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ANHÄNGE
ANHÄNGE Anhang 1: Publikationen Seite 2: Systems Biotechnology of Resting E. coli as a Platform for Sustainable Redox
Biocatalysis, European BioPerspectives 2007, 31.5.07, Köln (Votrag)
Seite 3: Innovatives Downstream Processing zweiphasiger Ganzzell-Biotransformationen mit
überkritischem Kohlendioxid, “High Pressure meets Advanced Fluids”, 10.-11.3.
2008, Aachen (Votrag)
Siete 5: Innovative down-stream processing in whole-cell biocatalysis using supercritical
carbon dioxide, 11. European Meeting on Supercritical Fluids, 4.-7.5. 2008 in
Barcelona, Spanien (Votrag)
Seite 10: Evaluation of the efficiency of recombinant E. coli as an epoxidation catalyst by a
systems biotechnology approach, Biotrans, 8.-13.7.07, Oviedo (Poster)
Seite 11: Sustainability evaluation and optimization of a biocatalytic two-liquid phase
epoxidation process, Biotrans, 8.-13.7.07, Oviedo (Poster)
Seite 12: Application of Molybdenum-Containing Hydroxylases in Hydroxylation Reactions,
Biotrans, 8.-13.7.07, Oviedo (Poster)
Seite 13: Innovative Down-Stream Processing in Whole-Cell Biocatalysis Using Supercritical
Carbon Dioxide, 2. International Symposium on Biothermodynamics, 21.-22.2. 2008,
Frankfurt (Poster)
Seite 14: Application of Molybdenum-Containing Dehydrogenases for Carbon
Oxyfunctionalization, Gordon Research Confernce on Biocatalysis, 6.-11.7., 2008,
Smithfield, RI, USA (Poster)
Seite 15: Using systems biotechnology and eco-efficiency analyses to enable sustainable
redox biocatalysis, 7th European Symposium on Biochemical Engineering Science,
7.-10.9. 2008, Faro, Portugal (Vortrag)
Seite 16: Application of quinaldine 4-oxidase containing recombinant P. putida as a
biocatalyst in hydroxylation reactions, 7th European Symposium on Biochemical
Engineering Science, 7.-10.9. 2008, Faro, Portugal (Poster)
Seite 17: Using systems biotechnology and eco-efficiency analyses to enable sustainable
redox biocatalysis, European BioPerspectives 2008, 7.-9.10. 2008 in Hannover
(Votrag).
Seite 18ff: Bruno Bühler, Jin-Byung Park, Lars M. Blank, and Andreas Schmid (2008),
NADH Availability Limits Asymmetric Biocatalytic Epoxidation in a Growing
Recombinant Escherichia coli Strain. Appl. Environ. Microbiol. 74:1436–1446.
Anhang 2: Ökoeffizienzstudie von A. Kholiq und E. Heinzle Anhang 3: Ökoeffizienzstudie der BASF Anhang 4: Prozessevaluation und –design (TU Dortmund,
BASF)
ANHANG 1
Publikationen
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Systems biotechnology of resting E. coli cells as a platform for sustainable redox biocatalysis
Bruno Bühlera, Birgitta Eberta, Lars M. Blanka,b, Andreas Schmida,b
aUniversity of Dortmund, Department of Biochemical and Chemical Engineering, Emil-Figge Strasse 66, 44227 Dortmund, Germany; bISAS-Institute for Analytical Sciences, 44139 Dortmund, Germany E-mail: [email protected] Oxygenases catalyze selective oxyfunctionalization reactions, which are important in industrial organic synthesis but difficult to achieve by chemical means [1]. Furthermore, the high selectivity, the mild conditions, and the absence of heavy metals augur well for the development of sustainable industrial biooxidation processes. By the use of E. coli containing recombinant oxygenases, we achieved high productivities for the specific oxygenation of hydrocarbons to corresponding alcohols, epoxides, aldehydes, and acids [2-4]. With a focus on productivity and possible limitations, we will discuss the use of resting recombinant E. coli cells for the production of (S)-styrene oxide from styrene by means of NADH-dependent styrene monooxygenase (StyAB) from Pseudomonas sp. strain VLB120. For this reaction, we employed an aqueous-organic two-liquid phase system, primarily to circumvent/reduce substrate and product toxicity and facilitate down-stream processing. In this system, we evaluated and compared the performance of resting and growing cells. Resting cells showed a higher specific activity whereas growing cells enabled a higher product concentration. Styrene limited biotransformations based on growing cells showed evidence for an increasing metabolic energy demand with increasing epoxidation rates. In order to evaluate a possible NADH limitation in resting cells, we estimated their metabolic capacity for NADH regeneration using constrained based modeling and linear programming. To fully explore the metabolic space available to the microbe, we constrained the network by introducing gene deletions in the major NADH and NADPH producing pathways. The results from in silico and in vivo oxygenase activity estimations are presented in the context of absolute redox turnover capacities in microbes and possible limitations in vivo. The results indicate that energy metabolism also has an impact on the epoxidation activity of resting cells.
O2
NADH NAD+
CO2 glucose
StyABE. coli JM101
(pSPZ10)
glucose
H2O
O2 O
OO2
NADH NAD+
CO2 glucose
StyABE. coli JM101
(pSPZ10)
glucose
H2O
O2 O
O
Figure 1. ________________ [1] Schmid et al. 2001. Nature. 409: 258-268. [2] Bühler et al. 2003. Biotechnol. Bioeng. 82: 833-842. [3] Panke et al. 2002. Biotechnol. Bioeng. 80: 33-41. [4] Park et al. 2006 Biotechnol. Bioeng. 95: 501-512.
2
Innovatives Downstream Processing zweiphasiger Ganzzell-Biotransformationen mit überkritischem
Kohlendioxid
Christoph BrandenbuschA, Bruno BühlerB, Andreas SchmidB, Gabriele SadowskiA
ALehrstuhl für Thermodynamik, Fakultät Bio- und Chemieingenieurwesen, TU Dortmund,
44227 Dortmund BLehrstuhl für Biotechnik, Fakultät Bio- und Chemieingenieurwesen, TU Dortmund,
44227 Dortmund
Die selektive Oxyfunktionalisierung ist eines der wichtigsten Arbeitsgebiete in der organischen Synthese. Im Gegensatz zu klassisch chemischen Synthesewegen bieten Mikroorganismen und Enzyme eine Möglichkeit, Kohlenwasserstoffe unter relativ milden Bedingungen zu funktionalisieren. Der Einsatz eines wässrig/organischen Zweiphasensystems als Reaktionsmedium erlaubt den Einsatz und die Akkumulation von hohen Konzentrationen schlecht wasserlöslicher und toxischer Substrate und Produkte, wobei die organische Phase, bestehend aus einem apolaren, nicht toxischen Lösungsmittel(gemisch) als Substratreservoir und als Produktsenke dient. Typischerweise werden solche Zweiphasensysteme stark emulgiert, um hohe Massentransferraten zu erreichen. Gefördert wird dabei die Bildung von stabilen Emulsionen auch durch hohe Zellkonzentrationen und hohe Konzentrationen makromolekularer oberflächenaktiver Substanzen (Lipide, Proteine, Polysaccharide, Biosurfactants, Zelltrümmer) [1-4]. Als eine Hauptlimitation für die industrielle Implementierung zweiphasiger Bioprozesse mit ihrem großen ökologischen, wie auch ökonomischen Potenzial gilt vor allem die aufwendige Phasentrennung. Zur Lösung dieses Problems wurden in dieser Arbeit Möglichkeiten untersucht, die stabile Emulsion durch Behandlung mit überkritischem Kohlendioxid zu trennen und das Wertprodukt direkt aus der Emulsion zu extrahieren. Dazu wurden in einer Hochdrucksichtzelle mit variablem Volumen Versuche zum optischen Phasenverhalten durchgeführt. Im Vergleich zu anderen konventionellen Lösungsmitteln stellt Kohlendioxid eine besonders umweltverträgliche Möglichkeit zur Phasentrennung und Produktextraktion dar. Es konnte gezeigt werden, dass eine Phasentrennung der stabilen Emulsion technisch realisierbar ist. Abbildung 1 zeigt einen optischen Vergleich des Trennverhaltens der Emulsion vor und nach Behandlung mit überkritischem Kohlendioxid.
Emulsionsphase
wässrigePhase + Biomasse
CO2 reiche Phase
organische Phase+ Zellfragmente
wässrigePhase + Biomasse
Abbildung 1: Vergleich zwischen dem Phasenverhalten der Emulsion vor und nach der Behandlung mit
überkritischem Kohlendioxid. Links ist der Zustand nach Befüllung der Sichtzelle dargestellt. Rechts der Zustand
nach der Behandlung mit Kohlendioxid
3
Ein Recycling der organischen Phase ist ebenfalls möglich, da sich die oberflächenaktiven biologischen Makromoleküle und Zellbestandteile, die maßgeblich für die Bildung der stabilen Emulsion verantwortlich sind, aufgrund der Behandlung durch Sedimentation abtrennen lassen. Weiterhin konnte gezeigt werden, dass es möglich ist, das Wertprodukt direkt aus der organischen Phase zu extrahieren. Die erhaltenen Ergebnisse bieten dabei eine neue, in der bisherigen industriellen Praxis noch nicht bekannte Anwendung überkritischer Fluide im Downstream Processing der weißen Biotechnologie. [1] H. M. Van Sonsbeek, H. H. Beeftink, and J. Tramper, "Two-liquid-phase bioreactors,"
Enzyme and Microbial Technology, vol. 15, pp. 722-729, Sep 1993. [2] A. Kollmer, "Verfahrenstechnische Aspekte bei zweiphasigen Bioprozessen," in
Institute of Biotechnolgy Zurich: Swiss Federal Institute of Technology, 1997, p. 202. [3] R. G. Mathys, "Bioconversion in two-liquid phase systems: downstream processing,"
in Institute of Biotechnolgy Zurich: Swiss Federal Institute of Technology, 1997, p. 174.
[4] A. Schmid, "Two-liquid phase bioprocess development. Interfacial mass transfer reates and explosion safety," in Institute of Biotechnolgy Zurich: Swiss Federal Institute of Technology, 1997.
4
INNOVATIVE DOWN-STREAM PROCESSING IN WHOLE-CELL BIOCATALYSIS USING SUPERCRITICAL CARBON DIOXIDE
Gabriele Sadowski*, Christoph Brandenbusch1, Bruno Bühler2, Andreas Schmid2
*1 Dortmund University of Technology, Department of Chemical and Biochemical
Engineering, Chair of Thermodynamics, Emil-Figge-Str.70, D-44227, Dortmund, Germany Phone: +49 (231) 755-2635; Fax: +49 (231) 755-2572
2 Dortmund University of Technology, Department of Chemical and Biochemical Engineering, Chair of Chemical Biotechnology, Emil-Figge-Str.66, D-44227, Dortmund,
Germany
Introduction The biotechnological production of certain bulk and fine chemical has come into scientific as well as industrial interest during the last decades. This refers mainly to the fact that certain biocatalytic processes using microorganisms or enzymes offer an interesting possibility to produce those products with a high selectivity and efficiency. The biocatalytic functionalization of hydrocarbons is of special interest as it allows a higher productivity and enantiomeric excess as compared to conventional chemical processes. To achieve high product concentrations and to avoid inhibitory / toxic effects of apolar products and substrates, a two-liquid phase system can be applied, in which a second organic phase serves as a substrate reservoir and as a product sink (Figure 1) 1-3. In this work, the stereospecific epoxidation of styrene to (S)-styrene oxide using recombinant Escherichia coli was considered as the model reaction 4-6 (Figure 1).
Figure 1: Biocatalytic styrene epoxidation in a two-liquid phase system.
Besides biocatalyst and reaction engineering, an efficient downstream processing is a key factor for the industrial application of such biphasic biocatalytic processes. The industrial implementation of whole-cell biocatalysis in organic/aqueous emulsion systems however faces major challenges with respect to efficient and cost-effective downstream processing. Complications mostly arise from the stabilization of the emulsions by biological macromolecules, which make phase separation difficult. This phenomenon is typical for the biocatalytic production of apolar fine chemicals using high-cell-density two-liquid phase cultures. On a laboratory scale, this problem is often solved by excessive centrifugation, which may lead to acceptable results in terms of phase separation, but often is not applicable
5
on an industrial scale (see Figure 2). Other approaches include filtration or membrane separation techniques but none of them lead to an effective downstream processing 7.
I
II
III
IV Figure 2: Emulsion after centrifugation for 15 min at 4356 g. The organic phase (I), the emulsified
interphase (II), the aqueous phase (III) and the cell pellet (IV) are indicated.
It is known from literature that the addition of carbon dioxide to technical oil-in-water emulsions has an influence on the phase separation behavior 8-10. In this work, the application of supercritical carbon dioxide was for the first time investigated with respect to its ability to break stable emulsions originating from whole-cell bioconversions and to act as extraction medium in the downstream processing of such biotransformations.
Materials and Methods After the two-liquid-phase biotransformation of styrene to (S)-styrene oxide, the reaction mixture was cooled down to 4°C. For all further experiments, the emulsion was centrifuged in a RC-5B Refrigerated Superspeed Centrifuge (Thermo, Waltham, Massachusetts) for 15 min at 4°C to remove the bulk of whole E. coli cells. The complete supernatant was then transferred into a sterile bottle and stored at 4°C.
High-Pressure Variable-Volume View Cell For optical investigations on the phase separation behavior of emulsions containing compressed carbon dioxide, a High-Pressure Variable-Volume View cell (HPVVV, New Ways of Analytics, Lörrach, Germany) was used. The equilibrium cell of the HPVVV has a variable volume of 30 - 60 ml, which can be varied by moving a sapphire piston. The pressure is adjusted with a manual hydraulic-press M(O) 189 (Maximator, Zorge, Germany). A sapphire window opposite to the piston allows the observation of the whole inner volume of the cell. The HPVVV stands pressures up to 700 bars and temperatures up to 180°C. The system can be homogenized by a magnetically coupled stirrer. For dosing and sampling purposes, four 1/8″ ports are available. By adjusting the pressure in the system, it is possible to follow the pressure-dependent phase-separation behavior without changing the composition of the system. The temperature can be measured directly inside the equilibrium cell as well as at the heating jacket to ensure constant temperatures.
Dosing of compressed carbon dioxide Compressed carbon dioxide was added into the HPVVV by a 260D syringe pump (ISCO, Lincoln, New England) (pmax=560 bar). The mass of added carbon dioxide was calculated from the volume of carbon dioxide introduced into the view cell at constant pressure and temperature using the IUPAC certified equation of state as proposed by Span and Wagner 11.
6
Direct sampling out of the supercritical phase To allow a direct sampling at high pressure and at temperatures of up to 100°C, the HPVVV was equipped with a sampling valve from VICI Valco® (Schenkon, Switzerland), which was modified for application under supercritical conditions. This valve allows sampling via an internal loop followed by an expansion into an external loop. The external sample loop can be heated by an auxiliary heating system to avoid condensation of organic compounds at decreased pressures. The sample is then directly injected into the carrier gas stream of the GC (see below for analytics). Prior to sampling, the tubing was flushed with fresh sample over a pressure restrictor. Pressure decrease in the HPVVV remained within an acceptable range at pressures up to 250 bars.
Phase separation and extraction behavior After transferring a defined amount of the emulsion into the HPVVV, the system was closed, homogenized, and tempered. Afterwards, carbon dioxide was added in a controlled manner as described above. The system was then kept at a defined temperature for at least 10 min. For phase separation experiments, the pressure in the system was raised by moving the back sapphire piston. The behavior was visualized by means of a cold light source positioned behind the HPVVV. To evaluate extraction into carbon dioxide, the system was pressurized to a defined pressure. After equilibration, a sample was taken from the gas phase and analyzed directly by gas chromatography. Each measurement was repeated at least 3 times before a new pressure was applied.
Results
Phase-separation behavior The phase-separation behavior of different mass fractions of emulsion was analyzed under compressed carbon dioxide in a pressure range between 70 to 650 bars. Experiments were carried out using a reaction mixture, from which the recombinant E. coli cells used for stereospecific styrene epoxidation had been removed by centrifugation. For high mass fractions of emulsion, phase separation did not change as compared to the original emulsion, of which the phases did not separate for months. At mass fractions of emulsion lower than 0.25 and pressures of at least 120 bars, phase separation kinetics changed dramatically and phase separation was achieved within a few minutes as shown in Figure 3.
A B
Figure 3: Comparison of the phase separation behavior of the emulsion before and after treatment with
compressed carbon dioxide. A: State after filling the HPVVV. B: Behavior after the treatment with
compressed carbon dioxide at elevated pressure and temperature.
In comparison to the original emulsion (Figure 3A), the treated emulsion (Figure 3B) showed an improved phase-separation behavior. A sharp phase boundary became visible. Astonishingly, cell fragments, which presumably stabilized the emulsion before scCO2-
7
treatment, settled gravimetrically within the organic phase. Thus, the use of scCO2 as an emulsion breaker enabled not only the separation of the two phases in a much simpler way than by continuous centrifugation, but also allowed the separation of cell fragments present in the emulsion. Even after depressurization, the emulsion treated with compressed carbon dioxide still showed an improved phase-separation behavior.
Extraction behavior In order to investigate the potential for direct supercritical extraction out of the emulsion, samples from the CO2-rich phase were analyzed. To avoid plugging problems with the original emulsion, a model system of the organic phase consisting of standard chemicals was used. The model system consisted of 55.6 mM 2-phenylethanol, 19 mM octane, and 605 mM (S)-styrene oxide dissolved in bis-2(ethylhexyl)phthalate (BEHP). In analogy to the experiments concerning the phase-separation behavior, the extraction behavior was investigated for different mass fractions of the model emulsion at pressures ranging from 80 - 250 bars. As shown in Figure 4, (S)-styrene oxide could selectively been extracted out of the organic phase.
95 100 105 110 115 120 125 130 135 140 145 150 1550.000
0.005
0.010
0.015
0.020
0.025
octane styrene (S)-styrene oxide 2-phenylethanol BEHP
mas
s fra
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n of
org
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com
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in th
e C
O2ri
ch p
hase
wi,o
rgan
ic
pressure p [bar]
Figure 4: Solubilities of the organic phase components in scCO2. The mass fractions of the different
compounds in CO2 are plotted against the pressure.
This offers the possibility of a supercritical product extraction directly out of the emulsion without any pretreatment.
Conclusion In our work, we demonstrated for the first time that stable emulsions caused by biosurfactants can efficiently be broken by addition of carbon dioxide at elevated temperature and pressure. This considerably facilitates downstream operations of biphasic bioprocesses. Our results can now be used to design a phase separation step prior to further product purification. Furthermore, we showed that scCO2 can selectively extract the product out of the organic phase allowing product isolation prior, after, or simultaneously with phase separation. As the separation of highly stabilized emulsions marks a general problem in two-liquid phase biotransformation processes, the use of scCO2 might represent a platform technology for product isolation from bioprocesses based on whole cells. [1] G. J. Salter and D. B. Kell, Critical Reviews in Biotechnology, 15, 1995, 139-177 [2] G. J. Lye and J. M. Woodley, Trends in Biotechnology, 17, 1999, 395-402 [3] B. Bühler and A. Schmid, Journal of Biotechnology, 113, 2004, 183-210
8
[4] B. Bühler, J. B. Park, L. M. Blank, and A. Schmid, Applied and Environmental Microbiology, published online ahead of print, 2008,
[5] S. Panke, M. Held, M. G. Wubbolts, B. Witholt, and A. Schmid, Biotechnology and Bioengineering, 80, 2002, 33-41
[6] J. B. Park, B. Bühler, T. Habicher, B. Hauer, S. Panke, B. Witholt, and A. Schmid, Biotechnology and Bioengineering, 95, 2006, 501-512
[7] R. G. Mathys; Diss. ETH No. 12013; ETH Zürich, 1997, 174 [8] S. Kareth, M. Petermann, E. Weidner, E. Hammer, and M. Alex, Germany, 2004, p.
5. [9] S. D. Yeo and A. Akgerman, Aiche Journal, 36, 1990, 1743-1747 [10] N. N. Zaki, R. G. Carbonell, and P. K. Kilpatrick, Industrial & Engineering Chemistry
Research, 42, 2003, 6661-6672 [11] R. Span and W. Wagner, Journal of Physical and Chemical Reference Data, 25, 1996,
1509-1596
9
Evaluation of the efficiency of recombinant E. coli as an epoxidation catalyst by a systems biotechnology approach
Bruno Bühlera, Daniel Kuhna, Jin-Byung Parkb, Lars M. Blanka,c, Andreas Schmida,c
aUniversity of Dortmund, Department of Biochemical and Chemical Engineering, Emil-Figge Strasse 66, 44227 Dortmund, Germany; bDepartment of Food Science & Technology, Ewha Womans University, Seoul 120-750, Korea; cISAS-Institute for Analytical Sciences, 44139 Dortmund, Germany E-mail: [email protected] Oxygenases catalyze highly selective hydrocarbon oxyfunctionalizations, which are important in industrial organic synthesis but difficult to achieve by chemical means [1]. By the use of E. coli containing recombinant oxygenases, we achieved high productivities for the specific oxygenation of hydrocarbons to corresponding alcohols, epoxides, aldehydes, and acids [2,3]. With a focus on productivity and possible limitations, we will discuss different process concepts for the production of (S)-styrene oxide from styrene by means of NADH-dependent styrene monooxygenase (StyAB) from Pseudomonas sp. strain VLB120. For this reaction, we employed an aqueous-organic two-liquid phase system, primarily to circumvent substrate and product toxicity and facilitate down-stream processing. In this system, we evaluated and compared the performance of resting cells as well as of cells growing in fed-batch and continuous mode. Despite the use of the two-liquid phase system, product toxicity was the main factor limiting the achievable product concentration during fed-batch cultivation [4] and especially when resting cells were applied. Resting cells showed a higher specific activity whereas cells growing in a fed-batch culture enabled a higher product concentration. Styrene limited biotransformations based on continuous cultures showed evidence for an increasing metabolic energy demand with increasing epoxidation rates. Metabolic flux data and metabolic capacity estimations will be presented to evaluate intracellular cofactor regeneration efficiency. Energy metabolism, especially of growing cells, seemed to have an impact on biocatalyst activity.
O2
NADH NAD+
CO2 glucose
StyABE. coli JM101
(pSPZ10)
glucose
H2O
O2 O
OO2
NADH NAD+
CO2 glucose
StyABE. coli JM101
(pSPZ10)
glucose
H2O
O2 O
O
Figure 1. ________________ [1] Schmid et al. 2001. Nature. 409: 258-268. [2] Bühler et al. 2003. Biotechnol. Bioeng. 82: 833-842. [3] Panke et al. 2002. Biotechnol. Bioeng. 80: 33-41. [4] Park et al. 2006 Biotechnol. Bioeng. 95: 501-512.
10
Sustainability evaluation and optimization of a biocatalytic two-liquid phase epoxidation process
Daniel Kuhna, Abdul Kholiqb, Elmar Heinzleb, Andreas Schmida,c, Bruno Bühlera
aUniversity of Dortmund, Department of Biochemical and Chemical Engineering, Emil-Figge Strasse 66, 44227 Dortmund, Germany; b University of Saarland, Department of Biochemical Engineering, Geb. A1-5, 66123 Saarbrücken, Germany; c ISAS-Institute for Analytical Sciences, 44139 Dortmund, Germany E-mail: [email protected] Epoxides are widely used as synthetic precursors in the pharmaceutical and chemical industries because of their reactivity and the asymmetric centre, which enable the preparation of a variety of enantiopure compounds [1]. The high stereo- and enantiospecificity of oxygenases may provide a useful alternative to the currently applied chemical approaches for epoxide synthesis. A biocatalytic approach is also of ecological interest owing to mild reaction conditions and because it neither involves noble nor heavy metal based catalysts. In earlier studies, we developed a process for the production of (S)-styrene oxide by recombinant E. coli JM101 (pSPZ10) containing the styrene monooxygenase genes styAB of Pseudomonas sp. strain VLB120 [2, 3]. The use of whole-cells enabled efficient regeneration of the cofactors needed for styrene epoxidation. Toxic effects of the organic products were attenuated by the addition of a second extractive phase. Bis(2-ethylhexyl)phthalate (BEHP) was used as organic carrier solvent to handle toxicity and solubility problems [2]. The conservation of non-renewable resources, the reduction of human health impacts, and pollution prevention are parameters of growing importance. We critically assessed the described biocatalytic styrene epoxidation process by a method of Heinzle et al. for the systematic analysis of ecological and economic feasibility of biotechnological processes [4]. We compared the biocatalytic with chemical synthesis concepts. Theoretical simulations indicated the remarkable contribution of BEHP to the environmental burden of the biocatalytic process. The impact mainly arises from its toxicity and its synthesis from non-renewable resources combined with the high amount applied in the reactor (1:1 ratio to the aqueous phase, 95% recycling). Fatty acid esters, also called biodiesel, are biodegradable and non-toxic alternatives. Their production is directly coupled to renewable resources such as vegetable oils and animal fats [5]. A theoretical and experimental evaluation of process optimization strategies such as the replacement of BEHP by ethyloleate will be presented. _____________ [1] Besse et al. 1994. Tetrahedron. 50: 8885-8927. [2] Panke et al. 2000. Biotech. Bioeng. 69: 91-100. [3] Park et al. 2006. Biotech. Bioeng. 95: 501-512. [4] Heinzle et al. 2006. Chem. Ing. Tech. 78: 301-305. [5] Fukuda et al. 2001. J. Biosci. Bioeng. 92: 405-416.
11
Application of Molybdenum-Containing Hydroxylases in Hydroxylation Reactions F. Özde Bayraktar, Bruno Bühler, Andreas Schmid Chair of Chemical Biotechnology, Department of Biochemical and Chemical Engineering, University of Dortmund, D-44227 Dortmund, Germany E-mail: [email protected] Oxidoreductases catalyze a large variety of regio-, stereo-, and chemoselective hydrocarbon oxyfunctionalization reactions, which are important in industrial organic synthesis but difficult to achieve by chemical means. The in vivo application of oxygenases allowed the development of first biocatalytic oxyfunctionalization processes. Major advances have been achieved via heterologous overexpression, directed evolution, metabolic engineering, and in situ product removal. However, the major limitations of oxygenase-based biocatalysts include oxygen transfer on large scales, NADH regeneration, often low catalytic rates, and low enzyme stabilities due to the formation of reactive oxygen species [1]. By contrast to oxygenase systems, the molybdenum hydroxylases, which catalyze the initial reaction in the bacterial degradation of N-heteroaromatic compounds [2], use water as the ultimate source of the oxygen atom incorporated into the product, and generate, rather than consume, reducing equivalents in the course of substrate hydroxylation [3]. Thus, hydroxylating dehydrogenases have the potential to overcome limitations encountered by the use of oxygenases such as oxygen supply and reactive oxygen species. These favourable properties of enzymes such as quinoline 2-oxidoreductase (Qor) and quinaldine 4-oxidase (Qox) make them very promising candidates for efficient in vivo oxyfunctionalization reactions. Our aim is to develop, characterize, and optimize biocatalysts and process setups based on hydroxylating dehydrogenases by making use of recombinant DNA technology, metabolic analyses and engineering, as well as of bioprocess and reaction engineering. The approach in this study will be whole-cell biocatalysis to provide and regenerate the often unknown electron acceptors of these enzymes. On this poster, the feasibility of Qor and Qox containing wild type and recombinant cells for the production of oxyfunctionalized N-heteroaromates will be shown. The biocatalysts were characterized with respect to specific activity, kinetics, substrate and product toxicities, and inhibitions. Possible biochemical process and biocatalyst engineering strategies to overcome critical issues such as reaching high enzyme activity and specificity, product degradation, and reactant and substrate toxicity will be proposed. ________________ [1] Bühler B, Schmid A (2004) Process implementation aspects for biocatalytic hydrocarbon oxyfunctionalization. Journal of Biotechnology, 113:183-210 [2] Fetzner, S. (2000) Enzymes involved in the aerobic bacterial degradation of Nheteroaromatic compounds: Molybdenum hydroxylases and ring-opening 2,4-dioxygenases. Naturwissenschaften, 87: 59–69 [3] Hille, R. (2005) Molybdenum-containing hydroxylases. Archives of Biochemistry and Biophysics, 433: 107-116
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Innovative Down-Stream Processing in Whole-Cell Biocatalysis Using Supercritical Carbon Dioxide
Christoph Brandenbuscha, Bruno Bühlerb, Andreas Schmidb, Gabriele Sadowskia
aChair of Thermodynamics, Department of Chemical and Biochemical Engineering, University of Dortmund, Emil-Figge-Str. 70, 44227 Dortmund
bChair of Chemical Biotechnology, Department of Chemical and Biochemical Engineering, University of Dortmund, Emil-Figge-Str. 66, 44227 Dortmund
Whole-cell biocatalysis has become a highly attractive and easy-to-use technique for fine
chemical production. However, its implementation for hydrophobic compounds, which
typically and most easily is accomplished in organic/aqueous emulsion systems, faces major
challenges with respect to efficient and cost-effective downstream processing. Complications
mostly arise from the stabilization of the emulsions by biological macromolecules, which
make phase separation difficult. This phenomenon is typical for the biocatalytic production of
apolar fine chemicals using high cell density cultures. On a laboratory scale, this problem is
often solved by excessive centrifugation, which may lead to acceptable results in terms of
phase separation [1], but often is not applicable on an industrial scale. Other approaches
include filtration or membrane separation techniques but none of them lead to an effective
downstream processing [2].
In our work, we investigated the influence of supercritical carbon dioxide on the phase
separation characteristics of an aqueous/organic biotransformation mixture. Experiments for
the enantioselctive epoxidation of styrene to (S)-styrene oxide clearly showed that, by using
scCO2 as additive, it is possible to efficiently break the stable emulsion and to perform simple
phase-separation steps. Moreover, the product can selectively be extracted into the CO2-rich
phase.
Based on these results, new concepts for the downstream processing of the considered
reaction mixtures are proposed, which fulfill the needs of an industrial application.
[1] K. Leppchen, T. Daussmann, S. Curvers, and M. Bertau, "Microbial de-emulsification: A highly efficient procedure for the extractive workup of whole-cell biotransformations," Organic Process Research & Development, vol. 10, pp. 1119-1125, Nov 17 2006.
[2] R. G. Mathys, "Bioconversions in two-liquid phase systems: downstream processing " in Eidgenössische Technische Hochschule Zürich Zürich: ETH Zürich, 1997, p. 174.
13
Application of Molybdenum-Containing Dehydrogenases for Carbon Oxyfunctionalization
Bruno Bühler, F. Özde Bayraktar, Sushil Gaykawad, Andreas Schmid
Larboratory of Chemical Biotechnology, Faculty of Biochemical and Chemical Engineering, TU Dortmund, D-44221 Dortmund, Germany
Oxidoreductases catalyze a large variety of regio-, stereo-, and chemoselective hydrocarbon oxyfunctionalization reactions, which are important in industrial organic synthesis but difficult to achieve by chemical means. The in vivo application of oxygenases allowed the development of first biocatalytic oxyfunctionalization processes [1]. By contrast to oxygenase systems, molybdenum containing dehydrogenases use water as the ultimate source of the oxygen atom incorporated into the product, and generate, rather than consume, reducing equivalents in the course of substrate hydroxylation [2]. Thus, hydroxylating dehydrogenases have the potential to overcome limitations encountered by the use of oxygenases such as oxygen supply, cofactor regeneration, and the formation of reactive oxygen species. These favourable properties of enzymes such as quinoline 2-oxidoreductase (Qor) and quinaldine 4-oxidase (Qox) make them very promising candidates for efficient in vivo oxyfunctionalization reactions. In order to evaluate Qor- and Qox-based biocatalysts, we developed, characterized, and optimized biocatalysts and process setups. By the use of whole-cell biocatalysts, which provide and regenerate the often unknown electron acceptors of these enzymes, we reached hydroxylation activities up to 80 U/gCDW for the production of oxyfunctionalized N-heteroaromates. Activities depended on type of substrate, induction conditions, host strain, and energy source used in resting cell biotransformations. For quinaldine hydroxylation by Qox, recombinant P. putida KT2440 showed the highest activity when grown on benzoate and resting cells were metabolically active for at least 42 h showing reproducible and stable activity. Substrate and product toxicity and solubility problems were overcome by the use of a two-liquid-phase system with an organic phase serving as substrate reservoir and product sink. The results obtained clearly show the general feasibility of the dehydrogenase-containing recombinant cells as catalysts for carbon oxyfunctionalization. ________________ [1] Bühler B, Schmid A (2004) Process implementation aspects for biocatalytic hydrocarbon oxyfunctionalization. Journal of Biotechnology, 113:183-210 [2] Hille, R. (2005) Molybdenum-containing hydroxylases. Archives of Biochemistry and Biophysics, 433: 107-116
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Systems biotechnology for selective whole-cell redox biocatalysis Bruno Bühler1, Daniel Kuhn1, Jin-Byung Park2, Lars M. Blank1,3, Andreas Schmid1,3
1 Faculty of Biochemical and Chemical Engineering, TU Dortmund, Emil-Figge Strasse 66, 44227 Dortmund, Germany
2 Department of Food Science & Technology, Ewha Womans University, Seoul 120-750, Korea
3 ISAS-Institute for Analytical Sciences, 44139 Dortmund, Germany
Oxygenases catalyze highly selective hydrocarbon oxyfunctionalizations, which are
important in industrial organic synthesis but difficult to achieve by chemical means
[1]. By the use of metabolically active E. coli containing recombinant oxygenases, we
achieved high productivities for the specific oxygenation of hydrocarbons [2,3]. With a
focus on productivity, we will discuss metabolic limitations for the NADH-dependent
production of (S)-styrene oxide from styrene in an aqueous-organic two-liquid phase
system (Fig 1). Despite in situ product extraction, product toxicity limited the
productivity at high product concentrations during fed-batch cultivation [4] and
especially with resting cells. Productivity, however, seemed to be limited more
directly by the energy metabolism [5,6]. Resting cells showed a higher specific
activity whereas cells growing in a fed-batch
culture enabled a higher product concentration.
Styrene limited bioconversions based on
continuous cultures gave evidence for an
increasing metabolic energy demand with
increasing epoxidation rates. Metabolic flux data
and metabolic capacity estimations will be
presented to identify parameters determining
intracellular cofactor regeneration efficiency.
Fig. 1. Interplay of the E. coli central carbon
metabolism and the styrene monooxygenase
StyAB of Pseudomonas sp. strain VLB120.
References [1] Schmid et al. 2001. Nature. 409: 258-268. [2] Bühler et al. 2003. Biotechnol. Bioeng. 82: 833-842. [3] Panke et al. 2002. Biotechnol. Bioeng. 80: 33-41. [4] Park et al. 2006 Biotechnol. Bioeng. 95: 501-512. [5] Bühler et al. 2008 Appl. Environ. Microbiol. In press. [6] Blank et al. 2008 Biotechnol. Bioeng. In press.
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Application of Quinaldine 4-oxidase containing Recombinant P. putida as a Biocatalyst in Hydroxylation Reactions
F. Özde Bayraktar, Sushil Gaykawad, Andreas Schmid, Bruno Bühler
Laboratory of Chemical Biotechnology, Department of Biochemical and Chemical Engineering, Dortmund University of Technology, D-44221 Dortmund, Germany
Quinaldine 4-oxidase (Qox) from Arthrobacter sp. Rü61a is a molybdenum-containing dehydrogenase, which hydroxylates quinaldine in the para position to the N-heteroatom in the initial step of quinaldine degradation [1,2]. Moreover, Qox is versatile in its substrate specificity and is able to function as an oxidase or dehydrogenase. It catalyzes aldehyde oxidation as well as the nucleophilic attack of N-heterocyclic compounds in either para or ortho position to the N-heteroatom depending on the substrate [2]. As shown in Scheme 1, Qox uses water as the source of the oxygen atom incorporated into the substrate and generates, rather than consumes, reducing equivalents in the course of substrate hydroxylation [3]. Thus, Qox has the potential to overcome limitations encountered in oxygenase catalysis (oxygen mass transfer, cofactor regeneration, formation of reactive oxygen species) and is a very promising candidate for in vivo oxyfunctionalization reactions.
N CH3
OH2
QoxN CH3 N
H CH3
H+
e-
OH O
+ + + 22
Scheme 1. First step of the anthranilate pathway of quinaldine degradation [1,2,4]
We aim to develop, characterize, and optimize a biocatalyst and a process setup based on Qox-containing whole-cells. We found that quinaldine hydroxylation activity of such biocatalysts may vary from 0.3 to 30 U/gDCW depending on the induction conditions, host strain, and energy source used in the resting cell biotransformation. P. putida KT2440 harboring plasmid pKP1 for qoxLMS expression showed the highest activity when grown on benzoate which also serves as an inducer of the Pm promoter used for qoxLMS expression. Resting cells were metabolically active during the tested period of 42 h and showed reproducible and stable activity. The limits for substrate and product toxicities were determined to be 3 mM and 1.5 mM, respectively. To overcome the solubility and toxicity problems, a two-liquid-phase system with an aqueous phase containing the cells and an organic phase serving as substrate reservoir and product sink, is applied. The feasibility of the Qox-containing recombinant cells for carbon oxyfunctionalization will be discussed on the basis of biotransformations by both growing and resting P. putida KT2440 (pKP1).
_______________ [1] Hund HK; de Beyer A; Lingens F (1990) Microbial metabolism of quinoline and related compounds. VI. Degradation of quinaldine by Arthrobacter sp., Biol. Chem. Hoppe-Seyler, 371:1005-1008 [2] Stephan I, Tshisuaka B, Fetzner S, Lingens F (1996) Quinaldine 4-oxidase from Arthrobacter sp. Rü61a, a versatile prokaryotic molybdenum-containing hydroxylase active towards N-containing heterocyclic compounds and aromatic aldehydes. Eur. J. Biochem., 236:155-162 [3] Hille, R. (2005) Molybdenum-containing hydroxylases. Arch. Biochem. and Biophys., 433:107-116 [4] Fetzner S (1998a) Bacterial degradation of pyridine, indole, quinoline, and their derivatives under different redox conditions. Appl Microbiol Biotechnol 49:237–250
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Using systems biotechnology and eco-efficiency analyses to enable sustainable redox biocatalysis
Bruno Bühlera, Daniel Kuhna, Abdul Kholiqb, Elmar Heinzleb, Lars M. Blanka,c, Andreas Schmida,c
aTU Dortmund, Laboratory of Chemical Biotechnology, Emil-Figge Strasse 66, D-44227 Dortmund, Germany; bSaarland University, Biochemical Engineering Institute, D-66123 Saarbrücken, Germany; cISAS-Institute for Analytical Sciences, D-44139 Dortmund, Germany E-mail: [email protected] Oxygenases catalyze selective oxyfunctionalization reactions, which are important in industrial organic synthesis but difficult to achieve by chemical means [1]. Furthermore, the high selectivity, the mild conditions, and the absence of heavy metals augur well for the development of sustainable industrial biooxidation processes. By the use of E. coli containing recombinant oxygenases, we achieved high productivities for the specific oxygenation of hydrocarbons to corresponding alcohols, epoxides, aldehydes, and acids [2-4]. With a focus on catalyst efficiency and eco-efficiency, we will discuss the use of recombinant E. coli cells for the production of (S)-styrene oxide from styrene by means of NADH-dependent styrene monooxygenase (StyAB) from Pseudomonas sp. strain VLB120. For this reaction, we employed an aqueous-organic two-liquid phase system, primarily to circumvent/reduce substrate and product toxicity and facilitate down-stream processing. Styrene limited biotransformations based on growing cells showed evidence for an increasing metabolic energy demand with increasing epoxidation rates and for NADH limitation at high epoxidation rates [5, 6]. With respect to catalyst efficiency, we will present metabolic flux data of cells during biotransformation with the goal to decipher the influence of different stresses such as toxicity, induction, and styrene epoxidation. The goal is to define metabolic engineering targets to improve catalyst performance and thus the economical and ecological efficiency of the styrene epoxidation process. The eco-efficiency of the process has been analyzed by means of weighed overall mass balances. This led to the identification of critical factors on the process level, namely carbon source and solvent use. Process engineering according to these findings allowed improving the eco-efficiency of stereospecific styrene epoxidation. Combined, biocatalyst and process engineering including down-stream processing have the potential to enable industrially viable biocatalytic oxyfunctionalization processes. ________________ [1] Schmid et al. 2001. Nature. 409: 258-268. [2] Bühler et al. 2003. Biotechnol. Bioeng. 82: 833-842. [3] Panke et al. 2002. Biotechnol. Bioeng. 80: 33-41. [4] Park et al. 2006 Biotechnol. Bioeng. 95: 501-512. [5] Blank et al. 2008 Biotechnol. Bioeng. Epub ahead of print. DOI: 10.1002/bit.21837 [6] Bühler et al. 2008 Appl. Environ. Microbiol. 74:1436-1446.
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APPLIED AND ENVIRONMENTAL MICROBIOLOGY, Mar. 2008, p. 1436–1446 Vol. 74, No. 50099-2240/08/$08.00�0 doi:10.1128/AEM.02234-07Copyright © 2008, American Society for Microbiology. All Rights Reserved.
NADH Availability Limits Asymmetric Biocatalytic Epoxidation in aGrowing Recombinant Escherichia coli Strain�
Bruno Buhler,1 Jin-Byung Park,2 Lars M. Blank,1,3 and Andreas Schmid1,3*Laboratory of Chemical Biotechnology, Dortmund University of Technology, D-44227 Dortmund, Germany1; Department of Food Science and
Technology, Ewha Womans University, Seoul 120-750, Korea2; and Institute for Analytical Sciences, D-44139 Dortmund, Germany3
Received 1 October 2007/Accepted 22 December 2007
Styrene can efficiently be oxidized to (S)-styrene oxide by recombinant Escherichia coli expressing the styrenemonooxygenase genes styAB from Pseudomonas sp. strain VLB120. Targeting microbial physiology duringwhole-cell redox biocatalysis, we investigated the interdependency of styrene epoxidation, growth, and carbonmetabolism on the basis of mass balances obtained from continuous two-liquid-phase cultures. Full inductionof styAB expression led to growth inhibition, which could be attenuated by reducing expression levels. Oper-ation at subtoxic substrate and product concentrations and variation of the epoxidation rate via the styrenefeed concentration allowed a detailed analysis of carbon metabolism and bioconversion kinetics. Fine-tunedstyAB expression and increasing specific epoxidation rates resulted in decreasing biomass yields, increasingspecific rates for glucose uptake and the tricarboxylic acid (TCA) cycle, and finally saturation of the TCA cycleand acetate formation. Interestingly, the biocatalysis-related NAD(P)H consumption was 3.2 to 3.7 timeshigher than expected from the epoxidation stoichiometry. Possible reasons include uncoupling of styreneepoxidation and NADH oxidation and increased maintenance requirements during redox biocatalysis. Atepoxidation rates of above 21 �mol per min per g cells (dry weight), the absence of limitations by O2 andstyrene and stagnating NAD(P)H regeneration rates indicated that NADH availability limited styrene epoxi-dation. During glucose-limited growth, oxygenase catalysis might induce regulatory stress responses, whichattenuate excessive glucose catabolism and thus limit NADH regeneration. Optimizing metabolic and/orregulatory networks for efficient redox biocatalysis instead of growth (yield) is likely to be the key formaintaining high oxygenase activities in recombinant E. coli.
Oxygenases catalyze regio- and enantioselective oxyfunc-tionalization reactions and have a considerable potential in thearea of asymmetric organic synthesis (2, 35). These enzymestypically depend on coenzymes such as NAD(P)H and areunstable outside cells, and they often consist of multiple com-ponents. Thus, for synthetic applications, their use in wholecells is favored over the use of isolated enzymes (7, 18).
The productivity of oxygenase-based whole-cell biocatalystsis influenced by various factors, such as maximal enzyme ac-tivity, enzyme level, substrate mass transfer, substrate and/orproduct inhibition/toxicity, and cofactor regeneration (7, 13,54, 68). Enzyme synthesis and cofactor regeneration are re-lated to host metabolism, which in turn may be affected by thetoxicity of organic substrates and products. Such toxicity canefficiently be attenuated by regulated substrate feeding (1, 11)and in situ product removal (7, 38, 61, 66, 74). Yet, microbialcells, especially in a nongrowing state, often lose biooxidationactivity over time, which may be due to oxygenase inactivationand/or the metabolic burden imposed by redox-coenzyme with-drawal and reactive oxygen species formed via uncoupled ox-ygen reduction. This led to the use of growing cells as biocata-lysts, the metabolism of which supports not only coenzymeregeneration but also continuous oxygenase synthesis and cell
reproduction (5, 19, 27, 32, 49). However, during cell growth,various reactions—especially oxidative phosphorylation—con-sume high amounts of reduction equivalents (59). The synthe-sis and presence of an active NAD(P)H-consuming oxygenasewill thus also influence the metabolism of growing cells; de-crease growth yields on energy sources; cause stress; and re-duce growth rate, viability, and metabolic activity (4, 9, 58).
Microbial physiology and energy metabolism have been in-vestigated thoroughly for classical fermentation processes butrarely for whole-cell biotransformations (23, 72). In this study,we focus on the interrelation between NADH-dependent sty-rene epoxidation and central carbon metabolism of growingrecombinant Escherichia coli (Fig. 1). Thereby, highly active E.coli JM101(pSPZ10) (51) expressing the styrene monooxygen-ase genes styAB of Pseudomonas sp. strain VLB120 (50) servesas the biocatalyst. The epoxidation activity, growth, and me-tabolism of E. coli JM101(pSPZ10) growing in fed-batch modein a two-liquid-phase system have been shown to be affected byhigh styrene oxide concentrations, which caused membranepermeabilization (54). Furthermore, flux balance analysis andin silico and in vivo knockout studies on resting E. coliBW25113(pSPZ10) indicated a linear dependency of mea-sured epoxidation activities and simulated NADH regenera-tion rates of recombinant central carbon metabolism mutantson glucose uptake rates (L. M. Blank, B. E. Ebert, B. Buhler,and A. Schmid, submitted for publication). These results sug-gested a dependency of the styrene epoxidation efficiency ofresting cells on carbon metabolism.
Here, we investigated the interdependency of styrene epoxi-dation, growth, and carbon metabolism on the basis of mass
* Corresponding author. Mailing address: Laboratory of ChemicalBiotechnology, Department of Biochemical and Chemical Engineer-ing, TU Dortmund, Emil-Figge-Str. 66, D-44227 Dortmund, Germany.Phone: 49 231 755 7380. Fax: 49 231 755 7382. E-mail: [email protected].
� Published ahead of print on 11 January 2008.
1436
balances obtained from continuous cultures, allowing for thefirst time a quantitative insight into the physiology of suchbiocatalytically active cells. E. coli JM101(pSPZ10) was grownat subtoxic substrate and product concentrations in a two-liquid-phase bioreactor system, in which substrate mass trans-fer over the phase boundary is not limiting (54). Metabolic fluxand kinetic analyses were performed using physiological andbiotransformation data acquired during steady states with andwithout induction of styAB expression and with various sub-strate concentrations in the organic-phase feed. Implications ofcofactor-dependent oxygenase activity for central carbon me-tabolism and vice versa are discussed.
MATERIALS AND METHODS
Microorganism and growth media. The organism used in this study was Esch-erichia coli JM101 [supE thi �(lac-proAB) F�(traD36 lacIq �lacZM15 proAB)](42) harboring plasmid pSPZ10 (51), which contains the styrene monooxygenasegenes styAB of Pseudomonas sp. strain VLB120 (50) under the control of the alkregulatory system of Pseudomonas putida Gpo1 (40, 65). LB medium containing1% (wt/vol) glucose and 50 mg liter�1 kanamycin was used for the seed culture.Percentages which are not further specified are given as percent weight pervolume. For minimal medium precultures, M9* medium, containing three timesmore phosphate salts than M9 medium (43) but no calcium chloride, was usedafter supplementation with 5 g liter�1 glucose, 50 mg liter�1 kanamycin, 10 mgliter�1 thiamine, and 1 ml liter�1 US* trace element solution as described indetail by Panke et al. (51). MS medium (6) (a modified M9 medium) supple-mented as described for the M9* medium was used for controlled growth inbioreactors. During continuous cultivations, the MS medium in the feed tankcontained 20 g liter�1 glucose.
Continuous cultivation and biotransformation. Experiments were started bybatch cultivation in 1 liter MS medium in a stirred tank reactor with a totalvolume of 3 liters (54, 75). The dissolved oxygen tension (DOT) was determinedwith an autoclavable amperometric probe (Mettler Toledo, Greifensee, Switzer-land), and the pH was automatically kept at 7.1 by feeding 25% NH4OH.
Temperature, aeration rate, and stirrer speed were maintained at 30°C, 2 litersmin�1, and 2,000 rpm, respectively. Continuous cultivation was initiated in thelate exponential growth phase. In the case of two-liquid-phase cultivations, 0.5liter of the culture broth was removed and an equal volume of bis(2-ethyl-hexyl)phthalate (BEHP) (97%; Fluka, Buchs, Switzerland) serving as the organiccarrier solvent was added, after steady state had been reached. Aqueous andorganic reaction media were supplied at the same rate from two feed tanks.When the system had reached steady state, octane (98%; Acros Organics, Geel,Belgium) or dicyclopropyl ketone (DCPK) (95%; Janssen Chimica, Geel, Bel-gium), both of which are inducers of the alk regulatory system controlling styABexpression on plasmid pSPZ10, were added to the culture broth and the feedtank for the organic phase. Inducer concentrations varied and are specified inResults. In order to achieve continuous biotransformation at different rates,various amounts of styrene (99%; Fluka) were added to the organic-phase feedtank and steady states were established. The constituents of the organic phasewere used without prior sterilization. Data from independent experiments devi-ated by a maximum of 10%.
Analytical procedures. Aqueous glucose and acetate concentrations were de-termined using commercially available kits (TC D-glucose and TC acetic acid;DispoLab, Dielsdorf, Switzerland) after separation of the aqueous phase fromthe organic phase by centrifugation. Experimental variations amounted to 2.4and 1.1% for glucose and acetate, respectively. Cell concentrations in the aque-ous phase were determined by measuring the optical density at 450 nm asdescribed earlier (10, 54), with an optical density at 450 nm of 1 correspondingto a cell dry weight (CDW) of 0.29 g literaq
�1 and an experimental variation of5.5%.
Styrene, styrene oxide, and 2-phenylethanol concentrations in the organicphase of two-liquid-phase cultivations were determined by gas chromatographyafter dilution in diethyl ether containing 0.1 mM dodecane as the internalstandard and drying over sodium sulfate. For this analysis, we used an Optima 5column (Macherey-Nagel, Oensingen, Switzerland) connected to a HRGCMega2 gas chromatograph (Fisons Instruments, Manchester, United Kingdom)with splitless injection and a flame ionization detector. We applied hydrogen asthe carrier gas and a temperature profile of 40 to 140°C at 10°C min�1 and 140to 280°C at 20°C min�1. The experimental variations for styrene, styrene oxide,and 2-phenylethanol concentrations in the organic phase amounted to 1.7, 1.9,and 3.6%, respectively.
O2 and CO2 contents in the exhaust gas were analyzed with a paramagnetic O2
analyzer (Servomex oxygen analyzer 540 A; Sybron Taylor, United Kingdom)and an infrared CO2 analyzer (Binos I; Leubold Heraeus, Germany). The signalwas calibrated with pure N2, normal air, and standard gas. The analytical vari-ations amounted to 1.3 and 5.0% for O2 and CO2, respectively. The givenexperimental and analytical errors for biomass, glucose, acetate, and CO2 con-centrations were used for metabolic flux analysis, which included error propa-gation.
Resting-cell activity assays. Assays for the determination of specific styreneepoxidation activities were performed as reported previously (50). In short, theassays included harvesting of biomass from an induced culture in M9* medium,resuspension to a defined cell concentration in 0.1 M potassium phosphate buffer(pH 7.4) containing 10 g liter�1 glucose, adaptation to reaction conditions,incubation for 5 min with 1.5 mM styrene, extraction with ice-cold diethyl ethercontaining 0.1 mM dodecane as an internal standard, and determination ofsubstrate and product concentrations by gas chromatography (as describedabove). Specific reaction rates were calculated based on the amount of (S)-styrene oxide formed over time and were expressed as activity per g of CDW [U(g CDW)�1]. One unit (U) is defined as the activity that produces 1 �mol ofstyrene oxide in 1 min.
The kinetics for styrene epoxidation catalyzed by E. coli JM101(pSPZ10) inthe BEHP-based two-liquid-phase system were estimated by weighted nonlinearregression analysis (Enzfitter; Elsevier-Biosoft, Cambridge, United Kingdom)based on steady-state styrene concentrations and specific activities measuredduring two-liquid-phase continuous cultivations.
Metabolic flux analysis. The net NAD(P)H regeneration rates were estimatedfrom intracellular flux distributions using a stoichiometric metabolic flux modelthat comprised glycolysis, the pentose phosphate (PP) pathway, the anapleroticreaction from phosphoenolpyruvate to oxaloacetate, the tricarboxylic acid (TCA)cycle, and acetate production. Fluxes into biomass were calculated from theknown metabolite requirements for macromolecular compounds and the growthrate-dependent RNA and protein contents (16). The stoichiometric matrix of 20linear equations and 22 metabolites included free interchange between theNADH and NADPH pools by the action of the dissolved and membrane-boundtranshydrogenases UdhA and PntAB, respectively (60). This stoichiometric ma-trix is underdetermined and has a solution space with an infinite number of
FIG. 1. Schematic of the two-liquid-phase whole-cell styrene epoxi-dation system. The central carbon metabolism of recombinant E. colifueled with glucose produces biomass precursors, energy, and thereduced redox coenzymes, which serve as electron donors for theepoxidation of styrene catalyzed by the styrene monooxygenase StyABof Pseudomonas sp. strain VLB120. Thereby, molecular oxygen servesas an oxygen donor and the presence of the organic phase minimizesthe aqueous concentrations of toxic styrene and styrene oxide. OAA,oxaloacetate; P5P, pentose-5-phosphates..
VOL. 74, 2008 NADH AVAILABILITY LIMITS WHOLE-CELL EPOXIDATION 1437
different flux vectors that fulfill the constraints derived from the experimentallydetermined rates for glucose uptake, biomass formation, acetate formation, andCO2 formation. To uniquely solve the system, an independent linear equationdefining the flux ratio between the PP pathway and glycolysis was implemented.We assumed that 55% of glucose-6-phosphate is catabolized through glycolysis asdetermined by Emmerling et al. (16) for E. coli JM101 growing at a dilution rate of0.09 h�1. Moreover, we assumed phosphoenolpyruvate to oxaloacetate as the onlyanaplerotic reaction. These two assumptions were considered reasonable becauseflux ratio variation at the glucose-6-phosphate node and introduction of the glyoxy-late shunt as an alternative anaplerotic pathway did not significantly influence the netformation of redox equivalents. Error minimization was carried out as described byFischer et al. (21). The NADPH pool was balanced, allowing the estimation of a netNADH formation rate. This rate is termed the net NAD(P)H formation ratethroughout this paper, as the actual NADH and NADPH formation rates cannot bedistinguished by the method applied here. ATP produced via substrate-level phos-phorylation was in all cases sufficient to sustain biomass synthesis. Thus, the esti-mated net amount of NADH formed by glucose catabolism was considered to bedirectly or indirectly (e.g., via ATP) available for maintenance processes, styreneepoxidation, and other biocatalysis-related processes such as StyAB overproduction,uncoupling, and product extrusion.
RESULTS
Continuous two-liquid-phase cultivation of E. coli JM101(pSPZ10). Styrene oxide has been shown to influence cellgrowth and carbon metabolism of E. coli JM101 by permeabi-lizing cellular membranes (54). Cell growth was inhibited andacetate formation was promoted in the presence of styreneoxide. Furthermore, styAB overexpression resulted in a de-crease of growth rates and viability of the host strain. In orderto investigate the interrelation between StyAB overproduction,styrene epoxidation, carbon metabolism, and cell growth inmore detail, we performed continuous-culture-based biotrans-formations in a two-liquid-phase system with BEHP as theorganic carrier solvent containing subtoxic substrate and prod-uct levels.
The dilution rate and the glucose feed concentration werekept constant at 0.1 h�1 and 20 g liter�1, respectively. TheDOT in the culture broth was maintained above 50% to enablehigh, non-oxygen-limited epoxidation rates and to prevent ac-etate formation. However, after second-phase addition, thesteady-state cell concentration slightly decreased and smallamounts of acetate appeared in the medium (results notshown). The presence of the viscous organic phase may haveled to incomplete mixing and thus to nonuniform glucose andoxygen concentrations inside the reactor causing acetate for-mation, as observed in large-scale bioprocesses (17, 25, 46, 62).After the two-liquid-phase culture had attained a steady state,octane was added to the organic phase feed tank (60 mM) anddirectly into the culture broth to induce styAB expression. Atthe same time (t � 0), 80 mM of styrene was added to theorganic-phase feed tank (Fig. 2A) (see Materials and Methodsfor details).
Eight hours after induction, cells sampled during continuouscultivation reached a specific activity of 92 U (g CDW)�1 inseparate resting-cell activity assays, the same activity as re-ported for batch- and fed-batch-cultivated cells (54). Fourteenhours after induction, the styrene oxide concentration in theorganic phase had increased to 40 mM, leaving only a smallamount of styrene in the reaction medium. All input glucosewas consumed up to this time point. However, acetate accu-mulated and the cell concentration started to decrease. In thefollowing period, this decrease accelerated and glucose accu-
mulated in the aqueous phase. This decreasing biocatalyst con-centration led to decreasing styrene epoxidation rates and re-sulted in increasing styrene and decreasing styrene oxideconcentrations. In fact, no steady state could be reached duringcontinuous two-liquid-phase biotransformation.
In order to analyze this biotransformation in more detail, wecalculated biomass, acetate, and styrene oxide concentrationsassuming washout kinetics 22 h after induction (Fig. 2B). Com-parison of calculated with experimentally obtained curves in-dicates cessation of cell growth. However, acetate and in par-ticular styrene oxide concentrations decreased less rapidly thanwashout would predict. These results show that cell growthbecomes completely inhibited during biotransformation withfully induced E. coli JM101(pSPZ10) and that cells changemetabolism but stay metabolically and biocatalytically activeafter initiation of styrene epoxidation.
Effect of styAB expression on growth of E. coli JM101(pSPZ10). Inorder to elucidate whether growth of E. coli JM101(pSPZ10)was inhibited by styAB overexpression or styrene epoxidation,we carried out continuous cultivations with various amounts ofinducer in the absence of a styrene feed (Fig. 3), profiting fromthe fact that expression under the control of the alk regulatorysystem can be fine-tuned by controlling the applied inducerconcentration (8, 40). For this purpose, we used an aqueoussingle-phase medium instead of an organic/aqueous emulsion.DCPK instead of octane was used for induction, as this inducerallows a better control of gene expression due to its lowervolatility and the higher inducer concentration levels requiredfor full induction (8).
When E. coli JM101(pSPZ10) was fully induced with 4.2 mMDCPK, cells sampled during continuous cultivation reached aspecific activity of 94 U (g CDW)�1 in whole-cell assays. Thisresulted in a strong inhibition of cell growth and washout (Fig. 3)in a very similar manner as seen in the continuous biotransfor-mation shown in Fig. 2. In contrast, a DCPK concentration of 0.17mM in the aqueous medium, leading to a specific activity of 52 U(g CDW)�1 in resting-cell assays, resulted in steady-state growthof E. coli JM101(pSPZ10) and in a slight reduction of the biomassyield. The octane and DCPK concentrations applied here did nothave a significant influence on growth of E. coli JM101 in batchcultures (8). Thus, the severe growth inhibition during the con-tinuous biotransformation shown in Fig. 2 can be attributed tohigh-level styAB overexpression, an effect also observed for alkanemonooxygenase-overproducing E. coli (20). In the case of E. coliJM101(pSPZ10), such severe growth inhibition can be avoided byreducing the induction level via fine-tuning of the inducer con-centration.
Continuous styrene biotransformation at various rates. Onthe basis of the results achieved with a reduced styAB expres-sion level, we were then able to investigate the interrelationbetween styrene epoxidation and carbon and energy metabo-lism of E. coli JM101(pSPZ10) in the two-liquid-phase system.We performed continuous-cultivation-based biotransforma-tions under the same conditions as in the experiment shown inFig. 2 except for the inducer of styAB expression, which wasDCPK instead of octane.
In the two-liquid-phase system, a DCPK concentration of 1.7mM in the organic phase was found to induce the cells to aspecific activity of 50 U (g CDW)�1 as determined in separate
1438 BUHLER ET AL. APPL. ENVIRON. MICROBIOL.
whole-cell activity assays with cells sampled during steady-stategrowth. Induction of styAB expression to this activity causedthe cell concentration in the aqueous phase to decrease from6.4 to 6.1 g CDW liter�1, as shown by the switch from steady-state I to steady-state II in the continuous biotransformationshown in Fig. 4. In parallel, the O2 uptake and CO2 evolutionrates increased from 3.9 to 4.4 and from 5.6 to 6.2 mmol (gCDW)�1 h�1, respectively (Fig. 4A). The decrease in biomassyield and the concomitant increase of O2 uptake and CO2
evolution rates under carbon-limited conditions indicate thatstyAB expression increases the energy requirements of thecells.
In order to investigate styrene epoxidation at different ratesand its effect on growth and metabolism, the styrene concen-tration in the organic feed was increased stepwise from 0 to 131mM (Fig. 4C). This enabled the establishment of a set ofdifferent steady states (steady-states III to VI in Fig. 4 andTable 1), in which we observed a stepwise increase of thestyrene and styrene oxide concentrations in the organic phase
FIG. 2. Continuous biotransformation with fully induced E. coli JM101(pSPZ10) in a two-liquid-phase system. BEHP was used as the organiccarrier solvent at a phase ratio of 1:1 in a 1-liter working volume. The dilution rates for the organic and aqueous phases were set at 0.1 h�1. Styreneepoxidation was initiated at t � 0 by adding 60 mM of the inducer octane into the reactor and the organic-phase feed tank and 80 mM of styreneinto the organic-phase feed tank. See Materials and Methods for further details. (A) Courses of biomass, glucose, and acetate concentrations inthe aqueous phase and of styrene and styrene oxide concentrations in the organic phase. (B) Solid lines, experimental data; dotted lines, calculatedwash-out kinetics after t � 22 h. Results were confirmed by an independent experiment.
FIG. 3. Expression of styAB to different activity levels during con-tinuous cultivation (D � 0.1 h�1) of E. coli JM101(pSPZ10) in anaqueous single-phase system. The cells were induced at t � 0 by adding4.2 or 0.17 mM of DCPK into the reactor and the feed tank. SeeMaterials and Methods for details.
VOL. 74, 2008 NADH AVAILABILITY LIMITS WHOLE-CELL EPOXIDATION 1439
and thus of the styrene epoxidation rate, confirming styrenelimitation. With a styrene feed concentration of 131 mM(steady-state VI), styrene oxide accumulated to 68 mM in theorganic phase at specific and volumetric activities of 24 U (gCDW)�1 and 110 U per liter aqueous phase, respectively (Fig.4B; Table 1). During this steady state, 52% of the input styrenehad been transformed to styrene oxide; 5% was converted into2-phenylethanol, a by-product of styrene epoxidation (51, 54);and 23% was considered to be lost by evaporation. However,the specific activity reached in steady-state VI was only half ofthe maximal activity reached in resting-cell assays. This, thefact that oxygen was not limiting during continuous cultivationand biotransformation (DOT of �50%), and the small in-
crease of the specific epoxidation rate during the switch fromsteady-state V to VI, when the styrene concentration in theorganic phase steeply increased from 11 to 26 mM (Fig. 4B),indicate that NADH and not styrene or O2 was the substratelimiting the epoxidation rate in steady-state VI.
In parallel to the stepwise increase of the epoxidation rate,the cell density decreased stepwise, accompanied by a stepwiseincrease of the specific O2 uptake and CO2 evolution rates(Fig. 4B). The acetate concentration increased markedly whenthe styrene conversion rate exceeded 15 U (g CDW)�1
(steady-states V and VI in Fig. 4 and Table 1). These resultsshow that cell growth and carbon metabolism are both influ-enced by styrene epoxidation.
FIG. 4. Fine-tuned induction of E. coli JM101(pSPZ10) and styrene epoxidation at various rates during continuous two-liquid-phase cultivation(D � 0.1 h�1). At t � �25 h, styAB expression was induced with an organic DCPK concentration of 1.7 mM. Styrene epoxidation was initiatedat t � 0 by adding 40 mM styrene into the organic-phase feed tank. The other conditions were the same as in the experiment shown in Fig. 2. Theresults obtained during steady-states I to III were confirmed by an independent experiment, in which data deviated by at maximum 10% from thosein the experiment shown. (A) Courses of biomass and acetate concentrations in the aqueous phase and of the specific O2 uptake rate (qO2) andthe specific CO2 evolution rate (qCO2). (B) Styrene and styrene oxide concentrations in the organic phase and specific styrene epoxidation rates.(C) Styrene feed concentrations applied.
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Metabolic flux analysis during biotransformation. Duringstyrene epoxidation with growing E. coli JM101(pSPZ10), glu-cose is used for biomass synthesis, including the synthesis ofheterologous StyAB; for energy [NAD(P)H and ATP] gener-ation, which leads to O2 consumption and CO2 formation; andfor the regeneration of the NADH required for styrene epoxi-dation. Additional energy may be required for associated re-actions such as uncoupling and 2-phenylethanol formation andfor sustaining the presence of heterologous StyAB and toxiccompounds. Moreover, the carbon source can be channeledinto acetate when the carbon flux into the central metabolicpathways exceeds the activity of the TCA cycle during aerobicgrowth on glucose (56, 70, 71).
The carbon balances (Table 1) for the different steady statesduring the continuous cultivation shown in Fig. 4 reveal that anincrease of the epoxidation rate resulted in a decrease of the
biomass yield and an increase of the fraction of glucose con-verted into CO2 (steady-states I to IV) and acetate (steady-states V and VI). In order to investigate carbon and energymetabolism during styrene epoxidation in more detail, we per-formed metabolic flux analysis based on the data shown inTable 1 and on a stoichiometric model for the central carbonmetabolism of E. coli (see Materials and Methods). As shownin Fig. 5, induction and increasing epoxidation rates led toincreasing specific glucose uptake rates and influenced the fluxdistribution through central carbon metabolism. Induction andbiocatalysis up to specific epoxidation rates of 15 U (gCDW)�1 (steady-states I to IV) resulted in increased relativefluxes through the TCA cycle. A further increase of the specificepoxidation rate to 21 U (g CDW)�1 (steady-state V) led to astagnating relative but still increasing absolute TCA cycle fluxand to significantly enhanced acetate formation. A further
TABLE 1. Growth and biotransformation parameters during continuous cultivation of E. coli JM101(pSPZ10)a
Steadystateb
Styrene feedconcn (mM)
Cell concn(g CDWliteraq
�1)
Styrene oxideconcn (mM)c
Styreneconcn (mM)c
Specific epoxidationrate �U (g CDW)�1
Acetate concn(g literaq
�1)
Carbon balance (%)
Biomass Acetate CO2 Sum
I 0 6.4 0.78 38 4 54 97IId 0 6.1 0.78 36 4 57 97III 39 5.9 19 1.4 5 0.76 35 4 60 99IV 79 5.5 49 3.9 15 0.76 33 4 65 102V 105 4.9 61 11 21 1.72 29 9 65 103VI 131 4.8 68 26 24 1.97 28 10 66 104
a The dilution rates for the organic and aqueous phases were set at 0.1 h�1. See Materials and Methods for details. The standard deviations of duplicatemeasurements were below 5%. aq, aqueous phase.
b The steady states refer to the experiment shown in Fig. 4.c Concentrations in the organic phase are given.d Steady-state II was established by adding the inducer DCPK to the bioreactor and the feed tank to a concentration of 1.7 mM in the organic phase.
FIG. 5. Relative distributions of absolute carbon fluxes in E. coli central carbon metabolism during steady-states I to III (A, top to bottom) andIV to VI (B, top to bottom) of the experiment shown in Fig. 4. All fluxes are normalized to the specific glucose uptake rates, which correspondto the absolute fluxes given for glucose phosphorylation. Absolute fluxes are also given for the net NAD(P)H formation rate, which correspondsto the total NAD(P)H formation by glucose catabolism minus the amount of NAD(P)H consumed for net biomass synthesis. The contribution ofthe PP pathway toward glucose-6-phosphate (glucose-6-P) consumption was set to 45% (16). PEP, phosphoenolpyruvate; CoA, coenzyme A; OAA,oxaloacetate; MAL, malate; OGA, 2-oxoglutarate; ICT, isocitrate.
VOL. 74, 2008 NADH AVAILABILITY LIMITS WHOLE-CELL EPOXIDATION 1441
increase of the styrene concentration, however, resulted inminor increases of glucose uptake, TCA cycle, and acetateformation rates, which corresponds to the minor increase ofthe specific epoxidation rate (steady-state VI). In total, thespecific net NAD(P)H formation rate, corresponding to thetotal NAD(P)H formation rate during glucose catabolism mi-nus the rate at which NAD(P)H is consumed for net biomasssynthesis, increased by 65%, comparing steady-states I and VI(Fig. 5). This and the reduced biomass yield on glucose revealthat styrene epoxidation results in a clearly higher NAD(P)Hdemand in recombinant E. coli.
To determine what the consumed NAD(P)H was used forin biocatalytically active E. coli, we estimated, on the basisof the stoichiometric model and the biotransformation data,the relative amount of NAD(P)H utilized for net biomasssynthesis, maintenance requirements, styAB expression, andstyrene epoxidation during the different steady states (Fig.6). Assuming a constant NAD(P)H demand for growth,maintenance, and StyAB synthesis during styrene epoxida-tion, the biocatalysis-related consumption of reduced redoxequivalents could be calculated. Surprisingly, the biocataly-sis-related NAD(P)H consumption exceeded the stoichio-metric NADH demand for styrene epoxidation by a factor of3.2 to 3.7. Possible causes for this surplus demand for re-duced nicotinamide coenzymes include increased mainte-nance requirements during biocatalysis or StyAB-relatedprocesses such as by-product formation and uncoupling, asdiscussed below.
In general, we conclude that styrene epoxidation at increas-ing rates led to saturation of the TCA cycle and acetate for-mation, indicating a biological energy shortage, which may wellbe responsible for the limitation of the styrene epoxidation ratein steady-state VI.
DISCUSSION
Reported productivities of oxygenase-based whole-cell bio-catalysts have reached levels suitable for industrial implemen-tation (7, 53, 67). Yet, only a few such processes have beenscaled to production level, since biotransformation rates typi-cally are rather unstable and activities during long-term bio-transformations are often lower than maximal activities ob-tained in short-term assays with whole cells (6, 10, 48, 54), cellextracts (13), and enriched enzyme preparations (26). Thephysiology of whole-cell redox biocatalysts during long-termbiotransformations is largely unknown, although it is influ-enced by biocatalysis and may at least in part be responsible forlimited biocatalyst activities and stabilities. During continuouscultivation, we observed that styAB overexpression had nega-tive long-term effects on the growth and metabolism of E. coliJM101(pSPZ10) and its biocatalytic activity (Fig. 1 and 2).Compromised viability and membrane functionality has beenobserved earlier for xylene monooxygenase- and StyAB-pro-ducing recombinant E. coli JM101 (37, 54). Here, by reducingthe inducer concentration, we were able to achieve stableStyAB activities during continuous cultivation. Furthermore, aBEHP-based two-liquid-phase system allowed operation of thebiocatalyst at subtoxic, noninhibitory product levels and en-abled efficient substrate mass transfer and uptake by recombi-nant E. coli (54). Increasing the styrene concentration and thusthe steady-state epoxidation rate in this system allowed us toinvestigate whether NADH availability and thus the microbialenergy metabolism limit styrene epoxidation above a certainrate.
Effect of NADH availability on styrene epoxidation. Meta-bolic flux analysis showed that increasing epoxidation rates ledto increasing fluxes through and saturation of the TCA cycleand to acetate formation. This, the absence of oxygen limita-tion, and the fact that the small increase of the specific epoxi-dation rate during the switch from steady-state V to VI did notcorrelate with the steep increase of the styrene concentration(Fig. 4B) indicated that NADH becomes limiting at increasingepoxidation rates. This finding is supported by the correlationof the relatively small increases of specific epoxidation andNAD(P)H formation rates between steady-states V and VI(Fig. 5).
In order to further investigate the kinetics of styrene epoxi-dation during continuous cultivation, we performed weightednonlinear regression analyses on the basis of Michaelis-Mentenkinetics. Thereby, specific epoxidation rates measured duringsteady-states III to VI of the continuous cultivation shown inFig. 4 and of an independent steady state were related directlyto the styrene concentrations in the organic phase withoutconsidering phase transfer (Fig. 7). This is reasonable, as masstransfer over the phase boundary has been shown not to belimiting in the system under investigation and recombinant E.coli strains have been found to take up aromatic hydrocarbonssuch as styrene and pseudocumene directly from the organicphase (9, 54). Such direct styrene uptake also becomes obviousconsidering the kinetics given by the curve in Fig. 7 based onthe Ks (64 14 �M) for the aqueous single-phase system (54),aqueous styrene concentrations calculated via the partitioncoefficient for styrene (2,990 200) (54), and a Vmax of 50 U(g CDW)�1 as determined in activity assays after reduced
FIG. 6. Relative usage of the redox equivalents [NAD(P)H] pro-duced by glucose catabolism during the continuous cultivation shownin Fig. 4. In the absence of induction and biotransformation in steady-state I, NAD(P)H is consumed for net biomass synthesis and mainte-nance requirements (e.g., transport processes and macromoleculeturnover), which were assumed to remain constant during inductionand biotransformation. Under biotransformation conditions, the totalamount of NAD(P)H formed is further subdivided into redox equiv-alents consumed for styAB expression (induction, constant require-ments were assumed), NADH consumed for net biocatalysis with astoichiometry of 1 mol per mol styrene oxide produced, and surplusredox equivalents consumed during biocatalysis.
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induction. The specific activities during continuous two-liquid-phase cultivation indeed followed Michaelis-Menten kinetics(Fig. 7) as found during continuous cultivation of styrene oxideisomerase-deficient Pseudomonas sp. strain VLB120�C in thesame two-liquid-phase system. The apparent Ks value obtained(4.9 1.3 mM), however, was significantly lower than the18.8 1.3 mM for Pseudomonas sp. strain VLB120�C (55).Furthermore, the Vmax obtained for the Pseudomonas mutantperfectly matched the maximal specific activity derived fromresting-cell assays (55), whereas recombinant E. coli showed anapparent Vmax of 29.0 2.7 U (g CDW)�1, which is signifi-cantly below the 50 U (g CDW)�1 determined in activity as-says. This discrepancy indicates that the fit to styrene-depen-dent Michaelis-Menten kinetics is misleading and that, atincreasing rates, styrene epoxidation indeed becomes limitedby the NADH availability in growing E. coli JM101(pSPZ10).In order to evaluate whether NADH limitation was especiallysignificant at high styrene concentrations, we excluded steady-state VI but included a Vmax of 50 U (g CDW)�1 in theweighted nonlinear regression analysis. This as well allowed areasonable fit to Michaelis-Menten kinetics, with a Ks of 12.7 1.9 mM (Fig. 7), confirming that styrene epoxidation duringsteady-state VI was limited mainly by NADH and not by sty-rene.
It is clear that, depending on the reaction conditions (induc-tion level, glucose and oxygen availability, growth rate, andsubstrate and product concentrations), the NADH flux distri-bution to the different NADH-dependent reactions and thusthe achievable specific epoxidation rate may vary considerably.
This explains why substantially higher epoxidation rates of upto 60 U (g CDW)�1 have been achieved during fed-batchcultivation of E. coli JM101(pSPZ10) (49, 51, 52).
Possible causes for the surplus NAD(P)H demand duringstyrene epoxidation. As shown in Fig. 6, the biocatalysis-re-lated NAD(P)H consumption exceeded the stoichiometricNADH demand for styrene epoxidation by a factor of 3.2 to3.7. This surplus demand for reduced nicotinamide coenzymes,which obviously correlates with the specific epoxidation rate,may be caused by increased maintenance requirements duringbiocatalysis and/or StyAB-related effects such as by-productformation and uncoupling.
During styrene epoxidation, 2-phenylethanol is formed as aby-product. This by-product formation consumes 2 mol ofNADH per mol styrene converted and thus represents an ad-ditional NADH sink (54). The 2-phenylethanol formation rateamounted to about 7% of the styrene oxide formation rate andthus increased the NADH demand by 14%. This, however,explains only a small fraction of the surplus NAD(P)H de-mand. Uncoupling might contribute more significantly to highcoenzyme consumption rates. Styrene monooxygenase is a two-component flavoenzyme composed of the NADH-specific fla-vin reductase StyB and the reduced flavin adenine dinucleotide(FADH2)-dependent styrene epoxidase StyA, with freely dif-fusible FAD(H2) serving as the electron shuttle between thetwo subunits (47). Instead of activating molecular oxygen foroxygenation reactions, FADH2 can be reoxidized in two dif-ferent types of uncoupling reactions. It reacts either with mo-lecular oxygen to yield hydrogen peroxide and FAD or withFAD to form highly reactive flavin radicals, which can reactwith molecular oxygen to form hydrogen peroxide (41). Invitro, uncoupling accounted for up to 80% of the NADHconsumption and depended on the FAD concentration and theStyA/StyB ratio (30, 47). The extent of uncoupling under invivo conditions is not known so far. However, beside the met-abolic burden of recombinant gene expression in E. coli (3, 14,24, 63), uncoupling might partly be responsible for the in-creased NAD(P)H demand of induced cells in the absence ofstyrene in steady-state II and substantially contribute to thehigh biocatalysis-related NAD(P)H consumption observedduring styrene epoxidation in steady-states III to VI (Fig. 6). Inthe latter case, a substrate-induced type of uncoupling would bestexplain the correlation between epoxidation and NAD(P)H con-sumption rates.
A biocatalysis-related increase of maintenance requirementsis another possible reason for the high NAD(P)H consumptionduring styrene epoxidation. Above a certain concentration,small apolar compounds such as styrene, styrene oxide, and2-phenylethanol are toxic to living cells owing to various ef-fects, of which membrane disintegration is believed to be themost prominent (34, 64). Such lipophilic substances accumu-late in the cellular membrane bilayer and finally result in mem-brane permeabilization and cell lysis. Since membrane perme-abilization impairs the function of the membranes as a matrixfor embedded proteins and as a selective barrier, metabolicactivity of cells, which is critical for cofactor regeneration andprotein synthesis, can be influenced by organic chemicals. Ac-cording to the toxicity data for styrene and its products (54),these compounds were present at subtoxic concentrations dur-ing the continuous biotransformation experiments performed
FIG. 7. Michaelis-Menten plot of styrene concentrations in the or-ganic phase and specific epoxidation rates measured during steady-states III to VI of continuous two-liquid-phase cultivation (Table 1;Fig. 4). A data point from an independent steady state is indicated bya star. The dotted curve shows the rates calculated via the Ks (64 14�M) for the aqueous single-phase system (54), aqueous styrene con-centrations derived from the partition coefficient for styrene (2,990 200) (54), and a Vmax of 50 U (g CDW)�1 as determined in activityassays after reduced induction. The dashed curve represents aweighted nonlinear regression based on data from steady-states III toVI and *, giving a Ks of 4.9 1.3 mM and an apparent Vmax of 29.0 2.7 U (g CDW)�1 (indicated as Vmax,app). The solid curve represents aweighted nonlinear regression based on data from steady-states III toV, as well as steady-state *, and on a Vmax of 50 U (g CDW)�1 asdetermined in separate resting-cell activity assays (indicated asVmax,resting cells). The estimated Ks is 12.7 1.9 mM.
