-1 15 30-500 500
Mo mg kg-1 0.04 0.05-1.00 1.60
Cl % - 0.07-0.25 0.25
Na % - - 0.25
Nota. *Valores para hojas entre 5-7 meses de edad en rama no productiva. Adaptado de Avocado nutrition in California, por Embleton y Jones, 1964
Relaciones entre variables evaluadas en la investigación
Se realizó análisis de correlación entre las variables de desarrollo vegetativo (altura de plántula,
diámetro de tallo, concentración de clorofila, área foliar, peso fresco y peso seco de plántula) y
las concentraciones de nutrientes en raíz y parte aérea de plántula. Se realizaron análisis de
47
regresión entre la altura de plántula, diámetro de tallo (variables dependientes) y los días
después de la siembra (variable independiente).
Diseño experimental
Factores y tratamientos
Se evaluó el tipo de consorcio microbiano comercial, los tratamientos aplicados se
presentan en la Tabla 5.
Tabla 5
Tratamientos evaluados en el experimento
Tratamiento Descripción
T1 Consorcio 1: Trichoeb 5WP + Fungifert Micorriza
T2 Consorcio 2: ReviB
T3 Consorcio 3: ReFuerza
T4 Testigo: Sin microorganismos
El tratamiento T1 consistió en la aplicación de un consorcio microbiano formado por dos
productos comerciales que contienen cepas de Trichoderma (Trichoeb 5WP) y micorrizas
(Fungifert Micorriza). Los tratamientos T2 y T3 consistieron en la inoculación del consorcio
microbiano que contiene el producto comercial. En la Tabla 6 se ilustra la composición de los
productos que se utilizaron.
Características de la unidad experimental
La unidad experimental estuvo constituida por un grupo de 11 plántulas de aguacate
cultivar ‘Criollo’ sembradas en fundas de almácigo.
48
Tabla 6
Productos comerciales de consorcios microbianos utilizados en el experimento
Nombre comercial
Composición Dosis Frecuencia aplicación
Trichoeb® 5WP
Trichoderma spp. 1x109 UFC g-1 0.18 g planta-1 90, 120, 150 días después de la siembra
Fungifert Micorriza
Endomicorrizas vesículo arbusculares del género Glomus, Acaulospora y Entrophospora. 120 propágulos g-1,
20 g planta-1 70, 100 días después de la siembra
ReviB
Concentrado (109 UFC g-1) 5%
Bacillus thuringiensis
B. subtilis
B. megaterium
B. licheniformis
Trichoderma harzianum
T. viridae
Pseudomonas fluorescens
Penicillium sp.
Aspergillus orizae
Beauveria bassiana
Saccharomyces cerevisiae
Paecilomyces lilacinus
Vermicomposta 25%
Carbonato de calcio 25%
Humato de potasio 25%
Extracto de algas marinas 15%
Aminoácidos 5%
0.4 g planta-1 90, 120, 150 días después de la siembra
49
Nombre comercial
Composición Dosis Frecuencia aplicación
ReFuerza
Concentrado microorganismos 3%
Paecilomyces lilacinus 1x1011 UFC g-1
Beauveria bassiana 1x109, UFC g-1
Bacillus licheniformis 1x109 UFC g-1
Streptomyces spp 1x108 UFC g-1
Saccharomyces cerevisiae 1x107 UFC g-1
Pochonia chlamydosporia 1x108 UFC g-1
Carbonato de calcio 57%
Ácidos húmicos 20%
Extracto de algas marinas 10%
Aminoácidos 10%
0.4 g planta-1 90, 120, 150 días después de la siembra
Croquis experimental
En la Figura 2 se representa la distribución de los cuatro tratamientos en campo
aleatorizados en cada uno de los cinco bloques empleados en esta investigación.
Figura 2
Distribución de los tratamientos en campo
T3
T1
T4
T2
T
4
T1
T2
T3
T4
T2
T3
T1
T1
T4
T3
T2
T3
T1
T2
T4
B5 B3 B2 B1 B4
Nota. B= bloque
Análisis de la información
Las variables se caracterizaron con estadística descriptiva (promedio y desviación
estándar). Para comparar las variables altura, diámetro, concentración de clorofila y área foliar
50
(medidas en el tiempo) se realizaron análisis de varianza mediante modelos mixtos para un
diseño en parcela dividida donde el consorcio microbiano fue la parcela grande y el tiempo la
parcela pequeña. El modelo matemático se presenta a continuación:
𝑦𝑖𝑗𝑘 = 𝜇 + 𝐵𝑖 + 𝐶𝑗 + 𝛿𝑖𝑗 + 𝑃𝑘 + 𝑃𝐶𝑗𝑘 + 𝑒𝑖𝑗𝑘
Donde:
𝑦𝑖𝑗𝑘= variable de respuesta
𝜇 = media general
𝐵𝑖 = Efecto del i-ésimo bloque
𝐶𝑗= efecto del i-ésimo consorcio
𝑒𝑖𝑗 = error de la parcela grande
𝑃𝑘 = efecto del k-ésimo tiempo
𝑃𝐶𝑗𝑘 = efecto de la interacción Tiempo – Consorcio
𝑒𝑖𝑗𝑘 = error experimental.
Las variables: altura de plántula, diámetro de tallo, concentración de clorofila, área
foliar, peso fresco y peso seco de plántula (raíz y parte aérea) y concentración de nutrientes
(N5+, P5+, K+, Ca2+, Mg2+, S4+, B3+, Zn2+, Cu2+, Fe3+ y Mn2+) en raíz y parte aérea de plántula medidas
a los 170 días después de la siembra, se analizaron mediante análisis de varianza para un diseño
de bloques completos al azar, cuyo modelo matemático se presenta a continuación:
𝑦𝑖𝑗 = 𝜇 + 𝐵𝑖 + 𝐶𝑗 + 𝑒𝑖𝑗
51
Donde:
𝑦𝑖𝑗= variable de respuesta
𝜇 = media general
𝐵𝑖 = Efecto del i-ésimo bloque
𝐶𝑗= efecto del i-ésimo consorcio
𝑒𝑖𝑗 = error experimental.
Se realizaron pruebas de comparación de medias LSD al 5% para tratamientos, tiempo e
interacciones. Todos los análisis se realizaron en el software estadístico INFOSTAT.
