bianca fernandes mirra metabolismo energÉtico de polifosfatos … · 2019. 8. 15. · iii mirra,...
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PPG-PRODBIO - Programa de Pós-graduação em Produtos Bioativos e Biociências
BIANCA FERNANDES MIRRA
METABOLISMO ENERGÉTICO DE POLIFOSFATOS MITOCONDRIAIS E SUA
RELAÇÃO COM O ESTRESSE OXIDATIVO EM Tribolium castaneum.
Macaé – RJ
2017
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METABOLISMO ENERGÉTICO DE POLIFOSFATOS MITOCONDRIAIS E
SUA RELAÇÃO COM O ESTRESSE OXIDATIVO EM Tribolium castaneum.
BIANCA FERNANDES MIRRA
Dissertação apresentada a Universidade
Federal do Rio de Janeiro como parte das
exigências para obtenção do título de Mestre
em Produtos Bioativos e Biociências.
ORIENTADOR: Drº. ELDO CAMPOS
CO-ORIENTADOR: Drº. RODRIGO NUNES DA FONSECA
Macaé – RJ
2017
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Mirra, Bianca Fernandes.
Metabolismo energético de Polifosfatos mitocondriais e sua relação com o
estresse oxidativo em Tribolium castaneum/__f.
Dissertação de Mestrado em Produtos Bioativos e Biociências apresentada
a Universidade Federal do Rio de Janeiro, campus Macaé, Professor Aloísio
Teixeira.
Orientador: Eldo Campos
1. Metabolismo de polifosfatos 2. Bioquímica 3. Estresse oxidativo
Co-orientador: Rodrigo Nunes da Fonseca
1. Biologia molecular 2. Biologia Evolutiva do Desenvolvimento
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METABOLISMO ENERGÉTICO DE POLIFOSFATOS MITOCONDRIAIS E SUA
RELAÇÃO COM O ESTRESSE OXIDATIVO EM Tribolium castaneum.
BIANCA FERNANDES MIRRA
Dissertação de Mestrado apresentada ao
Programa de Pós-Graduação em Produtos
Bioativos e Biociências da Universidade
Federal do Rio de Janeiro, campus Macaé,
Professor Aloísio Teixeira, como parte dos
requisitos para a obtenção do título de
Mestre.
Apresentada em 10/11/2017.
COMISSÃO EXAMINADORA:
________________________________________________________
Profª.Drª. Magdalena Rennó
Titular interno (UFRJ/Macaé)
________________________________________________________
Profº.Drª. José Roberto da Silva
Titular interno (UFRJ/Macaé)
________________________________________________________
Profª.Drª. Flávia Borges Mury
Titular externo (UFRJ/Macaé)
________________________________________________________
Prof. Drº. Rodrigo Nunes da Fonseca – LICM / UFRJ - Campus Macaé
(Co-orientador)
_________________________________________________________
Prof. Drº. Eldo Campos – LIBHM / UFRJ – Campus Macaé
(Orientador)
Macaé – RJ
2017
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“Dedico aos meus filhos Pedro e Pietra para nunca esquecerem que todo esforço é
recompensado...”
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AGRADECIMENTOS:
À Deus, por tudo.
Aos meus filhos, que mesmo sem compreender bem, me apoiaram e reconheceram
meus esforços com os estudos.
À minha mãe, por parar a sua vida para me ajudar quando eu mais precisei cuidando
dos meus filhos para que eu pudesse me dedicar aos estudos.
Ao meu pai, por se preocupar comigo.
Aos meus irmãos, pela admiração em lutar pelos meus objetivos.
Aos meus amigos, pela força.
À querida Ana Maria Barzani Ávila, que me direcionou ao universo do mestrado
acreditando que eu seria capaz.
Ao querido João Batista Orozimbo que sempre foi um grande incentivador do meu
crescimento acadêmico me apoiando e demonstrando grande admiração por minha
determinação.
Ao querido Jovenito Tavares pela admiração perceptível e incentivo ao meu
crescimento acadêmico.
À querida Lorena Guimarães Rosa pelo auxílio em língua inglesa sempre me apoiando
e auxiliando quando precisei.
Ao querido Eduardo Ivanissevich da Costa pelo auxílio em toda formatação da minha
dissertação.
Ao meu professor orientador Eldo Campos, pelos ensinamentos científicos, por
acreditar no meu potencial, pela paciência e atenção sempre que precisei. Agradeço
imensamente pela oportunidade de ver meu sonho se tornar realidade pois sem seu
auxílio eu não teria conseguido.
Ao meu professor co-orientador Rodrigo Nunes da Fonseca, pela disponibilidade em
ajudar sempre.
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Ao professor José Roberto da Silva, pelo dom de ensinar, pelo incentivo e pela grande
capacidade de mostrar que tudo dará certo.
Aos meus queridos amigos de laboratório George Domingues, Keity Jaqueline Vilela,
e Bianca Curitiba pela parceria e força em todos, absolutamente todos os momentos
no decorrer do mestrado.
A todos os alunos e funcionários do LIBHM e do NUPEM, em especial a Danielle
Fraga, Otassano Panetto, Carina Oliveira, Lina Lane Ferreira, que se tornaram
grandes amigos. Muito obrigada pela parceria no dia a dia.
Ao técnico José de Souza Lima Júnior pela ajuda para o bom andamento na execução
dos experimentos.
Aos colegas de biotério pelo auxílio na manutenção da colônia.
Aos professores que aceitaram fazer parte das minhas bancas de acompanhamento
Magdalena Rennó e José Roberto da Silva colaborando grandemente para meu
crescimento acadêmico.
À professora Magdalena Rennó que aceitou revisar minha dissertação.
Aos professores que aceitaram fazer parte da minha banca de defesa de mestrado
Magdalena Rennó, Cíntia Monteiro, Flávia Mury, Leonardo Abreu e José Roberto.
À coordenação de pós-graduação em Produtos Bioativos e Biociências, pelo apoio ao
curso.
Às agências de fomento, CAPES, CNPq, e em especial a FAPERJ, pelo financiamento
para este projeto.
Obrigada a todos que contribuíram de alguma forma para a realização deste trabalho.
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“Graças a Deus, por seu dom indescritível”.
2 Coríntios 9:15
https://www.bibliaon.com/versiculo/2_corintios_9_15/
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RESUMO:
O besouro Tribolium castaneum surgiu como um interessante modelo de
estudo relacionado ao desenvolvimento dos artrópodes para investigar questões
biológicas básicas. Polifosfatos inorgânicos são polímeros lineares de ortofosfato
cujos resíduos de fosfato estão unidos por ligações fosfoanidrídicas
termodinamicamente equivalentes a Adenosina trifosfato (ATP), que quando
hidrolisadas, geram energia. As exopolifosfatases (PPX) são consideradas enzimas
regulatórias centrais no metabolismo de PoliP onde atua hidrolisando a cadeia de
PoliP, liberando moléculas de fosfato inorgânico (Pi). As ATPases ou
adenosinatrifosfatases constituem uma classe de enzimas que catalisam a
decomposição do ATP em ADP e um íon de fosfato livre. Nosso trabalho investigou a
enzima Exopolifosfatase mitocondrial (mitoPPX), mostrando que sua atividade é
regulada durante a respiração mitocondrial na presença de ADP + Piruvato. Como
inibidor da cadeia respiratória utilizamos KCN, que foi capaz de inibir a atividade da
mitoPPX durante a respiração mitocondrial, resultado antagonicamente observado
quando o gene da pirofosfatase foi silenciado por RNAi. FCCP como desacoplador da
cadeia respiratória estimulou a atividade da mitoPPX, efeito não observado quando o
gene da pirofosfatase foi silenciado por RNAi. PoliP3 ativou a atividade da F1Fo-
ATPase durante a respiração mitocondrial e também com o gene da pirofosfatase
silenciado por RNAi, já PoliP15 não foi capaz de estimular a atividade da F1Fo-ATPase
tanto com silenciamento quanto sem. Tanto a razão ATP/ADP quanto a razão
NADH/NAD+ influenciaram a atividade da mitoPPX onde quanto maior a concentração
de ATP em relação a ADP e NADH em relação a NAD+, menor foi a atividade.
Analisamos também a influência da Acetil-CoA, mostrando que quanto maior a
concentração, menor a atividade da mitoPPX, resultando completamente distinto
quando avaliamos a influência da Glicose 6-P, que ativou a mitoPPX. Nossos
resultados evidenciaram que a catalase provavelmente é a principal enzima
antioxidante atuando na prevenção de espécies reativas de oxigênio no metabolismo
energético do Tribolium castaneum garantindo assim novas perspectivas na área da
bioenergética mitocondrial e do metabolismo de polifosfatos em artrópodes.
Palavras-chave: mitocôndria, polifosfatos, espécies reativas de oxigênio, Tribolium
castaneum.
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ABSTRACT:
The beetle Tribolium castaneum emerged as an interesting study model related to
the development of arthropods to investigate basic biological issues. Inorganic
polyphosphates are linear orthophosphate polymers whose phosphate residues are
linked by phosphoanhydride bonds thermodynamically equivalent to Adenosine
triphosphate (ATP), which when hydrolyzed, generate energy. Exopolyphosphatases
(PPX) are considered central regulatory enzymes in the metabolism of PolyP where it
acts by hydrolyzing the PolyP chain, releasing inorganic phosphate (Pi) molecules.
ATPases or adenosinetriphosphatase are a class of enzymes that catalyze the
decomposition of ATP into ADP and a free phosphate ion. Our work investigated the
enzyme mitochondrial exopolyphosphatase (mitoPPX), showing that its activity is
regulated during mitochondrial respiration in the presence of ADP + pyruvate. As a
respiratory chain inhibitor we used KCN, which was able to inhibit mitoPPX activity
during mitochondrial respiration, a result that was antagonistically observed when the
pyrophosphatase gene was silenced by RNAi. FCCP as a disruptor of the respiratory
chain stimulated the activity of the mitoPPX, an effect not observed when the
pyrophosphatase gene was silenced by RNAi. PolyP3 activated the F1Fo-ATPase
activity during mitochondrial respiration and also with the silenced pyrophosphatase
gene, since PolyP15 was not able to stimulate F1Fo-ATPase activity with either
silencing or without. Both the ATP / ADP ratio and the NADH / NAD + ratio influenced
the activity of the mitoPPX where the higher the ATP concentration in relation to ADP
and NADH in relation to NAD +, the lower the activity. We also analyzed the influence
of Acetyl-CoA, showing that the higher the concentration, the lower the activity of the
mitoPPX, resulting completely different when we evaluated the influence of Glucose 6-
P, which activated mitoPPX. Our results showed that catalase is probably the main
antioxidant enzyme acting in the prevention of reactive oxygen species in the energy
metabolism of Tribolium castaneum, thus ensuring new perspectives in the area of
mitochondrial bioenergetics and polyphosphate metabolism in arthropods.
