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PONTIFICIA UNIVERSIDAD CATOLICA DE CHILE FACULTAD DE AGRONOMIA E INGENIERIA FORESTAL
DIRECCION DE INVESTIGACION Y POSTGRADO PROGRAMA DE POSTGRADO EN CIENCIAS DE LA AGRICULTURA
MAGISTER EN CIENCIAS ANIMALES
EFECTO DEL NIVEL DE PROTEINA SOBRE LA ACTIVIDAD DE LOS TANINOS EN LA
DIGESTION RUMINAL DE POLISACARIDOS ESTRUCTURALES
Tesis presentada como requisito para optar al grado de
Magister en Ciencias Animales
por:
Jorge Alexander Peña Gutiérrez
Comité de Tesis Profesor Guía: Gaston Pichard. Ing. Agr., PhD.
Profesores Informantes: Antonio Hargreaves. Ing. Agr., MSc., PhD.
Fernando Bas. Ing. Agr. MSc., PhD.
Enero 2004
Santiago-Chile
AGRADECIMIENTOS
Deseo agradecer a todas aquellas personas que de una u otra manera
colaboraron con el desarrollo de este trabajo. Especialmente a Don Gaston Pichard, mi
profesor guía, no sólo por su labor como educador, sino también por aportes, ideas y
valiosos consejos.
A Don Antonio Hargreaves, quien además de profesor, ha sido un amigo y
consejero en todos los momentos de mi carrera. A Don Fernando Bas por todos sus
consejos y apoyo en general brindado durante el transcurso de mis estudios en la
Universidad.
A Eduardo Leiva y Claudio Tapia por su ayuda y voluntad durante los estudios en
el laboratorio; a la secretaria del Departamento María Eugenia Garín por todo su apoyo y
a todo el personal de los laboratorios del Departamento y la Unidad Metabólica,
especialmente Jorge Moraga y Jorge Manzor.
También a todos los profesores y compañeros que me escucharon y ayudaron en
cada momento del magíster, con especial cariño a Claudio Aguilar, Guillermo Barros,
María Elena Covarrubias, Mónica Gandarillas, Gonzalo Gompertz, Marisol González,
Rafael Larraín, Cecilia Rivas y José Luis Riveros.
Agradezco a la Organización de Estados Americanos (OEA) quien me brindó la
oportunidad de ingresar al programa de Magister en Ciencias Animales en esta
Universidad mediante el programa de adiestramiento (PRA). Al Departamento de Ciencias
Animales de la Pontificia Universidad Católica de Chile, por otorgar el financiamiento al
presente trabajo y a la Empresa Concha y Toro por su aporte en la facilitación de material
para el desarrollo del presente.
Finalmente, a mis familiares por su cariño, paciencia y apoyo durante el desarrollo
de mis estudios.
A mis padres Jorge y Leticia;
mis hermanos Lorena Lizzeth, Ada Leticia, Estrella Yamileth y Martín de Jesús,
con todo mi cariño y dedicación.
1
INDICE
RESUMEN . . . . . . . . . 4
ABSTRACT . . . . . . . . . 5
INTRODUCCION . . . . . . . . 6
MATERIALES METODOS . . . . . . . 10
Metodología general . . . . . . . 10
Fuente de taninos . . . . . . . 10
Sustratos . . . . . . . . 11
Uso de polietilenglicol . . . . . . 12
Incubación ruminal . . . . . . . 12
Análisis químicos . . . . . . . 13
Diseño experimental . . . . . . . 14
Interpretación cuantitativa de los datos . . . . 15
RESULTADOS Y DISCUSION . . . . . . 16
Caracterización y composición química del orujo de uva . . 16
Efecto de los taninos sobre la digestibilidad de la pared celular . 16
Relación entre la desaparición de sustrato y producción de gas ruminal. 19
Efecto de los taninos sobre la cinética de fermentación de la pared
celular de los forrajes . . . . . . 20
Efecto de la fuente de nitrógeno sobre la acción de los taninos . 26
Inhibición de los taninos a través del uso de polietilenglicol . 28
CONCLUSIONES . . . . . . . . 30
BIBLIOGRAFIA . . . . .. . . 31
2
INDICE DE CUADROS
Cuadro 1. Composición química del orujo de uva y su extracto . . . 11
Cuadro 2. Composición de las fuentes de nitrógeno . . . . 12
Cuadro 3. Impacto del nivel de taninos sobre la cinética de producción de gas
ruminal in vitro en una dieta basal de harina de soya, con un contenido medio
de N. Sustrato Lolium perenne L. y Medicago sativa L. . . . . 24
Cuadro 4. Efecto de la adición de nitrógeno amoniacal a una dieta basal de soya
sobre los parámetros de fermentación ruminal in vitro con un contenido medio de
taninos . . . . . . . . . . 26
3
INDICE DE FIGURAS
Figura 1. Impacto de los taninos sobre la digestibilidad ruminal in vitro
de la pared celular en un medio bajo en contenido de nitrógeno . . . 18
Figura 2. Efecto de la adición de nitrógeno amoniacal sobre la digestibilidad
ruminal in vitro de la pared celular en una dieta con un contenido basal de
nitrógeno proteico y alto contenido de taninos . . . . . 18
Figura 3. Correlación entre la producción de gas y digestibilidad ruminal de los
sustratos en dietas en presencia de taninos, a diversos contenidos de nitrógeno
a 48 horas de incubación . . . . . . . . 19
Figura 4. Efecto del nivel de taninos sobre la producción acumulada de gas ruminal
in vitro en un sustrato rico en pared celular y bajo en nitrógeno. Sustrato (a) Lolium
perenne L. y (b) Medicago sativa L. . . . . . . . 21
Figura 5. Impacto del nivel de taninos sobre la tasa de producción de gas ruminal
in vitro en una dieta con contenido medio de nitrógeno. Sustrato Lolium perenne L. 22
Figura 6. Impacto de los taninos sobre la dinámica de producción de gas ruminal
in vitro en una dieta basal de harina de soya. Sustrato Medicago sativa L.. . 23
Figura 7. Efecto de la fuente nitrogenada (NP y NNP) sobre la actividad de los
taninos en la fermentación ruminal in vitro. Sustrato Medicago sativa L y Niveles
de taninos . . . . . . . . . . 27
Figura 8. Efecto de la fuente nitrogenada sobre la fermentación ruminal In vitro.
Sustrato Medicago sativa L. y Nivel alto taninos. . . . . . 27
Figura 9. Efecto de la fuente nitrogenada (NP y NNP) sobre producción de gas
en la fermentación ruminal in vitro. Sustrato Lolium perenne L. y Niveles de taninos. 28
Figura 10. Efecto del PEG sobre la fermentación ruminal in vitro de la pared celular
en presencia de una alta concentración de taninos. Sustrato Lolium perenne L. . 29
4
RESUMEN
Peña G., J. 2003. Efecto del nivel de proteína sobre la actividad de los taninos en
la digestión ruminal de polisacáridos estructurales. Tesis, Magister en Ciencias
Animales, Facultad de Agronomía e Ingeniería Forestal, Pontificia Universidad Católica
de Chile. Santiago, Chile. 36 pp.
