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UNIVERSIDAD TÉCNICA ESTATAL DE QUEVEDO
FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES
ESCUELA DE INGENIERÍA FORESTAL
Proyecto de Investigación previo a la
obtención del título de Ingeniera
Forestal
Proyecto de investigación:
“DESINFECCIÓN DE SUSTRATOS PARA EL CONTROL DE FITOPATÓGENOS EN LA
GERMINACIÓN Y DESARROLLO DE PLÁNTULAS DE Ochroma pyramidale (Cav. Ex.
Lam.)Urb. (balsa) A NIVEL DE VIVERO”
Autor:
VILLVICENCIO MURILLO MAROLI MABEL
Director del Proyecto de Investigación:
ING. FOR. LOPEZ TOBAR ROLANDO MANUEL MSC.
QUEVEDO – LOS RÍOS – ECUADOR
2019
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ii
Declaración de Autoría y Cesión de Derechos
Yo, Maroli Mabel Villavicencio Murillo , declaro bajo juramento que el trabajo aquí descrito
es de mi autoría; el cual no ha sido previamente presentado para ningún grado o calificación
profesional y que he consultado las referencias bibliográficas que se incluyen en este
documento.
La Universidad Tecnica Estatal de Quevedo, puede hacer uso de los derechos correspondientes
a este trabajo, según lo establecido por la Ley de Propiedad Intelectual, por su Reglamento y
por la normatividad institucional vigente.
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Maroli Mabel Villavicencio Murillo
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Certificación del Director de Proyecto de Investigación
El suscrito, Ing. For. Rolando Manuel López Tobar, Docente de la Universidad Técnica
Estatal de Quevedo, certifica que el Estudiante Maroli Mabel Viilavicencio Murillo , realizó
el Proyecto de Investigación de grado titulado Desinfección de sustratos para el control de
fitopatógenos en la germinación y desarrollo de plántulas de Ochroma pyramidale (Cav.
Ex.Lam.)Urb. (balsa) a nivel de vivero. previo a la obtencion del título de Ingeniero Forestal,
bajo mi dirección, habiendo cumplido con todas las disposiciones reglamentarias establecidas
para el efecto.
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Ing. For. Rolando Manuel López Tobar
DIRECTOR DEL PROYECTO DE INVESTIGACIÓN
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iv
UNIVERSIDAD TÉCNICA ESTATAL DE QUEVEDO
FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES
CARRERA DE INGENIERÍA FORESTAL
PROYECTO DE INVESTIGACIÓN:
Desinfección de sustratos para el control de Fitopatógenos en la germinación y
desarrollo de plántulas de Ochroma pyramidale (Cav. Ex.Lam.)Urb. (balsa) a nivel de
vivero.
Presentado al Consejo Directivo como requisito previo a la obtención del Título de Ingeniera Forestal:
APROBADO POR:
Ing. Carlos Belezaca P. Ph.D.
PRESIDENTE DEL TRIBUNAL
Ing. Nicolás Cruz, Ph.D. Ing. Enrique Nieto, Ph.D.
INTEGRANTE DEL TRIBUNAL INTEGRANTE DEL TRIBUNAL
Quevedo - Los Ríos - Ecuador
2019
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v
AGRADECIEMIENTO
A Dios, todo poderoso, que me ha conservado con vida, salud, me dio inteligencia, y ha guiado,
cuidado de mí hasta hoy.
A mis padres, por su dedicación y amor incondicional, y a mis abuelos por brindarme su ayuda
y su amor, y a mis hermanos y mi sobrina.
A la escuela de Ingeniería Forestal, Facultad de Ciencias Ambientales, por darme la
oportunidad de formarme académicamente y culminar mis estudios.
A mi tutor Ing. Rolando López Tobar y mis docentes Dr. Carlos Belezaca Pinargote, Ing. Edwin
Jiménez, Ing. Pedro Suatunce, gracias por su ayuda brindada.
A la empresa PLANTABAL 3A COMPOSITIES S.A., por haberme facilitado sus
instalaciones para realizar este trabajo de investigación, de esta manera muy especial mi gratitud
al Ing. Marcelino Guachambala, gerente del departamento de Genética, a la Ing. Cinthia
Zambrano, Ing. Bernardo Castro, Ing. Geovanna Loor, por depositar su confianza en mí y por
su ayuda para realizar este proyecto.
Al Ing. Ricardo Paredes, Jefe de vivero, quien me ayudó mucho con el proyecto de
investigación y al personal de trabajo de vivero quienes forman parte de este proyecto por su
ayuda incondicional en especial el Sr. Marcelo.
A mis compañeros tesistas Henry Huaraca, Nicolás Yépez, Erick Pinargote, Kevin Villacis
gracias por acompañarme día a día y por brindarme su amistad.
A mis compañeros y amigos Ximena C, Derian S, Kevin A, Danny S, Mery A, María L, Jennifer
M, Kevin P, Cristian A, Paulo I, Angie S, Joselyn Q, Karla L, Luis C, Mariela M, Rony S, Jean
Pierre S .
A mi mejor amigo Jefferson Castro, gracias por siempre estar conmigo, escucharme y ayudarme
cuando lo necesito siempre estaré agradecida te quiero 3 millones.
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vi
DEDICATORIA
A Dios, por permitirme alcanzar esta meta que es muy importante para mí y
gracias por darme paciencia y sabiduría para poder triunfar en la vida
profesional.
A mis queridos padres, Rodolfo Samuel Villavicencio Suarez y Fabiola del
Rosario Murillo Cercado, y mi querido hermano Elkin Rodolfo Villavicencio
Murillo y a la niña de mis ojos mi Génesis Fabiana Villavicencio Murillo y
Adriana Annabelle Villavicencio Murillo por brindarme su amor y su apoyo
durante este camino muy difícil y de lucha, a mis abuelitos queridos que siempre
me apoyan y me apoyaran gracias por darme buenos consejos y todo el amor
del mundo son mis segundos padres viviré siempre agradecida.
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RESUMEN EJECUTIVO
La presente investigación se realizó en la empresa PLANTABAL 3A COMPOSITIES S.A,
ubicada en el cantón Quevedo, perteneciente a la provincia de los Ríos. Se planteó determinar
el tratamiento con mayor eficacia en la desinfección de sustrato para el control de Fusarium
spp bajo invernadero en el semillero de balsa (Ochroma pyramidale). Se procedió a desinfectar
los sustratos Compost de balsa convencional y Sustrato de tierra pura, mediante vapor, basamid
y tindalización, se realizaron análisis de suelo y carga microbiana, y por último se sembraron
las semillas de balsa. Los 19 tratamientos se distribuyeron en un diseño completo al azar (DCA),
cada tratamiento estuvo constituido por 1176 plántulas de balsa distribuidas en 14 bandejas de
84 cavidades cada una. En plantas de 3.5 semanas de germinación, se evaluaron variables
fenotípicas, y para el efecto se empleó 98 plantas por tratamientos (7 plantas por bandeja). La
menor carga microbiana (bacteria y hongos), se registró en el sustrato Suelo puro con basamid.
La mejor desinfección de sustrato se determinó en compost de balsa con desinfección basamid
en proporción (400 g / m3), superando al compost de balsa pura (testigo). El mayor porcentaje
de germinación fue notable en compost de balsa con desinfección a tindalización con un
porcentaje de 99,49%. En el análisis de variables fenotípicas, los mejores tratamientos fueron
3 y 9.
Palabras claves: desinfección, balsa, sustrato, tratamiento.
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ABSTRACT
The present investigation was carried out in the company PLANTABAL 3A COMPOSITIES
S.A, located in the canton Quevedo, belonging to the province of Los Ríos. It was proposed to
determine the treatment with greater efficacy in the disinfection of substrate for the control of
Fusarium spp under greenhouse in the balsa seedbed (Ochroma pyramidale). We proceeded to
disinfect the substrates Compost of conventional raft and Substrate of pure earth, by means of
steam, basamid and tindalization, analyzes of soil and microbial load were carried out, and
finally the balsa seeds were sown. The 19 treatments were distributed in a complete randomized
design (DCA), each treatment consisted of 1176 balsa seedlings distributed in 14 trays of 84
cavities each. In plants of 3.5 weeks of germination, phenotypic variables were evaluated, and
for the effect, 98 plants were used per treatment (7 plants per tray). The lowest microbial load
(bacteria and fungi) was recorded in the substrate Pure soil with basamid. The best substrate
disinfection was determined in balsa compost with basamid disinfection in proportion (400 g /
m3), surpassing the pure balsa compost (control). The highest percentage of germination was
remarkable in balsa compost with disinfection to tindalization with a percentage of 99.49%. In
the analysis of phenotypic variables, the best treatments were 3 and 9
Keywords: disinfection, raft, substrate, treatment.
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ix
Índice
Contenido Págs.