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in this study. In the absence of styrene epoxidation, styreneoxide, for example, had no influence on cell growth and acetateformation at concentrations of below 150 mM in the organicphase (54). During biotransformation, however, products areformed inside the cells, which may lead to toxic effects atsubstantially lower detectable product concentrations. Thiswould cause increased NAD(P)H and ATP demands for activesolvent extrusion and compensation of proton gradient dissi-pation. Such increased maintenance demands would increasewith increasing product formation rates as observed duringcontinuous cultivation (Fig. 4 and 6).
Interestingly, styrene oxide isomerase-deficient Pseudomo-nas sp. strain VLB120�C showed higher styrene oxide andbiomass yields on glucose than did E. coli JM101(pSPZ10) anddid not show any by-product formation (55), indicating a moreefficient coupling of styrene epoxidation to biocatalysis-relatedNADH consumption.
Carbon metabolism of recombinant E. coli during styreneepoxidation. During continuous two-liquid-phase cultivation at aconstant dilution rate, styAB expression and styrene epoxidationat increasing turnover rates caused increases in the specificrates of glucose uptake (38%), the TCA cycle (69%), and netNAD(P)H formation (65%, not considering the amount used fornet biomass synthesis [Fig. 5]). Similarly, Vemuri et al. observedincreased specific glucose uptake as well as CO2 and thusNAD(P)H formation rates and decreased biomass yields when anactive NADH oxidase catalyzing the reduction of O2 to H2O waspresent in recombinant E. coli MG1655 (71). However, duringglucose-limited growth, this strain showed reduced acetate for-mation, whereas E. coli JM101(pSPZ10) showed increasing ace-tate formation at styrene epoxidation rates of above 15 U (gCDW)�1 (Fig. 4 and 5). Typically, wild-type E. coli strains, in-cluding E. coli JM101, form acetate above critical glucose uptakerates of 3.4 to 5.5 mmol (g CDW)�1 h�1 at growth rates andtemperatures of between 0.35 and 0.4 h�1 and 28 and 37°C,respectively (16, 31, 44). The presence of NADH oxidase in-creased the critical glucose uptake rate from 4.44 to 6.67 mmol (gCDW)�1 h�1 at growth rates of between 0.40 and 0.36 h�1 (71),whereas styrene epoxidation caused pronounced acetate forma-tion already at glucose uptake rates of above 2 mmol (g CDW)�1
h�1 and a low growth rate of 0.1 h�1.Interestingly, Vemuri et al. found that knockout of ArcA, a
component of the ArcB/ArcA signal transduction system reg-ulating gene expression in response to redox conditions (22, 36,39), also led to an increase of the critical glucose uptake rate(71) and that the cumulative effect of NADH oxidase expres-sion and arcA knockout can be used to improve recombinantprotein production, which often is acetate sensitive (73). Thereduced acetate formation at high glucose uptake rates inNADH oxidase-containing E. coli correlated with a reductionof the NADH/NAD ratio, which was proposed to contribute tothe regulation of the TCA cycle and acetate formation (71).During styrene epoxidation, however, the high biocatalysis-related NADH consumption rate did not prevent acetate for-mation. Furthermore, a plateau in the specific oxygen uptakerate, which typically is observed at the onset of acetate forma-tion and constitutes the maximal respiration capacity (15, 69),was not reached during styrene epoxidation. The oxygen up-take rate in steady-state VI [7.13 mmol (g CDW)�1 h�1], alsoincluding the StyAB-related oxygen consumption, was far
lower than the maximal rate determined, e.g., for E. coliW3110 [15 mmol (g CDW)�1 h�1] (69). Thus, a different levelof regulation seems to be responsible for acetate formationduring oxygenase catalysis, which also was observed in earlierstudies (6, 54).
A main difference between NADH oxidase and StyAB ca-talysis consists of the type of products involved. Whereas waterproduced from molecular oxygen is not expected to affect cellphysiology, styrene oxide and 2-phenylethanol both are toxicand affect membrane integrity and functionality as well asviability (37, 54). Stress imposed by these products as well as byoxygenase overexpression (34) might in fact have caused theobserved early saturation of the TCA cycle, acetate formation,and stagnating glucose uptake rates. Elevated acetate forma-tion and uncoupling of StyAB catalysis leading to the forma-tion of reactive oxygen species might have contributed to thisstress. In fact, proteomic analyses via two-dimensional electro-phoresis and mass spectrometry revealed a strong increase inthe level of PspA, a major effector of the phage shock protein(Psp) response (12, 29), during styrene epoxidation in two-liquid-phase fed-batch cultures (A. Schmid et al., unpublishedresults). The Psp response is induced by a variety of mem-brane-altering stresses, including exposure to hydrophobic sol-vents (33), and was proposed to play a role in maintainingcytoplasmic membrane integrity and adjusting energy metab-olism and proton motive force by, e.g., promoting anaerobicrespiration and fermentation (12, 29). Interestingly, ArcB isinvolved in the induction of the Psp response, which on theother hand seems to activate the ArcB/ArcA modulon (29).This activation of the ArcB/ArcA modulon by the Psp stressresponse might be responsible for repression of the TCA cycleand acetate formation during styrene epoxidation and mightthus even promote NADH limitation. This is reasonable as, inthe absence of the Psp stress response, ArcA was shown toregulate TCA cycle activity in an ArcB-independent way underboth aerobic and anaerobic conditions (56), a mechanism,which might depend more directly on the NADH/NAD ratio.As ArcA also represses ptsG expression (28), Psp/ArcB/ArcA-dependent regulation may be responsible for the saturation-type behavior not only of the TCA cycle but also of glucoseuptake (Fig. 5) and might explain the differences observedbetween NADH oxidase- and StyAB-containing E. coli strains.Such control of the energy metabolism of biocatalyticallyactive E. coli, which may involve further global regulators,may prevent energy dissipation and wastage of the limitingcarbon and energy source and thus preserve a certain bio-mass yield during energy-limited growth under stress con-ditions. This can also be considered as a trade-off betweenrate and yield, as was proposed from an evolutionary pointof view (45, 57).
From an application point of view, control of physiologicalstress either via efficient in situ removal of toxic products or byredirecting carbon and energy metabolism during biotransfor-mation is likely to be the key for maintaining high catalyticactivity of recombinant E. coli in biooxidations. In general, itwill be of great interest to investigate the productivity-deter-mining interactions between carbon and energy metabolismduring redox biocatalysis in more detail.
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ACKNOWLEDGMENTS
We thank Bernard Witholt for valuable and inspiring discussionsand for providing laboratory facilities.
The financial support from the Deutsche Bundesstiftung Umwelt(DBU), the European Union (EFRE), and the Ministry of Innovation,Science, Research and Technology of North Rhine-Westphalia isgratefully acknowledged.
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1446 BUHLER ET AL. APPL. ENVIRON. MICROBIOL.
ANHANG 2
Ökoeffizienzstudie von A.
Kholiq und E. Heinzle
Modellierung und Evaluierung eines biokatalytischen
Emulsionsprozesses zur enantiospezifischen Epoxidierung
von Styrol zur (S)-Styroloxid mittels rekombinanten E. coli
Abschlussbericht
Bearbeitet von:
M. Abdul Kholiq und Prof. Dr. Elmar Heinzle
Technische Biochemie
Universität des Saarlandes
Im Stadtwald Geb. A1.5
66123 Saarbrücken
Im Auftrag von:
Prof. Dr. Andreas Schmid
Lehrstuhl für Biotechnik
Universität Dortmund
Emil-Figge-Strasse 66
44227 Dortmund
2
IINNHHAALLTTVVEERRZZEEIICCHHNNIISS
INHALTVERZEICHNIS ................................................................................................................. 2 INHALTVERZEICHNIS................................................................................................................. 2
TABELLENZEICHNIS................................................................................................................... 4 TABELLENZEICHNIS................................................................................................................... 4
ABBILDUNGVERZEICHNIS .......................................................................................................... 4 ABBILDUNGVERZEICHNIS.......................................................................................................... 4
ZUSAMMENFASSUNG.................................................................................................................. 5 ZUSAMMENFASSUNG.................................................................................................................. 5
1. EINLEITUNG ....................................................................................................................... 6 1. EINLEITUNG ....................................................................................................................... 6
2. METHODEN ........................................................................................................................ 6 2. METHODEN ........................................................................................................................ 6
2.1. Prozessmodellierung .................................................................................................. 6
2.2. Ökonomische Evaluierungsmethode.......................................................................... 7
2.2.1. Investition............................................................................................................. 7
2.2.2. Betriebskosten ...................................................................................................... 8
2.2.3. Spezifische Betriebskosten und prozentuelle Anteile .......................................... 8
2.2.4. Andere ökonomische Größen............................................................................... 9
2.3. Ökologische Evaluierungsmethode............................................................................ 9
2.3.1. Allgemeine Vorgehensweise................................................................................ 9
2.3.2. Datenbeschaffung............................................................................................... 10
2.3.3. Wichtung ............................................................................................................ 10
2.3.4. Massenindices und Umweltkennzahlen ............................................................. 11
3. PROZESSMODELLE..................................................................................................... ..... 12 3. PROZESSMODELLE............................................................................................................ 12
3.1. Chemischer Prozess mit Jacobsen-Katalysator ........................................................ 13
3.2. Biokatalytischer Standardprozess mit Destillation .................................................. 14
3.2.1. Bioreaktionen ..................................................................................................... 14
3.2.2. Aufarbeitung....................................................................................................... 16
3.3. Biokatalytischer Prozess mit Pertraktion ................................................................. 17
3.4. Biokatalytischer Prozess mit überkritischen CO2-Trennverfahren .......................... 18
3.4.1. Entwicklungsstand ............................................................................................. 19
3.4.2. Prozesssynthese und erstes Prozessmodell ........................................................ 19
4. ERGEBNISSE ..................................................................................................................... 20 4. ERGEBNISSE ..................................................................................................................... 20
4.1. Stoffbilanz und ökologische Bewertung .................................................................. 20
4.1.1. ABC-Klassifizierung und qualitative Analyse................................................... 20
4.1.2. Stoffbilanz und Massenindices........................................................................... 21
4.1.3. Umweltkennzahlen............................................................................................. 23
3
4.2. Ökonomische Evaluierung ....................................................................................... 25
4.2.1. Gesamtvergleich................................................................................................. 25
4.2.2. Betriebskosten .................................................................................................... 26
4.2.3. Maßstabvergrößerung des biokatalytischen Standardmodells ........................... 27
4.2.4. Materialkosten des chemischen Prozessmodells................................................ 28
4.2.5. scCO2-Technologie............................................................................................ 29
5. DISKUSSION...................................................................................................................... 30 5. DISKUSSION...................................................................................................................... 30
5.1. Zeiteinsparung durch repetitive fed-batch Kultivierung .......................................... 30
5.2. Zweiphasen-System und das Lösungsmittel ............................................................ 30
5.3. Auffangbehälter beim Prozess mit Pertraktion ........................................................ 31
5.4. Prozessvarianten mit superkritischen Fluiden.......................................................... 32
5.5. Anlagenauslegung und Investitionen ....................................................................... 32
5.5.1. Preise für die einzelnen Equipments .................................................................. 33
5.5.2. Faktoren zur Ermittlung der Investition ............................................................. 33
5.5.3. Unterschiedliche Anlagenauslegungen .............................................................. 35
5.6. Abschätzung der Personalkosten.............................................................................. 36
5.7. Maßstabvergrößerung bzw. Anlagenauslegung ....................................................... 37
6. FAZIT................................................................................................................................ 37 6. FAZIT................................................................................................................................ 37
LITERATURVERZEICHNIS ........................................................................................................ 38 LITERATURVERZEICHNIS ........................................................................................................ 38
ANHANG ................................................................................................................................... 41 ANHANG ................................................................................................................................... 41
Anhang 1: Beispiele von VBA-Macros für die direkte Datenübertragung zwischen Excel
und SuperPro-Designer ........................................................................................................ 41
Anhang 2: Kriterien und Klassengrenzen der Wirkungskategorien. I = Inputskategorie,
O = Outputskategorie (Heinzle et al., 2006). ....................................................................... 45
4
TTAABBEELLLLEENNZZEEIICCHHNNIISS Tab. 1. Wichtungskoeffizienten (WKInput und WKOutput) der Wirkungskategorien. ............. 11
Tab. 2. Zu evaluierende Prozessmodelle zur Produktion von (S)-Styroloxid..................... 13
Tab. 3. ABC-Klassifizierung der Stoffe. ............................................................................. 21
Tab. 4. Gesamtvergleich der Prozessmodelle...................................................................... 25
Tab. 5. Spezifische Betriebskosten und deren Verteilung................................................... 26
Tab. 6. Auswirkung einer Maßstabvergrößerung auf die spezifischen Betriebskosten des
biokatalytischen Standardprozessmodells............................................................... 27
Tab. 7. Spezifische Materialkosten und deren Verteilung im chemischen Prozessmodell. 28
Tab. 8. Gegenüberstellung von Preisen für Apparate in Mathys et al. (1999) und
Defaultwerten in SuperPro-Designer für das Jahr 2006.......................................... 33
Tab. 9. Faktoren zur Ermittlung der Investition .................................................................. 34
Tab. 10. Ermittlung und Vergleich der Gesamtfaktoren ....................................................... 34
Tab. 11. Vergleich der Investitionen für die gleiche Jahresproduktion (10 kilo jato) mit den
bisherigen Faktoren und Szenarien mit gleichen Gesamtfaktoren.......................... 35
AABBBBIILLDDUUNNGGVVEERRZZEEIICCHHNNIISS Abb. 1. Darstellung des chemischen Prozessmodells mit Jacobsen-Katalysator................. 13
Abb. 2. Biokatalytische Epoxidierung mit dem rekombinanten Ganzzellbiokatalysator
(Bühler, 2006; Otto et al., 2004). ............................................................................ 15
Abb. 3. Standardprozessmodell mit dem Fed-Batch-Verfahren, Zentrifugation und
Destillationskolonnen.............................................................................................. 17
Abb. 4. Prozessmodell mit dem repetitiven Fed-Batch-Verfahren und dem Einsatz von
Pertraktion und Destillationskolonne. ..................................................................... 18
Abb. 5. Gesamtmassenindex der vier Prozessmodelle mit und ohne Wasser...................... 22
Abb. 6. Gesamtmassenindex und Massenindices der 4 Hauptstoffe. .................................. 23
Abb. 7. Umweltkennzahl der Prozessmodelle jeweils mit und ohne Wasser. ..................... 24
Abb. 8. Gesamtumweltkennzahl der biokatalytischen Prozessmodelle und Beiträge von vier
Stoffen. .................................................................................................................... 24
Abb. 9. Die spezifischen Betriebskosten ($/kg Produkt) als Funktion vom Preis für den Co-
Salen-Katalysator ($/kg). ........................................................................................ 29
5
ZZUUSSAAMMMMEENNFFAASSSSUUNNGG
In diesem Bericht geht es um die Prozessevaluierung einer biokatalytischen,
enantiospezifischen Epoxidierung von Styrol zu (S)-Styroloxid mittels rekombinanten E. coli
als Ganzzellbiokatalysator. Dabei wurden drei Prozessvarianten der biokatalytischen
Epoxidierung und ein chemischer Produktionsprozess mit Hilfe des Jacobsen-Katalysators in
SuperPro-Designer modelliert.
Die Prozessmodelle wurden hinsichtlich der ökonomischen und ökologischen Aspekte
evaluiert und miteinander verglichen. Die Prozessevaluierung wurde sowohl für
Screeningzwecke aussichtsreicher Prozessalternativen als auch für Optimierungszwecke zur
Ermittlung von Optimierungspotentialen in frühen Entwicklungsphasen durchgeführt.
Das chemische Prozessmodell zeichnet sich durch eine niedrige Investition aufgrund der
kurzen Batch-Dauer und der kleineren Volumina aus, hat aber ein deutlich großeres
ökologisches Gefährdungspotential. Das Modell hat außerdem relativ hohe spezifische
Betriebskosten (ca. 200 $/kg). Die hohen spezifischen Betriebskosten lassen sich
wahrscheinlich aber noch stark reduzieren, da der Preis des Jacobsen-Katalysators zunächst
bei 800 $/kg abgeschätzt und im Modell noch keine Rückführung des Katalysators abgebildet
wurde. Der Kostenanteil der Rohmaterialkosten zu den Betriebskosten betrug dabei ca. 77 %,
und davon hat der Katalysator einen Anteil von ca. 87 %.
Die biokatalytischen Prozessmodelle sind mit deutlich niedrigerem Gefährdungspotential im
Vergleich zu dem chemischen Modell ökologisch gesehen im Vorteil. Sie sind außerdem
ökonomisch interessant. Die spezifischen Betriebskosten des Standardprozessmodells lagen
bei ca. 100 $/kg Produkt. Weitere Optimierungsarbeiten sind aber notwendig, insbesondere in
Hinblick auf den Einsatz von BEHP als organisches Lösungsmittel. BEHP verursacht das
größte Gefährdungspotential und hat außerdem werkstoffschädigende Eigenschaften.
Grundsätzlich wird die Suche nach Alternativen zu BEHP vorgeschlagen.
Aufgrund der bisher erreichten Extraktionsleistung ist noch keine integrierte Produkt-
isolierung mittels Pertraktion möglich. Gleichzeitig würde eine sehr große Anlage benötigt,
was eine hohe Investition verursacht. Bei der Anwendung der Technologie mit Einsatz von
superkritischem CO2 (SFE/SFC-Modell) erwartet man, dass das zusätzliche Umwelt-
belastungspotential aufgrund des geringen Verlustes an CO2 nicht signifikant ist. Auf Grund
fehlender Prozessdaten konnte keine hinreichend aussagekräftige ökonomische Evaluierung
durchgeführt werden. Versuche im Pilotmaßstab sind dazu unbedingt notwendig.
6
11.. EEIINNLLEEIITTUUNNGG
Bei dem Forschungsvorhaben „Entwicklung eines nachhaltigen Verfahrens zur
prozessintegrierten rekombinanten Biokatalyse für hochselektive Epoxidierungen“ handelte
es sich um Lösungssuche verschiedener Probleme der Oxygenase-basierten Biokatalyse mit
lebenden Zellen (rek. E. coli) als Biokatalysatoren in einem Emulsionssystem bestehend aus
wässrigem Medium und einem organischen Lösungsmittel. Solche Emulsionsprozesse
ermöglichen die Zugabe und Produktion hoher Mengen an toxischen und schwer
wasserlöslichen Substraten und Produkten. Die direkte Epoxidierung con Styrol zu (S)-
Styrolepoxid wurde in diesem Projekt als Modellreaktion untersucht.
Das entwickelte Verfahren stellt sich Alternative zu den traditionellen chemischen homogen-
oder heterogenkatalytischen Verfahren basierend auf Schwermetallkatalysatoren dar. Mit dem
biotechnologioschen Ansatz erwartet man sowohl ökonomische als auch ökologische Vorteile
aufgrund milder Reaktionsbedingungen (Vermeidung von umweltgefährdenden Reagenzien
wie Schwer- oder Edelmetallkatalysatoren, Temperaturen um 30°C) und der Selektivität von
enzymkatalysierten Prozessen.
Ziele der im Rahmen des Forschungsvorhabens durchgeführten Arbeit waren, die Prozess-
bzw. Lösungsalternativen zu modellieren und hinsichtlich der ökonomischen und
ökologischen Aspekte zu evaluieren. Die Evaluierung soll sowohl der
entwicklungsbegleitenden Optimierung als auch dem Vergleich von Prozessalternativen
dienen.
22.. MMEETTHHOODDEENN
2.1. Prozessmodellierung
Im Rahmen dieser Arbeit wurde SuperPro-Designer (Intelligen Inc., Scotch Plains, USA.
www.intelligen.com) für die Prozessmodellierung eingesetzt. Ein wichtiger Bestandteil von
SuperPro-Designer ist die Unit Procedures-Bibliothek. Aus der Bibliothek wählt man eine
Unit Procedure (Reaktion, Filtration, Destillation, Chromatography/Adsoprtion, etc.) nach
der anderen aus und verbindet sie mit Stoffströmen. Hier erhält man zunächst das erste
Verfahrensschema mit allen Unit Procedures und Stoffströmen, aber noch kein
funktionierendes Prozessmodell.
7
Für jede Unit Procedure sind jeweils die benötigten Operationen (z.B. Transfer in, Heizen,
Reaktion, Abkühlen und Transfer out für Unit Procedure Fermentation) per Mausklick
auszuwählen. In den Operationen sind einfache Modelle mit Defaultwerten für die
Schlüsselparameter hinterlegt, die sich durch User-eigene Daten ersetzen bzw. ergänzen
lassen.
In SuperPro-Designer erfolgt jede Unit Procedure in dem entsprechenden Equipment
(Apparat). Ein Apparat kann im Batch-Modus von einer, zwei oder mehr Unit Procedures
verwendet werden, was in der Praxis auch möglich ist. Das ist eine Frage des Scheduling, dass
der entsprechende Apparat nicht gleichzeitig von zwei oder mehr Unit Procedures besetzt ist.
Neben dem Verfahrensfließbild erhält man am Ende eine Stoffbilanz mit allen Input- und
Outputströmen, Ergebnisse der ökonomischen Evaluierung, etc.
Ab SuperPro-Designer Version 6.0 lässt sich eine direkte Verbindung von Excel und
SuperPro-Designer über Macro-Programmierung mittels Visual Basic Editor herstellen.
Parameterdaten kann man auf einem Excel-Sheet eingeben und diese dem Prozesmodell in
SuperPro-Designer übertragen. Man lässt dann das Prozessmodell mit den (neuen)
Parameterdaten berechnen und importiert die gewünschten Ergebnissdaten zurück zum Excel-
Sheet. So hat man Vorteile bei der Prozesssimulation und Datenübertragung, z.B. bei der
Durchführung von Sensitivitätsanalaysen
2.2. Ökonomische Evaluierungsmethode
Die Evaluierung ökonomischer Aspekte steht neben technischen Überlegungen bei jeder
Prozessentwicklung immer an zentraler Stelle. Die ökonomische Evaluierung beinhaltet die
Abschätzung von Investition und Betriebskosten sowie eine Wirtschaftlichkeitsanalyse.
2.2.1. Investition
Die Abschätzung von Investition basiert normalerweise auf den Anlagenkosten von
Hauptapparaten. Zur Ermittlung von Anschaffungskosten bestehen einige Möglichkeiten mit
unterschiedlichen Genauigkeiten, wie z.B. durch Preisangabe von Verkäufer bzw. Lieferanten,
Preisinformationen für gleiche bzw. ähnliche Apparate aus vorherigen bzw. anderen Projekten,
Extrapolation ausgehend von gleichen Apparaten unterschiedlicher Größe,
Durchschnittswerte aus der Literatur (z.B. Peters und Timmerhaus, 2003) bzw. Defaultwerte
in SuperPro-Designer. Preisangaben von Verkäufern entsprechen zwar den realistischen
Kosten, ihre Ermittlung ist in der Regel aber sehr zeitintensiv.
8
Die anderen Kostenkomponenten der Investition (u.a. Installation, Rohrleitungen,
Instrumentierung, Isolierung, Elektroinstallation, Gebäude etc.) werden durch bestimmte
Faktoren aus den Anschaffungskosten ermittelt. Diese Faktoren werden normalerweise aus
empirischen Daten ermittelt. Beispiele von solchen Faktoren findet man in Literatur (z.B.
Peters und Timmerhaus, 1991; 2003; Petrides, 2003; Heinzle et al., 2007) oder als
Defaultwerte von Softwaren wie SuperPro-Designer.
2.2.2. Betriebskosten
Zu Betriebskosten gehören Kosten für Material, Personal, Verbrauchsmaterial, Laboratorium,
Qualitätskontrolle, Entsorgung, Versorgung, Energie und Anlagen. Darunter sind Material-,
Personal-, Energie- und anlagenabhängige Kosten, sowie evtl. Entsorgung oft sehr bedeutend.
Zur Ermittlung der Materialkosten werden Preisinformationen benötigt. Preisinformationen
von Lieferanten sind in der Regel am genauesten. Ersatzweise kann man publizierte Preise,
Preisinformationen aus Websites und Katalogen nehmen, die aber meist für viel kleinere
Mengen (für Labor bzw. Forschung) als industrielle Verbrauchsmengen gelten.
Personalkosten lassen sich sowohl durch Ermittlung der benötigten Mann-Stunden für die
einzelnen Operationen als auch durch Ermittlung der benötigten Arbeitskräfte pro Schicht
abschätzen.
Energiekosten entstehen in biotechnologischen Prozessen insbesondere aus folgenden
Operationen: Heizen, Kühlen, Destillation bzw. Evaporation, Luft- bzw. Sauerstoffszufuhr
und Rühren bzw. Mischen. Der Energiebedarf wird im Prozessmodell in Form von Strom,
Wasserdampf und Kühlmittel für einzelne Grundoperationen ermittelt. Entsorgungskosten
sind die Kosten für die Abfall-, Abwasser-, und Abgasbehandlung. Die anlagenabhängigen
Kosten bestehen aus Abschreibungen, Reparatur- bzw. Wartungskosten und Versicherung.
2.2.3. Spezifische Betriebskosten und prozentuelle Anteile
Spezifische Betriebskosten kann man direkt mit dem Produktverkaufpreis vergleichen. Aus
dem Vergleich kann man bei einem bekannten Produktpreis sofort erkennen, ob ein Prozess-
modell gewinnbringend ist oder nicht. Umgekehrt kann man aus spezifischen Betriebskosten
den Mindestverkaufpreis für ein Produkt festlegen, damit man nicht in die Verlustzoze kommt.
Aus der Verteilung (in %) der Kostenkomponenten lassen sich die größten Verursacher der
Material- und Betriebs- sowie Anschaffungskosten leicht ermitteln. In Anlehnung an das
Hierarchie-Prinzip von Douglas (1988) sollte man mit der Evaluierung der Materialkosten
anfangen. Danach betrachtet man in der nächsten Stufe die gesamten Betriebskosten und ihre
9
Komponenten. Ein Nachteil dabei ist aber, dass man die Bedeutung der Materialkosten zu den
gesamten Betriebskosten erst später weiß. Deshalb ist es durchaus sinnvoller, in umgekehrte
Richtung zu arbeiten. Man betrachtet erstmal die Betriebskosten und ihre Verteilung, bevor
man die Verteilung der Materialkosten genauer unter der Lupe nimmt.
2.2.4. Andere ökonomische Größen
Aus der Investition, den Betriebskosten und dem Erlös werden die anderen ökonomischen
Größen wie Bruttomarge, Investition, Return on Investment (RoI), Internal Rate of Return
(IRR), Net Present Value (NPV), etc. ermittelt, wobei der Erlös aus den Angaben über
Produktionsrate und Produktverkaufpreis ermittelt wird.
2.3. Ökologische Evaluierungsmethode
Die in dieser Arbeit eingesetzte Methode zur ökologischen Bewertung biotechnologischer
Prozesse (Heinzle et al., 2006) basiert auf der an der ETH Zürich entwickelte Methode von
Heinzle et al. (1998) und deren Weiterentwicklung an der Universität des Saarlandes für die
Bewertung biotechnologischer Prozesse (Biwer, 2003; Biwer und Heinzle, 2004). In diesem
Bericht wird die ökologische Bewertungsmethode kurz erläutert. Eine detailierte
Beschreibung lässt sich in Heinzle et al. (2006) entnehmen.
2.3.1. Allgemeine Vorgehensweise
Als Basis der ökologischen Bewertung dient die Sachbilanz mit Input- und Outputstoffen aus
der Prozessmodellierung und –simulation, z.B. in SuperPro-Designer. Der nächste Schritt ist
die Beschaffung der relevanten Daten für die Stoffe, die zur Ermittlung des Gefährdungs-
potentials einzelner Stoffe benötigt werden.
Für jede von insgesamt 14 Wirkungskategorien werden die Stoffe je nach ihren Eigenschaften
nach dem ABC-Prinzip (hohes, mittleres, geringes Gefährdungspotential) klassifiziert
(s. Anhang 2, Heinzle et al., 2006). Klasse A bedeutet immer, dass mit größeren Problemen
zu rechnen ist. Die Betrachtung von Stoffen mit A-Klasse stellt eine erste qualitative
Evaluierung potentieller Problemsstoffe dar.
In einem nächsten Schritt werden die Kategorien für den Zulaufstrom und für die
Ablaufströme mit entsprechenden Wichtungsfaktoren versehen und mit den Massenströmen
multipliziert (Primärbewertung). Man erhält so ein erstes Bild über das jeweilige Potential an
zu erwartenden Belastungen und Risiken. Diese Abschätzung ist also nicht eine Berechnung
der tatsächlich später entstehenden Belastung von Umwelt und Gesundheit.
10
2.3.2. Datenbeschaffung
Der erste Teil der Bewertungskriterien beschäftigt sich mit der Vorgeschichte der eingesetzten
Rohstoffe. Hier werden anstelle von vollständigen Ökobilanzen leichter ermittelbare Größen
eingesetzt. Diese sind (i) der Landverbrauch (Land Use) bei erneuerbaren Rohstoffen, was aus
der land- und forstwirtschaftlichen Statistiken bekannt ist (z.B. FAO, 2004; Statistisches
Bundesamt, 2004), (ii) die allgemeine Rohstoffverfügbarkeit insbesondere für mineralische
und fossile Rohstoffe (Availability) und (iii) die Komplexität (Complexity of Synthesis) der
Vorlaufketten bis zur Bereitstellung des eingesetzten Ausgangsstoffes.
In einem zweiten Teil werden Eigenschaften der eingesetzten Stoffe bezüglich Sicherheit und
Toxizität beschrieben. Dies umfasst die Kategorien: (i) thermisches Risiko, (ii) akute und (iii)
chronische Toxizität, (iv) biologische Risiken und (v) Ökotoxizität. Hierbei wird stark auf das
so genannte Spaltenmodell Bezug genommen (Smola, 2001). Diese Eigenschaften werden aus
Datenbanken bezogen (Roth, 1990; HVBG, 2005; Dechema, 2005; Wiley-Interscience, 2005;
Merck, 2006). Beim biologischen Risiko (Biological Risk) werden zwei wesentliche Arten
möglicher Gefährdungen berücksichtigt, die auch jeweils Gegenstand entsprechender Gesetze
und Verordnungen sind, nämlich die Biostoffverordnung (BioStoffV, 1999) und das
Gentechnikgesetz (GenTG 1993/2002 und GenTSV 1995).
Im dritten Teil werden die mehr global wirkenden gasförmigen Stoffe erfasst, die bei der
betrachteten Produktion entstehen können. Die allgemein anerkannten Kriterien sind das
globale Erwärmungspotential (Global Warming Potential (GWP)), das Ozonabbaupotential
(Ozone Depletion Potential (ODP)), das Versauerungspotential (Acidification Potential (AP))
und das Ozonbildungspotential (Photochemical Ozone Creation Potential (POCP)). Diese
können unter Verwendung der CAS Nummer abgefragt werden (van Oers et al., 2002).
Im vierten Teil werden mehr lokale Auswirkungen auf Wasser und Luft berücksichtigt. Die
Geruchsbelästigung ist bei vielen biotechnologischen und chemischen Prozessen ein
relevantes Problem. Für bekannte Stoffe gibt es Listen (Roth, 1990; HVBG, 2005). Der letzte
Indikator beschreibt schließlich das Überdüngungspotentials (Eutrophication Potential), was
durch den Stickstoff-, Phosphor- und Kohlenstoffgehalt der Stoffe charakterisiert wird.
2.3.3. Wichtung
Zur Zusammenführung aller Werte müssen die Klassen mit Zahlenwerten belegt werden. In
jedem Fall soll eine A-Klassierung alle B-Klassierungen dominieren und entsprechend eine
B-Klassierung alle C-Klassierungen (Heinzle et al., 1998). Entsprechende Zahlenwerte sind
z.B.100 für Klasse A, 10 für Klasse B und 1 für Klasse A.
11
Die Wirkungskategorien haben unterschiedliche Bedeutung hinsichtlich der Relevanz ihrer
Wirkungen auf die Umwelt (UBA, 1999). Die Aspekte Reversibilität, betroffene Fläche,
Unsicherheit in Ursache-Wirkungs-Beziehung und Trend des negativen Effekts in der
Zukunft werden zur Ermittlung der Wichtungsfaktoren berücksichtigt. Daraus und aus
eigenen Abschätzungen erhält man folgende Wichtungsfaktoren (Tab. 1):
Tab. 1. Wichtungskoeffizienten (WKInput und WKOutput) der Wirkungskategorien.
Inputseite WKInput Outputseite WKOutput
Brand- und Explosionsgefahren 100 Brand- und Explosionsgefahren 100
Akute Toxizität 100 Akute Toxizität 100
Chronische Toxizität 100 Chronische Toxizität 100
Biologisches Risiko 100 Biologisches Risiko 100
Landverbrauch 90 Ökotoxizität 80
Rohstoffverfügbarkeit 75 Potential für globale Erwärmung 100
Komplexität der Synthese 50 Ozon-Abbaupotential 66
Versauerungspotential 66
Ozonbildungspotential 33
Geruch 33
Überdüngungspotential 75
Summe 615 Summe 853
2.3.4. Massenindices und Umweltkennzahlen
Die so genannte Massenindices (MIi) sagen aus, wie viel einer Komponente der Massenbilanz
pro Einheit Produkt verbraucht wird bzw. anfällt. Die Massenindices werden aus der Input-
und Outputbilanz abgeleitet.
MIi = Mi/Mp (1)
m = Masse einer Komponente der Stoffbilanz
p = Produkt
i = Komponente der Massenbilanz
Die Summe aller MIs ergibt den Massenindex (MI):
MI = Σ MIi für Inputstoffe (2)
MI = 1 + Σ MIi für Outputstoffe (3)
Zur Ermittlung der Umweltindices werden die entsprechenden Wichtungsfaktoren für alle
Wirkungskategorien nach folgender Gleichung ermittelt:
WF = Bn (4)
Dabei ist B die verwendete Basis (Default-Wert = 10) und n ist der durch die
Klassenzuordnung bestimmte Exponent (Werte: Klasse A, n=2; Klasse B, n=1; Klasse C,
n=0). Die Werte der einzelnen Wirkungskategorien werden noch untereinander gewichtet
(Tab. 1).
Ein Umweltfaktor EF eines Stoffes wird über den arithmetischen Mittelwert aller
Wichtungsfaktoren WF, zusätzlich gewichtet mit den in Tab. 1 angegebenen Wichtungs-
koeffizienten und bezogen auf die Summe der Wichtungskoeffizienten WK berechnet. Für den
Input ergibt dies
( )7
, ,1
7
,1
*Input i Input ii
Input
Input ii
WF WKEF
WK
=
=
=∑
∑ (5)
und für den Output
( )11
, ,1
11
,1
*Output i Output ii
Output
Output ii
WF WKEF
WK
=
=
=∑
∑ (6)
Die Input-Kennzahl ergibt sich dann aus der Verknüpfung mit den Massenindices:
,1
nstoff
Input i Input ii
KZ MI EF=
= ⋅∑ (7)
Dabei ist nstoff die Anzahl der zu berücksichtigenden Input-Stoffe. Analog dazu wird die
Output-Kennzahl mit den Output-Stoffen berechnet. Mit einem Wichtungsverhältnis von
Input zu Output von 40:60 werden die beiden Werte in einer Umweltkennzahl aggregiert, die
die Gesamtbelastungen bzw. Risikopotentiale zusammenfasst.
12
33.. PPRROOZZEESSSSMMOODDEELLLLEE
In diesem Kapitel wird die Prozessmodellierung und -evaluierung einer biokatalytischen,
enantiospezifischen Epoxidierung von Styrol zur Produktion von (S)-Styroloxid mittels
rekombinanten E. coli als Ganzzellbiokatalysator beschrieben. Dabei werden drei
Prozessvarianten der biokatalytischen Epoxidierung und ein chemischer Produktionsprozess
mit Hilfe des Jacobsen-Katalysators miteinander verglichen (Tab. 2). Die Prozesse werden für
eine Produktionsrate von 100 Tonnen pro Jahr (jato) ausgelegt.
Tab. 2. Zu evaluierende Prozessmodelle zur Produktion von (S)-Styroloxid.
Nr. Bezeichnung Bioreaktionen Aufarbeitung
1 chemisch mittels Jacobsen-Katalysator Dünnschichtverdampfer
2 Standard Fed-Batch Kultivation und Batch-Biotransformation
Zentrifugation und Vakuumdestillation
3 Prozess A Repetitive Fed-Batch Kultivation und Repetitive Batch-Biotransformation
Pertraktion oder Pervaporation und Vakuumdestillation.
4 Prozess B Repetitive Fed-Batch Kultivation und Repetitive Batch-Biotransformation
Mikrofiltration, überkritische Extraktion und Chromatographie
3.1. Chemischer Prozess mit Jacobsen-Katalysator
Die chemische Produktion von (S)-Styroloxid kann z.B. mittels Jacobsen-Katalysatoren
durchgeführt werden. Dabei gibt es mindestens zwei Reaktionswege, nämlich die direkte
Epoxidierung aus Styrol und die hydrolytische kinetische Resolution aus razemischem
Styroloxid. Aufgrund der mit der Biokatalyse vergleichbaren Reaktionsart sollte man
theoretisch die direkte Epoxidierung als Vergleichsprozess nehmen.
In der Praxis, z.B. bei der Fa. Rhodia, wird jedoch die hydrolytische kinetische Resolution
(HKR) zur Produktion von (R)- bzw. (S)-Styroloxid eingesetzt (Keith et al., 2001). Deshalb
wird der Produktionsweg über HKR als Vergleichsprozess modelliert. Um die chemischen
und biokatalytischen Prozesse vergleichbar zu machen, wird der gleiche Ausgangsstoff
(Styrol) genommen. Die Epoxidierung von Styrol zu (razemischem) Styroloxid wird in der
Modellbildung des chemischen Produktionsprozesses mit abgebildet (Abb. 1).
P-4 / TFE-101
Evaporation
P-1 / V-101
HKR Reaction
P-5 / V-103
Cat. ActivationAct. Cat.
Co-Salen-Cat.
Product
S-113
P-6 / GAC-101
Act. Carbon
S-102S-104
S-105
HAc
Water
P-8 / V-105
Epoxidation
peraceticFe-Cat.
P-9 / C-101
Distillation
P-11 / V-106
StorageP-10 / C-102
Distillation
P-7 / V-104
StorageS-101
P-12 / FSP-101
SplittingS-106
S-107
S-109
styrene
Acetonitril
S-117
S-118
Air
S-103
S-114
P-2 / DC-101
Centrifugation
S-115
S-119
P-3 / V-102
Storage
S-110
S-111
S-112
S-116
S-108
Epoxidation and Recovery Catalyst Activation and HKR Reaction Product Recovery and Purification
Abb. 1. Darstellung des chemischen Prozessmodells mit Jacobsen-Katalysator.
13
14
Die kommerzielle Produktion von Styroloxid erfolgt über den Chlorhydrin-Weg oder über
Styrol-Epoxidierung mit Peroxyessigsäure. In diesem Prozessmodell wird die zweite Variante
demäß der Arbeit von Dubois et al. (2003) verwendet. Dabei erfolgt die Epoxidierung von
Styrol in Acetonitril mit einem Eisen-Katalysator (0,25 mol-%) und in Anwesenheit von
Peroxyessigsäure (2 mol-equivalent). Die Ausbeute beträgt dabei ca. 65 %. Die Aufreinigung
des razemischen Styroloxids erfolgt über Destillationskolonnen. Das Lösungsmittel
Acetonitril wird mit einem geschätzten Rückführungsgrad von 98 % rezykliert.
Nach Archibald (2002) besteht der HKR-Reaktionsprozess für Epichlorohydrin aus einer
Aktivierung des Katalysators, die HKR-Reaktion und die Produktabtrennung mittels
Destillationskolonnen. Nach Hou (2001) erfolgte die Produktabtrennung mittels eines
horizontalen Dünnschichtverdampfers. Das hier erstellte Prozessmodell besteht aus einer
Katalysator-Aktivierung, der HKR-Reaktion und der Produktabtrennung mittels eines
Dünnschichtverdampfers. Zusätzlich wird nach dem Reaktor eine Zentrifuge zur Abtrennung
des Katalysators eingesetzt. An dieser Stelle könnte der Katalysator wieder gewonnen und in
den Reaktor zurückgeführt werden (Abb. 1).
3.2. Biokatalytischer Standardprozess mit Destillation
Der Standardprozess besteht hauptsächlich aus Vorkultur, Fed-Batch-Kultivierung und
Biotransformation, sowie Produktaufarbeitung via Zentrifugation und Vakuumdestillation.
Als organische Phase wird Bis(2-ethylhexyl)phthalat (BEHP) eingesetzt, dessen größten Teil
nach dem Aufarbeitungsabschnitt in den Bioreaktor zurückgeführt wird.
3.2.1. Bioreaktionen
Bei den Bioreaktionen handelt es sich um das Zellwachstum und die biokatalytische
Epoxidierung von Styrol zu (S)-Styroloxid. Abb. 2 stellt die biokatalytische Epoxidierung mit
Hilfe von rekombinantem E. coli als Ganzzellbiokatalysator dar.
O2
NADH NAD+
CO2 Glukose Glukose
H2O
O2
O
OE. coli
Abb. 2. Biokatalytische Epoxidierung mit dem rekombinanten Ganzzellbiokatalysator (Bühler, 2006; Otto et al., 2004).
Für die Prozessmodellierung wird zunächst die Stöchiometrie der Bioreaktionen ermittelt.
Vereinfacht werden die Bioreaktionen durch zwei Reaktionsgleichungen dargestellt, jeweils
für die Zell- und Acetatbildung und für die Biotransformation inklusive der NADH-
Regenerierung, für die Glukose benötigt wird.
Die Ermittlung der Stöchiometrie für das Zellwachstum und die Acetatbildung basiert auf den
entsprechenden Ausbeuten und den elementaren C,H,O,N-Bilanzen. Die Zusammensetzung
der Biomasse wird als CH1.8O0.5N0.2 näherungsweise angenommen (Nielsen et al., 2003).
Verschiedene Phosphate und anorganische Salze werden in diesen Bilanzen nicht
berücksichtigt. Die allgemeine Reaktionsgleichung des Zellwachstums und der Acetatbildung
ist wie folgt:
a C6H12O6 + b NH3 + c O2 → d CH1.8O0.5N0.2 + e CO2 + f H2O + g C2H4O2 (8)
Alle Angaben über die experimentell ermittelten Ausbeuten sind aber auf die Gesamtglukose
bezogen. Aus Ausbeuteangaben für die Zellbiomasse und Acetat (YX/S bzw. YAc/S) lassen sich
die Koeffizienten d und g in Gleichung (8) direkt nicht ermitteln. Die Gesamtglukose muss
erstmal als Funktion vom Koeffizienten a ermittelt werden (s. unten).
Bei der Biotransformation wird NADH benötigt und im Ganzzellbiokatalysator regeneriert.
Die vereinfachte Reaktionsgleichung der Epoxidierung wird wie folgt formuliert:
1 Styrol + O2 + NADH + H+ → 1 Styroloxid + NAD+ + H2O (9)
Mit 1 mol Glukose werden im Idealfall 12 mol NADH regeneriert:
C6H12O6 + 6 H2O +12 NAD+ → 6 CO2 + 12 NADH + 12 H+ (10)
Aus (9) und (10) gilt dann insgesamt:
1 Styrol + 1/12 C6H12O6 + O2 → 1 Styroloxid + 0.5 H2O + 0.5 CO2 (11)
oder im Masseneinheiten:
104 Styrol + 15 C6H12O6 + 32 O2 → 120 Styroloxid + 9 H2O + 22 CO2 (12)
15
Die Reaktionsausmaß beträgt dabei 87 % bezogen auf Styrol. Ein Teil des Substrates
(ca. 8,5 %) reagiert zu 2-Phenylethanol als Nebenprodukt.
Aus der Reaktionsgleichung der biokatalytischen Epoxidierung und der Angabe über die
Produktausbeute wird der Anteil der zur NADH-Regenerierung verbrauchten Glukose
ermittelt. Die Produktausbeute beträgt 0,63 g Styroloxid / g Gesamtglukose bzw. ca.
0,94 mol mol-1, d.h. pro mol Gesamtglukose erhält man 0,94 mol Styroloxid. Nach Gleichung
(11) wird für die NADH-Regenerierung 0,08 mol Glukose benötigt (d.h. 8 %). Ein
Glukoseüberschuss von 5 % bedeutet, dass 87 % der Glukose für die Zell- und Acetatbildung
verbraucht wird. Ausgehend von Gleichung (8) mit dem stöchiometrischen Koeffizienten a
für Glukose beträgt die Gesamtmenge an Glukose somit 1,15 a (bzw. 100/87 a).
Mit den Ausbeutekoeffizienten YX/S und YHAc/S (0,44 g/g Glukose bzw. 0,06 g/g Glukose)
lassen sich nun die Koeffizienten d und g in Gleichung (8) nach folgenden Formeln ermitteln:
aMM
YaYdX
GlSXSX 15,115,1 /
*/ ⋅⋅=⋅= (13)
aMM
YaYgHAc
GlSHAcSHAc 15,115,1 /
*/ ⋅⋅=⋅= (14)
Dabei sind Y*X/S und Y*
HAc/S die molaren Ausbeuten, wobei MGl = 180 g mol-1, MX = 24,6 g
mol-1 und MHAc = 60 g mol-1 sind. Daraus erhält man d = 3,7 a und g = 0,2 a.
Die anderen Koeffizienten lassen sich aus folgenden Elementbilanzen ermitteln:
N: b = 0.2d => b = 0,74 a
C: 6a = d + e + 2g => e = (6-3,7-2*0,2) a = 1,9 a
H: 12a + 3b = 1,8d + 2f + 4g => f = ((12+3*0,74)-(1,8*3,7+4*0,2))/2 a = 3,38 a
O: 6a + 2c = 0.5d + 2e + f + 2g => c = (0,5*3,7+2*1,9+3,38+2*0,2-6)/2 a = 1,175 a
Somit erhält man für die Zellbiomasse- und Acetatbildung folgende molare
Reaktionsgleichung:
C6H12O6 + 0,74 NH3 + 1,175 O2 →
3,7 CH1.8O0.5N0.2 + 1,9 CO2 + 3,38 H2O + 0,2 C2H4O2 (15)
oder in Masseneinheiten:
180 C6H12O6 + 12,58 NH3 + 54,88 O2 →
91,02 CH1.8O0.5N0.2 + 83,6 CO2 + 60,84 H2O + 12 C2H4O2 (16)
3.2.2. Aufarbeitung
Die Aufarbeitung des Standardprozesses erfolgt mittels Zentrifugation und Destillationen.
Durch die Zentrifuge wird die Reaktionsbrühe aus dem Bioreaktor (V101) in drei Stoffströme
16
getrennt: Zellpaste, wässrige Phase, und organische Phase. Das Produkt wird dann aus der
organischen Phase mittels Destillation gereinigt (Abb. 3). Die organische Phase (BEHP) wird
aus der Destillationskolonne mit einem geschätzten Rückführungsgrad von 95 % wieder in
den Reaktor zurückgeführt. Hier werden zwei Destillationskolonnen benötigt.
P-1 / V-101
Ferm. & Biotr.P-2 / ST-101
Heat Sterilization
P-3 / ST-102
Heat Sterilization
P-6 / V-103
Feed
S-103
P-8 / V-104
Organic Tank
P-9 / DS-101
Centrifugation
P-10 / V-105
Storage
P-11 / C-102
Distillation
P-12 / FSP-101
Flow Splitting
Feed
S-123
Prod
BEHP
S-109
Cells
aqueous
S-102
P-14 / G-101
Gas CompressionP-15 / AF-101
Air Filtration
Air2P-4 / C-103
Distillation
P-16 / G-101
Gas CompressionP-17 / AF-101
Air Filtration
Air1
S-106S-107
S-117 S-121
Styrene
P-18 / AF-102
Air Filtration
S-115S-122
P-19 / ST-103
Heat Sterilization
P-20 / V-102
Medium P-22 / AF-103
Air Filtration
P-23 / G-102
Gas Compression
P-25 / AF-104
Air Filtration
Water
Gluc
Salts&Amm
S-130Air0
S-134
S-105
P-5 / V-106
Seed
S-128 S-129
S-132S-133
S-124
S-101
Fermentation and Biotransformation
Downstream Processing
S-104
Ammonium
P-21 / V-107
Storage
S-108S-125 S-113
S-118
S-114
S-116
S-126
S-110
S-111
Abb. 3. Standardprozessmodell mit dem Fed-Batch-Verfahren, Zentrifugation und Destillationskolonnen.
3.3. Biokatalytischer Prozess mit Pertraktion
Ein möglicher Ansatz zur Verbesserung der Fermentation im Standardprozess ist eine
repetitive Betriebsweise (Repeated Fed-Batch, RFB), wobei ca. 1 % des Fermentationsinhalts
als Inokulum für den nächsten Reaktionszyklus wieder verwendet wird. Dadurch kann eine
Prozessverbesserung durch kürzere Prozessdauer erreicht werden, da zwischen den Zyklen
keine Reinigung und Sterilisation des Fermenters erforderlich sind. Die Aufarbeitung besteht
aus Pertraktion mittels keramischer Hohlfasermembran und Destillation.
Durch Pertraktion soll eine integrierte Produktabtrennung erfolgen, wobei eine Pervaporation
auch in Frage kommen kann. Im Vergleich zur Pervaporation hat die Pertraktion den Vorteil,
dass kein Phasenwechsel der permeierenden Komponenten in die Gasphase stattfindet. Die
Pervaporation hat im Vergleich zur Pertraktion deutlich höhere Triebkräfte, die über den
Permeatdruck geregelt werden können.
Abb. 4 stellt das Prozessmodell mit dem repetitiven Fed-Batch-Verfahren und dem Einsatz
von Pertraktion und Destillationskolonne dar. Für die Pertraktion wird das Modul
(Differential-)Extraktion in Kombination mit dem Modul Filtration zur Berechnung der
17
benötigten Membranfläche verwendet. Die Extraktionsleistung wird dabei ca. 5mal höher als
die bisher erreichte (0,5 g / m2 h) festgelegt. Die Einsatzdauer der Pertraktionsanlage wird in
zwei Varianten bei 7 h (Dauer der Biotransformation) und für 24 h (Batchdauer) festgelegt.
P-1 / V-101
Ferm. & Biotr.P-2 / ST-101
Heat Sterilization
P-3 / ST-102
Heat Sterilization
P-6 / V-103
Feed
S-103
Feed
S-102
P-14 / G-101
Gas CompressionP-15 / AF-101
Air Filtration
Air2
P-16 / G-101
Gas CompressionP-17 / AF-101
Air Filtration
Air1
S-106S-107
S-117 S-121
P-18 / AF-102
Air Filtration
S-115S-122
P-19 / ST-103
Heat Sterilization
P-20 / V-102
Medium P-22 / AF-103
Air Filtration
P-23 / G-102
Gas Compression
P-25 / AF-104
Air Filtration
Water
Gluc
Salts&Amm
S-130Air0
S-134
P-5 / V-106
Seed
S-128 S-129
S-132S-133
S-124
S-101
Fermentation and Biotransformation
S-104
Ammonium
P-8 / V-104
Organic Tank
P-4 / DX-101
Pertraction
Pertr. membrane
P-10 / V-105
Storage
P-11 / C-101
Distillation
P-12 / V-107
Organic Tank
P-13 / V-108
Storage
P-21 / FSP-102
Flow Splitting
P-24 / HX-101
Cooling
BEHPStyrene
Downstream Processing
.
S-109
S-110
S-111
S-113S-116
S-118
S-123
,
S-126
S-114S-127
S-105
S-108
Octane
P-7 / V-109
Splitting
S-112
S-119
S-120
Abb. 4. Prozessmodell mit dem repetitiven Fed-Batch-Verfahren und dem Einsatz von Pertraktion und Destillationskolonne.
Bei diesem Prozessmodell gibt es zwei Rückführungen. Die erste Rückführung ist für BEHP
aus dem Fermenter nach dem Verlassen der Pertraktionsanlage (P-4/DX-101) über einen
Dekanter (P-7/V-109) zur Abtrennung der wässrigen Phase. Die zweite Rückführung ist für
BEHP als Extraktionsmittel, nachdem das Produkt mittels Destillation gewonnen wurde. Der
Rückführungsgrad von BEHP wird in beiden Fällen auf 95 % geschätzt.
3.4. Biokatalytischer Prozess mit überkritischen CO2-
Trennverfahren
Die Kombination von Biotransformation, Membrantechnologie und Trennverfahren mit
überkritischem CO2 (scCO2) soll die Produktion von chiralen Epoxiden in einem integrierten
Prozess erlauben. Zu den Trennprozessen mit scCO2 gehören die Extraktion (SFE) und die
Chromatographie (SFC) jeweils mit überkritischen Flüssigkeiten.
18
Die SFE besteht aus zwei Teilschritten, einer Trennstufe und einer Regenerationsstufe. In der
Trennstufe erfolgt ein intensiver Stoffaustausch und in der Regenerationsstufe wird die
überkritische Flüssigkeit entspannt, wobei die gelösten Fraktionen dann flüssig ausfallen. Die
Betriebsweise dieses Trennverfahrens ist meist kontinuierlich.
19
Die SFC nutzt überkritische Flüssigkeit als mobile Phase. Der Betrieb erfolgt abschnittsweise.
Apparatetechnisch kann der Kreislauf des CO2 auch geschlossen werden, wodurch lediglich
Verluste des CO2 ergänzt werden müssen.
3.4.1. Entwicklungsstand
Zur Verifizierung der Löslichkeit von Stoffen in scCO2 wurden Untersuchungen mit einer
semipräparativen SFC-Apparatur durchgeführt, die weitestgehend einer HPLC-Apparatur
entspricht. Im Gegensatz zu Styrol und Styroloxid war BEHP unter den gewählten
Bedingungen nicht in überkritischem CO2 löslich. Trennversuche mit einem modifizierten
SFE-Verfahren zeigten, dass Styrol und Styroloxid problemlos aus BEHP sowie der Emulsion
extrahiert werden können (Schmid et al., 2005).
Mit Hilfe der SFE ist eine Trennung von Styrol und Styroloxid von einander jedoch nicht
möglich. Untersuchungen im analytischen Maßstab haben gezeigt, dass Styrol und Styroloxid
mittels Chromatographie mit scCO2 (SFC) und kieselgelbasierter Festphase voneinander
getrennt werden können. Demnach ist zur Abtrennung von Styroloxid aus dem
Reaktionsgemisch eine Kombination beider Trennverfahren sinnvoll. In der SFE Trennstufe
werden die Stoffe Styrol und Styroloxid aus der BEHP / Wasser Emulsion isoliert und
anschließend in der SFC Trennstufe weiter aufgereinigt (Schmid et al., 2005).
Zu Stoffmengen, Massen- und Energiebilanzen können aus den Versuchen im analytischen
Maßstab noch keine Aussagen getroffen werden. Für weitere Versuchszwecke ist es sinnvoll,
eine kleinere präparative Anlage zu bauen. Mit dieser Scale-up Anlage können dann präzise
Daten zu Stoffmengen, Massen- und Energiebilanzen eruiert werden (Schmid et al., 2005)..
3.4.2. Prozesssynthese und erstes Prozessmodell
Nach dem ersten Ansatz besteht der zukünftige Prozess mit der scCO2-Technologie aus
Biotransformation, selektiver Mikrofiltration (sMF), SFE und SFC. Durch die selektive
Mikrofiltration soll das Produkt selektiv von der BEHP/Wasser-Emulsion abgetrennt werden.
Allerdings ist eine selektive Mikrofiltration im Vergleich zur konventionellen Mikrofiltration
möglicherweise technisch aufwendiger.
Die Mikrofiltration muss nicht unbedingt selektiv sein, da Styrol und Styroloxid problemlos
aus BEHP sowie der Emulsion mit Hilfe der SFE extrahiert und mit SFC voneinander
getrennt werden können. Lediglich eine konventionelle Mikrofiltration oder eine
Zentrifugation zur Zellabtrennung reicht hier möglicherweise aus.
20
Weil überhaupt noch keine Daten über die selektive Mikrofiltration vorhanden sind, wird für
das erste Prozessmodell eine konventionelle Mikrofiltration zur Zellabtrennung ausgewählt.
Das mögliche Prozessmodell kann somit wie folgt aussehen: Biotransformation,
Mikrofiltration oder Zentrifugation, SFE und SFC.
Basierend auf den Ergebnissen des Standardprozessmodells und mit Abschätzungen wird eine
erste Stoffbilanz erstellt, die als Grundlage für die ökologische Evaluierung verwendet wird.
Die ökonomische Evaluierung lässt sich jedoch im jetzigen Entwicklungsstand nur schwer
durchführen und wurde vom Prozessentwickler sogar nicht gewünscht, da die Datenlage noch
sehr dünn ist (Lembke, 2006).
Ein kleiner Unterschied in den Betriebsbedingungen wie Temperatur und Druck hat sehr
großen Einfluss auf Löslichkeit (Laitinen, 2000), die in dieser Trenntechnologie entscheidend
ist. Der Energieverbrauch hängt entsprechend stark von Betriebsbedingungen ab. Der größte
Teil des Energieverbrauchs wird für die prozessbedingte Heizung und Kühlung benötigt
(Lembke, 2006). Vor dem Pumpen wird CO2 zwecks Verflüssigung zur Vermeidung der
Pumpen-Kavitation auf ca. 15 °C abgekühlt. Bei der Entspannung kühlt es sich theoretisch
stark ab. Deshalb ist eine Heizung hier erforderlich.
44.. EERRGGEEBBNNIISSSSEE
4.1. Stoffbilanz und ökologische Bewertung
4.1.1. ABC-Klassifizierung und qualitative Analyse
Qualitativ kann man Stoffe mit größten Gefährdungspotentialen aus der ABC-Klassifizierung
durch Auflistung der Stoffe mit A-Klasse erkennen (Tab. 3).
Ammoniak wird in 5 Wirkungskategorien in die A-Klasse eingestuft. Andere Stoffe mit A-
Klasse sind Ethanol, Oktan, BEHP, Styrol und Styroloxid (Rest), sowie Ammoniumsulfat,
Kaliumdihydrogenphosphat und Biomasse. Die letzten drei genannten Stoffe werden in der
Kategorie Eutrophierung in die A-Klasse eingestuft.
Besonders zu beachten ist hier die Anwendung von BEHP als organische Phase bzw.
Extraktionsmittel, da die eingesetzte Menge deutlich größer ist als z.B. die von Oktan als
Induktor. BEHP wird außerdem in zwei Kategorien akuter und chronischer Toxizität in die A-
Klasse (R 60-61: fortpflanzungsgefährdend, Gefahrenzeichen T; Merck, 2006) eingestuft.
Für den chemischen Produktionsweg sind zusätzlich noch Essigsäure, Acetonitril, Salen-
Katalysator, Fe-Katalysator, und Peroxyessigsäure zu beachten. Die genannten Stoffe werden
21
mindestens in einer Wirkungskategorie der A-Klasse eingestuft. Peroxyessigsäure und Co-
Salen-Katalysator werden sogar jeweils in drei Kategorien in A-Klasse eingestuft. Fe-
Katalysator und Essigsäure sind in zwei Kategorien in A-Klasse klassifiziert.
Tab. 3. ABC-Klassifizierung der Stoffe.
Stoff KSy LVb Vfg ThR ATox CTox BR ETox GWP ODP AP POCP Odr Eut
I I I IO IO IO IO O O O O O O O
Essigsäure B C C B A C C C C C C C A B
Acetonitril C C B B B C C B C C C C B A
Co-Salen-Kat B C B C A A C A C C C C C B
Fe-Kat. B C B C A B C A C C C C C B
Peroxyessigs. B C C A A C C C C C C C A B
Ph.ethan-diol n.r. n.r. n.r. C B B C C C C C C B B
2-Ph.ethanol n.r. n.r. n.r. C B B C C C C C C B B
Amm.sulfat B C C C C C C C C C C C C A
Ammoniak B C C A A B C A C C A C C A
Biomasse n.r. n.r. n.r. C C C C C C C C C C A
Karbondioxid n.r. n.r. n.r. C C C C C B C C C C B
Zitronensäure C C C C B C C C C C C C C B
BEHP B C C B A A C C C C C C C B
Glukose C C C C C C C C C C C C C B
KH2PO4 C C C C C C C C C C C C C A
MgSO4 B C C C C C C C C C C C C C
Oktan C C B A A B C A C C C B C B
Sauerstoff C C C C C B C C C C C C C C
Styrol B C B A B B C B C C C C A B
Styroloxid n.r. n.r. n.r. A A A C A C C C C B B
Ethanol B C C A C C C C C C C B B B
Spurenel.* C B C B A B C A C C C C C C
Wasser C C C C C C C C C C C C C C
* nach Hauptbestandteilen ermittelt; I = Input , O = Output, n.r. = nicht relevant, KSy = Komplexität der Synthese, LVb = Landverbrauch, Vfg = Verfügbarkeit, ThR = thermische Risiken, ATox = akute Toxizität, CTox = chronische Toxizität, und BR = biologisches Risiko, ETox = ökologische Toxizität, GWP = Potential für globale Erwärmung, ODP = Ozonabbaupotential, AP = Versauerungspotential, POCP = Ozonbildungspotential, Odor = Geruch, Eut = Eutrophierung.
4.1.2. Stoffbilanz und Massenindices
Die Stoffbilanz dient als Grundlage der ökologischen Bewertung. Aus der Prozess-
modellierung mit SuperPro-Designer erhält man die Stoffbilanz und daraus die Massenindices.
Im Fall des Prozessmodells mit der scCO2-Technologie (SFE und SFC) werden die
Massenindices basierend auf den Ergebnissen des Standardprozessmodells und zusätzlich aus
dem abgeschätzten Verbrauch an CO2 und Ethanol ermittelt.
Beim System SFE und SFC ist ein Rückführungsgrad des scCO2 von 99 % realisierbar
(Lembke, 2006). Bei einer Produktkonzentration von 75 g/L (in der organischen Phase) und
einem geschätzten Lösungsmittelverhältnis (scCO2:BEHP) von 3 wird für 75 g Styroloxid 3 L
scCO2 benötigt. Mit einer Dichte des scCO2 von 500g/L (Annahme) entspricht dieses 1500 g
CO2. Mit einem geschätzten scCO2-Verlust von 1 % beträgt der CO2-Verlust 15 g. Der
Massenindex von CO2 beträgt somit 0,20 g/g Produkt. Außerdem wird evtl. nur eine kleine
Menge von ca. 2 % beispielsweise an Ethanol als Modifier zur Erhöhung der Löslichkeit
benötigt. Der Verlust liegt schätzungsweise bei 10 % (Lembke, 2006). Somit beträgt der
Massenindex von Ethanol 0,04 g/g Produkt.
Abb. 5 stellt den Gesamtmassenindex der vier Prozessmodelle mit und ohne Wasser dar. In
Abb. 5 stellt man fest, dass der Wasserverbrauch bei den biokatalytischen Methoden sehr
hoch ist (ca. 13 kg/kg Produkt), und der Gesamtmassenindex ohne Wasser bei ca. 3 kg/kg P
liegt. Hingegen ist der Massenindex für Wasser beim chemischen Prozessmodell nur sehr
gering (ca. 0,2 kg/kg Produkt). Der Gesamtmassenindex ohne Wasser beträgt aber 9 kg/kg
Produkt.
Massenindices (kg/kg P)
0
5
10
15
20
Stan. Pert. SFE/C Chem.
MI, In_mW MI, In_oW
Abb. 5. Gesamtmassenindex der vier Prozessmodelle mit und ohne Wasser.
Abb. 6 stellt die Massenindices der Hauptstoffe und der Gesamtmassenindex für die
Inputseite der biokatalytischen Prozessmodelle dar. Drei weitere Hauptstoffe sind Styrol als
Ausgangsstoff der biokatalytischen Transformation, BEHP als organische Phase und Glukose
als C-Quelle im Medium.
22
Massenindices (Input) in kg/kg Produkt
0
3
6
9
12
15
18
Gesamt Wasser Styrol Glukose BEHP
Standard Pertraktion SFE/SFC
0,0
0,3
0,6
0,9
1,2
1,5
Styrol Glukose BEHP
Abb. 6. Gesamtmassenindex und Massenindices der 4 Hauptstoffe.
Aufgrund der Prozessführung sind beim Prozessmodell mit Pertraktion zwei Recyclingwege
für BEHP erforderlich, nämlich als organische Phase im Bioreaktor und als Extraktionsmittel
für die Pertraktion. Bei jeweils einem Rückführungsgrad von ca. 95 % liegt der Verlust (und
somit der Verbrauch) an BEHP beim Prozess mit Pertraktion entsprechend höher (ca. 1,3
kg/kg Produkt) als bei den anderen Bioprozessen (ca. 0,8 kg/kg Produkt).
4.1.3. Umweltkennzahlen
Die Umweltkennzahl stellt das Gefährdungspotential eines Prozessmodells hinsichtlich der
Sicherheits-, Gesundheits- und Umweltaspekte dar. In Abb. 7 werden die Umweltkennzahlen
der vier Prozessmodelle jeweils mit und ohne Wasser dargestellt. Das chemische
Prozessmodell zeigt mit einer Umweltkennzahl von 186 ein höheres Gefährdungspotential im
Vergleich zu den biokatalytischen Prozessen.
23
Umweltkennzahl
0
50
100
150
200
Stan. Pert. SFE/C Chem.
UKZ,mW UKZ,oW
Abb. 7. Umweltkennzahl der Prozessmodelle jeweils mit und ohne Wasser.
Abb. 8 stellt die Gesamtumweltkennzahl und die Beiträge der vier Hauptstoffe der
biokatalytischen Prozessmodelle dar.
Umweltkennzahl
0
15
30
45
60
75
Gesamt BEHP Wasser Styrol Biomasse
Standard Pertraktion SFE/SFC
Abb. 8. Gesamtumweltkennzahl der biokatalytischen Prozessmodelle und Beiträge von vier Stoffen.
BEHP verursacht offensichtlich das größte Gefährdungspotential. Außerdem haben Wasser
und Styrol einen deutlichen Anteil an der Gesamtumweltkennzahl. Wasser hat hier aufgrund
der großen verbrauchten Menge einen deutlichen Anteil an der Gesamtumweltkennzahl.
Aufgrund der Stoffeigenschaften hat Styrol ein Gefährdungspotential von ca. 9,5. Diese
Umweltbewertungszahl resultiert hauptsächlich aus der Inputseite mit 23, während die
Umweltbewertungszahl von Styrol in der Outputseite aufgrund des kleinen Massenindexes
nur ca. 1 beträgt. Styrol hat zwar eine relativ hohe Umweltkennzahl, eine weitere Prozess- 24
25
verbesserung beispielsweise durch Optimierung der Biotransformation ist aber vermutlich
schwierig, da der Umsatz schon ziemlich hoch ist (ca. 87 %) und da der Massenindex von
Styrol in der Outputseite (ca. 0,04) schon relativ niedrig ist.
4.2. Ökonomische Evaluierung
4.2.1. Gesamtvergleich
Hier werden die ökonomischen Größen der Prozessmodelle dargestellt (Tab. 4). Dazu
gehören u.a. die Investition, die Betriebskosten, der Umsatz, die Bruttomarge, die
Kapitelrendite etc. Der Gesamtvergleich wird bei einem geschätzten Produktverkaufspreis
von 300 $/kg und bei einer Produktion von 100 jato durchgeführt.
Tab. 4. Gesamtvergleich der Prozessmodelle.
Einheit Chemisch Biotechnologisch Standard Pertr. 7 h* Pertr. 24 h*
Investition $ 9 853 000 30 259 000 79 615 000 42 458 000Betriebskosten $/Jahr 20 589 000 10 696 000 23 902 000 20 751 000Produktionsrate Kg P/Jahr 100 000 100 000 100 000 100 000Spez. Betriebskosten $/kg P 205,89 106,96 239,02 207,51Umsatz $/Jahr 30 000 000 30 000 000 30 000 000 30 000 000Bruttomarge % 31,37 64,35 20,33 30,83RoI % 64,79 47,21 13,56 21,90Payback time Jahre 1,54 2,12 7,38 4,57IRR % 53,20 39,30 7,42 16,02NPV (7% Zinsatz) $ 37 990 000 76 415 000 1 568 000 25 404 000
* Die Pertraktionsmodelle werden mit 5mal höherer Extraktionsleistung berechnet als bisher
experimentell erreicht wurde.
Der biokatalytische Standardprozess weist mit ca. 10,7 Mio. US$ die deutlich günstigsten
Betriebskosten auf, während die Betriebskosten der chemischen Prozessvarianten mit 20,6
Mio. US$ fast doppelt so hoch wie beim Standardprozess sind. Das chemische Prozessmodell
hat aber mit Abstand die niedrigsten Investitionen. Während die Investition beim chemischen
Prozessmodell ca. 10 Mio. US$ beträgt, liegt sie bei dem biokatalytischen Standardprozess
bei ca. 30 Mio. US$. Die wichtigsten Faktoren sind dabei das niedrigere Reaktionsvolumen
des chemischen Prozesses aufgrund seiner kürzeren Batch-Cycle-Time und der einfachen
einphasigen Reaktionsführung, wohingegen die biokatalytische Reaktion in einem
zweiphasigen Wasser-BEHP-System abläuft.
Die Anlagenkosten des Prozessmodells mit Pertraktion (beim Einsatz von 7 h pro Batch und
mit ca. 5mal höherer Extraktionsleistung als bisher erreicht) sind aufgrund der Membran-
26
Module fast dreimal so hoch wie beim Standardprozess. Die Membran-Module für die
Pertraktion machen etwa 66,3 % der Anschaffungskosten der Hauptanlagen aus (Daten nicht
gezeigt). Es besteht hier das größte ökonomische Optimierungspotential entweder durch
höhere Extraktionsleistung oder durch Ausnutzung der Pertraktionsanlage während der
gesamten Batch-Dauer, damit die dafür erforderliche Membranfläche abnimmt. Während die
Investitionen des Pertraktionsmodells beim 7-stündigen Einsatz ca. 80 Mio. US$ betragen,
liegen sie beim Dauereinsatz bei ca. 42,5 Mio. US$.
Mit einer 15mal höheren Extraktionsleistung beträgt die Investition für das Prozessmodell mit
Pertraktion (beim Dauereinsatz) ca. 33 Mio. US$. Diese Investition ist in der gleichen
Größenordnung wie beim biokatalytischen Standardprozessmodell. Die spezifischen
Betriebskosten liegen bei ca. 188 $/kg Produkt und somit bereits unter den spezifischen
Betriebskosten des chemisches Prozessmodells.
4.2.2. Betriebskosten
Tab. 5 stellt die spezifischen Betriebskosten und die Verteilung der drei Prozessmodelle dar.
Beim chemischen Prozess haben die Materialkosten einen Anteil von ca. 77 %. Im Gegensatz
dazu beträgt dieser Anteil beim biokatalytischen Standardprozess nur 2,6 %.
Tab. 5. Spezifische Betriebskosten und deren Verteilung.
Kostenart Chemisch Standard Pertraktion 7 h Pertraktion 24 h $/kg P % $/kg P % $/kg P % $/kg P %
Materialkosten 158,35 76,91 2,78 2,60 3,34 1,40 3,34 1,61 Personalkosten 27,23 13,22 37,24 34,82 71,87 30,07 102,30 49,30 AA-Kosten 14,81 7,20 57,90 54,13 144,57 60,49 78,21 37,69 Labor/QC 4,08 1,98 5,59 5,22 10,78 4,51 15,34 7,39 Verbrauchsmat. 0,00 0,00 0,00 0,00 0,99 0,41 0,95 0,46 Abfall/Abwasser 1,26 0,61 2,99 2,80 4,65 1,94 4,65 2,24 Utilities 0,16 0,08 0,46 0,43 2,81 1,18 2,72 1,31 Summe 205,89 100 106,96 100 239,02 100 207,51 100
AA = anlagenabhängige; Lab. = Laboratorium; QC = Qualitätskontrolle
Bei dem Standardmodell und dem Pertraktionsmodell (7 h) haben die anlagenabhängigen
Kosten mit 54 % bzw. 60 % einen sehr hohen Anteil an den Betriebskosten. Das ist auf die
höheren Anlagenkosten der Fermenter bei den beiden Prozessen und beim Pertraktionsprozess
zusätzlich auf die Pertraktionsanlage zurückzuführen.
Durch Dauereinsatz der Pertraktionsanlage steigen jedoch die spezifischen Personalkosten
von ca. 70 auf ca. 100 $/kg Produkt. Durch Dauereinsatz kommt das Pertraktionsmodell mit
27
spezifischen Betriebskosten von 207,5 $/kg Produkt in den Bereich des chemischen
Prozessmodells, was jedoch zweimal höher als das Standardprozessmodell ist.
Die größten Anteile an den gesamten Materialkosten haben BEHP und Styrol mit ca. 40 %.
Eine Prozessoptimierung hinsichtlich des Styrol-Verbrauchs ist aber nicht einfach, da der
Umsatz bereits ziemlich hoch (87 %) und der Produktverlust während der Aufreinigung mit
ca. 2,5 % schon relativ niedrig sind.
Im Vergleich zum Standardprozess ist der BEHP-Verbrauch bei den Prozessmodellen mit
Pertraktion als Extraktionsmittel deutlich höher, da hier ein weiterer BEHP-Zyklus
erforderlich ist. Ökonomisch gesehen hat jedoch die Reduzierung des BEHP-Verbrauchs auf
die gesamten Betriebskosten nur einen kleinen Einfluss. Bei den biokatalytischen
Prozessmodellen haben die Materialkosten nur kleine Anteile an den Betriebskosten (ca.
2,6 % beim Standardmodell).
4.2.3. Maßstabvergrößerung des biokatalytischen Standardmodells
Der Ausgangsgröße der Maßstabvergrößerung war eine Produktionsrate von 100 jato. Die
Produktionskapazität wurden dann für 1 kilo jato und 10 kilo jato (d.h. 10 bzw. 100 mal)
ausgelelegt. Die Maßstabvergrößerung erfolgte zunächst ohne Änderungen im Modell.
Lediglich gab es bei der Produktionsrate von 1 kilo jato eine Änderung bez. der maximalen
Fermentergröße von 10000 L auf 100000L. Tab. 6 stellt die Auswirkung einer
Maßstabvergrößerung auf die spezifischen Betriebskosten des biokatalytischen
Standardprozessmodells.
Tab. 6. Auswirkung einer Maßstabvergrößerung auf die spezifischen Betriebskosten des biokatalytischen Standardprozessmodells.
Kostenart 100 jato 1 kilo jato 1 kilo jato (b) 10 kilo jato
$/kg P % $/kg P % $/kg P % $/kg P %
Materialkosten 2,78 2,60 2,78 7,11 2,78 10,42 2,78 8,90
Personalkosten 37,24 34,82 5,10 13,04 5,10 19,11 1,23 3,95
AA-Kosten 57,90 54,13 27,01 69,00 14,58 54,57 23,46 75,04
Lab/QC 5,59 5,22 0,77 1,96 0,77 2,87 0,19 0,59
Abfall/Abwasser 2,99 2,80 2,99 7,63 2,99 11,18 2,99 9,55
Utilities 0,46 0,43 0,50 1,27 0,50 1,87 0,62 1,97
Summe 106,96 100,00 39,15 100,00 26,71 100,00 31,26 100,00
(b): Änderung der maximalen Fermentergröße von 10 000 auf 100 000 L
28
Die spezifischen Betriebskosten nehmen mit der Maßstabvergrößerung wie erwartet ab,
nämlich von ca. 100 $/kg P auf ca. 40 $/kg P bzw. ca. 30 $/kg P bei 1 bzw. 10 kilo jato. Die
spezifischen Personalkosten nehmen mit der Maßstabvergrößerung stark ab, die aber
aufgrund deren Ermittlungsmethode (basierend auf der benötigten Arbeitskraft einzelner
Operationen) etwas zu statisch eingestuft wurden. Die spezifischenn anlagenabhängigen
Kosten nehmen von ca. 60 auf 30 und 15 $/kg P ab. Anteilmäßig zu den gesamten Betriebs-
kosten nehmen die anlagenabhängigen Kosten von ca. 55 auf ca. 70. bzw. 75 % aber zu.
Fermenter und Zentrifuge haben jeweils die größten Anteile an den gesamten Anlagenkosten
und somit an den anlagenabhängigen (Betriebs-)Kosten. Hier wird lediglich die Auswirkung
der maximalen Fermentergröße bei einer Produktionsrate von 1 kilo jato simuliert. Die
maximale Fermentergröße wurde von 10 000 L auf 100 000 L geändert. Dabei nehmen die
spezifischen anlagenabhängigen Kosten von ca. 27 $/kg auf ca. 15 $/kg ab. Die spezifischen
Betriebskosten liegt dann bei ca. 27 $/kg (Tab. 6).
4.2.4. Materialkosten des chemischen Prozessmodells
Beim chemischen Prozess haben die Materialkosten einen Anteil von ca. 77 % (siehe Tab. 5).
Ca. 90 % davon sind die beiden Katalysatoren (Tab. 7). Die Schätzpreise für den Co-Salen-
Katalysator bzw. für den Fe-Katalysator werden im Prozessmodell als 800 bzw. 150 $/kg
gesetzt. Der Verbrauch an den Katalysatoren lässt sich durch Wiederverwendung reduzieren,
was im Prozessmodell (noch) nicht abgebildet ist. Die Betriebskosten des chemischen
Prozessmodells könnten deshalb noch stark reduziert werden.
Tab. 7. Spezifische Materialkosten und deren Verteilung im chemischen Prozessmodell.
Chemischer Prozess
Material Preis Verbrauch Spez.Mat.Kosten
$/kg kg/kg P $/kg P %
Peroxyessigsäure 1,50 4,16 6,24 3,95
Fe-Katalysator 150 0,06 8,55 5,40
Styrol 1,00 2,91 2,91 1,84
Acetonitril 1,39 1,65 2,30 1,45
Co-Salen-Kat. 800 0,17 138,34 87,36
Essigsäure 0,73 0,02 0,01 0,01
Gesamt 9,27 158,35 100
Abb. 9 stellt die Abhängigkeit der spezifischen Betriebskosten vom Preis für den Co-Salen-
Katalysator dar. Mit den Annahmen, dass der Katalysatorpreis auf die Hälfte des im Modell
eingegebenen Preises sinkt (d.h. liegt bei 400 $/kg), dass der Katalysatorverbrauch sich durch
Recycling halbiert und dass die Recyclingkosten vernachlässigbar sind, liegen die
spezifischen Betriebskosten bei ca. 100 $/kg P.
