DNA-NanofunktionseinheitenDOI: 10.1002/ange.200907256

Selektive dsDNA-gesteuerte Bildung von Kupfer-Nanopartikeln inL�sung**Alexandru Rotaru, Subrata Dutta, Elmar Jentzsch, Kurt Gothelf und Andriy Mokhir*

DNA-Sequenzen k�nnen selektiv miteinander hybridisierenund so lineare oder verzweigte doppelstr�ngige (ds) helikaleStrukturen bilden. Diese F�higkeit macht sie zu idealenBausteinen zur Herstellung von Nanostrukturen bestimmterForm und Gr�ße. So wurden beispielsweise komplexe 2D-und sogar 3D-Strukturen durch die Selbstanordnung vonDNA-Str�ngen erhalten.[1] Die Herstellung leitf�higerdsDNAs wurde bereits durch die Beschichtung mit Metallen,Metalloxiden oder Metallsulfiden realisiert. So wurde etwaeine Vielzahl von Verfahren f�r die Beschichtung von DNAmit Au0, Pd0, Pt0, Ag0, Cu0 und CdS beschrieben.[2, 3] Aller-dings ist erst wenig �ber die kontrollierte Modifizierung vonausgew�hlten Bereichen der DNA bekannt. Das erste Bei-spiel f�r die selektive Metallbeschichtung einer DNA wurdevon Braun und Mitarbeitern vorgestellt.[4] Hierbei wurdezun�chst ein Teil einer l-DNA durch Bildung eines RecA-ssDNA-Komplexes gesch�tzt und der ungesch�tzte Teil derDNA durch sequenzielle Reduktion von Ag+ und Au3+ me-tallisiert. Abschließend wurde das Protein entfernt. Durchdiese Methode erh�lt man zwei Bereiche aus leitenden DNA-Dr�hten, die von einem etwa 1 mm langen nichtleitendenDNA-St�ck unterbrochen sind. Allerdings ist die RecA-in-duzierte homologe Rekombination nur f�r lange DNA-Str�nge effizient und somit eher auf die Konstruktion vongroßen molekularen Objekten (> 1 mm) beschr�nkt.

�ber die chemische Synthese von dsDNAs, die Metall-ionen zwischen ihren Basenpaaren enthalten, ist ebenfallsberichtet worden.[5] �ber die Zahl solcher Basenpaare kanndie L�nge der Metallionen enthaltenden Bereiche in derDNA ver�ndert werden.[5] Zuk�nftig muss noch experimen-tell best�tigt werden, dass diese Metallionen enthaltendenDNA-Komplexe leitend sind und somit als potenzielle elek-trische Dr�hte genutzt werden k�nnten.

Hier beschreiben wir eine Methode f�r die selektiveMetallisierung einer dsDNA in Gegenwart von ssDNA(Abbildung 1). In den Doppelstr�ngen vorhandene ssDNAs

k�nnen als Ankergruppen f�r die Herstellung funktionellerBausteine auf der Grundlage metallisierter dsDNAs genutztwerden. Wir konnten so eine einfache Funktionseinheit be-stehend aus zwei metallisierten dsDNAs, die durch einennichtmetallisierten starren Linker verbunden waren, herstel-len.

Woolley und Mitarbeiter berichteten, dass l-DNA, die aufSiO2-Oberfl�chen immobilisiert war, durch 0.1–1m Cu(NO3)2

und 0.1m Ascorbat mit Kupfer metallisiert werden kann.[3]

Die hohe Konzentration der Reagentien f�hrte zur unspezi-fischen Bildung von Cu0 selbst bei Abwesenheit einesTemplats. Dieses Problem konnte durch die Vorbehandlungder dsDNA-modifizierten Oberfl�che mit Alkalimetallionenverringert werden.[3] Allerdings wurden die DNA-Templatedurch Hydroxylradikale (HOC), die in der konzentriertenCu2+/Ascorbat-Mischung gebildet wurden, zerst�rt.[3,6]

Bei unseren Experimenten nutzten wir wesentlich klei-nere Konzentrationen (< 1000-fach) eines Cu2+-Salzes. LautHPLC-Analyse sind sowohl ssDNA als auch dsDNA unterdiesen Bedingungen stabil (Hintergrundinformationen, Ab-bildung S1). Die Sequenzen der in dieser Studie getestetenDNAs sind in Tabelle 1 wiedergegeben.

