Guillem ROIG I JOSAHéctor RIU SAVALLJosep SANCHO I VALLS

TRAITEMENTdes résidusde l’industriedu liègepar la culturedes champignons.

P R I X C H Ê N E L I È G E 1 9 9 6

PRÉFACELe Groupe Amorim, né du liège en 1870 au Por-

tugal, a fondé les bases de son développement

sur cette extraordinaire matière première, à

travers la production de cet humble mais insé-

parable compagnon du Vin : le bouchon de liège.

Notre volonté de servir la cause du vin s’est tou-

jours exprimée dans la recherche technologique

sur la filière liège, base de notre activité.

En 1992, nous avons souhaité aller plus loin et

nous engager davantage aux côtés des chercheurs

en œnologie en créant l’Académie Amorim, un

lieu de rencontre et d’échange entre œnologues,

ingénieurs, professeurs, sommeliers, auteurs,

artistes… tous animés d’une même passion du

Vin.

Chaque année, notre Académie encourage et

soutient la recherche en œnologie par la remise

d’un Prix à un chercheur ou à une équipe de

chercheurs ayant fait paraître des travaux signifi-

catifs qui concourent à la défense et à la promo-

tion de la qualité du Vin. Que soient ici saluées

les personnalités, membres de cette Académie,

qui contribuent si généreusement à cette mission.

Je formule le vœux que cette collection, dédiée

aux Lauréats du Grand Prix de l’Académie, devi-

enne, au fil des ans, une référence et la mémoire

vivante des efforts et des travaux engagés dans le

monde entier pour servir la noble cause du Vin.

Americo Ferreira de AMORIMPrésident du Groupe Amorim

LAURÉATS DE L’ACADÉMIE AMORIM

Grand Prix 1992

Pascal CHATONNETInstitut d’Œnologie de Bordeaux

"Incidence du bois de chênesur la composition chimique

et les qualités organoleptiques des vins, applications technologiques".

Grand Prix 1993

Pierre-Louis TEISSEDRECentre de Formation et de Recherche

en Œnologie de Montpellier."Le plomb, du raisin au vin".

Grand Prix 1994

Ziya GÜNATAINRA Institut des Produitsde la Vigne de Montpellier

"Etude et exploitation par voie enzymatiquedes précurseurs d’arôme du raisin,

de nature glycosidique".

Grand Prix 1995

Samuel LUBBERSInstitut de la Vigne et du Vin Jules GUYOT,

Université de Bourgogne"Etude des interactions entre les macromolécules d’orig-

ine levurienne du vin et les composés d’arôme".

Mention d’Honneur du Jury 1995

P.L. TEISSEDRE - A.L. WATERHOUSER.L. WALZEM - J.-B. GERMAN

E.N. FRANKEL - A.J. CLIFFORDUniversité de Californie, Davis

"Composés phénoliquesdu raisin et du vin et santé".

Grand Prix 1996

Sylvie BIAUFaculté d’Œnologie

Université Victor SEGALEN de Bordeaux 2"Etude de la matière colorante des vins blancs de Bordeaux".

Prix Chêne-Liège 1996

Guillem ROIG I JOSA - Héctor RIU SAVALLJosep SANCHO I VALLS

Département d’Industries Agro-AlimentairesEscola Superior d’Agricultura de Barcelona

Universitat Politecnica de Catalunya"Traitement des résidus de l’industrie du liège

L’Académie AMORIM a cinq ans.Chaque année, elle a rempli sa mission et récompensé

les travaux de jeunes chercheurs dédiés à l’amélioration

de l’expression du vin et de son bon usage.

Cette année, elle s’y attache doublement :

outre le Grand Prix décerné à un ouvrage consacré

à l’œnologie, les membres du jury ont souhaité

récompenser une étude traitant du liège,

matière naturelle intervenant dans les pratiques vinicoles.

Guillem ROIG I JOSA, Héctor RIU SAVALL

et Josep SANCHO I VALLS sont donc les premiers lauréats

de l’Académie AMORIM à se voir attribuer

le Prix Chêne-Liège. Espagnols, ces ingénieurs

se sont attachés à étudier le traitement

de cette matière première dont la production

est l’une des richesses du bassin méditerranéen.

Leur étude, si elle ne concerne pas directement

l’évolution du vin, nous a néanmoins paru

très documentée et, remarquable par son

caractère d’actualité. Elle propose une solution

écologique utilisable pour l’alimentation

qui ouvre d’intéressantes perspectives

de développement économique. Elle débouche

sur une application pratique et concrète.

Pour toutes ces raisons, cette étude mérite

d’être portée à la connaissance du plus grand nombre

et notre souhait est d’y contribuer

en la publiant dans cette collection.

Merci aux candidats pour la qualité des travaux

qu’ils nous soumettent et merci aux membres du jury,

dont les observations toujours pertinentes

permettent de mettre en lumière des études originales

et novatrices comme celle-ci.

Jacques PUISAISPrésident de l’Académie Amorim

TRAITEMENTdes résidus de l’industrie

du liège par la culturedes champignons

Département d’Industries Agro-alimentairesEscola Superior d’Agricultura de Barcelona

Universitat Politècnica de Catalunya

Guillem ROIG I JOSA

Héctor RIU SAVALL

Josep SANCHO I VALLS

Le liège est le tissu parenchymateux qui

constitue l’écorce du chêne liège,

Quercus suber. Par sa structure molécu-

laire particulière, décrite pour la pre-

mière fois par Robert Hoocke (1665) (3)

et sa composition chimique complexe,

il a une série de propriétés qui le ren-

dent approprié à un grand nombre

d’applications industrielles. Parmi

celles-ci une des plus importantes se

trouve sur le terrain de l’œnologie où il

est devenu, depuis Dom Pérignon

(1638-1715), le matériau de bouchage

par excellence. On parle de vin, verre

et liège comme d’un trinôme indissolu-

ble, que ce soit pour l’efficacité du

bouchage, pour l’image de qualité qu’il

donne aux grands vins ou pour les

problèmes qu’il peut occasionner au

cours de sa conserva-tion. Comme

toute activité industrielle, la manufac-

ture du liège, quelles que soient ses

applications, génère des résidus qu’il

convient de traiter pour qu’ils provo-

quent un minimum de pollution, surtout

en ces temps où les écosystèmes com-

mencent à ressentir l’activité indus-

trielle de l’homme.

1.1 PRODUCTION DE BOUCHONS

AGGLOMÉRÉS POUR VINS MOUS-

SEUX. PROBLEME DES RÉSIDUS.

Parmi les applications œnologiques,

c ’est l ’é laboration de bouchons

agglomérés pour vins mousseux ou

tranquilles qui produit la plus grande

quantité de résidus. Le bouchon

aggloméré est composé d’une pièce

d ’aggloméré de liège, formée par

extrusion, et par deux ou trois disques

de liège naturel. Pour la fabrication de

l’aggloméré on emploie les lièges non

utilisables pour la fabrication de pro-

duits de liège naturel et les restes de

perforation de bouchons de liège

naturel. La matière première est trit-

urée. A ce stade se produit la première

fraction de résidu, appelée « poussière

de trituration ». On fait une sélection

granulométrique du trituré et on rejette

ce qui sera la seconde fraction du

résidu, les « morceaux grossiers ».

