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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE INGENIERÍA QUÍMICA
CARRERA DE INGENIERÍA QUÍMICA
OBTENCIÓN DE QUERATINA A PARTIR DE CABELLO HUMANO PARA LA
FORMULACIÓN DE UN PRODUCTO COSMÉTICO
TRABAJO DE TITULACIÓN, MODALIDAD PROYECTO DE INVESTIGACIÓN PARA
LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE INGENIERO QUÍMICO
AUTOR: OSCAR ALEXANDER SUÁREZ GONZAGA
TUTOR: DR. ULLRICH RAINER STAHL, Ph.D
QUITO
2017
ii
© DERECHOS DE AUTOR
Yo, OSCAR ALEXANDER SUÁREZ GONZAGA en calidad de autor del trabajo de
titulación, modalidad proyecto de investigación: OBTENCIÓN DE QUERATINA A
PARTIR DE CABELLO HUMANO PARA LA FORMULACIÓN DE UN PRODUCTO
COSMÉTICO, autorizo a la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR hacer uso de
todos los contenidos que me pertenecen o parte de los que contiene esta obra, con
fines estrictamente académicos o de investigación.
Los derechos que como autor me corresponden, con excepción de la presente
autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los
artículos 5, 6, 8; 19 y demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su
Reglamento.
Asimismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la
digitalización y publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual, de
conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.
En la ciudad de Quito, a los 18 días del mes de mayo del 2017.
----------------------------------------
Oscar Alexander Suárez Gonzaga
C.C. 1723433817
iii
APROBACIÓN DEL TUTOR
Yo, DR. ULLRICH STAHL en calidad de tutor del trabajo de titulación modalidad
proyecto de investigación, titulado “OBTENCIÓN DE QUERATINA A PARTIR DE
CABELLO HUMANO PARA LA FORMULACIÓN DE UN PRODUCTO COSMÉTICO”,
elaborado por el estudiante OSCAR ALEXANDER SUÁREZ GONZAGA de la carrera
de Ingeniería Química, Facultad de INGENIERÍA QUÍMICA de la Universidad Central
del Ecuador, considero que el mismo reúne los requisitos y méritos necesarios en el
campo metodológico y en el campo epistemológico, para ser sometido a la evolución
por parte del jurado examinador que se designe, por lo que lo APRUEBO, a fin de que
el trabajo investigativo sea habilitado para continuar con el proceso de titulación
determinado por la Universidad Central del Ecuador.
En la ciudad de Quito, a los 18 días del mes de mayo del 2017.
------------------------------------------------------------
Dr. Ullrich Stahl
PROFESOR TUTOR
iv
DEDICATORIA
A mi madre Nancy por estar siempre
pendiente de todos mis pasos,
alentándome en las caídas y
motivándome siempre. A mi padre Oscar
que, desde el cielo, sé que guía mi
camino y sigue pendiente de mí. A mis
hermanos Paola y Alex por su ayuda
constante en este largo camino.
v
AGRADECIMIENTOS
A la Facultad de Ingeniería Química de la Universidad Central del Ecuador, por ser mi
centro de formación profesional, que me ha ayudado proporcionándome
conocimientos en todos estos años de carrera.
Al Doctor Ullrich Stahl, tutor de mi trabajo de grado, que me supo guiar y proporcionar
conocimientos que me permitieron realizar de la mejor manera este trabajo.
A la Doctora Magdalena Díaz y al Doctor Pablo Araujo por sus consejos aportados en
la culminación de este trabajo y a todos los profesores de la Facultad de Ingeniería
Química que, con su mejor esfuerzo, se encargan de impartir conocimiento para la
formación de nuevos profesionales.
A mis amigos Patricio, Edison, Ramiro y Marlon, que estuvieron conmigo todo este
tiempo recorriendo el mismo camino, y que siempre supieron apoyarme en los malos
momentos, solo ellos saben el verdadero esfuerzo y sacrificio que se emplea en
alcanzar esta meta.
Y a todos quienes de forma directa o indirecta colaboraron para que esta investigación
culmine exitosamente.
vi
CONTENIDO
Pág.
LISTA DE TABLAS ........................................................................................................... ix
LISTA DE FIGURAS ......................................................................................................... xi
LISTA DE ANEXOS ......................................................................................................... xii
RESUMEN ...................................................................................................................... xiii
ABSTRACT ..................................................................................................................... xiv
INTRODUCCIÓN .............................................................................................................. 1
1. MARCO TEORICO ................................................................................................... 3
1.1. Cabello humano .................................................................................................... 3
1.1.1. Composición química ........................................................................................... 4
1.3. Clasificación de la Queratina ................................................................................ 6
1.3.1. β-Queratina ........................................................................................................... 6
1.3.2. α-Queratina ........................................................................................................... 7
1.4. Modificaciones químicas del cabello .................................................................... 8
1.4.1 Cabello inalterado (virgen). .................................................................................. 9
1.4.2. Cabello modificado químicamente ....................................................................... 9
1.4.3. Decoloración del cabello ...................................................................................... 9
1.5. Métodos de extracción de queratina de cabello humano .................................. 10
1.5.1. Métodos basados en oxidación. ......................................................................... 11
1.5.2. Métodos basados en reducción ......................................................................... 11
2. MARCO EXPERIMENTAL ...................................................................................... 14
2.1. Proceso Experimental......................................................................................... 14
2.1.1. Tratamiento de la materia Prima ........................................................................ 14
2.1.2. Obtención de queratina ...................................................................................... 14
2.1.3. Caracterización física y química del hidrolizado de queratina........................... 14
2.1.4. Análisis de costos ............................................................................................... 14
2.1.5. Formulación de un producto cosmético ............................................................. 15
vii
2.2. Diseño Experimental ........................................................................................... 15
2.3. Materiales y Equipos .......................................................................................... 17
2.4. Sustancias y reactivos ........................................................................................ 18
2.5. Procedimiento ..................................................................................................... 19
2.5.1. Obtención de Queratina ..................................................................................... 19
2.5.2. Materia Prima ...................................................................................................... 19
2.5.3. Lavado y secado ................................................................................................. 19
2.5.4. Hidrólisis con Sulfuro de sodio ........................................................................... 19
2.5.5. Proceso de hidrólisis inverso .............................................................................. 19
2.5.6. Caracterización del hidrolizado de queratina obtenido ...................................... 20
2.5.6.1. Cuantificación de Proteína ................................................................................ 20
2.5.6.2. Determinación de la densidad .......................................................................... 21
2.5.6.3. Determinación del porcentaje de sólidos .......................................................... 22
2.5.6.4. Determinación de la viscosidad ........................................................................ 23
2.5.6.5. Análisis Elemental ............................................................................................. 23
2.5.6.6. Determinación de color y olor del hidrolizado ................................................... 24
2.5.7. Formulación de un acondicionador para el cabello ........................................... 24
2.5.7.1. Controles Organolépticos .................................................................................. 25
2.5.7.2. Controles fisicoquímicos ................................................................................... 25
2.5.7.3. Análisis Microbiológico ...................................................................................... 26
3. DATOS EXPERIMENTALES .................................................................................. 28
3.1. Valores de absorción de las 27 soluciones de queratina obtenidas ................. 28
3.2. Datos obtenidos para la determinación de porcentaje de sólidos. .................... 29
3.3. Determinación de la densidad ............................................................................ 30
3.4. Densidad y viscosidad del agua a diferentes temperaturas .............................. 31
3.5. Determinación de la viscosidad .......................................................................... 31
4. CÁLCULOS ............................................................................................................. 32
4.1. Caracterización de la queratina obtenida........................................................... 32
4.1.1. Cuantificación de proteínas totales .................................................................... 32
4.1.2 Densidad ............................................................................................................. 33
4.1.3. Viscosidad ........................................................................................................... 33
4.1.4. Porcentaje de sólidos ......................................................................................... 34
4.2. Análisis Estadístico ............................................................................................. 34
4.3. Determinación del costo de queratina producido en el laboratorio ................... 38
viii
4.3.1. Costos directos ................................................................................................... 38
4.3.2. Costos Indirectos ................................................................................................ 41
4.3.3. Costo del hidrolizado de queratina a partir de cabello humano. ....................... 41
4.3.4. Costo de la queratina comercial. ........................................................................ 42
4.4. Determinación del costo del acondicionador capilar producido ........................ 43
4.4.1. Costos Directos................................................................................................... 43
4.4.2. Costos Indirectos.. .............................................................................................. 44
4.4.3. Cálculo del costo total......................................................................................... 44
4.4.4. Costo de acondicionador comercial ................................................................... 45
5. RESULTADOS ........................................................................................................ 46
5.1. Procedimiento realizado para la obtención de queratina .................................. 46
5.2. Cuantificación de proteínas ................................................................................ 47
5.3. Densidad de los hidrolizados de queratina obtenidos ....................................... 48
5.4. Viscosidad de las soluciones de Queratina ....................................................... 49
5.5. Porcentaje de sólidos de las soluciones de Queratina ...................................... 50
5.6. Análisis Estadístico para la obtención de queratina .......................................... 51
5.7. Mejores condiciones ........................................................................................... 53
5.8. Análisis elemental ............................................................................................... 53
5.9. Resultados caracterización de queratina ........................................................... 54
5.10. Caracterización de acondicionador capilar ........................................................ 54
5.11. Análisis de costos ............................................................................................... 55
6. DISCUSIÓN ............................................................................................................ 56
7. CONCLUSIONES.................................................................................................... 61
8. RECOMENDACIONES ........................................................................................... 62
CITAS BIBLIOGRÁFICAS .............................................................................................. 63
BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................... 66
ANEXOS ......................................................................................................................... 68
ix
LISTA DE TABLAS
Pág.
Tabla 1. Especies químicas presentes en el cabello humano ........................................ 4
Tabla 2. Procedencia de distintos tipos de queratina ..................................................... 8
Tabla 3. Aminoácidos presentes en el cabello inalterado ............................................... 9
Tabla 4. Métodos de extracción de queratina ................................................................ 11
Tabla 5. Variables del diseño experimental ................................................................... 16
Tabla 6. Codificación de las 27 unidades experimentales ............................................ 16
Tabla 7. Datos para la construcción de la curva de calibración .................................... 21
Tabla 8. Fórmula para acondicionador capilar con queratina ....................................... 24
Tabla 9. Valores de absorbancia de los hidrolizados de queratina ............................... 28
Tabla 10. Masas para la determinación del porcentaje de sólidos ............................... 29
Tabla 11. Valores para la determinación de la densidad .............................................. 30
Tabla 12. Densidad y viscosidad del agua a diferentes temperaturas.......................... 31
Tabla 13. Datos para cálculo de viscosidad a 19oC ...................................................... 31
Tabla 14. Codificación de factores para el diseño estadístico ...................................... 34
Tabla 15. ANOVA para diseño estadístico factorial 3k .................................................. 36
Tabla 16. Costo de materia prima para la obtención de queratina en el laboratorio .... 38
Tabla 17. Potencia, tiempo de uso, consumo y costo de la energía utilizada por los
equipos ........................................................................................................................... 39
Tabla 18. Costo de insumos para la obtención del hidrolizado de queratina en el
laboratorio ....................................................................................................................... 40
Tabla 19. Costos de mano de obra directa para obtención de queratina en laboratorio
........................................................................................................................................ 40
Tabla 20. Amortización del costo de los equipos utilizados .......................................... 41
Tabla 21. Costo de materia prima .................................................................................. 43
Tabla 22. Costo mano de obra directa ........................................................................... 43
Tabla 23. Costo de la energía utilizada para la elaboración de acondicionador .......... 44
Tabla 24. Costo de Insumos .......................................................................................... 44
Tabla 25. Amortización ................................................................................................... 44
x
Tabla 26. Concentración y cantidad de proteína presentes en los hidrolizados de
queratina ......................................................................................................................... 47
Tabla 27. Densidad de hidrolizados de queratina obtenidos ........................................ 48
Tabla 28. Viscosidad de hidrolizados de queratina obtenidos ...................................... 49
Tabla 29. Porcentaje de sólidos de los hidrolizados de queratina obtenidos ............... 50
Tabla 30. ANOVA para la obtención de queratina ........................................................ 51
Tabla 31. Resultados condiciones óptimas para la obtención de queratina ................. 53
Tabla 32. Análisis elemental de hidrolizado de queratina y solución de caseína
estándar .......................................................................................................................... 53
Tabla 33. Caracterización del hidrolizado de queratina obtenido ................................. 54
Tabla 34. Caracterización del acondicionador capilar obtenido .................................... 54
Tabla 35. Análisis económico de hidrolizado de queratina y acondicionador capilar
obtenidos. ....................................................................................................................... 55
xi
LISTA DE FIGURAS
Pág.
Figura 1. Estructura de la fibra capilar ............................................................................. 3
Figura 2. Estructura de un aminoácido ............................................................................ 5
Figura 3. Esquema de los tipos de enlaces presentes en la queratina........................... 5
Figura 4. Lamina de β-queratina A) Estructura Paralela B) Estructura Antiparalela ...... 6
Figura 5. Formación de filamento de α -queratina ........................................................... 7
Figura 6. Estructura de Dehidroalanina ......................................................................... 13
Figura 7. Estructura de la Lantionina ............................................................................. 13
Figura 8. Estructura de Lisinoalanina ............................................................................ 13
Figura 9. Diagrama de Flujo del proceso de obtención de queratina ........................... 15
Figura 10. Diseño Experimental ..................................................................................... 17
Figura 11. Viscosímetro de Ostwald .............................................................................. 23
Figura 12. Curva de calibración para cuantificación de proteínas totales .................... 32
Figura 13. Cálculos en STATGRAPHICS ...................................................................... 37
Figura 14. Diagrama de flujo del procedimiento realizado para la obtención de
queratina ......................................................................................................................... 46
Figura 15. Efectos principales para concentración de proteína .................................... 52
Figura 16. Efecto de la concentración de Na2S en la concentración de proteína ........ 52
Figura 17. Condiciones óptimas para la obtención de queratina .................................. 53
xii
LISTA DE ANEXOS
Pág.
