山东农业大学硕士学位论文摘要

本试验利用外源糖皮质激素导入的方法（饲料、皮下注射或肌肉注射方法）模拟应激，较为系统的研究了急性应激和长期应激对肉鸡机体脂质过氧化状态和肉质的影响，进行了两个相关试验。试验一通过给肉鸡注射皮质酮，引起急性应激，研究急性应激对肉鸡机体脂质过氧化状态和

肉质的影响。试验选取 42日龄爱拔益加肉鸡（AA）24只，随机分为两组，其中一组皮下注射皮质酮（4mg/kg BW），另一组为对照组（注射玉米油）。注射前和注射后 3h采血，采血完毕立即活体取胸肌样品，屠宰后即刻取胸肌、腿肌样品。屠体 4℃存放 24h和 48h后再取胸肌、腿肌样品。测定肉鸡体重损失；血浆中血糖、乳酸、尿酸、MDA含量和 SOD、GSH－Px、CK活性及 T－AOC；肌肉的MDA含量、T－AOC、PH值、R值、糖原含量、缓冲能力、滴水损失、煮熟损失。结果表明急性应激导致肉鸡体重显著下降，血糖水平、尿酸水平极显著的升高，血浆 T－AOC、MDA

含量显著上升，腿肌MDA含量和胸肌 T－AOC升高，活体胸肌糖原含量和缓冲能力显著升高，胸肌屠体 pH值显著降低，但煮熟损失差异不显著，胸肌滴水损失有升高趋势。试验二通过给肉鸡注射地塞米松，引起长期应激，并饲喂不同 VE含量日粮，研究长期应激

和VE对肉鸡机体脂质过氧化状态和肉质的影响。1日龄雄性肉仔鸡 120只，随机分为对照组、采食量配对组和试验组，每组再下设两个小组（其中一个小组 VE含量为 200mg/kg diet，另一小组为 20mg/kg diet），每小组 20只。1日龄之后饲喂试验日粮，35日龄之后配对组开始保持与应激组相同的采食量，35日龄起试验组鸡肌肉注射地塞米松（2mg/kg），其余两组注射生理盐水，配对组鸡定量饲喂试验组鸡前一天的采食量，连续 6天。35日龄，分别从高VE组和普通VE组各取 10只鸡，采血后，放血处死取心脏、肝脏、免疫器官、胸肌等样品，作为基础水平对照。38、41日龄，分别将所有鸡采血后处死，取心脏、肝脏、免疫器官、胸肌、腿肌样品，并测定滴水损失和煮熟损失。将宰后屠体 4℃保存 24h、48h，再取胸肌、腿肌样品。测定肉鸡增重、料重比；心肝及免疫器官指数；血浆、心肌和胸腺的 MDA含量和 T－AOC；肌肉的 MDA含量、T－AOC、SOD活性、VE含量、脂肪酸组成、PH值、糖原含量、乳酸含量、缓冲能力、滴水损失、煮熟损失。结果表明长期应激导致肉鸡生产性能下降；胸腺和法氏囊的发育受到抑制，肝脏指数和心脏指数显著上升；血浆和胸腺 MDA含量和 T－AOC显著升高，肌肉 SOD活力升高；胸肌亚麻酸 、PUFA含量和 PUFA/SFA显著降低，煮熟损失和滴水损失显著升高；添加 VE能提高生产性能；极显著降低肝脏指数；显著降低血浆、胸腺MDA含量和肌肉 SOD活力；增加胸肌的 VE含量；但并没有改善应激对肉质造成的不良影响。

关键词：应激 VE 脂质过氧化 肉质

1

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响

EFFECT OF OXIDATIVE STRESS ON LIPID PEROXIDATION AND MEAT QUALITY OF

BROILERS

Gao Jing

(College of Animal Science & Technology, Shandong Agricultural

University, Tai’an 271018,China)

ABSTRACT

Three experiments were conducted in the present study to determine the effects of acute stress and

chronic stress on lipid peroxidation and meat quality of broilers by exogenous glucocorticoids.

In exp.1, broilers were injected with corticosteron to induce stress, to determine the effect of acute

stress on lipid peroxidation and meat quality of broilers. At 42d of age ,2 groups of 12 AA broiler

chickens were used and injected subcutaneously with corticosterone(4 mg/kg BW)or corn oil(as sham

control). A blood sample was respectively obtained before and 3 h after CORT or oil administration.

After obtaining the breast muscle samples from these living chickens, they were killed after cutting the

jugular vein. The breast and thigh muscle were taken at 0h postmortem and the eviscerated carcasses

were chilled for 24h or 48h at 4 °C. Following the 24 h or 48h storage， the breast and thigh muscle

samples were respectively cut again and the underlying biochemical changes were analysed. The results

indicated that acute stress decreased the Bw of birds sharply, the content of plasma glucose, uric acid, T

－AOC, MDA were signicantly higher than the control group, the content of MDA in BM and T－AOC

2

山东农业大学硕士学位论文in PM were increased, the buffering capacity and content of glycogen in living PM were also increased,

the pH of preslaughter PM was declined, but the cooking loss of the stressed group was not increased

significantly, and drip loss trended to be lower.

In exp.2, broilers fed with diets of different VE level were injected with dexamethasone to induce

chronic stress, to investigate the effect of chronic stress and VE level on lipid peroxidation and meat

quality. 120 male broilers of 1d were divided into control group, pair-fed group and chronic stress group,

half of each group were fed with diet of 200mg VE/kg diet, others were fed with diet of normal level of

VE.The trial diet was taken after 1d, broiler chickens of 35d were injected with dexamethasone （ 2

mg/kg）and the intake of pair-fed group were consistent with the feed intake of stress group of last day

during 6 continual days. At the day of 35, 38 and 41, samples were obtained from each group. The results

indicated that the performance of birds suffered from chronic stress were significantly lower, the immune

organs index declined while liver index and heart index rised, T-AOC and content of MDA in plasma and

thymus, SOD activity in muscle were increased, C18:2, PUFA and PUFA/SFA were decreased, drip loss

and cooking loss of the stressed group were increased. VE supplement improved the performance,

decreased content of MDA in plasma and thymus and SOD activity in muscle, added to the VE level in

PM, however, not improved the meat quality which was declined by stress.

.Key words: stress VE lipid peroxidion meat quality

英文缩略词表H2O2 过氧化氢

GSH-Px 谷光甘肽过氧化物酶SOD 超氧化物歧化酶

3

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响CAT 过氧化氢酶CK 肌酸激酶

LOOH 脂质氢过氧化物TBARS 硫代巴比妥酸反应物MDA 丙二醛

T－AOC 总抗氧化能力DFD 暗黑色、质地坚硬、切面干燥PSE 肉色苍白、肉质松软、表面有汁液渗出

ACTH 促肾上腺皮质激素LOOH 脂质氢过氧化物TBARS 硫代巴比妥酸反应物

LD 乳酸ATP 三磷酸腺苷BW 体重SFA 饱和脂肪酸

PUFA 多不饱和脂肪酸MUFA 单不饱和脂肪酸

前 言家禽的正常生长、繁殖和抵御外来病原侵袭等各种活动都必须依赖于相对稳定的机体内环境

但是，随着集约化、高密度饲养方式的发展，应激成为饲养过程中影响畜禽生产性能、免疫机能和肉品质量的一个限制因素，而研究表明氧化损伤是应激不利影响的内在原因之一。本研究诣在探讨应激引发的氧化应激对家禽组织过氧化状态及肉质的影响和相关机制，以便为研究应激状态下的营养调控提供初步的理论依据。

1、应激的概念及全身适应性综合症Selye(1937)首先观察到生物个体对一系列有害刺激（包括温度、电离辐射、精神刺激、过度

疲劳、中毒等等）的定型反应。这种定型反应并未因刺激源的不同而改变。Selye将应激反应所表

4

山东农业大学硕士学位论文现出的共同的、不具特异性的病理解剖变化称为“全身适应综合症”（general adaptation

syndrom，简称 GAS），GAS后被称为应激反应。

2、氧化应激相关理论2.1氧化应激的概念

近年来应激概念的范畴越来越广泛，包括分解应激（catabolic stress）、合成应激（anabolic stress）、低氧应激（hypoxic stress）、缺血应激（ischemic stress）、拮抗应激（antagonic stress）、氧化应激（oxidative stress）、还原应激（reducing stress），还有急性应激（acute stress）和慢性应激（chronic stress）(段绍瑾，2002)，本文主要阐述与自由基损伤密切相关的氧化应激。氧化应激是指细胞内自由基大量产生和（或）细胞内抗氧化防御系统受损导致氧自由基及其

相关代谢产物过量聚集，而使机体受损的病理状态。2.2 自由基的概念所谓自由基是指机体生化反应过程中产生的具有未成对电子的原子、原子团或分子，50 年前

首先发现其在生物体内的存在。 若这类物质含有不配对电子的含氧基团称为氧自由基（Oxyen Free Radicals,OFR）。其中研究较多的有超氧阴离子自由基(O2-·)、羟自由基(OH·)，以及由此而衍生的烷基过氧化物自由基（ROO·）、烷氧自由基（RO·）、烷基自由基（R·）等（王世若等，1996）。

近年来又开始了 NO 自由基在生物体内的研究。过氧化氢(H2O2)和单线态氧(1O2)虽不是自由基，但它们是重要的活性氧 （氧自由基及其代谢衍生物），都可以反应产生氧自由基（赵保路，1999）。2.3生物体内自由基的主要来源

① 内质网（Endoplasmic reticulum） 很 多 动 植物组织 内质网含有 cytochrome

P450，暴露于氧气之后，可氧化多种底物，并释放超氧阴离子自由基O2 - · 。② 吞噬细胞 (leukocytes、macrophage) 吞噬细胞如中性粒细胞、巨噬细胞在吞噬过程或

受到某些刺激时，产生呼吸爆发，释放O2 - ·。③ 自氧化反应 一些重要的生物分子在有氧存在时可氧化生成 O2 - ·，如儿茶酚胺、前列腺

素、甘油醛等。血红蛋白和氧气的反应是体内产生O2 - ·的重要来源，每分子氧合血红蛋白分解释放一个O2 - ·。

④ 线粒体电子传递链（mitochondrial electron transport system） 线粒体内膜的电子传递链传递大量电子时，有些电子会泄漏出来，使氧气发生了一电子还原产生了O2 - ·。线粒体

5

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响是需氧生物细胞内产生O2 - ·自由基最多的地方。2.4机体的抗氧化系统体内促氧化剂（自由基）处于稳定状态，主要是由于其生成速率与抗氧化物质（酶类和非酶

类的）对其清除的速率保持动态平衡。 机体的抗氧化系统包括酶促系统和非酶促系统。前者包括超氧化物歧化酶（SOD）、过氧化氢酶（CAT）、谷胱甘肽过氧化物酶（GSH－Px）等，它们协同完成细胞内抗氧化作用。其中，SOD 是一种含金属的酶，有 Cu－Zn－SOD和Mn－SOD等，分别存在于胞液和线粒体中，能歧化O2-· 形成H2 O2，消除 O2-·的毒性；GSH－Px 在没有 CAT的部位可分解 H2 O2成为水和O2-· ，与CAT 共同完成细胞内 H2 O2的分解。能催化脂质过氧化过程中产生的脂质氢过氧化物（LOOH），使之转化为相应的醇，阻断链循环反应。 非酶促系统则是一些高抗氧化活性的营养物质,一类为水溶性抗氧化剂，如抗坏血酸（VC）、谷胱甘肽、尿酸（Hartman等,2006）、白蛋白以及肌肽、鹅肌肽等二肽类（Stacy,1999）；另一类为脂溶性抗氧化剂，如维生素 E、类胡萝卜素、胆红素等。 它们能提供电子使自由基还原，故有重要的防护作用，其中VC、VE 是很重要的两种非酶促抗氧化剂。VE提供一个氢原子给过氧化自由基，因此破坏了自由基的链式反应；VE 可维持应激时血清中的皮质酮、甲状腺素和肌酸磷酸激酶含量的相对稳定，从而减少激素（或酶）水平失衡造成的代谢紊乱和生产性能下降，还能提高免疫应答、抵抗应激；VC 除具有类似的抗氧化作用外，还能协助 VE 维持其具有活性的还原状态，应激时参与皮质类固醇激素的合成，保证皮质类固醇激素的分泌；热应激时参与合成肉毒碱（肌肉供能不可缺少的代谢因子），有缓解热应激的功能。2．5氧化应激对机体的损害氧自由基浓度处于正常状态时，不仅不会损伤组织，而且还显示出其独特的生理作用，例如

吞噬细胞杀灭有害的微生物、合成前列腺素和凝血酶原、药物与毒物的解毒、消灭突变的细胞以及免疫调节等作用（黄进等，2004）。但在病态和哀老的情况下，机体不能有效清除产生的氧自由基，可引起体内氧自由基浓度升高致组织损伤而发生疾病。从分子生物学角度来看，氧自由基主要是通过脂质过氧化作用、损伤蛋白质与核酸等生物分子而呈毒性作用的。

① 对脂质的损害 由液态脂质双层与蛋白质镶嵌组成的生物膜包括细胞膜、线粒体膜、溶酶体膜等。脂质中的脂肪酸是构成膜屏障的重要物质基础，自由基可以氧化不饱和脂肪酸，即引起脂质过氧化反应，造成细胞膜结构和功能的种种损伤，造成不同程度的生化紊乱、病理变化和疾病。而氧自由基介导的脂质过氧化对线粒体损伤更为严重，使 ATP 合成出现障碍。

6

山东农业大学硕士学位论文② 对DNA的损害

自由基是致癌、致畸、致突变的重要因素。自由基与脂质过氧化物容易和DNA 在碱基位置上共价结合，使碱基发生修饰，使 DNA 链断裂或交联，诱发基因突变或癌变。DNA的破坏可引起细胞生长、分裂、转录的改变，并可引起细胞死亡、突变和恶性转化。

③对蛋白质的损害脂质过氧化物易与蛋白质和酶发生交联，形成不溶性的蛋白质多聚物，导致结缔组织中的胶

原蛋白缩短变硬、失去张力和弹性。胶原蛋白是结缔组织的主要成分，也是细胞外间质的主要成分作为细胞外蛋白质，当细胞分裂时它并不更新，也不象细胞中其它蛋白质一样进行调整。人衰老时各种症状的出现都与胶原蛋白变性有关。 人类的阿尔茨海默病（老年前期痴呆）、帕金森氏症等神经学疾病以及糖尿病、癌症、动脉粥样硬化都与自由基有关。而大鼠的应激性胃溃疡（王世富等，2001）、肉鸡的肺动脉高压综合症（Cawthon 和 Bottje,2001）也与自由基的氧化损伤有关。

3、应激与氧化平衡应激引发自由基损伤的机理，一般认为一方面是由于自由基产生增加，另一方面是导致自

由基清除体系的破坏，或者是二者兼有。许燕和陆任云（2000）报道，应激过程中，机体产生的自由基大量增加，同时机体自由基清除系统的活性也增高，随着应激时间的延长，尽管清除系统活性增加，但仍不足以及时将大量的自由基清除而造成了机体氧化和抗氧化的失衡，从而使细胞破坏，造成组织损伤。强烈而持久的应激反应引发氧化损伤的机理主要由高浓度儿茶酚胺介导，其中儿茶酚胺的自身氧化及其引起的组织缺血可能是引发过氧化损伤的主要原因。

最近的研究表明氧化损伤是应激不利影响的内在原因之一，如何防止应激产生和减轻应激的程度是此领域研究的热点。先前在家禽身上进行的研究表明，当激发机体应激反应时，体内的氧化还原平衡破坏，并且这一现象发生于多种形式的应激反应中。研究发现热应激可导致家禽血浆脂质过氧化物显著升高（Lin等,2000），高温与免疫应激的同时存在也会导致血浆的过氧化反应，抗氧化酶活性发生变化（王兰芳等，2002）。长期饲喂皮质酮可导致血浆皮质酮浓度显著升高(lin 等，2004a)，而皮质酮浓度的升高被认为是包括鸡在内的动物对应激应答的标志（Gross和 Siegel，1985； Koelkebeck等，1986）。 所有这些应激条件都会使线粒体中氧化与磷酰化的偶联降低，造成了电子泄漏和超氧化物基

增加，从而促进自由基生成。应激时巨噬细胞激活则是自由基生成的另一个重要来源。

7

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响李铁和张席锦（1993）报道，小鼠的胃肠组织中富含该酶的浅层在应激时该酶活性显著增

加，同时伴有脂质过氧化现象产生。作者认为在黄嘌呤氧化酶含量丰富的组织，该系统是应激过程中氧自由基产生的重要途径。另外组织缺血后的再灌注也导致自由基大量产生 ,胡永奇等（2006）报道大鼠肢体缺血再灌注后，血浆和脑组织中 MDA、XOD 浓度升高，而 SOD活性下降。

动物的应激反应主要依赖于神经内分泌系统的调控，特别是下丘脑 -垂体 -肾上腺轴（HPA）和交感神经－髓质－肾上腺轴（SMA）被认为是动物调控其适应环境能力的共同途径（Cheng等,2003）。其中肾上腺所分泌的有关激素起到了重要作用。有证据表明皮质激素参与了过氧化状态的诱导，在哺乳动物方面的研究表明皮质激素可造成机体肝脏、心脏与脾脏、红细胞骨骼肌和淋巴器官的过氧化损伤。在家禽方面的研究发现，外源皮质激素的导入可诱发肝脏和肌肉组织的脂质过氧化现象（Lin等，2004a,2004b）。4、应激与肉质4．1肉质概念与评判标准肉质是一个复杂的概念，没有单一的定义，它是肉品质与消费和流通上有密切关系的品质特

性，是外观、适口性、营养价值等各方面理化性质的综合。通常用肉品的 pH值、颜色、滴水损失、剪切力和硫代巴比妥酸反应物等指标来量化肉品的质量。4.1.1　pH值　肌肉 pH值是肉品的一个重要指标，它对肌肉的嫩度、滴水损失、肉色等有直接影响。动物宰后，pH值降低与肌糖原的酵解有关。应激条件会加速体内糖原酵解，使肌肉 pH值迅速降低。这在应激敏感动物表现得更加明显。4.1.2　颜色　肉品颜色与食用质量之间无直接关系。然而它却是肌肉本身的生理学、生物化学和微生物学复杂变化的一种易于识别的外部表现。肌肉颜色是肌红蛋白、氧化肌红蛋白以及偏肌红蛋白转化的结果。在红肌中肌肉的 a值(红值)是非常重要的指标，而在白肌中 L值(亮值)则显得十分重要，它与滴水损失、pH值等存在相关。4.1.3　滴水损失　滴水损失是肌肉保持水分性能的指标。滴水损失越小，则肌肉系水力越大。它直接关系到肉品的质地、风味和组织状态。滴水损失与肌肉pH有关。当宰后糖原酵解使肌肉 pH

下降，从而使肌肉蛋白的静电强度减弱，使得电荷的相互作用减弱，肌球蛋白纤维和肌动蛋白纤维之间的间隙缩小，使水分从肌原纤维渗到肌浆中，使肌浆稀释，渗透压降低，水分进一步渗到肌细胞外的间隙。此外，肌细胞膜结构变化，如由于膜脂肪氧化而使膜流动性改变、破裂等都会影响肌肉的持水能力。4.1.4　剪切力　剪切力是肌肉嫩度的指标。它是肉品内部结构的反映，并且在一定程度上反映了

8

山东农业大学硕士学位论文肉中肌原纤维、结缔组织以及肌肉脂肪含量、分布和化学结构状态。嫩度受多种因素影响，然而肌肉中结缔组织、肌原纤维和肌浆这 3 种蛋白质成分的含量和化学结构状态则是决定肉品嫩度的主要物质基础。因此，决定嫩度大小的主要是动物的品种、年龄、肌肉部位、营养状态等因素。此外，一些宰前宰后因素，如冷缩、融僵、熟化等也影响肉品的嫩度。4.1.5　硫代巴比妥酸反应物(TBARS)值　肉品中的 TBARS值是反映肉品脂肪氧化程度的有效指标。它与肉品的酸败、异味、过热味道等直接相关，是肉品脂质过氧化程度的间接量化指标。4.2 常见的劣质肉

Ludvihgsen（1953）首次报道 PSE肉。PSE肉是指新鲜瘦肉表现为肉色苍白（Pale）、肉质松软（Soft）、表面有汁 液 渗 出（Exudative）。美国人 riskey（1964）发现了DFD（Dry、Firm、Dark）猪肉的存在，DFD肉指的是呈现暗黑色、质地坚硬、切面干燥的肌肉。