L’étape suivante est l’extrusion dont on

obtient une baguette d’aggloméré qui

sera coupée pour obtenir les morceaux

qui formeront le bouchon. A la

découpe apparaît la troisième fraction

de résidus : la « poussière de

détubage ». Finalement, les pièces

d’aggloméré sont unies en deux ou

trois disques de liège naturel pour for-

mer le bouchon. Les bouchons sont

coupés en biseau et polis à l’émeri, en

donnant la dernière fraction du résidu,

la « poussière d’émeri ». Dans une

usine moderne et optimisée ce

procédé productif a un rendement de

40 %, c’est-à-dire que 60 % du liège

traité sort sous forme de résidu. Une

Le liège est le tissu parenchymateux

qui constitue l’écorce du chêne liège, Quercus suber.

usine de dimension moyenne produit,

par an, autour de 1 000 tonnes de

poussière de liège. Rien qu ’en

Espagne, second pays mondial pour la

production et la manufacture du liège,

l’industrie qui produit des bouchons

agglomérés produit plus de 18 000

tonnes/an de ce type de résidu.

De tous les résidus, le seul à avoir une

valeur économique est la « poussière

de trituration », utilisée par l’industrie

de la chaussure pour faire des

semelles et des talons. Les trois autres

résidus é taient employés, i l y a

quelques années encore, comme com-

bustible dans des tuileries mais les dif-

ficultés de manipulation et les incon-

vénients par rapport à d’autres com-

bustibles ont progressivement entraîné

une baisse de la demande et donc des

prix. Devenu peu rentable, on ne peut

compter que sur une faible et

irrégulière absorption d’une petite part

des résidus par ce biais. La difficulté

de la dégradation du liège fait qu’on ne

peut en déposer, de façon libre, dans

les décharges publiques car il peut

provoquer de graves déséquilibres dans

les écosystèmes par imperméabilisation

du sol. C’est la raison pour laquelle, la

plupart des entreprises ont opté pour

l’incinération de cette poussière, que se

soit dans des fours spéciaux ou dans

des aires de traitement des déchets.

Dans la plupart des cas, la combustion

de ces résidus provoque des fumées

qui dépassent les limites de pollution

autorisées. On peut vo i r un exem-

ple au tableau 1.1.

La grande quantité de ces résidus et la

difficulté de leur dégradation nous a

amené à commencer la recherche

d’une alternative possible à son traite-

ment qui présenterait un moindre

impact pour le milieu et un certain

profit économique.

1.2 COMPOSITION DU LIEGE

Le liège est un tissu parenchymateux

de cellules mortes qui forme l’écorce

du chêne liège, Quercus suber. Il n’est

pratiquement constitué que de deux

membranes cellulaires subéreuses (2,

3, 5). Sa fonction est de protéger les

t issus vivants de la plante, des

attaques d’agents externes, insectes,

micro-organismes, feu, déshydra-

tation,… etc. Les propriétés qui lui

confèrent la capacité pour remplir

cette fonction de protection sont :

légèreté, élasticité, compressibilité,

imperméabilité, isolation thermique,

résistance à l’usure, haute capacité de

frottement, résistant au feu,

endurance. Ces propriétés, il les doit à

sa structure cellulaire, à sa composi-

tion et à sa structure chimique com-

plexes. Le tableau 1.2 nous montre

cette composit ion d ’après les

dernières analyses.

Son composant caractéristique et

majoritaire est la subérine. C’est une

substance polymérique, insoluble,

formé d’une fraction aliphatique et

d’une fraction de composants phéno-

liques (9, 10, 11). La composition des

monomères aliphatiques est connue,

les composants les plus habituels sont

les acides gras, les alcools gras, les

Concentration limite Fumées de(d’après la législation) combustion du liège

Particules solides (g/nm3) 150 506

Monoxyde de carbone (ppm) 500 2 170

Opacité (échelle Bacharach) 2 6

Tableau 1.1 : Niveaux de concentration de polluants dans les effluents gazeux versés dansl’atmosphère.

Source : ICICT (1994)

acides omega-hyd roxyg ra s e t l e s

acides dicarboxiliques. Dans les frac-

tions d’acides gras, sont caractéris-

tiques, d’habitude, les chaînes longues

de C20 et C30. Dans les fractions

d ’acides omega-hydroxygras et

d’acides dicarboxiliques, les com-

posants majoritaires sont des chaînes de

C18 monoénoiques et/ou des chaînes

saturées de C16 ; il arrive, dans

certains cas, que les composants

majoritaires soient des chaînes sat-

urées de C22. Les composants minori-

taires de la fraction aliphatique sont,

d’habitude, mais pas toujours, des

acides polaires avec des fonctions

epoxi, dihydroxi et trihydroxi sem-

blables à ceux qui se trouvent dans la

cutine. La composition des com-

posants phénoliques de la subérine

reste obscure. On sait qu’elle présente

la complexité de la lignine mais on ne

connait pas l’identité du composé dont

ils proviennent. Leur biosynthèse suit,

probablement, la même voie que celle

établie pour la lignification (9, 10, 11).

Il est difficile de déterminer la structure

de la subérine sans connaître toute la

composition du polymère. Kolattukudy

(1977) proposa, se basant sur le peu

d’évidences disponibles, la structure

représentée sur le schéma 1.1. D’après

cette proposition, une matrice phéno-

lique semblable à la lignine serait unie

à des hydrates de carbone de la cloi-

son cellulaire et à des composants

aliphatiques par des liaisons cova-

lentes. Les acides omega-hydroxi et les

acides dicarboxiliques s’entrelieraient

avec la matrice aromatique, pouvant

former aussi des omega-hydroxiacides

et des polyesters linéaires. Dans les cas

où les acides polaires, du type

cutinique, sont davantage que des

composants minoritaires, on pourrait

délimiter des régions de polyesters

cutiniques. Les cha înes longues

d’acides gras et alcools seraient estéri-

fiées dans les positions terminales. Les

champs aliphatiques seraient les

responsables de l’hydrophobicité par

interaction avec les ceres (9, 10, 11).

Nous constatons donc, d’après cette

hypothèse, que la subérine est un

biopolymère d’une grande complexité

chimique et structurale, ce qui

représente le facteur principal qui rend

difficile sa dégradation biologique.

En fait, des études récentes nous con-

duisent à admettre que de considérables

portions de carbone organique dans la

matière organique des sols forestiers est

de nature aliphatique. Les 30 % de car-

bones alkil détectés par des méthodes

spectroscopiques en sols forestiers sem-

blent le confirmer. Il a été démontré,

aussi, que la plupart des signaux alipha-

tiques détectés dans le spectre de 13C

NMR peuvent être attribués à de la

cutine et éventuellement à de la sub-

é r i n e .

Ces trouvailles ne sont pas en accord

avec l’idée conventionnelle de sub-

Acides gras et résines 45 %

Acides solubles dans l’eau 20 %

Substances ligneuses 27 %

Tanins, matières coloranteset sels minéraux 7 %

Tableau 1.2 : Composition chimique duliège d’après les dernières analyses % enpoids sec.

Source : Vieira J. 1991 (2)

Schéma 1.1 : Structure de la subérine.

