rodrigo rocha latado. 2 principais tÉcnicas de cultura de tecidos vegetais
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RODRIGO ROCHA LATADORODRIGO ROCHA LATADO
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PRINCIPAIS TÉCNICAS DE CULTURA DE TECIDOS
VEGETAIS
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MICROPROPAGAÇÃO DE PLANTAS
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PROPAGAÇÃO DE PLANTAS
• Semente (via sexuada): espécies com poucas sementesespécies sem sementesperda da germinaçãoprogênie heterogênea
• Vegetativa (via assexual)in vivo: estaca, enxertia, borbulha
processo lentopropagação de doençassazonalidadeespaço físico
in vitro: meristema apicalsegmento nodal estímulo a gemas axilares
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MICROPROPAGAÇÃO: propagação clonal de genótipos selecionados, utilizando técnicas de cultura de tecidos, visando a produção de plantas em massa, a um preço competitivo• uso de explantes com meristemas pré-existentes
• meristema apical: dome com células totipotentes divisão constante
não tem conexão com xilema e floema
• ápice meristemático: dome meristemático + primórdios foliares
Vantagens: > número de mudasrapidezrejuvenescimentolivre de doençasespaço físico reduzidosazonalidade
Desvantagens: variação somaclonalcontaminaçãoaclimatizaçãocustoprotocolo
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meristema x ápice meristemático
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MICROPROPAGAÇÃO: descoberta das citocininas descrição do meio MS
EXPLANTES
• ápice meristemático
• segmento nodal: alongamento de ramo com vários nós
• proliferação de gemas axilares: quebra de dominância apical brotos axilares são explantes secundários para próximos ciclos
Principais culturas: Banana, Cana-de-açúcar, Eucalipto, Pinus, Mandioca, Morango, Batata, Plantas ornamentais
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ETAPAS DA MICROPROPAGAÇÃO
Introdução do explante
Indução de brotações
Aclimatizaçãodas plantas
Alongamento, desenvolvimento e enraizamento das plantas in vitro
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Micropropagação de baunilha Micropropagação de mandioca
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MICROPROPAGAÇÃO
Estádio 0: seleção da planta matrizsanidadeestádio fisiológicoestado nutricional
Estádio 1: estabelecimento da cultura asséptica e viávelépoca de retirada do explanteposição do explante na planta matrizbaixa [ ] de citocinina; baixa [ ] de auxina
Estádio 2: multiplicaçãoalta [ ] de citocininanúmeros de subcultivos
Estádio 3: alongamento e enraizamentoácido giberélico, auxinas (IBA, NAA)
Estádio 4: aclimatizaçãocontrole de umidade e luz
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MICROPROPAGAÇÃO
Meio de Cultura Sólido: ágar, gelmelhor aeraçãoabsorção de nutrientes é deficiente
• Meio de Cultura Líquido: estacionário, agitaçãomaior disponibilidade de nutrientesmaior disponibilidade de águaoxigenaçãosuporte: papel de filtro, espuma
• Imersão Temporária: alternância de meio de cultura líquido com ausência de meio de cultura
melhor aeração maior contato com meio de cultura ex. banana (20min. / 2h)
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CULTIVO DE MERISTEMAS PARA LIMPEZA DE VÍRUS
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LIMPEZA DE VÍRUS
Doenças de Plantas: fungos, bactérias, vírustransmitidas na propagação vegetativa
White (1934): vírus estão distribuídos de maneira desuniforme em raiz de fumoredução da concentração em direção à
extremidadeápice radicular livre de vírus
Limasset & Cormet (1949): gradiente de concentração de vírus na parte aérea
Morel & Martin (1952): plantas de dália livres de vírus
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LIMPEZA DE VÍRUS - Sequência
Principais culturas: Cana-de-açúcar, Mandioca, Morango, Batata,
Plantas ornamentais
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LIMPEZA DE VÍRUS - Sequência
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LIMPEZA DE VÍRUS
• termoterapia + cultura do ápice meristemático
ex: vírus do mosaico da cana-de açúcarcultura de meristema: explante 0,3 mmcultura ápice meristemático (1 – 2,5 cm) +
termoterapia (45oC / 8 horas)
• quimioterapia + cultura do ápice meristemáticoincorporação de antivirais no meio de cultura
• Indexação: avaliação da presença do vírusensaios biológicosmicroscopia eletrônicaserologia (ELISA)hibridação com ácido nucleico