52
Capítulo IV
Resultados y discusión
Resultados
Variables de desarrollo vegetativo
Evaluación general durante la fase de vivero
No se encontró efecto significativo para la interacción entre los tratamientos y el tiempo
en ninguna de las variables (p>0.05); pero si se encontró para el factor tratamiento y el factor
tiempo. Respecto al factor tiempo, como era de esperarse, todas las variables presentaron
diferencias estadísticamente significativas (p<0.0001) alcanzando su valor máximo en la última
toma de datos a los 170 dds excepto la variable “concentración de clorofila” cuyo valor máximo
se alcanzó a los 140 dds como puede verse en la Tabla 7.
Tabla 7
Promedio ± desviación estándar de variables vegetativas de plántulas de aguacate medidas a los
80, 110, 140 y 170 días después de la siembra (dds)
Tiempo (dds) Altura (cm)
Diámetro (mm)
Clorofila (μg.mL-1)
Área foliar (cm2)
170 45.29 ± 9.32 a 7.37 ± 0.76 a 54.80 ± 4.72 a 87.14 ± 23.11 a
140 39.64 ± 8.36 b 6.59 ± 0.86 b 55.20 ± 6.64 a 76.88 ± 25.97 b
110 29.46 ± 6.00 c 5.46 ± 0.91 c 50.18 ± 8.85 b 50.48 ± 20.35 c 80 20.50 ± 4.75 d 4.01 ± 0.75 d 37.46 ± 4.81 c 30.96 ± 10.28 d
*Medias con una letra común en la misma columna no son significativamente diferentes (LSD Fisher, α=
0.05).
En la Tabla 8 se muestran los resultados alcanzados por las variables de desarrollo
vegetativo de manera general durante la fase de vivero bajo el efecto de los consorcios
microbianos aplicados. La altura de plántula presentó diferencias significativas con respecto a
los consorcios microbianos aplicados (F=7.77; p<0.0001), la mayor altura se alcanzó con el
53
consorcio T2 (ReviB) con 35.04 cm y el consorcio T1 (Trichoderma + Micorrizas) con 34.66 cm,
frente a 32.18 cm alcanzados por T4 (Testigo). Se encontraron diferencias significativas para el
diámetro del tallo de plántula bajo el efecto de los consorcios microbianos aplicados (F=4.92;
p=0.021), con la aplicación del consorcio T2 el diámetro de tallo alcanzó 6.00 mm frente a 5.73
mm alcanzado por el Testigo. Los valores más altos para contenido de clorofila en la evaluación
general se alcanzaron con los consorcios T2 y T1, con valores de 50.32 y 49.95 μg.mL-1
respectivamente, mientras que el Testigo alcanzó 48.55 μg.mL-1, esto fue estadísticamente
significativo (F=6.43; p=0.003), No se encontraron diferencias significativas para el área foliar
con respecto a los consorcios microbianos aplicados (F=1.74; p=0.1576).
Tabla 8
Promedio ± desviación estándar de variables vegetativas de plántulas de aguacate bajo el efecto
de 3 consorcios microbianos promotores de crecimiento durante la fase de vivero
Tratamiento Altura (cm) Diámetro (mm)
Clorofila (μg.mL-1)
Área foliar (cm2)
Trichoderma + Micorrizas
34.66 ± 13.17 a 5.91 ± 1.60 ab 49.95 ± 11.72 a 62.00 ± 30.45 a
ReviB 35.04 ± 12.76 a 6.00 ± 1.52 a 50.32 ± 11.37 a 60.91 ± 30.13 a
ReFuerza 33.01 ± 11.17 b 5.79 ± 1.46 bc 48.81 ± 11.81 b 63.48 ± 32.19 a
Testigo 32.18 ± 10.50 b 5.73 ± 1.46 c 48.55 ± 11.54 b 59.06 ± 28.17 a
Nota. Medias con una letra común en la misma columna no son significativamente diferentes (LSD Fisher, α= 0.05).
Evaluación a los 170 días después de la siembra
En la Tabla 9 se muestran los resultados alcanzados por las variables de desarrollo
vegetativo a los 170 dds respectivamente, bajo el efecto de los consorcios microbianos
aplicados. Las plántulas tratadas con el consorcio T1 alcanzó la mayor altura con 47.73 cm,
seguido de cerca por T2 con 47.53 cm, frente al Testigo que alcanzó 42.38 cm, esto fue
estadísticamente significativo (F=5.08; p=0.0021). El diámetro de tallo, concentración de
54
clorofila y el área foliar en plántula de aguacate no presentaron diferencias significativas con
respecto a los consorcios aplicados (F=2.43; p=0.0661, F=2.08; p=0.1033 y F=0.58; p=0.6256
respectivamente); sin embargo, las plántulas tratadas con el consorcio T2 y T1 presentaron
diámetros de tallo numéricamente significativos, 7.51 mm y 7.50 mm respectivamente,
comparados al Testigo que alcanzó 7.19 mm.
Tabla 9
Promedio ± desviación estándar de variables vegetativas de plántulas de aguacate bajo el efecto
de 3 consorcios microbianos promotores de crecimiento a los 170 dds
Consorcio microbiano
Altura (cm) Diámetro (mm) Clorofila (μg mL-1) Área foliar (cm2)
Trichoderma + Micorrizas
47.73 ± 10.04 a 7.50 ± 0.75 a 55.25 ± 3.51 a 87.52 ± 23.09 a
ReviB 47.53 ± 9.85 a 7.51 ± 0.76 a 55.51 ± 3.04 a 89.65 ± 21.54 a
ReFuerza 43.52 ± 8.65 b 7.26 ± 0.77 a 54.39 ± 3.25 a 86.95 ± 27.74 a
Testigo 42.38 ± 7.52 b 7.19 ± 0.75 a 54.04 ± 4.17 a 84.44 ± 19.55 a
Nota. Medias con una letra común en la misma columna no son significativamente diferentes (LSD Fisher, α= 0.05).
Peso de plántula
El peso fresco y peso seco tanto de raíz como de parte aérea de las plántulas tratadas
con los consorcios microbianos no presentaron diferencias significativas (p>0.05); sin embargo,
aquellas tratadas con T1 mostraron una tendencia de incremento de peso fresco de raíz con
15.58 g.planta-1, respecto a las plántulas Testigo que alcanzaron 13.20 g planta-1. En la parte
aérea las plántulas tratadas con el consorcio T2 tendieron a incrementar el peso fresco con un
valor de 59.43 g planta-1 en comparación al tratamiento Testigo que alcanzó 51.04 g planta-1 y el
peso seco con 19.93 g planta-1 frente a las plántulas Testigo que alcanzaron 17.02 g planta-1
(Tabla 10).