Declaración de Autoría y Cesión de Derechos ........................................................................... ii
Certificación del Director de Proyecto de Investigación .......................................................... iii
AGRADECIEMIENTO ............................................................................................................. v
DEDICATORIA ........................................................................................................................ vi
RESUMEN EJECUTIVO ........................................................................................................ vii
ABSTRACT ............................................................................................................................ viii
Índice ......................................................................................................................................... ix
Índice de cuadros ...................................................................................................................... xii
Índice de gráficos .................................................................................................................... xiii
Código Dublín ......................................................................................................................... xiv
INTRODUCCIÓN ..................................................................................................................... 1
CAPÍTULO I ............................................................................................................................ 3
CONTEXTUALIZACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN ....................................................... 3
1.1. Problematización de la Investigación .............................................................................. 4
1.1.1. Diagnóstico .................................................................................................................. 4
1.1.2. Pronóstico .................................................................................................................... 4
1.1.3. Formulación del problema ........................................................................................... 4
1.1.4. Sistematización ............................................................................................................ 4
1.2. Objetivos ......................................................................................................................... 5
1.2.1. General ......................................................................................................................... 5
1.2.2. Específicos ................................................................................................................... 5
1.3. Justificación ..................................................................................................................... 5
CAPÍTULO II ........................................................................................................................... 6
FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA DE LA INVESTIGACIÓN .......................................... 6
2.1. Marco Conceptual ........................................................................................................... 7
2.1.1. Sustrato ........................................................................................................................ 7
2.1.2. Características del sustrato .......................................................................................... 7
2.1.2.1. Propiedades físicas ................................................................................................... 7
2.1.2.3. Otras propiedades ..................................................................................................... 8
2.1.3. Funciones del sustrato ................................................................................................. 8
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x
2.1.4. Mezclas del sustrato ..................................................................................................... 9
2.1.5. Descripción de los materiales del sustrato ................................................................. 10
2.1.5.1. Compost de balsa ................................................................................................... 10
2.1.5.2. Tierra Pura ............................................................................................................. 10
2.1.6. Finalidad del sustrato ................................................................................................. 10
2.1.7. Desinfección de sustratos .......................................................................................... 11
2.1.8. Vapor ......................................................................................................................... 11
2.1.9. Basamid ..................................................................................................................... 11
2.1.9.1. Dosificación ........................................................................................................... 12
2.1.10. Tindalización ............................................................................................................. 12
2.1.11. Patógenos ................................................................................................................... 13
2.1.11.1. Fusarium spp. ........................................................................................................ 13
2.1.11.2. Phytophthora spp. .................................................................................................. 13
2.1.12. Balsa Ochroma pyramidale (Cav.ex Lam.) Urb ........................................................ 14
2.1.12.1. Descripción taxonómica ......................................................................................... 14
2.1.12.2. Descripción botánica .............................................................................................. 14
2.1.12.3. Ecología ................................................................................................................. 15
2.1.12.4. Distribución ............................................................................................................ 16
2.1.12.5. Características edafoclimaticas .............................................................................. 16
2.1.12.6. Usos de la madera .................................................................................................. 16
2.1.13. Productos químicos.................................................................................................... 17
2.1.13.1. Bacthon .................................................................................................................. 17
2.1.13.2. Tricho-D ................................................................................................................. 17
2.1.13.3. Micosplag ............................................................................................................... 18
2.1.13.4. Bionutrientes .......................................................................................................... 18
2.2. Marco Referencial ......................................................................................................... 19
CAPÍTULO III ....................................................................................................................... 21
METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN ................................................................... 21
3.1. Materiales y métodos .................................................................................................... 22
3.1.1. Localización del área a evaluar ................................................................................. 22
3.1.2. Materiales .................................................................................................................. 23
3.1.2.1. Materiales de campo .............................................................................................. 23
3.1.2.2. Materiales de oficina .............................................................................................. 23
3.1.2.3. Software ................................................................................................................. 24
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xi
3.2. Tipo de investigación .................................................................................................... 24
3.3. Metodología .................................................................................................................. 24
3.3.1. Tratamientos y Diseño experimental ......................................................................... 24
3.3.1.1. Dosis de los bioproductos utilizados ...................................................................... 26
3.3.1.2. Tratamiento pre-germinativo, siembra y riego ...................................................... 27
3.3.1.3. Variables estudiadas ............................................................................................... 27
3.3.2. Análisis estadístico .................................................................................................... 28
CAPÍTULO IV ....................................................................................................................... 30
RESULTADOS Y DISCUSION ............................................................................................ 30
4.1. Análisis de suelo referente a carga microbiana ............................................................. 31
4.1.1. Recuento bacterias a partir de muestras de suelo ...................................................... 31
4.1.2. Recuento hongos a partir de muestras de suelo ......................................................... 31
4.2. Análisis de variables fenotípicas ................................................................................... 32
4.2.1. Altura ......................................................................................................................... 32
4.2.2. Diámetro .................................................................................................................... 33
4.2.3. Largo de tallo ............................................................................................................. 34
4.2.4. Peso de tallo ............................................................................................................... 36
4.2.5. Peso de raíz ................................................................................................................ 37
4.2.6. Peso de hoja ............................................................................................................... 38
4.2.7. Porcentaje de germinación de Balsa .......................................................................... 39
4.3. Análisis del suelo .......................................................................................................... 39
4.3.1. Carga eléctrica y nitrógeno total orgánico ................................................................. 40
4.3.2. Aniones ...................................................................................................................... 40
4.3.3. Cationes ..................................................................................................................... 40
4.3.4. Micro elementos ........................................................................................................ 40
4.4. Discusión ....................................................................................................................... 43
CAPITULO V ......................................................................................................................... 45
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ................................................................... 45
5.1. Conclusiones ................................................................................................................. 46
5.2. Recomendaciones .......................................................................................................... 47
CAPITULO VI ....................................................................................................................... 48
REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS ................................................................................. 48
6. Bibliografía ....................................................................................................................... 49
CAPITULO VII ...................................................................................................................... 52
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xii
ANEXOS ................................................................................................................................. 52
Índice de cuadros
Cuadro 1. Tratamientos empleados para la desinfección de sustratos en la multiplicación de
balsa a nivel de vivero. ............................................................................................................. 25
Cuadro 2. Alturas promedio de plantas de O. pyramidale (cm) de 3.5 semanas de edad en
sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes + bacterias.
Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican medias
estadísticamente similares (P
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xiii
Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican medias
estadísticamente similares (P
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xiv
Código Dublín
Título:
Desinfección de sustratos para el control de fitopatógenos en la
germinación y desarrollo de plántulas de Ochroma pyramidale (Cav.
Ex.Lam.)Urb. (balsa) a nivel de vivero.
Autora: Villavicencio Murillo Maroli Mabel
Palabras claves: Desinfección Balsa Sustrato Tratamiento Fitopatógenos
Fecha de publicación:
Editorial: FCAMB; Carrera de Ingeniería Forestal; Villavicencio , M.
Resumen:
La presente investigación se realizó en la empresa PLANTABAL 3A
COMPOSITIES S.A, ubicada en el cantón Quevedo, perteneciente a la
provincia de los Ríos. Se planteó determinar el tratamiento con mayor
eficacia en la desinfección de sustrato para el control de Fusarium spp
bajo invernadero en el semillero de balsa (Ochroma pyramidale). Se
procedió a desinfectar los sustratos Compost de balsa convencional y
Sustrato de tierra pura, mediante vapor, basamid y tindalización, se
realizaron análisis de suelo y carga microbiana, y por último se sembraron
las semillas de balsa. Los 19 tratamientos se distribuyeron en un diseño
completo al azar (DCA), cada tratamiento estuvo constituido por 1176
plántulas de balsa distribuidas en 14 bandejas de 84 cavidades cada una.
En plantas de 3.5 semanas de germinación, se evaluaron variables
fenotípicas, y para el efecto se empleó 98 plantas por tratamientos (7
plantas por bandeja). La menor carga microbiana (bacteria y hongos), se
registró en el sustrato Suelo puro con basamid. La mejor desinfección de
sustrato se determinó en compost de balsa con desinfección basamid en
proporción (400 g / m3), superando al compost de balsa pura (testigo). El
mayor porcentaje de germinación fue notable en compost de balsa con
desinfección a tindalización con un porcentaje de 99,49%. En el análisis
de variables fenotípicas, los mejores tratamientos fueron 3 y 9.
Descripción: 62 Hojas: dimensiones, 29 x 21 cm + CD-ROM
URI:
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INTRODUCCIÓN
Ochroma pyramidale, comúnmente conocida como balsa, es una especie forestal y
maderera, que se cultiva de manera natural y por reforestación, especialmente en la selva
sub-tropical de Ecuador, donde es uno de los recursos forestales y maderables de mayor
aprovechamiento; por tal razón es uno de los rubros económicos de importancia en la
economía de nuestro país. En el comercio internacional se conoce por su nombre común de
balso ecuatoriano. La especie ha alcanzado un alto nivel de desarrollo, desde su reforestación
hasta su posterior transformación, convirtiéndola en la madera de balsa de mayor calidad a
nivel mundial (Gonzáles et al., 2010).
En la actualidad, Ecuador posee, más de 20 mil hectáreas de plantaciones entre bosques
naturales y reforestados. Siendo las zonas de mayor producción las provincias del Guayas,
El Oro, Los Ríos y Pichincha (Gonzáles et al., 2010).
En nuestro país apenas 10 por ciento es utilizado para elaborar artesanías caseras, mientras
que el 90 por ciento se exporta principalmente a Estados Unidos y Comunidad Económica
Europea en forma de tableros, láminas, bloques y madera aserrada (Gonzáles et al , 2010).
La germinación de las semillas es un proceso fisiológico complejo causado por inhibición
de agua después de los posibles mecanismos de latencia. La variación y la velocidad de la
germinación total ocurren en la mayoría de las especies que se reproducen por semillas. La
variación existe entre poblaciones y entre semillas de la misma planta. Los mecanismos que
regulan el inicio de la germinación están bajo presiones selectivas; así; la variación de la
capacidad germinativa entre y dentro de las especies se interpreta como una adaptación a las
condiciones específicas del hábitat local y regional (Jiménez et al., 2017).