Durch Rasterkraftmikroskopie (AFM) konnten wir be-obachten, dass bei geringen CuSO4-Konzentrationen diessDNA keine Nanopartikel bildet (Abbildung 2A), wohin-

Abbildung 1. Kupfer-Nanopartikel bilden sich in einer L�sung aus Cu2+

und Ascorbat in Gegenwart eines DNA-Doppelstrangs (Reaktion A undB). Einzelstr�ngige DNAs f�rdern diese Reaktion nicht (C). Die Gr�ßeder Nanopartikel ist abh�ngig von der Zahl der im Doppelstrang ent-haltenen Basenpaare. Einzelstr�ngige Regionen der metallisierten Dop-pelstr�nge k�nnen genutzt werden, um Cu-Nanopartikel in komplexereStrukturen zu organisieren.

[*] S. Dutta,[+] Dr. E. Jentzsch, Dr. A. MokhirAnorganisch-Chemisches InstitutRuprecht-Karls-Universit�t HeidelbergIm Neuenheimer Feld 270, 69120 Heidelberg (Deutschland)Fax: (+ 49)6221-548-439E-Mail : andriy.mokhir@urz.uni-heidelberg.de

Dr. A. Rotaru,[+] Prof. Dr. K. GothelfCentre for DNA Nanotechnology, Department of Chemistry andiNANO, Aarhus University, �rhus C (D�nemark)

[+] Die Autoren haben gleichermaßen zu dieser Studie beigetragen.

[**] Wir danken der Ruprecht-Karls-Universit�t Heidelberg und derDanish National Research Foundation f�r die finanzielle Unter-st�tzung.

Hintergrundinformationen zu diesem Beitrag (experimentelleDetails und zus�tzliche spektroskopische Experimente) sind imWWW unter http://dx.doi.org/10.1002/ange.200907256 zu finden.

AngewandteChemie

5799Angew. Chem. 2010, 122, 5799 –5802 � 2010 Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, Weinheim

gegen sich die dsDNA als ein effizientes Templat erwies(Abbildung 2B). Interessanterweise ist die Gr�ße der Nano-partikel proportional zur Zahl der Basenpaare in der dsDNA(Abbildung 2 und Abbildung S4).

Die bei der dsDNA-gesteuerten Metallisierung entste-henden Cu-Nanopartikel fluoreszieren (lem = 587–600 nm,lex = 340 nm, Abbildung 3A). In der gleichen spektralenRegion emittieren auch metallisches Kupfer[7] sowie 12 und30 nm große Cu-Nanopartikel, die durch Poly(N-vinylpyrro-lidon) in Ethanol stabilisiert sind (600 bzw. 610 nm, lex =

337 nm).[8] Die dsDNA-gesteuerte Reduktion von Cu2+ durch

Ascorbat ist in wenigen Minuten abgeschlossen (Abbil-dung 3B und Abbildung 4). In Abwesenheit der dsDNA oderin Anwesenheit einer ssDNA werden praktisch keine Nano-

partikel gebildet (Abbildung 3). So betr�gt das Verh�ltnisFdsDNA/FssDNA = 96, wobei FdsDNA und FssDNA die Fluoreszenz-intensit�ten von DNA8/DNA9 bzw. DNA8 in der Cu2+/Ascorbat-Mischung sind (Abbildung 3 A). Ab einer Kon-zentration von [Cu2+]� 100 mm ist das Fluoreszenzsignal, dasaus der Metallisierung resultiert, ges�ttigt (Abbildung S2).Diese Metallionenkonzentration wurde von uns in allenweiteren Versuchen eingesetzt.

Wir bemerkten, dass der Anstieg der Fluoreszenzinten-sit�t, der aus der Templat-gesteuerten Bildung von Cu-Na-nopartikeln resultiert, mit der Zahl der Basenpaare in dendsDNAs korrelierte (Abbildung 4).

El-Sayed und Mitarbeiter berichteten, dass die Fluores-zenzquantenausbeute von Cu-Nanopartikeln mit derenGr�ße ansteigt.[8] �bereinstimmend damit deuten auchunsere Daten darauf hin, dass l�ngere dsDNA-Template dieBildung von gr�ßeren Cu-Nanopartikeln induzieren. DieseAussage stimmt ebenso mit den AFM-Messungen �berein,die f�r zwei dsDNAs mit unterschiedlicher L�nge (ein 14-merund ein 32-mer) ausgef�hrt wurden (Abbildung 2 und Ab-bildung S4).