55
Tabla 10
Promedio ± desviación estándar de peso fresco y peso seco de plántulas de aguacate bajo el
efecto de 3 consorcios microbianos promotores de crecimiento a los 170 dds
Consorcio
Microbiano
Peso fresco (g planta-1) Peso seco (g planta-1)
Raíz Parte aérea Raíz Parte aérea
Trichoderma + Micorrizas
15.58 ± 2.84 a 56.07 ± 8.02 a 5.21 ± 1.08 a 18.49 ± 2.86 a
ReviB 14.62 ± 2.81 a 59.43 ± 5.62 a 5.44 ± 1.07 a 19.93 ± 1.98 a
ReFuerza 14.52 ± 2.96 a 54.58 ± 9.26 a 5.49 ± 0.99 a 18.74 ± 3.31 a
Testigo 13.20 ± 3.47 a 51.04 ± 10.65 a 4.73 ± 1.22 a 17.02 ± 3.11 a
Nota. Medias con una letra común en la misma columna no son significativamente diferentes (LSD Fisher, α= 0.05)
Concentración de nutrientes en plántula
La concentración de nutrientes en la raíz de las plántulas solo presentó diferencias
significativas para la concentración de Cu2+ bajo el efecto de los consorcios microbianos
aplicados (F=3.77; p=0.0319) alcanzando su mayor valor con la aplicación del consorcio T1 con
7.08 mg kg-1. Para los demás nutrientes no se encontraron diferencias significativas bajo el
efecto de los tratamientos (p>0.05) como puede verse en la Tabla 11.
En la parte aérea de las plántulas, para la concentración de macronutrientes, el N5+
mostró diferencias estadísticamente significativas cuando se comparó los distintos consorcios
aplicados (F=3.68; p=0.0346); la concentración más alta, 2.64 mg kg-1, se alcanzó con T3
(ReFuerza). En micronutrientes se encontraron diferencias estadísticamente significativas para la
concentración de Zn2+ (F=4.64; p=0.0161) y Cu2+ (F=42.15; p<0.0001), que alcanzaron el mejor
resultado bajo el efecto del consorcio T1, con 12.68 mg kg-1 para Zn2+ y 4.74 mg kg-1 para Cu2+.
No se encontraron diferencias significativas para el contenido de los demás macro y
micronutrientes (p>0.05) (Tabla 12).
56
Tabla 11
Promedio ± desviación estándar de la concentración de nutrientes en la raíz de plántulas de
aguacate bajo el efecto de 3 consorcios microbianos promotores de crecimiento
Elemento
Consorcio microbiano
Trichoderma + Micorrizas
ReviB ReFuerza Testigo
N5+ (%) 1.92 ± 0.16 a 2.04 ± 0.10 a 1.97 ± 0.11 a 2.41 ± 0.37 a
P5+ (%) 0.11 ± 0.02 a 0.10 ± 0.01 a 0.09 ± 0.01 a 0.10 ± 0.02 a
K+ (%) 1.62 ± 0.31 a 1.55 ± 0.17 a 1.39 ± 0.15 a 1.54 ± 0.34 a
Ca2+ (%) 0.39 ± 0.03 a 0.36 ± 0.02 a 0.33 ± 0.05 a 0.36 ± 0.05 a
Mg2+ (%) 0.17 ± 0.03 a 0.17 ± 0.02 a 0.15 ± 0.02 a 0.16 ± 0.02 a
S4+ (%) 0.25 ± 0.03 a 0.22 ± 0.02 a 0.21 ± 0.02 a 0.23 ± 0.06 a
B3+ (mg kg-1) 83.64 ± 11.25 a 98.88 ± 14.71 a 81.98 ± 13.46 a 93.82 ± 8.99 a
Zn2+ (mg kg-1) 16.28 ± 4.36 a 12.38 ± 4.79 a 10.36 ± 4.39 a 12.42 ± 4.43 a
Cu2+ (mg kg-1) 7.08 ± 1.17 a 5.48 ± 0.58 b 5.14 ± 0.54 b 5.36 ± 1.11 b
Fe3+ (mg kg-1) 549.26 ± 98.99 a 673.08 ± 111.96 a 605.98 ± 124.47 a 651.32 ± 211.35 a
Mn2+ (mg kg-1) 197.28 ± 29.83 a 249.64 ± 101.28 a 234.52 ± 46.91 a 232.90 ± 102.38 a
Nota. Medias con una letra común en la misma fila no son significativamente diferentes (LSD Fisher, α= 0.05).
Al comparar la concentración de nutrientes de la parte aérea de los portainjertos con los
niveles de suficiencia de nutrientes de Embleton y Jones para aguacate, se determinó que el P5+,
K+, Ca2+, Mg2+, S4+, B3+, Fe3+ y Mn2+ se encontraron en los niveles adecuados para todos los
tratamientos mientras que el contenido de N5+ se encontró en nivel excesivo para todos los
tratamientos. Las plántulas tratadas con los consorcios microbianos T2, T3 y Testigo presentaron
niveles deficientes de Cu2+; mientras, que con T1 presentaron niveles adecuados. El contenido
de Zn2+ fue deficiente en las plántulas tratadas con T2 (ReviB); mientras que con los demás
tratamientos el nivel fue adecuado (Tabla 12).