0
50
100
150
200
250
0 200 400 600 800 1000
Preis für den Co-Salen-Kat. ($/kg)
Spez
. Bet
rieb
skos
ten
($/ k
g P
)
Abb. 9. Die spezifischen Betriebskosten ($/kg Produkt) als Funktion vom Preis für den Co-Salen-Katalysator ($/kg).
4.2.5. scCO2-Technologie
Im jetzigen Entwicklungsstand wird die ökonomische Evaluierung des Prozessmodells mit
der scCO2-Technologie aufgrund der sehr dünnen Datenlage nicht durchgeführt. Einige
Erfahrungsdaten von Seite der Prozessentwickler wurden jedoch ermittelt. Im Prinzip kann
eine solche SFE und SFC-Anlage rund um die Uhr und 365 Tage pro Jahr in Betrieb
genommen werden. Ein Mitarbeiter reicht für eine Anlage aus. Am Wochenende arbeitet die
Anlage automatisch. Die Lebensdauer einer solchen Anlage kann 15 Jahre oder mehr sein,
wobei die Abschreibung der Anlage für 10 Jahre festgelegt werden kann (Lembke, 2006).
Investitionskosten für kommerzielle Apparate liegen in der Größenordnung zwischen
150.000-300.000,- € (Schmid et al., 2005). Im Vergleich zum Prozessmodell mit der
Pertraktion kann die scCO2-Technologie eine interessante Alternative sein.
29
30
55.. DDIISSKKUUSSSSIIOONN
5.1. Zeiteinsparung durch repetitive fed-batch Kultivierung
Der größte Vorteil der repetitiven fed-batch (RFB) Kultivierung ist die im Schnitt kürzere
Batch-Dauer, da weniger Zeit für die Reaktorvorbereitung (Reinigung und Sterilisation)
aufgewendet wird. Die erste Abschätzung der Batch-Dauer basierend auf Prozessdaten sieht
beim Fed-Batch wie folgt aus: Batch- und Fed-Batch-Wachstum 11,5 Stunden,
Biotransformation 7 Stunden, und Ernte und Start-up 10 Stunden. Insgesamt beträgt die
Batch-Dauer des Fed-Batch-Verfahrens 28,5 Stunden (Bühler, 2006).
In repetitiven Bioreaktionen fällt der dritte Schritt weg. 18,5 Stunden einzusetzen wäre aber
auch nicht richtig, da dieser Schritt nach einigen Repetitionen wieder durchgeführt werden
muss. Hier wird angenommen, dass der Schritt jedes 5. Mal durchgeführt wird. Daher fallen
anteilsmäßig pro Batch 2 Stunden dafür an. Die Ernte wird jedes Mal durchgeführt (1 h).
Außerdem weist das Batch-Wachstum nach der Biotransformation eine ausgeprägte Lag-
Phase auf, was den 1. Schritt um ca. 3 Stunden verlängert: 11,5 + 7 + 2 + 1 + 3 = 24,5 h
(Bühler, 2006).
Durch die Einsparungen sollte der RFB-Modus eigentlich die Prozessführung der Wahl sein.
Bei der RFB Kultivierung wird außerdem weniger Animpfkulturen gebraucht. Die RFB
Kultivierung wird folgendermaßen durchgeführt: Batch - Fed-Batch - Batch - Fed-Batch -
Batch - Fed-Batch usw., wobei etwa 1 % des Fed-Batch als Inokulum für den nächsten Batch
dienen. Wenn das Inokulum für den Batch aus einer Animpfkultur kommt, braucht man ein
grösseres Inokulum, um auf dieselbe Anfangszelldichte zu kommen (Bühler, 2006).
Wenn man die Zwischen-Reinigung und Sterilisation analog dem RFB Verfahren beim Fed-
Batch-Verfahren 4-5 mal weglässt, dann hat man im Prinzip die gleiche Zeiteinsparung wie
beim RFB Verfahren. Es fällt dann die längere Lag-Phase von ca. 3 Stunden weg. Außerdem
hat man immer ein frisches Inoculum, wobei allerdings mehr Animpfkultur benötigt wird. Die
Einsparung von ca. 3 Stunden ist wahrscheinlich wertvoller als die Einsparung an
Animpfkultur. Somit scheint eine solche Variante sehr interessant. Es bleibt experimentell zu
überprüfen, ob die Abschätzung bestätigt werden kann.
5.2. Zweiphasen-System und das Lösungsmittel
Die Hauptziele des zweiphasigen Systems mit einem organischen Lösungsmittel sind, die
Substratverfügbarkeit zu erhöhen und den toxischen Effekt des Substrats bzw. des Produkts
31
zu minimieren. Die oben beschriebenen Vorteile des 2-Phasensystems werden im
vorliegenden Fall sehr gut genutzt, vor allem die Reduzierung der Produkttoxizität.
Gegenüber dem wässrigen Einphasensystem hat man eine 100-fache Steigerung bei der
Produktkonzentration von nur 3-4 mM auf 600 mM in der organischen Phase erreicht
(Bühler, 2006). Die Toxizität ist zwar immer noch ein limitierender Faktor, das
Konzentrationslimit wurde jedoch stark erhöht. Die Reduktion der Produkttoxizität ist somit
der Hauptgrund für den Einsatz des 2-Phasensystems. Ein weiterer Vorteil des
Zweiphasensystems ist die Produktstabilisierung. In Wasser wird S-Styroloxid zu
Phenylethan-1,2-diol hydrolysiert.
BEHP eignet sich sehr gut als Lösungsmittel. Bei der Planung der Anlage muss man
allerdings auf die Beständigkeit sämtlicher Anlagenkomponenten gegenüber dem werkstoff-
schädigenden BEHP (bekannt als Weichmacher) achten. Als Dichtungsmaterialien können
ausschließlich Werkstoffe aus Viton oder Kalrez zum Einsatz kommen (Schmid et al., 2005).
Ein besseres, alternatives Lösungsmittel konnte bis jetzt aber noch nicht gefunden werden.
Ethyloleat scheint etwas schlechter zu sein, hat aber wahrscheinlich andere Vorteile, z.B. in
Hinblick auf Sicherheits-, Gesundheit-, und Umweltaspekte (Bühler, 2006).
5.3. Auffangbehälter beim Prozess mit Pertraktion
Im Idealfall laufen die Pertraktion und damit die integrierte Produktisolierung, d.h. ohne
Zwischenbehälter, effizient ab. Dadurch wird die Produkttoxizität unterbunden und es erhöht
sich die Stabilität des Biokatalysators entsprechend.
Eine genaue Prozessführung kann wegen der fehlenden Daten nur schwer festgelegt werden.
Der Auffangbehälter zwischen dem Fermenter und der Extraktionsanlage wurde deshalb nicht
vorgesehen, wird aber aufgrund der bisher erreichten Extraktionsleistung in den
Prozessmodellen mit Pertraktion eingesetzt (vgl. Abb. 4).
Das Styrol müsste zugefüttert werden. Und das extrahierte Styrol müsste rezykliert werden.
Für BEHP wären im Idealfall die Styroloxidkonzentrationen im Extraktionsmittel gleich hoch
wie im Reaktor. Deshalb müsste man die Brühe wohl auch aufarbeiten und das BEHP müsste
rezykliert werden.
Eine Kompromisslösung könnte eine Kombination einer integrierten Produktisolierung mit
Pertraktion und einer konventionellen Aufarbeitung sein, wo die Brühe am Ende der
Biotransformation zuerst geerntet und dann weiter aufgearbeitet wird.
32
5.4. Prozessvarianten mit superkritischen Fluiden
Bei einem Prozess mit der Extraktion und Chromatographie mit überkritischen CO2 stellt sich
die Frage, ob eine selektive Mikrofiltration notwendig ist. Die Frage ist aufgrund der
Ergebnisse der qualitativen Vorversuche mit SFE und SFC berechtigt, wonach Styrol und
Styroloxid durch SFE problemlos aus BEHP sowie aus der Emulsion gewonnen werden
können (Schmid et al., 2005). Basierend auf der gewonnenen Erkenntnis könnte die
Prozessstrategie so aussehen: Biotransformation, Zentrifugation und/oder Mikrofiltration zur
Zellrückhaltung, SFE zur Produktgewinnung aus der organischen Phase und SFC zur
Produktaufreinigung.
Eine selektive Mikrofiltration wäre vermutlich die bessere Alternative. Es ist aber nicht
einfach, eine leistungsfähige und selektive Mikrofiltration zu entwickeln. Eine solche
selektive Mikrofiltration ist komplizierter bzw. technisch aufwendiger als eine konventionelle
Mikrofiltration zur Zellabtrennung.
Deshalb könnte folgende Überlegung interessant sein: Falls die selektive Filtration (noch)
nicht funktioniert, kann man mit einer konventionellen Mikrofiltration die Zellen abtrennuen,
wobei die BEHP/Wasser-Emulsion als Filtrat inkl. des Produkts durch die Membran fließt.
Das Produkt wird dann mittels SFE aus dem Filtrat gewonnen und mittels SFC aufgereinigt.
Eine andere Prozessstrategie könnte wie folgt aussehen: durch Mikrofiltration wird die
Zellbiomasse abgetrennt. Hier fließt die Emulsion als Filtrat durch die Membran durch.
Anschließend wird eine Zentrifuge zur Emulsionstrennung eingesetzt. Der Ansatz basiert
auch auf konventionellen Methoden wie Mikrofiltration und Zentrifugation. Ein anderer
Vorteil ergibt sich dadurch, dass SFE nur die organische Phase aufarbeitet, nicht die gesamte
Emulsion mit Wasser.
5.5. Anlagenauslegung und Investitionen
Auf der Basis einer früheren Publikation (Mathys et al., 1999; beruht auf 10 000 jato) wurden
die Kosten eines 1000 jato-Prozesses abgeschätzt. Daraus wurde festgestellt, dass die
Investitionen bedeutend niedriger sind und der unterschiedliche Maßstab nicht mehr als eine
ganze Größenordung ausmachen sollte (Bühler, 2006). Für die aktuelle Studie werden die
Prozessmodelle auf eine Produktionsrate von 100 jato ausgelegt.
Es stellt sich nun die Frage, warum die Investitionen von Mathys et al. (1999) bedeutend
niedriger sind. Zur Beantwortung dieser Frage wurde eine Ursachenforschung durchgeführt.
Die Unterschiede in den Investitionen könnten auf drei Hauptursachen zurückzuführen sein:
33
unterschiedliche Preise für die einzelnen Apparate, unterschiedliche Faktoren zur Ermittlung
der Investition und unterschiedliche Anlagenauslegungen
5.5.1. Preise für die einzelnen Equipments
Tab. 8 stellt exemplarisch die Unterschiede zwischen Preisangaben für Apparate von Mathys
et al. (1999) und den entsprechenden Defaultwerten in SuperPro-Designer für das Jahr 2006,
die in dieser Arbeit verwendet werden, dar.
Tab. 8. Gegenüberstellung von Preisen für Apparate in Mathys et al. (1999) und Defaultwerten in SuperPro-Designer für das Jahr 2006.
Mathys et al. (1999) SuperPro-Designer (2006)
Bezeichnung Größe Preis ($) Bezeichnung Größe Preis ($)
1 Medium Mix Tank 10 m³ 25 000 Blending Tank 5,5 m³ 188 000
Receiver Tank 11 m³ 68 000
2 Compressor 22 000 Compressor 56 000
Compressor 16 000
3 Seed Tank 1,3 m³ 260 000 Seed Tank 0,62 m³ 465 000
4 Fermentor 13 m³ 600 000 Fermentor 4,8 m³ 620 000
Aus Tab. 8 lassen sich folgende Erkenntnisse gewinnen: Der Behälter Blending Tank , was
gleich oder vergleichbar mit Mix Tank ist, mit der Größe von 5,5 m³ kostet in SuperPro-
Designer etwa 7,5 mal mehr als der Medium Mix Tank mit der Größe von 10 m³. Die etwas
billigere Variante (Receiver Tank, 11 m³) kostet nach dem Defaultwert von SuperPro-
Designer immerhin ca. 2-3 mal mehr. Aus dem Preisvergleich für Kompressoren, was leider
ohne Angabe über die Größe bzw. die Kapazität ist, lässt sich feststellen, dass Kompressoren
bei Mathys et al. (1999) immer billiger sind. Mit dem halben Preis erhielten Mathys et al.
(1999) einen 2 mal größeren Animpfreaktor und für den gleichen Preis erhielten sie einen 2-
3 mal größeren Fermenter.
5.5.2. Faktoren zur Ermittlung der Investition
Zur Ermittlung der Investition auf Basis der Anschaffungskosten von Hauptapparaten wird
die gleiche Methode mit Faktoren verwendet. Tab. 9 stellt die verwendeten Faktoren von
Mathys et al. (1999) und in dieser Studie dar. Zum Vergleich werden auch die
vorgeschlagenen Faktoren von Heinzle et al. (2007) und Peter und Timmerhaus (2003), sowie
die Defaultwerte von SuperPro-Designer dargestellt.
34
Tab. 9. Faktoren zur Ermittlung der Investition
Heinzle et al. (2007)
Mathys et al. (1999)
aktuelle Studie min. max.
SuperPro-Designer
P&T (2003)
Installation 0,12 0,47* 0,25* 0,55* 0,47* 0,36
Rohrleitungen 0,07 0,68 0,3 0,8 0,35 0,32
Instrumentierung 0,08 0,26 0,08 0,5 0,4 0,40
Isolierung - 0,08 0,08 0,09 0,03 -
Elektrisches System 0,10 0,11 0,1 0,4 0,1 0,20
Gebäude 0,25 0,45 0,1 0,7 0,45 0,20
Hof/Gelände 0,18 0,15 0,1 0,2 0,15 0,08
Zusatzseinrichtungen 0,20 0,55 0,4 1 0,4 0,60
Gesamtfaktor 1,00 2,75 1,41 4,24 2,35 2,16 * die Faktoren für Installation sind apparate-spezifisch; P&T steht für Peter und Timmerhaus (2003)
Zu den Faktoren kommen noch Faktoren für Engineering, Construction, Contractor's Fee,
und Contingency, sowie Working Capital, Start Up und Validation. Für die genannten
Faktoren wird auf einen tabellarischen Vergleich, wie in Tab. 9, aufgrund der
unterschiedlichen Ausführungen verzichtet. Die Gesamtfaktoren kann man aber empirisch aus
Anschaffungskosten und Gesamtinvestition ermitteln (Tab. 10).
Tab. 10. Ermittlung und Vergleich der Gesamtfaktoren
Mathys et al. (1999) für 10 kilo jato
Standardprozess für 100 jato
Anschaffungskosten 55 688 000 4 623 000
Investition 155 600 000 35 098 000
Gesamtfaktor 2,79 7,59
Tab. 9 zeigt deutlich, dass Mathys et al. (1999) wesentlich kleiner Multiplikatorenwerte für
ihre Studie verwendet hatten, die insgesamt (1) sogar noch kleiner als der Minimumwert von
Heinzle et al. (2007) (1,41) sind. Für die aktuelle Studie werden Faktoren verwendet, die etwa
gleich mit den Defaultwerten von SuperPro-Designer und mit den vorgeschlagenen Werten
von Peters und Timmerhaus (2003) sind. Mit Berücksichtigung von anderen Kosten wie
Engineering, Construction, Contractor's Fee, und Contingency, sowie Working Capital, Start
Up und Validation ist der Unterschied noch deutlicher (2,79 gegenüber 7,59, Tab. 10).
35
5.5.3. Unterschiedliche Anlagenauslegungen
Der erste Schritt der Untersuchung der Auswirkung der unterschiedlichen Auslegungen ist
eine einfache Maßstabvergrößerung des Standardprozessmodells der Styrol-Epoxidierung von
100 jato auf 10 kilo jato. Tab. 11 stellt Vergleich der Investitionen für die gleiche
Jahresproduktion (10 kilo jato) mit den verwendeten Faktoren und mit gleichen
Gesamtfaktoren dar.
Tab. 11. Vergleich der Investitionen für die gleiche Jahresproduktion (10 kilo jato) mit den bisherigen Faktoren und Szenarien mit gleichen Gesamtfaktoren
Mathys et al. (1999) Standardprozess
Anschaffungskosten 55 688 000 61 425 000
Investition 155 600 000 464 538 000
Gesamtfaktor (GF) 2,79 7,56
mit GF von 2,79 155 600 000 171 629 974
mit GF von 7,56 421 150 869 464 538 000
Bei der gleichen Auslegung bzw. Jahresproduktion liegen die Anschaffungskosten bzw.
Purchase Costs (Summe der Kaufpreise für Anlagenteilen) nicht weit voneinander. Dabei
beträgt der Unterschied nur ca. 10 %, was klar innerhalb der vermutlichen Schätzgenauigkeit
liegt . Die Gesamtinvestitionen der beiden Prozessmodelle sind aber durch die verwendeten
Faktoren extrem unterschiedlich. Die Gesamtinvestition des Standardprozessmodell (ca. 465
Mio. $) ist ca. 3 mal höher als die von Mathys et al. (1999) (ca. 156 Mio. $). Der große
Unterschied ist deutlich auf die verwendeten Faktoren zurückzuführen. Mit gleichen Faktoren
würden die Investitionen der beiden Prozessmodelle gleicher Jahresproduktion (für 10 kilo
jato) in gleicher Größenordnung liegen. Offensichtlich hängt die Investition stark von der
Auslegung ab.
Zur Ergänzung wurde die Auswirkung der Auslegung bzw. der Produktionsmenge auf die
spezifischen Betriebskosten und andere ökonomische Größen analysiert. Durch die
Maßstabvergrößerung von 100 jato auf 10 kilo jato ändern sich die spezifischen
Betriebskosten von ca. 110 $/kg Produkt auf ca. 14 $/kg. Die Wahl der Prozessvariante hat
hier eine deutliche Auswirkung sowohl auf die Investition als auch auf die spezifischen
Betriebskosten.
36
5.6. Abschätzung der Personalkosten
Es wurde auch eine kleine Vergleichstudie bezüglich der Personalkosten durchgeführt. Dabei
wurden zwei unterschiedliche Ermittlungsmethoden verwendet, nämlich über die benötigten
Mann-Stunden auf der Operationsebene (in SuperPro-Designer für die aktuelle Arbeit) und
über die benötigten Arbeitskräfte pro Schicht bezüglich des Gesamtprozesses wie in der
Arbeit von Mathys et al. (1999).
Wegen der unterschiedlichen Faktoren (bei der Arbeit von Mathys et al. (1999) wurde nur ein
einziger Supervisionsfaktor von 0,15 verwendet) und aufgrund der unterschiedlichen
Auslegungen (100 mal größer) ist ein Vergleich der ermittelten Personalkosten schwierig.
In SuperPro-Designer wird insgesamt ein Faktor von 2,3 verwendet. Der Gesamtfaktor setzt
sich zusammen aus: Benefits Factor von 0,4, Operating Supplies Factor von 0,1, Supervision
Factor von 0,6 und Administration Factor von 0,2. Aus dem Basisstundenlohn von 30 $/h
und mit dem Faktor erhält man in SuperPro-Designer 6.0 Personalkosten von 69 $/h.
Der Basislohn von 30 /h entspricht folgender Angabe für das Jahr 2004: „In der
Chemiebranche schlug eine Mannstunde in den USA mit 24 Euro zu Buche, ein japanischer
Unternehmer zahlte im Heimatland 28,45 Euro, in England waren es 33 Euro und im
Nachbarland Frankreich 35,61 Euro. Am Standort Deutschland dagegen waren 41,57 Euro
nötig, um einen Mitarbeiter der Chemiebranche eine Stunde lang zu bezahlen.“ (Editorial von
Chemie Ingenieur Technik 8/2006).
Es ist offensichtlich, dass der hohe Unterschied in den spezifischen Personalkosten der beiden
Prozessmodelle (von Mathys et al. (1999) und Styroloxidprozessmodell) eher auf diese
Faktoren als auf die ermittelten Stunden zurückzuführen ist. Pro Stunde werden beim
Standardprozessmodell durchschnittlich knapp 6 Personen benötigt. Beim Prozessmodell von
Mathys et al. (1999) wurden 11 Personen pro Schicht eingesetzt.
Der Unterschied in den spezifischen Personalkosten ist möglicherweise auch auf die
Auslegungsunterschiede zurückzuführen. Man muss hier aber überprüfen, ob das Ergebnis
plausibel ist. Es ist gut möglich, dass die ermittelten Personalkosten zu statisch gegenüber
einer Anlagenauslegung sind.
Die beiden Methoden zur Abschätzung von Personalkosten haben jeweils Vor- und Nachteile.
Man kann die Personalkosten einfacher über die benötigten Arbeitskräfte pro Schicht
abschätzen. Die eine kann zur Validierung der anderen Methode verwendet werden. Welches
Ergebnis am Ende rauskommt, hängt eher von den Basiswerten und den Faktoren ab, die von
Modellentwicklern eingegeben werden.
37
5.7. Maßstabvergrößerung bzw. Anlagenauslegung
Die Maßstabvergrößerung von Prozessvarianten ist im Modell leicht durchzuführen. In der
Realität ist diese jedoch oft nicht einfach, da sie von vielen Faktoren abhängig bzw. limitiert
ist. Ein Beispiel dafür ist die Limitierung durch Sauerstoffeintrag. Einerseits bedeutet das,
dass man bei der Maßstabvergrößerung mit Prozessmodellen auch technische Dinge beachten
sollte, andererseits kann man durch Prozessmodellierung mögliche Auswirkungen von
vermuteten technischen Problemen durch die Modellierung und Simulation verschiedener
Szenarien vorhersagen und damit leichter analysieren. Es ist bekannt, dass ein Prozess
normalerweise nur ab einer bestimmten Produktionskapazität wirtschaftlich sein kann. Um
diese Mindestproduktionskapazität zu ermitteln, hilft normalerweise ein Prozessmodell. Hier
wird deutlich, dass Prozessmodellierung und experimentelle Versuche sich gut ergänzen. Die
eine Seite profitiert von der anderen.
66.. FFAAZZIITT
Drei Prozessvarianten der biokatalytischen Epoxidierung von Styrol zu (S)-Styrol und ein
chemischer Produktionsprozess mit Hilfe des Jacobsen-Katalysators wurden modelliert und
nach ökologischen und ökonomisch Aspekten evaluiert.
Das chemische Prozessmodell zeichnet sich durch kurze Batch-Dauer und kleines
Reaktionsvolumen und damit durch eine niedrige Investition aus, hat aber deutlich höhere
spezifische Betriebskosten gegenüber dem biokatalytischen Standardprozessmodell. Die
hohen spezifischen Betriebskosten sind auf den Verbrauch an und den Preis für Co-Salen
zurückzuführen. Im Vergleich zu den biokatalytischen Prozessmodellen hat das chemische
Prozessmodell ein deutlich größeres Gefährdungspotential hinsichtlich der Sicherheits-,
Gesundheits- und Umweltaspekte.
Die biokatalytischen Prozessmodelle sind im Allgemeinen ökologisch interessant und haben
zusätzlich ein großes ökonomisches Potential. Weitere Optimierungsarbeiten sind aber
notwendig, um die Prozesse insbesondere durch Biokatalysator- und Prozess-Engineering
ökonomisch und ökologisch noch attraktiver zu machen.
Bei den biokatalytischen Prozessmodellen verursacht BEHP das größte Gefährdungspotential
hinsichtlich der Sicherheits-, Gesundheits- und Umweltaspekte. BEHP soll deshalb möglichst
komplett zurückgeführt werden. Wegen werkstoffschädigender Eigenschaften von BEHP ist
bei der Anlagenplanung insbesondere auf die Beständigkeit sämtlicher Anlagenkomponenten
zu achten. BEHP stellt sich somit als eine Herausforderung bei der Entwicklung der
38
Aufarbeitungsprozesse heraus. Aus den oben genannten Gründen sollte nach Alternative zu
BEHP gesucht werden. Solche Erkenntnisse sollen in möglichst frühen Entwicklungsphasen
erkannt werden. Dieses Beispiel zeigt die Wichtigkeit einer integrierten Prozessentwicklung,
in der man Aspekte des Gesamtprozesses inklusive der möglichen Aufarbeitung bereits bei
der Optimierung der Bioreaktionen mit einbezieht.
Im jetzigen Entwicklungsstand ist aufgrund der niedrigen Extraktionsleistung noch keine
integrierte Produktisolierung möglich. Die erwarteten positiven Effekte einer integrierten
Produktisolierung lassen sich deshalb weder experimentell noch durch Modellierung
bestätigen. Bei den Prozessmodellen mit Pertraktion wurde eine 5mal höhere
Extraktionsleistung angenommen als bisher experimentell erreicht wurde. Mit dieser
Extraktionsleistung und mit einem Dauereinsatz der Pertraktionsanlage während der gesamten
Batch-Dauer zeigt sich das ökonomische Potential dieses Verfahrens. Mindestens eine ca. 10-
15mal höhere Extraktionsleistung als die bisher erreichte (0,5 g / m2 h) ist schätzungsweise
notwendig, damit man daraus eine gute Prozessalternative erhalten kann.
Basierend auf den Ergebnissen des Standardprozessmodells und mit Abschätzungen durch
Experten wurde die erste Stoffbilanz für das Prozessmodell mit der SFE und SFC erstellt und
daraus das Umweltbelastungspotential ermittelt. Das zusätzliche Umweltbelastungspotential
durch den Verlust an CO2 als Extraktionsmittel bzw. mobile Phase ist nicht signifikant, da der
Verlust ziemlich gering ist (Massenindex = 0,2 kg/kg P). Andererseits ist durch die scCO2-
Technologie ein niedrigerer Produktverlust bei der Aufarbeitung zu erwarten. Die bisherigen
Versuche sind qualitativ und im analytischen Maßstab. Dies lässt noch keine vernünftige
ökonomische Evaluierung zu. Quantitative Versuche im Pilotmaßstab sind für die weitere
Prozessentwicklung notwendig.
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41
AANNHHAANNGG Anhang 1: Beispiele von VBA-Macros für die direkte Datenübertragung zwischen Excel
und SuperPro-Designer
'in Module 1
Function DocumentObject() As Object
Dim spfFileOne As String
spfFileOne = Range("B3")
Set DocumentObject = GetObject(spfFileOne)
End Function
'in Module 2
Dim DocObj1 As Object
Dim str As String
Dim var1 As Variant
Dim var2 As Variant
Dim str1 As String
Dim str2 As String
'SetAndGet Price of Catalyst
Function SetAndGetCatPrice(InDouble As Double)
str = Range("D5")
var1 = CDbl(InDouble)
Set DocObj1 = DocumentObject()
DocObj1.SetIngredientVarVal str, VarID.purchasingPrice_VID, var1
DocObj1.GetIngredientVarVal str, VarID.purchasingPrice_VID, var2
SetAndGetCatPrice = var2
End Function
'Get Unit Operating Cost
Function GetMPC(InDouble) As Double
Dim dblVal As Double 'declare a double datatype
str = Range("D5")
42
var1 = CDbl(InDouble)
Set DocObj1 = DocumentObject()
DocObj1.SetIngredientVarVal str, VarID.purchasingPrice_VID, var1
DocObj1.DoMEBalances var1
DocObj1.DoEconomicCalculations
DocObj1.GetFlowsheetVarVal VarID.mainRevenueCost_VID, var1
dblVal = CDbl(var1) 'double or float
GetMPC = dblVal
End Function
'Get ROI
Function GetROI(InDouble) As Double
Dim dblVal As Double 'declare a double datatype
str = Range("D5")
var1 = CDbl(InDouble)
Set DocObj1 = DocumentObject()
DocObj1.SetIngredientVarVal str, VarID.purchasingPrice_VID, var1
DocObj1.DoMEBalances var1
DocObj1.DoEconomicCalculations
DocObj1.GetFlowsheetVarVal VarID.ROI_VID, var1
dblVal = CDbl(var1) 'double or float
GetROI = dblVal
End Function
'Get IRR after Tax
Function GetIRRAT(InDouble) As Double
str = Range("D5")
var1 = CDbl(InDouble)
Set DocObj1 = DocumentObject()
DocObj1.SetIngredientVarVal str, VarID.purchasingPrice_VID, var1
DocObj1.DoMEBalances var1
DocObj1.DoEconomicCalculations
'Get the new IRR After Taxes
DocObj1.GetFlowsheetVarVal VarID.IRR_AfterTaxes_VID, var1
43
GetIRRAT = CDbl(var1) 'double or float
End Function
' in Module 3
Dim DocObj1 As Object
Dim str As String
Dim var1 As Variant
Dim var2 As Variant
Dim str1 As String
Dim str2 As String
Function AnnCost(InDouble) As Double
Dim dblVal As Double 'declare a double datatype
str = Range("D5")
var1 = CDbl(InDouble)
Set DocObj1 = DocumentObject()
DocObj1.SetIngredientVarVal str, VarID.purchasingPrice_VID, var1
DocObj1.DoMEBalances var1
DocObj1.DoEconomicCalculations
DocObj1.GetFlowsheetVarVal VarID.annualOperCost_VID, var2
dblVal = CDbl(var2) 'double or float
AnnCost = dblVal
End Function
Function RMatCost(InDouble) As Double
Dim dblVal As Double 'declare a double datatype
str = Range("D5")
var1 = CDbl(InDouble)
Set DocObj1 = DocumentObject()
DocObj1.SetIngredientVarVal str, VarID.purchasingPrice_VID, var1
DocObj1.DoMEBalances var1
DocObj1.DoEconomicCalculations
DocObj1.GetFlowsheetVarVal VarID.rawMaterialsCost_VID, var2
dblVal = CDbl(var2) 'double or float
44
RMatCost = dblVal
End Function
Function Invest(InDouble) As Double
Dim dblVal As Double 'declare a double datatype
str = Range("D5")
var1 = CDbl(InDouble)
Set DocObj1 = DocumentObject()
DocObj1.SetIngredientVarVal str, VarID.purchasingPrice_VID, var1
DocObj1.DoMEBalances var1
DocObj1.DoEconomicCalculations
DocObj1.GetFlowsheetVarVal VarID.totalInvestment_VID, var2
dblVal = CDbl(var2) 'double or float
Invest = dblVal
End Function
45
Anhang 2: Kriterien und Klassengrenzen der Wirkungskategorien. I = Inputskategorie,
O = Outputskategorie (Heinzle et al., 2006).
Wirkungskategorie I/O Klasse A Klasse B Klasse C
Landverbrauch (Land Use) I ≥ 100 m2 kg-1 ≥ 10 m2 kg-1 und < 100
m2 kg-1 < 10 m2 kg-1
Verfügbarkeit von Rohstoffen (Raw Material Availability)
I
keine erneuerbaren Ressourcen,
erwartete Erschöpfung innerhalb von 30 J.
keine erneuerbaren Ressourcen, erwartete
Erschöpfung in 30-100 J.
erneuerbare Ressourcen
oder erwartete Erschöpfung > 100 J.
Komplexität der Synthese (Complexity of the Synthesis)
I > 10 Synthesestufen 3-10 Synthesestufen < 3 Synthesestufen
Brand- und Explosionsgefahren (Thermal Risk)
I/O R 1- 9, 11, 12, 14-19, 30, 44; Kennz.: F+, E;
R 10; Kennz.: F, O, R10;
Keine oder vernachlässigbare
Brand- und Explosionsgefahr
Akute Toxizität (Acute Toxicity) I/O
Kennz. T+, T; R 23-29, 31, 32, 35, 39,
42, 43, 50; CH-Giftkl.: 1, 2;
Kennz. Xn, Xi, C; R 20-22, 34-38, 41, 63,
65-67; CH-Giftkl.: 3, 4;
CH-Giftkl.: 5 o. frei;
Chronische Toxizität (Chronic Toxicity) I/O
MAK: < 1 mg/m3; R 33, 40, 45-49, 60, 61,
64; Kennz. T, T+,
MAK: 1-10 mg/m3; R 53, 58, 62, 63;
Kennz. Xn, Xi MAK: > 10 mg/m3
Biologisches Risiko (Biological Risk) I/O
BioStoffV: RG 3 oder RG 4
GenTG: S3 oder S4
BioStoffV: RG 2; GenTG: S2
BioStoffV: RG 1; GenTG: S1;
Ökotoxizität (Ecotoxicity) O
R 50 WGK 3
R 51, 52, 54-57;
WGK 2
WGK 1 oder nicht Wasser gefährdend
Potential für globale Erwärmung (Global Warming Potential (GWP))
O GWP > 20 GWP < 20 keine klimarelevante Wirkung bekannt
Ozon-Abbaupotential (Ozone Depletion Potential (ODP))
O ODP > 0,5 ODP < 0,5 keine ozonabbauende Wirkung bekannt
Versauerungspotential (Acidification Potential (AP))
O AP > 0,5 AP < 0,5 kein
Versauerungspotential bekannt
Ozonbildungspotential (Photochemical Ozone Creation Potential (POCP))
O POCP > 30 oder NOx
30 > POCP > 2 POCP < 2
o. keine Wirkung bekannt
Geruch (Odour) O Geruchsschwellenwert <10 mg/m3
Geruchsschwellenwert < 500 mg/m3
Geruchsschwellenwert > 500 mg/m3
o. kein Geruchsbildner
Überdüngungspotential (Eutrophication Potential) O N-Gehalt > 0,2 oder
P-Gehalt > 0,05
N-Gehalt < 0,2 oder P-Gehalt < 0,05 oder oder C-Gehalt > 0,2
N- und P-freie Verbindungen
Kennz. – Kennzeichnung durch Gefahrensymbole; R = R-Sätze; CH-Giftkl. = Schweizer Giftklassen; MAK = Maximale; WGK = Wassergefährdungsklasse
ANHANG 3
Ökoeffizienzstudie der
BASF
1
Ökoeffizienz-Analyse
Enantiomerenreines (S)-Styroloxid
Dr. P. Saling, BASF AG, GUP/CE - Z 570
im Auftrag der Deutschen Bundesstiftung Umwelt, DBU in Osnabrück, dem Department of Biochemical andChemical Engineering, University of Dortmund und dem Forschungsbereich GV
Ludwigshafen, März 2007
Unter Mitwirkung von:Prof. Dr. A. Schmid, Universität DortmundDr. B. Bühler, Schmid, Universität Dortmund Dr. M. Breuer, BASF, GVDr. R. Stürmer, BASF, GV
2Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseZusammenfassung
Die vorliegende Ökoeffizienz-Studie vergleicht die Nachhaltigkeit von alternativen Prozessen zur Synthese von (S)-Styroloxid. Dabei werden Prozesse mit Einsatz der Styroloxigenase einem Jacobson-Prozess gegenüber gestellt.
Beide Alternativen weisen die gleiche Ökoeffizienz im Base case auf. Der Jacobsonprozess weist eine geringere Umweltbelastung auf, der Oxigenaseprozess hat günstigere Kosten.
Die Szenarienbetrachtung zeigt Vorteile der Jacobson-Alternativen bei häufigerer Nutzung des Katalysators und bei Gutschrift des Nebenproduktes (S)-Phenylglycol.
Die Szenarienbetrachtung zeigt aber auch Potenziale für den Oxigenaseprozess, besonders wenn BOD-Emissionen und der Einsatz von BEHP zurückgefahren werden. Dann kann dieser Prozess die ökoeffizienteste Position einnehmen, insbesondere wenn beide Maßnahmen kombiniert werden. Einen geringeren aber auch positiven Einfluss erzielt man, wenn beispielsweise Glucosemengen und Styrolmengen reduziert werden können.
3Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseEmpfehlungen aus Sicht der
Ökoeffizienz-Analyse
Die aufgezeigten Potenziale beider Alternativen sollten genutzt und überprüft werden, um noch bessere Forschungsergebnisse zu erzielen.
Weitere Kennzahlen auch im Hinblick auf eine industrielle Umsetzung sollten generiert werden, Technikumsversuche in größerem Maßstab sollten folgen.
Der Aufbau eines Ökoeffizienz Internet-Managers sollte eine Vielzahl von Einzelmaßnahmen überprüfen und Forschungsaktivitäten durch schnelle Ergebnisdarstellungen wirkungsvoll unterstützen.
4Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseMotivation der
Ökoeffizienz-Analyse
Der Nachweis der Nachhaltigkeit von Produkten und Verfahren über den gesamten Lebensweg wird in Zukunft eine zunehmend wichtigere Rolle spielen. Dieser Nachweis kann mit der vorliegenden Ökoeffizienz-Analyse geführt werden. Forschungsaktivitäten als auch Strategieentscheidungen können durch diese Analyse begleitet und unterstützt werden. Der DBU können quantitative Daten zur weiteren Entscheidungsfindung an die Hand gegeben werden.Der Vergleich erfolgt in Gegenüberstellungen der verschiedenen Technologien bezogen auf definierte Produkte. Die Studie kann weiterhin dazu genutzt werden, beide Alternativen systematisch zu optimieren und zukunftsgerichtet weiter zu entwickeln. Die Ökoeffizienz-Analyse ermöglicht eine anschauliche Darstellung und Diskussion der Ergebnisse und kann behilflich sein bei der jeweiligen Entscheidungsvorbereitung zur Umsetzung der ökoeffizientesten Alternative. Damit kann ein Beitrag zur nachhaltigeren Entwicklung geleistet und die Akzeptanz zu treffender Kauf- und Investitionsentscheidungen unterstützt werden.Die Beweggründe für die Entscheidungen können mit entsprechenden Daten hinterlegt werden, die Wirksamkeit der jeweiligen Maßnahmen kann überprüft und nachvollzogen werden.
5Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseAllgemeine Angaben
Auftraggeber dieser Studie ist die DBU bzw. eine Forschungseinheit der BASF mit dem Ziel, Verfahren zum Styroloxid zu vergleichn.
Die Daten zu chemischen Produkten stammen aus den aktuellen Produktionsprozessen in Ludwigshafen und von der Universität Dortmund, AK Prof. Schmid. Weitere allgemeine Daten wurden der Boustead-Datenbankund aus verschiedenen Literaturquellen entnommen.
Der Base case betrachtet die Nebenprodukte als Abfälle, die nur energetisch verwertet werden können. Produkte, die zur Kläranlage gehen, wurden als gut abbaubar bewertet, Strommixe und Energiemixe sind Durchschnittswerte für Deutschland und Europa.
6Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
Ziel-Produktauswählen
BedarfsbezogenenNutzen bestimmen
Herstellung von 1000 kg enantiomeren-reinem(S)-Styroloxid mit einem ee > 99 %
Vergleichbare Produktedefinieren
• BiokatalytischeHerstellung mitStyrol-Monooxigenase
• JacobsenEpoxidierung mit Mn-Salz Komplexenund Kristallisation
• Chemische Herstellung über Dehydrogenase und Chlorhydrin-Epoxidierung
Alternativsysteme für die Produktionvon enantiomerenreinem (S)-Styroloxid
7Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseAlternativsysteme für die Produktion
von enantiomerenreinem (S)-Styroloxid
O
OH
Cl
O
Cl
OH
Cl
O
"DBU"
"Jacobsen"
"Chlorhydrin"
Racematspaltung"Dehydrogenase"
"Epoxid-hydrolase"
keine sinnvolle Alternative,auch wenn prinzipiell möglich
(2. Priorität)
8Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseLiteratur: Jacobson Epoxidierung
9Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
Styrol
Produktion
Fermentation
Entsorgung
EmissionenGlucose
Abfälle /Verbrennung
Gebrauchsphase
Phosphatsalze
Chlorid-und Sulfatsalze
Produkt-aufbereitung
Systemgrenzen: BiokatalytischeHerstellung
Ammoniumsalze
Elektr. Strom
Dampf
Stickstoff
Kälte
Katalysator/Co-Enzym/Bakterium
BEHP
Biomasse
Produkt-abtrennung
Produkt-reinigung
Kläranlage
10Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
Styrol
Produktion
ChemischeSynthese
Entsorgung
EmissionenJacobson-Katalysator
Abfälle /Verbrennung
Gebrauchsphase
Produkt-aufbereitung
Systemgrenzen: Jacobsen Epoxidierung mit Mn-Salz Komplexen und Kristallisation
Elektr. Strom
Dampf
Stickstoff
Kälte
Methylenchlorid
Methanol
Produkt-abtrennung
Produkt-kristallisation
Kläranlage
11Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
Acetophenon
Produktion
Reduktion
Entsorgung
EmissionenChlor
(ω)-Chlor-acetophenon Abfälle /
Verbrennung
Gebrauchsphase
Phosphatsalze
Chlorid-und Sulfatsalze
Cyclisierung
Systemgrenzen: Chemische Herstellung über Dehydrogenase und Chlorhydrin-Epoxidierung
Ammoniumsalze
Elektr. Strom
Dampf
Stickstoff
Kälte
Dehydrogenase Produkt-abtrennung
Produkt-reinigung
Kläranlage
12Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
Ergebnisse der Ökologie-Bewertung
13Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseEnergieverbrauch
0
100000
200000
300000
400000
500000
600000
700000
800000
Styroloxigenase Jacobson-Epoxidierung
MJ/
NE
(R)-StyroloxidCo-Acetat Jacobson-KatalysatorSalen-Co-KatalysatorDi-tert-Butyl salicylaldehydEnergie, Ver- und EntsorgungMediumÜbrige RohstoffeDOPStyrol
14Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseEnergieverbrauch
- Einzeldiagramm
440000
445000
450000
455000
460000
465000
470000
475000
Styroloxigenase
MJ/
NE
(S)-Phenylglycol, (S)-Phenoxyethanol
Electricity use - BASF
Steam distribution - BASF
Methanol, rein
Styroloxid, Phenyloxiran
15Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseAnmerkungen zum
Energieverbrauch
Das Verfahren Styroloxigenase weist wesentliche Energieverbräuche bei den übrigen Rohstoffen und bei der Verwendung von DOP auf.
Das Verfahren der Jacobson-Epoxidierung weist wesentliche Energieverbräuche in der R-Styroloxid-Stufe auf.
-
0,20
0,40
0,60
0,80
1,00
Styroloxigenase Jacobson-Epoxidierung
16Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseVergleich der normierten
Stoffverbräuche
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
Styroloxigenase Jacobson-Epoxidierung
kg/(a
*Mio
t)1/
2/N
E
SandBauxitKalksteinEisenerzPhosphatSchwefelNaClBraunkohleGasÖlKohle
17Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseLuftemissionen –
Treibhauseffekt (GWP)
-5000000
0
5000000
10000000
15000000
20000000
25000000
Styroloxigenase Jacobson-Epoxidierung
g C
O2-
Äqu
ival
ent/N
E
(R)-StyroloxidCo-Acetat Jacobson-KatalysatorSalen-Co-KatalysatorDi-tert-Butyl salicylaldehydEnergie, Ver- und EntsorgungMediumÜbrige RohstoffeDOPStyrol
18Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseLuftemissionen –
Sommersmog, PhotochemischesOzonbildungspotenzial (POCP)
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
70000
Styroloxigenase Jacobson-Epoxidierung
g Et
hen-
Äqu
ival
ent/N
E
(R)-StyroloxidCo-Acetat Jacobson-KatalysatorSalen-Co-KatalysatorDi-tert-Butyl salicylaldehydEnergie, Ver- und EntsorgungMediumÜbrige RohstoffeDOPStyrol
19Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseLuftemissionen-
Saurer Regen, Versauerungspotenzial (AP)
0
20000
40000
60000
80000
100000
120000
140000
160000
Styroloxigenase Jacobson-Epoxidierung
g SO
2-Ä
quiv
alen
t/NE
(R)-StyroloxidCo-Acetat Jacobson-KatalysatorSalen-Co-KatalysatorDi-tert-Butyl salicylaldehydEnergie, Ver- und EntsorgungMediumÜbrige RohstoffeDOPStyrol
20Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseLuftemissionen –
Ozonzerstörungspotenzial (ODP)
0,000
2,000
4,000
6,000
8,000
10,000
12,000
14,000
16,000
18,000
20,000
Styroloxigenase Jacobson-Epoxidierung
g FC
KW
-Äqu
ival
ent/N
E
(R)-StyroloxidCo-Acetat Jacobson-KatalysatorSalen-Co-KatalysatorDi-tert-Butyl salicylaldehydEnergie, Ver- und EntsorgungMediumÜbrige RohstoffeDOPStyrol
21Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseWasseremissionen
0
5000000
10000000
15000000
20000000
25000000
Styroloxigenase Jacobson-Epoxidierung
kriti
sche
Abw
asse
rmen
ge l
/NE
(R)-StyroloxidCo-Acetat Jacobson-KatalysatorSalen-Co-KatalysatorDi-tert-Butyl salicylaldehydEnergie, Ver- und EntsorgungMediumÜbrige RohstoffeDOPStyrol
22Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseAbfälle
0
100
200
300
400
500
600
700
Styroloxigenase Jacobson-Epoxidierung
kg/N
E
(R)-StyroloxidCo-Acetat Jacobson-KatalysatorSalen-Co-KatalysatorDi-tert-Butyl salicylaldehydEnergie, Ver- und EntsorgungMediumÜbrige RohstoffeDOPStyrol
23Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseToxizitätspotenziale-
Produktion
0
2000000
4000000
6000000
8000000
10000000
12000000
14000000
16000000
18000000
Styroloxigenase Jacobson-Epoxidierung
Toxi
zitä
tsbe
wer
tung
spun
kte
/ NE (S)-Phenylglycol, (S)-Phenoxyethanol
Styroloxid, Phenyloxiran
Methanol
Glucose
DOP
Styrol
24Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseToxizitätspotenziale-
Nutzung
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
Styroloxigenase Jacobson-Epoxidierung
Toxi
zitä
tsbe
wer
tung
spun
kte
/ NE
Styroloxid, Phenyloxiran MethanolOctanDOPStyrol
25Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseFlächenbedarf
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
Styroloxigenase Jacobson-Epoxidierung
gew
icht
eter
Flä
chen
beda
rf m
²a /N
E
(R)-StyroloxidCo-Acetat Jacobson-KatalysatorSalen-Co-KatalysatorDi-tert-Butyl salicylaldehydEnergie, Ver- und EntsorgungMediumÜbrige RohstoffeDOPStyrol
26Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
Gesamtergebnisse
27Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseÖkologie-Fingerprint
0,00
0,50
1,00Energieverbrauch
Emissionen
Toxizitätspotential
Risikopotential
Ressourcenverbrauch
Flächennutzung Styroloxigenase
Jacobson-Epoxidierung
1,0 = ungünstigste Position, günstigere Werte relativ dazu <1
28Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseKosten
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
14000
16000
Styroloxigenase Jacobson-Epoxidierung
Euro
/ N
E
FertigungskostenUmweltschutzkostenÜbrige FixkostenLohnkostenAbschreibungEnergie, Ver- und EntsorgungEinsatzstoffe
29Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseBase case: Portfolio der alternativen
Verfahren
Kunden-bezogener Nutzen:
Herstellung von 1000 kg enantiomeren-reinem(S)-Styroloxidmit einem ee > 98 %
0,4
1,0
1,60,41,01,6
Kosten (normiert)
Um
wel
tpos
ition
(nor
mie
rt)
Styroloxigenase
Jacobson-Epoxidierung
Hohe Ökoeffizienz
Niedrige ÖkoeffizienzIm Base case sind beide Alternativen gleich ökoeffizient.
30Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
Szenarien
31Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseSzenario 1: 5-malige Wiederverwendung
des Katalysators der Jacobson-Epoxidierung
Kunden-bezogener Nutzen:
Herstellung von 1000 kg enantiomeren-reinem(S)-Styroloxidmit einem ee > 98 %
0,4
1,0
1,60,41,01,6
Kosten (normiert)
Um
wel
tpos
ition
(nor
mie
rt)
Styroloxigenase
Jacobson-Epoxidierung
Hohe Ökoeffizienz
Niedrige Ökoeffizienz
Im Szenario ist die Jacobson-Epoxidierungdeutlich am ökoeffizientesten
Dunkle Kugeln:Szenario-Position im Portfolio
32Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseSzenario 2: Gutschrift für
(S)-Phenylglycin als Wertprodukt
Kunden-bezogener Nutzen:
Herstellung von 1000 kg enantiomeren-reinem(S)-Styroloxidmit einem ee > 98 %
0,4
1,0
1,60,41,01,6
Kosten (normiert)
Um
wel
tpos
ition
(nor
mie
rt)
Styroloxigenase
Jacobson-Epoxidierung
Hohe Ökoeffizienz
Niedrige Ökoeffizienz
Im Szenario ist die Jacobson-Epoxidierungdeutlich am ökoeffizientesten
Dunkle Kugeln:Szenario-Position im Portfolio
33Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseSzenario 3: 5-malige Wiederverwendung
des Katalysators plus Gutschrift für(S)-Phenylglycin als Wertprodukt
Kunden-bezogener Nutzen:
Herstellung von 1000 kg enantiomeren-reinem(S)-Styroloxidmit einem ee > 98 %
0,4
1,0
1,60,41,01,6
Kosten (normiert)
Um
wel
tpos
ition
(nor
mie
rt)
Styroloxigenase
Jacobson-Epoxidierung
Hohe Ökoeffizienz
Niedrige Ökoeffizienz
Im Szenario ist die Jacobson-Epoxidierungdeutlich am ökoeffizientesten
Dunkle Kugeln:Szenario-Position im Portfolio
34Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseSzenario 4: Halbierung des
BEHP-Einsatzes im Oxigenase-Prozess
Kunden-bezogener Nutzen:
Herstellung von 1000 kg enantiomeren-reinem(S)-Styroloxidmit einem ee > 98 %
0,4
1,0
1,60,41,01,6
Kosten (normiert)
Um
wel
tpos
ition
(nor
mie
rt)
Styroloxigenase
Jacobson-Epoxidierung
Hohe Ökoeffizienz
Niedrige Ökoeffizienz
Im Szenario ist der Oxigenase-Prozessam ökoeffizientesten
Dunkle Kugeln:Szenario-Position im Portfolio
35Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseSzenario 5: Reduktion der
BOD-Belastungim Oxigenase-Prozess um 90 %
Kunden-bezogener Nutzen:
Herstellung von 1000 kg enantiomeren-reinem(S)-Styroloxidmit einem ee > 98 %
0,4
1,0
1,60,41,01,6
Kosten (normiert)
Um
wel
tpos
ition
(nor
mie
rt)
Styroloxigenase
Jacobson-Epoxidierung
Hohe Ökoeffizienz
Niedrige Ökoeffizienz
Im Szenario sind beide Alternativen vergleichbar ökoeffizient
Dunkle Kugeln:Szenario-Position im Portfolio
36Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseSzenario 6: Reduktion der
BOD-Belastung im Oxigenase-Prozessum 90 % Halbierung des BEHP-Einsatzes
Kunden-bezogener Nutzen:
Herstellung von 1000 kg enantiomeren-reinem(S)-Styroloxidmit einem ee > 98 %
0,4
1,0
1,60,41,01,6
Kosten (normiert)
Um
wel
tpos
ition
(nor
mie
rt)
Styroloxigenase
Jacobson-Epoxidierung
Hohe Ökoeffizienz
Niedrige Ökoeffizienz
Im Szenario ist der Oxigenase-Prozessdeutlich am ökoeffizientesten
Dunkle Kugeln:Szenario-Position im Portfolio
37Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseSzenario 7: Vergleich der optimierten
Parameter der Szenarien
Kunden-bezogener Nutzen:
Herstellung von 1000 kg enantiomeren-reinem(S)-Styroloxidmit einem ee > 98 %
0,4
1,0
1,60,41,01,6
Kosten (normiert)
Um
wel
tpos
ition
(nor
mie
rt)
Styroloxigenase
Jacobson-Epoxidierung
Hohe Ökoeffizienz
Niedrige Ökoeffizienz
Im Szenario ist die Jacobson-Epoxidierungdeutlich am ökoeffizientesten
Dunkle Kugeln:Szenario-Position im Portfolio
38Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
Datengrundlagen
39Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseFließschema 1: Biokatalytische
Herstellung
Raw material storage7 lines ?
Raw material for feedContinuous sterilization Laboratory inocculum
On-line medium makeup 0,66 L/h0,33 tons/h Glucose 0,78 tons/h0,01 tons/h MgSO4*7H2O
0,45 m3/h
SteamWater mix tank
1 Seed tank2 m3 working volume
Process H2O 1,1 v v m air2,2 m3/min
Continuous sterilization 0 m3/min, cooling H20 / fermentor145°C; 90sec
3,03 m3/h
Exhaustair
Process H2O 2 Process fermentorsPower 100 m3 working volumeSteam 1,1 v v m air
Cooling H2O 110 m3/min0,1 m3/min, cooling H20 / fermentor
Sterile air 5,388 m3/h =Steam
5,658 m3/h (Max)
Continuous sterilization Waste holding bin 2,55 Decanter and holdig tank143°C; 30sec Decomposed gel 10 h settling
3 m3/h 3 d storage m3/h
40Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseFließschema 2: Biokatalytische
Herstellung
fresh BEHP fresh octane fresh styrene0,25 m3/h 0,020 m3/h 0,135 m3/h0,24 t/h 0,014 t/h 0,12254006 t/h
Exhaustair
Process H2O Apolar phase storagePowerSteam 2,33 m3/h BEHP =( 93,1 v% ) 2,08332534Cooling H2O 0,15 m3/h styrene =( 5,87 v% )
0,03 m3/h octane =( 1,06 v% )
Sterile air
2,506 m3/h
0,054 m3/h (25%ig) Caustic addition8,8 kg/h NH4OH
2,506 m3/h apolar phase2,882 m3/h polar phase
41Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseFließschema 3: Biokatalytische
HerstellungBBA 2,837 m3/h
Steam EvaporatorCondenser H2O Column height, 4,2m
Power 0,25 m dia.; 2 effects
2,729 m3/h
0,281 m3/h Decanter and holding tank10 min settling
2,450 m3/h
Hochsieder
Physikalische Daten Vacuum distillation (1)Heating Column height, 5,1m
Kp Molgewicht Dichte value Condenser H2O 0,5 m dia.; 4 trays°C g/mol kg/L MJ/kg Power
Styrene 145,2 104,1512 0,9045 LeichtsiederStyrene oxide 194,1 120,1506 1,05
2-Phenylethanol 220 122,17 1,023Octane 125,6 114,23 0,703BEHP 384 390,56 0,973
Fermenterbrühe 14,2 Mittelsieder* 15mm Hg
0,128 m3/h121,9 kg SO/h12,40 kg 2-PE/h
??Condenser H2O Vacuum distillation (2)
Power Column height, 3 m0,4 m dia.; 4 trays
0,116 m3/h121,92 kg/h
Product Holding bin(S)-Styrene oxide
1 d storage
Packaging and shipping
42Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseFließschema 4: Biokatalytische
Herstellung
0,108 m3/h Waste holding binDecomposed gel
3 d storage
2,315 m3/h2252,3 Kg/h Holding bin 2,08 m3/h
Dioctylphthalat2 d storage
0,231 m3/h wasted= 10 %
0,007 m3/h0,005 Kg/h Holding bin 0,007 m3/h
OctaneStyrene
0,012 m3/h 1 d storage 0,012 m3/h0,011 Kg/h
Product Holding bin2-Phenylethanol
0,012 m3/h 1 d storage12,40 kg/h
43Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseAllgemeine Angaben:
Fermenterbelegung
Medium Konzentration Menge Basis Cost Costmg/L t/year US$/kg US$ US$/kg Prod.
KH2PO4 13300 574,13 2,20 1263094 1,26(NH4)2HPO4 4000 172,67 2,00 345344 0,35
NH4OH (25 v%) 5000 215,84 0,30 64752 0,06Citronensäure 1700 73,39 2,00 146771 0,15
MgSO4 * 7H2O 490 21,15 1,55 32786 0,03Glucose 15000 647,52 0,38 246057 0,25
Thiamine 50 2,16 45,00 97128 0,10Kanamycin 0 0,00 1000,00 0 0,00
FeSO4 * 7 H2O 24,35 1,05 3,00 3153 0,00CaCl2 * 2 H2O 20,6 0,89 3,80 3379 0,00MnCl2 * 4 H2O 7,5 0,32 10,55 3416 0,00
ZnSO4 5,25 0,23 2,90 657 0,00H3BO3 1,5 0,06 5,80 376 0,00
Na2MoO4 * 2 H2O 1,25 0,05 7,30 394 0,00CuCl2 * 2 H2O 0,75 0,03 3,30 107 0,00
Na2EDTA*2H2O 4,2 0,18Total 2207414 2,21 US$
44Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseBewertungs-, Wichtungs- und
Auswerteschema
Wichtungsfaktoren [%]
Stoffverbrauch 20%Energieverbrauch 20%Emissionen 20%
GWP 50%ODP 20%POCP 20%AP 10%
Summe 100%
Luftemissionen 50%
Wasseremissionen 35%
Bodenemissionen 15%
Toxizitätspotenzial 20%Risikopotenzial 10%
Summe 100%
Summe 100%
Flächenbedarf 10%
45Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseRelevanz- und Rechenfaktoren
Relevanzfaktoren
21%
17%
31%
20%
10%2%
40%
57%
3%
14%2%
55%
30%
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
AP
POCP
ODP
GWP
Abfälle
Wasseremissionen
Luftemissionen
Flächenbedarrf
Risikopotenzial
Toxizitätspotenzial
Emissionen
Rohstoffe
Energie
Wichtungsfaktoren
21%
19%
26%
20%
10%4%
47%
47%
6%
32%
7%
40%
21%
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
AP
POCP
ODP
GWP
Abfälle
Wasseremissionen
Luftemissionen
Flächenbedarrf
Risikopotenzial
Toxizitätspotenzial
Emissionen
Rohstoffe
Energie
46Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
Theoretische Grundlagen der Ökoeffizienz-Analyse
47Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
• Bei den Systemgrenzen ist darauf zu achten, dass sowohl bei allen Prozessen als auch bei allen Wirkkategorien die gleichen Systemgrenzen verwendet werden.
• Prozessschritte, die bei allen betrachteten Alternativen gleich sind, werden nicht in die Systemgrenzen aufgenommen.
• So wird z. B. bei einem Verfahrensvergleich, bei dem eine jeweils identische Chemikalie X nach verschiedenen Verfahren hergestellt wird, die Nutzenphase und die Entsorgungsphase nicht berücksichtigt.
• Falls nur eine Kategorie in einer Lebenswegphase unterschiedlich ist, müssen die anderen Kategorien auch aufgenommen werden.- Bei zwei Produkten ist z. B. die Nutzenphase gleich, jedoch fallen unterschiedliche Kosten an (z. B. durch Steuern). Hier wird neben den Kosten auch die Umweltbelastung der Nutzenphase mit berechnet.
• Bei reinen Abfallverwertungsstudien (Entsorgungsstudien), bei denen verschiedene Verwertungswege eines bestimmten Abfallstroms untersucht werden, geht der Abfall ohne ökologische und ökonomische Vorlasten in das System ein. Es werden also nur die Kosten und die Umweltaspekte ermittelt, die auftreten, nachdem ein Stoffstrom ein Abfall wurde.
Systemgrenzen
48Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseErläuterungen zum
Ökoeffizienz-Portfolio nach BASF
• Zur anschaulichen Darstellung der Ökoeffizienz wurde das Ökoeffizienz-Portfolio nach BASF entwickelt.
• Die Gesamtkostenberechnung und die Berechnung des Ökologie-Fingerprints stellen eigenständige Berechnungen der ökonomischen und ökologischen Betrachtung eines Gesamtsystems mit ggf. verschiedenen Alternativen dar. Geht man davon aus, dass die Ökologie und die Ökonomie den gleichen Stellenwert in einer Nachhaltigkeitsbetrachtung einnehmen, so kann ein ökonomisch weniger vorteilhaftes System diesen Nachteil durch eine bessere ökologische Bewertung ausgleichen und umgekehrt. Alternativen, dessen Summen aus Ökonomie- und Ökologiebewertung identisch sind, gelten als gleich ökoeffizient.
• Die Rechenwerte aus dem Ökologie-Fingerprint werden mit Wichtungsfaktoren multipliziert. Man erhält so den Portfolio-Rechenwert, mit dem die Einzelkriterien in die Gesamtsumme der Umweltbewertung eingehen. Nach Addition aller Einzelkriterien erhält man die Gesamtsumme der Umweltbewertung einer Alternative. Die Auftragung in das Portfolio erfolgt dann über den Mittelwert der jeweiligen ökologischen Gesamtbelastung
Quelle für alle nachfolgenden Erläuterungen:P. Saling, A. Kicherer et al, Int. J. LCA 7 (4), 203-218, (2002)
49Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseErläuterungen zum Ökologie-
Fingerprint nach BASF
• Nach erfolgter Normierung (bzw. nach Normierung und Gewichtung bei den Emissionen und Materialverbrauch), werden die entsprechenden Rechenwerte der Wirkungskategorien in einer speziellen Auftragung, dem Ökologie-Fingerprint nach BASF, zusammengefasst. In dieser Darstellung werden ökologische Vor- und Nachteile der betrachteten Alternativen im relativen Vergleich zueinander aufgezeigt. Die Alternative mit dem Wert 1 stellt in dem betreffenden Kompartiment die ungünstigste Alternative dar, je weiter innen eine Alternative angesiedelt ist, umso günstiger ist sie.
• Die Achsen sind unabhängig von einander, so dass eine Alternative, die z.B. günstig beim Energieverbrauch abschneidet, bei den Emissionen ungünstiger abschneiden kann.
• Anhand des Ökologie-Fingerprints können Anhaltspunkte dafür gefunden werden, in welchen Bereichen Verbesserungen erzielt werden sollten, um das Gesamtsystem wirkungsvoll zu optimieren.
50Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseDie Berechnung des Energie-
verbrauchs
• Der Energieverbrauch wird über den Gesamtlebensweg ermittelt. Er beschreibt den Verbrauch an Primärenergie. Dargestellt wird die Summe der fossilen Energieträger vor Förderung und der erneuerbaren Energieträger vor Ernte bzw. Nutzung. Umwandlungsverluste aus der Strom- und Dampferzeugung werden somit erfasst. Bei BASF-Prozessen werden BASF-spezifische Daten verwendet. Bei nicht BASF eigenen Prozessen wird der UCTPE -Datensatz [1] eingesetzt. Aber auch die Berechnung spezieller Szenarien zur Strom- und Dampferzeugung, z.B. bei Standortvergleichen, ist möglich.
• Die Energieverbräuche in MJ werden den einzelnen Energieträgern zugeordnet. In der Kategorie "Energieverbrauch" erfolgt keine weitere Umrechnung in spezielle Wirkkategorien. Die berechneten Energieverbräuche aller Alternativen werden untereinander normiert, wobei die ungünstigste Alternative den Wert 1 erhält, sich die anderen Alternativen auf einer Achse von 0 bis 1 relativ dazu anordnen und eine Rangfolge bilden. Auf diese Weise werden später auch alle anderen Kategorien der Umweltbelastungsachse miteinander verglichen.
• Zur Berechnung des Gesamtenergiebedarfs wird auf den unteren Heizwert der Primärenergieäquivalente zurückgegriffen. Dabei werden die Energieträger Steinkohle, Öl, Gas, Braunkohle, Kernenergie, Wasserkraft, Biomasse und Sonstige betrachtet.
[1] Westeuropäisches Elektrizitätsverbundsystem (UNION POUR LA COORDINATION DE LA PRODUCTION ET DU TRANSPORT DE L`ÉLÉCTRICITÉ)
51Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseDie Berechnung des Energie-
verbrauchs
• Bei den Regenerativen Energien wird analog zur VDI Richtlinie 4600 (kumulierter Energieaufwand KEA) verfahren. Bei der Biomasse kommt dabei der untere Heizwert ab Feld zum tragen, bei der Wasser-, Windkraft und Photovoltaik die in elektrische Energie umgewandelte potentielle bzw. Strahlungsenergie. Dies bedeutet, dass bei Wind, Wasser und Photovoltaik nur 1 kWh Primärenergie pro produzierte kWh elektrische Energie belastet wird. Dieses Vorgehen spiegelt die Tatsache wider, dass weltweit energiesparende Techniken weiterentwickelt und favorisiert werden, solange die Energien noch über fossile und nukleare Ressourcen hergestellt werden. Energieverschwendung kann auch bei regenerativen Energien nicht hingenommen werden.
52Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseDie Bestimmung des Stoff-
verbrauchs
• Beim Stoffverbrauch wird zunächst die Masse an Rohstoffen bestimmt, die der entsprechende Prozess benötigt. Die einzelnen Materialien werden nach der Reichweite ihrer Reserven sowie anteiligen Verbrauch gewichtet [2]. Dabei werden gleichgewichtet zwei „Schutzziele“ anvisiert. Zum einen sollen diese Rohstoffe, deren Gesamtmenge (in Mio t) gering ist, besonders wenig verbraucht werden. Diese bekommen deshalb einen hohen Ressourcenfaktor. Zum anderen sollen diese Rohstoffe, die heute besonders begehrt sind, also eine geringe Reichweite besitzen, ebenfalls hoch bewertet werden. Den höchsten Bewertungsfaktor erhält also der Rohstoff, der geringe Ressourcen hat und der heute schon stark genutzt wird (z. B. Gold).
• Bei nachwachsenden Rohstoffen wird von einer nachhaltigen Bewirtschaftung ausgegangen. In dem betrachteten Zeitfenster ist deshalb die entnommene Ressource wieder nachgewachsen. Dadurch ergibt sich eine unendliche Reichweite und somit der Reservenfaktor 0. Selbstverständlich wird im Fall der nachwachsenden Rohstoffe bei nicht nachhaltiger Wirtschaftsweise (z.B. Regenwaldabholzung) mit einem entsprechenden Ressourcenfaktor gerechnet.
• Hoher Energieverbrauch kann mit niedrigem Stoffverbrauch korreliert sein, wenn erneuerbare Rohstoffe, wie Holz oder Wasserkraft eingesetzt werden. Eine vermeintliche Doppelzählung von Rohstoff- und Energieverbrauch ist bei diesen beiden Kategorien daher nicht gegeben.
• Fossile Brennstoffe fließen sowohl in den Energieaufwand (in MJ) als auch in den Ressourcenverbrauch (in kg) ein. Dies ist bewusst so gewählt. Wenn ein Liter Öl verbrannt wird, sind auf der Erde sowohl 36 MJ weniger nutzbare Energie, als auch 0,8 kg weniger Rohstoff für die Herstellung von z. B. Kunststoff.
[2] U.S. Geological Survey, Mineral Commodity Summaries, 1997; Römpp Chemie Lexikon, Thieme, Stuttgart; Institut für Weltwirtschaft, Kiel; D. Hargreaves et al, World Index of Resources and population, Dartmouth publishing, 1994; World Resources, Guide to the Global Environment, Oxford 1996; Deutsches Institut für Wirtschaftsforschung, Berlin
53Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseDie Bestimmung von
Luftemissionen
• Die Luftemissionen werden, aufgeteilt in unterschiedliche Gasarten, getrennt erfasst und über den gesamten Lebensweg aufaddiert. Bei den meisten Verfahren ist die Emission von Kohlendioxid die größte Luftemission. Mengenmäßig folgen dieser Emission häufig die Schwefel- und Stickoxide, sowie Lachgas und Kohlenwasserstoffe. Auch bei der Verwendung von Elektrizität als Energiequelle werden z.B. die Lebensweg bezogenen Emissionen ermittelt. Diese belasten in der Regel durch den Verbrauch von Primärenergiequellen den Herstellungsprozess.
• Die Wirkung dieser Luftemissionen ist je nach Emissionsart unterschiedlich in der Umwelt. Um diesem Umstand Rechnung zu tragen, werden die jeweiligen Emissionsmengen mit wissenschaftlich ermittelten Bewertungsfaktoren verknüpft [3]. Nach dieser Methodik haben z.B. die Emissionen von 21 kg Kohlendioxid den gleichen Treibhauseffekt wie 1 kg Methan. Diese so genannten Wirkkategorien werden für jede Emission angewendet. Einige Emissionen, wie z.B. die Methanemission, spielen in mehreren Wirkkategorien eine Rolle. Die Wirkkategorien, die in der Ökoeffizienz-Analyse betrachtet werden sind das Treibhauspotenzial, der Sommersmog, der saure Regen und die Ozonzerstörung.
[3] UBA-Texte 23/95
54Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseBewertung der
Wasseremissionen
Die Beurteilung der Wasserverunreinigung erfolgt mit Hilfe des Modells des “kritischen Volumens”. Es wird für bestimmte Schadstoffe das theoretische Wasservolumen berechnet, das durch die emittierte Schadstofffracht bis zum gesetzlichen Grenzwert belastet würde (kritische Belastung). Die für jeden Schadstoff errechneten Teilvolumina werden zum “kriti-schen Volumen” aufsummiert.
Die Faktoren zur Berechnung des kritischen Volumens gibt die nebenstehende Tabelle an. Als Grundlage für die Faktoren dienen die in den Anhängen zur Abwasser-verordnung (AbwV) festgelegten Anforderungen an das Abwasser für die Einleitungsstelle in das Gewässer.
Diese Grenzwerte basieren im allgemeinen auf der Re-levanz des emittierten Stoffs für die Umwelt, in einigen Fällen wurden bei der Festlegung auch technische As-pekte berücksichtigt. Trotz dieser Einschränkung bevor-zugt BASF dieses Vorgehen aufgrund von:
vollständige Datenbasis für die meisten Emissionen
großer Bekanntheitsgrad der Abwasserverordnung und breite Akzeptanz der Grenzwerte in den Anhängen.
Parameter Anhang zur Ab-wasser-verord-nung
(AbwV)
Anforde-rung an das Ab-wasser (mg/l)
Faktoren zur Berechnung
der „kriti-schen Vo-
lumina“ (l/mg)
CSB Nr. 1 75 1/75 BSB5 Nr. 1 15 1/15 N-Gesamt Nr. 1 13 1/13 NH4-N Nr. 1 10 1/10 P-Gesamt Nr. 1 1 1 AOX Nr. 9 1 1 Schwermetalle Nr. 9 ∅ 1 1 KW Nr. 45 2 ½
CSB: chemischer Sauerstoffbedarf; BSB5: bioche-mischer Sauerstoffbedarf;. N-Gesamt: Ge-samtstickstoff. NH4-N: Ammonium-Stickstoff; P-Gesamt: Gesamtphosphor; AOX: adsorbierbare or-ganische Halogenverbindungen; Schwermetalle: Summe aus Kupfer, Zink, Blei, Nickel etc. KW: Summe der Kohlenwasserstoffe
55Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseDie Bewertung des
Abfallaufkommens
• Die Ergebnisse der Sachbilanz zu Abfällen werden zu vier Abfallkategorien zusammengefasst: Sonderabfälle, hausmüllähnliche Abfälle, Bauschutt und Bergematerial. In Ermangelung anderer Beurteilungskriterien werden zur Bildung der Wirkpotenziale für Abfälle die durchschnittlichen Kosten (normiert) für die jeweilige Wiederaufbereitung, Behandlung oder Entsorgung der Abfälle herangezogen. Produktionsrückstände, die in die Verbrennung gelangen, werden gemäß der Nutzung der Verbrennungsenergie und der bei der Verbrennung entstehenden Emissionen in die Gesamtberechnung einbezogen.
56Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseDie Bewertung des
Flächenbedarfs
Die Fläche wird zwar nicht wie ein Rohstoff verbraucht, aber je nach Art, Umfang und Intensität der Nutzung werden Flächen so stark verändert, dass sie in der Leistungsfähigkeit ihrer natürlichen Bodenfunktion entscheidend beeinträchtigt oder sogar zerstört sind. Neben dem unmittelbaren Verlust an fruchtbarem Boden kommt es zu einer Reihe von Folgewirkungen z.B. Zerschneidung von Ökosystemen, Verlust von Lebensraum für Flora und Fauna etc. Die Bewertung des Flächenbedarfs erfolgt anhand einer Wichtung der Flächen je nach der Hauptnutzungsart und in Abhängigkeit zur Relevanz des Flächenbedarfs. Betrachtet werden die Nutzungen der Fläche, wie sie zur Herstellung des Kundennutzens erforderlich sind. Aufgrund der nahezu vollständigen Kultivierung der Landschaft in Europa ist die Herkunft der Flächen nicht entscheidend. Für besondere Fragestellungen (z.B. Umwandlung von Regenwald in Plantagen) kann die Betrachtung des Flächenbedarfs dahingehend problemlos erweitert werden. Die Lebensdauer setzt sich aus Bauzeit, Betriebszeit und Abbruch zusammen und wird zur Gesamtkapazität des Systems ins Verhältnis gesetzt. Beim Abbau nicht erneuerbarer Ressourcen wird die Rekultivierungszeit berücksichtigt.
Flächentyp Bewertungsfaktor
0 Natürlich Unbeeinflusste Ökosysteme 0
I Naturnah Naturnahe forstliche Nutzung, Waldgebiete, Biolandbau 1
II Halbnatürlich Halbnatürliche landwirtschaftliche Nutzung, Grünland 1,5
III Naturfern Naturferne landwirtschaftliche Nutzung, Ackerbau 2,3
IV Versiegelt Versiegelte und beeinträchtigte Fläche, technogene Gebiete
5,1
V Versiegelt & Zerteilend
Verkehrsflächen, die Ökosysteme zerteilen (Straßen, Schienen, Wasserstraßen)
7,6
57Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseDie Bewertung des
Flächenbedarfs: Beispiele
Alternative 1 Alternative 2
Rechenwert Faktor Zahlenwert Rechenwert Faktor Zahlenwert
Fläche II 4 1,5 6 2 1,5 3
Fläche III 10 2,3 23 5 2,3 11,5
Fläche IV 0,6 5,1 3,1 0,6 5,1 3,1
Fläche V 0,1 7,6 0,8 1,2 7,6 9,1
Summe 32,9 26,7
Die Rechenwerte werden gewichtet und aufsummiert. Anschließend erfolgt die Normierung sowie die Ermittlung der Relevanz.
Die Bewertung des Flächenbedarfs: Ermittlung der Zahlenwerte
Menge Fläche II Fläche III Fläche IV Fläche V Materialien m2a m2a m2a m2aPlatin ab Anreicherung 100 kg -24990,00 21680,00 2647,42 665,28Aluminium 0% Rec. 100 kg -49,59 45,39 3,43 0,91Polypropylen 100 kg -20,56 18,63 1,84 0,09Zement 100 kg -0,84 0,69 0,09 0,07
EnergieBenzin Bleifrei ab Raffinerie t -97,77 86,05 11,26 0,48Strom - Mix W-D GJ -9667,00 9374,00 260,77 32,45
58Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseBewertung der Umweltlasten:
Aggregation der Wirkungskategorien
Die ermittelten Werte der Sachbilanz und Wirkungsabschätzung (Treibhauspotenzial, Ozonzerstörungspotenzial, photochemisches Ozonbildungspotenzial, Versauerungspotenzial, verschmutzte Wassermenge, Abfallmenge, Energieverbrauch, Rohstoffverbrauch und Flächenbedarf) werden mit Bewertungsfaktoren (sog. Rechenfaktoren) zu einer Größe für die Umweltbelastungen aggregiert. Die Rechnungsfaktoren setzen sich zusammen aus:
• einem gesellschaftlichen Faktor: Welchen Wert legt die Gesellschaft auf die Reduzierung der einzelnen Potenziale?
• einem Relevanzfaktor: Welchen Anteil hat die betrachtete Emission an derGesamtemission in Deutschland?
59Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseBewertung der Umweltlasten:
Gesellschaftliche Wichtungsfaktoren (Deutschland)
Energie-verbrauch
Ressourcen-verbrauch
Flächenbedarf
Toxizitäts-potenzial
Risikopotenzial
Wasser-emissionen
35%
Abfälle15%
Luft-emissionen
50%Treibhaus-potenzial
Versauerungspotenzial
Ozonzerstörungs-potenzial
Fotochemisches Ozonbildungs-
potenzial
20%
20%
10%
20%
10%
20%
50%
20%
20%
10%
Emissionen
60Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseBewertung der Umweltlasten:
Relevanzfaktoren im Base Case
10%
20%
20%
25%
25%
62%
1%
36%
58%
14%0%
27%
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100% Energie
Rohstoffe
Emissionen
Toxizität
Risiko
Luft
Wasser
Abfall
GWP
ODP
POCP
AP
61Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
Quelle: R. Landsiedel, P. Saling, Int. J. LCA 7 (5), 261-268, (2002)
Die Bestimmung desToxizitätspotenzials
• Das Toxizitätspotenzial in der Ökoeffizienz-Analyse wird anhand eines von BASF entwickelten Bewertungsschemas bilanziert. Dabei werden grundlegende Bestimmungen der Gefahrstoffverordnung (GefStoffV) hinsichtlich der Einstufung und Kennzeichnung berücksichtigt. Diese toxikologischen Bewertungen münden in verschiedenen R-Sätzen. Jedem R-Satz bzw. jeder Kombination von R-Sätzen werden entsprechend ihres Gefährdungspotenzials in Abstimmung mit Toxikologen Rechenwerte von 0-1000 zugeordnet. So erhält beispielsweise die Einstufung R 26/27, sehr giftig , eine Punktzahl von 750 und die deutlich weniger kritische Kategorie R 35, ätzend, eine Punktzahl von 300 (siehe Beispiel nächste Seite). Anschließend wird eine Bilanzierung und Addition der berechneten Werte entlang des beschriebenen Lebensweges für alle Vor- und Zwischenprodukte durchgeführt. So erhält man ein lebenswegbezogenes Toxizitätspotenzial der jeweilig an der Ökoeffizienz-Analyse beteiligten Stoffe.
• Die berechneten Kennzahlen werden mit den eingesetzten Stoffmengen multipliziert und ergeben so die Gesamtbewertung.
• Bei der Bilanzierung der Stoffe unter „Verwendung“ werden nur die Stoffeinstufungen bilanziert, die Vorkette entfällt in diesem Teil der Bewertung, da sie schon bei der Produktion berücksichtigt wurde und in der Verwendungsphase keine Bedeutung mehr hat.
• Die Ergebnisse dieser Bewertungen werden durch dimensionslose Bewertungszahlen ausgedrückt und können anschließend über eine Normierung und Wichtung der einzelnen Lebenswegphasen miteinander verglichen werden.
• Es werden immer Potenziale berechnet. Um ein real auftretendes Risiko für den Menschen abschätzen zu können, sind zusätzliche Berechnungen zur Exposition des Menschen, zur Aufnahme des Stoffes etc. notwendig.
62Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseDie Bestimmung des
Toxizitätspotenzials: Beispiel
Einsatz: 0.5 kg
0.5*750 P = 375 PAnwendung:400 Punkte
Produktion:925 Punkte
R 26/27 = 750 Punkte, sehr giftig
R 35 = 300 Punkte,ätzend
R 20/22 = 400 Punkte,gesundheitsschädlich
R 23/25 = 550 Punkte, giftig
R 38 = 100 Punkte,reizend
Einsatz: 0.5 kg
0.5*300 P = 150 P
Stoff 2:
R 35: 300 P
Vorkette: 0 PGesamt: 300 P
Stoff 3:R 20/22: 400 P
Vorkette aus 1 und 2 (375 P+ 150 P):
525 P
Gesamt: 925 P
Stoff 1:
R 26/27: 750 P
Vorkette: 0 PGesamt: 750 P
BerechnungToxizitätspotenziale
63Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseAllokationsregeln
• Allokationen sind weitestgehend zu vermeiden.- Dies kann zum einen durch eine direkte Zuordnung von Kosten, die nur
einem Produkt zuzuordnen sind, geschehen.Beispiel: In einem Prozessschritt wird aus den Chemikalien A, B und C zwei weitere Chemikalien D und E hergestellt. A und B gehen sowohl in das Produkt D als auch E, wohingegen C nur in E geht. Das Produkt E wird dabei mit der gesamten ökologischen Vorlast von C belastet.