PSE和DFD 都是宰后发生的变化。在遗传和环境的共同作用下，应激敏感家禽受到短时间、高强度的刺激时，导致有机体能量消耗，依靠肌肉内所蓄积的糖原加速分解，以补充机体消耗的能量，从而形成大量的乳酸、磷酸等酸性产物，使宰后禽肉内 PH值迅速下降，肌肉蛋白质变性，系水力下降，汁液大量渗出，为灰白色，呈现 PSE的特征；如果家禽处于持续的应激因子的作用下，肌糖原基本上作为能量被消耗殆尽，并未产生大量的乳酸积蓄于肌肉内，这时测定的肌肉 PH值很高，肌肉颜色发黑，肌肉变硬，表面干燥，呈现 DFD肉的特征(Hedrick等1989，Lawrie,1998)。由此可见，PSE肉和DFD肉的发生与家禽的遗传素质、应激因子和肌肉中的能量水平有密切关系（吴易雄，2001）。

4.3应激对肉质影响的机制动物应激如热应激、运输应激、宰前处理等会影响其肉质。因为应激使肾上腺髓质部大量分泌

儿茶酚胺类激素，使得腺苷酸环化酶活化而增加肌肉中 cAMP的浓度，后者可通过激活蛋白激酶而使磷酸化酶活化，提高磷脂酶A2的活性，从而使钙离子从线粒体释放，肌浆钙离子浓度提高，而肌浆钙离子则可激活肌纤维 ATP酶和磷酸化酶，从而增加糖原酵解，降低肌肉 pH，造成蛋白质变性速度异常，导致肉品系水能力下降和颜色失色加快。由于肌糖原含量与动物的基因型有关，因此应激敏感动物的反应更加明显。许多学者开始用自由基理论来解释应激影响肉质的机理。肉品中的脂肪极易发生氧化。除微生

物污染外，它是造成肉品质量下降的主要原因。它使肉品失色加速，滴水损失增加，形成酸败和不好的气味和味道的物质。一般认为肉品中的脂肪氧化是自由基调节的自动催化过程，是由亚细胞膜中的高含量不饱和磷脂部分所引发。这个过程可能在动物屠宰后立即发生。动物宰后由于血流

9

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响的停止，使得糖原酵解成乳酸，乳酸在组织中蓄积，使得接近中性的肌肉中的 pH逐渐降低而变成偏酸性。而且在宰后这一阶段，由于代谢产物和物理特性的改变，动物抗氧化酶体系不再发生作用，而非酶抗氧化体系不足时，尤其是在宰前应激情况下，会促进氧化源与不饱和脂肪酸反应产生自由基，使氧化反应加强，从而降低肉品质量。4．3 营养调控肉质的措施 提高肌肉的抗氧化能力，可以使不饱和脂肪酸不被氧化变性，保持细胞的完整性。肌肉中抗氧化物（比如 VE、VC、亚硝酸钠等）有助于保持细胞结构完整性。研究表明，提高肉鸡VE水平能增强活体和屠体肌肉的抗氧化能力，减少肉品的过氧化反应，达到保持肉色、防止脂肪酸败和减少汁液损失的效果（文杰，1998；任泽林等，1998；史清河，1999）。Morrissey等（1997）认为肉鸡日粮添加 200mg/kg·VE，饲养 4周，肌肉中生育酚含量达平衡状态。另外，硒可与VE 协同维护细胞内氧化还原体系的平衡，提高肉品的氧化稳定性。镁可降低神经末梢肾上腺儿茶酚胺的释放，减少肌肉糖酵解，从而减少动物应激，提高肉品品质（易中华和桂金凯，2000）5、 应激动物模型的建立与本研究的目的意义

近年来，动物的健康和福利受到了越来越多的关注，科学家们为此提出了研究应激的新模式。如研究环境气候状态变化对家禽带来的应激反应（Gould 和 Siegel，1985）；还有以限饲、摄入有毒物质作为研究应激的手段；也有研究机械和人工抓捕应激对肉仔鸡血液中相关指标及肉质的影响。另外，应激时动物体内一些变化的理化指标也可以作为应激因子，反过来刺激动物产生应激，如静脉注射、腹腔注射或肌肉注射ACTH或体内埋植微型泵释放ACTH(Beuving和Vonder，1986；Puvadolpirod和 Thaxton,2000a,2000b)，外源固醇类激素、可的松、皮质酮（Kannan等，1998；Lin等，2004a，2004b）及地塞米松也可作为应激源饲喂或注射。本研究采用定量注射糖皮质激素的方法建立动物应激模型，研究急性应激和长期应激对肉鸡

组织过氧化状态及肉质的影响，并通过饲料中VE的添加探讨应激状态下营养调控肉质的途径。

10

山东农业大学硕士学位论文

试验一 急性应激对肉鸡机体氧化还原状态及肉质的影响1 前言

现代化大型集约养殖在产生可观的经济利益的同时也不可避免的带来了许多应激因素，转群、抓鸡、免疫接种、饥饿、高温、低温、运输震动、光照、噪音、恐惧、焦虑、疲劳等 (Kannan等，1997；Takahashi 等，2000；Hangalapura 等，2004；Nijdam 等，2005；Campo等，2007；Delezie等，2007)都可使家禽发生急性应激。当激发机体应激反应时，体内的氧化还原平衡会遭到破坏。近年来，人们对应激对肉鸡的氧

化损伤及内在机理做了许多深入的研究（Bottje等，1998；Altan等，2000；Lin等，2000b

；Iqbal等，2002； Eid等，2003；Lin等，2004b）。但在以往的研究中，缺乏对动物屠宰前活体和宰后胴体生理生化过程随时间变化的观察。因此，本试验采用一次性注射皮质酮的方法来引起急性应激，利用活体采样技术观察急性应激对肉鸡活体、0 h屠体、24h、48h屠体脂质过氧化的影响，并对活体、0 h屠体、24h和 48h屠体之间的脂质过氧化物水平和总氧化能力的变化作详细的探讨。

2 材料与方法2.1 试验材料2.1.1试验动物与管理

新生Arbor Acres肉仔鸡 40只，购自泰安泰宇禽业有限公司。饲养期间自由采食、饮水，常规免疫。鸡舍内温度、湿度、光照和卫生学指标符合肉鸡的卫生要求（GB 14925－1994）。2.1.2试验日粮

试验日粮分为 0～21日龄日粮和 22～42日龄日粮。日粮配方及营养成分见表 1-1。日粮营养水平及维生素、微量元素均满足NRC（1994）推荐肉鸡营养标准。

表 1－1 试验日粮组成及营养水平（0～42日龄）Table 1-1. The composition and nutrition level of the experimental diet

项目 日粮组成（％）0～21日龄 22～42日龄

11

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响玉米 63.25 62.38

豆油 1.25 2.72

豆粕 29.12 29.21

鱼粉 3.00 3.00

食盐 0.21 0.26

石粉 1.19 1.12

磷酸氢钙 1.39 0.82

氯化胆碱 0.20 0.20

赖氨酸 0.02 －蛋氨酸 0.14 0.068

预混料 0.22 0.22

营养水平代谢能MJ/Kg 12.60 13.02

粗蛋白，％ 20 19.4

钙，％ 0.9 0.9

有效磷，％ 0.45 0.41

赖氨酸，％ 0.95 0.91

蛋氨酸，％ 0.42 0.38

蛋＋胱，％ 0.68 0.62

苏氨酸，％ 0.63 0.63

色氨酸，％ 0.19 0.19

注：1、预混剂为维生素和微量元素的预混剂2、日粮中维生素和微量元素含量满足NRC(1994)标准。预混料配方（为每 kg 全价料中提

供）：VA:8000；D3:3000IU; VE:20IU; VK:2mg; 硫胺素（VB1）:4mg;核黄素（VB2）：8mg; 泛酸（ VB3） :11mg;烟酸（ VB5） :40mg; 吡哆醇（ VB6） :4mg; 钴胺素（VB12） :0.02mg; 生物素：0.15mg;叶酸：1.0mg; 胆碱：700mg; 铁：80mg; 锌：75mg;锰：80mg; 铜：10mg; 碘：0.40mg;硒：0.30mg2.1.3试验药剂

皮质酮（CORT）购自 Sigma公司，含量≥92％；SOD、GSH－Px、CK、糖原、乳酸、尿酸、血糖试剂盒购于南京建成生物工程研究所；721 型分光光度计（上海精密科学仪器有限公司）。2.2试验设计

42日龄时，选取体重相近的 Arbor Acres雄性肉仔鸡 24只，随机等分为对照组和应激组，12

山东农业大学硕士学位论文每组 12 只，翅静脉采血，然后应激组按 4mg/kg BW 皮下注射 CORT（溶 于玉米油，10mg/kgBW），对照组注射等量玉米油。注射后禁食，自由饮水。3h后再采血一次，血液样品4℃3000r/min 离心 10min后取血浆，放于冰箱冷冻保存。注射后采血完毕立即活体取胸肌，液氮保存。宰后 0h取胸肌、腿肌样品，液氮中保存。屠体冰箱内 4℃保存 24h和 48h后分别取胸肌、腿肌样品液氮中保存。

2.3 指标测定2.3.1 血浆指标的测定血糖：葡萄糖经葡萄糖氧化酶作用生成葡萄糖酸和过氧化氢，后者在过氧化酶的作用下，将

还原性 4－氨基安替比林和酚偶联缩合成可被分光光度计测定的醌类化合物。（试剂盒购于日立高新技术株式会社，序号：998－18301）乳酸：以 NAD+为氢受体，LDH 催化乳酸产生丙酮酸，使 NAD+转化成为 NADH。其中，

PMS 递氢使 NBT还原为紫色呈色物，呈色物的吸光度在 530nm 时与乳酸含量成线性关系。（试剂盒购于南京建成生物工程研究所，序号：A019-2）尿酸：无蛋白虑液中的尿酸在碱性状态下还原磷钨酸生成钨蓝、尿囊素和二氧化碳，蓝色深

浅与尿酸浓度成正比例。（试剂盒购于日立高新技术株式会社，序号：994－17301）CK：测定原理为 CK 可以催化三磷酸腺苷和肌酸，加入钼酸铵可产生磷钼酸，进一步还原

成钼蓝，最后根据生成无机磷的量计算出 CK的活力。（试剂盒购于南京建成生物工程研究所，序号：A032）血浆 SOD：黄嘌呤及黄嘌呤氧化酶反应系统产生超氧阴离子自由基，后者氧化羟胺形成亚

硝酸盐，在显色剂作用下呈现紫红色，用可见分光光度计在 550nm波长测定其吸光度。（试剂盒购于南京建成生物工程研究所，序号：A001-1）血浆GSH－Px：衡量GSH－Px酶活力是以催化 GSH氧化的反应速度快慢来决定，即单位

时间内 GSH 减少的量来表示，GSH和二硫代二硝基苯甲酸反应在 GSH－Px 催化下可生成黄色的 5－硫代二硝基苯甲酸阴离子，通过比色测定该离子的浓度，即可算出 GSH 减少量。（试剂盒购于南京建成生物工程研究所，序号：A005）血浆MDA：参照 Yagi(1984)提出后经 Jentzsch等（1996）和 Lapenna等（2001）改

进的方法进行。根据被测样品中丙二醛与 TBA作用生成粉红色化合物，对可见光有选择性吸收的原理进行测定。 取 100ul待测血浆，加入 2.0ml 浓 H2SO4（1/6M），轻轻摇匀，然后加入0.3ml 10％的磷钨酸，混合均匀。混合液在室温条件下放置 5min，然后 3000r/min 离心

13

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响10min,取沉淀物。将沉淀物再次与 2.0ml 浓硫酸（1/6M）、0.3ml 10％的磷钨酸混合，3000r/min 离心 10min，取沉淀物。将沉淀物用 2.0ml蒸馏水悬浮，然后加入 0.5ml 0.34％硫代巴比妥酸溶液（TBA，用 50％的醋酸溶液溶解）、25ul丁羟甲苯溶液（BHT，sigma公司，0.5M），混合均匀。将混合液在 95℃水浴中加热 60min，然后用自来水冷却。向冷却的混合液中加入 2.0ml n-正丁醇与嘧啶的混合物（15∶1，v/v），漩涡混匀，然后 4000r/min 离心10min。取有机层（上层），在 532nm和 572nm下分别测定吸光值。测定时，以 0.5nM

1,1,3,3-四甲氧基丙烷（TMP）作为标准物，以蒸馏水作为对照空白，硫代巴比妥酸反应产物（TBARS）用 nmol MDA/ml血浆表示。血浆总抗氧化能力（T-AOC）： 参照 Benzie 和 Strain (1996, 1999)建立的 Ferric

reducing/antioxidant power (FRAP)方法进行。机体中的抗氧化物质能使三价铁还原为二价铁后者与菲啉类物质形成稳固的络合物,通过比色可测定其氧化能力高低。测定在水浴 37℃进行，时间间隔设置为 4min。2．3．2肌肉指标的测定

胸肌、腿肌MDA：参照Ohkawa 等 (1979)提出的方法进行，向组织样品中加入 9倍量（1g∶9ml）的磷酸钠缓冲液（10mM，PH7.4，含 1.15% KCl），匀浆。取匀浆液 100ul，分别加入 0.2ml 8.1％十二烷基硫酸钠（SDS）溶液、1.5ml 20％醋酸、1.5ml 0.8% TBA水溶液，用蒸馏水定容于 4ml（加 0.7ml蒸馏水），混匀。将混合液在 95℃水浴中加热 60min，然后用自来水冷却。向冷却混合液中加入 2.0ml n-正丁醇与嘧啶的混合物（15∶1，v/v），漩涡混匀，然后 4000r/min 离心 10min。取有机层（上层），在 532nm和 572nm下分别测定吸光值。测定时，以 0.5nM TMP作为标准物，以蒸馏水作为对照空白，TBARS值用 nmol MDA/g鲜组织表示。

胸肌、腿肌总抗氧化能力： 参照 Benzie 和 Strain (1996, 1999)建立的 Ferric

reducing/antioxidant power (FRAP)方法进行。前处理根据 Ohkawa 等[19](1979)提出的方法进行，向组织样品中加入 9倍量（1g∶9ml）的磷酸钠缓冲液（10mM，PH7.4，含 1.15%

KCl），匀浆，离心，取其匀浆液的上清，测定各组织的 FARP值。滴水损失：按 Young等（2004）的方法测定。肉鸡屠宰取样后，放于冰箱内 4-6℃保存 4

小时后，取右侧胸肌、腿肌 2*2厘米，深 1－2厘米，称重，记录后，悬挂于纸杯内，悬挂时注意：①肌肉不要接触杯壁；②肌纤维方向与重力方向平行。然后用保鲜膜将杯口密封。将纸杯置于4℃静置 48小时，48小时后再次称重，记录。煮熟损失：肉鸡屠体冰箱内 4－6℃放置 24h后取样，将肉样在 85℃水浴中煮 15min，

14

山东农业大学硕士学位论文（最终温度为 75℃），根据煮前后重量的变化计算煮熟损失。

pH值：采用改进的 iodoacetate方法。将 2克肉样加入含有 150毫摩尔/升氯化钾的 5毫摩尔/升的碘乙酸溶液中匀浆 10秒钟，用 pH计测定匀浆液的 pH值。

R值：参照 Savenije等(2002)的方法测定。将 12.5毫升 0.85摩尔/升高氯酸加入 1克肌肉组织，制成匀浆液。将匀浆液 3000 转/分钟离心 10分钟，取 100 微升上清液，移入 2.5毫升100毫摩尔/升的磷酸钠缓冲液（pH值 7.0）中。读取250nm和 260nm下的吸光值，其比值为R值。缓冲能力：参照Mannion等（1993）和Weston等（1996）的方法测定。每毫克冻干肉

加入 33 微升 10毫摩尔/升的氟化钠溶液，0℃冰浴制成组织匀浆液。测定前 5min将组织匀浆液放入 37℃水浴，用 0.02mol/L氢氧化钠溶液将匀浆液 pH值调至 7.0，再用 10mmol/L的盐酸溶液将匀浆液 pH值从 7.0 调至 6.0，记录所用盐酸的量。缓冲能力用 ΔH+/ΔpH的比值表示 。ΔH+表示从 7.0 调至 6.0所用的盐酸氢离子的量，ΔpH表示 7.0－6.0＝1。糖原：糖原在浓硫酸的作用下可脱水生成糖醛衍生物，后者再与蒽酮作用形成蓝色化合物，

与同法处理的标准葡萄糖溶液比色定量。糖原在浓碱溶液中非常稳定，故在显色之前先将组织放入浓碱中加热以破坏其他成分而保留糖原。（试剂盒购于南京建成生物工程研究所，序号：A043）2．4 数据处理 处理、时间及其交互作用采用 SAS（V8）程序AVOVA法进行方差分析，Duncan氏法进行多重比较，P<0.05为差异显著。

3 结果与分析3．1 急性应激对肉鸡体重及血液指标的影响

表 1－2 急性应激对肉鸡体重的影响 （单位：g）Table1-2. The effects of acute stress on body weight of broiler

chickens

组别 对照组 应激组 P值减重值 32.33±4.57 b 58.67±8.47 a 0.0120注：a,b同一行中标有不同字母者，差异显著，P<0.05；x, y同一列中标有不同字母者，差异显

著，P<0.05；n＝12。急性应激对体重减轻值的影响显著（P<0.05），应激组鸡的体重减轻值约为正常组的 1.81

倍（表 1－2）。15

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响 皮质酮处理后 3h，应激组血浆MDA水平显著高于对照组（P<0.05，表 1－3），T-AOC极显著高于对照组（P<0.01）；与 0h比较，3h后，应激组血浆MDA水平和 T-AOC也都极显著高于 0h（P<0.01），而对照组 T-AOC 变化差异显著（P<0.05），血浆MDA水平变化差异不显著(P>0.05)。处理和时间对血浆MDA水平的交互效应显著（P<0.05），对血浆 FRAP的交互

效应极显著（P<0.01）。应激组注射后 3小时，血浆 SOD活性显著降低（P<0.05，表 1－3），应激组与对照组之间

差异不显著(P>0.05)。时间和处理的交互效应不显著(P>0.05)。表 1－3 急性应激对血浆各项生化指标的影响

Table1-3. The effects of acute stress on plasma indexes of broiler chickens

对照组 皮质酮组 P值MDA，nmol/ml treat:0.0294

time:0.0010

treat*time:0.0342

0 h 0.66±0.09 0.79±0.11 y

3 h 0.81±0.13 b 1.39±0.17ax

T- AOC，umol/ml treat: 0.0001

time: <0.0001

treat*time: <0.0001

0 h 0.87±0.04 x 0.98±0.09 x

3 h 0.70±0.05 by 1.76±0.17 ay

SOD，活力单位/ml treat: 0.2481

time: 0.1392

treat*time: 0.1785

0 h 115.3±14.5 98.3±13.3 x

3 h 114.5±13.8 83.6±16.9 y

GSH-Px，酶活力单位

treat:0.3932

time:<0.0001

treat*time:0.98580 h 2864±131 x 2711±106 x

3 h 2618±128 y 2466±141 y

血糖，mmol/L treat: <0.0001

time: 0.0005

treat*time: 0.0003

0 h 8.82±0.23 9.26±0.39 y

3 h 8.77±0.23 b 11.84±0.44 ax

CK，U/ml treat: 0.3207

time: <0.0001

treat*time: 0.1643

0 h 3.35±0.31 y 2.86±0.25y

3 h 3.68±0.29 x 3.41±0.22 x

尿酸，mg/L treat: 0.1221

time: 0.0060

treat*time: 0.0013

0 h 41.41±16.41 33.04±3.17y

3 h 36.41±6.49 b 85.13±10.62ax

乳酸，mmol/L treat: 0.3863

time: 0.20110 h 6.15±0.42 6.18±0.31

16

山东农业大学硕士学位论文treat*time: 0.27383 h 5.43±0.33 6.12±0.37

应激组和对照组注射后 3小时，血浆GSH－Px活性较注射前均极显著降低（P<0.01，表 1

－3），但两组之间差异不显著(P>0.05)。时间和处理的交互效应不显著(P>0.05)。 注射前两组之间血糖含量差异不显著(P>0.05，表 1－3)，注射后 3小时应激组极显著高于对照组（P<0.01）。应激组注射皮质酮 3小时后血糖含量极显著高于注射前（P<0.01）。时间和处理的交互效应极显著（P<0.01）。注射前和注射 3小时后两组血浆 CK活性差异均不显著(P>0.05，表 1－3)。不论应激组还是

对照组，注射后 3h的 CK活性均极显著高于注射前（P<0.01）。时间和处理的交互效应不显著(P>0.05)。注射前，两组之间血浆尿酸含量无显著差异(P>0.05，表 1－3)，注射后 3h，应激组极显