57
Tabla 12
Promedio ± desviación estándar de la concentración de nutrientes en la parte aérea de plántulas
de aguacate bajo el efecto de 3 consorcios microbianos promotores de crecimiento
Elemento
Consorcio microbiano
Trichoderma + Micorrizas
ReviB ReFuerza Testigo
N5+ (%) 2.34 ± 0.29 ab + 2.27 ± 0.08 b + 2.64 ± 0.26 a + 2.48 ± 0.37 ab +
P5+ (%) 0.12 ± 0.02 a x 0.11 ± 0.01 a x 0.11 ± 0.02 a x 0.11 ± 0.02 a x
K+ (%) 1.66 ± 0.10 a x 1.51 ± 0.12 a x 1.59 ± 0.23 a x 1.74 ± 0.21 a x
Ca2+ (%) 1.08 ± 0.09 a x 1.16 ± 0.08 a x 1.40 ± 0.47 a x 1.28 ± 0.25 a x
Mg2+ (%) 0.36 ± 0.03 a x 0.37 ± 0.04 a x 0.40 ± 0.06 a x 0.42 ± 0.08 a x
S4+ (%) 0.17 ± 0.02 a x 0.16 ± 0.01 a x 0.17 ± 0.03 a x 0.19 ± 0.03 a x
B3+ (mg kg-1) 62.06 ± 1.94 a x 60.54 ± 3.25 a x 57.06 ± 6.10 a x 65.40 ± 7.17 a x
Zn2+ (mg kg-1) 12.68 ± 2.43 a x 7.90 ± 1.66 b - 10.60 ± 3.54 ab x 10.36 ± 3.36 ab x
Cu2+ (mg kg-1) 4.74 ± 0.11 a x 3.46 ± 0.65 b - 2.90 ± 0.43 b - 3.36 ± 0.53 b -
Fe3+ (mg kg-1) 157.28 ± 32.99 a x 148.34 ± 34.75 a x 136.68 ± 27.29 a x 151.60 ± 32.08 a x
Mn2+ (mg kg-1) 227.96 ± 81.81 a x 174.28 ± 61.98 a x 205.10 ± 60.42 a x 243.90 ± 61.36 a x
Nota. Medias con una letra común en la misma fila no son significativamente diferentes (LSD Fisher, α= 0.05). - = nivel deficiente, x = nivel adecuado, + = nivel excesivo, referencia a Tabla 6.
Relaciones entre variables
Se encontró una asociación positiva entre: diámetro y altura (r=0.61; p=0.0047),
diámetro y peso fresco de plántula (r=0.74; p=0.0004) y peso fresco vs peso seco de plántula
(r=0.95; p<0.05). Para la concentración de nutrientes en la raíz de plántulas se encontró
asociación positiva entre: P5+ con los elementos K+ (r=0.80; p<0.05), Ca2+ (r=0.63; p=0.0029), S4+
(r=0.67; p=0.0013) y Cu2+ (r=0.76; p=0.0001); K+ con S4+ (r=0.88; p=<0.05 )y Cu2+ (r=0.61;
p=0.004); y Ca2+ con Mg2+ (r=0.74; p=0.0002). La concentración de nutrientes en parte aérea de
plántulas presentó asociación positiva entre: P5+ con los elementos S4+ (r=0.84; p=<0.05) y Mn2+
58
(r=0.71; p=0.0004); Mg2+ con K+ (r=0.71; p=0.0005) y Ca2+ (r=0.68; p=0.0009); y N5+ con Ca2+
(r=0.68; p=0.0009).
La altura de plántula y el tiempo dds (días después de la siembra) se ajustaron a
modelos de regresión de 2do orden como puede verse en la Tabla 13. Las plántulas tratadas con
T1 y T2 destacaron en altura durante la fase de vivero sobre los demás tratamientos (Figura 3).
Tabla 13
Modelos de regresión para las variables altura de plántula y tiempo (dds) bajo el efecto de los
consorcios microbianos aplicados.
Tratamiento Modelo de regresión R2
Trichoderma + Micorrizas y = -0,00058x2 + 0,46x - 12,69 0.63
ReviB y = -0,0009x2 + 0,53x - 15,79 0.64
ReFuerza y = -0,0012x2 + 0,57x - 17,39 0.64
Testigo y = -0,00095x2 + 0,49x - 12,94 0.65
Nota. “y” = altura de plántula, “x” = tiempo (dds)
Figura 3
Evolución de la altura de plántula de aguacate durante la fase de vivero bajo la aplicación de
consorcios microbianos
Nota. dds= días después de la siembra
59
El diámetro de tallo de plántula y el tiempo (dds) se ajustaron a modelos de regresión de
2do orden (Tabla 14). Las plántulas de aguacate presentaron un desarrollo similar en diámetro
durante la fase de vivero, destacándose T2 y T1 a partir de los 140 dds como se representa en la
Figura 4.
Tabla 14
Modelos de regresión para las variables diámetro de tallo de plántula y tiempo (dds) bajo el
efecto de los consorcios microbianos aplicados
Tratamiento Ecuación de regresión R2
Trichoderma + Micorrizas y = -0,0002x2 + 0,09x - 1,93 0.71
ReviB y = -0,00022x2 + 0,09x - 2,01 0.73
ReFuerza y = -0,00017x2 + 0,08x - 1,15 0.70
Testigo y = -0,00017x2 + 0,08x - 1,16 0.69
Nota. “y” = altura de plántula, “x” = tiempo (dds)
Figura 4
Evolución del diámetro de tallo en plántula de aguacate durante la fase de vivero bajo la
aplicación de consorcios microbianos
Nota. dds= días después de la siembra
60
Discusión
Variables de desarrollo vegetativo
Un patrón de aguacate debe alcanzar una altura de plántula mayor a 30 cm y diámetro
de tallo superior a 5 mm para proceder a la injertación (Sotomayor et al., 2019a). En la presente
investigación la mayor altura de plántula a los 170 dds se alcanzó con la aplicación de los
consorcios T1 (Trichoderma + Micorrizas) y T2 (ReviB), 47.73 cm y 47.53 cm, respectivamente.
Sotomayor et al. (2018) alcanzaron una altura inferior a la encontrada en esta investigación,
33.75 cm, al aplicar un consorcio compuesto por Trichoderma spp., Paecilomyces lilacinus y
Arthrobotrys sp. Alvarado (2017) alcanzó una altura de plántula de 51.15 cm a los 158 dds al
aplicar Trichoderma spp. a este tipo de plantas, lo que fue mayor a lo alcanzado en este estudio;
esto puede deberse al método de inoculación usado pues se realizaron aplicaciones cada 15 días
mientras que en la presente investigación se realizaron únicamente 2 inoculaciones en toda la
fase de vivero. Por otra parte Wu et al. (2005) comprobaron la efectividad de aplicar un
consorcio microbiano (Azotobacter chroococcum, Bacillus megaterium, Bacillus mucilaginous y
Glomus mosseae o Glomus intraradices) logrando incrementar la altura y la biomasa en plantas
de maíz (Zea mays).