Los taninos presentes en las plantas tienen tanto efectos positivos como negativos
sobre la digestibilidad de los forrajes, los cuales dependen de la cantidad y actividad
biológica de los taninos. Por otro lado, el contenido de proteína de los forrajes es un
factor crítico en el desarrollo y productividad del animal, que asociado a la presencia
de taninos lo vuelve aún más crítico. El objetivo de este trabajo fue evaluar el efecto de
la proteína sobre la actividad de los taninos en la digestión ruminal de los polisacáridos
estructurales. Para tal fin, se utilizó taninos provenientes del orujo de uva (Vitis
vinifera) y pared celular purificada de ballica (Lolium perenne L.) y de alfalfa (Medicago
sativa L.), además de otras fuentes energéticas; como fuente de nitrógeno se utilizó
harina de soya y sulfato de amonio. Se estudiaron cuatro niveles de taninos y
adiciones de nitrógeno no proteico sobre una dieta basal de harina de soya. Los
análisis reportan un contenido de taninos de 5.11 g/kg MS (1.24 g CE/L) en el orujo de
uva. Se observó un efecto de los taninos sobre la digestibilidad ruminal de la pared, sin
embargo, la intensidad de este efecto está estrechamente relacionado con la
concentración de taninos y con el contenido de proteína de la dieta. Se observó que en
dietas con bajo contenido de proteína, al aumentar los niveles de taninos la
digestibilidad de la pared celular se redujo de 59 a 25% y de 55 a 13% en ballica y
alfalfa respectivamente. Esta menor digestión de los polisacáridos estructurales
sugiere que los taninos además de complejar el sustrato proteico de la dieta, tienen un
efecto inhibidor sobre la actividad de las polisacaridasas, ya sea por acción sobre los
polisacáridos o por la inhibición de las enzimas microbianas. Por otro lado, al elevar el
contenido de nitrógeno en la dieta se observó un leve aumento en la digestibilidad de
la pared celular en un 5 y 2.5% para ballica y alfalfa respectivamente. Ambos
escenarios tienen un impacto directo sobre la tasa, tiempo LAG y volumen de gas
producido. Al observar el efecto del PEG sobre la inhibición de la actividad de los
taninos, se obtuvo un incremento acumulado de 40% en la producción de gas in vitro a
diferentes tiempos de medición. La adecuación del contenido proteico de la dieta,
permitirá reducir los efectos negativos de los taninos sobre la digestibilidad y complejo
enzimático microbiano.
5
ABSTRACT
Peña G., J. 2003. Effect of protein level in the diet on activity of tannins during
ruminal breakdown of structural polysaccharides. Tesis, Magister en Ciencias
Animales, Facultad de Agronomía e Ingeniería Forestal, Pontificia Universidad Católica de
Chile. Santiago, Chile. 36 pp.
Tannins content in plants have both positive and negative effects on forage digestibility,
depending upon amount and biological activity of tannins. On the other hand, protein
content of forages is a critical factor affecting animal development and performance which
becomes worse in the presence of tannins. The purpose this work was to evaluate the
effect of protein upon tannins activity on ruminal digestion of structural polysaccharides.
Tannins were obtained from grape marc (Vitis vinifera). Purified cell wall was obtained
from ray grass (Lolium perenne L.) and lucerne (Medicago sativa L.), and other energy
sources; soy bean meal and ammonium sulphate were used as nitrogen source. Four
levels of tannins and additions of non protein nitrogen were studied on a basal diet of soy
bean meal. Diet with Grape marc containing 5.11 g/kg DM (1.24 g CE/L) of tannins
showed an effect on ruminal digestibility of the wall cell was observed in a diet with
tannins, however, the intensity of this effect is closely related with tannin concentration and
protein content in the diet. It was observed that in diets with low protein content,
degradability of wall cell decrease from 59 to 25% and of 55 to 13% in ray grass and
lucerne respectively, when level of tannins increased. The latter suggests that tannins
complexed with the protein substrate of the diet; they have an inhibitor effect on the
polysaccharidases activity, either because of the effect on polysaccharides or because of
the inhibition of the microbial enzymes. On the other hand, when nitrogen content was
increased in the diet, a slight increase was observed in cell wall digestibility, from 5 to
2.5% for ray grass and lucerne respectively. Both situations have a direct impact on the
rate, time LAG and volume of gas produced. When observing the effect of the PEG on the
tannins inhibition, an accumulated increment of 40% was obtained in the in vitro gas
production at different times of measurement. The management of the diet protein content,
will allow the negative effects of the tannins on the digestibility and microbial enzymatic
system to decrease.
Key words: Tannins, rumen, protein, gas production, digestibility, polysaccharides, cell
wall
6
INTRODUCCION
Los taninos son compuestos fenólicos que ocurren de forma natural en las plantas,
tienen un alto peso molecular y cantidad de grupos fenólicos hidroxilos libres
suficientemente alta que le permiten formar fuertes complejos con las proteínas y otras
macromoléculas (Barry & McNabb, 1999). Su presencia se asocia a mecanismos
naturales de defensa contra el ataque de microorganismos, insectos y animales
herbívoros y consecuentemente disminuyen el valor nutritivo del forraje (Van Soest,
1983).
Los taninos como grupo poseen una amplia diversidad estructural, han sido
clasificados tanto por su estructura química y sitios de unión, así como por los
subproductos de su hidrólisis o degradación (Min et al., 2003 y Barry & McNabb, 1999).
Los taninos usualmente son agrupados en taninos hidrolizables (HT) y taninos
condensados (CT) o Proantocianidinas (PA), los cuales a su vez pueden subdividirse en
solubles e insolubles. Estos últimos resultan de la unión covalente entre ellos y los
carbohidratos de la pared celular (Reed, 1995; Silanikove et al., 2001; Min et al., 2003 y
Wiegand et al., 1995).
La estabilidad de los complejos formados por los taninos dependen de las
características propias de los taninos y de las proteínas, tales como su peso molecular,
estructura terciaria y punto isoeléctrico de las proteínas, además de la compatibilidad de
los sitios de unión. Fuertes complejos entre taninos y proteínas son formados a pH
ruminal entre 3.5 a 7.0. Sin embargo, estos complejos son inestables en pH menores
como los alcanzados en el abomaso, permitiendo que la proteína vuelva a ser disponible
para la digestión enzimática (complejo pH dependiente), principalmente en aquellos
complejos que involucran taninos hidrolizables debido a su gran vulnerabilidad a hidrólisis
enzimática y no enzimática (Min et al., 2003; Reed, 1995 ; Schofield et al., 2001;
Silanikove et al., 2001; Van Soest, 1983 y Wiegand et al., 1995).