La Ventaja de cultivar en invernadero es controlar con precisión el suministro de insumos
de acuerdo al desarrollo fenológico, manejar las condiciones de temperatura, ventilación,
humedad, luminosidad, bióxido de carbono, control de organismos nocivos, etc. El resultado
final se traduce en una mejor productividad, mayor rendimiento, sin embargo, así como los
invernaderos propician condiciones óptimas para el desarrollo de los cultivos también
aportan las condiciones ideales para la proliferación de enfermedades (Aguirre, 2013).
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2
El componente biológico, posible causal de una enfermedad puede estar asociado a la
presencia de un hongo que son los organismos más frecuentes, que pueden ocasionar
enfermedades a la plántula, o actuar como vectores de otros organismos dañinos, por ello es
necesario conocer su ciclo de vida para un efectivo diagnóstico.
Respecto a la germinación y crecimiento de la balsa con la aplicación de diversos sustratos,
se cuenta con información moderada que ratifiquen los resultados de estos tratamientos, por
lo cual el presente estudio se refiere a la búsqueda de un mejor sustrato y tratamiento pre-
germinativo que ayude a la producción de esta especie de forma cuali - cuantitativa (Jiménez
et al., 2017).
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CAPÍTULO I
CONTEXTUALIZACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN
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1.1. Problematización de la Investigación
1.1.1. Diagnóstico
Se desconoce cuál es el método de desinfección más eficiente para sustrato que se aplicara
en Ochroma pyramidale (balsa).
1.1.2. Pronóstico
Se pronostica que existe un método de desinfección para evitar Fitopatógenos y obtener un
buen desarrollo en Ochroma pyramidale (balsa).
1.1.3. Formulación del problema
¿Qué tipo de procedimiento se debe de realizar para obtener el mejor método de desinfección
de sustratos para el control de Fitopatógenos en la germinación y desarrollo de plántulas de
Ochroma pyramidale (balsa) a nivel de vivero?
1.1.4. Sistematización
¿Cuáles son los tratamientos con mayor eficacia en la desinfección del sustrato para el
control de Fusarium spp y Phythopthora en el semillero de balsa?
¿Cuál es el crecimiento de Ochroma pyramidale (balsa) bajo invernadero?
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5
1.2. Objetivos
1.2.1. General
Establecer métodos de desinfección de sustratos para el control de Fitopatógenos en la
germinación y desarrollo de plántulas de Ochroma pyramidale (balsa) a nivel de vivero.
1.2.2. Específicos
Determinar el tratamiento con mayor eficacia en la desinfección de sustratos para el
control de Fusarium spp y Phythopthora en semilleros de balsa (Ochroma
pyramidale) bajo invernadero.
Evaluar el crecimiento de balsa (Ochroma pyramidale) bajo invernadero.
1.3. Justificación
La balsa al ser una especie comercial a nivel nacional e internacional, genera un alto valor
comercial y un gran aporte económico para el país, gracias a su exportación y de la misma
manera incrementa la superficie plantada en el desarrollo forestal, generando empleo.
La complejidad de la enfermedad y los diferentes agentes que se pueden desencadenar ha
hecho necesario revisar los procesos de producción de las plántulas de balsa, atribuyendo la
presencia del daño fisiológico en el tallo de la balsa por donde ingresan agentes patógenos
por lo cual, se realizará principalmente una desinfección del sustrato para reducir o eliminar
los agentes causales.
En la presente investigación se evaluaron diferentes métodos de desinfección de los sustratos
y se evaluara la germinación y crecimiento inicial de ochroma pyramidale a nivel de vivero.
Al aplicar los métodos de desinfección de sustratos se buscó reducir el porcentaje de
incidencia de fusarium sp, la cual se traducirá para la producción de las plántulas.
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CAPÍTULO II
FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA DE LA
INVESTIGACIÓN
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7
2.1. Marco Conceptual
2.1.1. Sustrato
Un sustrato es la mezcla de distintos materiales utilizados en un vivero, entre los que
encontramos: tierra vegetal, tierra negra, arenilla, lama, guano, compost y tierra del lugar. El
sustrato de almacigo es el medio en el cual germinarán las semillas. Este debe ser un material
fino, poroso, suelto y liviano, de tal manera que permita una buena formación de la raíz un
sustrato adecuado es aquel que elimina o minimiza los efectos de los problemas en la
producción de plantas. El sustrato de los almácigos debe presentar textura franco arenosa,
los envases deben presentar consistencia adecuada para mantener la semilla en su sitio el
volumen no debe variar drásticamente con los cambios de humedad, textura media para
asegurar un drenaje adecuado y buena capacidad de retención de humedad, fertilidad
adecuada, libre de sales y materia orgánica (Miriam, 2014).
2.1.2. Características del sustrato
El mejor sustrato de cultivo para cada caso concreto, variará de acuerdo con numerosos
factores: tipo de material vegetal con el que se trabaja (semillas, plantas, estacas, etc.),
especie vegetal, condiciones climáticas, sistemas y programas de riego y fertilización,
aspectos económicos, etc. Las plantas pueden ser sostenidas y cultivadas en diferentes tipos
de materiales. De hecho, las plantas pueden ser cultivadas y sobrevivir en cualquier medio
de cultivo si las raíces pueden penetrar en el sustrato (Rodríguez, 2013).
Para obtener buenos resultados durante la germinación, el enraizamiento y el crecimiento de
las plantas, se requieren las siguientes características del medio de cultivo:
2.1.2.1. Propiedades físicas
A. Elevada capacidad de retención de agua fácilmente disponible o asimilable.
B. Suficiente suministro de aire.
C. Distribución del tamaño de las partículas que mantenga las condiciones antes
mencionadas.
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D. Baja densidad aparente, elevada porosidad total.
E. Estructura estable, que impida la contracción (o hinchazón) del sustrato
2.1.2.2. Propiedades químicas
A. Baja o apreciable capacidad de intercambio catiónico, dependiendo de que la
fertirrigación se aplique permanentemente o de modo intermitente, respectivamente.
B. Suficiente nivel de nutrientes asimilables.
C. Baja salinidad.
D. pH ligeramente ácido y moderada capacidad tampón.
E. Mínima velocidad de descomposición.
2.1.2.3. Otras propiedades
A. Libre de semillas de malas arvenses, nemátodos y otros patógenos, y sustancias
fitotóxicas.
B. Reproducibilidad y disponibilidad.
C. Bajo costo.
D. Fácil de mezclar.
E. Fácil de desinfectar y estabilidad frente a la desinfección.
F. Resistencia a cambios extremos físicos, químicos y ambientales (Rodríguez, 2013).
2.1.3. Funciones del sustrato
Hay cuatro funciones con las que debe cumplir un medio para mantener un buen crecimiento
de las plantas (VIFINEX, 2002).
Proporcionar un anclaje y soporte para la planta.
Retener humedad de modo que esté disponible para la planta.
Permitir el intercambio de gases entre las raíces y la atmósfera.
Servir como depósito para los nutrientes de la planta.
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La única función garantizada por el medio, después de hecha la mezcla, es el soporte; las
demás deben ser controladas por el productor. Para alcanzar sus funciones el sustrato
utilizado debe ser (VIFINEX, 2002):
De peso liviano.
De buena porosidad.
Bien drenado, pero con buena capacidad de retención de humedad.
Ligeramente ácido y con buena capacidad de intercambio de cationes.
Capaz de mantener un volumen constante tanto cuando está húmedo o
seco.
Fácil de almacenar por periodos largos sin cambios en sus propiedades
físicas y químicas.
De fácil manejo y mezcla.
2.1.4. Mezclas del sustrato
La mezcla de la mayoría de los materiales inorgánicos con orgánicos, juega un papel
importante en la obtención de uno nuevo, dado que la materia orgánica es un componente
activo y su incorporación en el sustrato inorgánico mejora el espacio poroso, incrementa la
retención de humedad y capacidad de intercambio catiónico. Por otra parte, en los sustratos
las propiedades físicas se consideran más relevantes que las químicas, debido a que estas
últimas son difíciles de corregir después de establecer el cultivo, por lo que desde el inicio
deben ser las más apropiadas (Morales y Casanova, 2015).
Para cumplir con el suministro de agua y aire, los sustratos orgánicos deben poseer una
porosidad mayor del 85% y capacidad de retención de agua, aunado a un drenaje rápido y
una aireación entre 10 y 30%. Un elemento importante a considerar cuando se utilizan
materiales orgánicos es su contenido de materia orgánica, ya que la biodegradabilidad de
esta afecta las propiedades del sustrato, principalmente las físicas, dado que constituye la
mayor parte de la fase sólida (Morales y Casanova, 2015).
En mezclas de materiales orgánicos e inorgánicos, cuando el tamaño de partícula del material
inorgánico es mayor a 1 mm de diámetro que el orgánico, la capacidad de aireación se
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incrementa, lo que facilita el trasporte de nutrimentos y el desarrollo de las raíces (Morales
y Casanova, 2015).
2.1.5. Descripción de los materiales del sustrato
2.1.5.1. Compost de balsa
Es el proceso biológico anaeróbico, mediante el cual los microorganismos actúan sobre la
materia orgánica degradando los residuos de la balsa y transformándolos a compost de balsa
para ser utilizado en vivero que es utilizada en la siembra de semillas de balsa.
