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Cours de microbiologie et génie fermentaire BTS Biotechnologies
Génie fermentaire Lycée J.Monod 26/08/2015 1
GENIE FERMENTAIRE
Ne pas confondre fermentation et fermentation !
Ne pas confondre fermenteur et fermenteur !!
En anglais on parle de « Bioreactor » et « fermentor »
Expliquer ces ambiguïtés. Définir correctement chaque terme
A
B
Sketch of apparatus used to perform measurements of kLa. (1 mass flowmeter; 2 pressure gauge; 3 motor; 4 Bioflo III signal processor; 5 condenser; 6 impeller; 7 air sparger; 8 dissolved O2 electrode; 9 signal converter; 10 chart recorder; 11 exhaust gas drying column; 12 CO2 analyser; 13 O2 analyser).
Some internal structures of the reactor. 1. Impeller; 2. Agitating shaft; 3. Air sparger; 4. Cooling coil; 5. Sampling pipe.
C D
Document 1 : Exemples de bioréacteur
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I. INGENIERIE DE LA FERMENTATION OU MICROBIOLOGICAL INGEENIRING
I.1 Les différents éléments d'un bioréacteur
I.1.1 La cuve
Les cuves sont en verre jusqu'à 20 L, en acier inoxydable au-delà. Leur fond est généralement rond. Les
cuves doivent résister:
aux sollicitations thermiques, lors de la stérilisation,
aux vibrations, résultant de l'agitation,
aux surpressions de gaz, lors de la stérilisation et de la vidange,
à la corrosion.
Les cuves doivent être étanches aux contaminations extérieures, et supporter les additions d'acides, de
bases, d'anti-mousses.
Le volume utile (volume de milieu) est généralement = ¾ du volume de la cuve, pour tenir compte de
l'augmentation de volume due à l'injection d'air et à la formation de mousse.
Sur la figure D du document 1, indiquer le volume maximal de remplissage
I.1.2 Le système d'aération
Le bioréacteur doit posséder un système d'injection d'air qui doit être dispersé dans l'ensemble du milieu.
L'arrivée d'air a lieu sous le mobile d'agitation. L'air doit être :
comprimé (compresseur),
stérile donc filtré (cad dépourvu de particules). On utilise un filtre hydrophobe qui conserve ses
propriétés stérilisantes à l'humidité atmosphérique. Ne pas autoclaver n'y faire entrer de l'air
humide car risque d'occlusion
sec (pour ne pas mouiller le filtre),
déshuilé
Le système de distribution et de répartition de l’air peut être un simple tube d'arrivée d'air, un tube
métallique perforé (sparger linéaire), un plateau d'aération ou disque de porcelaine poreux qui disperse
bien le gaz.
Le document 1 présente 2 différents systèmes d’aération : les colorier en rouge sur les documents et annoter l'ensemble du système d'aération des figures du document 1.
I.1.3 Le système d'agitation
L'agitation est l'opération qui crée ou accélère le contact entre 2 ou plusieurs phases.
Le bioréacteur doit assurer une homogénéisation du milieu, des cellules, de l'air, de la T°… Il doit pour cela
permettre de mettre en contact les différents éléments d'un système polyphasique pour qu’il n’y ait pas de
zones stagnantes.
Définir le terme « polyphasique » et justifier son emploi dans le cas d'un bioréacteur Annoter complètement la figure D à l'aide des indications données figures A, B et C
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a) agitation par air:
L'agitation peut être due à la seule injection de gaz d'oxygénation comprimé, qui crée au sein de la
suspension microbienne, une turbulence variable selon le débit, la pression et le mode d'introduction.
b) agitation mécanique:
Il existe un type de bioréacteur équipé d'un mécanisme d'agitation par vibration (vibro-bioréacteur).
La plupart des bioréacteurs sont équipés d'un agitateur rotatif. L'agitation est provoquée par le mobile
d'agitation, entraîné dans un mouvement de rotation par un arbre, lui-même relié à une source d'énergie
mécanique.
Ce système d'agitation comporte différents organes:
L'arbre d'agitation massif ou creux, sur lequel est fixé le mobile (turbine ou hélice) à entraîner,
La turbine ou l’hélice : il en existe différents modèles présentés document 2. Chaque modèle
produit une agitation différente.
Flat blade disk turbine:rushton type 45° Flat blade disk turbine
Marine propeller 3 segment blade impeller
Document 2 : Exemples de systèmes d’agitation d’un bioréacteur
Un système d'étanchéité, à l'endroit où l'arbre traverse la paroi du bioréacteur
Un système de guidage de l'arbre
Un système d'assemblage de l'arbre au moteur (situé au sommet ou à la base du bioréacteur)
qui va l'entraîner.
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L'agitation peut être renforcée par des contre-pales. Elles sont destinées à limiter l'effet vortex dû aux
pales, en augmentant la turbulence du milieu dont la surface reste horizontale malgré l'agitation.
L'agitation mécanique, en plus de réaliser les opérations de mélange et de mise en suspension, améliore
l'émulsion et donc l'aération en divisant les bulles de gaz introduit et en les faisant circuler dans le
bioréacteur.
Traduire les différentes indications portées en document 1
I.1.4 Les systèmes de mesure des variables physico-chimiques
Les variations des paramètres de la fermentation (pH, T°…) sont mesurées à l'aide d'un capteur, sensible à
ces variations. Un bon capteur doit être: fidèle, rapide, juste, fiable, précis et robuste.
a) les capteurs de mesures physiques
Ils sont tous utilisés in situ.
Définir "in situ"
température: les capteurs les plus utilisés sont les thermomètres à résistance en platine
vitesse d'agitation: Actuellement, les capteurs les plus fiables fonctionnent par comptage
d'impulsions grâce à la présence d'un repère sur l'arbre (comptage du nombre de tours par minute).
pression: C'est la pression de couverture qu'il s'agit de mesurer, c'est-à-dire la pression que l'on
maintient dans le bioréacteur, au-dessus du liquide en fermentation. On utilise des membranes à
jauge de contraintes: fines membranes renfermant des éléments dont la résistance varie avec la
déformation. Ces capteurs se prêtent bien aux conditions d'asepsie requises en fermentation.
débit: On effectue généralement la mesure de débits gazeux, indispensables lorsqu'on veut
effectuer la détermination du "KL.a" par la méthode des bilans gazeux. Les débits de gaz peuvent
être évalués par débimètre à flotteur par exemple.
niveaux: La mesure du niveau peut remplacer celle du volume. Elle intervient lors du remplissage et
de la vidange du bioréacteur, mais aussi pour évaluer la formation de mousse. On utilise:
- Des sondes résistives: elles donnent une indication par tout ou rien
- Des sondes capacitives: elles fournissent un signal en continu
Formation de mousse : sonde à résistance électrique.
b) les capteurs de mesures physico-chimiques
pH: La mesure du pH en fermentation est couramment pratiquée à l'aide de sondes: électrodes
combinées (mesure – référence) en verre, pressurisables et stérilisables.
oxygène dissous: C'est un paramètre très important dans tous les processus microbiologiques
aérobies. Il permet d'évaluer les capacités de transfert d'O2 du bioréacteur, et de fournir à la culture
la quantité d'O2 dont elle a besoin grâce à une boucle de régulation.