Keywords: mitochondria, polyphosphates, reactive oxygen species, Tribolium
castaneum.
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LISTA DE ILUSTRAÇÕES:
Figura 1. Depósito de armazenamento de grãos infestado por insetos-praga........3
Figura 2. Besouro Tribolium castaneum adulto.......................................................4
Figura 3. Fases de desenvolvimento do besouro Tribolium castaneum..................5
Figura 4. Fotomicrografia eletrônica da mitocôndria................................................6
Figura 5. Organização ultraestrutural da mitocôndria..............................................7
Figura 6. Cadeia transportadora de elétrons acoplada ao transporte de prótons....7
Figura 7. Estrutura do Polifosfato linear...................................................................8
Figura 8. Atividade da Exopolifosfatase (PPX) durante a respiração mitocondrial
em besouros adultos...............................................................................................30
Figura 9. Atividade da Exopolifosfatase (PPX) durante a respiração mitocondrial
com o gene da pirofosfatase silenciado por RNAi em besouros adultos................31
Figura 10. Atividade da F1Fo-ATPase no metabolismo mitocondrial utilizando
PoliP3 ......................................................................................................................32
Figura 11. Atividade da F1Fo-ATPase no metabolismo mitocondrial utilizando
PoliP3 com o gene da pirofosfatase silenciado por RNAi.......................................33
Figura 12. Atividade da F1Fo-ATPase no metabolismo mitocondrial utlizando
PoliP15....................................................................................................................34
Figura 13. Atividade da F1Fo-ATPase no metabolismo mitocondrial utilizando
PoliP15 com o gene da pirofosfatase silenciado por RNAi.....................................35
Figura 14. Influência do ATP/ADP na atividade Exopolifosfatásica (PPX)
mitocondrial.............................................................................................................36
Figura 15. Influência do NADH/NAD+ na atividade Exopolifosfatásica (PPX)
mitocondrial.............................................................................................................37
Figura 16. Influência da Acetil-CoA na atividade Exopolifosfatásica (PPX)
mitocondrial.............................................................................................................38
Figura 17. Influência da Glicose 6-fosfato na atividade Exopolifosfatásica (PPX)
mitocondrial.............................................................................................................39
Figura 18. Atividade da enzima Catalase no metabolismo mitocondrial utilizando
PoliP3......................................................................................................................40
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xii
Figura 19. Atividade da enzima Catalase no metabolismo mitocondrial utilizando
PoliP15....................................................................................................................41
Figura 20. Atividade da enzima Glutationa Redutase no metabolismo mitocondrial
utilizando PoliP3......................................................................................................42
Figura 21. Atividade da enzima Glutationa Redutase no metabolismo mitocondrial
utilizando PoliP15....................................................................................................43
Figura 22. Atividade da enzima Superóxido Dismutase no metabolismo mitocon-
drial utilizando PoliP3..............................................................................................44
Figura 23. Atividade da enzima Superóxido Dismutase no metabolismo mitocon-
drial utilizando PoliP15............................................................................................45
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xiii
LISTA DE TABELAS:
Tabela 1. Ocorrência de Polifosfato (PoliP) nas diversas células e tecidos..............10
Tabela 1. Classificação de Exopolifosfatase em Saccharomyces cerevisiae............12
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LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS:
Δψm - Mitochondrial membrane potential
µg – Micrograma
µL – Microlitro
µM – Micromolar
Abs - Absorbância
ADP – Adenosina difosfato
ANOVA – Análise sobre variância
ATPase – Adenosinatrifosfatase
CAT - Catalase
CoA – Coenzima A
DNA – Ácido Desoxirribonucleico
dsRNA – RNA dupla fita
ERO – Espécies Reativas de Oxigênio
FAD - Flavina-adenina-dinucleotideo
FADH2 – Flavina-adenina-dinucleotideo reduzida
FCCP - Carbonil-cianuro-p-trifluorometoxifenilhidrazona
GR – Glutationa redutase
KCN – Cianeto de potássio
mitoCAT – Catalase mitocondrial
mitoGR – Glutationa redutase mitocondrial
mitoPPX – Exopolifosfatase mitocondrial
mitoSOD – Superóxido dismutase mitocondrial
mTOR - Mammalian Target of Rapamycin
NAD+ - Nicotinamida-adenina-dinucleotideo
NADH - Nicotinamida-adenina-dinucleotideo reduzida
Pi – Fosfato inorgânico
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xv
PoliP – Polifosfato inorgânico
PPase - Pirofosfatase
PPi – Pirofosfato inorgânico
PPX – Exopolifosfatase
pH – Potencial hidrogeniônico
RNAi – RNA de interferência
SOD – Superóxido dismutase
TCA - Cycle of Tricarboxylic Acids (Ciclo dos Ácidos Tricarboxílicos)
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SUMÁRIO:
RESUMO............................................................................................................ ix
ABSTRACT ......................................................................................................... x
1.INTRODUÇÃO ................................................................................................ 1
1.1. Danos causados por insetos-praga ............................................................. 1
1.2. O besouro Tribolium castaneum como modelo de estudo .......................... 2
1.3. Mitocôndria....................................................................................................5
1.4. Espécies reativas de oxigênio (ERO’s) e enzimas antioxidantes.... .............9
1.5. Polifosfatos inorgânicos...............................................................................10
1.5.1. Polifosfato - Uma importante biomolécula ............................................. 8
1.5.2. Localização celular de polifosfatos..........................................................9
1.5.3. Principais enzimas no metabolismo de polifosfatos .............................. 9
2.JUSTIFICATIVA ............................................................................................ 22
3.OBJETIVO GERAL ....................................................................................... 23
3.1. Objetivos específicos ................................................................................ 23
4.METODOLOGIA ........................................................................................... 24
4.1. Animais ...................................................................................................... 24
4.2. Isolamento da fração mitocondrial ............................................................. 24
4.3. Preparo da suspensão de mitocôndrias rompidas para determinação de
atividades enzimáticas mitocondriais ............................................................... 25
4.4. Quantificação de fosfato inorgânico (Pi) solúvel ........................................ 25
4.5. Atividade da mitoPPX durante a respiração mitocondrial .......................... 25
4.6. Atividade da F1Fo-ATPase durante a respiração mitocondrial....................26
4.7. Silenciamento gênico da pirofosfatase por dsRNA ................................... 26
4.8. Atividade da enzima antioxidante Catalase mitocondrial .......................... 27
4.9. Atividade da enzima antioxidante Glutationa redutase mitocondrial ......... 27
4.10. Atividade da enzima antioxidante Superóxido dismutase ....................... 27
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xvii
4.11. Análises estatísticas ................................................................................ 28
5.RESULTADOS .............................................................................................. 29
5.1. Atividade da Exopolifosfatase (PPX) durante a respiração mitocondrial em
besouros adultos .............................................................................................. 29
5.2. Atividade da Exopolifosfatase (PPX) durante a respiração mitocondrial com
o gene da pirofosfatase silenciado por RNAi em besouros adultos ................. 30
5.3. Atividade da F1Fo-ATPase no metabolismo mitocondrial utilizando PoliP3
............................................................................................................................31
5.4. Atividade da F1Fo-ATPase no metabolismo mitocondrial utilizando PoliP3
com o gene da pirofosfatase silenciado por RNAi ............................................ 32
5.5. Atividade da F1Fo-ATPase no metabolismo mitocondrial utilizando
PoliP15 ............................................................................................................. 33
5.6. Atividade da F1Fo-ATPase no metabolismo mitocondrial utilizando PoliP15
com o gene da pirofosfatase silenciado por RNAi ............................................ 34
5.7. Influência do ATP/ADP na atividade Exopolifosfatásica (PPX) mitocon-
drial .................................................................................................................. 35
5.8. Influência do NADH/NAD+ na atividade Exopolifosfatásica (PPX) mitocon-
drial .................................................................................................................. 36
5.9. Influência da Acetil-CoA na atividade Exopolifosfatásica (PPX) mitocon-
drial .................................................................................................................. 37
5.10. Influência da Glicose 6-fosfato na atividade Exopolifosfatásica (PPX)
mitocondrial ...................................................................................................... 38
5.11. Atividade da enzima Catalase no metabolismo mitocondrial utilizando
PoliP3................................................................................................................ 39
5.12. Atividade da enzima Catalase no metabolismo mitocondrial utilizando
PoliP15 .............................................................................................................. 41
5.13. Atividade da enzima Glutationa Redutase no metabolismo mitocondrial
utilizando PoliP3 ............................................................................................... 42
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xviii
5.14. Atividade da enzima Glutationa Redutase no metabolismo mitocondrial
utilizando PoliP15 .............................................................................................. 43
5.15. Atividade da enzima Superóxido dismutase no metabolismo mitocondrial
utilizando PoliP3 ............................................................................................... 43
5.16. Atividade da enzima Superóxido dismutase no metabolismo mitocondrial
utilizando PoliP15 .............................................................................................. 44
6.DISCUSSÃO ................................................................................................. 46
7.CONCLUSÕES ............................................................................................. 59
8.REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................. 60
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1
1. INTRODUÇÃO:
1.1. Danos causados por insetos-praga:
Estudos mostram que os danos causados por insetos-praga em grãos
armazenados são imensuráveis e podem causar prejuízos anuais que chegam a US$
77 bilhões, em todo o planeta. Perdas de culturas devido a pragas e doenças são uma
grande ameaça para os rendimentos das famílias rurais e para a segurança alimentar
em todo o mundo (SAVARY e WILLOCQUET, 2014; AVELINO, et al. 2015). Para
alguns autores, a perda de colheitas e a redução do rendimento da cultura definida
tanto em quantidade quanto em qualidade pode ocorrer no campo (pré-colheita) ou
no armazenamento (pós-colheita) devido a fatores bióticos ou abióticos (OERKE,
2006; SAVARY, et al. 2006). Para outros, a perda de culturas também inclui a
diminuição do valor e dos retornos financeiros da safra (NUTTER, et al. 1993).