2.1.5.2. Tierra Pura
Tierra pura o también conocida como tierra de sembrado es un medio el cual sirve para
cultivar plantas, se lo obtiene recolectando la primera capara de tierra de los cultivos de
cacao o de guaba, el sustrato de tierra pura es un material orgánico y para utilizarlo en vivero
y para otras plantas ornamentales se realiza una desinfección para eliminar hongos y
patógenos.
2.1.6. Finalidad del sustrato
Se conoce que las características de los sustratos han de ser diferentes en función de su
finalidad; por ejemplo, si va destinado a unos semilleros se requiere un sustrato de fácil
manejo, con el mínimo de perturbación para las raíces, de textura fina y elevada retención
de agua para mantener una humedad constante, escasa capacidad de nutrición y baja
salinidad. Características diferentes deberían de tener los sustratos destinados al
enraizamiento o crecimiento y desarrollo de las plantas (Pastor, 2000).
No obstante, se debe ir as allá, ya que se tiene constancia de que las características de os
sustratos inducen características diferenciales de las plantas que crecen en ellos. En este
sentido, se obtienen plantas cuyo destino sea trasplantarlas a un terreno definitivo (Pastor,
2000).
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Esto puede provocar que para las zonas con elevadas restricciones hídricas y con escasos
aportes de lluvia sea un aspecto a considerar, ya que puede aumentar el índice de
supervivencia de las plantas trasplantadas al terreno definitivo (Pastor, 2000).
2.1.7. Desinfección de sustratos
La desinfección del suelo es necesaria para luchar contra los organismos como hongos,
bacterias y nematodos, los cuales se incrementan año a año. La investigación en el mundo
está dirigida a buscar métodos de desinfección de suelo económicos, sin riesgos y con
mínimo efecto negativo sobre el medio ambiente.
Es necesario e importante desinfectar los sustratos para almácigos debido a que un hongo o
enfermedad podría eliminar miles de plántulas. Se puede desinfectar de las siguientes
maneras: Aplicar agua hirviendo con regadera, formol concentrado al 40% (Paco, 2014).
2.1.8. Vapor
El vapor de agua se produce en una caldera y se libera de ella bajo ligera presión (33.77 a
101.32 Pa). La tasa de inyección del vapor de agua no debe exceder la tasa de condensación,
la cual es 87.963 kg h–1 m–2 de superficie del medio expuesta, cuando ocurre esta condición,
el vapor no fluye hacia el exterior del sustrato. Al mezclar aire con el vapor de agua, la
temperatura de la mezcla se reduce de 100 º C a temperaturas más bajas pero sin
condensación del vapor. La temperatura exacta del vapor de agua aireado depende de la
temperatura del aire, humedad relativa y temperatura del vapor de agua saturado (Chávez,
2019).
2.1.9. Basamid
Basamid Granulado (Dazomet 98%) es un fumigante en formulación micro granulada para
el tratamiento del suelo en pre-plantación utilizado para el control de plagas y enfermedades
transmitidas por el suelo. Se trata, por tanto, de un fumigante capaz de combatir hongos,
nematodos (formas móviles y formadores de nódulos), insectos así como malas hierbas (de
semilla y de rizoma). Su principio activo (Dazomet) también presenta una eficacia
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contrastada frente a diversas bacterias en hortícolas, ornamentales, tubérculos, bulbos,
solanáceas y replantación de frutales. El producto Basamid es totalmente respetuoso con el
medio ambiente encajando perfectamente entre las alternativas de desinfección de suelos al
Bromuro de Metilo (BM), producto tradicionalmente utilizado pero retirado por su efecto en
la reducción de ozono, puede aplicarse tanto en invernadero como en campo abierto,
incorporándolo al terreno en la fase previa al cultivo mostrando una alta eficacia si se
respetan los plazos de espera entre desinfección, aireación y plantación. En función de la
severidad de la plaga o de la enfermedad transmitida, Basamid puede aplicarse como único
producto o en combinación con otros, quedando idealmente incluido en el programa de
desinfección de suelos CLEANSTART de Certis (Dossier, 2010).
2.1.9.1. Dosificación
A continuación se muestran los usos autorizados de Basamid indicando las dosis
recomendadas calculadas para profundidades de labor de 20 a 25cm. En los casos que se
requiera desinfectar a mayor profundidad, se añadirán de 15 a 20 gr /m2 de Basamid por
cada 10 cm de aumento. La incorporación superficial (5-10 cm) puede resultar efectiva en el
control de malas hierbas (Dossier, 2010).
2.1.10. Tindalización
Este tratamiento es también denominado esterilización intermitente, y consiste básicamente
en tratamientos térmicos repetitivos con descansos entre ellos de aproximadamente 24 horas.
En el primer tratamiento se destruyen las formas vegetativas, mientras que las esporuladas
que sobreviven vuelven a la forma vegetativa durante el reposo, para luego ser tratadas
nuevamente con calor. En general se efectúan tres tratamientos en este tipo de método
(Alejandro, 2012).
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2.1.11. Patógenos
2.1.11.1. Fusarium spp.
Fusarium oxysporum es un organismo muy amplio a nivel de especie, se han clasificado más
de 120 diferentes formas especiales (formae specialis). Este término está basado en la
infección que produce el patógeno en un hospedante específico. Las formas especiales a su
vez se subdividen en razas, las cuales han sido descritas al basarse en la habilidad del
patógeno de infectar diferentes haplotipos o variedades en una especie hospedante (Retana
et al., 2017).
Los principales mecanismos de dispersión del patógeno son los movimientos de suelo
infectado, el agua de escorrentía y el uso de almácigo infectado. Este hongo tiene la
capacidad de sobrevivir por largos periodos en el suelo, debido a sus estructuras de
resistencia denominadas clamidosporas, lo que vuelve inefectiva la rotación de cultivos a
corto (Retana et al., 2017).
2.1.11.2. Phytophthora spp.
Phytophthora es un patógeno con un mecanismo de acción eficiente debido a que puede
sobrevivir en los residuos de cosecha eliminados y/o abandonados en un campo que ha sido
destruido por la enfermedad. Bajo condiciones ambientales favorables, produce esporangios,
los cuales se diseminan por el aire o por el suelo a otros cultivos. El patógeno inicia su
desarrollo y los esporangios pueden infectar, a través del suelo, del agua de riego y del aire,
las raíces, los tallos y el follaje sanos. El patógeno se incrementa en las plantas infectadas,
luego invade plantas del mismo campo y posteriormente, constituye un foco de infección
para otros campos. Las oosporas, las cuales se encuentran en los residuos vegetales y/o en
el suelo y tienen una viabilidad hasta de 2 años, constituyen otra fuente de infección
(Aristizábal y Torres, 2015).
El mecanismo de infección se da cuando las estructuras reproductivas se establecen en las
hojas y/o en el lugar de inserción de la hoja con el tallo. La infección en las hojas se produce
en el ápice y en los bordes de los foliolos, donde casi siempre existe una película de agua.
La infección en campo normalmente ocurre bajo condiciones de temperatura y humedad
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relativa alta, por encima de los 25°C y 90-95% de humedad relativa. Los esporangios
penetran a través de las estomas o directamente por la cutícula. Finalmente, las células
mueren, los tejidos se necrosan y las hojas infectadas muestran manchas negras o marrones.
El desarrollo del patógeno continúa dentro de los tejidos a lo largo de los espacios
intercelulares y también dentro de las células. Otro mecanismo de infección se produce a
través del suelo. La humedad, la cantidad de esporangios viables que caen, la temperatura
del suelo y probablemente la condición supresiva de los suelos y la susceptibilidad de la
especie favorecen la infección en el campo (Aristizábal y Torres, 2015).
2.1.12. Balsa Ochroma pyramidale (Cav.ex Lam.) Urb
Ochroma pyramidale, también llamada balsa, es una especie forestal y maderera que posee
gran demanda en el mercado internacional. Se cultiva de manera natural y por reforestación,
especialmente en la selva sub-tropical de Ecuador, donde es uno de los recursos forestales y
maderables de mayor aprovechamiento; por tal razón es uno de los rubros económicos de
importancia en la economía de nuestro país.
2.1.12.1. Descripción taxonómica
Reino: Plantae
División: Magnoliophyta
Clase: Magnoliopsida
Orden: Malvales
Familia: Malvacea
Género: Ochroma
Nombre Común: Balsa
2.1.12.2. Descripción botánica
Forma. Árbol perennifolio, de 15 a 30 m (hasta 35 m) de altura, con un diámetro a la altura
del pecho de 20 a 40 cm (hasta 60 cm).
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Copa / Hojas. Copa ancha, abierta, redondeada o irregular. Hojas dispuestas en espiral,
simples; láminas de 13 por 13 a 35 por 35 cm, grandes, casi redondas, acorazonadas, margen
entero o repando; nervios principales 7 a 9, muy prominentes en el envés, pecíolo café rojo.
Tronco / Ramas. Tronco recto y cilíndrico, con raíces tubulares pequeñas en los troncos
grandes (contrafuertes). Pocas ramas gruesas ascendentes, extendidas y distanciadas.
Corteza. Externa lisa con algunas cicatrices lineares protuberantes, parda a pardo grisácea,
con lenticelas pequeñas, suberificadas y protuberantes. Interna de color crema amarillento a
rosado, cambiando a pardo rosado, fibrosa. Grosor total: 8 a 12 mm.