- Mit einer Gutschrift können Allokationen ebenfalls vermieden werden.Beispiel:Ein Prozess stellt aus einem Ausgangsstoff A und B den Stoff C sowie ein kg Dampf her. Dem Stoff C wird nun die gesamte Vorlast von A und B angerechnet. Von diesem Wert wird aber die ökologische Last abgezogen, die ein Referenzprozess hätte, der x kg Dampf herstellt.Dieses Referenzverfahren kann aber nur dann verwendet werden, wenn die Herstellung des gutgeschriebenen Produkts im Gesamtmarkt vornehmlich mit dem Referenzprozess geschieht (z. B. Dampf aus gasbefeuertenKesseln oder Strom aus dem Netz).
64Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
• Eine Allokation ist vorzunehmen, wenn mehrere Produkte in einem Verfahren hergestellt werden und die Massen- und Energieströme nicht eindeutig jedem Produkt zugeordnet werden können. Es gibt dabei verschiedene Möglichkeiten, die Belastungen zu allokieren:
- Nach Masse oder EnergiegehaltWenn ein Prozess mehrere Haupt-Produkte hat, können die Hauptströme nach dem Massen- und/oder dem Energiegehalt der Produkte auf diese aufgeteilt (allokiert) werden. Beispiel: Steamcracker.
- Spezialfall Kraft-WärmekopplungBei der Kraft-Wärmekopplung wird sowohl Strom als auch Dampf hergestellt. Der Prozess hat einen höheren Wirkungsgrad als die Produktion von Strom in einem Kraftwerk und von Dampf in einem Kessel. Die Gesamtvorteile des KWK-Prozesses werden auf beide Produkte (Dampf und Strom) gleichmäßig verteilt.
Allokationsregeln
65Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
Beispiel:
Mit 1 MJ Erdgas werden 0,3 MJ Strom und 0,6 MJ Dampf in einer KWK-Anlage hergestellt. Würde man den Strom in einem normalen Gaskraftwerk herstellen, würden für 0,3 MJ Strom, 0,5 MJ Gas benötigt werden (ŋ=60%). In einem normalen Dampfkessel würden 0,6 MJ Dampf, 0,66 MJ Erdgas benötigen (ŋ=90%). Daraus folgt, dass der KWK-Prozess (0,5+0,66) MJ – 1 MJ = 0,16 MJ weniger Gas benötigt als die beiden Einzelprozesse zusammen. Dieser Vorteil wird gleichgewichtet auf die Produkte verteilt. Das heißt, für die 0,3 MJ Strom sind0,5-0,08 = 0,42 MJ Gas nötig und für die 0,6 MJ Dampf sind 0,66-0,08 = 0,58 MJGas nötig.
Allokationsregeln
66Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
- Nach (Verkaufs-) PreisenWenn in einem Prozess ein Haupt- und ein Neben-Produkt hergestellt werden, ist die Allokation nach Preisen häufig angebracht. Dadurch werden dem Haupt-Produkt, das normalerweise einen hohen Preise erzielt, höhere Lasten zugeteilt. Dies ist sinnvoll, da der Prozess ja wegen des Haupt-Produkts und nicht wegen des Neben-Produkts durchgeführt wird.
Beispiel Getreideproduktion (Getreide und Stroh)
-RecyclingBeim Recycling werden zwei verschiedene Fälle unterschieden.Beim closed-loop-Recycling wird das Recyclat wieder für den gleichen Zweck eingesetzt (z. B. Flasche zu Flasche). Dabei ist der Substitutionsfaktor zu berücksichtigen. Der Substitutionsfaktor gibt an, wie viel Neumaterial durch das Recyclat ersetzt wird.
(Beispiel: ŋ=90%, d. h. mit 1 kg Recyclat können 900g Neuware ersetzt werden).Dies ist aber unabhängig von der Recyclatmenge, die der Neuware aus
technischen Gründen zugesetzt werden kann.
Allokationsregeln
67Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
Bespielrechnung:In eine neue Flasche kann 20 % Recyclat eingesetzt werden. Durch die etwas schlechten mechanischen Eigenschaften wird die Flasche aber schwerer (nur Neuware 95 g; mit 20 % Recyclat 100 g). In der Recyclatflasche sind also 80 g Neuware und 20 g Recyclat enthalten, in der Neuwareflasche 95 g Neuware. Das bedeutet, dass die 20 g Recyclat 95 g – 80 g = 15 g Neuware ersetzen. Das Substitutionsverhalten ist also 15 g/20 g = 75 %.Angenommen der Primärenergieaufwand für die Neuware ist 100 MJ / kg und die energetischen Aufwendungen für das Recycling (Transport, Aufbereitung) liegt bei 20 MJ / kg Recyclat werden die Energien folgendermaßen berechnet:Flasche aus Neuware: 95 g * 100 MJ / kg = 9,5 MJ / FlascheFlasche aus Recyclat: 80 g * 100 MJ / kg + 20 g * 20 MJ / kg = 8,4 MJ / FlascheBei einem closed-loop-Recycling werden die entstehenden Entlastungen also direkt dem System gutgeschrieben.
Allokationsregeln
68Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
• Anders liegt der Fall beim open-loop-Recycling. Dabei wird das Recyclat, das z. B. von einer Flasche stammt, in einen anderen Prozess, also z. B. Textilien eingesetzt. Hier stellt sich nun die Frage, welcher von beiden Prozessen die Gutschrift erhalten soll. In diesem Fall werden die Gutschriften gleich an beide Prozesse verteilt.Beispiel:Das Recyclat der Flasche (100 g) wird mit 20 MJ / kg Aufbereitungsenergie als Substitut für Textilfaserrohstoffe (120 MJ / kg Primärenergieaufwand) mit einem Substitutionsfaktor von 80 % verwendet.Gesamtenergie Flasche Neuware und Faser Neuware:100 g * 100 MJ / kg + 100 g * 80 % * 120 MJ / kg = 19,6 MJDurch das Recyclieren eingesparte Energie:20 MJ / kg * 100 g – 100 g * 80 % * 120 MJ / kg = -7,6 MJDiese gesamte eingesparte Energie wird nun gleichmäßig der Flasche und dem Textil gutgeschrieben. Das heißt, das System Flasche hat 100 g * 100 MJ / kg – 7,6 MJ / kg*50% = 6,2 MJ / Flasche und das System Textil hat 100 g * 120 MJ / g *80 % - 7,6 MJ / kg*50% = 5,8 MJ / 80 g Recyclat Textil
Allokationsregeln
69Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseAllokationsregeln
• Abhitzedampfproduktion
In einem chemischen Verbundstandort wird Abhitzedampf produziert. Dieser reicht jedoch nicht aus, um den gesamten Standort mit Dampf zu versorgen. Deshalb wird in speziellen Dampfkesseln der restliche Dampf hergestellt. Auch hier werden ähnlich wie beim open-loop-Recycling die Gutschriften für den Dampf gleichmäßig auf die abgehenden und die aufnehmenden Anlagen verteilt.
Beispiel:
Eine Anlage produziert das 1 kg Produkt A mit einem Primärenergieaufwand von 100 MJ / kg und gleichzeitig 15 kg Abhitzedampf mit einem Energiegehalt von
3 MJ / kg. Dieser Dampf wird in das Netz des Standortes eingespeist. In diesem Netz müssen zusätzlich zu dem Abhitzedampf noch weitere 10 kg in Dampfkesseln produziert werden (ŋ=90%).
Energieverbrauch bei der Produktion ohne Verbund
1 kg A * 100 MJ / kg A + (10+15) kg Dampf * 3 MJ / kg Dampf / 90 % = 183,3 MJ
Energieverbrauch mit Verbund
1 kg A * 100 MJ / kg A + 10 kg Dampf * 3 MJ / kg Dampf / 90 % = 133,3 MJ
70Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseAllokationsregeln
Die Einsparung beträgt also 183,3 MJ – 133,3 MJ = 50 MJ. Diese 50 MJ werden auf die beiden Prozesse aufgeteilt.
Produkt A: 1 kg * 100 MJ / kg - 50 MJ / kg * 50 % = 75 MJ / kg A
Dampf: 25 kg * 3 MJ / kg / 0,9 - 50 MJ / kg * 50 % = 58,3 MJ / 25 kg Dampf = 2,33 MJ / kg Dampf
Der Primärenergieaufwand zur Herstellung von Produkt A beträgt also 75 MJ / kg und jeder Dampfverbraucher im Werk wird mit 2,33 MJ / kg Dampf belastet.
71Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-Analyse
Glossar
72Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseGlossar zu verwendeten
Abkürzungen und Fachbegriffen I
AOX: Abk. für adsorbierbares organisches Halogen, eine Kategorie der Wasseremissionen.
AP: Abk. für „acidification potential“, den „Sauren Regen“. In dieser Wirkkategorie werden die Auswirkungen von Luftemissionen berücksichtigt, die lokal pH-Werte von Böden absenken und damit z.B. das Waldsterben auslösen können.
BSB: Abk. für biologischer Sauerstoffbedarf. Es handelt sich hier um eine Messmethode zur Bestimmung von Abwasserbelastungen.
CSB: Abk. für chemischer Sauerstoffbedarf. Es handelt sich hier um eine Messmethode zur Bestimmung von Abwasserbelastungen.
Cl-: Abk. für Chlorid.
CO2: Abk. für Kohlendioxid
CH4: Abk. für Methan.
Emissionen: Die Emissionen werden in Luft-, Wasser,- Bodenemissionen eingeteilt. Diese Grobunterteilung wird weiter durch einzelne Emissionsarten untergliedert.
Energieeinheit: Die Energie wird in Megajoule (MJ) angegeben. 1 MJ entspricht 3,6 Kilowattstunden (kWh).
73Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseGlossar zu verwendeten
Abkürzungen und Fachbegriffen II
Feedstock: Der Energieinhalt, der in den verwendeten Materialien gebunden ist und z. B. bei Verbrennungsprozessen genutzt werden kann.
GWP: Abk. für „global warming potential“, den „Treibhauseffekt“. In dieser Wirkkategorie werden die Auswirkungen von Luftemissionen berücksichtigt, die zu einer globalen Erwärmung der Erdoberfläche führen.
KW: Abk. für Kohlenwasserstoffemissionen in das Wasser.
Hal. KW: Abk. für halogenierte Kohlenwasserstoffe.
Halogenierte NM-VOC: Abk. für halogenierte Nicht-Methan Kohlenwasserstoffe.
HCl: Abk. für Chlorwasserstoff.
KW: Abk. für verschiedene Kohlenwasserstoffe.
Kritisches Volumen: Rechengröße zur Beurteilung des Verschmutzungsgrades eines Abwassers, indem rechnerisch das Abwasser mit Frischwasser soweit verdünnt wird, bis der vorgegebene Grenzwert erreicht ist. Diese Volumenmenge an zugesetztem Frischwasser bezeichnet man als kritisches Volumen.
NE: Nutzeneinheit. Alle Berechnungen werden auf die Nutzeneinheit bezogen, die vorher beim Festlegen des Kundennutzens definiert wurde.
.
74Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseGlossar zu verwendeten
Abkürzungen und Fachbegriffen III
N-Ges.: Sammelbegriff für alle Wasserbelastungen, die Stickstoff enthalten und nicht zu einer der anderen Kategorien gerechnet werden kann.
NH3: Abk. für Ammoniakemissionen
NH4+: Abk. für Ammoniumemissionen in das Wasser.
NM-VOC: Abk. für „non-methane volatile organic compound“, nicht-Methan flüchtige, organische Kohlenwasserstoffverbindung.
N2O: Abk. für Lachgasemissionen.
NOx: Abk. für verschiedene Stickoxide.
Normierung: In der Ökoeffizienz-Analyse wird bei der Normierung der schlechteste Wert der jeweiligen Kategorie auf den Wert 1 gesetzt. Alle günstigeren Werte erhalten entsprechend kleinere Werte.
ODP: Abk. für „ozone depletion potential“, das „Ozonzerstörungspotenzial“. In dieser Wirkkategorie werden die Auswirkungen von Luftemissionen berücksichtigt, die zu einer Zerstörung der Ozonschicht der oberen Luftschichten und damit zu einer Erhöhung der UV-Strahlung führt.
75Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseGlossar zu verwendeten
Abkürzungen und Fachbegriffen IV
PO43-: Abk. für Phosphatemissionen in das Wasser.
POCP: Abk. für „photochemical ozone creation potential“. In dieser Wirkkategorie werden die Auswirkungen von lokalen Luftemissionen berücksichtigt, die zu einer Erhöhung des bodennahen Ozons führen und damit zum sogen. „Sommersmog“ beitragen können.
Reichweite: Die Zeitdauer, die ein Rohstoff noch verfügbar ist und genutzt werden kann. Als Grundlage zur Bewertung dient die heutige Nutzung des Rohstoffes im Verhältnis zu den z. Zt. bekannten, noch vorhandenen, wirtschaftlich nutzbaren Vorkommen auf der Erde.
Risikopotenzial: Hier werden Auswirkungen von Risikofaktoren im Gesamtlebensweg beurteilt. Hier sind Risiken wie Transportrisiken, Explosionsgefahren, Unfallgefahren etc. bewertet.
Siedlungsabfälle: Abfälle, die auf einer normalen Hausmülldeponie gelagert werden dürfen.
SM: Abk. für Schwermetalle.
SOx: Abk. für verschiedene Schwefeloxide.
SO42-: Abk. für Sulfatemissionen in das Wasser.
76Dr. P. Saling, Synthese von (S)-Styroloxid, 19/03/07
Ökoeffizienz-AnalyseGlossar zu verwendeten
Abkürzungen und Fachbegriffen V
Sonderabfälle: Abfälle, die auf einer Sondermülldeponie gelagert werden müssen.
Stoffverbrauch: In dieser Kategorie werden die Verbräuche von Rohstoffen, verknüpft mit ihrer Reichweite, bewertet. So wird ein Rohstoff mit kürzerer Reichweite kritischer beurteilt als ein Stoff mit sehr langer Reichweite.
Systemgrenze: Begrenzung des Bilanzraumes, der in der Studie betrachtet wird.
ANHANG 4
Prozessevaluation und –
design (TU Dortmund, BASF)
Fakultät Bio- undChemieingenieurwesen
Lehrstuhl für BiotechnikProf. Dr. A. Schmid
Biokatalytische Produktion von
enantiomerenreinem (S)-Styroloxid
Christoph Kliem, Thomas Letzel, Oliver Meys, Jovana Micovic, Felix Peters,Stefan Sievers, Gabriel Toepell
Betreuer Dr. Bruno Bühler
Dipl.-Natw. ETH Daniel Kuhn
Dipl.-Ing. Birgitta Ebert
Dortmund, den 18. Juni 2008
INHALTSVERZEICHNIS
Inhaltsverzeichnis
1 Motivation 1
2 Verfahrensvergleich 2
2.1 Einleitung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2
2.2 Zweiphasensystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3
2.3 Racematspaltung mit Epoxidhydrolase . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4
2.3.1 Reaktion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4
2.3.2 Hydrolyse mit zellfreiem Extrakt (CFE) . . . . . . . . . . . . . . . . . 5
2.3.3 Epoxidhydrolasen aus rekombinantem Aspergillus niger . . . . . . . . . 7
2.3.4 Ganzzell-Verfahren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 9
2.3.4.1 Vergleich verschiedener Mikroorganismen . . . . . . . . . . . . 9
2.3.4.2 Sphingomonas echinoides & Pichia pastoris . . . . . . . . . . 10
2.4 Epoxidation mit Styrolmonooxygenase . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 11
2.4.1 Reaktion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 11
2.4.2 Epoxidation mit isolierter Styrolmonooxygenase . . . . . . . . . . . . . 12
2.4.2.1 Massenbilanz . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 13
2.4.3 Ganzzell-Verfahren: Bio�lm . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 15
2.4.4 Ganzzell-Verfahren: Zweiphasensystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16
2.4.4.1 Epoxidation mit Escherichia coli JM101 (pSPZ10) . . . . . . 18
2.4.4.2 Epoxidation mit Pseudomonas sp. VLB120∆C . . . . . . . . 20
2.5 Ergebnis des Verfahrensvergleichs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21
3 Verfahrensbeschreibung 23
4 Lösungsmittelauswahl (Ökologische Betrachtung) 24
4.1 Toxikologie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24
4.2 Energie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24
4.3 Fazit . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25
5 Bioreaktionstechnik 26
5.1 Reaktionen in kleinem Maÿstab . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 26
5.2 Reaktionen in groÿem Maÿstab . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 27
5.2.1 Bestimmung der Fermentationsdauer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 29
5.2.2 Wärmeentwicklung durch Reaktion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 30
III
INHALTSVERZEICHNIS
6 Fermenterauslegung 31
6.1 Rührwerksauslegung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 31
6.2 Begasung des Fermenters . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 33
6.2.1 Sauersto�transfer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 34
6.2.2 Bestimmung des erforderlichen Gasvolumenstroms . . . . . . . . . . . . 34
6.3 Fermenterkühlung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 35
6.3.1 Kühlvarianten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 35
6.3.1.1 Kompressionskältemaschine . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 36
6.3.1.2 Absorptionskältemaschine . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 36
6.3.1.3 Kühlwasser . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 36
6.3.2 Zykluszeit . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 37
6.3.3 Wärmeabfuhr . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 37
6.3.4 Auslegung der Fermenterkühlung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 38
6.4 Reinigung (CIP) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 39
6.5 Sterilisation (SIP) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 39
6.6 Kontinuierliche Sterilisation des Nährmediums . . . . . . . . . . . . . . . . . . 40
6.7 Zellabfall-Sterilisation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 43
6.8 Vorfermenter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 44
7 Downstream-Processing 46
7.1 Emulsionstrennung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 46
7.1.1 Membranverfahren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 46
7.1.2 Zentrifugation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 46
7.1.3 Bilanzierung der Separation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 48
7.2 Auftrennung der organischen Phase . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 49
7.2.1 Kristallisation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 49
7.2.2 Kolonnensystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 49
7.2.2.1 Trennsequenzen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 50
7.2.2.2 Thermodynamische Modelle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 52
7.2.2.3 Validierung und Auswahl des thermodynamischen Modells . . 53
7.2.2.4 Zersetzung von (S )-Styroloxid . . . . . . . . . . . . . . . . . . 54
7.2.2.5 Optimale Bodenzahl . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 55
7.2.2.6 Wahl der Einbauten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 56
7.2.2.7 Materialeinsatz . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 58
7.2.2.8 Purge . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 58
7.2.2.9 Simulationen mit ASPEN PlusTM . . . . . . . . . . . . . . . . 59
IV
INHALTSVERZEICHNIS
8 Apparateauslegung 61
8.1 Behälter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 61
8.1.1 Behälter unter innerem Überdruck . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 61
8.1.2 Behälter unter äuÿerem Überdruck . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 62
8.1.3 Rührbehälterauslegung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 64
8.2 Membranverfahren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 66
8.2.1 Mikro�ltration . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 66
8.2.2 Nano�ltration . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 67
8.3 Sterilluftversorgung und Abluftbehandlung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 68
8.4 Vakuumpumpen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 70
8.5 Pumpen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 71
8.5.1 Pumpentypen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 71
8.5.2 Pumpenauslegung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 72
8.5.3 Spezialfälle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 73
8.5.3.1 Kühlwasserversorgung der Fermenter und Vorfermenter . . . . 73
8.5.3.2 Fermenterleerung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 73
8.5.3.3 Glukosepumpe . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 74
8.5.3.4 BEHP-Beständigkeit und Werksto�auswahl . . . . . . . . . . 74
8.6 Wärmetauscher . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 74
8.6.1 Berechnung der Übertragungs�äche . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 74
8.6.2 Berechnung der mittleren logarithmischen Temperaturdi�erenzen . . . 75
8.6.3 Verdampfer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 75
8.6.4 Kondensatoren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 75
8.6.5 Wärmetauscher . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 75
8.7 Rohrleitungsauslegung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 76
9 Verfahrens- und RI-Flieÿbild 78
9.1 Verfahrens�ieÿbild . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 78
9.2 RI-Flieÿbild . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 78
9.2.1 MSR-Technik . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 78
9.2.1.1 Upstream-Processing und Hauptfermentation . . . . . . . . . 78
9.2.1.2 Regelung der Rekti�kationskolonnen . . . . . . . . . . . . . . 79
9.2.1.3 Regelung der Pumpen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 80
9.2.1.4 Regelung der Filter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 80
9.2.1.5 Regelung der Behälter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 80
9.2.1.6 Regelung der Wärmetauscher . . . . . . . . . . . . . . . . . . 80
V
INHALTSVERZEICHNIS
10 Kostenrechnung 81
10.1 Investitionskosten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 81
10.1.1 Überschlagskalkulation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 81
10.1.2 Zuschlagskalkulation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 81
10.2 Kapitalkosten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 82
10.3 Betriebskosten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 83
10.3.1 Rohsto�kosten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 84
10.3.2 Betriebsmittelkosten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 84
10.3.3 Energiekosten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 85
10.3.4 Ergebnis der Betriebskostenberechnung . . . . . . . . . . . . . . . . . . 85
10.4 Ergebnis der Kostenrechnung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 85
Anhang A.2
A Verfahrensvergleich . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . A.2
A.1 Kostenermittlung der Hydrolyse mit CFE . . . . . . . . . . . . . . . . A.2
A.2 Kennzahlenvergleich . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . A.4
B Bioreaktionstechnik . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . B.5
B.1 Berechnung der Koe�zienten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . B.6
B.2 Einsatzmengen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . B.7
B.3 Volumenströme . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . B.9
C Fermenterauslegung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.12
C.1 Berechnung des Fermenterrührers . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.12
C.2 Begasung des Reaktors . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.14
C.3 Erforderliche Dampfmenge zur Fermentersterilisation . . . . . . . . . . C.20
C.4 Kontinuierliche Sterilisation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.21
C.5 Reaktorkühlung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.24
C.5.1 Allgemein . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.24
C.5.2 Batch . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.24
C.5.3 Fed-Batch . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.25
D Downstream-Processing . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.30
D.1 Emulsionstrennung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.30
D.1.1 Berechnung der minimal abtrennbaren Tropfengröÿe . . . . . D.30
D.2 Auftrennung der organischen Phase . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.35
D.2.1 Validierung und Auswahl des thermodynamischen Modells . . D.39
D.2.2 Optimale Bodenzahl . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.43
D.2.3 Wahl der Einbauten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.47
E Apparateauslegung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . E.55
E.1 Membranauslegung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . E.55
VI
INHALTSVERZEICHNIS
E.2 Sterilluftversorgung und Abluftbehandlung . . . . . . . . . . . . . . . . E.57
E.3 Vakuumpumpen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . E.57
E.4 Pumpen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . E.59
E.5 Wärmetauscher . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . E.60
E.6 Werksto�auswahl . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . E.60
F Verfahrens- und RI-Flieÿbild . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . F.62
F.1 Verfahrens�ieÿbild . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . F.62
F.2 RI-Flieÿbild . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . F.64
G Apparatelisten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.69
G.1 Gebläse und Filter Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . G.69
G.2 Behälterliste . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.71
G.3 Rührbehälterliste . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.72
G.4 Pumpen Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.73
G.5 Wärmetauscher Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.76
G.6 Zentrifuge Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.77
G.7 Pumpen Rekti�kationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.78
G.7.1 Vakuumpumpen Rekti�kationssystem . . . . . . . . . . . . . G.79
G.8 Wärmetauscher Rekti�kationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.80
G.9 Rohrleitungsauslegung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.81
H Fahrweisen des Gesamtprozesses . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . H.92
H.1 Anfahren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . H.92
H.1.1 Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . H.92
H.1.2 Kolonnensystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . H.94
H.1.3 Anfahrlösungen Kolonnen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . H.96
H.2 Abfahren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . H.97
H.2.1 Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . H.97
H.2.2 Kolonnensystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . H.98
H.3 Notfall-Szenarien . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . H.100
H.3.1 Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . H.100
H.3.2 Kolonnensystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . H.102
I Kostenrechnung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . I.104
I.1 Investitionskosten - Überschlagskalkulation . . . . . . . . . . . . . . . . I.104
I.2 Investitionskosten - Zuschlagskalkulation . . . . . . . . . . . . . . . . . I.105
I.3 Kapitalkosten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . I.115
I.4 Betriebskosten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . I.115
I.5 Ergebnis der Kostenrechnung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . I.116
J Preistabellen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . J.117
J.1 Eingesetzte Sto�e . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . J.117
VII
INHALTSVERZEICHNIS
J.2 Eingesetzte Medien . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . J.119
J.3 Eingesetzte Betriebsmittel . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . J.121
VIII
TABELLENVERZEICHNIS
Tabellenverzeichnis
2.1 Vergleichskennzahlen der Epoxidhydrolyse mit CFE aus Sphingomonas sp.
HXN-200 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 6
2.2 Mengen und Kosten der Medien der Epoxidhydrolyse mit CFE aus Sphingo-
monas sp. HXN-200 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 6
2.3 Verfahrensdaten für isolierte Epoxidhydrolasen aus A. niger [9] . . . . . . . . . 7
2.4 Kennzahlen A. niger . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 8
2.5 Kosten für Produktion von (S )-SO mit Epoxidhydrolasen aus Aspergillus niger 8
2.6 Verfahrensdaten Sphingomonas echinoides [30] und Pichia pastoris [34] . . . . 10
2.7 Kennzahlen S. echinoides EH-983 & P. pastoris GS-115 . . . . . . . . . . . . . 11
2.8 Verbrauch bzw. Bildung bezogen auf 1 kg (S )-SO . . . . . . . . . . . . . . . . 13
2.9 Ausbeuten und Produktivität von isolierter Styrolmonooxygenase . . . . . . . 15
2.10 Vergleichskennzahlen der Epoxidierung im Bio�lm . . . . . . . . . . . . . . . . 16
2.11 Die Untersuchten Fahrweisen zur Ganzzellenepoxidation . . . . . . . . . . . . 17
2.12 Die zusammengefassten Daten zur Berechnung von wichtigen Kennzahlen für
Escherichia coli JM101 (pSPZ10); Fed-Batch Fahrweise . . . . . . . . . . . . . 18
2.13 Vergleichskennzahlen der Epoxidierung mit Escherichia coli JM101 (pSPZ10),
Fed-Batch Fahrweise . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19
2.14 Mengen und Kosten der Medien bei der Epoxidierung mit Escherichia coli
JM101 (pSPZ10) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19
2.15 Vergleichskennzahlen der Epoxidierung mit Escherichia coli JM101 (pSPZ10),
kontinuirliche Fahrweise . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20
2.16 Vergleichskennzahlen der Epoxidierung mit Pseudomonas sp. VLB120∆C, Fed-
Batch und kontinuierliche Fahrweise . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20
2.17 Mengen und Kosten der Medien für die Epoxidierung mit Pseudomonas sp.
VLB120∆C . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21
5.1 Annahmen zur Maÿstabsvergröÿerung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 29
5.2 Verbrennungsenthalpien der Reaktionskomponenten . . . . . . . . . . . . . . . 30
6.1 Fermenterabmessungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32
6.2 Rührerdaten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 33
6.3 Ergebnisse der Bestimmung des erforderlichen Gasvolumenstroms . . . . . . . 35
6.4 Abmessungen Vorfermenter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 44
7.1 Zusammensetzung der ein- und austretenden Volumenströme des Tellersepa-
rators . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 48
7.2 Schmelztemperaturen der Komponenten in der organischen Phase [61] . . . . . 49
8.1 Volumenströme und erforderliche Filter�ächen . . . . . . . . . . . . . . . . . . 69
8.2 Volumenströme und Leistungen der Vakuumpumpen im Kolonnensystem . . . 71
IX
TABELLENVERZEICHNIS
8.3 Rohrklassen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 77
10.1 Kosten des Betriebsmittelbedarf . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 84
A.1 Zusammensetzung und Kosten für 1 L E2 Medium . . . . . . . . . . . . . . . . A.3
A.2 Zusammensetzung und Kosten für 1 L MT Spurenelementlösung . . . . . . . . A.3
A.3 Kennzahlenvergleich . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . A.4
B.1 Zusammengefasste Parameter zur Biotransformation mit Escherichia coli JM101
(pSPZ10) mit Glukose als Substrat und BEHP als organische Phase . . . . . . B.6
B.2 Einsatzmengen der Ausgangssto�e bezogen auf einen Fermenterzyklus . . . . . B.8
B.3 Fermenterinhalt am Ende der Biotransformation . . . . . . . . . . . . . . . . . B.8
C.1 Sto�daten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.12
C.2 Parameter zur OTR-Berechnung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.14
C.3 Henry-Parameter für Sauersto� . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.14
C.4 Allgemeine Ein�ussgröÿen auf den kLa . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.15
C.5 Vergleich von Membranbegasung und direkter Begasung . . . . . . . . . . . . C.16
C.6 Eintragseinrichtungen für eine direkte Begasung . . . . . . . . . . . . . . . . . C.17
C.7 Parameter zur Berechnung der Begasung über das Zweiphasensystem (Soja-
öl/Wasser) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.18
C.8 Annahmen bei der Berechnung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.18
C.9 Vergleich von Parametern aus Versuch und theor. Modell . . . . . . . . . . . . C.19
C.10 Dampfmengen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.21
C.11 Zusammensetzung des Fermentationsmediums zur Sterilisation pro Liter WasserC.21
C.12 Vergleich der Sterilisationsverfahren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.22
C.13 Parameter der Abtötungskinetik und Sterilisationszeit . . . . . . . . . . . . . . C.23
C.14 Werte für die Sterilisation des Mediums . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.23
C.15 Werte für die Sterilisation des Zellabwassers . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.24
D.1 Zentrifugenabmessungen, Modell Cryofuge 8500i Low Speed Floor Model Cen-
trifuge, Fa. Heraeus, Verkauf über Fa. Kendro . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.30
D.2 Bei der Berechnungen zur Emulsionstrennung verwendete Sto�daten . . . . . . D.30
D.3 Technische Spezi�kationen des zu verwendenden Tellerseparators . . . . . . . . D.34
D.7 Verteilersytem des Kolonnensystems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.35
D.8 Wanddicken des Kolonnensystems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.35
D.4 Allgemeine Spezi�kationen des Kolonnensystems . . . . . . . . . . . . . . . . . D.36
D.5 Betriebsparameter des Kolonnensystems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.37
D.6 Geometrische Daten des Kolonnensystems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.38
D.9 Trennstufenpro�l der 1.Kolonne . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.44
D.10 Trennstufenpro�l der 2.Kolonne . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.45
D.11 Trennstufenpro�l der 3.Kolonne . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.46
D.12 Optimierungsdaten der 1.Kolonne . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.48
X
TABELLENVERZEICHNIS
D.13 Optimierungsdaten der 2.Kolonne . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.49
D.14 Optimierungsdaten der 3.Kolonne . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.50
D.15 Stromtabelle des Kolonnensystems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.54
E.1 Berechnung der Membranen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . E.56
E.2 Technische Spezi�kationen der Wärmeübertrager des Kolonnensystems . . . . E.60
E.3 Auslegungsergebnisse der Halbrohr-Kühlschlange zur Fermenterkühlung . . . . E.60
E.4 Zusammensetzung 1.4301 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . E.61
E.5 Zusammensetzung 1.4435 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . E.61
G.1 Gebläse und Filter Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.69
G.2 Gebläse und Filter Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.70
G.3 Behälterliste . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.71
G.4 Rührbehälterliste . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.72
G.5 Pumpen Fermentationssystem 1 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.73
G.6 Pumpen Fermentationssystem 2 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.74
G.7 Pumpen Fermentationssystem 3 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.75
G.8 Wärmetauscher Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.76
G.9 Zentrifuge Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.77
G.10 Pumpen Rekti�kationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.78
G.11 Vakuumpumpen Rekti�kationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.79
G.12 Wärmetauscher Rekti�kationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.80
G.13 Hauptrohrleitungen im Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.81
G.13 Hauptrohrleitungen im Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.82
G.13 Hauptrohrleitungen im Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.83
G.13 Hauptrohrleitungen im Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.84
G.13 Hauptrohrleitungen im Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.85
G.14 Betriebsrohrleitungen im Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.86
G.14 Betriebsrohrleitungen im Fermentationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.87
G.15 Hauptrohrleitungen im Rekti�kationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.88
G.15 Hauptrohrleitungen im Rekti�kationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.89
G.16 Betriebsrohrleitungen im Rekti�kationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.90
G.17 Hilfssrohrleitungen im Rekti�kationssystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . G.91
H.1 Anfahrlösungen des Kolonensystems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . H.96
I.1 Ermittelte Daten zur Berechnung der Investitionskosten mittels Kapazitäts-
methode . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . I.104
I.2 Spezi�sche Parameter der Apparate zur Ermittlung des Referenzpreises . . . . I.105
I.3 Leistungsbedarf der Fermenterrührer bezogen auf einen Fermentationszyklus . I.105
I.4 Parameter für die Einzelkostentabellen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . I.106
I.5 Kosten für die Wärmetauscher . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . I.107
XI
TABELLENVERZEICHNIS
I.6 Kosten für die Kolonnen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . I.108
I.7 Kosten für die Pumpen im Downstreamprocessing . . . . . . . . . . . . . . . . I.109
I.8 Kosten für die Pumpen im R&I . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . I.110
I.9 Kosten für die Zentrifuge und die Verdichter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . I.111
I.10 Kosten für Filter und Gebläse . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . I.112
I.11 Kosten der Fermenter(inkl.Rührer) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . I.113
I.12 Kosten für die Behälter und zusätzliche Posten . . . . . . . . . . . . . . . . . . I.114
I.13 Fixe Kosten: Personalkosten und indirekte Produktionskosten . . . . . . . . . I.115
J.1 Preistabelle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . J.117
J.1 Preistabelle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . J.118
J.2 Zusammensetzung und Kosten für 1 l E2 Medium . . . . . . . . . . . . . . . . J.119
J.3 Zusammensetzung und Kosten für 1 l MT Spurenelementlösung . . . . . . . . J.119
J.4 Zusammensetzung und Kosten für 1 L M9 Mediuma als Zulauf Medium für
Pseudomonas sp. VLB120∆C . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . J.120
J.5 Zusammensetzung und Kosten für 1 L Riesenberg Medium . . . . . . . . . . . J.120
J.6 Zusammensetzung der US* Spurenelementelösung . . . . . . . . . . . . . . . . J.121
J.7 Betriebsmittelpreise . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . J.121
XII
ABBILDUNGSVERZEICHNIS
Abbildungsverzeichnis
2.1 Reaktionsgleichung Racematspaltung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 5
2.2 Enantioselektive Spaltung von 20 mM racemischem Styroloxid mit unterschied-
lichen rekombinanten Ganzzell-Biokatalysatoren. (A) P. pastoris, (B) S. cere-
visiae, (C) E. coli BL21, (D) E. coli BLR und (E) E. coli Rosetta [31] . . . . 9
2.3 Reaktion der Styroldegradation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 11
2.4 Mechanismus der Epoxidation mittels Styrolmonooxigenase und Formiatdehy-
drogenase . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14
3.1 Grund�ieÿbild . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23
6.1 Abmessungsverhältnisse eines Scheibenrührers . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32
6.2 Anlagenschema zur kontinuierlichen Sterilisation mit Gegenstromwärmetauscher 42
7.1 Schematischer Aufbau eines Dreiphasen-Düsentrommel-Tellerseparators . . . . 47
7.2 Kolonnenverschaltung mit BEHP als Lösungsmittel . . . . . . . . . . . . . . . 51
7.3 Kolonnenverschaltung mit EO als Lösungsmittel . . . . . . . . . . . . . . . . . 52
8.1 Zlokarnik-Diagramm zur Auswahl leistungsgünstiger Rührer . . . . . . . . . . 65
8.2 Technologische Reife von möglichen Trennoperationen . . . . . . . . . . . . . . 68
8.3 Drücke und Volumenströme im Belüftungssystem . . . . . . . . . . . . . . . . 69
8.4 Schematischer Aufbau eines Gegenstromwärmetauschers . . . . . . . . . . . . 76
10.1 Zusammensetzung der Investitionskosten anhand der Apparatekosten. Anga-
ben in Mio. AC. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 82
10.2 Zusammensetzung der Betriebskosten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 83
10.3 Zusammensetzung der �xen Betriebskosten. Angaben in AC kg−1(S)−SO. . . . . . 83
10.4 Zusammensetzung der Eduktkosten. Angaben in AC kg−1(S)−SO. . . . . . . . . . . 84
10.5 Zusammensetzung der Produktionskosten. Angaben in AC kg−1(S)−SO. . . . . . . 85
B.1 Biotransformation mit Escherichia coli JM101 (pSPZ10) mit Glukose als Sub-
strat und BEHP (links) und EO (rechts) als organisches Lösungsmittel. Quelle
[33] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . B.5
B.2 Glukosestromverlauf in einen Reaktor . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . B.9
B.3 Glukosestromverlauf für alle Reaktoren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . B.10
C.1 Wärmeproduktion eines Reaktors während der Batch- und Fed-Batch-Phase . C.26
C.2 Verlauf der Wärmeproduktion eines einzelnen Reaktors . . . . . . . . . . . . . C.27
C.3 Kühlwasserbedarf eines einzelnen Reaktors . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.27
C.4 Austrittstemperaturverlauf des Kühlwassers . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.28
C.5 Gesamtwärmeentwicklung der fünf Reaktoren . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.28
C.6 Gesamtkühlwasserbedarf der fünf Reaktoren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . C.29
D.1 Schematische Darstellung der Phasenzustände in einer Zentrifuge . . . . . . . D.31
XIII
ABBILDUNGSVERZEICHNIS
D.2 Schema zum Absetzvorgang im Spalt zwischen zwei Tellern eines Tellersepa-
rators [58] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.32
D.3 Tropfengröÿenverteilung einer Emulsion aus 40 Vol.-% mittelkettigen Trigly-
geriden in wässriger Phase aus einer 2.5%-igen Hydroxypropylmethylcellulose
Lösung. [8] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.33
D.4 Volumenanteil der unterschiedlichen Tropfengröÿen einer Emulsion (40 Vol.-%
mittelkettige Triglygeride in wässriger Phase aus einer 2.5%-igen Hydroxypro-
pylmethylcellulose Lösung) am Gesamtvolumen der organischen Phase. Die
Tropfengröÿen sind linear skaliert, so dass 19 Vol.-% der Tropfen kleiner als
5,88 µm sind (Markierung). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.33
D.5 McCabe Thiele Diagramm für Acetophenon, α-Phenylethanol und SO in Styrol
nach UNIFAC . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.39
D.6 McCabe Thiele Diagramm für Acetophenon, α-Phenylethanol und SO in Styrol
nach UNIQUAC . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.40
D.7 McCabe Thiele Diagramm für Acetophenon, α-Phenylethanol und SO in Styrol
nach Wilson . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.40
D.8 McCabe Thiele Diagramm für SO und BEHP nach UNIFAC, UNQUAC und
Wilson . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.41
D.9 McCabe Thiele Diagramm für SO und EO nach UNIFAC, UNQUAC und WilsonD.41
D.10 Leistungsaufnahme des Verdampfers der BEHP-Kolonne in Abhängigkeit vom
Kolonnendruck . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.42
D.11 Siedetemperatur im Verdampfer der BEHP-Kolonne in Abhängigkeit vom Ko-
lonnendruck . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.42
D.12 Bestimmung der theoretischen Trennstufen der 1.Kolonne . . . . . . . . . . . . D.43
D.13 Materialverbrauch bei der 1.Kolonne . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.51
D.14 Druckverlust bei der 1.Kolonne . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.51
D.15 Materialverbrauch bei der 2.Kolonne . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.52
D.16 Druckverlust bei der 2.Kolonne . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.52
D.17 Materialverbrauch bei der 3.Kolonne . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.53
D.18 Druckverlust bei der 3.Kolonne . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . D.53
E.1 Gesamtzuluftbedarf der zusammengeschalteten Fermenter und Vorfermenter . E.57
E.2 Auswahl des Vakuumpumpentyps nach Volumenstrom [55] . . . . . . . . . . . E.57
E.3 Auswahl des Vakuumpumpentyps nach Stärke des Vakuums [55] . . . . . . . . E.58
E.4 Pumpenkennlinie der Fermenterauslaufpumpe . . . . . . . . . . . . . . . . . . E.59
I.1 Break-Even Analyse . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . I.116
XIV
Symbolverzeichnis
Symbolverzeichnis
αT Tellerneigung ◦
η Gemittelte Viskosität Pa·sρ Gemittelte Dichte kg m−3
A Mittlere Aktivität U mg−1
∆Tln Logarithmischen Temperaturdi�erenz -
∆p Druckdi�erenz Pa
∆ptmd Transmembrane Druckdi�erenz bar
∆R H Reaktionsenthalpie kJ mol−1
∆V HEDUKT Verbrennungsenthalpie Edukt kJ mol−1
∆V HPRODUKT Verbrennungsenthalpie Produkt kJ mol−1
VEmulsion Volumenstrom der Emulsion m3 s−1
m Massenstrom kg h−1
Q Wärmestrom W L−1
QKühlung Wärmestrom durch Kühlung W L−1
QMetabolismus Wärmestrom durch Metabolismus W L−1
QReaktion Wärmestrom durch Reaktion W L−1
QRührer Wärmestrom durch Rührer W L−1
QVerdampfung Wärmestrom durch Verdampfung W L−1
QVerlust Verlust-Wärmestrom W L−1
QZulauf Wärmestrom durch Zulauf W L−1
V Volumenstrom m3 s−1
VG Volumenstrom Gas m3 h−1
VKW Kühlwasservolumenstrom m3 h−1
VL Volumenstrom Luft m3 h−1
η Wirkungsgrad -
ηc Viskosität der kontinuierlichen Phase Pa·sηd Viskosität der dispersen Phase Pa·sηL Viskosität Emulsion Pa·sλ Widerstandsbeiwert -
µ Zellwachstumsrate h−1
ν Querkontraktionszahl -
ω Winkelgeschwindigkeit s−1
ρ Dichte kg m−3
ρc Dichte der kontinuierlichen Phase kg m−3
ρd Dichte der dispersen Phase kg m−3
ρFM Dichte Fermentationsmedium g ml−1
XV
Symbolverzeichnis
ρH2O Dichte Wasser g L−1
ρL Dichte Emulsion kg m−3
ρTropfen Dichte der abzutrennenden Tropfen kg −3
ρZ Zelldichte g ml−1
σ Ober�ächenspannung N m−1
τ Verweilzeit s
ARea.Ob Wärmeaustausch�äche m2
AWT Wärmetauscherober�äche m2
b1 Stromstörerbreite (inkl. Abstand zur Behälterwand) m
b2 Stromstörer Abstand zur Behälterwand m
b3 Rührerblattbreite m
c∗L Gleichgewichtskonzentration an der Phasengrenze g L−1
c1 Zuschlag zur Berücksichtiung der
Wanddickenunterschreitung mm
c2 Abnutzungszuschlag mm
c(S)-SO Konzentration (S )-Styroloxid g L−1
cL Gelöste Sauersto�konzentration
in umgebender Flüssigkeit g L−1
cp,H2O Wärmekapazität Wasser kJ kg−1 K−1
cV Volumenanteil der zu dispergierenden Phase -
CDW Zelltrockengewicht mg
D Reaktordurchmesser m
Da Auÿendurchmesser Behälter/Kolonne mm
dB Blasendurchmesser m
Di Innendurchmesser Behälter/Kolonne mm
dR Rührerdurchmesser m
E Elastizitätsmodul bei Betriebstemperatur N mm−2
fS Schlankheitsgrad -
F(t) Verweilzeitsumme -
Fr Froudezahl -
g Erdbeschleunigung m2 s−1
H Reaktorhöhe m
h2 Rührerhöhe (vom Reaktorboden) m
h3 Rührerblatthöhe m
HArbeit Höhe Arbeitsvolumen m
hFörd. Förderhöhe m
hT Tellerabstand m
hZ Zulaufhöhe m
XVI
Symbolverzeichnis
IGes. Aufzuwendende Rückzahlungen AC
K Festigkeitskennwert bei Berechnungstemperatur N mm−2
KRmax Sättigungs-Konzentration (R)-Isomer mM
KSmax Sättigungs-Konzentration (S )-Isomer mM
kψ Formkorrekturfaktor -
kLa Volumenbezogener, �üssigseitiger Sto�transportkoe�zient h−1
kQ Wärmeübergangskoe�zient kJ kg−1 K−1
ks Schwarmbehinderungsfaktor -
l Länge mm
m(S)-SO Masse (S )-Styroloxid g
mEnzym Enzymmasse pro Zyklus kg a−1
mRacemat Masse eingesetztes Racemat g
mZellen Gesamte Zellmasse mg
mZelle Masse einzelne Zelle mg
MO2 Molmasse Sauersto� g mol−1
n Anzahlzw. Polytropenexponent- b
nrot,b Drehzahl mit Begasung min−1
ne Anzahl Einbeulwellen -
nrot Drehzahl s−1
nR Rührerdrehzahl min−1
nS Schweiÿnahtfaktor -
nT Tellerzahl -
NZ,Batch Zellzahl pro Batch -
NZ,FM Zellzahl Fermentationsmedium -
Ne Newtonzahl -
Neb Newtonzahl mit Begasung -
NPSH net positive suction head m
OTR Sauersto�transferrate kg L−1 h−1
P Leistung W
p Berechnungsdruck bar
Pb Leistung mit Begasung kW
pD Dampfdruck Pa
PR,ges Gesamte eingetragene Rührerleistung kW
PR Eingetragene Leistung pro Rührereinheit kW
Pr Produktivität g L−1 h−1
Q Begasungskennzahl -
Q Wärme kJ
q Begasungsrate min−1
XVII
Symbolverzeichnis
Qb,max Maximale Begasungskennzahl -
Qb Begasungskennzahl -
ri Innenradius der Sedimentationsstrecke m
RU Rückhaltevermögen -
RW Radius einer Wölbung mm
Re Reynoldszahl -
S Sicherheitsbeiwert beim Berechnungsdruck -
S Sicherheitsbeiwert -
s Wanddicke mm
se Vorgegebene Wanddicke mm
SK Sicherheitsbeiwert gegen elastisches
Einbeulen beim Berechnungsdruck -
smax maximale Sedimationsstrecke m
T Temperatur ◦C
TKühl aus. Kühlwasseraustrittstemperatur ◦C
TKühl ein. Kühlwassereintrittstemperatur ◦C
ta Amortationszeit a
tM Mischzeit s
tR Reaktionszeit h
tz Dauer der Zentrifugation s
u Unrundheit %
uA Aufstiegsgeschwindigkeit m s−1
uG Gaslehrrohrgeschwindigkeit m s−1
v Schweiÿnahtfaktor -
VRmax Maximale Hydrolyserate (R)-Isomer nmol min−1mg−1cdw
VSmax Maximale Hydrolyserate (S )-Isomer nmol min−1mg−1cdw
VArbeit Arbeitsvolumen m3
VReaktor Reaktorvolumen m3
vFl. Fluidgeschwindigkeit m s−1
w Massenanteil g g−1
X Zellkonzentration g ·L−1
x Molanteil mol mol−1
X0 Zellkonzentration zum Zeitpunkt 0 g L−1
xmax Maximale Partikelgröÿe µm
xmin Minimale Partikelgröÿe µm
xT,min Minimale abtrennbare Tropfengröÿe m
xZ,min Abtrennbare Zellgröÿe µm
xZ Zellengröÿe µm
XVIII
Symbolverzeichnis
Y (S)-SOCDW
Ausbeute (S )-Styroloxid bezogen auf Zelltrockenmasse g g−1
Y (S)-SOGlc
Ausbeute (S )-Styroloxid bezogen auf Glukose g g−1
Y (S)-SORac
Ausbeute (S )-Styroloxid bezogen auf Styroloxid g g−1
Y (S)-SOSty
Ausbeute (S )-Styroloxid bezogen auf Styrol g g−1
Y (S)-SOX
Ausbeute (S )-Styroloxid bezogen auf Enzymmasse g g−1
Z Hilfswert -
XIX
Motivation
1 Motivation
(S )-Styroloxid ((S )-SO) ist eine Schlüsselverbindung zur Synthese von Dopamin-Agonisten
und antidiabetischen Wirksto�en. Zusätzlich dient das racemische Gemisch als Polymerisa-
tionkatalysator sowie -initiator, als Weichmacher für Epoxidharze und wird in der Agrochemie
eingesetzt. Bisher existiert aufgrund der Problematik der Stereochemie jedoch keine groÿtech-
nische Herstellung von enantiomerenreinem (S )-Styroloxid. Lediglich die Groÿproduktion des
Racemats oder die enantioselektive Herstellung mit geringerem Enantiomerenüberschuss un-
ter Einsatz von schwermetallhaltigen Jacobsen-Katalysatoren ist möglich. In Versuchen zeigte
sich, dass sich zur enantiomerenreinen Herstellung besonders der Einsatz von Biokatalysato-
ren eignet.
Unter besonderer Berücksichtigung verschiedener Verfahrens- und Anlagenalternativen, wird
im Rahmen dieser Arbeit eine Produktionsanlage für 1000 t (S )-Styroloxid pro Jahr mit ei-
nem Enantiomerenüberschuss von ≥ 99% bei einer Reinheit von 98% ausgelegt, geplant und
in einen Verbundstandort integriert. Ökonomische und ökologische Kriterien �ieÿen hierbei
neben der technischen Realisierbarkeit in die Argumentation mit ein.
Für das ausgewählte Verfahren werden die Auslegungskriterien präsentiert, die Planungsun-
terlagen wie Grund-, Verfahrens- und RI-Flieÿbild erstellt und die benötigten Anlagenkom-
ponenten dimensioniert sowie verfahrenstechnisch ausgelegt. Abschlieÿend wird die Anlage
mittels einer Kostenschätzung bewertet.
1
Verfahrensvergleich
2 Verfahrensvergleich
2.1 Einleitung
Zur biokatalytischen Herstellung von (S )-SO bieten sich zwei grundlegend unterschiedliche
Reaktionsmechanismen an. Zum einen die bevorzugte Zersetzung von (R)-SO in einem race-
mischen Gemisch unter Einsatz einer Epoxidhydrolase und zum anderen die durch Monooxy-
genasen katalysierte Epoxidation von Styrol zu (S )-SO. Bei beiden Varianten können sowohl
Ganzzellkatalysatoren sowie isolierte Enzyme eingesetzt werden.
Die Hydrolyse von (R)-SO �ndet entweder mittels isolierter Enzyme wie der Epoxidhydro-
lase aus Sphingomonas sp. HXN-200 oder durch Ganzzellsysteme wie Rhodotorula glutinis,
Sphingomonas echinoides EH-983 (Wildtypen) oder Pichia pastoris (rekombinant) statt.
Die Epoxidation mit dem rekombinanten Stamm Escherichia coli JM101 (pSPZ10) oder
Pseudomonas sp. VLB120∆C kann in einem Zweiphasensystem mit in situ Produktabtren-
nung erfolgen. Ein zweiter Ansatz beschreibt die Epoxidierung unter Verwendung von iso-
lierter Styrolmonooxygenase im Ein- sowie Zweiphasensystem. Eine dritte Möglichkeit ist
der Einsatz von Pseudomonas sp. VLB120∆C in einem Bio�lmreaktor, in dem eine direkte
Produktabtrennung unter Verwendung von Membranen realisiert wird.
Folgend werden die verschiedenen Reaktionssysteme vorgestellt und ihre Vor- und Nachteile
im Hinblick auf die Machbarkeit einer groÿtechnischen Produktion dargestellt. Im Rahmen
der Literaturrecherche wurden Verfahrens- und Sto�daten zusammengetragen und die grund-
legenden Massenbilanzen aufgestellt, die letztlich die Basis für die Verfahrensauswahl bilden.
Dabei wurden die Labordaten für die groÿtechnische Produktion linear hochgerechnet, ohne
dabei die Verringerung der Produktivität im groÿtechnischen Maÿstab zu berücksichtigen.
Um eine einheitliche Vergleichsmöglichkeit zu scha�en, wurden Kennzahlen festgelegt und
wie folgt berechnet.
Ein entscheidendes Kriterium zur Verfahrensauswahl ist eine möglichst hohe E�zienz. Diese
wird durch die volumetrische Produktivität beschrieben, die nach Gleichung (1) de�niert ist.
Produktivität =m(S)-SO
VArbeit · tTurnover−Zeit
[ g
L · h
](1)
Die Turnover-Zeit setzt sich hierbei aus der Reaktions- bzw. Fermentationszeit und der Tot-
zeit, welche für Entleeren, Reinigen, Sterilisieren und Befüllen benötigt wird, zusammen. Die
Reinigungszeit wurde für die erste Berechnung zu 8 h bei den Ganzzell-Verfahren und 5 h
bei den Verfahren mit Enzymen angenommen.
Da eine geringe Konzentration an (S )-SO ein groÿes Reaktionsvolumen zur Folge hat und
sich zusätzlich auf die Apparategröÿen im Downstream-Processing auswirkt, wurde die Pro-
duktkonzentration (Gleichung (2))als nächste Kennzahl festgelegt.
2
Verfahrensvergleich
c(S)-SO =m(S)-SO
VArbeit
[ g
L
](2)
Auÿerdem ist bei einer Reaktion wichtig, welcher Anteil der eingesetzten Edukte in das
gewünschte Produkt umgesetzt wird. Daher wurden die Ausbeuten bezogen auf die Edukte
Styrol und SO-Racemat (Gleichungen (3) und (4))berechnet.
Y (S)-SOSty
=m(S)-SO
mStyrol
[g
g
](3)
Y (S)-SORac
=m(S)-SO
mRacemat
[g
g
](4)
Als nächstes Kriterium gilt ein möglichst geringer Verbrauch an Kohlensto�quelle (hier: Glu-
kose), da dies meist ein entscheidener Kostenfaktor in industriellen Fermentationsprozessen
ist.
Y (S)-SOGlc
=m(S)-SO
mGlukose
[g
g
](5)
Ebenfalls dem Vergleich dienlich ist für die Ganzzell-Verfahren die Ausbeute bezogen auf die
Zelltrockenmasse.
Y (S)-SOCDW
=m(S)-SO
mCDW
[g
g
](6)
Eine abschlieÿende Hochrechnung der Kosten für Edukte und Medien wurde nur für aus-
gewählte Verfahren durchgeführt, da teilweise Daten nur für sehr kleine Reaktionsvolumina
(1 - 5 ml) vorlagen und bei einigen Verfahren bereits beim Vergleich der beschriebenen Kenn-
zahlen festzustellen war, dass diese kein konkurrenzfähiges Ergebnis erzielen können (siehe
Tabelle A.3).
2.2 Zweiphasensystem
Die Biotransformation von Styrol zu (S )-SO erfolgt vorwiegend in einem Zweiphasensystem
aus organischem Lösungsmittel und wässrigem Medium, sowohl beim Einsatz von Enzymen,
als auch bei Ganzzellkatalysatoren. Da Edukt wie Produkt hydrophob sind und sich gröÿ-
tenteils in einer geeigneten organischen Phase lösen, dient diese als Extraktionsmittel für das
Produkt und, zunächst mit Edukt angereichert, gleichzeitig als Reservoir, um stetig Edukt
für die Biotransformation zur Verfügung zu stellen. Beim Einsatz ganzer Zellen hat dies zu-
sätzlich den Vorteil, dass die Konzentrationen in der wässrigen Phase gering gehalten werden,
da Styrol und (S)-SO zelltoxisch wirken. Sie lösen sich in der Zellmembran, was zur Desinte-
gration, Durchlässigkeit und letztlich zur Zelllyse führt. Ab 1,8 (Styrol) bzw. 6,3 mmol L−1
(SO) tritt bei E. coli JM101 vollständige Wachstumsinhibierung ein [47].
3
Verfahrensvergleich
Das im Labormaÿstab bevorzugt verwendete Extraktionsmittel Bis(2-ethylhexyl)phthalat
(BEHP) hat im technischen Maÿstab den bedeutenden Nachteil, dass der Dichteunterschied
zum wässrigen Medium mit ca. 0,015 g cm−3 äuÿerst gering ist, was eine der Biotransfor-
mation folgende Trennung von organischer und wässriger Phase durch z.B. Zentrifugation
erheblich erschwert. Zudem ist BEHP ein Weichmacher, was bei der Auswahl von Dichtun-
gen und Kunststo�teilen beachtet werden muss.
Als alternative Lösungsmittel bieten sich Ethyloleat (EO), Hexadekan, Dodekan und Oktan
an [46]. Wichtigste Kriterien für die Lösungsmittelauswahl sind die Verteilungskoe�zienten
für Edukt und Produkt sowie (falls eingesetzt) die Verträglichkeit für Mikroorganismen, ge-
messen an deren spezi�schen Aktivitäten. Bei Verwendung von Hexadekan, Dodekan und
Oktan treten vergleichsweise geringe Aktivitäten auf [46]. EO weist ähnliche Verteilungsko-
e�zienten und eine ähnliche Verträglichkeit wie BEHP auf [32], hat im Vergleich dazu aber
eine geringere Dichte und Viskosität, was eine Phasentrennung und Verarbeitung gegenüber
BEHP erleichtert.
Die volumetrische Produktivität der Biotransformation sinkt mit dem Anteil der organischen
Phase. Ein Phasenanteil von 50% darf allerdings nicht überschritten werden, da ansonsten
eine Phaseninversion statt�ndet, wodurch der nötige Sauersto�eintrag stark erschwert wird.
Um einen guten Sto�transport von Edukt aus der organischen Phase in die wässrige Pha-
se (und somit in die Zellen) zu gewährleisten, muss eine möglichst groÿe Phasengrenz�äche
durch intensives Mischen erzeugt werden.
2.3 Racematspaltung mit Epoxidhydrolase
2.3.1 Reaktion
Ausgehend von einem racemischen Gemisch werden bei der kinetischen Racematspaltung auf-
grund unterschiedlicher Reaktionsgeschwindigkeiten zwei Enantiomere getrennt. Hierdurch
bleibt ein Enantiomer unverändert zurück, während das andere in eine neue ebenfalls chirale
Verbindung überführt wird (maximale Ausbeute 50%). Das Racemat (Edukt) wird hierzu
entweder mit einem chiralen Reagenz oder einem Katalysator zusammengebracht.
Bei der kinetischen Racematspaltung von Styroloxid katalysiert eine Epoxidhydrolase die
Addition von Wasser an den Epoxid-Ring, wodurch ein entsprechendes Diol gebildet wird
(Abbildung 2.1).
4
Verfahrensvergleich
Abbildung 2.1: Reaktionsgleichung Racematspaltung
Grundsätzlich kann zwischen zwei Verfahrensvarianten unterschieden werden: Ganzzell-Verfahren
oder isolierte Enzyme.
2.3.2 Hydrolyse mit zellfreiem Extrakt (CFE)
Dieser Verfahrensansatz beruht auf Experimenten von Liu et al. [36]. Hierbei können zur bio-
katalytischen Produktion von (S )-SO mit CFE der Vorfermenter und die Aufarbeitungsstufen
zur Gewinnung des CFE von der Hauptreaktion, der selektiven Racematspaltung, entkoppelt
betrachtet werden.
Im Vorfermenter werden Kulturen von Shingomonas sp. HXN-200 [36] in einer Mischung
aus E2-Medium und MT-Spurenelementlösung unter n-Oktan-haltiger Begasung gezüchtet,
wobei n-Oktan als Kohlensto�quelle dient. Aus den gezüchteten Zellen wird anschlieÿend
durch Zellaufschluss CFE-Pulver gewonnen. Der eigentliche Reaktionsschritt erfolgt nun im
Zweiphasensystem. Dafür wird die organische Phase, bestehend aus dem racemischen Ge-
misch (320 mM) und n-Hexan als Lösungsmittel (2 ml), mit der wässrigen Phase, bestehend
aus dem CFE-Pulver (120 mg) gelöst in 2 ml 50 mM Tris-HCl Pu�erlösung (pH = 7,5), im
Reaktor zusammengebracht und die Umsetzung von (R)-SO zum Diol katalysiert. Die Dauer
der Hauptreaktion beträgt 13,8 h. Für Reinigung, Füllen und Entleeren werden je Batch 5 h
angenommen. Die Turnoverzeit ergibt sich somit zu 18,8 h. Die Endkonzentration von (S )-
SO in der organischen Phase beträgt 128,6 mM. Über das Molekulargewicht von Styroloxid
und damit der produzierten Menge von (S )-Styroloxid kann die Produktivität entsprechend
Kapitel 2.1 ermittelt werden.
Die glukosespezi�sche (S )-Styroloxidausbeute Y (S)-SOGlc
kann berechnet werden, wenn der Glu-
koseverbrauch bekannt ist. Der verwendete Mikroorganismus nutzt jedoch nicht Glukose,
sondern n-Oktan als Kohlensto�quelle. Um die Vergleichbarkeit zu den anderen Verfahrens-
varianten herzustellen, wird eine theoretische, auf die Glukose bezogene Ausbeute an Zelltro-
ckengewicht von YCDWGlc
= 0,5 angenommen [32]. Da durch die Aufreinigungsschritte etwa 30%
des CDW verloren gehen [32], werden für 120 mg CFE 171 mg CDW benötigt. Die je Batch
5
Verfahrensvergleich
benötigte Menge an Glukose ist demnach 342 mg. Daraus kann Y (S)-SOGlc
und über die Einsatz-
menge Racemat Y (S)-SORac
berechnet werden. Die katalysatorbezogene (S )-Styroloxidausbeute
Y (S)-SOX
ergibt sich, wenn man für die Katalysatormenge X die erforderliche Masse CDW
einsetzt.
Tabelle 2.1: Vergleichskennzahlen der Epoxidhydrolyse mit CFE aus Sphingomonas sp. HXN-200
Hydrolyse mit CFE
Produktivität [g L−1 h−1] 0,41
c(S)-SO [g L−1] 7,73
Y (S)-SOGlc
[g g−1] 0,09
Y (S)-SORac
[g g−1] 0,40
Y (S)-SOX
[g g−1] 0,18
Der au�älligste Wert dieser Ergebnisse ist Y (S)-SOGlc
, der besagt, dass man zur Herstellung von
1 kg (S )-SO ca. 11 kg Glukose benötigt. Dies ist bereits ein Hinweis auf ein nicht besonders
e�zientes Fermentationsverfahren. Im Folgenden sind die Eduktkosten, die mit diesem Ver-
fahren zur Produktion von 1 kg (S )-SO entstehen, angegeben. Eine detaillierte Darstellung
zur Kostenermittlung ist in Kapitel A.1 angegeben.
Tabelle 2.2: Mengen und Kosten der Medien der Epoxidhydrolyse mit CFE aus Sphingomonas sp. HXN-200
Menge für 1 kg (S )-SO Kosten-Anteila
[kg] [AC kg(S)−SO−1]
MT-Spurenelementlösung 2,28·10−3 0,02
E2-Medium 2,67 33,41
n-Oktan 20,54 113,83
Fermentationsmedium 23,21 147,26
Styroloxid (racemisches Gemisch) 2,49 8,25
n-Hexan 4,26 18,36
Tris-HCL 0,51 1,01
Reaktionsmedium 7,26 27,62
Gesamtkosten 174,87
a Grundlage zur Berechnung ist Tabelle J.1
6
Verfahrensvergleich
2.3.3 Epoxidhydrolasen aus rekombinantem Aspergillus niger
Für den Verfahrensvergleich wurden auch Ergebnisse aus Versuchen mit tri�uoromethyl-
substituierten aromatischen Epoxiden betrachtet. In den Versuchen wurden die optimalen Be-
dingungen (Rührerdrehzahl, organisches Lösungsmittel) für ein Zweiphasensystem in Batch-
Fahrweise im Hinblick auf eine spätere verfahrenstechnische Auslegung ermittelt [9]. Die
eingesetzten Epoxidhydrolasen stammten aus zuvor kultivierten, rekombinanten Aspergillus
niger GBCF 79. Hierfür kam einfaches wässriges Medium aus Glukose (10 g L−1) und ein-
geweichtem Getreide (�corn streep liquor�, CSL) zum Einsatz. Nach 40 h Inkubationszeit
wurde das Mycel geerntet und, um Enzyminaktivierung zu verhindern, in 1,4 L 10 mM
Phosphatpu�er (pH = 7,1) mit zusätzlich 1 mM EDTA, 1 mM Cystein und 0,3 mM Phenyl-
methansulfonyl�uorid (PMSF) suspendiert. Nach einer Homogenisierung und anschlieÿender
gründlicher Aufreinigung (dreifache Mikro�ltration, Ultra�ltration, Gel�ltration) wurden aus
10 L Fermentationsvolumen 1,5 g Enzympulver gewonnen. In einem Nebenversuch wurden
beim Einsatz der etwa vierfachen Menge (ca. 6 g) grob aufgereinigten Enzympräparats (Zen-
trifugation, einfache Mikro�ltration - verfahrenstechnisch einfacher zu realisieren) vergleich-
bare Werte für Produktivität und Ausbeute erreicht.
In einem Rührreaktor mit einem Volumen von 100 ml wurden 12,5 g (4-Tri�uorometoxy-
phenyl)-Oxiran-Racemat (rac-4) mit 62,5 mg Epoxidhydrolase in 27,5 ml Wasser und 10 ml
iso-Oktan umgesetzt (weitere Angaben siehe Tabelle 2.3). Dabei wurde eine Ausbeute von
43% für (S )-4-Tri�uorometoxyphenyl))-Oxiran ((S )-4) bei einer Enantiomerenreinheit > 99%
erreicht.
Tabelle 2.3: Verfahrensdaten für isolierte Epoxidhydrolasen aus A. niger [9]
c0,rac−4 [g L−1] 250,000
m0,rac−4 [g] 12,500
m(S)−4 [g] 5,375
VSubstrat [L] 0,013
VWasser [L] 0,028
Viso-Oktan [L] 0,010
mEnzym [g] 0,063
t [h] 8,5
Aufbauend auf diesen Ergebnisse werden im Folgenden die Ausbeuten und Produktivitäten
berechnet, die für einen späteren Scale-Up relevant sind.
7
Verfahrensvergleich
Tabelle 2.4: Kennzahlen A. niger
Produktivitäta [g L−1 h−1] 12,647
c(S)-4 [g L−1] 107,500
Y (S)-4rac-4
[g g−1] 0,430
Y (S)-4Glc
[g g−1] 1,292
Y (S)-4CDW
[g g−1] 8,600
a Reaktionszeit: 3,5 h ⇒ Turnover (inkl. Reinigung): 8,5 h
In Tabelle 2.5 sind die benötigten Massen an Edukten sowie die Preise pro kg Produkt in
AC kg −1 (entsprechend Tabelle J.1) dargestellt.
Tabelle 2.5: Kosten für Produktion von (S )-SO mit Epoxidhydrolasen aus Aspergillus niger
Menge für 1 kg (S )-4 Kosten
[kg] [AC/kg(S)−SO]
Racemat 2,326 8,14
iso-Oktana 0,128 0,17
Glukose 0,775 0,38
CSL 1,550 0,06
KH2PO4 0,158 0,03
Na2HPO4 0,207 0,02
EDTA 0,076 0,02
Cystein 0,032 0,06
PMSF 0,136 3,12
Gesamtkosten 12,00
b Annahme einer 90%-igen Rückführung des Lösungsmittels
Die Ergebnisse der betrachteten Untersuchungen zeigen, dass die Möglichkeit besteht, enan-
tiomerenreine aromatische Epoxide unter Einsatz von Biokatalysatoren groÿtechnisch wirt-
schaftlich herzustellen. Zudem existieren Labormaÿstabs-Versuche zur Immobilisierung der
verwendeten Epoxidhydrolasen, welche auch nach bis zu zwölf Batch-Durchgängen nahezu
gleiche Aktivität aufwiesen [38]. Durch eine Immobilisierung im Groÿmaÿstab lieÿen sich die
einzusetzende Enzymmenge und somit die Kosten für die Enzymherstellung noch deutlich
8
Verfahrensvergleich
reduzieren.
Die Ergebnisse dieser Betrachtung können jedoch vorerst nur als weitere Anwendung von
Epoxidhydrolasen angesehen werden, da schwer zu beurteilen ist, inwieweit die Epoxidation
von Tri�uoromethoxy-Aromaten mit der von Styrol vergleichbar ist.
2.3.4 Ganzzell-Verfahren
2.3.4.1 Vergleich verschiedener Mikroorganismen
Bei den Ganzzell-Verfahren wurden als erstes die enantioselektiven Hydrolysereaktionen von
Rhodotorula glutinis als Wildtyp-Organismus und zusätzlich rekombinante Pichia pastoris,
Saccharomyces cerevisiae und Escherichia coli Zellen betrachtet [31].
Abbildung 2.2: Enantioselektive Spaltung von 20 mM racemischem Styroloxid mit unterschiedlichen rekom-
binanten Ganzzell-Biokatalysatoren. (A) P. pastoris, (B) S. cerevisiae, (C) E. coli BL21, (D) E. coli BLR
und (E) E. coli Rosetta [31]
In Abbildung 2.2 sind die Ergebnisse der Umsetzung von SO der verschiedenen rekombinanten
9
Verfahrensvergleich
Zellen zusammengefasst. Insgesamt war die hydrolytische Aktivität bei den rekombinanten
Zellen 11-66 mal höher als beim Wildtyp R. glutinis. E. coli Rosetta wies dabei die höchsten
Hydrolyseraten auf. Für den Verfahrensvergleich mittels der in Kapitel 2.1 beschriebenen
Kennzahlen fehlen jedoch Angaben die eine Berechnung ermöglichen.
2.3.4.2 Sphingomonas echinoides & Pichia pastoris
Eine vielversprechende Anwendung im Bereich der Ganzzell-Biokatalysatoren liefert ein neu
isolierter Seewasser-Mikroorganismus, Sphingomonas echinoides EH-983. Der Wildtyp weist
Epoxidhydrolase-Aktivität auf und setzt ein racemisches Styroloxidgemisch am e�ektivsten
bei einer Temperatur von 20◦C und einem pH von 7 um [30].
Weitere Untersuchungen beschäftigten sich mit der Temperaturabhängigkeit der Hydroly-
sereaktion eines rekombinanten P. pastoris GS-115 Stammes mit der Epoxidhydrolase von
R. glutinis. Hierbei wurde festgestellt, dass bei steigender Temperatur zwar die Umsatzrate
steigt, die Ausbeute jedoch sinkt. Je höher die Temperatur, desto mehr (S )-Styroloxid wird
ebenfalls in das entsprechende Diol umgeformt [34].
Tabelle 2.6: Verfahrensdaten Sphingomonas echinoides [30] und Pichia pastoris [34]
S. echinoides EH-983 P. pastoris
c0,Rac [g L−1] 4,806 63,199
m0,Rac [g] 0,024 0,063
m(S)−SO [g] 0,005 0,023
VZellsusp [L] 0,005 0,001
VLösungsmittel [L] 0,005 0,002
cCDW [g L−1] 40 21
mCDW [g] 0,200 0,021
t [h] 14 27
In Tabelle 2.6 sind die Verfahrensdaten für die Ganzzell-Verfahren mit Wildtyp S. echinoides
EH-983 und rekombinantem P. pastoris zusammengefasst. Bei den Verfahren wurden Aus-
beuten von 21,3% bei S. echinoides EH-983 und 36% bei P. pastoris GS-115 erreicht. Nach-
folgend wurden die Kennzahlen für Produktivität und Ausbeuten für den Verfahrensvergleich
ermittelt.
10
Verfahrensvergleich
Tabelle 2.7: Kennzahlen S. echinoides EH-983 & P. pastoris GS-115
S. echinoides EH-983 Pichia pastoris GS-115
Produktivität [g L−1 h−1] 0,037a 0,421b
c(S)-SO [g L−1] 0,512 11,376
Y (S)-SORac
[g g−1] 0,213 0,360
Y (S)-SOGlc
[g g−1] 0,013 0,542
Y (S)-SOCDW
[g g−1] 0,026 1,083
a Fermentationszeit: 3 h ⇒ Turnover (inkl. Vorbereitung & Reinigung): 14 hb Fermentationszeit: 16 h ⇒ Turnover (inkl. Vorbereitung & Reinigung): 27 h
Weitere Überlegungen müssten auch im Hinblick auf die Abtrennung des bei der Hydrolyse-
Reaktion ebenfalls entstehenden Diols getro�en werden. Hierzu liegen jedoch bei den be-
schriebenen Ganzzell-Verfahren keine Daten vor.
2.4 Epoxidation mit Styrolmonooxygenase
2.4.1 Reaktion
Die für die Styroldegradation verantwortlichen Gene (styABCD) stammen aus einem Pseu-
domonas Stamm, der Styrol als alleinige Kohlensto�- und Energiequelle nutzen kann. Dieser
Stamm (Pseudomonas sp. VLB120) wurde aus Waldboden in der Nähe von Stuttgart isoliert
[45]. Die Degradation erfolgt in mehreren Schritten. Zunächst wird die Reaktion von Sty-
rol zu (S )-SO durch eine Oxygenase (StyA) unter FADH2-Verbrauch katalysiert, wobei eine
NADH-Flavin-Oxidoreduktase (StyB) das erforderliche FADH2 bereitstellt. In der weiteren
Degradation wird (S )-SO durch StyC zu Phenylacetaldehyd und weiter von StyD zu Pheny-
lessigsäure umgesetzt. Folgend ist die Gesamtreaktion aufgeführt (Abbildung 2.4.1).
Abbildung 2.3: Reaktion der Styroldegradation
11
Verfahrensvergleich
Für die Herstellung von (S )-SO wird styC ausgeschaltet (Pseudomonas sp. VLB120∆C),
bzw. die Gene styAB durch Klonierung auf ein neues Plasmid übertragen und in Esche-
rischia coli eingebracht (z.B. Escherichia coli JM101 (pSPZ10)). Diese Mikroorganismen
wurden im Labormaÿstab in zweiphasigen, kontinuierlichen sowie Fed-Batch Kulturen unter-
sucht [46]. Da Pseudomonas sp. VLB120∆C Bio�lme ausbilden kann, wurde er zusätzlich in
Bio�lmreaktoren untersucht [20].
2.4.2 Epoxidation mit isolierter Styrolmonooxygenase
Im Folgenden wird das System zur Synthese von (S )-SO aus Styrol mit den isolierten En-
zymen StyA und StyB (aus Pseudomonas sp.strain VLB120), wie in 2.4.1 beschrieben, be-
trachtet. Dabei handelt es sich um ein kofaktorabhängiges Reaktionssystem. Die ablaufende
Reaktion wird als Monooxygenierung bezeichnet, da bei der Umwandlung von Styrol moleku-
larer Sauersto� reduktiv aktiviert wird, um die Epoxidation durchzuführen. Wasser fällt bei
dieser Reaktion als Begleitprodukt an. Das Enzymsystem StyAB wird zur Familie der Zwei-
komponenten Flavin-Monooxygenasen gezählt und benötigt NADH und FAD als Kofaktoren
[43].
Die Regeneration der Kofaktoren ist von groÿer Bedeutung für die enzymatische Umwand-
lung und kann über die Enzyme bewerkstelligt werden. Dabei wird FAD über StyB zu FADH2
umgewandelt, wobei NADH verbraucht wird. NADH muss über einen zusätzlichen Schritt
regeneriert werden. Zur Regenerierung von NADH werden zwei Möglichkeiten näher betrach-
tet. Die direkte elektrochemische Regeneration und die Regeneration über das Enzym FDH
(Formiat-Dehydrogenase) mit Ameisensäure (CH2O2).
Bei der betrachteten elektrochemischen Regeneration wird NAD an einer Ag/AgCl-Elektrode
über Mediatoren bei -500 mV reduziert [27]. Aufgrund der hohen Spannung kommt es durch
die Bildung von toxischen Sauersto�radikalen zu einer Denaturierung der Enzyme. In einem
Reaktor wäre darüber hinaus mit einer höheren Korrosionsrate zu rechnen. Eine elektroche-
mische Regeneration von NADH ist aus diesem Grund technisch schwierig zu realisieren und
wird nicht weiter betrachtet.
Die Regeneration des Kofaktors über das erweiterte System mit FDH und Ameisensäure ist
ein schonenderer Ansatz(Abb. 2.4). Die Ameisensäure wird durch FDH oxidiert und dabei
wird ein NADH regeneriert. Pro Molekül Ameisensäure geht zudem ein H+-Ion in Lösung und
ein CO2 -Molekül wird gebildet. Die Protonen sorgen für eine Ansäuerung der Umgebung,
weshalb ein Pu�ersystem verwendet werden muss, um einer pH-bedingten Denaturierung
der Enzyme entgegenzuwirken. Die Ameisensäure ist ein günstiger Kofaktor und das bei der
Oxidation gebildete gasförmige CO2 wirkt sich nicht nur positiv auf das thermodynamische
Gleichgewicht der Reaktion aus, sondern lässt sich auch einfach aus der Reaktionslösung ab-
trennen [53]. Nachteilig sind bei diesem System die niedrige spezi�sche Aktivität von FDH
mit bis zu 10 U mg−1 [64] und die vergleichsweise hohen Kosten für die Regeneration von
12
Verfahrensvergleich
StyA und StyB. StyB ist relativ stabil und die spezi�sche Aktivität bleibt konstant bei etwa
200 U mg−1. Das Enzym StyA hat eine Epoxidations-Aktivität von 2,1 U mg−1, ist aber
nicht stabil und verliert innerhalb kurzer Zeit einen Groÿteil seiner Aktivität [43]. Unter
Berücksichtigung der gesammelten Informationen wird eine grobe Massenbilanz und Wirt-
schaftlichkeitsabschätzung vorgenommen.
2.4.2.1 Massenbilanz
Es sollen jährlich 8, 32 · 106 mol bzw. 1000 Tonnen (S )-SO hergestellt werden. Gemäÿ der
Reaktionsgleichung (7) ergeben sich unter der Annahme eines verlustlosen Prozesses die in
Tabelle 2.8 zusammengefassten Edukt- und Produkt-Massenströme.
(7)
Tabelle 2.8: Verbrauch bzw. Bildung bezogen auf 1 kg (S )-SO
Sto�e Eingang Ausgang
[kg kg−1] [kg kg−1]
Styrol 0,867 -
Ameisensäure 0,766 -
Sauersto� 0,266 -
(S )-SO - 1
Wasser - 0,15
H+ Ionen - ca. 0,017
CO2 - 0,732
Neben der Massenbilanz des übergeordneten Prozesses ist auch eine Bilanzierung der Enzym-
mengen erforderlich (Abbildung 2.4). Hergestellt wird das Enzym StyA durch Überexpression
in Escherichia coli JM101 (pSPZ10). StyA macht etwa 12,5 Gewichtsprozent der Zelltro-
ckenmasse aus. Es wird angenommen, dass sich die Coenzyme NAD und FAD vollständing
regenerieren und zurückgewinnen lassen.
