evaluaciÓn de bioadsorciÓn de cobre en aguas …
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EVALUACIÓN DE BIOADSORCIÓN DE COBRE EN AGUAS UTILIZANDO LA
LEVADURA Saccharomyces cerevisiae
ADOLFO CRUZ MARÍN
JESÚS EFRÉN MARTÍN DELGADO
ANDREA KATERINE TORRES CUERVO
UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS
FACULTAD DE MEDIO AMBIENTE Y RECURSOS NATURALES
TECNOLOGÍA EN SANEAMIENTO AMBIENTAL
BOGOTÁ D.C.
2015
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EVALUACIÓN DE BIOADSORCIÓN DE COBRE EN AGUAS UTILIZANDO LA
LEVADURA Saccharomyces cerevisiae
ADOLFO CRUZ MARÍN
20101085012
JESÚS EFRÉN MARTÍN DELGADO
20101085033
ANDREA KATERINE TORRES CUERVO
20101085054
Trabajo de grado en modalidad de investigación presentado para optar por el título
de Tecnólogos en Saneamiento Ambiental
DIRECTORA
GLORIA STELLA ACOSTA PEÑALOZA, MSc.
CODIRECTOR
JAYERTH GUERRA RODRIGUEZ
UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS
FACULTAD DE MEDIO AMBIENTE Y RECURSOS NATURALES
TECNOLOGÍA EN SANEAMIENTO AMBIENTAL
BOGOTÁ D.C.
2015
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Nota de aceptación
__________________________
__________________________
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__________________________
__________________________
Firma Directora
__________________________
Firma Codirector
__________________________
Firma Jurado
Bogotá D.C., 2015
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AGRADECIMIENTOS
Agradecemos a nuestra directora Gloria Stella Acosta Peñaloza, por su paciencia
y apoyo durante este proceso. A nuestro codirector Jayerth Guerra Rodríguez, por
su guía.
Agradecemos al laboratorio de microbiología de la Facultad de Medio Ambiente y
Recursos Naturales de la Universidad Distrital Francisco José de Caldas por el
préstamo del espacio y permitirnos el uso de equipos.
Agradecemos también a nuestras familias por el apoyo y la paciencia que nos han
brindado siempre.
5
TABLA DE CONTENIDO
TABLA DE CONTENIDO...................................................................................... 5
ÍNDICE DE TABLAS.............................................................................................. 7
ÍNDICE DE FIGURAS............................................................................................ 8
ÍNDICE DE ANEXOS............................................................................................. 9
RESUMEN............................................................................................................. 10
ABSTRACT............................................................................................................ 11
1. INTRODUCCIÓN.............................................................................................. 12
2. OBJETIVOS....................................................................................................... 14
2.1. Objetivo general…………........................................................................... 14
2.2. Objetivos específicos…………................................................................... 14
3. MARCO TEORICO…….....…............................................................................ 15
3.1. Biorremediación………………………………………….…………………….. 16
3.2. Bioadsorción…………………………………………….……………………… 16
3.2.1. Métodos de bioadsorción……………………..………………………. 18
3.2.2. Incidencia del pH en la bioadsorción…..………………………........ 18
3.3. Saccharomyces cereviseae....................................................................... 19
3.3.1. Características generales…………………………………………….. 19
3.3.2. Factores de crecimiento………………………………………..……... 20
3.3.3. Bioadsorción con Saccharomyces cerevisiae……………………… 21
3.4. Cobre…………………………………………………………………………….. 22
3.4.1. El cobre en el ambiente……………………………………………….... 22
3.4.2. El cobre en la salud………………………………………………….…. 23
6
4. METODOLOGÍA………………………………………………………….………….. 25
4.1. Activación y preparación de Saccharomyces cerevisiae……………….…. 25
4.1.1. Activación de Saccharomyces cerevisiae.………………………….. 25
4.1.2. Filtrado, muerte y secado de la biomasa……………………………26
4.2. Ensayo de bioadsorción………………………..……………………………… 26
4.3. Análisis estadísticos………………………….………………………………… 27
4.4. Evaluación de calidad analítica..………………………………….…………. 28
5. RESULTADOS Y ANALISIS DE RESULTADOS……………………………….. 30
5.1. Evaluación de la bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae………...……….. 30
5.2. Efecto del pH en la bioadsorción de Cu II………………………………….... 30
5.3. Efecto de diferentes concentraciones de Cu II en la bioadsorción…...…... 34
5.4. Efecto del tiempo de contacto de Cu II con S. cerevisiae…….………… 38
6. CONCLUSIONES………………………………...…………………………………. 40
7. RECOMENDACIONES……………………………………………………………... 41
8. BIBLIOGRAFIA……………………………………………………………………… 42
9. ANEXOS…………………………………………………………………………….. 49
7
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Ventajas y desventajas del proceso de bioadsorción con biomasa
viva……………………………………………………………………………………….. 17
Tabla 2. Ventajas y desventajas del proceso de bioadsorción con biomasa
muerta……………………………………………………………………………………. 17
Tabla 3. Concentración y pH de las muestras………………………………………. 27
Tabla 4. Pruebas de calidad analítica……………………………………………….. 28
8
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu
II por S. cerevisiae en concentración de 10 mg/L durante 180 minutos del
estudio…………………………………………………………………………………… 31
Figura 2. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu
II por S. cerevisiae en concentración de 20 mg/L durante 180 minutos del
estudio…………………………………………………………………………………… 32
Figura 3. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu
II por S. cerevisiae en concentración de 50 mg/L durante 180 minutos del
estudio…………………………………………………………………………………… 32
Figura 4. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu
II por S. cerevisiae en concentración de 100 mg/L durante 180 minutos del
estudio…………………………………………………………………………………… 33
Figura 5. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu
II por S. cerevisiae en concentración de 150 mg/L durante 180 minutos del
estudio…………………………………………………………………………………… 33
Figura 6. Porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae en
pH 4 durante 180 minutos del estudio, concentraciones 10 – 20 – 50 – 100 –
150......................................................................................................……………. 36
Figura 7. Figura 2. Porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S.
cerevisiae en pH 5 durante 180 minutos del estudio, concentraciones 10 – 20 –
50 – 100 – 150…………………………………………………………………………. 37
Figura 8. Porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae en
pH 5 durante 180 minutos del estudio, concentraciones 10 – 20 – 50 – 100 –
150………………………………………………………………………………………. 37
9
ÍNDICE DE ANEXOS
Anexo 1. Elaboración de Agar Papa Dextrosa (PDA).……….…………………….. 49
Anexo 2. Cálculos para la solución stock de 300 mg/L Cu II….…………………... 50
Anexo 3. Soluciones de trabajo……………….……………………..……………….. 51
Anexo 4. Cálculo del conservante y reactivos……………………………………..... 54
Anexo 5. Resultado de muestras sin Saccharomyces cerevisiae (Controles)…... 56
Anexo 6. Análisis crudos de la evaluación de Cu II por bioadsorción
atómica…………………………………………………………………………………... 57
Anexo 7. Eficiencia de bioadsorción………………………………………………. 60
Anexo 8. Prueba ANOVA……………………………………………………………. 61
Anexo 9. Prueba Tukey……………………………………………………………… 65
Anexo 10. Coeficiente de variación…………………………………………………. 71
10
RESUMEN
En el estudio se evaluó la bioadsorción de cobre con biomasa inerte de
Saccharomyces cerevisiae en aguas contaminadas artificialmente con Sulfato de
cobre penta-hidrato (CuSO4·5H2O). El tiempo de exposición de la levadura al
metal fue de 3 horas tomando muestras cada hora, realizando una evaluación de
la bioadsorción a distintas concentraciones de cobre (10 – 20 – 50 – 100 – 150
mg/L Cu II) y variando el pH (4 – 5 – 6) de cada concentración a una temperatura
de 30°C y con agitación de 80 rpm, realizando triplicado cada ensayo (n=3). Las
concentraciones de Cu (II) trabajadas en el estudio se analizaron por
espectrofotometría de absorción atómica.
La levadura S. cerevisiae mostró que en todas las concentraciones y pHs el
contaminante fue removido, con el mejor desempeño de la bioadsorción a pH 5
con una adsorción del 22.1% a concentración de 150 mg/L Cu II, con tiempo de
contacto de 180 min.
Palabras Clave: Biorremediación, Bioadsorción de cobre, Saccharomyces
cerevisiae.
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ABSTRACT
In the study the biosorption of copper with inert biomass of Saccharomyces
cerevisiae in artificially contaminated water Copper sulfate penta-hydrate (CuSO4 •
5H2O) was evaluated. The exposure time to metal yeast was 3 hours taking
samples each hour, making an assessment of the biosorption of copper at different
concentrations (10-20 - 50 - 100 - 150 mg / L Cu II) and varying the pH (4 - 5 - 6) of
each concentration at a temperature of 30 ° C and 80 rpm agitation, I made
triplicate per treatment (n = 3). The concentrations of Cu (II) worked on the study
were analyzed by atomic absorption spectrophotometry.
The yeast S. cerevisiae showed that all the pollutant concentrations and pH was
removed, but the best performance was presented to biosorption pH 5 with an
adsorption of 22.1% at a concentration of 150 mg / L Cu II, with contact time 180
min.
Key words: Bioremediation, biological cupper remotion, Saccharomyces
cerevisiae.