7
Los taninos tienen efectos tanto positivos como negativos en la alimentación
animal. Altas concentraciones de taninos en el forraje reducen el consumo y la
digestibilidad de la proteína y carbohidratos, afectando el desarrollo del animal (Reed,
1995; Silanikove et al., 2001 y Wiegang et al., 1995). Entre los efectos positivos se ha
encontrado que bajas o moderadas concentraciones de taninos impiden la ocurrencia de
meteorismo y aumentan el flujo de nitrógeno no amoniacal y aminoácidos esenciales
hacia el tracto post ruminal, ocasionado por la protección a la acción enzimática que
ejercen los taninos sobre la proteína (Reed, 1995).
Estos compuestos fenólicos se encuentran ausentes en muchos de los cultivos
forrajeros, sin embargo en las praderas naturales su presencia y concentración varia
dependiendo de las condiciones medioambientales (especialmente estrés hídrico) en las
que se desarrolla la planta; consecuentemente éste factor interfiere en la calidad del
forraje ocasionando una menor digestibilidad de la proteína y carbohidratos estructurales
(Van Soest, 1983).
Los taninos tienen efecto sobre el consumo de los forrajes debido a la disminución
de la palatabilidad o por su efecto negativo sobre la tasa de digestión ruminal, así como
en el balance del nitrógeno. En corderos las altas concentraciones de taninos (20% MS),
ocasionan una rápida pérdida de peso (100 g/día). Aumentos en la concentración de
taninos tienen un mayor efecto negativo sobre la digestibilidad de la proteína y la pared
celular que en el consumo total de forraje, debido tanto a la inhibición de las
carbohidrasas bacterianas, como también a la formación de complejos indigestibles con
los carbohidratos de la pared celular, especialmente con la celulosa (Reed, 1995;
Schofield et al., 2001; y Silanikove et al., 2001).
La tasa de digestión ruminal y pasaje de la proteína es variable y está
directamente influenciada por el tipo de dieta y nivel de consumo (Van Soest, 1982).
Forrajes que han crecido con alto grado de estrés muestran una mayor concentración de
8
taninos, lo cual asociado a un forraje con alto contenido de lignina y bajo contenido de
proteína generan un problema en la disponibilidad de ésta para la digestión ruminal,
causando una disminución del crecimiento bacteriano y por lo tanto una depresión del
sistema ruminal. La naturaleza física y la concentración de proteína en la dieta es también
un factor que influencia el escape de ésta hacia el tracto postruminal. La proteína en la
forma hidrosoluble es más rápidamente fermentable, sin embargo, esta condición
agregada a una alta presencia de taninos en el medio ruminal conlleva a una mayor
formación de complejos indigestibles tanino-proteína. En praderas naturales de zonas
áridas y semiáridas la cantidad de proteína disponible se vuelve una limitante en la
alimentación animal sobre todo en los períodos secos. En estas condiciones el ramoneo
de leguminosas arbustivas es una fuente potencial de proteína, pero en ellas se observa
la presencia de compuestos fenólicos que poseen un marcado efecto de protección de la
proteína, reduciendo así su valor como suplemento proteico (Pichard et al., 1988).
Sin embargo, forrajes con niveles moderados de taninos (ej. Lotus sp.) aumentan
el flujo de proteína hacia el duodeno disminuyendo la tasa de degradación y deaminación
de la proteína, causando una disminución del NH3 ruminal y generando de esta manera
una economía para el proceso de reciclaje de la urea (Reed, 1995 y Wiegand et al.,
1995).
Los taninos condensados pueden inhibir la actividad de las proteasas de algunas
especies de bacterias ruminales (Streptococus bovis y Butyrivibrio fibrisolvens), siendo
éste uno de los mayores efectos de los taninos sobre el sistema ruminal (Reed, 1995).
Por otro lado, la cantidad de proteína en la dieta se convierte en un factor determinante
del impacto de los taninos en la dieta. Para McNabb et al. (1998) la cantidad de taninos
condensados necesaria para precipitar toda la proteína soluble de la dieta es
aproximadamente 50 µg CT/ml de extracto de Lotus corniculatus, cantidad que
eventualmente puede estar asociada a dietas con bajo contenido proteico, efecto que
9
pudo no haber sido tan marcado si la dieta hubiese presentado un mayor contenido
proteico.
Agentes inhibidores de taninos como el polietilenglicol (PEG) han sido usados
como un medio para la cuantificación de los taninos en los forrajes, o simplemente para la
neutralización de sus efectos negativos en la alimentación animal. Silanikove et al. (2001),
realizaron estudios sobre el uso de PEG, observando claramente que el mayor efecto
antinutricional de algunos taninos es la reducción de la disponibilidad de la proteína y la
disminución de la actividad enzimática ruminal, produciendo una caída en la digestibilidad
de la pared celular por la adherencia de éstos a la enzimas bacterianas o por la formación
de complejos indigestibles con los carbohidratos de la pared celular.
El modo de acción de los polímeros artificiales tales como PEG se basa en el gran
número de átomos de oxígeno, lo que los vuelve capaces de formar enlaces de hidrógeno
con los grupos fenólicos de los taninos y precipitarlos. Estudios in vitro e in situ han
encontrado resultados positivos en la incubación de forrajes ricos en taninos con agentes
neutralizadores de éstos. En ovejas, corderos y novillos al haber un aumento en el
consumo de PEG no solo hubo un incremento en el consumo, sino también en la
digestibilidad de la dieta particularmente de la proteína (Silanikove et al., 2001).
La relación planta medioambiente en particular nutrición y estrés, y su influencia
sobre el contenido proteína y taninos de los forrajes, lleva al planteamiento que en el
rumen el efecto de inhibición fermentativa por presencia de taninos es modificado por las
características del perfil nitrogenado de la dieta. El presente estudio busca evaluar el
efecto de la proteína sobre la actividad de los taninos en la digestión ruminal in vitro de los
carbohidratos estructurales. Además, se busca medir el impacto de los taninos sobre la
digestión de la pared celular en el rumen y estudiar el efecto de la adición de nitrógeno no
proteico y polietilenglicol como agente inhibidor sobre la actividad de los taninos en la
digestión ruminal.
10
MATERIALES Y METODOS
Metodología general:
En este estudio se evaluará el efecto de los taninos provenientes del orujo de uva
(Vitis vinifera) sobre la digestibilidad de la pared celular de ballica (Lolium perenne L.) y de
alfalfa (Medicago sativa L.), utilizando diferentes compuestos nitrogenados como fuente
de proteína. Para tal fin se utilizará la técnica de producción de gas in vitro como
estrategia para describir en más detalle el proceso de fermentación ruminal.