Flor(es). Flores grandes, solitarias, axilares, sobre pedúnculos hasta de 20 cm de largo;
ligeramente perfumadas, actinomórficas, de 10 a 17 cm de largo; cáliz rojo a guinda; pétalos
amarillo pálidos con los bordes rojizos.
Fruto(s). Cápsulas de 15 a 25 cm de largo por 3 a 5 cm de ancho, verdosas semileñosas,
negras cuando maduran, alargadas, con 8 a 10 costillas longitudinales prominentes, muestran
ranuras y están divididas en 5 partes; conteniendo de 500 a 800 semillas.
Semilla(s). Semillas elongadas muy pequeñas, de 2.5 a 4 mm de largo por 1 a 1.5 de ancho,
que presentan un extremo acuminado, son muy ligeras, morenas, opacas, rodeadas por un
abundante vello sedoso de color café amarillento (CONABIO, 2000).
2.1.12.3. Ecología
La balsa requiere de un clima cálido y húmedo. La cantidad mínima de precipitación que
tolera es de alrededor de 1500 mm anuales, excepto a lo largo de corrientes de agua, en
donde el nivel del agua subterránea se encuentra cerca de la superficie y puede ser absorbida
por las raíces; además esta especie demanda una rica provisión de nutrientes y un suelo bien
drenado. De hecho, se reporta que los árboles de balsa mueren con facilidad debido a las
inundaciones (González et al., 2010).
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2.1.12.4. Distribución
O. pyramidale es una especie arbórea originaria de América tropical, desde el 2.-
Antecedentes 11 sudeste de México hasta Bolivia y hacia el este, a través de Venezuela,
Ecuador y las Antillas. En condiciones apropiadas, puede crecer desde el nivel del mar hasta
altitudes de 1800 msnm. Para su desarrollo, requiere un clima cálido y húmedo y un suelo
rico en nutrientes y bien drenado (Mabberley, 1993).
La balsa se encuentra en todo el litoral ecuatoriano y hacia la parte occidental de la cordillera
de los Andes, concentrando su producción en los sectores de Quevedo, Santo Domingo de
los Tsáchilas y Quinindé (Bravo, 2008).
2.1.12.5. Características edafoclimaticas
La balsa demanda una rica provisión de nutrientes y un suelo bien drenado. De hecho, se
reporta que los árboles de balsa mueren con facilidad debido a las inundaciones. La especie
tiene su mejor crecimiento en suelos aluviales a lo largo de ríos y es aquí en donde se le
encuentra con mayor frecuencia. La balsa coloniza suelos arcillosos, margosos y limosos, e
incluso el relleno de construcción recientemente depositado, pero no tolera los suelos de alta
salinidad. Los rodales de balsa se pueden encontrar tanto en áreas llanas como en pendientes
escarpadas (Francis y Lowe, 2000).
2.1.12.6. Usos de la madera
Elementos aislantes térmicos, de sonido y de resorte. Marquetas arquitectónicas,
aeromodelismo, elementos flotadores, embalajes especiales. Es utilizado para alivianar
tableros listonados, como aislante eléctrico y térmico, contra vibraciones y para boyas
(Espinoza, 2014).
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2.1.13. Productos químicos
2.1.13.1. Bacthon
El Bacthon es un inoculante biotecnológico que desintoxica el suelo agrícola y las raíces,
formulado con microorganismos benéficos que contribuye a la formación de humus en el
suelo y a la recuperación de su fertilidad está conformado por su ingrediente activo
Azospirullum brasilense, Azotobacter chroococcum, Lactobacillus acidophillus,
Saccharomyces cerevisae (Lazo Yamila et al ., 2017).
Modo de acción
Bacthon desintoxica y limpia el suelo de las toxinas, alcoholes y amoniacos que se acumulan
con los años de laboreo, por la descomposición y fermentación de los residuos de cosecha,
por la acumulación de agroquímicos, por la acumulación de las sales de los fertilizantes.
También digiere y bio transforma los residuos orgánicos de cultivos anteriores como hojas,
tallos, raíces, frutos que se colocan sobre el suelo o se incorporan, hasta convertirlos
nutrientes mejorando la fracción orgánica, la estructura y la fertilidad. Le aportan nitrógeno
al suelo, solubilizan el fósforo, facilitan la asimilación en las plantas de los fertilizantes
químicos, orgánicos, minerales y los nutrientes que están bloqueados en el suelo. Es
promotor del crecimiento vegetal, estimulando el desarrollo y la formación de las raíces de
la planta para lograr una buena asimilación de nutrientes con un buen establecimiento inicial.
Cuando la planta tiene una buena formación de raíces se nutre mejor, tolera las condiciones
difíciles en el campo, la estructura de la planta es mejor, tolera el volcamiento y contribuye
a que la planta tome mejor sus nutrientes para una buena bio nutrición con productividad.
Además al digerir y bio transformar la materia orgánica de los cultivos anteriores contribuye
con la eliminación de los hospederos de fitopatógenos y de insectos plaga que están en el
suelo (Lazo Yamila et al ., 2017).
2.1.13.2. Tricho-D
Es un acondicionador de suelo, bioestimulante y agente biotecnológico que actúa como
antagonista de varios problemas en el suelo que dañan las raíces y la planta, mejora la
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formación radicular, bloquea la acción de las enfermedades en el suelo y en las raíces del
próximo cultivo para un suelo sano y un cultivo sano contiene un ingrediente activo de
minerales nutrientes y esporas en latencia del hongo Trichoderma harzianum, grupo de
insumo Acondicionador de suelo, bioestimulante y agente biotecnológico (Lazo Yamila et
al., 2017).
Composición garantizada Nitrógeno 1.1% 3,3 g Calcio (cao) 1.5% 4,5 g Magnesio (mgo)
18.70%56,1 g Sílice (seo) 39.50% 118,5 g Trichoderma harzianum: 100 millones de esporas
por gramo. 20% 60,0 g Ingredientes aditivos. c.s.p. 300 g 19,2%57,6 g. Dosis aplicar 3 g/L
de agua en aspersión al suelo húmedo en capacidad de campo cada una o dos semanas hasta
el trasplante (Lazo Yamila et al ., 2017).
2.1.13.3. Micosplag
El Micosplag actúa protegiendo las raíces de los cultivos del daño por los nematodos con
antagonismo, parasitismo y bioregulación. La acción se inicia cuando las esporas en latencia
encuentran en el suelo los nutrientes, la temperatura, humedad adecuada para germinar y
para iniciar la colonización del suelo y de las raíces. El Micosplag actúa sobre los nematodos
por antagonismo protegiendo las raíces y evitando su daño, por parasitismo cuando le coloca
una trampa para alimentarse del nematodo y por bioregulación al crecer grandes cantidades
de agentes benéficas en el suelo, su ingrediente activo son esporas en latencia de los hongos
entomopatogenos Paecilomyces lilacinus, Metarhizium anisopliae, Beauveria bassiana así
se disminuye el daño en las raíces activas para una buena nutrición y además bioregula la
población de nematodos en el suelo de una forma constante hasta disminuirlos a niveles que
no hacen daño económico al cultivo. De esta forma las raíces se forman bien y la planta
mejora su nutrición (Lazo Yamila et al., 2017).
2.1.13.4. Bionutrientes
Los bionutrientes o estimulantes de crecimiento vegetal son productos anti estrés con
sustancias naturales propias del metabolismo vegetal, que estimulan y vigorizanlos cultivos,
desde la germinación hasta la fructificación, disminuyen las daños por salinidad, sequía,
exceso de humedad, fito-toxicidad, enfermedades, plagas, ciclones, granizadas, podas y
trasplantes. Frecuentemente reducen los ciclos de los cultivos, potencian la acción de los
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fertilizantes, agroquímicos y bioproductos propios de la agricultura ecológica lo que en
muchos casos contribuye a reducir las dosis recomendadas de algunos agroquímicos
sintéticos. Resultan particularmente eficientes en policultivos propios de la agricultura de
bajos insumos y también se expresan en la agricultura intensiva, en cultivos con manejo
integrado con acción de fertilización química y plaguicidas, como caña de azúcar, maíz, soja
donde el incremento delos rendimientos es la principal manifestación (Viñals-Verde et al .,
2011).
2.2. Marco Referencial
Aguirre, (2013) realizó una investigación, donde evaluó métodos de desinfección de sustrato
para el control de la enfermedad Damping-off en semillero de Teca (Tectona grandis L. F.),
bajo invernadero en la empresa SERAGROFOREST, provincia Santo Domingo de los
Tsáchilas, el tratamiento con mayor eficacia en la desinfección del sustrato para el control
del complejo Damping-off en semillero de teca y evaluó el crecimiento de plantas de teca
bajo invernadero, los tratamientos fueron: solarización, solarización y Trichoderma
harzianum, terraclor, terraclor y Trichoderma harzianum, retostado, retostado y Trichoderma
harzianum, Trichoderma harzianum y testigo (sin desinfección), tratamientos para la
desinfección del sustrato cascarilla de arroz (60%) + tierra amarilla (40%).
