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PROPAGACIÓN DE HELICONIAS

LEOBARDO IRACHETA DONJUAN, AIDA OLIVERA DE LOS SANTOS, SIMITRIO ORTIZ CURIEL Y PABLO LÓPEZ GÓMEZ.

Centro de Investigación Regional Pacífico Sur

Campo Experimental Rosario Izapa

Tuxtla Chico, Chiapas. Diciembre de 2013

Folleto Técnico No. 30. ISBN: 978-607-37-0148-8

Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación

Enrique Martínez y Martínez Secretario

Jesús Aguilar Padilla Subsecretario de Agricultura

Arturo Osornio Sánchez Subsecretario de Desarrollo Rural

Ricardo Aguilar Castillo Subsecretario de Alimentación y Competitividad

Marcos Bucio Mújica Oficial Mayor

Lic. Víctor Hugo Celaya Celaya Coordinador General de Delegaciones

Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias

Dr. Pedro Brajcich Gallegos Director General

Dr. Salvador Fernández Rivera Coordinador de Investigación, Innovación y Vinculación

MSc. Arturo Cruz Vázquez Coordinador de Planeación y Desarrollo

Lic. Luis Carlos Gutiérrez Jaime Coordinador de Administración y Sistemas

Centro de Investigación Regional Pacifico Sur Dr. René Camacho Castro

Director Regional Dr. Juan Francisco Castellanos Bolaños

Director de Investigación Dr. Miguel Ángel Cano García

Director de Planeación y Desarrollo Lic. Jaime Alfonso Hernández Pimentel

Director de Administración Ing. Víctor Hugo Díaz Fuentes

Jefe del Campo Experimental Rosario Izapa

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Propagación de heliconias

Leobardo Iracheta Donjuan, Aída Olivera de los Santos, Simitrio Ortiz Curiel y Pablo López Gómez

Investigadores del Campo Experimental

Rosario Izapa

Instituto Nacional de Investigaciones Forestales Agrícolas y Pecuarias

Centro de Investigación Regional Pacífico Sur Campo Experimental Rosario Izapa

Tuxtla Chico, Chiapas, México.

Fotografía de portada: Planta, inflorescencia y rizomas provenientes de la propagación asexual en campo. Plántula de heliconia in vitro proveniente de

semilla y en etapa de multiplicación

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Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias Progreso No. 5, Barrio de Santa Catarina

Delegación Coyoacán, C. P. 04010. México, D. F. Teléfono (55) 3871-8700

“Propagación de heliconias”

Código INIFAP MX-0-310103-36-07-34-09-30

ISBN: 978-607-37-0148-8

Primera Edición 2013

No está permitida la reproducción total o parcial de esta publicación, ni la transmisión de ninguna forma o por cualquier medio, ya sea electrónico,

mecánico, fotocopia, por registro u otros métodos, sin el permiso previo y por escrito a la Institución.

La cita correcta de esta publicación es: Iracheta-Donjuan L., Olivera de los Santos A., Ortiz-Curiel S. y López- Gómez P. 2013. Propagación de heliconias. INIFAP. CIRPAS. Campo Experimental Rosario Izapa. Folleto Técnico Número 30. Tuxtla Chico, Chiapas, México. 29 p.

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CONTENIDO

1. INTRODUCCIÓN .............................................................. 12. PROPAGACIÓN SEXUAL DE HELICONIAS............... 33. PROPAGACIÓN ASEXUAL DE HELICONIAS ............ 8

3.1. Propagación asexual por rizomas ..................................... 9

3.1.1. Rizoma ..................................................................... 9

3.1.2. Tipos de rizomas para propagación ......................... 10

3.1.3. Patrón de crecimiento de rizomas ........................... 12

3.1.4. División de rizomas y establecimiento .................... 13

3.1.5. Viabilidad y cuidado de rizomas ............................. 15

3.1.6. Temperaturas mínimas de propagación .................. 16

3.1.7. Porcentaje de prendimiento de rizomas .................. 16

3.2. Propagación asexual por cultivo de tejidos ..................... 16

3.2.1. Cultivo de ápice de tallo ......................................... 19

3.2.2. Cultivo de callo meristemático ................................ 21

4. LITERATURA CITADA ................................................. 25

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ÍNDICE DE FIGURAS Figura Página

1. Inflorescencia de heliconias. a) Heliconia rostrata R. &P. y b) H. psittacorum L.F. .................................................... 2

2. Bráctea y flor de heliconia. a) Componentes de una bráctea, b) componentes de la flor y c) androceo y

gineceo ................................................................................. 5

3. Características de los rizomas. a) Rizoma con nudos yápice. b) Rizoma con vástago y yema lateral, se apreciala diferencia entre rizoma y raíces. ...................................... 10