Selbst bei geringen Konzentrationen von dsDNA ist dieBildung von Cu-Nanopartikeln recht effizient. Die f�r dieNanopartikel charakteristische Fluoreszenzintensit�t steigtbereits bei der Zugabe von Ascorbat und Cu2+-Ionen zu einer3.5 nm L�sung einer 22-meren dsDNA (Abbildung S3).

Die Nanopartikelbildung ist sehr empfindlich gegen�bereinzelnen Nukleotid-Fehlpaarungen. Zum Beispiel wirken10-mere dsDNAs (DNA4a/DNA5 und DNA4b/DNA5), dieeinzelne fehlgepaarte Basenpaare aufweisen (C4!T4- bzw.A5!T5-Mutationen in DNA4a bzw. DNA4b), nicht l�ngerals Template f�r die Nanopartikelbildung (Abbildung 5).Dies ist nicht weiter erstaunlich, da diese DNAs unter unse-ren Reaktionsbedingungen einzelstr�ngig vorliegen, wie

Tabelle 1: Sequenzen und Benennungen der eingesetzten DNAs.

5’!3’

DNA1 GAA CGT ATG 9-merDNA2 TAC TCC ATA CGT TCT GTA C 19-merDNA3 GTT CAT CAC G 10-merDNA4a GTT TAT CAC G 10-merDNA4b GTT CTT CAC G 10-merDNA5 CGT GAT GAA CGT ATG AGC GTA T 22-merDNA6 ATG AAC GTA TGA GC 14-merDNA7 TAC TCG CTC ATA CGT TCA TTG TAC 24-merDNA8 CGT GAT GAA CGT ATG AGC GTA T 22-merDNA9 TACTCATACGCTCATACGTTCATCACGACTAC 32-merDNA10 GTAGTCGTGATGAACGTATGAGCGTATGAGTA 32-mer

Abbildung 2. AFM-Aufnahmen von DNA-Templaten nach (versuchter)Bildung von Cu-Nanopartikel: A) ssDNA (DNA7), B) kurze dsDNA(DNA6/DNA7), C) lange dsDNA (DNA8/DNA9). DNA-Konzentratio-nen: 9 nm, CuSO4: 10 mm, Ascorbins�ure: 2 mm, MOPS-Puffer, pH 7.5:10 mm, Mg2+: 12.5 mm.

Abbildung 3. A) Fluoreszenzspektrum (lex = 340 nm) 30 min nachZugabe von CuSO4 (100 mm) zu Mischungen aus MOPS (pH 7.5;10 mm), NaCl (150 mm), Natriumascorbat (1 mm) und entwederDNA8 (graue Linie), DNA9 (gestrichelte Linie) oder DNA8/DNA9-Dop-pelstrang (schwarze Linie). DNA-Konzentrationen: 200 nm. B) Zeitab-h�ngigkeit der Fluoreszenzintensit�t (lem =600 nm) nach Zugabe vonCuSO4 zu gepufferten DNA-L�sungen. Linienbeschriftung und Konzen-trationen der Reagentien wie in (A).

Abbildung 4. A) Zeitabh�ngigkeit der Fluoreszenzintensit�t beilem = 600 nm (lex = 340 nm) nach Zugabe von CuSO4 (100 mm) zu ge-pufferten L�sungen (MOPS, pH 7.5, 10 mm ; NaCl 150 mm ; Natrium-ascorbat 1 mm) von DNAs (100 nm): 32 bp: DNA9/DNA10 ; 22 bp:DNA8/DNA9 ; 14 bp: DNA6/DNA7; 10 bp: DNA3/DNA5 ; 0 bp: DNA9.Wir beobachteten, dass DNA1/DNA2 (9-mere dsDNA) kein Templatf�r die Nanopartikelbildung ist (Daten nicht gezeigt). B) Anstieg derFluoreszenzintensit�t bei lem = 600 nm (lex = 340 nm) nach Zugabevon CuSO4 (100 mm) zu gepufferten L�sungen von DNAs mit unter-schiedlicher L�nge.

Zuschriften

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durch UV-Schmelzpunktmessungen bewiesen wurde: keinSchmelzen bei � 22 8C. Demgegen�ber ist der gepaarteDoppelstrang gleicher Gr�ße (DNA3/DNA5, Tm = (40.5�0.7) 8C) ein effizientes Templat (Abbildung 5).