ANEXO A. Proceso de obtención de Queratina ........................................................... 69
ANEXO B. Caracterización del Hidrolizado de Queratina obtenido ............................. 72
ANEXO C. Formulación de acondicionador capilar con queratina .............................. 73
ANEXO D. Caracterización del acondicionador capilar formulado .............................. 74
ANEXO E. Ficha técnica de hidrolizado de Queratina ................................................. 77
xiii
OBTENCIÓN DE QUERATINA A PARTIR DE CABELLO HUMANO PARA LA
FORMULACIÓN DE UN PRODUCTO COSMÉTICO
RESUMEN
Obtención de un hidrolizado de queratina mediante hidrólisis alcalina de residuos de
cabello humano, procedentes de salones de belleza y posterior uso del mismo en la
formulación de un acondicionador capilar.
Se inició la experimentación con el pretratamiento de la materia prima mediante
lavado, secado y reducción de tamaño a 1 cm. Luego se realizó el proceso de
hidrólisis a una temperatura constante de 40°C durante cuatro horas, utilizando sulfuro
de sodio. Se evaluó la concentración de proteína del hidrolizado en función de las
variables, concentración de sulfuro de sodio: 0,1M, 0,3M y 0,5M y volumen de
peróxido de hidrógeno al 30%: 1; 2,5 y 4 mL.
Se realizó el análisis ANOVA y con el software Statgraphics se determinaron las
mejores condiciones del proceso, las cuales fueron: 0,45M de sulfuro de sodio y 3,08
mL de peróxido de hidrógeno. El hidrolizado de queratina obtenido tiene una
concentración aproximada de proteína de 7,53 mg/mL.
La caracterización física del hidrolizado de queratina determinó que cumple con las
especificaciones técnicas y se lo usó como aditivo cosmético en la formulación de un
acondicionador, cuyo análisis microbiológico evidenció que no existe la presencia de
microorganismos que puedan afectar a la salud humana.
PALABRAS CLAVE: / HIDROLIZADO DE QUERATINA/ CABELLO HUMANO/
HIDRÓLISIS ALCALINA/ ACONDICIONADOR CAPILAR/ PRODUCTOS
COSMÉTICOS/
xiv
OBTAINING KERATIN FROM HUMAN HAIR FOR THE FORMULATION OF A
COSMETIC PRODUCT
ABSTRACT
A keratin hydrolyzate was obtained by via alkaline hydrolysis of human hair residues
from beauty salons. The resulting hydrolyzate was then added to a self developed hair
conditioner formulation.
Experimentation initiated with the pretreatment of the raw material, namely, washing,
drying and size reduction to approximately 1 cm. The hydrolysis process was then
carried out at a constant temperature of 40°C for 4 hours using sodium sulfide. The
protein concentration of the hydrolyzate was evaluated as a function of the variables
concentration of 0,1M; 0,3M and 0,5M sodium sulfide; and 1 mL; 2,5 mL and 4 mL of
30% hydrogen peroxide volumes.
An ANOVA analysis was carried out and with the STATGRAPHICS software the best
conditions for the process were determined. The results were: 0,45M sodium sulfide
with 3,08 mL of hydrogen peroxide. The keratin hidrolyzate obtained had a protein
concentration of approximately 7,53 mg/mL.
The physical characterization of the keratin hidrolyzate determined that it meets with
the technical specifications and was used as a cosmetic additive for the preparation of
a hair conditioner. The formulated capillary conditioner was subjected to a
microbiological analysis, determining that there was no presence of microorganisms
that could affect health.
KEYWORDS: /KERATIN HIDROLIZATE / HUMAN HAIR / ALKALINE HYDROLYSIS /
HAIR CONDITIONER/ COSMETICS PRODUCTS/
1
INTRODUCCIÓN
El cabello humano actualmente es considerado un desecho fácilmente disponible, que
va en aumento debido al incremento de la población mundial. Se compone de
extensas cadenas de proteínas de las cuales la más abundante es la queratina.
La queratina es una proteína que ha ido tomando popularidad en los últimos tiempos.
Se la conoce más ampliamente en la industria cosmética. Se le atribuyen varias
propiedades al ser aplicada sobre el cabello, como brillo, elasticidad y resistencia.
También tiene aplicaciones en otras industrias como la agrícola, alimenticia y textil.
En el Ecuador, el cabello humano de determinada calidad se emplea únicamente para
la elaboración de extensiones, los residuos de cabello producidos por centros de
belleza no son aprovechados. Nuestro país ha importado queratina cosmética:
823.035 toneladas en 1999 a 2’121.009 toneladas en el 2011, que proviene de países
como Brasil, México, Colombia y Argentina, habiendo invertido aproximadamente 73
millones de dólares. En el 2014 las importaciones de cosméticos se redujeron un 35%,
pero la sustitución de importaciones en materias primas para este sector aún es
mínima. Hasta el momento el 90% (de materias primas) es importado, y hay muy poca
producción nacional.
Se han encontrado investigaciones de métodos de obtención de queratina a partir de
residuos agroindustriales como lo son las plumas de pollo, pero no existen reportes del
aprovechamiento de residuos de cabello humano, para obtener esta misma proteína.
Basado en estas evidencias, así es como nace, la necesidad de aprovechar de mejor
manera los residuos de cabello, para producir un hidrolizado de queratina y de esta
manera reducir la obligación de importación de esta materia prima para la elaboración
de distintos productos cosméticos.
El presente trabajo propone desarrollar un procedimiento a escala de laboratorio para
obtener queratina hidrolizada de residuos de cabello humano provenientes de centros
de belleza, mediante reacciones de hidrólisis con sulfuro de sodio. Cuantificar la
2
proteína total presente en el hidrolizado mediante espectrofotometría UV-Vis y analizar
los costos del hidrolizado obtenido con un hidrolizado de queratina comercial.
Posteriormente se formuló un acondicionador capilar, utilizando como aditivo el
hidrolizado de queratina obtenido.
Para la caracterización del hidrolizado obtenido se evaluaron algunas propiedades
físicas y químicas como: densidad, viscosidad, color, olor y pH. Para este trabajo se
recolectó la muestra de residuos de cabello sin distinción entre edad, sexo o grupo
étnico.
Para realizar el tratamiento estadístico de los datos obtenidos se utilizó el programa
STATGRAPHICS CENTURION en el cual se analizaron las variables: Sulfuro de sodio
y peróxido de hidrógeno con el objetivo de conocer la variable de más relevancia en
experimentación.
Para la elaboración del acondicionador se partió de una formulación base y se
realizaron ensayos físicos y químicos, para determinar si este producto cumple con los
requisitos establecidos de elaboración de cosméticos y se comprobó que no contiene
microorganismos que puedan afectar a la salud.
Como resultado de este trabajo de investigación, se concluyó que se puede obtener un
hidrolizado de queratina a partir de residuos de cabello humano mediante hidrólisis
alcalina y éste puede ser utilizado como aditivo para la formulación de un
acondicionador capilar y distintos productos cosméticos.
3
1. MARCO TEORICO
1.1. Cabello humano
El cabello es una fibra natural rica en la proteína queratina. Las funciones principales
de ésta fibra son conservar el calor del cuero cabelludo y protegerlo de todo factor
externo que pueda provocarle lesiones. Se forma en el folículo de la hipodermis y está
situado en distintas partes de la piel humana (Wilkinson y Moore, 1990).
Como se muestra la figura 1 una fibra de cabello está compuesta por:
Figura 1. Estructura de la fibra capilar (Bhushan, 2010, p.2)
La médula. Es la parte que se encuentra en el centro del cabello. Está formada por
células esponjosas y semiblandas separadas entre sí. Nutre y mantiene la humedad
del cabello. Se pueden dar casos en los que el cabello no presenta medula; esto se
ve en cabellos muy finos, en cabellos de personas mayores o de niños. Su
presencia no es significativa, su ausencia no altera las propiedades del cabello
(Palma, 2007, p.41).
Cortex. Es la parte más extensa de la fibra capilar y ocupa el 70% de su superficie.
Se encuentra entre la cutícula y la médula, le da al cabello elasticidad, fuerza y la
capacidad de recuperar su forma original después de deformarse. Aquí se
encuentra el pigmento responsable de dar color al cabello, la melanina.
4
Cutícula. Es la capa externa que proporciona protección a la fibra capilar,
cuidándola de fuerzas de orden físico y químico que pueden dañar con rapidez el
cabello. Está formada de entre 5 y 10 capas de células muertas, también conocidas
como escamas cuticulares. Protege al cortex y su integridad, provee de brillo al
cabello además de facilidad de deslizamiento cuando se cepilla (Milady,2015,
p.226). La porosidad de la fibra capilar depende de la cutícula. Esto determina
cuanta humedad puede entrar o salir del cabello. Los factores externos, tales como
la exposición ambiental, tratamientos de calor y procesos químicos pueden afectar
esta porosidad. Así, un cabello con baja porosidad tiene una cutícula fuertemente
unida y repele la humedad. Mientras que un cabello con una alta porosidad tiene
una cutícula debilitada, lo que provoca que penetre o se pierda demasiada
humedad (Carrillo, 2003, p.108).
1.1.1. Composición química. “La mayor parte del cabello está constituido por una
sustancia proteica insoluble denominada queratina, la cual se forma como producto
final del proceso de queratinización que tiene lugar en el folículo”. (Wilkinson y Moore,
1990, p.449).
La queratina es una proteína que constituye entre el 65 y 95% en masa del peso total
del cabello humano, dependiendo del nivel de hidratación de éste. La forma del cabello
depende totalmente de los enlaces disulfuro presentes en la queratina. Su contenido
de aminoácidos puede variar, dependiendo si se trata de un cabello inalterado o de un
cabello que ha sido sometido a tratamientos de blanqueo, tinturado, alisado, etc
(Robbins, 2002, p.63). La tabla 1 muestra las especies químicas presentes en el
cabello humano.
Tabla 1. Especies químicas presentes en el cabello humano (Bharat Bhushan,
2010, p.3)
5
1.2. Queratina
La queratina es una proteína fibrosa presente en todos los vertebrados, se presenta en
forma de microfibrillas y está compuesta por aminoácidos ricos en azufre (Gupta,
Kamarudin, Kee, & Yunus, 2012, p.735).
Las proteínas fibrosas están constituidas de cadenas de polipéptidos orientadas lado a
lado en filamentos largos. Debido a que estas proteínas son resistentes e insolubles
en agua, se utilizan en la naturaleza para formar materiales estructurales como: uñas,
cuernos, pezuñas, picos, garras entre otros (McMurry, 2012, p.1038). La queratina,
como otras proteínas, está compuesta por aminoácidos, sustancias cuya fórmula
general se muestra en la figura 2:
Figura 2. Estructura de un aminoácido
Se conocen aproximadamente veinticinco aminoácidos diferentes que forman las
proteínas y, de éstos, dieciocho se encuentran en cantidades mesurables en la
queratina. La queratina muestra características exclusivas como proteína debido a la
presencia de diferentes enlaces los cuales se muestran en la figura 3:
Figura 3. Esquema de los tipos de enlaces presentes en la queratina (Bharat
Bhushan, 2010)
6
Puentes de Hidrógeno: Los puentes de hidrógeno se forman por interacción del
grupo NH con un grupo CO adecuadamente situado.
Enlaces Salinos: Como algunas de las cadenas laterales del polipéptido contienen
grupos ácidos (COO-) y otras contienen grupos básicos (NH3+), existe la posibilidad
de formación de sales entre ellas, si los grupos están favorablemente colocados.
Enlaces Disulfuro: La extrema solidez y la insolubilidad de la queratina se atribuye
a su contenido de cistina. Este dímero contiene dos grupos amino y dos grupos
carboxílicos; así pueden incorporarse a dos cadenas polipéptidas que están
enlazadas juntas por un enlace disulfuro (Wilkinson y Moore, 1990, p.450).
1.3. Clasificación de la Queratina
En la naturaleza se encuentran dos tipos de queratinas, la β-queratina y la α-queratina,
las cuales muestran una alta resistencia mecánica y térmica.
1.3.1. β-Queratina. La β-queratina no presenta cisteína. Por lo tanto, contiene pocos
entrecruzamientos a través de puentes disulfuro (cistina). La β-queratina es una
estructura laminar plegada que constituye el componente principal de los tejidos
aviares y reptiles, como las plumas, las garras y los picos de las aves (Navarro, 1992).
Esta conformación beta de la queratina se presenta en dos configuraciones: una
estructura paralela y una estructura antiparalela como se observa en la figura 4.
Figura 4. Lamina de β-queratina A) Estructura Paralela B) Estructura Antiparalela
(Kajava, Squire, & Parry, 2006, p.2)
7
La forma paralela consiste de cadenas proteicas que corren en la misma dirección
(desde el terminal N al terminal C); la antiparalela consiste de cadenas que corren en
direcciones opuestas. En estas estructuras cada sección se mantiene enlazada
mediante puentes de hidrógeno.
En la formación del filamento de β-queratina, la región central de una cadena de
polipéptidos se pliega para formar cuatro hebras β laterales, que después se enlazan
mediante puentes de hidrogeno, dando como resultado una lámina plegada.
Posteriormente, la lámina se distorsiona para quedar en una superficie helicoidal. Dos
láminas plegadas se superponen y se desplazan en direcciones opuestas, formando el
filamento (B. Wang, Yang, McKittrick, & Meyers, 2015, p.9).
1.3.2. α-Queratina. La α- queratina se caracteriza por tener la presencia de cisteína,
un aminoácido que forma puentes disulfuro, lo que proporciona rigidez y resistencia a
este tipo de proteína.
La estructura primaria de la α-queratina se encuentra plegada sobre sí misma
adquiriendo tres dimensiones, con lo que se observa una estructura secundaria
llamada así proteína α-hélice. La α-queratina del cabello y de la lana consta de largas
α-hélices dextrógiras. La formación del filamento de queratina se observa en la figura 5
Figura 5. Formación de filamento de α -queratina
El enrollamiento de 2 α-hélices da lugar a un helicoide enrollado levógiro. La
asociación de 2 helicoides enrollados da lugar a un protofilamento y 4 protofilamentos
8
forman una protofibrilla y 4 protofibrillas finalmente forman una hebra de queratina
(Vílchez, 2005).
En el cabello humano, existen dos subtipos de α-queratina, queratina tipo I (ácida) y
queratina tipo II (básica), interactúan entre sí y forman una hélice heterodímera zurda.
Dos dímeros se combinan entonces en anti-paralelo para formar un tetrámero
derecho. Estos procesos jerárquicos se producen hasta la consiguiente transformación
en filamentos intermedios de bobina helicoidal (Lee et al., 2014, p.256). Estos dos
tipos de queratina presentadas forman parte de distintos tipos de materiales.