Os insetos são também responsáveis por propagar doenças entre seres
humanos e animais e causar danos que vão desde a aniquilação de colheitas e
reservas até a devastação de florestas, alterando ecossistemas inteiros e tornando-
os mais frágeis. Um fato ainda mais preocupante é que, em geral insetos praga de
grãos armazenados consomem mais de 40% da produção agrícola, o suficiente para
alimentar um milhão de seres humanos (COURCHAMP, 2016).
A comunidade de insetos no agroecossistema de grãos armazenados consiste
em várias categorias de espécies, como colonizadores primários e secundários,
alimentadores de fungos, predadores e parasitóides (WHITE, 1995). Estas espécies
coexistem e infestam o produto em várias densidades populacionais (ARBOGAST e
THRONE, 1997; ATHANASSIOU, et al. 2005). Assim, em contraste com pragas de
campo onde as medidas de controle de pragas muitas das vezes podem ser
direcionadas para o controle de uma espécie de praga principal, as medidas de
controle de pragas para produtos armazenados duráveis precisam ser selecionadas
para controlar as múltiplas espécies que coexistem nestas mercadorias
(ATHANASSIOU, et al. 2014).
Durante as duas últimas décadas, apenas alguns estudos relacionaram a
coexistência de múltiplas espécies e sua possível incorporação em práticas de
manejo. NANSEN, et al. 2009, examinando grandes conjuntos de dados de amostras
de silos, (benfeitoria destinada ao armazenamento de produtos agrícolas, geralmente
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2
depositados no seu interior sem estarem ensacados - SOARES et al, 2000) em
Kansas, relataram que o número de besouros de farinha Tribolium castaneum
aumentou com o aumento da presença da broca menor de grãos, Rhyzopertha
dominica na mesma unidade de amostragem, mas o número destas duas espécies
estava negativamente correlacionado com a presença do besouro de grão oxidado,
Cryptolestes ferrugineus. Nosso estudo se baseia no metabolismo energético
mitocondrial do besouro de farinha vermelho Tribolium castaneum, inseto praga de
grãos secundário.
1.2. O besouro Tribolium castaneum como modelo de estudo:
O conhecimento do desenvolvimento de artrópodes vetores de doenças e
pragas agrícolas é condição fundamental para estratégias eficazes de controle
populacional. Estudos sobre o metabolismo de artrópodes são na maior parte restritos
ao inseto-modelo Drosophila melanogaster, que possui várias características
peculiares ausentes em grupos filogeneticamente mais basais, como por exemplo, o
besouro Tribolium castaneum, além de outros quelicerados de importância médico-
sanitária (LYNCH, et al. 2009).
Coletivamente conhecidos como besouro vermelho de farinha, várias espécies
de Tribolium e Tenebrio, que pertencem à família Tenebrionidae (escaravelhos pretos)
da ordem Coleoptera, são pragas de grãos armazenados, incluindo milho, farinha e
outros produtos à base de cereais (HUNT, et al. 2007) (Figura 1).
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3
Figura 1. Depósito de armazenamento de grãos infestado por insetos-praga.
Fonte: http://brisado.1apps.com/madagascar/bichoamendoim01.jpg
Os besouros (Coleoptera) são a ordem com a maior riqueza em espécie dentre
os eucariotos, com mais de 350 mil espécies descritas (DALY, 1998). O T. castaneum
(Figura 2) é o único membro da família que apresenta seu genoma sequenciado e
disponível publicamente (RICHARDS, et al. 2008) e é considerado o segundo modelo
de estudo nesta área, tendo a Drosophila melanogaster em primeiro lugar, e, além
disso, possui interesse econômico por ser uma das principais pragas de grãos
armazenados no Brasil (BURCHER, et al. 2002).
Figura 2. Besouro Tribolium castaneum.
Fonte:http://2.bp.blogspot.com/FDSYPQ0ofOk/UOiriTCdNoI/AAAAAAAAAjE/Ff8nSMs73a4/s
1600/tribolium.castaneum.jpg
Segundo LAZZARI e LAZZARI (2009), T. castaneum tem preferência por
farinhas e farelos, mas pode atacar grande variedade de grãos de cereais e rações
animais, especialmente quando estes produtos estiverem com elevado conteúdo de
umidade e/ou quando deterioram pela presença de fungos. Em laboratório,
populações do besouro T. castaneum são mantidas em estufa com farinha de trigo
integral específica não necessitando de suprimento de água.
As fases de desenvolvimento do besouro Tribolium castaneum envolvem ovo,
larva, pupa e adulto (Figura 3). Em relação aos ovos de T. castaneum, estes são
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4
pequenos medindo aproximadamente 0,6x0,3 mm de comprimento, claros e
recobertos por substância viscosa, postos aleatoriamente, sendo que o período de
incubação é de sete dias. Cada fêmea pode ovipositar até 450 ovos, sob condições
ótimas para o desenvolvimento da espécie que são: 32ºC e 70% de umidade relativa
(PUZZI, 1977). Já para BOOTH, et al (1990, apud ELIAS, et al. 2008), a duração de
uma geração pode ser inferior a 20 dias, em condições favoráveis. O ciclo de vida de
T. castaneum é de 30 a 40 dias em condições ótimas de temperatura a 35 ºC e
umidade relativa a 70% (BERNARDO, 2006). A oviposição é efetuada fora dos grãos
e em média de duas a três vezes ao dia em sacarias, fendas ou alimentos (BELCHOL
e TEIXEIRA, 2007). De acordo com GALLO et al (2002) as larvas são branco-
amareladas, cilíndricas, medindo 7mm de comprimento. As pupas estão localizadas
na parte superficial do local atacado, sendo que a espécie T. castaneum possui um
período pupal de 7 a 8 dias. CORRÊA (2008) e ELIAS, et al (2008) descrevem que na
fase adulta pode atingir de 3 a 4 mm de comprimento, possuindo coloração marrom
avermelhada, considerado uma praga secundária.
Figura 3. Fases de desenvolvimento do besouro Tribolium castaneum.
Fonte: https://www.researchgate.net/figure/262436999_fig1_Figura-1-Ciclo-de-vida-del-T-
castaneum-Al-igual-que-otros-insectos-T-castaneum-posee
O sucesso adaptativo dos insetos é notável ocupando virtualmente todos os
ambientes do planeta, e isso só é possível pela grande diversidade de características
como: locomoção, alimentação e reprodução. Essa adaptação é intrigante, nos
levando a investigar melhor o metabolismo energético mitocondrial do inseto Tribolium
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5
castaneum. Estudos anteriores já demonstraram que os polifosfatos encontram-se em
3 compartimentos celulares diferentes (mitocôndria, citoplasma e núcleo) os
polifosfatos apresentam funções distintas nestes compartimentos (CARVALHO et al,
2014). Isso nos leva a conhecer melhor sobre a mitocôndria, organela relacionada ao
metabolismo energético e sua relação com polifosfatos mitocondriais.
1.3. Mitocôndria:
A mitocôndria é uma organela de alta complexidade e extremamente
necessária para a respiração celular. Ela é responsável por realizar um conjunto de
reações químicas através das quais a célula obtém energia para suprir suas
necessidades vitais. Foi descoberta em meados do século XIX, e, durante décadas
sua existência foi então questionada por alguns citologistas. Somente em 1890 foi
demonstrada de modo incontestável a presença de mitocôndrias no citoplasma das
células, sendo descrita por ALTMANN, em 1894, que sugeriu a sua relação com a
oxidação celular. (Figura 4).
Figura 4. Fotomicrografia eletrônica de mitocôndria.
Fonte: http://cientistaonline.wordpress.com/2008/03/01/organelas-i/
Somente em 1946 a mitocôndria finalmente foi reconhecida como a principal
região celular responsável pelo metabolismo energético. Posteriormente, através de
estudos na década de 50 foram sendo descobertas as principais etapas do
metabolismo energético. Tais etapas foram estudadas e desvendadas por um grupo
de pesquisadores atualmente conhecidos, como Warbug, Keilin, Krebs, Kalckar,
Belister e Lehninger (SOUZA, 2005). A mitocôndria possui o seu próprio DNA, que é
http://cientistaonline.wordpress.com/2008/03/01/organelas-i/
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6
distinto do DNA nuclear. Apesar da presença do DNA mitocondrial, a organela realiza
funções dirigidas pelo DNA nuclear, como replicação, transcrição, tradução e reparo.
E é também através de alguns genes nucleares que a mitocôndria se divide e se
prolifera durante o seu desenvolvimento (SOUZA, 2005).
A mitocôndria está presente na maioria dos eucariontes, exceto num grupo de
protistas chamado Archezoa, apesar da análise genômica destes organismos indicar
que podem ter perdido as mitocôndrias ao longo da evolução. Nas células humanas,
a mitocôndria possui funções essenciais como: produção de energia para as
atividades do organismo, atuação na morte celular por apoptose, produção de calor e
contribuição genética a partir do DNA mitocondrial. MARIN-GARCIA e AKHMEDOV,
2016, relatam que quando a estrutura mitocondrial está danificada, a disfunção celular
relacionada à mitocôndria, leva à diminuição da produção de ATP, e o fornecimento
de energia insuficiente promove a apoptose das células do miocárdio, por exemplo.
As células em geral possuem um número variado de mitocôndrias. Algumas
contêm até 10.000 mitocôndrias, tais como as células do músculo estriado e outras
não contém nenhuma mitocôndria, tais como os eritrócitos (hemácias). No organismo
humano, há uma média de 500 a 2.000 mitocôndrias por célula (SOUZA, 2005). A
estrutura de uma mi-tocôndria consiste em duas membranas altamente
especializadas, separadas por um espaço intermembranal revestindo o espaço
interno da matriz. (ALBERTS, et al. 2004) (Figura 5).
Figura 5. Organização ultraestrutural de mitocôndria. Adaptado de Lehninger; Nelson;
Cox, (2004). Formada por estruturas complexas, com duas membranas altamente
especializadas, uma externa e outra interna. A membrana interna apresenta numerosas
dobras, como cristas que aumentam grandemente a sua superfície total. Na matriz estão
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presentes proteínas que formam o complexo enzimático chamado ATP sintase, responsável
por produzir ATP. O espaço intermembranoso e o espaço interno da matriz onde estão
presentes o DNA mitocondrial, os ribossomos mitocondriais, os RNAs e várias enzimas.