4. Tipos de rizomas en diferentes especies del ordenZingiberales. a) Rizoma tipo leptomorfo en H.psittacorum. b) Rizoma tipo paquimorfo en híbrido deH. bourgeana x H. collinsiana. c) Rizoma de tipomesomorfo o intermedio en Etlingera elatior. ...................... 11

5. Plántula de Hawaiana propagada in vitro. ........................... 17

6. Establecimiento aséptico y micropropagación deheliconias y Zingiberáceas. a) Rizoma con yemalateral. b) Yema lateral escindida y desinfectada. c)Yema establecida en cultivo in vitro. d) y e) Activacióndel crecimiento y desarrollo de yemas axilares hastaformación de nuevos brotes. f) Multiplicación debrotes. g) Plántulas con inducción de rizogénesis. ............... 21

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1. INTRODUCCIÓN

Las heliconias comúnmente se agrupan con las flores tropicales; asimismo, debido a su colorido, su forma y tamaño de inflorescencia la hacen ver como flores extrañas o exóticas. Estos conceptos han provocado que la comercialización a escala nacional sea incipiente. En México no existen datos oficiales sobre la producción y volumen de comercialización, solamente se conoce que los principales productores de heliconias son los estados de Veracruz y Chiapas. Los intermediarios acuden hasta la parcela del productor para llevarla a los principales mercados de flores de la ciudad de México u otras ciudades importantes (Baltazar et al., 2009). Derivado de la dinámica del mercado de flores a nivel nacional e internacional y con la finalidad de incursionar en el aprovechamiento del potencial que existe en México, se han realizado importantes estudios sobre el conocimiento de las especies de heliconias, su propagación y cultivo, con el objeto de disponer de materiales con fines de plantaciones comerciales. Por tal motivo, la producción de plantas ornamentales se ha convertido en una demanda para el mercado, la cual es cada vez más exigente en la búsqueda de plantas y flores con mayor belleza y duración, sobre todo en las flores de corte. Sin embargo, resulta evidente que un programa de mejoramiento de ornamentales no es

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completo sin la adecuada técnica de propagación de los materiales seleccionados, con el fin de producir a gran escala y cubrir las demandas del mercado. En las zonas tropicales de México, como es el estado de Chiapas existe gran cantidad de variabilidad genética en cuanto a especies ornamentales tropicales se refiere. La familia Heliconiaceae forma parte del orden de los Zingiberales, que constituyen un grupo grande de herbáceas ornamentales tropicales perennes, las cuales son apreciadas por sus coloreadas inflorescencias de gran durabilidad como flores de corte y con una creciente demanda nacional e internacional (Figura 1 a y b).

Figura 1. Inflorescencia de heliconias. a) Heliconia rostrata R. & P. y b) H. psittacorum L.F.

Dentro de las características que distinguen a las plantas que conforman este orden, incluidas las heliconias, están la presencia de

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hojas largas, inflorescencias de gran tamaño y colores vistosos, así como la presencia de rizomas (Agrotropical, 2002). La demanda de estas flores exóticas difícilmente puede ser cubierta en poco tiempo, debido a la tasa de propagación asexual baja que tienen estas especies, por lo que el objetivo del presente folleto técnico es exponer los diversos procedimientos de propagación sexual, vegetativa y por medios biotecnológicos (cultivo de tejidos vegetales) generados en el INIFAP. 2. PROPAGACIÓN SEXUAL DE HELICONIAS La propagación por semilla es un método de propagación poco utilizado en producción de plantas de polinización cruzada, ya que generalmente tiene como objetivo la selección de genotipos diferentes y con características superiores a la planta madre. Propagar por semilla una planta seleccionada, equivale a perder en algunos de los descendientes algunas de las características valiosas de la planta madre. La polinización en las heliconias se efectúa de forma natural. Muchas especies de heliconias son auto-compatibles, es decir, pueden producir semilla por autofecundación. Sin embargo, en otros muchos casos se requiere de la intervención de un polinizador, para efectuar una polinización cruzada. En los trópicos americanos las aves como los colibríes son los polinizadores exclusivos de estas especies, mientras que en las especies del viejo mundo los

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murciélagos recolectores de néctar son los principales polinizadores (Berry y Krees, 1991). Cuando las heliconias no se encuentran en su hábitat natural es posible que no exista el agente adecuado para polinizar las flores, por lo que en estos casos se procede a la polinización artificial. La polinización para la obtención de semilla será sencilla siempre que se conozca la morfología de la inflorescencia y cada una de las flores. Cada una de las inflorescencias puede contener un número variable de flores, superior a 50, según la especie. Las flores son hermafroditas, por lo que poseen tanto estructuras femeninas como masculinas. Por lo regular poseen cinco estambres fértiles con anteras no siempre visibles que producen polen viable y un estaminoide que no produce polen, el cual en algunas especies funciona como guía de los polinizadores para conducirlos en dirección a las nectarinas florales en la base del estilo (Berry y Krees, 1991) (Figura 2).