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1. INTRODUCCION
Los residuos de diferentes procesos industriales tales como procesos
metalúrgicos, carrocerías, autopartes, explotaciones mineras y también plantas de
energía, son las fuentes detectadas como contaminantes de los cuerpos de agua y
suelos con metales pesados, proporcionando al ambiente un drenaje ácido y
posterior erosión. Los diversos cambios ambientales modifican la composición
química de los metales y en algunos casos la aglomeración de muchas partículas
externas como sales, causan disminución de la calidad del metal debido a la
aglomeración de fuentes externas y bajan la pureza de los metales generando
baja ley (Rivera, Camejo, Moya, López & Munguía, 2011). La bioadsorción es una
alternativa de bajo costo empleada para la recuperación de cuerpos de agua y
suelos, como para metales valiosos o tóxicos (Cañizares-Villanueva, 2000), que
emplea biomasa viva o muerta la cual retiene los metales en su interior, bien sea
utilizando adsorción o el intercambio iónico (Pinzón- Bedoya & Vera, 2009).
La levadura Saccharomyces cerevisiae, al igual que otros hongos es un
bioadsorbente muy importante, ya que la levadura viva o muerta tiene la facultad
de acumular metales en soluciones acuosas diluidas dentro de su estructura
(Cañizares-Villanueva, 2000). La levadura Saccharomyces cerevisiae es una
biomasa muy económica y de fácil adquisición, por esa razón es una excelente
opción para la remoción de metales pesados (Dimas, Miranda, Sosa, Cantú,
Rivera, Bustos, Fernández & Rodríguez, 2013).
El Cobre es un metal de color rojizo, esencial en la nutrición de los seres vivos, y
es consumido y bebido en pequeñas porciones (Departamento de Salud y
Servicios Humanos de los E.E.U.U., 2004). Es de vital importancia en reacciones
de oxidación implícitas en el metabolismo del hierro, en reacciones de
aminoácidos, como indicadores de neurotransmisores, en el tejido conjuntivo y de
13
la degradación de radicales libres (Menéndez, Weisstaub, Montemerlo, Alloatti,
Guidoni, Rusi, & de Portela, 2008). Como todo metal su nocividad para la salud es
determinado por la cantidad o el tiempo de exposición a la sustancia
(Departamento de Salud y Servicios Humanos de los E.E.U.U., 2004).
El cobre es un metal que se acumula o se mezcla con varios minerales, a nivel
industrial los más importantes son, el Sulfato de Cobre penta-hidrato
(CuSO4 . 5H2O), Acetato de Cobre (Cu(CH3COO)2), Cianuro Cuproso (CuCN),
Óxido Cuproso (Cu2O), Cloruro Cúprico (CuCL2), Óxido Cúprico (CuO) y Naftenato
de Cobre ([(CH2)nCOO]2Cu). El cobre al combinarse con otro elemento se vuelve
más difícil de bioadsorber, estos componentes generan acidez en cuerpos de
agua y en los suelos, ocasionando grandes impactos a los ecosistemas, tales
como la eliminación de flora por el cambio repentino de pH y la mortalidad de
fauna que depende de las aguas del lugar (Rivera et al., 2011).
El objetivo de la investigación fue evaluar el desempeño de la levadura
Saccharomyces cerevisiae bioadsorbiendo cobre (Cu II) en aguas contaminadas
artificialmente usando distintas concentraciones y pHs, a diferentes tiempos de
exposición. El desempeño de la adsorción fue evaluado con un espectrofotómetro
de adsorción atómica de llama - Perkin Elmer 2380.
14
2. OBJETIVOS
2.1. OBJETIVO GENERAL
Evaluar la bioadsorción de Cu II en aguas mediante el uso de la levadura
Saccharomyces cerevisiae a diferentes concentraciones de Cobre y con
variaciones de pH.
2.2. OBJETIVOS ESPECIFICOS
Determinar el porcentaje de adsorción de Cu II por la levadura Saccharomyces
cerevisiae.
Establecer la concentración de cobre (Cu) a la cual el microorganismo
Saccharomyces cerevisiae presenta una mayor adsorción.
Establecer el pH óptimo al cual la levadura permite su máximo grado de adsorción
de Cu II.
Establecer la eficiencia de la bioadsorción de cobre con la levadura
Saccharomyces cerevisiae.
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3. MARCO TEORICO
Se conoce como contaminación industrial a toda sustancia que es desechada por
una empresa sin un tratamiento adecuado, dichas sustancias pueden llegar al
ambiente a través del agua residual doméstica o industrial, por la quema de
residuos sólidos y combustibles fósiles, por el uso de fertilizantes, pesticidas,
plaguicidas y por la producción abono a base de fosfato, de igual manera por
fuentes naturales (Incendios forestales, explosiones volcánicas y vegetación en
descomposición) (Agencia para Sustancias Tóxicas y el Registro de
Enfermedades. ATSDR, 2004). El cobre es un desecho abundante gracias al uso
de agroquímicos cúpricos, la extracción minera, empresas metalúrgicas y
manufactureras. Debido al inadecuado manejo que algunas de estas empresas e
industrias le dan a sus desechos, muchos seres vivos se ven afectados por la
toxicidad que este metal genera. La toxicidad del cobre afecta organismos vivos
cuando se encuentra en una concentración más alta de 100 mg, las moléculas
libres del metal se enlazan iónicamente con las proteínas del cuerpo, generando
vómito, cirrosis hepática, dolores musculares y la inhalación de cobre produce
hemorragias nasales llegando a perforar en casos extremos el tabique (Ginocchio
& Narváez, 2002). La capacidad del cobre de alterar las células al desnaturalizar
las proteínas, lo vuelven un metal peligroso para dejarlo sin control en el medio
ambiente (Cañizares-Villanueva, 2000).
Saccharomyces cerevisiae es un organismo de fácil adquisición, bastante usado
en la industria alimentaria, es una levadura que muestra compatibilidad con iones
metálicos, lo que la hace una excelente opción para ser usada en procesos de
bioadsorción para la descontaminación ambiental (García, Ramírez & Manzano,
2003).
16
3.1. Biorremediación.
Es un proceso natural, por el cual los microorganismos degradan, remueven o
transforman un compuesto tóxico de suelos, lodos o aguas contaminadas. Los
microorganismos utilizados pueden ser autóctonos de la zona a trabajar o pueden
ser introducidos para acelerar y mejorar la degradación. La biorremediación puede
ser trabajada en condiciones aerobias o anaerobias, in situ o ex situ (Martínez,
Pérez, Pinto, Gurrola & Osorio, 2011).
Entre las diversas técnicas que existen para biorremediar un sitio, la bioadsorción
emplea microorganismos vivos y muertos que pueden tratar, asimilar o almacenar
los tóxicos para así extraerlos del ambiente (García, Ramírez & Manzano, 2003).
3.2. Bioadsorción.
La bioadsorción es un proceso de bajo costo que emplea biomasa viva o muerta;
bacterias, hongos, levaduras y algas, que permite la extracción de metales nocivos
o valiosos de las disoluciones acuosas (Romero, González, Ballester, Blázquez, &
Muñoz, 2007). Estos microorganismos con capacidad de bioadsorción poseen
biopolímeros con grupos funcionales capaces de unir los iones metálicos al
microorganismo, a través de procesos fisicoquímicos como el intercambio iónico,
formación de complejos de coordinación, adsorción física, procesos de micro
precipitación y reacciones redox (García, Ramírez & Manzano, 2003).
Como todo proceso, la bioadsorción presenta ventajas y desventajas, estas limitan
o facilitan el trabajo de adsorción del microorganismo (Tabla 1; Tabla 2). Los
principales grupos ionizables para la unión catiónica con los biopolímeros del
microorganismo son carboxilos (COOH), fosfatos (PO43−) y sulfatos orgánicos
(SO42). La unión creada entre los grupos ionizables de biopolímeros adsorbentes y
los átomos metálicos de las sustancias acuosas presentan uno o más electrones
solitarios para donar (Acosta, Moctezuma – Zárate, Cardenas & Gutiérrez, 2007).
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Tabla 1. Ventajas y desventajas del proceso de bioadsorción con biomasa viva.
Biomasa Viva
Ventajas Desventajas
Si la pared celular se satura, el sistema del microrganismo se
auto-restablece al crecer.
Solo pueden bioadsorber metales a bajas
concentraciones, ya que la toxicidad puede matar al
microorganismo.
El metabolismo de los microrganismos, ayuda a
degradar o a cambiar el estado de valencia de los compuestos.
Es necesario tener un flujo en el manejo del contaminante, ya que si el microorganismo es
expuesto mucho tiempo a este puede morir.
Hay cepas resistentes a la toxicidad de los metales.
Es necesario insertar nutrientes al medio para que los
microorganismos crezcan.
Se pueden emplear dos o más organismos.
La recuperación del metal por desorción es limitado, ya que estos pueden formar uniones
intracelulares.
Adaptado de Cañizares-Villanueva, 2000.
Tabla 2. Ventajas y desventajas del proceso de bioadsorción con biomasa muerta.
Biomasa Muerta
Ventajas Desventajas
No requiere de nutrientes para el crecimiento.
Se satura muy rápido.
Las cepas solo intercambian iones. Es sensible al pH.
No se limita por la toxicidad del metal o por temperatura.
Las especies no pueden alterar el estado de valencia del metal, por
consiguiente no queda más soluble.
Los metales se pueden recuperar con facilidad.
La sustancia de metal disuelta no puede ser metabolizada
Adaptado de Cañizares-Villanueva, 2000.
18
3.2.1. Métodos de Bioadsorción.
La bioadsorción implica dos fases; la sólida denominada sorbente o adsorbente y
la líquida llamada solvente, que contiene el metal disuelto (sorbato) y que en la
mayor parte de los casos es el agua. El sorbente tiene una gran afinidad con el
sorbato (iones metálicos), atrayéndolo así y capturándolo en sus biopolímeros. La
calidad del sorbente se determina por la cantidad de sorbato que puede retener de
forma inmóvil hasta su saturación (Cañizares-Villanueva, 2000).