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substrats et métabolites: La mesure de ces paramètres permet de suivre avec précision le
déroulement de la fermentation: évolution de la concentration en substrat par exemple. On a recourt
à:
- Des dosages chimiques effectués sur des prélèvements périodiques (méthode astreignante +
risque de contamination au point de prélèvement)
- Des déterminations automatiques et en continu: colorimétrie, CPG, HPLC, spectrophotométrie
de masse
Définir « analyse en ligne » et « analyse hors ligne ». Donner un exemple dans chaque cas.
I.2 Les systèmes de régulation
La régulation permet de maintenir, pour un paramètre donné, un écart minimal et si possible nul, entre sa
valeur mesurée (à l'aide d'un capteur) et celle que l'on veut qu'il prenne, appelée consigne.
I.2.1 Principe de la boucle de régulation
Document 3 : Fonctionnement d’une boucle de régulation
Le document 3 présente une boucle de régulation. Expliquez en le principe.
I.2.2 Les différents types d'actionneurs
Le type d'actionneur contrôlé par le régulateur est fonction du paramètre à réguler. Ce peut être:
Une vanne pour commander l'admission et / ou régler le débit d'un fluide dans une canalisation.
Une pompe pour l'addition de réactifs et de milieu de culture en cours de fermentation, notamment
pour les petites installations permettant l'emploi des pompes péristaltiques.
Un moteur à vitesse variable.
Proposer un exemple de paramètre contrôlé dans chaque cas
I.2.3 La régulation du pH
La régulation du pH en cours de fermentation est indispensable, car les organismes en croissance
produisent des déchets qui modifient le pH du milieu de culture. Dans la plupart des cas, il s'agit de
processus acidogènes: la régulation du pH est obtenue par addition d'une base, sous forme liquide ou
gazeuse (NH3). Un exemple de régulateur est présenté document 4.
Quels boutons doit-on actionner pour régler la valeur de pH consigne. (Répondre par lettres) Si le bouton D est positionné sur 20, le bouton E sur 50%, le bouton F sur 40%, et la consigne à pH 7, pendant combien de temps le régulateur verse de la soude si le pH tombe brusquement à 6, quels sont alors les temps de pause entre 2 ajouts ? Même question quand le pH est remonté à 6,9.
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Document 4 : Réglage de la consigne pH
I.2.4 La régulation de la [O2]
La régulation de la [O2dissous] est complexe du fait des nombreux paramètres susceptibles de la faire varier:
vitesse de l'agitateur, débit de gaz d'oxygénation, composition de ce gaz et pression de couverture
(pression à l’interface eau/air).
De plus, des facteurs comme la T°, le pH, les substances antimousses jouent un rôle indirect sur la
solubilité de l'oxygène. Il s’agit lorsqu’elle est mesurée de la maintenir à un niveau élevé pour éviter
l’asphyxie du fermenteur. Elle n’est pas vérifiée pour les fermenteurs anaérobies.
Le contrôle de la [O2] se fait en cascade, compte tenu des paramètres mesurés. Cette boucle de contrôle
en cascade est hiérarchisée:
1. augmentation de la vitesse d'agitation: jusqu'au max tolérable
2. augmentation du débit d'air:
3. modification de la composition du gaz de couverture: de %O2 dans l'air
Quels problèmes peut-on rencontrer pour les points 1 et 2
I.2.5 La régulation de la température
Les bioréacteurs peuvent être équipés soit :
d'une double paroi dans laquelle on peut faire circuler de l'eau ou de l'air à la température
souhaitée
d'une couverture chauffante enroulée autours du bioréacteur + gants de refroidissement
dans le bioréacteur avec circulation d'eau froide.
I.2.6 La régulation de la formation de mousse
La formation de mousse est un problème récurrent des fermentations, d'autant que certaines fermentations
s'accompagnent d'une forte formation de mousse. Elle se forme lors de l'agitation et de l'aération des
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suspensions. Elle entraîne une surpression qui peut occasionner des fuites de milieu à l'extérieur du
bioréacteur et une obturation des filtres qui se mouillent à son contact et se colmatent
Les antimousses : ce sont des substances chimiques qui doivent avoir un pouvoir inhibiteur minimal
ou nul sur le microorganisme en culture (non toxique), être efficaces en faible quantité, stérilisables.
Ils ont une action globale sur la tension superficielle et déstabilisent l’émulsion air/eau emprisonnée
dans la mousse.
Les principaux produits sont à base de silicone, de copolymères d'oxyde de propylène et
d'éthylène, d'esters organiques à longues chaînes, des détergents, des alcools à longue chaîne
carbonée ou encore des huiles naturelles animales ou végétales.
léger pouvoir inhibiteur, diminuent les capacités de transfert d'O2, empoisonnent les membranes (interfaces d'échanges
gaz – liquide des sondes, enveloppes des cellules provoquant une perturbation des échanges cellulaires), provoquent une
augmentation de la taille des bulles de gaz
ils sont responsables d'une baisse de productivité en général.
Les "démoussants" ou brise-mousse, permettent de détruire mécaniquement la mousse au fur et à
mesure de sa formation: un mobile spécial peut être installé sur l'arbre d'agitation au dessus du
niveau du milieu de culture pour casser la mousse lorsqu'elle a atteint la hauteur maximale
tolérable.
On trouve aussi des appareils s'installant à la partie supérieure du bioréacteur, composés
d'assiettes coniques qui brisent la mousse par action de la force centrifuge.
Sur quel document déjà présentée peut-on voir un brise mousse ?
Document 5 : Schéma général d’un bioréacteur à agitation mécanique
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I.3 Le transfert d'O2 en fermentation
Quel est le rôle principal de l’O2 dans le métabolisme bactérien ?
I.3.1 Définitions
Au cours de l’aération des cultures microbiennes, certains produits du métabolisme tels que le gaz
carbonique, vont être éliminés de la culture grâce à un phénomène d’entraînement.