Células vivas dependem de um sistema complexo, regulado de maneira
intrincada, de reações químicas que produzem e utilizam energia, chamado
metabolismo, que consiste em dois processos contrastantes, catabolismo e
anabolismo, que juntos constituem as alterações químicas que convertem alimentos
em formas utilizáveis de energia e em moléculas biológicas complexas. Reações
catabólicas são geralmente exergônicas, com a energia liberada geralmente
capturada na formação de ATP.
Durante as reações de oxidação de ácidos graxos e do ciclo dos ácidos
tricarboxílicos (TCA), equivalentes de redução derivados da oxidação de substratos
são transferidos de NAD+ e FAD (formando NADH e FADH2), que são oxidados pela
cadeia de transporte de elétrons, um sistema de transportadores de elétrons
localizado na membrana interna da mitocôndria. Em presença de O2, a cadeia de
transferência de elétrons converte equivalentes de redução em energia utilizável,
como o ATP, por fosforilação oxidativa. A cadeia respiratória possui ainda dois
transportadores de elétrons, ubiquinona e citocromo c. Estes constituintes bem como
o complexo V, ATP sintase, formam o sistema de fosforilação oxidativa (OXPHOS),
que fornece o ATP necessário à célula.
A função global da cadeia respiratória é a oxidação de nicotinamida-adenina-
dinucleotideo reduzida (NADH) e flavina-adenina dinucleotideo reduzida (FADH2),
provenientes de outras vias metabólicas, bem como o transporte de equivalentes
reduzidos ao longo de uma série de transportadores para o aceptor final, o oxigênio
(LEHNINGER e NELSON e COX, 2004).
O fluxo de prótons leva à condensação do ADP e de fosfato inorgânico em ATP
(SARASTE, 1990ª,b; WALLACE, 1999a,b). A ATP sintase é uma enzima
funcionalmente reversível que pode catalisar tanto a síntese quanto a hidrólise de ATP
(SARASTE, 1990ª,b) como podemos observar na Figura 6 analisando a cadeia de
transporte de elétrons.
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Figura 6. Cadeia transportadora de elétrons acoplada ao transporte de prótons.
Fonte: HARVEY e FERRIER (2009).
O gradiente eletroquímico, assim formado pela cadeia transportadora de
elétrons fornece a energia potencial que é usada para direcionar síntese de ATP pela
ATP sintase. Em nossos experimentos utilizamos o cianeto de potássio (KCN) que
inibe o Complexo IV na etapa da citocromo c oxidase responsável por catalisar a etapa
final da cadeia transportadora de elétrons impedindo a transferência de elétrons para
O2. Assim, a inibição do transporte mitocondrial de elétrons resulta em prejuízo da
função geradora de energia da fosforilação oxidativa. Respiração mitocondrial e
produção de energia cessam, e morte celular ocorre rapidamente pois a síntese de
ATP e o fluxo de elétrons estão fortemente acoplados. O acoplamento entre transporte
de elétrons e síntese de ATP pode ser desfeito por certas condições e reagentes
químicos.
1.4. Espécies reativas de oxigênio (ERO’s) e enzimas antioxidantes:
Sendo o oxigênio vital para as atividades celulares, ele é utilizado como aceptor
final de elétrons pelos organismos aeróbicos permitindo elevada produção de energia
na respiração em consequência de seu alto potencial eletroquímico. Entretanto,
devido à sua configuração eletrônica, o oxigênio pode sofrer reduções parciais e levar
à formação de radicais livres, de forma que as Espécies Reativas de Oxigênio (ERO’s)
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estão constantemente presentes nas células eucarióticas. A principal via de
metabolismo do oxigênio no organismo envolve a sua completa redução em água,
incorporando quatro elétrons ao final da cadeia de transporte de elétrons no interior
da mitocôndria. Uma pequena quantidade do oxigênio consumido (2 a 5%) é então
reduzido produzindo uma variedade de substâncias químicas altamente reativas,
denominadas espécies reativas do oxigênio (HALLIWELL e GUTTERIDGE, 1999;
DAMASCENO, et al. 2002).
As ERO’s podem provocar injúria tecidual (KINNULA, et al. 1995) e em altas
concentrações danificar organelas celulares, ácidos nucleicos, lipídeos e proteínas
(VALKO, et al. 2007).
Os principais componentes geradores de ERO’s da cadeia respiratória são os
complexos I e III, sendo que a produção de radicais livres aumenta no caso de um
bloqueio na transferência de elétrons (NICHOLLS e BUDD, 2000; SIPOS e TRETTER
E ADAM-VIZI, 2003a,b). Pode-se citar a produção de superóxido (O2•-) e a de peróxido
de hidrogênio (H2O2) como os principais agentes causadores do estresse oxidativo na
célula. Para contrabalancear a produção de espécies reativas, a mitocôndria possui
sistemas de defesa antioxidantes, como as enzimas manganês superóxido dismutase
(Mn-SOD; EC 1.15.1.1) que possui afinidade por radicais ânion superóxido (O2-) e é
capaz de convertê-los inicialmente a peróxido de hidrogênio (H2O2) e oxigênio (O2) na
presença do H+, catalase (CAT, oxidoredutase; EC1.11.1.6) que catalisa a
degradação de duas moléculas de peróxido de hidrogênio (H2O2) em água (H2O) e
oxigênio (O2), peroxiredoxinas, o sistema glutationa peroxidase/glutationa redutase, a
glutationa reduzida (GSH) na presença de um agente oxidante é oxidada a GSSG e,
novamente reduzida pela ação da glutationa redutase (GR; EC 1.6.4.2) na presença
de NADPH recuperando assim a GSH (FELTON e SUMMERS, 1995; OKADO-
MATSUMOTO e FRIDOVICH, 2001a,b,; DRÖGE, 2002a,b,c; SWITALA e LOEWEN,
2002; FERNANDEZ-CHECA, 2003; JAMES, et al. 2004; KOJO, 2004; VALKO, et al.
2006, 2007; LU, 2009). Se houver ao longo da cadeia respiratória redução do oxigênio
com número menor de elétrons, haverá produção de ERO’s, como o superóxido (O2+
e-→O2-), o peróxido de hidrogênio (O+ e-+ 2H+→H2O2) e a hidroxila (H2O2+ e-→OH
+ OH) (DAMASCENO, et al. 2002; ANDRADE JUNIOR, et al. 2005).
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Sabe-se ainda que a taxa de produção de ERO’s é inversamente proporcional
à disponibilidade de ADP intramitocondrial (KORSHUNOV e SKULACHEV e
STARKOV, 1997; CADENAS e DAVIES, 2000). O desequilíbrio entre ERO e níveis
antioxidantes leva a danos celulares e problemas de saúde (STEER, et al. 2002).
A partir de um balanço entre as defesas antioxidantes e os efeitos tóxicos das
EROs às biomoléculas, os seres vivos conseguem manter o metabolismo e o
funcionamento celular em equilibrio. Porém, em situações específicas, este panorama
pode ser comprometido através do excesso de produção de EROs, falha das defesas
antioxidantes ou ambos, gerando estresse oxidativo. Nas últimas duas décadas tem
havido uma mudança fundamental no conceito sobre o papel de EROS na fisiologia
celular, não sendo unicamente tóxico, especialmente o H2O2 foi reconhecido como
essencial para sobrevivência celular devido a sua função reguladora de uma ampla
gama de eventos, incluindo a regulação gênica, a sinalização celular,
ativação/desativação de proteínas, diferenciação celular e apoptose, entre outros
(BRANDES SCHMITT, et al. 2009; KLOMSIRI, et al. 2011; GANDHI e ABRAMOV,
2012; SOHAL e ORR, 2012). O excesso de produção de ERO’s recentemente tem
efeitos seletivos nas células-tronco e na sua progênie em várias outras configurações,
incluindo linhagens de células neurais e de sangue, geralmente, mas nem sempre,
oposição à manutenção de células-tronco (KOBAYASHI e SUDA, 2011).
Evidências atuais sugerem que a insuficiência mitocondrial e o estresse
oxidativo atuam como atores centrais na patogênese de formas esporádicas e
genéticas da doença de Parkinson (NICKLAS, et al. 1987; SANTOS e CARDOSO,
2012).
O conhecimento dos mecanismos de formação e de regulação dos níveis de
ERO’s in vivo são de fundamental importância para a compreensão de eventos
celulares relacionados ao controle da sobrevivência, da morte e da proliferação celular
e possibilita a geração de outros conhecimentos que podem interferir na modulação
de tais processos, a fim de compreender melhor alguns sistemas biológicos e suas
atividades celulares. Estudos relacionados ao metabolismo mitocondrial do besouro
Tribolium castaneum e a compreensão do envolvimento dos polifosfatos na prevenção
à formação de EROS’s contribuem para esclarecer a relação dos polifosfatos com
mecanismos bioenergéticos mitocondriais e eventos antioxidantes na biologia dos
artrópodes.
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1.5. Polifosfatos inorgânicos:
1.5.1. Polifosfato – Uma importante biomolécula:
Pouco se sabe sobre a síntese ou metabolismo de PoliP em organismos
eucariontes. A levedura Saccharomyces cerevisiae é o único modelo eucariótico em
que a fisiologia do PoliP foi devidamente caracterizada por uma abordagem genética.
PoliP também foi documentado na ameba Dictyostelium discoideum. Sua
presença em amebas foi reconhecida pela primeira vez por extração bioquímica no
início da década de 1970 (GEZELIUS, 1974). Além da levedura, a ameba é o único
outro eucarionte onde a enzimologia da síntese de PoliP havia sido estudada. A
primeira evidência da presença de polifosfatos (PoliP) em células de mamífero data
da década de 70 (GABEL e THOMAS, 1971). No entanto, PoliP também está presente
em archaea (ORELL, et al. 2012), eucariontes (LANDER, 2013) e células humanas
(RUIZ, et al. 2004). Independentemente da sua origem, o polifosfato inorgânico está
presente nos organismos vivos e precisa ser ainda mais estudado afim de elucidar
questões relacionadas à bioquímica desse polímero.