Die Anfangsaktivität von isoliertem StyA beträgt 0,108 U mg−1 [26] und die von isoliertem
13
Verfahrensvergleich
StyB etwa 200 U mg−1 [43]. FDH weist eine Anfangsaktivität von ca. 7,5 U mg−1 auf [64].
Abbildung 2.4: Mechanismus der Epoxidation mittels Styrolmonooxigenase und Formiatdehydrogenase
Das Reaktionssetup sieht ein Zweiphasensystem vor, welches über einen Zeitraum von 10
h betrieben wird. Es wird angenommen, dass die Umsetzung von Styrol zu (S )-SO unter
ähnlichen Bedingungen abläuft wie die in der von K. Hofstetter [26] beschriebenen Synthe-
se von 3-Chlorstyrolepoxid zu 3-Chlorstyrol. Dabei ist die organische der wässrigen Phase
volumetrisch gleich. Die Produktivität ist mit 1 g L−1 h−1 angegeben. Da sich diese volu-
metrische Produktivität auf die reine Reaktionszeit von 10 h bezieht, für den Prozess aber
5 h Reinigungs- und Vorbereitungszeit eingerechnet werden müssen, beträgt die tatsächlich
Produktivität 0,667 g L−1 h−1. Nach 10 h ist die Konzentration bei einer Produktivität von
1 g L−1 h−1: c(S)-SO=20 g L−1. Bei einem Styrol-Umsatz von 90,5% ergibt sich bei hoher
Selektivität eine Ausbeute an (S )-Styroloxid bezogen auf Styrol von 1,01 [g g−1]
Die über 10h gemittelten Aktivitäten betragen für StyA 0,048 U mg−1, für StyB 200 U mg−1
und FDH 7,5 U mg−1(da angenommen wird, dass StyB und FDH über zehn Stunden stabil
sind). Daraus ergeben sich Enzymmassen von: 1823 mg für StyA, 0,44 mg für StyB und 11,6
mg für FDH und somit eine Gesamtenzymmasse von ca. 1835 mg pro Batch. Damit lässt sich
die Ausbeute an Styroloxid bezogen auf die benötigte Enzymmasse berechnen 8,72 [g g−1]
Unter der Prämisse, dass die benötigten Enzyme überwiegend aus StyA bestehen, wird die
Ausbeute von Styroloxid bezogen auf den Glukoseverbrauch vereinfachend nur auf die zur
Bildung von StyA aufgewendete Glukose bezogen. Mit einer StyA-Ausbeute von 0,054 g g−1
bezogen auf die Zellnassmasse [26], wobei die Zelltrockenmasse 20% der Zellnassmasse aus-
macht, ist die Styroloxidsausbeute bezogen auf die Zelltrockenmasse 1.09 [g g−1]
Da die Ausbeute der Zelltrockenmasse bezogen auf den Glukoseverbrauch etwa 0,5 g g−1 [32]
beträgt ergibt sich eine Styroloxid-Glukose Ausbeute von 0,54 [g g−1]
Die Kennzahlen zum Verfahrensvergleich sind in Tabelle 2.8 dargestellt.
14
Verfahrensvergleich
Tabelle 2.9: Ausbeuten und Produktivität von isolierter Styrolmonooxygenase
Produktivität [g L−1 h−1] 0,67
c(S)-SO [g L−1] 20,00
Y (S)-SOGlc
[g g−1] 0,54
Y (S)-SOSty
[g g−1] 1,01
Y (S)-SOX
[g g−1] 1,09
Die Verwendung von isolierten Enzymen bringt einige Vorteile. Gegenüber den Lebendzellver-
fahren hat ein Verfahren mit isolierten Enzymen den Vorteil, dass so gut wie keine Nebenpro-
dukte gebildet werden und die Biomasse nicht abgetrennt werden muss. Neben den Vorteilen
gibt es allerdings auch Nachteile: Zum einen muss die wässrige Enzymregenerationsphase
aufgearbeitet werden, damit die teuren Coenzyme NADH und FADH2 wieder zurückgewon-
nen werden können. Zum anderen müssen die Enzyme FDH, StyA und StyB kontinuierlich
ausgetauscht werden. Die Enzyme StyA und StyB stehen nicht in den benötigten Mengen
käu�ich zur Verfügung und müssten daher separat hergestellt werden. Problematisch und kos-
tenintensiv dabei ist die komplexe chromatogra�sche Aufreinigung der Enzyme. Die erstellte
Massenbilanz ist optimistisch, da weder von einer verlustfreien Coenzymregeneration noch
von einer einheitlichen Halbwertszeit der Aktivitäten ausgegangen werden kann. Aufgrund
der getro�enen Annahmen ist die Wirtschaftlichkeit des Verfahrens nicht abschätzbar. Es ist
jedoch anzunehmen, dass das Verfahren aufgrund der komplexen Aufarbeitung der Enzyme
und der Coenzymregeneration, unwirtschaftlich ist.
2.4.3 Ganzzell-Verfahren: Bio�lm
Als erste Variante der Ganzzellenepoxidation wird die Biokatalyse im Bio�lm betrachtet. Der
Bio�lm stellt einen Schutz für Bakterien gegen toxische Chemikalien dar und gerade in der
Wasseraufbereitung, wo die Substrate oft toxisch sind, werden Bio�lme bevorzugt eingesetzt.
Auch Groÿchemikalien wie Butanol, Ethanol und Essigsäure werden in Bio�lmreaktoren her-
gestellt [50]. In der Bioproduktion von Fein- und Spezialchemikalien wurden bisher jedoch
keine Bio�lme eingesetzt.
Es wurden bereits Laborversuche zur Styroloxidsynthese mithilfe Pseudomonas sp. VLB120∆C
als Biokatalysator in einem Bio�lmreaktor durchgeführt [20]. Die Reaktion wurde in einem
Silikonschlauch mit 2 mm Durchmesser durchgeführt, in dem sich der Bio�lm befand und der
von wässrigem Medium durchströmt wurde. Durch die Silikonmembran gelang Styrol aus den
umgebenden Gas- und Flüssigphasen in den Bio�lm, wo es umgesetzt und als Produkt direkt
nach der Reaktion durch die Membran wieder ausgetragen wurde. Auf diese Weise �ndet ge-
ringere Produkttoxi�zierung statt. Das System zur kontinuierlichen Produktion lief stabil für
15
Verfahrensvergleich
mehr als 55 Tage und es wurde ein täglicher Produktstrom von 16 g L−1wässr an (S )-Styroloxid
gewonnen. Für das Verfahren wurden die Kennzahlen nach Kapitel 2.1 ausgerechnet und sind
in Tabelle 2.10 zusammengefasst.
Tabelle 2.10: Vergleichskennzahlen der Epoxidierung im Bio�lm
Produktivität [g L−1 h−1] 0,667
c(S)-SO [g L−1] 4,2 bis 60a
Y (S)-SOGlc
[g g−1] 0,032
Y (S)-SOSty
[g g−1] 0,104
Y (S)-SOCDW
[g g−1] 0,016
a lt. Paper, Grund unbekannt (evtl. Alter des Bio�lms
Allerdings können diese Ergebnisse nur bedingt auf den Industriemaÿstab übertragen werden.
Für die erste Analyse kann angenommen werden, dass mehrere Rohrreaktoren parallel ge-
schaltet werden, um den Gesamtproduktstrom zu erhöhen. Um 1000 t (S)-Styroloxid bei 300
Arbeitstagen pro Jahr herzustellen, wäre es nötig, etwa 208000 Reaktoren mit je 1 L wässrigen
Arbeitsvolumen einzusetzen. Dies ist allerdings wegen der Emp�ndlichkeit des Systems und
der groÿen Sterilitätsanforderungen technisch schwer realisierbar. So ist zum Beispiel die im
Labor benutzte Substratlimitierung zur Prävention von Bio�lmwachstum schwer möglich, da
die technisch eingesetzten Substrate selten von konstanter Qualität sind. Auch die Reinigung
der Reaktoren zwischen zwei Durchgängen kann nicht ohne groÿen technischen Aufwand er-
folgen. Dieses Problem könnte durch die Wahl eines anderen Reaktors gelöst werden, wofür
aber weitere Laborversuche nötig wären. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass trotz der
klaren Vorteile der Bio�lme aufgrund der kontinuierlichen Fahrweise und der hohen Stabilität
die vorhandenen Literaturdaten nicht ausreichen, um einen technischen Prozess auszulegen.
2.4.4 Ganzzell-Verfahren: Zweiphasensystem
Für die Epoxidation mit ganzen Zellen im Zweiphasensystem wurden verschiedene Mikroor-
ganismen als potentielle Biokatalysatoren untersucht und anschlieÿend auf Basis der Massen-
bilanzen und reaktionstechnischen Parameter bewertet. Als die meistversprechenden Mikro-
organismen zur Produktion haben sich Escherichia coli JM101 (pSPZ10) und Pseudomonas
sp. VLB120∆C erwiesen [46]. Diese unterscheiden sich in der Nebenproduktbildung, Stabili-
tät, spezi�schen Aktivität der Styrolmonooxygenase und dem Substratverbrauch [46; 48]. Für
beide Biokatalisatoren wurden sowohl kontinuierliche als auch Fed-Batch Fahrweisen unter-
sucht. Die Versuche wurden im 2 LMaÿstab mit einem Phasenverhältnis von 1:1 durchgeführt.
16
Verfahrensvergleich
Dabei wurden Temperatur und pH konstant bei 30◦C und 7,4 gehalten. In den Versuchen
wurden meist Glukose als Kohlensto�quelle und BEHP als organische Phase verwendet. Für
die Fed-Batch Fahrweise von Escherichia coli JM101 (pSPZ10) wurden zusätzlich zwei Al-
ternativen untersucht, zum einen mit EO als alternativem Lösungsmittel und zum anderen
mit Glycerin als Substrat. Die untersuchten Verfahren sind in Tabelle 2.11 zusammengefasst.
Tabelle 2.11: Die Untersuchten Fahrweisen zur Ganzzellenepoxidation
Nummer Biokatalysator Fahrweise Kohlensto�quelle Organische Phase
I Escherichia coli a Fed-Batch Glukose BEHP
II Escherichia coli a Fed-Batch Glukose EO
III Escherichia coli a Fed-Batch Glycerin BEHP
IV Escherichia coli a kont. Glukose BEHP
V Pseudomonas sp. b Fed-Batch Glukose BEHP
VI Pseudomonas sp. b kont. Glukose BEHP
a Escherichia coli JM101 (pSPZ10) b Pseudomonas sp. VLB120∆C
Die Bestimmung der Kennzahlen wurde für alle Verfahren auf analoge Weise durchgeführt.
Diese wird hier exemplarisch für die Fed-Batch Fahrweise mit Escherichia coli JM101 (pSPZ10)
mit Glukose als Substrat und BEHP als organischem Lösungsmittel aufgeführt. Zunächst
wurden den entsprechenden Verö�entlichungen die der Berechung zugrundeliegenden Daten
entnommen. Für den gewählten Fall sind diese in Tabelle 2.12 zusammengefasst:
17
Verfahrensvergleich
Tabelle 2.12: Die zusammengefassten Daten zur Berechnung von wichtigen Kennzahlen für Escherichia coli
JM101 (pSPZ10); Fed-Batch Fahrweise
Styroloxidendkonzentration [mM] 588
Styroloxidendmasse [g] 70,6
Endzelltrockenmasse [gCDW L−1] 34
Dauer Batch Phase [h] 8
Dauer Fed-Batch Phase [h] 3
Dauer Biotransformations [h] 8
Gesamte Turnoverzeit [h] 27
Glukoseverbraucha [g] 97,5
Styrolanfangskonzentration [mM] 645
Styrolanfangsmasse [g] 68,1
Arbeitsvolumen [L] 2
Wässriges Volumen [L] 1
aWährend Fed-Batch und Biotransformation. Zusätzlich dazu wird noch 15 g
Glukose durch Nährmedium dazugegeben (zur Zusammensetzung des Nährme-
diums siehe Tabelle J.5)
Aus diesen Daten wurden nach den Gleichungen aus Kapitel 2.1 die Kennzahlen errechnet.
Die Ergebnisse und ggf. Eduktkosten für die Fahrweise mit Escherichia coli JM101 (pSPZ10)
sind in Kapitel 2.4.4.1 und die für Pseudomonas sp. VLB120∆C in Kapitel 2.4.4.2 aufgeführt.
2.4.4.1 Epoxidation mit Escherichia coli JM101 (pSPZ10)
In diesem Kapitel wird näher auf die Ganzzellepoxidation mit Escherichia coli JM101 (pSPZ10)
in Fed-Batch und kontinuierlicher Fahrweise eingegangen.
Da die Fed-Batch Fahrweise ein vielversprechendes Verfahren ist, wurde dieses in drei Vari-
anten betrachtet. Es wurde ein Vergleich zwischen Glycerin [46] und Glukose [33] als Wachs-
tumssubstrat, bzw. BEHP und EO als Lösungsmittel [33] durchgeführt. Die daraus resultie-
renden Kennzahlen für alle Fed-Batch Fahrweisen sind in Tabelle 2.13 zusammengefasst.
18
Verfahrensvergleich
Tabelle 2.13: Vergleichskennzahlen der Epoxidierung mit Escherichia coli JM101 (pSPZ10), Fed-Batch
Fahrweise
I II III
Kohlensto�quelle Glukose Glukose Glycerin
Organisches Lösungsmittel BEHP EO BEHP
Produktivität [g L−1 h−1] 1,32 1,26 1,18
c(S)-SO [g L−1] 35,33 32,98 39,05
Y (S)-SOGlc
[g g−1] 0,63 0,49 0,69
Y (S)-SOSty
[g g−1] 1,04 0,89 1,04
Y (S)-SOCDW
[g g−1] 2,08 2,20 2,99
Wie man Tabelle 2.13 entnehmen kann, hat die Fahrweise mit Glycerin die geringste Produk-
tivität. Obwohl hierbei eine hohere Konzentration erreicht wurde, ist das Wachstum und die
Biotransformation mit Glycerin als Substrat langsamer als mit Glukose. Aus diesem Grund
wird die Glukose hierbei als Wachstumssubstrat bevorzugt. Ein direkter Vergleich beider Lö-
sungsmittel hat ergeben, dass die Ergebnisse mit BEHP etwas besser als die mit EO sind,
allerding hat EO andere Vorteile, die bei der technischen Realisierung einer Anlage relevant
sein könnten. Die Entscheidung für BEHP als Lösungsmittel wird in Kapitel 4 näher er-
läutert. Folgende Überschlagskostenrechnung wurde für den Fall von BEHP als organisches
Lösungsmittel und Glukose als Kohlensto�quelle durchgeführt.
Tabelle 2.14: Mengen und Kosten der Medien bei der Epoxidierung mit Escherichia coli JM101 (pSPZ10)
Komponente Menge benötigt für 1 kg Produkt Kosten [Euro kg−1]a
Glukose [kg] 1,59 0,78
Styrol [kg] 0,96 1,25
Oktanb [L] 0,01 0,04
Lösungsmittel b [L] 1,42 1,42
Nährmediumc : [L] 14,15 0,50
Gesamt 4,25
a Grundlage zur Berechnung ist Tabelle J.1b Bei der Anahme eines 90%-igen Lösungsmittelsrecyclingsc Literpreis und Zusammensetzung des Mediums entsprechend Tabelle J.5
Analog hierzu wurde die Berechnung der Kennzahlen auch für die kontinuierliche Fahrweise
19
Verfahrensvergleich
mit Escherichia coli JM101 (pSPZ10) durchgeführt (Tabelle 2.15).
Tabelle 2.15: Vergleichskennzahlen der Epoxidierung mit Escherichia coli JM101 (pSPZ10), kontinuirliche
Fahrweise
Produktivität [g L−1 h−1] 0,49
c(S)-SO [g L−1] 4,085
Y (S)-SOGlc
[g g−1] 0,49
Y (S)-SOSty
[g g−1] 0,601
Y (S)-SOCDW
[g g−1] 1,702
Ein Vergleich zwischen Tabellen 2.12 und 2.15 zeigt, dass die kontinuierliche Fahrweise im
Vergleich zum Fed-Batch schlechter ist. Allerdings muss hier erwähnt werden, dass bei der
kontinuierlichen Fahrweise keine Optimierung der Fermentationsbedingungen stattgefunden
hat. So könnten durch eine höhere Verdünnungsrate bessere Produktivitäten erreicht werden.
Um solche Aussagen zu tre�en sind jedoch weitere Experimente nötig.
2.4.4.2 Epoxidation mit Pseudomonas sp. VLB120∆C
Die relevanten Parameter wurden ebenfalls für die Styrolepoxidation mit Pseudomonas sp.
VLB120∆C berechnet (Tabelle 2.16) dargestellt. Die zugrundegelegten Daten wurden von
Park et al. 2007 ermittelt [48] und beziehen sich sowohl auf die kontinuierliche Fahrweise als
auch auf den Fed-Batch Betrieb.
Tabelle 2.16: Vergleichskennzahlen der Epoxidierung mit Pseudomonas sp. VLB120∆C, Fed-Batch und
kontinuierliche Fahrweise
Fed Batch Kontinuierlich
Produktivität [g L−1 h−1] 0,58 0,97
c(S)-SO [g L−1] 17,42 5,11
Y (S)-SOGlc
[g g−1] 0,18 0,51
Y (S)-SOSty
[g g−1] 0,49 0,39
Y (S)-SOCDW
[g g−1] 1,45 1,79
Tabelle 2.16 ist zu entnehmen, dass die Produktivität im Fed-Batch niedriger ist als bei
der kontinuierlichen Fahrweise. Aufgrund der Ansammlung des toxisch wirkenden Produk-
tes, fällt die spezi�sche Aktivität der Styrolmonooxygenase schon nach den ersten 4 Stunden
20
Verfahrensvergleich
drastisch. Da die kontinuierliche Variante konkurenzfähigere Ergebnisse liefert, wurde sie bi-
lanziert und auf Wirtschaftlichkeit überprüft.
Bei einer Verdünnungsrate von 0,19 h−1 und einer Styroloxidkonzentration im Ablauf von
5,11 g L−1, resultiert daraus ein auf 1 kg (S )-SO bezogener Zulauf von 195,88 L h−1 (Nähr-
medium und organische Phase). Dies entspricht einem Nährmediumvolumenstrom bzw. Vo-
lumenstrom der organischen Phase von je 97,94 L h−1. Bei einer Prozessführung mit 90%
BEHP-Rückführung aber ohne Recycling der wässrigen Phase, ergaben sich die in Tabelle
2.17 zusammensgefassten Massenströme und die zugehörigen Kosten.
Tabelle 2.17: Mengen und Kosten der Medien für die Epoxidierung mit Pseudomonas sp. VLB120∆C
Komponente Menge benötigt für 1 kg Produkt Kostena [ACkg−1]
Styrol 2,56 3,33
BEHPb 9,79 9,79
Glukose 1,96 0,96
Nährmediumc,d 97,94 8,61
Gesamt 22,69
a Grundlage zur Berechnung ist Tabelle J.1b Bei der Anahme eines 90%-igen Lösungsmittelsrecyclingsc Es handelt sich um M9 Medium, Preis und Zusammensetzung siehe Tabelle J.4
Hierdurch wird deutlich, dass die Eduktkosten selbst bei einem Einkaufspreis von zehn Pro-
zent des Katalogpreises ca. 23 AC kg −1Produkt betragen. Da bei kontinuierlicher Fahrweise nicht
alle Nährsto�e vollständig verbraucht werden wäre eine Rückführung des unverbrauchten
Nährmediums zweckmäÿig. Allerdings ist das wegen der aufwendigen Auftrennung und der
Hitzeunbeständigkeit (z.B. Glukose) problematisch. Somit scheidet die kontinuierliche Fahr-
weise aufgrund der fehlenden Wirtschaftlichkeit aus.
2.5 Ergebnis des Verfahrensvergleichs
In Tabelle A.3 sind die in der Einleitung beschriebenen Kennzahlen aller näher untersuchten
Verfahren dargestellt. Die detaillierte Betrachtung der Verfahren hat Folgendes ergeben:
Die Hydrolyse mit zellfreiem Extrakt weist, wie man Tabelle A.3 entnehmen kann, eine rela-
tiv hohe Produktivität auf, jedoch ist der Nährmedienverbrauch zu hoch und die Ausbeute
bezogen auf das Racematgemisch zu gering. Folglich ist das Verfahren aufgrund der entste-
henden Kosten (Tabelle 2.2) unwirtschaftlich.
Die Hydrolyse mit den EH aus A. niger liefert zwar ebenfalls sehr hohe Produktivitäten und
Ausbeuten, allerdings sind diese Zahlen auf ein anderes Produkt bezogen, und von daher
21
Verfahrensvergleich
nicht zwangsläu�g auf die Produktion von (S )-Styroloxid übertragbar.
Auch die kontinuierliche Epoxidation mit Pseudomonas sp. VLB120∆C erwies sich trotz
hoher Produktivität nach einer detaillierten Eduktkostenrechnung als unwirtschaftlich. Als
das vielversprechendste Verfahren hat sich die Fed-Batch Epoxidation mit Escherichia co-
li JM101 (pSPZ10) herauskristallisiert. Daher wird auf Basis der vorliegenden Daten eine
Produktionsanlage für dieses Verfahren entwickelt.
22
Verfahrensbeschreibung
3 Verfahrensbeschreibung
Aufbauend auf den Ergebnissen der vorausgegangenen Verfahrensevaluation wurde ein grund-
legendes Verfahrenskonzept entwickelt. In der Vorfermentation wird eine Flüssigzellkultur mit
hoher Zelldichte als Inokulum für die Hauptfermentation vorbereitet (Kapitel 6.8). In der an-
schlieÿenden Hauptfermentation werden die Zellen, nach einer weiteren Wachstumsphase mit
der organischen Phase in Kontakt gebracht und es wird die eigentliche Biotransformation
durchgeführt (Kapitel 5.2.1, 6). Nach der Fermentation folgt eine Phasentrennung, um or-
ganische Phase, wässrige Phase und Zellen voneinander zu trennen (Kapitel 7.1). In der
abschlieÿenden Aufreinigung wird das Produkt (S )-SO zur gewünschten Reinheit aufkonzen-
triert.
Auf Basis dieses Konzepts wurde ein Grund�ieÿbild erstellt (Abbildung 3.1).
Phasentrennung
Fermenter
Vorfermenter
BEHP, Styrol, n-Oktan
Medium, Glukose
Inokulum
Abluft
Abluft
wässrige Phase
AufreinigungPurge
(S)-Styroloxid
Zellen
2-Phenylethanol
Zuluft
Medium, Glukose
Zuluft
Abbildung 3.1: Grund�ieÿbild
23
Lösungsmittelauswahl
4 Lösungsmittelauswahl (Ökologische Betrachtung)
Wie in Kapitel 1 bereits erwähnt, wird SO auf chemischem Wege mithilfe von schwermetall-
haltigen Jacobsen-Katalysatoren hergestellt. Dieser Prozess hat ein deutlich höheres Gefähr-
dungspotential als biokatalytische Verfahren [28], weshalb auch unter Umweltaspekten der
Einsatz eines Bioprozesses vorteilhaft ist.
Im Folgenden wird die ökologische Bedeutung des organischen Lösungsmittels kurz erläutert.
In einer vorausgegangenen ökologischen Bewertung [28] wurde aufgezeigt, dass aufgrund ih-
res groÿen Massenanteils die organische Phase im System den entscheidenden Punkt der
ökologischen Bewertung ausmacht. Deswegen wurde alternativ zu BEHP auch EO mit in
die Betrachtung aufgenommen, obwohl unter Einsatz von EO in der Biotransformation eine
etwas geringere Ausbeute an (S )-SO erreicht wird (siehe Kapitel 2.4.4.1). Im Gegensatz zu
dem aus fossilen Rohsto�en hergestellten BEHP wird EO regenerativ gewonnen (Biodiesel)
und ist bei der Entsorgung weniger problematisch.
4.1 Toxikologie
Um Kosten und Abfallentsorgung zu reduzieren, ist ein e�zientes Recycling der organischen
Phase erforderlich. Dies gilt vor allem im Bezug auf die Toxizität von BEHP. Zusätzlich muss
verhindert werden, dass BEHP in die Umwelt gelangt. Aus diesem Grund muss besonde-
res Augenmerk auf die Dichtungsmaterialauswahl gelegt werden, da BEHP ein Kunststo�-
weichmacher ist. In Frage kommen Dichtungen aus Viton oder Kalrez. Mit EO tritt diese
Problematik nicht auf, da es nicht toxisch ist und keinen Ein�uss auf die Beständigkeit von
Kunststo�en hat.
4.2 Energie
Es werden auch energetische Gesichtspunkte berücksichtigt. EO lässt sich aufgrund des grö-
ÿeren Dichteunterschieds zu Wasser einfacher als BEHP durch Zentrifugation abtrennen (Ka-
pitel 7.1). Deutliche Nachteile hat EO allerdings aufgrund der Azeotropbildung mit SO bei
der rekti�kativen Abtrennung (Kapitel 7.2.2.3). Hinzu kommt, dass das Nebenprodukt 2-PE
schwerer siedet als Ethyloleat. Um einen ausreichend reinen EO-Recyclingstrom zu gewähr-
leisten, muss das EO über Kopf abgezogen und somit vollständig verdampft werden. Aufgrund
des hohen Volumenanteils von EO in der organischen Phase bringt dies einen hohen Energie-
aufwand mit sich. BEHP kann in genügend hoher Reinheit schon in der ersten Kolonne über
den Sumpf abgetrennt werden, was einen deutlich geringeren Energieaufwand bedeutet.
24
Lösungsmittelauswahl
4.3 Fazit
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass BEHP trotz der schlechteren toxikologischen Eigen-
schaften dennoch klare Vorteile aufgrund des geringeren Energieaufwands und der einfacher
umzusetzenden Prozessführung im Downstream-Processing bietet. Daher ist der Einsatz von
BEHP als organisches Lösungsmittel auch aus ökologischer Sicht am sinnvollsten.
25
Bioreaktionstechnik
5 Bioreaktionstechnik
5.1 Reaktionen in kleinem Maÿstab
Die bevorzugte industrielle Methode zur biokatalytischen Produktion ist die Fed-Batch-
Fermentation bei hohen Zelldichten, die sich auch zur Herstellung von (S )-SO als am ge-
eignetsten erwiesen hat. Aufgabe dieser Arbeit ist es, ausgehend von Laborversuchen einen
Scale-Up auf Industriemaÿstab durchzuführen. Besonders in aeroben Fermentationen geht
mit der Maÿstabsvergröÿerung eine Reduktion der Biomasse- und Produktausbeute einher.
Es existieren (bisher) jedoch keine Modelle, die den Scale-Up eines solchen Bioprozesses auf
mathematischem Wege beschreiben. Auch ist der Bau und Betrieb einer Versuchsanlage teuer
und daher nur selten möglich. Somit ist man gezwungen, auf empirischem Weg eine Abschät-
zung des Produktivitätsverlusts zu ermitteln [25]. So werden zunächst die stöchiometrischen
Gleichungen, die die ablaufenden Reaktionen im kleinen Maÿstab beschreiben, aufgestellt
und anschlieÿend auf den groÿen Maÿstab übertragen. Auf diese Weise kann die Wärmeent-
wicklung, der Eduktverbrauch und die Zykluszeit für den groÿen Maÿstab bestimmt werden.
Der Fermentationsprozess läuft in drei Schritten ab. Zunächst �ndet eine Batch Phase statt.
Am Anfang wird Glukose vorgelegt und Zellen wachsen unter Glukoseüberschuss. Wenn die
Glukose aus dem Fermentationsmedium verbraucht ist, fängt die Fed-Batch Phase an, mit ei-
ner kontrollierten Zudosierung von Glukose. Dadurch wird das Zellwachstum glukoselimitiert,
was zur Verringerung des Over�ow-Metabolismus führt. Nachdem eine bestimmte Zelldichte
erreicht wurde, wird die organische Phase dazugegeben und die Biotransformation gestartet.
Hierbei �ndet neben der Zellwachstum die erwünschte Bildung von (S )-SO und 2-PE als
Nebenprodukt statt.
Die in Laborversuchen [33] erreichte Ausbeute an CDW bezogen auf Glukose betrug in der
Batch Phase 0,35 g g−1. Diese und weitere in der Berechnung benutzten Daten wurden in
Tabelle B.1 zusammengefasst. In der Fed-Batch Phase war diese wegen der glukoselimiteren-
den Bedingungen mit 0,45 g g−1 höher. Die Elementarzusammensetzung vom CDW kann mit
Formel CH1,8O0,5N0,2 beschrieben werden [33]. Daraus ergeben sich für den kleinen Maÿstab
die stöchiometrische Gleichungen (8) und (9), die das Zellwachstum in der Batch bzw. in der
Fed-Batch Phase beschreiben.
C6H12O6 + 3, 31 O2 + 0, 51 NH3 −→ 2, 56 CH1,8O0,5N0,2 + 3, 44 CO2 + 4, 46 H2O (8)
C6H12O6 + 2, 54 O2 + 0, 66 NH3 −→ 3, 30 CH1,8O0,5N0,2 + 2, 70 CO2 + 4, 02 H2O (9)
Bei der Biotransformation wird neben der Zellmasse zusätzlich das erwünschte (S )-SO und 2-
PE als Nebenprodukt gebildet. Die Bildung von (S )-SO läuft unter Verbrauch von Kofaktoren
26
Bioreaktionstechnik
ab und kann durch Gleichung (10) beschrieben werden.
Styrol + O2 + NADH + H+ −→ Styroloxid + NAD+ + H2O (10)
Durch die Annahme, dass aus einem Mol Glukose 12 Reduktionsequivalente entstehen, kann
die Regeneration von NADH aus Glukose mit Gleichung (11) beschrieben werden:
1
12C6H12O6 +
1
2H2O + NAD+ −→ 1
2CO2 + NADH + H+ (11)
Aus den Gleichungen (10) und (11) ergibt sich für die Bildung von (S )-SO Gleichung (12):
Styrol +1
12C6H12O6 + O2 −→ Styroloxid +
1
2H2O +
1
2CO2 (12)
Neben (S )-SO wird auch 2-PE gebildet. Diese Reaktion läuft in zwei Schritten ab (Gleichung
(13)).
(13)
Wenn berücksichtigt wird, dass bei Bildung von einem Mol 2-PE, 2 Mol NADH verbraucht
werden, ergibt sich (analog zu Gleichung (12)) Gleichung (14).
Styrol +1
6C6H12O6 +
1
2O2 −→ PE + CO2 (14)
Auÿerdem wird während der Biotransformation Acetat gebildet. Dies geschieht vor allem
aufgrund hohen (S )-SO Konzentrationen. Insgesamt wurde durch eine Elementarbilanzie-
rung der Labordaten folgende Summengleichung für Zellwachstum und Biotransformation
ausgerechnet (Gleichung 15). Die Berechnung be�ndet sich im Anhang B.1.
0, 74 C6H12O6 + 3, 44 O2 + 0, 24 NH3 + 1, 12 Styrol −→ 1, 22 CH1,8O0,5N0,2 (15)
+3, 00 CO2 + 0, 10 CH3COOH + 3, 37 H2O + 1 (S )− SO + 0, 12PE
5.2 Reaktionen in groÿem Maÿstab
In Groÿfermentern sind die Mikroorganismen anderen Bedingungen ausgesetzt als im La-
bormaÿstab [25]. Während man im Labormaÿstab von einer homogenen Durchmischung und
27
Bioreaktionstechnik
kurzen Mischzeiten von ca. 5 s (bei kontrollierter Zugabe von z.B. Glukoselösung als Substrat
oder Base zur pH-Regulierung) ausgehen kann, stellt die Durchmischung in Groÿfermentern
ein wesentliches Problem dar. Auch hier werden Rührer eingesetzt. Aufgrund der erheblich
gröÿeren Volumina ist die Mischzeit jedoch mit ca. 50 s bei einem 20 m3 Fermenter ungefähr
eine Gröÿenordnung höher [24]. Zudem ist eine homogene Durchmischung nahezu unmöglich,
d.h. es existieren Zonen mit geringen Glukosekonzentrationen, wodurch das Wachstum lokal
limitiert wird, während besonders im Bereich der Feed-Zugabe hohe Glukosekonzentrationen
vorliegen, die wiederum zum sogenannten Over�ow-Metabolismus führen. Solche Konzentra-
tionsgradienten liegen nicht nur für Glukose, sondern auch für alle anderen Sto�e vor (wie
z.B. für den Sauersto� und die Base, die zur pH-Regulierung zugegeben wird). Ein weiterer
E�ekt ist, dass Zellen aufgrund des Rührens die Zonen unterschiedlicher Konzentrationen
durchqueren, worauf sie ebenfalls negativ reagieren können. All diese E�ekte äuÿern sich un-
ter anderem in höherer Essigsäureproduktion und geringerer Biomasseausbeute.
Aus diesem Grund wird nun betrachtet, wie sich die Summengleichung (15) im groÿen Maÿ-
stab durch Berucksichtigung genannter E�ekte ändert. Die Basis zur Maÿstabsvergröÿerung
stellt der Pilot-Scale Versuch dar [46]. Allerdings ist das Substrat hier Glycerin und nicht
Glukose. Die Annahmen zur Maÿstabsvergröÿerung sind:
• Die Ausbeute an Zelltrockenmasse bezogen auf Glukose verringert sich um 24% [25]
• Die Zelldichte nach der Batch Phase beträgt 4 g L−1wässr, nach Fed-Batch 12 g L−1
und erreicht in der Biotransformation einen Endwert von 22 g L−1wässr. Diese Werte sind
vergleichbar mit dem Pilot-Scale Versuch [46]
• Die Essigsäurekonzentration erreicht einen Endwert von 16 g L−1wässr [46]
• Die durchnittliche spezi�sche Aktivität von 39 U g−1 Zelltrockenmasse wird durch den
Scale-Up nicht beeinträchtigt
Es wurde ausgerechnet, dass es im groÿen Maÿstab möglich ist, eine ausreichende Sauer-
sto�zufuhr zu gewährleisten (Kapitel 6.2) und somit Sauersto�imitierung zu vermeiden.
Aufgrund der guten Durchmischung (Kapitel 6.1) kann angenommen werden, dass die Kon-
zentrationsgradienten nicht höher sind als im 30 L Maÿstab. Insofern sind die Annahmen,
dass die Endzelldichte und Essigsäureendkonzentration die Werte vom Pilot-Scale Versuch
[46] erreichen bzw. nicht überschreiten, berechtigt. Aufgrund der niedrigeren Zelldichte, kann
nicht damit gerechnet werden, dass die Styroloxidendkonzentration des Laborversuchs von
600 mM erreicht wird. Bei der gegebenen durchschnittlichen Zelldichte von 20 g L−1wässr wird
eine Styroloxidendkonzentration von 400 mM angenommen, die auch im Pilot-Scale Versuch
erreicht wurde. Die Bildung von 2-PE hängt mit einem Faktor von 0,12 linear von der Bil-
dung von (S )-SO ab. So entsteht 48 mM 2-PE. Die getro�enen Annahmen sind in Tabelle
5.1 zusammengefasst:
28
Bioreaktionstechnik
Tabelle 5.1: Annahmen zur Maÿstabsvergröÿerung
Parameter Einheit Wert
CDW nach Batch Phase [g L−1wässr] 4
CDW nach Fed-Batch Phase [g L−1wässr] 12,3
CDW nach Biotransformation [g L−1wässr] 22
Essigsäureendkonzentration [g L−1wässr] 16
Y XGlc
während Batch [g g−1] 0,27
Y XGlc
während Fed-Batch [g g−1] 0,34
Y XGlc
während Biotransformation [g g−1] 0,17
Durschnittliche spezi�sche Aktivität [U g−1CDW] 39
S -SO Endkonzentration [mM] 400
2-PE Endkonzentration [mM ] 48
So ergibt sich Gleichung (16), die die Maÿstabsvergröÿerung in der Biotransformation be-
schreibt:
0, 78 C6H12O6 + 2, 87 O2 + 0, 20 NH3 + 1, 12 Styrol −→ 0, 99 CH1,8O0,5N0,2 (16)
+2, 39 CO2 + 0, 67 CH3COOH + 2, 73 H2O + 1 (S )− SO + 0, 12PE
Analog werden die Batch und Fed-Batch Phase durch Gleichungen (17) und (18) beschrieben.
C6H12O6 + 3, 95 O2 + 0, 39 NH3 −→ 1, 95 CH1,8O0,5N0,2 + 4, 05 CO2 + 4, 83 H2O (17)
C6H12O6 + 3, 37 O2 + 0, 5 NH3 −→ 2, 50 CH1,8O0,5N0,2 + 3, 50 CO2 + 4, 50 H2O (18)
Das Reaktorvolumen sowie die erforderlichen Einsatzsto�ströme sind in Anhang 6.3.2 und
B.2 beschrieben.
5.2.1 Bestimmung der Fermentationsdauer
Aus Gleichungen (16)-(18) und vorher getro�en Annahmen kann nun die Dauer der einzelnen
Phasen bestimmt werden. Bei der Batch und Fed-Batch Phase kann sie nach Gleichung 19
berechnet werden.
tR = lnCDW
CDW0
· µ−1 (19)
Dabei sind die CDW0 und CDW die Anfangs- bzw. die Endzelltrockenmasse der jeweiligen
Phase und µ ist die Wachstumsrate. So ergibt sich, bei einer Wachstumsrate von 0,45 h−1
29
Bioreaktionstechnik
und 30 min Lag-Phase, für die Dauer der Batch Phase 7,2 h. Bei einer Wachstumsrate
von 0,3 h−1 beträgt die Fed-Batch Phase 3,7 h. Die Biotransformation dauert so lange, bis
die dazugegebene Menge an Styrol umgesetzt ist. Bei einer durchschnittlichen spezi�schen
Aktivität von 39 U (g CDW)−1 und durchschnittlichen Zelldichte von 20 g L−1 ergibt sich
für die Biotransformation eine Dauer von 9 h. Die Berechnung der gesamten Zykluszeit wird
in Anhang 6.3.2 aufgeführt.
5.2.2 Wärmeentwicklung durch Reaktion
Da die stöchiometrischen Gleichungen der Reaktionen bekannt sind, kann die Reaktions-
wärme aus den Verbrennungsenthalpien der einzelnen Komponenten nach Gleichung (20)
berechnet werden [29].
∆RH =∑
∆VHPRODUKT −∑
∆VHEDUKT (20)
Die Verbrennungsenthalpien sind in Tabelle 5.2 dargestellt.
Tabelle 5.2: Verbrennungsenthalpien der Reaktionskomponenten
Verbrennungsenthalpie [kJ mol−1] Quelle
Styrol 4219 ASPEN PlusTM
Glukose 2802 [29]
NH3 383 [29]
CDW 560 [29]
Essigsäure 553 [29]
(S )-SO 3973 ASPEN PlusTM
2-PE 4180 ASPEN PlusTM
Durch Einsetzten der Verbrennungsenthalpien aus Tabelle 5.2 in Gleichung (5.2) entspre-
chend stöchiometrischen Gleichungen (16)-(18) ergeben sich für die Wärmeentwicklungen
der einzelnen Phasen folgende Werte:
∆RHBatch = 155, 28 kJ L−1wässr (21)
∆RHFed−Batch = 241, 35 kJ L−1wässr (22)
∆RHBiotransformation = 642, 04 kJ L−1wässr (23)
Wie sich diese Wärmeentwicklung auf die Fermenterkühlung niederschlägt wird weiterführend
in Kapitel 6.3.4 beschrieben.
30
Fermenterauslegung
6 Fermenterauslegung
Ein wichtiger Schritt bei der Verfahrensentwicklung ist die Reaktorauswahl bzw. das Design.
Für den betrachteten aeroben Fermentationsprozess spielt der Sauersto�eintrag eine essen-
tielle Rolle, da Sauersto�, zum einen für das mikrobielle Wachstum, zum anderen für die
Biokatalyse benötigt wird. Auÿerdem muss eine gute Emulgierung gewährleistet werden, um
eine groÿe Sto�austausch�äche zu scha�en. Um konstante Reaktionsbedingungen beizube-
halten ist die Abführung der Reaktionswärme durch Kühlung erforderlich.
Im folgenden Abschnitt werden die Fermenterabmessungen festgelegt, passende Rührer aus-
gelegt, der erforderliche Sauersto�eintrag berechnet und die Reaktorkühlung dimensioniert.
Auÿerdem werden Reinigung und Sterilisation der Fermenter sowie die Vorfermentation er-
örtert.
6.1 Rührwerksauslegung
Im betrachteten Fall ist das Auslegen des Rührers problematisch, da ein Dreiphasensystem
(�üssig/füssig/gasf.) vorliegt. Es existieren Ansätze zur Auslegung von Rührern zur Emul-
gierung zweier Flüssigkeiten, zur Homogenisierung und solche zum Gaseintrag, jedoch keiner
der alle Rühraufgaben zusammenfasst. Ein für alle drei Rühraufgaben geeigneter Rührertyp
ist der Scheibenrührer. Die Wahl �el, aufgrund der vorhandenen Berechnungsgrundlage somit
auf einen sechsblättrigen Scheibenrührer mit vier Strombrechern.
Für begaste Fermentationsprozesse sind Reaktoren mit einem Höhe (H) zu Durchmesser (D)
Verhältnis von 2 bis 3 (Schlankeitsgrad = H/D ) üblich [7]. Im betrachteten Fall wird ein Ver-
hältnis von 3 für das Arbeitsvolumen gewählt, da die gröÿere Höhe zum einen eine längere
Blasenverweilzeit und somit bessere Sauersto�versorgung bedeutet und zum anderen auf-
grund des gröÿeren Verhältnisses von Ober�äche zu Volumen eine bessere Reaktorkühlung
ermöglicht. Ein weiteres Problem besteht darin, dass Rührer in den Berechnungsmethoden
der mechanischen Verfahrenstechnik mit Schlankheitsgrad von 1 angenommen werden. Um
trotzdem eine Berechnung zu ermöglichen werden drei Rührereinheiten mit jeweils einem
Drittel des Arbeitsvolumens voneinander losgelöst berechnet (mit H/D = 1) und als drei
übereinander angeordnete Rührer auf einer Welle angenommen. In Abbildung 6.1 sind die
zugrundegelegten Abmessungsverhältnisse aufgeführt [62].
31
Fermenterauslegung
h1/d1 = 1
d2/d1 = 0,33
h2/d1 = 0,33
h3/d2 = 0,2
b3/d2 = 0,25
b1/d1 = 0,1
b2/d1 = 0,02
Abbildung 6.1: Abmessungsverhältnisse eines Scheibenrührers
Daraus ergeben sich für ein Arbeitsvolumen von 25,74 m3 die Rührer- und Fermenterabmes-
sungen, wie in Tabelle 6.1 aufgeführt:
Tabelle 6.1: Fermenterabmessungen
VArbeit [m3] 25,74 D = d1 [m] 2,23
Schlankheitsgrad H/D 3 h1 [m] 2,23
VArbeit/VReaktor3/4 d2 [m] 0,73
VReaktor [m3] 34,67 h2 [m] 0,73
HArbeit [m] 6,68 b3 [m] 0,18
HReaktor [m] 8,91 h3 [m] 0,15
VRührereinheit [m3] 8,67 b1 [m] 0,22
b2 [m] 0,04
Zunächst wurden die Kennwerte (Drehzahl, Leistungseintrag) für eine Emulgierung (Trop-
fendurchmesser ca. 1,5 mm) durch einen Scheibenrührer ermittelt. Es ist zu vermuten, dass
diese Tropfengröÿe eine zu geringe Phasengrenz�äche zur Verfügung stellt, um einen ausrei-
chenden Sto�übergang zu ermöglichen. Aufgrund der enthaltenen grenz�ächenaktiven Sto�e
(aus Zelltrümmern), lässt sich die Annahme tre�en, dass deutlich kleinere Tropfen gebildet
werden (Tropfendurchmesser ca. 17 µm). Zudem stellte in Versuchen bei der Maÿstabsver-
gröÿerung von 2 L auf 30 L die schlechtere Durchmischung (und somit die Tropfengröÿe)
keinen limitierenden Faktor dar [46]. Mit dem ermittelten Leistungseintrag konnte die nötige
Begasungsrate berechnet werden (siehe Kapitel 6.2). Durch die Begasung verringert sich je-
doch wiederum die bei der zuvor bestimmten Drehzahl eingetragene Leistung. Um diese an
32
Fermenterauslegung
die Begasungsverhältnisse anzupassen, wurde die Drehzahl so erhöht, dass die Leistung auch
bei entsprechender Begasung eingetragen werden kann.
Zudem wurden die Begasungskennzahlen ermittelt, um abzuschätzen, ob Über�utung ein-
tritt. Im Falle von Über�utung wurde die Drehzahl leicht erhöht, wodurch die Leistung eben-
falls anstieg. Aufgrund der höheren eingetragenen Leistung konnte der Begasungsvolumen-
strom herabgesetzt werden, was sich wiederum in einer Verringerung der Begasungskennzahl
niederschlägt. Diese Angleichung wurde mehrmals durchgeführt, bis die Begasungskennzahl
deutlich unter der maximalen lag, wodurch Über�utung verhindert wird. Zusätzlich wurde
die Reynoldszahl ermittelt, um zu überprüfen ob Turbulenz und somit gute Durchmischung
vorliegen. Auf diese iterative Weise konnten alle relevanten Gröÿen in die Rührerkennwertbe-
stimmung miteinbezogen werden, sodass nun Emulgierung, Durchmischung und Sauersto�e-
intrag bei möglichst geringem Leistungseintrag gewährleistet sind.
In Tabelle 6.2 sind die Rührerdaten aufgeführt. Die Berechnungsgrundlage ist in Anhang C.1
beschrieben.
Tabelle 6.2: Rührerdaten
Reynoldszahl Re 1,59· 106
maximale Begasungskennzahl Qb,max 0,193
Begasungskennzahl Qb 0,138
Froudezahl Fr 0,566
Begasungsrate q [h−1] 19,65
Newtonzahl mit Begasung Neb 4,916
Drehzahl mit Begasung nrot,b [min−1] 166
eingetragene Leistung pro Rührereinheit PRührer [kW] 22,090
gesamte eingetragene Rührerleistung Pges [kW] 66,271
Gasvolumenstrom VLuft [m3 h−1] 505
6.2 Begasung des Fermenters
Die Begasung eines Rührfermenters ist ein bedeutendes Problem beim Scale-Up vom Labor-
maÿstab zum Industriemaÿstab. Die Begasung ist so auszulegen, dass eine Sauersto�imitie-
rung des Zellwachstums und der Biotransformation vermieden wird.
Als Alternative ist neben der Begasung mit Blasen eine blasenfreie Begasung möglich, welche
oftmals für sehr scheremp�ndliche Mikroorganismen verwendet wird. Da E. coli nicht sehr
emp�ndlich ist, wird im Folgenden die Begasung mit Blasen für den vorliegenden Prozess aus-
33
Fermenterauslegung
gelegt. Die Begasung (siehe auch Gasverteilsysteme C.5) erfolgt über einen Begasungsring,
der im unteren Teil des Reaktors angebracht wird, um eine lange Blasenverweilzeit zu er-
möglichen und die Durchmischung über den Rührer zu begünstigen. Eine Gegenüberstellung
verschiedener Begasungsarten ist in der Tabellen C.6 zu �nden.
6.2.1 Sauersto�transfer
Die Sauersto�transferrate (OTR - oxygen tranfer rate) gibt an, wieviele kg Sauersto� pro
Liter und Stunde in das Fermentationssystem eingetragen werden können 24. Die OTR hängt
von der Sauersto�konzentrationsdi�erenz zwischen den Flüssigkeitsphasen (∆C) sowie dem
volumenbezogenen Sauersto�übergangskoe�zienten (kLa) ab.
OTR = kLa ·∆C (24)
Die Parameter sind in Tabelle C.2 beschrieben.
Die Di�erenz der Sauersto�konzentrationen (∆C) ist die treibende Kraft für den Sto�trans-
port und kann über die Gleichung 81 und Tabelle C.3 berechnet werden. Sie hängt stark von
der Art des Begasungsmediums (reiner Sauersto�, Luft) und der O2-Sättigung der �üssigen
Phase im System ab.
Der kLa-Wert setzt sich aus dem �üssigkeitsseitigen Sto�transportkoe�zienten (kL-Wert)
und der spezi�schen Ober�äche für den Sto�transfer (a) zusammen. Der kLa ist eine intensi-
ve Gröÿe, also eine Zustandsgröÿe welche sich beim Vergröÿern des Systems nicht ändert und
sich somit auf verschiedene Maÿstäbe übertragen lässt [69]. Die Begasungseinrichtung beein-
�usst den kLa-Wert (siehe Tabelle C.9), da sich über die Gröÿe der eingetragenen Blasen die
volumenbezogene Phasengrenz�äche des Systems ergibt. In diesem Zusammenhang ist auch
der Leistungseintrag des Rührers von Bedeutung, da dieser ein Zerschlagen der Blasen her-
beiführt. Darüber hinaus hängt der kLa-Wert vom eingetragenen Gasvolumenstrom ab [63]
(siehe dazu auch Tabelle C.4).
6.2.2 Bestimmung des erforderlichen Gasvolumenstroms
Um eine Sauersto�imitierung des Zellwachstums und der Biotransformation zu vermeiden,
wird ein eineinhalbfacher stöchiometrischer Überschuss an Sauersto� (Stöchiometrie siehe
Gleichung (16)) angenommen. Hieraus resultiert eine erforderlicher OTR von etwa 7 g L−1
h−1. Bei 30◦C und einem Überdruck von 0,1 bar kann die Sauersto�konzentrationsdi�erenz
berechnet werden (siehe Gleichungen (82), (81) und Tabelle C.3). Bei gegebenem ∆C und
OTR kann der kLa-Wert entsprechend Gleichung (24) berechnet werden.
Der so ermittelte kLa-Wert muss durch den eingetragenen Gasvolumenstrom V bei gegebenem
Rührerleistungseintrag erreicht werden. Hierzu wird das Modell eines Zweiphasensystems
34
Fermenterauslegung
(Wasser/Sojaöl) nach [63] herangezogen (Gleichung (25)), da es mit dem vorhandenen System
aus BEHP und wässriger Phase insofern vergleichbar ist, dass sich Sojaöl in den rheologischen
Eigenschaften wenig von BEHP unterscheidet. Darum wurde die repräsentative Viskosität in
den folgenden Berechnungen mit der von BEHP angenommen.
kLa = 1, 03 · 10−4
(PV
)0,28
· (uG)0,24 · (ηrep)−0,48 · (ρÖl)0,25 (25)
Hierbei ist ηrep die repräsentative Viskosität, ρÖl die Dichte der organischen Phase und uG die
Gasleerrohrgeschwindigkeit, aus der sich V nach Gleichung (26) berechnen lässt(siehe Tabelle
C.7).
V = uG · AQ (26)
Dabei ist AQ die Querschnitts�äche des Fermenters. Die beiden alternativen Begasungsme-
dien Sauersto� und Luft wurden anschlieÿend betrachtet. Der Berechnung liegen zudem die
Annahmen aus Tabelle C.8 zugrunde.
Die Begasung kann problemlos mit beiden Begasungsmedien durchgeführt werden. Aufgrund
zusätzlicher Mehrkosten für das Begasungsmedium Sauersto�, wurde diese Alternative ver-
worfen.
Tabelle 6.3: Ergebnisse der Bestimmung des erforderlichen Gasvolumenstroms
Parameter Wert
AQ [m2] 3,89
kLa [h−1] 29,99
P/V [kW m−3] 2,50
uG [m s−1] 3,61· 10−2
V Luft m3 h−1 505
vvm1 [min−1] 0,31
1 Verhältnis der zugeführten Luftmenge zum
Arbeitsvolumen des Fermenters pro Minute
6.3 Fermenterkühlung
6.3.1 Kühlvarianten
Die Wärmebilanz eines Fermenters lässt sich beschreiben durch:
35
Fermenterauslegung
∂Q
∂t= QReaktion + QRührer + QZulauf + QVerdampfung − QVerlust − QKühlung
Für die abzuführende Wärme ist nur die Reaktionswärme und der Leistungseintrag des Rüh-
rers entscheidend, da die anderen Wärmequellen und -senken vernachlässigbar sind. Eine
Kühlung der Reaktoren ist erforderlich, da die statt�ndenden Reaktionen exotherm sind und
zum optimalen Betrieb 30 ◦C gehalten werden müssen. Als Spitzenlast muss eine Wärme-
leistung von ca. 1 MW abgeführt werden, für diese Kühlleistung muss die Kühlanlage also
ausgelegt werden (siehe Diagramm C.5). Im Folgenden werden verschiedene Kühlmöglichkei-
ten untersucht.
6.3.1.1 Kompressionskältemaschine
Diese Kühlvariante �ndet umfangreiche Verwendung, etwa in Kühlschränken und Kühlwagen.
Die durch Verdunstung eines Kühlmittels (z.B. Ammoniak) abgeführte Wärme wird an einem
anderen Ort auf höherem Temperaturniveau abgegeben. Hierzu muss elektrische Energie für
den Kompressor eingesetzt werden, typischerweise etwa die Hälfte der Kühlleistung (500
kW). Da elektrische Energie die teuerste Energieform in einer Anlage ist, sollte über andere
Möglichkeiten der Kühlung nachgedacht werden.
6.3.1.2 Absorptionskältemaschine
Diese Kühlvariante �ndet vor allem Verwendung in der Chemie- und Nahrungsmittelindus-
trie, jedoch auch z.B. in Kühlboxen. Sie arbeitet mit dem Kühlmittel Ammoniak, das im
vorliegenden Fall bei 30 ◦C und ca. 6 bar verdampft wird und so die Kühlvorrichtung (z.B.
Kühlschlange, Kühlmantel) nicht unerheblich belastet. Diese Variante bedingt eine aufwen-
dige Konstruktion und apparativen Aufwand, so muss z.B. eigens eine zusätzliche Kolonne
eingesetzt werden. Der Hub des Temperaturniveaus erfolgt typischerweise nur auf ca. 40 -
50◦C, was groÿe externe Austausch�ächen bedingt. Der Antrieb dieser Kühlvariante erfolgt
über eine Wärmequelle. Hier ist ebenfalls rund die Hälfte der Kühlleistung als Energieein-
trag erforderlich. Da es sich jedoch um thermische Energie handelt, sind die Betriebskosten
geringer als die der Kompressionskältemaschine.
6.3.1.3 Kühlwasser
Die Wärme wird bei dieser Kühlvariante nicht durch eine Phasenänderung aufgenommen,
sondern einfach durch Kühlwasser abgeführt. Es stehen verschiedene Kühlwasserquellen zur
Auswahl. Flusswasser ist günstig, jedoch ungeeignet, da im Sommer Wassertemperaturen bis
zu 28 ◦C vorkommen können und die sich hieraus ergebende zur Kühlung erforderliche Aus-
tausch�äche am Reaktor schon rein konstruktiv nicht erreicht werden kann. Wasser aus einem
36
Fermenterauslegung
Kühlturm ist ebenfalls günstig, aber mit 25 ◦C im Sommer ungeeignet. Grundwasser steht
im Verbund zur Verfügung (23 Mio. m3 a−1 [2]) und ist aufgrund der konstanten Temperatur
von 10 ◦C für die Kühlung geeignet. Zusätzlich kann davon ausgegangen werden, dass eine
Kaltwasserschiene bzw. verbundinterne Kühlwasserkreisläufe vorhanden sind [2].
Für die Kühlung der Reaktoren ist die Verwendung von Kühlwasser aus Grundwasser am
günstigsten, da hierbei geringer apparativer Aufwand mit geringen Investitions- und Be-
triebskosten gepaart werden. Zudem kann die verwendete Kühlvorrichtung auch mit Dampf
beschickt und so zur Unterstützung der Sterilisation des Reaktors genutzt werden. Das er-
wärmte Kühlwasser verlässt die Kühlvorrichtung mit etwa 29◦C. Es kann im Anschluss in
einen Kühlturm gespeist werden und steht danach anderen Prozessen im Verbund zur Ver-
fügung.
6.3.2 Zykluszeit
Die Zykluszeit ergibt sich aus der Addition der einzelnen Phasenzeiten. Die Batch-Phase be-
nötigt dabei 7,2 h, die Fed-Batch-Phase 3,7 h, und die Biotransformationsphase 9,0 h (siehe
Kapitel 5.2.1). Die Totzeit setzt sich aus den Zeiten zusammen, die zum Entleeren, Reinigen,
Sterilisieren, Abkühlen und Wiederbefüllen benötigt werden und liegt bei 4,1 h. Die Gesamt-
zykluszeit beträgt somit 24 h. Diese Zykluszeit hat den Vorteil, dass die Schichtarbeiter zu
Beginn ihrer Arbeit immer mit dem selben Ablauf konfrontiert werden. Um sicherzustellen,
dass keine Autohydrolyse in dem den Fermentern nachgeschalteten Pu�erbehälter einsetzt,
darf die Verweilzeit im nachgeschalteten Pu�erbehälter 5 h nicht überschreiten. Ausgehend
von einem 24 h Zyklus der Fermenter bedeutet das 4,8 theoretische Reaktoren bei einer
Versatzzeit von 5 h bzw. 5 reale Reaktoren bei einer Versatzzeit von 4,8 h. Um 1000 t a−1
(S )-SO Produktion zu gewährleisten ist ein Emulsionsvolumenstrom an die Zentrifuge von
5,363 m3 h−1 erforderlich (siehe Kapitel 7.1). Das bedeutet, dass alle 4,8 h ca. 25,74 m3
Emulsion im Pu�erbehälter aus den Fermentern zur Verfügung gestellt werden müssen. Das
Arbeitsvolumen eines Fermenters ist somit durch die Zykluszeit von 4,8 h und den vorgege-
benen Volumenstrom an die Zentrifuge festgelegt. Entsprechend Gleichung (27) beträgt es
25,74 m3.
4, 8 h · 5, 363 m3 h−1 = 25, 74m3 (27)
6.3.3 Wärmeabfuhr
Damit die zeitliche Wärmeentwicklung während der Fermentation abgeschätzt werden kann,
wird die Annahme getro�en, dass die Wärmebildung direkt proportional zum Zellwachstum
erfolgt. Mit dem Wissen über die entstandenen Wärmen und den spezi�schen Wachstumsra-
ten der Batch- und Fed-Batch-Phase ist es nun möglich, den Wärmeverlauf darzustellen (siehe
37
Fermenterauslegung
Anhang). Der abzuführende Wärmestrom ergibt sich nach Gleichung 28 aus der zeitlichen
Ableitung der Wärmefunktion.
ARea.Ob. =QReaktion
kQ ·∆Tln(28)
6.3.4 Auslegung der Fermenterkühlung
Am einfachsten wird ein Reaktor über seine Ober�äche gekühlt. Reicht diese Fläche nicht aus,
muss zusätzliche Wärmeaustausch�äche gescha�en werden, etwa durch eine Kühlschlange. In
diesem Fall ergibt sich für einen 26 m3 Fermenter mit einem Höhe-zu-Durchmesser-Verhältnis
von 3 eine Kühl�äche von ca. 48,7 m2. Das Maximum der Wärmeproduktion tritt allerdings
am Ende der Fed-Batch-Phase auf, bei der der Reaktor nur halb gefüllt ist. Es stehen also nur
26 m2 der gesamten Ober�äche zur Verfügung, um den anfallenden Wärmestrom abzuführen.
Das Abführen dieser Wärme ist insofern problematisch, als dass das Reaktortemperaturni-
veau mit 30 ◦C niedrig ist. Mit einer Kühlwassertemperatur von 10◦C ist somit das treibende
Temperaturgefälle maximal 20 ◦C.
Gemäÿ Gleichung (28) hängt die erforderliche Wärmeaustausch�äche von dem Wärmeüber-
gangskoe�zienten kQ=900 kJ kg−1 K−1 der zu übertragenden Wärme QRea.Wärme und der
treibenden logarithmischen Temperaturdi�erenz ∆Tln ab. Der abzuführende Wärmestrom
wird im Anhang in Kapitel C.5.1 berechnet. Die Gleichung zur Berechnung der logarithmi-
schen Temperaturdi�erenz ist in Kapitel 8.6 dargestellt. Wird die vorhandene Wärmeaus-
tausch�äche optimal genutzt, ist die Kühlwasseraustrittstemperatur am höchsten und nach
Gleichung 29 der Kühlwasservolumenstrom am geringsten. Nach diesem Gesichtspunkt wurde
die Kühlwasseraustrittstemperatur optimiert, sodass der Kühlwasservolumenstrom minimal
ist.
VKW =QRea.Wärme
cp,H2O · (TKühl aus. − TKühl ein.) · ρH2O
(29)
Der Wärmestro, der während der Biotransformation abgeführt werden muss, ist nicht analy-
tisch beschreibbar; deshalb wird ein mittlerer Wärmestrom von 22 W L−1 bezogen auf das
Volumen der wässrigen Phase angenommen. Da die Bildungsrate von (S )-Styroloxid wäh-
rend der Biotransformation aber um ± 20% von der mittleren Bildungsrate abweicht, wird
angenommen, dass der produzierte Wärmestrom ebenfalls um ± 20% abweicht. Der zeitli-
che Verlauf der erforderlichen Kühlleistung, des erforderlichen Kühlwasservolumenstroms und
der Kühlwasseraustrittstemperatur eines Reaktors sind in den Abbildungen C.2, C.3 und C.4
dargestellt. Um den Gesamtkühlbedarf der Anlage zu bestimmen, wurden die Energieeinträ-
ge der einzelnen Reaktoren unter Berücksichtigung der Versatzzeit von 4,8 Stunden addiert.
38
Fermenterauslegung
Der Verlauf des Gesamtenergieeintrags und des Gesamtkühlwasserstroms sind in den Abbil-
dungen C.5 und C.6 abgebildet. Daraus geht hervor, dass im Spitzenlastfall etwa 1050 kW
abgeführt und somit insgesamt 65 m3 h−1 Kühlwasser benötigt werden.
6.4 Reinigung (CIP)
Clean-In-Place (CIP) ist die Reinigung einer verfahrenstechnischen Anlage ohne wesentliche
Demontage derselben. Es kommt ein Standardreinigungsschema für nicht �lamentöse und
nicht polymerbildende Bakterien zum Einsatz [6]:
1. Wasservorspülung - 5 Minuten
2. heiÿe Alkali-Zirkulationsspülung - 20 Minuten
3. Wassernachspülung - 5 Minuten
Während den Schritten 2 und 3 wird das Reinigungsmittel im Kreis geführt, danach jedoch
nicht (für eine weitere Reinigung) erneut verwendet, um Schmutzanreicherung, Verdünnung
und Kontamination zu vermeiden. Als Lauge kommt eine 1%ige (w/v) NaOH-Lösung bei
einer Temperatur von 80◦C zum Einsatz. Das Reinigungsmittel wird durch Sprühdüsen, die
nur für die Reinigung in den Reaktor eingebracht werden, in den Reaktor gesprüht. Die
Reinigungsdüsen werden so ausgelegt, das obere Drittel (vor allem den Deckenbereich) und
die Rührer zu besprühen, während die restliche Reaktorwandung durch den herabrinnenden
Flüssigkeits�lm gereinigt wird. Die Reinigungsdüsen benötigen einen Volumenstrom von ca.
8 L min−1 m−2Innenober�äche. Zur Reinigung des Reaktorbodens (um Sedimente zu lösen) wird
der Bioreaktor in allen drei Reinigungsschritten bis über den untersten Rührer befüllt und
bei hoher Drehzahl 3 min lang gerührt. Zusätzlich müssen Zu- und Ab�üsse (wie Feedzugabe
und Luftleitungen) in Richtung des Reaktors mit Reinigungsmittel durchspült werden.
Um eine Sedimentation von Schmutz in Rohrleitungen zu verhindern, wird eine Strömungsge-
schwindigkeit von ca. 2 m s−1 eingehalten. Zudem ist für die Reinigbarkeit eine Ober�ächen-
rauhigkeit ≤ 0,3 µm von Vorteil, was durch Elektropolieren der inneren Ober�ächen erreicht
wird.
6.5 Sterilisation (SIP)
Üblicherweise wird die Sterilisation von Bioreaktoren mit heiÿem Wasserdampf (SIP - Steam-
In-Place) durchgeführt. Dies geschieht typischerweise nach folgendem Schema [41]:
1. Luftabsaugung
2. Aufheizung
3. Sterilisation über Haltedauer
39
Fermenterauslegung
4. Kondensatabscheidung und Entfernung des Dampfes durch Zugabe steriler Luft
Die Absaugung ist deshalb von Vorteil, weil die Anwesenheit von Luft eine schlecht kon-
trollierbare Wärmetransportresistenz bedeutet. Im groÿen Maÿstab wird dies zum einen, um
Zeit zu sparen und zum anderen, aufgrund der zusätzlichen Kosten von Vakuumpumpen und
Rohrleitungen jedoch nicht durchgeführt. Daher wird die Luft lediglich durch Dampf aus dem
System ausgetrieben.
Die Aufheizung des Reaktors auf 100◦C wird durch Versorgung des Kühlmantels mit Dampf
ermöglicht.
Zwar existieren Versuche und Modellansätze, die eine genaue Vorhersage der nötigen Steri-
lisationskennzahlen und damit wirtschaftlichere Fahrweise ermöglichen, jedoch liegen keine
Angaben für das betrachtete System vor, sodass im Folgenden von den Standardwerten von
121◦C (2 bar) und einer Haltezeit von 30 min ausgegangen wird [63]. Zur eigentlichen Sterili-
sation wird Dampf in den Reaktor eingeblasen. Nach Erreichen der Sterilisationstemperatur
beginnt die Haltezeit. Die Dampfzugabe erfolgt über den Feedeingang des Bioreaktors, in-
dem die entsprechenden Rohrleitungen an die Dampfversorgung angeschlossen werden. Als
Dampfausgang wird zweckmäÿigerweise der Produktablauf verwendet, da hier das bei der
Sterilisation im Reaktor auskondensierende Wasser leicht entfernt werden kann. Zudem wird
ein Kondensatabscheider nachgeschaltet. Während der Haltezeit wird lediglich soviel frischer
Dampf hinzugefügt, wie auskondensiertes Wasser am Ablauf den Reaktor verlässt.
Zur Sterilisation eines Fermenters wird eine Dampfmenge von ca. 130 kg benötigt (Berech-
nung siehe Anhang C.3) Auch die Rohrleitungen, Ventile und Steril�lter, die den Sterilbereich
von der Peripherie abgrenzen, müssen sterilisierbar sein. Ihre Sterilisation wird ebenfalls durch
Dampfsterilisation bewerkstelligt.
6.6 Kontinuierliche Sterilisation des Nährmediums
Im Hinblick auf eine einfache und schonende Prozessführung (Temperaturemp�ndlichkeit von
Sto�en) wurde zur Sterilisation des Fermentationsmediums (siehe Tabelle C.11) die Möglich-
keit einer kontinuierlichen Sterilisation untersucht. Unter kontinuierlicher Sterilisation ist die
Sterilisation des Mediums im �ieÿenden Zustand gemeint. In unserem Fall wurde der Prozess
zeitoptimiert mit dem eigentlichen Fermentationsprozess verbunden, wodurch der Sterili-
sationsprozess mit kontinuierlichen Volumenströmen geführt wird. Grundsätzlich stellt die
kontinuierliche Sterilisation eine gute Alternative zum herkömmlichen Verfahren der Batch-
Sterilisation dar. Die Anwendung �ndet heutzutage überwiegend in der Lebensmittelindustrie
statt (Milchsterilisation) und hat sich dort etabliert. Darüber hinaus ist diese Art der Steri-
lisation auch mit geringeren Kosten verbunden als eine Batch-Sterilisation.
Zunächst wurde aber die klassische Variante der Sterilisation des gesamten Mediums im
Fermenter betrachtet. Aufgrund des groÿen Volumens von 25,5 m3 ist die Sterilisation mit
40
Fermenterauslegung
einem enormen Energieeintrag und langen Aufheizzeiten verbunden. Ein weiteres Problem
stellt die sinnvolle Kombination einer solchen Heizeinrichtung mit der für den Reaktionspro-
zess benötigten Kühlung dar. Eine Sterilisation des Mediums über Damp�njektion wurde
wegen der erhöhten Kontaminationsgefahr und der komplizierteren Prozessführung (Druck-
und Temperaturregelung) nicht näher betrachtet. Aufgrund der Vorteile einer kontinuierli-
chen Sterilisation des Medium wurde dieses Verfahren näher betrachtet (siehe Tabelle C.12).
Die Möglichkeit der steilen Temperatur-Zeit-Pro�le und die energiee�ziente Verfahrensweise
waren die Hauptauswahlkriterien für die kontinuierliche Sterilisation. Um eine ausreichende
Abtötung der Organismen zu erreichen, wurde bei einer Temperatur von 150◦C nach der fol-
genden Abtötungskinetik [7] die benötigte Sterilisationszeit berechnet (siehe Tabelle C.13).
Bei der festgelegten Anfangsbelastung N0 wurde von entionisiertem Wasser ausgegangen,
welches in die Kategorie des Reinwassers fällt und annährend steril ist.
ln
(N0
N
)= kD · t = SL (30)
kD = k0 · exp
(−ED
R · TS
)(31)
Die Temperatur von 150◦C muss für die berechnete Abtötungszeit des Mediums von 7,61 s
in einer Halteschleife gehalten werden, um die Zellzahl auf 10−6 Zellen L−1 zu reduzieren.
In Abbildung 6.2 ist der prinzipielle Aufbau einer kontinuierlichen Sterilisationsanlage mit
Gegenstrom-Wärmetauschern abgebildet.
41
Fermenterauslegung
Abbildung 6.2: Anlagenschema zur kontinuierlichen Sterilisation mit Gegenstromwärmetauscher
Dabei wird in Wärmetauscher WT2 das noch unsterile Medium durch das entgegenkommen-
de, schon sterile Medium vorgeheizt und danach in WT1 auf eine Temperatur von 150◦C
erhitzt. In der Halteschleife wird die Temperatur für die errechnete Zeit gehalten. Die Länge
der Halteschleife ist dabei von der Flieÿgeschwindigkeit abhängig. Nachdem das sterile Me-
dium durch WT2 geleitet und vorab abgekühlt wird, �ndet in WT3 die Abkühlung auf die
gewünschte Endtemperatur von 30◦C statt.
Die ganze Anlage wird, wie schon erwähnt, kontinuierlich betrieben und ein isolierter, steri-
ler Pu�erbehälter dient zur Lagerung des sterilen Mediums. Somit kann die für einen Batch
benötigte Menge an Medium in kürzester Zeit bei Bedarf (alle 4,8 h, siehe 6.3.2) den Re-
aktoren zugeführt werden. Der benötigte Volumenstrom, um ausreichend Medium in kurzer
Zeit zur Verfügung zu stellen, wurde über die Reaktoranzahl und das benötigte Volumen pro
24 h berechnet (siehe Tabelle B.2)und darüber die Länge der Haltestrecke ermittelt . Die
Haltestrecke wird in Form einer gut isolierten Rohrleitung aufgebaut.
Zudem sind diverse Anpassungen in Hinblick auf die Einheitlichkeit der Dampfschienen und
42
Fermenterauslegung
der Kühlwasserart vorgenommen worden. Dies dient einer wirtschaftlicheren Betriebsfüh-
rung. Bei einer gemeinsamen Betrachtung wurde die Anzahl der Dampfschienen reduziert.
Die Temperatur des Kühlwassers wurde auf 25◦C festgelegt und darf im Ausgang aus dem
Kühlprozess eine Temperatur von 35◦C nicht überschreiten (siehe 6.3.1).
Die benötigten Wärmetauscher�ächen wurden über die Wärmeströme errechnet, welche sich
über die Wärmekapazität des Mediums, die Temperaturdi�erenz und den Massenstrom er-
gibt. Als Grundlage wurde die Wärmekapazität von Wasser angenommen, da die zusätzlichen
Komponenten im Medium vorraussichtlich keinen signi�kanten Ein�uss auf die Wärmekapa-
zität haben. Als Wärmetauschertyp wurden Rohrbündelwärmetauscher zugrunde gelegt, da
diese zum einen die Sterilität gewährleisten (alle Übergänge sind verschweiÿt) und kosten-
günstig zur Verfügung stehen. Die Berechnung nach DIN 28184 ergibt die in Tabelle C.14
dargestellten Ergebnisse. Dabei wurde von einer Vorerhitzung durch denWT2 von ∆T = 60 K
ausgegangen.
Die Sterilisation der Glukose, des Thiamins und des Magnesiumsulfats geschieht gemeinsam
über Filter. Dies stellt aufgrund der geringen Volumenströme kein Problem dar und ist in
Hinblick auf die Temperaturinstabilität des Thiamins einer herkömmlichen Hitzesterilisation
vorzuziehen. Näheres zur Auslegung der Filter iste Kapitel 8.2 zu �nden.
Wie über die Berechnungen gezeigt wurde, reicht in unserem Falle ein kleiner Volumenstrom
bei kontinuierlichem Betrieb aus, um den gewünschten Sterilisationsgrad von über 99,99%
zu erreichen. Die Gröÿe der Wärmetauscher ist dabei aufgrund des Volumenstromes sehr
gering und stellt keine gröÿere technische Herausforderung dar. Auch das An- und Abfahren
der Anlage ist ohne Probleme möglich [13]. Die Sterilisation der Anlage erfolgt getrennt mit
130◦C heiÿem Wasser für etwa 20 min [5].
6.7 Zellabfall-Sterilisation
Zur Sterilisation der nach der Zentrifuge anfallenden Zellabfallbrühe wurde eine weitere kon-
tinuierliche Sterilisationsanlage nach dem Modell der Anlage zur Sterilisation des Fermen-
tationsmediums ausgelegt. Im Verlauf der Zentrifugation fällt ein Volumenstrom von über
1318 Liter pro Stunde an Zellenstrom-Abwasser an 7.1. Dieser wird kontinuierlich sterilisiert
und annährend alle Zellen abgetötet (über 99,99%), um den Abwasserstrom im Anschluss
entsorgen zu können. Die Daten zur Auslegung sind in Tabelle C.15 aufgeführt .
Durch den geringen Volumenstrom können nur kleine Reynolds-Zahlen erreicht werden. Um
Turbulenz und damit verbunden eine bessere Durchmischung zu erzielen, werden stationäre
Mischer in die Rohrleitung eingebaut. Damit kann auch Turbulenz bei laminaren Strömungs-
pro�len induziert werden.
Bei der Herstellung von biotechnologischen Produkten fallen, sofern die Biomasse wie im be-
trachteten Prozess nicht das gewünschte Produkt darstellt, Biomasseabfälle an, die entsorgt
43
Fermenterauslegung
werden müssen. Dabei müssen die Au�agen bezüglich der Verwendung von genmanipulierten
Mikroorganismen berücksichtigt werden.
Um die produzierte Biomasse als Tierfuttermittel zu verwenden oder einer Deponierung oder
Kompostierung zuzuführen [14], darf dies aufgrund des Einsatzes von rekombinanten Mikro-
organismen nicht ohne vorherige vollständige Inaktivierung erfolgen [4]. Die Inaktivierung
der Zellmasse erfolgt durch die beschriebene kontinuierliche Sterilisation 6.7.
6.8 Vorfermenter
Eine Fermentation wird üblicherweise mit einer dichten Zellsuspension gestartet. Dieses soge-
nannte Inokulum wird in mehreren Schritten (Agarplatte, Schüttelkolben, Rührkultur, Vor-
fermenter) hergestellt.
Die Vorbereitungen vor dem Beimpfen des Vorfermenters werden im Labor durchgeführt. Die
Vorfermenter selbst sind ein Teil der Produktionsanlage, da die Hauptfermenter direkt aus
diesen inokuliert werden.
Aus den Startbedingungen der Hauptfermentation ergeben sich die Kennwerte für die Vor-
fermentation. Die Batch-Phase soll mit einer Zellkonzentration von 0,2 gCDW L−1 gestartet
werden. Bei einem Vorfermenter im Maÿstab 1:100 (bezogen auf das Volumen der wässrigen
Phase eines Hauptfermenters zum Anfang der Batch-Phase von 11,8 m3) ergeben sich also
20 gCDW L−1 Endkonzentration im Vorfermenter. Die Vorfermentation wird unter Einsatz von
Hochzelldichtemedium als Fed-Batch gefahren, unter der Annahme, dass eine Wachstums-
rate von 0,45 h−1 erreicht wird [52]. Nach Gleichung 19 lässt sich die zur Vorfermentation
benötigte Zeit zu 10,2 h berechnen. Die benötigten Einsatzmengen von Glukose und Medium
für eine Vorfermentation sind in Tabelle B.2 mitaufgeführt.
Die Vorfermenter werden nach demselben Schema wie die Hauptfermenter ausgelegt (siehe
Kapitel 6). Die Abmessungen sind in Tabelle 6.8 aufgeführt.
Tabelle 6.4: Abmessungen Vorfermenter
VArbeit [L] 118 D = d1 [mm] 369
Schlankheitsgrad H/D 3 h1 [mm] 369
VArbeit/VReaktor3/4 d2 [mm] 122
VReaktor [L] 157 h2 [mm] 122
HArbeit [mm] 1106 b3 [mm] 30
HReaktor [mm] 1474 h3 [mm] 24
VRührereinheit [L] 39 b1 [mm] 37
b2 [mm] 7
44
Fermenterauslegung
Aufgrund der Vorfermentationszeit von ca. 10 h plus Reinigungszeit (ca. 4 h) und der Tat-
sache, dass alle 5 h ein Hauptfermenter angesetzt wird, werden drei Vorfermenter benötigt.
45
Downstream-Processing
7 Downstream-Processing
7.1 Emulsionstrennung
Der Strom, der einen Fermenter nach dem Ende des Fermentationsvorganges verlässt, ist
eine stabile Emulsion. Sie besteht aus einer zellhaltigen, wässrigen Phase und einer orga-
nischen Phase. Das Produkt be�ndet sich nahezu ausschlieÿlich in der organischen Phase.
Die Aufarbeitung zur Produktgewinnung soll thermisch erfolgen (siehe Kapitel 7.2.2). Eine
direkte Weiterverarbeitung der gesamten Emulsion in einem thermischen Trennschritt ist
problematisch, da Zellen und beim Verdampfungsprozess ausfallende Salze als Feststo�e im
Verdampfer und den Kolonneneinbauten zu Verschmutzung und Zusetzung führen würden.
Eine Verarbeitung der Emulsion nach vorheriger Abtrennung der Zellen ist ebenfalls proble-
matisch, da die zwei Phasen miteinander Azeotrope bilden und zusätzlich eine Vielzahl von
teils unbekannten Sto�en in der wässrigen Phase vorliegen, deren gezielte Abtrennung nicht
möglich ist. Eine Abtrennung der organischen Phase und deren gesonderte Weiterverarbei-
tung ist also notwendig.
7.1.1 Membranverfahren
Grundsätzlich eignen sich Membranverfahren zur Trennung von Emulsionen. Die Pertraktion
ist ein Kontaktverfahren, bei dem die organische Phase durch eine hydrophobe Membran
abgetrennt wird. Das Verfahren eignet sich jedoch nicht für den Einsatz mit Feststo�en und
auch nicht für Volumenströme im industriellen Maÿstab [7].