L’O2 est souvent le facteur limitant lors des fermentations du fait de sa faible solubilité dans l’eau :
[O2]max = 10 mg d’O2 / L d’eau à P atmosphérique.
Le besoin en O2 des cultures microbiennes est inégalement réparti dans le temps tout au long du
déroulement de la fermentation. On le définit par QO2 qui exprime la quantité d’O2 consommé en volume,
en poids ou en moles, par unité de temps et par unité de biomasse microbienne. Il peut avoisiner par
exemple 30 10-12 mg d’O2/Cellule/h.
Le QO2 varie d’un microorganisme à l’autre, et pour un microorganisme donné, en fonction de son âge et de
son état physiologique.
Le document 6 décrit l’évolution de la
consommation en O2 dans un réacteur pendant la
croissance
Sur le document 6 repérer les différentes phases de croissance.
Document 6 : Consommation d’O2 et croissance (Les valeurs précisées en ordonnée sont celles correspondant à lnX avec X en g/L)
La demande en O2 : se calcule par :
rO2 .= X . QO2
X est la concentration cellulaire ou masse de bactéries en g / unité de volume en fonction de l’unité de rO2
Préciser comment évolue la consommation en O2 et la demande en O2 pendant les différentes phases de la croissance.
Quel est l’intérêt de déterminer la demande en O2 ? Déterminer la productivité volumique globale et maximale en biomasse (g biomasse par litre et par heure) de la fermentation présentée document 6
Cette demande en O2 de la culture microbienne doit être satisfaite par le transfert de la phase gazeuse
introduite dans la culture, vers les sites d’utilisation dans les cellules.
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I.3.2 Les modalités du transfert d’O2
Le transfert de l’O2 de la bulle gazeuse vers les
sites de son utilisation dans les cellules, comporte
plusieurs étapes reportées dans le document 7.
Préciser quelles sont ces étapes.
Document 7 : Les étapes du transfert d’oxygène (Tsao et Lee, 1977. academic Press N.Y.)
La capacité à transférer de l'O2 dans un milieu de culture en bioréacteur dépend d'un grand nombre de
paramètres de fonctionnement, notamment le débit d'aération, la géométrie du réacteur, la structure du
système d'agitation (et sa vitesse de rotation), la température et la nature du milieu de culture...
La capacité à transférer de l'O2 dans un milieu de culture en bioréacteur (en quantité d'O2 de par unité de
volume et par unité de temps) va souvent se comporter en point critique limitant pour un process aérobie.
On suppose un bioréacteur alimenté par un apport de bulles d'un gaz contenant du dioxygène. On suppose que les 2 phases "bulles de gaz" et milieu liquide de culture sont parfaitement homogènes à l'intérieur du bioréacteur. On suppose que le réacteur est suffisamment peu profond pour négliger les différences de pression entre le fond et la
surface !
a) en absence de microorganisme
La vitesse de variation de la concentration en oxygène dissous est égale à la quantité d’oxygène transférée
par unité de temps :
dC/dt = KL.a (C* - CL)
C* : la concentration en oxygène du milieu saturé en air
CL : la concentration en oxygène au temps t dans la phase liquide
KL, le coefficient d'échange global pour O2 en m.s-1 en milieu liquide
a, aire d'échange spécifique ramenée à l'unité de volume de phase liquide de milieu de culture, en m2 par
m3 de milieu de culture
KL et a ne pouvant pas être déterminés séparément le coefficient devient kLa
KLa est appelé coefficient de transfert volumétrique ramené à l'unité de volume de milieu (en temps-1, s-1)
Le KLa permet de chiffrer la capacité qu'on a à oxygéner un milieu de culture en bioréacteur dans des
conditions données.
L’intégration de l'équation donne :
taKCC
CCL
L
0*
*ln
Avec C0 : la concentration en oxygène dissous au moment de la reprise de l'aération (soit C0=0%).
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Le coefficient KLa est donc l'opposé de la pente de la droite :
)(*
*ln tf
C
CC L
En absence de microorganismes, le transfert d’O2 s’arrête lorsque le milieu est saturé : C* = CL
b) En présence de microorganismes
On peut alors écrire les relations fondamentales :
vitesse de transfert de l'O2 dans le réacteur (OTR (oxygen transfert rate)) = KLa(C*-CL) (1)
vitesse de consommation du dioxygène par la biomasse (OUR (oxygen uptake rate)) = rO2 = QO2 X (2)
(1) et (2) conduisent à la relation fondamentale :
dC/dt = OTR - OUR = KLa(C*-CL) - rO2 (a)
La vitesse de transfert de l'O2 dans le réacteur est exprimée en quantité d'O2 par unité de volume et par
unité de temps (mol.m-3s-1). Même dimension évidemment pour la vitesse de consommation de l'O2 par la
biomasse.
Lorsque CL devient inférieure à la concentration critique, la croissance microbienne est ralentie et la
demande inférieure à ce qu’elle devrait être. CL doit donc rester au moins égale à la concentration critique
de la culture pour que la croissance s’effectue dans les meilleures conditions.
I.3.3 Mesure du KL.a
La mesure du KL.a d’un bioréacteur permet d’évaluer ses capacités à transférer l’O2. Les sondes à oxygène
permettent d’enregistrer en continu, la concentration en O2 dissous.
Chaque sonde possède un temps de réponse propre qu’il est nécessaire de déterminer avant d’effectuer la
mesure du KLa. En effet si le temps de réponse de la sonde est plus long que le transfert d’O2 dans le
réacteur, les cinétiques déterminées n’auront aucun sens. Le temps de réponse de la sonde est déterminé
en la transférant d’un milieu dépourvu d’O2 dissous, dans un milieu saturé. Si la vitesse de réaction de la
sonde devient le facteur limitant, elle ne peut pas être utilisée pour la détermination de KL.a élevés.
Document 8 : Evolution de CL au cours de la détermination du KLa statique
Document 9 : Evolution de CL au cours de la détermination du KLa dynamique
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a) méthode statique (Corrieu – 1975): milieu stérile
Cette méthode est conduite dans le milieu de culture en absence de cellules. Elle permet de déterminer la
valeur du KL.a dans les conditions où se déroulera la fermentation (document 8).
Décrire l’expérience menée document 8.
Comment varie CL en fonction de la capacité de transfert de la cuve ?
Quel graphique doit-on tracer pour déterminer le KL a statique ? Avec quelles valeurs sur la courbe du document 8?