著高于对照组(P<0.01)。应激组注射后血浆尿酸含量极显著高于注射前(P<0.01)。时间和处理的交互效应极显著（P<0.01）。 处理和时间对血浆乳酸含量均无显著影响(P>0.05)，交互效应不显著(P>0.05)。

3．2 急性应激对肌肉组织抗氧化性能与肉品质的影响 表 1－4 急性应激对胸肌MDA含量和 T－AOC的影响Table1-4. The effect of acute stress on the MDA level and

T-AOC of breast muscle

对照组 皮质酮组 P值MDA，nmol/g

treat:0.4256

time:<0.0001

treat*time:0.1878

活体 14.60±1.36 z 18.72±3.59 y

0h屠体 24.44±3.71 y 31.93±6.33 x

24h屠体 32.87±4.07 x 30.98±4.89 x

48h屠体 29.89±4.79 xy 31.97±5.83 x

T－AOC，umol/gtreat:<0.0001 time:<0.0001

treat*time:0.0002活体 0.64±0.039by 0.97±0.049 ax

0h屠体 0.74±0.031 bx 0.86±0.041ax

24h屠体 0.72±0.035bxy 0.97±0.042 ax

48h屠体 0.49±0.018 z 0.49±0.021 y

试验结果（表 1－4、表 1－5）表明，皮质酮处理 3h后，应激组腿肌 48h的MDA水平明显高于对照组（P<0.05）；但胸肌、0h腿肌、24h腿肌与对照组相比，差异均不显著（P>0.05）。

17

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响两组胸肌活体MDA水平均显著高于屠体的（P<0.05）,其中应激组屠体 0h、24h、48hMDA含量差异不显著（P>0.05），对照组 24hMDA含量高于 0h的（P<0.05），腿肌中的MDA水平随着时间的延长而逐渐升高，差异极显著（P<0.01），交互效应均不显著（P>0.05）。

表 1－5 急性应激对腿肌MDA含量和 T－AOC的影响Table1-5. The effect of acute stress on the MDA level and T-AOC of thigh muscle

对照组 皮质酮组 P值MDA，nmol/g

treat: 0.0968

time: 0.0006

treat*time: 0.1700

0h屠体 32.87±4.46 29.17±5.96y

24h屠体 36.10±5.96 47.67±7.53 xy

48h屠体 47.13±5.64b 69.05±8.56 ax

T－AOC，umol/gtreat: 0.0502

time:0.0019 treat*time:

0.9325

0h屠体 0.58±0.02 y 0.63±0.03 x y

24h屠体 0.66±0.03 x 0.73±0.03 x

48h屠体 0.57±0.03 y 0.62±0.04 y

皮质酮处理 3h后，应激组胸肌活体、胸肌 24h屠体的 T-AOC 都明显高于对照组（表 1－4、表 1－5），差异极显著（P<0.01）,胸肌 0h屠体显著高于对照组（P<0.05）。胸肌屠体 48h、腿肌的 T-AOC与对照组相比，差异均不显著（P>0.05）。应激组胸肌的 T-AOC随着时间的延长在 48h 时极显著降低（P<0.01），对照组在 0h 显著升高（P<0.05），48h 又显著降低（P<0.05），交互效应极显著（P<0.01）；应激组腿肌的 T-AOC随着时间的延长在 48h 时显著降低（P<0.05），对照组与胸肌变化趋势相似，在 24h显著升高（P<0.05），48h 又显著降低（P<0.05）。交互效应不显著（P>0.05）。皮质酮处理后，应激组活体胸肌糖原含量显著高于对照组（P<0.05，表 1－6），但其它各

时间点胸肌、腿肌应激组与对照组之间无显著差异（P>0.05， 表 1－7）。胸、腿肌糖原含量极显著的受时间效应的影响（P<0.01），无论应激组、对照组，糖原含量都随时间而显著降低（P<0.05）。交互效应不显著（P>0.05）。对照组胸肌 R值在 0h、24h极显著高于应激组（P<0.01，表 1－6），48h 则显著低于应激

组（P<0.05），腿肌仅 0h应激组显著高于对照组（P<0.05，表 1－7）。对照组和应激组胸肌屠体 0h、24h、48h的糖原含量均极显著高于活体（P<0.01），且胸肌屠体糖原含量随时间极显著下降（P<0.01），应激组和对照组腿肌糖原含量变化趋势与胸肌相似，均随时间而极显著降低（P<0.01）。胸肌处理与时间的交互效应极显著（P<0.01）。

表 1－6 急性应激对胸肌肉质相关指标的影响

18

山东农业大学硕士学位论文Table1-6. The effect of acute stress on the index of meat quality of breast muscle

对照组 皮质酮组 P值糖原，mg/g

treat: 0.2614

time:<0.0001

treat*time: 0.1141

活体 1.06±0.06 bx 1.32±0.08ax

0h屠体 0.99±0.09 x 0.91±0.07 z

24h屠体 1.11±0.07 x 1.06±0.04 y

48h屠体 0.82±0.07 y 0.86±0.10yz

R值，treat: 0.0026

time:<0.0001

treat*time: 0.0007

活体 0.97±0.02 w 0.97±0.03 z

0h屠体 1.54±0.02 ax 1.44±0.01 bx

24h屠体 1.42±0.01 ay 1.34±0.01 by

48h屠体 1.31±0.00 bz 1.34±0.01 ay

pH值，treat: 0.0299

time:<0.0001

treat*time: 0.0664

活体 5.92±0.03 y 5.91±0.03 x

0h屠体 6.09±0.04 ax 5.91±0.06bx

24h屠体 5.78±0.07 z 5.69±0.02 z

48h屠体 5.77±0.02 az 5.72±0.01by

缓冲能力，mmol H+/kg dry muscle mass·pHtreat: 0.0145

time: <0.0001

treat*time: 0.3356

活体 192.5±2.7 by 204.9±1.9 ay

0h屠体 258.4±4.0 x 264.2±3.1 x

24h屠体 188.4±2.4 y 194.6±2.3 z

48h屠体 188.9±2.3 by 194.8±2.0 az

应激组胸肌 0h和 48h的 pH值显著低于对照组（P<0.05，表 1－6），腿肌的应激组和对照组之间 pH值差异均不显著（P>0.05，表 1－7）。与活体胸肌相比，宰后 0h对照组 pH值极显著升高（P<0.01），之后极显著降低（P<0.01），而应激组在 24h极显著降低（P<0.01），之后又显著升高（P<0.05）；腿肌对照组 pH值随时间而极显著降低，24h和48h屠体均极显著低于 0h（P<0.01），而应激组则表现出与胸肌相似的趋势，即 24h的 pH

值极显著低于 0h（P<0.01），48h 又显著上升（P<0.05）。交互效应不显著（P>0.05）。

表 1－7 急性应激对腿肌肉质相关指标的影响Table1-7. The effect of acute stress on the index of meat quality of thigh muscle

对照组 皮质酮组 P值糖原，mg/g

treat: 0.5650

time:0.00100h屠体 0.90±0.06 x 0.91±0.04 x

24h屠体 0.79±0.03 x 0.76±0.03 y

19

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响treat*time: 0.915048h屠体 0.72±0.07 y 0.69±0.04 z

R值treat: 0.0460

time:<0.0001

treat*time: 0.3427

0h屠体 1.41±0.01 bx 1.44±0.01 ax

24h屠体 1.36±0.00 y 1.37±0.01 y

48h屠体 1.25±0.01 z 1.26±0.01 z

pH值treat: 0.2373

time:<0.0001

treat*time: 0.0859

0h屠体 6.42±0.05 x 6.34±0.06 x

24h屠体 6.15±0.05 y 5.96±0.10 z

48h屠体 6.20±0.04 y 6.21±0.06 y

缓冲能力，mmol H+/kg dry muscle mass·pHtreat: 0.1140

time: <0.0001

treat*time: 0.0011

0h屠体 190.59±4.00 bx 208.26±2.58 ax

24h屠体 153.17±2.59 y 147.75±2.78 y

48h屠体 144.34±1.99 z 142.66±3.03 y

胸肌应激组活体的缓冲能力极显著高于对照组（P<0.01，表 1－6），48h显著高于对照组(P<0.05)；腿肌 0h缓冲能力显著高于对照组(P<0.05，表 1－7)。应激组和对照组 0h胸肌缓冲能力较活体均极显著升高(P<0.01)，之后又极显著降低(P<0.01)， 24h和 48h极显著的低于活体的缓冲能力(P<0.01)，对照组 24h和 48h与活体差异不显著(P>0.05)；腿肌应激组和对照组 0h的缓冲能力均极显著高于 24h和 48h的(P<0.01)。

表 1－8 急性应激对肌肉系水力的影响Table 1-8. The effect of acute stress on the water holding

capacity of muscle tissue

组别 对照组 应激组 P值滴水损失，％胸肌 3.97±0.53 5.05±0.56 0.1766腿肌 4.62±0.51 5.05±0.37 0.5047煮熟损失，％胸肌 25.50±1.11 25.47±0.86 0.9826

应激组的煮熟损失与对照组相比无显著差异(P<0.05，表 1－8)，腿肌滴水损失差异也不显著(P<0.05)，胸肌滴水损失有升高的趋势（P＝0.1766）。

4 讨论4.1 急性应激动物模型的建立 先前的研究证实，4mg/kg BW皮下注射CORT（溶于玉米油，10mg/kgBW）后 1h、3h血

20

山东农业大学硕士学位论文浆中皮质酮水平均显著高于对照组，且伴随血糖和血浆尿酸含量的升高，表明急性应激反应诱发成功（Lin等，2004b）。本试验采用相同剂量对肉鸡进行皮下注射，发现血糖和尿酸含量均升高了，表明成功的建立了急性应激动物模型。4．2 急性应激对肉鸡体重及血液指标的影响

本试验表明急性应激导致肉鸡体重显著降低，这与先前的报道一致(Lin等, 2004; 2007)。MDA 是脂质过氧化的稳定终产物，其含量高低反映了氧自由基水平和脂质过氧化的强度和

速率，是了解氧自由基致机体组织细胞损伤的重要指标之一。先前的研究报道热应激可引起家禽血浆脂质过氧化物显著升高，导致肉鸡的过氧化反应与损伤（Altan等，2003）。本试验中，皮质酮处理后 3h，血浆中的MDA水平显著高于对照组，且应激组注射后 MDA的含量比注射前极显著增加，表明皮质酮引发了脂质过氧化反应。

T-AOC 是近几年研究提出的用来衡量机体抗氧化系统功能状况的综合指标（Andrea等，2000），T- AOC大小可代表和反映机体抗氧化酶系统和非酶系统对外来刺激的代偿能力以及机体自由基代谢的状况。先前的急性应激试验发现皮质酮处理 3h后血浆MDA下降、T－AOC升高（Lin等，2004b）。本试验中，应激组 3h后血浆的 T- AOC极显著高于对照组，与注射前相比亦有极显著提高，表明急性应激引发脂质过氧化后，产生了大量自由基，从而激发了总抗氧化能力的升高，以抵抗自由基的破坏作用。这也许是由于血浆中非酶类抗氧化物质增多，暗示我们非酶类抗氧化剂也许是阻止自由基过多生成的第一道防线（Lin等，2004a）。

SOD和GSH－Px 都属酶促抗氧化剂。其中，SOD存在于胞液和线粒体中，能歧化O2-· 形成H2 O2，从而阻止O2-·启动的自由基链锁反应；GSH－Px能清除 H2 O2和许多有机氢过氧化物，防止脂质过氧化物进一步水解为有害物质丙二醛。本试验中应激组应激后 3h ，血浆 SOD活性显著下降，应激组和对照组 3h后血浆 GSH－Px活性均显著下降，这也许是抗氧化酶抵御自由基进一步反应的结果。

肌酸激酶（CK）是主要存在于骨骼肌和心肌的类细胞内酶，是一种器官特异性酶，血液肌酸激酶的升高是应激反应的一个重要特征。CK 在血液中活性的升高可反映出相关组织细胞（尤其是肌纤维）的损伤以及受损伤的程度。本试验发现，应激组和对照组间差异不显著，但 CK活性都随时间而显著升高，且应激组升高的幅度比对照组稍大（应激组 19.23％vs对照组 9.85％）

葡萄糖是机体的主要能量来源，是体内糖利用、代谢的最重要的功能形式，故血糖可作为反映动物体内糖代谢状况的指标。Siegel（1995）指出，动物处于应激状态时，肾上腺髓质部大量分泌儿茶酚胺类激素，包括肾上腺素和去甲肾上腺素，促进糖原的分解和脂肪组织的分解代谢，使血糖升高，为“战斗或逃跑”做好能量准备。因此，血浆葡萄糖含量的变化被认为是应激发生

21

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响的早期指示剂之一。本试验中 3h后急性应激组血糖浓度升高的结果与 Siegel（1995）一致。另外，血糖浓 度的变化还与营 养水平和激素水平的变化有关（ Smith and Bright-

Tayler,1972，1974； Chamblee等，1989）。乳酸的含量也是反映能量代谢的指标之一。本试验 3h后急性应激组乳酸含量较对照组有升

高的趋势（P值为 0.1716），乳酸含量的升高是糖原酵解的结果(Lawrie,1991)。尿酸是禽类蛋白质代谢的终产物，Siegel（1995）指出，应激时，皮质酮的释放可促进

体内蛋白质的降解，从而使非蛋白氮含量升高，尿酸排出增多。同时，尿酸也被认为是家禽的一种抗氧化剂（Hartman等，2006）。本试验发现注射皮质酮 3h后应激组尿酸含量较 0h极显著升高，亦极显著高于对照组，表明急性应激加剧了机体蛋白质的降解。

4．3 急性应激对肉鸡肌肉指标的影响外源皮质激素的导入可诱发肝脏和肌肉组织的脂质过氧化现象 (Eid等，2003；Lin等，

2004b)。在哺乳动物方面的研究表明皮质激素可造成机体肝脏（Ohtsuka等，1998）、心脏与脾脏 (Rajashree 和 Puvanakrishnan,1998)、红 细 胞、骨骼肌和淋巴器官（ Pereira 等，1999）的过氧化损伤。肉品中MDA含量是反映肉品脂质过氧化程度的直接定量化指标，与肉品的货架寿命直接相关（张海军等，2006）。本试验发现急性应激后，随冷藏时间延长，胸肌MDA并没有显著升高，与对照组相比差异也不显著，而腿肌在冷藏过程中 MDA显著升高，48h

时显著高于对照组。这暗示我们肌细胞能在短时间内抵抗皮质激素诱导的过氧化作用，而且胸肌的抗氧化能力在一定程度上要优于腿肌。本试验的结果也证实了这一假设，应激组活体、oh、24h

屠体胸肌的 T-AOC 都明显高于对照组，腿肌与对照组相比差异不显著。48h后，胸肌、腿肌的 T-

AOC 都显著下降，暗示我们此时机体的抗氧化体系已经不足以抵抗脂质过氧化反应，造成氧化平衡失衡。机体原有的氧化还原平衡体系被破坏，则倾向于氧化过程，超氧化物自由基在体内积聚，并

攻击周围的细胞和组织，细胞膜上的多不饱和脂肪酸（PUFA）最易受到攻击。脂质氧化是肉类加工、贮藏中质量下降和变质的重要原因之一，因此，机体的氧化还原状态与肉质息息相关。人们对肉质的关注要追溯到 1953 年 Ludivigen 首次报道 PSE肉，之后，国内外的科研工作者在畜禽肉质方面进行了较为广泛的研究。肉质是一个复杂的概念，没有单一的定义，它是肉品质与消费和流通上有密切关系的品质特性，是外观、适口性、营养价值等各方面理化性质的综合。肌细胞中的能量储备对最终尸僵过程中肉质的测定是至关重要的，肌糖原是宰后肌细胞唯一

的能量来源。Wood和Richards（1975）研究发现，宰前冷应激及热应激组肉鸡，其糖原含量

22

山东农业大学硕士学位论文虽与对照组差异不显著，但均有所升高。本试验发现，宰前急性应激皮质酮浓度的上升能增加胸肌中糖原的贮存，这是通过糖原合成的增加实现的。也许是糖皮质激素刺激了脂肪和蛋白转化成中间代谢产物，最终转化成葡萄糖作为能量储存（Matteri 等, 2000），因此，皮质酮处理是胸肌糖原储存改变的原因。皮质酮对糖原含量的影响似乎具组织特异性，腿肌即红肌中的糖原含量未受皮质酮的影响，与先前报道一致（Rosebrough和Begin, 1975; Warriss等, 1988）。肌肉 R值是一个关于肌肉中 ATP沉积量的间接指标，它是 ADP与ATP的比值，可间接反映

ATP的消耗程度（Mckee和 Sam，1997）。Kannan等（1998）发现短期饲喂皮质酮的肉鸡屠宰后其R值略低于对照组。宰后肌细胞中 ATP的产生依赖于无氧酵解。然而，R值的变化与糖原的耗损并不一致（Lin等, 2007），暗示 ATP的沉积也许与所储存糖原的分解没有直接关系。这一假设在本试验中进一步得到加强。本试验中仅发现 48h胸肌屠体和 0h腿肌屠体应激组的 R

值显著高于对照组，而 0h、24h胸肌屠体应激组R值均极显著高于对照组。宰后肌细 胞无氧酵解产生的 ATP 导致了乳酸的积累，降低了肌肉的 pH 值

（Lawrie，1998）。Froning等(1978)报道，宰前急性应激会使鸡肉的 pH值略微降低，但与对照组差异不显著。本试验中 0h屠体胸肌 pH值显著低于对照组，48h应激组胸肌 pH值极显著低于对照组，暗示了酸性物质的累积。尽管宰后胸腿肌糖原都有耗损，但皮质酮处理加剧宰后胸肌糖原耗损的趋势更为明显。先前的研究中，发现宰前肌糖原含量升高时，皮质酮处理能降低24h 时的 pH值，但当宰前肌糖原储量没有显著变化时，宰后 pH值变化就不显著了（Lin等,

2007）。可以归结为皮质酮浓度的急剧增加会改变宰前糖原含量、促进胸肌糖原降解，进而，导致酸性物质累积，降低 pH值。试验还发现肌肉 pH值组似乎具有织特异性，皮质酮处理对腿肌没有明显作用，这也许与腿肌糖原储存量有关。

以往哺乳动物的研究中，肌肉缓冲能力用于评价乳酸的累积和肌肉的疲劳程度（Weston等,

1996; Gore等, 2001）。宰后，肌肉 pH值降低的延迟是受到肌纤维缓冲能力影响的缘故（Pösö和 Puolanne, 2005）。本试验中用（Mannion等, 1993）的滴定法测定缓冲能力，以此反应蛋白质、二肽和磷酸盐对缓冲能力的贡献。与腿肌相比，胸肌具有较高的缓冲能力，这一结果与先前的一致（Lykkerboe和 Johansen, 1975），表明白肌的缓冲能力比红肌更高。试验发现，应激组鸡在多数时间点的胸肌或 0h腿肌具有较高的缓冲能力。众所周知，许多氨基酸侧链基团和－羧基、－氨基都具有缓冲能力，例如，由组胺酸组成的肌肽、鹅肌肽、鲸肌肽等赋予脊椎动物缓冲能力的活性肽类物质（Abe, 2000）。先前研究发现，缓冲能力的增加似乎与肌肉蛋白含量无关，后者并未显著变化。我们假设这也许从一定程度上反映了蛋白合成过程中二肽或自由氨基酸数量的增加。有关人的研究发现，缺氧是增加肌肉缓冲能力的一个重要因素（Gore等,

23

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响2001）。本试验中胸肌 oh屠体缓冲能力比活体显著升高，也许与失血和厌氧能量代谢有关。缓冲值随宰后时间而下降，与肌肉 pH值的降低一致，表明酸性物质随时间而累积。然而，似乎较高的缓冲能力并不能阻止应激组宰后胸肌 pH值的迅速降低。宰后 48h应激组胸肌 pH值低于对照组，而缓冲值同时保持在一个相对较高的点。这与 Rammouz等（2004）的观点一致，即肌肉最初的缓冲值似乎与 pH值变化无关。系水力是衡量肉质的重要指标之一，本试验中用滴水损失和煮熟损失来反映系水力。系水力

与肌肉的 pH 值密 切相关，煮熟损失降低与 pH 值的升高和较好的蛋 白质性能有关（Barbut，1993，1996），较高的 pH值离蛋白质的等电点较远，因此蛋白质的性能更好，煮熟损失较低（Hedrick等，1989；Lawrie，1998）。前人对系水力的研究中发现急性应激会导致系水力降低，且系水力降低的同时伴随着 pH值的降低，或系水力及 pH值的变化均不明显（Savenije