Adicionalmente se evaluará la acción del polietilenglicol (PEG) como agente inhibidor de
taninos, cuyo efecto también será evaluado por medio de la producción de gas.
Los resultados serán interpretados por medio de un ajuste de curva utilizando el
modelo logístico de dos componentes, generando los valores para los parámetros de
cinética: tasa de fermentación, el tiempo LAG y volumen de producción de gas.
Fuente de taninos:
Se preparó un extracto de orujo de uva (V. vinifera, cepas Cabernet y Carmenère)
como fuente de taninos. La extracción se realizó sobre una pasta de orujo, utilizando agua
destilada y etanol como solvente orgánico a relación de 30:70. Para obtener una mejor
extracción se aplicó temperatura (75ºC) durante dos horas, después el material fue filtrado
con malla tipo osnaburgo para eliminar las partículas sólidas de mayor tamaño. En la
segunda etapa de extracción, se procedió a eliminar el etanol por ebullición en un baño de
María a 90ºC, seguido por un proceso de centrifugación a 10,000 rpm por 10 minutos y
filtrado en papel de filtrado rápido con retención de moléculas de 10 micrones. El extracto
se almacenó en un frasco oscuro y cerrado, a 4ºC para evitar la oxidación de los taninos.
La caracterización química del orujo y del extracto se realizó sobre muestras
verdes sin presecado (Cuadro 1). La reactividad de los taninos del extracto de orujo se
determinó cuantitativamente por su capacidad de precipitar proteínas sobre hidrolizado de
11
caseína (SIGMA Nº C-0626) y leche deshidratada (Nestle, Svelty descremada, contenido
proteico de 35.3 g/100 g) con un tiempo de incubación de dos horas a una temperatura de
35ºC. Después de la incubación la solución fue centrifugada a 15,000 rpm por 10 minutos
y se realizó la medición de proteína en el pellet, para estimar la cantidad de proteína
asociada con los taninos de la solución.
Una vez comprobada la reactividad de los taninos, se establecieron cuatro niveles
de extracto de orujo consistentes en: control (0.0 ml EO), bajo (0.5 ml EO), medio (1.5 ml
EO) y alto (4.5 ml EO) por muestra de 470 mg de materia orgánica incubada en el rumen.
Ello es equivalente a una dosis de extracto de 0.0, 1.35, 4.0 y 12 mgCE/gr sustrato,
respectivamente.
Cuadro 1. Composición química del orujo de uva y su extracto.
Valor (% MS)
Orujo de uva
Materia seca (MS) 28.0
Proteína cruda (N x 6.25) 11.7
Fibra detergente neutro 58.5
Fibra detergente ácido* 40.6
Extracto etéreo 7.6
Energía metabolizable (Mcal/kg Ms) 2,13
Cenizas 9.2
Extracto de Orujo (EO)
Materia seca 2.9
Azúcares reductores (mg/ml) 1.25
Taninos (BSA) (g/kg MS)** 5.11
Taninos (g CE/L)*** 1.24
Ph 3.85
* FDN y FDA (análisis secuencial desarrollado por Robertson & Van Soest, 1981)
** BSA test (Hagerman & Butler, 1978)
*** Equivalente a Catequina
Sustratos:
Los sustratos utilizados como fuente de energía fueron pared celular purificada de
ballica (Lolium perenne L.) y de alfalfa (Medicago sativa L.), almidón, glucosa y fructosa.
12
Como fuente nitrogenada se usó una misma dosis basal de harina de soya y tres niveles
de sulfato de amonio como fuente de compuestos nitrogenados (Cuadro 2).
Cuadro 2. Composición de las fuentes de nitrógeno.
TRATAMIENTO
T1 T2 T3 T4
Fuentes de Nitrógeno ------- (mg N / muestra) -------
Harina de soya 4.8 4.8 4.8 0.0
Sulfato de amonio ((NH4)2SO4)* 0.0 4.8 14.4 9.6
Nitrógeno total 4.8 9.6 19.2 9.6
T1: nivel Bajo de N, T2: nivel medio de N, T3: nivel alto de N, T4: 100% NNP.
*Incluido en solución buffer de incubación (NH4)2SO4
Uso de Polietilenglicol (PEG):
Se evaluaron cuatro niveles de PEG 0, 5, 50 y 500 mg/muestra, equivalentes a 0,
10.64, 106.4 y 1064.0 mg PEG/g de muestra o sustrato. Para confirmar la inhibición
provocada por los taninos se determinó utilizar el nivel más bajo de proteína cruda (4.8
mg N/sustrato), ya que en éste el efecto de los taninos deberían presentarse de forma
más intensa. Se utilizó PEG con peso molecular 3350 (SIGMA Nº P3640) y se agregó a
las botellas junto con la muestra (sustrato compuesto por fuentes de energía y proteína)
antes de la inoculación con fluido ruminal.
Incubación ruminal in vitro:
Para evaluar el efecto de los taninos sobre la digestibilidad de la dieta se utilizó la
técnica de producción de gas in vitro con 48 horas de incubación, tomando como
parámetros de medición la presión y volumen (Theodorou et al., 1994). Se utilizaron
botellas de 100 ml color ámbar, con válvulas de tres vías para medir la presión y volumen
de gas producido, dicha medición se realizó por medio de un transductor (fabricado por
IGER, UK). Cada tratamiento contó con cinco botellas (repeticiones), conteniendo 360 mg
13
de pared celular, 100 mg de almidón, 5 mg de fructosa y 5 mg de glucosa, más la
cantidad correspondiente al compuesto nitrogenado y PEG.
Los ensayos experimentales se desarrollaron en incubaciones ruminales in vitro
con 22 tiempos de medición, a intervalos de una hora durante las primeras seis horas,
luego cada dos horas hasta la hora 24 y por último las mediciones se realizaron con un
intervalo de cuatro horas. El fluido ruminal utilizado como inóculo provino de bovinos que
recibieron una dieta en base a heno de alfalfa y grano de maíz (Zea mays) a relación de
2:1. El contenido de proteína cruda (PC) del inoculante ruminal osciló entre 11.1 y 20 mg
de proteína/100 ml. Se utilizó 5 ml de este inoculante por muestra, por lo cual la
contribución al pool de N proteico del sistema es menor a un 2.6%.
Análisis químicos:
Los contenidos de materia seca absoluta, proteína cruda, extracto etéreo y ceniza
se determinaron de acuerdo a los métodos descritos por A.O.A.C. (1984). Para el análisis
de pared celular se utilizó el sistema de detergentes desarrollado por Van Soest et al.
(1991). El contenido de azúcares reductores se determinó por medio del método
propuesto por Somogyi (1960), basado en la coloración que resulta por la oxidación de los
azúcares reductores con el sulfato de cobre. Y la absorbancia se midió en un
espectrofotómetro marca Metertek (Mod. SP803) a 520 nm.