In allen vorausgegangenen Untersuchungen von Templat-gesteuerten Metallabscheidungen wurden die DNA-Templa-te erst mit Metallsalzen und anschließend mit reduzierendenReagentien behandelt.[2,5] Man w�hlte diesen Ablauf, da manannahm, dass die anf�ngliche DNA-Cu2+-Koordination eineVoraussetzung f�r die selektive Abscheidung von Metall ander Nukleins�ure ist. Wir konnten beobachten, dass diesesVorgehen unter unseren Bedingungen zu sehr geringen Aus-beuten von Cu-Nanopartikeln f�hrte. Eine effiziente Nano-partikelbildung wurde hingegen beobachtet, wenn CuSO4

dem Puffer zugesetzt wurde, der bereits ein reduzierendesMittel (Ascorbat) enthielt (Abbildung 3–5). Dies weist daraufhin, dass die anf�ngliche Bindung von Cu2+ an die DNA dieReaktion eher hemmt, als sie zu f�rdern. Der Effekt ist nicht�berraschend, da die O-Atome der Phosphodiester-Gruppeeher potenzielle Bindungsstellen f�r Cu2+ an der DNA sindals die N- und O-Atome der Nukleobasen. Diese Ligandenk�nnen als harte (O-Atome) oder mittlere Lewis-Basen (N-Atome) klassifiziert werden. Es ist bekannt, dass diese Li-ganden Cu2+ stabilisieren, was zur Inhibierung der Cu2+!Cu0-Transformation f�hren sollte. Aufgrund dieser Beob-achtung d�rfen wir annehmen, dass der erste Schritt derReaktion die Reduktion von Cu2+ zu Cu+ ist, an die sich dieUmsetzung von Cu+ zu Cu2+ und Cu0 anschließt. Das gebil-dete Cu0 wird dann auf der dsDNA geb�ndelt und bildet sostabile Nanopartikel. Wir fanden auch, dass DNA-Dreifach-str�nge die Nanopartikelbildung nicht f�rdern (Abbil-dung S6). Dies deutet darauf hin, dass die Nanopartikel in dergroßen Furche der dsDNA, die im Dreifachstrang blockiertist und in der ssDNA fehlt, akkumulieren. Die Ladung desDoppelstrangs scheint ebenso wichtig zu sein, da ein wenigergeladener PNA/DNA-Doppelstrang �berhaupt nicht alsTemplat agiert (Abbildung S5).

Da PNA/DNA-Doppelstr�nge und DNA-Dreifachstr�n-ge nicht als Template f�r die Nanopartikelbildung fungieren,kann man sie als starre Verbindungen nutzen, um Nano-strukturen mit abwechselnd metallisierten und nichtmetalli-sierten Bereichen zu erzeugen. Wir haben diese M�glichkeitdurch den Aufbau einer (Cu-Nanopartikel/Doppelstrang1)-

Dreifachstrang-(Doppelstrang2/Cu-Nanopartikel)-Einheit be-st�tigt (Schema 1 und Abbildung S9).

Unsere Methode ist das erste Beispiel f�r eine selektiveBildung von Metall-Nanopartikeln an einer dsDNA inL�sung. Insbesondere die Tatsache, dass die Gr�ße der Cu-

Nanopartikel �ber die L�nge des dsDNA-Templats gesteuertwerden kann, l�sst auf vielseitige Anwendungen dieses Ver-fahrens hoffen. Aufgrund der �ußerst selektiven Metallisie-rung von dsDNAs gegen�ber ssDNAs kann die Methode f�rden Nachweis von dsDNAs durch einfache Fluoreszenzmes-sung genutzt werden. Des Weiteren ist es m�glich, einzelneFehlpaarungen sehr effizient nachzuweisen. Die Methode hatdas Potenzial, f�r die Metallisierung komplexerer DNA-Na-nostrukturen eingesetzt zu werden. Untersuchungen zur se-lektiven Metallisierung von oberfl�chenimmobilisiertenDNA-Origami, die einzelstr�ngige Dom�nen enthalten, sindGegenstand unserer aktuellen Forschung. Zuk�nftige Studienwerden zeigen, ob die Selektivit�t des Metallisierungspro-zesses genutzt werden kann, um Halbleiterschaltkreise aufder Grundlage metallisierter DNA herzustellen.

Eingegangen am 23. Dezember 2009,ver�nderte Fassung am 8. M�rz 2010Online ver�ffentlicht am 13. Juli 2010

.Stichw�rter: DNA · Fluoreszenz · Kupfer · Metallisierung ·Nanopartikel

[1] a) N. C. Seeman, Nature 2003, 421, 427 – 431; b) C. X. Lin, Y. Liu,S. Rinker, H. Yan, ChemPhysChem 2006, 7, 1641 – 1647;c) P. W. K. Rothemund, Nature 2006, 440, 297 – 302; d) N. C.Seeman, Mol. Biotechnol. 2007, 37, 246 – 257; e) K. V. Gothelf,T. H. LaBean, Org. Biomol. Chem. 2005, 3, 4023 – 4037.