Eine weitere Möglichkeit ist die Pervaporation. Die Emulsion wird hierbei in einem Hohlfa-
sermodul verdampft und eine selektive Membran, nur durchlässig für den Dampf eines der
Sto�e, trennt die Emulsion. Neben der Problematik der hohen zur Verdampfung aufzubrin-
genden Energie, zeigen sich hier die gleichen Probleme wie bei der Pertraktion.
Einfache Filterverfahren stellen sich ebenfalls als ungeeignet dar. Es sind keine Filtersysteme
bekannt, die die spezielle Kombination von Feststo�en in einer Emulsion e�zient auftrennen.
7.1.2 Zentrifugation
Stabile Emulsionen können mit Zentrifugen kontinuierlich getrennt werden [58], solange der
Dichteunterschied der Emulsion 0,01 - 0,03 kg L−1 beträgt [66]. Zudem kann parallel ei-
ne Abtrennung der Zellen erfolgen. Besonders geeignet für diesen Zweck sind Dreiphasen-
Düsentrommel-Tellerseparatoren [66].
46
Downstream-Processing
Abbildung 7.1: Schematischer Aufbau eines Dreiphasen-Düsentrommel-Tellerseparators
Der Trennschritt mittels Tellerseparatoren wird bereits erfolgreich groÿtechnisch eingesetzt
und ist bezogen auf das vorliegende Sto�system prinzipiell möglich, da der Dichteunterschied
der Phasen 0,035 kg L−1 beträgt. Aus diesem Grund wurde dieser Trennschritt näher unter-
sucht.
Eine Trennung der Emulsion kann unter Umständen jedoch nicht vollständig erfolgen. Für
die Bilanzierung des Trennschrittes muss bekannt sein, welcher Anteil organische Phase in
der wässrigen Phase verbleibt und so für die Weiterverarbeitung verloren geht.
Dies lässt sich aus der minimal abzutrennenden Partikelgröÿe und der Partikelgröÿenvertei-
lung ermitteln. In [44] wurde das betre�ende Sto�system im Pilot-Scale Maÿstab verarbeitet.
Dabei wurden nach 30 min zentrifugieren (8400g) 81 % der organischen Phase zurückge-
wonnen. Anhand der verwendeten Zentrifuge wurden die entsprechenden Zentrifugenabmes-
sungen ermittelt (Tabelle D.1). Hieraus konnte die minimal abtrennbare Tropfengröÿe von
xT,min=5,88 µm ermittelt werden (Gleichung (99)). Das bedeutet, eine Bedingung für die
Tropfengröÿenverteilung lautet: 19 Vol.-% der Tropfen der organischen Phase sind kleiner als
5,88 µm.
Die Tropfengröÿenverteilung einer Emulsion entspricht nicht einer typischen Partikelvertei-
lung für Feststo�e (z.B. logarithmische Verteilung, RRSB-Verteilung), insbesondere wenn
Emulgatoren, in diesem Fall ober�ächenaktive Substanzen der Zellen, vorhanden sind [37].
Daher wurde eine experimentell ermittelte Partikelgröÿenverteilung (Abbildung D.3) verwen-
det und durch Skalieren der Partikelgröÿe an die o.g. Bedingung angepasst. Die resultierende
Verteilung (Abbildung D.4) bewegt sich zwischen xT,min=0,70 µm und xT,max=36 µm.
Die minimal abtrennbare Tropfengröÿe xT,min konnte mit Gleichung (102) ermittelt werden,
indem die in die Gleichung eingehenden Spezi�kationen des Tellerseparators im Rahmen
technisch realisierbarer Werte angepasst wurden. Als wichtige Obergrenze bzgl. der Belast-
barkeit der Materialien wurde die von der Drehzahl und vom Tellerauÿenradius abhängige
Umfangsgeschwindigkeit des Tellerpakets auf 750 km h−1 begrenzt und die Tellerneigung auf
47
Downstream-Processing
60◦ gesetzt [66]. Die maximimale Tellerzahl wurde anhand von Beispielprodukten der Fir-
ma Westfalia Separator auf 425, der gröÿte Tellerauÿenradius auf 40 cm und die maximale
Leistungsaufnahme auf 90 kW gesetzt. Die verwendeten technischen Spezi�kationen sind in
Tabelle D.3 wiedergegeben.
xT,min konnte hierdurch zu 1,43 µm berechnet werden. Zellen werden bei einer angenomme-
nen Dichte von 1,1 kg L−1 vollständig aus der wässrigen Phase abgeschieden und über die
Düsentrommel (Abbildung 7.1) ausgetragen. Der Anteil der organischen Phase, der entspre-
chend der Tropfengröÿenverteilung kleiner als xT,min und damit nicht abtrennbar ist, liegt bei
0,25 Vol.-%. Dieser Volumenanteil liegt innerhalb des Tellerpakets als nicht getrennte Emul-
sion vor (siehe Abbildung D.2). Über Regulierscheiben kann der Verbleib dieser Emulsion
eingestellt werden [66].
7.1.3 Bilanzierung der Separation
Es wird angenommen, dass die nicht trennbare Emulsion vollständig mit der wässrigen Pha-
se ausgetragen wird und dass keine Zellen mit der organischen Phase ausgetragen werden,
da sich Zellen bzw. Zellbestandteile aufgrund der Hydrophilität nur in der wässrigen Phase
be�nden können. Die organische Phase verlässt den Tellerseparator also ohne Verunreinigun-
gen. Um die erforderliche Produktionsmenge an (S )-SO zu erreichen müssen exakt 2,555 m3
h−1 organische Phase die Zentrifuge verlassen. Ein Fermenter enthält nach der Fermentation
12,295 m3 organische und 13,449 m3 wässrige Phase, die 22 gCDW L−1 enthält. Wenn das CDW
20% der Gesamtzellnassmasse ausmacht, erhält man einen Anteil des Gesamtzellvolumens an
der wässrigen Phase von 9,09 Vol.-%. Weiterhin wird angenommen, dass 0,01 Vol.-% des Ge-
samtzellvolumens als nicht abtrennbare Zellbruchstücke mit der wässrigen Phase ausgetragen
werden. Schlieÿlich wird angenommen, dass der ausgetragene Strom an Zellmasse 73 Vol.-%
wässrige Phase enthält [66]. Zusammengenommen ergeben sich unter diesen Voraussetzungen
die ein- und ausgehenden Ströme des Tellerseparators entsprechend Tabelle 7.1.
Tabelle 7.1: Zusammensetzung der ein- und austretenden Volumenströme des Tellerseparators
Strom wässrige Phase organische Phase Zellen Summe
Zulauf [m3 h−1] 2,522 2,561 0,280 5,363
Ablauf wässrige Phase [m3 h−1] 1,484 0,006 <0,001 1,490
Ablauf organische Phase [m3 h−1] 0,000 2,555 0,000 2,555
Ablauf Zellenaustrag [m3 h−1] 1,038 0,000 0,280 1,318
48
Downstream-Processing
7.2 Auftrennung der organischen Phase
Zur Auftrennung der organischen Phase wurden drei verschiedene Möglichkeiten in Betracht
gezogen: Kristallisation, Nano�ltration und Rekti�kation.
In Unterkapitel 8.2.2, in welchem die Auslegung der Suspensions�lter beschrieben ist, wird
in diesem Zusammenhang kurz auf die Nano�ltration eingegangen.
Im Folgenden wird jedoch auf die Verfahrensvarianten Kristallisation und Rekti�kation näher
eingegangen.
7.2.1 Kristallisation
Bei der Kristallisation liegt das folgende Sto�gemisch vor, welches das organische Auftren-
nungsprodukt der Zentrifuge ist: 2-PE, n-Oktan, (S )-SO und BEHP. Das Trennverfahren
nutzt dabei die Schmelztemperaturen (siehe Tabelle 7.2), um, ähnlich der Rekti�kation, einen
Phasenwechsel herbeizuführen. BEHP stellt mit über 90 Vol.-% den Groÿteil der organischen
Phase dar. Die Schmelzpunktunterschiede zwischen den einzelnen Komponenten liegen bei
etwa 10 K. Es bietet sich an, erst 2-PE, dann das Produkt (S )-SO abzutrennen. So können
BEHP und n-Oktan wieder in den Reaktor zurückgeführt werden. Vorteilhaft daran ist, dass
der Groÿteil der organischen Phase nicht kristallisiert werden muss. Ein weiterer Vorteil ist,
dass es aufgrund der niedrigen Temperaturen nicht zur thermischen Zersetzung bzw. Polyme-
risation kommt, die Komponenten also stabil sind. Nachteile sind allerdings die hohen Kosten
der Kühlung und die schlechte thermodynamische Datenlage.
Tabelle 7.2: Schmelztemperaturen der Komponenten in der organischen Phase [61]
Sto� Schmelztemperatur
2-PE -27
(S )-SO -36,7
BEHP -45
n-Oktan -56,8
7.2.2 Kolonnensystem
In diesem Unterkapitel wird die Auslegung des Kolonnensystems diskutiert. Hierbei wird ein-
gehend beschrieben, nach welchem Optimierungalgorithmus vorgegangen wird, um die Trenn-
einheiten jeder Kolonne festzusetzen. Der vorgestellte Optimierungszyklus des Kolonnensys-
tems wird exemplarisch für die erste Kolonne durchgeführt. Der weitere Optimierungsablauf
sieht nachfolgend vor, dass nach festgelegter Auslegung der ersten Kolonne zur nächstfolgen-
den übergegangen wird, bis schlieÿlich nach Festlegung ihrer Abmessungen die Optimierung
49
Downstream-Processing
der dritten Kolonne angegangen wurde.
Das Ergebnis der Optimierungsberechnungen für das gesamte Kolonnensystem ist in den Ta-
bellen D.4-D.8 dargestellt.
Zunächst wird jedoch im folgenden Abschnitt vorgestellt, welche unterschiedlichen Trennse-
quenzen sich je nach Lösungsmittel ergeben.
7.2.2.1 Trennsequenzen
In diesem Abschnitt werden die unterschiedlichen Trennsequenzen diskutiert, die sich je nach
Lösungsmittel (EO oder BEHP) ergeben. Wie im Kapitel 4 beschrieben, stellt die nachfolgend
aufgeführte Trennsequenz das Ausschlusskriterium für EO dar.
Es ist zu beachten, dass für beide Auftrennungsvarianten keine Essigsäure mehr in dem
aufzutrennendem Sto�system vorhanden ist.
1. Lösungmittel: BEHP
In der ersten Rekti�kationskolonne werden zunächst n-Oktan, Styrol, SO und 2-PE von
BEHP getrennt. BEHP wird über den Kolonnensumpf der ersten Rekti�kationskolonne
ausgetragen. Dies hat den Vorteil, dass der Sto� mit dem höchsten Volumenanteil
(BEHP) nicht verdampft werden muss. Das Kopfprodukt der ersten Kolonne wird der
zweiten Kolonne zugeführt. Da n-Oktan und Styrol die Leichtsieder des Stroms sind
und als Reaktorzulauf wiederverwendet werden, ist es sinnvoll, diese in der zweiten
Kolonne zusammen als Kopfstrom abzuziehen und zurückzuführen. Der Sumpfstrom der
zweiten Kolonne besteht hauptsächlich aus SO und 2-PE und wird der dritten Kolonne
zugeführt. Dieser Trennkolonne wird SO über Kopf entnommen, das Nebenprodukt
2-PE fällt im Kolonnensumpf an und wird aus dem Prozess entfernt. Der BEHP Strom,
sowie der Styrol-/n-Oktan-Strom werden in den Fermentationsprozess zurückgeführt.
Das entsprechende Kolonnensystem ist in der Abbildung 7.2 dargestellt.
50
Downstream-Processing
Abbildung 7.2: Kolonnenverschaltung mit BEHP als Lösungsmittel
2. Lösungsmittel: EO
In der ersten Kolonne in Abbildung 7.3 wird der Trennschnitt zwischen Styrol und SO
gelegt, sodass das Kopfprodukt (n-Oktan und Styrol) als Edukt des Fermentations-
prozesses zurückgeführt werden kann. Das Sumpfprodukt der ersten Kolonne (SO, EO
und 2-PE) wird in einem Druckwechselkolonnensystem weiter voneinander getrennt.
Die erste Kolonne dieses Systems arbeitet bei einem Absolutdruck von 10 mbar. In ihr
wird als Sumpfprodukt EO und 2-PE abgezogen und in einer weiteren Kolonne vonein-
ander getrennt. Die zweite Kolonne steht unter einem geringeren Unterdruck von 500
mbar. In dieser wird der Kopfproduktstrom, ein azeotropes Gemisch aus SO, EO und
2-PE, wie in der ersten Unterdruckkolonne bis zum azeotropen Punkt auftrennt. Über
Sumpf kann das Produkt, (S )-SO, abgezogen werden. Der Kopfstrom wird in die erste
Kolonne des Druckwechselsystems zurückgeführt.
Das entsprechende Kolonnensystem ist in der Abbildung 7.3 dargestellt.
51
Downstream-Processing
Abbildung 7.3: Kolonnenverschaltung mit EO als Lösungsmittel
Eine genauere thermodynamische Betrachtung, welche der ausschlaggebende Grund für die
Auswahl der oben beschriebenen Verfahrensvarianten ist, wird im Abschnitt 7.2.2.3 für beide
Sto�systeme (EO oder BEHP) durchgeführt.
7.2.2.2 Thermodynamische Modelle
Als Berechnungsgrundlage für die Auftrennung des organischen Gemisches in den Rekti�kati-
onskolonnen dienen thermodynamische Modelle. Die hierdurch errechneten Parameter dienen
zur Beschreibung des Mischungsverhaltens des vorliegenden Sto�systems.
Das UNIQUAC Modell bestimmt unter Berücksichtigung elektronischer Wechselwirkungspa-
rameter und unterschiedlicher Molekülgröÿen die Aktivitätskoe�zienten.
Die UNIFAC Methode ist eine Gruppenbeitragsmethode. Im Unterschied zum UNIQUAC
Modell berechnet dieses Modell das thermodynamische Verhalten anhand der vorgegebenen
funktionellen Gruppen innerhalb eines Moleküls und nicht über das gesamte Molekül als Ein-
52
Downstream-Processing
heit.
Das Wilson-Modell ist eine Erweiterung des Modells von Flory und Huggins. Die Ermittlung
des thermodynamischen Verhaltens einer Mischung wird nach dem Flory-Huggins Modell
über die Molekülgröÿe der Komponenten bestimmt. Dabei werden Abweichungen der idea-
len Betrachtung durch Volumenfaktoren und Wechselwirkungsparameter berücksichtigt. Im
Wilson-Modell wird statt einer globalen Konzentration mit lokalen Konzentrationen gerech-
net, was gerade bei groÿen Volumina zu einer Erhöhung der Genauigkeit führt. Analog dem
Flory-Huggins Modell �ieÿt auch hierbei ein lokaler Volumenfaktor zur Beachtung der Nicht-
Idealität ein.
7.2.2.3 Validierung und Auswahl des thermodynamischen Modells
Da sich das Verhalten der Lösungsmittel BEHP und EO voneinander unterscheiden, weicht
die Auswahl des Modells, welches als Grundlage von Berechnungen und Simulationen gewählt
wird, voneinander ab.
Je nach Lösungsmittel ergeben sich andere Trennsequenzen aufgrund der verschiedenen Sie-
detemperaturen der beiden Lösungsmittel. In Abbildung 7.3 ist die theoretische Trennsequenz
mit EO dargestellt. Aufgrund dessen, dass die Siedepunkte von EO und (S )-SO sehr dicht
beieinander liegen, ergibt sich zwangsläu�g ein Trennschnitt zwischen EO und (S )-SO. Da
dieser den letzten Trennschnitt bildet und die Reinheitsanforderung an den Produktstrom
hier eingestellt wird, ist er der aufwendigste. Abbildung D.9 zeigt jedoch, dass die Modelle,
welche in Abschnitt 7.2.2.2 vorgestellt worden sind, für die Trennung von (S )-SO und EO
drei unterschiedliche Verläufe aufweisen, dabei zeigen Simulationen mit dem UNIFAC Mo-
dell azeotropes Verhalten. Da keine experimentellen Daten vorliegen, mit welchen eines dieser
Modelle für das Sto�system mit EO validiert wurde, wurde das UNIFAC Modell als Worst-
Case Abschätzung gewählt. Dadurch ergibt sich ein komplexes Druckwechselkolonnensystem,
um EO abzutrennen, wie in Abbildung 7.3 dargestellt ist.
Dies hat den Nachteil, dass permanent ein groÿer Strom an EO in den Druckwechselkolonnen
im Kreis geführt wird und dafür viel Heizenergie benötigt wird. Weitere Probleme entstehen
durch die relativ lange Verweilzeit des (S )-SO bei Temperaturen, die weit über der Zerset-
zungstemperatur liegen, sowie der Austrag des (S )-SO im Sumpf der zweiten Kolonne des
Druckwechselsystems, was einen weiteren Aufreinigungsschritt zwingend erforderlich machen
würde.
Aus dem Einsatz von BEHP als Lösungsmittel folgt eine in Abbildung 7.2 dargstellte Trenn-
sequenz. Der wichtigste Schnitt bei der Trennung ist hierbei zwischen (S )-SO und 2-PE. Da
jedoch weder konkrete Mischungsdaten für das Sto�system (S )-SO und 2-PE vorliegen, wird
die Validierung über das System (S )-SO und Styrol vorgenommen. Die thermodynamischen
Eigenschaften von (S )-SO wurden mit den in Kapitel 7.2.2.2 beschriebenen thermodyna-
mischen Modellen (UNIFAC, UNIQUAC und Wilson) generiert. Um die ermittelten Werte
53
Downstream-Processing
zu veri�zieren, wurden Sto�systeme gesucht, von denen angenommen wird, dass ähnliches
thermodynamisches Verhalten vorliegt, wie in dem vorliegenden Sto�system. Dazu wurden
Sto�systeme von Acetophenon und α-Phenylethanol in Styrol zum Vergleich herangezogen.
Diese Sto�systeme wurden ebenfalls (mit UNIFAC, UNIQUAC und Wilson) berechnet und
mit experimentellen Daten verglichen [15; 16].
Es wäre zu erwarten, dass das UNIFAC Modell die realen Eigenschaften am genausten be-
schreibt, da dem Modell sehr detaillierte Informationen zu Grunde liegen, beispielsweise der
Ein�uss der einzelnen funktionellen Gruppen aufeinander.
Die Ergebnisse dieses Vergleichs sind in Abbildungen D.5, D.6 und D.7 veranschaulicht. An
diesen ist erkennbar, dass das Modell nach Wilson die beste Annäherung an die experimen-
tellen Daten bietet. Das UNIQUAC Modell beschreibt zwar die realen Werte auch relativ
genau, weist aber Unstimmigkeiten im Acetophenon-Styrol-System bei hohen Styrolkonzen-
trationen auf. Da das Wilson Modell das Gleichgewichtsverhalten von Acetophenon und
α-Phenylethanol in Styrol am besten beschreibt, wird angenommen, dass es (S )-SO ebenso
genau wiedergibt.
Zur Vergleichbarkeit mit dem System, in welchem EO als Lösungsmittel eingesetzt wird,
sind in Abbildung D.8 die Verläufe einer Mischung zwischen (S )-SO und BEHP dargestellt.
Wie erkennbar ist, zeigen die Kurvenverläufe von BEHP mit (S )-SO sowohl bei UNIFAC,
UNIQUAC als auch bei Wilson ein einheitliches thermodynamisches Verhalten. Dies lässt
darauf schlieÿen, dass bei der Abtrennung des Lösungsmittels in der ersten Kolonne keine
Schwierigkeiten zu erwarten sind.
Vorteil des Sto�systems mit BEHP sind geringe Energiekosten, da der groÿe Volumenstrom
an organischem Lösungsmittel dem Trennsystem über den Sumpf der ersten Kolonne entzo-
gen wird.
7.2.2.4 Zersetzung von (S)-Styroloxid
(S )-SO ist bis 147◦C stabil. Das bedeutet, dass die Zeit in der (S )-SO höheren Temperaturen
als 147◦C ausgesetzt ist, minimiert werden muss. Es lassen sich Siedetemperaturen durch
Druckminderung absenken. Bei Verwendung von BEHP als Lösungsmittel ist es allerdings
nicht möglich, innerhalb moderater Unterdruckgrenzen die Stabilitätsgrenze von (S )-SO ein-
zuhalten. Technisch möglicher Unterdruck liegt bei etwa 13 mbar Absolutdruck (Absprache
mit Assistenten des Lehrstuhls Fluidverfahrenstechnik der Technischen Universität Dort-
mund). Da die erste Kolonne unter diesem Druck im Kolonnenkopf und mit kleinem Rück-
laufverhältnis des Destillats von 0,08 molRück�uss molDestillat−1 betrieben wird, wird angenom-
men, dass (S )-SO hinreichend kurz den hohen Temperaturen im Kolonnensumpf ausgesetzt
ist, und daher nicht zerfällt. Jedoch muss zur Einhaltung der Produktreinheit die Anzahl an
theoretischen Trennstufen deutlich erhöht werden. Dies liegt daran, dass die Einstellung von
Reinheiten sowohl mit dem Destillatrück�uss als auch mit der Anzahl der Stufen eingestellt
54
Downstream-Processing
werden kann. Auf diese Problematik wird im Laufe dieses Kapitels noch näher eingegangen.
Bei den folgenden zwei Rekti�kationskolonnen reicht ein Absolutdruck von 100 mbar, um die
Grenze der Zersetzungstemperatur von (S )-SO einzuhalten.
Neben den sinkenden Siedetemperaturen hat der Betrieb aller Kolonnen bei Unterdruck den
Vorteil, dass die benötigten Verdampferleistungen signi�kant sinken. In Abbildung D.10 und
D.11 sind die Abhängigkeiten der Siedetemperatur und der benötigten Verdampferleistung
vom Druck dargestellt. Im Gegensatz zu der sinkenden Leistungsaufnahme des Verdampfers
steigen sowohl die Leistungsaufnahme der Vakuumpumpen als auch die Kosten der Ausrüs-
tung, die für den entsprechenden Unterdruck ausgelegt werden müssen.
7.2.2.5 Optimale Bodenzahl
Um die optimale theoretische Bodenzahl einer Kolonne zu bestimmen, wird der Nutzen eines
zusätzlichen theoretischen Bodens mit den Kosten für diesen abgeschätzt. Der Nutzen eines
zusätzlichen Bodens ist der E�ekt auf die Trennschärfe, also wie viel des Kopfproduktes sich
im Sumpfstrom be�ndet und umgekehrt. Im betrachteten Fall ist die (S )-SO-Ausbeute zu
maximieren. Diese ist dabei de�niert als der Quotient aus dem (S )-SO-Molanteil im Pro-
duktstrom zu dem im Feedstrom der Kolonne. Die Ausbeute wird tendenziell mit jedem
zusätzlichen Boden besser, allerdings nimmt die Schrittweite der Verbesserung pro theoreti-
schem Boden ab einer gewissen Bodenzahl stark ab. Die Rekti�kationskolonnen werden mit
einer Trennstufenzahl ausgelegt, welcher in der Nähe des Optimums der Gesamtkosten liegt.
Diese ergeben sich aus der Summe der Kosten eines zusätzlichen Bodens und den zusätzli-
chen Produktionskosten, die sich pro verlorengegangenem (S )-SO ergeben. Dabei wird der
Verlust an (S )-SO auf eine 100%-ige Ausbeute zurückgerechnet. Aufgrund in Kapitel 7.2.2.4
genannten Probleme, werden als Einbauten strukturierte Packungen ausgewählt. So werden
die Kosten eines zusätzlichen Bodens pro m3 Packung angegeben und mit 2800 AC m−3 ver-
anschlagt [17]. Die Kosten pro kg Verlust an (S )-SO wird gemäÿ Kapitel 10.4 mit 35,3 AC
angesetzt. Beispielhaft ist das Ergebnis der Bestimmung der theoretischen Trennstufen für
die Kolonne 1 in der Abbildung D.12 dargestellt.
Das Zwischenergebnis der Bodenzahloptimierung lautet: die erste Kolonne hat 7, die zweite
17 und die dritte 35 theoretische Trennstufen.
Dieses Zwischenergebnis wird im Folgenden weiter optimiert. Wie schon in Kapitel 7.2.2.4
beschrieben worden ist, zersetzt sich (S )-SO bei 147◦C. Aus diesem Grund ist die Drucksen-
kung auf 13 mbar in der ersten und 100 mbar in den nachfolgenden Kolonnen erforderlich
(Kapitel 7.2.2.4). Allerdings ist die Temperatur im Sumpf der ersten Kolonne auch bei einem
Druck von 13 mbar weit über der Zersetzungstemperatur von (S )-SO (siehe Tabelle D.9).
Um die Verweilzeit der (S )-SO im Sumpf möglichst kurz zu halten, werden zusätzliche Böden
eingebaut.
Mehr Trennstufen bedeuten:
55
Downstream-Processing
1. moderateres Temperaturpro�l
2. mehr Druckverlust
3. höhere Ausbeute an (S )-SO im Produktstrom
(geringere Mengen im thermisch hochbeanspruchten Bereich)
Wie schon erwähnt, ändert sich mit der Bödenzahl auch die Höhe der Kolonne und der damit
verbundene Druckverlust. Mit dem steigenden Druck im Kolonnensumpf steigt dort wieder-
um die Siedetemperatur, und so nähert man sich der kritischen Zersetzungstemperatur des
(S )-SO.
Um dem Problem des steigenden Druckverlustes entgegenzuwirken, werden strukturierte Pa-
ckungen als Kolonneneinbauten gewählt. Diese haben den Vorteil, dass der Druckverlust über
die Kolonne von allen Einbauten am geringsten ist [18]. Daraus resultiert, dass sich der Druck
über die Kolonnenhöhe wenig ändert. Dadurch steigt die Temperatur kaum an. Jedoch ist
der Ein�uss der Stufenzahl auf die Ausbildung eines Temperaturpro�ls deutlich gröÿer. Das
Resultat ist, dass bei hoher Stufenzahl, der Produktverlust sehr gering gehalten werden kann,
weil die Temperatur in unteren Teil der Kolonne, unterhalb der Zersetzungstemperatur von
(S )-SO liegt. Wie in Tabelle D.9 zu erkennen ist, liegt die kritische Zersetzungstemperatur
des (S )-SO erst im Kolonnensumpf vor. Da in diesen Regionen der Massenanteil an (S )-SO
bezogen auf die jeweilige Stufe sehr gering ist (Tabelle D.9), kann die Menge an Zersetzungs-
produkt vernachlässigt werden.
Das Endergebnis dieser Betrachtung liefert daher die folgenden theoretischen Stufenzahlen:
• Kolonne 1: 18
• Kolonne 2: 15
• Kolonne 3: 23
Die Temperatur- und Druckpro�le aller Kolonnen sind mit den zuvor ausgelegten theoreti-
schen Trennstufen in den Tabellen D.9-D.11 dargestellt.
7.2.2.6 Wahl der Einbauten
Bei allen Kolonnen wurden aufgrund der Temperaturemp�ndlichkeit von (S )-SO und den
damit verbundenen Problematiken, wie in Abschnitt 7.2.2.5 erläutert wurde, strukturierte
Packungen der Firma Sulzer Chemtech als Trenneinheiten ausgewählt. Ihr Vorteil gegenüber
Böden liegt in den geringen HETP-Werten (�Height Equivalent to Theoretical Plate�) und
den geringeren Druckverlusten [18], jedoch ist ihre Einsatzmöglichkeit beschränkt auf niedrig-
viskose Sto�systeme. BEHP hat eine erhöhte Viskosität von 81,5 Pa s bei einer Temperatur
von 20◦C [60], allerdings arbeitet die erste Kolonne weit über dieser Temperatur, was be-
deutet, dass die Viskosität stark sinkt und demnach eine Abnahme der Trennleistung der
56
Downstream-Processing
strukturierten Packung durch Verschmutzen nicht eintreten wird.
Da die Auswahlmöglichkeit an Packungstypen sehr vielfältig ist, wird im Folgenden der Opti-
mierungszyklus, der zur Auswahl eines entsprechenden Packungstypen geführt hat, beispiel-
haft für die erste Kolonne vorgestellt. Dabei ist zu beachten, dass sich auf die Standard-
MellapakTM Variante beschränkt wurde. Auÿerdem wurde hierfür das Simulationsprogramm
ASPEN PlusTM und das Tool SulpakTM der Firma Sulzer Chemtech in der Version 3.3 ge-
nutzt.
Jeder Packungstyp wirkt sich aufgrund unterschiedlicher Trennwirkungen verschieden auf die
Dimensionen der Kolonne aus. Somit hat jeder Packungstyp einen direkten Ein�uss auf die
verarbeitete Menge an Stahl. Unter Beachtung einer kostenintensiven strukturierten Packung
und einer verhältnismäÿig günstigeren Kolonnenummantelung [51] wird ein Packungstyp ge-
wählt, der für die Trennung angemessen ist, gleichzeitig wenig Stahl verbraucht und damit
unter ökonomischem Gesichtspunkt zu bevorzugen ist.
Zu Beginn des Optimierungszyklus wurde mit einer Simulation mit unterschiedlichen MellapakTM-
Packungstypen jeweils die Durchmesser der ersten Kolonne bestimmt. Mit dem erhaltenen
Durchmesser konnte mithilfe des Programms SulpakTM der HETP-Wert bestimmt werden.
Dieser Wert multipliziert mit der theoretischen Trennstufenzahl ergibt die Höhe der Kolonne.
Daraufhin konnte der Druckverlust mit Hilfe des Programms SulpakTM ermittelt werden.
Zusätzlich erhält man auf diese Weise die Kapazitäten, die durch die folgende Gleichung
de�niert ist:
Kapazität =vorhandene Gasgeschwindigkeitmaximale Gasgeschwindigkeit
(32)
Hierbei ist darauf zu achten, dass der erhaltene Wert im Bereich zwischen 15% und 70%
liegt, damit ein Fluten der Kolonne, also Austrag von Flüssigkeit über Kopf, aufgrund zu
hoher Gasgeschwindigkeiten verhindert wird. Falls die errechneten Durchmesser dieses Kri-
terium nicht erfüllen, kann durch Variation des Durchmessers der Kolonne die Kapazität auf
den gewünschten Bereich eingestellt werden. Durch die geringen Volumenströme im Verstär-
kungsteil und die verhältnismäÿig groÿen Volumenströme im Abtriebsteil der ersten Kolonne
ergeben sich für den Kopf der Kolonne bei einem Durchmesser, der dem Abtriebsteil ange-
passt ist, zwangsläu�g zu kleine Kapazitäten. Daher wird die Kolonne in zwei Teile unterteilt
und die Kapazitätsanpassung jeweils wiederholt. Das Resultat liefert einen geringeren Durch-
messer im Verstärkungsteil als im Abtriebsteil.
In diesem Zusammenhang muss darauf geachtet werden, dass das Verhältnis von Höhe zu
Durchmesser der Kolonne nicht zu groÿ wird, da ansonsten die Stabilität der Kolonne sowie
die stabile Betriebsweise nicht gewährleistet werden kann. Die entsprechenden Kennwerte für
die Kolonnen liegen, wie Tabelle D.12 zeigt, in einem Bereich der technisch realisierbar ist
[56].
Sind die Durchmesser festgelegt und die Wanddicken der Kolonnen nach Abschnitt 8.1.2
57
Downstream-Processing
bestimmt, so kann mit den für die Packungen angegebenen Hohlraumvolumina und einer
Stahldichte von ρ = 8 kg dm−3 sowohl die Stahlmenge für die Kolonnenummantelung als
auch für die strukturierten Packungen berechnet werden.
In Tabellen D.12 - D.14 sind die Ergebnisse der Optimierungsrechnung für je eine Kolonne
dargestellt. Die graphischen Auftragungen der Stahlmenge für die strukturierten Packungen
und die Kolonnenummantelung sind für die jeweilige Kolonne in den Abbildungen D.13 - D.17
dargestellt. Da zur Evaluierung der betrachteten strukturierten Packungen der Druckverlust
in der Kolonne wegen der Temperatursensitivität des (S )-SO einen signi�kanten Faktor dar-
stellt, sind in Abbildungen D.14-D.18 die Druckverluste über die Packungstypen aufgetra-
gen. Wie aus den Werten dieser Tabellen und Abbildungen erkennbar ist, resultieren folgende
strukturierte Packungstypen für die Kolonnen:
• Kolonne 1: Sulzer Chemtech 250 X
• Kolonne 2: Sulzer Chemtech 2 Y
• Kolonne 3: Sulzer Chemtech 350 Y
Dabei wurden die Blechdicken der strukturierten Packungen mit einer konservativen Schät-
zung von 0,3 mm veranschlagt. Laut Vorgabe des SulpakTM Hilfeprogramms sind Blechdicken
≥ 0,1 mm möglich.
7.2.2.7 Materialeinsatz
Nach der Auswahl des Packungstyps konnte der Kolonnenwerksto� ausgewählt werden.
Da temperaturemp�ndliche Sto�e vorliegen, eignet sich besonders der austenitische Stahl
1.4435 [65]. Seine Zusammensetzung �ndet sich in Tabelle E.5 [12].
7.2.2.8 Purge
Da BEHP, Styrol und n-Oktan in den Fermentationsteil der Anlage zurückgeführt wird, muss
ein Purge abgezogen werden. Dadurch kann eine Ansammlung von Fremdsto�en und Ver-
unreinigungen im Prozess vermieden werden. Der Anteil des Purges bestimmt sich über die
Konzentration der im Prozess akkumulierenden Fremdsto�e, welche über die Eduktströme in
den Prozess eingeführt werden (z.B. Polymerisationshemmer) oder durch Nebenreaktionen
im Prozess entstehen (z.B. Zersetzungsprodukte).
Da die Konzentrationen an Verunreinigungen jedoch unbekannt sind, können nur Abschätzun-
gen über den Purgeanteil gemacht werden. Es wird für den BEHP-Strom einen Massenanteil
von 2,5 Gew.-% angenommen, sowie 1 Gew.-% im Kopf der zweiten Kolonne. Damit lässt
sich für den Sumpf der ersten Kolonne ein auszutragender Massenstrom von 57,38 kg h−1
berechnen. Im Kopf der zweiten Kolonne werden 0,231 kg h−1 ausgetragen.
58
Downstream-Processing
7.2.2.9 Simulationen mit ASPEN PlusTM
Bei der Auslegung des Kolonnensystems wurde das Programm ASPEN PlusTM von der Fir-
ma Aspentech in der Version 2006 genutzt. In diesem Abschnitt wird die Vorgehensweise zur
Erstellung des Simulations�ieÿbildes des Kolonnensystem eingehend erklärt.
Zunächst wurde, wie schon im Detail in Abschnitt 7.2.2.3 erläutert, das passende thermody-
namische Modell ausgewählt. Hierbei wurde nach De�nition aller Sto�e des zu trennenden
Sto�systems in der ASPEN PlusTM Eingabemaske durch �Property Analysis� und Auswahl
thermodynamischer Modelle Mischungsdaten simuliert und mit experimentellen Daten vergli-
chen. Wie erwähnt (Kapitel 7.2.2.3), resultierte hieraus, dass das �Wilson� Modell am besten
für unser Sto�system geeignet ist.
Zu Beginn der Flieÿbilderstellung wurde das Shortcut-Modell �DSTWU� genutzt, um eini-
ge grundlegende Auslegungsdaten wie Ausgangsmassenströme und Rücklaufverhältnisse im
Kopf und Sumpf der Kolonne, sowie Kühl- und Heizleistung von Kondensator und Verdamp-
fer zu erhalten.
Zur Verfeinerung der ausgegebenen Daten wurden externe �Design Specs� de�niert, um den
Austrittsstrom in der letzten Kolonne auf 125 kg h−1 einzustellen, sodass die Jahresproduk-
tion der Anlage bei 1000 t (S )-SO liegt. Dafür wurde der Feedstrom der ersten Kolonne
angepasst.
Die Anzahl der theoretischen Trennstufen wurde durch eine ökonomische Optimierungsrech-
nung, wie in dem Abschnitt 7.2.2.5 erläutert,bestimmt. Diese wurden in die Eingabemasken
der �DSTWU� Modelle eingetragen. Dazu wurden �Sensitivity Analysis� Simulationen durch-
geführt, wobei die Ausbeute an (S )-SO varriert und die Zahl der theoretischen Trennstufen
daran angepasst wurde.
Nach erfolgreicher Simulation konnte auf das �Radfrac� Modell gewechselt werden. Dieses
Modell ist wesentlich genauer, erfordert jedoch eine genauere Spezi�kation der Trennungs-
anlage. Hierbei wurden die erforderlichen Daten der Simulation mit dem Shortcut Modell in
das �Radfrac� Modell eingesetzt. Auch die Simulationen in diesem Modell wurde fortlaufend
durch weitere �Design Spec� De�nitionen verfeinert. In diesem Rahmen wurde die Reinheit
des Produktes als interne �Design Spec� in der dritten Kolonne de�niert und gemäÿ Auf-
gabenstellung auf 98% gesetzt. Hierbei ist zu erwähnen, dass das Produkt ohne gröÿeren
Aufwand auch weitaus reiner hätte gewonnen werden können.
Eine weitere �Design Spec� innerhalb der zweiten Auftrennungsstufe de�nierte die Ausbeuten
an n-Oktan und Styrol, die als Edukte wieder in den Fermentationsteil der Anlage zurück-
geführt werden. Die Werte wurden dabei auf 99% gesetzt, sodass kaum Verunreinigungen im
Kopfstrom vorhanden sind bzw. schon mit einem geringen Purge hohe Reinheiten gewähr-
leistet werden können.
Die Unterdruckbetriebsweise der Kolonnen wurde durch nachträgliches Implementieren von
Pumpen in das Simulations�ieÿbild gewährleistet. Die Ergebnisse der Simulation wurden
59
Downstream-Processing
jedoch nicht weiter für die Auslegung der Pumpen genutzt, da das Anlagenkonzept eine ab-
weichende Steuerung des Unterdrucks im Kolonnensystem vorsieht.
Die resultierende Stromtabelle der ASPEN PlusTM Simulation mit dem �Radfrac� Modell
sind in der Tabelle D.15 dargestellt.
60
Apparateauslegung
8 Apparateauslegung
8.1 Behälter
In diesem Abschnitt wird die Berechnungsgrundlage für Behälter- und Kolonnenwanddicken
erläutert. Allgemein gelten folgende Punkte:
• Schweiÿnahtfaktor ns = 1
• Sicherheitsbeiwert S = 1,5
• alle Materialienkennwerte sind temperaturabhängig und müssen daher den Betriebsbe-
dingungen entsprechenden
• eventuelle Zuschläge (c1 und c2) entfallen für die ausgewählten Stahlsorten
8.1.1 Behälter unter innerem Überdruck
Behälter dienen als Vorlagen und Zwischenspeicher für Flüssigkeiten, z.B. zwischen kontinu-
ierlich und satzweise betriebenen Anlagenabschnitten.
Mithilfe der AD-Merkblätter wurde die Berechnung der erforderlichen Behälterwanddicken
durchgeführt [68]. Als Behälterböden werden Klöpperböden angenommen.
Alle Behälter unter Normal- und Überdruck werden nach AD-Merkblatt B1 berechnet. Die
Formeln für die Wanddicken (sx) sind:
Zylinderschale: sZ =Da · p
20KS· v − p
(33)
Klöpperboden: sK =Da · p
40KS· v − p
(34)
Als Auslegungsbedingungen werden nach Regelwerk die maximal vorkommenden Behälter-
drücke und -temperaturen verwendet. Für Behälter bei Normalbedingungen ist der Aus-
legungsdruck durch den hydrostatischen Druck (Flüssigkeitsfüllhöhe) und die Temperatur
durch die Umgebungstemperatur de�niert. Aufgrund der Sterilisationsbedingungen müssen
die Fermenter höheren Drücken und Temperaturen standhalten. Aufgrund des zu Beginn der
Sterilisation im Behälter enthaltenen Gemisches aus Luft und Dampf addieren sich die Par-
tialdrücke der beiden Komponenten bei der Sterilisationstemperatur von 121◦C. Ergebnis ist
ein Auslegungsdruck von 3,33 bar [63].
Zusätzlich gilt die Regel, dass Zylinderböden mindestens 3 mm und Klöpperböden 2 mm
61
Apparateauslegung
dick sein müssen. Passende Behälter wurden aus den Normen DIN 28020, DIN 28021 und
DIN 28022 ausgewählt. In den Tabellen G.3 und G.4 sind die Wanddicken mitaufgeführt.
8.1.2 Behälter unter äuÿerem Überdruck
Die unter Vakuum betriebenen Kondensatbehälter wurden nach AD-Merkblatt B6 berechnet.
Zunächst erfolgen Berechnungen für die Zylinderschalen. Dies ist ein iterativer Vorgang, bei
dem zunächst eine Wanddicke vorgegeben wird, um anschlieÿend zu überprüfen, ob sie sich
als ausreichend erweist. Als erstes wird eine Berechnung gegen elastisches Einbeulen durch-
geführt. Dazu wird ein Druck (p1) ermittelt (Gleichung (35)), der laut Regelwerk über dem
Auslegungsdruck liegen muss:
p1 =E
SK
20
(n2e − 1)
[1 +
(ne
Z
)2]2 · se − c1 − c2
Da
(35)
+E
SK
{80
12(1− v2)·
[n2e − 1 +
2n2e − 1− ν
1 +(ne
Z
)2]·[se − c1 − c2
Da
]3}
Hierzu berechnet man die Anzahl der Einbeulwellen (ne), die beim Versagen des Behälters
auftreten können.
ne = 1, 63 · 4
√D3a
l2(se − c1 − c2)(36)
Es gelten zusätzlich folgende Bedingungen:
Z = 0, 5 · π ·Da
l(37)
• ne ganzzahlig
• ne ≥ 2
• ne ≥ Z
Desweiteren muss plastisches Verformen vermieden werden. Hierzu wird geprüft, ob der Druck
(p2) aus Gleichung 38 gröÿer ist, als der Auslegungsdruck.
62
Apparateauslegung
p2 =20 ·K
S· se − c1 − c2
Da
· 1
1 +1,5u·(1−0,2Da
l )·Da
100(se−c1−c2)
(38)
Hierbei gilt für den Auÿendurchmesser (Da) und die Länge (l) die Bedingung:
Da
l≤ 5 (39)
Für gebräuchliche Abmessungen gilt für die Unrundheit (u):
u = 1, 5% (40)
Zusätzlich gilt die Regel, dass Zylinderschalen mindestens 3 mm dick sein müssen.
Nachfolgend wird eine Berechnung der Behälterdeckel und -böden durchgeführt. Hierzu wird,
analog zur Berechnung der Zylinderschalen, zunächst auf elastisches Einbeulen geprüft. Für
den anliegenden äuÿeren Überdruck (p) muss Gleichung 41 gelten.
p ≤ 3, 66E
SK·(
se − c1 − c2
R
)2
(41)
Der einzusetzende Sicherheitsbeiwert (SK) lässt sich mit Gleichung 42 ermitteln.
SK = 3 +0, 002(se−c1−c2
R
) (42)
Gegen plastisches Beulen sichert man sich durch folgende Beziehung der minimal erforderli-
chen Wanddicke (smin) ab. Diese muss über der vorgegebenen Wanddicke (se) liegen.
smin =2Di · p
40KS· v − 3p
(43)
Hierfür ist bei den verwendeten Stahlsorten ein minimaler Sicherheitsbeiwert (S) von 2,4
einzusetzen, da der mit 20% beaufschlagte Sicherheitsbeiwert von 1,5 nach Regelwerk zu
gering ist.
Klöpperböden müssen eine Mindestwanddicke von 2 mm aufweisen.
63
Apparateauslegung
8.1.3 Rührbehälterauslegung
Folgende Rührbehälter be�nden sich in der Anlage: die Vorlagebehälter für Medium und
Glukose sowie der Pu�erbehälter zwischen Fermentern und der Zentrifuge. Die Fermenter
sind ebenfalls Rührbehälter, deren Auslegung bereits in Kapitel 6 durchgeführt wurde. Der
Pu�erbehälter vor der Zentrifuge ist gerührt, um zu verhindern, dass Zellbestandteile se-
dimentieren und die Zentrifuge kontinuierlich mit einer einheitlichen Suspension/Emulsion
beschickt werden kann.
Die erforderlichen Rührerdrehzahlen und -leistungen wurden über eine Abschätzung der
Verweil- bzw. Mischzeiten berechnet. Nachfolgend soll die Berechnung am Beispiel des Vor-
lagebehälters für Glukose aufgezeigt werden.
Dem Vorlagebehälter für Glukose wird kontinuierlich Wasser, Thiamin, Magnesiumsulfat
und Glukose zugeführt und ebenfalls kontinuierlich Lösung entnommen. Mithilfe der durch-
schnittlichen Verweilzeit von 5 Stunden (τ) und unter der Annahme, dass 1% der Lösung
den Rührbehälter verlässt ohne dass die Mischzeit eingehalten wurde (Verweilzeitsumme F),
kann die erforderliche Mischzeit (tm) bestimmt werden. Dies erfolgt unter Zuhilfenahme der
Gleichung für einen idealen kontinuierlichen Rührkessel [1]:
F (t) = 1− e−tmτ (44)
Durch die Umformung nach tm ergibt sich eine Mischzeit von ca. 180 s. Zur Auswahl des
passenden Rührers wird nach [62] eine modi�zierte Durchmischungskennzahl bestimmt.
modifizierte Durchmischungskennzahl :tmη
D2ρ(45)
Aus dem sog. Zlokarnik-Diagramm (Abbildung 8.1, [62]) können hieraus die entsprechende
modi�zierte Leistungskennzahl, Reynoldszahl sowie der geeignetste Rührertyp (hier: Wendel-
rührer) ermittelt werden.
64
Apparateauslegung
Abbildung 8.1: Zlokarnik-Diagramm zur Auswahl leistungsgünstiger Rührer
Hieraus lassen sich sowohl die erforderliche Rührerdrehzahl als auch die einzutragende Leis-
tung bestimmen.
modifizierte Leistungskennzahl :PDρ2
η3(46)
P =η3
Dρ2(47)
nR = Re · η
d2 · ρ(48)
Alle weiteren Rührbehälter wurden nach demselben Schema ausgelegt. Aufgrund der hohen
Verweilzeiten in den Behältern und deutlich geringeren Viskositäten als die der verwendeten
Glukoselösung, wurden jedoch bei einigen Rührern nicht sinnvolle Ergebnisse für Leistung
und Drehzahl erzielt, sodass in diesen Fällen eine volumenbezogene Leistung von 0,1 W L−1
als Berechnungsgrundlage verwendet wurde, um die übrigen Kennzahlen zu bestimmen.
Die Leistungsverluste in Rührergetriebe, Rührwellendurchführung sowie der Sicherheitszu-
schlag für das Anfahren ergeben sich nach [35] zu insgesamt ca. 44% der Motorleistung.
Die entsprechende Mehrleistung wurde zur Berechnung der tatsächlichen Leisungsaufnahme
65
Apparateauslegung
miteinbezogen. Passende Rührbehälter wurden wie in 8.1.2 berechnet und aus DIN 28136
ausgewählt.
Die Ergebnisse sind in Tabelle G.4 aufgeführt.
8.2 Membranverfahren
In diesem Unterkapitel soll die Funktionsweise von Membranen erklärt werden, da diese
beispielsweise vor Eintritt in die Fermenter zur Sterilisation der zugeführten Glukoselösung
Anwendung �nden.
Darüberhinaus können Membranverfahren auch bei der Auftrennung der Produktlösung an-
stelle der ersten Kolonne des Kolonnensystems (Unterkapitel 7.2) genutzt werden.
Ein Vorteil von Membranverfahren stellt das niedrige Temperaturniveau bei der Aufreini-
gung von Edukt- bzw. Produktlösungen dar. Beim Zulauf der Glukoselösung in die Fermenter
ist ein moderates Temperaturniveau aufgrund der Temperaturemp�ndlichkeit der Substanz
zwingend erforderlich. Bei der Auftrennung der Produktlösung stellt hingegen die thermische
Instabilität von Epoxiden ein Problem dar, welches durch eine temperaturschonende Behand-
lung mit Membranen umgangen werden kann (Abschnitt 7.2.2.4).
Im Folgenden werden kurz die jeweils dem angesprochenen Anwendungszweck des vorgestell-
ten Verfahrens entsprechenden Membranverfahren erläutert.
Berechnungen zur Auslegung der Mikro�ltrationsmembranen, welche sowohl im Upstream-
bei der Glukosesterilisation als auch im Downstream-Processing bei der Filtration der wäss-
rigen Phase hinter der Zentrifuge (gemäÿ [4]) benötigt werden, �nden sich im Anhang E.1.
8.2.1 Mikro�ltration
Prinzipiell können Mikro�ltrationsverfahren in drei wesentlich voneinander unterschiedliche
Betriebsweisen unterteilt werden. Der kontinuierliche Betrieb (Cross-Flow Filtration) eignet
sich besonders gut für zu �ltrierende Medien mit hohen Konzentrationen an Feststo�en. Dem
gegenüber steht der Batch Betrieb (Dead-End Betrieb), der sich für geringe Konzentrationen
an anfallendem Retentat als vorteilhaft erweist [40].
Die Annahme einer geringen Konzentration an Mikroorganismen in der angesetzten Gluko-
selösung von 106 Zellen pro m3 führt zu der Fahrweise im Dead-End Betrieb.
Die Möglichkeit zur Sterilisation mit Mikro�ltrationsmembranen rührt daher, dass Poren-
durchmesser bis zu 0, 1 µm [42] realisierbar sind. Speziell auf den vorliegenden Anwendungs-
zweck bezogen, bedeutet dies, dass die Porenweite der Membran im Bereich von 0, 2 µm
ausreichend ist, um Mikroorganismen zurückzuhalten.
Der aufzubringende Druck zur Erhaltung eines konstanten Volumenstroms durch die Mem-
bran variiert dabei je nach Dicke des Filterkuchens, der sich aufgrund von zurückgehaltenen
Mikroorganismen im Laufe des Betriebs aufbaut. Während des Betriebs liegt der transmem-
66
Apparateauslegung
brane Druckdi�erenzbereich zwischen 0,5 und 2,5 bar und damit im technisch realisierbaren
Rahmen (0,3 - 3 bar) [40]. Die vorgeschaltete Pumpe zur Förderung der Glukoselösung wird
dabei so eingestellt, dass ein konstanter Permeatstrom hinter der Membran�äche gewährleis-
tet wird.
Die oben erwähnte transmembrane Druckdi�erenz wird dabei de�niert aus der Di�erenz des
Drucks zwischen der Feedseite und der Permeatseite der Membran.
Die Reinigung erfolgt über eine Modulspülung. Dabei wird über eine permeatseitige Druck-
erhöhung die angesammelte Deckschicht auf der Membran zum Abplatzen gebracht und an-
schlieÿend mit einer feedseitigen Luft-Wasserspülung abgetragen.
Eine dem Anwendungszweck entsprechende Reinigung mit Chemikalien wird vor allem zur
Beseitigung von Fouling-Rückständen in regelmäÿigen Abständen durchgeführt. Bei der Ste-
ril�ltration wird im Besonderen das Biofouling zu Problemen führen, da die sich auf der
Membran ansammelnden Mikroorganismen u.U. sehr stabile Bio�lme aufbauen können. In
dem vorliegenden Fall erweisen sich daher Chlor und alkalische Reiniger als günstige Reini-
gungschemikalien, um Bio�lme zu kontrollieren bzw. Proteine, Polysaccharide und Fette und
Öle zu beseitigen [40].
Nach der Reinigungsprozedur muss die Membran wieder sterilisiert werden, wobei sich eine
Dampfsterilisation anbietet, welche den Vorteil hat, dass sie sich automatisieren lässt. Der
Dampf wird dabei mit 2 bar und bei 121 ◦C eine halbe Stunde auf die Membran einwirken
gelassen [22] (genauere Bechreibung im Kapitel 9.2.1.4).
Als Membranwerksto� für die Sterilisation der Glukoselösung wurde eine Keramikmembran
(Zirkoniumoxid) ausgewählt, welche den Vorteil aufweist, dass der Werksto� weder quellen
kann noch mindern höhere Temperaturen die Filterleistung der Membran.
Eventuelle Vor�lter werden in dem Filtersystem nicht beachtet, da angenommen wird, dass
die Rohglukoselösung keine groben Partikel enthält, die die Membran vorzeitig zusetzen wür-
den [22].
Aufgrund fehlender Informationen konnte nicht ermittelt werden, wie lange die Filtermem-
bran betrieben werden kann, bis ein Reinigungs- und Sterilisationszyklus durchgeführt werden
muss. Diese Betriebszykluszeit und die Lebensdauer einer Membran müssen durch Versuche
ermittelt werden [40].
8.2.2 Nano�ltration
Gutes Rückhaltevermögen von Sto�en mit einer Molmasse oberhalb von 200 g mol−1, die sich
im Retentat ansammeln, können mit Hilfe einer Nano�ltration gewährleistet werden. [40]
Da eine Molmasse von 200 g mol−1 der Länge von 1 nm entspricht, müsste bei einer Mole-
külgröÿe von etwa 390 g mol−1 bei BEHP die Porengröÿe eines angemessenen Filters unter 2
nm liegen.
Typische transmembrane Druckdi�erenzen zwischen Feed- und Permeatseite liegen während
67
Apparateauslegung
des Betriebes zwischen 3 und 30 bar.
Bei Anwendung dieses Membrantyps im groÿtechnischen Maÿstab sind Vorversuche mit der
Realsubstanz in einem technischen Membranmodul erforderlich [40].
Dieses Verfahren könnte eine Alternative für den ersten Trennschritt bei der BEHP Abtren-
nung sein. Der Nachteil ist jedoch, dass Membranverfahren technologisch und technisch un-
ausgereift sind. Daher wird die Rekti�kation bevorzugt, wie in Abbildung 8.2 [19] dargestellt
ist.
Abbildung 8.2: Technologische Reife von möglichen Trennoperationen
8.3 Sterilluftversorgung und Abluftbehandlung
Der Zuluftbedarf eines Reaktors wurde zu 505 m3 h−1 berechnet (Kapitel 6.2). Es wird an-
genommen, dass die Begasung während der Fermentation nicht dem Bedarf angepasst wird,
sondern eine gleichbleibende Begasung statt�ndet. Die Begasung eines Vorfermenters wurde
auf den für kleinere Maÿstäbe üblichen Wert von 1 vvm gesetzt. Dies entspricht 7,5 m3 h−1
pro Vorfermenter. Es laufen stets zwei Vorfermenter parallel. Der Gesamtzuluftbedarf für
fünf Haupt- und zwei Vorfermenter beträgt damit maximal 2540 m3 h−1 (Abbildung E.1).
Um das Gebläse auszulegen, das für die Zuluftversorgung der Haupt- und Vorfermenter benö-
tigt wird, muss zunächst der maximal aufzubringende Druck ermittelt werden. Aus Datenblät-
tern des Sterilluft-Filtersystems HB19T der Firma Zander konnte entnommen werden, dass
68
Apparateauslegung
der Druckverlust über einen Sterilluft�lter 100 mbar beträgt. Die Füllhöhe eines Fermenters
beträgt maximal 6,66 m. Über die Dichten der Phasen im Fermenter und das Phasenverhältnis
(Vwässr./Vorg.=1,094) errechnet sich eine mittlere Dichte von 978 kg m−3. Daraus resultiert ein
hydrostatischer Druck von 642 mbar (Gleichung (53)). Der Überdruck im Fermenter beträgt
100 mbar und es wird angenommen, dass der Druckverlust im gesamten Leitungssystem zu-
sätzlich 100 mbar beträgt. Grund hierfür sind neben den Strömungsdruckverlusten vor allem
der über jedem Fermenter installierte Kondensator und Tropfenabscheider. Der Kondensa-
tor dient dazu, Styrol- und Wasserdampf auszukondensieren un in den Fermenter zurück zu
leiten. Der Tropfenabscheider fängt ein durch an der Ober�äche des Fermenters platzende
Blasen erzeugtes Aerosol im Abluftstrom ab.
Die Zustandsänderung des beförderten Luftstroms kann über den allgemeinen Ansatz einer
polytropen Verdichtung berechnet werden.
V2 = V1
(p1
p2
) 1n
(49)
Hierbei steht der Index �1� für den Zustand vor, der Index �2� für den Zustand nach der Zu-
standsänderung. Die Verdichtung eines Gebläses erfolgt isotherm [55]. Für den Polytropenex-
ponen gilt in diesem Fall n=1. Die so berechneten Zustände, ausgehend von den Bedingungen
am Fermentereintritt, sind in Abbildung 8.3 dargestellt.
Abbildung 8.3: Drücke und Volumenströme im Belüftungssystem
Mit Hilfe eines Datenblatts der Firma Zander zum Filter HB19T konnte die erforderliche
Filter�äche berechnet werden (Tabelle 8.1).
Tabelle 8.1: Volumenströme und erforderliche Filter�ächen
Volumenstrom [m3 h−1] Filter�äche [m2]
Filter HB19T 240 0,4
Zuluft�lter 2409 4,02
Abluft�lter 4292 7,09
69
Apparateauslegung
Da die Belastbarkeit der Filter in Bezug auf Verschmutzung durch zurückgehaltene Zel-
len nicht bekannt ist, wird angenommen, dass alle 24 h eine Reinigung durchgeführt wird.
Laut Hersteller wird der Filter hierzu lediglich mit Dampf sterilisiert (30 min, 121◦C). Dem
Datenblatt entsprechend werden die Filter nach 100 Sterilisationszyklen ausgetauscht, die
Lebensdauer eines Filters beträgt damit 2400 h.
P = p1V1 ln
(p2
p1
)(50)
Mit den vorhandenen Daten kann nun die Leistung des Gebläses mit Hilfe der isothermen
Verdichterleistung (Gleichung (50), Indices entsprechend Gleichung (49)) ermittelt werden.
Die Förderleistung ergibt sich zu 86,2 kW. Bei einem Wirkungsgrad von 0,6 [55] nimmt das
Gebläse 143,7 kW elektrische Leistung auf. Um ein Pumpen des Gebläses zu vermeiden und
eine Arbeit am Wirkungsgradoptimum zu gewährleisten wird das Gebläse drehzahlgeregelt.
8.4 Vakuumpumpen
Gleichung (49) wird ebenfalls herangezogen, um die Volumenströme zu berechnen, die von
den Vakuumpumpen des Kolonnensystems verarbeitet werden müssen. Die Vakuumpumpen
evakuieren den Inhalt der Kolonnen, das herausgeförderte Volumen wird von Unterdruck auf
Normaldruck gebracht, es handelt sich also um einen Verdichtungsvorgang. Man nimmt an,
dass es sich um eine isentrope Zustandsänderung handelt, weswegen der Polytropenexponent
zu n=1,4 gesetzt wird [55]. Die Berechnung der erforderlichen Leistungen folgt anschlieÿend
nach Gleichung (51).
P =n
n− 1(p2V2 − p1V1) (51)
Um einen Anhaltspunkt für die zu verdichtenden Volumenströme zu haben, wurde angenom-
men, dass der unter Normaldruck stehende Kolonneninhalt innerhalb von 0,1 h auf Betriebs-
druck gebracht wird. In diesem Fall wird der über die Zeit abnehmende Druck als konstant
auf dem Niveau des Betriebsdrucks angenommen. Die berechneten Ergebnisse sind in Tabelle
8.2 zusammengefasst.
70
Apparateauslegung
Tabelle 8.2: Volumenströme und Leistungen der Vakuumpumpen im Kolonnensystem
Vakuum- Kolonnenvo- Kolonnen- V vor Ver- V hinter Ver- Leis-
pumpe lumen [m3] druck [mbar] dichter [m3 h−1] dichter [m3 h−1] tung [W]
RVP1 6,91 13 69,1 3,1 307
RVP2 0,16 100 1,6 0,31 21
RVP3 0,3 100 3 0,59 39
Die erforderlichen Volumenströme sind verhältnismäÿig klein und da der geforderte Unter-
druck deutlich über 1 mbar liegt, spricht man von Grobvakuum [55]. Entsprechend dieser An-
forderungen wurde aus Abbildung E.2 und E.3 die Hubkolbenvakuumpumpe als geeignetster
Vakuumpumpentyp für RVP2 und RVP3 gewählt. RVP1 muss ein für diesen Pumpentyp zu
starkes Vakuum erzeugen. Hier bietet sich die Drehschiebervakuumpumpe an, insbesondere
weil das vorliegende Sto�system vollständig wasserfrei ist und so keine Probleme mit der
Schmierung der Pumpe zu erwarten sind [55].
8.5 Pumpen
In der projektierten Anlage werden 34 Pumpen benötigt. 24 davon arbeiten kontinuierlich.
Von den verbleibenden zehn werden acht benötigt, um die fünf Haupt- und die drei Vorfer-
menter zu reinigen. Des Weiteren wird je eine Pumpe benötigt, um die Hauptfermenter nach
einem Batch zu leeren und die Peaks in der Kühlwasserversorgung auszugleichen. Bis auf die
acht Reinigungspumpen werden alle Pumpen in redundanter Ausführung ausgelegt, um die
Anlagenverfügbarkeit zu steigern. Da in der Kolonnensektion BEHP als gröÿter Prozessstrom
in der ersten Kolonne abgetrennt wird, sind die Pumpen, die die verbleibenden Prozessströme
fördern müssen, relativ klein.
8.5.1 Pumpentypen
Im vorliegenden Prozess kommen Kreisel-, Kolben- und Zahnradpumpen zum Einsatz. Krei-
selpumpen zeichnen sich durch kontinuierliche und pulsationsfreie Förderung und groÿe Volu-
menströme aus. Kolbenpumpen haben den Vorteil, dass der geförderte Volumenstrom weitge-
hend unabhängig von dem aufzubringenden Druck ist. Auÿerdem lassen sich Kolbenpumpen
leicht und nahezu wirkungsgradneutral über die Drehzahl regeln. Zahnradpumpen werden
immer dann eingesetzt, wenn hohe Anforderungen an die Dosiergenauigkeit bei erhöhter Vis-
kosität gestellt sind. Durch den höheren konstruktiven Aufwand sind Zahnradpumpen jedoch
kostenintensiver in Anscha�ung und Wartung.
71
Apparateauslegung
8.5.2 Pumpenauslegung
Als Auswahl- und Auslegungskriterium für Pumpen werden der geforderte Volumenstrom und
die aufzubringende Druckdi�erenz genommen. Mit diesen Daten können unter Verwendung
der Kennlinien verschiedener Pumpen passende Pumpen ausgewählt werden. Der notwendige
Druck ergibt sich aus dem Druckverlust im Rohr, der hydrostatischen Druckdi�erenz und
gegebenenfalls aus der durch den Apparat verursachten Druckdi�erenz.
Für den Druckverlust im Rohr gilt:
∆pRohr =v2Fl.
2· ρ · λ (52)
Dabei geht die Geschwindigkeit v aus dem Verhältnis von Volumenstrom und Rohrquerschnitt
hervor. Für die hydrostatische Druckdi�erenz gilt:
∆pHydr. = ρ · g · hFörd. (53)
Somit gilt für die Gesamtdruckdi�erenz:
∆pGesamt = ∆pHydr. + ∆pRohr (54)
Es muss Kavitation vermieden werden. Das Auftreten von Kavitation hängt von der Pum-
penkonstruktion ab. Der Hersteller gibt daher an, welchen Vordruck auf der Saugseite eine
bestimmte Pumpe mindestens benötigt, damit keine Kavitation auftritt. Ein Maÿ hierfür ist
der erforderliche NPSH-Wert (net positive suction head) [55]. Aus den Pumpenkennlinien
kann man den erforderlichen NPSH-Wert entnehmen. Der vorhandene NPSH-Wert ist die
Summe aus der Höhendi�erenz und der Druckdi�erenz im Rohr, die aus dem Dampfdruck
resultiert. Um Kavitation in der Leitung zu vermeiden, muss der vorhandene NPSH-Wert
gröÿer als der erforderliche sein.
Dieser Wert ist gemäÿ Gleichung 55 de�niert.
NPSH =p1-pDρ · g
+ (h1-hz) +v2Fl.1
2·g− ∆pRohr
ρ · g(55)
Zum Beispiel:
Die Pumpe, die die Hauptfermenter entleert, hat einen erforderlichen NPSH-Wert von 8 m.
Wasser hat bei 30◦C einen Dampfdruck von 42 mbar. Das entspricht einer Saughöhe von
9,58 m. Stehen die Fermenter in einer Höhe von 1,5 m, beträgt der vorhandene NPSH-Wert
11,08 m und liegt damit über dem erforderlichen Wert von 8 m.
Für kleine Pumpen war es nicht möglich, detaillierte Kennlinien zu �nden. Damit die Pumpen
trotzdem spezi�ziert werden, wurde die erforderliche Leistung gemäÿ Gleichung (56) berech-
72
Apparateauslegung
net. Im Anhang E.4 be�ndet sich exemplarisch die Pumpenkennlinie der selbstansaugenden
Kreiselpumpe, die die Fermenter entleert.
PPumpe =V ·∆p
η(56)
8.5.3 Spezialfälle
Es gibt in der Anlage mehrere Pumpen, an die besondere Anforderungen in Bezug auf Leis-
tung, Beständigkeit und Sicherheit gestellt werden.
8.5.3.1 Kühlwasserversorgung der Fermenter und Vorfermenter
Die Kühlung eines Fermenters bzw. Vorfermenters erfolgt über eine Halbrohr-Kühlschlange.
Obwohl diese Apparatur konstruktiv aufwändig und teuer ist, bietet sie zwei entscheiden-
de Vorteile: Der Wärmeübergang ist aufgrund hoher Turbulenzen in der Halbrohrschlange
sehr gut und die Konstruktion lässt erhöhte Drücke zu, sodass eine Beschickung mit Satt-
dampf zur Unterstützung der Sterilisation des Fermenters möglich ist. Die Abmessungen der
Kühlschlange wurden nach DIN 28128 festgelegt. Die Kühlschlange wurde in zwei Bereiche
unterteilt, um eine Kühlung auch bei halbem Füllstand (Batch/Fed-Batch) zu ermöglichen,
damit der obere Bereich des Fermenters nicht über�üssig gekühlt wird. Die Ergebnisse der
Auslegung sind in Tabelle E.3 dargestellt. Diese Daten bilden die Grundlage für die Aus-
legung der Pumpen zur Kühlwasserversorgung. Es handelt sich um zwei parallelgeschaltete
Kreiselpumpen mit gleicher maximaler Förderhöhe. Eine Pumpe wird kontinuierlich bei op-
timalem Wirkungsgrad betrieben, um den Basiskühlwasserbedarf von 38 m3 h−1 zu decken.
Die zweite Pumpe wird drehzahlgeregelt eingesetzt, um die Spitzen des Kühlwasserbedarfs
von bis zu 65 m3 h−1 zu decken. Diese Schaltung ist vorteilhaft gegenüber einer einzelnen
Pumpe, da der Wirkungsgrad einer Kreiselpumpe stark von der Fördermenge abhängt. Eine
einzelne Pumpe würde also durch die Kühlwasserbedarfsschwankungen nur selten an ihrem
Wirkungsgradoptimum arbeiten. Auf diese Weise arbeitet also nur die kleinere Pumpe unter
suboptimalen Bedingungen.
8.5.3.2 Fermenterleerung
Eine weitere Herausforderung ist die Auslegung der Pumpe, die den Fermenter entleert. Damit
die für die Reinigung zur Verfügung stehende Zeit möglichst groÿ ist, muss der Fermenter in
kurzer Zeit geleert werden. Hierzu wurden 12 min vorgesehen. Das bedeutet, dass bei einem
Fermetervolumen von 25,7 m3 die Pumpe einen Volumenstrom von 129 m3 h−1 fördern muss.
Wegen der Autohydrolyse von (S )-SO in Anwesenheit von Wasser muss sichergestellt sein,
dass die Rohrleitung leergesaugt werden kann. Die Pumpe muss also selbstansaugend sein,
damit beim erneuten Anfahren keine Probleme auftreten.
73
Apparateauslegung
8.5.3.3 Glukosepumpe
Weil der Glukosestrom sehr de�niert den Fermentern zugegeben werden muss, ist es erfor-
derlich, eine gut dosierende Pumpe einzusetzen, die in der Lage ist Flüssigkeiten mit hohen
Viskositäten zu fördern. Es wurde bereits erwähnt, dass Zahnradpumpen für diese Anwen-
dung geeignet sind.
8.5.3.4 BEHP-Beständigkeit und Werksto�auswahl
Aus ökonomischen und ökologischen Gründen muss darauf geachtet werden, dass besonders
im Bezug auf Styroloxid während der Produktionsstrecke keine Verluste auftreten. Es sind be-
sonders Pumpen in Strömen betro�en, die korrosive oder BEHP-haltige Medien fördern. Diese
Pumpen müssen aus korrosionsbeständigen Materialen gefertigt bzw. mit BEHP-beständigen
Dichtungen aus Viton oder Kalrez ausgestattet sein.
8.6 Wärmetauscher
Es sind für den Prozess insgesamt 16 Wärmetauscher erforderlich. Von diesen werden sechs für
die kontinuierliche Sterilisation des Nährmediums und des mit Biomasse belasteten Stroms
aus der Zentrifuge benötigt. Die übrigen zehn werden in den Aufreinigungsschritten der orga-
nischen Phase benötigt. Die Dimensionierung dieser Wärmeübertrager wurde, soweit möglich,
gemäÿ DIN 28184 vorgenommen, wobei ein Länge zu Durchmesser Verhältnis (L/D) zwischen
4 und 8 angestrebt wurde. Bei den kleinen Kondensatoren der Trennkolonnen ist es bei der
Auslegung nach DIN 28184 jedoch nicht möglich das angestrebte L/D einzuhalten. Um diese
Wärmeübertrager zu dimensionieren kommen Rohrschlangenwärmetauscher und Luftkühler
zum Einsatz. Rohrschlangenwärmetauscher lassen sich, wegen des leicht einstellbaren Kühl-
wasservolumenstroms gut regeln, sind aber wegen des konstruktiven Aufwands relativ teuer.
Luftkühler hingegen lassen sich nur schwer regeln, sind aber deutlich preiswerter als Rohr-
schlangenwärmetauscher.
8.6.1 Berechnung der Übertragungs�äche
Die Auslegung der Wärmeaustauscher�äche erfolgt nach der Gleichung (57)
Q = kQ · A ·∆Tln (57)
Der entsprechende Wärmestrom ist durch den Prozess vorgegeben. Ein�uss auf die erforderli-
che Austausch�äche haben der Wärmedurchgangskoe�zient k und die mittlere logarithmische
Temperaturdi�erenz zwischen rohr- und mantelseitigem Medium.
74
Apparateauslegung
8.6.2 Berechnung der mittleren logarithmischen Temperaturdi�erenzen
Zunächst wird für alle Wärmetauscher, in denen nicht auf der Rohr- und der Mantelseite des
Wärmeaustauschers ein Phasenwechsel statt�ndet (z.B. heizdampfbetriebene Verdampfer),
die logarithmische Temperaturdi�erenz als mittlere Temperaturdi�erenz angenommen. Diese
berechnet sich aus den Temperaturdi�erenzen der ein- und austretenden Ströme (vergleiche
Gleichung (58) und Abbildung 8.4).
∆Tln =(Th2 − Tc1)− (TTh1 − Tc2)
ln(Th2 − Tc1)
(Th1 − Tc2)
(58)
Bei Wärmetauschern, deren zu übertragende Wärme aus Phasenübergängen (latente Wär-
meübertragung) stammt, wird angenommen, dass das treibende Temperaturgefälle über die
Wärmeaustausch�äche konstant ist.
8.6.3 Verdampfer
Ausgehend von den Leistungen und Temperaturniveaus der Verdampfer in den Rekti�kati-
onskolonnen wurde die erforderliche Fläche der Verdampfer berechnet. Dafür ist eine Tem-
peraturdi�erenz von 20 K zwischen dem Heizmedium und dem Kolonnensumpf angenommen
worden. Hierzu wurde die Annahme getro�en, dass Sattdampf bei 50 bar im Anlagenverbund
zu Verfügung steht. Der Wärmeübergangskoe�zent wurde mit 620 W m−2 K−1 konservativ
geschätzt.
8.6.4 Kondensatoren
Die Kondensatoren werden mit 25◦C warmem Wasser aus einem Kühlturm gespeist. Die
zulässige Temperaturerhöhung wurde mit 10 K angenommen.
8.6.5 Wärmetauscher
Die austretenden Produktströme müssen vor Rückführung bzw. Ausschleusung gekühlt wer-
den. Für die organischen Komponenten wurde eine einheitliche, temperaturunabhängige Wär-
mekapazität von 2,286 kJ kg−1 K−1 angenommen und die Austrittstemperatur auf 30◦C fest-
gelegt. Der n-Oktan/Styrol-Strom, der 2-Phenylethanolstrom und der (S )-SO-Strom werden
durch Luftkühlung auf die geforderte Austrittstemperatur heruntergekühlt. Dabei wird ein
Wärmeübergangskoe�zient k=20 kJ kg−1 K−1 angenommen. Der Wärmetauscher, der den
BEHP-Strom herunterkühlt, ist ein nach DIN 28184 ausgelegter Rohrbündelwärmetauscher.
Auch hier wurde angenommen, dass Kühlwasser aus dem Kühlturm zur Verfügung steht.
75
Apparateauslegung
Abbildung 8.4: Schematischer Aufbau eines Gegenstromwärmetauschers
8.7 Rohrleitungsauslegung
Die Rohrleitungen müssen so dimensioniert sein, dass sie den prozessspezi�schen Bedingungen
(Druck, Temperatur) genügen. Zudem muss der Werksto� der Rohrleitungen so ausgewählt
werden, dass er den mediumsspezi�schen Anforderungen genügt. Für das RI-Flieÿbild wird
die Rohrleitungsbezeichnung folgendermaÿen aufgebaut:
Die primäre Bezeichnung enthält neben der Nummerierung noch einen Buchstaben, der den
Anlagenteil angibt. So steht F für Fermentationssystem und R für Rekti�kationssystem.
Der wirtschaftlich optimale Durchmesser einer Rohrleitung stellt das Minimum der Energie-
und Materialkosten dar. Für turbulente Strömungen kann dieser nach Formel 59 berechnet
werden [55].
di = 0, 344V 0,45 · ρ0,13 (59)
Es wurden für alle Rohrleitungen in der Anlage der maximale Volumenstrom und die Dichte
des Mediums bestimmt und darüber wurde der optimale Durchmesser ausgerechnet. Die Be-
76
Apparateauslegung
rechnungen der instationären Ströme im Fermentationssystem be�nden sich im Anhang B.2.
Die stationäre Ströme in Downstream-Processing be�nden sich in Tabelle D.15. Anschlieÿend
wurde der Nenndurchmesser ausgewählt. Der Nenndruck PN ergibt sich aus dem Betriebs-
druck und der Betriebstemperatur [55]. Alle Rohrleitungsteile werden in Rohrleitungsklassen
zusammengefasst und auf die Betriebsbedingungen und Medien abgestimmt. Die Rohrklas-
sen werden hierbei nach 10 verschiedenen Medien und 6 Druckstufen eingeteilt (Tabelle 8.3).
Als Werksto� für alle Rohrleitungen wird ein V2A-Stahl verwendet. Eine Ausnahme hierbei
ist die Spurenelementelösung und das NH4OH, für die ein V4A-Stahl, der bessere korrosive
Eigenschaften aufweist, verwendet wird. Die Werksto�auswahl wird im Anhang E.6 näher
erläutert. Die Rohrleitungslisten be�nden sich im Anhang (Tabelle G.14-G.17)
Tabelle 8.3: Rohrklassen
PN 1 PN 2,5 PN 5 PN 6 PN 10 PN 47
Kühlwasser 10 11 12 13 14 15
Wasserdampf 20 21 22 23 24 25
Nährmedium 30 31 32 33 34 35
Glukose 40 41 42 43 44 45
Spurenelementlösung 50 51 52 53 54 55
Organische Phase 60 61 62 63 64 65
Ammoniumhydroxid 70 71 72 73 74 75
Luft 80 81 82 83 84 85
Suspension 90 91 92 93 94 95
77
Verfahrens- und RI-Flieÿbild
9 Verfahrens- und RI-Flieÿbild
9.1 Verfahrens�ieÿbild
Als Abschluss des Prozessentwurfs wird der gesamte Verfahrensablauf in einem sog. Verfah-
rens�ieÿbild nach DIN 28004 dargestellt [55]. Hierin sind Grundinformationen über Haupt-
ausrüstungen, wie Maschinen und Apparate enthalten, sowie wichtige Transportwege und
Haupt�usslinien. Weiterhin können Mengen der Ein- und Austrittsströme benannt und cha-
rakteristische Betriebsbedingungen (z.B. Druck, Temperatur) wiedergegeben werden. Ab-
schlieÿend können weitere Zusatzinformationen über wichtige prozessinterne Ströme, wesent-
liche Betriebsmittel und Energien enthalten sein. Das Verfahrens�ieÿbild ist im Anhang F.1
dargestellt.
9.2 RI-Flieÿbild
Das RI-Flieÿbild illustriert durch graphische Symbole für Anlagenteile und Rohrleitungen
sowie MSR-Funktionen die technische Realisierung eines Verfahrens [11]. Es basiert auf dem
zuvor erstellten Verfahrens�ieÿbild. Das RI-Flieÿbild wird mittels der Software Comos der
Firma Innotec GmbH unter Beachtung der DIN Normen 10628 und 19227 erstellt [11; 10]. Um
die Übersichtlichkeit des RI-Flieÿbildes zu gewährleisten, wurde das Verfahren in zwei Ver-
fahrenseinheiten geteilt. Die erste umfasst das Upstream-Processing, Hauptfermentation und
Zentrifugation, die zweite die Rekti�kationskolonnen. Zusätzlich wurden die Kleinverrohrung
und Regelung eines redundanten Pumpenstandes, eines Filters und eines Regelungsventils im
Detail dargestellt.
Da Vorfermenter und Hauptreaktoren im System mehrfach vorhanden sind, wurde hierfür
ein zusätzliches Flieÿbild mit Detailinformationen erstellt und die Reaktoren im RI-Flieÿbild
nur vereinfacht abgebildet. (RI-Flieÿbilder siehe Anhang F.2)
9.2.1 MSR-Technik
9.2.1.1 Upstream-Processing und Hauptfermentation
Neben der Verrohrung wurde das Sterilisationssystem für Rohrleitungen, Fermenter, Glukose
und Luft eingebunden.