La cuantificación de la actividad de los taninos en el extracto de orujo se realizó
con un estándar de acuerdo al método propuesto por Hagerman & Butler (1978),
utilizando albúmina sérica de bovino (BSA, SIGMA Nº B355475) y catequina (SIGMA Nº
C-1251) como fuente de proteína y compuesto fenólico estándar respectivamente. Se
midió la absorbancia en un espectrofotómetro (marca Metertek Mod. SP803) a 510 nm. El
valor de absorbancia obtenido en el extracto de orujo es comparado con una curva
estándar, generando el valor referencial en equivalentes de catequina.
14
Diseño experimental:
Los ensayos evaluados se plantearon de la siguiente manera:
Ensayo 1.
Sustrato energético:
Se utilizó pared celular purificada de ballica (Lolium perenne L.) y de alfalfa (Medicago
sativa L.), amilopectina, glucosa y fructosa.
Sustrato nitrogenado:
Se evaluaron tres niveles de nitrógeno, partiendo de una dosis basal de harina de soya
con 4.8 mg N, con adiciones de nitrógeno no proteico (NNP) proveniente sulfato de
amonio. Los tratamientos resultantes fueron:
Tratamiento 1: 4.8 mg N proteico/gr de sustrato.
Tratamiento 2: 4.8 mg N proteico y 4.8 mg NNP/gr de sustrato.
Tratamiento 3: 4.8 mg N proteico y 14.4 mg NNP/gr de sustrato.
Taninos:
Se evaluaron cuatro niveles de extracto de orujo 0, 0.5, 1.5 y 4.5 ml/gr muestra,
equivalentes a: 0 – 1.35 – 4.0 – 12.0 mg CE/g sustrato.
Ensayo 2.
Sustrato energético:
Se utilizó pared celular purificada de ballica (Lolium perenne L.) y de alfalfa (Medicago
sativa L.), amilopectina, glucosa y fructosa.
Sustrato nitrogenado:
Harina de soya y sulfato de amonio en 50:50 % cada uno o bien 0:100 %, ambos en base
a contenido de nitrógeno.
Taninos:
Se evaluaron cuatro niveles de extracto de orujo 0, 0.5, 1.5 y 4.5 ml/gr muestra,
equivalentes a: 0 – 1.35 – 4.0 – 12.0 mg CE/g sustrato.
15
Ensayo 3.
Sustrato energético:
Se utilizó pared celular purificada de ballica (Lolium perenne L.) y de alfalfa (Medicago
sativa L.), amilopectina, glucosa y fructosa.
Sustrato nitrogenado:
Se evaluó sólo nitrógeno proteico proveniente de harina de soya (4.8 mg N/gr de
sustrato).
Taninos:
Se evaluaron cuatro niveles de extracto de orujo 0, 0.5, 1.5 y 4.5 ml/gr muestra,
equivalentes a: 0 – 1.35 – 4.0 – 12.0 mg CE/g sustrato.
Polietilenglicol:
Se evaluaron cuatro niveles de PEG 0, 5, 50 y 500 mg/gr de sustrato.
Interpretación cuantitativa de los datos:
Los resultados de producción de gas in vitro, fueron ajustados con el modelo
logístico de dos componentes para lo cual se utilizó el software Curve Expert. Éste
modelo permitió separar los componentes de la fermentación ruminal (carbohidratos
rápidamente fermentables o Pool A y carbohidratos lentamente fermentables o Pool B) y
determinar para cada uno de ellos el volumen máximo de producción de gas, la tasa
específica de fermentación y el tiempo LAG (Draper & Smith, 1981).
Función del modelo: Vi = (Vp*(1+exp(2+4*Sp*(Lp-ti))) -̂1)n; donde
Vi = Volumen de gas a tiempo ti
S = Tasa específica (S = tasa máxima / volumen máximo)
L = Tiempo LAG (h)
p = Identificación del pool
n = Número de pools
16
RESULTADOS Y DISCUSION
Caracterización y composición química del orujo de uva
El orujo de uva como subproducto de la industria vinícola presenta un contenido
intermedio de proteína, energía, fibra detergente neutro (FDN) y lípidos (Cuadro 1) y como
tal ofrece la posibilidad de convertirse en una fuente alternativa de alimento. Sin embargo,
el uso de orujo podría estar limitado por su contenido de taninos que pueden inhibir o
afectar el metabolismo ruminal de las proteínas. La concentración de taninos en el
extracto fue de 1.24 g CE/L o 5.11 g/kg MS.
Sin embargo, los métodos para la determinación de taninos pueden ser inexactos
dependiendo de la extracción y el tipo de taninos contenido en el material analizado,
razón por lo cual variaciones en contenido de estos compuestos en los forrajes han sido
reportados para una misma especie, sin embargo factores externos al forraje también
pueden influir en el contenido, tal es el caso de los factores ambientales (Frutos et al.
2002) y los procesos de elaboración del vino. Barry & McNabb (1999), sugieren que
forrajes con un contenido de 5 g/kg MS, pueden ser utilizados en la alimentación animal lo
que indica que el orujo de uva podría convertirse en una fuente alternativa de forraje en
los sistemas de producción animal.
Efecto de los taninos sobre la digestibilidad la pared celular
Los resultados muestran que los taninos afectan la digestibilidad de la pared
celular. Sin embargo, la intensidad de este efecto tiene una estrecha relación con la
concentración de taninos y con el nivel de proteína de la dieta. En la Figura 1 se observa,
con dietas bajas en proteína, que al aumentar los niveles de taninos, la digestibilidad de la
pared celular se redujo de 59 a 25% y de 55 a 13% en alfalfa y ballica respectivamente.
Esta menor digestión de los polisacáridos estructurales de 34 y 42 puntos sugiere que los
taninos, además de complejar el sustrato de proteínas de la dieta, tuvieron efecto inhibidor
17
sobre la actividad de las polisacaridasas, ya sea directamente al formar complejos con los
polisacáridos, o bien, inhibiendo las enzimas microbianas.
Al elevar el nivel de compuestos nitrogenados en la dieta, suplementando con
sulfato de amonio, como fuente de N que no es complejada por los taninos, se observó un
incremento en la digestibilidad de la pared celular de magnitud reducida (Figura 2),
confirmando así que la actividad de los taninos en el rumen es más amplia y no afecta
solamente a las proteínas de los sustratos que se somete a fermentación. De hecho el
principal efecto observado en estos experimentos es una menor celulolisis. Si la
deficiencia del sustrato proteico, inducida por los taninos, fuera la principal razón de la
menor digestibilidad, la suplementación con sulfato de amonio habría superado ese
problema. Sin embargo, no fue así y a pesar de que las principales bacterias celulolíticas
pueden usar amonio como fuente de nitrógeno y en el inóculo ruminal existen
aminoácidos y péptidos para suplir el requerimiento de cadenas de carbono ramificadas,
la respuesta fue limitada.