Exercice:
Voici les résultats d'une manipulation conduite par des étudiants de BTS biotechnologies. Avec un fermenteur de laboratoire contenant 1L de milieu de culture LB à 35°C. La vitesse de rotation de la turbine rushton est de 200 rpm, le débit d'aération est de 1 VVM (60 L/h, 0,3 bar). Le temps de réponse de la sonde ampérométrique à dioxygène utilisée a été mesuré : pour un passage de 0 à 100%, on obtient 98 % en moins de 20 s. On verra ainsi par la suite que ce temps est suffisamment faible pour valider les mesures pendant la phase de reprise d'aération. Voici les résultats obtenus :
temps
s
0 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 195 210 240 270 300 330 360
[O2]
C en %
0 7,5 19,4 30,9 40,4 50,0 56,5 62,2 67,4 71 74,7 77,5 81 82,1 84 86,8 88,8 90,4 91,5 92,3
Ln(C*-
C/C*)
0
On considère que C* = 100%
Déterminer le Kla dans les conditions ci-dessus
b) méthode dynamique (Taguchi et Humphrey – 1966):
Cette méthode permet de déterminer le KL.a pendant le déroulement de la fermentation. La durée totale de
l'expérience doit être suffisamment brève pour que l'accroissement de biomasse soit nul (négligeable)
pendant le temps de l'expérience. Ainsi "l'équilibre dynamique" est le même en fin et début d'expérience
(comme indiqué sur le document 9).
A quel moment de la croissance cela est-il plus facile à réaliser ? Décrire l’expérience menée document 9.
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L'équation de réoxygénation du milieu est, on l'a vu :
dC/dt = KLa(C*-CL) - rO2 (a)
C'est une équation différentielle C(t) très simple à résoudre. Et c'est ce qu'on va faire, mais il serait bien de
connaitre rO2 et de l'injecter dans l'équation différentielle avant de la résoudre. Et c'est là où ça peut paraître
surprenant, mais on ne va pas utiliser la phase d'arrêt d'aération pour connaître rO2 mais les 2 phases
brèves initiales d' "équilibre dynamique".
Comme on l'a dit précédemment, on suppose que la croissance microbienne est nulle pendant la durée
(brève) de la manipulation. Les états initiaux et finaux sur le graphique correspondent à un état dynamique
stationnaire du bioréacteur pour lequel
[O2]milieu culture ≈ constante = CLeq.
On peut donc écrire
dC/dt = 0 = KLa(C* - CLeq) - rO2
soit
rO2 = KLa(C* - CLeq)
On peut alors reprendre l'équation différentielle de la phase de reprise d'aération (a) et y réinjecter la valeur
de rO2
On obtient :
dC/dt = KLa(C* - CL) - KLa(C* - CLeq)
En factorisant KLa, on peut écrire :
dC/dt = KLa[(C*-CL) - (C* - CLeq)]
Qui donne :
dC/dt = KLa(CLeq - CL)
On se retrouve ainsi confronté à une équation différentielle très simple qui s'intègre facilement en :
taKCC
CCL
Leq
LLeq
0
ln
Avec C0 = concentration en dioxygène dissous à l'instant t=0 en début de la phase de reprise d'aération. Ici
C0 ≠ 0% car sinon il y aurait mort cellulaire.
Une droite qui passe par l'origine et dont la pente est négative avec KLa pour valeur !!
Note : Les capteurs à O2 fournissent des données exprimées en %d'O2 directement exploitables. Il est
évidemment inutile de chercher des expressions d'O2 en mmol/L ...
Exercice:
Voici les résultats d'une manipulation conduite par des étudiants de BTS biotechnologies. Un fermenteur de laboratoire contenant 1L de milieu de culture LB à 37°C est ensemencé avec une souche E. Coli de 18 heures sur milieu LB. La vitesse de rotation de la turbine rushton est de 200 rpm, le débit d'aération est de 1 VVM (60 L/h, 0,3 bar). Les mesures ont été conduites environ 40 minutes après l'inoculation. Le temps de réponse de la sonde
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ampérométrique à dioxygène utilisée a été mesuré : pour un passage de 0 à 100%, on obtient 98 % en moins de 20 s. On verra ainsi par la suite que ce temps est suffisamment faible pour valider les mesures pendant la phase de reprise d'aération. Voici les résultats obtenus : temps
s
0 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 195 210 225 240 255 270 285 300 330
[O2]
C en
%
40,5 40,6 40,4 36,5 30,9 23 15,4 7,5 11,9 16,5 19,6 24,4 26,3 29,5 32,5 34,4 35,6 36,9 37,7 39,3 40,5 40,4
Etat
dynamique
de la
culture
L'aération est arrêtée On
attend C=f(t) droite affine L'aération a été reprise et permettra de calculer KLa
Déterminer le Kla et rO2 dans les conditions ci-dessus.
I.4 Stérilisation et opérations aseptiques
Les cultures microbiennes requièrent différents niveaux d'asepsie:
- les cultures en milieux riches et à un pH voisin de la neutralité nécessitent une stérilisation préalable et un
maintien stricte de l'asepsie pour les protéger des contaminations
- les productions de certains métabolites (vaccins, toxines) impliquent la production de microorganismes
pathogènes. Il faut éviter les contaminations mais aussi la propagation du microorganisme à l'extérieur du
bioréacteur (protection du personnel et de l'environnement) installations réduites dépassant rarement
3000 L.
- les cultures en vue de fermentations acétiques et alcooliques ne sont pas nécessairement aseptiques: le
milieu de culture, de part sa composition, est très défavorable au développement de microorganismes
contaminants (lors de la fermentation alcoolique, le développement de bactéries lactiques ou de certaines
espèces de Clostridium est cependant possible).
La présence de contaminants peut donc être tolérée si:
Il est inoffensif
Il n'affecte par les qualités organoleptiques du produit (goût, odeur…)
Il n'affecte pas trop le rendement de production
La mise en place d'installations de stérilisation ayant un coût important, elles ne sont prévues que lorsque
les pertes occasionnées par la baisse de rendement deviennent supérieures au coût d'amortissement de
l'installation de stérilisation.
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I.4.1 Stérilisation par la chaleur humide = vapeur d'eau
On utilise un autoclave pour les bioréacteurs de laboratoire, les milieux…
La circulation de vapeur d'eau est pratiquée dans les installations industrielles: le bioréacteur est stérilisé in
situ (injection de vapeur) en présence ou non du milieu de culture
a) autoclave de laboratoire:
Le principe de fonctionnement d’un autoclave classique fait l'objet d'un autre chapitre.