Los métodos fisicoquímicos convencionales de extracción para los metales en
efluentes y suelos son la oxidación, reducción, intercambio iónico, tecnologías de
membranas, precipitación, tratamiento electroquímico, recuperación por
evaporación y filtración. Estos métodos de extracción de metales en aguas son
muy costosos y sus resultados no siempre son efectivos, sobre todo cuando las
concentraciones de los metales en el efluente son muy bajas (Cañizares-
Villanueva, 2000). Por esto la bioadsorción, es una forma económica y eficiente de
acumulación y posteriormente de extracción para los metales que se encuentran
en los acuíferos, además al poder usarse biomasa muerta para adsorber
compuestos tóxicos. La eficiencia del método aumenta, ya que la biomasa muerta
funciona a altas concentraciones de metales pesados (Metales que aun en bajas
concentraciones no cumplen ninguna función en el organismo: Au, Ag, Pb, Cd), los
cuales resultan tóxicos para cualquier organismo vivo (García, Ramírez &
Manzano, 2003).
3.2.2. Incidencia del pH en la bioadsorción.
En la bioadsorción el pH es muy importante, ya que determina los procesos
metabólicos de los microorganismos y los metales disueltos que se encuentran en
el agua contaminada (Na, K, Mg, Ca, V, Mn, Fe, Co, Ni, Cu, Zn y Mo) (Navarro,
Ramos, Campos & Maldonado, 2006). El pH reacciona con los grupos funcionales
19
carboxilato (–COOH), fosfato (PO43−) y grupos amino (-NH2, -NRH o -NR2) los
cuales se encuentran en la pared celular del microorganismo (Enamorado,
Villanueva, Hernández, Coto & Pomares, 2011).
El efecto causado por el pH en el medio, es la afectación de la disponibilidad de
los iones metálicos y la activación de los puntos de adsorción en la superficie
microorgánica para el intercambio entre los grupos funcionales de la pared celular
y los metales en el proceso de adsorción (Navarro et al, 2006).
Saccharomyces cerevisiae ha mostrado pH de adsorción óptimo a 5. Usando esta
levadura como biomasa para la adsorción de plomo (Pb) los mejores resultados
obtenidos fueron para este pH (Pauro, Choque, Poccohuanca, & Mamani, 2009).
En otro estudio encontrado se corroboró que en pH 5 Saccharomyces cerevisiae
tiene una mayor eficiencia de remoción, en este estudio evaluaron diferentes
metales (Pb2+, Cd2+, Zn2+ y Cr2+) y su adsorción con cada uno fue óptima (Dimas
et al., 2013).
3.3. Saccharomyces cerevisiae.
Saccharomyces cerevisiae es un hongo unicelular, eucariota, heterótrofo, el cual
se reproduce por gemación. Forma parte de una de las familias de levadura más
abundante y más usada en investigación por su fácil manejo (Valdivieso, 2006).
3.3.1. Características generales.
S. cerevisiae es la especie más conocida del genero Saccharomyces spp, es una
levadura unicelular con forma esférica, ovoide, elipsoide o alargada, que al formar
colonias llega a tener una apariencia pastosa. Las dimensiones de una levadura
dependen principalmente de la especie, edad y nutrición, con respecto a S.
cerevisiae en general su tamaño al estar completamente desarrollado puede
oscilar entre 8 y 14 µm (Carrillo & Audisio, 2007).
20
S. cerevisiae suele crecer en espacios ricos en carbohidratos como frutos, flores o
cortezas de árboles y también se puede encontrar en algunos insectos como las
abejas. Es una levadura facultativa, fácil de manipular, no es exigente en cuanto a
su medio de cultivo y su respuesta al estrés ambiental muestra que es capaz de
cambiar su tolerancia a la toxicidad para mantener y proteger sus funciones
biológicas y seguir siendo un organismo eficiente (Garzón & Hernández, 2009;
Folch-Mallol, Garay-Arroyo, Lledias & Covarrubias, 2004).
Las levaduras son muy importantes en la dinámica de los ecosistemas, ya que
pueden inhibir el crecimiento de algunas bacterias y convivir con otras especies,
proporcionándoles así nutrientes y alimento (Uribe, 2007).
3.3.2. Factores de crecimiento.
Aunque en el estudio se usó biomasa inerte para la bioadsorción de Cu II, fue
necesario activar la levadura previamente para comprobar que su reproducción y
con esto que su pared celular estuviera en óptimas condiciones, pues de esto
depende el rendimiento de la bioadsorción del microorganismo.
Saccharomyces cerevisiae necesita varios nutrientes para su crecimiento
adecuado, entre los más importantes están el Carbono (C), Hidrógeno (H),
Oxígeno (O) y Fósforo (P). La concentración de todos los nutrientes afecta la
velocidad de crecimiento y rendimiento productivo del microorganismo (Nieto,
2009).
Para su crecimiento S. cerevisiae necesita contar con un rango de pH y
temperatura óptimos. La temperatura es muy importante para la velocidad
metabólica, puede afectar las proteínas o la membrana del microrganismo,
además de afectar su tasa de crecimiento. La temperatura óptima de crecimiento
de Saccharomyces cerevisiae es de 25 a 40 °C aproximadamente, siendo este un
microrganismo mesófilo. El pH óptimo de crecimiento para Saccharomyces
21
cerevisiae es de 4 a 6, si este no se cumple, puede afectar la pared celular del
microorganismo y con ello la eficiencia de la adsorción (Nieto, 2009).
3.3.3. Bioadsorción con Saccharomyces cerevisiae.
Saccharomyces cerevisiae cuenta con una pared celular gruesa y resistente, de
aproximadamente 200 nm de espesor, la cual está constituida principalmente por
polisacáridos, proteínas y lípidos, el grosor y la resistencia de la pared celular
dependen de la edad de la célula, de su alimentación, del pH que la rodea y de la
temperatura a la que está expuesta (Altamirano, 2013). S. cerevisiae puede
almacenar compuestos en su pared celular gracias al intercambio iónico, además
este microorganismo presenta afinidad por los iones metálicos libres en sustancias
solubles; esto combinado con el pH adecuado, presenta alta eficiencia en la
captura de iones metálicos en la pared celular para lograr así la descontaminación
de aguas (García, Ramírez & Manzano, 2003).
Para una mejor bioadsorción, al activar la levadura se debe prestar atención a los
factores que la afectan (temperatura, nutrientes, humedad y pH) ya que si este
proceso no se realiza correctamente, la pared celular se puede ver afectada, y con
esto la adsorción por el microorganismo no será la esperada ya que de esta
depende el intercambio iónico con los metales en el medio acuoso (Acosta et al.,
2007).
La cinética en la bioadsorción, es la velocidad en la que un organismo puede
adsorber un componente. Los parámetros que se tienen en cuenta, son la
velocidad con la que se adsorbe un compuesto y en cuanto tiempo lo hace, con
esto estadísticamente se entiende la eficiencia del microorganismo en la adsorción
(Sánchez, Garza, Almaguer, Sáenz & Liñán, 2008).
22
3.4. Cobre (Cu II).
El cobre se representa en la tabla periódica mediante el símbolo químico Cu y su
número atómico es 29, es un metal de transición de color rojizo y al ser un metal
de origen natural con capacidades casi ilimitadas de reutilización sin que pierda
sus capacidades mecánicas, este ha sido ampliamente usado desde la antigüedad
como el segundo mejor conductor de electricidad después de la plata (Grass,
Rensing & Solioz, 2011).
3.4.1. El cobre en el ambiente.
Entre el año 2011 y 2012 la producción mundial de cobre fue de más de 22
millones de toneladas (World Bureau of Metal Statistics (WBMS), 2012) con una
tasa de crecimiento del 3% anual de acuerdo al Servicio Geológico de los Estados
Unidos (Mineral Commodity Summaries, US Geological Survey (USGS), 2012),
por lo cual con el paso del tiempo la extracción de cobre sigue en aumento
aplicándose en cañerías, construcciones, telecomunicaciones y automotores,
entre otros; generando así una acumulación y disponibilidad algunas veces
excesiva para el ambiente (International Copper Association ICA, 2007).
En zonas aguas abajo de las explotaciones mineras, el contenido de cobre es
hasta 10 veces mayor que en zonas naturales, debido mayormente a residuos
dejados por las extracciones mineras que son transportados por escorrentía hasta
los cuerpos de agua. Así mismo en los suelos agrícolas el cobre aumenta su
concentración hasta en un 25% debido a que es usado mundialmente en los
fertilizantes comerciales (Ginocchio & Narváez, 2002).
Los procesos de descomposición de la materia orgánica se pueden ver afectados
por altas concentraciones de cobre en los suelos, así mismo en el agua cuando se
encuentra cobre en exceso este puede afectar el ciclo reproductivo de los peces
(Finn, 2011).
23
3.4.2. El cobre en la salud.
El cobre puede ser encontrado en muchos alimentos de una forma natural, su
concentración varía según el origen, tipo y procesamiento de estos, en las plantas
su relación se encuentra en el tipo de suelo en el que crecen y los tipos de
fertilizante usados durante su crecimiento, mientras que en los animales depende
directamente de la dieta que ellos mantengan (Internacional Programme on
Chemical Safety. IPCS, 1998). Los cárnicos tienen un mayor contenido de cobre
que los vegetales y las frutas, así mismo el agua potable tiene un contenido de
cobre habitualmente menor a 0.1 mg/L (Olivares, Pizarro, de Pablo, Araya & Uauy,
2004).
La ingestión de cobre es necesaria, porque es un elemento traza esencial para la
salud de los humanos, pero aunque los humanos pueden tolerar concentraciones
de cobre parcialmente altas (100 mg de Cu o menos), el exceso de cobre puede
también causar problemas de salud (International Copper Association. ICA, 2007;
Ginocchio & Narváez, 2002). La Organización Mundial de la Salud (OMS) ha
estimado que los requerimientos de cobre son de 12.5 mg/Kg de peso por día en
los adultos y alrededor de 50 mg/Kg de peso por día en menores de un año.