En este estudio se pudo evidenciar que las plántulas de aguacate cultivar ‘Criollo’ a las
que se aplicó los consorcios microbianos T2 y T1 alcanzó los mayores valores de diámetro de
tallo, 7.51 y 7.50 mm respectivamente, superando en 50% al estándar (>5 mm) y también los
6.46 mm de diámetro alcanzados en la investigación de Alvarado (2017) bajo la aplicación de
Trichoderma spp. Ushiña (2017) al evaluar las diferencias entre fenotipos de aguacate del
cultivar ‘Criollo’ alcanzó plántulas con un diámetro de 5.83 mm al momento de la injertación sin
aplicación de microorganismos.
61
En concentración de clorofila esta investigación alcanzó el mejor resultado con la
aplicación del consorcio T2, que contiene 4 cepas de Bacillus, 2 de Trichoderma, Pseudomonas
fluorescens, entre otros. Ahamd et al. (2017), también incrementaron el contenido de clorofila
en garbanzo al aplicar un biofertilizante compuesto por Mesorhizobium cicri, Pseudomonas sp. y
Bacillus sp. Los valores de concentración de clorofila alcanzados es este estudio se encontraron
entre 54.04 - 55.25 μg mL-1, valores similares a los alcanzados por Sotomayor et al. (2018), que
al ensayar promotores de crecimiento radicular en plántulas de aguacate alcanzaron valores
entre 49.16 - 54.43 μg mL-1. En esta investigación el área foliar al tiempo de injertación varió
entre 84.44 cm2 y 89.65 cm2 que fue superior a lo encontrado por Sotomayor et al. (2018), cuyos
valores oscilaron entre 66.18 cm2 - 73.21 cm2, al aplicar a las plántulas promotores de
crecimiento radicular.
Para el peso fresco de la raíz no se encontraron diferencias significativas entre
tratamientos, pero con el consorcio T1 se alcanzó un 18 % de incremento respecto al
tratamiento testigo. Este resultado concuerda con lo encontrado por Sotomayor et al. (2018)
que, con la aplicación de un consorcio microbiano compuesto por Trichoderma spp. entre otros,
incrementó el peso fresco de raíz de plántula de aguacate en 16%. El peso obtenido en esta
investigación con la aplicación del consorcio T1 fue de 15.58 g planta-1, que es ligeramente
superior al encontrado por Alvarado (2017) que con la aplicación de Trichoderma spp. en
plántulas de aguacate alcanzó 13.14 g planta-1.
El peso fresco de parte aérea de plántulas de aguacate presentó una tendencia de
incremento en las plántulas a las que se aplicó el consorcio T2 (ReviB) alcanzando 56.07 g planta-
1 a los 170 dds. Alvarado (2017) aplicó Trichoderma spp. a plántulas de aguacate y a los 158 dds
obtuvo 38.21 g planta-1 de peso, que es un valor menor al alcanzado en este trabajo. También
62
Sotomayor et al. (2018) alcanzaron un resultado menor, 36.9 g planta-1 a los 200 dds, al aplicar
un consorcio compuesto de Trichoderma spp., Paecilomyces lilacinus y Arthrobotrys sp. Este
mayor peso alcanzado puede deberse al efecto sinérgico entre Trichoderma spp. y otros
microorganismos promotores de crecimiento (PGPM) como Bacillus spp., Pseudomonas
fluorescens, entre otros, contenidos en el producto ReviB; que alcanzó mejores resultados que
con la inoculación de Trichoderma spp. solo o en combinación con otros microorganismos no
PGPM, como P. lilacinus y Arthrobotrys sp., que tienen actividad nematicida .
El peso seco de la parte aérea de plántulas de aguacate no presentó diferencias
significativas pero hubo un incremento de peso del 17% respecto al testigo con la aplicación del
consorcio T2 (ReviB), que entre sus principales microrganismos promotores de crecimiento
cuenta con Trichoderma spp., Bacillus spp. y Pseudomonas fluorescens. Este resultado
concuerda con lo alcanzado por Alvarado (2017) que con la aplicación de Trichoderma spp.
alcanzó el mayor peso fresco de parte aérea en plántulas de aguacate. Ahamd et al. (2017), llegó
a incrementar el peso seco de parte aérea en plantas de garbanzo, de 12.30 g planta-1 a 18.43 g
planta-1, al aplicar un biofertilizante compuesto por Mesorhizobium cicri, Pseudomonas sp. y
Bacillus sp.
Se realizaron correlaciones de Pearson para las variables de desarrollo vegetativo de las
plántulas de aguacate y se encontró que a mayor altura de plántula se tiene mayor diámetro de
tallo, a mayor diámetro de tallo se tiene mayor peso fresco de plántula y a mayor peso fresco de
plántula se tiene mayor peso seco de la misma. Aplicando los modelos de regresión para la
altura respecto del tiempo y diámetro respecto del tiempo se encontró que con el consorcio T2
las plántulas alcanzaron la altura mínima para injertación (30 cm) a los 106 dds, 14 días antes
que las plántulas Testigo y el diámetro mínimo para injertación (> 5 mm) a los 95 dds, esto es 19
63
días antes que las plántulas Testigo. Las plántulas de aguacate se injertan cuando el portainjerto
ha permanecido alrededor de 150 días en vivero a partir de la siembra, tiempo en el cual
alcanzan los valores requeridos de altura y diámetro (Sotomayor et al. 2019a). Con la aplicación
de consorcios microbianos, como ReviB, se puede reducir el tiempo de permanencia de las
plántulas en vivero lo cual es beneficioso para el productor debido al ahorro de recursos como:
agua, nutrientes y productos fitosanitarios.
Concentración de nutrientes en plántula de aguacate
No se encontraron diferencias significativas en concentración de nutrientes en raíz de
plántulas de aguacate para los consorcios microbianos aplicados, con la única excepción del
Cu2+. El Cu2+ es esencial para la fotosíntesis, respiración mitocondrial, síntesis de la pared
celular, metabolismo de C y N y para prevenir el estrés oxidativo (Hansch y Mendel, 2009). En el
presente estudio encontramos que las plántulas tratadas con el consorcio T1 (Trichoderma +
Micorrizas) presentaron mayor contenido de Cu2+ en raíz (7.08 mg kg-1) que los demás
tratamientos. Sotomayor et al. (2019b) al aplicar Glomus iranicum a plántulas de aguacate
obtuvieron 7.25 mg kg-1 de Cu2+ en raíz, un resultado similar al nuestro; pero al aplicar T.
harzianum el contenido de este mineral fue de 6.91 mg kg-1, que es menor a lo encontrado en
este estudio. También Morgan et al. (2005) afirman que los hongos micorrízicos arbusculares
ayudan a traslocar hacia la planta, iones con bajo coeficiente de difusión como P5+, Zn2+ y Cu2+.