Por ser um composto energético e estruturalmente mais simples que o ATP, o
PoliP é considerado um precursor do ATP na evolução bioquímica (HAROLD, 1966;
KULAEV, et al. 1999). A função do polifosfato como reserva de Pi é bem caracterizada
em procariontes e também em eucariontes inferiores (KULAEV, 1975; KULAEV e
VAGABOV, 1983; KORNBERG, 1995). O fosfato inorgânico é, portanto, essencial
para todos os organismos, sendo requerido para vários processos metabólicos, tais
como: biossíntese de ácidos nucléicos e fosfolipídeos, metabolismo energético e
transdução de sinal. Sendo assim, os organismos precisaram desenvolver um
eficiente mecanismo regulatório para a sua aquisição, reserva e utilização. Uma
importante conquista dos últimos anos foi a descoberta de conjuntos não-idênticos de
enzimas do metabolismo de polifosfatos em diferentes organelas das células
eucarióticas obtidos, principalmente, em levedura (KULAEV e KULAKOVSKAYA,
2000; LICHKO, et al. 2003). A importância de se manter um nível baixo e constante
de Pi nas células é relevante por diversos motivos, como: a concentração de Pi ser
conhecidamente um importante fator de controle de processos bioquímicos; a
acumulação de quantidades significantes de Pi em células poder resultar em uma
mudança considerável da sua pressão osmótica e no seu pH; além do Pi livre em altas
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concentrações ser tóxico para as células (SMIRNOV, et al. 2002a, b; KULAEV, et al.
2004).
Enzimas chave do metabolismo energético são amplamente conservadas entre
as espécies, mas estas podem apresentar peculiaridades. Tais enzimas e o polifosfato
são moléculas de essencial importância em inúmeros eventos e fenômenos celulares.
Dessa forma, estudos direcionados para a identificação, localização e mapeamento
dessas moléculas permitirão um maior entendimento sobre inúmeros eventos
biológicos, não apenas ao nível ultraestrutural, bem como, ao nível bioquímico e
fisiológico (KULAEV, et al. 2004). Dessa forma, este trabalho vem investigar
peculiaridades importantes no metabolismo de polifosfatos do besouro Tribolium
castaneum, que vem sendo estabelecido como um eficiente e poderoso modelo de
estudos (BENTON e PAVLOPOULOS, 2014). A vasta ocorrência de polifosfatos e sua
multifuncionalidade indicam que muitas importantes funções em distintos organismos
ainda estão por serem descobertas possibilitando a ampliação do conhecimento da
bio-energética celular e mitocondrial.
O Polifosfato (Poli P) é um polímero linear formado por resíduos de ortofosfato
ou fósforo inorgânico, unidos por ligações fosfoanidrídicas, termodinamicamente
equivalentes ao fosfato de alta energia do Trifosfato de Adenosina (ATP), que formam
estruturas não ramificadas quando hidrolisadas, gerando energia (HAROLD, 1966)
(Figura 7). Análises demonstraram que a ligação P-O-P de polifosfatos quando
hidrolisada libera energia equivalente à quantidade de energia liberada na hidrólise do
grupo fosfato terminal do ATP, aproximadamente 10 Kcal/mol (KULAEV, et al. 2004).
O valor do grau de polimerização (n) para o resíduo PO3- pode variar entre 2 e 300,
quando obtidos de forma sintética (VAN WAZER e CALLIS, 1955; VAN WAZER, 1958)
ou ainda na natureza podem ser encontrados polifosfatos cujo n pode chegar a 106
(KULAEV, et al. 2000; KULAEV e KULAKOVSKAYA, 2000), ou seja, n pode variar de
poucos a várias centenas, dependendo da origem, localização celular e do estado
metabólico (RAO, et al. 2009).
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Figura 7. Estrutura do polifosfato linear onde M pode ser um H+ ou um cátion metálico
Fonte: KULAEV, et al. 2004.
Polifosfatos inorgânicos foram identificados no século passado. Em seu
primeiro relato há mais de 100 anos, LIEBERMAN (1888) encontrou polímeros de
polifosfatos de cadeia longa em leveduras, chamados de metafosfatos e,
posteriormente foram identificados como grânulos metacromáticos em
microrganismos primitivos (KORNBERG, 1999).
Dentre suas diversas funções, polifosfatos e as enzimas de seu metabolismo
estão diretamente ligados a processos patogênicos causados por bactérias (RAO et
al., 2009), protozoários (KULAEV e VAGABOV, 1983) e outros microrganismos, sendo
provado que estes compostos ocorrem em representantes de todos os reinos de
organismos vivos, incluindo os animais superiores. Dessa forma, tornou-se notório
que polifosfatos são necessários para a maioria dos seres vivos, em diferentes
estágios de evolução (HAROLD, 1966). As funções dos polifosfatos na mitocôndria
estão associadas com a fosforilação oxidativa e com a síntese de ATP (ABRAMOV,
et al. 2007; KULAKOVSKAYA, et al. 2010). Já foi estabelecido também que PoliP
serve como reserva de fosfato inorgânico para o metabolismo celular e crescimento
(KULAEV, et al. 2004; LEMERCIER, et al. 2004), especialmente em procariotos e
eucariotos inferiores, além de contribuir para reserva de energia (BEAUVOIT, et al.
1991; KULAEV, et al. 1999).
Inicialmente, os polifosfatos foram considerados como “fóssil molecular” ou
somente como reserva de fósforo e de energia para a sobrevivência de organismos
em condições severas. Evolutivamente, alguns autores sugerem que os polifosfatos
tenham tido origem abiótica (WEST e PONNAMPERUMA, 1970; YAMAGATA, et al.
1991). A vasta ocorrência e multifuncionalidade do polifosfatos inorgânicos indicam
que muitas importantes funções em distintos organismos ainda estão por serem
descobertas possibilitando, neste caso, a ampliação do conhecimento da bio-
energética celular e do metabolismo energético em artrópodes.
Diante de inúmeras evidências de pesquisas mostrando o papel dos PoliP, o
conhecimento deste polímero e de suas enzimas no metabolismo energético do
Tribolium castaneum se mostra ainda mais relevante. Este estudo, portanto, trata da
hipótese de polifosfatos de diferentes tamanhos estarem simultaneamente envolvidos
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no suporte energético do T. castaneum e atuando na prevenção a danos oxidativos
durante o seu desenvolvimento, abrindo novas perspectivas para esta área do
conhecimento da bioenergética mitocondrial em artrópodes.
1.5.2. Localização celular de Polifosfatos:
PoliP são biopolímeros multifuncionais, com localizações em diferentes
compartimentos (Tabela 1) e múltiplas funções nas células vivas, as quais foram
mudando e sofrendo adaptações durante o processo de evolução, desde procariotos
a eucariotos inferiores e superiores (KULAEV, et al. 1999). Para os procariotos, as
principais funções de PoliP estão relacionadas à reserva de fosfato e fonte de energia,
enquanto que nos eucariotos predominam as funções reguladoras. Com isso, há
diferenças marcantes entre os grupos de organismos com relação às enzimas do
metabolismo do polifosfato (KULAEV e KULAKOVSKAYA, 2000; KULAEV, et al.
2000).
Tabela 1. Ocorrência de Polifosfato (PoliP) nas diversas células e tecidos
Fonte: KORNBERG, et al. (1999). Os níveis de PoliP variam dependendo do estado
metabólico da célula. Os valores dessa tabela foram obtidos sob condições metabólicas e são
úteis somente para ilustração.
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1.5.3. Principais enzimas no metabolismo de Polifosfatos:
As exopolifosfatases (PPX) são consideradas as enzimas regulatórias centrais
do metabolismo de PoliP (KULAEV, et al. 2000) e foram identificadas principalmente
em diferentes organelas de levedura, como mostra a Tabela 2. A isoforma de PPX
encontrada no compartimento nuclear tem sido relacionada com a regulação gênica,
e no compartimento mitocondrial com a bio-energética celular (KULAEV e
KULAKOVSKAYA, 2000; LICHKO, et al. 2003).
Tabela 2. Classificação de Exopolifosfatase em S. cerevisiae
Fonte: LICHKO et al (2003).
Esta enzima está presente em procariotos e eucariotos, onde atua hidrolisando
a cadeia de PoliP desde sua extremidade para o interior, liberando moléculas de
fosfato inorgânico (Pi) (KULAEV, et al. 2004; UGOCHUKWU, et al. 2007).
As enzimas do metabolismo de PoliP são bastante estudadas em bactérias e
leveduras. Em Sacaromyces cerevisae, a exopolifosfatase (PPX, EC 3.6.1.11),
apresenta 4 isoformas. O subfracionamento mitocondrial de S. cerevisiae revelou que
tanto a preparação de membrana quanto a de fração solúvel possuem atividade de
exopolifosfatase em igual proporção (LICHKO, et al. 1998). CAMPOS, et al (2007),
descreveram a atividade de exopoliposfatases mitocondriais moduladas pela
demanda de fosfato em embriões do carrapato Rhipicephalus (Boophilus) microplus.
Em 2008, CAMPOS, et al., também demonstraram a presença de isoformas de PPX
no núcleo e na mitocôndria com distinta dependência de metais, sensibilidade de
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inativação e ativação. Já em 2011, o mesmo grupo relatou uma exopoliposfatase de
membrana mitocondrial sendo modulada e desempenhando uma função no
metabolismo energético de embriões de Rhipicephalus (Boophilus) microplus.
Diferentes grupos de enzimas participam do metabolismo de PoliP, levando a
manutenção de um equilíbrio dinâmico entre síntese e degradação, de forma que
qualquer interferência nesse balanço pode resultar em um acúmulo ou mesmo na
degradação total deste poliânion pela célula (BROWN e KORNBERG, 2008).
Os polifosfatos inorgânicos podem ser divididos em dois grupos: pirofosfatos
(PPi) e polifosfatos (PoliP) de alto peso molecular.
Os Pirofosfatos foram descobertos pela primeira vez em tecidos de animais
(KAY, 1928) sendo sugeridose como antecessores da ATP e como alternativa para
fornecer energia para algumas células (PEREZ-CASTIÑEIRA, et al. 2001). A
pirofosfatase inorgânica (PPase) é uma hidrolase dependente de metal, que catalisa
a hidrólise de moléculas de pirofosfato (PPi) produzindo ortofosfato (Pi) (MACHADO
e NOME, 1999). Sendo assim, PPases catalisam a reação de transferência de fosfato
mais simples possível, a hidrólise do pirofosfato simétrico (PPi) em duas moléculas de
fosfato inorgânico (Pi) (TOMMI, et al. 2013), numa reação altamente exergônica, ou
seja, com grande liberação de energia.
As PPases atuam controlando as concentrações de PPi intracelular, além de
balancear termodinamicamente reações de síntese de DNA, RNA, hormônios e
proteínas, reações biossinteticamente desfavoráveis (KORNBERG, 1962).