Die MSR-Technik gliedert sich nun wie folgt:
• Zentral über die Leitwarte gesteuert werden
� Zuläufe für NH4OH, organische Phase, Nährmedium, Inokulum, Feed, Spurenele-
mente und Antischaummittel (FX01), sowie die Dampfzuleitung für die Sterilisa-
tion (FX02)
78
Verfahrens- und RI-Flieÿbild
� Zufuhr des Feeds über die Kontrolle der Motordrehzahl (FX01.8)
� Jeweilige Ventilstellungen der Reinigungsmittel- und Dampfzufuhr für Reinigungs-
und Sterilisationsprozess (FX03 & FX03.1 - FX03.7)
� Ö�nung der Ventile FX03.9 und FX03.11 für den Zu- und Ablauf der zweiten
Kühlschlange für den Fed-Batch Betrieb des Fermenters
� Ablauf (FX04.1) und Zuluft (FX04.2), sowie Rückführung des Reinigungsmittel-
stromes mit dessen zusätzlicher Pumpe (FX04.3 & FX04.4)
� Zulauf des Dampfstroms in die Kühlschlangen während der Sterilisation zur zu-
sätzlichen Heizung (FX05.1) und Ventilstellung für den Abluftstrom (FX05.2 &
FX05.3)
� Reinigungsmittelzufuhr mit Füllstandsmesser FX12.1 und zugehörigen Ventilen
FX12.2 und FX12.3
• Zentral gemessen und geregelt werden
� pH im Fermentationsmedium über die Zufuhr von NH4OH (QIC, FX06)
� Sauersto�konzentration im Fermentationsmedium über Regelung der Motordreh-
zahl (FX07)
� Druck im Reaktor über die Ventilstellung der Abluftleitung (FX08)
� Füllstand im Reaktor (FX09)
� Temperatur im Reaktor über Temperaturkontrolle im Medium mit Abgleich der
Kühlwassertemperatur und Ventilstellung der Kühlwasserzufuhr (FX10 & FX11)
• Zusätzlich wird die Essigsäure- und (S )-Styroloxidkonzentration durch Probennahme
aus dem Reaktor und anschlieÿender chromatographischer Analyse bestimmt (FX13)
9.2.1.2 Regelung der Rekti�kationskolonnen
Die Regelung der Rekti�kationskolonnen muss gewährleisten, dass die Spezi�kationen des
Sumpf- und/oder Kopfproduktes den vorgegebenen Anforderungen entsprechen. Für die Ent-
wicklung des Regelungskonzeptes wurden heuristische Regeln der Prozessführung beachtet
[59]. Der Druck in allen Kolonnen wird über die Zugabe von Inertgasen vom Druckregler ein-
gestellt. Das Regelungskonzept der einzelnen Kolonnen hängt vom Temperaturpro�l, Rück-
laufverhältnis und der Aufdampfrate ab [59]. Exemplarisch wird es am Beispiel der Kolonne
2 (RK02) erläutert.
Aus Tabelle D.10 wird ersichtlich, dass ein Temperaturpro�l sowohl im Verstärkungs- als
auch im Abtriebsteil vorhanden ist. So wurde sowohl im Sumpf als auch im Kopf der Kolon-
ne eine Temperaturregelung vorgesehen. Der Füllstand im Kondensatbehälter und im Sumpf
79
Verfahrens- und RI-Flieÿbild
wird jeweils über den gröÿeren Austrittsstrom geregelt (hier: Destillat- und Sumpfstrom). So
dienen Destillatrück�uss und Heizdampf des Verdampfers jeweils als Stellgröÿen zur Tempe-
raturregelung.
9.2.1.3 Regelung der Pumpen
Die Regelung der Pumpen erfolgt über Drosselventile. Die Pumpen sind jeweils redundant
ausgelegt und die Sicherheitschaltung und Regelung ist im RI Flieÿbild Blatt 3 dargestellt.
Ausnahme zur Drosselregelung stellen die instationär arbeitenden Pumpen im Fermentations-
system dar. So werden die Pumpen, die nur zu bestimmten Zeiten arbeiten, mittels Drehzahl
gesteuert. Die zweite Kühlwasserpumpe FP06 und die Glukosepumpe FP05 werden zusätz-
lich drehzahlgeregelt, so dass sie überwiegend an ihrem optimalem Betriebspunkt arbeiten,
aber zu Spitzenzeiten den Bedarf an Kühlwasser bzw. Glukoselösung aufbringen können. So
werden die Betriebskosten dieser Pumpen minimiert.
9.2.1.4 Regelung der Filter
Da Filter häu�g gereinigt und ausgetauscht werden müssen, sind sie redundant ausgelegt.
Vor jedem Filter wird ein Drucksensor eingebaut. Beim Erreichen des maximalen Druckes,
wird ein Signal an die Leitwarte geschickt, die den Regelschieber vor dem Filter schlieÿt
und den vor der redundanten Einheit ö�net. Anschlieÿend werden die Damp�eitungen zur
Sterilisation des entsprechenden Filters für 30 min geö�net.
9.2.1.5 Regelung der Behälter
Jeder Behälter ist mit einer Füllstandsmessung versehen. So werden die angeschlossenen
Pumpen erst nach dem Erreichen des entsprechenden Füllstandes in Betrieb genommen. Beim
Erreichen des maximalen bzw. minimalen Füllstandes wird zusätzlich noch eine Störmeldung
an die Leitwarte gesendet und das Zu�uss- bzw. das Ab�ussventil geschlossen.
9.2.1.6 Regelung der Wärmetauscher
Die Austrittstemperatur des Prozessmediums wird mit einem Temperatursensor gemessen.
Nach einem Vergleich mit dem Sollwert wird über ein Regelventil der Eingangstrom des
Kühlwassers oder des Heizdampfes eingestellt.
80
Kostenrechnung
10 Kostenrechnung
Nachdem bisher die technische Umsetzung des Prozesses betrachtet wurde wird im Folgen-
den näher auf die Wirtschaftlichkeit des Prozesses eingegangen. Hierbei sind besonders die
Kosten von Interesse, die bei der Produktion anfallen. Anhand der Produktionskosten kann
der erforderliche Preis ermittelt werden, der für das Produkt eingenommen werden muss um
eine Amortationszeit von 3 bis 5 Jahren nicht zu überschreiten [55]. Innerhalb der Amorta-
tionszeit (Gleichung 106) wird genau der Gewinn erwirtschaftet, der notwendig ist, um die
Rückzahlungen für die Investition und deren Verzinsung zu begleichen. Die Rückzahlungen
ergeben sich dabei aus den Investitionskosten, die Produktionskosten setzen sich aus den
Betriebskosten und den Kapitalkosten zusammen.
10.1 Investitionskosten
10.1.1 Überschlagskalkulation
Die Investitionskosten wurden zunächst durch eine Überschlagskalkulation abgeschätzt. Ent-
sprechend der Kapazitätsmethode (Gleichung 107) können die erforderlichen Investitionen
durch einen Kapazitätsvergleich mit einer Vergleichsanlage ermittelt werden. Als Vergleichs-
anlage wurde eine Anlage zur biokatalytischen Oxidation von Alkanen im Zweiphasensystem
verwendet [39]. Die Investitionskosten für den Prozess wurden zu 33 Mio. AC berechnet.
10.1.2 Zuschlagskalkulation
Die Genauigkeit der Schätzung mittels Überschlagskalkulation beträgt 30-50%. Um eine ge-
nauere Schätzung von etwa 15-30% zu erhalten wurde eine Zuschlagskalkulation mit Einzel-
faktoren durchgeführt. Bei der Zuschlagskalkulation werden die Investitionskosten der einzel-
nen Apparate über Einzelfaktoren berechnet.
Entsprechend der Apparatelisten wurden aus spezi�schen Parametern (PB) der einzelnen
Apparate (z.B. Austausch�äche bei Wärmetauschern, weitere siehe Tabelle I.2) anhand sta-
tistischer Tabellenwerke Referenzpreise für den Fall ermittelt, dass die Apparate aus Karb-
onstahl gefertigt werden [67]. In dem Referenzpreis werden apparatespezi�sche Kosten etwa
für Aufstellung, Verrohrung im Nahbereich, Elektrik oder Inbetriebnahme mit berücksichtigt.
Anhand von Einzelfaktoren etwa für andere Materialien (z.B. hochlegierte Stähle) oder hö-
here Betriebsdrücke konnten die zu veranschlagenden Kosten für einzelne Apparate ermittelt
werden. Die so berechneten Apparatekosten summieren sich zu 20,6 Mio. AC. Au�ällig an den
Investitionskosten (siehe Diagramm 10.1) ist, dass diese von den Kosten für Fermenter und
Rührer dominiert werden. Der Grund hierfür sind die verwendeten teuren Materialien, sowie
die Komplexität der Apparate (Tabelle I.11)
81
Kostenrechnung
Es wurde davon ausgegangen, dass die Anlage ein kompletter Neubau ist. Daher fallen zu-
sätzliche Kosten an, etwa für Fundamente, Stahlgerüst, Gebäudekosten, Wegeanlegung, In-
tegration in den Verbund und sonstige Kosten. Diese wurden mit dem Grass-Root Faktor
berücksichtigt. Der Grass-Root Faktor beträgt 1,3 und führt dazu, dass die Investitionskos-
ten sich insgesamt zu 26,8 Mio. AC berechnen. Darüberhinaus wurde berücksichtigt, dass für
den Erstbetrieb der Anlage Edukte und vor allem Lösungsmittel vorgelegt werden müssen.
Die Kosten hierfür wurden über eine grobe Abschätzung der benötigten Mengen anhand der
Behältervolumina mit etwa 0,2 Mio.AC veranschlagt. Zusammengenommen ergeben sich mit
Hilfe der Zuschlagskalkulation Investitionskosten in Höhe von etwa 27 Mio.AC.
Abbildung 10.1: Zusammensetzung der Investitionskosten anhand der Apparatekosten. Angaben in Mio. AC.
10.2 Kapitalkosten
Unter der Annahme, dass die Investitionskosten vollständig durch Fremdkapital mit einem
Zinssatz von 5% aufgebracht werden, und der Zeitraum der Rückzahlung 10 Jahre beträgt,
können mit Hilfe der Annuität (Gleichung 108) die jährlichen Zahlungen für Kredittilgung
und Zinsen berechnet werden. Als veranschlagte Investitionskosten wurde aufgrund der höhe-
ren Genauigkeit das Ergebnis der Zuschlagskalkulation verwendet. Die hiermit berechneten
Kapitalkosten belaufen sich auf 3,5 Mio. AC a−1 über einen Rückzahlungszeitraum von 10
Jahren. Dies entspricht 3,5 AC kg−1(S)−SO.
82
Kostenrechnung
10.3 Betriebskosten
Abbildung 10.2: Zusammensetzung der Betriebskosten
Bei der Bestimmung der Betriebskosten wurde der Aufwand für Verwaltung, Labor und
Betriebsüberwachung vernachlässigt, da angenommen wurde, dass diese Einrichtungen am
Verbundstandort vorhanden sind und genutzt werden können. Bei der Berücksichtigung der
Abschreibungskosten wurde ein Abschreibungszeitraum von 10 Jahren sowie eine lineare Ab-
schreibung angenommen. Die direkten Personalkosten sowie die geschätzten Werksgemein-
und Versicherungskosten sind in Tabelle I.13 dargestellt.
Abbildung 10.3: Zusammensetzung der �xen Betriebskosten. Angaben in AC kg−1(S)−SO.
Die �xen, von der Produktionsmenge unabhängigen Gesamtbetriebskosten belaufen sich da-
mit auf etwa 3,8 Mio.AC pro Jahr, dies entspricht 3,8 AC kg−1(S)−SO. Desweiteren müssen die
variablen, von der Produktionsmenge abhängigen Betriebskosten für Rohsto�e, Betriebmit-
tel, Energie und Entsorgung ermittelt werden.
83
Kostenrechnung
10.3.1 Rohsto�kosten
Die zur Umsetzung von Styrol zu (S )-SO im Reaktionsverlauf benötigten Sto�mengen sind
in Abbildung 10.4 dargestellt. Die Preise der einzelnen Sto�e sind in der Preistabelle J.1 zu
�nden. Als Berechnungsgrundlage für die benötigten Mengen dienten die Werte aus Tabelle
B.2, welche auf einen Fermentationszyklus bezogen sind und entsprechend auf ein Kilogramm
(S )-SO umgerechnet wurden.
Abbildung 10.4: Zusammensetzung der Eduktkosten. Angaben in AC kg−1(S)−SO.
Die Rohsto�kosten betragen etwa 3,9 AC kg−1(S)−SO. Dies entspricht 3,9 Mio.AC a−1. Der Anteil
von Ammonium wurde aus dem Bedarf an 25% -iger Ammoniumhydroxid-Lösung errechnet.
10.3.2 Betriebsmittelkosten
Zu den Betriebsmitteln zählen bei der Berechnung Sattdampf und Kühlwasser. Die zugrunde
gelegten Preise der Betriebsmittel können Tabelle J.7 entnommen werden. Die benötigten
Mengen und die daraus resultierenden Kosten sind in Tabelle 10.1 dargestellt.
Tabelle 10.1: Kosten des Betriebsmittelbedarf
Betriebsmittel t a−1 AC t−1 AC a−1
Kühlwasser (25 → 35◦C) 137054 0,075 10.279
Sattdampf (2-10 bar) 6360 15 95.406
Sattdampf (50 bar) 4284 30 128.496
Summe der Betriebsmittelkosten 234.181
Die Betriebsmittelkosten betragen etwa 230.000 AC a−1. Dies entspricht 0,23 AC kg−1(S)−SO,
macht also nur einen geringen Anteil an den Produktionskosten aus. Bei der Berechnung
84
Kostenrechnung
wurden die Preise aus [17] am Verbundsstandort zugrunde gelegt. Der Preis für Sattdampf
bei 50 bar wurde mit dem Faktor Zwei aus dem Preis für Dampf bei 2-10 bar berechnet. In der
Berechnung ist der Bedarf zur Sterilisation der Reaktoren und der Bedarf für die Sterilisation
der Rohrleitungen berücksichtigt. Eine Aufschlüsselung der Kosten für die einzelnen Apparate
und Verwendungen ist im Anhang in Kapitel I.2 zu �nden.
10.3.3 Energiekosten
Die Energiekosten wurden auf der Basis des Verbrauchs der einzelnen Apparate berechnet.
Der Stromgrundpreis für Groÿabnehmer wurde zu 0,16 AC kWh−1 ermittelt (siehe Tabelle
J.1). Aus den Berechnungen ergibt sich ein Bedarf von insgesamt 4,85 GWh und daraus
resultierend Kosten in Höhe von 800.000 AC a−1, also 0,8 AC kg−1(S)−SO. Bei der Berechnung
wurde die Auslastung der Fermenterrührer mitberücksichtigt (siehe Tabelle I.3).
10.3.4 Ergebnis der Betriebskostenberechnung
Der für die Anlage spezi�sche Kostenpunkt der Entsorgung von organischen Lösungsmitteln
und sterilisierten Zellabfällen wurde mit 0,2 Mio. AC a−1 berücksichtigt. Die variablen Be-
triebskosten belaufen sich somit insgesamt auf ca. 5,2 Mio.AC a−1 bei 8000 Betriebsstunden.
Für den Regelbetrieb ergibt sich damit die Summe der �xen und variablen Betriebskosten zu
etwa 9 Mio.AC a−1, also 9 AC kg−1(S)−SO.
10.4 Ergebnis der Kostenrechnung
Abbildung 10.5: Zusammensetzung der Produktionskosten. Angaben in AC kg−1(S)−SO.
Die Produktionskosten belaufen sich auf 12,5 Mio.AC a−1 und damit 12,5 AC kg−1(S)−SO. Geht
man von einem Regelbetrieb mit 8000 Betriebsstunden aus, wird eine Amortationszeit von 3
Jahren entsprechend Gleichung (106) erreicht, wenn der Produktpreis bei 24,20 AC kg−1 liegt.
85
Kostenrechnung
Da der Prozess auf einer relativ innovative Technologie aufbaut, muss geprüft werden, ob die
Anlagenverfügbarkeit eine kritische Gröÿe ist, da besonders bei innovativen Technologien das
Risiko für Ausfallzeiten erhöht ist. Mit einem Preis von 24,20 AC kg−1(S)−SO zeigt eine Break-
Even Analyse (Diagramm I.1), dass die Anlage erst unterhalb eines Auslastungsgrades von
40% Verluste erzeugt. Die Anlage muss also mindestens 3200 Stunden pro Jahr produzieren,
um Gewinne abzuwerfen. Die geforderte Amortationszeit von 3 Jahren kann in diesem Fall
nicht eingehalten werden, jedoch kann man sagen, dass es sich bei der Anlagenverfügbarkeit
um keine kritische Gröÿe handelt.
Ein Ausblick auf eine zukünftige Marktentwicklung lässt den Schluss zu, dass durch den
Bau und Betrieb der Anlage und die damit auf den Markt geworfenen Produktmengen bei
gleich bleibender Nachfrage dazu führen müssten, dass der Produktpreis fällt. Der erforder-
liche Preis von 24,20 AC kg−1(S)−SO könnte trotz des Preisverfalls erreichbar sein, zieht man in
Betracht, dass der aktuelle Katalogpreis über 700 mal höher als der erforderliche Produkt-
preis liegt. Möglicherweise könnten deshalb auch höhere Gewinnmargen erzielt werden, was
die Amortationszeit beträchtlich verkürzt. Unter den beschriebenen Voraussetzungen ist eine
Investition in dieses Verfahren daher sehr rentabel.
86
Kostenrechnung
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Process design and economics. Process Publishing Company, 2004
[68] VdTÜV: AD-Merkblätter / Arbeitsgemeinschaft Druckbehälter. 1995. � Forschungs-
bericht
[69] Zlokarnik, M. ; Zlokarnik, M. (Hrsg.): Scale-up - Modellbetrachtung in der Verfah-
renstechnik. Wiley-VCH, 2005
91
Fakultät Bio- undChemieingenieurwesen
Lehrstuhl für BiotechnikProf. Dr. A. Schmid
Biokatalytische Produktion von
enantiomerenreinem (S)-Styroloxid
Anhang
Anhang
Anhang
A Verfahrensvergleich
A.1 Kostenermittlung der Hydrolyse mit CFE
Es werden 2 mL (1,318 g) n-Hexan je Batch eingesetzt. Nach einem Batch wurden 30,9 mg
(S )-SO gewonnen. Für 1 kg Produkt werden damit 42,65 kg n-Hexan eingesetzt. Unter der
Annahme, dass das Lösungsmittel n-Hexan zu 90% zurückgewonnen wird, werden 4,27 kg
n-Hexan je kg (S )-SO verbraucht.
Die wässrige Phase besteht aus 2 mL 50 mM Tris-HCl Pu�er. Tris-HCl hat eine molare Masse
von 157,6 g mol−1, die Masse beträgt somit 15,76 mg je Batch. Pro kg Produkt werden so
0,51 kg Tris-HCl Pu�er verbraucht.
Je Batch werden 171 mg CDW benötigt. Unter Annahme, dass während der Fermentation
30 gCDW L−1 erreichbar sind, werden für diese Menge CDW 5,7 ml Fermentationsmedium
benötigt. Um ein kg Produkt zu erhalten, benötigt man dementsprechend 184,47 L Fer-
mentationsmedium. Das Medium setzt sich zusammen aus 99,9 Vol.-% E2- und 0,1 Vol.-%
MT-Spurenelementlösung. Die Dichte des Mediums wird mit 1 g cm−3 angenommen.
n-Oktan wird während der Fermentation durch die Begasung zugeführt. Ein Fermentations-
vorgang dauert 62 h und wird in einem Volumen von 2,12 L durchgeführt. Die Begasung
erfolgt mit einer Rate von 1 L min−1. Über das ideale Gasgesetz wurde aus dem Sätti-
gungsdampfdruck von n-Oktan (14 h Pa) die Sättigungskonzentration von n-Oktan in der
Begasungsluft zu 63,45 mg L−1 berechnet. Nimmt man an, dass das gesamte eingetragene
n-Oktan entweder direkt verbraucht, oder in die Abluft verloren geht, werden für einen Fer-
mentationsvorgang 236 g n-Oktan benötigt. Pro Batch werden 0,635 g n-Oktan verbraucht.
Hieraus berechnet sich die benötigte Menge n-Oktan zur Herstellung von 1 kg (S )-SO zu
20,535 kg n-Oktan.
A.2
Anhang
Tabelle A.1: Zusammensetzung und Kosten für 1 L E2 Medium
Konzentration Kosten-Anteila
[g L−1] [AC L−1]
NaNH4HPO4·4H2O 3,5 0,02
K2HPO4·3H2O 7,5 0,06
KH2PO4 3,7 0,11
Gesamtkosten 0,19
a Preise entsprechend Tabelle J.1
Tabelle A.2: Zusammensetzung und Kosten für 1 L MT Spurenelementlösung
Konzentration Kosten-Anteila
[g L−1] [AC L−1]
FeSO4·7H2O 2,78 0,004
MnCl2·4H2O 1,98 0,03
CoSO4·7H2O 2,81 0,06
CaCl2·2H2O 1,47 0,001
CuCl2·2H2O 0,17 0,001
ZnSO4·7H2O 0,29 0,002
Salzsäure 36,45 0,01
Gesamtkosten 0,11
a Preise entsprechend Tabelle J.1
A.3
Anhang
A.2
Kennzah
lenvergleich
Tabelle
A.3:Kennzahlenvergleich
Produktiv
itätc(S)-S
OY
(S)-SO
Glc
Y(S)-SO
Rac
Y(S)-SO
Sty
Y(S)-SO
CDW
Eduktkosten
Einheit
[gL−
1h−
1][gL−
1][gg−
1][gg−
1][gg−
1][gg−
1][e
kg−
1(S)−SO]
Verfah
ren
Hydroly
seCFE
0,417,73
0,090,4
0,18174,87
A.niger
12,65107,5
1,290,43
8,612
S.echin
oidesEH-983
0,040,51
0,010,21
0,03
P.pastoris
GS-115
0,42111,38
0,5420,36
1,083
Epoxidation
isolierteEnzym
e0,67
200,54
1,011,09
E.coli
Fed-Batch
a1,32
35,330,63
1,042,08
4,25
E.coli
kontinuierlich0,49
4,0850,409
0,6011,702
Pseu
domonas
Batch
0,5817,42
0,180,49
1,45
Pseu
domonas
kontinuierlich0,97
5,110,51
0,391,79
22,69
Bio�lm
0,6674,2
bis60
b0,032
0,1040,016
aGlukose
alsKohlensto�
quelle,BEHPals
Lösungsm
ittelblt.
Paper,
Grund
unbekannt
(evtl.Alter
desBio�lm
s)
A.4
Anhang
B Bioreaktionstechnik
In Folgendem werden die Daten zur Berechnung der Gleichungskoe�zienten (Kapitel 5) auf-
gelistet. In Abbildung B.1 sind die der Maÿstabsvergröÿerung zugrunde liegenden Laborer-
gebnisse dargestellt.
Abbildung B.1: Biotransformation mit Escherichia coli JM101 (pSPZ10) mit Glukose als Substrat und
BEHP (links) und EO (rechts) als organisches Lösungsmittel. Quelle [33]
Die abgelesenen und zusätlich dazu der Verö�entlichung [33] entnommene Daten, die in die
Koe�zientenberechnung �ieÿen sind in Tabelle B.1 zusammengefasst:
B.5
Anhang
Tabelle B.1: Zusammengefasste Parameter zur Biotransformation mit Escherichia coli JM101 (pSPZ10)
mit Glukose als Substrat und BEHP als organische Phase
Parameter Einheit Wert
Styroloxidendkonzentration [mM] 588
CDW nach Fed-Batch Phase [gCDW L−1wässr] 17
CDW nach Biotransformation [gCDW L−1wässr] 34
Glukoseverbrauch Batch [g] 15
Glukoseverbrauch Fed-Batch [g] 19,5
Glukoseverbrauch Biotransformation [g] 78,0
Essigsäureendkonzentration [g L−1wässr] 3,6
Wachstumsrate während Batcha [h−1] 0,45
Wachstumsrate während Fed-Batch [h−1] 0,3
YCDWGlc
während Batch [g g−1] 0,35
YCDWGlc
während Fed-Batch [g g−1] 0,45
YCDWGlc
während Biotransformation [g g−1] 0,22
Durschnittliche spezi�sche Aktivität [U g−1CDW] 39
a Der Wert stammt aus [52]
B.1 Berechnung der Koe�zienten
Im Folgendem wird beschrieben, wie die Koe�zienten der Gleichung (15) ausgerechnet wur-
den. Zunächst wurde die allegemeine Gleichung aufgestellt, die die Biotransformation be-
schreibt (60).
a C6H12O6 + b O2 + c NH3 + d Styrol −→ e CH1,8O0,5N0,2 (60)
+f CO2 + g CH3COOH + h H2O + i (S )− SO + j PE
Wie Tabelle B.1 zu entnehmen ist, wurde 0,588 mol (S )-SO pro Liter wässrigem Volumen
gebildet. Somit ergibt sich für die Koe�zienten von (S )-SO und 2-PE:
i = 0, 588 mol (61)
j = 0, 071 mol (62)
B.6
Anhang
Koe�zient d stellt den Verbrauch an Styrol in Reaktion dar. Der tatsächliche Verbrauch an
Styrol war im Versuch etwas gröÿer, da Styrol noch zusätzlich durch Verdampfung verloren
ging, allerdings wird dies in der stöchiometrischen Bilanzierung nicht berücksichtigt.
d = i + j = 0, 659 mol (63)
Aus dem Glukoseverbrauch, der gebildeten Zelltockenmasse und Essigsäure (Tabelle B.1)
(pro Liter wässrigem Volumen) können a, e und g ausgerechnet werden:
a =Verbrauchte Glukose g
Molmasse Glukose g mol−1 = 78, 03/180, 15 = 0, 433 mol (64)
e =Gebildete CDW g
Molmasse CDW g mol−1 =17, 6
24, 6= 0, 715 mol (65)
g =Gebildete Essigsaeure g
Molmasse Essigsaeure g mol−1 =3, 6
60, 05= 0, 060 mol (66)
Die Koe�zienten c, f und h können aus N- , C- und H-Bilanzen ausgerechnet werden. Somit
ergibt sich:
c = 0, 2 e = 0, 143 mol (67)
f = 6 a− e− 2 · g = 1, 763 mol (68)
h =1
2(12 a + 3 c− 1, 8 e− 4 g − 2 j) = 1, 977 mol (69)
Aus der Sauersto�bilanz ergibt sich:
b =1
2(j + i + h + 2 g + 2 f + 0, 5 e− 6 a) = 2, 028 mol (70)
Die oben ausgerechneten Koe�zienten sind auf 1 L wässrigen Volumen bezogen. Durch ih-
rer Normierung auf das gewünschte Produkt, also (S )-Styroloxid (i=1 setzten), ergibt sich
folgende Gleichung:
0, 74 C6H12O6 + 3, 44 O2 + 0, 24 NH3 + 1, 12 Styrol −→ 1, 22 CH1,8O0,5N0,2
+3, 00 CO2 + 0, 10 CH3COOH + 3, 37 H2O + 1 (S )− SO + 0, 12 PE
Analog hierzu wurden die Koe�zienten aller anderen stöchiometrischen Gleichungen be-
stimmt.
B.2 Einsatzmengen
Aus den Reaktionsgleichungen 15 bis 18 kann bestimmt werden, wie viel vom jeweiligen Sto�
eingesetzt wird. In Tabelle B.2 sind die Einsatzmengen aller Sto�e für die einzelnen Phasen
B.7
Anhang
aufgeführt. Zusätzlich sind die Einsatzmenge für die Vorfermentation enthalten. Die Werte
sind auf jeweils einen Fermentationsansatz bezogen. Das Arbeitsvolumen eines Fermenters
wird in Anhang 6.3.2 berechnet.
Tabelle B.2: Einsatzmengen der Ausgangssto�e bezogen auf einen Fermenterzyklus
Batch Fed-Batch Biotransf. Vorfermenter
Nährmedium [m3] 11,49 0,12
Wasser [m3] 11,48 0,12
KH2PO4 [kg] 152,85 1,73
(NH4)2HPO4 [kg] 45,97 0,52
Zitronensäure [kg] 19,54 0,22
Ammoniak NH3 [kg] 14,37 67,62 0,16
(Wasser) [kg] 43,10 202,86 0,49
Glukose [kg] 184,66 298,02 694,61 5,42
MgSO4 [kg] 1,55 2,49 5,81 0,05
Thiamin [g] 19,28 31,12 72,54 0,57
Wasser [m3] 0,31 0,50 1,16 0,01
BEHP [kg] 11152
Styrol [kg] 566
Oktan [kg] 97
So ergibt sich folgende Zusammensetzung des Fermenterinhalts am Ende der Biotransforma-
tion.
Tabelle B.3: Fermenterinhalt am Ende der Biotransformation
Gesamtvolumen [m3] 25,74
Organische Phase [m3] 12,29
Wässrige Phase [m3] 13,45
Der Fermenterinhalt wird anschlieÿend dem Downstream-Processing zugeführt.
B.8
Anhang
B.3 Volumenströme
Da es sich bei der Fermentation um einen instationären Prozess handelt, ist es auch von
Interesse den zeitlichen Verlauf der Ströme zu bestimmen.
Nährmedium:
Durch die Sterilisationsanlage �ieÿt ein kontinuierlicher Nährmediumsstrom von 2,42 m3 h−1.
So wird sichergestellt, dass während 24 h, 5 Fermenter bzw. Vorfermenter mit je 12,49 bzw.
0,13 m3 Nährmedium befüllt werden. Da allerdings das gesamte Nährmedium innerhalb einer
Stunde in den entsprechenden Reaktor gefüllt wird, beträgt der Volumenstrom, für den die
entsprechende Rohrleitung ausgelegt werden muss (F010 bis F011e), 11,62 m3 h−1. Da in den
Vorfermenter die Befüllung innerhalb von 10 min erfolgt, ist der entsprechende maximale
Volumenstrom 0,78 m3 h−1.
Glukoselösung:
Analog zum Nährmedium wird die 39%ige Glukoselösung mit einem kontinuierlichen Strom
von 0,633 m3 h−1 durch den Filter gefördert (Strom F013-F015). So wird sichergestellt, dass
3,028 m3 Glukoselösung pro Fermenter bzw. 0,02 m3 pro Vorfermenter sterilisiert werden.
Die Glukoselösung wird in den verschiedenen Phasen der Fermentation in unterschiedlichen
Mengen zudosiert. Der gesamte Glukosestrom, der während des Batchbetriebes verbraucht
wird, wird innerhalb einer Stunde dazugegeben. Der Glukosestrom im Fed-Batch wird expo-
nentiell erhöht, wobei wird während der Biotransformation ein konstanter Glukosestrom in
den Reaktor geführt wird. Der Verlauf des Glukosestroms eines Reaktors ist in Abbildung B.2
dargestellt. Entsprechend werden die Glukoseleitungen F017a-e für 0,519 m3 h−1 ausgelegt.
Abbildung B.2: Glukosestromverlauf in einen Reaktor
B.9
Anhang
Da die 5 Reaktoren um 4,8 h versetzt laufen, ergibt sich folgender Volumenstrom in der
Leitung F017 (Abbildung B.3).
Abbildung B.3: Glukosestromverlauf für alle Reaktoren
Folglich wird die Rohrleitung F017 und die dazugehörige Pumpe für einen Glukosevolumen-
strom von 1,08 m3 h−1 ausgelegt.
Ammoniumhydroxid:
Ammoniumhydroxidlösung wird zunächst in das Nährmedium dazugegeben (67,36 L pro
Reaktor) und zusätzlich während der Fermentation. Es wurde eine Simulation mit AS-
PEN PlusTM durchgeführt, um zu bestimmen, wieviel 25% Ammoniumhydroxidlösung pro L
wässriges Volumen nötig sind, um den pH-Wert konstant bei pH 7,4 zu halten, wenn 16 g
L−1 Essigsäure gebildet wird. Dabei wurden folgende Reaktionen berücksichtigt:
H2O −→ H3O+ + OH−
NH3 + H2O −→ NH+4 + OH−
CH3COOH + H2O −→ H3O+ + CH3COO−
H3PO4 + H2O −→ H3O+ + H2PO−
4
H2PO−4 + H2O −→ H3O
+ + HPO2−4
HPO2−4 + H2O −→ PO3−
4 + H3O+
Auÿerdem wurde die Bildung von NH3H2PO4 und KH2PO4 berücksichtigt, welche jedoch
keinen groÿen Ein�uss auf das Gleichgewicht haben. Abgesehen von der schon genannten
Acetatbildung, wurde hierbei kein weiteres Sto�wechselprodukt der Zellen berücksichtigt.
B.10
Anhang
Als �Property Method� wurde ElecNRTL gewählt.
So ergibt sich für den Ammoniumhydroxidvolumenstrom, der durch die Leitungen F020a-e
strömt, ein Wert von 0,067 m3 h−1. Da sich bis zu 3 Fermenter gleichzeitig in der Biotrans-
formationsphase be�nden, wird die Leitung F019 für 0,20 m3 h−1 ausgelegt.
B.11
Anhang
C Fermenterauslegung
C.1 Berechnung des Fermenterrührers
Die Berechnung der mittleren Dichte (ρ) und Viskosität (η) der Emulsion erfolgten durch
Annäherungsgleichungen [62]:
ρ = ρwässr · (1− cV ) + ρorg · cV (71)
η =ηwässr1 + cV
·[1 + 1, 5 · cV ·
ηorgηorg + ηwässr
](72)
Als Ober�ächenspannung (σ) wurde die von Wasser/Öl angenommen. Die bei der Berech-
nung verwendeten Werte sind in der folgenden Tabelle (Tabelle C.1) aufgeführt.
Tabelle C.1: Sto�daten
ρwässr [kg m−3] 995
ηwässr [Pa s] 7,97·10−4
ρorg [kg m−3] 960
ηorg [Pa s] 0,07
cv (Vwässr/Vtotal) 0,522
ρ [kg m−3] 978
η [Pa s] 9,253·10−4
σ [N m−1] 1,82
Mithilfe der folgenden Formeln konnte die Berechnung der einzutragenden Leistung und
Drehzahl ermittelt werden. Die Ergebnisse sind in Tabelle 6.2 zusammengefasst.
C.12
Anhang
Reynoldszahl: Re =n · d2
R · ρLη
(73)
Newtonzahl: Ne =P
ρ · n3 · d5= 5 (Scheibenrührer, turbulent) (74)
begaste Newtonzahl: Neb = Ne · 1√1 + 12, 505 · q ·
√D/g
(75)
Froudezahl: Fr =n3 · d
g(76)
Begasungsrate: q =V
VArbeit(77)
Die tatsächliche Begasungskennzahl (Q) muss kleiner sein als die maximale (Qmax), damit
keine Über�utung eintritt.
Qmax =0, 21 · Fr2,1·dR/D
[(dR/D)−1 − 2, 04]1,3+
0, 14 · Fr7,54·dR/D
[(dR/D)−1 − 2, 25]1,5(78)
Q =V
n · d3(79)
Die Mischzeit lässt sich mit Gleichung 80 zu 63 s abschätzen.
P · t3mρ ·D5
≈ 300 (wenn turbulent) (80)
C.13
Anhang
C.2 Begasung des Reaktors
Tabelle C.2: Parameter zur OTR-Berechnung
Parameter Beschreibung
kLa [h−1] volumenbezogener �üssigseitiger Sto�transportkoe�zient
∆C = C∗L - CL [kg L−1] Konzentrationsgradient zwischen den beiden �üssigen Phasen
C∗L [kg L−1] Gleichgewichtskonzentration an der Phasengrenze;
Entspricht: Sättigungskonzentration von O2 in Wasser bei 30◦C
CL [kg L−1] gelöste Sauersto�konzentration in der umgebenden Flüssigkeit
siehe [54]
kH = k∗H · exp
(−∆H
R·(
1
T− 1
Tref
))[mol m−3Pa−1
](81)
C∗L = p · kH (82)
Tabelle C.3: Henry-Parameter für Sauersto�
Parameter Einheit Wert Beschreibung
k∗H [mol m−3 Pa−1] 0,132 Henry-Konstante
bei 25◦C und 1 atm
∆ H/R [K] 1700 Enthalpieparameter
Tref [K] 298,15 Referenztemperatur
T [K] 303,15 Temperatur im Fermenter
C.14
Anhang
TabelleC.4:Allgem
eine
Ein�ussgröÿen
aufdenk La
Ein�ussgröÿe
Viskostität
steigt
Salzkonzentration
steigt
(z.B.
durch
pH-Regelung)
Leistungseintragsteigt
Gaseintragsteigt
kLa-Verhalten
wirdkleiner
steigt
steigt
steigt
Bem
erkung
geringereUmströmungs-
geschw
indigkeitderBla-
sen
geringeres
Koaleszenzverhalten�>
kleinereBlasen�>gröÿe-
reSto�austausch�ächen
bessere
Dispergierung
derBlasen
mehrSauersto�im
Sys-
tem
stehtzurVerfügung
schlechtere
Löslichkeit
vonO
2in
Wasser,kom-
pensiert
durch
Koales-
zenze�ekt
(überwiegt
deutlich)
C.15
Anhang
Tabelle C.5: Vergleich von Membranbegasung und direkter Begasung
Membranbegasung direkte Begasung
blasenfrei Gas wird direkt in Reaktor eingeblasen
Gaseintrag über gasdurchlässige
Silikonschläuche/
keramische Hohlfasermodule/
Module aus Edelstahl zur Fermentation geeignet
viele Module im Reaktor nötig
�> Reinigungs-/Strömungsprobleme für unemp�ndliche MO
geringe Leistungsfähigkeit zusätzlich Homogenisierung des Mediums
OTR sinkt mit zunehmender
Membranlänge statische/dynamsiche Begaser
transmembrane Druckdi�erenz
∆ ptrans1 < pkrit2,
sonst ablösen der Blasen
1 transmembrane Druckdi�erenz, 2 kritischer Druck
C.16
Anhang
TabelleC.6:Eintragseinrichtungen
füreine
direkteBegasung
statischeBegaser
Sinterplatte
Lochplatte
Einsteckrohr
Begasungsring
(Disperieren
durch
Lö-
cher,Poren;Einsatz
imReaktor
mitmechanisch
bewegtenEinbauten)
Labor-undTechnikum
s-maÿstab
häu�g
inBlasensäulen-
kaskaden
zur
Redispo-
nierung
kleiner
erzielbarer
Gasgehalt
Rohr
mit
Borungen
(evtl.Keram
ik)
Starke
Verstopfungsnei-
gung
Blasendurchmesser:
1-5mm
kleine
Austausch�äche
Gröÿe
derprimärblasen
abhängigvonDurchmes-
ser/Abstand
der
Boh-
rungen
fürReaktoren
mit
gein-
gem
Sauersto�verbrauch
Lochdurchmesser
,so
dass
Blasensich
frühzei-
tigablösen
Auftriebskraft
>Haft-
kraft
Lochabstand
so,
dass
Blasen
nichtam
Bega-
sungsorgan
koaleszieren
Lochabstand
>d B
lase
C.17
Anhang
Tabelle C.7: Parameter zur Berechnung der Begasung über das Zweiphasensystem (Sojaöl/Wasser)
Parameter Wert
VArbeit [L] 25700
TReaktor [◦C] 30
pÜberdruck [bar] 0,10
OTR [g L−1 h−1] 7,00
ρÖla [kg m−3] 985
η(representativ)b [Pa· s] 0,07
MO2 [g mol−1] 16
Sauersto�anteil (Luft) [%] 20
a Dichte von Öl als Dichte von BEHP angenommen,b representative Viskosität als Viskösität von BEHP angenommen,
siehe Anhang C.1
Tabelle C.8: Annahmen bei der Berechnung
Annahme Ein�uss
ober�ächenaktive Substanzen Hemmung der Koaleszens (kleinere Blasen)
Dispergieren der Blasen durch den Rührer gröÿere Sto�austausch�äche
Zwei�lmtheorie für Sto�transport Sto�transport ausschlieÿlich durch Di�u-
sion, Gleichgewicht von Gas-und Flüssig-
phase, Sto�transportkoe�zient ausschlieÿ-
lich durch Flüssigphase bestimmt
konstante, homogene Durchmischung ideal durchmischte Gasphase
einheitliche Blasen (Kugelform) Sauterdurchmesser zur Vereinheitlichung
nicht-koaleszierendes System spezi�sche Leistungseintrag (Rüher) hat ho-
hen Ein�uss auf Sto�übegangskoe�zien-
ten, Ein�uss der Gasleerrohrgeschwindigkeit
nimmt ab
organische Phase keinen Ein�uss auf Henry-Konstante
BEHP als Lösungsmittel ähnliches Verhalten wie Sojaöl
C.18
Anhang
TabelleC.9:Vergleich
vonParam
eternausVersuch
undtheor.Modell
Versuchsdaten
Luftbegasung
P/V
[kW
m−
3]
12Scheibenrührer
1%CMC-Lsg.a
VArbeit[L]
10d r/D=0,33
Modell1(O
2)
Modell1(Luft)
Beg.-Ring2
Beg.-Rohr2
rot.Rad.-Fritte2
rot.Rad.-Fritte2
stat.Ax.-Fritte2
u G[m
s−1]
5,98·10−
53,61·10−
29,00·10−
49,00·10−
49,00·10−
44,70·10−
34,70·10−
3
kLa[s−
1]
2,00·10−
48,33·10−
31,25·10−
39,00·10−
43,20·10−
37,10·10−
32,10·10−
3
aCarboxym
ethylcellulose-Lösung
1nach
derModellgleichung
25berechneteWerte
fürreinen
Sauersto�bzw.Luft,
2ausdem
Versuch
vonSchm
itt[63]
C.19
Anhang
C.3 Erforderliche Dampfmenge zur Fermentersterilisation
Zur Abschätzung der für eine Sterilisation benötigten Dampfmenge wird eine Massen- und
Wärmebilanz um einen Fermenter aufgestellt. Während der Sterilisationshaltezeit wird le-
diglich die Masse an auskondensiertem Dampf durch frischen ersetzt. Somit gilt:
mDampf,zu = mKondensat,ab (83)
Die Wand des unteren Fermenterteils (mit Kühlmantel) wird von auÿen auf 100◦C vorgeheitzt.
Es gilt:
Q = 0 = mDampf,heiz ·∆h(121◦C)− cp,Stahl · (mStahl,oben · (100◦C − 25◦C)) (84)
Für die eigentliche Haltezeit von 30 min gilt für den Wärmeverlust über den oberen Teil des
Fermenters (Fläche: Aoben):
dQ
dt= 0 = −k · Aoben · (121◦C − 25◦C) + mDampf,zu ·∆h(121◦C) (85)
Für den zu Beginn des Dampfeinlasses in den Fermenter nicht beheizten oberen Teil und
die Resterhitzung des unteren beheitzten Teils durch den Dampf von innen, gilt folgende
Beziehung:
Q = 0 = mDampf,zu ·∆h(121◦C) (86)
− cp,Stahl · (mStahl,unten · (121◦C − 100◦C)
+ mStahl,oben · (121◦C − 25◦C))
Zusätzlich muss die Menge an Dampf, um den Fermenter einmal zu füllen miteinbezogen
werden. Um in Zuleitungen auskondensierenden Dampf nicht zu vernachlässigen, wird ein
Sicherheitszuschlag von 35% verwendet. In Tabelle C.10 sind die notwendigen Daten und die
berechneten Dampfmengen aufgelistet.
C.20
Anhang
Tabelle C.10: Dampfmengen
cp,Stahl [kJ kg−1 K−1] 0,46
∆h (121◦C) [kJ kg−1] 2202,40
k [kW m−2 K−1] 0,02
Sicherheitszuschlag 0,35
mStahl,oben 306,26
mStahl,unten 680,22
Aoben [m2] 19,52
mHeiz [kg] 6,14
mFüll [kg] 38,86
mSter [kg] 35,73
mges,innen [kg] 108,98
mauÿen [kg] 18,41
mgesamt [kg] 127,39
C.4 Kontinuierliche Sterilisation
Tabelle C.11: Zusammensetzung des Fermentationsmediums zur Sterilisation pro Liter Wasser
Sto� Konzentration [g L−1]
(NH4)2HPO4 4,0
KH2PO4 13,3
NH4OH (25% Lsg.) 5,0
Zitronensäure 1,7
C.21
Anhang
Tabelle
C.12:Vergleich
derSterilisationsverfahren
Kontin
uierlich
Batch
Pro
Pro
SchonendeSterilisation
Einfache
Prozessführung
Sehrsteile
Tem
peratur-Z
eit-Pro�le
(auf150
◦Cin
1-2min)
[21][63]
Energiesparende
Betriebsw
eisedurch
Verw
endungvon
internenWärm
etauschern(Sekundärw
ärmenutzung)
[63]
Contra
Contra
Equipm
entmuss
gesondertsterilisiert
werden
Lange
Aufheizzeiten
bei
groÿemReaktorvolum
en(schlecht
fürhitzeinstabile
Kom
ponenten)
[7]
Undichte
Wärm
etauscherführen
zurKontam
inationS/V
fürEnergieeintrag
wird
kleiner
SeparaterAnlagenzw
eigerforderlich
C.22
Anhang
Tabelle C.13: Parameter der Abtötungskinetik und Sterilisationszeit
Ein�ussgröÿe Wert Beschreibung
TS [◦C] 150 Sterilisationstemperatur
tAb [min] 0,13 Abtötungszeit
tAb [s] 7,61 Abtötungszeit
N0 [Zellen L−1] 103 Zellzahl, Anfang
N [Zellen L−1] 10−6 Zellzahl, Ende
kD (T) [h−1] 188,99 Inakt.-Konstante
ED [J mol−1] 2,80 · 106 Inakt.-Energie [63]
A = k0 [h−1] 3,60 · 1038 Arrheniusfaktor [63]
R [J mol−1 K−1] 8,314 allg. Gaskonstante
SL [-] 20,72 Sterilisationsgrad
Tabelle C.14: Werte für die Sterilisation des Mediums
Gröÿe Wert
V gesamta [m3 h−1] 2,42
N0 [Zellen L−1] 103
N [Zellen L−1] 10−6
TS [◦C] 150
tAb [s] 7,6
LHaltestrecke [m] 10,43
AWT1 [m2] 5,29
m Dampf (170◦C) [kg h−1] 232,55
AWT2 [m2] 4,69
AWT3 [m2] 5,62
V Kühlwasser (25◦C) [m3 h−1] 4,58
dRohr [m] 0,025
a gesamter Volumenstrom des Mediums
C.23
Anhang
Tabelle C.15: Werte für die Sterilisation des Zellabwassers
Gröÿe Wert
V gesamtb[m3 h−1] 1,32
N0 [Zellen L−1] 1,28 · 1017
N [Zellen L−1] 10−4
TSterilisation [◦C] 150
tAbtötung [s] 17,8
LHaltestrecke [m] 13,26
AWT1 [m2] 3,17
m Dampf (170◦C) [kg h−1] 153,53
AWT2 [m2] 2,81
AWT3 [m2] 3,37
V Kühlwasser (25◦C) [m3 h−1] 3,39
dRohr [m] 0,025
b Volumenstrom mit Zellabwasser aus der Zentrifuge
C.5 Reaktorkühlung
C.5.1 Allgemein
Allgemeine Wärmebildungsfunktion:
Q = a · eµ·t + c (87)
Die der folgenden Rechnug zugrundeliegenden Daten stammen aus Kapitel 5.2.2.
C.5.2 Batch
In der Batch Phase wird angenommen, dass sich aus der Lagphase von 30 min und einer
spezi�schen Wachstumsrate von µBatch* = 0, 45 h−1 eine mittlere spezi�sche Wachstumsrate
von µBatch = 0, 415 h−1 ergibt.
Randbedingungen:
C.24
Anhang
Q(t=0) = 0kJ L−1 (88)
Q(t=7,2) = 155, 275kJ L−1 (89)
Aus (88) folgt:
c = −a (90)
und damit folgt aus (89):
Q = a · (eµ·t − 1) ⇒ a =155, 275
e0,415h−1·7,2h − 1= 8, 24kJ L−1 (91)
Durch Ableiten ergibt sich:
Q = 0, 415h−1 · 8, 24kJ L−1 · e0,415·h−1·t (92)
C.5.3 Fed-Batch
Im Fed-Batch gilt µBatch = 0, 3h−1
Im Folgenden wird die Substitution s = t + 7, 2h verwendet.
Die Randbedingungen lauten:
Q(s=0) = 155, 275kJ L−1 (93)
Q(s=3,7) = 369, 7kJ L−1 (94)
Aus (93) folgt:
c = −a + 155, 275kJ L−1 (95)
und damit folgt aus (89):
Q− 155, 275kJ L−1 = a · (eµ·s − 1) ⇒ a =369, 7− 155, 275
e0,3h−1·3,7h − 1= 105, 6kJ L−1 (96)
Durch Ableiten ergibt sich:
Q = 0, 3h−1 · 105, 6kJ L−1 · e0,3·h−1·s (97)
C.25
Anhang
mit der Rücksubstitution: t = s− 7, 2h ergibt sich:
Q = 0, 3h−1 · 105, 6kJ L−1 · e0,3·h−1·(t−7,2h) (98)
Abbildung C.1: Wärmeproduktion eines Reaktors während der Batch- und Fed-Batch-Phase
C.26
Anhang
Abbildung C.2: Verlauf der Wärmeproduktion eines einzelnen Reaktors
Abbildung C.3: Kühlwasserbedarf eines einzelnen Reaktors
C.27
Anhang
Abbildung C.4: Austrittstemperaturverlauf des Kühlwassers
Abbildung C.5: Gesamtwärmeentwicklung der fünf Reaktoren
C.28
Anhang
Abbildung C.6: Gesamtkühlwasserbedarf der fünf Reaktoren
C.29
Anhang
D Downstream-Processing
D.1 Emulsionstrennung
D.1.1 Berechnung der minimal abtrennbaren Tropfengröÿe
Tabelle D.1: Zentrifugenabmessungen, Modell Cryofuge 8500i Low Speed Floor Model Centrifuge, Fa.
Heraeus, Verkauf über Fa. Kendro
Aufbau 6 Becher mit jeweils 1000 ml
Becherabmessungen (ø×l) 10 cm × 19 cm
Füllhöhe eines Bechers [cm] 12,7
Radius ra bis Becherboden [cm] 29,9
Radius ri bis Flüssigkeitsober�äche [cm] 17,2
Beschleunigung [g-Vielfache] 8400a
Maximale Drehzahl [U· min−1] 5050
Dauer der Zentrifugation [min] 30
a 8400 g entspricht bei den gegebenen Abmessungen 5013 U min−1
xT,min =
√18 · ηc · ln( ra
ri)
(ρTropfen − ρc) · tz · ω2(99)
ηc= Viskosität der kontinuierlichen Phase; ra = Auÿenradius der Sedimentationsstrecke;
ri = Innenradius der Sedimentationsstrecke; ρTropfen = Dichte der abzutrennenden Trop-
fen; ρc = Dichte der kontinuierlichen Phase; tz= Dauer der Zentrifugation; ω = 2 · π · nrot =Winkelgeschwindigkeit; nrot= Drehzahl.
In Tabelle D.2 sind die den Berechnungen zugrunde gelegten Sto�daten für eine Temperatur
von 30◦C angegeben. Die Dichte der organischen Phase resultiert aus der entsprechenden Zu-
sammensetzung nach der Fermentation und wurde mit Hilfe des Programms ASPEN PlusTM
ermittelt.
Tabelle D.2: Bei der Berechnungen zur Emulsionstrennung verwendete Sto�daten
Sto� Dichte [kg m3] Viskosität [mPa s]
Wässrige Phase 995 1
Organische Phase 960 70
D.30
Anhang
In der Öl-in-Wasser-Emulsion bezieht sich xT,min und ρTropfen auf die Öltropfen, ηc und ρc
auf Wasser. Der Dichteunterschied ist negativ, die vom Radius r abhängige Sedimentations-
geschwindigkeit
vs(r) =(ρTropfen − ρc) · x2 · ω2 · r
18 · η(100)
ebenfalls, d.h. die Tropfen wandern Richtung Rotationszentrum. Überschreitet die Ölphase
durch zunehmende Separation einen bestimmten Volumenanteil, erfolgt eine Phaseninversion
und es liegt eine Wasser-in-Öl-Emulsion vor (Abbildung D.2).
Abbildung D.1: Schematische Darstellung der Phasenzustände in einer Zentrifuge
xT,min und ρTropfen beziehen sich nun auf die Wassertropfen, ηc und ρc auf das Öl. vs(r) wird
positiv, entspricht also einer Bewegung nach auÿen. In beiden Bereichen wird also durch
Gleichung 99 der gleiche E�ekt beschrieben: Öl wird nach innen, Wasser nach auÿen bewegt.
Gleiches gilt für Gleichung 101, die lediglich eine auf Tellerseparatoren abgestimmte Variante
von Gleichung 99 darstellt. Die Viskosität der kontinuierlichen Phase muss in die Bereiche
vor und nach der Inversion unterschieden werden. Als Vereinfachung wird hier ausschlieÿlich
die Viskosität der Öl-Phase eingesetzt. Diese hemmt die Geschwindigkeit der Wassertropfen
in der Öl-Phase eher als umgekehrt. Diese Vereinfachung stellt einen Worst-Case dar, im
Zweifel ist der Trennvorgang daher sogar besser als erwartet.
Im Folgenden wird die minimal abtrennbare Tropfengröÿe für einen Tellerseparator berechnet
[58].
D.31
Anhang
Abbildung D.2: Schema zum Absetzvorgang im Spalt zwischen zwei Tellern eines Tellerseparators [58]
smax = kψkS(ρTropfen − ρc)x
2T,minω
2
27ηc· nThTπ
VEmulsion cos(αT )· (r3
a − r3i ) (101)
Wobei smax= maximale Sedimentationsstrecke; kψ= Formkorrekturfaktor; kS= Schwarmbe-
hinderungsfaktor; nT= Anzahl der Teller; hT= Abstand der Teller zueinander; VEmulsion=
Volumenstrom der eintretenden Emulsion; αT=Tellerneigung.
Die Annahme einer maximalen Sedimentationsstrecke stellt ebenfalls einen Worst-Case dar.
Tatsächlich kann der Tellerseparator auch kleinere Tropfen abtrennen, wenn diese nicht die
maximale Sedimentationsstrecken durchlaufen müssen. Durch die Vereinfachungen kψ= 1 da
Tropfen sphärisch sind, kS= 1 da Tropfen sich nicht wie Festkörper sterisch behindern undhT/smax= sin(αT ) lässt sich Gleichung (101) umstellen zu:
xT,min =
√sin(αT )−1VEmulsion cos(αT )27ηc(ρTropfen − ρc)ω2nTπ(r3
a − r3i )
(102)
Die erforderliche Energie, um den zu trennenden Emulsionsvolumenstrom auf Umfangsge-
schwindigkeit zu beschleunigen, bestimmt die Leistungsaufnahme eines kontinuierlichen Tel-
lerseparators, welche sich mit Gleichung 103 beschreiben lässt [58]. Der Wirkungsgrad ηE
kann mit 0,5 angenommen werden [57].
P =VEmulsion
2ηE
(ρTropfen + ρc
2
)(ωra)
2 (103)
D.32
Anhang
Abbildung D.3: Tropfengröÿenverteilung einer Emulsion aus 40 Vol.-% mittelkettigen Triglygeriden in
wässriger Phase aus einer 2.5%-igen Hydroxypropylmethylcellulose Lösung. [8]
Abbildung D.4: Volumenanteil der unterschiedlichen Tropfengröÿen einer Emulsion (40 Vol.-% mittelkettige
Triglygeride in wässriger Phase aus einer 2.5%-igen Hydroxypropylmethylcellulose Lösung) am Gesamtvolu-
men der organischen Phase. Die Tropfengröÿen sind linear skaliert, so dass 19 Vol.-% der Tropfen kleiner als
5,88 µm sind (Markierung).
D.33
Anhang
Tabelle D.3: Technische Spezi�kationen des zu verwendenden Tellerseparators
Typ 3-Phasen-Düsentrommel-Tellerseparator
Zellenaustragsvorrichtung Kontinuierlicher Austrag über Düsen
bei laufender Trommel
Zulauf hydrohermetisch
keine Zerkleinerung der Zellen im Einlauf
Leistungsaufnahme Betrieb [kW] 63
Betriebstemperatur [◦C] 30
Betriebsdruck [bar] 1
Rotorgeschwindigkeit [min−1] 4987
Tellertyp Teller mit Steigkanälen und Regulierscheiben
Tellerneigung [◦] 60
Tellerinnenradius [cm] 5,8
Tellerauÿenradius [cm] 39,9
Tellerzahl [Stück] 416
Abscheideleistung [µm] 1,43
Durchsatzrate [m3 h−1] 5,363
Max. Feststo�gehalt [Vol.-%] Bis zu 40
Schleuderzi�er [g-Vielfache] 11093
Spezielle Anforderungen BEHP-beständig, reinigbar
D.34
Anhang
D.2 Auftrennung der organischen Phase
Tabelle D.7: Verteilersytem des Kolonnensystems
Apparatebezeichnung RK001 RK002 RK003
Kolonnenfreiraum
Kopf [m] 0,5 0,5 0,5
Feed [m] 1 1 1
Sumpf [m] 0,5 0,5 0,5
Flüssigkeitsverteiler
über Feed bei [m] 10,64 8,22 8,07
unter Feed bei [m] 5,28 3,38 5,72
Flüssigkeitssammler
über Feed bei [m] 6,28 3,13 5,47
unter Feed bei [m] 0,5 0,5 0,5
Tabelle D.8: Wanddicken des Kolonnensystems
Apparatebezeichnung RK001 RK002 RK003
Blechdicke der strukturierten Packung [mm] 0,3 0,3 0,3
Mantelwanddicke der Kolonne
über Feed [mm] 3 3 3
unter Feed [mm] 4,5 3 3
Klöpperbodenwanddicke der Kolonne
über Feed [mm] 2 2 2
unter Feed [mm] 3 2 2
Masse für Kolonnenmantel [kg] 814,62 90,24 120,16
Masse für strukturierte Einbauten [kg] 662,99 12,93 40,23
Gesamtmasse [kg] 1477,61 103,17 160,39
D.35
Anhang
Tabelle
D.4:Allgem
eineSp
ezi�kationendes
Kolonnensystem
s
Apparateb
ezeichnungRK001
RK002
RK003
Werksto�
Kolonne
1.44351.4435
1.4435
strukturiertePackung
1.44351.4435
1.4435
Packungstyp
Sulzer250
XSulzer
2Y
Sulzer350
Y
HETP
[m]
0,50,43
0,29
Theoretische
Trennstufen
[-]18
1523
D.36
Anhang
TabelleD.5:Betriebsparam
eter
desKolonnensystems
Apparatebezeichnung
RK001
RK002
RK003
Tem
peratur
Kopf
[◦C]
52,3
60,5
125,7
Feedstufe
[◦C]
93,9
101,8
127,7
Sumpf
[◦C]
243,0
129,7
148,5
Kolonnendruck
Kopf
[mbar]
13100
100
Sumpf
[mbar]
25,91
103,5
112,5
Druckverlust
[mbar]
12,91
3,5
12,5
Rück�ussrate
Kopf
[molRückmol
−1Destillat]
0,08
0,89
0,71
Sumpf
[molRückmol
−1Ra�
nat]
2,54
0,58
14,61
Massenm
assenstrom
Destillat
[kgh−
1]
161,4
23,1
125,0
Feed
[kgh−
1]
2456,6
161,4
138,3
Ra�
nat
[kgh−
1]
2295,3
138,3
13,3
D.37
Anhang
Tabelle
D.6:Geom
etrischeDaten
desKolonnensystem
s
Apparateb
ezeichnungRK001
RK002
RK003
Feedzulaufüber
10.Stufe
über
10.Stufe
über
6.Stufe
[m]
5,64
6,34
Volum
en
Gesam
t[m
3]8,355
1,6111,745
Packung
über
Feed
[m3]
0,268-
-
Packung
unterFeed
[m3]
6,638-
-
Höhe
Gesam
t[m]
11,148,72
8,57
über
Feed
[m]
5,54-
-
unterFeed
[m]
5,6-
-
Durchm
esser
über
Feed
[m]
0,280,175
0,24
unterFeed
[m]
1,330,175
0,24
H/D-Verhältnis
[mm
−1]
13,449,8
35,8
D.38
Anhang
D.2.1 Validierung und Auswahl des thermodynamischen Modells
Abbildung D.5: McCabe Thiele Diagramm für Acetophenon, α-Phenylethanol und SO in Styrol nach
UNIFAC
D.39
Anhang
Abbildung D.6: McCabe Thiele Diagramm für Acetophenon, α-Phenylethanol und SO in Styrol nach
UNIQUAC
Abbildung D.7: McCabe Thiele Diagramm für Acetophenon, α-Phenylethanol und SO in Styrol nach
Wilson
D.40
Anhang
Abbildung D.8: McCabe Thiele Diagramm für SO und BEHP nach UNIFAC, UNQUAC und Wilson
Abbildung D.9: McCabe Thiele Diagramm für SO und EO nach UNIFAC, UNQUAC und Wilson
D.41
Anhang
Abbildung D.10: Leistungsaufnahme des Verdampfers der BEHP-Kolonne in Abhängigkeit vom Kolonnen-
druck
Abbildung D.11: Siedetemperatur im Verdampfer der BEHP-Kolonne in Abhängigkeit vom Kolonnendruck
D.42
Anhang
D.2.2 Optimale Bodenzahl
Abbildung D.12: Bestimmung der theoretischen Trennstufen der 1.Kolonne
D.43
Anhang
Tabelle
D.9:Trennstufenpro�l
der1.K
olonne
StufeTem
peratur
Druck
m�üssig
mDam
pf
V�üssig
vonVDam
pfzu
Styrol2-P
En-O
ktanBEHP
S-SO
[ ◦C]
[mbar]
[kgh−
1][kg
h−
1][m
3h−
1][m
3h−
1][Gew
.-%]
[Gew
.-%]
[Gew
.-%]
[Gew
.-%]
[Gew
.-%]
179
1313,27
174,290,014
33004,7
0,775,3
019,3
279,7
13,00513,22
174,640,014
32991,6
9,612,7
076,1
379,7
13,00913,21
174,60,014
32981,5
10,911,8
075,8
479,8
13,01413,21
174,590,014
32971,5
11,111,7
075,6
579,8
13,01913,2
174,580,014
32951,5
11,211,7
075,6
679,8
13,02413,2
174,580,014
32941,5
11,211,7
075,5
779,8
13,02813,19
174,580,014
32931,5
11,211,8
075,5
879,8
13,0336,48
174,570,007
32931,5
11,211,8
075,5
993,9
13,0382983,7
167,863,298
135511,5
11,211,8
075,5
10100,3
13,0793025,15
688,433,367
144301,6
10,412,2
075,8
11104,9
13,1253050,28
729,883,415
149560,2
26,70,8
072,2
12108,5
13,1733072,56
755,013,456
153850
48,90
051,1
13110,6
13,2233087,19
777,293,482
156360
70,60
029,3
14111,7
13,2753095,01
791,933,496
157410
85,60
014,4
15112,2
13,3283097,76
799,743,501
157620
93,50
06,5
16113,1
13,3813061,5
802,53,461
156920
97,20
02,8
17132,2
13,4333509,62
766,243,963
146640
98,80
0,11,2
18226
13,4998083,84
1214,359,743
447630
99,10
0,40,5
D.44
Anhang
TabelleD.10:Trennstufenpro�lder2.Kolonne
Stufe
Tem
peratur
Druck
m�üssig
mDam
pf
V�üssigvon
VDam
pfzu
Styrol
2-PE
n-Oktan
S-SO
[◦C]
[mbar]
[kgh−
1]
[kgh−
1]
[m3h−
1]
[m3h−
1]
[Gew
.-%]
[Gew
.-%]
[Gew
.-%]
[Gew
.-%]
162,4
100
19,28
43,65
0,027
106,4
11,4
088,4
0,2
267,5
100,181
16,49
42,38
0,022
102,8
19,8
076,9
3,3
381,1
100,345
14,39
39,59
0,017
99,8
20,9
057,9
21,2
494,2
100,496
13,96
37,49
0,016
99,2
11,7
030,4
57,8
599,1
100,644
13,93
37,06
0,015
99,1
5,4
0,1
16,7
77,9
6100,3
100,792
13,91
37,03
0,015
993,6
0,2
13,2
83,1
7100,7
100,94
13,86
37,01
0,015
98,8
3,2
0,5
12,4
83,9
8101,1
101,087
13,73
36,96
0,015
98,5
3,1
1,4
12,2
83,3
9101,8
101,233
205,14
36,83
0,227
180,9
33,4
12,1
81,4
10113
101,945
209,65
66,86
0,228
192,8
38,3
11,9
76,9
11121,5
102,849
214,31
71,38
0,231
203,1
2,3
8,5
5,1
84,1
12125,6
104,045
216,88
76,03
0,233
207,2
1,3
8,6
1,7
88,4
13127,4
105,445
218,05
78,61
0,234
207,4
0,6
8,6
0,5
90,3
14128,3
106,927
218,61
79,77
0,235
206,1
0,3
8,6
0,1
91
15128,9
108,427
218,85
80,33
0,235
204,2
0,1
8,7
091,1
D.45
Anhang
Tabelle
D.11:Trennstufenpro�l
der3.K
olonne
StufeTem
peratur
Druck
m�üssig
mDam
pf
V�üssig
vonVDam
pfzu
Styrol2-P
ES-SO
[ ◦C]
[mbar]
[kgh−
1][kg
h−
1][m
3h−
1][m
3h−
1][Gew
.-%]
[Gew
.-%]
[Gew
.-%]
1126,1
10088,93
214,370,095
587,90,1
0,999
2126,6
100,61788,6
213,930,095
5840
298
3127
101,22988,31
213,60,095
580,20
2,997
4127,4
101,83688,08
213,310,094
580,30
3,896,2
5127,7
102,443225,17
211,930,242
5700
4,595,5
6127,9
103,090225,22
211,890,242
566,80
5,194,9
7128,1
103,734225,27
211,940,242
563,70
5,194,9
8128,3
104,373225,31
211,990,242
560,60
5,194,9
9128,4
105,009225,33
212,030,242
557,60
5,194,9
10128,6
105,64225,32
212,050,242
554,60
5,294,8
11128,8
106,268225,26
212,050,242
551,50
5,394,7
12129,1
106,891225,07
211,980,242
548,30
5,494,6
13129,5
107,509224,66
211,80,241
544,80
5,894,2
14130,1
108,122223,84
211,390,241
540,70
6,693,4
15131
108,726222,35
210,560,240
535,50
892
16132,6
109,318219,99
209,080,238
528,90
10,889,2
17134,9
109,894216,87
206,720,235
5210
16,084
18137,8
110,451213,57
203,590,233
512,70
24,775,3
19141
110,988210,86
200,300,231
505,40
37,462,6
20143,7
111,51209,03
197,580,230
499,90
52,947,1
21145,8
112,021207,98
195,760,229
495,80
6832
22147,1
112,524207,41
194,70,229
492,80
80,119,9
23148
113,023207,12
194,140,229
490,30
88,411,6
D.46
Anhang
D.2.3 Wahl der Einbauten
Für Tabellen D.12-D.14 gilt zusätzlich: Mit den Abmessungen der Kolonne und mit den für
die Packungen angegebenen Hohlraumvolumina (SulpakTM) und den Austausch�ächen pro
m3 Volumen erhält man die Gesamtaustausch�äche der strukturierten Packungen innerhalb
der Kolonne.
D.47
Anhang
Die
mittleren
Durchm
esser,von
welchen
dieMaterialkosten
unddie
Austausch�äche
grundlegendabhängen,
ergeben
sichaus
derMittelung
desDurchm
essersüber
diebeiden
unterschiedlichenBereiche
derKolonne:
Verstärkungsteil
bzw.Abtriebsteil.
Tabelle
D.12:Optim
ierungsdatender
1.Kolonne
Packungstyp
Materialverbrauch
Druckverlust
∅mittl a
Hb
Austausch�äche
H/
∅mittl
Packung
Klöpp
er+Mantel
[t][t]
[mbar]
[mm]
[m]
[m2]
[mm
−1]
64X
17682734
22,41723
40,131414
55,5
64Y
15632352
24,52777
30,021251
38,6
125X
10941509
18,34759
20,161430
26,6
125Y
10021349
19,89826
15,191310
18,4
170X
13731195
16,82787
15,051716
19,1
170Y
12021035
16,54874
10,371503
11,9
2X
6831027
15,37803
12,161749
15,1
2Y
567827
14,12890
7,981453
9,0
250X
663815
12,91829
9,141727
11,0
250Y
687825
15,24927
7,351790
7,9
350X
863730
12,33914
6,722221
7,4
350Y
813671
13,62989
5,302093
5,4
500X
1442812
15,451001
6,223605
6,2
500Y
1271689
16,451092
4,513178
4,1
750Y
1932684
18,851202
3,744894
3,1
a=mittlerer
Durchm
esserb
=Höhe
derKolonne
D.48
Anhang
TabelleD.13:Optimierungsdaten
der2.Kolonne
Packungstyp
Materialverbrauch
Druckverlust
Da
Hb
Austausch�äche
H/D
Packung
Klöpper
+Mantel
[t]
[t]
[mbar]
[mm]
[m]
[m2]
[mm
−1]
64X
26288
4,67
111
33,52
21302,4
64Y
26251
5,45
130
25,06
21193,3
125X
26194
7,53
150
16,80
34112,0
125Y
27170
4,6
175
12,66
3572,3
170X
30145
6,92
150
12,54
3883,6
170Y
28116
3,71
175
8,64
3549,4
2X
14117
6,9
150
10,17
3767,8
2Y
1390
3,5
175
6,72
3338,4
250X
18102
2,75
175
7,58
4643,3
250Y
1482
3,64
175
6,09
3734,8
350X
1875
2,64
175
5,60
4732,0
350Y
1968
1,95
200
4,45
4922,3
500X
2569
3,47
175
5,11
6129,2
500Y
2460
2,47
200
3,90
6119,5
750Y
2948
3,27
200
3,12
7415,6
a=Durchmesser
b=HöhederKolonne
D.49
Anhang
Tabelle
D.14:Optim
ierungsdatender
3.Kolonne
Packungstyp
Materialverbrauch
Druckverlust
Da
Hb
Austausch�äche
H/D
Packung
Klöpp
er+Mantel
[t][t]
[mbar]
[mm]
[m]
[m2]
[mm
−1]
64X
90656
38,28167
51,372
307,8
64Y
79534
39,92181
38,44863
212,1
125X
86433
19,07220
25,76113
117,1
125Y
64323
23,12220
19,20184
87,3
170X
68222
19,48220
13,17685
59,9
170Y
61209
28,63207
13,17676
63,5
2X
34223
36,12188
15,4788
82,3
2Y
28163
21,47212
10,0873
47,6
250X
33173
24,89195
11,59687
59,4
250Y
34157
17,91222
9,2490
41,6
350X
45146
15,1219
8,736115
40,0
350Y
40120
12,5239
6,572104
27,5
500X
72144
12,42243
7,77180
32,0
500Y
67122
16,64268
5,945168
22,2
750Y
98108
9,26297
4,784248
16,1
a=Durchm
esserb
=Höhe
derKolonne
D.50
Anhang
Abbildung D.13: Materialverbrauch bei der 1.Kolonne
Abbildung D.14: Druckverlust bei der 1.Kolonne
D.51
Anhang
Abbildung D.15: Materialverbrauch bei der 2.Kolonne
Abbildung D.16: Druckverlust bei der 2.Kolonne
D.52
Anhang
Abbildung D.17: Materialverbrauch bei der 3.Kolonne
Abbildung D.18: Druckverlust bei der 3.Kolonne
D.53
Anhang
Tabelle D.15: Stromtabelle des Kolonnensystems
Feed Kopf Sumpf
Apparatebez. RK001 RK002 RK003 RK002 RK003 RK001 RK003
Temperatur [◦C] 30,0 52,3 129,7 60,7 125,9 243,2 148,7
Druck [mbar] 13,03 103,94 109,91 100 100 14,29 113,51
ρ [kg m−3] 962 944 930 690 935 816 904
ηL [mPa s] 22,7 1 0,5 0,4 0,5 0,9 0,7
σ [mN m−1] 32,4 33,6 27,6 19,2 27,8 13,8 26,9
V [m3 h−1] 2,555 0,171 0,149 0,033 0,134 2,814 0,015
Enthalpie [kW] -1720,3 -56,2 -40,1 -11,2 -35,5 -1423,5 -4,7
m [kg h−1] 2456,6 161,4 138,3 23,1 125 2295,3 13,3
Styrol 2,7 2,7 0 2,6 0 0 0
2PE 15,6 15,5 15,5 0 2,5 0 13
n-Oktan 20,4 20,4 0 20,4 0 0 0
BEHP 2295,2 0 0 0 0 2295,2 0
SO 122,8 122,8 122,7 0 122,5 0 0,2
w [Gew.-%]
Styrol 0,1 1,6 0,0 11,4 0 0 0
2PE 0,6 9,6 11,2 0 2 0 98,3
n-Oktan 0,9 12,7 0 88,4 0 0 0
BEHP 93,4 0 0 0 0 100 0
SO 5 76,1 88,8 0,2 98 0 1,7
n [mol h−1] 7230,3 1353,2 1148,8 204,4 1040,1 5877,1 108,7
Styrol 25,5 25,5 0,3 25,3 0,3 0 0
2PE 127,3 127 127 0 20,2 0,4 106,8
n-Oktan 178,8 178,8 0 178,8 0 0 0
BEHP 5876,7 0 0 0 0 5876,7 0
SO 1021,8 1021,8 1021,5 0,4 1019,6 0 1,9
x [Mol.-%]
Styrol 0,4 1,9 0 12,4 0 0 0
2PE 1,8 9,4 11,1 0 2 0 98,2
n-Oktan 2,4 13,2 0 87,4 0 0 0
BEHP 81,3 0 0 0 0 100 0
SO 14,1 75,5 88,9 0,2 98 0 1,8
D.54
Anhang
E Apparateauslegung
E.1 Membranauslegung
Die Membran�äche wird nach Gleichung 104 [40] berechnet:
AMem =mF
AρRu∆ptmd
[1− wF
wR− bwF
∆ptmd· ln
(wF
wR− bwF
∆ptmd
1− bwF
∆ptmd
)](104)
Die Indices haben in dieser Gleichung folgende Bedeutungen :
• F - Feed
• R - Retentat
Die dabei benötigte Carman-Konzeny-Konstante (A) berechnet sich über die folgende Glei-
chung [40]:
A =ε3
η · (1− ε)2 · S2V · 2τtortδ
(105)
Die zur Berechnung der Membran�ächen getro�enen Annahmen sind im Folgenden aufgelis-
tet:
• δ = 0,21 mm
• τtort = 2,5
• ε = 0,4
• RU = 1
• Konstante b = -1
• da der Strom konstant gehalten werden soll, ist die minimale Druckdi�erenz zum Be-
treiben der Membranen 0,5 bar
• maximale transmembrane Druckdi�erenz = 2,5 bar; wird ein Druck über diesem Wert
erreicht, muss die Membran gereinigt und anschlieÿend sterilisiert werden
Die Berechnung der Membran�äche für die Glukosesterilisation gliedert sich wie folgt:
Vorgegeben ist ein Glukosestrom von 247 kg h−1. Die maximale Löslichkeit von Glukose in
Wasser liegt bei 470 g Lwässr−1. Es wird angenommen, dass dies einem Verhältnis von 82 Mas-
senanteilen Glukose auf 100 Massenanteilen Wasser entspricht [49]. Mithilfe dieser Werte kann
nachfolgend der Massenstrom an Wasser berechnet werden. Die Summe des Glukose- und
E.55
Anhang
Wassermassenstroms geteilt durch den Gesamtvolumenstrom, der über die maximale Kon-
zentration an Glukose errechnet werden kann, ergibt die Dichte der Lösung (1043 kg m−3).
Da jedoch eine Viskosität von η = 60 Pa s als zu groÿ für eine Filtration mittels Membran
angenommen wird, wird durch Zugabe von 20 Gew.-% Wasser die Viskosität auf 0,2 Pa s
gesenkt. Die entsprechende Dichte ergibt sich dabei zu ρ = 1038,7 kg m−3. Grundlage für die
Annahme eines Absinkens der Viskosität sind experimentelle Ergebnisse mit Glukosesirup,
welche am Lehrstuhl für �Mechanische Verfahrenstechnik� der Fakultät Bio- und Chemiein-
genieurwesen der Technischen Universität Dortmund durchgeführt wurden.
Die Massenanteile an Zellen (wF ) im Feed ergibt sich aus dem angenommenen Volumen einer
Zelle von 2 µm3, einer vorliegenden Verunreinigung an Zellen von 106 Zellen in 1 m3 Lösung
und der Dichte einer Zelle, die aufgrund eines Wasseranteils von 80 Gew.-% mit 1,1 kg m−3
veranschlagt wird.
Die Massenanteile an Zellen im Rententat (wR) werden dabei wegen der Anforderung einer
sterilen Lösung auf 1 gesetzt.
Analog wurde bei der Auslegung der Membran�äche für die Abwasserbehandlung hinter der
Zentrifuge vorgegangen. Dabei wurde eine Zellverunreinigung von 2,75·10−4 kg h−1 berech-
net, die auf einer Annahme in Kapitel 7.1.3 beruht.
Die für die Auslegung benötigten Packungsdichten der Membranen wurden bei der Gluko-
semembran mit 400 m2 m−3 angenommen, wohingegen bei der Abwassermembran ein Wert
von 1000 m2 m−3 angesetzt wurde. Diese Annahme beruht darauf, dass die Viskosität der
Abwasserlösung um den Faktor 200 kleiner ist.
Die Ergebnisse der Membranauslegung sind in der Tabelle E.1 dargestellt.
Tabelle E.1: Berechnung der Membranen
Glukosemembran Abwassermembran
Glukosekonzentration [kg m−3] 390 -
Viskosität der Glukoselösung [Pa s] 0,2 0,001
Dichte Lösung [kg m−3] 1038,73 1000
Massenstrom [kg h−1] 657,86 1490
Volumenstrom [m3 h−1] 0,633 1,49
Packungsdichte [m2 m−3] 400 1000
Membran�äche [cm2] 665 48,89
E.56
Anhang
E.2 Sterilluftversorgung und Abluftbehandlung
Abbildung E.1: Gesamtzuluftbedarf der zusammengeschalteten Fermenter und Vorfermenter
E.3 Vakuumpumpen
Abbildung E.2: Auswahl des Vakuumpumpentyps nach Volumenstrom [55]
E.57
Anhang
Abbildung E.3: Auswahl des Vakuumpumpentyps nach Stärke des Vakuums [55]
E.58
Anhang
E.4 Pumpen
Abbildung E.4: Pumpenkennlinie der Fermenterauslaufpumpe
E.59
Anhang
E.5 Wärmetauscher
Tabelle E.2: Technische Spezi�kationen der Wärmeübertrager des Kolonnensystems
Leist- Betriebs- Betriebs- ND Länge Rohr-
ung [kW] temp. [◦C] druck [bar] [mm] [m] zahl
Verd. Kol. 1 261 241,5 46,77 400 2,54 106
Verd. Kol. 2 9,1 128,75 4,67 150 0,67 14
Verd. Kol. 3 24,3 149,38 7,82 200 0,98 26
Kond. Kol. 1 22,4 52,3 1 150 1,5 14
Kond. Kol. 2 4,2 60,49 1 150 0,21 14
Kond. Kol. 3 24,3 125,74 1 150 0,37 14
WT BEHP 337,1 241,5 300 1,93 66
WT Styr./Okt. 0,4 60,49 Luftkühlung
WT 2-PE 1,1 149,38 Luftkühlung
WT (S )-SO 8,31 125,74 Luftkühlung
Tabelle E.3: Auslegungsergebnisse der Halbrohr-Kühlschlange zur Fermenterkühlung
Unterer Bereich mit Boden Oberer Bereich
Durchmesser des Halbrohres [mm] 152,2 152,2
Wandstärke [mm] 2,5 2,5
Maximale Geschwindigkeit [ms−1] 2,42 2,42
Minimale Reynoldszahl 6838 (turbulent) 6838 (turbulent)
Rohrlänge [m] 167,6 130,5
Abstand der Halbrohre voneinander [mm] 20 20
Druckverlust [bar] 1,04 0,81
E.6 Werksto�auswahl
Die eingesetzten Werksto�e sollen sowohl rostfrei, hitze- als auch korrosionsbeständig sein.