Maynor, (2014) determino el mejor sustrato para la producción de Tabebuia donnell-smithii
en vivero, en el municipio de Santa Catalina La Tinta, Alta Verapaz. Se utilizaron 5 sustratos:
T1) 100% suelo (testigo); T2) Arena, gallinaza, suelo (2:1:1); T3) Suelo, arena,
lombricompuesto (1:1:1); T4) Lombricompuesto, suelo, arena (2:1:1) y T5)
Lombricompuesto, arena (1:1). Al inicio del experimento se evaluaron las propiedades
físicas y químicas de los sustratos utilizados y al momento del traslado a campo definitivo
se evaluó el crecimiento de las plántulas y la consistencia de los sustratos. Las variables de
crecimiento evaluadas fueron las siguientes: Altura, diámetro, relación altura/diámetro,
número de hojas, peso fresco tallo, peso fresco radicular y longitud radicular.
Cardenas, (2015) menciono que la desinfección química de suelos es sencilla de aplicar y
con alta eficiencia, sin embargo, es importante considerar el alcance de los efectos de su
aplicación a nivel de salud humana y ambiental. A diferencia de la situación actual de
fumigantes químicos (Bromuro de Metilo principalmente) el Dazomet ingresó como la
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primera sustancia activa con actividad fumigante autorizada en el Anexo I de la Unión
Europea, este fumigante de amplio espectro (categoría toxicológica III según la OMS) no
causa daño a la capa de ozono, está disponible en el mercado y tiene eficiencia probada
contra hongos, nematodos, malezas e insectos.
De acuerdo a Cardenas, (2015) las alternativas ecológicas más estudiadas debido a su bajo
impacto ambiental, está la desinfección por calentamiento solar del suelo (solarización). Esta
técnica, utilizada por primera vez en Israel, consiste en cubrir suelo húmedo con plástico en
la época del año de mayor radiación solar por un período de tiempo prolongado. Con ello
aumenta la temperatura del suelo a niveles nocivos, para provocar la muerte y disminución
de poblaciones de multitud de organismos, muchos de ellos patógenos que causan daños a
las plantas.
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CAPÍTULO III
METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN
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3.1. Materiales y métodos
3.1.1. Localización del área a evaluar
La investigación se realizó en el vivero perteneciente a la empresa PLANTABAL S.A, la
cual se encuentran ubicada en el Km 4 1/2 de la vía Quevedo – Valencia, provincia de Los
Ríos, Ecuador (Gráfico 1).
Gráfico 1. Localización del vivero perteneciente a la empresa PLANTABAL S.A.
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3.1.2. Materiales
3.1.2.1. Materiales de campo
Tableros (hoja de datos)
Cámara fotográfica
Lapiceros
Botas
Herramientas (carretilla, pala, regadera etc.)
Sustrato
Fertilizantes
Bomba de mochila
Mascarilla
Guantes
Etiquetas
Bandejas
Balde
Fundas
Bacthon
Tricho-D
Micosplag
Bionutrientes
Calibrador
Flexómetro
3.1.2.2. Materiales de oficina
Laptop
Impresora
Lápiz
Pendrive
Artículos científicos
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3.1.2.3. Software
Paquete Microsoft Office 2016 (Word, Excel, Power point)
Programa estadístico InfoStat
3.2. Tipo de investigación
En esta investigación se empleó el método analítico - evaluativo, en los diferentes tipos de
tratamientos de desinfección del suelo. Se realizó un Diseño completamente al azar para
probar cual es el tratamiento de desinfección que obtenga mejor resultados en las plantas.
3.3. Metodología
3.3.1. Tratamientos y Diseño experimental
Se emplearon dos sustratos, el primero consistió en compost de balsa que estuvo compuesto
de 100% de desperdicios de balsa (ramas, hojas, partes del tronco, etc.). El segundo sustrato
fue tierra pura (de sembrado) compuesta por hojarasca de huerto, tamizado y listo para usar
en bandejas de germinación. Estos sustratos fueron la base para la combinación de métodos
de desinfección que constituyeron los diferentes tratamientos:
T1 = Suelo puro sin desinfección
T2 = Compost de balsa + Tindalización
T3 = Compost de balsa puro
T4 = Suelo puro + Vapor
T5 = Compost de balsa + Basamid
T6 = Compost de balsa + Vapor
T7 = Suelo puro + Basamid
T8 = Suelo puro + Tindalización
En los sustratos de los ocho tratamientos que constituyeron los métodos de desinfección se
analizaron las variables químicas (pH, macro y micronutrientes), y variables microbiológicas
(número de unidades formadoras de colonias bacterianas y fúngicas).
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Los sustratos empleados (compost de balsa, y tierra pura) se desinfectaron mediante dos
métodos físicos: tindalización y vapor de agua, y mediante un método químico empleando
Basamid (Dazomet 98%) en presentación granulada. El método de tindalización consistió
en calentar los sustratos a 90 oC por 45 minutos, cada 24 horas, durante tres días. El método
de desinfección por vapor radicó en calentar los sustratos a 90 oC por 45 minutos en una sola
oportunidad. Mientras que el método químico consistió en dispersar el pesticida Basamid
granulado en el sustrato, homogenizarlo, luego cubrirlo con plástico negro y dejarlo reposar
15 días.
Los sustratos desinfectados (tratamientos) antes mencionados fueron la base para el
establecimiento de un nuevo experimento a nivel de vivero, conformado por 19 tratamientos,
incluido el control. Los tratamientos estuvieron constituidos por la combinación de sustratos
desinfectados (según cada tratamiento), aplicación de controladores biológicos (hongos,
bacterias según el tratamiento correspondiente) y nutrientes + bacterias (macro y
micronutrientes + Bacillus spp.). En la tabla 1 se muestran los tratamientos estudiados.
Cuadro 1. Tratamientos empleados para la desinfección de sustratos en la multiplicación de
balsa a nivel de vivero.
T1 : (S1D1M1). Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bacthon 10cc por
litro de agua +Tricho-D 3 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).
T2 :
(S1D1M2). Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bacthon 10cc por
litro de agua + Fitodherma 5 g por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de
agua).
T3 : (S1D1D3). Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bionutrientes 2 gr
por litro de agua).
T4 : (S1D2M1). Sustrato de compost de balsa +Vapor + (Bacthon 10cc por litro de
agua +Tricho D 3 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).
T5 : (S1D2M2). Sustrato de compost de balsa +Vapor + (Bacthon 10cc por litro de
agua + Fitodherma 5 g por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de agua).
T6 : (S1D2M3). Sustrato de compost de balsa +Vapor + (Bionutrientes 2 g por litro
de agua).
T7 : (S1D3M1). Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bacthon 10cc por litro
de agua +Tricho D 3 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).
T8 : (S1D3M2). Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bacthon 10cc por litro
de agua + Fitodherma 5 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).
T9 : (S1D2D3). Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bionutrientes 2 g por
litro de agua).
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T10 : (S2D1M1). Tierra pura + Tindalización + (Bacthon 10cc por litro de agua +
Tricho D 3 g por litro de agua +Micosplag 1 gr por litro de agua).
T11 : (S2D1M2). Tierra pura +Tindalización + (Bacthon 10cc por litro de agua +
Fitodherma 5 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).
T12 : (S2D1D3). Tierra pura + Tindalización + (Bionutrientes 2 g por litro de agua).
T13 : (S2D2M1). Tierra pura + Vapor + (Bacthon 10cc por litro de agua +Tricho D
3 g por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de agua).
T14 : (S2D2M2). Tierra pura + Vapor + (Bacthon 10cc por litro de agua + Fitodherma
5 g por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de agua).
T15 : (S2D2D3). Tierra pura + Vapor + (Bionutrientes 2 g por litro de agua).
T16 : (S2D3M1). Tierra pura + Basamid + (Bacthon 10cc por litro de agua +Tricho
D 3 gr por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de agua).
T17 : (S2D3M2). Tierra pura + Basamid + (Bacthon 10cc por litro de agua +
Fitodherma 5 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).
T18 : (S2D3D3). Tierra pura + Basamid + (Bionutrientes 2 g por litro de agua).
T19 : Testigo sustrato convencional de plantabal.
Los 19 tratamientos se distribuyeron en un diseño completo al azar (DCA), cada tratamiento
estuvo constituido por 1176 plántulas de balsa distribuidas en 14 bandejas de polímeros de
84 cavidades cada una. Las evaluaciones de variables fenotípicas (altura, diámetro, peso
fresco y seco de sistema foliar y radicular, longitud de raíz) se realizó en plantas de 3.5
semanas después de germinadas, y para el efecto se empleó 98 plantas por tratamientos (7
plantas por bandeja).
Por cada sustrato se empleó 1.25 m3, distribuidos en las cavidades de las bandejas. La
aplicación de las combinaciones de biodesinfectantes Bacthon, Tricho-D, Micosplag,
Fitodherma, y los bionutrientes se realizó con bomba de mochila dirigido a cada cavidad que
contenía el sustrato, en función a cada tratamiento. Cada cavidad equivalía a una planta. Se
realizaron tres aplicaciones en diferentes periodos. La primera aplicación se realizó después
de la siembra de la semilla, y las bandejas se cubrieron con plástico color negro, con el
propósito de generar un ambiente térmico favorable que estimulara la germinación de la
semilla y la colonización microbiana.