等，2002）。本试验中急性应激组胸肌的滴水损失较对照组有所升高（P＝0.1766），煮熟损失与对照组没有差异。急性应激组肉鸡系水力的降低与本试验中较高的活体胸肌糖原含量和 0h屠体pH值的显著降低相一致。再次验证了先前的假设，系水力的高低取决于肌肉的 pH值，而 pH值的高低又与屠宰前肌糖原的含量有关。屠宰前应激组肌糖原的含量的不同可能是导致系水力出现不同结果的原因。5 小结5．1 皮下注射 4mg/kg.BW的皮质酮成功的诱发了急性应激。5．2 急性应激导致肉鸡体重显著下降，血糖水平、尿酸水平极显著的升高，血浆中 T－AOC、MDA含量显著上升。5．3急性应激显著提高了腿肌的MDA含量，增强了胸肌的 T－AOC，活体胸肌糖原含量和缓冲能力显著升高，胸肌 0h、48h屠体 pH值显著降低，但煮熟损失没有显著升高，仅滴水损失有升高的趋势。

试验二 外源糖皮质激素处理和添加 VE 对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响

1 前言动物在实际生产中难以避免的受到诸如 温 度、密 度、免疫、运输、抓捕（Dale 和

Fuller，1980；Freeman等，1984；Altan等，2003；Berrong和Washburn，1998）等的外界刺激而引发的应激反应，导致肉鸡肉质的下降（Hedrick等,1989），这可能与氧化应激导致的氧化平衡失衡有关。大量自由基的生成攻击脂膜，使得膜结构和功能遭到破坏，脂肪氧化

24

山东农业大学硕士学位论文酸败，蛋白质变性，从而产生劣质肉。而研究表明，饲料中一些抗氧化物质的添加，如 VA、VE、硒等能改善肉质。本试验采用肌肉注射外源性糖皮质激素地塞米松（DEX）引发长期应激，并且在饲料中添加

VE，研究长期应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响及 VE的添加是否会对应激有所缓解及对肉质产生有益效果。

2 材料与方法2．1 试验材料2．1．1 试验动物与管理新生Arbor Acres雄性肉仔鸡 120只（购自泰安泰宇禽业有限公司）。饲养期间自由采食、

饮水，常规免疫。鸡舍内温度、湿度、光照和卫生学指标符合肉鸡的卫生要求（GB 14925－1994）。2．1．2试验日粮

试验日粮配方及营 养成分同试验一。日粮营 养水平及维生素、微量元素均满足NRC（1994）推荐肉鸡营养标准，高 VE组VE含量为 200mg/kg日粮，普通 VE组VE含量为20mg/kg，VE添加形式为 50%α-生育酚醋酸酯。2.1.3试验药剂和仪器

地塞米松磷酸钠注射液购自山东鲁抗辰欣药业有限公司；SOD、糖原、乳酸、考马司亮蓝蛋白试剂盒购于南京建成生物工程研究所；721 型分光光度计（上海精密科学仪器有限公司）；SPL-10AVP日本岛津高效液相色谱仪；GC－2014日本岛津气相色谱仪。

2．2 试验方法2．2．1试验设计

1日龄的雄性肉仔鸡 120只，随机分为对照组、配对组和试验组，每组再下设两个小组（其中一个小组 VE含量为 200mg/kg diet，另一小组为正常生长需要量（20mg/kg diet， 1日龄后开始饲喂试验日粮），每小组 20只。35日龄早 8：00开始，试验组鸡肌肉注射地塞米松（2mg/kg），其余两组注射生理盐水。配对组鸡定量喂给试验组鸡前一天的饲料采食量，连续 6

天。2．2．2样品采集

35日龄，分别从高VE组和普通VE组取 10只鸡，采血后，放血处死取心脏、肝脏、免疫器官、胸肌等样品，作为基础水平对照。38、41日龄早 8：00，分别将所有鸡翅静脉采血后颈椎错

25

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响位法处死，心脏、肝脏及免疫器官称重并置于液氮中保存，取胸肌、腿肌样品，液氮中保存，并测定滴水损失和煮熟损失。将宰后屠体 4℃保存 24h、48h，再取胸肌、腿肌样品，液氮中保存。

2．3 指标的测定2．3．1血浆指标的测定血浆MDA：同试验一。血浆 T－AOC：同试验一。

2．3．2肌肉及组织样品指标的测定胸腿肌乳酸：以 NAD+为氢受体，LDH 催化乳酸产生丙酮酸，使 NAD+转化成为NADH。

其中，PMS 递氢使 NBT还原为紫色呈色物，呈色物的吸光度在 530nm 时与乳酸含量成线性关系。（试剂盒购于南京建成生物工程研究所，序号：A019-2）

胸腿肌、胸腺和心肌MDA：同试验一。胸腿肌、胸腺和心肌 T－AOC：同试验一。胸腿肌 SOD：同试验一。缓冲能力：同试验一滴水损失：同试验一。煮熟损失：同试验一。pH值：同试验一。糖原：同试验一。胸肌VE：①前处理方法：200~500mg组织样品加入 2.5ml 60% KOH（w/v 水）和 10ml 5%

（w/v 乙醇）连苯三酚，70℃ 加热 30min皂化，冷却后加入 20ml蒸馏水和 10ml石油醚（沸程 30-60℃），混合，静置 1小时，使之分离。取 5ml石油醚萃取液 40℃时在氮气流下吹干，加入 2ml 甲醇定容。

② 液相色谱条件：岛津 Class vp 色谱仪，C18 色谱柱（250×4.6mm，粒径 5μm），流动相为纯甲醇，流速为 1.0ml/min，荧光检测器，激发波长 290nm，发射波长 340nm。进样量20μl,流速 0.8ml/min。 ③VE标准曲线的制作：

26

山东农业大学硕士学位论文

胸肌脂肪酸组成：①脂肪酸甲酯的置备方法：将肉样切碎，取 1.0g，置于 10ml 具塞玻璃试管；加入 2ml

苯：石油醚（1：1等体积混合）混合液，浸提 12h；加入 2ml 0.4mol/LKOH－甲醇溶液，进行甲酯化，摇匀后静置 15min；缓缓沿瓶壁加入蒸馏水，使液面上升到瓶口，取上清液待测（若浑浊可加几滴无水乙醇）。40mlKOH－甲醇溶液需 0.896gKOH

② 气相色谱条件：岛津GC－2014 型气相色谱，0.25mm×30m×0.25um毛细管柱（DB

－23）；氢火焰离 子检测器（FID）温 度为 250℃，进样口温度为 260℃，柱温 150～210℃，程序升温；载气为高纯氮，流量 24ml/min；燃气为高纯氢。各种脂肪酸的定性采用与标准样保留时间比较的方法，主要脂肪酸组成的相对含量用面积归一化法计算。脾脏、法氏囊、胸腺、心脏、肝脏指数按下式计算：

器官指数＝（器官重量/宰前活重）×100％

2． 4 数据处理日粮、地塞米松处理及其交互作用对生产性能与器官指数的分析采用两因素ANOVA（SAS

V8 程序）分析，Duncan氏法进行多重比较。肌肉指标的分析采用 Repeated Measurement

Analysis方法分析，对于同一处理内不同时间点肌肉抗氧化性能及肉质指标数据的分析采用Pair-test方法。P<0.05为差异显著。

3 结果与分析

27

y = 18118x - 389. 92R2 = 0. 9999

-100000

1000020000300004000050000600007000080000

0 1 2 3 4 5

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响3．1 VE 和 DEX 处理对肉鸡生产性能的影响添加VE后，35日龄和 38日龄各组鸡体重无显著差异（P>0.05，表 2－1），41日龄高VE

组体重极显著高于普通 VE 组（P<0.01）；，地塞米松处理 3 天后显著降低了肉鸡增重（P<0.05），6天后增重极显著降低（P<0.01），且普通 VE组在地塞米松处理 6天的过程中体重出现了负增长。交互效应不显著（P>0.05）。

表 2－1 VE和DEX处理对体重的影响（单位：kg）Table 2-1. The effects of VE and DEX on body weight of broiler

chickens

组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值35d —— 1.29±0.04 1.34±0.05 —— 0.1083

38d Dex组 1.39±0.05 b 1.38±0.04 b 1.38 m treat:0.0230

diet:0.2358

treat*diet:0.6012

对照组 1.45±0.09 ab 1.54±0.05ab 1.49 lm

配对组 1.50±0.06 ab 1.58±0.04 a 1.54 l

平均值 1.44 1.50

41d Dex组 1.48±0.06 c 1.16±0.07 d 1.35 n treat:<0.0001

diet:<0.0001

treat*diet:0.2849

对照组 1.98±0.06 a 1.77±0.05 b 1.88l

配对组 1.90±0.07 ab 1.50±0.07 c 1.72m

平均值 1.79 x 1.51 y

注：a-d不同处理间标有不同字母者，差异显著，P<0.05；l-m同一日龄内同一列中标有不同字母者，差异显著，P<0.05；x-y同一日龄内同一行中标有不同字母者，差异显著，P<0.05。

表 2－2 35-41日龄肉鸡的日增重、采食量与料重比Table 2-2. The effects of VE and DEX on body weight gain,

feed intake and feed to ratio

日增重/g 平均日采食量/g 料重比200 mg VE

Dex组 18.57 138.4 7.45

对照组 85.71 139.7 1.63

配对组 81.43 134.9 1.66

Dex组 -24.29 77.74 -3.20

28

山东农业大学硕士学位论文20mg VE 对照组 62.86 118.4 1.89

配对组 22.86 91.92 4.02

高VE各组的平均日采食量均高于普通 VE各组（表 2－2）；高VE应激组和普通 VE应激组日增重最低，后者甚至为负增重；高 VE应激组的料重比是对照组的 4.57倍，而普通VE应激组的料重比是负值。

3．2 VE 和 DEX 处理对肉鸡心肝及免发育疫器官的影响 添加VE对心脏指数无显著影响（P>0.05，表 2－3）；注射地塞米松 3天后对心脏指数无显著影响（P>0.05），6天后心脏指数较对照组和配对组极显著升高（P<0.01）。交互效应不显著（P>0.05）。

41日龄时高 VE组肝脏指数极显著低于普通 VE组（P<0.01，表 2－4）；注射地塞米松 3

天和 6天后，2个应激组的肝脏指数均极显著的高于对照组和配对组，且注射 6天后普通 VE应激组的肝脏指数极显著的高于高 VE应激组的（P<0.01）。注射 6天后，41日龄时交互效益极显著（P<0.01）。

表 2－3 VE和DEX处理对心脏指数的影响（％）Table 2-3. The effects of VE and DEX on heart index (%)

组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值35d —— 0.52±0.03 0. 48±0. 02 —— 0.14

38d Dex组 0. 45±0.02 0. 41±0. 02 0.43 treat：0.4163

diet：0.1028

treat*diet：0.7084

对照组 0. 44±0.03 0. 40±0. 01 0.42

配对组 0. 41±0.02 0. 40±0. 03 0.40

平均值 0.43 0.40

41d Dex组 0. 50±0.02 a 0. 54±0.03 a 0.52 l treat：<0.0001

diet：0.1928

treat*diet：0.7574

对照组 0. 41±0.01 b 0. 42±0.02 b 0.41 m

配对组 0. 40±0.01 b 0. 43±0.04 b 0.42 m

平均值 0.44 0.46

表 2－4 VE和DEX处理对肝脏指数的影响（％）Table 2-4. The effects of VE and DEX on liver index(%)

组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值35d —— 2.34±0.12 2.33±0.11 —— 0.97

29

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响38d Dex组 2.82±0.17a 3.00±0.10 a 2.91 l treat：<0.0001

diet：0.5772

treat*diet：0.6615

对照组 2.05±0.16 b 2.01±0.09 b 2.03 m

配对组 2.05±0.07 b 2.08±0.12 b 2.07 m

平均值 2.31 2.36

41d Dex组 2.91±0.14 a 4.00±0.34 b 3.35 l treat：<0.0001

diet：0.0001

treat*diet：0.0015

对照组 1.78±0.04 c 1.89±0.07 c 1.84 m

配对组 1.81±0.05 c 2.02±0.11 c 1.91 m

平均值 2.17 y 2.52x

表 2－5 VE和DEX处理对脾脏指数的影响（％）Table 2-5. The effects of VE and DEX on spleen index(%)

组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值35d —— 0.14±0.01 0.14±0.02 —— 0.91

38d Dex组 0.10±0.01 0.13±0.02 0.11 treat：0.6792

diet：0.3926

treat*diet：0.6332

对照组 0.12±0.02 0.12±0.01 0.12

配对组 0.12±0.01 0.13±0.03 0.13

平均值 0.11 0.13

41d Dex组 0.09±0.01 b 0.14±0.02 a 0.11 treat：0.5406

diet：0.0294

treat*diet：0.0840

对照组 0.12±0.01 ab 0.13±0.01 a 0.13

配对组 0.12±0.01 ab 0.12±0.02 ab 0.12

平均值 0.11 y 0.13 x

41日龄时高 VE组脾脏指数显著低于普通 VE组（P<0.05，表 2－5）；地塞米松处理对脾脏指数的影响不显著（P>0.05）。交互效应不显著（P>0.05）。添加 VE对胸腺指数和法氏囊指数均无显著影响（P>0.05，表 2－6，表 2－7）；地塞米松

处理 3天、6天时均极显著的降低了 2个应激组的胸腺指数和法氏囊指数（P<0.01）。交互效应不显著（P>0.05）。.

表 2－6 VE和DEX处理对胸腺指数的影响（％）组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值

35d —— 0.47±0.04 0.48±0.03 —— 0.94

38d Dex组 0.14±0.02b 0.14±0.01b 0.14 m treat：<0.0001

diet：0.4880

treat*diet：0.8337

对照组 0.33±0.03 a 0.38±0.04 a 0.35 l

配对组 0.37±0.03 a 0.39±0.06 a 0.38 l

平均值 0.28 0.30

41d Dex组 0.07±0.01b 0.04±0.01 b 0.06 m treat:<0.0001

30

山东农业大学硕士学位论文diet：0.7725

treat*diet：0.3231

对照组 0.46±0.04 a 0.42±0.03a 0.44 l

配对组 0.37±0.03 a 0.41±0.03 a 0.39 l

平均值 0.30 0.31

Table 2-6. The effects of VE and DEX on thymus index(%)

表 2－7 VE和DEX处理对法氏囊指数的影响（％）Table2-7. The effects of VE and DEX on bursa of Fabricius index(%)

组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值35d —— 0.11±0.01 010±0.02 —— 0.76

38d Dex组 0.05±0.00 b 0.04±0.00 b 0.05 m treat：<0.0001

diet：0.4652

treat*diet：0.3794

对照组 0.08±0.01 a 0.10±0.02 a 0.09 l

配对组 0.09±0.01 a 0.10±0.01 a 0.09 l

平均值 0.08 0.08

41d Dex组 0.04±0.00 b 0.04±0.01 b 0.04 m treat：<0.0001

diet：03283.

treat*diet：0.7952

对照组 0.12±0.02 a 0.10±0.01 a 0.11 l

配对组 0.11±0.02 a 0.10±0.02 a 0.11 l

平均值 0.09 0.08

3．3 VE 和 DEX 处理对肉鸡血液指标的影响添加 VE对肉鸡血浆总抗氧化能力无显著影响（P>0.05，表 2－8）；地塞米松处理 6天后，

应激组血浆总抗氧化能力平均值极显著高于对照组和配对组（P<0.01）。注射 3天后交互作用显著（P<0.05），6天后交互效应不显著（P>0.05）。

表 2－8 VE和DEX处理对肉鸡血浆 T－AOC的影响（单位：umol/ml）Table 2-8. The effect of VE and DEX on T-AOC of plasma

组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值35d —— 1.01±0.10 1.09±0.10 —— 0.5234

38d Dex组 0.87±0.05 b 0.92±0.12 b 0.90 treat：0.4636

diet：0.0843

treat*diet: 0.0224

对照组 1.17±0.10 a 0.80±0.04 b 0.98

配对组 0.91±0.07 b 0.89±0.06 b 0.90

平均值 0.98 0.87

41 d Dex组 1.50±0.24 b 2.36±0.82 a 1.86 l treat：0.0020

diet：0.2342

treat*diet: 0.2444

对照组 1.05±0.15 b 0.91±0.12 b 0.98 m

配对组 0.84±0.06 b 0.99±0.17 b 0.90 m

31

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响平均值 1.13 1.34

表 2－9 VE和DEX处理对肉鸡血浆MDA的影响（单位：nmol/ml）Table 2-9. The effect of VE and DEX on MDA level of plasma

组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值35d —— 0.85±0.18 1.14±0.16 —— 0.2384

38d Dex组 1.47±0.10 a 1.40±0.13 a 1.43l treat：0.0052

diet：0.3205

treat*diet: 0.3620

对照组 0.94±0.11 b 1.18±0.12 ab 1.06 m

配对组 1.12±0.07 ab 1.23±0.13 ab 1.18 m

平均值 1.18 1.27

41d Dex组 1.36±0.13 b 1.78±0.17 a 1.53 l treat：<0.0001

diet：<0.0001

treat*diet: 0.5269

对照组 0.93±0.13 cd 1.23±0.04 bc 1.08 m

配对组 0.70±0.08 d 1.26±0.14 bc 0.95 m

平均值 1.00 y 1.39 x

注射 6天后普通 VE组血浆MDA含量极显著高于高 VE组（P<0.01，表 2－9）；地塞米松处理后应激组血浆MDA平均值极显著高于对照组和配对组（P<0.01），注射 3天后，高VE应激组与普通 VE应激组之间差异不显著（P>0.05），注射 6天后，普通VE应激组血浆MDA含量极显著高于高VE应激组（P<0.01）。交互效应不显著（P>0.05）。

3．4 VE 和 DEX 处理对肉鸡肌肉抗氧化指标的影响添加 VE对宰后 0h和 24h胸肌总抗氧化能力无显著影响（P>0.05，表 2－10），但宰后

48h高VE组胸肌总抗氧化能力极显著低于普通VE组（P<0.01）；地塞米松处理对胸肌总抗氧化能力影响不显著（P>0.05）；各处理组总抗氧化能力随时间而显著下降（P<0.05），宰后 0h和24h交互效应显著（P<0.05）。腿肌总抗氧化能力的变化与胸肌相似（表 2－11），但腿肌普通日粮应激组总抗氧化能力随时间显著升高（P<0.05）。处理和日粮的交互效应显著（P<0.05）。

表 2－10 VE和DEX处理对肉鸡胸肌 T－AOC的影响（单位：umol/g ）32

山东农业大学硕士学位论文Table 2-10. The effect of VE and DEX on T-AOC of breast muscle

时间 组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值0h Dex组 1.29±0.07ab, e 1.57±0.32ab 1.41e diet:0.4913

treat:0.5258

treat*diet:0.0361

对照组 1.54±0.07ab, e 1.22±0.04b, e 1.38 e

配对组 1.58±0.05a, e 1.42±0.04ab, e 1.51 e

平均值 1.47 e 1.39 e

24h Dex组 1.05±0.07b, ef 1.45±0.29a 1.21f diet:0.7677

treat:0.6716

treat*diet:0.0148

对照组 1.29±0.04ab, f 1.08±0.06b, f 1.18f

配对组 1.21±0.06ab, f 1.09±0.07b, f 1.16f

平均值 1.18 f 1.19 f

48h Dex组 0.93±0.06 b, f 1.28±0.16a 1.08 f diet:0.0033

treat:0.289

treat*diet:0.3405

对照组 0.93±0.06 b, g 1.02±0.05ab, f 0.98g

配对组 0.86±0.05 b, g 1.09±0.14ab, f 0.96 g

平均值 0.91 g, y 1.12 f, x

注： e-g表示同一处理组内不同时间点间标有不同字母者差异显著，P<0.05;

表 2－11 VE和DEX处理对肉鸡腿肌 T－AOC的影响（单位：umol/g ）Table 2-11. The effect of VE and DEX on T-AOC of thigh muscle