Source : Kilattukudy (1977) (9, 10, 11)

∆ 9

stances humiques en tant que grandes

macromolécules phénoliques aroma-

tiques. En concordance avec la haute

nature lipophylique de ces

biopolymères lipidiques, ceux-ci pour-

raient avoir un rapport avec l’absorption

et la rétention, au sol, de composants

organiques apolaires, du genre polluant

et pesticide (20). Nous n’avons pas trou-

vé d’études de ce type pour les bois de

chêne liège. Ce que nous savons, c’est

que les champignons de la classe Basid-

iomycètes ont un rôle principal dans la

décomposition des restes de Quercus

suber. Nous en avons trouvé une ving-

taine d’espèces sur des arbres vivants

mais débilités et sur des restes de chênes

lièges morts (8, 21).

Les autres principaux composants du

liège sont la lignine, avec des valeurs

comprises entre 12 et 32 %, la cellulose,

autour de 6 % et l’hemicellulose en

moindre quantité (3). On sait que la

dégradation biologique de ces

polymères se fait par des champignons

lysotrophiques et des bactéries

hétérotrophes au moyen de mécanismes

de digestion externe (8, 15, 22).

1.3 LES CHAMPIGNONS DE POURRI-

TURE BLANCHE

Les champignons jouent un rôle très

important lors du premier stade de

minéralisation du carbone organique qui

fait partie des molécules complexes.

Leur efficacité est due à une grande

activité enzymatique, à la vitesse à

laquelle ils mobilisent leurs propres

réserves d’aliments et à la capa-

cité d’utiliser des sources d’azote diffi-

cilement utilisables par d’autres micro-

organismes (15). Ceci leur permet de

croître dans des milieux limités en azote

et, même s’ils ne sont pas trop impor-

tants dans le cycle de l’azote, certains

peuvent présenter une activité de fixation

de cet aliment au sol (25, 26).

Parmi tous les champignons, ceux de

pourriture blanche sont ceux qui présen-

tent les meilleures caracté-ristiques de

dégradation. Il s’agit, principalement,

d’Homobasidiomycètes du groupe des

Hyménomycète phylophorés, qui se

trouvent, comme on pouvait s’y atten-

dre, dans les bois de chêne liège cata-

lans (21). Ils possèdent une puissante

équipe enzymatique composée de :

manganèse peroxydase (MnP) et lignine

peroxydase (LP), capables de

dépolymèriser la lignine in vitro (29, 30)

; enzymes générateurs de H2O2 comme

le glioxal oxydase (GLO) et l’aril-alcool

oxydase. Nous avons aussi découvert

d’autres peroxydases, telles que les per-

oxydases manganèse-indépendante

(MIP) ou la laccase (LAC), dans les

champignons de pourriture blanche

bien que le rôle qu’elles jouent ne soit

pas encore tout à fait clair (28, 29, 30,

31). Les autres enzymes présents dans

les champignons sont les cellulase, les

hémicellulase, les phosphatasses acides

Lentinus edodes croissant sur des résidus du liège.

et les protéinases acides (15).

Lentinus edodes et Ganoderma

lucidum sont deux champignons de

pourriture blanche, dont la capacité

lignocellulolitique est reconnue, qui

poussent de façon naturelle sur Quer-

cus sp. (8, 29, 31, 34, 35, 36, 37).

Chez Lentinus edodes nous avons

décelé une grande activité lignocélluli-

tique pendant la croissance végétative,

semblable à celle de Pleurotus sp. (39).

La présence d’azote pendant la phase

de croissance et une source de car-

bone facilement assimilable, stimulent

cette activité (34, 38). Pour Ganoder-

ma lucidum nous avons découvert

deux types de dégradation lignocéllu-

lolitique, autant pour les bois des

espèces du genre Quercus que sur

d’autres espèces (36, 37). Une dégra-

dation simultanée caractérisée par un

changement uniforme de tous les com-

posants du bois et une dégradation

sélective, de préférence sur la lignine

et l’hemicéllulose. Lors des croissances

in vitro de Ganoderma lucidum avec

des morceaux de bois du genre Quer-

cus, coupés a 3 mm d’épaisseur, dans

un milieu non limitant et avec une

incubation de 20 semaines à 27ºC,

nous avons décelé des pertes de poids

entre 20 et 45 % (36, 37).

Pour faire cette expérience nous avons

choisi ces deux champignons pour

leur grande capacité de dégradation

lignocéllulolitique et parce que les

deux espèces sont en train de s’intro-

duire, en force, sur les marchés occi-

dentaux. I ls se commercialisent

comme champignons frais, secs ou

en conserve, et comme produit diété-

tique.

Lentinus edodes, appelé aussi Shiitake

ou champignon chinois, est originaire

du Japon (47) et se cultive depuis

l’antiquité dans les pays orientaux sur

les troncs de différentes espèces. Sa

formidable capacité à se développer

sur une grande variété de matériaux

lignocéllulosiques et les améliorations

des méthodes de culture ont favorisé

le développement de celle-ci sur

d’autres substrats tels que : sciures et

autres résidus de l’industrie du bois,

pailles, résidus de taille urbaine (15).

Sa culture et sa consommation ont

augmenté notablement : il a été le

deuxième champignon cultivé dans le

monde (44), il est actuellement le

troisième. Il possède des qualités

organoleptiques exceptionnelles (60)

et une très bonne aptitude pour la

conservation (46). D’autre part on y a

identifié de nombreuses molécules

aux activités carcinostatique, antitu-

morale, réductrices du taux de

cholestérol, antitrombotique. Ainsi,

indépendamment de sa consommation

en tant qu’aliment (champignon frais,

sec ou en vinaigre) il se commercialise

actuellement en tant que produit

diététique sous forme de capsules

d’extrait de Shiitake obtenu à partir du

mycélium cultivé en milieu liquide. Il

Ganoderma lucidum pendant sa phase de croissance.

se présente seul ou combiné avec de

l ’extrait du Reishi (Ganoderma

lucidum) et il est conseillé comme

complément diététique, améliorant du

système immunitaire, réducteur du

taux de cholestérol, revitalisant, et élé-

ment bénéfique contre les problèmes

rénaux et cardio-vasculaires.

Ganoderma lucidum ou « Reishi »

(« champignon de la jeunesse éter-

nelle », en japonais) est d’origine

cosmopolite : on le trouve sous une

forme naturelle en Amér ique, en

Europe et en Asie. Bien qu’il ne soit

pas comestible, à cause de sa dureté,

il a été cultivé en Chine et au Japon

ou il était utilisé à des fins thérapeu-

tiques depuis l’antiquité. Les pre-

mières références écrites datent de

l’an 300 avant J.-C. (46). Durant les

dernières décennies il a été entrepris,

en Chine et au Japon, une importante

recherche, qui, avec le progrès des

techniques d’analyse, spécialement

en chromatographie des gaz et HPLC,

a permis d’identifier de nombreux

polysacchar ides (69, 73, 83) ,

estéroïdes (74, 75) et terpenoïdes (70,

76, 77, 78, 79) dans Ganoderma

lucidum qui présentent une activité

thérapeutique antitumorale, stimula-

trice du système immunitaire, car-

diotonique et réductr ice du

cholestérol. Ces propriétés et la con-

naissance de ses composants ont

favorisé l’introduction du Reishi dans

le monde occidental en tant que pro-

duit dié té t ique à qui est at tr ibué

plusieurs propriétés : potentiation du

système immunitaire, action sédative

sur le système nerveux central, pro-

tection du système cardio-vasculaire,

action anti-virale et bactériostatique,

action carcino-statique, améliorant

les traitements anti-hépatite, potentia-

teur de l ’activité intellectuelle et

aphrodisiaque (69). Il se commer-

cialise sous forme de capsules, com-

primés et fioles, où de préparations à

base d’extraits hydroalcooliques de

mycélium ou de carpophores. Cer-

taines préparations se font directe-

ment avec de la poudre de

champignons secs. Il se présente sou-

vent combiné avec un extrai t de

Lentinus edodes, car on attribue à

cette combinaison des effets syn-

ergiques.