Reed (1995), menciona que los taninos pueden causar toxicidad en los
microorganismos vía inhibición enzimática y privación de sustrato, actuando sobre las
membranas celulares, además pueden en casos severos causar una privación en el
acceso a los iones por parte de las bacterias. La inhibición enzimática y privación del
sustrato son características de la interacción tanino-proteína.
Por otro lado, un efecto positivo es observado a medida que aumenta la cantidad
de nitrógeno en la dieta con un contenido alto de taninos (Figura 2). Este efecto tiene un
mayor beneficio sobre la digestibilidad de la pared celular de ballica, cuando se llega a un
alto contenido del nitrógeno en la dieta, mejorando la digestibilidad hasta en un 5%
mientras que en alfalfa el incremento en la digestibilidad es de alrededor de 2.5%, dicho
efecto que puede asociarse a diferencias estructurales de la pared celular de ambos
forrajes. Además, el efecto de dietas con alto contenido proteico, asociado con una mayor
18
afinidad de los taninos hacia ésta, diminuye la cantidad de estos compuestos (taninos)
que puedan adherirse a la pared celular, enzimas y microorganismos ruminales,
permitiendo una mayor utilización de los carbohidratos estructurales de la dieta,
mejorando de esta manera la digestibilidad del forraje en presencia de taninos. Las
estimaciones de porcentaje de digestibilidad se realizaron en base a la cantidad de
sustrato inicial incubado y sustrato residual a 48 horas.
0
20
40
60
0 0.5 1.5 4.5
Cantidad de Extracto de Orujo (ml/g sustrato)
Dig
estib
ilid
ad d
e la
par
ed
celu
lar
(%)
Ballica
Alfalfa
Figura 1. Impacto de los taninos sobre la digestibilidad ruminal in vitro de la pared celular
en un medio bajo en contenido de nitrógeno. Sustrato Lolium perenne L. y
Medicago sativa L.
44
46
48
50
52
Bajo Medio Alto
Nivel de Nitrógeno Total
Dig
esti
bili
dad
de
la
pare
d ce
lula
r (%
) BallicaAlfalfa
Figura 2. Efecto de la adición de nitrógeno amoniacal sobre la digestibilidad ruminal in
vitro de la pared celular en una dieta con un contenido basal de nitrógeno proteico
y alto contenido de taninos. Sustrato Lolium perenne L. y Medicago sativa L.
19
Relación entre la desaparición de sustrato y la producción de gas ruminal
Los resultados muestran que un alto contenido de taninos en la dieta reprime la
producción de gas ruminal, observándose un volumen acumulado de 171 y 271 ml/gr MO
en ballica y alfalfa, en comparación con cerca de 300 y 360ml/gr MO observados para el
tratamiento control y nivel medio de taninos (0 ml y 1.5 ml EO) respectivamente.
Figura 3. Correlación entre la producción de gas y digestibilidad ruminal de los sustratos
en dietas en presencia de taninos [control (?), bajo (¦ ), medio (? ) y alto (? )], a
diversos contenidos de nitrógeno [bajo (azul), medio (rojo) y alto (verde)] a 48
horas de incubación.
Asimismo, la digestibilidad en ballica y alfalfa fue solamente de 82% y 84 - 86%
con el alto nivel de taninos (4.5 ml EO), en comparación a 91% y 89% obtenido en los
Lolium perenne
80
82
84
86
88
90
92
150 200 250 300 350 400 450
Dig
esti
bilid
ad (
%)
Medicago sativa
80
82
84
86
88
90
92
150 200 250 300 350 400 450
Volumen de gas (ml/gr sustrato)
Dig
esti
bilid
ad (
%)
20
tratamientos control y medio respectivamente. Los volúmenes de gas se ven afectados
positivamente a medida aumenta el contenido de nitrógeno en la dieta, indicando una
mayor actividad microbiana (Figura 3).
Frutos et al. (2002), mediante un estudio de evaluación de los taninos provenientes
de leguminosas tropicales con un contenido promedio de 6.51 g CE/kg MS, reportan un
volumen similar de gas acumulado in vitro (48 h de incubación) al obtenido en la en el
presente estudio en el tratamiento con alto contenido de taninos (4.5 ml EO), valores que
oscilan entre los 150 a 180 ml/g MO, demostrándose así la actividad inhibitoria de los
taninos sobre la digestibilidad de los forrajes.
Efecto de los taninos sobre la cinética de fermentación de la pared celular de los
forrajes
El impacto negativo de los taninos sobre la digestibilidad de la pared celular
conlleva una menor acumulación en la producción de gas in vitro y por consiguiente una
disminución de la tasa de producción de gas (Figura 4). Los resultados obtenidos
demuestran que el nivel bajo de taninos no produjo efecto negativo en las primeras 24
horas de fermentación, y entre 24 y 48 horas ocurrió una pequeña disminución que no es
importante y se ubica en la fase de mayor reciclaje en la incubación. Niveles más
elevados, equivalentes a 1,5 y 4,5 ml de EO/gr MO tuvieron efectos negativos
proporcionalmente mayores; en la dosis más elevada la inhibición de la fermentación fue
casi total a contar de 24 horas de incubación.
21
(a)
0
100
200
300
400
0 4 8 12 16 20 24 28 32 36 40 44 48
Tiempo de incubación (h)
Vol
umen
de
gas
acum
ulad
o(m
l/g s
ust
rato
)
(b)
0
100
200
300
400
0 4 8 12 16 20 24 28 32 36 40 44 48
Tiempo de incubación (h)
Vol
umen
de
gas
acum
ulad
o(m
l/g s
ust
rato
)
0 ml EO/gr MO 0.5 ml EO/gr MO1.5 ml EO/MO4.5 ml EO/gr MO
Figura 4. Efecto del nivel de taninos sobre la producción acumulada de gas ruminal in
vitro en un sustrato rico en pared celular y bajo en nitrógeno. Sustrato (a) Lolium
perenne L. y (b) Medicago sativa L.
La tasa de producción de gas (Figura 5), muestra el mismo patrón de
comportamiento que tiene la producción de gas acumulada (Figura 4). Cantidades
crecientes de taninos en la dieta, generan una menor tasa de producción de gas como
consecuencia de una menor degradación de la pared celular de los forrajes. En todos los
tratamientos se observó un breve aumento de la tasa en los primeros tiempos de
fermentación, pero ello se atribuye a la rápida utilización de los carbohidratos no
22
estructurales y de los residuos lábiles contenidos en el fluido ruminal. En el cuadro 4 se
indican los parámetros cinéticos de la fermentación .