[2] Eine aktuelle �bersicht zur DNA-Metallisierung: a) H. A. Be-cerril, A. T. Woolley, Chem. Soc. Rev. 2009, 38, 329 – 337; ausge-w�hlte Arbeiten zur Abscheidung von Metallen auf DNA: Gold:b) L. A. Stearns, R. Chhabra, J. Sharma, Y. Liu, W. T. Petuskey, H.Yan, J. C. Chaput, Angew. Chem. 2009, 121, 8646 – 8648; Angew.Chem. Int. Ed. 2009, 48, 8494 – 8496; Palladium: c) J. Richter, R.Seidel, R. Kirsch, M. Mertig, W. Pompe, J. Plaschke, H. K. Scha-ckert, Adv. Mater. 2000, 12, 507 – 510; Platin: d) R. Seidel, L.Colombi Ciacchi, M. Weigel, W. Pompe, M. Mertig, J. Phys.Chem. B 2004, 108, 10801 – 10811; Silber: e) L. Berti, A. Ales-sandrini, P. Facci, J. Am. Chem. Soc. 2005, 127, 11216 – 11217; f) E.Braun, Y. Eichen, U. Sivan, G. Ben-Yoseph, Nature 1998, 391,775 – 778; g) A. A. Zinchenko, K. Yoshikawa, D. Baigl, Adv.Mater. 2005, 17, 2820 – 2823; eine aktuelle �bersicht zur Her-stellung von Halbleiternanomaterialien auf DNA-Templaten:h) A. Houlton, A. R. Pike, M. A. Galindo, B. R. Horrocks, Chem.Commun. 2009, 1797 – 1806.

Abbildung 5. Fluoreszenzspektren (lex = 340 nm) 20 min nach Zugabevon CuSO4 (100 mm) zu einer gepufferten L�sung von DNAs (100 nm)gekennzeichnet als match (DNA3/DNA5), mismatch1 (DNA4a/DNA5)und mismatch2 (DNA4b/DNA5). Puffer: MOPS (pH 7.5, 10 mm),NaCl (150 mm), Natriumascorbat (1 mm).

Schema 1. Struktur einer Nanofunktionseinheit bestehend aus zweimetallisierten DNA-Doppelstr�ngen, die durch einen starren Dreifach-strang verbunden sind (Cu-Nanopartikel/Doppelstrang1)–Dreifach-strang–(Doppelstrang2/Cu-Nanopartikel).

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5801Angew. Chem. 2010, 122, 5799 –5802 � 2010 Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, Weinheim www.angewandte.de

[3] a) C. F. Monson, A. T. Woolley, Nano Lett. 2003, 3, 359 – 363;b) H. A. Becerril, R. M. Stoltenberg, C. F. Monson, A. T. Wool-ley, J. Mater. Chem. 2004, 14, 611 – 616; c) H. A. Becerril, R. M.Stoltenberg, D. R. Wheeler, R. C. Davis, J. N. Harb, A. T. Wool-ley, J. Am. Chem. Soc. 2005, 127, 2828 – 2829.

[4] K. Keren, M. Krueger, R. Gilad, G. Ben-Yoseph, U. Sivan, E.Braun, Science 2002, 297, 72 – 75.

[5] �bersichten �ber Metallionen-modifizierte DNA-Doppelstr�n-ge: a) K. Tanaka, M. Shinoya, Coord. Chem. Rev. 2007, 251, 2732 –

2742; b) G. H. Clever, C. Kaul, T. Carell, Angew. Chem. 2007, 119,6340 – 6350; Angew. Chem. Int. Ed. 2007, 46, 6226 – 6236; c) J.M�ller, Eur. J. Inorg. Chem. 2008, 3749 – 3763.

[6] a) M. H. Zareie, G. Erdem, C. Oner, R. Oner, A. Ogus, E. Piskin,Biol. Macromol. 1996, 19, 69 – 73; b) D. C. A. John, K. T. Douglas,Transition Met. Chem. 1996, 21, 460 – 463.

[7] A. Mooradian, Phys. Rev. Lett. 1969, 22, 185 – 187.[8] Q. Darugar, W. Qian, M. A. El-Sayed, J. Phys. Chem. B 2006, 110,

143 – 149.

Zuschriften

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