A continuación, en la tabla 2, se presentan algunos ejemplos:
Tabla 2. Procedencia de distintos tipos de queratina (B. Wang et al., 2015, p.141)
Tipo de queratina Donde se encuentra
α-queratina Lana, cabello, uñas, cuernos, pezuñas,
estrato córneo
β –queratina Plumas, picos y garras de aves, garras y
escamas reptilianas
α-y β-queratina Epidermis de reptil, escamas de
pangolín
Además, existen otros tipos de clasificaciones que se han reportado. En términos de
biosíntesis y de cantidad de enlaces disulfuro, las queratinas pueden clasificarse como
queratinas blandas y queratinas duras.
Generalmente, las queratinas duras son distinguidas por su alto contenido de cisteína,
bajo contenido de glicina, y poseen una durabilidad estructural y fuerza, mientras que
las queratinas blandas son débilmente consolidadas y poseen una menor cantidad de
azufre que entrelaza las fibras (B. Wang et al., 2015).
1.4. Modificaciones químicas del cabello
El cabello puede sufrir alteraciones en su composición, dependiendo del tipo de
tratamiento al que sea sometido. La decoloración es uno de los procesos comúnmente
más usados cuando se desea cambiar de tono al cabello natural.
9
Teniendo esto en cuenta, se pueden distinguir dos tipos de cabellos:
1.4.1 Cabello inalterado (virgen). Este tipo de cabello nunca ha sido expuesto a
tratamientos químicos para modificar su forma o su color, conserva sus propiedades
naturales y generalmente es usado en la elaboración de extensiones de cabello o
pelucas. Se han identificado 21 aminoácidos en el cabello humano inalterado. Estos
aminoácidos se presentan en la tabla 3 (Robbins, 2013, p.68).
Tabla 3. Aminoácidos presentes en el cabello inalterado
Aminoácidos
1. Ácido aspártico 12. Leucina
2. Treonina 13. Tirosina
3. Serina 14. Fenilalanina
4. Ácido glutámico 15. Ácido cisteico
5. Prolina 16. Lisina
6. Glicina 17. Histidina
7. Alanina 18. Arginina
8. Semi-cistina 19. Cisteína
9. Valina 20. Triptófano
11. Isoleucina 21. Citrulina
1.4.2. Cabello modificado químicamente. Este tipo de cabello es tratado
químicamente en procesos como: decoloración, permanentes, tintes, alisados u
ondulados, con el fin de cambiar la forma o el color del cabello natural. Como
consecuencia del tratamiento, en el cabello existe la presencia de derivados de
aminoácidos como el ácido cisteico, también en el caso de ondulaciones o
blanqueamiento se ha reportado una reducción en el contenido de cistina (Robbins,
2013, p.74).
1.4.3. Decoloración del cabello. En el proceso de decoloración del cabello
interviene un agente oxidante, el cual es el encargado de oxidar los pigmentos
responsables del color. Existen dos pigmentos la eumelanina responsable de las
coloraciones oscuras, del marrón al negro y la feomelanina que provoca coloraciones
claras, del amarrillo al marrón rojizo provocando la aclaración del tono natural del
cabello. El peróxido de hidrógeno es el principal agente oxidante usado en
10
composiciones, cuyo fin es decolorar el cabello. Es usado junto con sales de persulfato
que actúan como aceleradores y con hidróxido de amonio que permite abrir la cutícula
de la fibra capilar, lo que facilita el proceso de oxidación.
El pH de estos sistemas es generalmente de 9 a 12 y se usan estabilizantes para
disminuir la velocidad de descomposición del peróxido. El peróxido penetra en la fibra
capilar, reaccionando más rápido con el pigmento del cabello llamado melanina que
con las proteínas. Sin embargo, debido a que el cabello contiene un gran porcentaje
de agrupaciones oxidables, también ocurre la degradación de las proteínas en este
proceso.
Se ha demostrado que del 15 al 25% de los enlaces disulfuro del cabello humano se
degradan durante el blanqueo normal. Sin embargo, hasta un 45% de los enlaces de
cistina pueden romperse. Esta última cantidad de daño puede ocurrir mientras se
blanquea el pelo de un tono negro a rubio claro.
El ácido sulfónico es el principal producto final establecido de la ruptura oxidativa del
enlace disulfuro en el proceso de decoloración del cabello humano. Los productos de
oxidación intermedios de la cistina (es decir, el monóxido disulfuro, dióxido, trióxido y
tetróxido) no existen como productos finales significativos. Sin embargo, se han
presentado pruebas que demuestran bajos niveles de óxidos de cistina en cabello
blanqueado (Robbins, 2013, p.153).
1.5. Métodos de extracción de queratina de cabello humano
La solubilización de la queratina con alto contenido de cistina a partir del cabello
requiere condiciones duras y procesos adicionales para estabilizar las moléculas de
queratina. La ruptura de los enlaces disulfuro para permitir la extracción de queratina
del cabello, sin romper los enlaces peptídicos, ha sido una preocupación principal para
estos procesos. Los reactivos empleados y las condiciones de extracción
generalmente utilizadas se presentan a continuación en la tabla 4.
11
Tabla 4. Métodos de extracción de queratina (Lee et al., 2014, p.258)
Método Reactivos /condición
Derivado de disulfuro en
queratina después de la extracción
Fracciones de queratina extraídas
0,125 M Sulfuro de sodio / 40°C por 4h
Grupo sulfhidrilo α-queratina (45 y 50 kilodalton) y dímero
Basado en
reducción
1M Acido tioglicólico (pH 10.2) / 12h
Grupo sulfhidrilo α-queratina (43 y 64 kDa), dímeros (arriba de 100 KDa)
25mM Tris-HCl, 2,6 M tiourea, 5M urea y 5% 2-mercaptoetanol (pH 8.5) / 50°C por 1-3 días
Grupo sulfhidrilo (-SH)
α-queratina (40-60 kDa), dímeros o multímeros (110-115 y 125-135 kDa)
Basado en
oxidación
2% Ácido Peracético / 37°C por 12h
Ácido Sulfónico (-SO3H)
α-queratina (40-60 kDa), dímeros o multímeros (60-160 kDa)
1.5.1. Métodos basados en oxidación. En la extracción de queratina basada en la
oxidación, se han utilizado varios agentes oxidantes tales como el ácido peracético o
ácido perfórmico para oxidar los enlaces disulfuro a derivados de ácido sulfónico,
dando como resultado una forma oxidada de queratina designada como queratosa. De
experimentos realizados tratando lana con ácido peracético se ha reportado una
ruptura frecuente de los enlaces peptídicos, las proteínas de la queratina fueron
parcialmente oxidadas y los grupos sulfhidrilos no modificados permanecieron
inalterados. Mientras que al emplear ácido perfórmico para oxidar las fibras de
queratina apenas se produjo una ruptura de enlaces peptídicos, obteniéndose un
mayor rendimiento de queratina.
1.5.2. Métodos basados en reducción. En estos métodos ocurre un rompimiento de
los enlaces disulfuro de la molécula de queratina y se reducen para convertirse en
grupos sulfhidrilo mediante una hidrólisis alcalina, llegándose a obtener una forma
reducida de queratina.
Los reactivos generalmente utilizados para reducir los enlaces disulfuro son el Sulfuro
de sodio, 2-mercaptoetanol y ácido tioglicólico. En general, los enlaces disulfuro se
hidrolizan fácilmente a un pH alto en presencia de iones hidróxido, pero las
condiciones alcalinas severas también dan lugar a la destrucción de las cadenas
peptídicas. La queratina obtenida por ese método, es inestable y vulnerable a oxidarse
12
en ambientes de pH normales a ambientes ligeramente ácidos debido a la alta
reactividad de los grupos sulfhidrilo (Lee et al., 2014, p.258).
1.5.2.1. Hidrólisis con sulfuro de sodio. El proceso de endurecimiento final en la
queratinización natural está estrechamente relacionado con la desaparición de los
grupos sulfhidrilo y la formación de disulfuro. Por lo tanto, es razonable tratar de
invertir el proceso por medio de agentes reductores para obtener un hidrolizado de
queratina (Ward & Lundgren, 1954, p.259).
Gupta et al. (2012) reportaron que el medio que permite recuperar el mayor porcentaje
de queratina es el Na2S en comparación con ácido tioglicólico y cianuro de potasio.
La acción de los sulfuros sobre las queratinas se ha reconocido desde hace mucho
tiempo y es de interés industrial. El sulfuro de sodio, cuando se disuelve en agua da
soluciones fuertemente alcalinas que contribuyen al proceso de ruptura del enlace
disulfuro como se observa en la reacción 1.
𝑁𝑎2𝑆 + 𝐻2𝑂 → 𝑁𝑎(𝑆𝐻) + 𝑁𝑎(𝑂𝐻) 1
El mecanismo principal de la acción del sulfuro de sodio sobre el enlace disulfuro
puede describirse según la reacción 2:
𝑅 − 𝑆 − 𝑆 − 𝑅 + 𝑁𝑎2𝑆 ↔ 2𝑅 − 𝑆𝐻 + 𝑁𝑎2𝑆2 2
Donde R-S-S-R representa la proteína. Posteriormente se pueden modificar los -SH
libres mediante oxidación, obteniendo una proteína soluble. La acción se produce en
los grupos disulfuro y las sustancias obtenidas se comportan como proteínas
verdaderas (Ward & Lundgren, 1954, p.261). Se han reportado varios mecanismos
aproximados para la acción de soluciones alcalinas sobre el enlace disulfuro, los
cuales sugieren lo siguiente:
La acción del álcali rompe el enlace disulfuro, reduciendo la cistina y produciendo
compuestos intermedios inestables como el ácido sulfénico (R-SOH) (Salazar,
2013).
La acción de los iones hidroxilo sobre el enlace disulfuro conduce a la formación
intermedia de dehidroalanina (figura 6), el cual es altamente reactivo.
13
Figura 6. Estructura de Dehidroalanina
De este modo, el grupo cisteína (formado a partir de tiocisteína a través de la
pérdida de azufre) reacciona con el grupo dehidroalanina para formar lantionina
cuya estructura se muestra en la figura 7, o con cualquier otro grupo amino
existente en las cadenas laterales de queratina para formar residuos de
lisinoalanina, su estructura se observa en la figura 8 (Rieger, 2000, p.63).
Figura 7. Estructura de la Lantionina
Figura 8. Estructura de Lisinoalanina
14
2. MARCO EXPERIMENTAL
2.1. Proceso Experimental
Para la obtención de queratina a partir de cabello humano se recogieron residuos de
cabello de un salón de belleza local sin distinción entre edad, sexo o grupo étnico. El
proceso se realizó mediante:
2.1.1. Tratamiento de la materia Prima
Lavado: Se lo realiza con agua, jabón en polvo y posteriormente con etanol, para
eliminar impurezas y grasas presentes en el cabello recolectado, ya que al tratarse
de un residuo de la actividad peluquera no se encuentra en condiciones adecuadas
para su uso.
Secado y reducción de tamaño: la muestra recolectada se seca al aire en
condiciones normales y posteriormente se reduce su tamaño, cortándolo con el fin
de aumentar su área de contacto con los reactivos utilizados en la siguiente etapa.
2.1.2. Obtención de queratina
Hidrólisis: Se emplea sulfuro de sodio para tratar la proteína y posteriormente
peróxido de hidrógeno al 30%, obteniendo un hidrolizado de queratina, el cual
puede ser utilizado en diferentes aplicaciones en la industria cosmética. Se varía la
cantidad de peróxido de hidrógeno y de sulfuro de sodio para determinar las
mejores condiciones del proceso.
2.1.3. Caracterización física y química del hidrolizado de queratina
Se determina la concentración, densidad, viscosidad, pH, el color y el olor del
hidrolizado de queratina obtenido.
2.1.4. Análisis de costos
Se realiza un análisis económico para determinar el costo del hidrolizado de
15
queratina obtenido. Se lo compara con el costo de un hidrolizado de queratina
comercial, para determinar si el método utilizado es conveniente y reproducible.
2.1.5. Formulación de un producto cosmético
Una vez obtenido y caracterizado el hidrolizado de queratina, se lo utiliza como
aditivo para la formulación de un producto cosmético.
2.2. Diseño Experimental
En la figura 9 se observa el diagrama de flujo del proceso de obtención de queratina.
Recolección de materia prima(Cabello humano)
Lavado
Secado
Hidrólisis
Filtración 2
Oxidación
Hidrolizado de Queratina
Agua
Impurezas
H2O
Na2S
H2O2
T=ambiente 20°C
T=40oC
t=4h
t= 50min
Etanol 70%
Residuos de cabello
H2SO4 20% pH=7
Jabón en polvo
Filtración 1 H2O
Figura 9. Diagrama de flujo del proceso de obtención de queratina
Para el diseño experimental se determinaron dos variables independientes: la
concentración de sulfuro de sodio y el volumen de peróxido de hidrogeno, de tres
niveles cada una y como variable de respuesta la concentración de proteína en el
hidrolizado, cuantificada con el método de Biuret. Se desea estudiar la influencia de
estas dos variables en la variable respuesta, por lo que se escogió un diseño tipo
16
factorial de 32, dando un total de 9 tratamientos. Para este tipo de trabajo experimental
se recomienda un total de 3 réplicas, dando un total de 27 corridas.
Tomando en cuenta lo descrito por Salazar (2013), se eligieron 3 concentraciones de
sulfuro de sodio y 3 volúmenes de peróxido de hidrógeno al 30%, que corresponden a
un nivel bajo, medio y alto. Esto se puede observar en la tabla 5
Tabla 5. Variables del diseño experimental
Nivel
Variables Independientes Variable Respuesta
Sulfuro de Sodio,
M
Peróxido de Hidrogeno
(30%), mL Concentración de
Proteína Bajo 0,1 1
Medio 0,3 2,5
Alto 0,5 4
La temperatura y el tiempo escogidos para la experimentación fueron de 40°C y 4h
para la reacción de hidrólisis, que corresponden a lo establecido por S. Wang,
Taraballi, Tan, & Ng (2012).
A continuación, en la tabla 6 se puede observar la codificación asignada para las 27
unidades experimentales.