Objectifs

L’objet de ce travail est d’initialiser la

recherche d’une possible alternative à

la gestion des résidus de l’industrie du

liège, principalement celle qui élabore

les bouchons de champagne, du cava

et autres vins mousseux, pour laquelle

la quantité de liège résiduelle est con-

sidérable. Pour cela nous nous

sommes fixés trois objectifs :

1. Étudier la viabilité de la culture de

Lentinus edodes et Ganoderma

lucidum sur les résidus de l iège

indiqués pour déterminer si les deux

champignons sont capables d’y finir

leur cycle biologique.

2. Faire le suivi de la conduite de

chaque espèce à travers l’observation

de leur développement mycellaire et

de leur fructification.

3. Constater s’il s’est produit une

dégradation du résidu de liège et val-

oriser cette dégradation en détermi-

nant la perte de matière sèche et

l’évolution des principaux paramètres

physiques et chimiques.

3.1 MATÉRIELS

Substrat de culture

Le substrat de culture était un mélange

de résidus produits dans l’élaboration

de l’aggloméré de liège et dans le mon-

tage des bouchons pour les vins

mousseux. Le mélange de ces résidus a

été fait dans les mêmes proportions que

celles produites dans les usines qui

développent cette activité.

• Poussière de trituration : composée

de dos de liège qui se détache lors de

la trituration, et qui contient beaucoup

de lignine (25 %).

• Fragments grossiers (toscas zarandas) :

fraction du résultat de la trituration qui

par granulométrie ou par densité n’est

pas valable pour la fabrication de

l’aggloméré (50 %).

• Poussière produite lors de la coupe

des tiges : qui s’obtient en coupant les

morceaux d’aggloméré qui formeront

les bouchons avec un ou deux disques

de liège naturel (5 %).

• Poussière d’émeri : obtenue en polissant

et biseautant les bouchons (20 %).

Matériel biologique

Nous avons utilisé la souche ABM-1 de

Lentinus edodes et la souche ABM-2 de

Ganoderma lucidum. Les deux souches

sont utilisées commercialement pour la

culture de champignons sur des troncs

de diverses espèces.

L’inoculum employé pour l’expérience a

été obtenu à partir de carpophores

(champignons) jeunes et frais, de chaque

espèce. Nous avons extrait une portion

de mycélium, qui a été repiqué sur de

l’Agar de Malte, et, par la suite reproduit

sur la sciure de chêne vert (Quercus ilex)

enrichie avec du son de blé.

Containers de culture

Comme récipient de culture nous

avons utilisé des pots en verre avec fer-

meture twist-off, de 400 cc pour la pré-

paration de l’inoculum, et de

750 cc pour la phase de colonisation.

Pour les phases d’homogénéisation et

fructification nous avons employé des

carafes en plastique, de 5 litres de

capacité et 16 cm de diamètre,

coupées dans leur partie supérieure à

23 cm de la base.

Chambres de culture

Nous avons utilisé des étuves de labo-

ratoire pour la préparation de l’inocu-

lum et pendant la phase de colonisa-

tion, et des chambres avec régulateur

de température et d’humidité relative

pour les phases d’homogénéisation et

fructification, nous avons installé un

dispositif de tubes fluorescents à

lumière blanche et des temporisateurs

pour pouvoir établir une photopériode

déterminée.

3.2 MÉTHODES

3.2.1Culture

L’expérience a été établie avec 4 traite-

ments qui testaient les deux espèces de

champignons sur deux substrats dif-

férents. Ces deux substrats étaient : S,

composé d’un mélange de résidus de

liège dans la même proportion que

celle qui se produit dans l’industrie ; et

SE, composé par 70 % de S, enrichi par

30 % de son de blé. D’après (34, 38) la

présence d’azote pendant la phase de

croissance, stimule l’activité lignocellu-

lolitique ; étant donné que le liège est

un matériau pauvre en azote nous

avons voulu tester le résidu enrichi

jusqu’à obtenir une teneur de 1 %

d’azote total. Ainsi, les quatre traite-

ments furent : LS et GS, Lentinus edo-

des et Ganoderma lucidum respective-

ment sur le substrat de résidu de liège ;

et LSE et GSE, Lentinus edodes et Gan-

oderma lucidum respectivement sur le

substrat de résidu de liège enrichi.

Nous avons renouvelé 10 fois chaque

Matériels et méthodes

traitement.

Les substrats étaient stérilisés à l’auto-

clave, pendant 120 minutes à 120º C,

parce que des essais préalables à

l’expérience, ont démontré qu’un

traitement de stérilisation est néces-

saire, pour développer la culture de

champignons. La culture se réalisait en

trois phases :

• Phase de colonisation : le champignon

était inoculé dans les substrats et son

mycélium colonisait tout le substrat.

L’inoculation a été faite dans des condi-

tions d’asepsie, en chambre de flux lami-

naire. Cette phase s’est développée dans

des pots en verre de 750 cc de capacité

qui ont permis un suivi oculaire du

développement micellaire pour répondre

à l’objectif nº 2 de cette expérience.

Nous avons observé le pourcentage de

surface colonisée par les hyphes du

champignon et l’intensité de cette

colonisation. Les conditions du milieu

pour cette phase étaient : humidité rela-

tive, 65 % ; absence de lumière, tem-

pérature de 25ºC pour Lentinus eodes et

de 30ºC pour Ganoderma lucidum.

• Phase d’homogénéisation : Une fois

le substrat colonisé, nous avons vidé le

contenu de 6 pots dans une carafe en

plastique de 5 l de capacité de façon à

former un bloc de culture plus grand,

mieux adapté à la fructification. Le

transvasement du substrat colonisé a

été fait de façon aseptique. Les condi-

tions d’ambiance de cette phase furent

les mêmes que pendant la phase de

colonisation.

• Phase de fructification : ayant formé

un bloc compacte, nous avons induit la

fructification par une variation des con-

ditions de l’environnement. Les nou-

velles conditions sont : humidité relative

95 %, photopériode de 10 heures de

lumière et 14 d’obscurité, températures

de 18ºC pour Lentinus edodes et de

25ºC pour Ganoderma lucidum. Le

Lentinus edodes est un champignon qui

fructifie quelque soit l’endroit dans le

bloc de culture et pour éviter les freins

physiques nous avons enlevé les carafes

dans les traitements LS et LSE. Ganoder-

ma lucidum fructifie seulement sur la

surface supérieure des blocs. Une fois la

première fructification obtenue, pour les

traitements avec Lentinus edodes nous

avons essayé une méthode d’induction à

la fructification qui consiste à augmenter

l’humidité interne des blocs par injec-

tion d’eau. Dans les cultures commer-

ciales de Lentinus edodes on pratique

une méthode qui consiste à submerger

les blocs dans de l’eau ; cette méthode

est efficace mais présente certains

inconvénients : il y a un gaspillage

d’eau, on perd des substances nutritives

par lavage et on facilite la contamina-

tion des blocs de culture.