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Figura 2. Bráctea y flor de heliconia. a) Componentes de una bráctea, b) componentes de la flor y c) androceo y gineceo

Para la polinización manual, los materiales utilizados, son: un pincel de cerda fina (0 a 1), rafia, cordel fino, etiquetas y lápiz cristalográfico. El primer paso consiste en la elección de las flores a polinizar, mismas que deben presentar las siguientes características: estado sanitario óptimo, madurez (estigma receptivo), ovario abultado y sin deformaciones.

La recolección de polen se puede hacer al momento de la polinización o con anterioridad a éste. En el primer caso el polen se deberá recoger con un pincel directamente de las anteras de la flor que será usada como progenitor masculino (padre), y se llevará inmediatamente al estigma de la flor a polinizar (progenitor femenino). En el segundo caso, el polen es recolectado previamente de flores que han empezado a liberar el polen y se guarda en un

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recipiente pequeño de cristal debidamente esterilizado, seco y que asegure un cierre hermético; en este caso el polen podría durar viable aproximadamente 24 horas dependiendo de la especie (Kamel et al., 1975). La polinización deberá efectuarse en días despejados, soleados y secos, de preferencia después de las 9:00 de la mañana, cuando no existan problemas por la humedad relativa elevada. Al terminar la polinización, las flores se deberán proteger con envoltura de papel (sobre y cartucho) identificar la cruza y demás datos generales. El abultamiento progresivo del ovario será el indicativo de que la polinización fue un éxito. El desarrollo del fruto hasta completar la madurez fisiológica puede durar de dos a tres meses después de la emisión de la inflorescencia, dependiendo de la especie. La semilla recolectada de los frutos maduros puede sembrarse inmediatamente en cajas de germinación con una mezcla de tierra franca, arena y materia orgánica preparada un mes antes de la siembra de la semilla. Los cuidados serán: sombra densa (590 Lux) riego moderado, control de malezas y fertilización foliar con formulación 20 N-30 P-10 K más microelementos a razón de 0.5 g/L (Olivera, 2011). Durante la propagación por semilla de heliconias, es posible que se presenten bajos índices de germinación, depende del genotipo, ello se debe a que en algunas especies de heliconias se presenta el

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fenómeno de dormancia en sus semillas, la cual puede ser causada por la presencia de testa dura o de un inhibidor de la germinación (Kamel et al., 1975). Por tanto, en algunos casos es necesaria la aplicación de tratamientos pregerminativos previos a la siembra de la semilla. En algunas especies ornamentales con problemas de germinación se han utilizado diferentes métodos para romper la dormancia de las semillas (Kamel et al., 1975; Ishidata, 1976; El-Kholy y Hassan, 1983); por lo general es recomendable seguir algunas de las siguientes opciones para incrementar el porcentaje de germinación:

a) Aplicación de radiaciones: - Irradiación de la semilla con rayos gamma (1000 rads) reduce casi 10 días el proceso de germinación, pero reduce ligeramente el porcentaje de germinación.

b) Aplicación de agentes químicos: - Aplicaciones de triptofano (50 mg L-1) por un lapso de 72 h contribuye a incrementar hasta en un 60 % la tasa de germinación. - Aplicaciones de peróxido de hidrógeno al 3 % por 14 h puede incrementar la germinación por ablandamiento de la testa.

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- Aplicaciones de ácido giberélico (10 mg L-1) por 24 h puede propiciar la germinación de la semilla por la activación de procesos bioquímicos. 3. PROPAGACIÓN ASEXUAL DE HELICONIAS El objetivo de la reproducción asexual de heliconias es el mantenimiento de la copia exacta del genotipo y fenotipo de la planta madre (se generan clones idénticos), sobre todo cuando la propagación por semilla produce una descendencia que pierden las características originales. Asimismo, se utiliza la propagación asexual cuando la especie no produce semillas viables, para evitar periodos juveniles prolongados, para el control de la forma de crecimiento y por razones económicas. La propagación asexual de heliconias de interés comercial, ya sea por su uso como planta de jardín o flor de corte, tradicionalmente se ha llevado a cabo mediante la división de rizomas, sobre todo en especies como Heliconia pendula, H. bihai, H. latisphata, H. collinsiona, H. stricta, H. psittacorum, H. caribea, H. brasiliensis y H. aurantiaca, de las cuales las dos primeras son las más populares (Broschat y Donselman, 1983; Hartmann y Kester, 1989, López et al., 2000). Sin embargo, es a principios y mediados de los años noventa cuando aparecen los primeros reportes del uso de las técnicas in vitro para la micropropagación de algunas heliconias como la H. psittacorum (Nathan et al., 1992) y otras especies