Acreditava-se que apesar da similaridade entre as enzimas, as afinidades por
seus substratos eram bem distintas, sendo que a exopolifosfatase parecia não
hidrolisar pirofosfatos e a pirofosfatase parecia ter apenas uma pequena atividade
para polifosfatos (LORENZ, et al. 1994; PARFENYEV, et al. 2001). Os pirofosfatos,
bem como as enzimas relacionadas ao seu metabolismo vêm sendo desde então
criteriosamente estudados (KULAEV, et al. 2004). Pirofosfatases solúveis sãos
essenciais para reações metabólicas de bactérias e leveduras CHEN, et al (1990) e
LUNDIN, et al (1991). Entretanto, pesquisas recentes têm demonstrado uma possível
atuação da pirofosfatase no metabolismo de polifosfatos (COSTA, 2013). CARVALHO
et al., (2015), descreveram uma pirofosfatase solúvel sendo essencial para a
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oogênese e necessária para o metabolismo de polifosfatos no besouro (Tribolium
castaneum).
As ATPases ou adenosinotrifosfatases constituem uma classe de enzimas que
catalisam a decomposição do trifosfato de adenosina (ATP) em adenosina difosfato
(ADP) e um íon de fosfato livre (GEIDER e HOFMANN-BERLING, 1981; KIELLEY,
1961; MARTIN e SENIOR, 1980; NJUS, et al. 1981; RILEY e PETERS, 1981; TJIAN,
1981). A ATP sintase é uma enzima funcionalmente reversível que pode catalisar
tanto a síntese quanto a hidrólise de ATP (SARASTE, 1990ª,b) e emprega um
mecanismo rotativo intrigante para a geração de ATP de ADP e Pi, usando energia
armazenada em um gradiente de prótons transmembranar. O fluxo de prótons leva à
condensação do ADP e de fosfato inorgânico em ATP (SARASTE, 1990a,b;
WALLACE, 1999a,b). É composta por dois componentes separáveis: F1 (fator 1) e Fo
(fator que confere sensibilidade à oligomicina) funcionando como motor molecular
reversível composto por duas partes: uma turbina de prótons (dentro de Fo) e uma
máquina molecular (F1) que usa energia rotacional para formar ATP a partir de ADP
e fosfato.
MICHELANGELO, 2008, relata que quando a respiração mitocondrial é
comprometida, a F1Fo-ATPsintase investe e consome ATP, servindo para manter o
potencial da membrana mitocondrial (Δψm).
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2. JUSTIFICATIVA:
O estudo do metabolismo de polifosfatos em Tribolium castaneum é estratégico
para ampliar o conhecimento da bioenergética mitocondrial em artrópodes, indivíduos
que são desenvolvidos em um sistema fechado, quase autossuficiente, como é o caso
dos artrópodes, répteis e aves – onde a quantidade de energia e nutrientes é limitada
e possuem seu metabolismo energético fortemente regulado (ROMBOUGH, 2011). A
possível confirmação da hipótese do envolvimento de polifosfatos na prevenção da
formação de espécies reativas de oxigênio seria de grande significância não somente
para o campo de estudo dos polifosfatos, mas para a bioenergética mitocondrial em
geral, abrindo novas perspectivas para esta área do conhecimento, podendo inclusive
ser uma alternativa para controle, tal qual já é feito atualmente para microorganismos.
Existe um crescente interesse na pesquisa de funções e características de
polifosfatos em eucariontes superiores (KULAEV, et al. 1999, 2000; PAVLOV, et al.
2010). Nosso estudo permitirá conhecer e analisar o possível papel dos polifosfatos
mitocondriais no suporte energético do Tribolium castaneum bem como a prevenção
a Espécies Reativas de Oxigênio através de algumas das enzimas antioxidantes
presentes no metabolismo desse artrópode.
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3. OBJETIVO GERAL:
Conhecer o metabolismo mitocondrial dos polifosfatos e sua possível relação
com o suporte energético e no combate às espécies reativas de oxigênio do besouro
adulto Tribolium castaneum.
3.1. Objetivos Específicos:
Analisar o possível papel dos polifosfatos mitocondriais no suporte energético
do besouro Tribolium castaneum:
• Determinar a atividade da exopolifosfatase durante a respiração mitocondrial;
• Analisar a possível influência do ADP/ATP, NAD+/NADH, Glicose 6-fosfato e
Acetil-CoA nas atividades exopolifosfatásicas mitocondriais;
• Determinar se a exopolifosfatase mitocondrial é estimulada pelo gradiente de
prótons e/ou fluxo de elétrons;
• Determinar a influência dos polifosfatos na atividade da F1Fo-ATPase.
Analisar a relação entre os metabolismos de pirofosfatos e polifosfatos e sua
possível relação com a atividade mitocondrial:
• Determinar a atividade da exopolifosfatase durante a respiração mitocondrial
em besouros silenciados para o gene da pirofosfatase;
• Determinar a influência dos polifosfatos na atividade da F1Fo-ATPase em
besouros silenciados para o gene da pirofosfatase.
Determinar os efeitos do polifosfato de cadeia curta e longa sobre as atividades
das enzimas antioxidantes: Catalase, Glutationa redutase, Superóxido
dismutase.
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4. METODOLOGIA:
4.1. Animais:
Besouros da espécie Tribolium castaneum em todas as suas fases de vida
foram cultivados em colônias e mantidos no Laboratório Integrado de Bioquímica
Hatsaburo Masuda (LIBHM) em estufa a temperatura de 30°C. Para alimentação e
manutenção de todos os ciclos de vida dos besouros os mesmos foram mantidos em
farinha de trigo estéril. As colônias foram mantidas em caixas plásticas de
aproximadamente 15x15 cm, segregadas por fases do ciclo de vida – ovo, larva, pupa
e adulto – sendo estes últimos separados por tempo de vida, em meses. Para o
processo de esterilização, a farinha é mantida no freezer a -20°C durante 24h e então
é colocada em estufa a 50°C por outras 24h. Antes de ser adicionada às colônias, a
farinha é peneirada em malhas de 710 μM, sendo esta farinha trocada semanalmente,
juntamente com a troca das caixas plásticas por outras limpas. A farinha retirada das
colônias, bem como os animais mortos são descartados. Pupas foram segregadas por
gênero, diferenciação facilmente identificada por análise morfológica, e
acondicionadas a fim de que as fêmeas adultas recebessem a injeção de dsRNA para
pirofosfatase.
4.2. Isolamento da fração mitocondrial:
Foram utilizados 500 mg de besouros adultos que foram macerados e
homogeneizados em 3 mL de tampão de isolamento Tris-HCl 50 mM, pH 7,2 contendo
sacarose 0,5 M, MgCl2 20 mM, inibidores de protease como a leupeptina 10 μM e a
pepstatina 1 μM, EGTA 10 mM e albumina livre de ácidos graxos 1%. O homogenato
foi mantido a 4 °C e após centrifugado a 200 x g por 5 minutos a 4°C, o precipitado foi
descartado e o sobrenadante formado adicionado em novo tubo e centrifugado a 2000
x g por 10 minutos a 4° C. Após esta segunda centrifugação, o precipitado foi
descartado e o sobrenadante formado adicionado em novo tubo e então foi novamente
centrifugado a 8000 x g por 15 minutos a 4° C. Nesta etapa, o sobrenadante formado
foi descartado e o precipitado contendo a porção mitocondrial foi reservado e utilizado.
(CAMPOS, et al. 2007).
file:///C:/Users/Bianca/Documents/Tese%20Mestrado.docx%23_ENREF_5
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4.3. Preparo da suspensão de mitocôndrias rompidas para determinação de
atividades enzimáticas mitocondriais:
Para determinar o perfil de atividade enzimática e os efeitos do polifosfato de
cadeia curta (Poli P3) e de cadeia longa (Poli P15) as mitocôndrias foram isoladas e
congeladas em nitrogênio líquido até o momento do seu uso. Para as enzimas
catalase, glutationa redutase e superóxido dismutase as amostras mitocondriais foram
rompidas por sonicação ultrasônica usando o equipamento UNIQUE modelo DES500
(todas as amostras mitocondriais foram mantidas em gelo e sonicadas por 3 vezes
usando a potência máxima durante 30 segundos com intervalo de 1 minuto) e
mantidas em banho de gelo durante o tempo dos ensaios. A partir dos maiores níveis
de atividade de cada enzima foram avaliadas a influência dos polifosfatos nas
concentrações de 5, 10 e 20 µM. Todas as atividades foram determinadas
espectrofotometricamente utilizando o espectrofotômetro Shimadzu UV.
4.4. Quantificação de fosfato inorgânico (Pi) liberado:
O fosfato inorgânico foi quantificado nas amostras das frações mitocondriais.
50 μL das amostras das frações mitocondriais obtidas conforme item 4.2 foram
acrescidas do mesmo volume de tampão Tris-HCl 50 mM, pH 7,2 contendo sacarose
0,5 M, MgCl2 20 mM. O Pi solúvel foi quantificado espectrofotometricamente
adicionando-se molibdato de amônio 0,5%, ácido sulfúrico 0,35 M, SDS 0,5 M e ácido
ascórbico 10% de acordo com o método de FISKE e SUBBAROW (1925). A
absorbância foi medida a 750 nm.
4.5. Atividade da mitoPPX durante a respiração mitocondrial:
A atividade exopolifosfatásica foi avaliada de acordo com CAMPOS e
colaboradores (2007). O ortofosfato liberado da reação foi quantificado de acordo
com FISKE e SUBBAROW (1927). Para avaliar o envolvimento dos polifosfatos com
a demanda energética, foi visto a influência de quantidades fisiológicas de ATP/ADP,
NADH/NAD+, Glicose 6-fosfato e Acetil-CoA na atividade exopolifosfatásica
mitocondrial. Para avaliar se o gradiente de prótons ou o fluxo de elétrons também
participa da regulação da exopolifosfatase mitocondrial foi analisada a atividade
durante a respiração mitocondrial utilizando piruvato e ADP como substratos oxidáveis
a 280C em 150 μL de meio de incubação com 0,5 mg de mitocôndria considerando a
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quantidade de proteínas em mg/mL. O meio de reação contém PoliP3 ou 15, EGTA 1
mM, MgCl2 5 mM, piruvato 3 mM e ADP 0,2 mM em Tris-HCl 50 mM com pH 7,4. Foi
usado KCN 5 mM como inibidor da cadeia respiratória e FCCP como desacoplador
(PESTOV, et al. 2004). O Pi formado durante a reação foi determinado
espectrofotometricamente adicionando molibdato de amônio 0,5 %, ácido sulfúrico
0,35 M, SDS 0,5 M e ácido ascórbico 10 %. A absorbância foi medida a 750 nm após
15 minutos de incubação. Foi definido como 1 unidade de atividade enzimática a
quantidade de enzima capaz de liberar 1 μmol de Pi por minuto.