3.2.2 Caractérisation du substrat

Pour identifier et évaluer les principaux

changements éprouvés par le résidu de

liège pendant et après la culture des

champignons Lentinus edodes et Gano-

derma lucidum nous avons caractérisé

le liège, du point de vue physique et

chimique, avant la culture, à la fin de

la phase de colonisation et à la fin de

la culture. Les échantillons de substrat,

avant la culture ont été appelés du

même nom que les substrats S et SE ;

les échantillons extraits à la fin de la

phase de colonisation reçoivent le nom

du traitement suivi d’un H : LSH, GSH,

LSEH et GSEH ; les échantillons des

substrats, à la fin de la culture, sont

appelés du même nom que leur traite-

ment respectif : LS, GS, LSE et GSE.

Pour la caractérisation physique nous

avons fait une analyse granulo-

métrique avec une série de tamis avec

des lumières entre 0.125 et 5 mm, et la

détermination de la courbe de réten-

tion d’eau suivant la méthode de De

Boodt M. et al. (1973) modifiée par

Martinez et al. (1990).

Pour la caractérisation chimique nous

avons déterminé les paramètres suiv-

ants : humidité, cendres (calcination, 3

heures à 560ºC), matière organique

totale, carbone oxydable (oxydation

avec K2Cr2O7 1N en moyen acide),

azote total (Kjeldahl), azote nitrique

total (méthode de l’électrode sélectif),

extrait aqueux 1/5, 1/1 avec la solution

Orion), azote ammoniacal total (méth-

ode de l’électrode sélectif, extraction

1/5 avec KCl 2N). Nous avons déter-

miné aussi le pH et le C.E. (extrait

aqueux 1/5). Nous avons déterminé les

fibres suivant les méthodologies de la

F.N.D. (fibre neutre détergente) et

F.A.D. (fibre acide détergente) décrite

par Van Soest et Goering (1970) et de

la L.A.D. (lignine acide détergent)

décrite par Van Soest (1963).

Finalement, considérant les paramètres

les plus caractéristiques du liège, nous

avons fait la détermination de la sub-

érine et des ceroïdes, suivant la méth-

ode de Zetzsche et de ses collabora-

teurs modifiée par Père Pla (1976) (3).

Pour sa quantification il est nécessaire

d’extraire du liège, les flobafènes,

tanins, albuminoïdes, sucres et une

partie de ses produits organiques en le

portant à ébullition avec du sulfate de

soude a 4 % ; le traiter avec de l’alcool

pour en extraire la fraction ceroïdique,

formée par les alcools-ceres, cerine et

friedeline, esters, cétones et autres sub-

stances de nature semblable. On

obtient, ainsi, le Reincork, ou liège

purifié. Dans le Reincork nous trou-

vons, avec d’autres produits propre-

ment lignocellu-losiques, la macro-

molécule de subérine qui se saponifie

avec de la potasse caustique

alcoolique. Les savons obtenus s’acidu-

lent et les acides s’extraient avec de

l’éther. Ce mélange d’acides gras

oxygénés, avec un poids moléculaire

élevé, saturés et insaturés, font partie

d’un produit hautement polymérisé,

Zetzsche l’appelle subérine. Dans le

résidu restant, nous trouvons surtout

des composés phénoliques parmi

lesquels se trouvent des tanins, de la

lignine et des polysaccharides struc-

turels.

3.2.3 Dégradation du résidu de liège

Compte tenu des objectifs de ce travail,

la possibilité de quantifier la dégradation

du substrat, à la fin de la phase de coloni-

sation et à la fin de la culture, nous

donne une information très importante

sur la capacité de Lentinus edodes et

Ganoderma lucidum à dégrader le liège.

Le paramètre principal pour mesurer

cette dégradation est la perte de

matière sèche (P.M.S.), appelée aussi

dégradation de matière sèche. (Pi - Pf)

x 100/Pi = % P.M.S.

Nous avons calculé aussi la dégrada-

tion des paramètres suivants (Y) : car-

bone oxydable, matière organique

totale, cendres, F.N.D., L.A.D., F.N.D.-

L.A.D., subérine et ceroïdes, à la fin de

la phase de colonisation et à la fin de

la culture. Le calcul de la dégradation a

été fait en partant de la formule : [100 x

Yi - (100 - % P.M.S) x Yf]/Yi = % Dégra-

dation de Y

Y = paramètre analysé

Yi = % en poids de Y du substrat initial

Yf = % en poids de Y du substrat à la

fin de la phase de colonisation ou à la

fin de la culture.

Nous avons fait un traitement statis-

tique qui compare les modèles d’un

facteur (de Dégradation de Y) et 8

niveaux (LSH, LS, GSH, GS, LSEH, LSE,

GSEH i GSE), avec 3 observations par

niveau. Ce traitement statistique a con-

sisté en un test préalable

d’homogénéité des variances (Test de

Bartlett), une analyse de la variance

(Anova) et une séparation de moyennes

par la méthode Newman-Keuls, avec

un niveau de confiance de 95 %. Cette

séparation des moyennes sera répartie

sur les tableaux de résultats par une let-

tre à côté de la moyenne de la valeur

du facteur, à chaque niveau.

aux jours 6 et 13. La première récolte a

été échelonnée dans le temps et peu

homogène pour les dimensions des car-

pophores (champignons). Après la pre-

mière récolte et une période sans pro-

duction nous avons induit une seconde

fructification au moyen d’injection d’eau

distillée dans les blocs de culture. Le

traitement LS a répondu, produisant une

deuxième récolte de champignons, plus

petits et plus homogènes que les

antérieurs, aussi bien en dimension

qu’en temps de croissance. Les répéti-

tions du traitement LSE ont subi de nom-

breuses contaminations dès la fin de la

première récolte, et n’ont plus répondu à

l’induction d’une seconde fructification.

Les analyses organoléptiques des

champignons ont montré les attributs

caractéristiques de l’espèce cultivée,

sans trouver, dans aucun des tests ni goût

étrange, ni goût de bouchon. La produc-

tion a atteint des niveaux commerciale-

ment acceptables.

Ganoderma lucidum a fructifié en même

temps dans les deux traitements. Les pre-

miers primordiums sont sortis après 14

jours de mode de fructification. Les car-

pophores poussaient avec des formes

allongées qui n’étaient pas caractéris-

tiques de l’espèce, se dirigeant vers la

lumière. Ceci nous fait penser qu’il pou-

vait y avoir quelque carence dans le

spectre lumineux. Le traitement GS n’a

subi aucune contamination tandis que

dans le GSE les répétitions ont fini par

être contaminées. La production de

champignons Ganoderma lucidum a été

très faible. Il faut tenir compte, cepen-

4.1 CULTURE

La phase de colonisation s’est dévelop-

pée avec normalité, sans contamination

de champignons pathogènes, ce qui

montre l’efficacité du traitement de stéril-

isation. Lentinus edodes et Ganoderma

lucidum se sont comportés de façon

semblable, marquant une tendance bien

différenciée entre les traitements sur

liège et ceux faits sur liège enrichi. Sur

les premiers on observait que le mycéli-

um, avec peu d’intensité de couleur,

avançait rapidement sur la surface visible

du substrat, probablement à la recherche

d’aliments facilement assimilables. En

revanche, dans les traitements enrichis,

l’intensité de la couleur du mycélium

était plus élevée et l’avance sur la sur-

face plus lente, probablement dû au fait

que l’enrichissement avec du son de blé

offrait des aliments plus facilement

assimilables. En conséquence cette

phase a été un peu plus longue pour les

traitements non-enrichis (tableau 4.1).