Règles d'utilisation:
lors de la stérilisation, la cuve de l'autoclave et les récipients doivent être vides d'air (l'air est évacué
en laissant ouvertes les soupapes de sécurité et de vidange en début de chauffage)
le temps nécessaire pour atteindre la température voulue est aussi fonction de la composition des
milieux: ne pas mélanger des milieux de viscosité très différente (bouillon et gélose)
les récipients ne doivent pas être fermés hermétiquement (pénétration de la vapeur d'eau, sortie de
l'air chaud)
ne pas ouvrir l'autoclave encore en surpression (entrée d'air contenant des germes dans l'autoclave
et dans les récipients). A la sortie de l'autoclave, fermer soigneusement les récipients.
Effectuer un contrôle de stérilisation: ruban d'autoclave, tube de Browne, bioindicateurs (spores de
Bacillus stearothermophilus imprégnées sur papier filtre ou en ampoule)
b) Stérilisation du milieu de culture
b.1) Stérilisation in situ
La stérilisation peut avoir lieu dans le bioréacteur avant le début de la fermentation. C'est l'échangeur de
chaleur prévu pour réguler la température en cours de fermentation qui est utilisé pour le chauffage.
L'agitation permet d'améliorer l'allure du transfert de chaleur. Le milieu est chauffé et maintenu à la
température de stérilisation, puis refroidi.
On peut également pour les petits bioréacteurs les stériliser avec le milieu dans un autoclave.
traitement thermique long immobilisation du bioréacteur. La stérilisation peut être effectuée dans une cuve à part.
Le transfert dans le bioréacteur stérile devra alors être asetique.
certains composés des milieux de culture supportent mal un tel traitement thermique:
- dénaturation des protéines
- caramélisation des sucres (réaction de Maillard)
- inactivation des vitamines (surtout thiamine, riboflavine)
- destruction des acides aminés (surtout Trp, Asn et Gln)
- polymérisation des aldéhydes non saturés
- variation du pH de départ après stérilisation
- décomposition des sels d'ammonium à pH basique et volatilisation
- précipitation des sels (Mg, K, NH4+, PO4
2-)
b.2) Stérilisation en continu
Les qualités du milieu pouvant être altérées lors de la stérilisation en autoclave, il est parfois préférable de
traiter brièvement les milieux à des températures élevées. Les techniques de stérilisation en continu
permettent d'atteindre très rapidement une température élevée et assurent un refroidissement rapide.
meilleure qualité du milieu
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facilité pour traiter de gros volumes
contrôle automatique
durée brève
utilisation plus efficace de la vapeur et moindre coût
utilisation facile avec des milieux contenant des particules en suspension
formation possible de mousse
nécessité d'une vapeur sans additif corrosif
investissement au début de l'installation
c) Stérilisation des périphériques (circuits de distribution d'air, d'évacuation des gaz…)
c.1) utilisation de la vapeur produite par la stérilisation du milieu de culture
Lorsque la stérilisation du milieu de culture a lieu dans le bioréacteur, on peut utiliser la vapeur produite
pour la stérilisation des périphériques.
inapplicables aux grandes installations car il est souvent souhaitable de pouvoir isoler un circuit pour:
- maintenir l'asepsie en cas de panne sur un circuit
- pouvoir stériliser un circuit en cours de fermentation si le besoin s'en fait sentir
c.2) stérilisation des périphériques et du bioréacteur indépendamment par un jeu de vannes
Le circuit de vapeur peut être interrompu grâce à un jeu de vannes permettant de stériliser une partie de
l'installation de façon indépendante.
I.4.2 Stérilisation de l'air
a) Filtration stérilisante de l'air entrant dans le bioréacteur
Document 10 : Deux types de filtres. A = de profondeur B= membranaire
L'air comprimé est susceptible de renfermer des
particules (micro-goutelettes d'huile et d'eau,
microorganismes). Leur élimination se fait en
plaçant des filtres sur les tuyaux d’arrivée d’air. Les
filtres utilisés sont très divers, on distingue
notamment (document 10) :
les filtres en profondeurs qui sont assez poreux mais dont la capacité de rétention des particules est
augmentée par leur épaisseur et par des phénomènes d’absorption.
les filtres membranaires qui sont très peu poreux (0,2 µm) et très fins.
b) Stérilisation des gaz sortant du bioréacteur
Les microorganismes contaminants ne doivent pas pénétrer par la canalisation de sortie des gaz. On
maintient donc une surpression à l’intérieur du réacteur et on stérilise la canalisation de sortie des gaz. Il
est peu adapté d’utiliser des filtres qui se mouillent et se colmatent facilement.
Le document 11 présente un bioréacteur avec les systèmes de maintient de l’aseptie.
Quel type de cellules sont cultivées dans ce bioréacteur ? En quelle matière est la cuve ? Tracer en la fléchant la circulation de l'air
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Préciser le rôle de l’élément 8. Comment traduire ce terme ? Combien de filtre sont utilisés pour l’entrée d’air et la sortie d’air ? Préciser le rôle de l’élément 11.
Préciser le rôle de l’élément 17.
Quel volume d’air doit-on au minimum introduire par minute pour un réacteur de 5L rempli au ½. Quelle est la composition des tubes véhiculant les gaz ou les liquides, quelles sont leurs propriétés ?
Document 11 : Exemple de bioréacteur et son système de maintient de l’aseptie The reactor vessel (1) is a presterilized, disposable plastic film, generally V shaped, airlift bubble reactor. It contains an inplace, disposable sparger (4) to produce gas bubbles. The reactor is charged with medium and plant material through a large inoculation port (2) located near the top of the vessel. A multiple use threaded cap (3), containing either 2 or 4 ports, closes and seals the filling port. Air is sparged from the disposable sparger (4), which is held in place by a sparger clamp (5) and is connected to an air inlet port (6) in the wall of the vessel. Air is typically supplied to the LifeReactor at 0.8-1.5 vvm (air volume / medium volume/ min.). All connections through which gas or liquid flow to ports, filters or traps are made with flexible, 6mm inner diameter, autoclavable tubing, for example, silicone tubing. The compressed air source (7) is connected to a carbon filter (8) to remove any airborne phytotoxic compounds. The outlet of the carbon filter is connected to two 0.2m sterilizing filters (9 & 10), which are connected in series as a safety precaution. The outlet of the second sterilizing filter (10) is connected through a one way check valve (11) to a humidifier vessel (12). The humidifier reduces evaporation of medium from the reactor, and the check valve prevents back flow from the humidifier to the filters if the air supply is interrupted. Overpressure in the LifeReactor (1) is exhausted through the air outlet (16), which is one of the ports located in the threaded cap (3). The air outlet (16) is connected to a drying unit (17), which is in turn connected to two 0.2m sterilizing filters (18 & 19). These are again connected in series to prevent contaminated air from entering the reactor vessel in the event that the air supply to the sparger is interrupted. The drying unit (17) removes excess moisture from the air exhausted from the reactor vessel to prevent water droplets from reaching the filters (18 & 19). The two port model, cap (3) also contains an access port for medium addition (20). The four port model cap contains an additional two ports for whatever special purpose is required (sampling medium, special adds, etc.), which are supplied connected by a silicone tube to maintain a sealed condition. This tube may be opened and used to access the reactor.