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ornamentales emparentadas, como es el caso de la antorcha imperial (Etlingera elatior [Jack] R.M Smith) (Hérnández et al., 1998; De la Piedra et al., 2001), la hawaiana (Alpinia purpurata [Vieill.] Schum) y la maraca (Zingiber zerumbet Grilff.) (Zamarripa et al., 2000).

3.1. Propagación asexual por rizomas

3.1.1. RizomaEl rizoma corresponde a una estructura del tallo especializada en la cual el eje principal de la planta crece horizontalmente, justo abajo o sobre la superficie del suelo (Hartmann y Kester, 1989). El rizoma, de acuerdo con Quer (1977) y Fondeur (1991), es un tallo subterráneo que vive fuera de la zona de luz, por lo que carece de hojas propiamente dichas capaces de asimilar, transpirar y fotosintetizar, por lo que en lugar de estas se presentan catafilos en forma de escamas membranosas (Figura 3 a). El rizoma posee yemas de las cuales se desarrollan nuevos vástagos, aunque también pueden generar raíces. El rizoma difiere de la raíz por la presencia de los catafilos y sus yemas, por no tener caliptra (cubierta, órgano apical de la raíz que protege el cono vegetativo de la misma), y principalmente por su estructura caulinar (Figuras 3 a y b).

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Figura 3. Características de los rizomas. a) Rizoma con nudos y ápice. b) Rizoma con vástago y yema lateral, se aprecia la diferencia entre rizoma y raíces.

El rizoma en las heliconias es segmentado debido a la presencia de nudos y entrenudos. En cada uno de los nudos se encuentra los catafilos (vaina de aspecto foliar). En la cercanía de los nudos se desarrollan las raíces adventicias y puntos de crecimiento lateral. En algunas especies de heliconias, los brotes erectos que crecen sobre el nivel del suelo, así como los tallos floríferos, se producen ya sea en la punta del rizoma o a partir de ramas laterales.

3.1.2. Tipos de rizomas para propagación Generalmente existen dos tipos de rizomas: paquimorfo (de forma gruesa) y leptomorfo (de forma delgada); no obstante, pueden existir rizomas que presentan características intermedias (mesomorfos) (Quer, 1977; Hartmann y Kester, 1989). En la Figura 4 se aprecian los tipos de rizomas que se pueden encontrar

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en diferentes especies de la familia Heliconiaceae y del orden Zingiberales en general. En plantas como H. psittacorum, con rizomas leptomorfos (Figura 4 a), estos últimos son por lo general delgados pero con entrenudos largos. El ápice terminal del rizoma crece continuamente incrementando la longitud (crecimiento indeterminado), pero también se presenta un crecimiento lateral que dará origen a las ramas adyacentes. Son rizomas que no producen macollos, sino que se extienden ampliamente sobre una determinada área. Este tipo de rizoma corresponde por lo general a tallos simétricos y con yemas laterales los cuales en su mayor parte quedan en dormancia (Hartmann y Kester, 1989).

Figura 4. Tipos de rizomas en diferentes especies del orden Zingiberales. a) Rizoma tipo leptomorfo en H. psittacorum. b) Rizoma tipo paquimorfo en híbrido de H. bourgeana x H. collinsiana. c) Rizoma de tipo mesomorfo o intermedio en Etlingera elatior.

El rizoma paquimorfo como en el caso del híbrido H. bourgeana x H. collinsiana (Figura 4 b), corresponde a rizomas gruesos, carnosos

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y con poca longitud. Cuando la planta que se desea propagar presenta este tipo de rizomas es conveniente tomar en cuenta que se forman especies de macollos con muchas ramas de secciones individuales cortas. Además, cada macollo termina en un tallo florífero (crecimiento determinado), por lo que el crecimiento continúa exclusivamente en las ramas laterales.