Tous les traitements sont parvenus,

cependant, à un niveau de colonisation

satisfaisant.

Dans la phase d’homogénéisation, 7

répétitions du traitement GSE ont été

contaminées, 4 ont été éliminées et 3 ont

été maintenues jusqu’à la fin de la cul-

ture. Le reste des traitements s’est

développé en toute normalité, dans les

délais indiqués au tableau 4.1.

Une fois soumis aux conditions de fructi-

fication, les traitements LSE et LS ont

commencé à fructifier respectivement

Résultats et discussion

Phase de Phase Phase de Temps total decolonisation d’homogénéisation fructification la culture

L.S 67 30 60 157

G.S 60 45 60 165

L.S.E 34 20 50 104

G.S.E 30 55 60 145

Tableau 4.1 : Durée des phases de la culture (jours).

dant, du fait que les carpophores de cette

espèce ont une teneur en eau très basse,

de l’ordre de 10 %.

4.2 CARACTÉRISATION DU SUBSTRAT

La caractérisation du substrat avant,

pendant et après la culture a donné les

chif fres qui f igurent dans les

tableaux 4.3 et 4.4.

Caractérisation chimique

Tous les traitements présentent une

acidification du substrat comme con-

séquence du mé tabolisme des

champignons. Dans les traitements

enrichis, cette acidification est moin-

dre. Ganoderma lucidum acidifie

moins que Lentinus edodes.

La conductivité électrique augmente

dans tous les traitements. Cette aug-

mentation est en relation avec celle

des ions NH4 + et NO3- qui apparais-

sent dans les substrats de tous les

traitements, aussi bien à la fin de la

phase de colonisation qu’à la fin de la

culture ; ces ions augmentent en fonc-

tion du résultat de la solubilisation de

leurs sels organiques et à cause du

métabolisme des champignons. La

teneur en azote total a augmenté

légèrement dans tous les traitements.

Le substrat a expérimenté une minérali-

sation dans tous les traitements, qui se

manifeste par l’augmentation du pour-

centage de cendres et par la diminution

de la matière organique totale. Dans les

traitements enrichis cette minéralisation

est supérieure. Lentinus edodes

minéralise davantage que Ganoderma

lucidum. Autant la minéralisation que

l’augmentation du carbone assimilable

dans tous les traitements représentent

une amélioration dans la phase de

décomposition du substrat.

Pour la détermination de la subérine

dans le liège, les valeurs obtenues

sont proches de celles données par

Zetzsche (35-44 %). Dans tous les

substrats nous avons observé une

diminution de la teneur en subérine

par rapport au substrat initial, aussi

bien pendant qu’après la culture.

Cette diminution est plus importante

pour Ganoderma lucidum que pour

Lentinus edodes. Dans les deux

espèces, la teneur en subérine est plus

élevée à la fin de la culture qu’à la fin

de la phase de colonisation, ce qui est

le cas aussi pour la teneur en

cero ïdes ; cela peut s ’expliquer

compte tenu de la diminution de

matière sèche dans le substrat.

Dans les déterminations des fibres des

substrats de culture (liège et liège

enrichi) nous avons détecté des inter-

férences de certaines substances dif-

férentes de celles qui composent,

d ’après Van Soest (1963) dans la

description de sa méthode, la F.N.D.

(fibre neutre détergente), la F.A.D.

(fibre acide détergente), la L.A.D. (lig-

nine acide détergente) et la F.N.D.-

L.A.D. Ces interférences se constatent

en comparant nos résultats analytiques

de fibres dans le résidu de liège avec

les données des analyses des sub-

stances qui composent les f ibres

d ’après la mé thode de Van Soest

(hemicellulose, cellulose et lignine)

Nombre de Poids frais Production %champignons/ moyen/bloc g p.f. de champignons/bloc de culture p.s. de substrat

LS 3* 7** 91.4* 65.6** 24.78

LSE 4 54.92 8

GS 2 0.8 0.14

GSE 1 1.39 0.2

Tableau 4.2 : Production de champignons.

*1e récolte ** 2e récolte p.f. poids frais p.s. poids sec

ume utile se traduit par une augmenta-

tion de l’espace poreux total, occupé

par de l’air. La capacité d’air est sensi-

blement supérieure dans les substrats

traités, par rapport à celui non traité ; la

capacité de rétention d’eau diminue

considérablement puisque diminuent les

valeurs d’eau facilement assimilable

(AFA), d’eau de réserve (AR) et d’eau

difficilement assimilable (ADA). Cette

diminution de la capacité de rétention

de l’eau peut être due à : la dégradation

des fibres dont souffre le substrat pen-

dant son traitement par des

champignons lignocellulolitiques et à la

rétraction dont peuvent avoir souffert les

fibres pendant le procédé de séchage

qui a eu lieu après la culture pour déter-

miner la perte de matière sèche.

Les études sur l’utilisation des résidus de

l’industrie du liège comme substrat pour

la germination, enracinement et crois-

sance végétale en container ont montré

leur potentiel comme milieu de crois-

sance (8O, 81). Nous avons constaté,

aussi, dans d’autres études, une certaine

action dépressive du liège sur les plantes

développées (81), causée principale-

ment par la richesse en tanins et d’autres

composants phénoliques de ce matériel

fournies par d’autres auteurs pour des

analyses de liège. Ces données, bien

que différentes entre elles, sont plus

basses que celles que nous avons

obtenues dans nos analyses du F.N.D.,

F.A.D. et L.A.D. sur le substrat de

liège. On pense que la complexité que

présente la structure chimique

du liège et son composant carac-

téristique, la subérine serait la cause

de ces interférences puisque si nous

additionnons, par exemple, la valeur

de la F.N.D. et celle de la subérine, la

valeur obtenue dépasse 100 %.

Devant ce fait nous ne pouvons pas

indiquer les teneurs en hemicellulose,

cellulose et lignine qui s’obtiennent,

d’habitude de l’analyse des fibres.

Caractérisation physique

Des données obtenues dans la courbe

de rétention d’eau (tableau 4.4) on peut

déduire que le traitement de ce résidu

par la culture de champignons en aug-

mente le volume utile. Ceci devient évi-

dent par la diminution de la densité

apparente. Cette augmentation du vol-

ume utile se traduit par une augmenta-

tion de l’espace poreux total, occupé

par de l’air. La capacité d’air est sensi-

S S. E L.S.H. L.S. G.S.H. G.S. L.S.E.H L.S.E. GSEH G.S.E

pH 5.06 5.53 3.87 3.91 4.24 4.36 3.96 4.82 4.23 5.15

CE (mV) 104 80 168 164 147 141 163 117 148 100

Cendres* 2.88 3.78 3.94 5.23 4.25 4.50 4.53 6.89 4.70 6.43

MOT* 97.12 96.22 96.06 94.77 95.75 95.50 95.47 93.11 95.30 93.57

C. ox* 50.04 50.77 54.55 52.82 51.98 57.19 50.91 54.16 53.40 52.38

F.N.D* 80.44 68.12 74.62 68.54 75.95 78.37 65.92 63.24 77.99 70.81

F.A.D* 72.73 54.07 71.58 69.28 67.40 74.90 61.85 60.00 63.49 67.06

L.A.D* 45.85 36.15 41.24 44.61 40.83 49.70 35.22 40.82 42.91 44

FND-LAD* 34.59 31.97 33.38 24.28 35.19 28.67 30.70 22.42 35.08 26.81

Subérine* 40.97 28.68 32.80 36.61 18.06 22.35 20.84 30.29 18.46 24.22

Ceroïdes* 4.94 3.33 4.09 5.01 4.81 5.94 2.69 3.67 3.48 4.78

N-NH4 +** 30 194 40 111 50 46 288 1106 176 1023

N-NO3-** 0 0 119 609 394 426 205 3472 280 1910

N. Total* 0.51 1.02 0.64 0.69 0.56 0.53 1.10 1.18 1.07 1.30

Protéine Crue* 3.19 6.38 4.00 4.31 3.50 3.31 6.88 7.38 6.69 8.13

Tableau 4.3 : Composition chimique des substrats.