3.3.1.1. Dosis de los bioproductos utilizados
Bacthon: 10 cc por litro / segunda dosis: 5 cc por litro
Tricho-D: 3 g por litro
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27
Micosplag: 1 g por litro
Fitodherma: 5 g por litro
Bionutrientes: 2 g por litro
3.3.1.2. Tratamiento pre-germinativo, siembra y riego
Para garantizar la germinación adecuada de la semilla de balsa, se realizó un tratamiento pre-
germinativo, que consistió en sumergir las semillas de balsa en agua hervida durante 1
minuto. Posteriormente las semillas se secaron y colocaron dentro del sustrato contenido en
cada cavidad. Para el efecto se realizaron evaluaciones diarias con el propósito de vigilar la
humedad del sustrato. Cuando se detectó deficiencias hídricas se realizaron los riegos
pertinentes.
3.3.1.3. Variables estudiadas
Densidad microbiana en los sustratos
Al momento de la evaluación de variables fenotípicas (3.5 semanas), se analizó la densidad
microbiana (bacterias y hongos) de los sustratos que fueron previamente desinfectados. Se
empleó el método de recuento de células viables en medios de cultivo sólidos, mediante
siembra en superficie. Para este procedimiento, por cada tratamiento se recolectó siete
submuestras y formó una muestra homogénea, a partir de la cual se utilizó 1 g de sustrato
para hacer cinco disoluciones seriadas, con factor de 1/10.
Para el recuento de bacterias y hongos se seleccionaron las dos últimas diluciones (1x10-4 y
1x10-5), a partir de las cuales se inocularon 200 µL por duplicado en placas de Petri
conteniendo medio de cultivo papa-dextrosa-agar + antibióticos (PDA+A) para el caso de
hongos, y agar nutritivo (AN) para el conteo de bacterias aeróbias mesófilas, mediante la
ayuda de un asa de Drigalsky, distribuyendo la muestra de forma uniforme sobre el agar. El
proceso de incubación para hongos fue de 8 días a 20 oC, y para bacterias de 72 horas a 30
oC. Adicionalmente se utilizó un control negativo para cada uno de los medios de cultivo
empleados, con el propósito de asegurar el procedimiento.
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Luego del tiempo de incubación se contabilizo el número de unidades formadoras de
colonias por gramos de suelo (UFC g-1s). Para los cálculos de densidad microbiana se aplicó
la siguiente ecuación:
𝑈𝐹𝐶
𝑚𝐿=𝐴
𝐵+ 𝐹𝐷
Donde:
A = Número de colonias
B = Volumen sembrado (0.2 mL)
FD = Factor de dilución aplicado (104 en el caso de hongos y de la dilución 105 en el caso
de bacterias)
Altura de planta
Se midió desde el cuello de la raíz hasta el ápice o punto de crecimiento vegetativo, a las 3.5
semanas en 98 plantas por cada tratamiento. Se expresó en cm.
Diámetro de tallo
Se registró en el tercio medio de la planta a las 3 semanas y media en 7 plantas al azar por
cada 14 bandejas de tratamiento. Para el efecto se utilizó un calibrador, expresando el valor
en mm.
Longitud radicular
A las 3 semanas y media se extrajo 7 plantas por cada 14 bandejas por tratamiento y se
procedió a medir su longitud radicular, medida desde el cuello de la raíz hasta la punta de la
cofia. Para evitar daños en la misma, se extrajo con cuidado y se las lavó con agua para quitar
residuos de suelo.
3.3.2. Análisis estadístico
-
29
Los datos obtenidos se analizaron empleando herramientas de estadística descriptiva. Para
establecer si existían o no diferencias estadísticas significativas en las variables evaluadas
como altura, diámetro, largo de tallo, largo de raíz, peso de tallo, peso de raíz, peso de hojas
de ochroma pyramidale (balsa), los datos se sometieron a un análisis de varianza (ANOVA)
con un nivel de significancia de 95% (P < 0.05), previa comprobación de los supuestos de
normalidad y homocedasticidad de varianzas. Posteriormente se aplicó la prueba de tukey
(mínima diferencia significativa), con un nivel de significancia del 95% (P < 0.05). Para el
efecto se empleó el paquete estadístico Programa estadístico InfoStat versión para Windows.
-
CAPÍTULO IV
RESULTADOS Y DISCUSION
-
31
4.1. Análisis de suelo referente a carga microbiana
4.1.1. Recuento bacterias a partir de muestras de suelo
En el gráfico 2 se presenta los tratamientos con sus métodos de desinfección haciendo
refencia a la densidad bacteriana donde se muestra que, hay mayor cantidad de bacterias en
el suelo puro (sin desinfección), mientras que, la menor cantidad de bacterias se encontró en
el suelo de compost de balsa desinfectado con basamid y suelo puro desinfectado con
basamid.
Gráfico 2.- Densidad bacteriana en unidades formadoras de colonias por gramo de suelo
(UFC g-1 s).
4.1.2. Recuento hongos a partir de muestras de suelo
En el gráfico 3 se presenta los tratamientos con sus métodos de desinfección haciendo
refencia a la densidad fúngica, donde se muestra que hay mayor cantidad de hongos en el
suelo compost de balsa puro (sin desinfección), mientras que, la menor cantidad de hongos
se encontró en el sustrato suelo puro con basamid y suelo puro con tindalización.
-
32
Gráfico 3- Densidad microbiana unidades formadoras de colonias (hongos) por gramo
de suelo (UFC g-1 s).
4.2. Análisis de variables fenotípicas
4.2.1. Altura
Una vez analizados los datos colectados, se encontraron diferencias estadísticas
significativas entre los tratamientos estudiados (F=413.81; P=0.0001), tal como se detalla
en el cuadro 2, donde la mayor altura de plantas se obtuvo en los tratamientos 3 (S1D1D3)
y 9 (S1D2D3) con 29.6 cm y 28.1 cm, respectivamente, quienes fueron similares
estadísticamente, pero diferentes a los demás tratamientos. La menor altura de plantas se
detectó en los tratamientos 13 (S2D2M1) y 16 (S2D3M1) con 5.9 cm y 7.7 cm,
respectivamente.
Cuadro 2. Alturas promedio de plantas de O. pyramidale de 3.5 semanas de edad en
sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes + bacterias.
Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican
medias estadísticamente similares (P
-
33
10 8.00 I H
4 9.27 H
7 11.35 G
1 15.72 F
5 17.76 E
14 17.95 E
15 18.61 E D
11 18.80 E D C
17 18.94 E D C
12 19.70 D C
6 20.02 D C
2 20.20 C
19 20.23 C
18 20.29 C
8 22.86 B
9 28.14 A
3 29.60 A
Fuente: Autor
4.2.2. Diámetro
Una vez analizados los datos colectados, se encontraron diferencias estadísticas
significativas entre los tratamientos estudiados (F=135,65; P=0,0001) , tal como se detalla
en el cuadro 3, donde el mayor diámetro de plantas se obtuvo en los tratamientos 3
(S1D1D3) y 9 (S1D2D3) con 4.12 mm y 4.25 mm, respectivamente, quienes fueron similares
estadísticamente, pero diferentes a los demás tratamientos. El menor diámetro de plantas se
detectó en los tratamientos 13 (S2D2M1) y 16 (S2D3M1) con 5.87 mm y 7.66 mm,
respectivamente.
-
34
Cuadro 3. Diámetros promedios de plantas de O. pyramidale de 3.5 semanas de edad en
sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes + bacterias.
Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican
medias estadísticamente similares (P
-
35
Cuadro 4. Largo de tallo, promedios de plantas de O. pyramidale de 3.5 semanas de edad
en sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes +
bacterias. Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales
indican medias estadísticamente similares (P
-
36
Cuadro 5. Longitud de raíz, promedios de plantas de O. pyramidale de 3.5 semanas de edad
en sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes +
bacterias. Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales
indican medias estadísticamente similares (P
-
37
Tratamiento Peso de tallo
media(g) 1
13 0.06 A
16 0.09 A
10 0.13 A
4 0.17 A
5 0.82 A
6 1.01 A
14 1.03 A
17 1.08 A
1 1.09 A
11 1.17 A
15 1.34 A
8 1.49 A
2 1.54 A
12 1.59 A
19 1.67 A
18 1.79 A
9 1.86 A
3 1.94 A
7 11.49 A
Fuente: Autor
4.2.5. Peso de raíz
Una vez analizados los datos colectados, no se encontraron diferencias estadísticas
significativas entre los tratamientos estudiados (F=1,035132; P=0,415620), tal como se
detalla en el cuadro 7.
Cuadro 7. Peso de raíz, promedios de plantas de O. pyramidale de 3.5 semanas de edad en
sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes + bacterias.
Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican
medias estadísticamente similares (P
-
38
3 1.17 A
8 1.26 A
6 1.26 A
5 1.37 A
11 1.43 A
2 1.54 A
19 1.58 A
15 1.67 A
12 1.85 A
18 2.17 A
14 10.17 A
9 12.47 A
Fuente: Autor
4.2.6. Peso de hoja
Una vez analizados los datos colectados, se encontraron diferencias estadísticas
significativas entre los tratamientos estudiados (F=2,041919; P=0,005994), tal como se
detalla en el cuadro 8, donde el mayor peso de hojas de plantas se obtuvo en los tratamientos
1 (S1D1M1) con 3.54 g y, respectivamente, quienes fueron similares estadísticamente, pero
diferentes a los demás tratamientos. El menor peso de hojas de plantas se detectó en los
tratamientos 13 (S2D2M1) con 0.39 g respectivamente.