I.4.3 Maintien de l'asepsie
a) lors de l'inoculation:
Expliquer comment vous procéderiez pour ensemencer un bioréacteur de façon stérile
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b) lors de la prise d'échantillons:
Document 14 : Module de prélèvement d’un
cytoculteur
Le document 12 présente un exemple de module permettant le soutirage d’un
échantillon du contenu du fermenteur. L’analyse de cet échantillon permettra de
suivre certains paramètres de culture comme la concentration en nutriment, la
densité bactérienne ou la concentration en métabolite d’intérêt produit par la
culture.
Préciser à droite du document les différents éléments composant ce module
c) aux autres points de communication du bioréacteur avec l'extérieur:
vanne de vidange (facultative, en bas de cuve)
pénétration des arbres tournants (agitateur, brise-mousse mécanique) dans la cuve: installer des
garnitures mécaniques avec barrière de vapeur
circuits de transfert d'une cuve dans une autre: éviter les profils compliqués, les points bas (sinon
les munir de purge), vérifier que les raccords et les vannes ne provoquent pas de réduction de
diamètre (proliférations microbiennes difficiles à éliminer), préférer les soudures de qualité, prévoir
des joints toriques résistants aux T° de stérilisation sur les accessoires démontables
Qu’appelle-t-on barrière de vapeur.
II. CONDUITE D'UNE FERMENTATION EN BIOREACTEUR
L’étude de la cinétique de la croissance et de la synthèse de métabolites constitue l’étape indispensable
pour le contrôle et l’optimisation du procédé de fermentation. Les critères retenus seront alors des critères
de :
production,
productivité
coût
Définir production et productivité. Présenter l’interconnexion entre les 3 termes.
II.1 Caractéristiques communes aux différents systèmes
II.1.1 Quantification de la biomasse microbienne
Cf Chapitre « la croissance »
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II.2 Fermentation discontinue (batch)
II.2.1 Définition
On remplit le bioréacteur de milieu de culture favorable à la croissance et on le stérilise (ou on stérilise le
bioréacteur et le milieu que l’on introduit stérilement après), puis on introduit l’inoculum et on laisse se
dérouler la fermentation dans des conditions environnementales favorables aux microorganismes.
Un même volume de milieu sert à réaliser les phases de croissance, de production et d’accumulation du
produit.
Normalement il n’y a aucune addition d’éléments du milieu et la culture se développe jusqu’à ce qu’il y ait
carence d’un nutriment essentiel ou jusqu’à ce qu’une modification environnementale importante (variation
de pH, accumulation d’un produit toxique) bloque la croissance. Tout le milieu est ensuite retiré du
bioréacteur et traité. Le volume dans la cuve est donc constant.
Il s’agit d’un système clos.
II.2.2 Les différentes phases de la croissance en milieu clos, non renouvelé et la production des
métabolites
Phases de croissance : cf cours « la croissance »
Les produits du métabolisme cellulaire peuvent être divisés en 3 groupes (document 13) :
produits associés à la croissance = métabolites primaires
produits partiellement associés à la croissance = métabolites intermédiaires
produits non associés à la croissance = métabolites secondaires
associé partiellement Non associé
Document 13 : Les différents types de métabolites
II.2.3 Mise en oeuvre
Le volume de préculture est égal à Vbioréacteur/20 (ou /10) soit 5% (10%).
L’inoculum est introduit dans le bioréacteur grâce à une pompe péristaltique et les tuyaux sont « rincés »
par du milieu stérile (= pousse culture).
II.2.4 Remarques
On peut éventuellement ajouter un réactif de neutralisation du pH en faible quantité, ou encore un produit
antimousse.
On effectue une fermentation discontinue dans le cas de faibles volumes.
En pratique, la productivité est assez faible. Pour augmenter la productivité, il faut ensemencer le
bioréacteur avec un inoculum important afin de réduire la phase de latence et de démarrage.
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II.2.5 Les paramètres de la fermentation
a) Paramètres d’état
Ce sont les paramètres relatifs aux propriétés génétiques, biochimiques et physiologique du
microorganisme, dont on doit tenir compte et sur lesquels on ne peut pas agir (sauf en changeant de
souche).
a.1) Paramètres de croissance
Rappeler quels sont les paramètres de croissance d’une souche et comment on les détermine.
a.2) Paramètres de production
vitesse volumique de consommation de S :
-d[S]/dt en g/L/h
Définition : vitesse volumique de formation de P :
d[P]/dt en g/L/h
Définition :
vitesse spécifique de consommation de S :
QS = -1/[X]. d[S]/dt en h-1
Définition :
vitesse spécifique de formation de P :
QP = 1/[X]. d[P]/dt en h-1
Définition :
rendement (taux) de conversion (Y = yield factor) des substrats en biomasse :
YX/S = -d[X]/d[S],
Définition :
rendement de conversion des substrats en produit :
YP/S = -d[P]/d[S],
Définition :
productivité volumique horaire globale :
Pg = ([P]f-[P]0)/(tf-t0) en g/L/h
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Définition :
productivité horaire globale :
Ph = Pg x V en g/h
Définition :
productivité volumique horaire maximale :
Pm = ([P]max-[P]0)/(tmin pour [P] max-t0)
Définition :
Comment peut-on déterminer graphiquement les productivités volumiques horaires globale et maximale ? Préciser le type de graphe utilisé. productivité réelle
Elle tient compte du temps nécessaire pour obtenir la concentration maximale en produit, auquel s’ajoute le
temps nécessaire pour préparer le bioréacteur (vidange, nettoyage, remplissage et stérilisation).
b) Influence des facteurs extérieurs sur la croissance microbienne = variables d’action
Ce sont les paramètres qui influencent les cinétiques et qui font varier les paramètres d’état de ces
cinétiques. Ce sont des paramètres maîtrisables sur lesquels on peut agir pour améliorer le résultat.
b.1) Concentration des composés nécessaires à la croissance :
Au cours de la phase exponentielle de croissance, le taux de croissance est maximal et indépendant de la
concentration en S, si et seulement si [S] >= à [S]seuil.