时间 组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值0h. Dex组 1.18±0.08b, ef 1.78±0.36 a, f 1.43 diet:0.0761

treat:0.7934

treat*diet:0.0112

对照组 1.46±0.05ab, e 1.3±0.07 b 1.38e

配对组 1.37±0.03 b, e 1.45±0.06ab, e 1.41e

平均值 1.34 e 1.49

24h. Dex组 1.18±0.07 b, e 2.31±0.69a, ef 1.64 diet:0.0745

treat:0.0926

treat*diet:0.0136

对照组 1.42±0.05b, ef 1.21±0.06b 1.32 ef

配对组 1.24±0.08b, ef 1.33±0.08b, ef 1.28 f

平均值 1.28 e 1.56

48h. Dex组 0.99±0.1b, f 2.1±0.44a, e 1.48 diet:0.0055

treat:0.0549

treat*diet:0.0007

对照组 1.26±0.08b, f 1.17±0.06b 1.21 f

配对组 1.16±0.04b, f 1.23±0.06b, f 1.19 f

平均值 1.14 f, y 1.45x

宰后 48h 高 VE 组胸肌 MDA 平均值显著低于普通 VE 组（P<0.05，表 2－12）；宰后24h、48h应激组胸肌 MDA平均值极显著高于对照组和配对组（ P<0.01），0h差异不显著（P>0.05），其中宰后 48h普通 VE 应激组MDA含量极显著高于高 VE应激组（P<0.01）；高

33

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响VE的对照组随时间延长MDA含量显著减少（P<0.05）。交互效应不显著（P>0.05）。

表 2－12 VE和DEX处理对肉鸡胸肌MDA含量的影响（单位：nmol/g ）Table 2-12. The effect of VE and DEX on MDA level of breast muscle

时间 组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值0h Dex组 128.9±61.5ab 256.7±38.6a 181.5 diet:0.7954

treat:0.2267

treat*diet:0.0621

对照组 96.4±27.1b, e 133.5±21.7ab 114.9e

配对组 190.4±75.9ab 67.2±19.7b 135.6

平均值 138.6e 146.8

24h Dex组 170.3±47.0ab 183.6±68.6a 175.8l diet:0.5597

treat:0.0051

treat*diet:0.6047

对照组 49.3±13.4c, f 76.7±11.1bc 63.0 f, m

配对组 79.0±27.3bc 57.4±14.1c 69.4m

平均值 99.5ef 100.4

48h Dex组 102.0±26.9b 220.4±60.9a 153.8l diet:0.0104

treat:0.0017

treat*diet:0.1011

对照组 52.9±10.0b, ef 95.0±13.3b 73.9f, m

配对组 72.1±17.2b 77.7±16.1b 74.6m

平均值 74.8 f, y 124.6x

表 2－13 VE和DEX处理对肉鸡腿肌MDA的影响（单位：nmol/g ）Table 2-13. The effect of VE and DEX on MDA level of thigh muscle

时间 组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值0h Dex组 202.7±53.5ab 329.5±68.8 a 254.9 diet:0.1410

treat:0.2427

treat*diet:0.3383

对照组 110.0±19.0b 214.7±59.1ab 168.2

配对组 227.7±52.7ab 200.8±70.7abe, f 215.7

平均值 185.1 242.4

24h Dex组 339.2±74.2 280.6±44.3 315.0 diet:0.2423

treat:0.6473

treat*diet:0.1805

对照组 284.2±101.1 316.8±92.0 300.5

配对组 219.7±49.4 438.8±121.4e 317.1

平均值 281.0 345.7

48h Dex组 157.6±47.9b 584.7±127.1a 344.4l diet:0.1124

treat:0.0272

treat*diet:0.0049

对照组 154.1±55.6b 148.9±34.0b 151.5m

配对组 268.2±107.6b 160.2±71.1b, f 220.2lm

平均值 194.5 274.5

高 VE组腿肌 MDA含量平均值均低于普通 VE组平均值（表 2－13），但差异不显著（P>0.05）；宰后 48h应激组MDA含量平均值显著高于对照组和配对组（P<0.05），其中普通

34

山东农业大学硕士学位论文VE 应激组MDA含量极显著高于高 VE应激组（P<0.01）；仅普通 VE配对组MDA含量随时间先升高，又显著降低（P<0.05），在 24h 达最大值。宰后 0h 处理和日粮的交互效应显著（P<0.05）。

表 2－14 VE和DEX处理对肉鸡胸肌 SOD活力的影响（单位：U/mg prot）Table 2-14. The effect of VE and DEX on SOD activity of breast muscle

时间 组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值0h Dex组 31.12±0.95ab, e 33.54±1.28a 32.12e, l diet:0.0024

treat:<0.0001

diet*treat:0.4122

对照组 25.48±1.10c, e 26.61±0.90c, e 26.05e, n

配对组 26.88±1.03c, e 30.4±0.91b 28.44e, m

平均值 27.83 e, y 29.76 e, x

24h Dex组 29.68±1.59b, e 34.32±1.5a 31.59ef, l diet:0.0073

treat:<0.0001

diet*treat:0.0857

对照组 26.46±0.68bc, e 26.55±0.57bc, e 26.5e, m

配对组 25.18±1.1c, f 27.74±1.71bc 26.32f, m

平均值 27.11 f, y 29.11 ef, x,

48h Dex组 24.86±0.89b, f 32.86±2.02a 28.36f, l diet:<0.0001

treat:<0.0001

diet*treat:0.004

对照组 20.85±0.77c, f 21.29±0.9c, f 21.07f, m

配对组 19.28±1.09c, g 26.77±1.8b 22.61g, m

平均值 21.55f, y 26.28f, x

宰后 0h、24h、48h高VE组胸肌 SOD活力平均值均极显著低于普通 VE组（P<0.01，表 2－14）；宰后 0h、24h、48h，应激组胸肌 SOD 活力平均值均极显著高于对照组和配对组（P<0.01）；除普通 VE 应激组和配对组外，其余各处理组 SOD 活力均随时间而显著降低（P<0.05）。宰后 48h处理和日粮的交互效应显著（P<0.05）。

表 2－15 VE和DEX处理对肉鸡腿肌 SOD活力的影响（单位：u/mg prot）Table 2-13. The effect of VE and DEX on SOD activity of thigh muscle

时间 组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值0h Dex组 23.41±0.54a 24.06±0.85a, f 23.68f, l diet:0.0128

treat:<0.0001

diet*treat:0.5394

对照组 18.41±0.58c, f 20.32±0.26bc, f 19.37f, n

配对组 20.37±0.82bc, f 22.38±1.02ab, f 21.26f, m

35

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响平均值 20.73f, y 22.02f, x

24h Dex组 23.97±0.64b 28.39±1.54a, e 25.79e, l diet:<0.0001

treat:0.0002

diet*treat:0.589

对照组 20.51±0.59c, e 24.16±0.64b, e 22.33e, m

配对组 20.56±0.84c, ef 25.99±1.12ab, e 22.97e, m

平均值 21.68f, y 25.93e, x

48h Dex组 27.01±1.63a 25.58±0.82a, ef 26.38e, l diet:0.1845

treat:<0.0001

diet*treat:0.7906

对照组 22.22±0.9b, e 20.51±0.88b, f 21.36e,m

配对组 21.51±0.99b, e 21.15±0.73b, f 21.35ef, m

平均值 23.46e 22.13f

宰后 0h、24h高 VE组腿肌 SOD活力平均值均极显著低于普通 VE组（P<0.01，表 2－15）；宰后 0h、24h、48h，应激组腿肌 SOD 活力平均值均极显著高于对照组和配对组（P<0.01）；腿肌 SOD活力随时间的变化与胸肌不同，高 VE对照组和配对组 SOD活力随时间而显著升高（P<0.05），普通 VE组的 SOD活力随时间先显著升高而后又显著下降（P<0.05）。处理和日粮的交互效应不显著（P>0.05）。高 VE日粮组胸肌糖原含量平均值仅在宰后 24h 显著高于普通 VE组（P<0.05，表 2－

16），其中宰后 24h普通 VE对照组和配对组糖原含量显著低于其他处理组（P<0.05），宰后48h，高 VE应激组显著高于配对组（P<0.05），普通 VE组内糖原含量差异不显著（P>0.05）；宰后 48h应激组糖原含量平均值显著高于对照组和配对组平均值（P<0.05）；各组糖原含量随时间而显著升高（P<0.05）。交互效应不显著（P>0.05）。

表 2－16 VE和DEX处理对肉鸡胸肌糖原含量的影响（单位：mg/g ）Table 2-16. The effect of VE and DEX on glycogen

concentration of breast muscle

时间 组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值0h Dex组 0.68±0.10f 0.84±0.47 0.75f diet:0.9262

treat:0.0774

treat*diet:0.6749

对照组 0.53±0.10f 0.41±0.03f 0.47f

配对组 0.40±0.02g 0.37±0.04g 0.38f

平均值 0.53g 0.52f

24h Dex组 1.36±0.08a, e 1.31±0.27a 1.34e diet:0.0006

36

山东农业大学硕士学位论文 treat:0.0516

treat*diet:0.1944

对照组 1.31±0.09a, e 0.89±0.04 b, e 1.1e

配对组 1.36±0.07a, e 0.91±0.03b, f 1.16e

平均值 1.34x, e 1.01 y, e

48h Dex组 1.36±0.12a, e 1.26±0.24ab 1.31 le diet:0.8053

treat:0.031

treat*diet:0.1977

对照组 1.06±0.09ab, e 0.96±0.05b, e 1.01 me

配对组 0.95±0.05b, f 1.21±0.11ab, e 1.07 me

平均值 1.11f 1.12e

表 2－17 VE和DEX处理对肉鸡腿肌糖原含量的影响（单位：mg/g ）Table 2-17. The effect of VE and DEX on glycogen concentration of thigh muscle

时间 组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值0h Dex组 2.42±0.18a, e 1.13±0.15b, f 1.89 e diet:<0.0001

treat:0.1871

treat*diet:0.463

对照组 2.26±0.28a, e 0.65±0.09b, f 1.46 e

配对组 2.39±0.12a, e 0.63±0.1b, f 1.61 e

平均值 2.36e, x 0.78f, y

24h Dex组 0.86±0.05a, g 0.93±0.08a, f 0.89f diet:0.0013

treat:0.0625

treat*diet:0.0047

对照组 0.92±0.02a, g 0.71±0.07b, f 0.81f

配对组 0.91±0.03a, f 0.64±0.04b, e 0.79g

平均值 0.9g, x 0.75f, y

48h Dex组 1.41±0.12ab, f 1.48±0.16a, e 1.44e, l diet:0.9336

treat:0.0031

treat*diet:0.6249

对照组 1.2±0.08abc, f 1.26±0.04abc, e 1.23e, m

配对组 1.14±0.09bc, f 1.03±0.09c, e 1.09f, m

平均值 1.24f 1.25e

高 VE日粮组腿肌糖原含量平均值在宰后 0h和 24h 显著高于普通 VE组（P<0.05，表 2－17）；宰后 48h应激组糖原含量平均值显著高于对照组和配对组平均值（P<0.05）；腿肌糖原含量随时间的变化与胸肌不同，高 VE日粮三个处理组宰后 0h腿肌糖原含量均显著高于 24h和 48h

的，而普通VE日粮三个处理组腿肌糖原含量则随时间显著升高（P<0.05）。宰后 24h交互效应显著（P<0.05）。

表 2－18 VE和DEX处理对肉鸡胸肌乳酸含量的影响（单位：mmol/g prot）Table 2-18. The effect of VE and DEX on lactic acid concentration of breast muscle

时间 组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值0h Dex组 1.83±0.04a, e 1.34±0.14c 1.63 diet：0.0004

treat：0.7861

diet*treat：0.0009

对照组 1.61±0.05b, e 1.64±0.06b, ef 1.62f

配对组 1.68±0.03ab, e 1.54±0.05b, f 1.62

37

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响平均值 1.71e, x 1.52f, y

24h Dex组 1.85±0.05a, e 1.44±0.15c 1.68 diet：0.1761

treat：0.4519

diet*treat：<0.0001

对照组 1.7±0.03ab, e 1.73±0.03ab, e 1.72e

配对组 1.56±0.03bc, f 1.74±0.06ab, e 1.64

平均值 1.71e 1.65 e

48h Dex组 1.69±0.03f 1.46±0.17 1.59 diet：0.6139

treat：0.5906

diet*treat：0.0237

对照组 1.46±0.03f 1.56±0.04f 1.51g

配对组 1.47±0.06f 1.7±0.12ef 1.57

平均值 1.53f 1.58 ef

表 2－19 VE和DEX处理对肉鸡腿肌乳酸含量的影响（单位：mmol/g prot）Table 2-19. The effect of VE and DEX on lactic acid concentration of thigh muscle

时间 组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值0h Dex组 1.21±0.04a, e 0.79±0.14 c, f 1.03 diet:0.0123

treat:0.4281

diet*treat:0.0002

对照组 1.03±0.02b, e 1.02±0.03b, f 1.03 e

配对组 0.92±0.03bc, e 0.99±0.04b 0.95f

平均值 1.05e, x 0.95f, y

24h Dex组 1.02±0.03ab, f 0.89±0.15b, e 0.97 diet:0.1684

treat:0.6346

diet*treat:0.0138

对照组 0.93±0.03ab, f 1.09±0.03a, e 1.01e

配对组 0.89±0.02b, f 1.06±0.03a 0.97ef

平均值 0.95f 1.02e

48h Dex组 1.20±0.03a, e 0.81±0.13c, ef 1.03 diet:0.0884

treat:0.3441

diet*treat:0.0002

对照组 0.93±0.04bc, f 0.97±0.03bc, g 0.95f

配对组 0.98±0.05bc, ef 1.09±0.06ab 1.03e

平均值 1.03 e 0.96f

高 VE组胸肌乳酸含量平均值在宰后 0h极显著高于普通 VE组的平均值（P<0.01，表 2－18），其中宰后 0h和 24h高VE应激组极显著高于普通 VE应激组（P<0.01）；地塞米松处理对胸肌乳酸含量影响不显著（ P>0.05）；高 VE 组乳酸含量平均值在宰后 48h 显著下降（P<0.05），普通VE组则未显著显著下降。宰后 0h和 24h交互效应极显著（P<0.01），48h交互效应显著（P<0.05）。

与胸肌相同，高 VE组腿肌乳酸含量平均值在宰后 0h极显著高于普通 VE组的平均值（ P<0.01，表 2－19），其中宰后 0h 和 48h 高 VE 应激组极显著高于普通 VE 应激组（P<0.01）；地塞米松处理对腿肌乳酸含量

表 2－20 VE和DEX处理对肉鸡胸肌 pH值的影响Table 2-20. The effect of VE and DEX on pH of breast muscle

38

山东农业大学硕士学位论文

时间 组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值0h Dex组 5.87±0.04b, e 6.07±0.13a 5.95e diet:0.1128

treat:0.4572

treat*diet:0.0591

对照组 5.94±0.03ab, e 5.89±0.03b, e 5.91e

配对组 5.87±0.04 b, e 5.91±0.04b, e 5.89e

平均值 5.89e 5.95e

24h Dex组 5.58±0.03c, f 6.03±0.14a 5.77f diet:0.047

treat:0.9446

treat*diet:<0.0001

对照组 5.84±0.04b, f 5.74±0.04bc, g 5.79 f

配对组 5.8±0.05b, ef 5.76±0.04b, f 5.78 f

平均值 5.74f, y 5.83 g, x

48h Dex组 5.54±0.03c, f 6.05±0.13a 5.77 f diet:0.0001

treat:0.9472

treat*diet:<0.0001

对照组 5.79±0.04b, g 5.78±0.04b, f 5.79 f

配对组 5.77±0.03b, f 5.84±0.04b, e 5.80 f

平均值 5.71g, y 5.88f, x

影响不显著（P>0.05）；高 VE组乳酸含量平均值在宰后先下降后上升（P<0.05），普通VE 组的变化趋势则与之相反（ P<0.05）。宰后 0h 和 48h 处理和日粮交互效应极显著（P<0.01），24h交互效应显著（P<0.05）。高VE组胸肌 pH值平均值宰后 48h极显著低于普通 VE组（P<0.01，表 2－20），其中宰后

24h和 48h高VE应激组极显著高于普通 VE应激组（P<0.01）；地塞米松处理对胸肌 pH值影响不显著（P>0.05）；胸肌 pH值随宰后时间的延长而显著下降（P<0.05），但高VE组下降的趋势更明显。宰后 24h、48h日粮和处理的交互效应极显著（P<0.01）。高VE组腿肌 pH值变化与胸肌相似，宰后 48h平均值极显著低于普通 VE组（P<0.01，表 2

－21），其中宰后 0h和 24h高 VE应激组显著高于普通 VE应激组（P<0.05），48h高 VE应激组极显著高于普通 VE 应激组（P<0.01）；48h 腿肌对照组 pH 值平均值显著高于配对组（P<0.05）；腿肌 pH值随宰后时间的延长而显著下降（P<0.05）。宰后 0h日粮和处理的交互效应极显著（P<0.01），24h交互效应显著（P<0.05）。

高 VE组与普通 VE组胸肌缓冲能力差异不显著（P>0.05，表 2－22）；地塞米松处理对胸肌缓冲能力的影响亦不显著（P>0.05）；高 VE应激组缓冲能力宰后 24h较 0h显著升高（P<0.05）,随后又显著降低（P<0.05）。宰后 0h日粮和处理的交互效应显著（P<0.05）。

表 2－21 VE和DEX处理对肉鸡腿肌 pH值的影响Table 2-21. The effect of VE and DEX on pH of thigh muscle

时间 组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值

39

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响0h Dex组 6.13±0.08b, e 6.46±0.15a 6.27e diet:0.0547

treat:0.6458

treat*diet:0.0016

对照组 6.29±0.03ab, e 6.24±0.03 b, e 6.27 e

配对组 6.34±0.05ab, e 6.3±0.05ab, e 6.32 e

平均值 6.25 e 6.32 e

24h Dex组 6.15±0.07b, e 6.4±0.17 a 6.26 e diet:0.2914

treat:0.5197

treat*diet:0.0158

对照组 6.29±0.03ab, e 6.15±0.04b, f 6.22f

配对组 6.32±0.05ab, e 6.28±0.05ab, e 6.3 e

平均值 6.25 e 6.26f

48h Dex组 5.92±0.05bc, f 6.36±0.15a 6.11flm diet:0.0024

treat:0.0527

treat*diet:0.0671

对照组 6.18±0.04ab, f 6.2±0.04a, ef 6.19fl

配对组 5.87±0.13c, f 6.09±0.05abc, f 5.97 fm

平均值 5.99f, y 6.21f, x

宰后 0h、48h高VE组腿肌缓冲能力平均值极显著高于普通VE组（P<0.01，表 2－23），而24h 则显著低于普通VE组（P<0.05）；宰后 24h地塞米松处理组腿肌缓冲能力平均值显著低于对照组（P<0.05）；高VE组缓冲能力宰后 48h显著降低（P<0.05），而普通VE组宰后 24h显著降低（P<0.05），48h 又显著升高（P<0.05）。宰后 0h 和 48h 日粮和处理的交互效应显著（P<0.05）。

表 2－22 VE和DEX处理对胸肌缓冲能力的影响（单位：mmol H﹢·kg dry muscle mass﹣1·ph﹣1）

Table 2-22. The effect of VE and DEX on buffering capacity of breast muscle

时间 组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值0h Dex组 307.2±6.7aef 271.3±7.6b 292.4 diet：0.6977

treat：0.7247

treat*diet：0.0133

对照组 285.3±12.8a 308.7±9.2a 297.0

配对组 294.8±10.2ab 298.9±8.1ab 296.6

平均值 295.8 295.1

24h Dex组 309.1±8.2e 287.0±17.5 300.0 diet：0.8497

treat：0.5069

treat*diet：0.1185

对照组 315.1±10.4 307.8±13.6 311.5

配对组 286.8±9.9 313.1±11.7 298.5

平均值 303.7 303.7

48h Dex组 288.5±6.2bf 295.7±6.5ab 291.6 diet：0.8198

treat：0.1751

treat*diet：0.2875

对照组 318.5±12.6a 300.3±8.5ab 309.4

配对组 296.8±9.7ab 302.5±6.0ab 299.3

平均值 301.7 299.7

40

山东农业大学硕士学位论文表 2－23 VE和DEX处理对肉鸡腿肌缓冲能力的影响

（单位：mmol H﹢·kg dry muscle mass 1﹣ ·ph 1﹣）Table 2-23. The effect of VE and DEX on buffering capacity of thigh muscle

时间 组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值0h Dex组 203.9±3.7bc 196.2±6.2cd,e 200.7e diet：<0.0001

treat：0.2830

treat*diet：0.0193

对照组 219.3±4.0a, e 190.8±3.1d,f 205.1f

配对组 212.8±2.5ab, e 195.2±4.4cd, f 205.0e

平均值 212.0e, x 193.7f, y

24h Dex组 205.0±5.2b 204.3±9.1b, e 204.8e, m diet：0.0211

treat：0.0144

treat*diet：0.2933

对照组 212.4±2.9b, e 230.5±6.3a, e 221.5e, l

配对组 206.9±5.2b, e 221.6±5.2a, e 213.4e, lm

平均值 208.1e, y 220.3e, x

48h Dex组 198.7±8.7a 155.9±5.6b, f 180.0f diet：0.0043

treat：0.8510

treat*diet：0.0377

对照组 186.5±4.9a, f 174.6±2.4ab, g 180.6g

配对组 182.8±8.1a, f 180.6±13.3a, f 181.8f

平均值 189.0f, x 171.3g, y

表 2－24 VE和DEX处理对肉鸡胸肌 a－VE含量（ug/g）Table 2-24. The effect of VE and DEX on a-VE concentration of breast muscle