Cuadro 8. Peso de hojas, promedios de plantas de O. pyramidale de 3.5 semanas de edad
en sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes +
bacterias. Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales
indican medias estadísticamente similares (P
-
39
8 2.11 A
15 2.16 A
2 2.16 A
11 2.30 A
9 2.31 A
3 2.31 A
19 2.49 A
18 2.73 A
1 3.54 B
Fuente: Autor
4.2.7. Porcentaje de germinación de Balsa
Se detalla el porcentaje de germinación de Balsa (Ochroma pyramidale) en almaciguera, se
utilizó 2 tipos de sustratos (Compost de balsa y tierra pura) con 3 métodos de desinfección
(Vapor, basamid y tindalización); en el sustrato de compost de balsa utilizando el método de
desinfección de tindalización se observa un 99.49 % de germinación dando un total de 195
semillas germinadas.
Respecto al sustrato de tierra pura, el método de vapor presentó el 72.45% de germinación
con un total de 142 semillas germinadas.
En resumen el sustrato compost de balsa en los 3 tratamientos se obtuvo 3232 semillas
germinadas a diferencia del sustrato tierra pura que se obtuvieron 2628 semillas germinadas.
En el sustrato compost de Balsa se obtiene el mayor número de semillas germinadas.
4.3. Análisis del suelo
Tomando en consideración el pH en se desarrolla de manera óptima O. piramydale (5.5,
6.5), En el tratamiento consistente en compost de balsa desinfectado con Basamid se detectó
resultado con un pH de 5.9, mientras que en el sustrato tierra pura desinfectada con vapor se
encontraron valores de 6.5, y en el sustrato tierra pura desinfectada con basamid los valores
bordearon el 6.4.
-
40
4.3.1. Carga eléctrica y nitrógeno total orgánico
En lo referente a carga eléctrica y nitrógeno total del suelo, se encontró que los tratamientos:
compost de balsa puro (control sin desinfección), y compost de balsa desinfectado con
Basamid, presentaron valores de 1.90 mS/cm y 173 ppm; 1.10 mS/cm y 73ppm,
respectivamente, valores muy superiores a los niveles optimos (0.90 mS/cm y 57 ppm,
respectivamente) reportados en la literatura. Mientras que en los demás tipos de sustratos se
detectaron valores muy por debajo de los niveles óptimos (Tabla 9).
4.3.2. Aniones
Al analizar la carga de los aniones: nitrato (NO3-1), cloro (Cl-1), y sulfato (SO4
-1), fosforo (P-
1) los valores más altos se encontraron en los tratamientos compost de balsa puro (control) y
compost de balsa desinfectado con Basamid, con valores de 763 ppm y 316 ppm; 32 ppm y
7.1 ppm; 144 ppm y 201 ppm; 30 ppm y 1.0 ppm, respectivamente, mientras que para el
bicarbonato (HCO3-1) el valor más alto se detectó en los tratamiento: tierra pura desinfectada
con vapor (24 ppm) y tierra pura desinfectada con tindalización (24 ppm). Estos valores en
algunos casos están muy por encima de los valores optimos citados por la literatura (Cuadro
9).
4.3.3. Cationes
Al analizar la carga de los cationes; potasio (K+1), sodio (Na++1), magnesio (Mg++1), y silicio
(Si+1), los valores más altos se encontraron en el tratamiento compost de balsa puro (control)
con valores de 352 ppm, 4.6 ppm, 78 ppm y 8.4 ppm, respectivamente. Mientras que los
valores de amonio (NH4+1) estuvieron cercanos al valor óptimo (1.8 ppm) en todos los
tratamientos. Para el calcio (Ca++1) los mayores valores se encontraron en el tratamiento
compost de balsa desinfectado con Basamid (140 ppm) (Cuadro 9).
4.3.4. Micro elementos
En cuanto al hierro (Fe+1) los contenidos obtenidos fluctuaron entre 0.497 ppm y 0.028 ppm,
valores que están por debajo del optimo (0.559 ppm). Mientras que para manganeso (Mn),
zinc (Zn), boro (B), y cobre (Cu), los contenidos estuvieron en los rangos de 0.088 ppm y
-
41
0.027 ppm; 0.026 ppm y 0.013 ppm; 0.324 ppm y 0.061 ppm; 0.064 ppm y 0.013 ppm,
valores que en algunos caso estuvieron distantes y en otros caso cercanos a los contenidos
optimos (Cuadro 9).
-
42
pH(1)
CE (1)
(mS/cm) NO3
- (1)
Cl –(1) SO4=(1) HCO3- (1) P (1)
NH4+ (1)
K+ (1)
Na+ (1)
Ca++ (1)
Mg++ (1)
Si (1) Fe (1) Mn (1) Zn (1) B (1) Cu (1)
6.0-6.2 0.90 57 248
-
43
4.4. Discusión
En las variables altura y diámetro se obtuvo un mayor valor promedio en los tratamientos
3 (Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bionutrientes 2 g por litro de agua) 29.6
cm, 28.1cm y en el tratamiento 9 (Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bionutrientes
2 g por litro de agua) 4.25 mm ,4.12 mm; difiriendo con el estudio elaborado por (Aguirre,
2013) en el cual registró mayor altura de plántulas de teca a los 30 días al utilizar sustrato
desinfectado mediante el Retostado (R) y Retostado &Trichoderma harzianum (R&Th), con
4,8 cm y 4,9 cm y el diámetro de plantas a los 60 y 90 días (Cuadro 36), fue en promedio
2,4 mm y 4 mm, respectivamente.
(Maynor, 2014) En el análisis de la investigación Evaluación de cinco sustratos para la
producción en vivero de palo blanco (Tabebuia donnell-smithii rose), el tratamiento 5
(lombricompuesto + arena), obtuvo el promedio más alto del peso radicular de las plántulas
(5.48 ), lo que no concuerda en la presente investigación que presento un promedio en peso
radicular de (12.47 g) para el tratamiento 9 Sustrato de compost de balsa + Basamid +
(Bionutrientes 2 g por litro de agua) S1D2D3.
En la presente investigación se manifestó que el mejor promedio de longitud radicular fue
para el tratamiento 3 Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bionutrientes 2 g por
litro de agua) y el tratamiento 9 Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bionutrientes
2 g por litro de agua) con 12.8 cm y 12,7 cm, lo que no concuerda con ( Ilbay, 2012). Que
presenta que, las plántulas experimentaron mayor crecimiento en longitud del sistema
radicular en el tratamiento T1A1 (turba 75% + ácidos húmicos 25%) con promedio 8,21 cm
respectivamente.
-
44
Tomando en consideración el pH en se desarrolla de manera óptima O. piramydale (5.5,
6.5), y al analizar la recomendación emitida por la FAO (2,002) para la propagación de plantas
en vivero, encontramos que los sustratos se encuentran dentro de los niveles optimos. De igual
manera al comparar con los resultados obtenidos por (Maynor, 2014) coincidimos en los
niveles de pH obtenidos.
-
CAPITULO V
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
-
46
5.1. Conclusiones
Al analizar los niveles óptimos en diferentes sustratos encontramos que el mejor sustrato
es el compost de balsa con desinfección basamid en proporción (400 g / m3), superando
al compost de balsa pura (testigo).
Al analizar la variable altura tenemos que el mejor desarrollo se obtuvo en el tratamiento
3 (Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bionutrientes 2 gramos por litro de
agua) y el tratamiento 9 (Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bionutrientes 2 g
por litro de agua) son los mejores mientras que los presentaron el menor desarrollo
fueron el tratamiento 13) Tierra pura + Vapor + (Bacthon 10cc por litro de agua
+Tricho D 3 g por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de agua). y 16 Tierra pura +
Basamid + (Bacthon 10cc por litro de agua +Tricho D 3 g por litro de agua + Micosplag
1 g por litro de agua).
Al analizar la variable diámetro encontramos que el mejor desarrollo se obtuvo en los
sustratos 3 (Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bionutrientes 2 g por litro
de agua) y el tratamiento 9 (Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bionutrientes
2 g por litro de agua) y el menor desarrollo lo encontramos en los tratamientos 10, 13
y 16.
En la variable largo de tallo encontramos que el mejor desarrollo se dio en el sustratos
3 (Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bionutrientes 2 gr por litro de agua)
y en el tratamiento 9 (Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bionutrientes 2 g por
litro de agua) el menor desarrollo lo encontramos en los sustratos 10, 13 y 16.
En la variable longitud raíz el mejor desarrollo lo encontramos en los tratamientos 3
(Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bionutrientes 2 gr por litro de agua)
y el tratamiento 9 (Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bionutrientes 2 g por
litro de agua) aunque en los tratamientos 1 -5-6-14-17- también se encontraron
buenos resultados, mientras que los menores desarrollo en longitud de raíz fueron en
los tratamientos 13 Tierra pura + Vapor + (Bacthon 10cc por litro de agua +Tricho
D 3 g por litro de agua +Micosplag 1 gr por litro de agua) y el tratamiento 4 Sustrato
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47
de compost de balsa +Vapor + (Bacthon 10cc por litro de agua +Tricho D 3 gr por
litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).
En lo referente al peso seco del tallo y peso de raíz los tratamientos presentaron
niveles óptimos.
En lo referente al peso de hojas encontramos que todos los tratamientos tienen niveles
altos de significancia a excepción del tratamiento 1 (testigo).
Se concluye que el mejor porcentaje de germinación de balsa (Ochroma pyramidale)
usando dos sustratos (compost de balsa y tierra pura) y tres métodos de desinfección
(basamid, vapor y tindalización), el mayor porcentaje de germinación fue notable en
com