3.1.3. Patrón de crecimiento de rizomas Cuando un rizoma se induce para su crecimiento y desarrollo mediante condiciones ambientales adecuadas, su crecimiento presenta un alargamiento en el extremo terminal y ramas laterales. Así mismo, la longitud aumenta por el crecimiento en los meristemos intercalares que se encuentran en la parte inferior de los entrenudos. De manera general, los rizomas muestran estados consecutivos de crecimiento vegetativo y de reproducción, pero los ciclos de desarrollo difieren en los dos tipos principales de rizomas descritos. Por ejemplo, en los rizomas paquimorfos un ciclo de crecimiento puede principiar en una parte floral con la iniciación y crecimiento de una rama lateral; al morir el tallo floral las ramas laterales nuevas producen hojas y crecen vegetativamente durante el resto de la estación. En cambio, las heliconias con hábito de crecimiento leptomorfo en los rizomas (con algunas excepciones) crecen

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vegetativamente al principio de la estación de desarrollo y florecen posteriormente en el mismo periodo.

3.1.4. División de rizomas y establecimiento Las plantas con rizomas generalmente se propagan por la división de los mismos (Mabbett, 1999). Con todo, la forma de división de los rizomas dependerá de la especie y fundamentalmente del tipo de estructura que presenten (rizomas paquimorfos o leptomorfos). Las especies con rizomas gruesos y que forman macollos (paquimorfos), generalmente se cortan en secciones individuales en su punto de unión con el rizoma; posteriormente se corta la parte aérea y la sección obtenida es la que se deberá trasplantar a un lugar nuevo. En el caso de las plantas con rizoma delgado y extendido (leptomorfo), básicamente se sigue un procedimiento similar; en este caso se secciona del rizoma los brotes laterales de forma independiente para trasplantarlos. La división se deberá llevar a cabo al comienzo de la primavera o al final del verano cuando la planta no tiene crecimiento vegetativo. Sin embargo, el periodo de crecimiento dependerá del lugar y las temperaturas ambientales del lugar, en general podría ser un promedio de 26 ºC. En las regiones tropicales el desarrollo de los rizomas se incrementa debido a las temperaturas elevadas y al fotoperiodo más largo de estas regiones, lo cual se ha visto está

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íntimamente correlacionado con el crecimiento vigoroso de la parte aérea (Kender, 1967). La propagación con rizomas se realiza cortando el mismo en secciones, verificar que cada una de ellas tenga al menos una yema lateral de crecimiento en el nudo correspondiente; esencialmente se trata de una estaca de tallo, puesto que el rizoma se trata de un tallo modificado. Esta propagación es típica en aquellas plantas con rizomas leptomorfos, para establecer plantas nuevas. Después de cortar el rizoma de la planta madre es necesario lavar éste con agua y jabón además de una desinfección mediante una inmersión en fungicida con ingrediente activo Benomyl o Metalaxil, así como el bactericida sulfato de estreptomicina. Con este tratamiento previo, se reduce la posibilidad de infecciones por hongos y bacterias, a la vez que aumenta la posibilidad de que el rizoma emita brotes (López et al., 2000). Después de lavar y separar los rizomas, éstos se plantarán en macetas, las cuales deberán contener una mezcla de tierra franca, arena de río, composta, en una relación 50-25-25 %, respectivamente; el sustrato deberá compactarse alrededor de cada rizoma. Se estima que después de la división, las plantas generadas por este método tardarán en promedio de 4 a 6 meses para llevarlas a la plantación definitiva.

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El enraizamiento de los brotes o rizomas divididos puede ser inducida con la aplicación de fitohormonas (1 gramo por cada 10 L), dejar los rizomas durante una a dos horas en solución antes de la plantación. Los cuidados iniciales deberán ser el control de la sombra (densa pero no excesiva), riego (moderado), deshierbes y fertilización foliar durante todo este periodo antes del establecimiento en campo. Un sustrato con demasiada humedad y mal drenado provoca baja tasa de crecimiento e incidencia de enfermedades.

3.1.5. Viabilidad y cuidado de rizomas Una vez que se dividen los rizomas con fines de propagación, el período de viabilidad de los mismos depende de la especie y la altura de plantas adultas. Rizomas de especies de porte bajo (menos de 2 m) se mantienen viables hasta por 12 días, mientras que los de porte medio (2 a 4 m) y alto (mayor de 4 m) duran aproximadamente 15 y 25 días, respectivamente, aunque estos deberán mantenerse humedecidos. Sin embargo, preferentemente los rizomas que sirven como propágulos deben arrancarse y dividirse en un tiempo menor al señalado para cada altura de planta, el mismo día o un día antes de la siembra (Agrotropical, 2002 y Fondeur, 1991).

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3.1.6. Temperaturas mínimas de propagación Las heliconias se pueden encontrar en lugares con climas fríos, aunque las temperatura mínima recomendada en los procesos de propagación es de 14 °C ya que normalmente la mayoría de las especies son de climas templados y cálidos (Agrotropical, 2002).