Remarque : une augmentation importante de la concentration en sucre ou en NaCl peut provoquer une
diminution du taux de croissance, voire bloquer la croissance de la plupart des microorganismes. C’est ce
principe qui est utilisé pour la conservation des fruits (confiture) et de la viande (salaison).
Comment expliquer ce phénomène ?
b.2) Nature de la source de C présente dans le milieu de culture :
Influence de la source de C sur la productivité :
La source de carbone (glucide facilement ou lentement assimilable) permettant une croissance optimale ne
permettra pas forcement une production optimale du métabolite souhaité.
Le choix de la source de carbone est empirique. Elle nécessite de tester plusieurs substrats différents et de
déterminer pour chacun le rendement en biomasse et en métabolites produits.
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A partir du document 14, déterminer la source de C permettant d’obtenir la biomasse la plus importante, la
quantité de lactamine la plus importante et/ou la meilleure productivité.
Document 14 : Source de carbone croissance, production et productivité
Qu’est ce qu’une -lactamine ?
Phénomène de diauxie :
Cf cours « la croissance »
b.3) Température :
b.4) pH :
b.5) pO2 :
II.3 Fermentation discontinue alimentée (fed batch)
II.3.1 Définition
Ces techniques obéissent aux mêmes lois que le batch, mais au cours de la fermentation, certains
composants du milieu ou certains précurseurs sont additionnés de façon contrôlée.
Ces procédés sont pratiquement les seuls à être utilisés à l’échelle industrielle pour la production de
métabolites par les microorganismes.
La fermentation commence dans un petit volume de milieu de culture : le pied de cuve. Si on utilise le
même volume d’inoculum, la fermentation démarre plus vite.
Quelle est la dilution de l’inoculum dans ce cas ? Commenter
Cette phase de démarrage correspond à la fermentation discontinue évoquée précédemment. Lorsque les
microorganismes sont en phase exponentielle de croissance, on introduit le milieu de culture stérile dans la
cuve. Le débit d’alimentation est réglé de façon à ce que la concentration en substrat soit constante.
Dans ces conditions, le volume de milieu en fermentation dans la cuve augmente.
Représenter très schématiquement une installation de ce type à coté du document 15. Sur le document 15 préciser les conditions qui amènent aux résultats obtenus dans les cas 1-3 et dans le cas de la courbe en pointillé.
Dans le cas d’une croissance en fed-batch, quand s’arrête la manipulation?
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Document 15 : Culture en batch alimenté discontinu 1 : 2 : 3 : Trait pointillé :
I.3.2 Intérêt d’une culture en batch alimenté
Gain de temps et donc amélioration de la productivité de la cuve.
La composition du milieu d’alimentation peut être modifiée au cours de la fermentation.
la concentration en substrat peut être augmentée progressivement. Donc pour un même
volume de cuve, la quantité de substrat apportée au final est beaucoup plus importante. Il en
résulte une augmentation de la concentration cellulaire, dans des proportions inaccessibles
en batch. En effet, les concentrations initiales en substrats correspondantes seraient telles,
qu’elles seraient inhibitrices pour la croissance cellulaire.
la modification de la composition du milieu de culture permet d’orienter le métabolisme de la
souche, et après avoir favorisé la croissance, de stimuler la production de métabolites.
II.4 Fermentation continue
II.4.1 Définition
Une croissance continue et constante est assurée par une addition régulière de nutriments et par
une élimination parallèle d’une partie des cellules, des déchets et des produits formés. La culture continue
est un système ouvert dans lequel la culture est maintenue constamment dans un état de croissance
équilibré. En maintenant le régime d’addition du substrat limitatif constant, la culture peut être maintenue
dans un état défini théoriquement de façon illimitée.
Il existe 2 types principaux de culture continue : le chémostat et le turbidostat.
II.4.2 Mode de fonctionnement (rappels cours croissance)
Pour que la culture soit maintenue indéfiniment en phase exponentielle, l’alimentation et le
soutirage de milieu en continu doivent être fait aux mêmes débits, quand une certaine concentration
cellulaire est atteinte dans la cuve.
Il faut donc commencer par ensemencer la cuve renfermant un volume V de milieu qui restera
constant. La première étape consiste donc en une croissance discontinue préalable à la croissance
continue.
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L’introduction en continu de milieu de culture stérile induit une dilution au sein du bioréacteur. Le taux de
dilution (D) doit être suffisant pour assurer le renouvellement du milieu de culture et apporter suffisamment
de substrat.
Définir le taux de dilution.
Préciser les conséquences sur la culture quand D=µmax, D>µmax, D<µmax.
II.4.3 Les 2 principaux types de culture continue
a) chémostat
Faire un schéma légendé d’un chémostat ci dessous (doc 16).
Par quel paramètre contrôle-t-on la vitesse spécifique de croissance dans la cuve ? La densité cellulaire ?
b) turbidostat
Rappeler le principe d’un turbidostat, annoter le schéma du document 17 (remplir les cases vides)
Document 17: Schéma d’un chemostat
e
r
Pompe péristaltique
~
Pompe péristaltique
Document 17: Schéma d’un turbidostat
II.4.4 Avantages et inconvénients des cultures en continu
a) avantages :
la vitesse de croissance peut être contrôlée et indéfiniment maintenue à la valeur souhaitée
l’effet de la variation des paramètres chimiques, physiques ou biologiques sur la croissance et la
biosynthèse d’un métabolite peut être examiné à une vitesse de croissance constante,
la production de métabolites secondaires peut souvent être maintenue simultanément à la
croissance, et l’influence de la vitesse de croissance sur la productivité peut être déterminée
les résultats sont souvent plus reproductibles qu’en cultures discontinues
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le système est plus économique (pas de temps morts) et les productivités peuvent être maintenues
à des taux maximum
on peut faire varier facilement les paramètres physico-chimiques et ainsi optimiser le système
b) inconvénients :
la production de certains métabolites secondaires ne peut pas toujours être obtenue
l’agrégation des cellules ou la croissance le long des parois du bioréacteur peut empêcher une
croissance équilibrée réelle, et même provoquer une élimination des cellules du système (« wash-
out »)
une culture continue pendant une longue période peut entraîner la perte de la souche initiale en
sélectionnant une souche à croissance plus rapide
une culture continue pendant une longue période peut poser des problèmes de contamination
la croissance des organismes filamenteux est souvent difficile (viscosité, nature hétérogène des
cultures), empêchant d’atteindre un stade de croissance équilibrée
II.4.5 Chémostats en série
Ce système permet une plus grande flexibilité puisque le premier chémostat sert à inoculer en continu le
second. Cela permet d’opérer dans le 2° chémostat à un taux de dilution différent. On peut également
utiliser 2 milieux de culture différents : un pour la croissance et un pour la production de métabolites.