0
3
6
9
12
15
18
0 4 8 12 16 20 24 28 32 36 40 44 48
Tiempo de medición (h)
Tas
a d
e p
rod
ucc
ión
de
gas
(ml/h
)0 ml EO/gr MO
0.5 ml EO/gr MO
1.5 ml EO/gr MO
4.5 ml EO/gr MO
Figura 5. Impacto del nivel de taninos sobre la tasa de producción de gas ruminal in vitro
en una dieta con contenido medio de nitrógeno. Sustrato Lolium perenne L.
Como se observa, la tasa de producción de gas está directamente influenciada por
la presencia y concentración de taninos en la dieta, resultando en un aumento o
disminución del tiempo LAG, la tasa de producción de gas y consecuentemente un menor
o mayor uso de la fracción fibrosa de los forrajes (Figura 6 y Cuadro 3). Estos efectos se
atribuyen a la capacidad que tienen los taninos para formar complejos con la proteína, los
carbohidratos de la pared celular, las enzimas y también a la adherencia a los
microorganismos ruminales (Min et al., 2003 y Schofield et al., 2001). Min et al. (2003),
propone que las uniones tanino-bacterias son más fuertes que las interacciones tanino-
proteína, lo que ocasiona una depresión irreversible del sistema microbiano ruminal.
23
0
3
6
9
12
15
18
21
24
0 4 8 12 16 20 24 28 32 36 40 44 48
Tiempo de medición (h)
Tasa
de
prod
ucci
ón d
e ga
s(m
l/g s
ustr
ato)
Pool A (0 ml EO/gr MO)Pool B (0ml EO/gr MO)Pool A (4.5 ml EO/gr MO)Pool B (4.5 ml EO/gr MO)
Figura 6. Impacto de los taninos sobre la dinámica de producción de gas ruminal in vitro
en una dieta basal de harina de soya. Sustrato Medicago sativa L.
De esta manera, los sistemas alimenticios que incluyen forrajes ricos en taninos
afectan el metabolismo microbiano ruminal, ocasionando un aumento en la cantidad de
proteína no degradable en el rumen a causa de los complejos tanino-proteína, lo cual
genera un mayor flujo de proteína hacia el tracto post ruminal, pero disminuye la eficiencia
de utilización de los forrajes aumentando las pérdidas vía heces fecales (Silanikove et al.,
2001). Algunos investigadores como Barry & McNabb (1999), recomiendan un pequeña
cantidad de taninos en la dieta con el fin de garantizar un pequeño flujo de aminoácidos
esenciales hacia el duodeno, cantidad que no debe afectar de manera considerable la
eficiencia de utilización ruminal de la fracción fibrosa del forraje.
Los resultados hacen evidente una mayor afección de las bacterias celulolíticas en
comparación con las amilolíticas. En una dieta con alto contenido de taninos la utilización
de la fracción fibrosa del forraje se vio reducida un 80%, reportándose también un
aumento en el tiempo LAG de hasta 6.5 horas, situación que también fue observada y
24
reportada por McSweeney et al. (2001) y Schofield et al. (2001). Los taninos pueden
disminuir la tasa de fermentación de la fracción fibrosa hasta en un 20%, pasando de
0.037 a 0.030 (0.7% pasando de 3.7 a 3.0%) en el ensayo con más alto contenido de
taninos. En el Pool A la tasa es poco afectada por los niveles de taninos, posiblemente
debido a que es un sustrato muy lábil y rápidamente fermentable; la concentración más
elevada de taninos si afectó la tasa de producción de gas en magnitud importante,
bajando desde niveles superiores a 0.094 a 0.066.
Cuadro 3. Impacto del nivel de taninos sobre la cinética de producción de gas ruminal in
vitro en una dieta basal de harina de soya, con un contenido medio de N. Sustrato
Lolium perenne L y Medicago sativa L.
Tasa (k) LAG (h) Volumen (ml/g sustrato)
--------------- Pool ------------- Extracto Orujo (ml/g sustrato)
A B A B A B A+B
ES R
Lolium perenne
Control 0 0.094 0.037 2.85 11.65 171.0 156.6 327.6 7.97 0.998
Bajo 0.5 0.093 0.035 2.40 11.50 163.7 174.8 338.5 9.75 0.996
Medio
1.5 0.091 0.034 1.90 11.13 135.6 173.3 308.9 9.22 0.996
Alto 4.5 0.066 0.030 1.78 18.34 152.4 33.4 185.8 8.24 0.992
Medicago sativa
Control 0 0.092 0.044 1.65 11.09 194.0 175.3 369.3 7.73 0.998
Bajo 0.5 0.088 0.039 1.56 11.13 173.3 198.4 371.7 8.28 0.998
Medio
1.5 0.091 0.038 1.74 10.85 154.2 218.4 372.6 7.97 0.998
Alto 4.5 0.077 0.034 1.67 19.91 195.1 107.2 302.3 7.84 0.997
25
En el cuadro 4 se observa que la producción total de gas es similar en los primeros
dos tratamientos, pero en el nivel medio de taninos reduce en un 10% a 0% la producción
y el nivel más elevado de taninos lo hace en un 44 a 20% respecto al control en Lolium
perenne L. y Medicago sativa L. respectivamente. Esta menor producción con el nivel más
elevado de taninos se explica por una depresión de la producción de gas proveniente del
pool B (65.91% y 17.97% en el tratamiento control y alto contenido de taninos,
respectivamente en base al volumen total de gas producido), situación causada por la
acción directa de los taninos sobre el sistema enzimático, microorganismos y pared
celular (Figura 7), ya que la disponibilidad de proteína como principal sustrato de acción
de los taninos se vuelve limitante (McSweeney et al., 2001).
McSweeney et al. (2001), reporta que forrajes con un contenido de alrededor del 6
a 9.5% de taninos disminuyen el tiempo de digestión de la fibra, lo cual contrasta con el
tiempo LAG observado en este estudio en el tratamiento con alto contenido de taninos. Al
suplementar la dieta basal de soya con niveles crecientes de sulfato de amonio, se
observó un incremento en la producción total de gas in vitro, un incremento en las tasas
de fermentación de los Pool A y B, una pequeña reducción del tiempo de LAG del Pool B
y un pequeño incremento en el LAG del Pool A (Cuadro 4). En síntesis, hay un moderado
efecto del primer nivel de suplementación con NPN, pero un efecto positivo marcado con
el nivel más elevado de esa suplementación, beneficio que se atribuye a la menor
competencia entre los taninos y los microorganismos ruminales por el uso de la proteína
de la dieta o simplemente una menor afección del sistema enzimático ruminal.
26
Cuadro 4. Efecto de la adición de nitrógeno amoniacal a una dieta basal de soya sobre
los parámetros de fermentación ruminal in vitro con un contenido medio de taninos.