3.1.7. Porcentaje de prendimiento de rizomas Al seguir todos los cuidados necesarios, el porcentaje de prendimiento mínimo deberá ser de 90 % en condiciones de campo; sin embargo, se deberá considerar este prendimiento con base en la formación de rebrotes y no al mantenimiento del rizoma inicial.

3.2. Propagación asexual por cultivo de tejidos La propagación asexual de heliconias por métodos biotecnológicos constituye una opción eficiente para la propagación masiva en condiciones asépticas, en poco espacio y principalmente en menor tiempo y costo, garantiza la sanidad de las plántulas obtenidas y la homogeneidad en crecimiento y características propias de la variedad. Con el cultivo de tejidos vegetales es posible llevar a cabo la micropropagación de las diferentes especies de heliconias. La aplicación de esta herramienta biotecnológica consiste en la utilización de yemas y ápices vegetativos de la planta, establecidos asépticamente en un medio de cultivo óptimo bajo condiciones

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nutrimentales y hormonales adecuadas, así como fotoperiodo y temperatura controlados (Figura 5). Mediante la micropropagación in vitro es posible obtener mensualmente tasas de multiplicación de hasta seis plantas por yema o ápice inicial con actividad meristemática; incluso considerando 15 % de pérdidas, por problemas de oxidación y contaminación, es viable obtener un poco más de 17,000 plántulas aclimatadas en siete meses; lo anterior con base en resultados obtenidos en H. psitacorum (Trópica) y H. stricta (Iris Red). En tanto que con el método de división de rizomas en campo se logra una tasa de multiplicación variable de acuerdo con la especie pero que pueden oscilar entre 30 a 900 plantas por año a partir de un rizoma.

Figura 5. Plántula de Hawaiana propagada in vitro.

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Es claro que la tasa de multiplicación en campo está supeditada a la época del año en la cual se inicia la multiplicación, así como a la presencia de enfermedades y roedores, pero principalmente a la calidad del rizoma. Por lo que, con el cultivo de tejidos vegetales, una vez establecido asépticamente el tejido meristemático in vitro, la micropropagación se efectúa indistintamente de la época del año y condiciones adversas tanto bióticas como abióticas, ya que se trata de un cultivo en laboratorio con condiciones ambientales controladas. La primera especie de heliconia en la que se llevó a cabo la aplicación de la técnica del cultivo de tejidos vegetales fue en Heliconia psittacorum L.f. (Nathan et al., 1992). En esta especie se aplicaron los métodos de cultivo de callo meristemático y el cultivo de ápice de tallo. No obstante, la tecnología del cultivo de tejidos vegetales se ha aplicado no sólo a heliconias como la H. psittacorum (López et al., 2000), sino a otras especies muy emparentadas con las heliconias, tal es el caso de la antorcha imperial (Etlingera elatior [Jack] R.M Smith), la hawaiana (Alpinia purpurata [Vieill.] Schum), la maraca (Zingiber zerumbet Griff), diversos tipos de plátano (Mussa spp.) y el ave del paraíso (Strelitzia reginae Ait), con los trabajos de Kunisaki (1977), Ziv y Halevy (1983), Holguin et al. (1997), Hernández et al. (1998), Rodríguez et al. (1998), De la Piedra et al. (2001), Ordaz y Páez (2001), Zamarripa et al. (2000), Navarrete et al. (2001). En cada uno de los casos la concentración

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de reguladores del crecimiento varió de acuerdo al genotipo y el tipo de complemento orgánico en el medio de cultivo. En seguida se describe dos metodologías de micropropagación para H. psittacorum Lf. por cultivo de tejidos vegetales:

3.2.1. Cultivo de ápice de tallo

A través del cultivo de ápices, es posible la propagación de diferentes especies de interés comercial (Margara, 1988), tal como es el caso de H. psittacorum (Nathan et al., 1992). Para ello, primeramente es necesario la colecta de las yemas axilares y terminales de los rizomas (Figura 6 a), las cuales son previamente lavadas y desinfectadas con una solución de hipoclorito de sodio y fungicidas como azoxystrobin 50 % o benomyl 50 % de 1 a 2 g L-1 (Figura 6 b). Se efectúa el corte de cada una hasta dejarlas con un tamaño no mayor a un centímetro y se procede a una segunda desinfección bajo condiciones asépticas en campana de flujo laminar (Figura 6 c). Posteriormente se establecen en un medio de cultivo semisólido debidamente esterilizado para la inducción de la morfogénesis (Figura 6 d y e). Este medio debe consistir básicamente de las sales de Murashige y Skoog (1962), adicionando al mismo tiamina (0.5 mg L-1), mioinositol (100 mg L-1), fosfato de sodio hidrogenado (170 mg L-1), sulfato de adenina (80 mg L-1), sacarosa (30 g L-1) y agar (2 g L-1), BAP (bencilaminopurina 40 µM) y agua de coco (150 mL L-1). El pH final deberá ser de 5.7.