4.6. Atividade da F1Fo-ATPase durante a respiração mitocondrial:
A atividade da F1Fo-ATPase foi determinada espectrofotometricamente de
acordo com LI e NEUFELD (2001). O ensaio foi realizado a 30º C em uma reação
contendo Tris-HCl 100 mM, pH 8,0, MgSO4 2 mM, KCl 100 mM e ATP 2 mM. Foi
definido como 1 unidade de atividade enzimática a quantidade de enzima capaz de
liberar 1 µmol de Pi por minuto.
4.7. Silenciamento gênico da pirofosfatase por dsRNA:
O RNA dupla fita (dsRNA) foi produzido in vitro utilizando o kit Megascript T7
(Ambion Cat. No. AM1333M). A sequência molde para transcrição in vitro do gene da
pirofosfatase foi amplificada a partir do cDNA contendo adaptadores para primers com
sequências promotoras para T7 RNA polimerase. De acordo com a metodologia
publicada, RNAi parental foi realizado injetando-se a fêmea adulta (VAN DER ZEE, et
al. 2006). Para este procedimento, fêmeas sexualmente maduras do besouro foram
colocadas em placas de Petri sobre o gelo e resfriadas por 10 minutos para ficarem
anestesiadas. Usando-se uma pinça, o tórax do animal foi pressionado até que o
abdômen e genitália fossem expostos, possibilitando que o dsRNA do gene da
pirofosfatase fosse injetado na lateral do abdômen em uma concentração de 1 μg/μL.
Besouros adultos foram submetidos aos processos de fracionamento celular e usados
para análises de atividades enzimáticas, quantificação de proteínas e quantificação
de PoliP.
4.8. Atividade da enzima antioxidante Catalase mitocondrial:
A catalase é uma proteína que catalisa a decomposição de peróxido de
hidrogênio a oxigênio e água. Sua atividade é determinada pela velocidade de
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consumo de H2O2 nos primeiros 5 minutos de reação a 240 nm. Cada reação terá a
fração mitocondrial com 30 μg de proteína incubada em meio 50 mM, Tris-HCl, pH 7,4
contendo MgCl2 20 mM a 37 °C por 10 minutos e como substrato iniciador utiliza-se
3,6 % de H2O2 em volume final de 1 mL (SANTIAGO, et al. 2008).
4.9. Atividade da enzima antioxidante Glutationa Redutase Mitocondrial:
Ao utilizar o seu substrato a glutationa oxidase (GSSG), a enzima mitoGR
consome NADPH, o processo que consome NADPH é determinado a 340 nm. A
velocidade de consumo de NADPH em condições de saturação expressa a atividade
enzimática. Desta velocidade é descontada a reação basal de consumo de NADPH
obtido pela leitura do ensaio enzimático sem a presença do substrato (GSSG). O
ensaio enzimático é acompanhado durante 5 minutos no espectrofotômetro. A reação
contém tampão fosfato de sódio 100 mM, pH 7,0, EDTA 1mM, 1 mM, NADPH 0,1 mM
e 30 μg de proteína mitocondrial em volume final de 1 mL incubados a 37 °C por 10
minutos e como substrato iniciador utiliza-se 1 mM GSSG (MIZUNO, 1984).
4.10. Atividade da enzima antioxidante Superóxido dismutase:
Determinada na fração mitocondrial em meio de reação contendo tampão
fosfato de sódio pH 7,4 - 50 mM, 13 mM metionina, azul p-nitro tetrazólico (NBT) 75
µM, ácido etilenodiaminotetraacético (EDTA) 100 mM, riboflavina 2 µM, 30 μg de
proteína mitocondrial em volume final de 1 mL e este meio foi mantido protegido da
exposição a luz (DEL LONGO, et al. 1993). A reação foi conduzida a 25°C numa
câmara de reação sob a iluminação de uma lâmpada fluorescente de 15 W. A reação
foi iniciada com a exposição da reação a lâmpada fluorescente por 10 minutos e
interrompida com seu desligamento. A fotorredução do NBT resulta na formação do
formazana azul que foi medido pelo incremento da absorbância a 560 nm
(GIANNOPOLITIS e RIES, 1977), sendo subtraída de um “branco”, no qual a mistura
de reação foi mantida no escuro por 10 minutos. A fotorredução total (100%) do NBT
foi acompanhada e determinada a leitura a 560 nm utilizando um meio sem presença
da amostra mitocondrial. Uma unidade de SOD foi definida como a quantidade de
enzima necessária para inibir 50% a fotorredução do NBT (BEAUCHAMP e
FRIDOVICH, 1971).
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4.11. Análises Estatísticas:
Os resultados foram apresentados como média ± desvio padrão de três
experimentos independentes em triplicata. Para a análise estatística foi utilizado one
way ANOVA seguido de pós teste de Tukey para comparações múltiplas através do
programa GraphPad Prism 5.03. A significância foi estabelecida em p < 0,05 (*) e p <
0,001 (**).
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25
5. RESULTADOS:
5.1.Atividade da Exopolifosfatase (PPX) durante a respiração mitocondrial em
besouros adultos:
Como experimento inicial, analisamos a atividade da enzima Exopolifosfatase
mitocondrial (mitoPPX) em besouros adultos de Tribolium castaneum, onde foi
avaliado o papel dessa enzima durante a respiração mitocondrial sendo o controle
representando a atividade basal da mitoPPX, utilizando o PoliP3 (5 mM) como fonte
de Pi. Com a adição de Piruvato (3 mM) e o aceptor de fosfato Adenosina Difosfato
(ADP), (0,2 mM) a atividade da mitoPPX foi maior quando comparada ao controle,
tendo como substrato o polifosfato de cadeia curta, PoliP3. Pode-se perceber que com
adição de ADP e Piruvato ocorreu aumento da atividade de mitoPPX, indicando que
esta enzima é estimulada durante o estado 3. Com o propósito de observar se haveria
inibição da cadeia transportadora de elétrons, foi usado cianeto de potássio (KCN)
como inibidor, onde verificamos que houve inibição da atividade enzimática. Já
utilizando o FCCP como desacoplador da cadeia respiratória, houve um aumento em
sua atividade sugerindo que a mitoPPX mitocondrial poderia ser modulada pelo fluxo
de elétrons (Figura 8).
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26
Atividade da mitoPPX:
Figura 8. Análise da atividade da exopolifosfatase mitocondrial (mitoPPX) durante a
respiração mitocondrial em T. castaneum adultos. Em amostras de mitocôndrias ativas
com estímulo da respiração onde controle sem adição de Piruvato + ADP, KCN e FCCP
avaliamos a atividade da mitoPPX basal. Com a adição de Piruvato (3 mM) + ADP (0,2 mM).
KCN foi utilizado como inibidor da cadeia respiratória e FCCP como desacoplador. Como
substrato da enzima foi utilizado PoliP3 (5 mM). Os dados expressam a média ± desvio padrão
de 3 ensaios independentes em triplicata. A significância foi estabelecida em p < 0,05 (*) e p
< 0,001 (**).
5.2.Atividade da Exopolifosfatase (PPX) durante a respiração mitocondrial com
o gene da pirofosfatase silenciado por RNAi em besouros adultos:
Realizamos então o mesmo experimento, porém agora com silenciamento do
gene da pirofosfatase através da técnica de RNA de interferência. Nesse experimento
onde houve o silenciamento, a ativação da respiração mitocondrial por ADP e Piruvato
não alterou a atividade da mitoPPX, bem como a adição de KCN e FCCP, indicando
que o fluxo de elétrons também não foi capaz de regular atividade da mitoPPX,
-
27
(Figura 9). Esse resultado foi completamente distinto do que foi visto em besouros
sem o silenciamento gênico, indicando que alterações no metabolismo de pirofosfatos
afetam o metabolismo mitocondrial de polifosfatos em Tribolium castaneum.
Atividade da mitoPPX:
Figura 9. Análise da atividade da exopolifosfatase mitocondrial (mitoPPX) durante a
respiração mitocondrial em T. castaneum adultos com o gene da pirofosfatase
silenciado. Em amostras de mitocôndrias ativas com gene da Pirofosfatase silenciado onde
controle sem adição de Piruvato + ADP, KCN e FCCP avaliamos a atividade da mitoPPX
basal. Com a adição de Piruvato (3 mM) e ADP (0,2 mM). KCN foi utilizado como inibidor da
cadeia respiratória e FCCP como desacoplador. Como substrato da enzima foi utilizado PoliP3
(5 mM). Os dados expressam a média ± desvio padrão de 3 ensaios independentes em
triplicata. A significância foi estabelecida em p < 0,05 (*) e p < 0,001 (**).
5.3.Atividade da F1Fo-ATPase no metabolismo mitocondrial utilizando PoliP3:
A ATP sintase é uma enzima funcionalmente reversível que pode catalisar tanto
a síntese quanto a hidrólise de ATP (SARASTE, 1990ª,b). O fluxo de prótons leva à
-
28
condensação do ADP e de fosfato inorgânico em ATP (SARASTE, 1990ª,b;
WALLACE, 1999a,b). Portanto, a detecção de Pi é útil para avaliar a taxa de produção
de polifosfato inorgânico por ATPases e a atividade enzimática relacionada, um
parâmetro extremamente importante no metabolismo energético celular. Na Figura
10, analisamos a atividade da F1Fo-ATPase utilizando como substrato o polifosfato de
cadeia curta, PoliP3 e observamos que a atividade da F1 Fo-ATPase foi estimulada por
PoliP3.
Atividade da F1Fo-ATPase:
Con
trol
e M5
M10
M
20
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
**
***
U / m
g P
TN
Figura 10. Papel dos polifosfatos de cadeia curta na atividade da F1Fo-ATPase. As
concentrações de PoliP3 utilizadas foram de 5 µM, 10 µM e 20 µM. Controle sem adição de
polifosfato. Os dados expressam a média ± desvio padrão de 3 ensaios independentes em
triplicata. Como substrato da enzima foi utilizado PoliP3 (5 mM). Os dados expressam a média
± desvio padrão de 3 ensaios independentes em triplicata. A significância foi estabelecida em
p < 0,05 (*) e p < 0,001 (**).