Las concentraciones de cobre en el aire son generalmente bajas, desde 1 ng/m³
hasta 200 ng/m³, pero si se está expuesto en un área de trabajo o en zonas de
influencia de explotación de cobre, estas concentraciones en el aire pueden llegar
a niveles altos (5,000 ng/m³). La exposición a altas concentraciones de este metal
genera usualmente dolores de cabeza e irritación en el cuerpo (Agencia para
Sustancias Tóxicas y el Registro de Enfermedades ATSDR, 2004).
Las personas que viven en casas que aún tienen tuberías de cobre están
expuestas a niveles más altos de concentración de este metal, aproximadamente
de 20 a 75 ppb aunque se conocen casos donde la concentración de cobre en el
24
agua por la corrosión de las tuberías ha alcanzado los 1000 ppb (Departamento de
Salud y Servicios Humanos de los E.E.U.U., 2004).
En un ambiente laboral el contacto continuo con cobre puede llevar a contagio de
una enfermedad conocida como la fiebre del metal. Esta fiebre pasará después de
dos días y es causada por una sobre sensibilidad. Exposiciones de largo periodo
al cobre pueden irritar la nariz, la boca y los ojos y causar dolor de cabeza, de
estómago, mareos, vómitos y diarreas. Una ingesta de altas concentraciones de
cobre puede causar daño al hígado y los riñones e incluso la muerte (Olivares et-
al., 2003).
25
4. METODOLOGÍA
La investigación realizada fue de tipo experimental por medio de la cual se buscó
una alternativa para la remoción de cobre usando biomasa inerte, proceso
desarrollado en el laboratorio de microbiología de la Facultad de Medio Ambiente y
Recursos Naturales de la Universidad Distrital Francisco José de Caldas. Los
ensayos de espectrofotometría de absorción atómica, para analizar las
concentraciones de cobre con las cuales se determinó la eficiencia de la
bioadsorción, se realizaron en el laboratorio de la empresa Asa Franco y Cia Ltda.
Esta investigación consistió en elaborar ensayos usando como biomasa muerta de
Saccharomyces cerevisiae mezclándola con concentraciones de10, 20, 50, 100 y
150 mg/L de Sulfato de Cobre penta-hidrato (CuSO4•5H2O), en pHs 4 – 5 – 6,
manteniendo una temperatura de 28 °C y agitación constante de 80 rpm durante
180 min; esto con el fin de evaluar el comportamiento de la levadura y la adsorción
de cobre en condiciones de laboratorio. Además se realizaron repeticiones de los
tratamientos evaluados por triplicado para garantizar la confiabilidad de los
resultados; el análisis de resultados se realizó aplicando las pruebas estadísticas
de análisis de varianza y Tukey (ANOVA, α=0.05; TUKEY, α=0.05) (Anexo 8;
Anexo 9).
4.1. Activación y preparación de Saccharomyces cerevisiae.
4.1.1. Activación de Saccharomyces cerevisiae.
Para la activación de la levadura se adicionaron 20 g de S. cerevisiae industrial y
250 mL de agua desionizada con 10 g de sacarosa (C12H22O11) (Pauro et al.,
2009), este cultivo se dejó en agitación constante a 150 rpm durante 2 horas
(Xiaona, Qiaoyu, Guomin, Wenqing, Zhanhui, Xingbing & Xingjun, 2009), a una
26
temperatura de 30 °C (Hernández, 2009). Posteriormente, la levadura se sembró
en Agar Papa Dextrosa (PDA) (Anexo 1), y fue llevada a incubación a 25 °C
durante 8 días para verificar su activación.
4.1.2. Filtrado, muerte y secado de la biomasa.
La levadura activa se filtró, se agregaron 20 mL de agua desionizada para
remover completamente los residuos y posteriormente fue inmersa durante 2 min
en 20 mL de formaldehido (CH2O) al 1%. Seguidamente se realizó un segundo
lavado con 20 mL de agua desionizada y filtrado para retirar el excedente de
formaldehido, y luego de esto la levadura fue llevada a un horno a 65 °C por 28
horas, con el fin de secarla completamente. Para verificar la muerte de la biomasa,
se sembró en un medio PDA y se incubo a 25 °C durante 8 días. Posteriormente la
biomasa muerta ya seca fue macerada en pequeños trozos hasta pasada por los
poros de un tamiz de 0,5 mm y se almacenó en una caja de petri a temperatura
ambiente hasta su evaluación (Xiaona et al., 2009).
4.2. Ensayos de bioadsorción.
Los ensayos de bioadsorción se llevaron a cabo con la biomasa muerta, utilizando
una solución stock de 300 ppm de Sulfato de Cobre penta-hidrato (CuSO4 * 5H2O)
(Anexo 2). Se prepararon las soluciones de trabajo, concentraciones de 10, 20, 50,
100, 150 mg/L Cu (II) (Anexo 3; Tabla 3). La concentración de biomasa evaluada
fue de 2000 mg/L (0.4 g de levadura en 200 mL de solución). Los ensayos fueron
ajustados a pH 4 – 5 – 6 con HCl y NaOH a diferentes concentraciones de
normalidad según fue requerido (Anexo 4) y fueron llevados a un agitador orbital a
una temperatura de 28 °C y una agitación de 80 rpm. Para la evaluación de la
bioadsorción del cobre por la levadura se tomaron muestras de 25 mL a los 0, 60,
120 y 180 min, las cuales se centrifugaron a 3600 rpm durante 10 minutos para
extraer el sobrenadante (Pauro et al, 2009).
27
Para la conservación de las muestras hasta su análisis, se aplicaron 5 gotas de
HNO3 al 30%, y se refrigeraron a 4 °C (American Public Health Association. APHA,
1992).
Para los controles, se usaron 200 ml de cada una de las concentraciones de Cu II
10 – 20 – 50 – 100 – 150 mg/L bajo las mismas condiciones de pH y tiempos sin
agregar la biomasa de S. cerevisiae (Anexo 5).
La evaluación de las concentraciones de cobre se realizó por medio de
espectrofotometría de adsorción atómica - Perkin elmer 2380 (Xiaona et al., 2009).
Los resultados fueron reportados en mg/L de Cu II, por el laboratorio de Asa
Franco & Cia Ltda.
Tabla 3. Concentración y pH de las muestras.
Concentraciones mg/L Cu II pH
10 4
10 5
10 6
20 4
20 5
20 6
50 4
50 5
50 6
100 4
100 5
100 6
150 4
150 5
150 6
28
4.3. Análisis estadísticos.
Para determinar si se presentó diferencia entre la bioadsorción de las diferentes
concentraciones se aplicó un análisis de Varianza (ANOVA) y un análisis de Tukey
(α=0.05) para determinar diferencias entre los tratamientos.
4.4. Evaluación de calidad analítica.
Con el fin de garantizar la confiabilidad en los resultados obtenidos durante el
estudio, se realizaron pruebas de calidad analítica (Tabla 4).
Para la preparación de la curva de calibración se usó una solución estándar
trazable de cobre = 1,000 +/- 0,002 g/L para absorción atómica marca Panreac
lote 0000335785.
Tabla 4. Pruebas de calidad analítica.
Sigla Descripción Concentración mg/L Cu II
B Agua Desionizada +
tratamiento Blanco
C Concentración conocida
de Cu II + tratamiento
10
20
50
100
150
R Replica de muestras +
tratamiento
10
20
50
100
150
CC Curva de calibración
0,1
0,3
0,5
1
29
* Tratamientos: Las muestras se ajustaron a los pH del estudio, realizando un
análisis cada hora durante 3 horas.
* B: Blanco: Se determina si hay contaminación del analito (Cu II) en el agua
desionizada, en el material y en los reactivos (HCl, NaOH y HNO3).
* C: Control: Permite analizar la eficiencia de la técnica.
* R: Replica: Verificar la reproductibilidad de los resultados obtenidos
* CC: Curva de Calibración: Con la cual se determinan las concentraciones
máximas y mínimas de detección de Cu II por absorción atómica.
30
5. RESULTADOS Y ANALISÍS DE RESULTADOS
5.1. Evaluación de la bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae.
La bioadsorción del cobre se debe a que la superficie celular de Saccharomyces
cerevisiae contiene sitios activos o de captación que presentan una gran afinidad
por el cobre, éstos se encuentran entre los diferentes constituyentes de la pared
celular (Brady, Stoll & Duncan, 1994).
Gutiérrez, González, Sánchez & Mellano (2005) mencionan que diversos factores
influyen en la bioadsorción de metales pesados usando biomasa fúngica. Entre
estos factores se incluyen las propiedades químicas de la superficie celular y las
condiciones físico-químicas de la solución, entre ellas el pH, la temperatura, la
concentración inicial del metal, la fuerza iónica y la concentración de levadura,
entre otros.
5.2. Efecto del pH en la bioadsorción de Cu II.
En cuanto a la incidencia del pH sobre la bioadsorción Monge-Amaya, Valenzuela-
García, Acedo-Félix, Certucha-Barragan & Almendariz-Tapia (2008) encontraron
mayor eficiencia en la remoción de cobre usando una cepa de Escherichia coli con
una remoción del 73% en pH 5 y un tiempo de contacto de 75 minutos. Leung,
Wong, Chua, Lo, Yu & Leung (2000) reportaron una remoción superior al 61% en
cobre y plomo utilizando Pseudomonas y Micrococcus en pH 5.
El pH es un parámetro muy importante que influye en la bioadsorción ya que
afecta la solubilidad de los metales o la activación de los grupos funcionales en la
biomasa. Por lo tanto la interacción de los cationes metálicos con los sitios de
31
unión de la biomasa son muy sensibles a los valores de pH (Vázquez, 2005;
Torres & Juviña, 2005).