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Una vez que se desencadena la diferenciación de nuevos brotes se procede a cambiar los explantes con respuesta favorable a un medio de cultivo para la proliferación de los brotes (Figura 6 f). En este caso, el medio de cultivo corresponde al mismo que el de la fase de inducción, excepto que en este caso el medio deberá contener sólo 10 µM de BAP y sin adicionar el agua de coco. Para el alargamiento de los brotes y el enraizamiento de éstos, es recomendable usar el mismo medio de cultivo que el empleado para la inducción de brotes, sólo que en este caso no se aplica el agua de coco y el BAP (Figura 6 g). Al obtener plántulas regeneradas, estas se pasarán a una fase de aclimatación gradual por al menos 15 días, para posteriormente llevarlas a condiciones de campo.

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Figura 6. Establecimiento aséptico y micropropagación de heliconias y Zingiberáceas. a) Rizoma con yema lateral. b) Yema lateral escindida y desinfectada. c) Yema establecida en cultivo in vitro. d) y e) Activación del crecimiento y desarrollo de yemas axilares hasta formación de nuevos brotes. f) Multiplicación de brotes. g) Plántulas con inducción de rizogénesis.

3.2.2. Cultivo de callo meristemático

Con esta metodología, los explantes de puntas de brotes de H. pisttacorum se obtienen de brotes regenerados previamente in vitro. Estos explantes se incuban en el medio MS (Murashige y Skoog, 1962) en condiciones de oscuridad. Después de 60 días en incubación comienza la inducción de callos nodulares en el 100 % de los casos. El medio de cultivo MS, suplementado con 80 µM de 2.4-D, 0.5 g L-1 de carbón activado y 1 g L-1 de caseína hidrolizada. Para evitar el necrosamiento de los callos es necesario subcultivar (seccionar y transferir) en medio fresco antes de 70 días. Para el mantenimiento a largo plazo de los callos y sin que haya

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disminución en el potencial de regeneración, se deben llevar a cabo subcultivos cada 45 días en el medio MS con 2,4-D a 40 µM. Para la regeneración y desarrollo de 38 % de cuerpos protocórmicos se deberá eliminar el 2,4-D del medio de cultivo. Cuando se obtiene plántulas regeneradas, estas se pasarán a una fase de aclimatación gradual por al menos 15 días, para posteriormente llevarlas a condiciones de campo. Se estima que el tiempo total desde el inicio del cultivo hasta el trasplante de plantas es de 10 meses. Es evidente que a pesar de tratarse de la misma especie de heliconia, las relaciones hormonales del medio de cultivo cambian dependiendo del evento morfogénico de que se trate (inducción brotes, multiplicación y enraizamiento). Si bien los protocolos que se tienen para la multiplicación in vitro son efectivos para las especies H. psitacorum (Trópica) y H. stricta (Iris Red); esto no necesariamente son aplicables para la propagación del resto de las especies de heliconias. Debido a lo anterior, la tasa de multiplicación durante la micropropagación in vitro de heliconias dependerá en gran medida de la especie y del genotipo. En otras especies se ha encontrado que la capacidad de un explante para formar nuevas estructuras (morfogénesis) está ligada a ciertos genes que controlan tanto los eventos de organogénesis como los de embriogénesis (Caruso et al., 1986; Koornneef et al.,

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1987; Koornneef et al., 1989). Al respecto Wilkinson y Thompson (1987) y Sheridan (1988), mencionan que la morfogéneis durante el cultivo in vitro está controlada tanto por factores hormonales, como de manera biofísica a través de receptores a nivel de membrana celular. En general, el uso de los métodos de propagación sexual o asexual de heliconias dependerá de los objetivos que se persigan; pero sin duda alguna, cuando estos objetivos son los de propagación masiva de especies comerciales con características sobresalientes, los métodos biotecnológicos de propagación clonal ofrecen grandes ventajas con respecto a los métodos tradicionales. Sin embargo, cuando la tecnología de producción in vitro no está disponible, es indispensable considerar un buen manejo metodológico y sanitario para conseguir tasas elevadas de propagación por los métodos de propagación tradicionales. Como ya se expuso en el presente documento, el éxito en un programa de propagación dependerá del adecuado manejo en campo de la planta donadora, de la correcta extracción y seccionado de los de los rizomas en función de la especie y su estado de desarrollo. De igual manera para la propagación por semilla se deberá asegurar la polinización natural o inducida, para obtener semilla viable.