-
29
5.4.Atividade da F1Fo-ATPase no metabolismo mitocondrial utilizando PoliP3
com o gene da pirofosfatase silenciado por RNAi:
Agora com o gene da pirofosfatase silenciado, verificamos a atividade da F1Fo-
ATPase utilizando como substrato também o polifosfato de cadeia curta PoliP3, que
assim como observado na figura 10, a atividade da F1Fo-ATPase também foi
estimulada por PoliP3 (Figura 11) demonstrando resultado similar sem o
silenciamento gênico.
Atividade da F1Fo-ATPase:
Figura 11. Papel dos polifosfatos de cadeia curta na atividade da F1Fo-ATPase com
silenciamento gênico utilizando PoliP3. As concentrações de PoliP3 utilizadas foram de 5
µM, 10 µM e 20 µM. Controle sem adição de polifosfato. Como substrato da enzima foi
utilizado PoliP3 (5 mM). Os dados expressam a média ± desvio padrão de 3 ensaios
independentes em triplicata. A significância foi estabelecida em p < 0,05 (*) e p < 0,001 (**).
-
30
5.5.Atividade da F1Fo-ATPase no metabolismo mitocondrial utilizando PoliP15:
Quando analisamos a atividade da F1Fo-ATPase utilizando como substrato o
polifosfato de cadeia curta (Figura 11) o PoliP3, observamos anteriormente que a
atividade da F1Fo-ATPase foi estimulada por esse polifosfato, o que, antagonicamente
aconteceu quando o substrato para analisar a atividade da F1Fo-ATPase foi o
polifosfato de cadeia longa, o PoliP15, como demonstrado na Figura 12, cuja
atividade foi pouco alterada não demonstrando ativação significativa.
Atividade da F1Fo-ATPase:
Figura 12. Papel dos polifosfatos de cadeia longa na atividade da F1Fo-ATPase
utilizando PoliP15. As concentrações de PoliP15 utilizadas foram de 5 µM, 10 µM e 20 µM.
Controle sem adição de polifosfato. Os dados expressam a média ± desvio padrão de 3
ensaios independentes em triplicata. A significância foi estabelecida em p < 0,05 (*) e p <
0,001 (**).
-
31
5.6.Atividade da F1Fo-ATPase no metabolismo mitocondrial utilizando PoliP15
com o gene da pirofosfatase silenciado por RNAi:
Já analisando a Figura 13, observamos que quando comparada a atividade da
F1Fo-ATPase utilizando como substrato o polifosfato de cadeia longa PoliP15, a
enzima não foi estimulada, ou seja, tanto na atividade da enzima sem o silenciamento
gênico quanto na silenciada, com adição de polifosfato de cadeia longa não houve
ativação enzimática da F1Fo-ATPase.
Atividade da F1Fo-ATPase:
Figura 13. Papel dos polifosfatos de cadeia longa na atividade da F1Fo-ATPase com
silenciamento gênico. As concentrações de PoliP15 utilizadas foram de 5 µM, 10 µM e 20
µM. Controle sem adição de polifosfato. Os dados expressam a média ± desvio padrão de 3
ensaios independentes em triplicata. A significância foi estabelecida em p < 0,05 (*) e p <
0,001 (**).
-
32
5.7.Influência do ATP/ADP na atividade Exopolifosfatásica (PPX) mitocondrial:
Investigamos ainda a influência da Adenosina Trifosfato (ATP) e Adenosina
Difosfato (ADP) na razão ATP/ADP na atividade da mitoPPX, onde utilizamos
besouros adultos e como substrato enzimático, polifosfatos compostos por três
moléculas de fosfato (PoliP3), a uma concentração adequada de 5 mM, determinada
experimentalmente. Nas razões 1:50, 1:10, 1:5, 1:1, 5:1 e 10:1, utilizando-se como
substrato da enzima o PoliP3, a atividade da mitoPPX apresentou diminuição
significativa em relação ao controle conforme nota-se na Figura 14 quando a razão
ATP/ADP aumentava.
Atividade da mitoPPX:
Figura 14. Influência do ATP/ADP na atividade da exopolifosfatase mitocondrial
(mitoPPX) em T.castaneum adultos. Em amostras de mitocôndrias ativas com estímulo da
respiração mitocondrial em besouros adultos, avaliamos a atividade da mitoPPX basal como
mostrado no controle, com a adição de ATP (5 mM) e ADP (5 mM). Como substrato da enzima
foi utilizado PoliP3 (5 mM). Os dados expressam a média ± desvio padrão de 3 ensaios
independentes em triplicata. A significância foi estabelecida em p < 0,05 (*) e p < 0,001 (**).
-
33
5.8.Influência do NADH/NAD+ na atividade Exopolifosfatásica (PPX)
mitocondrial:
Também foi analisada a razão NADH/NAD+ na atividade da mitoPPX do
besouro adulto, onde houve uma queda na atividade exopolifosfatásica mitocondrial
nas razões 1:50, 1:10, 1:5, 1:1, 5:1 e 10:1, utilizando-se como substrato da enzima o
PoliP3, como mostra a Figura 15, onde quanto maior a quantidade de NADH
(reduzido) em relação a quantidade de NAD+ (oxidado), a atividade enzimática reduziu
drasticamente quando a razão NADH/NAD+ aumentou.
Atividade da mitoPPX:
Figura 15. Influência do NADH/NAD+ na atividade da exopolifosfatase mitocondrial
(mitoPPX) em T.castaneum adultos. Em amostras de mitocôndrias ativas com estímulo da
respiração mitocondrial em besouros adultos, avaliamos a atividade da mitoPPX basal como
mostrado no controle, com a adição de NADH (5 mM) e NAD+ (5 mM). Como substrato da
enzima foi utilizado PoliP3 (5 mM). Os dados expressam a média ± desvio padrão de 3 ensaios
independentes em triplicata. A significância foi estabelecida em p < 0,05 (*) e p < 0,001 (**).
-
34
5.9.Influência da AcetilCoA na atividade Exopolifosfatásica (PPX) mitocondrial:
Analisamos também a possível influência da acetilcoenzima A (Acetil-CoA), que
é um composto intermediário no metabolismo celular, constituído por um grupo acetil
de dois carbonos, unidos de maneira covalente a coenzima A nas atividades
exopolifosfatásicas mitocondriais. Observamos um aumento da atividade na
concentração inicial quando comparada ao controle e posteriormente sua gradativa
diminuição, indicando que a mitoPPX foi influenciada pela AcetilCoA dependendo da
concentração utilizada. Para analisar a influência da AcetilCoA na atividade da
mitoPPX, utilizamos três diferentes concentrações 30 µM, 60 µM e 300 µM onde
PoliP3 foi o substrato enzimático (Figura 16).
Atividade da mitoPPX:
Figura 16. Influência do AcetilCoA na atividade da exopolifosfatase mitocondrial
(mitoPPX) em T.castaneum adultos. Em amostras de mitocôndrias ativas com estímulo da
respiração mitocondrial em besouros adultos, avaliamos a atividade da mitoPPX basal como
mostrado no controle, com a adição de 30 µM, 60 µM e 300 µM de Acetil-CoA. Como
substrato da enzima foi utilizado PoliP3 (5 mM). Os dados expressam a média ± desvio padrão
de 3 ensaios independentes em triplicata. A significância foi estabelecida em p < 0,05 (*) e p
< 0,001 (**).
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35
5.10.Influência da Glicose 6-fosfato na atividade Exopolifosfatásica (PPX)
mitocondrial:
A Glicose 6-fosfato (G6P) é um composto muito comum nas células, sendo que
a vasta maioria da glicose que entra na célula fica fosforilada desta forma.
Investigamos então a influência da G6P no metabolismo de polifosfatos onde foi
avaliada a atividade da mitoPPX com as três crescentes concentrações de G6P, 0,5
mM, 1 mM e 2 mM, mostrando que os níveis de mitoPPX são maiores com o aumento
da concentração de G6P relacionando-se com o controle. O aumento das
concentrações de G6P ativou consideravelmente a ação da mitoPPX, conforme
podemos observar na Figura 17.
Segundo Da-Silva et al. (2004), a hexoquinase mitocondrial participa da
prevenção da formação de EROs através da reciclagem do ADP. Em 2008,
SANTIAGO, et al., sugeriu que a atividade da mitoHex complementa através de um
mecanismo alternativo a atividade das enzimas antioxidantes clássicas contra o
estresse oxidativo.
Atividade da mitoPPX:
Figura 17. Análise da atividade da exopolifosfatase mitocondrial (mitoPPX) na presença
de Glicose 6-fosfato (G6P). Em amostras de mitocôndrias ativas com estímulo da respiração
https://pt.wikipedia.org/wiki/C%C3%A9lula
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mitocondrial em besouros adultos, avaliamos a atividade da mitoPPX basal como mostrado
no controle, com a adição de 0,5 mM, 1 mM e 2 mM de G6P como modulador da reação.
Como substrato da enzima foi utilizado PoliP3 (5 mM). Os dados expressam a média ± desvio
padrão de 3 ensaios independentes em triplicata. A significância foi estabelecida em p < 0,05
(*) e p < 0,001 (**).
5.11.Atividade da enzima Catalase no metabolismo mitocondrial utilizando
PoliP3:
Avaliamos então a atividade das enzimas: catalase (mitoCAT), glutationa
redutase (mitoGR) e a superóxido dismutase (mitoSOD) durante a fase adulta do
besouro Tribolium castaneum e o papel dos polifosfatos de cadeia curta e longa sobre
cada uma destas enzimas a fim de verificar o possível papel dos polifosfatos na
prevenção da formação de espécies reativas de oxigênio (EROs) nos eventos
mitocondriais as quais representam o sistema enzimático antioxidante do besouro
Tribolium castaneum.
Inicialmente, analisamos o papel dos polifosfatos sobre a enzima mitoCAT, que
é produzida por quase todos os organismos vivos e catalisa a decomposição do
peróxido de hidrogênio a oxigênio e água, verificando a atividade enzimática no
metabolismo mitocondrial utilizando o PoliP3, onde de acordo com a figura 18, PoliP3
conduziu um aumento sign