组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值35d 8.82±1.16 a 3.43±0.58 b —— 0.0006

41d-0h Dex组 7.92±0.80 a 2.95±0.28 b 6.06 l 日粮：<0.0001

DEX：0. 4159

日粮*DEX：0.9948

对照组 7.10±0.54 a 2.20±0.18 b 4.65 m

配对组 7.20±0.86 a 2.25±0.20 b 5.00 lm

平均值 7.42x 2.41y

41d-48h Dex组 9.67±0.70 a 3.40±0.46b 6.92 日粮：<0.0001

DEX：0. 4513

日粮*DEX：0.8464

对照组 8.66±0.50a 3.02±0.38 b 5.84

配对组 9.22±0.75 a 3.47±0.43 b 6.67

平均值 9.16x 3.27 y

高 VE组胸肌 a－VE含量在 35日龄和 41日龄均极显著高于普通 VE组（P<0.01，表 2－24）；41日龄宰后 0h，应激组 VE含量平均值显著高于对照组（P<0.05）；处理和日粮的交互效应不显著（P>0.05）。

41日龄 0h高VE应激组饱和脂肪酸含量显著高于普通VE应激组（P<0.05，表 2－25），应

41

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响激组单不饱和脂肪酸含量平均值（ 35. 40）显著高于对照组（ 32.33）和配对组 (32.86)

（P<0.05），高VE应激组多不饱和脂肪酸含量和 PUFA/SFA比显著低于其他处理组（P<0.05）。41日龄 24h高VE应激组饱和脂肪酸含量极显著高于其他处理组（P<0.01，表 2－26）,各处

理组单不饱和脂肪酸含量差异不显著（P>0.05），高 VE应激组多不饱和脂肪酸含量和 PUFA/

SFA比极显著低于其他处理组（P<0.01）。41日龄 48h高VE应激组饱和脂肪酸含量显著高于普通 VE应激组（P<0.05，表 2－27）,应

激组单不饱和脂肪酸含量平均值（ 36. 50）显著高于对照组（ 33.24）和配对组 (33.75)

（P<0.05），高VE应激组多不饱和脂肪酸含量极显著低于其他处理组（P<0.01），PUFA/SFA比显著低于其他处理组（P<0.05）。

表 2－25 VE和DEX处理对肉鸡屠宰后（0 h）胸肉脂肪酸组成的影响（％）Table 2-25. The effect of VE and DEX on fatty acid composition of breast muscle(carcasses for 0h)

处理 日粮 P值Dex组 对照组 配对组 200 mg VE 20 mg VE

14：0 0.55 0.57 0.57 0.58 0.54 treat:0.7598;diet:0.1335

treat*diet:0.4011

16：0 23.63 24.15 24.21 24.11 23.89 treat:0.3243;diet:0.4406

treat*diet:0.0433

18：0 8.17 7.67 7.61 7.72 7.90 treat:0.3322;diet:0.5655

treat*diet:0.0434

SFA 32.35 32.39 32.39 32.42 32.33 treat:0.9149;diet:0.7249

treat*diet:0.0239

16：1 3.12 2.86 2.85 2.96 2.91 treat:0.4618;diet:0.8566

treat*diet:0.8324

18：1 31.95 x 29.08 y 29.64 y 30.73 29.45 treat:0.0177;diet:0.1970

treat*diet:0.6118

20：1 0.33 y 0.40 x 0.37 xy 0.36 0.38 treat:0.0131;diet:0.6441

treat*diet:0.4783

MUFA 35.40 x 32.33 y 32.86 y 34.05 32.73 treat:0.0321;diet:0.2576

treat*diet:0.6495

18：2 26.85 y 28.94 x 28.80 x 27.80 28.80 treat:0.0547;diet:0.1290

treat*diet:0.0643

42

山东农业大学硕士学位论文18：3 1.94 2.04 1.97 2.02 1.94 treat:0.6012;diet:0.3283

treat*diet:0.3025

20：2 0.35 0.42 0.35 0.38 0.37 treat:0.0448;diet:0.3539

treat*diet:0.3821

20：3n－6 0.43 y 0.58 x 0.53 xy 0.51 0.53 treat:0.0327;diet:0.9139

treat*diet:0.3556

20：3n－3 2.19 2.86 2.73 2.40 2.87 treat:0.3681;diet:0.3150

treat*diet:0.4588

20：5 0.49 0.43 0.37 0.42 0.43 treat:0.5012;diet:0.9417

treat*diet:0.3975

PUFA 32.25 y 35.27 x 34.76 x 33.53 34.94 treat:0.0195;diet:0.1081

treat*diet:0.2578

PUFA/SFA 1.01 1.09 1.07 1.04 1.09 treat:0.2329;diet:0.2070

treat*diet:0.0285

表 2－26 VE和DEX处理对肉鸡屠宰后（24 h）胸肉脂肪酸组成的影响（％）Table 2-26. The effect of VE and DEX on fatty acid composition

of breast muscle(carcasses for 24h)

处理 日粮 P值Dex组 对照组 配对组 200 mg VE 20 mg VE

14：0 0.55 y 0.61 x 0.57 xy 0.58 0.58 treat:0.0418;diet:0.5647

treat*diet:0.8029

16：0 23.08 22.67 23.24 23.27 22.65 treat:0.3671;diet:0.0635

treat*diet:0.1647

18：0 8.59 x 7.01 y 7.59 xy 7.88 7.45 treat:<0.0001;diet:0.0968

treat*diet:0.0145

SFA 32.22 x 30.29 y 31.39 x 31.73 l 30.67 m treat:0.0060;diet:0.0205

treat*diet:0.0121

16：1 3.24 3.17 3.09 3.09 3.26 treat:0.8047;diet:0.3317

treat*diet:08833

18：1 32.56 x 31.50 xy 30.95 y 31.95 31.29 treat:0.1271;diet:0.3184

treat*diet:0.9657

20：1 0.34 0.35 0.35 0.33 0.36 treat:0.9938;diet:0.1274

treat*diet:0.0848

MUFA 36.14 35.03 34.39 35.36 34.92 treat:0.1870;diet:0.5830

treat*diet:0.9779

18：2 26.09 y 29.38 x 28.42 x 27.20 m 29.07l treat:0.0004;diet:0.0033

treat*diet:0.0595

43

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响18：3 1.85 y 2.20 x 1.96y 1.99 2.04 treat:0.0023;diet:0.7375

treat*diet:0.4897

20：2 0.35 0.39 0.40 0.40 0.35 treat:0.3282;diet:0.0726

treat*diet:0.7219

20：3n－6 0.45 0.45 0.51 0.50 0.43 treat:0.4308;diet:0.1001

treat*diet:0.7251

20：3n－3 2.49 1.96 2.54 2.41 2.20 treat:0.1390;diet:0.5238

treat*diet:0.8735

20：5 0.41 x 0.31 y 0.38 xy 0.40l 0.32 m treat:0.0576;diet:0.0417

treat*diet:0.9818

PUFA 31.64 y 34.68 x 34.22 x 32.91 m 34.41 l treat:0.0115;diet:0.0663

treat*diet:0.1622

PUFA/SFA 0.99y 1.15 x 1.09x 1.04 m 1.13 l treat:0.0032;diet:0.0224

treat*diet:0.0367

表 2－27 VE和DEX处理对肉鸡屠宰后（48 h）胸肉脂肪酸组成的影响（％）Table 2-27. The effect of VE and DEX on fatty acid composition

of breast muscle(carcasses for 48h)

处理 日粮 P值Dex组 对照组 配对组 200 mg VE 20 mg VE

14：0 0.52 0.58 0.58 0.54 0.60 treat:0.4695;diet:0.1779

treat*diet:0.2217

16：0 22.48 22.88 22.93 22.86 22.68 treat:0.3825;diet:0.4530

treat*diet:0.0788

18：0 8.07 7.76 7.72 7.85 7.82 treat:0.7553;diet:0.8404

treat*diet:0.1848

SFA 31.07 31.22 31.23 31.24 31.10 treat:0.8633;diet:0.6399

treat*diet:0.0510

16：1 3.41 3.12 3.19 3.20 3.26 treat:0.4009;diet:0.6795

treat*diet:0.9285

18：1 32.76x 29.77 y 30.22 y 31.37 30.16 treat:0.0061;diet:0.1650

treat*diet:0.5992

20：1 0.33 0.35 0.34 0.31 m 0.39 l treat:0.9099;diet:0.0002

treat*diet:0.2436

MUFA 36.50 x 33.24 y 33.75 y 34.87 33.81 treat:0.0106;diet:0.3062

treat*diet：0.7283

18：2 27.01 y 28.87 x 28.46xy 27.61 28.84 treat:0.0844;diet:0.0523

treat*diet:0.2513

44

山东农业大学硕士学位论文18：3 1.89 1.96 1.94 1.98 1.89 treat:0.7866;diet:0.2643

treat*diet:0.5304

20：2 0.33 y 0.50 x 0.40 y 0.43 0.41 treat:0.0012;diet:0.4215

treat*diet:0.5388

20：3n－6 0.43 y 0.67 x 0.65 x 0.62 0.55 treat:0.0203;diet:0.2366

treat*diet:0.6882

20：3n－3 2.35 3.10 3.16 2.81 3.00 treat:0.2266;diet:0.6815

treat*diet:0.7612

20：5 0.41 0.45 0.42 0.44 0.42 treat:0.7842;diet:0.6489

treat*diet:0.5557

PUFA 32.43 y 35.54 x 35.02x 33.89 35.09 treat:0.0060;diet:0.1197

treat*diet:0.1516

PUFA/

SFA

1.05 y 1.14 x 1.13 xy 1.09 1.13 treat:0.1285;diet:0.1904

treat*diet:0.0242

注：x-y不同处理间标有不同字母者，差异显著，P<0.05；l-m不同日粮间标有不同字母者，差异显著，P<0.05。表 2－25、2－26同。

表 2－28 VE和DEX处理对滴水损失的影响(%)

Table 2-28. The effect of VE and DEX on drip loss (%)

组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值35d —— 0.029±0.002a 0.023±0.001 b —— 0.023

38d Dex组 0.046±0.004 a 0.026±0.002 bc 0.036l treat：0.0083

diet：0.0002

treat*diet：0.0123

对照组 0.033±0.005 b 0.020±0.001 c 0.026m

配对组 0.027±0.003 bc 0.028±0.003 bc 0.027m

平均值 0.035x 0.024y

41d Dex组 0.070±0.006a 0.071±0.009 a 0.070 l treat：0.0759

diet：0.2193

treat*diet：0.3747

对照组 0.064±0.008 ab 0.047±0.004 b 0.055 m

配对组 0.066±0.007 ab 0.061±0.006 ab 0.064 lm

平均值 0.066 0.058

35日龄时高 VE组胸肌滴水损失显著高于普通 VE组（P<0.05，表 2－28），38日龄时高VE组滴水损失平均值极显著高于普通VE组（P<0.01）；地塞米松处理 3天后，应激组滴水损失

45

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响平均值极显著高于对照组和配对组（P<0.01），处理 6天后，仍显著高于对照组和配对组（P<0.05）；地塞米松处理 3天后，日粮和处理的交互效应显著（P<0.05）。

表 2－29 VE和DEX处理对煮熟损失的影响(%)

Table 2-29. The effect of VE and DEX on cooking loss(%)组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值

35d —— 0.28±0.01 0.28±0.01 —— 0.8600

38d Dex组 0.29±0.00a 0.28±0.01 ab 0.29 l treat：0.0388

diet：0.1741

treat*diet：0.0111

对照组 0.29±0.01a 0.27±0.01 b 0.28 lm

配对组 0.26±0.01 b 0.28±0.01 ab 0.27 m

平均值 0.28 0.28

41d Dex组 0.31±0.01 a 0.28±0.00 b 0.30 treat：0.6043

diet：0.2562

treat*diet：0.0747

对照组 0.28±0.01 b 0.29±0.00 ab 0.28

配对组 0.29±0.01 ab 0.29±0.00 ab 0.29

平均值 0.29 0.28

35日龄、38日龄和 41日龄高VE组与普通 VE组胸肌煮熟损失差异均不显著（P>0.05，表 2

－29）；地塞米松处理 3天后，应激组煮熟损失平均值显著高于配对组（P<0.05），但与对照组差异不显著（P>0.05）。地塞米松处理 3天后，日粮和处理的交互效应显著（P<0.05）。

3．5 VE 和 DEX 处理对肉鸡心肌和肝脏各指标的影响表 2－30 VE和DEX处理对肉鸡心肌 T－AOC的影响（单位：umol/g）

Table 2-30. The effect of VE and DEX on T-AOC of heart组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值

35d —— 2.55±0.09 2.56±0.08 —— 0.9168

38d Dex组 2.66±0.09 c 2.86±0.10bc 2.76m treat：0.0038

diet：0.0731

treat*diet：0.4766

对照组 3.05±0.08 ab 3.07±0.12 ab 3.06l

配对组 3.02±0.15 abc 3.34±0.18 a 3.18l

平均值 2.91 3.09

添加VE对肉鸡心肌总抗氧化能力的影响不显著（P>0.05，表 2－30）；地塞米松处理 3天后应激组总抗氧化能力平均值极显著低于对照组和配对组（ P<0.01）；交互效应不显著（P>0.05）。

46

山东农业大学硕士学位论文表 2－31 VE和DEX处理对肉鸡胸腺 T－AOC的影响（单位：umol/g）

Table 2-31. The effect of VE and DEX on T-AOC of thymus

组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值35d —— 6.39±0.38 6.63±0.41 —— 0.6745

38d Dex组 8.14±0.48b 10.36±0.57a 9.25 l treat：<0.0001

diet：0.0008

treat*diet：0.0303

对照组 6.88±0.19c 8.10±0.46bc 7.49 m

配对组 7.00±0.16bc 7.04±0.33 bc 7.02 m

平均值 7.34 y 8.50x

地塞米松处理 3天后，高VE组胸腺总抗氧化能力平均值极显著低于普通VE组（P<0.01，表2－31）；应激组总抗氧化能力平均值极显著高于对照组和配对组（P<0.01）；日粮和处理的交互效应显著（P<0.05）。

表 2－32 VE和DEX处理对肉鸡心肌MDA的影响（单位：nmol/g）Table 2-32. The effect of VE and DEX on MDA level of heart

组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值35d —— 205.0±19.9 229.3±23.1 —— 0.4353

38d Dex组 253.3±19.9 b 255.0±22.9 b 254.2 m treat：0.0008

diet：0.1002

treat*diet：0.1481

对照组 321.7±22.9 b 333.7±29.2b 327.7 l

配对组 325.4±31.7 b 444.9±59.2a 382.0 l

平均值 300.1 341.1

35日龄高VE组心肌MDA含量与普通VE组差异不显著（P>0.05，表 2－32），地塞米松处理 3天后高VE组MDA含量平均值有低于普通 VE组的趋势（P＝0.1002）；应激组MDA含量平均值极显著低于对照组和配对组（P<0.01）；交互效应不显著（P>0.05）。

35日龄高VE组胸腺MDA含量显著低于普通 VE组（P<0.05，表 2－33）；地塞米松处理 3

天后，应激组MDA含量平均值极显著高于对照组和配对组（P<0.01）；日粮和处理的交互效应显著（P<0.05）。

表 2－33 VE和DEX处理对肉鸡胸腺MDA的影响（单位：nmol/g）Table 2-33. The effect of VE and DEX on MDA level of thymus

组别 200 mg VE 20 mg VE 平均值 P值35d —— 499.2±95.6 b 878.8±117.7 a —— 0.0221

38d Dex组 1161.7±272.7 ab 1600.0±159.8 a 1380.8 l treat：0.0002

diet：0.3652对照组 986.7±174.4 bc 563.3±68.4c 775.0 m

47

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响treat*diet：0.0222配对组 885.2±158.3 bc 486.6±128.3c 685.9 m

平均值 1011.2 883.3

4 讨论4．1 长期应激动物模型的建立 近年来，动物健康和福利受到了越来越多的关注。科学家们为此提出了研究应激的新模式 。Puvadolpirod和 Thaxton(2000)建议用一种新的模式来研究家禽的应激反应。这种新模式采用在鸡体内埋植微型泵，使其持续释放 ACTH的方法；此外，饲喂或注射皮质酮也是诱导应激反应的有效方法（Siegel，1980；Kannan等，1998；Lin等，2004），前人的研究认为，应激时血浆中糖皮质激素含量升高是应激反应的重要标志（Mashaly 等 ,1984；Craig and

Craig,1985；Satterlee等,1989）。Fowles（1993）曾用地塞米松（0.2－4.0mg/kg）诱发免疫应激，Welberg和 Seckl（2001）和Maccari等人（2003）曾用地塞米松处理引发胚胎期应激，之后，El－Habbak等人（2005）利用地塞米松（4mg/hen/d）诱导蛋鸡的氧化应激。本试验采用肌肉连续注射地塞米松（2mg/kg/d）的方法（3天、6天）建立长期应激动物模型。

4．2 VE 和 DEX 对生产性能的影响35 日龄左右，肉鸡生长速 度 正处于其生长周期中最快的时期（ Scheuermann 等，

2003），因此，本试验选用 35日龄肉鸡为试验对象，分别在 38、41日龄取样，以研究应激对肉质及氧化还原状态的影响。本试验表明地塞米松处理引发的长期应激能显著降低肉鸡的生长速度，表明成功的引发了应

激，这与先前利用其他糖皮质激素引发应激的研究相一致（Bowes等，1996；Malheiros等，2003；Lin等，2004a，2006），而 41日龄时高 VE组平均体重较普通 VE组显著升高表明添加 VE能在一定程度上缓解应激对生产性能的不利影响。与配对组相比，应激组较高的料重比和极低的日增重表明其生长速度受到抑制不是绝对采食量减少引起的，而是由于能量消耗增加引起的（Lin等，2004a），这主要归因于糖异生和蛋白质分解代谢的增加（董辉，2006）。4．3 VE 和 DEX 处理对肉鸡心肝及免发育疫器官的影响不同动物心脏指数有明显的不同，高等哺乳动物的心脏指数多在 0.3（猕猴）0.8（狗）之

间（郑振玉，2006），而肉鸡的心脏指数明显低于这个范围，虽然仅从心脏指数的高低并不能反映动物进化水平及心脏功能的高低，但已有许多研究表明心脏指数的高低能反映心脏功能正常与否（吴定中等，2005；刘文菊等，2005）。地塞米松注射 3天时，肉鸡心脏指数没有显著变化，推测尽管心脏发育也会因应激而受到抑制，但同时体重增长速度也相对下降，因而使得心脏

48

山东农业大学硕士学位论文指数没有显著变化。注射 6天后，应激组心脏指数显著升高，这是由于虽然应激组心脏增重低于对照组，但长期应激导致肉鸡增重及其缓慢，甚至出现负增长，故出现上述结果。应激 3天、6天时，肉鸡肝脏比重均极显著高于对照组和配对组，肝脏作为糖异生的主要器

官，在应激反应发生时，随糖异生作用的加强肝脏比重会相应显著增大，这一结果再次验证了Puvadolpirod和 Thaxton（2000）的报道。应激 6天后，高 VE组肝脏指数显著低于普通 VE

组，这也许是由于普通VE组肝脏糖异生作用更加强烈有关。脾脏、法氏囊、胸腺是家禽的主要免疫器官。脾脏是禽类最大的外周免疫器官，参与全身细胞

免疫和体液免疫，脾脏发育较晚，其淋巴细胞最初由中枢免疫器官迁移而来，要靠抗原的刺激而繁殖；法氏囊是禽类所特有的体液免疫器官，在性成熟前最大，是 B淋巴细胞分化生育的最主要场所，能产生 B 细胞、浆细胞、单核巨嗜细胞和少量 T 细胞等；胸腺是细胞免疫的中枢器官，性成熟前一直处于生长阶段，主要产生 T淋巴细胞、单核巨嗜细胞和少量 B 细胞等其它组织细胞。这些器官发育状态和机能能够直接决定禽类全身免疫水平，一般用免疫器官指数作为器官发育是否良好的评价指标。本试验中，地塞米松处理 3天和 6天后均极显著的抑制了胸腺和法氏囊的发育，但对脾脏没有影响，地塞米松是一种糖皮质激素，对免疫系统有多方面的抑制作用（王金宝等，1995）。机体在应激情况下，肾上腺皮质活动加强，肾上腺皮质激素分泌增加。这是导致应激动物机体免疫功能低下的原因之一。相关研究表明，VE能够促进免疫器官的发育，缺乏会导致法氏囊、胸腺萎缩，脾脏减轻。胡