La concentración de nutrientes en parte aérea presentó diferencias significativas para el
contenido de N5+ bajo el efecto de los consorcios microbianos aplicados, alcanzando el mayor
valor con la aplicación del consorcio T3 (ReFuerza). Pero debido a que los microorganismos
presentes en el producto ReFuerza (Paecilomyces lilacinus, Beauveria bassiana, Streptomyces
spp, Pochonia chlamydosporia, entre otros) presentan actividad especializada en biocontrol, se
64
presume que este alto contenido de N5+ se debe a otros componentes del producto, como los
ácidos húmicos y aminoácidos, de rápida absorción para las plantas. Para la concentración de
Cu2+ en parte aérea se encontró diferencias significativas bajo la aplicación de consorcios
microbianos. El mejor consorcio fue T1 (Trichoderma + Micorrizas), con el que se alcanzó 4.74
mg kg-1; es similar a lo encontrado por Sotomayor et al. (2019b) que al aplicar Trichoderma sp. a
plántulas de aguacate obtuvieron 4.79 mg kg-1 de Cu2+ en parte aérea. También las plantas
tratadas con este consorcio tuvieron un incremento en el contenido de Zn2+, del 22.4% respecto
a las plántulas testigo. Esto concuerda con lo encontrado por Singh et al. (2010) en caña de
azúcar y Yedidia et al. (2001) en pepino, que mediante la aplicación de Trichoderma spp.
mejoraron la disponibilidad de los micronutrientes, Cu2+ y Zn2+ para las plantas.
El análisis de nutrientes en parte aérea se comparó con los valores de referencia
reportados por Embleton y Jones (1964) para hojas de aguacate. Los contenidos de P5+, K+, Ca2+,
Mg2+, S4+, B3+, Fe3+ y Mn2+ se encontraron en niveles adecuados; mientras que el contenido de
N5+ fue excesivo, para todos los tratamientos. Hubo deficiencia en el contenido de Cu2+ para
todos los tratamientos y de Zn2+ solo para el tratamiento T2 (ReviB). Según Cakmak (2015), altos
niveles de N5+ inmovilizan el Cu2+ e inhiben su absorción; por lo tanto el exceso de N5+
encontrado en los portainjertos de esta investigación pudo ser la causa de la deficiencia de Cu2+.
Se realizaron correlaciones de Pearson para la concentración de nutrientes en raíz y parte aérea
de plántulas de aguacate. En raíz se encontró que a mayor P5+ se tiene mayor K+, Ca2+, S4+ y Cu2+;
a mayor K+ se tiene mayor S4+ y Cu2+; y a mayor Ca2+ se tiene mayor Mg2+. En la parte aérea se
encontró que a mayor N5+ se tiene mayor Ca2+, a mayor P5+ se tiene mayor S4+ y Mn2+, y a mayor
Mg2+ se tiene mayor K+ y Ca2+. Sotomayor et al. (2019b) también encontraron correlaciones
entre P y Cu (r=0.67) y Mg y Ca (r=0.74) en plántulas de aguacate tratadas con microrganismos.
65
Capítulo V
Conclusiones y recomendaciones
Conclusiones
● Los consorcios microbianos T1 (Trichoderma + Micorriza) y T2 (ReviB: Trichoderma spp,
Bacillus spp. Pseudomonas fluorescens, entre otros) aplicados en plántulas de aguacate
cultivar ‘Criollo’ produjeron el mejor desarrollo vegetativo durante la fase de vivero,
especialmente en altura de plántula y diámetro de tallo que son las principales variables
consideradas al momento de la injertación.
● Las plántulas de aguacate tratadas con el consorcio T1 (Trichoderma + Micorriza)
presentaron mayor contenido nutricional de Cu2+ tanto en raíz como en parte aérea y
de Zn2+ en parte aérea, comparadas con las no inoculadas.
● Las plántulas de aguacate tratadas con el consorcio T2 (ReviB) alcanzaron la altura y
diámetro adecuados para la injertación en menor tiempo que con los demás
tratamientos, 106 y 95 días después de la siembra respectivamente. Esto reduce el
tiempo de permanencia de las plántulas en vivero y el uso de agro insumos para su
mantenimiento.
● Se encontró una correlación alta para el diámetro de tallo con altura de plántula y peso
fresco de plántula de aguacate. De igual manera se encontró correlaciones altas en la
concentración de nutrientes en raíz (P5+-K+, P5+-Cu2+, K+-S4+ y Ca2+-Mg2+ ) y en parte aérea
(P5+-S4+, P5+-Mn2+, K+-Mg2+, y Ca2+-Mg2+) de las plántulas.
66
Recomendaciones
● Se recomienda la aplicación de productos comerciales de microorganismos promotores
de crecimiento vegetal que contengan cepas de Trichoderma en la producción de
plántulas de aguacate en vivero.
● Se recomienda realizar la inoculación de microorganismos en plántulas de aguacate en
las primeras semanas de la fase de vivero para acortar aún más el tiempo de injertación.
● Se recomienda realizar esta investigación sobre el sistema de producción de plántulas
de aguacate del INIAP, pero con fertilización reducida o aplicación de abonos orgánicos
para un mejor desempeño de los microorganismos.
● Se recomienda ensayar consorcios microbianos ensamblados en campo como T1
(Trichoderma + Micorrizas), con otros microorganismos como pueden ser: Bacillus,
Pseudomonas, etc., para facilitar la inoculación.
67
Bibliografía
Aguado, G. (2012). Introducción al uso y manejo de biofertilizantes en la agricultura. Guanajuato,
México: INIFAP/SAGARPA.
Ahamd, M., Hussain, A., Akhtar, M., Zafar-Ul-Hye, M., Iqbal, Z., Naz, T., & Iqbal, M. (2017).