Tabla 6. Codificación de las 27 unidades experimentales
Peróxido de Hidrógeno, mL
Sulfuro de sodio, M
1 2,5 4
0,1
Q1 Q4 Q7
Q2 Q5 Q8
Q3 Q6 Q9
0,3
Q10 Q13 Q16
Q11 Q14 Q17
Q12 Q15 Q18
0,5
Q19 Q22 Q25
Q20 Q23 Q26
Q21 Q24 Q27
17
En la figura 10 se puede observar un esquema del diseño experimental en el que se
representa cada variable involucrada y sus respectivos niveles.
Figura 10. Diseño Experimental
Donde:
S= Sulfuro de Sodio
P= Peróxido de Hidrógeno
C= Concentración de Proteína (Biuret)
2.3. Materiales y Equipos
Frascos de vidrio con tapa V = 200 mL
Vasos de precipitación V= 200 mL, Ap. ± 50 mL
Pipetas V= 5 mL, Ap. ± 0,1 mL
Balones aforados V=100 mL
Cajas Petri de vidrio ɸ= 7 cm
Colony Counter Modelo: Digital S
Marca: P. Selecta
C11
C12
P11
P12
C13 P134
C21 P21
P22 C22
C23 P23
P31 C31
P32 C32
S1
Muestra de
cabello S2
S3
P33 C33
18
Viscosímetro de Ostwald
Equipo de filtración a vacío
Plancha de calentamiento con agitación magnética Rango: 0-550 oC
Rango: 0-1500 rpm
Marca: Velp Scientifica
Reómetro Modelo: Physical MCR 301
Marca: Anton Paar
Tubos de ensayo Marca: IVA
Volumen: 20 mL
Espectrofotómetro UV-Vis Marca: Agilent
Modelo: Cary 60
Estufa Marca: Ecocell
Tiempo: 0-99 h
Temperatura: 0- 300 oC
Analizador Multiparámetro Marca: Consort
Modelo: C6010
Balanza Analítica Rango: 0-200 g
Ap. ± 0,0001 g
Marca: Boeco
Modelo: BAS 31 plus
2.4. Sustancias y reactivos
Sulfuro de Sodio Na2S(s)
Hidróxido de Sodio NaOH(s)
Agua destilada H2O(l)
Peróxido de Hidrógeno 30% H2O2(l)
Ácido Sulfúrico 10% H2SO4(l)
Caseína Marca: Sigma C7078
Sulfato de cobre CuSO4·5H2O(s)
19
Tartrato de sodio y potasio KNaC4H4O6·4H2O(s)
Yoduro de Potasio KI(s)
Medio de cultivo Agar Nutritivo Marca: Becton Dickinson
Medio de cultivo Agar Saboraud Marca: Becton Dickinson
Medio de cultivo Agar MacConkey Marca: Becton Dickinson
2.5. Procedimiento
2.5.1. Obtención de Queratina. Se realizó un proceso de hidrólisis alcalina, seguido
de una oxidación y neutralización (Florido, 2007). Posteriormente se obtiene un
hidrolizado de queratina que puede ser utilizado para la formulación de un producto
cosmético.
2.5.2. Materia Prima. El cabello se recolectó de un salón de belleza local. Al tratarse
de un residuo de la actividad peluquera no posee un valor comercial, pero se lo puede
aprovechar para producir un producto final de valor agregado.
2.5.3. Lavado y secado. La materia prima recolectada se la trató adecuadamente.
Para esto se realizaron dos lavados: el primero con agua y jabón, el segundo con una
solución de etanol al 70% y un enjuague con abundante agua con el fin de
desengrasar los cabellos. Posteriormente se secó la muestra al aire y una vez seca se
la cortó en trozos pequeños de aproximadamente 1 cm.
2.5.4. Hidrólisis con Sulfuro de sodio. A un frasco de vidrio de 200 mL con tapa se
colocan 5 g de la muestra tratada y se adicionan 100 mL de una solución 0,1 M de
sulfuro de sodio. Se tapa el frasco y se lo incuba por 4 horas a 40°C. Se retiran restos
de cabello no disueltos mediante filtración. La solución obtenida se filtra (con papel
cualitativo), posteriormente se le adicionan 2,5 mL de H2O2 al 30% y se agita durante
50 min en un agitador magnético. Se mide el pH de la solución y se la neutraliza con
una solución de ácido sulfúrico al 20%. La solución obtenida corresponde a la
queratina para uso cosmético.
2.5.5. Proceso de hidrólisis inverso. Se va a realizar un procedimiento diferente al
establecido por Florido (2007). Para esto primero se oxida la fibra de cabello con H2O2
decolorándola, para después hidrolizar con sulfuro de sodio, mediante el siguiente
procedimiento:
20
Se decolora el cabello previamente tratado (lavado y secado). Para esto se utiliza
un polvo decolorante comercial. Para decolorar 5 g de cabello se utilizan 5,19 g de
polvo decolorante y se lo solubiliza con 100 mL de peróxido de hidrógeno al 30%.
Se sumergen los 5 g de cabello en la solución decolorante y se espera 1 h con 25
min aproximadamente.
Se debe observar cómo cambia de color el cabello progresivamente. No se debe
dejar el cabello por mucho más tiempo que el indicado, ya que se destruye debido
al agresivo tratamiento.
Una vez concluido el tiempo, el cabello toma un color rubio oscuro, se lo deja secar
y posteriormente se lo somete a la etapa de hidrólisis con sulfuro de sodio según el
proceso descrito en 2.5.4.
2.5.6. Caracterización del hidrolizado de queratina obtenido
2.5.6.1. Cuantificación de Proteína. Se determinó la cantidad de proteína total en
cada uno de los extractos obtenidos empleando el método de Biuret, adaptado por
Urzagasti, I, Ramos, Fernández, & Alvarez (2006). Para esto el reactivo de Biuret se
prepara del siguiente modo: se disuelven 3,8 g de CuSO4·5H2O y 6,7 g de Na2EDTA
en 700 mL de H2O. Mientras se agita, se añaden 200 mL de NaOH 5N y luego 1 g de
KI como estabilizante. Se guarda el reactivo en un frasco color ámbar.
Construcción de la curva de calibración
Se prepara una solución patrón de caseína de 10mg/ml, a partir de una solución de
1 g de caseína en 100 mL de NaOH a 0,1 M. Luego a partir de esta solución patrón
se preparan 20 mL de soluciones de 8 mg/mL, 6mg/mL, 4mg/mL y 2 mg/mL,
utilizando agua destilada para la disolución.
Se toman 0,5 mL de cada una de las soluciones preparadas anteriormente y se las
coloca en diferentes tubos de ensayo. Posteriormente a cada uno de éstos se
agregan 2 mL de agua destilada y 1 mL del reactivo de Biuret y se los deja reposar
durante 30 min.
21
Luego se llevan las soluciones a la celda del espectrofotómetro UV/Vis y se realiza
la lectura respectiva a una longitud de onda de 540 nm (Urzagasti et al., 2006).
Obteniéndose la absorbancia de cada solución para la construcción de la curva de
calibración. Los datos para la construcción de la curva de calibración se observan
en la tabla 7.
Tabla 7. Datos para la construcción de la curva de calibración
Concentración,
mg/mL
Volumen de la solución patrón,
mL
0 0
2 4
4 8
6 12
8 16
Para la lectura de las muestras de queratina, de cada uno de los hidrolizados se
tomaron 0,5 mL y se colocaron en tubos de ensayo. Posteriormente se añadieron
2 mL de agua destilada a cada tubo respectivamente. Luego se agregó 1 mL del
reactivo de Biuret a cada tubo y se lo dejó reposar durante 30 min. Concluidos los 30
min de espera se llevó cada una de las muestras al espectrofotómetro UV-Vis y se
realizó la lectura de cada una a 540 nm.
2.5.6.2. Determinación de la densidad. La medición de la densidad de líquidos
homogéneos se la puede realizar por varios métodos, siendo uno de los más exactos
el del picnómetro. Para determinar la densidad de las muestras obtenidas se siguió el
procedimiento descrito:
Asegurarse de que el picnómetro esté completamente seco por dentro y por fuera y
determinar el peso del picnómetro vacío.
Se comprueba que el picnómetro esté perfectamente limpio. Se lo llena con agua
destilada sin el tapón, al colocarlo rebasará el líquido y habrá que secar.
Posteriormente determinar el peso del picnómetro con agua.
Llenar el picnómetro con el líquido problema, enrasarlo hasta el final y determinar la
masa.
22
Finalmente, la densidad ρ se determina con la fórmula 1:
ρ =m3−m1
m2−m1× ρH2O (1)
Donde:
m3 = peso del picnómetro + muestra problema
m2 = peso del picnómetro + agua
m1 = peso del picnómetro vacío
ρH2O= Densidad del agua a la temperatura ambiente
2.5.6.3. Determinación del porcentaje de sólidos. Para determinar el contenido de
sólidos totales en las soluciones de queratina obtenidas se procedió de la siguiente
manera:
Se pesa una caja Petri limpia seca y vacía.
Se colocan en la caja Petri 5 mL de la muestra de queratina y se la pesa
nuevamente.
Salazar (2013) recomienda secar en una estufa a 70oC la muestra de queratina
durante 1 h; pasado ese tiempo se saca la muestra, se la deja enfriar y se la pesa
nuevamente.
Se determina el porcentaje de sólidos con la fórmula 2:
%𝑆 =𝑀𝑠ó𝑙𝑖𝑑𝑜
𝑀𝑠𝑜𝑙𝑢𝑐𝑖ó𝑛=
𝑀3−𝑀1
𝑀2−𝑀1× 100 (2)
Donde:
%S = Porcentaje de sólidos totales
M1= peso caja Petri vacía
M2= peso caja Petri más solución de queratina
M3= peso caja Petri más sólido
Msólido= Peso de sólidos totales
Msolución= Peso solución de queratina
23
2.5.6.4. Determinación de la viscosidad. Para la determinación de la viscosidad se
utiliza el viscosímetro de Ostwald el cual se muestra en la figura 8:
Figura 11. Viscosímetro de Ostwald
Se llena el bulbo inferior con agua destilada por el tubo D, se aspira con una pera por
el tubo C hasta que sobrepase el nivel superior A. Se deja caer el fluido y se mide el
tiempo que tarda en pasar entre el nivel superior A y el nivel inferior B. Se repite el
proceso tres veces para obtener un tiempo promedio. El ensayo se realiza para las
soluciones de queratina obtenidas y la comercial. Se mide la temperatura ambiente
para obtener la viscosidad de agua y se aplica la ecuación 3:
𝜂𝑆𝑄 = 𝜂𝑎𝑔𝑢𝑎𝜂𝑆𝑄∗𝑡𝑆𝑄
𝜌𝐴𝑔𝑢𝑎∗𝑡𝑎𝑔𝑢𝑎 (3)
Donde:
𝜂𝑆𝑄= Viscosidad de la solución de queratina
𝑡𝑆𝑄 = Tiempo de recorrido entre las marcas A y B para la solución de queratina
𝜂𝑎𝑔𝑢𝑎= Viscosidad del agua
𝜌𝐴𝑔𝑢𝑎 = Densidad del agua a la temperatura ambiente
𝑡𝑎𝑔𝑢𝑎= Tiempo que recorrido entre las marcas A y B para el agua.
2.5.6.5. Análisis Elemental. Se determina el porcentaje de Carbono, Hidrógeno,
Nitrógeno y Azufre que posee el hidrolizado de queratina y la solución estándar de
caseína. Para esto se hace uso del equipo Elementar Macro cube.
24
2.5.6.6. Determinación de color y olor del hidrolizado. Se evaluó el color del
hidrolizado visualmente, de igual manera el olor de hidrolizado se lo percibió mediante
el olfato.
2.5.7. Formulación de un acondicionador para el cabello. Toda formulación tiene
una base común, la cual se compone de: los principios activos, los aditivos y el
excipiente. Siendo el principio activo el que define la actividad, para la cual esta
formulado el cosmético, el excipiente le da forma y los aditivos como: colorantes,
conservantes y aroma que se encargan de la apariencia e inocuidad del cosmético.
Para formular un acondicionador capilar se partió de la fórmula establecida por Villa et
al (2013). la cual se presenta a continuación en la tabla 8:
Tabla 8. Fórmula para acondicionador capilar con queratina
Fase Oleosa % (P/P)
Alcohol Cetílico 5
Conservante líquido Phenova 0,5
Cloruro de Cetrimonio 0,5
Fase Acuosa
Metilparabeno 0,2
Esencia de Anís 0,5
Color 0,2
Hidrolizado de queratina 10
Agua destilada 100mL
Para la preparación del acondicionador se realiza lo siguiente:
En un recipiente, todos los componentes de la fase oleosa son calentados juntos a
75oC, se homogeniza la mezcla hasta su completa disolución.
En otro recipiente el metilparabeno se disuelve en agua por calentamiento a 80oC
luego se agrega la esencia de anís, y el hidrolizado de queratina constituyendo la
fase acuosa.
Después de alcanzar las temperaturas requeridas, la fase oleosa se añade a la fase
acuosa, bajo agitación, hasta lograr la emulsión.
La emulsión formada se mantiene en agitación, posteriormente se agrega el
colorante y finalmente se coloca en un baño frío.
Se establece un pH ácido entre 3,5 y 6,5 para el acondicionador, con una solución
de ácido cítrico al 5%.
25
Mientras la solución se va enfriando aumenta su viscosidad, por lo que es
recomendable envasarla a 35oC.
2.5.7.1. Controles Organolépticos. Se realiza este tipo de control para evaluar la
apariencia física del producto obtenido, en este caso el acondicionador para el cabello.
Algunos de los controles que se realizan son los siguientes:
Olor: Debe ser agradable y fresco, es una característica imprescindible, que genera
una buena aceptación del cosmético.
Color: Es un atributo importante en los cosméticos, se lo evalúa visualmente.
Textura: Debe sentirse suave y no formar grumos.
2.5.7.2. Controles fisicoquímicos. Se realiza este tipo de control para caracterizar al
acondicionador capilar formulado.
Las emulsiones pueden ser de dos tipos o/w ó w/o. Para determinar el tipo de
emulsión se puede realizar lo siguiente:
Prueba de dilución: dispersar 0,5 g de producto en 50 mL de agua. Se obtiene una
emulsión lechosa cuando es de aceite/agua (o/w). Las emulsiones agua/aceite no
permiten dilución.
Prueba de lavado: colocar sobre la superficie seca de la mano aproximadamente
1g de emulsión. Aplicar un chorro pequeño de agua corriente con ayuda del dedo
índice. Una emulsión aceite/agua se puede lavar completamente.
pH: Un acondicionador es ligeramente más ácido que un champú. Generalmente
un pH entre 3,5 y 6,5 otorgarán muy buenas características al cabello. El pH puede
ser medido con un medidor de pH.