* % poids sec ; ** ppm poids sec

(82). Ce type de substances s’est

métabolisé et modifié par les

champignons ; nous pensons donc qu’il

serait positif de faire des études comme

celles décrites ci-dessus avec le liège

traité par des champignons lignocel-

lulolitiques.

4.3 DÉGRADATION DU SUBSTRAT

Pour la discussion des résultats de la

dégradation nous distinguerons deux

périodes dans la culture. Ces périodes

sont déterminées en fonction du moment

où, pendant la culture, nous avons fait

les déterminations analytiques ; ainsi, la

première période va du début de la cul-

ture jusqu’à la fin de la phase de coloni-

sation ; et la seconde période de la fin

de la phase de colonisation jusqu’à la

fin de la culture, et comprend les phases

d’homogénéisation et de fructification.

La perte de matière sèche (P.M.S.) ou la

dégradation de la matière sèche à la fin

de la culture fut assez élevée dans tous

les traitements ; plus grande dans Lenti-

nus edodes que dans Ganoderma

lucidum, aussi bien dans les traitements

avec du liège enrichi que dans ceux non

enrichis. Si nous effectuons une distinc-

tion entre les périodes indiquées, on

observe que dans le traitement de Lenti-

nus edodes non enrichi, la perte de

matière sèche est supérieure pendant la

phase de colonisation bien qu’elle soit

considérable pendant la période qui

comprend les phases d’homogé-néisa-

S S. E L.S. G.S. L.S.E. G.S.E

D. A 0.17 0.16 0.13 0.12 0.14 0.13

D. R 1.52 1.52 1.53 1.53 1.55 1.54

E.P.T 90 90.65 91.7 92.22 91.16 91.69

C. A 48.87 49.05 74.89 66.59 71.36 70.33

A.F.A 13.95 18.60 2.77 7.63 2.74 2.86

A. R 3.85 2.07 0.49 1.025 0.64 0.63

A.D.A 23.32 20.91 13.56 16.98 16.39 17.87

Tableau 4.4 : Courbe de rétention d’eau des substrats de culture.

D.A. Densité apparente (g/cm3) D.R. Densité réelle E.P.T. Espace poreux totalC.A. Capacité d’air A.F.A. Eau facilement assimilable A.R. Eau de réserveA.D.A. Eau difficilement assimilable

tion et fructification, ce qui ne se produit

pas dans le reste des traitements. Il faut

indiquer que dans le traitement de Gan-

oderma non enrichi, la différence entre

les deux périodes est très petite.

En ce qui concerne la dynamique de la

dégradation des fibres on peut observer

deux tendances bien différenciées : les

traitements avec du liège subissent une

plus forte dégradation pendant la phase

de colonisation que pendant le reste de

la culture, et il se passe le contraire dans

les traitements avec du liège enrichi. On

retrouve cette tendance pour la matière

organique totale. Cela nous amène à

penser, comme nous l’indiquions déjà

en 4.1, que dans les cultures sur liège

enrichi les champignons profitent des

sources de carbone et d’azote plus

facilement assimilables ; en revanche,

lorsque l’on cultive uniquement sur du

liège, les champignons doivent utiliser

des nutriments plus complexes. Ceci

correspond à la dynamique de crois-

sance décrite en 4.1, où on observait

que sur le liège enrichi le mycélium est

très dense (ce qui se manifeste par

l’intensité de couleur) et avance lente-

ment dans le substrat puisqu’il n’a pas

de difficultés à trouver des aliments.

Nous pensons que, dans ce cas, Gano-

derma lucidum et Lenti-

nus edodes se nourrissent de

l’enrichissement tant qu’il y en a et

commencent, ensuite, à employer

d’autres aliments. En revanche, sur du

liège non enrichi le mycélium grandit

n’est pas le cas pour Lentinus edodes.

Si nous comparons les espèces, dans

chaque type de traitement (enrichi,

non enrichi) c’est Ganoderma lucidum

qui montre d’une façon significative

une plus grande dégradation de subérine

à la fin de la culture (tableau 5.6.b,

graphique 5.6.j). La conduite de Gano-

derma lucidum présente une certaine

logique étant donné que généralement il

pousse sur des souches de Quercus sp,

en le colonisant totalement, à l’intérieur

et à l’extérieur. Quant à Lentinus edodes,

bien qu’il pousse sur des arbres du genre

Quercus, il ne colonise, d’habitude, que

les parties les plus internes.

La dégradation des ceroïdes pendant la

phase de colonisation présente des dif-

férences significatives entre les traite-

ments. Elle est supérieure pour Lentinus

edodes par rapport à Ganoderma

lucidum, et pour les traitements sur du

liège non enrichi par rapport à ceux

enrichis, de la même espèce. A la fin de

la culture la dégradation des ceroïdes

est significativement plus grande dans

les traitements avec Lentinus que dans

ceux avec Ganoderma lucidum. Si nous

comparons les traitements, dans chaque

espèce, à la fin de la culture, nous

n’observons pas de différences significa-

tives pour Lentinus edodes. En

revanche, on en trouve pour Ganoder-

ma lucidum, pour lesquels la dégrada-

tion est significativement supérieure sur

le substrat non enrichi que sur celui

enrichi tableau 4.6.

avec moins d’intensité et avance très

rapidement à la recherche d’aliments

facilement assimilables ; étant donné

qu’il ne les trouve pas, il est obligé

d’utiliser des composés plus complexes

(du type lignocellulosique et

suberinique) dès le début de la crois-

sance.

La dégradation de la matière organique

est significativement différente pour les

deux espèces et pour tous les traite-

ments. Dans l’augmentation des cendres

on peut observer que les traitements

enrichis montrent des valeurs significa-

tivement supérieures aux non enrichis,

exception faite du traitement enrichi de

Ganoderma lucidum pendant la phase

de colonisation.

Dans la croissance du carbone oxyd-

able, pendant la phase de colonisation,

on ne peut pas apprécier de différences

significatives dans aucun des traite-

ments. Cette croissance est supérieure,

dans tous les cas, dans les phases finales

de la culture. Elle est significativement

inférieure dans le traitement non enrichi

de Ganoderma lucidum par rapport aux

autres non enrichis, parmi lesquels il

n’existe pas de différences significatives

(tableau 4.6. et annexe).