Effectiveness of multi-strain biofertilizer in combination with organic sources for
improving the productivity of chickpea in Drought Ecology. Asian J Agri & Biol, 228-237.
Alvarado, V. (2017). Efecto de microorganismos benéficos en el crecimiento y desarrollo de
plántulas de aguacate (Persea americana) para los valles interandinos del Ecuador.
Universidad de las Américas.
Arévalo, J., Silva, S., Carneiro, M., Lopes, R., Carneiro, R., Tigano, M., & Hidalgo, L. (2012).
Pochonia chlamydosporia (Goddard) Zare y Gams como potencial agente de control
biológico de Meloidogyne enterolobii (Yang y Eisenback) en cultivos hortícolas. Revista
Protección Vegetal, 27(2), 123-129.
Ariza, Y., & Sánchez, L. (2012). Determinación de metabolitos secundarios a partir de Bacillus
subtilis con efecto biocontrolador sobre Fusarium sp. NOVA, Publicación Científica en
Ciencias Biomédicas, 135-250.
Avis, T., Gravel, V ., Antoun, H., & Tweddel, R. (2008). Multifaceted beneficial effects of
rhizosphere microorganisms on plant health and productivity. Soil Biology and
Biochemistry, 40, 1733-1740.
Baíza, V. (2003). Guía técnica del cultivo del aguacate. Nuevo San Salvador: El Salvador: Maya.
Barea, J., Azcón, R., & Azcón-Aguilar, C. (2007). Interactions between mycorrhizal fungi and
bacteria to improve plant nutrient cycling and soil structure. En A. Varma, & F. Buscot,
68
Microorganisms in Soils: Roles in Genesis and Functions (págs. 195-212). Berlín :
Springer.
Beltrano, J., Ruscitti, M., Arango , M., & Ronco , M. (2013). Effects of arbuscular mycorrhiza
inoculation on plant growth, biological and physiological parameters and mineral
nutrition in pepper grown under different salinity and P levels. Journal of Soil Science and
Plant Nutrition, 13(1), 123-141.
Bernal, J., Díaz, C., Osorio, C., Tamayo, A., & Osorio, W. (2014). Actualización tecnológica y
buenas prácticas agrícolas (BPA) en el cultivo de aguacate. Medellín (Colombia):
CORPOICA.
Cakmak, I. (2015). Sinergismos y antagonismos entre nutrientes minerales durante la absorción y
transporte en las plantas. México DF: Intagri.
Camarena, G. (2012). Interacción planta-hongos micorrízicos arbusculares. Revista Chapingo,
serie ciencias forestales y del ambiente, 18(3), 409-421.
Camargo, D., & Ávila, E. (2014). Efecto de Trichoderma sp. sobre el crecimiento y desarrollo de la
arveja (Pisum sativum L.). Ciencia y Agricultura, 11(1), 91-100.
Carballo, M. (2004). Control biológico de plagas agrícolas. Managua, Nicaragua: CATIE.
Córdova, L. (2015). Evaluación del comportamiento de microorganismos eficientes autóctonos
(EMA) y levaduras fermentadoras (Saccharomyces cerevisiae) en la fabricación del
biofertilizante Bokashi. Universidad Técnica de Ambato.
Corrales, L., Lozano, L., Gómez, M., Ramos, S., & Rodriguez. (2017). Bacillus spp: una alternativa
para la promoción vegetal por dos caminos enzimáticos. NOVA, 15(27), 45-125.
69
Embleton, T., & Jones, W. (1964). Avocado nutrition in California. Proceedings of the Florida
State Horticultural Society, 77(1), 401-405.
Espín, M. (2012). Validación de los componentes tecnológicos limpio y orgánico, con y sin
Trichoderma para el manejo del cultivo de mora de castilla (Rubus glaucus Benth) en el
cantón Cevallos, provincia de Tungurahua. ESCUELA SUPERIOR POLITÉCNICA DE
CHIMBORAZO.
Galindo, M., Rueda, D., Romero, P., Medina, M., Bangeppagari, M., Reddy, V., & Mulla, S. (2018).
Evaluation of the interaction of arbuscular mycorrhizal fungi and Trichoderma
harzianum in the development and nutrition of potato plants (Solanum phureja). Asian
Journal Agriculture & Biology, 6(3), 403-416.
Garbanzo, M., & Coto, Á. (2017). Manual para el establecimiento y manejo de un vivero de
aguacate (Persea americana. Mill). San José, Costa Rica: MAG/CRCAA/SUNII/FITTACORI.
González, A. (2018). Evaluación del efecto de Trichoderma sp. y Micorriza (Glomus sp.) en el
crecimiento y desarrollo radicular en plantas de aguacate en fase de vivero (Persea
americana Mill.) Cultivar 'nacional'. Tesis de Maestría en Suelos y Nutrición de Plantas.
Universidad Central del Ecuador.
Google. (2020). [Mapa de INIAP Tumbaco, Ecuador en Google maps]. Recuperado el Agosto de
2020, de https://www.google.com/maps/@-0.2139764,-
78.4118143,356m/data=!3m1!1e3
Goswami, G., Panda, D., & Samanta, R. (2018). Bacillus megaterium adapts to acid stress
condition through a network of genes: Insight from a genome-wide transcriptome
analysis. Scientific Reports, 8(1), 1-12.
70
Hansch, R., & Mendel, R. (2009). Physiological functions of mineral micronutrient (Cu, Zn, Mn, Fe,
Ni, Mo, B, Cl). Current Opinion in Plant Biology, 259-266.
Howel, C. (2003). Mechanisms employed by Trichoderma species in the biological control of plant
diseases: the history and evolution of current concepts. Plant diseases, 4-10.
IICA. (2016). Manual técnico para el manejo de viveros certificados de aguacate. Tegucigalpa,
Honduras: Instituto Interamericano de Cooperación para la Agricultura.
Infante, D., Martínez, B., González, N., & Reyes, Y. (2009). Mecanismo de acción de Trichoderma
frente a hongos fitopatógenos. Revista Protección Vegetal, 24(1), 14-21.
León, J. (1999). Manual del cultivo del aguacate para los valles interandinos del Ecuador. Quito:
Ecuador: INIAP.