Tasa (k) LAG (h) Volumen (ml/g sustrato)
--------- Pool ------- Proteína Soya (mg N)
NNP (mg N)
A B A B A B A+B
ES R
Lolium perenne
Baja 4.8 0 0.084 0.029 1.67 11.35 119.2 193.2 312.4 6.13 0.998
Media 4.8 4.8 0.091 0.034 1.90 11.13 135.6 173.3 318.9 9.22 0.996
Alta 4.8 14.4 0.116 0.036 2.52 8.87 141.5 201.9 343.4 7.22 0.998
Medicago sativa
Baja 4.8 0 0.101 0.033 1.10 10.60 110.9 257.3 368.2 7.32 0.998
Media 4.8 4.8 0.091 0.038 1.74 10.85 154.2 218.4 372.6 7.97 0.998
Alta 4.8 14.4 0.087 0.039 2.52 12.11 218.5 167.3 385.8 8.43 0.998
Efecto de la fuente de nitrógeno sobre la acción de los taninos
Diferencias en la digestibilidad de la pared celular y la producción total de gas se
observaron al evaluar el efecto de diversos compuestos nitrogenados como fuente
proteica en la digestión ruminal in vitro de la pared celular de ballica y alfalfa en presencia
diversos contenidos de taninos (Figura 7 y 8). Una mayor producción de gas ruminal se
obtuvo cuando la fuente de nitrógeno incluye 50% proteína verdadera proveniente de
harina de soya. Dicho efecto se atribuye a la mayor eficiencia de utilización que tienen los
microorganismos ruminales en el uso de aminoácidos y péptidos preformados para
síntesis de proteína bacteriana, en comparación con el uso de nitrógeno no proteico.
27
0
15
30
45
60
75
0.0 0.5 1.5 4.5
Taninos (ml/g sustrato)
Dig
esti
bilid
ad (%
)
NNPNP
Figura 7. Efecto de la fuente nitrogenada (NP proveniente de harina de soya y NNP
proveniente de sulfato de amonio) sobre la actividad de los taninos en la
fermentación ruminal in vitro. Sustrato Medicago sativa L. y Niveles de taninos
0
100
200
300
400
6 12 24 48Tiempo de incubación (h)
Vo
lum
en d
e g
as a
cum
ula
do
(ml/g
sus
trat
o)
NP
NNP
Figura 8. Efecto de la fuente nitrogenada (NP proveniente de harina de soya y NNP
proveniente de sulfato de aminio) sobre la fermentación ruminal in vitro.
Sustrato Medicago sativa L. y Nivel alto taninos
Por otro lado, una afección al sistema enzimático bacteriano puede ser reportada
al utilizar únicamente nitrógeno no proteico (NNP) para crecimiento bacteriano (Figura 9).
Cuando la disponibilidad de proteína es nula o muy baja, la afinidad de los taninos no
28
complejados puede verse dirigida hacia otros sustratos como lo es el caso de la enzimas
microbianas. Esta afección sólo se observa en condiciones críticas en cuanto a muy bajos
contenidos de proteína en la dieta, causando una disminución de la digestibilidad ruminal
de la fibra (Figura 9), cuya consecuencia es más evidente en largos tiempos de estadía de
los taninos en el rumen.
} 24 h
} 12 h
} 6 h
0
100
200
300
0.0 0.5 1.5 4.5
Taninos (ml/g sustrato)
Pro
du
cció
n d
e G
as(m
l/g in
cub
ado
)
NNPNPNNP
Figura 9. Efecto de la fuente nitrogenada (NP proveniente de harina de soya y NNP
proveniente de sulfato de amonio) sobre producción de gas en la fermentación
ruminal in vitro. Sustrato Lolium perenne L. y Niveles de taninos.
Inhibición de los taninos a través del uso de polietilenglicol (PEG)
Una estrategia que se ha desarrollado para evaluar la actividad de los taninos
sobre la degradabilidad ruminal de los forrajes es el uso de agentes inhibidores que
poseen gran afinidad por los polifenoles y entre ellos el de mayor uso es el polietilenglicol
(PEG). Al observar el efecto de este agente inhibidor sobre la actividad de los taninos, se
obtuvo un incremento acumulado de 40% en la producción de gas in vitro a diferentes
tiempos de medición (Figura 10). El beneficio atribuido al PEG se debe a la capacidad de
este agente de capturar a los taninos y causar su inhibición, permitiendo una mayor
disponibilidad y uso de la proteína dietaria a las bacteria ruminales. Min et al. (2003),
29
0
100
200
300
400
6 12 24 48
Tiempo de incubación (h)
Vo
lum
en d
e g
as a
cum
ula
do
(m
l)
0 mg PEG5 mg PEG50 mg PEG500 mg PEG
observaron un comportamiento similar al adicionar PEG directamente al rumen de ovejas
que fueron alimentadas con forrajes ricos en taninos, reportando un aumento de las
poblaciones bacterianas. Getachew et al. (2001), reportan un mayor crecimiento
bacteriano y mejora de la eficiencia en la síntesis de proteína bacteriana en vacas que
consumían forrajes ricos en taninos y que fueron suplementados con PEG.
Figura 10. Efecto del PEG sobre la fermentación ruminal in vitro de la pared celular en
presencia de una alta concentración de taninos. Sustrato Lolium perenne L.
30
CONCLUSIONES
Los resultados obtenidos en el presente estudio, revela que dosis crecientes de
taninos ocasionan una disminución progresiva de la digestibilidad de los carbohidratos
estructurales, ocasionado por la competencia de los taninos con los microorganismos
ruminales por el uso de la proteína de la dieta, y que en condiciones de alto contenido de
taninos pueden afectarse los sistemas enzimáticos bacterianos.
La reducción en la digestibilidad es más severa en dietas con bajo contenido de
compuestos nitrogenados, debido a la poca disponibilidad de proteína dietaria para el
crecimiento bacteriano ocasionado por la captura y formación del complejo tanino-
proteína en el rumen.
La adición de nitrógeno amoniacal a dietas bajas en proteína cruda ocasionan un
aumento en la digestibilidad de la pared celular, lo que sugiere una insuficiencia de
sustrato proteico antes que un bloqueo de las enzimas microbianas. Sin embargo, en
dietas isonitrogenadas en presencia de taninos, se observó mayor actividad fermentativa
en los tratamientos con nitrógeno proteico en relación a aquellos con NNP, lo que puede
atribuirse a una mayor eficiencia de los microorganismos ruminales en el uso de
aminoácidos y péptidos preformados en comparación con el uso de NNP para la
formación de proteína bacteriana. Por otra parte, el hecho de que el nitrógeno amoniacal
en exceso no permitió recuperar la máxima actividad fermentativa también sugiere la
acción directa de los taninos sobre los microorganismos ruminales.
La tasa de fermentación de los azúcares (Pool A) se afectó levemente por los
taninos, pero en el caso de los carbohidratos del Pool B la tasa se vio afectada en todos
los tratamientos, sugiriendo que los taninos no sólo afectaron la digestión de la materia
orgánica por la formación de complejos tanino-proteína, sino que también hubo una
afección de las celulasas bacterianas.
31
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