Dans le cas de la subérine et des

ceroïdes, tous les traitements présen-

tent une plus grande dégradation pen-

dant la phase de colonisation qu’à la

fin de la culture (tableau 4.6). Si nous

comparons les traitements de la même

espèce, la dégradation de la subérine

dans Ganoderma lucidum est signifi-

cativement supérieure sur du liège

seul que sur du liège enrichi, ce qui

n’est pas le cas pour Lentinus edodes.

Si nous comparons les espèces, dans

Traitements Phase Phases d’homogénéisation Totalde colonisation et de fructification

L. S 21.90 16.50 38.40

G. S 16.62 17.05 33.67

L.S.E 14.45 28.29 42.74

G.S.E 17.45 22.81 40.26

Tableau 4.5 : Perte de matière sèche des substrats de culture. % du poids.

Tableau 4.6 : Dégradation des principaux paramètres chimiques des substrats pendant laphase de colonisation (I), pendant la phase d’homogénéisation et de fructivation (II), pendanttoute la culture (III) (en poids sec).

P.M.S Matière Croissance Croissance F.N.D F.A.D L.A.D F.N.D- Subérine CeroidesOrganique Cendres Carbone F.A.D

totale oxydable

L.S I 21.9 22.75 a 6.85 a 14.86 a 27.55 a 23.14 a 29.74 ab 24.63 37.43 a 35.34 a

II 16.65 17.14 5.08 20.11 19.96 18.18 10.32 32.13 7.48 2.19

III 38.45 39.89b 11.93 a b 34.97 b 47.51 b 41.32 b 40.06 C 56.76 44.91 a b 37.53 a b

GS I 16.62 17.80 c 23.05 bc 13.38 a 21.27 c 25.91 a 25.88 a 15.17 63.25 c 18.81 c

II 17.05 17.17 -19.72 11.04 14.30 5.99 2.430 30.02 0.67 1.67

III 33.67 34.97 d 3.33 a 24.42 c 35.57 d 31.90 c 28.31 a b 45.19 63.82 c 20.48 d

L.S.E I 14.45 15.12 e 34.56 c 15.59 a 17.21 e 2.15 d 16.65 d 17.85 37.84 a 30.89 e

II 28.29 29.47 2.42 24.31 29.63 34.31 18.69 41.99 1.69 6.00

III 42.74 44.59 f 36.98 c 39.90 b 46.84 b 36.46 e 35.34 b c 59.84 39.53 a 36.89b

G.S.E I 17.25 18.24 g 34.81 c 14.58 a 5.49 f 3.07 d 2.01 e 9.42 46.87 a b 13.73 f

II 22.8 23.67 -1.43 24.78 32.41 22.84 25.28 40.48 2.68 0.51

III 40.26 41.91 h 33.38 c 39.36 b 37.90 g 25.91 f 27.29 a b 49.90 49.55 b 14.24 f

1. La culture de Ganoderma lucidum et

Lentinus edodes sur le résidu de l’indus-

trie du liège est viable. Les deux

champignons s’y développent et parvi-

ennent à y compléter leur cycle

biologique. De plus, les deux espèces

dégradent considérablement le résidu de

liège, ils causent une perte de matière

sèche proche de 40 % dans le cas de

Lentinus edodes et de 35 % dans le cas

de Ganoderma lucidum. Ils provoquent

également des transformations impor-

tantes dans la composition chimique et

dans les caractéristiques physiques du

résidu.

2. La structure complexe de la subérine

est attaquée par Lentinus edodes et Gan-

oderma lucidum. Ce dernier est plus

efficace pour cette dégradation.

3. Les carpophores produits par Lentinus

edodes cultivés sur du résidu de liège

possèdent les caractéristiques et les

qualités organoléptiques typiques de

l’espèce cultivée industriellement.

4. Pour la culture de champignons sur le

résidu de l’industrie du liège il est néces-

saire de faire un traitement préalable de

stérilisation du substrat.

5. Ganoderma lucidum est beaucoup

plus sensible que Lentinus edodes aux

contaminations par des champignons

concurrents. Ceci nous amène à décon-

seiller la manipulation et le changement

des blocs de culture pendant celle-ci, et

à conseiller, en revanche, l’emploi d’un

seul container de culture.

6. Pour d’ultérieures expériences de cul-

ture de Ganoderma lucidum il serait

intéressant d’obtenir davantage d’infor-

mation sur ses besoins luminiques : pho-

topériode, gamme de radiations, inten-

sité.

7. L’induction à la fructification de

Lentinus edodes par injection d’eau

provoque une réaction rapide et uni-

forme. Elle permet, en plus, de main-

tenir l’asepsie de la culture et

d’économiser de l’eau.

8. L’enrichissement en azote du résidu de

liège a réduit le temps de culture mais a

favorisé considérablement la contamina-

tion du substrat par d’autres champignons

Conclusions

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non désirés. Les bons résultats obtenus

dans la culture de Lentinus edodes et

Ganoderma lucidum sur du liège non

enrichi indiquent que cet enrichissement

n’est pas indispensable. Il serait intéres-

sant, pour réduire la durée de culture de

faire des essais avec différents niveaux

d’enrichissement.

9. Étant donné le niveau de dégradation

obtenu pour le résidu de liège il serait

très intéressant de poursuivre les études

pour essayer de découvrir si le résidu de

liège, préalablement digéré par les

champignons lignocellulolitiques, peut

s’incorporer à un processus de com-

postage ou bien s’employer comme

amendement organique ou comme sub-

strat horticole.

10. Les méthodes d’analyse décrites par

Van Soest pour déterminer F.N.D.,

F.A.D. et L.A.D., appliquées sur du liège

ne nous ont pas permis de distinguer

l’hémicellulose, la cellulose et la lig-

nine, car pendant l’application de ces

méthodes sur le résidu de liège, des

interférences avec d’autres composants

se sont produites

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Annexes

SUBERINACEROiDES

F.N.DF.A.D

L.A.DF.N.D -

L.A.DCARBONI

OXIDABLEMATÈRIA

ORGÀNICA

TOTAL

MATÈRIA

SECA

G.S.H.

G.S.0

10

20

30

40

50

60

70

% P

OID

S SE

C

Dégradation des principaux paramètres chimiques.Lentinus edodes sur substrat du liège.

SUBERINACEROiDES

F.N.DF.A.D

L.A.DF.N.D -L.A.D CARBONI

OXIDABLE MATÈRIAORGÀNICA

TOTAL

MATÈRIASECA

L.S.E.H.

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60

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% P

ES S

EC

Dégradation des principaux paramètres chimiques.Lentinus edodes sur substrat du liège enrichi.

SUBERINACEROiDES

F.N.DF.A.D

L.A.DF.N.D -L.A.D CARBONI

OXIDABLE MATÈRIAORGÀNICA

TOTAL

MATÈRIASECA

L.S.H.

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10

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40

50

60

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% P

OID

S SE

C

Dégradation des principaux paramètres chimiques.Ganoderma lucidum sur substrat du liège.

SUBERINACEROiDES

F.N.DF.A.D

L.A.DF.N.D -L.A.D CARBONI

OXIDABLE MATÈRIAORGÀNICA

TOTAL

MATÈRIASECA

G.S.E.H.

G.S.E.0

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S SE

C

Dégradation des principaux paramètres chimiques.Ganoderma lucidum sur substrat du liège enrichi.