兰等（2001）报道，饲料中添加VE 可以维持法氏囊、胸腺和脾脏的正常生长发育，并减少这些组织的损伤性变化。本试验中添加 VE对胸腺和法氏囊的发育没有显著影响，但高VE应激组脾脏指数显著降低导致 41日龄高 VE组脾脏指数平均值显著低于普通 VE组，推测可能是由日粮和地塞米松处理的交互效应引起的。

4．4 VE 和 DEX 对血浆抗氧化性能的影响家禽与相似体重的哺乳动物相比有较长的寿命（Klandorf等，1999），这与其较强的抗氧

化能力有关。先前研究表明肉鸡腹水症的发生与过氧化损伤有关（Bottje等，1998；Iqbal等，2002），而高温与免疫应激的同时存在也会导致血浆的过氧化反应，抗氧化酶活性发生变化（王兰芳等， 2002）。长期饲喂皮质酮可导致血浆 MDA 浓 度和 T－AOC 显著升高（Lin，2004a），本试验中长期注射地塞米松同样导致了 MDA 浓度和 T－AOC显著升高，表明肉鸡体内已经发生了脂质过氧化反应。高 VE组应激 6天后，血浆MDA显著低于普通 VE组，表明VE能保护脂膜，减轻脂质过氧化反应。

49

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响

4．5 VE 和 DEX 对骨骼肌和脏器中抗氧化性能的影响MDA 是脂质过氧化反应链式终止阶段产生的小分子产物，脂质过氧化物（LOOH）形成环

状内过氧化物后断裂形成烯醛、丙二醛，其含量可以间接反映自由基的产生情况和机体组织细胞的脂质过氧化程度。丛杰和方中允（1993）、宋志宏和高应（1995）、林海和杜荣（2001）分别报道了辐射、冷应激、急性热应激处理引起的组织中脂质过氧化现象。Buckley and

Morrissey(1995)发现组织中 α-生育酚含量会影响组织脂质过氧化的程度。研究还表明，提高肉鸡日粮中的 VE水平，能增强活体和屠体的组织的抗氧化能力，减少肉品中氧化产物的生成(Morrissey等,1997;任泽林等，1998；史清河，1999)。本试验中，宰后 48h，胸肌高 VE组MDA含量平均值显著低于普通 VE组，这一结果与先前研究一致。宰后 24h、48h应激组胸肌MDA平均值极显著高于对照组和配对组，48h应激组腿肌MDA含量平均值显著高于对照组和配对组，表明应激引发了骨骼肌脂质过氧化的发生。在屠体的保存过程中，高VE组胸肌MDA平均含量随时间显著降低，这也许与肌肉中较高的 VE含量有关。胸腿肌 T－AOC的变化趋势相近，随时间极显著降低，这与先前急性应激的结果一致。先前的研究发现在长期饲喂皮质酮引发应激的研究中，饲喂 3天后，血浆中非酶类抗氧化剂增多，表现为 UA、CP、FRAP的升高（Lin等，2004a）。Maurice等(2006)研究发现长期饲喂皮质酮能升高肾脏的 T－AOC。本试验中无论胸腿肌，应激组 T－AOC平均值几乎均高于对照组和配对组，但差异不显著，高 VE组胸腿肌 48h

的 T－AOC显著高于普通VE组，推测这也与其肌肉中VE含量不同有关。各脏器中的 T－AOC 似乎具有组织特异性。Maurice等（2006）发现长期饲喂皮质酮后，

肾脏 T－AOC显著升高，脾脏降低 49％，而心肌、十二指肠无显著变化。本试验也发现了这一现象，应激 3天后，应激组心肌 T－AOC极显著低于对照组和配对组，胸腺 T－AOC 则极显著高于对照组和配对组。35日龄高 VE组胸腺MDA含量显著高于普通 VE，表明采食 VE含量较高的饲料有助于机体抵御自由基的过量生成。Haggedal等（1987）报道，试验性应激（束缚）导致交感－肾上腺系统的反应大量释放儿茶酚胺类激素，特别是肾上腺素能神经末梢释放的去甲肾上腺素可导致自由基产量增加而造成心肌损伤。应激组心肌 MDA平均含量极显著低于对照组和配对组，胸腺MDA平均含量则极显著高于对照组和配对组，这与 T－AOC的变化规律相同，推测正是由于 MDA 在各脏器中生成量的不同导致了 T－AOC的组织特异性。

SOD 是酶促抗氧化体系中非常重要的一种抗氧化剂，其活性的高低可以反映机体清除氧自由基的能力（张宝等，2000），往往与 GSH－Px 协调工作，阻止氧自由基启动的自由基链锁反应。本试验中，胸腿肌应激组 SOD活性均极显著高于对照组和配对组，暗示我们氧化应激时产

50

山东农业大学硕士学位论文生的大量自由基诱导了 SOD活性的升高。已有大量试验证明，补充外源性维生素A、E、C，能影响 SOD的活性（张春善，2000；滑静等，2001；高林青，2005；高强，2005）。石学香（2002）发现，补充抗氧化营养素对青年人群抗氧化能力会有影响，体内 SOD活性降低，本研究也有类似发现，高VE组胸肌和宰后 0h、24h腿肌的 SOD活性极显著低于普通VE组。生物体有使机体 T－AOC 维持在相对恒定的趋势，通过内源性抗氧化酶或抗氧化剂的补偿性调节如SOD活性的升高来实现，再者，作为阻止第一个氧自由基启动的自由基链锁反应的抗氧化酶，当氧化应激发生时首先会影响 SOD活性，故而机体内抗氧化剂不足会促使 SOD 合成增加。本试验中，随着宰后氧化应激的不断发展，胸肌 SOD活性逐渐降低，而腿肌 SOD活性变化不同，高VE对照组和配对组显著升高，普通 VE组均先升高又降低，也许 SOD的活性变化亦具组织特异性。

VE 是非酶促抗氧化体系中重要的断链型抗氧化剂,其主要作用是与自由基反应,中断脂质过氧化链的延长,从而抑制或减缓自由基的生成。动物采食饲料后,饲料中来至于植物组织的 α-生育酚可以直接被肠道吸收，商品中使用的 VE(dl-α-生育酚醋酸酯)只有在酯化部分被胰脂酶在绒毛细胞的上皮细胞的刷状缘水解，与甘油三酯结合后掺入乳糜微粒,经淋巴转运入肝脏。杨本善和徐忠宝（1989）报道，饲料中的 VE含量可直接影响雏鸡血液和组织中 VE的含量。本试验证明，当日粮中的 VE 浓 度增加时 ,被 吸收的 VE 也增加 ,胸肌中 VE 浓 度增加 ,这与 VE 在猪、鸡（Hakkarainen等,1990）等的报道是一致的。地塞米松处理 6天后，宰后 0h应激组 VE含量平均值显著高于对照组，这也许是由于氧化应激过程中，机体趋向于维持 T－AOC的相对恒定，对照组 SOD活性较低，不得不消耗更多的 VE 以维持一定的 T－AOC。试验还发现，48h胸肌VE含量显著高于 0h的含量，推测也许是由于此时细胞膜完整性被破坏，细胞内的液体渗出，细胞的相对重量减轻导致VE含量升高。

4．6 VE 和 DEX 对肉质相关指标的影响屠宰后，骨骼肌靠肌糖原提供能量。本试验发现宰后 48h，应激组腿肌糖原平均含量极显著

高于对照组和配对组，其他时间点的腿肌和胸肌应激组糖原含量平均值均有高于对照组和配对组的趋势，但差异不显著。据此结果推测，应激组糖原含量的升高是应激导致机体养分分配改变的结果，蛋白降解加速和糖代谢加强，糖异生作用加强，进而形成糖原。24h胸肌、0h和 24h腿肌高VE组糖原含量极显著高于普通 VE组，推测肌肉中较高的 VE含量从一定程度上缓解了应激造成的糖原的大量消耗。Lawrie（1966）认为宰前应激会引起肌糖原的耗竭，这是非正常屠体及肉质性状产生的原因。董辉（2006）研究发现各组胸肌糖原含量随宰后时间的延长显著降低，腿

51

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响肌糖原含量却没有出现相同变化。本试验中，胸肌糖原随时间先升高又降低，而腿肌的变化则与之相反，其中原因尚不清楚。

在正常的动物的肌肉组织中，通常会有足够的糖原用于宰后的糖酵解，而糖酵解，反过来，又会增加肌肉酸度，使肌肉的 pH值降低(Kannan等，1998)。若宰后肌肉的酸度较低，则会使肌肉的 pH 值较高，有时 会引起 DFD 肉（ Lawrie， 1958， 1966； Ashmore 等1971）。Lawrie（1966）认为 pH值的降低是由于应激导致有机体能量消耗，依靠肌肉内所蓄积的糖原加速分解，形成大量乳酸，从而使宰后禽肉 pH值下降。pH 值是一项重要的肉质指标，与肉的煮熟损失、货架期、干加工能力息息相关。本试验中，pH值随时间延长而显著降低，地塞米松处理对 pH值的影响不显著，而高 VE组 24h、48h胸肌和 48h腿肌 pH值平均值显著低于普通VE组，这也许与高 VE组相对普通 VE组较高的乳酸含量有关，而乳酸含量的升高是糖原酵解的结果（Lawrie，1991）。宰后，肌肉 pH值降低的延迟是受到肌纤维缓冲能力影响的缘故（Pösö and Puolanne,

2005）。试验三中，与腿肌相比，胸肌具有较高的缓冲能力，这一结果与先前的一致（Lykkerboe and Johansen, 1975），也与试验一的结果一致，表明白肌的缓冲能力比红肌更高。试验发现，应激组鸡仅 24h的腿肌具有较高的缓冲能力，其他时间点胸腿肌的缓冲能力与对照组无显著差异。腿肌缓冲值随宰后时间而下降，与腿肌 pH值的降低一致，表明酸性物质随时间而累积，宰后胸肌缓冲能力没有显著下降，然而这并不能阻止宰后胸肌 pH值的迅速降低。宰后 48h高VE组胸肌 pH值低于普通VE组，而缓冲值同时保持在一个相对较高的点。再次验证了Rammouz等（2004）的观点，即肌肉最初的缓冲值似乎与 pH值变化无关。高 VE组 0h和48h腿肌缓冲能力极显著高于普通 VE组，24h低于普通 VE组，与高 VE组在这三个时间点乳酸含量的高低相一致。 脂肪酸也是一个重要的肉质指标，一定比例脂肪酸，尤其是肌间脂肪酸，是优等肉质的一个重要指标。与猪和家畜相比，禽类肌内脂肪不饱和脂肪酸与饱和脂肪酸的比率是最高的（Koizumi等，1991）动物体生物膜主要是磷脂双分子层的膜结构，而磷脂层上的多不饱和脂肪酸（PUFA）极易发生过氧化反应，因此组织中脂质氧化程度与其不饱和脂肪酸的含量有关（文杰，1998）。机体内的 VE位于细胞膜内，与磷脂酰谷胱甘肽一起对防止细胞膜的 PUFA发生过氧化反应起重要作用（Burton等,1998），有利于维持细胞膜的完整性。Bou等（2006）研究发现日粮中添加 225mg/kg VE，肉鸡腿肌中 20：4n－6、22：4n－6、22：5n－6、PUFA和PUFA/SFA 显著升高，这 些 多不饱和脂肪酸的增多归因 于 VE 的抗氧化能力（Ajuyah 等，1993；Cherian等，1996；Surai和 Sparks，2000）。本试验中仅发现宰后 24h高VE组胸

52

山东农业大学硕士学位论文肌二十碳五烯酸含量显著高于普通 VE组，而 24h高 VE组 SFA显著高于普通 VE组，亚麻酸 、PUFA、PUFA/ SFA和 48h的二十碳一烯酸显著低于普通 VE组，原因尚不清楚。Durairaj和Martin（1975）发现有热应激经历的鹌鹑宰后屠体饱和脂肪酸含量升高。Hacina等（1996）发现有长期热应激经历的鸡，其肌间脂肪和肌内脂肪 SFA显著升高，亚麻酸、PUFA含量和PUFA/SFA 显著降低。本试验中也有相似发现，长期应激后，胸肌亚麻酸、 PUFA 含量和24h、48h的 PUFA/SFA显著降低，24h油酸和 SFA显著升高。推测可能是由于氧化应激导致自由基攻击细胞膜，使得不饱和脂肪酸氧化成为饱和脂肪酸。

先前的研究认为应激能降低肌肉系水力，它主要通过影响能量水平（三磷酸腺苷的损失）、乳酸含量、僵直时间来影响肉品系水力。此外应激过程会产生大量自由基，发生脂质过氧化，导致细胞膜的流动性降低，通透性增强，胞液外流，而脂质氧化产物又会使蛋白质变性，使得肉品的系水力进一步降低。Northcutt等（1994）和Mckee和 sam（1998）报道热应激明显提高肉鸡胸肉和腿肉滴水损失和煮熟损失，表现出“PSE”肉的特征。本试验结果与此一致，应激 3天时煮熟损失和滴水损失显著升高，6天时滴水损失显著升高。长期应激组系水力的降低与其pH值的降低有关（Barbut，1993，1996）。相关研究表明高水平 VE 可以提高肌肉系水力，其机制也许是 VE 在细胞膜上被选择性的结合，保护膜免受脂质过氧化的损伤，从而保护膜的完整性和稳定性，抑制肌浆液通过肌肉细胞膜外渗，从而降低失水率，保持肉的系水力（Monahan等，1991）。但本试验结果与此不同，35日龄时高VE组滴水损失显著高于普通VE组，应激 3天时高VE组滴水损失平均值极显著高于普通VE组。

5 小结5．1肌肉注射地塞米松（2mg/kg）成功的诱发了长期应激。5．2长期应激导致肉鸡生产性能下降，饲料中添加VE能从一定程度上缓解这一作用。5．3长期应激显著抑制了胸腺和法氏囊的发育，肝脏指数和心脏指数显著上升。VE能极显著降低肝脏指数。5．4长期应激显著升高了血浆MDA含量和 T－AOC。VE显著降低了血浆MDA含量。5．5长期应激在部分时间点增加了胸腿肌的MDA含量，也增加了胸腺MDA含量和 T－AOC，升高了肌肉的 SOD活力，但未显著影响胸肌 VE含量。VE降低了胸腺MDA含量和宰后 48h胸肌MDA含量，降低了肌肉 SOD活力，显著增加了胸肌的VE含量。5．6长期应激后，胸肌亚麻酸、PUFA含量和 PUFA/SFA显著降低，24h油酸和 SFA显著升高，煮熟损失和滴水损失显著升高，部分时间点胸腿肌的糖原含量显著升高或有升高趋势。VE显著升

53

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响高了部分时间点胸腿肌的糖原含量和乳酸含量，pH值相应降低。

总体结论与研究展望一、总体结论

1、长期应激显著降低了肉鸡生产性能，急性应激过程中肉鸡体重也显著减轻。2、急性应激诱发了肉鸡血浆和肌肉组织的脂质过氧化现象。肉鸡屠宰后，肉品的总抗氧化能

力下降，胴体在储藏过程中仍存在脂质过氧化反应，降低了肌肉品质和货架期。3、长期应激显著改变了肌肉组织的脂肪酸组成，降低了脂肪酸的不饱和度，降低了保水力

与肉品质。4、日粮中添加高水平的VE提高了胸肌的VE含量，但是对长期应激导致的脂肪酸不饱和度

的下降无显著影响，并对肌肉的持水力与肉质无显著改善作用。5、长期应激抑制了肉鸡免疫器官的发育，免疫器官的脂质过氧化损伤可能是应激造成免疫

54

山东农业大学硕士学位论文功能抑制的原因之一。

二、创新点1、采用导入外源皮质激素的方法建立应激动物模型。2、首次发现糖皮质激素引发的应激能引起骨骼肌氧化损伤，进而降低骨骼肌脂肪酸的不饱和

度，降低肉品质，并且这种作用不能通过饲粮中添加VE所逆转。

三、存在问题与研究展望 本课题仅研究了长期应激对骨骼肌脂肪酸构成的影响，缺乏急性应激方面的研究，另外应激产生的自由基影响骨骼肌脂肪酸构成、降低其不饱和度的机制尚待进一步探讨。

今后的工作可以从以下方面着手：1、在本课题基础上，补充研究急性应激对骨骼肌脂肪酸构成的影响及机制。2、研究有抗氧化作用的营养物质如维生素C、维生素 E、维生素A及核黄素等协同作用的需

要量与应激和自由基代谢的关系，使制定肉鸡更为合理的营养需要标准成为可能。3、在动物试验过程中，应激处理后，给予试验动物一段时间进行缓解，在不同的时间点取

样，以确定应激后最佳的屠宰时间，这将对实际生产有积极的指导意义。

参考文献1. 丛杰，方允中.应激反应引起过氧化损伤[J].自由基生命学进展，1993，1：28－34.

2. 董辉.糖皮质激素对肉鸡生长发育及代谢效应的研究[硕士学位论文].山东农业大学,2006.

3. 段绍瑾.氧化应激. 自由基生物学的理论与应用[M]. 北京:科学出版社,2002:465.

4. 高林青. 铜和维生素 A及互作效应对肉仔鸡生产性能及理化指标的影响[硕士学位论文].山西农业大学，2005.

5. 高强. 两种鲟鱼维生素A、C和 E对肉仔鸡抗热应激的影响.[硕士学位论文].重庆：西南农业大学,2005.

6. 滑静，王晓霞，杨佐君等.维生素 E、C对热应激期蛋鸡血液生化指标的影响[J].动物营养学报，2001，13（4）：59－62.

55

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响7. 黄进，杨国宇，李宏基，熊成辉.动物体内氧自由基的产生及危害.黄牛杂志，

2004，30（5）：44－47.

8. 胡兰，孙长勉,刘梅.维生素 E对肉仔鸡抗热应激的影响[J].中国兽医科技，1998，28（9）：8－10.

9. 胡永奇，张连元，李宏杰等.大鼠肢体缺血/再灌注后NO/ET-1平衡与脑组织氧化损伤关系的研究.陕西医学杂志，2006，1，35（1）：20.

10. 李铁，张席锦.氧自由基在应激性溃疡中的发病学意义.生理学报，1993，45（3）：286

－291.

11. 林海，杜荣.热应激对肉鸡组织过氧化状态的影响[J].动物营养学报，2001，13（2）：30

－32.

12. 刘文菊，乔健，欧德渊等.2 种组胺受体拮抗剂对低温诱发的肉鸡肺动脉高血压的影响[J].畜牧兽医学报，2005，36（4）：407－411.

13. 任泽林,霍启光,卢建军.维生素E研究的新进展[J]. 饲料工业, 1998,19(5):1-5.

14. 石学香. 抗氧化营养素干预大学生抗氧化系统及DNA损伤的影响.[硕士学位论文].山东：青岛大学，2002.

15. 史清河.维生素E对肉品质的改善作用[J].中国饲料, 1999,3:9-12.

16. 宋志宏，高应.沙棘油和维生素E对冷暴露大鼠脂质过氧化物作用的影响[J].营养学报，1995，17：27－31.

17. 王兰芳，林海，杨全明，朱立贤.日粮维生素A水平对免疫接种及热应激下蛋鸡脂质过氧化反应的影响.畜牧兽医学报，2002，33（5）：443－447.

18. 王金宝，孙月平，任慧英等.中药对免疫抑制鸡新城疫血凝抑制抗体影响的研究.中国畜禽传染病，1995，（5）：19－20.

19. 王世富，高美，张伟平等. 乌司他丁对鼠应激性胃溃疡的保护作用.河北医科大学学报，2001，7，22（4）：214－215.

20. 王世若、王兴龙等.现代动物免疫学.吉林科技出版社,1996.9：177－178.

21. 文杰 .维生素 E 与肉品质量（上）（下） [J].国外畜牧科技，1998，25（5）：41－

56

山东农业大学硕士学位论文43，25（6）：41－43

22. 吴定中，张惠勇，邵长荣.川芎平喘合剂对肺心病失代偿期肺动脉高血压和心功能影响[J].云南中医学院学报，2005，28（2）：36－39.

23. 吴易雄.家禽肉质的研究现状.肉品卫生，2001，9：21－23.

24. 许燕，陆任云.应激时几个脏器中氧化和抗氧化作用变化的试验研究.苏州医学院学报，2000，20（12）：1112－1114.