Determinación de la viscosidad del acondicionador capilar
Para determinar la viscosidad del acondicionador capilar, al tratarse de una
emulsión se utiliza el reómetro PHYSICAL MCR 301 de la marca ANTON PAAR. Se
sigue el siguiente procedimiento:
26
a) Encender el compresor y abrir los filtros de aire para eliminar toda el agua que
se pudiera encontrar condensada en las tuberias.
b) Encender el Reómetro y esperar hasta tener una presión de 5 bares, que se
indica en el panel de control del equipo, retirar la protección del rotor.
c) Con ayuda del software RHEOPLUS V3.40 realizar las pruebas de inercia del
equipo sin colocar el usillo (tool-master).
d) Seleccionar el tool-master C-27 con su respectiva copa y colocarlos en el
reómetro, realizar la prueba de inercia del respectivo elemento de medida.
e) Establecer la temperatura de inicio (la ambiental) en 20°C.
f) Colocar la muestra de acondicionador capilar de aproximadamente 30 mL en la
copa.
g) Poner el elemento de medida en la posición de medida y resetear la Fuerza
Normal (Normal Force).
h) Determinar los parámetros deseados para la medición.
i) Oprimir el icono start test para empezar el ensayo.
2.5.7.3. Análisis Microbiológico. El acondicionador capilar debe cumplir con
determinados requisitos microbiológicos, para uso humano. En este ensayo se
determina la presencia de: Mesófilos Aerobios, Escherichia Coli, hongos y levaduras.
Mediante el procedimiento descrito:
Preparación del material
a) Todo el material debe estar limpio, estéril y libre de sustancias que pudieran
afectar la viabilidad de los resultados.
b) Para esterilizar el material éste se envolverá en forma individual con papel y se
esterilizará en un autoclave a 121 °C durante 20 min. o en un horno a 170 °C por
dos horas.
Preparación de la muestra
a) En la preparación de la muestra a ser ensayada, no deberá producirse alteración
del número o tipo de microorganismo originalmente presente. La muestra deberá
ser removida asépticamente, transfiriendo 10 g o mL en un recipiente estéril para
realizar las pruebas respectivas.
27
Preparación de la solución madre
a) Se agregan 10 g en 90 mL de solución buffer de fosfato monobásico de potasio
que contiene un agente neutralizante de los conservadores (Tween 80). Se agita
la solución hasta su homogenización.
Método de recuento en placa
a) Se toman 3 mL de la solución madre y se pipeteará 1 mL en 3 cajas de Petri
estériles. Se agrega rápidamente a estas tres cajas de Petri y una adicional que
corresponde al blanco, unos 30 mL del medio Agar MacConkey, el cual ha sido
previamente fundido y enfriado a 45oC. Se cubren las cajas Petri y se mezclarán
por rotación, posteriormente se dejan solidificar a temperatura ambiente.
b) Se realiza el mismo procedimiento anterior, utilizando los medios de cultivo Agar
dextrosa de Sabourad y Agar Nutriente.
c) Una vez solidificadas, se invertirán las cajas con los medios McConkey y Agar
Nutriente para incubarlas por 48 h a 35oC. Las cajas con el medio Sabourad se
invierten y se incuban a 25oC por 7 días.
d) Luego de la incubación se examinará el crecimiento en las placas, se contarán el
número de colonias y se expresará el promedio de las placas en términos de
número de microorganismos por g o mL de muestra. (Cerra et al., 2013)
28
3. DATOS EXPERIMENTALES
3.1. Valores de absorción de las 27 soluciones de queratina obtenidas
En la tabla 9 se presentan los datos de absorción obtenidos de las muestras de
queratina a una longitud de onda de 540 nm aplicando el método de Biuret.
Tabla 9. Valores de absorbancia de los hidrolizados de queratina
Solución Abs540nm
Q1 0,0863
Q2 0,0855
Q3 0,0712
Q4 0,0827
Q5 0,0855
Q6 0,0794
Q7 0,0869
Q8 0,0847
Q9 0,075
Q10 0,1582
Q11 0,1616
Q12 0,1466
Q13 0,1886
Q14 0,1623
Q15 0,1727
Q16 0,1725
Q17 0,1693
Q18 0,1767
Q19 0,1782
Q20 0,1724
Q21 0,1775
Q22 0,1853
Q23 0,1883
Q24 0,1853
Q25 0,1960
Q26 0,1769
Q27 0,1769
29
3.2. Datos obtenidos para la determinación de porcentaje de sólidos.
Se determinaron las distintas masas m1, m2 y m3 en una balanza analítica a la
temperatura ambiente T=20 oC, esto se puede observar en la tabla 10.
Tabla 10. Masas para la determinación del porcentaje de sólidos
Solución M1(g) M2(g) M3(g)
Q1 45,7722 50,782 45,8347
Q2 47,1651 52,1426 47,2361
Q3 47,3134 52,2652 47,3850
Q4 45,5316 50,4905 45,6123
Q5 43,9925 49,0128 44,0806
Q6 45,7728 50,7947 45,8381
Q7 47,1653 52,1767 47,2476
Q8 47,3135 52,2374 47,3634
Q9 45,535 50,5947 45,6301
Q10 43,9938 49,0528 44,1864
Q11 49,6238 54,7309 49,795
Q12 45,7725 50,8349 45,9677
Q13 47,1648 52,3091 47,4371
Q14 47,3134 52,457 47,6008
Q15 45,5346 50,5774 45,7981
Q16 43,9944 49,0377 44,233
Q17 45,774 50,9135 46,0461
Q18 47,1679 52,3356 47,4117
Q19 47,3133 52,5428 47,6499
Q20 45,5351 50,6706 45,788
Q21 45,7726 50,9575 46,0127
Q22 47,1644 52,4078 47,4149
Q23 47,3585 52,6037 47,6490
Q24 45,5401 50,7380 45,8150
Q25 43,9974 49,1571 44,2621
Q26 49,6254 54,9013 49,9485
Q27 47,3139 52,4623 47,6835
30
3.3. Determinación de la densidad
Se registraron los datos empleando un picnómetro de volumen 10mL, las masas se
midieron en una balanza analítica a temperatura ambiente 19°C, los datos obtenidos
se observan en la tabla 11.
Tabla 11. Valores para la determinación de la densidad
Solución m1(g) m2(g) m3(g)
Q1 12,7925 22,7524 22,8383
Q2 12,7925 22,7524 22,8423
Q3 12,7925 22,7524 22,8371
Q4 12,7925 22,7524 22,8677
Q5 12,7925 22,7524 22,8809
Q6 12,7925 22,7524 22,8374
Q7 12,7925 22,7524 22,8486
Q8 12,7925 22,7524 22,787
Q9 12,7925 22,7524 22,8932
Q10 12,7925 22,7524 22,9653
Q11 12,7925 22,7524 22,9505
Q12 12,7925 22,7524 22,9692
Q13 12,7925 22,7524 23,0282
Q14 12,7925 22,7524 23,0373
Q15 12,7925 22,7524 23,0247
Q16 12,7925 22,7524 23,0149
Q17 12,7925 22,7524 23,0349
Q18 12,7925 22,7524 23,0079
Q19 12,7925 22,7524 23,0987
Q20 12,7925 22,7524 23,0276
Q21 12,7925 22,7524 23,0367
Q22 12,7925 22,7524 23,0473
Q23 12,7925 22,7524 23,114
Q24 12,7925 22,7524 23,0663
Q25 12,7925 22,7524 23,0696
Q26 12,7925 22,7524 23,1084
Q27 12,7925 22,7524 23,0953
31
3.4. Densidad y viscosidad del agua a diferentes temperaturas
La tabla 12 muestra los valores de densidad y viscosidad del agua a diferentes
temperaturas.
Tabla 12. Densidad y viscosidad del agua a diferentes temperaturas (Levenspiel, 1993)
Temperatura, oC Densidad,
g/mL
Viscosidad,
cp
17 0,9988 1,0828
18 0,9986 1,0559
19 0,9984 1,0299
20 0,9982 1,0050
21 0,9980 0,9819
22 0,9978 0,9579
23 0,9976 0,9358
24 0,9973 0,9142
3.5. Determinación de la viscosidad
En la tabla 13, se detallan los datos obtenidos con el viscosímetro de Ostwald para el
cálculo de la viscosidad dinámica.
Tabla 13. Datos para cálculo de viscosidad a 19oC
Solución Tiempo, s Promedio, s Solución Tiempo, s Promedio, s
Q1 57,36
57,8000
Q16 54,81
66,567 Q2 58,02 Q17 54,82
Q3 58,02 Q18 66,5
Q4 61,84
62,620
Q19 74,9
73,923 Q5 63,23 Q20 73,37
Q6 62,79 Q21 73,5
Q7 63,07
63,947
Q22 78,01
74,347 Q8 65,72 Q23 73,17
Q9 63,05 Q24 71,86
Q10 63,82
63,780
Q25 64,96
64,713 Q11 65,87 Q26 64,38
Q12 61,65 Q27 64,8
Q13 66,19
66,153 Agua
54,82
54,817 Q14 65,84 54,81
Q15 66,43 54,82
32
4. CÁLCULOS
4.1. Caracterización de la queratina obtenida
4.1.1. Cuantificación de proteínas totales. Para determinar la cantidad de proteína
presente en las muestras de queratina obtenidas se realiza una transformación de
absorbancia a concentración, por medio de la ecuación correspondiente a la curva de
calibración de la figura 12 aplicando el método de Biuret.
Figura 12. Curva de calibración para cuantificación de proteínas totales
Realizando la regresión lineal correspondiente a la curva obtenida se tiene la siguiente
ecuación:
𝐴𝑏𝑠 = 0,0195 𝐶𝑝𝑟𝑜𝑡 + 0,0401 (4)
Donde:
Abs = Absorbancia
Cprot = Concentración de proteína
Despejando la concentración de proteína de la ecuación 4 se tiene:
𝐶𝑝𝑟𝑜𝑡 =𝐴𝑏𝑠−0,0401
0,0195 (5)
y = 0,0195x + 0,0401R² = 0,992
0
0,05
0,1
0,15
0,2
0,25
0 2 4 6 8 10 12
Ab
sorb
anci
a
Concentración de proteína [mg/ml]
33
Cálculo modelo de la solución Q1 con una absorbancia de 0,0863
𝐶𝑝𝑟𝑜𝑡 =0,0863 − 0,0401
0,0195= 2,369 𝑚𝑔/𝑚𝑙
Los datos de concentración de proteína obtenidos se presentan en la tabla 26. Al
multiplicar la concentración por el volumen de hidrolizado de queratina obtenido se
determina la cantidad de proteína presente. Se obtuvieron aproximadamente 80 mL de
hidrolizado de queratina.
𝑔𝑞𝑢𝑒𝑟𝑎𝑡𝑖𝑛𝑎 = 𝐶𝑝𝑟𝑜𝑡 × 𝑉 (6)
𝑔𝑞𝑢𝑒𝑟𝑎𝑡𝑖𝑛𝑎 = 2,369 × 80
𝑔𝑞𝑢𝑒𝑟𝑎𝑡𝑖𝑛𝑎 = 189,52𝑚𝑔
4.1.2 Densidad
Cálculo modelo para la solución Q1
ρ𝑄1 =m3−m1
m2−m1× ρH2O
ρ𝑄1 =22,8383 − 12,7925
22,7524 − 12,7925× 0,9982
ρ𝑄1 = 1,0069 𝑔
𝑚𝑙
4.1.3. Viscosidad
Cálculo modelo para la solución Q1
𝜂𝑆𝑄 = 𝜂𝑎𝑔𝑢𝑎𝜌𝑆𝑄∗𝑡𝑆𝑄
𝜌𝐴𝑔𝑢𝑎∗𝑡𝑎𝑔𝑢𝑎
𝜂𝑆𝑄 = 1,00191,0069 ∗ 57,800
0,99849 ∗ 54,82
𝜂𝑆𝑄 = 1,0653 cp
34
4.1.4. Porcentaje de sólidos
- Cálculo modelo para la solución Q1
%S =M3−M1
M2−M1× 100
%S =45,8347−45,7722
50,782−45,7722× 100
%S = 1,2475
4.2. Análisis Estadístico
Para el análisis estadístico se utilizó el programa STATGRAPHICS, definiendo el
diseño experimental multifactorial 3k=32. Con este diseño se probó si las variables
sulfuro de sodio y peróxido de hidrogeno tienen influencia en la concentración de
proteína del hidrolizado de queratina obtenido a partir de cabello humano. Los factores
para el diseño estadístico se muestran en la tabla 14
Tabla 14. Codificación de factores para el diseño estadístico
Factor Notación
Cantidad de Sulfuro de sodio A
Cantidad de Peróxido de
Hidrogeno
B
4.2.1. Cálculo de ANOVA para dos factores. Se consideró el efecto individual de
cada factor y la interacción entre ambos. En consecuencia, la hipótesis que se desea
probar es:
Hipótesis Nula
Ho = La variación significativa en el valor de la concentración de proteína, en el
hidrolizado de queratina, debido al efecto de la concentración de sulfuro de sodio no
existe (A).
35
Ho = La variación significativa en el valor de la concentración de proteína, en el
hidrolizado de queratina, debido al efecto de la cantidad de peróxido de hidrógeno
no existe (B).
Ho = La variación significativa en el valor de la concentración de proteína, en el
hidrolizado de queratina, debido al efecto de la interacción de los dos factores no
existe (AB)
Hipótesis Alternativa
Ha= La variación significativa en el valor de la concentración de proteína, en el
hidrolizado de queratina, debido al efecto de la concentración de sulfuro de sodio
existe (A).
Ha= La variación significativa en el valor de la concentración de proteína, en el
hidrolizado de queratina, debido al efecto de la cantidad de peróxido de hidrogeno
existe (B).
Ha= La variación significativa en el valor de la concentración de proteína, en el
hidrolizado de queratina, debido al efecto de la interacción de los dos factores
existe (AB)
Cálculo modelo para la ANOVA
SCA = ∑Yi..
2
bn−
Y…2
Nai=1 (7)
SCB = ∑Y.j.
2
an−
Y…2
Nbj=i (8)
SCAB = ∑ ∑Yij.