Référentiel :
Section 8 : Microbiologie industrielle et génie fermentaire
INTITULE DU PROGRAMME
Cinétiques microbiennes. Culture en milieu non renouvelé : cinétique de croissance, d’utilisation des substrats, de formation des produits- Calculs des rendements, des productivités - Energétique de la croissance. Culture en milieu renouvelé : cinétiques, taux de dilution, bilan biomasse, bilan substrat, bilan produit. Culture en milieu alimenté : cinétiques Conduite et contrôle d’alimentation.
Transferts de matière. Diffusion, convection, interfaces. On appliquera ces notions à l’étude du transfert de dioxygène dans le milieu de culture en bioréacteur. On définira les notions de milieux newtoniens, peu visqueux, et de milieux non-newtoniens, à forte viscosité
Ingénierie des bioréacteurs de laboratoire.
Différents types de bioréacteurs. Agitation. Aération. Stérilisations.
Régulation des paramètres de culture.
Les différents paramètres de la culture et leurs capteurs (température, pH, pO2, pCO2, présence de mousses, …)
Suivi de fermentations. Analyses en ligne et hors ligne.
Si je sais mon cours sur la fermentation, je sais :
prérequis : le cours sur la croissance.
1- Préciser les caractéristiques fondamentales d'une cuve de bioréacteur
2- Le volume maximal de remplissage d'une cuve de bioréacteur
3- Préciser les caractéristiques fondamentales du système d'aération d'une cuve de bioréacteur
4- Les différents types de système d'aération d'une cuve de bioréacteur
5- Préciser les éléments constituant un système d'agitation mécanique classique de bioréacteur.
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6- Représenter les flux liquides obtenu en utilisant une turbine rushton et une hélice marine. Expliquer
l'importance du choix de la turbine d'agitation.
7- Définir "capteur in situ"
8- Citer les paramètres qui se mesurent toujours in situ dans un bioréacteur.
9- Dessiner et annoter correctement et complètement un bioréacteur
pour cela je procède avec méthode étape par étape : cuve, système de remplissage et de soutirage
du milieu, système d'agitation, système d'aération puis pour chaque paramètre régulé :
une sonde, des éléments permettant la régulation (T°C : chauffage/refroidissement; pH : acide/base,
pO2 : débitmètre, moteur, ...)
10- Définir boucle de régulation, expliquer le principe et faire un schéma
11- Employer les termes appropriés : actionneur, vanne, pompe,...
12- Définir pO2 et savoir quels actionneurs sont important pour son contrôle.
13- Définir "antimousse" et "démoussant"
14- Représenter et repérer un brise mousse sur une installation
15- Décrire l'évolution des besoins en O2 au cours de la croissance
16- Refaire le document présentant les étapes du transfert d'O2.
17- Définir KLa et préciser la signification de son augmentation ou de sa diminution.
18- Préciser les 2 conditions de mesure du KLa et comment on procède pratiquement à cette mesure
19- Déterminer graphiquement Kla, et la droite qu'il faut tracer pour cette détermination
20- Définir stérilisation in situ et ex situ
21- Comment les entrées et sorties d'air peuvent être maintenues stériles.
22- Définir "fermentation discontinue" ou "fermentation en batch".
23- Calculer les paramètres d'une fermentation
24- Analyser des courbes de croissance dans différentes conditions et en déduire les conditions
optimales de culture.
25- Définir "fermentation discontinue alimentée" ou "fed batch"
26- Définir "fermentation continue"
27- Définir taux de dilution
28- Quelles sont les conséquences de la variation de D en fonction de µexpo
29- Donner le principe de fonctionnement d'un chemostat et d'un turbidostat
30- Quels sont les avantages et inconvénients d'une culture en continue.
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GENIE FERMENTAIRE
I. INGENIERIE DE LA FERMENTATION OU MICROBIOLOGICAL INGEENIRING I.1 Les différents éléments d'un bioréacteur
I.1.1 La cuve
I.1.2 Le système d'aération
I.1.3 Le système d'agitation
a) agitation par air: b) agitation mécanique:
I.1.4 Les systèmes de mesure des variables physico-chimiques
a) les capteurs de mesures physiques b) les capteurs de mesures physico-chimiques
I.2 Les systèmes de régulation I.2.1 Principe de la boucle de régulation
I.2.2 Les différents types d'actionneurs
I.2.3 La régulation du pH
I.2.4 La régulation de la [O2]
I.2.5 La régulation de la température
I.2.6 La régulation de la formation de mousse
I.3 Le transfert d'O2 en fermentation I.3.1 Définitions
I.3.2 Les modalités du transfert d’O2
a) en absence de microorganisme b) En présence de microorganismes
I.3.3 Mesure du KL.a
a) méthode statique (Corrieu – 1975): milieu stérile b) méthode dynamique (Taguchi et Humphrey – 1966):
I.4 Stérilisation et opérations aseptiques I.4.1 Stérilisation par la chaleur humide = vapeur d'eau
a) autoclave de laboratoire: b) Stérilisation du milieu de culture c) Stérilisation des périphériques (circuits de distribution d'air, d'évacuation des gaz…)
I.4.2 Stérilisation de l'air
a) Filtration stérilisante de l'air entrant dans le bioréacteur b) Stérilisation des gaz sortant du bioréacteur
I.4.3 Maintien de l'asepsie
a) lors de l'inoculation: b) lors de la prise d'échantillons: c) aux autres points de communication du bioréacteur avec l'extérieur:
II. CONDUITE D'UNE FERMENTATION EN BIOREACTEUR II.1 Caractéristiques communes aux différents systèmes
II.1.1 Quantification de la biomasse microbienne
II.2 Fermentation discontinue (batch) II.2.1 Définition
II.2.2 Les différentes phases de la croissance en milieu clos, non renouvelé et la production des métabolites
II.2.3 Mise en oeuvre
II.2.4 Remarques
II.2.5 Les paramètres de la fermentation
a) Paramètres d’état
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b) Influence des facteurs extérieurs sur la croissance microbienne = variables d’action II.3 Fermentation discontinue alimentée (fed batch)
II.3.1 Définition
I.3.2 Intérêt d’une culture en batch alimenté
II.4 Fermentation continue II.4.1 Définition
II.4.2 Mode de fonctionnement (rappels cours croissance)
II.4.3 Les 2 principaux types de culture continue
a) chémostat b) turbidostat
II.4.4 Avantages et inconvénients des cultures en continu
a) avantages : b) inconvénients :
II.4.5 Chémostats en série