La determinación de Cu II por adsorción atómica estableció que la mayor remoción
se presentó en la concentración 150 mg/L en el mayor tiempo de contacto 180
minutos y a pH 5 (22.1%) (Figuras 1-5; Anexo 7). Tobin, Cooper & Neufer (1984)
encontraron que la mayor eficiencia de remoción de los metales pesados, plomo y
cadmio se obtuvo a pH 5.0, utilizando Rhizopus arrhizus. Igualmente, Say, Nalan
& Adil (2003) usando Penicillium purpurogenum obtuvieron eficiencias mayores al
72 %, y Pauro et al. (2009) empleando Saccharomyces cerevisiae obtuvieron
hasta el 90,16% empleando pH 5.
Usando S. cerevisiae se observó que en la concentración de 10 mg/L de Cu II la
remoción más alta se encontró a pH 5, los pHs 4 y 6 presentaron remociones más
bajas (Figura 1).
Figura 1. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S.
cerevisiae en concentración de 10 mg/L durante 180 minutos del estudio.
0,0
1,0 1,0
2,0
0,0
1,7
2,6
3,0
0,0
0,7 0,7
1,3
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
3,5
EFIC
IEN
CIA
DE
BIO
AD
SOR
CIO
N (
%)
TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)
pH 6
pH5
pH 4
32
Figura 2. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S.
cerevisiae en concentración de 20 mg/L durante 180 minutos del estudio.
Las remociones de S. cerevisiae en concentración de 20 y 50 mg/L de Cu II,
presentaron mejor desempeño a pH 5, mientras que a pH 4 y a pH 6 se
presentaron bajas remociones (Figura 2; Figura 3).
Figura 3. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S.
cerevisiae en concentración de 50 mg/L durante 180 minutos del estudio.
La gráfica que representa la remoción hecha por S. cerevisiae para la
concentración de 100 mg/L de Cu II, muestra el mejor desempeño en pH 5 con
0,0 1,3
5,7
8,9
0,0
3,2
7,7
11,7
0,0
2,3
5,4
6,9
0,0
2,0
4,0
6,0
8,0
10,0
12,0
14,0
EFIC
IEN
CIA
DE
BIO
AD
SOR
CIO
N (
%)
TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)
pH 6
pH5
pH 4
0,0
5,0
9,9
13,9
0,0
6,9
14,1
16,4
0,0
2,4
6,8
11,1
0,0
2,0
4,0
6,0
8,0
10,0
12,0
14,0
16,0
18,0
EFIC
IEN
CIA
DE
BIO
AD
SOR
CIO
N (
%)
TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)
pH 6
pH5
pH 4
33
uno de los porcentajes más altos de remoción en tiempo 180 min, presentando en
el pH 4 la segunda mejor remoción (Figura 4).
Figura 4. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae en concentración de 100 mg/L durante 180 minutos del estudio.
En la concentración de 150 mg/L de Cu II la remoción más eficiente de toda la
investigación hecha por S. cerevisiae es a pH 5, en comparación con pH 4 y 6
(Figura 5).
Figura 5. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae en concentración de 150 mg/L durante 180 minutos del estudio.
0,02,8
6,3
11,8
0,0
4,9
16,1
21,0
0,0
1,9
7,6
17,0
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
EFIC
IEN
CIA
DE
BIO
AD
SOR
CIO
N (
%)
TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)
pH 6
pH5
pH 4
0,0
4,2
8,9
16,2
0,0
6,8
18,0
22,1
0,0
3,2
6,8
11,8
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
EFIC
IEN
CIA
DE
BIO
AD
SOR
CIO
N (
%)
TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)
pH 6
pH5
pH 4
34
5.3. Efecto de diferentes concentraciones de Cu II en la bioadsorción.
La remoción de cobre se determina por el intercambio de los grupos funcionales
de la pared celular de la biomasa (Carboxilos (COOH), fosfatos (PO43−) y sulfatos
orgánicos (SO42)) con los iones metálicos libres (Ilhan, Nurbas, Kilicarslan &
Ozdag, 2004).
Los resultados mostraron que la mayor eficiencia de remoción usando S.
cerevisiae a una concentración de 2000 mg/L de biomasa se encuentra a las más
altas concentraciones estudiadas de Cu II, 100 y 150 mg/L con 21.0% y 22.1%,
respectivamente (figuras 6-8; anexo 6).
Esta afirmación se sustenta con lo encontrado en la bibliografía, comparando el
uso de diversos metales a altas concentraciones. La investigación hecha por
Higuera, Escalante, & Laverde (2005) muestra que usando la biomasa Sargassum
sp a una concentración de 0.02 mg/L, bioadsorbe el 85% de Cr6+, a una
concentración de 400 mg/L a un tiempo de contacto de 10 minutos; Monge-Amaya
et al. (2008) reportaron que en una solución acuosa con 150 mg/L de Cu II se usó
como bioadsorbente a Escherichia coli a una concentración de 1000 mg/L, y esta
removió el 73% del metal en 75 min de tiempo de contacto. Así mismo, los
resultados arrojados por el estudio de Xiaona et al. (2009), muestran que
Bjerkandera sp a concentración de 2000 mg/L de biomasa fúngica inerte adsorbe
el 97 % de Cu II en una solución acuosa de 100 mg/L de concentración del metal
en un tiempo de exposición de 12 horas.
En la investigación se evidenció que a mayores concentraciones iniciales del
metal, mayor es la eficiencia de bioadsorción hecha por la biomasa inerte de S.
cerevisiae, ya que en estas concentraciones, este presenta un mayor contacto con
los grupos funcionales en la pared celular de la levadura, tal como lo corrobora el
estudio hecho por Gutiérrez (2015), donde uso biomasa seca de Serratia
35
marcescens obteniendo una remoción de hasta el 92.60% a una concentración de
400 mg/L de Cadmio, con un tiempo de contacto de 120 min. Por otro lado,
Bishnoi, Pant & Garima (2004) validaron este comportamiento utilizando 0.5 mg/L
del alga Spirogyra sp, con un tiempo de contacto de 30 minutos, obteniendo a una
concentración inicial de 1mg/L Cu II una eficiencia de 50% de remoción y a una
concentración de 40 mg/L mayor remoción del metal (91%). Adicionalmente estos
invesigadores sugieren que estos resultados pueden obtenerse en la bioadsorción
de Cu (II) utilizando biomasa fúngica.
Debido a la composición de los metales se ha encontrado que existen ciertos
factores que los hacen más afines a los componentes de la pared celular del
microorganismo, mejorando así la bioadsorción, como es el caso del radio atómico
(Morales & Ruiz, 2008). El radio atómico es la distancia media que hay entre los
núcleos que se encuentran unidos mediante un enlace; la afinidad de los ligandos
de la pared celular con el metal es directamente proporcional con el tamaño del
radio atómico, entre más grande, menor es la afinidad que hay con los
microorganismo. Esto se refleja en el estudio de Dimas et al. (2013), donde hacen
una evaluación de bioadsorción con varios metales (Cd2+, Cr3+, Pb2+, Zn2+) usando
como adsorbente la levadura Saccharomyces cerevisiae. De los metales
evaluados el que reportó mejor desempeño al ser bioadsorbido fue el Cr3+,
teniendo 1,27 Å (Angstrom) de radio atómico (El más bajo del grupo), con una
remoción del 41,1%; con la menor eficiencia de remoción está el Cd2+ con 1,54 Å
de radio atómico, este es el más alto de los metales usados en el estudio, la
cantidad de metal removido por bioadsorción fue 15,3% (Lenntech, en línea).
Para esta investigación se usó Cu, el cual tiene un radio atómico de 1,28 Å, la
remoción más alta hecha por S. cerevisiae a este metal fue de 22,1% en pH 5, a
28 °C y 80 rpm, a 180 min de tiempo de contacto. Dimas et al. (2013), muestra
que el Cromo con 1,27 Å de radio atómico, más bajo que el cobre, tiene una
mayor remoción usando la misma biomasa y el mismo pH. En cuanto al Cadmio
36
que posee 1,54 Å de radio atómico, presenta en comparación una remoción más
baja, por lo cual es probable que el radio atómico tenga una relación directa con
los porcentajes de remoción de cobre por medio de la biomasa S. cerevisiae
(Lenntech, en línea).
Figura 6. Porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae en pH 4
durante 180 minutos del estudio, concentraciones 10 – 20 – 50 – 100 – 150.
El mejor porcentaje de remoción hecho por S. cerevisiae a pH 5 fue a la
concentración de 150 mg/L de Cu II, aunque el porcentaje de remoción de la
concentración de 100 mg/L Cu II, también fue eficiente, las demás
concentraciones no tuvieron buen porcentaje de remoción (Figura 7).
0,00,7 0,7
1,3
0,0
2,3
5,4
6,9
0,0
2,4
6,8
11,1
0,0
1,9
7,6
17,0
0,0
3,2
6,8
11,8
0,0
2,0
4,0
6,0
8,0
10,0
12,0
14,0
16,0
18,0
EFIC
IEN
CIA
DE
BIO
AD
SOR
CIO
N (
%)
TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)
[ ] 10
[ ] 20
[ ] 50
[ ] 100
[ ] 150
mg/L Cu
II
37
Figura 7. Porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae en pH 5
durante 180 minutos del estudio, concentraciones 10 – 20 – 50 – 100 – 150.
El porcentaje de remoción más eficiente logrado por S. cerevisiae a pH 6 fue el de
150 mg/L de Cu II, aunque a este pH los porcentajes de remoción fueron bajos
(Figura 8).
Figura 8. Porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae en pH 6
durante 180 minutos del estudio, concentraciones 10 – 20 – 50 – 100 – 150.