Malusá, E., Sas-Paszt, L., & Ciesielska, J. (2012). Technologies for beneficial microorganisms
inocula used as biofertilizers. Scientific World Journal, 1-12. doi:10.1100/2012/491206
Mejía, E. (2011). Aguacate. Colombia: Bayer CropScience S.A.
Molina, L., & Loya, C. (2019). Evaluación del abono orgánico de champiñón inoculado con
Trichoderma harzianum, Beauveria bassiana, Peacilomyces lilacinus y Lecanicillium
lecanii, en el rendimiento de papa Solanum tuberosum var. Iniap-Libertad bajo
invernadero y en campo. Universidad de las Fuerzas Armadas - ESPE.
Montenegro, S., Barrera, S., & Valencia, C. (2017). Bioprospeccion de hongos micorrízicos
arbusculares como alternativa para (Persea americana Mill.) en Colombia. Revista de
Investigación Agraria y Ambiental, 71-79.
71
Morgan, J., Bending, G., & White, P. (2005). Biological costs and benefits to plant–microbe
interactions in the rhizosphere. Journal of Experimental Botany, 56(417), 1729-1739.
doi:10.1093/jxb/eri205
Nzanza, B., Marais, D., & Soundy, P. (2012). Yield and nutrient content of tomato (Solanum
lycopersicum L.) as influenced by Trichoderma harzianum and Glomus mosseae
inoculation. Scientia Horticulturae, 55-59.
Ojeda, D., Hernández, O., Martínez, J., Núñez, A., & Perea, E. (2009). Aplicación foliar de
quelatos de zinc en nogal pecanero. Chapingo Serie Horticultura, 205-210.
Pérez, S., Ávila, G., & Coto, O. (2015). Revisión bibliográfica: El aguacatero (Persea americana
Mill). Cultivos tropicales, 36(2), 111-123.
Quecine, M., Araujo, W., Marcon, J., Gai, S., Azevedo, J., & Pizzirani, A. (2008). Chitinolytic
activity of endophytic Streptomyces and potential for biocontrol. Letters in Applied
Microbiology, 47, 486-491.
Reddy, C., & Saravanan, R. (2013). Polymicrobial multi-functional approach for enhancement of
crop productivity. En S. Sariaslani, Advances in applied microbiology (págs. 53-113). USA:
Elsevier.
Romero, D. (2004). Efectos de la aplicación de Paecilomyces lilacinus en el control de
Meloidogyne spp. en pepino. Zamorano.
Salamanca, C., & Cano, C. (2005). Efecto de las micorrizas y el sustrato en el crecimiento
vegetativo y nutrición de cuatro especies frutales y una forestal, en la fase de vivero, en
el municipio de Restrepo-Meta Colombia. Suelos Ecuatoriales, 35, 5-11.
72
Sauka, D. (2017). Bacillus thuringiensis: ¿nuevas aplicaciones para un viejo conocido? Revista
Argentina de Microbiología, 49(2), 123-124.
Siddiqui, Z. (2006). PGPR biocontrol and biofertilization. Dordretch: Springer.
Singh, V., Singh, P., Yadav, R., & Awasthi, S. (2010). Increasing the efficacy of Trichoderma
harzianum for nutrient uptake and control of red rot in sugarcane. Journal of
Horticulture and Forestry, 66-71.
Sotomayor, A., Gonzáles, A., Jin Cho, K., Villavicencio, A., Jackson, T., & Viera, W. (2019b). Effect
of the application of microorganisms on the nutrient absorption in avocado (Persea
americana Mil.) seedlings. Journal of the Korean Society of International Agriculture,
31(1), 17-24.
Sotomayor, A., Jaramillo, C., Cho, K., & Viera, W. (2018). Evaluación del efecto de promotores de
crecimiento radicular en plántulas de aguacate cultivar Criollo. Artículos del Primer
Congreso Internacional de Ciencia y Tecnología Agropecuaria (págs. 98-100). Quito:
INIAP.
Sotomayor, A., Viera, W., Viteri, P., Posso, M., Racines, M., González, A., Villavicencio, A.
(2019a). Manual técnico para la producción de plantas injertas de aguacate (Persea
americana Mill.) de alta calidad. Quito, Ecuador: INIAP, Manual N° 108.
Tejera, B., Rojas, M., & Heydrich, M. (2011). Potencialidades del género Bacillus en la promoción
del crecimiento vegetal y el control biológico de hongos fitopatógenos. CENIC Ciencias
Biológicas, 42(3), 131-138.
Tierra de Monte. (2020a). ReviB. Obtenido de https://www.tierrademonte.com/revib
73
Tierra de Monte. (2020b). ReFuerza. Obtenido de https://www.tierrademonte.com/refuerza
Trejo, L., & Gómez, F. (2012). Nutrient solutions for hydroponic systems. En T. Asao, Hydroponics
- a standard methodology for plant biological researches (págs. 1-22). Shangai:
IntechOpen. doi:10.5772/37578
Ushiña, R. (2017). Evaluación de frutos de aguacate nacional (Persea americana Mill.) para la
producción de plantas injertas de la variedad Hass. Universidad Central del Ecuador.
Vázquez, G. (2013). Mejora de la eficacia de Penicillium oxalicum como agente de biocontrol en
enfermedades de plantas hortícolas. Universidad Politécnica de Madrid.
Viasus, C. (2015). Evaluación de la especificidad entre plantas e inóculos comerciales de
micorrizas para el desarrollo y producción de arveja. Corporación Universitaria Minuto
de Dios.
Viera, A., Sotomayor, A., & Viera, W. (2016). Potencial of avocado cultivation (Persea americana
Mill) in Ecuador as an alternative of comercialization in the local and international
market. Revista Científica y Tecnológica UPSE, 3(3), 1-9.
Wu, S., Cao, Z., Li, Z., Cheung, K., & Wong, M. (2005). Effects of biofertilizer containing N-fixer, P
and K solubilizers and AM fungi on maize growth: a greenhouse trial. Geoderma, 155-
156.
Yedidia, I., Srivastva, A., Kapulnik, Y., & Chet, I. (2001). Effect of Trichoderma harzianum on
microelement concentrations and increased growth of cucumber plants. Plant and Soil,
235-242.
74
Zhang, S., Merino, N., Okamoto, A., & Gedalanga, P. (2018). Interkingdom microbial consortia
mechanisms to guide biotechnological applications. Microbial Biotechnology, 11(5), 833-
847.