25. 杨本善，徐忠宝. 1989.日粮维生素 E水平对低硒雏鸡体重及代谢的影响[J].东北农业大学学报.(4):12-13.

26. 易中华,桂金凯.影响肉质的营养因素.饲料博览，2000（10）：15－16.

27. 张宝，周玫，陈媛.细胞外超氧化物歧化酶[J].医学综述，2000，6（8）：340－341.

28. 张春善.肉仔鸡日粮中不同锌及维生素 A对生产性能、免疫功能和有关酶及激素的影响[J].动物营养学报，2000，12（3）：57－62.

29. 张海军，呙于明，袁建敏 .共轭亚油酸对肉仔鸡体组成和肉品品质的影响 .中国饲料，2006，18：21－24.

30. 赵保路.氧自由基和天然抗氧化剂.北京：科学出版社，1999.7

31. 郑振玉.最新实验动物实验技术操作规范、手术创新与评价及实验动物全面质量管理实用手册[M].北京：中国医药科技电子出版社，2006.

32. Abe, H. Role of histidine-related compounds as intracellular proton buffering constituents in

vertebrate muscle. Biochem. (Moscow), 2000, 65: 891-900.

33. Altan O, Pabuccuoglu A., Altan A. et al. Effect of heat stress on oxidative stress, lipid peroxidation

and some stress parameters in broilers. British Poultry Science, 2003, Volume 44: 545-550.

34. Ajuyah A.O., Ahn D.H., Hardin R.T.,and Sim J.S.. Dietary antioxidants and storage affect chemical

characteristics of w-3 fatty acid enriched broiler chicken meats.J.Food sci.，1993, 58:43-61.

35. Andrea Ghiselli, Serafini M., Natella F., Scaccini C. Total antioxidant capacity as a tool to assess

redox status: critical view and experimental data.Free Radical Biology & Medicine, 2000,

29(11):1106-1114.

57

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响36. Ashmore C.R, Doerr L., Foster G., and Carroll F.Respiration of mitochondria isolated from dark-

cutting beef. J.Anim.Sci, 1971, 33: 574 -577

37. Barbut S. Colour measurements for evaluating the pale soft exudative (PSE) occurrence in turkey

meat, Food Res.Int, 1993, 26:39-43.

38. Barbut S. Estimates and detection of the PSE problem in young turkey breast meat,

Can.J.Anim.Sci, 1996, 76:455-457.

39. Benzie I F and Strain J J. The ferric reducing ability of plasma (FRAP) as a measure of

“antioxidant power”: the FRAP assay. Ana. Biochem., 1996, 239: 70-76.

40. Benzie I F and Strain J J. Ferric reducing/antioxidant power assay: direct measure of total

antioxidant activity of biological fluids and modified version for simultaneous measurement of

total antioxidant power and ascorbic acid concentration. Methods Enzymol., 1999, 299: 15-27.

41. Berrong SL. and Washburn KW. Effects of genetic variation on total plasma protein, body weight

gains, and body temperature responses to heat stress. Poultry Science.1998, 77:379-385.

42. Beuving G. and Vonder G.M.A. Comparison of the adrenal sensitivity to ACTH of laying hens with

immobilization and the plasma baseline levels of corticosterone.

Gen.Comp.Endocrinol,1986,62:353－358.（Abstract）43. Bottje W.G., Wang S., Kelly F.J., et al. Antioxidant defenses in lung lining fluid of broilers: impact

of poor ventilation conditions [J]. Poult. Sci., 1998, 77: 516-522.

44. Bou R., Grimpa S., Guardiola F., Barroeta A.C., and Codony R.Effects of Various Fat Sources,a-

Tocopherol Acetate,and Ascorbic Acid Supplements on Fatty Acid Composition and a-Tocopherol

Conent in Raw and Vacuum-Packed,Cooked Dark Chicken Meat. Poult. Sci., 2006, 85: 1472-1481.

45. Bowes, SB., Jackson NC., Papachristodoulou, D.Umpleby , AM and Sonksen , PH. Effect of

corticosterone on protein degradation in isolated rat soleus and extensor digitorum longus muscles.

J. Endocrinol, 1996, 148:501-507.

46. Buckley, D. J., P. A. Morrissey, and J. I. Gray. Influence of dietary vitamin E on the oxidative

stability and quality of pig meat. J. Anim. Sci.，1995， 73:3122–3130..

58

山东农业大学硕士学位论文47. Burton, G. W., Traber M. G., Acuff R. V., Walters D. N., Kayden H., Hughes L., and Ingold K. U.

Human plasma and tissue alpha-tocopherol concentrations in response to supplementation with

deuterated natural and synthetic vitamin E. Am. J. Clin. Nutr. ，1998，67:669–684.

48. Campo J. L., Gil M.G., Davila S.G., et al.Effect of lighting stress on fluctuating asymmetry,

heterophil-to-lymphoxyte ratio, and tonic immobility duration in eleven breeds of chickens. Poultry

Science, 2007, 86: 37-45.

49. Cawthon, D.K.Beers and Bottje W.G.. Electron transport chain defect and inefficient respiration

may underlie pulmonary hypertension syndrome (ascites)-associated mitochondrial dysfunction in

broilers. Poultry Science, 2001，80:474-484.

50. Chamblee T.N, Morgan G.W. and Schultz C.D.Effects of following short-term deprivation of feed,

or water, or both on selected physiological parameters for broiler chickens,Poultry

Science,1989,68:1619-1623.

51. Cheng, H.W., Singleton P. and Muir W.M. Social stress in laying hens differential effect of stress

on plasma Dopamine Concentrations and Adrenal Function in Genetically Selected Chickens.

Poultry Science, 2003, 82:192-198.

52. Cherian G.., WolfeS F.W. and J.S.Sim.Dietary oils with added tocopherols: Effects on egg or tissue

tocopherols,fatty acids,and oxidative stability. Poult. Sci., 1996, 75: 423-431.

53. Craig J. V and Craig, J. A. Corticosteroid levels in white leghorn hens as affected by handling,

laying-house environment, and genetic stock. . British Poultry Science, 1985, 64:809-816.

54. Dale NM. and Fuller HL. Effect of diet composition on feed intake and growth of chicks under heat

stress. Ⅱ. Constant vs. cycling temperatures. Poultry Science,.1980,59:1434-1441.

55. Delezie E., Swennen Q., Buyse J., and Decuypere E.The effect of feed withdrawal and crating

density in transit on metabolism and meat quality of broilers at Slaughter weight. Poultry Science,

2007, 86: 1414-1423.

56. Durairj G. and Martin W. The effect of temperature and diet on the fatty acid composition of

Japanese quail.Comp.Biochem.Physiol, 1975, 50B:237-248.

59

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响57. Eid Y Z, Ohtsuka A, Hayashi K. Tea polyphenols reduce glucocorticoid-induced growth inhibition

and oxidative stress in broiler chickens. Br. Poult. Sci., 2003, 44: 127-132.

58. El-Habbak M.M., Abou-El-Soud S.B. and Ebeid T.A. Effect of induced stress by dexamethasone

administration on performance,egg quality and some blood parameters of laying hens.Egyptian

Poultry Science, 2005,25:89-105.

59. Fowles J.R., Fairbrother A., Fix M., Schiller S. and Kerkvliet N.I. Glucocorticoid effects on natural

and humoral immunity in mallards.Developmental Comparative Immunology.1993, 17:165-177.

60. Freeman B.M., Kettlewell P.J., Manning A.C. C., Barry P.S. Stress of transportation for broilers.

Veterinary Rec. 1984, 114(12):286-287.

61. Froning G.W., Babji A.S., Mather F.B. The effect of preslaughter temprature, stress, struggle and

anesthetization on color and textural characteristics of turkey muscle, Poultry Science, 1978, 57:

630-633.

62. Gore, C.J., Hahn A.G., Aughey R.J., Martin D.T., Ashenden M.J., Clark S.A., Garnham A.P.,

Roberts A.D., Slater G.J. and Mckenna M.J. Live high: train low increases muscle buffer capacity

and submaximal cycling efficiency. Acta Physiol Scand, 2001,173, 275-286.

63. Gould N.R. and Siegel H.S. Serum lipoproteins in chickens after administ- ration of

adrenocorticotropin or exposure to high temperature. Poultry Science, 1985, 64: 567－574.

64. Gross W.B. and Siegel P.B.Selective breeding of chickens for corticoster- one response to social

stress.Poult.Sci. 1985,64:2230-2233.

65. Hacina Ain Baziz, Geraert P.A., Padilha J.C.F. and Solange Guillaumin.Chronic heat exposure

enhances fat deposition and modifies muscle and fat partition in broiler carcasses. Poult. Sci., 1996,

75: 505-513.

66. Haggendal J, Jonsson L, Johansson G, Bjurstrom S, Carlsten J, Thoren-Tolling K.Catecholamine

induce free radicals in myocardial cell necrosis on experimental stress on pigs[J]. Acta physiol.

Scand, 1987,131:447-452.

67. Hakkarainen R.V. J., Tyopponen J. T. and S. Gosta Bengtsson. Changes in the content and

60

山东农业大学硕士学位论文composition of vitamin E in damp barley stored in airti- ght bins. J. Sci. Food Agric.，

1983，34:1029–1038.

68. Hangalapura BN, Nieuwland MG, Buyse J, et al. Effect of duration of cold stress on plasma

adrenal and thyroid hormone levels and immune responses in chicken lines divergently selected for

antibody responses. Poultry Science, 2004, 83: 1644-1649.

69. Hartman, S., Taleb, S.A., Geng, T.,et al. Comparison of Plasma Uric Acid Levels in Five Varieties

of the Domestic Turkey, Meleagris gallopavo.Poultry Science,2006,85(10):1791-1794.

70. Hedrick H.B, Aberle E.D., Forrest J.C.,et al.Conversion of muscle to meat and development of

meat quality. Principles of Meat Science, 1989, 95- 122.

71. Iqbal M,Cawthon D,Beers K, et al. Antioxidant enzyme activities and mitochondrial fatty acids in

pulmonary hypertension syndrome(PHS) in broilers [J]. Poult. Sci., 2002, 81: 252-260.

72. Jentzsch A M, Bachmann H, Fürst P, Biesalski H K. Improved analysis of malondialdehyde in

human body fluids. Free Radic. Biol. Med., 1996, 20: 251-256.

73. Kannan G, Heath, J.L., Wabeck, C.J., et al. ffects of crating and transport on stress and meat quality

charicteristics in broilers, Poultry Science,1997,76:523-529.

74. Kannan G., Heath J.L., Wabeck C.J., et al, Elevated plasma corticostrone concentration influence

the onset of rigor mortis and meat color in broilers, Poultry Science,1998,77:322-328.

75. Klandorf H, Probert I L, and Iqbal M. In the defence against hyperglycaemia: an avian strategy [J].

World’s Poult. Sci. J., 1999, 55: 251-268.（Abstract）76. Koelekbeck K.W., Cain J.R.and Amoss M.S.Jr. Corticosterone Sampling of Laying Hens in

Different Management Systems.Poultry Science,1986,65(1):183-185.

77. Koizumi I., Suzuki Y. and Kaneko J.J. Studies on the fatty acid composition of intramuscular lipids

of cattle,pigs and birds. J. Nutr. Sci.Vitaminol.1991,37:545-554. （Abstract）78. Lapenna D, Ciofani G, Pierdomenico S, Giamberardino M A, Cuccurullo F. Reaction conditions

affecting the relationship between thiobarbituric acid reactivity and lipid peroxides in human

plasma. Free Radic. Biol. Med., 2001, 31: 331-335. Lawrie R.A Physiological stress in relation to

61

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响dark-cutting beef. J.Sci.Food.Agric, 1958, 9:721-727.

79. Lawrie R.A. Metabolic stress which affect muscle. The physiology and Biochemistry of Muscle as

Food.1966, 137-164.

80. Lawrie R.A. The eating quality of meat. Meat Science, 1991, 184-224.

81. Lawrie R.A. The conversion of muscle to meat, Lawrie’s Meat Science, 1998, 96-118.

82. Lin H, Decuypere E, Buyse J. Oxidative stress induced by corticosterone adminisration in broiler

chickens(Gallus gallus domesticus)1. Chronic exposure. Comp. Biochem. Physiol. 2004a, B139:

737-744.

83. Lin H, Decuypere E, Buyse J. Oxidative stress induced by corticosterone adminisration in broiler

chickens(Gallus gallus domesticus)2. Short-term. Comp. Biochem. Physiol. 2004b, B139: 745-751.

84. Lin H., S.J. Sui, H.C. Jiao, K.J. Jiang, J.P. Zhao, H. Dong. Effects of diet and stress mimicked by

corticosterone administration on early postmortem muscle metabolism of broiler chickens. Poult.

Sci. 2007, 86:545-554.

85. Lykkerboe G. and Johansen K. Comparative aspects of buffering capacity in muscle. Resp.

Physiol.1975, 25: 353-361.

86. Maccari S., Darnaudery M., Morley-Fletcher S., Zuena A.R., Cinque C. and Van Reeth O. Prenatal

stress and long-term consequences:implications of glucocorticoid hormones.Neuroscience

Biobehavior Reviews. 2003, 27:119-127.

87. Malheiros R. D, Moraes V. M, Collin A. , Decuypere E., Buyse J. Free diet selection by broilers as

influenced by dietary macronutient ratio and corticosterone supplementation. 1. Diet selection,

organ weight, and plasma metabolites. Poult. Sci. 2003, 82, 123-131.

88. Mannion, A.F., Jakeman P.M. and Willan P.L. Determination of human skeletal muscle buffer value

by homogenate technique: method of measurement. J. Appl. Physiol. 1993, 75: 1412-1418.

89. Mashaly M.M., Webb M.L., Youtz S.L., et al. Changes in serum corticosterone concentration of

laying hens as a response to increased population density. Poultry Science, 1984, 63: 2271-2274.

90. Matteri R.L., Carroll J.A., Dyer C.J. 2000: Neuroendocrine responses to stress. Pages 43-76 in The

Biology of Animal Stress, basic principles and implications for animal welfare. G.P. Moberg and

62

山东农业大学硕士学位论文J.A. Mench ed.. CABI Publishing.

91. Maurice D., Lightsey S.F., Toler J.E. and Canty S. Effect of chronic oxid- ative/corticosterone-

induced stress on ascorbic acid metabolism and total antioxidant capacity in chickens(Gallus gallus

domesticus). Journal of An- imal Physiology and Animal Nutrition.2007,91:355-360.

92. Mckee S R and Sams A R. The effect of seasonal heat stress on rigor development and the

incidence of pale,exudative turkey meat,Poultry Science,1997:76；1616－1620.

93. Mckee S.R and Sams A. R. Rigor mortis development at elevated temperature induces pale

exudative turkey meat characteristics, Poultry Science, 1998, 77: 169-174.

94. Monahan E. J.，Buckly D.J., Morrissey P.A.,et al.Effect of dietary a-tocopherol supplementation

on lipid peroxidation.Food Science Nutrition.1991,42:203.

95. Morrissey P.A., Brandon S., Buckley D.J., et al. Tissuecontent of α-toco- pherol and oxidative

stability of broilers receiving dietary α-tocopherol acetate supplement for various periods pre-

slaughter. J. British Poultry Science, 1997, 38: 84-88.

96. Nijdam E., Delezie E., Lambooij E., et al. Comparison of bruises and mortality, stress parameters,

and meat quality in manually and mechanically caught broilers. Poultry Science, 2005, 84: 467-

474.

97. Northcutt J.K., Foegeding E.A. and Edens F.W. Water holding properties of thermally

preconditioned chicken breast and leg meat. Poult. Sci., 1994, 73: 308-316.

98. Ohkawa H, Ohshi N, Yagi K. Assay for lipid peroxides in animal tissues by thiobarbituric acid

reaction. Anal. Biochem., 1979, 95: 351-358.

99. Ohstuka A, Kojima H, Ohtani T, et al. Vitamin E reduces glucocorticoid-induced oxidative stress in

rat skeletal muscle [J]. J. Nutr. Sci. Vitaminnol., 1998(Tokyo), 44: 779-786.

100. Pereira B, Bechara E J, Mendonca J R, et al. Superoxide dismutase, catalase and glutathione

peroxidase activities in the lymphoid organs and skeletal muscles of rats treated with

dexamethasone [J]. Cell Biochem. Funct., 1999, 17: 15-19.

101. Pösö A.R. and Puolanne E. Carbohydrate metabolism in meat animals. Meat Sci. 2005, 70: 423-

63

应激对肉鸡氧化还原状态及肉质的影响434.

102. Puvadolpirod S. and Thaxton J. P. Model of Physiological Stress in Chickens.2.Dosimetry of

Asrenocorticotropin. Poult. Sci., 2000a，79:

370-376.

103. Puvadolpirod S. and Thaxton J. P.Model of Physiological Stress in Chickens.3.Temporal patterns of

responses, Poult. Sci., 2000b, 79: 383-390.

104. Rajashree S and Puvanakrishnan R. Dexamethasone induced alterations in enzymatic and

nonenzymatic antioxidant status in heart and kidney of rats [J]. Mol. Cell Biochem., 1998, 181: 77-

85.

105. Rammouz R. El, Berri C., Le Bihan-Duval E.., Babilé R., Fernandez X. Breed differences in the

biochemical determinism of ultimate pH in breast muscles of broiler chickens--a key role of AMP

deaminase? Poult Sci. 2004, 83:1445-1451.

106. Rosebrough R.W., and Begin J.J. The effect of non-protein energy source and age on the blood

glucose level and the muscle glycogen content of young chicks. Poult. Sci. 1975, 54:1327-1329.

107. Satterlee D. G., Comeaux A. P., Johnson W.A., et al. Influence of exogenous prostaglandin E2 and

stress on circulating corticosterone concentrations in coturnix. Poultry Science, 1989, 68:1289-

1293.

108. Savenije B, Schreurs F.J.G., Winkelman-Goedhart H.A., et al. Effects of feed deprivation and

transport on preslaughter blood metabolism ,early postmortem metabolities,and meat quality.

Poultry Science, 2002, 81:699-708

109. Scheuermann G. N., Bilgili S.F., Hess J.B., Mulvaney D.R. Breast muscle development in

commercial broiler chickens. Poult. Sci.2003, 82, 1648-1658.

110. Selye H. Studies on adaptation. Endocrinology, 1937, 21:169-188.

111. Siegle H.S. Stress, strain and resistance. British Poultry Science, 1995, 36:3-22.

112. Smith C.J.V and Bright-Taylor B. Does a glucostatic mechanism for food intake control exist in

chickens? Poultry Science, 1974, 53:1720-1724.

113. Smith C.J.V. Blood glucose level in young chickens: The influence of light regime, Poultry

64

山东农业大学硕士学位论文Science, 1972, 51:268-273.

114. Stacy A.Livisay. Effect of oxidative stress on histidine containing dip eptides,conjugated linoleic

acid and ɑ-tocopherol in animal and human muscle.Submitted to the Graduate School of the

University of Massachusetts Amherst in partial fulfillment of the requirements for the degree of

DOCTOR OF PHILOSOPHY,September 1999,Food Science.

115. Surai P.F. and Sparks N.H.. Tissue-specific fatty acid and a-tocopherol profiles in male chickens

depending on dietary tuna oil and vitamin E provision. Poult.Sci.2000, 79:1132-1142.

116. Takahashi K, Mashiko T, Akiba Y., et al. Effect of dietary concentration of xylitol growth in male

broiler chicks during immunological stress. Poultry Science, 2000, 79: 737-747.

117. Warriss P.D., Kestin S.C., Brown S.N., and Bevis E.A. Depletion of glycogen reserves in fasting

broiler chickens. Br. Poult. Sci.1988, 29:149-154.

118. Welberg L.A.and Seckl J.R. Prenatal stress, glucocorticoids and the programming of the brain.

Journal of Neuroendocrinology，2001,13：113－128.

119. Weston A.R., Wilson G.R., Noakes T.D. and Myburgh K.H.. Skeletal muscle buffering capacity is

higher in the superficial vastus than in the soleus of spontaneously running rats. Acta Physiol.

Scand, 1996, 157: 211-216.

120. Wood D.F., and Richards J. F. Effect of some antemortem stressors on postmortem aspects of

chicken broiler pectoralis muscle, Poultry Science, 1975, 54:528-531.

121. Yagi K. Assay for blood plasma or serum. Methods Enzymol, 1984, 105: 328-331.

122. Young J.F., Karlsson A.H., and Henckel P. Water-holding capacity in chicken breast muscle is

enhanced by pyruvate and reduced by creatine supplements. Poultry Science, 2004, 83:400-405.

65