0,0
1,72,6 3,0
0,0
3,2
7,7
11,7
0,0
6,9
14,1
16,4
0,0
4,9
16,1
21,0
0,0
6,8
18,0
22,1
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
EFIC
IEN
CIA
DE
BIO
AD
SOR
CIO
N (
%)
TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)
[ ] 10
[ ] 20
[ ] 50
[ ] 100
[ ] 150
0,01,0 1,0
2,0
0,0
1,3
5,7
8,9
0,0
5,0
9,9
13,9
0,0
2,8
6,3
11,8
0,0
4,2
8,9
16,2
0,0
2,0
4,0
6,0
8,0
10,0
12,0
14,0
16,0
18,0
EFIC
IEN
CIA
DE
BIO
AD
SOR
CIO
N (
%)
TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)
[ ] 10
[ ] 20
[ ] 50
[ ] 100
[ ] 150
mg/L Cu
II
mg/L Cu
II
38
5.4. Efecto del tiempo de contacto de Cu II con S. cerevisiae
La mayor remoción de Cu II en todas las concentraciones evaluadas se presentó
en un tiempo de contacto de 180 minutos (Anexo 9). Para la concentración de 10
mg/L de Cu II a pH 5 en un tiempo de contacto de 180 min se presentó la más
baja remoción con un 3.0% (TUKEY, α=0,05) (Figuras 6-8; Anexo 7).
En la concentración de 20 mg/L de Cu II se encontró la mayor remoción a 180 min
a pH 5 con una remoción de 11,7 % (TUKEY, α=0,05) (Figuras 6-8; Anexo 7).
En la concentración de 50 mg/L de Cu II se evidencia que a pH 5 y a 180 minutos
de tiempo de contacto se obtuvo una eficiencia de remoción de 16,4 %, mientras
que la eficiencia de remoción a pH 4 y 6 con esta concentración y el mismo tiempo
de contacto fue de 11,1 % y 13,9 % respectivamente (TUKEY, α=0,05) (Figuras 6-
8; Anexo 7).
El porcentaje de remoción más eficiente hecho por S. cerevisiae a la
concentración de 100 mg/L de Cu II fue a pH 5 con un tiempo de contacto de 180
minutos, presentando una remoción del 21,0 %, pero se evidenció en este caso
que a esta concentración, en el pH 4 se presenta la segunda mejor eficiencia de
remoción con 17,0 % (TUKEY, α=0,05) (Figuras 6-8; Anexo 7).
Por último, en la concentración de 150 mg/L de Cu II con un pH 5 a 180 minutos
de contacto se encuentra la mejor remoción hecha por S. cerevisiae con un
porcentaje de 22.1 % (TUKEY, α=0,05) (Figuras 6-8; Anexo 7). Sin embargo en la
concentración de 100 mg/L de Cu II en el tiempo de 180 minutos a pH 5 estuvo
próximo a la eficiencia de remoción de la concentración de 150 mg/L Cu II (Figura
7); mientras que en la concentración 100 mg/L la máxima remoción es a 180
minutos con pH 4 (Figura 6), y en la concentración de 50 mg/L Cu II a pH 6
presentó una remoción mayor que la concentración de 100 mg/L Cu II (Figura 8).
39
De acuerdo a los resultados obtenidos en la investigación de la remoción de Cu II
usando S. cerevisiae, se observó que el proceso de bioadsorción es dependiente
de las variables evaluadas en el estudio; concentración inicial del metal, pH y
tiempo de contacto, y que cualquier modificación de las variables afecta la
adsorción realizada por la biomasa (Muñoz, 2007).
40
6. CONCLUSIONES
Se encontró que la biomasa muerta de Saccharomyces cerevisiae tiene la
capacidad de adsorber Cu (II) y así ser útil para remover este metal de aguas
contaminadas.
A mayor concentración de Cu (II) la levadura presenta una mayor remoción del
metal en aguas a diferentes pHs.
El pH óptimo de remoción por bioadsorción de Cu (II) por Saccharomyces
cerevisiae se presenta a pH 5.0.
A tiempo de contacto de 180 minutos, la biomasa muerta de Saccharomyces
cerevisiae presenta la mayor remoción (22.1%) a pH 5.0 a una concentración
de 150 mg/L de Cu (II).
41
7. RECOMENDACIONES
Para estudios futuros en esta área se recomienda:
Evaluar diferentes concentraciones de la biomasa y así poder evaluar su
incidencia en la bioadsorción del metal.
Determinar la mayor eficiencia de remoción del metal mediante la evaluación
de tiempos de contacto mayores.
Implementar la adsorción por biomasa inerte inmovilizada utilizando
Saccharomyces cerevisiae.
42
8. BIBLIOGRAFIA
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49
9. ANEXOS
ANEXO 1. Elaboración de Agar Papa Dextrosa (PDA).
El medio PDA se preparó siguiendo las recomendaciones del fabricante, se
tomaron 7.8 g los cuales se diluyeron en 200 ml de agua desionizada. Esto se
calentó en una estufa hasta su ebullición y posteriormente se esterilizo en un
autoclave a 125 °C por 30 min.
50
ANEXO 2. Cálculos para la solución stock de 300 mg Cu II/L
Se preparó un stock de 300 mg Cu II/L de Sulfato de Cobre penta-hidrato
(CuSO4·5H2O), de este se tomó la cantidad necesaria para diluir y llegar a las
concentraciones de 10 – 20 – 50 – 100 - 150 mg Cu II/L.
Para elaborar la solución stock se usó la siguiente fórmula:
300𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼
𝐿∗
1 𝑔
1000 𝑚𝑔∗
249.68 𝐶𝑢𝑆𝑂4 · 5𝐻2𝑂 𝑔
63.54 𝐶𝑢 𝑔∗ 15 𝐿 ∗
100 %
99%
= 17.8613𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼
𝐿
El stock se almaceno en un frasco plástico transparente, refrigerado a 4 °C
(American Public Health Association (APHA), 1992).
51
ANEXO 3. Soluciones de trabajo.
Las concentraciones de Cu II 10 – 20 – 50 – 100 – 150 mg/L que se usaron en el
estudio, se prepararon a partir de la solución stock.
Se usó la fórmula de concentración y volumen, para preparar las concentraciones
requeridas:
C1 * V1 = C2 * V2
*C1: Concentración inicial
*V1: Volumen inicial
*C2: Concentración requerida
*V2: Volumen Requerido
a. Concentración 10 mg Cu II/L:
V1= 200 𝑚𝑙 ∗10
𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼
𝐿
300 𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼
𝐿
V1= 6.7 ml
La concentración de 10 mg Cu II/L se preparó tomando 6.7 ml del stock, esto
se diluyo con agua desionizada hasta llegar a 200 ml en un Erlenmeyer de 250
ml.
b. Concentración 20 mg Cu II/L:
V1= 200 𝑚𝑙 ∗ 20
𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼
𝐿
300 𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼
𝐿
V1= 13.4 ml
52
La concentración de 20 mg Cu II/L se preparó tomando 13.4 ml del stock, esto
se diluyo con agua desionizada hasta llegar a 200 ml en un Erlenmeyer de 250
ml.
c. Concentración 50 mg Cu II/L:
V1= 200 𝑚𝑙 ∗ 50
𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼
𝐿
300 𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼
𝐿
V1= 33.4 ml
La concentración de 50 mg Cu II/L se preparó tomando 33.4 ml del stock, esto
se diluyo con agua desionizada hasta llegar a 200 ml en un Erlenmeyer de 250
ml.
d. Concentración 100 mg Cu II/L:
V1= 200 𝑚𝑙 ∗100
𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼
𝐿
300 𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼
𝐿
V1= 66.7 ml
La concentración de 100 mg Cu II/L se preparó tomando 66.7 ml del stock,
esto se diluyo con agua desionizada hasta llegar a 200 ml en un Erlenmeyer
de 250 ml.
e. Concentración 150 mg Cu II/L:
V1= 200 𝑚𝑙 ∗150
𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼
𝐿
300 𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼
𝐿
V1= 100 ml
53
La concentración de 150 mg Cu II/L se preparó tomando 100 ml del stock, esto
se diluyo con agua desionizada hasta llegar a 200 ml en un Erlenmeyer de 250
ml.
54
ANEXO 4. Cálculo del conservante y reactivos.
Para la elaboración de cada concentración de los compuestos químicos se usó la
fórmula de concentración y volumen:
C1 * V1 = C2 * V2
*C1: Concentración inicial
*V1: Volumen inicial
*C2: Concentración requerida
*V2: Volumen Requerido
a. Preparación de la normalidad deseada del Hidróxido de Sodio (NaOH):
El NaOH se preparó a diferentes concentraciones de normalidad, para legar al
pH requerido en cada muestra del estudio.
Se partió de un reactivo estándar de 1 N, para los cambios de pH se usaron
las concentraciones de NaOH de 1 N y 0.3 N. Utilizando la fórmula de la
concentración y el volumen, se diluyo la muestra de 1 N para crear una de 50
ml de 0.3 N.
V1= 50 𝑚𝑙∗0.3 𝑁
1 𝑁
V1= 15 ml
Se tomaron 15 ml del reactivo para alcanzar la concentración de 0.3 N de
NaOH.
55
b. Preparación de la normalidad deseada de Ácido Clorhídrico (HCl)
El HCl se preparó a diferentes concentraciones de normalidad, para legar al
pH requerido en cada muestra del estudio.
Se partió de un reactivo estándar de 1 N de HCl, en el estudio para los
cambios de pH se usaron las concentraciones de HCl 0.2 N y 0.3 N. Usando
la fórmula de la concentración y el volumen, se diluyo la muestra de 1 N para
crear una de 50 ml de 0.2 N y una de 0.3 N.
Para la de 0.2 N de HCl:
V1= 50 𝑚𝑙∗0.2 𝑁
1 𝑁
V1= 10 ml
Se tomaron 10 ml del HCl al 1 N para alcanzar la concentración de 0.2 N.