2
n−
Y…2
N− SCA − SCB
bj=i
ai=1 (9)
SCT = ∑ ∑ ∑ Yijk2 −
Y…2
Nnk=i
bj=1
ai=1 (10)
SCE = SCT − SCA − SCB−SCAB (11)
N = abn (12)
𝐶𝑀 = 𝑆𝐶A
GL (13)
36
𝐹 = CMA
CME (14)
Donde:
Y… = Suma de todas las observaciones
Yi.= Suma de las observaciones del tratamiento i del factor A
Y.j. = Suma de las observaciones del tratamiento i del factor B
Yijk = Suma global de todas las observaciones
SCT = suma de cuadrados totales
SCA = suma de cuadrados del efecto A
SCB = suma de cuadrados del efecto B
SCE = Suma de cuadrados del error
N = total de observaciones del experimento
n = Número réplicas
GL = Grados de libertad
CM = Cuadrados medios
F = Estadístico de Fisher
En la tabla 15 se observa la tabla ANOVA para un diseño estadístico 3k
Tabla 15. ANOVA para diseño estadístico factorial 3k
FV SC GL CM Fo Valor-p
Efecto A SCA a-1 CMA CMA /CME P(F>Fo)
Efecto B SCB b-1 CMB CMB /CME P(F>Fo)
Efecto AB SCAB (a-1)(b-1) CMAB CMAB /CME P(F>Fo)
Error SCE ab(n-1) CME
Total SCT abn -1
Si Fcalculada > Fcrítica, las varianzas no son iguales, se cumple la hipótesis alternativa.
Mejores Condiciones para la obtención de queratina
Para saber las mejores condiciones, se utilizó el programa estadístico
STATGRAPHICS. La tabla anova determinada con este software se observa en la
figura 13.
37
Figura 13. Cálculos en STATGRAPHICS
38
4.3. Determinación del costo del hidrolizado de queratina producido en el
laboratorio
El hidrolizado de queratina fue elaborado en el laboratorio de Análisis Químico, de la
facultad de Ingeniería Química de la Universidad Central del Ecuador. Para determinar
el costo de la queratina se calcula los costos directos y los costos indirectos que
intervinieron en el proceso.
4.3.1. Costos directos. Son los costos que se implementan físicamente en el
producto final y su empaque, están constituidos por los rubros: materiales directos y
mano de obra directa.
Materiales directos. Aquí se incluye la materia prima que participa directamente en
la obtención del producto y los insumos que acompañan al producto final pero no
forman parte de él. Se determinó el costo de la materia prima necesaria para
producir hidrolizado de queratina a partir de 25g de cabello a escala de laboratorio.
Los valores obtenidos fueron estimados de acuerdo al mercado ecuatoriano y se
presentan en la tabla 16.
Tabla 16. Costo de materia prima para la obtención de queratina en el laboratorio
Reactivo Cantidad Precio
($)
Cantidad
Usada
Costo
($)
Sulfuro de Sodio (Na2S), g 100 3,45 20 0,6900
Peróxido de Hidrógeno (H2O2), mL 1000 1,72 12,5 0,0215
Ácido Sulfúrico (H2SO4), mL 2500 115,5 5 0,2310
Cabello Humano, g 400 8* 25 0,5000
TOTAL 1,4425
*El cabello al tratarse de un desecho de salones de belleza, no tiene un valor comercial, se consideró un
costo de $8 con respecto a transporte de esta materia prima.
Para la determinación del costo se aplicó la fórmula 15:
𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 = 𝑉𝑎𝑙𝑜𝑟 $
𝐶𝑎𝑛𝑡𝑖𝑑𝑎𝑑 × 𝐶𝑎𝑛𝑡𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑢𝑠𝑎𝑑𝑎 (15)
39
Para el sulfuro de sodio se tiene:
𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 = 3,45$
100𝑔× 20𝑔
𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 = 0,69 $
Dentro de lo que se refiere a insumos intervienen costos de agua, energía eléctrica,
detergentes y reactivos que intervinieron en la obtención del producto, pero no forman
parte de éste.
Para determinar el costo de la energía consumida por los equipos de laboratorio,
empleados en el proceso de obtención del hidrolizado de queratina, se consideró un
costo de 0,081$ el kWh de energía vigente hasta el momento en la ciudad de quito. El
costo de la energía utilizada por éstos equipos se presenta en la tabla 17.
Tabla 17. Potencia, tiempo de uso, consumo y costo de la energía utilizada por
los equipos
Equipo Potencia kW tiempo h Consumo kWh Costo $
Incubadora ecobell 1,8 4 7,2 0,58320
Agitador magnético 0,8 0,833 0,6664 0,053978
Bomba de vacío 0,093 0,5 0,0465 0,0037665
Espectrofotómetro 0,038 1 0,0380 0,003078
Centrifuga 0,5 1 0,5000 0,0405
TOTAL 0,684523
Para determinar el costo de la energía empleada por un determinado equipo se utiliza
la ecuación 16:
𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 = 𝑃𝑜𝑡𝑒𝑛𝑐𝑖𝑎 (𝑘𝑊) × 𝑇𝑖𝑒𝑚𝑝𝑜 (ℎ) × 𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 𝑘𝑊ℎ ($) (16)
Para la incubadora ecobell se tiene:
𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 = 1,8𝑘𝑊 × 4ℎ × 0,081$
𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 = 0,5832 $
40
Dentro del rubro de materiales directos también intervienen los costos de los insumos
utilizados para la obtención del hidrolizado, estos costos se pueden observar en la
tabla 18.
Tabla 18. Costo de insumos para la obtención del hidrolizado de queratina en el
laboratorio
Cantidad Valor $ Cantidad Usada Costo $
Agua Potable, m3 1 0,45 0,001 0,0004500
Jabon en polvo, g 1200 2,45 50 0,1021
Alcohol potable, mL 1000 1,87 500 0,9350
papel filtro,m2 0,3 1,04 0,3 1,0400
Sulfato de cobre, g 1000 4 3,8 0,0152
Envase de plastico 1 0,5 1 0,5100
EDTA, g 500 52,45 6,7 0,7028
Hidroxido de sodio, g 500 40,7 20 1,6280
Yoduro de Potasio, g 500 140,85 1 0,2817
Caseina, g 1000 130 1 0,1300
TOTAL 5,3453
Costos de mano de obra directa. La mano de obra directa incluye el personal que
directamente está involucrado con la elaboración del producto. Este costo se
calculó tomando como referencia el salario que gana un técnico laboratorista, más
todos los beneficios que una empresa debe dar a un empleado que ha trabajado
durante el periodo de un año, esto se puede ver en la tabla 19.
Tabla 19. Costos de mano de obra directa para obtención de queratina en laboratorio
SALARIO
% IESS
(12.15%
empresa)
Décimo
tercero
Décimo
cuarto
(1SBU)
Vacaciones
(salario/24)
Fondos
de
reserva
(8.33%
del
salario)
Total
gastos
mensual
Horas
Hombre
al mes
(8H/día)
Costo
$/HH
Técnico 389,66 47,34 32,47 31,25 16,24 32,45 549,42 240 2,29
Horas trabajadas 8
Costo mano de obra directa ($) 18,31
De esta manera el total de los costos directos es igual a:
41
𝐶𝐷 = $1,4425 + $0,684523 + $5,3453 + $18,31
𝑪𝑫 = $𝟐𝟓, 𝟕𝟖𝟐𝟑
4.3.2. Costos Indirectos. Al tratarse de un producto obtenido a nivel de laboratorio
solo se consideró como costo indirecto la amortización de los equipos.
La amortización del costo de los equipos usados en la obtención del hidrolizado de
queratina, se presentan a continuación en la tabla 20:
Tabla 20. Amortización del costo de los equipos utilizados
Equipos Precio $ Vidad Útil, años Tiempo, h Costo
Incubadora ecobell 3316,6 10 4 0,1514
Agitador magnético 589,95 7 1 0,0096
Bomba de vacío 535 7 0,5 0,0044
Espectrofotometro 532,36 10 1 0,0061
TOTAL 0,1715
Para el cálculo de amortización del costo de los equipos se empleó la fórmula 17:
𝐴𝑚𝑜𝑟𝑡𝑖𝑧𝑎𝑐𝑖ó𝑛 =𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 𝑑𝑒𝑙 𝑒𝑞𝑢𝑖𝑝𝑜 $
𝑉𝑖𝑑𝑎 𝑈𝑡𝑖𝑙 𝑎ñ𝑜𝑠∗ 𝑇𝑖𝑒𝑚𝑝𝑜 𝑑𝑒 𝑢𝑠𝑜 𝑒𝑛 𝐴ñ𝑜𝑠 (17)
Ejemplo de cálculo para la incubadora ecocell
𝐴𝑚𝑜𝑟𝑡𝑖𝑧𝑎𝑐𝑖ó𝑛 = 3316,6
10∗ 4ℎ ∗
1 𝑎ñ𝑜
8760 ℎ
𝐴𝑚𝑜𝑟𝑡𝑖𝑧𝑎𝑐𝑖ó𝑛 = $0,1514
4.3.3. Costo del hidrolizado de queratina a partir de cabello humano. Para el
cálculo del costo del hidrolizado de queratina se suman los valores obtenidos
anteriormente:
𝐶𝑄 = 𝐶𝐷 + 𝐶𝐼 (18)
Donde:
CQ = Costo hidrolizado de Queratina
CD = Costo Directo
CI = Costo Indirecto
42
𝐶𝑄 = $25,7823 + $0,1715
𝑪𝑸 = $𝟐𝟓, 𝟗𝟓𝟑𝟖
Para determinar el costo por gramo de hidrolizado de queratina se toma en cuenta que
se obtuvo 400 mL de hidrolizado con una densidad de 1,0345 g/mL y se aplica la
fórmula 19:
𝑔 ℎ𝑖𝑑𝑟𝑜𝑙𝑖𝑧𝑎𝑑𝑜 = 𝜌ℎ𝑖𝑑𝑟𝑜𝑙𝑖𝑧𝑎𝑑𝑜 ∗ 𝑉ℎ𝑖𝑑𝑟𝑜𝑙𝑖𝑧𝑎𝑑𝑜 (19)
𝑔 ℎ𝑖𝑑𝑟𝑜𝑙𝑖𝑧𝑎𝑑𝑜 = 1,0345𝑔
𝑚𝑙∗ 400 𝑚𝑙
𝑔 ℎ𝑖𝑑𝑟𝑜𝑙𝑖𝑧𝑎𝑑𝑜 = 413,8𝑔
𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 = 𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 ℎ𝑖𝑑𝑟𝑜𝑙𝑖𝑧𝑎𝑑𝑜 $
𝑔 ℎ𝑖𝑑𝑟𝑜𝑙𝑖𝑧𝑎𝑑𝑜
𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 = $26,0213
413,8𝑔
𝑪𝒐𝒔𝒕𝒐 = $𝟎, 𝟎𝟔𝟐
𝒈 𝒉𝒊𝒅𝒓𝒐𝒍𝒊𝒛𝒂𝒅𝒐
4.3.4. Costo de la queratina comercial. Los 500 g de queratina comercial tienen un
costo de $52,15 el costo de venta por gramo es de:
𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 = $52,15
500𝑔 ℎ𝑖𝑑𝑟𝑜𝑙𝑖𝑧𝑎𝑑𝑜
𝑪𝒐𝒔𝒕𝒐 = $𝟎, 𝟎𝟔𝟐
𝒈 𝒉𝒊𝒅𝒓𝒐𝒍𝒊𝒛𝒂𝒅𝒐
Teniendo en cuenta todo lo anterior, el hidrolizado de queratina producido en el
laboratorio a partir de cabello humano, puede ingresar al mercado de productos
similares, pero para determinar su precio de venta final y tener una idea de la
43
viabilidad comercial, se debe realizar un estudio de mercado y sebe tomar en cuenta el
costo del tratamiento de los residuos producidos en el proceso.
4.4. Determinación del costo del acondicionador capilar producido
Se determinan los costos directos y costos indirectos necesarios para producir 300 mL
de acondicionador capilar formulado con queratina.
4.4.1. Costos Directos. Dentro de los costos directos que intervienen en la
formulación del acondicionador se tiene:
Materiales Directos. En la tabla 21 se detallan los costos de la materia prima
utilizada en la formulación del acondicionador capilar.
Tabla 21. Costo de materia prima
Reactivo Cantidad,
g Precio
($) Cantidad
Usada Costo ($)
Alcohol cetoestearilico 100 2,54 40 1,0176
Phenova 30 1,14 4 0,1520
Cetrimonium Chloride 30 0,455 4 0,0607
Germall 115 30 0,658 1,6 0,0351
Aroma Panthene 30 1,842 4 0,2456
Colorante 30 0,965 0,1 0,0032
Hidrolizado de keratina 100 6 40 2,4000
Acido cítrico 30 0,2193 5 0,0366
TOTAL 3,9507
Mano de obra directa. Los costos de la mano de obra directa se determinaron
tomando como referencia el salario que gana un técnico laboratorista, este rubro se
presenta en la tabla 22.
Tabla 22. Costo mano de obra directa
SALARIO
% IESS
(12.15%
empresa)
Décimo
tercero
Décimo
cuarto
(1SBU)
Vacaciones
(salario/24)
Fondos de
reserva
(8.33% del
salario)
Total
gastos
mensual
Horas
Hombre
al mes
(8H/día)
Costo
$/HH
Técnico 389,66 47,34 32,47 31,25 16,24 32,458678 549,42 240 2,29
Horas trabajadas para producir acondicionador 1
Costo mano de obra directa ($) 2,29
44
Insumos. El costo de la energía utilizada por los equipos para la formulación del
acondicionador capilar y el costo los insumos se presentan en la tabla 23 y tabla 24
respectivamente.
Tabla 23. Costo de la energía utilizada para la elaboración de acondicionador
Equipo Potencia
kW tiempo h
Consumo kWh
Costo $
Agitador magnético 0,8 0,833 0,6664 0,053978
Parrilla eléctrica Taurus 0,7 1 0,7 0,0567
TOTAL 0,110678
Tabla 24. Costo de Insumos
Cantidad Valor $ Cantidad
Usada Costo $
Agua Potable, m3 1 0,45 0,000265 0,0001193
Envase de plástico 1 0,5 1 0,5100
TOTAL 0,5101
4.4.2. Costos Indirectos. Al tratarse de un producto obtenido a nivel de laboratorio
solo se consideró como costo indirecto la amortización de los equipos. La amortización
del costo de los equipos usados en la formulación del acondicionador capilar, se
presentan a continuación en la tabla 25.