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CULTURA DE CALOS
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CULTURA DE CALOS
FASES 1. ASSEPSIA
2. EXPLANTES (discos de folhas, raiz, caule, sementes, etc...)
3. INTRODUÇÃO AO MEIO DE CULTIVO - INDUÇÃO DE CALOS (geralmente meio contendo auxinas)
Calos em citros (meio contendo BAP)
4. DESDIFERENCIAÇÃO CELULAR - retorno das células ao estado meristemático
Depende de: competência e habilidade para responder ao estímulo
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CULTURA DE CALOS
5. SUBCULTIVOS MENSAIS
- mesmo meio de indução
- outros meios
6. DIFERENCIAÇÃO CELULAR- utilizando uma das duas vias,
- Organogênese somática
- Embriogênese somática
7. REGENERAÇÃO DE PLANTAS
8. ACLIMATIZAÇÃO AO MEIO AMBIENTE
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CULTURA DE CÉLULAS EM SUSPENSÃO
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CULTURA DE CÉLULAS EM SUSPENSÃO
FASES
1. EXPLANTES (calos - células meristemáticas, alta taxa de divisão celular)
2. INTRODUÇÃO AO MEIO DE CULTIVO LÍQUIDO - geralmente no mesmo meio de cultivo de calos
3. AGITAÇÃO CONSTANTE (100 rpm) E ESCURO - oxigenação do meio
4. SUBCULTIVOS SEMANAIS OU QUINZENAIS - duplica ou triplica o volume celular em 7 dias
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CULTURA DE CÉLULAS EM SUSPENSÃO
SELEÇÃO in vitro - adição de agentes seletivos: herbicidas, toxinas purificadas, NaCl (sal), alumínio, PEG (seca) e outros
5. ALTA TAXA DE CONTAMINAÇÃO - motivo: meio líquido
6. TRANSFERÊNCIA PARA MEIO SÓLIDO - obtenção de calos
7. REGENERAÇÃO DE PLANTAS
8. ACLIMATIZAÇÃO AO MEIO AMBIENTE
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CULTURA DE CÉLULAS EM SUSPENSÃO
Células Células em meio contendoalta osmolaridade
Células em suspensãoAgitador orbital
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CULTURA DE CÉLULAS HAPLÓIDES
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CULTURA DE CÉLULAS HAPLÓIDES
FASES 1. ASSEPSIA
2. EXPLANTES (anteras (micrósporo), pólen, óvulos, ovários vegetais)
3. INTRODUÇÃO AO MEIO DE CULTIVO (pré-tratamento)
4. INDUÇÃO DE ORGANOGÊNESE OU ÊMBRIOGÊNESE - direta (sem passar pela fase de calos)
- indireta (com passagem pela fase de calos)
Depende de: competência e habilidade para responder ao estímulo
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CULTURA DE PLANTAS HAPLÓIDES
FASES
5. DESENVOLVIMENTO DAS PLANTAS in vitro
- alongamento das plantas - enraizamento - aclimatização
6. OBTENÇÃO DE PLANTAS HAPLÓIDES OU DUPLO-HAPLÓIDES
- duplicação cromossômica natural ou com utilização de drogas antimitóticas
- drogas (colchicina, oryzalina, hidroxiquinolina, etc... )
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CULTURA DE PLANTAS HAPLÓIDES
Flor Anteras Micrósporogerminando
Embriogênesesomática
MultiplicaçãoAclimatização
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CULTURA DE PLANTAS HAPLÓIDES
Flor - Ovário Óvulos Calos
Organogênesesomática
Obtenção de plantasMultiplicação
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CULTURA DE PROTOPLASTOSVEGETAIS
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CULTURA DE PROTOPLASTOS
- Células vegetais isoladas e sem parede celular (removidas por enzimas)
Enzimas Hemicelulases - digerem hemicelulose Celulases - digerem celulose Pectinases - digerem pectinas
- sensíveis a modificação na osmolaridade do meio e a luz
- meio mais concentrado protoplastos perdem água para o meio
- meio mais diluído protoplastos absorvem água do meio
meios geralmente entre 0,4 e 0,8M
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CULTURA DE PROTOPLASTOS
- usam manitol ou sacarose para ajustar a osmolaridade do meio
- A ausência de parede celular possibilita a fusão de protoplastos
- Isolamento, purificação e cultivo de protoplastos utilizando meios contendo a mesma osmolaridade
MEIOSMeios CPW - Cell Protoplast Wash, MS 0,4M e MS 0,4M (2X)
Solução de enzimas 0,4M
Solução de Polietileno glicol a 50%
Agarose tipoVII (baixo ponto de fusão) - 1,2%
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MEIO CPW (para protoplastos vegetais ( Gilmour et al., 1989)
Composição mg/L
1. CaCl2*2H2O 1.4802. MgSO4*7H2O 2463. KNO3 1014. KH2PO4 27,25. KI 0,16
- acrescentar Manitol para o controle da osmolaridade (0,4 M)- ajustar o pH 6,0- esterilizar
SOLUÇÕES ESTOQUE CONC. VOLUME USADO / L
A. CaCl2*2H2O 50x 20 mL/L
B. OUTROS SAIS 100x 10 mL/L
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CULTURA DE PROTOPLASTOS
Material esterilizado
- placas de Petri
- peneiras com poros de 50 m
- tubos 8 ml com tampa
- pipetas Pasteur
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CULTURA DE PROTOPLASTOS
FASES1. EXPLANTES - (folhas, calos, suspensão celular, pétalas, anteras)
2. ISOLAMENTO DOS PROTOPLASTOS - Agitação 50 rpm, escuro, 27o C, durante 8 a 16 h.
3. PURIFICAÇÃO - peneiramento, centrifugação, retirada da solução, lavagem com CPW
4. FUSÃO - adição de PEG ou eletrofusão
5. RETIRADA DO PEG
6. CULTIVO DOS PRODUTOS DA FUSÃO - meio MS 0,4M(2X) e agarose
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CULTURA DE PROTOPLASTOS
Explante Protoplastos Viabilidade deprotoplastos
FusãoFusãoFusão múltipla
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CULTURA DE PROTOPLASTOS
Primeira divisão Microcalo Microcolônia
Calos e embriões somáticos
Embrião somáticoEmbrião
germinando
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CULTURA DE PROTOPLASTOS
Plantasin vitro
Placa com embriões germinando
Desenvolvimento das plantase enraizamento
Aclimatização ao meio ambiente