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Finalmente, este folleto brinda una alternativa tecnológica para atender las demandas del sistema producto ornamentales, ya que actualmente es una de las actividades que ha recobrado importancia en la reconversión productiva. Por tal motivo, esta información es de importancia para asesores técnicos que tienen vínculo directo con el sector productivo.

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4. LITERATURA CITADA Agrotropical. S. A. 2002. Heliconias. http://www.agrotropical.andes.com. Consulta el 1 de marzo del 2004. Berry, F. and Krees, W. J. 1991. Heliconia, an identification guide. Smithsonian Institution Press. Hong Kong. 334p. Broschat, T. K. and Donselman, H. M. 1983. Production and postharvest culture of Heliconia psittacorum flowers in south Florida. Proc. Fla. State Hort. Soc. 96:272-273. Baltazar, B. O., Figueroa R. K. A. 2009. Flores que atrapan tu Mirada. Estudio de vida de florero y comercial de flores ornamentales de la zona centro del estado de Veracruz. Colegio de Postgraduados, México. 80 p. Caruso, J. L., Franco, P. I., Snider, J. A., Pence, V. C., and Hangarter, R. P. 1986. Evidence for a revertant at the La locus in regenerating hypocotyls segments in tomato. Theor Appl. Genet. 72: 240 - 243. De la Piedra C., R., Malo G., E. y Zamarripa C., A. 2001. Efecto de reguladores de crecimiento en la emisión de brotes axilares en antorcha imperial Nicolaia elatior. In: Memorias de la Reunión

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Centros Nacionales de Investigación Disciplinaria, Centros de Investigación Regional y

Campos Experimentales

Sede de Centro de Investigación Regional Centro Nacional de Investigación Disciplinaria Campo Experimental

Comité Editorial del CIRPAS Presidente

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Actualmente realiza estudios de Maestría

Campo Experimental Rosario Izapa Ing. Víctor Hugo Díaz Fuentes

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Programa de Investigación Ingeniería de Riego

Cultivos Industriales Perennes Cultivos Industriales Perennes Plantaciones y Sistemas Agroforestales Oleaginosas Anuales Oleaginosas Anuales Sanidad Forestal y Agrícola Biotecnología Sanidad Forestal y Agrícola Biotecnología Pastizales y Cultivos Forrajeros Cultivos Industriales Perennes Bioenergía Cultivos Industriales Perennes Cultivos Industriales Perennes Plantas Ornamentales Frutales Bioenergía Frutales Frutales Bioenergía Bioenergía

Investigador Alonso Báez Moisés, Dr.

Avendaño Arrazate Carlos Hugo, Dr. Caballero Pérez Juan Francisco, Dr. Díaz Fuentes Víctor Hugo, Ing.

* **Actualmente realiza estudios de doctorado

Gálvez Marroquín Luis Antonio, Ing. Grajales Solís Manuel, M.C. Hernández Gómez Elizabeth, Ing.* Iracheta Donjuan Leobardo, Dr. López Guillen Guillermo, Dr. López Gómez Pablo, Ing.* Maldonado Méndez José de Jesús, M.C. Martínez Bolaños Misael, Dr. Martínez Valencia Biaani Beeu, M.C.** Méndez López Ismael, Dr. Olivera de los Santos Aida, M.C. Ortiz Curiel Simitrio, Ing. Palacio Martínez Víctor, M.C. Reyes Reyes Ana Laura, M.C. Ruiz Cruz Pablo Amín, Ing.* Sandoval Esquivez Alfredo, Dr. Solís Bonilla José Luis, Ing.* Zamarripa Colmenero Alfredo, Dr.

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Las heliconias son plantas de características variables, el color y arreglo de brácteas de sus inflorescencias las ubica dentro de las plantas exóticas; además, su belleza las hace atractivas para los mercados locales, nacionales y extranjeros. Estos mercados generan una demanda creciente de flores de corte, lo que implica contar con métodos adecuados para la propagación de plantas. En esta publicación el lector podrá encontrar los procedimientos utilizados en el INIFAP para la propagación de heliconias. En él se aborda el método de propagación sexual, donde se describe el proceso de polinización hasta la colecta de la semilla. De igual forma se describen detalladamente los métodos asexuales, como la propagación por rizomas y cultivo de tejidos vegetales, desde la selección y cuidado de rizomas, hasta los métodos de propagación de plántulas por organogénesis in vitro. Se espera que la presente obra sea de utilidad no sólo para todo aquel interesado en propagar heliconias a nivel comercial, sino también para los encargados de mejorar y conservar tan valioso recurso.

Esta publicación forma parte del proyecto: ‘‘Rescate, conservación y mejoramiento genético de heliconias nativas del sureste mexicano’’

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