Tabla 25. Amortización
Equipos Precio $ Vida Útil,
años Tiempo, h Costo
Agitador magnético 30 2 1 0,0017
Parrilla eléctrica Taurus 535 7 0,5 0,0044
TOTAL 0,0061
4.4.3. Cálculo del costo total. Para el cálculo del costo del acondicionador se suman
los valores obtenidos anteriormente de acuerdo a la ecuación (20):
𝐶𝐴 = 𝐶𝐷 + 𝐶𝐼 (20)
Donde:
CA = Costo del Acondicionador
CD = Costo Directo
CI = Costo Indirecto
𝐶𝐴 = $26,8665 + $0,0061
𝑪𝑨 = $𝟔, 𝟖𝟕𝟐𝟓
45
Para determinar el costo por mililitro se toma en cuenta que se obtuvieron 300 mL de
acondicionador y se aplica la fórmula 21:
𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 𝑚𝐿 = $
𝑐𝑎𝑛𝑡𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑑𝑒 𝑎𝑐𝑜𝑛𝑑𝑖𝑐𝑖𝑜𝑛𝑎𝑑𝑜𝑟 (21)
𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 𝑚𝐿 = $6,8725
300𝑚𝐿
𝑪𝒐𝒔𝒕𝒐 𝒎𝑳 = 𝟎, 𝟎𝟐𝟐𝟗$
𝒎𝑳
4.4.4. Costo de acondicionador comercial. Los 385 mL de un acondicionador
comercial del mercado tienen un costo de $12,95 lo que determina que el costo por
mililitro de acondicionador es de:
𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 𝑚𝐿 = $
𝑐𝑎𝑛𝑡𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑑𝑒 𝑎𝑐𝑜𝑛𝑑𝑖𝑐𝑖𝑜𝑛𝑎𝑑𝑜𝑟
𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 𝑚𝐿 = $12,95
385𝑚𝐿
𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜 𝑚𝐿 = 0,0336$
𝑚𝐿
46
5. RESULTADOS
5.1. Procedimiento realizado para la obtención de queratina
A continuación, en la figura 14 se presenta el procedimiento realizado para la
obtención del hidrolizado de queratina.
Recolección de materia prima(Residuos de cabello)
Lavado
Secado
Hidrolisis
Filtración 2
Oxidación
Agua + Jabón Impurezas
H2O
Na2S
H2O2 30%
T=40ªCt=4h
T=ambiente 20°C
t= 50min
Alcohol Potable 70%
Residuos de Cabello
Centrifugación Melanina
V=2500rpm t=20min
Hidrolizado de Queratina
H2SO4 20%
pH=7
Neutralización
Filtración 1 H2O
Figura 14. Diagrama de flujo del procedimiento realizado para la obtención de queratina
47
5.2. Cuantificación de proteínas
A continuación, en la tabla 26 se presentan los resultados de la cantidad de proteína
presente en los hidrolizados de queratina, obtenidos por el método de Biuret.
Tabla 26. Concentración y cantidad de proteína presentes en los hidrolizados de queratina
Solución Concentración,
mg/mL Promedio,
mg/mL Masa Proteína,
mg Promedio,
mg
Q1 2,3692
2,4393
189,54
195,15 Q2 2,3282 186,26
Q3 2,6205 209,64
Q4 2,1846
2,1761
174,77
174,09 Q5 2,3282 186,26
Q6 2,0154 161,23
Q7 1,8872
1,8171
150,97
145,37 Q8 1,7744 141,95
Q9 1,7897 143,18
Q10 5,5436
5,5744
443,49
445,95 Q11 5,7179 457,44
Q12 5,4615 436,92
Q13 8,1282
6,8940
650,26
551,52 Q14 6,2667 501,33
Q15 6,2872 502,97
Q16 6,2769
5,9521
502,15
476,17 Q17 5,6000 448,00
Q18 5,9795 478,36
Q19 6,0564
5,7744
484,51
461,95 Q20 5,7590 460,72
Q21 5,5077 440,62
Q22 7,4462
7,5316
595,69
602,53 Q23 7,6000 608,00
Q24 7,5487 603,90
Q25 7,9949
7,1709
639,59
573,68 Q26 6,5026 520,21
Q27 7,0154 561,23
48
5.3. Densidad de los hidrolizados de queratina obtenidos
En la tabla 27 se puede observar la densidad de las soluciones de queratina obtenidas
las cuales se determinaron por el método del picnómetro.
Tabla 27. Densidad de hidrolizados de queratina obtenidos
Solución Densidad,
g/mL Promedio
Q1 1,0069
1,0070 Q2 1,0073
Q3 1,0068
Q4 1,0098
1,0093 Q5 1,0112
Q6 1,0068
Q7 1,0079
1,0074 Q8 1,0018
Q9 1,0124
Q10 1,0196
1,0193 Q11 1,0181
Q12 1,0200
Q13 1,0259
1,0261 Q14 1,0268
Q15 1,0256
Q16 1,0246
1,0250 Q17 1,0266
Q18 1,0239
Q19 1,0330
1,0286 Q20 1,0259
Q21 1,0268
Q22 1,0278
1,0307 Q23 1,0345
Q24 1,0298
Q25 1,0301
1,0322 Q26 1,0340
Q27 1,0327
49
5.4. Viscosidad de las soluciones de Queratina
En la tabla 28 se muestran los valores de viscosidad de las soluciones de queratina
obtenidos mediante el viscosímetro de Ostwald.
Tabla 28. Viscosidad de hidrolizados de queratina obtenidos
Solución tpromedio, s
Viscosidad,
cp
Q1
57,8000 1,0653 Q2
Q3
Q4
62,620 1,1575 Q5
Q6
Q7
63,947 1,1798 Q8
Q9
Q10
63,780 1,1903 Q11
Q12
Q13
66,153 1,2423 Q14
Q15
Q16
66,567 1,2484 Q17
Q18
Q19
73,923 1,3977 Q20
Q21
Q22
74,347 1,3987 Q23
Q24
Q25
64,713 1,2201 Q26
Q27
50
5.5. Porcentaje de sólidos de las soluciones de Queratina
En la tabla 29 se muestran los valores de porcentaje de sólidos obtenidos para las
distintas soluciones de queratina obtenidas.
Tabla 29. Porcentaje de sólidos de los hidrolizados de queratina obtenidos
Solución Sólidos,
% Promedio
Q1 1,2476
1,3733 Q2 1,4264
Q3 1,4459
Q4 1,6274
1,5609 Q5 1,7549
Q6 1,3003
Q7 1,6423
1,5117 Q8 1,0134
Q9 1,8796
Q10 3,8071
3,9717 Q11 4,1522
Q12 3,9559
Q13 6,2932
6,3419 Q14 6,5875
Q15 6,1449
Q16 6,7310
7,0477 Q17 7,2943
Q18 7,1178
Q19 8,4366
8,6306 Q20 8,8245
Q21 8,6308
Q22 9,4094
9,2788 Q23 9,1384
Q24 9,2887
Q25 9,1301
9,1777 Q26 9,2241
Q27 9,1789
51
5.6. Análisis Estadístico para la obtención de queratina
Se emplea un análisis de varianza (ANOVA) que permite realizar un estudio y análisis
de los datos experimentales. La idea general de esta técnica es separar la variación
total en las partes con las que contribuye cada fuente de variación en el experimento.
Para observar si las variables concentración de sulfuro de sodio y volumen de
peróxido de hidrogeno tienen una influencia significativa en la variable respuesta, se
realizó un análisis de varianza ANOVA utilizando el programa estadístico statgraphics
obteniendo la siguiente tabla:
Tabla 30. ANOVA para la obtención de queratina
Fuente Suma de
cuadrados Gl
Cuadrado medio
Razón-F
Valor-P
Valor critico de F
Efectos principales
A:Sulfuro de Sodio 115,063 2 57,5317 260,91 0,0000 3,55
B: Peróxido de Hidrogeno
4,0017 2 2,00089 9,07 0,0019 3,55
Interacciones
AB 4,52357 4 1,13089 5,13 0,0062 2,93
Residuos 3,96901 18 0,22050
Total (corregido) 127,558 26
La tabla descompone la variabilidad de concentración de proteína en contribuciones
debidas a varios factores. La contribución de cada factor se mide eliminando los
efectos de los demás. Los valores-P prueban la significancia estadística de cada uno
de los factores.
El factor A correspondiente a la concentración de sulfuro de sodio y el factor B
correspondiente al volumen de peróxido de hidrógeno, tienen un valor-p menor a 0,05,
por lo tanto, se puede establecer que son significativamente influyentes en la variable
concentración de proteína con un 95% de nivel de confianza.
El estadístico F obtenido del factor A y B es mayor al F crítico calculado a un 95% de
confianza, por lo tanto, se rechaza la hipótesis nula y se acepta la hipótesis alternativa,
52
por lo que el factor A tiene influencia en la variable concentración de proteína,
eliminando el efecto del factor B y el factor B tiene influencia en la variable
concentración de proteína, eliminando el efecto de A.
En el caso de la interacción de ambos factores AB, se tiene que el estadístico F
obtenido es mayor al F crítico calculado a un 95% de confianza, rechazando la
hipótesis nula, por lo que la interacción de ambos factores si influye en la variable
concentración de proteína.
La figura 15 muestra los efectos de los factores sulfuro de sodio y peróxido de
hidrogeno de manera individual. Se observa que la variable sulfuro de sodio tiene
mayor influencia en la variable respuesta concentración de proteína.
Figura 15. Efectos principales para concentración de proteína
La figura 16 representa la gráfica de medias para la concentración de sulfuro de sodio,
se puede observar que se obtuvieron diferentes concentraciones de proteína con los
distintos niveles de esta variable.
Figura 16. Medias determinadas para la concentración de sulfuro de sodio (95%
de confianza)
Sulfuro de sodio
0,1 0,5
Peroxido de hidrogeno
1,0 4,0
Gráfica de Efectos Principales para Concentración de Proteina
2,6
3,6
4,6
5,6
6,6
7,6
Co
ncen
trac
ión
de
Pro
tein
a
0,1 0,3 0,5
Medias y 95,0% de Fisher LSD
Sulfuro de sodio
1,6
2,6
3,6
4,6
5,6
6,6
7,6
Co
ncen
tració
n d
e P
rote
ina
53
5.7. Mejores condiciones
Las mejores condiciones estimadas para la obtención de queratina se las determinó
mediante el software estadístico STATGRAPHICS esto se puede observar en la figura
17.
Figura 17. Condiciones óptimas para la obtención de queratina
Los valores correspondientes a las condiciones óptimas de obtención de queratina se
presentan a continuación, en la tabla 31.
Tabla 31. Resultados condiciones óptimas para la obtención de queratina
Concentración Na2S,
M
Volumen de
H2O2, mL
Concentración de
proteína, mg/mL
0,45 3,08 7,57
5.8. Análisis elemental
A continuación, en la tabla 32 se presentan los resultados del análisis elemental de la
solución de caseína estándar y el hidrolizado de queratina.
Tabla 32. Análisis elemental de hidrolizado de queratina y solución de caseína estándar
Muestra %N %C %H %S
Queratina 0,65 1,3 5,94 0,83
Caseína 0,68 0,67 4,00 0,28
54
5.9. Resultados caracterización de queratina
En la tabla 33, se presentan los resultados obtenidos de la caracterización del
hidrolizado de queratina empleando las condiciones óptimas del proceso.
Tabla 33. Caracterización del hidrolizado de queratina obtenido
Organoléptico Resultado
Color Ámbar
Olor Característico, ligeramente
desagradable
Fisicoquímico
Concentración de proteína
total
7,53 mg/mL
Densidad 1,0345 g/mL
Viscosidad 1,6 cp
pH 7
5.10. Caracterización de acondicionador capilar
En la tabla 34 se presentan los resultados de los controles fisicoquímicos y
organolépticos realizados en el acondicionador capilar obtenido.
Tabla 34. Caracterización del acondicionador capilar obtenido
Organoléptica Método Resultado
Color Visual Amarillo
Olor Olfato Agradable, fuerte
Textura Aplicación en el cabello Suave, no forma grumos
Fisicoquímicas
pH Analizador multiparámetro 4,4
Tipo de emulsión Solubilidad o/w
Viscosidad Reómetro 3,5 Pa.s
Control Microbiológico
Mesófilos Aerobios Recuento en Placa Ausencia
E. Coli Recuento en placa Ausencia
Hongos y levaduras Recuento en placa Ausencia
55
5.11. Análisis de costos
En la tabla 35, se presentan los resultados del análisis de costos realizado. Se puede
observar los costos del hidrolizado de queratina y acondicionador capilar obtenidos y
su respectivo costo comercial.
Tabla 35. Análisis de costos del hidrolizado de queratina y acondicionador capilar obtenidos.
Costo obtenido ($/g) Costo comercial ($/g )
Hidrolizado de
Queratina
0,063 0,104
Acondicionador capilar 0,022 0,033
56
6. DISCUSIÓN
En lo que se refiere a la etapa de preparación de la muestra de cabello recolectada
para el proceso de obtención de queratina, se considera lo siguiente:
La muestra de cabello recolectado está formada de distintos tipos de cabellos debido
a que se trata de un residuo de los centros de belleza. Esta muestra generalmente
presenta contaminantes como polvo debido a la presencia natural de sebo que tiene
el pelo. Autores como Han, Chun, Lee, Lee, & Chung (2008) y Wang et al. (2012)
recomiendan lavar la muestra con agua y jabón para posteriormente realizar un
segundo lavado con etanol al 70% para remover la grasa del cabello. Sin embargo,
en este trabajo se trató de encontrar alternativas a este proceso, con el fin de reducir
costos. Para ello, en el segundo lavado de la muestra se empleó alcohol potable que
es más económico, para desengrasar el cabello. Se sumergió la muestra en el
alcohol y posteriormente se enjuagó con abundante agua. Dando buenos resultados.
En la etapa de secado, a la muestra recolectada y lavada de aproximadamente 1kg
se la secó a temperatura ambiente. El proceso demoró aproximadamente 2 días.
También se puede eliminar el agua presente en la muestra mediante el uso de una
estufa u horno a 30°C, sin embargo, se consideró esta alternativa por ser más
económica.