Para la de 0.3 N de HCl:
V1= 50 𝑚𝑙∗0.3 𝑁
1 𝑁
V1= 15 ml
Se tomaron 15 ml del HCl al 1 N para alcanzar la concentración de 0.3 N.
c. Conservante:
Para conservar las muestras hasta su análisis, se usó HNO3 al 30 % el cual se
diluyo de una muestra más concentrada, para este fin se usó la fórmula de
concentración y volumen:
V1= 200 𝑚𝑙 ∗ 30 %
65 %
V1= 92.30 ml
56
ANEXOS 5. Resultado de muestras sin Saccharomyces cerevisiae
(Controles).
Se realizaron controles para corroborar los datos de la adsorción de
Saccharomyces cerevisiae al Cu II.
Tabla Controles (mg/L)
Concentraciones pH Tiempo (minutos)
0 60 120 180
10
4 10,1 10,1 10,1 10,1
5 10,1 10,1 10,1 10,1
6 10,1 10,1 10,1 10,1
20
4 19,9 19,9 19,9 19,9
5 19,9 19,9 19,9 19,9
6 19,9 19,9 19,9 19,9
50
4 50 50 50 50
5 50 50 50 50
6 50 50 50 50
100
4 100,1 100,1 100,1 100,1
5 100,1 100,1 100,1 100,1
6 100,1 100,1 100,1 100,1
150
4 150,2 150,2 150,2 150,2
5 150,2 150,2 150,2 150,2
6 150,2 150,2 150,2 150,2
57
ANEXO 6. Datos crudos de la evaluación de Cu II por bioadsorción atómica.
Datos Concentración 10 mg/L de Cu II
Concentración mg/L Cu II pH Muestras 0 60 120 180
10
4
n = 1 10,1 10,1 10,1 10,1
n = 2 10,1 10 10 9,9
n = 3 10,1 10 10 9,9
Promedio 10,1 10,0 10 10
Desviación 0 0,1 0,1 0,1
5
n = 1 10,1 9,9 9,9 9,8
n = 2 10,1 9,9 9,7 9,7
n = 3 10,1 10 9,9 9,9
Promedio 10,1 9,9 9,8 9,8
Desviación 0 0,1 0,1 0,1
6
n = 1 10,1 10,0 10 9,9
n = 2 10,1 10 10 9,9
n = 3 10,1 10 10 9,9
Promedio 10,1 10,0 10 9,9
Desviación 0 0 0 0
Datos Concentración 20 mg/L de Cu II
Concentración mg/L Cu II pH Muestras 0 60 120 180
20
4
n = 1 19,9 19,2 18,5 18,2
n = 2 19,9 19,6 19,2 18,8
n = 3 19,9 19,5 18,8 18,6
Promedio 19,9 19,4 18,8 18,5
Desviación 0 0,2 0,4 0,3
5
n = 1 19,9 19,6 18,4 17,7
n = 2 19,9 19,1 18,6 17,8
n = 3 19,9 19,1 18,1 17,2
Promedio 19,9 19,3 18,4 17,6
Desviación 0 0,3 0,3 0,3
6
n = 1 19,9 19,7 18,9 17,9
n = 2 19,9 19,5 18,5 18,2
n = 3 19,9 19,7 18,9 18,3
Promedio 19,9 19,6 18,8 18,1
Desviación 0 0,1 0,2 0,2
58
Datos Concentración 50 mg/L de Cu II
Concentración mg/L Cu II pH Muestras 0 60 120 180
50
4
n = 1 50 48,2 47 44,1
n = 2 50 49,3 46,7 44,4
n = 3 50 48,9 46,1 44,8
Promedio 50 48,8 46,6 44,4
Desviación 0 0,6 0,5 0,4
5
n = 1 50 45,8 42,2 41,6
n = 2 50 48,6 43,8 40,2
n = 3 50 45,3 42,8 43,6
Promedio 50 46,6 42,9 41,8
Desviación 0 1,8 0,8 1,7
6
n = 1 50 47,1 44,8 42,4
n = 2 50 47,2 45,1 42,6
n = 3 50 48,2 45,2 44,1
Promedio 50 47,5 45 43
Desviación 0 0,6 0,2 0,9
Datos Concentración 100 mg/L de Cu II
Concentración mg/L Cu II pH Muestras 0 60 120 180
100
4
n = 1 100,1 98,8 91,9 83,7
n = 2 100,1 97,4 92,3 81,4
n = 3 100,1 98,4 93,3 84
Promedio 100,1 98,2 92,5 83
Desviación 0 0,7 0,7 1,4
5
n = 1 100,1 96,1 85,3 79,4
n = 2 100,1 93,3 81,1 77,3
n = 3 100,1 96,1 85,7 80,4
Promedio 100,1 95,2 84 79
Desviación 0 1,6 2,5 1,6
6
n = 1 100,1 97,3 92,3 88,6
n = 2 100,1 97,2 93,4 88
n = 3 100,1 97,3 95,8 88,2
Promedio 100,1 97,3 93,8 88,3
Desviación 0 0,1 1,8 0,3
59
Datos Concentración 150 mg/L de Cu II
Concentración mg/L Cu II pH Muestras 0 60 120 180
150
4
n = 1 150,2 145,5 139,9 135,1
n = 2 150,2 146,9 141,8 130,2
n = 3 150,2 143,8 138,4 132,3
Promedio 150,2 145,4 140 132,5
Desviación 0 1,6 1,7 2,5
5
n = 1 150,2 140,1 126,6 117,3
n = 2 150,2 138 122,9 112,6
n = 3 150,2 141,8 120,1 121,3
Promedio 150,2 140 123,2 117,1
Desviación 0 1,9 3,3 4,4
6
n = 1 150,2 144,3 138,9 122,8
n = 2 150,2 142,6 135,9 125,7
n = 3 150,2 144,8 135,8 128,9
Promedio 150,2 143,9 136,9 125,8
Desviación 0 1,2 1,8 3,1
60
ANEXO 7. Eficiencia de bioadsorción.
La eficiencia de bioadsorción (EBA) se calculó mediante la siguiente formula:
𝐸𝐵𝐴 = [𝐶𝑢0] − [𝐶𝑢𝐹]
[𝐶𝑢0]∗ 100
Dónde: 𝐶𝑢0= concentracion de cobre inicial en solución acuosa; 𝐶𝑢𝐹=
concentración de cobre final en solución acuosa (Pauro et al, 2009).
DATOS DE TRABAJO
Eficiencia de bioadsorción (%)
Concentraciones mg/L Cu II pH Tiempo (minutos)
0 60 120 180
10
4 0,0 0,7 0,7 1,3
5 0,0 1,7 2,6 3,0
6 0,0 1,0 1,0 2,0
20
4 0,0 2,3 5,4 6,9
5 0,0 3,2 7,7 11,7
6 0,0 1,3 5,7 8,9
50
4 0,0 2,4 6,8 11,1
5 0,0 6,9 14,1 16,4
6 0,0 5,0 9,9 13,9
100
4 0,0 1,9 7,6 17,0
5 0,0 4,9 16,1 21,0
6 0,0 2,8 6,3 11,8
150
4 0,0 3,2 6,8 11,8
5 0,0 6,8 18,0 22,1
6 0,0 4,2 8,9 16,2
61
ANEXO 8. Prueba ANOVA.
Para la aplicación del Análisis de Varianza (ANOVA) se usó la siguiente formula:
Resultados ANOVA 10 mg/L Cu II.
Promedio de las repeticiones de cada tiempo.
Resultado prueba de Análisis de Varianza de un Factor (ANOVA).
Origen de las
variaciones
Suma de cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de los
cuadrados F Probabilidad
Valor crítico para F
Entre grupos
0,074444 3 0,024815 4,19 0,047 4,07
Dentro de los grupos
0,047407 8 0,005926
Total 0,121852 11
Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza
Promedio Tiempo 0 min
3 30,3 10,1 0
Promedio Tiempo 60 min
3 29,9 9,9666667 0,003333
Promedio Tiempo 120 min
3 29,8 9,9333333 0,013333
Promedio Tiempo 180 min
3 29,666667 9,8888889 0,007037
2
xxSST ij
62
Resultados ANOVA 20 mg/L Cu II.
Promedio de las repeticiones de cada tiempo.
Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza
Promedio Tiempo 0 min 3 59,7 19,9 0
Promedio Tiempo 60 min
3 58,3 19,433333 0,023333
Promedio Tiempo 120 min
3 56 18,666667 0,053333
Promedio Tiempo 180 min
3 54,2 18,066667 0,203333
Resultado prueba de Análisis de Varianza de un Factor (ANOVA).
Origen de las
variaciones
Suma de cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de los
cuadrados F Probabilidad
Valor crítico para F
Entre grupos
5,93666667 3 1,97888889 28,27 0,00013 4,07
Dentro de los grupos
0,56 8 0,07
Total 6,49666667 11
Resultados ANOVA 50 mg/L Cu II.
Promedio de las repeticiones de cada tiempo.
Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza
Promedio Tiempo 0 min 3 150 50 0
Promedio Tiempo 60 min
3 142,9 47,633333 1,223333
Promedio Tiempo 120 min
3 134,5 44,833333 3,443333
Promedio Tiempo 180 min
3 129,2 43,066667 1,693333
63
Resultado prueba de Análisis de Varianza de un Factor (ANOVA).
Origen de las
variaciones
Suma de cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de los
cuadrados F Probabilidad
Valor crítico para F
Entre grupos
84,1366667 3 28,0455556 17,64 0,00069 4,07
Dentro de los grupos
12,72 8 1,59
Total 96,8566667 11
Resultados ANOVA 100 mg/L Cu II.
Promedio de las repeticiones de cada tiempo.
Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza
Promedio Tiempo 0 min 3 300,3 100,1 3,02923E-28
Promedio Tiempo 60 min
3 290,7 96,9 2,37
Promedio Tiempo 120 min
3 270,3 90,1 28,33
Promedio Tiempo 180 min
3 250,3 83,433333 21,76333333
Resultado prueba de Análisis de Varianza de un Factor (ANOVA).
Origen de las
variaciones
Suma de cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de los
cuadrados F Probabilidad
Valor crítico para F
Entre grupos
495,04 3 165,013333 12,58 0,0021 4,07
Dentro de los grupos
104,926667 8 13,1158333
Total 599,966667 11
64
Resultados ANOVA 150 mg/L Cu II.
Promedio de las repeticiones de cada tiempo.
Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza
Promedio Tiempo 0 min 3 450,6 150,2 0
Promedio Tiempo 60 min
3 429,3 143,1 7,77
Promedio Tiempo 120 min
3 400,1 133,36667 79,92333333
Promedio Tiempo 180 min
3 375,4 125,13333 59,62333333
Resultado prueba de Análisis de Varianza de un Factor (ANOVA).
Origen de las
variaciones
Suma de cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de los
cuadrados F Probabilidad
Valor crítico para F
Entre grupos
1085,57667 3 361,858889 9,83 0,0047 4,07
Dentro de los grupos
294,633333 8 36,8291667
Total 1380,21 11
65
ANEXO 9. Prueba tukey.
Para elaborar la prueba Tukey se usó la siguiente formula:
Se tomaron los resultados de la prueba ANOVA para cada concentración de Cu II,
y con estos se desarrolló el método Tukey, esta ayuda a encontrar cuál de los
tiempos del estudio es el que presenta mejor bioadsorción en cada concentración.
Para que la prueba tenga valores significativos, se compara el valor de Diferencia
honestamente significativa (HSD) con los valores que se encuentran en el cuadro
de tiempos 0-60-120-180, los valores mayores al HSD son los que causan las
diferencias y permiten que estos se puedan comparar.
10 mg/L Cu II:
Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 10 mg/L
CU II.
Promedio Tiempo 0
min
Promedio Tiempo 60
min
Promedio Tiempo 120
min
Promedio Tiempo 180 min
10,1 10 10 10,0
10,1 9,9 9,8 9,8
10,1 10 10 9,9
Media aritmética 10,1 9,97 9,93 9,89
66
Datos usados para desarrollar la prueba Tukey
Diferencia honestamente significativa (HSD) 0,2013
Valor q alfa de la prueba de TUKEY 4,53
Cuadrado del error medio (Mse) 0,0059
Tamaño de la muestra de cada uno de los grupos
3
Diferencias de remoción entre los tiempos evaluados, la casilla señalada
muestra la diferencia significativa:
Tiempo 0 Tiempo 60 Tiempo
120 Tiempo
180
Tiempo 0 0,13 0,17 0,21
Tiempo 60 0,03 0,08
Tiempo 120 0,04
Tiempo 180
20 mg/L Cu II:
Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 20 mg/L
CU II.
Promedio Tiempo 0
min
Promedio Tiempo 60
min
Promedio Tiempo 120
min
Promedio Tiempo 180 min
19,9 19,4 18,8 18,5
19,9 19,3 18,4 17,6
19,9 19,6 18,8 18,1
Media aritmética 19,9 19,43 18,67 18,07
67
Datos usados para desarrollar la prueba Tukey
Diferencia honestamente significativa (HSD) 0,692
Valor q alfa de la prueba de TUKEY 4,53
Cuadrado del error medio (Mse) 0,07
Tamaño de la muestra de cada uno de los grupos
3
Diferencias de remoción entre los tiempos evaluados, la casilla señalada
muestra la diferencia significativa:
Tiempo 0 Tiempo 60 Tiempo
120 Tiempo
180
Tiempo 0
0,47 1,23 1,83
Tiempo 60
0,77 1,37
Tiempo 120
0,60
Tiempo 180
50 mg/L Cu II:
Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 50 mg/L
CU II.
Promedio Tiempo 0
min
Promedio Tiempo 60
min
Promedio Tiempo 120
min
Promedio Tiempo 180 min
50,0 48,8 46,6 44,4
50,0 46,6 42,9 41,8
50,0 47,5 45,0 43,0
Media aritmética 50 47,63 44,83 43,07
68
Datos usados para desarrollar la prueba Tukey.
Diferencia honestamente significativa (HSD) 3,30
Valor q alfa de la prueba de TUKEY 4,53
Cuadrado del error medio (Mse) 1,59
Tamaño de la muestra de cada uno de los grupos
3
Diferencias de remoción entre los tiempos evaluados, la casilla señalada
muestra la diferencia significativa:
Tiempo 0 Tiempo 60 Tiempo
120 Tiempo
180
Tiempo 0
2,37 5,17 6,93
Tiempo 60
2,80 4,57
Tiempo 120
1,77
Tiempo 180
100 mg/L Cu II:
Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 100 mg/L
CU II.
Promedio Tiempo 0
min
Promedio Tiempo 60
min
Promedio Tiempo 120
min
Promedio Tiempo 180 min
100,1 98,2 92,5 83,0
100,1 95,2 84,0 79,0
100,1 97,3 93,8 88,3
Media aritmética 100,1 96,9 90,1 83,433
69
Datos usados para desarrollar la prueba Tukey.
Diferencia honestamente significativa (HSD) 9,47
Valor q alfa de la prueba de TUKEY 4,53
Cuadrado del error medio (Mse) 13,11583333
Tamaño de la muestra de cada uno de los grupos
3
Diferencias de remoción entre los tiempos evaluados, la casilla señalada
muestra la diferencia significativa:
Tiempo 0 Tiempo 60 Tiempo
120 Tiempo
180
Tiempo 0
3,20 10,00 16,67
Tiempo 60
6,80 13,47
Tiempo 120
6,67
Tiempo 180
150 mg/L Cu II:
Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 150 mg/L
CU II.
Promedio Tiempo 0
min
Promedio Tiempo 60
min
Promedio Tiempo 120
min
Promedio Tiempo 180 min
150,2 145,4 140,0 132,5
150,2 140,0 123,2 117,1
150,2 143,9 136,9 125,8
Media aritmética 150,2 143,1 133,37 125,13
70
Datos usados para desarrollar la prueba Tukey.
Diferencia honestamente significativa (HSD) 15,87
Valor q alfa de la prueba de TUKEY 4,53
Cuadrado del error medio (Mse) 36,82916667
Tamaño de la muestra de cada uno de los grupos
3
Diferencias de remoción entre los tiempos evaluados, la casilla señalada
muestra la diferencia significativa:
Tiempo 0 Tiempo 60 Tiempo
120 Tiempo
180
Tiempo 0
7,10 16,83 25,07
Tiempo 60
9,73 17,97
Tiempo 120
8,23
Tiempo 180
71
ANEXO 10. Coeficiente de variación.
Para obtener los coeficientes de variación de los resultados de cada concentración
e Cu II del estudio se usó la siguiente fórmula:
El coeficiente de variación se saca a partir de los datos obtenidos de la prueba
ANOVA, este ayuda a saber el porcentaje de dispersión de los datos, para así
saber que tan confiable es el promedio.
Concentración 10 mg/L Cu II:
Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 10 mg/L
CU II.
Promedio Tiempo 0
min
Promedio Tiempo 60
min
Promedio Tiempo 120
min
Promedio Tiempo 180 min
10,1 10 10 10,0
10,1 9,9 9,8 9,8
10,1 10 10 9,9
Media aritmética 10,1 9,97 9,93 9,89
Cuadrado del error medio 0.0059
Media de los promedios 9.97 mg/L Cu II
Coeficiente de variación 0.77 %
72
Concentración 20 mg/L Cu II:
Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 10 mg/L
CU II.
Promedio Tiempo 0
min
Promedio Tiempo 60
min
Promedio Tiempo 120
min
Promedio Tiempo 180 min
19,9 19,4 18,8 18,5
19,9 19,3 18,4 17,6
19,9 19,6 18,8 18,1
Media aritmética 19,9 19,43 18,67 18,07
Cuadrado del error medio 0,07
Media de los promedios 19,02 mg/L Cu II
Coeficiente de variación 1,39 %
Concentración 50 mg/L Cu II:
Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 20 mg/L
CU II.
Promedio Tiempo 0
min
Promedio Tiempo 60
min
Promedio Tiempo 120
min
Promedio Tiempo 180 min
50,0 48,8 46,6 44,4
50,0 46,6 42,9 41,8
50,0 47,5 45,0 43,0
Media aritmética 50 47,63 44,83 43,07
Cuadrado del error medio 1,59
Media de los promedios 46,38 mg/L Cu II
Coeficiente de variación 2,72 %
73
Concentración 100 mg/L Cu II:
Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 100 mg/L
CU II.
Promedio Tiempo 0
min
Promedio Tiempo 60
min
Promedio Tiempo 120
min
Promedio Tiempo 180 min
100,1 98,2 92,5 83,0
100,1 95,2 84,0 79,0
100,1 97,3 93,8 88,3
Media aritmética 100,1 96,9 90,1 83,433
Cuadrado del error medio 13,12
Media de los promedios 92,63 mg/L Cu II
Coeficiente de variación 3,91 %
Concentración 150 mg/L Cu II:
Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 100 mg/L
CU II.
Promedio Tiempo 0
min
Promedio Tiempo 60
min
Promedio Tiempo 120
min
Promedio Tiempo 180 min
150,2 145,4 140,0 132,5
150,2 140,0 123,2 117,1
150,2 143,9 136,9 125,8
Media aritmética 150,2 143,1 133,37 125,13
Cuadrado del error medio 36,82
Media de los promedios 137,97 mg/L Cu II
Coeficiente de variación 4,39 %