Un problema de trabajar con la muestra de cabello recolectada tratada y seca, es
que pequeñas cantidades ocupan un gran volumen. La reducción de tamaño
soluciona el inconveniente, para este fin se empleó tijeras al igual que Salazar
(2013).
En la etapa de hidrólisis del cabello con sulfuro de sodio se analiza lo siguiente:
Con el fin de determinar el mejor proceso de obtención de queratina se evaluó la
influencia de la concentración de sulfuro de sodio y peróxido de hidrógeno, durante el
proceso de hidrólisis. La tabla 30 muestra el análisis de varianza ANOVA,
determinándose que existe una influencia significativa del sulfuro de sodio y peróxido
de hidrógeno en la concentración de proteína del hidrolizado. Constituyendo el
57
sulfuro de sodio la variable de mayor influencia y con la cual de acuerdo a la tabla
26 su aumento progresivo permite recuperar una mayor cantidad de proteína hasta
cierto límite (0,5M), por lo que se considera apropiado hacer ensayos a mayores
concentraciones.
La concentración con la que se recuperó la menor cantidad de proteína fue con
sulfuro de sodio 0,1M. Ésta concentración fue usada por S. Wang et al. (2012) en la
obtención de un hidrolizado de queratina a partir de cabello, para la elaboración de
un hidrogel de queratina con fines médicos. No se eligió esa concentración como la
adecuada para este proceso ya que se busca obtener un hidrolizado con una mayor
concentración de proteína con similares características a uno comercial y que la
cantidad de residuo producido sea mínima. Con la concentración de 0,1M de sulfuro
de sodio se disuelve aproximadamente el 15% del cabello, con 0,3M se disuelve
aproximadamente el 65% del cabello y con una concentración de 0,5M se disuelve el
74% del cabello. Se determinó la concentración de 0,45M de sulfuro de sodio (tabla
31) como la adecuada para este proceso mediante el software estadístico
Statgraphics, con esta concentración se produce una menor cantidad de residuo y
una mayor concentración de proteína. Una concentración similar fue usada por
Gupta et al. (2012) en la obtención de un hidrolizado de queratina a partir de plumas
de pollo. En ese trabajo utilizaron un volumen de 2L de sulfuro de sodio para disolver
50g de plumas, lo que equivale a unos 200mL para disolver 5g de plumas, siendo un
volumen mayor de sulfuro de sodio el empleado al compararlo con el utilizado para la
para la hidrólisis de cabello. Sin embargo, hay que tomar en cuenta que las plumas
de pollo no tienen la misma estructura del cabello humano, también presentan raquis
y cálamo, estructuras que son más resistentes.
Se siguió el procedimiento descrito por Florido (2007) para la obtención de queratina,
obteniéndose un hidrolizado de color negro, debido a la presencia de melanina. Para
solucionar este inconveniente se emplearon varias alternativas como el uso de
carbón activado, un filtro con diámetro de poro de 0,43µm y mediante centrifugación.
Utilizando el carbón activado éste se adhiere al hidrolizado, pero no se logra la
aclaración del mismo. Empleando el filtro de 0,43µm se logra obtener un hidrolizado
claro de color ámbar, sin embargo, también se reduce la cantidad de proteína
presente. Con la centrifugación se obtuvieron los mejores resultados. Se logró
separar la melanina sin afectar considerablemente la concentración de proteína. El
hidrolizado fue centrifugado a 2500 rpm durante 20min, después de la etapa de
hidrólisis. Este problema no se presenta en la hidrólisis de plumas de pollo debido a
58
que éstas son blancas, el hidrolizado obtenido es claro y de un color amarillo
(Salazar, 2013).
Se intentó implementar un procedimiento inverso al propuesto por Florido (2007) en
el cual a la muestra de pelo seca, se la somete a un proceso de decoloración
mediante la acción de polvo decolorante (sales de persulfato e hidróxido de amonio)
y peróxido de hidrogeno al 30%, para después continuar con la hidrólisis con sulfuro
de sodio. Se esperaba que con la oxidación y la posterior hidrólisis, el hidrolizado
obtenido sea claro y no tenga un color negro. Sin embargo, al obtener el hidrolizado
éste presenta un olor completamente desagradable. Posiblemente debido al agresivo
tratamiento se degradan algunos aminoácidos como la cisteína, produciendo un mal
olor, por lo que no fue conveniente obtener el hidrolizado de queratina por este
método.
Durante la oxidación con H2O2 se observó la formación de espuma característica
propia de los hidrolizados de proteína y se observó un aumento de temperatura. Aquí
se produce una reoxidación de determinados enlaces de la queratina. Se ha
evidenciado que mediante la adición de H2O2 se puede volver a formar los enlaces
disulfuro. Sin embargo, no se restituye el patrón cristalino de la queratina debido a
que los enlaces no se forman igual que en la estructura original. Se determinó un
volumen de 3,08mL de peróxido de hidrógeno al 30% como el más adecuado para el
proceso (tabla 31), con este volumen se produce una reacción completa. Con el
volumen de 4mL se evidencia un exceso de H2O2 y las condiciones son más
oxidantes.
En la caracterización del hidrolizado de queratina obtenido se toman en consideración
los siguientes puntos:
Se realizó un análisis elemental del hidrolizado de queratina y de la solución patrón
de caseína (Tabla 32). Se observa que ambas soluciones de proteína son similares,
presentando la queratina un mayor porcentaje de azufre debido a la presencia de
cisteína la cual a través de los enlaces disulfuro le proporcionan rigidez y resistencia,
propiedades que caracterizan a este tipo de proteína. La cantidad de proteína fue
cuantificada por espectrofotometría empleando el reactivo de Biuret y una solución
estándar de caseína. La cantidad de proteína obtenida en el hidrolizado de queratina
59
fue de 7,53 mg/mL (tabla 33), valor que se acerca al de la queratina comercial que es
de 8,1 mg/mL (ANEXO E).
En cuanto a la densidad se puede observar en la tabla 27 que de igual forma el
hidrolizado es más denso cuando se emplea una mayor concentración de sulfuro de
sodio. Para el hidrolizado obtenido el valor de densidad fue de 1,030g/mL.
Comparándolo con el valor de densidad del hidrolizado comercial que es de
1,10g/mL; se observa que este último es un poco más denso, esto debido a que el
hidrolizado comercial es un poco más concentrado. El valor de viscosidad obtenido
es de 1,6 cp similar al reportado por Pardo & Rogel (2015) que es de 1,65 cp quienes
obtuvieron un hidrolizado a partir de plumas de pollo. Sin embargo, el hidrolizado
comercial es más viscoso, posiblemente porque el método de hidrólisis utilizado para
obtenerlo no es el mismo que se realizó en este trabajo.
Mediante el programa estadístico STATGRAPHICS, se determinaron las mejores
condiciones del proceso para la obtención del hidrolizado de queratina. Estas
condiciones óptimas corresponden a una concentración 0,45 M de sulfuro de sodio y
3,08 mL de volumen de peróxido de hidrógeno al 30% para obtener
aproximadamente 80mL de hidrolizado con una concentración de proteína de 7,57
mg/mL. Como se puede observar en la figura 15 la variable de mayor influencia en la
concentración de proteína es el sulfuro de sodio, debido a que a concentraciones
altas de este compuesto existe una mayor hidrólisis.
En la formulación de un acondicionador capilar para el cabello se analiza lo siguiente:
Villa et al. (2013) establecen una formulación para un acondicionador capilar
utilizando un hidrolizado de queratina de plumas de pollo con una concentración de
proteína de 1,53 mg/mL. En la formulación se utiliza un 10% en peso de ésta
queratina. Sin embargo, debido a que la queratina obtenida es de mayor
concentración con 7,53mg/mL, se empleó solo un 5% en peso referido al peso total
de la composición, para formular el acondicionador, ya que al agregar cantidades
mayores la emulsión pierde viscosidad y no es estable.
Las características de color, olor y textura del acondicionador son agradables a los
sentidos presentando un color claro, no presenta un olor fuerte o pungente y su
textura permite la aplicación correcta por todo el cabello. Debido a que se trata de un
producto cosmético de uso humano se realizó un ensayo microbiológico como se
60
observa en el (ANEXO D), determinándose que no existe la presencia de
microorganismos que puedan causar daños a la salud.
En base a la figura 15 que considera los efectos principales de los factores sobre la
variable respuesta: concentración de proteína, se puede observar que en la curva
correspondiente a la concentración de sulfuro de sodio no queda definido si a
concentraciones superiores a 0,5 M se obtendría una mayor o una menor
concentración de proteína. De acuerdo a lo señalado anteriormente a
concentraciones superiores de sulfuro de sodio se procesaría una cantidad de
cabello mayor al 74% lo que provocaría la formación de una emulsión de color negro
y por lo tanto se dañaría la muestra tratada. También se ha establecido que a
condiciones alcalinas severas se da lugar a la destrucción de las cadenas peptídicas,
por lo tanto, para concentraciones superiores de sulfuro de sodio se esperaría la
destrucción de más enlaces peptídicos, provocando una disminución de la
concentración de proteína lo cual se determinaría por espectrofotometría UV-Vis.
61
7. CONCLUSIONES
Se logró la obtención de queratina mediante una hidrólisis alcalina a partir de
residuos de cabello humano provenientes de centros de belleza. El hidrolizado de
queratina obtenido tiene una concentración de proteína total de 7,53 mg/mL la cual
fue cuantificada mediante espectrofotometría UV-Vis.
Las mejores condiciones del proceso estimadas mediante análisis estadístico
usando la técnica de superficie de respuesta corresponden a 0,45M de sulfuro de
sodio y 3,08mL de peróxido de hidrógeno, obteniéndose a partir de 5g de cabello,
80mL de hidrolizado el cual tiene 602,4mg de proteína total aproximadamente.
La mayor cantidad de queratina fue obtenida a altas concentraciones de sulfuro de
sodio en un tiempo de reacción de 4h. Determinándose que esta variable gobierna
el proceso, ya que presenta mayor influencia en la hidrólisis de queratina, como se
indica en la figura 15.
Mediante el análisis de costos se estimó que el precio por gramo de hidrolizado de
queratina obtenido es de 0,06$. Al compararlo con el precio comercial de un
hidrolizado similar que es de 0,10$ se establece que es factible producirlo por el
método de obtención estudiado, generando una alternativa económica que puede
competir en el mercado con productos de este tipo.
Se determinó que para la elaboración de un acondicionador capilar con este tipo de
hidrolizado concentrado, es necesario el uso de un 5% del mismo en la formulación
indicada en la tabla 8, ya que a mayor cantidad la emulsión pierde viscosidad y no
es estable. El acondicionador obtenido es económico y no presenta
microorganismos que puedan afectar a la salud por lo que es apto para su uso.
62
8. RECOMENDACIONES
Para reducir el tamaño de la muestra de cabello para la etapa de hidrólisis es
recomendable utilizar un molino de cuchillas, ya que el proceso utilizando tijeras es
demoroso y además el cabello se pega a toda superficie alrededor.
Se recomienda realizar un escalado del proceso de obtención de queratina
planteado, con el fin de determinar que equipos son necesarios para el diseño de
una planta piloto de producción del hidrolizado.
Evaluar la posibilidad de utilizar los desechos generados en la etapa de hidrólisis
(restos de cabello) para otras posibles aplicaciones como producción de fertilizantes
orgánicos o producción de un material adsorbente de metales pesados.
Probar distintos procesos de hidrólisis, que empleen otro tipo de reactivo y
comparar con el método propuesto para evaluar si se produce el mismo tipo de
residuos.
Determinar la factibilidad de utilizar la melanina separada, en la producción de
protectores solares o en la elaboración de maquillaje.
63
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68
ANEXOS
69
ANEXO A. Proceso de obtención de Queratina
Figura A.1. Lavado de la muestra de cabello
Figura A.2. Muestra de cabello seca
Figura A.3. Solución de Sulfuro de Sodio y muestra de cabello para hidrólisis
70
Figura A.4. Incubación de muestras por 4h a 40°C en estufa
Figura A.5. Oxidación de muestras con H2O2 en agitador magnético
Figura A.6. Muestras de hidrolizado de queratina obtenidas
71
Figura A.7. Centrifugación de hidrolizado de queratina
Figura A.8. Melanina separada después de centrifugar el hidrolizado
Figura A.9. Hidrolizado de queratina obtenido A) Sin centrifugar B) Centrifugado
A B
72
ANEXO B. Caracterización del Hidrolizado de Queratina obtenido
Figura B.1. A) Espectrofotómetro UV-Vis B) Ensayo de proteína total en el
hidrolizado de queratina (Método de Biuret)
Figura B.2. Equipo de análisis elemental
Figura B.3. Determinación de densidad y viscosidad de hidrolizado de queratina
A B
73
ANEXO C. Formulación de acondicionador capilar con queratina
Figura C.1. Fase acuosa y fase oleosa para formulación de acondicionador
Figura C.2. Adición de hidrolizado de queratina a la emulsión formada
Figura C3. Acondicionador capilar formulado y envasado
74
ANEXO D. Caracterización del acondicionador capilar formulado
Figura D.1. Reómetro Anton PAAR
Figura D.2. Medios de cultivo utilizados para análisis microbiológico de
acondicionador
Figura D.3. Siembra en placa de muestra de acondicionador en medios de cultivo
75
Figura D.4. Muestras de acondicionador incubadas durante 48h en medio de
cultivo Agar nutrientre mas inhibidor tween 80
Figura D.5. Muestras de acondicionador incubadas durante 48h en medio de
cultivo Agar McConkey más inhibidor tween 80
76
Figura D.6. Muestras de acondicionador incubadas durante 7días en medio de
cultivo Sabourad más inhibidor tween 80
77
ANEXO E. Ficha técnica de hidrolizado de Queratina
Se presenta la ficha técnica del hidrolizado de queratina comercial, se adiciona la
concentración de proteína medida por el método de Biuret y el precio al que se
encuentra actualmente.
Prueba Hidrolizado de Queratina CSP
Organoléptico
Aspecto A
Liquido Fluido
Color A
Amarillo
Olor A
Característico desagradable
Fisicoquímico
Concentración de Proteína B
8,1mg/mL
Densidad A
1,1 a 1,2 g/mL
pH A
5.0 -7.5
Solubilidad A
Soluble en disoluciones acuosas
Sólidos Totales A
9,5-10,5%
Otros
Precio ($/500g) C
52,15
A (Jabonería de Suval) B (Cuantificación realizada experimentalmente) C (Investigación propia)