Als Standardstahl für alle Rohrleitungen und Behälter kommt V2A-Stahl zum Einsatz (1.4301,
E.60
Anhang
X5CrNi18-8). Als Werksto� für Rohrleitungen und Apparate, die höheren Säuren- und Ba-
senkonzentrationen ausgesetzt sind, sowie Fermenter, Vorfermenter und Kolonnen dient V4A-
Stahl (1.4435, X2CrNiMo18-14-3). Dieser hochlegierte Chrom-Nickel-Stahl mit einem 3%igen
Molybdänanteil ist hochsäurebeständig und weist eine erhöhte chemische Beständigkeit auf.
Zum Einsatz kommt er üblicherweise in der chemischen Industrie sowie im Fermenterbau,
unter anderem aufgrund seiner Elektropolierbarkeit.
Tabelle E.4: Zusammensetzung 1.4301
Bestandteil Massenanteil
[%]
Kohlensto� ≤ 0,07
Silizium ≤ 1
Mangan ≤ 2
Phosphor 0,045
Schwefel ≤ 0,015
Sticksto� ≤ 0,11
Chrom 17,5 - 19,5
Nickel 8 - 10,5
Tabelle E.5: Zusammensetzung 1.4435
Bestandteil Massenanteil
[%]
Kohlensto� ≤ 0,03
Silizium ≤ 1
Mangan ≤ 2
Phosphor 0,045
Schwefel ≤ 0,015
Sticksto� ≤ 0,11
Chrom 17 - 19
Molybdän 2,5 - 3
Nickel 12,5 - 15
E.61
Anhang
F Verfahrens- und RI-Flieÿbild
F.1 Verfahrens�ieÿbild
F.62
Bio
kata
lytis
che
Pro
dukt
ion
von
enan
tiom
eren
rein
em (
S)-
Sty
rolo
xid
20.0
5.20
08T
echn
isch
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FR
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FR
03h
FR
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FR
03b
FR
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AS
Fee
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RK
001
RK
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RK
003
RW
03
RW
04
RW
05
RW
06
RW
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RW
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RB
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HP
Zur
org
anis
chen
Abf
allb
ehan
dlun
g
Zel
len
(S)-
Sty
rolo
xid
Abl
uft
Anhang
F.2 RI-Flieÿbild
F.64
Bio
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b) Redundantes F
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c) Redundantes V
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4
Anhang
G Apparatelisten
G.1 Gebläse und Filter Fermentationssystem
Tabelle G.1: Gebläse und Filter Fermentationssystem
FV01
Gerät Zuluftgebläse
Volumenstrom [m3 h−1] 4678
Max. Druckdi�erenz [bar] 0,942
Förderleistung [kW] 86,2
Wirkungsgrad [-] 0,6
Lüfterleistung [kW] 143,7
Bemerkung Drehzahlgeregelt
FF01
Gerät: Steril-Zuluft�lter
Druckverlust [mbar] 100
Filter�äche [m2] 4,02
Membranmaterial: PTFE-imprägniertes,
hydrophobes Mikrofaservlies
Trennleistung [µm] 0,01
Sterilitätsanforderung: 0,2 µm werden zu
99,99998% abgetrennt
Max. zulässiger Di�erenzdruck [mbar] 300
Sterilisationszyklus [h] 24
Lebensdauer des Filters [h] 2400
G.69
Anhang
Tabelle G.2: Gebläse und Filter Fermentationssystem
FF02
Gerät: Steril-Abluft�lter
Druckverlust [mbar] 100
Filter�äche [m2] 7,09
Membranmaterial: PTFE-imprägniertes,
hydrophobes Mikrofaservlies
Trennleistung [µm] 0,01
Sterilitätsanforderung: 0,2 µm werden zu
99,99998% abgetrennt
Max. zulässiger Di�erenzdruck [mbar] 300
Sterilisationszyklus - Sterilisation alle [h] 24
Lebensdauer des Filters [h] 2400
FF03
Gerät: Steril-Flüssigkeits�lter
Druckverlust [bar] 0,5
Filter�äche [cm2] 605
Material: Zirkoniumoxid
Trennleistung [µm] 0,2
Packungsdichte [m2 m−3] 400
Max. zulässiger Di�erenzdruck [bar] 2,5
FF04
Gerät: Steril-Flüssigkeits�lter
Druckverlust [bar] 0,5
Filter�äche [cm2] 52
Material: Zirkoniumoxid
Trennleistung [µm] 0,2
Packungsdichte [m2 m−3] 1000
Max. zulässiger Di�erenzdruck [bar] 2,5
G.70
Anhang
G.2
Behälterliste
TabelleG.3:Behälterliste
Bez.
Behälter
Anm.
VA
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nNorm
DL
Stahl
sAD-M
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[m3]
[m3]
[mm]
[mm]
[mm]
blatt
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FB02
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DIN
28022
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V2A
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FB03
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stehend
12,5
12,5
DIN
28021
2200
4000
V2A
3B1
FB04
Rück�ussStyrol/n-Oktan
stehend
0,5
0,63
DIN
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800
1600
V2A
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FB05
Vorlage
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12,5
12,5
DIN
28021
2200
4000
V2A
3B1
FB06
Vorlage
Ammonium
stehend
34
DIN
28022
1400
3200
V4A
3B1
FB07
Vorlage
US*
stehend
11
DIN
28022
1000
1800
V4A
3B1
FB08
Vorlage
Antischaum
stehend
11
DIN
28022
1000
1800
V2A
3B1
FB09
ZwischenbehälterDow
nstream
stehend
2525
DIN
28022
3000
4500
V2A
3B1
RB01
Kondensat
1stehend
0,18
0,25
DIN
28022
600
1100
V2A
3B6
RB02
Kondensat
2stehend
0,063
0,1
DIN
28022
508
700
V2A
3B6
RB03
Kondensat
3stehend
0,23
0,25
DIN
28022
600
1100
V2A
3B6
G.71
Anhang
G.3
Rührbehälterliste
Tabelle
G.4:Rührb
ehälterliste
Bez.
Behälter
VA
rbeit
Vnen
nNorm
DL
dP/V
Pnetto
Dreh
zahl
Stah
ls
(Rührer)
[m3]
[m3]
[mm]
[mm]
[mm]
[WL−
1][kW
][s −
1][mm]
FR01
Vorlage
Medium
(Prop
eller)12,5
12,5DIN
281362400
3875792
0,12
2,20V2A
3
FR02
Vorlage
Glukose
(Wendel)
44
DIN
281361800
25001764
6,2538
0,23V2A
3
FR03
Vorferm
enter(Scheib
enm.S. a)
0,1180,157
�369
1474122
10,18
6,67V4A
3
FR04
Fermenter
(Scheiben
m.S. a)
2635
�2230
8910730
2,5116
2,75V4A
3
FR05
ZBbvor
Zentrifuge
(Prop
eller)40
40DIN
281363600
56001188
0,16
1,69V2A
3
am.S.
=mitStrom
brechernbZB=Zwischenb
ehälter
G.72
Anhang
G.4
Pumpen
Fermentationssystem
TabelleG.5:Pum
pen
Fermentationssystem
1
FP01
FP02
FP03
FP04
FP05
FP06
Pum
pentyp
Kolbenpumpe
Kolbenpumpe
Kreiselpumpe
Kreiselpumpe
Zahnradpumpe
Kreiselpumpe
Leistung[W
]555
300
6000
3000
228
2000
Volum
enstrom
[m3h−
1]
2,52
0,63
6812,3
1,08
30
Di�erenzdruck
[bar]
58,6
22
4,2
2
Bem
erkung
BEHP-beständig
Sterilisierbar
Sterilisierbar
Wirkungsgrad
0,7
0,7
0,6
0,4
0,7
0,59
Drehzahl[U
min
−1]
2900
2900
1450
Laufraddurchm
esser[mm]
160
140
209
Typenbezeichnung
KWPK50-200
KWPK50-200
KWPO65-200
NPSH
v[m]
1212
NPSH
erf3%[m]
2,5
11
Material
Edelstahl-Guss
Edelstahl-Guss
Grauguss
Grauguss
Edelstahl-Guss
Grauguss
G.73
Anhang
Tabelle
G.6:Pum
pen
Ferm
entationssystem2
FP07
FP08
FP09
FP10
FP11
FP12
Pum
pentyp
Kreiselpum
pe
Kreiselpum
pe
Kreiselpum
pe
Kolb
enpumpe
Kolb
enpumpe
Kreiselpum
pe
Leistung
[W]
240032000
660300
3101500
Volum
enstrom[m
3h−
1]40
1305,36
1,491,32
2,55
Di�erenzdruck
[bar]2
2,51,5
55
2,3
Bem
erkungBEHP-beständig
BEHP-beständig
BEHP-beständig
selbstansaugendselbstansaugend
selbstansaugend
Wirkungsgrad
0,60,7
0,7
Drehzahl
[Umin
−1]
14502900
29002900
Laufraddurchm
esser[mm]
209261
124144
Typenb
ezeichnungKWPO50-200
Etaprim
e125-260
Etaprim
e32-120
Etaprim
e40-140
NPSH
v[m]
12,36
NPSH
erf3%[m]
16
11
Material
Grauguss
Edelstahl-G
ussEdelstahl-G
ussEdelstahl-G
ussEdelstahl-G
ussEdelstahl-G
uss
G.74
Anhang
TabelleG.7:Pum
pen
Fermentationssystem
3
FP13
FP14
FP15
FP16
(abise)
FP16
(fbish)
Pum
pentyp
Kreiselpumpe
Kreiselpumpe
Kreiselpumpe
Kreiselpumpe
Kolbenpumpe
Leistung[W
]527
143
527
23500
2220
Volum
enstrom
[m3h−
1]
2,5
1,2
2,555
407
Di�erenzdruck
[bar]
2,3
22,3
88
Bem
erkung
BEHP-beständig
BEHP-beständig
BEHP-beständig
RM-beständig
RM-beständig
selbstansaugend
selbstansaugend
Wirkungsgrad
0,3
0,3
0,3
0,7
Drehzahl[U
min
−1]
2900
Laufraddurchm
esser[mm]
261
Typenbezeichnung
Etaprime125-260
NPSH
v[m]
NPSH
erf3%[m]
4
Material
Grauguss
Grauguss
Grauguss
Edelstahl-Guss
Edelstahl-Guss
G.75
Anhang
G.5
Wärm
etausch
erFerm
entation
ssystem
Tabelle
G.8:Wärm
etauscherFerm
entationssystem
FW01
FW02
FW03
FW04
FW05
FW06
FH01
FH02
Typ
RB-VW
RB-EH
RB-K
RB-VW
RB-EH
RB-K
HS
HS
Leistung
[kW]
169197
5984,3
11839,5
Medium
seintrittstemperatur
rohrseitig[ ◦C
]150
8090
15080
100
Medium
saustrittstemperatur
rohrseitig[ ◦C
]90
15030
100150
30
Medium
seintrittstemperatur
mantelseitig
[ ◦C]
20170
2530
17025
Medium
saustrittstemperatur
mantelseitig
[ ◦C]
80170
3580
17035
p(Betriebsdruck)
[bar]4,8
7,91
4,87,9
1
Übergangskoe�
zient[W
m−
2K
−1]
600800
500600
800500
Erforderliche
Fläche
inkl.Sicherheit
[m2]
4,695,29
5,632,81
3,173,37
Betriebsm
ittelverbrauch[kg
h−
1]256,3
5046153,5
3391
ND[mm]
250250
250200
200200
2020
Länge
[m]
1,341,51
1,611,41
1,591,69
10,4313,26
RB:Rohrbündel,
VW:Vorw
ärmer,
EH:Erhitzer,
K:Kühler,
HS:
Haltestrecke
G.76
Anhang
G.6
Zentrifuge
Fermentationssystem
TabelleG.9:ZentrifugeFermentationssystem
FZ01
Typ:
3-Phasen-Düsentrom
mel-Tellerseparator
Leistungsaufnahme[kW]
60kW
Zellenaustragsvorrichtung:
VollkontinuierlicherAustrag
über
Düsen
beilaufenderTrommel
Zulauf:
hydrohermetisch,keineZerkleinerung
derZellenim
Einlauf
Betriebstem
peratur
[◦C]
30
Betriebsdruck
[bar]
1
Rotorgeschw
indigkeit[1min
−1]
4987
Tellertyp:
TellermitSteigkanälen
undRegulierscheiben
Tellerneigung
[◦]
60
Tellerzahl[Stk.]
416
MinimaleAbscheideleistung
[µm]
1,43
Durchsatzrate
[m3h−
1]
5,363
Max.Feststo�gehalt[Vol.-%]
40
AnteilwässrigePhase
imZellaustrag
[Vol.-%]
73
Schleuderzi�er
[g]
11093
Verlustan
organischerPhase
[Vol.-%]
0,25
Bem
erkung:
MaterialienBEHP-beständig,reinigbar
G.77
Anhang
G.7
Pumpen
Rekti�
kationssy
stem
Tabelle
G.10:Pum
pen
Rekti�kationssystem
Pumpe
Pum
pentyp
Bem
erkungLeistung
[W]
Di�erenzdruck
[bar]Volum
enstrom[m
3h−
1]Material
RP01
Kreiselpum
pe
Materialien,
34,80,09
8,98Edelstahl-G
uss
Dichtungen
BEHP-Beständig
RP02
Kreiselpum
pe
7,851,31
0,2Edelstahl-G
uss
RP03
Kolb
enpumpe
7,221,3
0,18Edelstahl-G
uss
RP04
Kolb
enpumpe
51,04
0,15Edelstahl-G
uss
RP05
Kreiselpum
pe
3,82,5
0,05Edelstahl-G
uss
RP06
Kolb
enpumpe
111,6
0,23Edelstahl-G
uss
RP07
Kreiselpum
pe
121,6
0,23Edelstahl-G
uss
RP08
Kreiselpum
pe
Materialien,
116,61,15
2,55Edelstahl-G
uss
Dichtungen
BEHP-Beständig
RP09
Kolb
enpumpe
6,17,7
0,026Edelstahl-G
uss
RP10
Kolb
enpumpe
2,24,81
0,014Edelstahl-G
uss
RP11
Kolb
enpumpe
81,8
0,139Edelstahl-G
uss
G.78
Anhang
G.7.1
Vakuumpumpen
Rekti�kationssystem
TabelleG.11:Vakuumpumpen
Rekti�kationssystem
RVP1
RVP2
RVP3
Typ
Drehschiebervakuum
pumpe
Hubkolbenvakuum
pumpe
Hubkolbenvakuum
pumpe
Leistung[W
]307
20,6
38,8
Di�erenzdruck
[bar]
0,987
0,9
0,9
Volum
enstrom
[m3h−
1]
69,1
1,6
3
Material
Edelstahl-Guss
Edelstahl-Guss
Edelstahl-Guss
G.79
Anhang
G.8
Wärm
etausch
erRekti�
kationssy
stem
Tabelle
G.12:Wärm
etauscherRekti�kationssystem
RW01
RW02
RW03
RW04
RW05
RW06
RW07
Typ
RB-KD
RB-VD
RS-K
DRB-VD
RS-K
DRB-VD
RB-K
Leistung
[kW]
22,5262,8
4,39,2
24,324,2
310,5
Medium
stemperatur
(Betriebstem
peratur)
[ ◦C]
52,3263
60,5149,7
125,74168,485
243
pWasser
(Betriebsdruck)
[bar]1
47,71
4,81
4,81
Betriebsm
ittelmenge
[kg/h]540
535,4103
15,9582
43,37427
Übergangskoe�
zient[W
m−
2K
−1]
800800
500800
500800
600
Erforderliche
Fläche
[m2]
1,4118,07
0,30,63
0,561,67
10,5
ND[mm]
150400
80150
120200
300
Länge
[m]
1,282,18
0,80,57
0,950,83
2
RW08
RW09
RW10
Typ
LK-K
LK-K
LK-K
Wärm
eleistung[kW
]0,34
0,765,78
Medium
seintrittstemperatur
(Betriebstem
peratur)
[ ◦C]
60,5149,38
125,74
Medium
saustrittstemperatur
[ ◦C]
3030
30
pMedium
(Betriebsdruck)
[bar]1
11
Übergangskoe�
zient[W
m−
2K
−1]
2020
20
Erforderliche
Fläche
[m2]
1,51,2
10,75
RB:Rohrbündel-W
ärmetauscher,
RS:
Rohrschlangen-W
ärmetauscher,
LK:Luftkühler-W
ärmetauscher,
VD:Verdam
pfer(Betriebsm
ittel:Dam
pf),KD:Kondensator
(Betriebsm
ittel:Kühlw
asser),K:Kühler
(Betriebsm
ittel:Kühlw
asser)
G.80
Anhang
G.9 Rohrleitungsauslegung
Im Folgenden sind die Rohrleitungslisten aufgeführt, mit der Rohrleitungsbezeichnung, Vo-
lumenstrom und Dichte des entsperechenden Mediums. Auÿerdem ist die RI-Flieÿbild Ab-
kürzung angegeben.
Tabelle G.13: Hauptrohrleitungen im Fermentationssystem
Rohrleitungsbezeichnung Volumenstrom Dichte Anmerkung Abkürzung
[m3 h−1] [kg m−3]
F002-20-2,5-V2A-31 2,42 1000 F002
F003-20-6-V2A-33 2,42 1000 F003
F004-20-6-V2A-33 2,42 1000 F004
F005-20-6-V2A-33 2,42 1000 isoliert F005
F006-20-6-V2A-33 2,42 1000 isoliert F006
F007-20-6-V2A-33 2,42 1000 isoliert F007
F008-20-2,5-V2A-31 2,42 1000 isoliert F008
F009-20-2,5-V2A-31 2,42 1000 isoliert F009
F010-50-2,5-V2A-31 1,16·101 1000 isoliert F010
F011-50-2,5-V2A-31 1,16·101 1000 isoliert F011
F011a-50-2,5-V2A-31 1,16·101 1000 isoliert F011a
F011b-50-2,5-V2A-31 1,16·101 1000 isoliert F011b
F011c-50-2,5-V2A-31 1,16·101 1000 isoliert F011c
F011d-50-2,5-V2A-31 1,16·101 1000 isoliert F011d
F011e-50-2,5-V2A-31 1,16·101 1000 isoliert F011e
F011f-20-2,5-V2A-32 7,80·10−1 1000 isoliert F011f
F011g-20-2,5-V2A-32 7,80·10−1 1000 isoliert F011g
F011h-20-2,5-V2A-32 7,80·10−1 1000 isoliert F011h
F012-20-10-V2A-34 1,09 1000 F012
F013-20-10-V2A-34 6,33·10−1 1089 F013
F014-20-10-V2A-34 6,33·10−1 1089 F014
F015-20-10-V2A-34 6,33·10−1 1089 isoliert F015
F016-20-6-V2A-32 1,08 1089 isoliert F016
G.81
Anhang
Tabelle G.13: Hauptrohrleitungen im Fermentationssystem
Rohrleitungsbezeichnung Volumenstrom Dichte Anmerkung Abkürzung
[m3 h−1] [kg m−3]
F017a-20-6-V2A-32 4,70·10−1 1089 isoliert F017a
F017b-20-6-V2A-32 4,70·10−1 1089 isoliert F017b
F017c-20-6-V2A-32 4,70·10−1 1089 isoliert F017c
F017d-20-6-V2A-32 4,70·10−1 1089 isoliert F017d
F017e-20-6-V2A-32 4,70·10−1 1089 isoliert F017e
F017f-4-6-V2A-32 2,90·10−2 1089 isoliert F017f
F017g-4-6-V2A-32 2,90·10−2 1089 isoliert F017g
F017h-4-6-V2A-32 2,90·10−2 1089 isoliert F017h
F018-10-2,5-V4A-71 1,60·10−1 910,00 isoliert F018
F019 -10-2,5-V4A-71 1,60·10−1 910,00 isoliert F019
F020a-4-2,5-V4A-71 7,43·10−2 910,00 isoliert F020a
F020b-4-2,5-V4A-71 7,43·10−2 910,00 isoliert F020b
F020c-4-2,5-V4A-71 7,43·10−2 910,00 isoliert F020c
F020d-4-2,5-V4A-71 7,43·10−2 910,00 isoliert F020d
F020e-4-2,5-V4A-71 7,43·10−2 910,00 isoliert F020e
F020f-1-2,5-V4A-71 3,71·10−4 910,00 isoliert F020f
F020g-1-2,5-V4A-71 3,71·10−4 910,00 isoliert F020g
F020h-1-2,5-V4A-71 3,71·10−4 910,00 isoliert F020h
F021-1-2,5-V4A-51 1,23·10−4 1000 F021
F022-1-2,5-V4A-51 1,23·10−4 1000 F022
F023a-1-2,5-V4A-51 1,23·10−4 1000 F023a
F023b-1-2,5-V4A-51 1,23·10−4 1000 F023b
F023c-1-2,5-V4A-51 1,23·10−4 1000 F023c
F023d-1-2,5-V4A-51 1,23 ·10−4 1000 F023d
F023e-1-2,5-V4A-51 1,23 ·10−4 1000 F023e
F023f-1-2,5-V4A-51 1,23 ·10−6 1000 F023f
F023g-1-2,5-V4A-51 1,23 ·10−6 1000 F023g
G.82
Anhang
Tabelle G.13: Hauptrohrleitungen im Fermentationssystem
Rohrleitungsbezeichnung Volumenstrom Dichte Anmerkung Abkürzung
[m3 h−1] [kg m−3]
F023h-1-2,5-V4A-51 1,23 ·10−6 1000 F023h
F024-1-2,5-V2A-31 1,23 ·10−4 1000 isoliert F024
F025-1-2,5-V2A-31 1,23 ·10−4 1000 isoliert F025
F025a-1-2,5-V2A-31 1,23 ·10−4 1000 isoliert F025a
F025b-1-2,5-V2A-31 1,23 ·10−4 1000 isoliert F025b
F025c-1-2,5-V2A-31 1,23 ·10−4 1000 isoliert F025c
F025d-1-2,5-V2A-31 1,23 ·10−4 1000 isoliert F025d
F025e-1-2,5-V2A-31 1,23 ·10−4 1000 isoliert F025e
F025f-1-2,5-V2A-31 1,23 ·10−6 1000 isoliert F025f
F025g-1-2,5-V2A-31 1,23 ·10−6 1000 isoliert F025g
F025h-1-2,5-V2A-31 1,23 ·10−6 1000 isoliert F025h
F026-20-2,5-V2A-61 2,25 996 F026
F027-20-2,5-V2A-61 2,25 996 F027
F028-20-2,5-V2A-61 2,25 996 F028
F029-4-2,5-V2A-61 2,30·10−2 996 F029
F030-4-2,5-V2A-61 2,82·10−2 810 F030
F031-4-2,5-V2A-61 4,18 ·10−4 996 F031
F032-10-2,5-V2A-61 1,33·10−1 996 F032
F033-4-2,5-V2A-61 5,95 ·10−4 700 F033
F034-100-2,5-V2A-61 6,80·101 996 F034
F035-100-2,5-V2A-61 6,80·101 996 F035
F036a-100-2,5-V2A-61 6,80·101 996 F036a
F036b-100-2,5-V2A-61 6,80·101 996 F036b
F036c-100-2,5-V2A-61 6,80·101 996 F036c
F036d-100-2,5-V2A-61 6,80·101 996 F036d
F036e-100-2,5-V2A-61 6,80·101 996 F036e
F037-200-1-V2A-80 4,22 ·103 1,25 F037
G.83
Anhang
Tabelle G.13: Hauptrohrleitungen im Fermentationssystem
Rohrleitungsbezeichnung Volumenstrom Dichte Anmerkung Abkürzung
[m3 h−1] [kg m−3]
F038-200-2,5-V2A-81 2,62 ·103 2,02 F038
F039-200-2,5-V2A-81 2,72 ·103 1,94 isoliert F039
F040a-100-2,5-V2A-81 5,43 ·102 1,94 isoliert F040a
F040b-100-2,5-V2A-81 5,43 ·102 1,94 isoliert F040b
F040c-100-2,5-V2A-81 5,43 ·102 1,94 isoliert F040c
F040d-100-2,5-V2A-81 5,43 ·102 1,94 isoliert F040d
F040e-100-2,5-V2A-81 5,43 ·102 1,94 isoliert F040e
F040f-25-2,5-V2A-81 7,50 1,94 isoliert F040f
F040g-25-2,5-V2A-81 7,50 1,94 isoliert F040g
F040h-25-2,5-V2A-81 7,50 1,94 isoliert F040h
F041a-100-2,5-V2A-81 7,41 ·102 1,42 F041a
F041b-100-2,5-V2A-81 7,41 ·102 1,42 F041b
F041c-100-2,5-V2A-81 7,41 ·102 1,42 F041c
F041d-100-2,5-V2A-81 7,41 ·102 1,42 F041d
F041e-100-2,5-V2A-81 7,41 ·102 1,42 F041e
F041f-20-2,5-V2A-81 1,02·101 1,42 F041f
F041g-20-2,5-V2A-81 1,02·101 1,42 F041g
F041h-20-2,5-V2A-81 1,02·101 1,42 F041h
F042-200-2,5-V2A-81 3,71 ·103 1,42 F042
F043-200-2,5-V2A-81 3,71 ·103 1,42 F043
F044-200-1-V2A-80 4,22 ·103 1,25 F044
F045f-4-2,5-V2A-31 1,25·10−2 1000 isoliert F045f
F045g-4-2,5-V2A-31 1,25·10−2 1000 isoliert F045g
F045h-4-2,5-V2A-31 1,25·10−2 1000 isoliert F045h
F046a-4-2,5-V2A-31 1,25·10−2 1000 isoliert F046a
F046b-4-2,5-V2A-31 1,25·10−2 1000 isoliert F046b
F046c-4-2,5-V2A-31 1,25·10−2 1000 isoliert F046c
G.84
Anhang
Tabelle G.13: Hauptrohrleitungen im Fermentationssystem
Rohrleitungsbezeichnung Volumenstrom Dichte Anmerkung Abkürzung
[m3 h−1] [kg m−3]
F046d-4-2,5-V2A-31 1,25·10−2 1000 isoliert F046d
F046e-4-2,5-V2A-31 1,25·10−2 1000 isoliert F046e
F047a-200-2,5-V2A-91 1,23 ·102 996 F047a
F047b-200-2,5-V2A-91 1,23 ·102 996 F047b
F047c-200-2,5-V2A-91 1,23 ·102 996 F047c
F047d-200-2,5-V2A-91 1,23 ·102 996 F047d
F047e-200-2,5-V2A-91 1,23 ·102 996 F047e
F047-200-2,5-V2A-91 1,23 ·102 996 F047
F048-200-2,5-V2A-91 1,23 ·102 996 F048
F049-50-2,5-V2A-91 5,13 996 F049
F050-50-2,5-V2A-91 5,13 996 F050
F051-20-2,5-V2A-61 2,56 996 F051
F052-20-6-V2A-63 2,56 996 F052
F053-20-2,5-V2A-61 1,61 1000 F053
F054-20-6-V2A-63 1,61 1000 F054
F055-20-2,5-V2A-61 1,61 1000 F055
F056-20-2,5-V2A-61 9,40·10−1 1100 F056
F057-20-6-V2A-63 9,40·10−1 1100 F057
F058-20-2,5-V2A-61 9,40·10−1 1100 F058
F059-20-2,5-V2A-61 9,40·10−1 1100 F059
F060-20-2,5-V2A-61 9,40·10−1 1100 F060
F061-20-2,5-V2A-61 9,40·10−1 1100 F061
F062-20-2,5-V2A-61 9,40·10−1 1100 F062
F087-20-2,5-V2A-61 9,40·10−1 1100 F087
F088-20-2,5-V2A-61 9,40·10−1 1100 F088
G.85
Anhang
Tabelle G.14: Betriebsrohrleitungen im Fermentationssystem
Rohrleitungsbezeichnung Volumenstrom Dichte Anmerkung Abkürzung
[m3 h−1] [kg m−3]
F063-50-10-V2A-24 6,02· 101 3,86 isoliert F063
F064-10-10-V2A-24 2,33· 10−1 1000 isoliert F064
F065-4-2,5-V2A-11 4,58·10−3 1000 F065
F066-4-2,5-V2A-11 4,58·10−3 1000 F066
F067-32-10-V2A-24 2,85· 101 3,86 isoliert F067
F068-8-10-V2A-24 1,10· 10−1 1000 isoliert F068
F069-32-2,5-V2A-11 2,43 1000 F069
F070-32-2,5-V2A-11 2,43 1000 F070
F071-100-2,5-V2A-11 9,00· 101 1000 F071
F072-100-2,5-V2A-11 3,00· 101 1000 F072
F073-100-2,5-V2A-11 9,00· 101 1000 F073
F074-100-2,5-V2A-11 3,00· 101 1000 F074
F075-200-2,5-V2A-11 1,20· 102 1000 F075
F076a-100-2,5-V2A-11 8,00· 101 1000 F076a
F076b-100-2,5-V2A-11 8,00· 101 1000 F076b
F076c-100-2,5-V2A-11 8,00· 101 1000 F076c
F076d-100-2,5-V2A-11 8,00· 101 1000 F076d
F076e-100-2,5-V2A-11 8,00· 101 1000 F076e
F077a-100-2,5-V2A-11 8,00· 101 1000 F077a
F077b-100-2,5-V2A-11 8,00· 101 1000 F077b
F077c-100-2,5-V2A-11 8,00· 101 1000 F077c
F077d-100-2,5-V2A-11 8,00· 101 1000 F077d
F077e-100-2,5-V2A-11 8,00· 101 1000 F077e
F078-100-2,5-V2A-11 1,20· 102 1000 F078
F079-10-2,5-V2A-11 4,33· 10−1 1000 F079
F080-10-2,5-V2A-11 4,33· 10−1 1000 F080
F081f-10-2,5-V2A-11 2,17· 10−1 1000 F081f
G.86
Anhang
Tabelle G.14: Betriebsrohrleitungen im Fermentationssystem
Rohrleitungsbezeichnung Volumenstrom Dichte Anmerkung Abkürzung
[m3 h−1] [kg m−3]
F081g-10-2,5-V2A-11 2,17· 10−1 1000 F081g
F081h-10-2,5-V2A-11 2,17· 10−1 1000 F081h
F082f-10-2,5-V2A-11 2,17· 10−1 1000 F082f
F082g-10-2,5-V2A-11 2,17· 10−1 1000 F082g
F082h-10-2,5-V2A-11 2,17· 10−1 1000 F082h
FO83-10-2,5-V2A-11 4,33· 10−1 1000 FO83
F084-200-2,5-V2A-11 1,20· 102 1000 F084
F085-50-2,5-V2A-21 8,93· 101 1,12 isoliert F085
F086-50-2,5-V2A-21 8,93· 101 1,12 isoliert F086
F089x-100-2,5-V2A-21 3,26· 102 1,12 isoliert F089x
F090x-100-2,5-V2A-21 3,65· 10−1 1000 isoliert F090x
F091x-100-2,5-V2A-71 4,00· 101 1000 isoliert F091x
F092x-100-2,5-V2A-71 4,00· 101 1000 isoliert F092x
F093x-100-2,5-V2A-71 4,00· 101 1000 isoliert F093x
G.87
Anhang
Tabelle G.15: Hauptrohrleitungen im Rekti�kationssystem
Rohrleitungsbezeichnung Volumenstrom Dichte Anmerkung Abkürzung
[m3 h−1] [kg m−3]
R001-32-1-V2A-60 2,55 961,64 R001
R002-200-1-V2A-60 3,29·103 0,05 isoliert R002
R003-10-1-V2A-60 2,52·10−1 690,64 R003
R004-10-1-V2A-60 2,52·10−1 690,64 R004
R006-4-2-V2A-61 2,52·10−1 690,64 R005
R006-4-1-V2A-60 1,87·10−2 690,64 R006
R007-10-1-V2A-60 2,34·10−1 690,64 R007
R008-50-1-V2A-60 9,91 815,82 isoliert R008
R009-50-1-V2A-60 9,91 815,82 isoliert R009
R010-32-1-V2A-60 2,81 815,82 isoliert R010
R011-50-1-V2A-60 7,10 815,82 isoliert R011
R012-200-1-V2A-60 4,48·104 0,13 isoliert R012
R013-10-1-V2A-60 2,34·10−1 690,64 R013
R014-80-1-V2A-60 1,08·102 0,41 isoliert R014
R015-6-1-V2A-60 6,30·10−2 690,66 isoliert R015
R016-6-1-V2A-60 6,30·10−2 690,66 isoliert R016
R017-6-1-V2A-60 6,30·10−2 690,66 isoliert R017
R018-4-1-V2A-60 2,96·10−2 690,66 isoliert R018
R019-4-1-V2A-60 3,34·10−2 690,66 isoliert R019
R020-10-1-V2A-60 2,34·10−1 931,20 isoliert R020
R021-10-1-V2A-60 2,34·10−1 931,20 isoliert R021
R022-10-1-V2A-60 1,48·10−1 931,20 isoliert R022
R023-6-1-V2A-60 8,59·10−2 931,20 isoliert R023
R024-80-1-V2A-60 2,02·102 0,40 isoliert R024
R025-80-1-V2A-60 5,92·102 0,36 isoliert R025
R026-10-1-V2A-60 2,29·10−1 934,78 isoliert R026
R027-10-1-V2A-60 2,29·10−1 934,78 isoliert R027
G.88
Anhang
Tabelle G.15: Hauptrohrleitungen im Rekti�kationssystem
Rohrleitungsbezeichnung Volumenstrom Dichte Anmerkung Abkürzung
[m3 h−1] [kg m−3]
R028-10-1-V2A-60 2,29·10−1 934,78 isoliert R028
R029-10-1-V2A-60 9,56·10−2 934,78 isoliert R029
R030-10-1-V2A-60 1,34·10−1 934,78 isoliert R030
R031-10-1-V2A-60 2,30·10−1 902,81 isoliert R031
R032-10-1-V2A-60 2,30·10−1 902,81 isoliert R032
R033-4-1-V2A-60 1,47·10−2 902,81 isoliert R033
R034-10-1-V2A-60 2,15·10−1 902,81 isoliert R034
R035-200-1-V2A-60 4,92·102 0,40 isoliert R035
R036-32-1-V2A-60 2,35 976,99 R036
R037-32-1-V2A-60 2,35 976,99 R037
R038-6-1-V2A-60 5,87·10−2 976,99 R038
R039-32-1-V2A-60 2,29 976,99 R039
R040-10-1-V2A-60 3,22·10−2 716,47 R040
R041-4-1-V2A-60 3,22·10−2 716,47 R041
R042-1-1-V2A-60 3,22·10−4 716,47 R042
R043-4-1-V2A-60 1,29·10−2 1013,91 R043
R044-4-1-V2A-60 1,31·10−2 1013,91 R044
R045-4-1-V2A-60 1,31·10−2 1013,91 R045
R046-32-1-V2A-60 7,83·10−2 902,46 R046
R047-6-1-V2A-60 1,23·10−1 1018,64 R047
R048-6-1-V2A-60 1,23·10−1 1018,64 R048
R049-32-1-V2A-80 6,91 ·101 0,06 R049
R050-10-1-V2A-80 3,10 1,25 R050
R051-6-1-V2A-80 1,60 0,23 R051
R052-4-1-V2A-80 3,00·10−1 1,25 R052
R053-6-1-V2A-80 3,00 0,58 R053
R054-4-1-V2A-80 1,39 1,25 R054
G.89
Anhang
Tabelle G.16: Betriebsrohrleitungen im Rekti�kationssystem
Rohrleitungsbezeichnung Volumenstrom Dichte Anmerkung Abkürzung
[m3 h−1] [kg m−3]
R055-20-1-V2A-10 5,38 · 10−1 1000 R055
R056-20-1-V2A-10 5,38 · 10−1 1000 R056
R057-10-1-V2A-10 1,03· 10−1 1000 R057
R058-10-1-V2A-10 1,03· 10−1 1000 R058
R059-10-1-V2A-10 5,82· 10−1 1000 R059
R060-20-1-V2A-10 5,82· 10−1 1000 R060
R061-50-1-V2A-14 2,60· 101 20,6 isoliert R061
R062-20-1-V2A-14 5,35· 10−1 1000 isoliert R062
R063-5-51-V2A-12 4,18 3,80 isoliert R063
R064-4-5-V2A-12 1,59· 10−2 1000 isoliert R064
R065-30-8-V2A-13 7,54 5,74 isoliert R065
R066-4-8-V2A-13 4,33· 10−2 1000 isoliert R066
G.90
Anhang
Tabelle G.17: Hilfssrohrleitungen im Rekti�kationssystem
Rohrleitungsbezeichnung Volumenstrom Dichte Anmerkung Abkürzung
[m3 h−1] [kg m−3]
RR067-32-1-V2A-60 2,55 962 R067
RR068-10-1-V2A-60 1,71· 10−1 944 R068
RR069-10-1-V2A-60 1,49· 10−1 930 R069
RR070-0-1-V2A-60 1,73· 10−1 931 R070
RR071-10-1-V2A-60 1,48· 10−1 931 R071
G.91
Anhang
H Fahrweisen des Gesamtprozesses
H.1 Anfahren
H.1.1 Fermentationssystem
Vor dem Anfahren ist die Anlage frei von Flüssigkeiten, sämtliche Apparate, Rohre, Ma-
schinen sowie Pu�er-, Lager- und Mischbehälter sind gereinigt. Alle Apparate, Maschinen,
Dichtungen, Ventile und Behälter wurden geprüft und deren korrekte Funktion sichergestellt.
1. Der erste Vorfermenter FR03y, der Zuluft�lter, der Abluft�lter sowie der Glukose�lter
und die Behälter FB01 und FB02 werden sterilisiert.
2. FR01, FR02 und FB07 werden gefüllt und durch Mischen und Zudosieren die entspre-
chenden Konzentrationen eingestellt. FB06 und FB08 werden ebenfalls gefüllt.
3. Die Mediumsterilisationsanlage wird in Betrieb genommen.
4. Der Inhalt aus FR01 wird kontinuierlich durch die Sterilisationsanlage in FB01 über-
führt. Zudem wird der Inhalt aus FR02 kontinuierlich durch den Steril�lter FF03 in
FB02 überführt.
5. Sobald genügend Volumen in FB01 und FB02 vorgelegt wurde, wird der Vorfermenter
FR03y mit den entsprechenden Volumina aus FB01, FB02, FB06, FB07 und FB08
beschickt und der Rührer eingeschaltet.
6. Die Zuluft wird eingeschaltet, das Kühlwassersystem wird in Betrieb genommen und der
Vorfermenter wird unter monoseptischen Bedingungen mit Inokulum aus dem Labor
beimpft. Die so gestartete Vorfermentation dauert 7,6 h.
7. Der Vorgang ab Punkt 5) wird für den Start von jedem der drei Vorfermenter um
4,8 h versetzt durchgeführt. Im Anschluss an einen Vorfermentationsdurchlauf wird der
jeweilige Vorfermenter gereinigt und sterilisiert.
8. 1,8 h vor Ende der entsprechenden Vorfermentation wird der Hauptfermenter FR03x
mit Heiÿdampf sterilisiert und im Anschluss mit dem Kühlsystem heruntergekühlt.
9. 1 h vor Ende der Vorfermentation wird der Hauptreaktor FR03x mit sterilem Nährme-
dium aus FB01, Glukoselösung aus FB02 sowie mit den entsprechenden Volumina aus
FB06, FB07 und FB08 beschickt. Die Begasung und der Rührer werden eingeschaltet.
10. Der Füllvorgang und das Ende der Vorfermentation fallen zusammen. Die Fermentati-
onsbrühe aus FR03y wird gravimetrisch in den Hauptfermenter FR03x überführt und
die Kühlung wird eingeschaltet.
H.92
Anhang
11. Währenddessen wird in FB05 die organische Phase aus BEHP, Styrol und n-Oktan
vorgelegt.
12. Nach 7,2 h Fermentationsdauer beginnt die gesteuerte Zudosierung der Glukoselösung
für die Dauer von 3,7 h.
13. Anschlieÿend wird die geforderte Menge organische Phase aus FB05 in den Hauptfer-
menter überführt und die Glukosezufuhr auf einen konstanten Wert eingestellt.
14. Nach weiteren 9 h Fermentationsdauer wird der Inhalt aus FR03x in FR04 überführt
und der Rührer in FR04 eingeschaltet. Der Reinigungsvorgang inklusive Sterilisation für
den Hauptfermenter beginnt und dauert 4,1 h. Ein Hauptfermenter ist somit nach 24 h
wieder einsatzbereit und kann gemäÿ Schema erneut betrieben werden (Regelbetrieb).
15. Der nächste Hauptfermenter wird nach gleichem Schema ab Punkt 8) um 4,8 h versetzt
in Betrieb genommen.
16. 50 min nachdem aus dem ersten Hauptfermenter FR04 gefüllt wurde, beginnt die kon-
tinuierliche Verarbeitung. Hierzu wird die Zentrifuge gestartet. Nach 10 min Anlaufzeit
ist sie betriebsbereit und ihr wird der Inhalt aus FR04 kontinuierlich zugeführt.
17. Die Sterilisationsanlage für die abgetrennten Zellen wird in Betrieb genommen.
18. Der gereinigte Strom organischer Phase verlässt kontinuierlich die Zentrifuge und wird
in FB09 überführt. Der Strom abgetrennte Zellen wird aus der Zentrifuge in die Sterili-
sationsanlage geleitet und der Abwasserstrom wird durch den Steril�lter ausgeschleust.
19. Parallel wird das Kollonensystem angefahren (siehe gesonderten Anfahrplan).
20. Nachdem die Behälter FB03 und FB04 durch die entsprechenden Rückführströme ge-
füllt wurden, erfolgt die Vorlage der organischen Phase in FB05 aus FB03 und FB04.
Gleichzeitig werden die Zuläufe von frischem BEHP, Styrol und n-Oktan auf das nötige
Maÿ reduziert.
y steht für f-g, x steht für a-e
H.93
Anhang
H.1.2 Kolonnensystem
1. Vorraussetzungen:
Alle Ventile des gesamten Kolonnensystems, sowie F29 und F30.1, sind geschlossen.
Die Rückläufe aller Kolonnen sind zu Beginn auf unendlich eingestellt.
Der entsprechende Unterdruck ist in den Kolonnen eingestellt.
Alle Leitungen des Unterdrucksystems und die Kolonnen sind gereinigt und mit Inertgas
gefüllt.
2. Kolonne RK0001
• Ventil R04 und R05 sind auf manuellem Betrieb
• Ö�nen von Ventil R21.1
• über Leitung R067 wird der Sumpf von Kolonne RK001 mit Anfahrlösung 1 (Ta-
belle H.1) gefüllt
• Pumpe RP01, Verdampfer RW02 und Kondensator RW01 werden in Betrieb ge-
nommen
• der Füllstand des Sumpfes wird durch Zugabe von Anfahrlösung 1 konstant ge-
halten
• sobald Kondensatbehälter RB01 halb gefüllt ist, wird Pumpe RP02 in Betrieb
genommen und Ventil R21.1 geschlossen
3. Kolonne RK002
• Ventil R09 und R11 sind auf manuellem Betrieb
• Ö�nen von Ventil R24.1
• über Leitung R068 wird der Sumpf von Kolonne RK002 mit Anfahrlösung 2 (Ta-
belle H.1) gefüllt
• Pumpe RP04, Verdampfer RW04 und Kondensator RW03 werden in Betrieb ge-
nommen
• der Füllstand des Sumpfes wird durch Zugabe von Anfahrlösung 2 konstant ge-
halten
• sobald Kondensatbehälter RB02 halb gefüllt ist, wird Pumpe RP05 in Betrieb
genommen und Ventil R24.1 geschlossen
4. Kolonne RK003
• Ventil R15 und R17 sind auf manuellem Betrieb
• ö�nen von Ventil R25.1
H.94
Anhang
• über Leitung R069 wird der Sumpf von Kolonne RK003 mit Anfahrlösung 3 (Ta-
belle H.1) gefüllt
• Pumpe RP06, Verdampfer RW06 und Kondensator RW05 werden in Betrieb ge-
nommen
• der Füllstand des Sumpfes wird durch Zugabe von Anfahrlösung 3 konstant ge-
halten
• sobald Kondensatbehälter RB03 halb gefüllt ist, wird Pumpe RP07 in Betrieb
genommen und Ventil R25.1 geschlossen
5. Ventil F30.1 wird geö�net
6. Pumpe FP15 wird angefahren
7. Ventil F29 wird geö�net
8. Ventil R05 wird auf Regelbetrieb gestellt
9. Wärmeübertrager RW007 und Pumpe RP08 werden in Betrieb genommen
10. Ventil R19 wird auf Regelbetrieb gestellt
11. Ventile R03 und R04 werden auf Regelbetrieb gestellt
12. Pumpe RP03 wird in Betrieb genommen und Ventil R22.1 auf Durch�uss zu Kolonne
K002 geö�net
13. Ventile R09 und R10 sind auf Regelbetrieb gestellt
14. Wärmeübertrager RW008 und Pumpe RP09 werden in Betrieb genommen
15. Ventil R20 wird auf Regelbetrieb gestellt
16. Ventil R11 wird auf Regelbetrieb gestellt und Ventil R23.1 auf Durch�uss zu Kolonne
K003 geö�net
17. Ventile R15 und R16 sind auf Regelbetrieb gestellt
18. Wärmeübertrager RW010 und Pumpe RP11 werden in Betrieb genommen
19. Ventil R17 wird auf Regelbetrieb gestellt
20. Wärmeübertrager RW009 und Pumpe RP10 werden in Betrieb genommen
21. Produkt aus Leitung R048 wird 10 h lang verworfen
H.95
Anhang
H.1.3 Anfahrlösungen Kolonnen
Die für das Anfahren der Kolonnen benötigten Lösungen entsprechen bis auf SO den Kom-
ponenten des Normalbetriebs. Anstatt SO wird aufgrund der beim Anfahren erhöhten Ver-
weilzeiten der Anfahrlösungen in den Kolonnen Acetophenon eingetzt, welche schon bei der
Validierung der thermodynamischen Modelle in Abschnitt 7.2.2.3 Anwendung fand und ein
thermodynamisch ähnliches Verhalten wie (S )-SO angenommen wurde [15]. Da die Volumina
der Kolonnen sehr klein sind (vergleiche Tabelle D.6), werden nur geringe Mengen an Aceto-
phenon benötigt (siehe Tabelle H.1), die aus diesem Grund in der Kosten- und Massenbilanz
nicht beachtet wurden.
In der folgenden Tabelle H.1 werden die Massenanteile der einzelnen benötigten Komponen-
ten, sowie deren Temperatur und Druck aufgeführt.
Tabelle H.1: Anfahrlösungen des Kolonensystems
Anfahrlösung 1 Anfahrlösung 2 Anfahrlösung 3
Apparatebezeichnung RK001 RK002 RK003
Temperatur Umgebungstemperatur
Druck [mbar] 14 109 113
w [Gew-%]
Styrol 0,1 1,6 0,0
2PE 0,6 9,6 11,2
n-Oktan 0,8 12,7 0
BEHP 93,4 0 0
Acetophenon 5 76,1 88,8
H.96
Anhang
H.2 Abfahren
H.2.1 Fermentationssystem
Die Anlage be�ndet sich im Regelbetrieb.
1. Das erneute Befüllen der Vorfermenter wird eingestellt.
2. Nachdem alle Vorfermenter geleert sind, wird das erneute Befüllen der Hauptfermenter
eingestellt. Auf diese Weise endet der Fermentationszyklus der Hauptfermenter nach-
einander.
3. Gleichzeitig wird die BEHP- und Styrol/n-Oktan-Rückführung in einem gesonderten
Lager aufgefangen und nicht mehr zurückgeführt. Die aufgefangenen Mengen können für
ein erneutes Anfahren der Anlage als BEHP- und Styrol/n-Oktan-Zuführung verwendet
werden.
4. Die Zufuhr für die Vorlagebehälter FR01, FR02, FB01, FB06, FB07 und FB08 wird
genau so ausgeschaltet, dass die Vorlagebehälter am Ende des Fermentationszyklus des
letzten Hauptfermenters geleert sind.
5. Nachdem FR01 leergelaufen ist, wird die Mediumsterilisationsanlage auÿer Betrieb ge-
nommen. Generell werden alle Pumpen, die für das Entleeren eines Behälters zuständig
sind, auÿer Betrieb genommen, sobald der jeweilige Behälter geleert ist.
6. Nachdem die Zentrifuge aus FR04 keine Zufuhr mehr erhält, wird sie abgeschaltet.
7. Im Anschluss wird die Sterilisationsanlage für die Zellen auÿer Betrieb gesetzt. Sie
wird gespült und die aufgefangene Menge Spülmittel und Restzellen werden gesondert
sterilisiert.
8. Parallel wird das Kolonnensystem abgefahren (siehe gesonderten Abfahrplan).
9. Vorhandene Restmengen in Leitungen, Maschinen und Apparaten werden entfernt. Es
folgt eine gründliche Reinigung aller Leitungen, Maschinen und Apparate.
H.97
Anhang
H.2.2 Kolonnensystem
1. Kolonne RK003
• Ventil R15 schlieÿen und Pumpe RP11 herunterfahren
• Ventil R16 auf unendlichen Rück�uss einstellen
• Ventil R17 schlieÿen und Ventil R23.1 auf Ablauf stellen
• Pumpe RP10 abschalten
• Leistung von Verdampfer RW06 kontinuierlich reduzieren
• Leistung des Kondensators RW05 entsprechend RW06 reduzieren
• sobald Kondensatbehälter RB01 leer ist, wird Pumpe RP02 abgefahren
2. Kolonne RK002
• Ventil R09 schlieÿen und Pumpe RP09 herunterfahren
• Ventil R10 auf unendlichen Rück�uss einstellen
• Ventil R11 schlieÿen und Ventil R22.1 auf Ablauf stellen
• Leistung von Verdampfer RW04 kontinuierlich reduzieren
• Leistung des Kondensators RW03 entsprechend RW04 reduzieren
• sobald Kondensatbehälter RB02 leer ist, wird Pumpe RP05 abgefahren
3. Kolonne RK001
• Ventil R04 schlieÿen und Pumpe RP03 herunterfahren
• Ventil R03 auf unendlichen Rück�uss einstellen
• F29 schlieÿen
• Pumpe FP15 wird abgefahren und Ventil F30.1 geschlossen
• Ventil R05 schlieÿen und Pumpe RP08 abschalten
• Leistung von Verdampfer RW02 kontinuierlich reduzieren
• Leistung des Kondensators RW01 entsprechend RW02 reduzieren
• sobald Kondensatbehälter RB01 leer ist, wird Pumpe RP02 abgefahren
4. Abkühlen der Kolonnen RK001, RK002 und RK003
5. Entspannen auf Atmosphärendruck
• die Vakuumpumpen aller Kolonnen werden abgefahren und deren Ventilsysteme
geschlossen
H.98
Anhang
• Ventil R13, R07 und R01 werden langsam auf Atmosphärendruck eingeregelt
6. Kolonnenentleerung
(a) Kolonne RK001
• Ventil R19 schlieÿen
• Ventile R05 ö�nen
• Pumpe RP08 anfahren
• Ventil R19 auf Purge stellen
• wenn Kolonnensumpf leer, Pumpe RP01 abfahren
• Pumpe RP08 abfahren
(b) Kolonne RK002
• Ventil R11 ö�nen
• wenn Kolonnensumpf leer, Pumpe RP04 abfahren
(c) Kolonne RK003
• Ventil R19 schlieÿen
• Ventil R17 ö�nen
• Pumpe RP10 hochfahren
• wenn Kolonnensumpf leer, Pumpe RP06 abfahren
• Pumpe RP10 abfahren
7. Leitung R030 entleeren
• Ventil R15 langsam ö�nen
• Pumpe RP11 anfahren
• wenn R030 leer Pumpe RP11 abfahren
8. Wärmeübertrager RW007, RW008, RW009 und RW010 abschalten
H.99
Anhang
H.3 Notfall-Szenarien
H.3.1 Fermentationssystem
Vorfermenter Ausfall
1. Fällt ein Vorfementer aus, kann der nachfolgende Hauptfermenter nicht gestartet wer-
den und wird nicht gefüllt. Als Konsequenz steigt der Füllstand in FB04, FB03 um ein
Fünftel. Die Zufuhr für FB01 und FB02 wird um ein Fünftel reduziert und F032 wird
geschlossen, bis der Regelbetrieb wieder hergestellt ist.
2. Um den kontinuierlichen Betrieb der Zentrifuge sicherzustellen wird der Volumenstrom
durch FP09 4,8 h lang auf 15heruntergeregelt. Dies beeinträchtigt die Trennleistung
nicht, sorgt jedoch dafür, dass FR04 nicht leerläuft.
3. Als Konsequenz sinkt der Füllstand im Behälter FB09. Der ursprüngliche Füllstand in
FB09, FB03 und FB04 kann wieder hergestellt werden, indem der Volumenstrom durch
FP15 für die folgenden 99 h um 5% reduziert wird. Danach geht das Kolonnensystem
in den Regelbetrieb über.
4. Um den Zyklusbetrieb der Hauptfermenter weiter zu gewährleisten, wird die Reini-
gungszeit der zwei verbleibenden Vorfermenter auf 2 h reduziert, bis der Regelbetrieb
mit drei Vorfermentern und fünf Hauptfermentern wieder sichergestellt ist.
Hauptfermenter Ausfall
1. Fällt ein Hauptfermenter aus während er gefüllt ist (Fehlcharge), wird der Inhalt wie
im Regelbetrieb 4,8 h vor der nächsten Regelcharge in FR04 überführt. Der Inhalt
aus FR04 entspricht nicht den Anforderungen und kann nicht in das Kolonnensystem
überführt werden.
2. Um die Vermischung der Fehlcharge mit einer Regelcharge zu vermeiden, wird der
Durch�uss durch FP09 um 20% erhöht und so FR04 entleert. Über Regelventil F31.1
wird die organische Phase der Fehlcharge zur organischen Abfallbehandlung abgeführt.
Die sinkende Trennleistung der Zentrifuge spielt in Anbetracht des Verwurfs der Fehl-
charge keine Rolle.
3. In dem Moment, in dem FR04 entleert ist, wird dieser Behälter mit der nächsten Re-
gelcharge gefüllt. Der Durch�uss durch FP09 wird für 4,8 h auf 82% des Regelbetriebs
reduziert. Danach geht man wieder in den Regelbetrieb über.
H.100
Anhang
4. Als Konsequenz aus 2) und 3) sinkt der Füllstand im Behälter FB09. Der ursprüngliche
Füllstand kann wieder hergestellt werden, indem der Volumenstrom durch FP15 für
die folgenden 99 h um 5% reduziert wird. Danach geht das Kolonnensystem in den
Regelbetrieb über.
Genereller Ausfall
1. Alle Durch�ussventile werden geschlossen und die Anlage wird stillgelegt bis der Scha-
den behoben ist. Da keine kritischen Prozesse vorliegen, entsteht hierdurch kein zusätz-
liches Gefährdungspotential.
2. Das Kolonnensystem wird abgefahren.
3. Die Vorfermenter werden geleert, die Hauptfermenter werden nacheinander in FR04
überführt. Anschlieÿend folgt die Suspensionstrennung in der Zentrifuge. Über Regel-
ventil F31.1 wird die organische Phase zur organischen Abfallbehandlung abgeführt.
Die Anlage wird gereinigt und sterilisiert und für das erneute Anfahren vorbereitet.
H.101
Anhang
H.3.2 Kolonnensystem
Stromausfall → alle Pumpen & Verdichter stehen still
1. Rückschlagventile aller Vakuumpumpen und der Pumpen RP11, RP10, RP09, RP08
und FP15 schlagen an
2. Inertgasventile R01, R07 und R13 langsam ö�nen
Verdampfer RW02 fällt aus
1. Ventil R04 ö�nen und Ventil R03 schlieÿen
2. wenn Füllstand des Kondensatbehälters RB01 Minimum erreicht, Ventil R04 schlieÿen
3. Pumpe RP3 abfahren
4. Ventile R09, R11, R15 und R17 schlieÿen
5. Ventile R10 und R16 auf unendlichen Rücklauf stellen
6. Ventil R05 schlieÿen
7. Pumpe FB15, RP08, RP09, RP10, RP11 abfahren
8. Rückschlagventile der Pumpen aus 7.) schlagen an
9. Vakuumpumpe 1 herunterfahren und Inertgasventil R01 langsam ö�nen
Kondensator RW01 fällt aus
1. Leistung von Verdampfer RW02 zurückfahren
2. wenn Füllstand des Kondensatbehälters RB01 Minimum erreicht, Ventil R04 schlieÿen
3. Pumpe RP02 und RP03 abfahren
4. Ventile R09, R11, R15 und R17 schlieÿen
5. Ventile R10 und R16 auf unendlichen Rücklauf stellen
6. Ventil R05 schlieÿen
7. Pumpe FB15, RP08, RP09, RP10, RP11 abfahren
8. Rückschlagventile der Pumpen aus 7.) schlagen an
H.102
Anhang
9. Vakuumpumpe 1 herunterfahren und Inertgasventil R01 langsam ö�nen
Wärmeübertrager RW02 leckt
1. Berstscheibe in Rohrleitung R049 schlägt durch
2. Ventile R04 und R06 schlieÿen, Pumpe R03 herunterfahren
3. Ventile R09, R11, R15 und R17 schlieÿen
4. Ventile R10 und R16 auf unendlichen Rücklauf stellen
5. Ventile F29 und R05 schlieÿen
6. Pumpe FB15, RP08, RP09, RP10, RP11 abfahren
7. Rückschlagventile der Pumpen aus 6.) schlagen an
H.103
Anhang
I Kostenrechnung
ta =IGes.
E − P(106)
ta= Amortationszeit; IGes.= aufzuwendende Rückzahlungen, entsprechend (Annuität)·(Dauerder Rückzahlung [a]), siehe Gleichung 108; E = Einnahmen pro Jahr, erzielt durch den
Verkaufspreis; P = Produktionskosten pro Jahr
I.1 Investitionskosten - Überschlagskalkulation
I = I0
(K
K0
)nA
A0
(107)
I = Zu erwartenden Investitionskosten [AC]; K = Kapazität [ta−1]; A = Kostenindex entspre-
chend [3]; Index �0� = Daten der Vergleichsanlage; n = Degressionsexponent, entsprechend
[55] wurde n = 0,6 gesetzt
Tabelle I.1: Ermittelte Daten zur Berechnung der Investitionskosten mittels Kapazitätsmethode
Jahr Preisindex [3] Vergleichsanlage [39]
2009 124,1875 Baujahr: 1998
2008 121,5 I0 = 100,2 Mio. AC
2000 100 K0 = 10000 ta−1
1998 94,625
I.104
Anhang
I.2 Investitionskosten - Zuschlagskalkulation
Tabelle I.2: Spezi�sche Parameter der Apparate zur Ermittlung des Referenzpreises
Apparat Berücksichtigter Parameter (PB)
Wärmetauscher Austausch�äche
Kolonnen Höhe
Zentrifuge Eingangsvolumenstrom
Pumpen Förderleistung
Verdichter Förderleistung
Filter Filter�äche
Gebläse Förderleistung
Fermenter Höhe/Durchmesser
Rührer Leistung
Behälter Höhe/Durchmesser
Ventile Anzahl
Rohre Länge
Tabelle I.3: Leistungsbedarf der Fermenterrührer bezogen auf einen Fermentationszyklus
Last Zeit [h] 1 Rührer, Leistung [kWh] 5 Rührer, Leistung [kWh]
voll 9 37 185
halb 11 23 113
keine 4 0 0
I.105
Anhang
Tabelle I.4: Parameter für die Einzelkostentabellen
Parameter Bedeutung
PB Spezi�sche Parameter der Apparate zur Ermittlung des
Referenzpreises, siehe I.2
CCSP,2004 [AC] Referenzpreis des Apparates aus Carbonstahl im Jahre
2004
CCSP,2008 [AC] Referenzpreis des Apparates aus Carbonstahl im Jahre
2008
FCSBM Korrelationsfaktor spezi�sch für die Apparate (mit Car-
bonstahl)
CCSBM [AC] Reiner Modulpreis für den Apparat aus Carbonstahl (in-
kl.Montagezubehör, Nahverrohrung etc.)
FaM Materialfaktor (z.B. für V2A, V4A)
FP Druckfaktor
FMaB Reiner Korrelationsfaktor für die spezi�schen Anforde-
rungen (Material, Druck)
CMaB [AC] Reiner Modulpreis für den Apparat mit den spezi�schen
Anforderungen
CTBM [AC] Totaler reiner Modulpreis (Summe aus CCSBM bzw. CMaB )
I.106
Anhang
TabelleI.5:KostenfürdieWärmetauscher
Bezeichnung
PB[m2]
CCS
P,2
004
CCS
P,2
008
FCS
BM
CCS
BM
Fa M
FP
FMa
BCMa
B
RW02
18,00
3503,90
4555,07
3,18
14485,12
11,65
4,03
18378,56
RW04
0,63
468,81
609,45
3,18
1938,04
11
3,18
1938,04
RW06
1,66
838,40
1089,92
3,18
3465,96
11
3,18
3465,96
RW01
1,40
756,95
984,03
3,18
3129,21
11
3,18
3129,21
RW03
0,23
255,37
331,98
3,18
1055,71
11
3,18
1055,71
RW05
0,56
436,82
567,86
3,18
1805,81
11
3,18
1805,81
RW07
10,50
2535,72
3296,44
3,18
10482,67
11
3,18
10482,67
RW08
1,50
117,44
152,67
3,18
485,48
11
3,18
485,48
RW09
1,20
103,46
134,50
3,18
427,72
11
3,18
427,72
RW10
10,75
384,71
500,13
3,18
1590,40
11
3,18
1590,40
FW02
6,62
1680,97
2185,26
3,18
6949,12
11
3,18
6949,12
FW01
4,77
1563,73
2032,84
3,18
6464,44
11
3,18
6464,44
FW03
4,77
1744,49
2267,84
3,18
7211,74
11
3,18
7211,74
FW05
1,42
1236,10
1606,94
3,18
5110,05
11
3,18
5110,05
FW04
0,95
1149,89
1494,86
3,18
4753,64
11
3,18
4753,64
FW06
0,95
1282,82
1667,66
3,18
5303,17
11
3,18
5303,17
∑ CTBM[AC]
74658,29
78551,74
Param
eterbeschreibungsieheI.4
I.107
AnhangTabelle
I.6:Kosten
fürdie
Kolonnen
Bezeich
nung
PB[m]
CCS
P,2
004
CCS
P,2
008
FCS
BM
CCS
BM
FaM
FP
FMa
BCMa
B
Kolon
ne1
RK01
111,14
19404,0025225,20
3,1880216,14
9,151
18,00454053,60
20,00
0,000,00
9,151
0,00
30,00
0,000,00
9,151
0,00
432,34
42,041
42,049,15
12,20
92,49
53234,00
4204,201
4204,209,15
12,20
9249,24
64,97
16170,0021021,00
1,735735,70
2,28751,2
3,9983972,06
∑K1
120198,08547367,40
Kolon
ne2
RK02
78,72
8408,4010930,92
3,1834760,33
9,151
18,00196756,56
80,00
0,000,00
9,151
0,00
90,00
0,000,00
9,151
0,00
1012,94
16,821
16,829,15
12,20
37,00
1112,94
16,821
16,829,15
12,20
37,00
126,65
517,44672,67
1,71143,54
2,28751
3,392282,42
∑K2
35937,50199112,97
Kolon
ne3
RK03
138,57
9702,0012612,60
3,1840108,07
9,1518,00
227026,80
140,00
0,000,00
9,150,00
150,00
0,000,00
9,150,00
1629,11
37,841
37,849,15
2,2083,24
1729,11
37,841
37,849,15
2,2083,24
186,63
711,48924,92
1,71572,37
2,28751,8
5,805364,11
∑K3
41756,11232557,39
∑CTBM[AC]
197891,69979037,76
Param
eterbeschreibung
sieheI.4
I.108
Anhang
TabelleI.7:KostenfürdiePum
pen
imDow
nstreamprocessing
Bezeichnung
PB[kW]
CCS
P,2
004
CCS
P,2
008
FCS
BM
CCS
BM
Fa M
FP
FMa
BCMa
B
Kolonne1
iron
RP02
0,007850
4527,60
5885,88
15885,88
1,8
1,00
2,05
12077,83
RP03
0,007220
4527,60
5885,88
15885,88
1,8
1,00
2,05
12077,83
RP08
0,116600
4074,84
5297,29
15297,29
1,4
1,00
1,53
8083,67
RP01
0,034800
3557,40
4624,62
14624,62
1,4
1,00
1,53
7057,17
Kolonne2
RP05
0,003800
2587,20
3363,36
13363,36
1,8
1,00
2,05
6901,61
RP09
0,006100
5497,80
7147,14
17147,14
1,8
1,00
2,05
14665,93
RP04
0,005000
4398,24
5717,71
15717,71
1,8
1,00
2,05
11732,75
Kolonne3
RP07
0,012000
4656,96
6054,05
16054,05
1,8
1,00
2,05
12422,91
RP11
0,008000
4527,60
5885,88
15885,88
1,8
1,00
2,05
12077,83
RP06
0,011000
4656,96
6054,05
16054,05
1,8
1,00
2,05
12422,91
RP11
0,002200
2457,84
3195,19
13195,19
1,8
1,00
2,05
6556,53
∑ Dow
n118222,10
232153,91
Alle
Pum
pen
inDow
nstream
undR&Isind
redundantausgelegt-diedopp
elte
Ausführungistin
derSummederPreiseberücksichtigt.Param
eterbeschreibungsieheI.4
I.109
Anhang
Tabelle
I.8:Kosten
fürdie
Pum
pen
imR&I
Bezeich
nung
PB[kW
]CCS
P,2
004
CCS
P,2
008
FCS
BM
CCS
BM
FaM
FP
FMa
BCMa
B
FP07
2,4005174,40
6726,721
6726,721,40
1,001,53
10264,97
FP06
2,0005691,84
7399,391
7399,391,40
1,001,53
11291,47
FP08
3,2006468,00
8408,401
8408,401,40
1,001,53
12831,22
FP09
0,6604656,96
6054,051
6054,051,40
1,001,53
9238,48
FP02
0,3005821,20
7567,561
7567,561,80
1,002,05
15528,63
FP03
6,0005821,20
7567,561
7567,561,40
1,001,53
11548,10
FP04
3,0005821,20
7567,561
7567,561,40
1,001,53
11248,10
FP14
0,1434398,24
5717,711
5717,711,40
1,001,53
8725,23
FP01
0,5556015,24
7819,811
7819,811,80
1,002,05
16046,25
FP10
0,3006015,24
7819,811
7819,811,80
1,002,05
15876,25
FP11
0,3145821,20
7567,561
7567,561,80
1,002,05
15928,63
FP05
0,2305368,44
6978,971
6978,971,80
1,002,05
14320,85
FP13
0,5305821,20
7567,561
7567,561,40
1,001,53
15998,10
FP12
1,5003816,12
4960,961
4960,961,40
1,001,53
10570,42
FP15
0,5304398,24
5717,711
5717,711,40
1,001,53
9098,10
A-E
14,00020000,00
26000,001
26000,001,40
1,001,53
39676,00
F-H
6,0009000,00
11700,001
11700,001,40
1,001,53
17854,20∑
R&I
541082,67865409,07
Dow
nu.R&I
∑CTBM[AC]
659304,781097562,97
Param
eterbeschreibung
sieheI.4
I.110
Anhang
TabelleI.9:KostenfürdieZentrifugeunddieVerdichter
Verdichter
Bezeichnung
PB[kW]
CCS
P,2
004
CCS
P,2
008
FCS
BM
CCS
BM
Fa M
FP
FMa
BCMa
B
RVP1
0,260100
3880,80
5045,04
2,9
14630,62
7,30
36828,79
Motor
0,306
129,36
168,17
1168,17
1,50
252,25
RVP2
0,017510
970,20
1261,26
2,9
3657,65
7,30
9207,20
Motor
0,0206
64,68
84,08
184,08
1,50
126,13
RVP3
0,032980
1617,00
2102,10
2,9
6096,09
7,30
15345,33
Motor
0,0388
77,616
100,90
1100,90
1,50
151,35
∑ CTBM[AC]
24737,51
61911,05
Zentrifuge
Bezeichnung
PB[m
3h−
1]
CCS
P,2
004
CCS
P,2
008
FCS
BM
CCS
BM
Fa M
FP
FMa
BCMa
B
FZ01
0,0014
58212,00
75675,60
2151351,20
3,4
15,16
390183,39
∑ CTBM[AC]
151351,20
390183,39
Param
eterbeschreibungsieheI.4
I.111
Anhang
Tabelle
I.10:Kosten
fürFilter
undGebläse
Filter
Bezeich
nung
PB[m
2]CCS
P,2
004
CCS
P,2
008
FCS
BM
CCS
BM
FaM
FP
FMa
BCMa
B
FF01
0,00071194,04
252,252,2
554,951,00
12,20
554,95
FF02
0,00062194,04
252,252,2
554,951,00
12,20
554,95
FF03
0,06053880,80
5045,042,2
11099,091,00
12,20
11099,09
FF03
0,0011940,40
2522,522,2
5549,541,00
12,20
5549,54
∑CTBM[AC]
17758,5417758,54
Gebläse
Bezeich
nung
PB[kW
]CCS
P,2
004
CCS
P,2
008
FCS
BM
CCS
BM
FaM
FP
FMa
BCMa
B
FV01
11251744,00
67267,202,5
168168,001,00
1,002,50
168168,00
∑CTBM[AC]
161700,00161700,00
Param
eterbeschreibung
sieheI.4
I.112
Anhang
TabelleI.11:KostenderFermenter(inkl.Rührer)
PB[m]/
Bezeichnung
PB[kW]
CCS
P,2
004
CCS
P,2
008
FCS
BM
CCS
BM
Fa M
FP
FMa
BCMa
B
FR01
3,88
/2,40
40748,40
52972,92
3,18
168453,89
41
7,13
377432,06
FR01
2,00
18110,40
23543,52
247087,04
41
5,95
139966,23
FR02
2,5/1,80
25872,00
33633,60
3,18
106954,85
41
7,13
239639,40
FR02
38,00
48510,00
63063,00
2126126,00
41
5,95
374909,54
FR03
1,52
/0,38
1617,00
2102,10
3,18
6684,68
9,15
113,90
29213,41
FR03
0,21
6468,00
8408,40
216816,80
9,15
112,72
106931,72
FR04
8,91
/2,23
45276,00
58858,80
3,18
187170,98
9,15
113,90
817975,46
FR04
98,48
64680,00
84084,00
2168168,00
9,15
112,72
1069317,25
FR05
5,6/3,60
45276,00
58858,80
3,18
187170,98
41
7,13
419368,95
FR05
6,06
29106,00
37837,80
275675,60
41
5,95
224945,72
∑ CTBM[AC]1
2558667,71
11621160,83
1Insgesam
tdreiVorferm
enterundfünf
Fermenter,Param
eterbeschreibungsieheI.4
I.113
Anhang
Tabelle
I.12:Kosten
fürdie
Behälter
undzusätzliche
Posten
Behälter
Bezeich
nung
PB[m]
CCS
P,2
004
CCS
P,2
008
FCS
BM
CCS
BM
FaM
FP
FMa
BCMa
B
FB01
5,00/2,00
6468,008408,40
3,1826738,71
9,151,00
13,90116853,64
FB02
3,20/1,40
9702,0012612,60
3,1840108,07
9,151,00
13,90175280,46
FB05
4,00/2,20
32340,0042042,00
3,18133693,56
9,151,00
13,90584268,18
FB07
3,20/1,40
9702,0012612,60
3,1840108,07
9,151,00
13,90175280,46
FB08
3,20/1,40
9702,0012612,60
3,1840108,07
9,151,00
13,90175280,46
FB03
4,00/2,20
32340,0042042,00
3,18133693,56
9,151,00
13,90584268,18
FB04
1,60/0,80
1811,042354,35
3,187486,84
9,151,00
13,9032719,02
FB06
3,20/1,40
9702,0012612,60
3,1840108,07
9,151,00
13,90175280,46
FB09
4,00/2,20
32340,0042042,00
3,18133693,56
9,151,00
13,90584268,18
RB01
1,10/0,60
1617,002102,10
3,186684,68
9,151,00
13,9029213,41
RB02
0,70/0,51
840,841093,09
3,183476,03
9,151,00
13,9015190,97
RB03
1,10/0,60
1617,002102,10
3,186684,68
9,151,00
13,9029213,41
∑CTBM[AC]
612583,892677116,82
Zusätzlich
eKosten
Bezeich
nung
CCS
BM
CMa
B
Ventile
1261250,00
261250,00
Rohre
150300,63150300,63
∑CTBM[AC]
411550,63411550,63
1Krom
schröder-Preisliste
2007[www.krom
schroeder.de],Param
eterbeschreibung
sieheI.4
I.114
Anhang
I.3 Kapitalkosten
A = Ip(1 + p)n
(1 + p)n − 1(108)
A = Annuität; I = Investitionskosten; p = Zinssatz; n = Dauer der Rückzahlung [Jahre]
I.4 Betriebskosten
Tabelle I.13: Fixe Kosten: Personalkosten und indirekte Produktionskosten
Personal Anzahl Schichten Lohnkosten [AC] Gesamtkosten [Mio. AC]
Betriebsleiter 1 1 100000 0,1
Betriebsingenieur 1 1 72000 0,072
Technische Angestellte 5 5 45000 0,225
Werksgemeinkosten 0,25
Versicherung 0,5
Abschreibung 2,7
Summe: 3,847 Mio. AC
I.115
Anhang
I.5 Ergebnis der Kostenrechnung
Abbildung I.1: Break-Even Analyse
I.116
Anhang
J Preistabellen
J.1 Eingesetzte Sto�e
Tabelle J.1: Preistabelle
Sto� Einheit Preis Preis Quelle
(Labormaÿstab) (Groÿmenge)
MgSO4 (1M) [AC L−1] 17,20 1,72 Sigma-Aldrich
Ammonium [AC L−1] - 0,45 [23]
BEHP [AC L−1] - 1,00 Plasticizers Market Data
CaCl2·2H2O [AC kg−1] 8,34 0,83 Sigma-Aldrich
Zitronensäure [AC kg−1] 24,70 1,16 [23]
CoCl2·6H2O [AC kg−1] 33,00 3,30 Sigma-Aldrich
corn steep liquor Iowa State University
(CSL) [AC kg−1] - 0,04 Beef Research Report
CoSO4·7H2O [AC kg−1] 214,00 21,40 Sigma-Aldrich
CuCl2·2H2O [AC kg−1] 3,47 0,35 Sigma-Aldrich
Cystein [AC kg−1] 188,42 18,84 Sigma-Aldrich
EDTA [AC kg−1] 20,80 2,08 Spectrum
EO [AC kg−1] - 32,01 City Chemical
Products Catalogue
Fe(III)citrate [AC kg−1] 18,38 1,84 Sigma-Aldrich
FeSO4·7H2O [AC kg−1] 13,42 1,34 Sigma-Aldrich
Glukose [AC kg−1] - 0,49 USDA
H3BO3 [AC kg−1] 9,90 0,99 Sigma-Aldrich
HCl [AC L−1] - 0,40 Sigma-Aldrich
iso-Oktan [AC kg−1] 134,97 13,50 Sigma-Aldrich
KH2PO4 [AC kg−1] - 1,42 [23]
MnCl2·4H2O [AC kg−1] 17,30 1,73 Sigma-Aldrich
Na2EDTA·2H2O [AC kg−1] 413 41,30 Sigma-Aldrich
Na2HPO4·2H2O [AC kg−1] 25,75 2,58 Sigma-Aldrich
J.117
Anhang
Tabelle J.1: Preistabelle
Sto� Einheit Preis Preis Quelle
(Labormaÿstab) (Groÿmenge)
Na2MoO4·2H2O [AC kg−1] 6,54 0,65 Sigma-Aldrich
NaNH4HPO4·2H4O [AC kg−1] 48,80 4,88 Sigma-Aldrich
NaOH [AC kg−1] 6,00 0,60 ProChem Research
Inorganic
NH4Cl [AC kg−1] 91,4 9,14 Sigma-Aldrich
(NH4)2HPO4 [AC kg−1] - 1,16 [23]
n-Hexan [AC L−1] 28,37 2,84 Sigma-Aldrich
Octan [AC L−1]] 38,80 3,88 Sigma-Aldrich
PMSF [AC kg−1] 2292,43 229,24 Sigma-Aldrich
Styrol [AC kg−1] - 1,30 Sigma-Aldrich
Styroloxid
(Racemat) [AC kg−1] - 3,32 Sigma-Aldrich
Thiamin [AC g−1] 132,00 13,2 Genscript.com
Tris-HCL [AC kg−1] 19,81 1,98 Genscript.com
Tritriplex III [AC kg−1] 4,10 0,41 Sigma-Aldrich
Zn(CH3COO)·2H2O [AC kg−1] 17,25 1,73 Sigma-Aldrich
ZnSO4 [AC kg−1] 10,5 1,05 Sigma-Aldrich
ZnSO4·7H2O [AC kg−1] 60,60 6,06 Sigma-Aldrich
J.118
Anhang
J.2 Eingesetzte Medien
Tabelle J.2: Zusammensetzung und Kosten für 1 l E2 Medium
Konzentration Kosten-Anteila
[g L−1] [AC L−1]
NaNH4HPO4·4H2O 3,5 0,02
K2HPO4·3H2O 7,5 0,06
KH2PO4 3,7 0,11
n-Oktanb 0,06 0,0004
Gesamtkosten 0,18
a Grundlage zur Berechnung ist die Tabelle J.1b C-Quelle = n-Oktan
Tabelle J.3: Zusammensetzung und Kosten für 1 l MT Spurenelementlösung
Konzentration Kosten-Anteila
[g L−1] [AC L −1]
FeSO4·7H2O 2,78 0,004
MnCl2·4H2O 1,98 0,03
CoSO4·7H2O 2,81 0,06
CaCl2·2H2O 1,47 0,001
CuCl2·2H2O 0,17 0,001
ZnSO4·7H2O 0,29 0,002
Salzsäure 36,45 0,01
Gesamtkosten 0,11
a Grundlage zur Berechnung ist Tabelle J.1
J.119
Anhang
Tabelle J.4: Zusammensetzung und Kosten für 1 L M9 Mediuma als Zulauf Medium für Pseudomonas sp.
VLB120∆C
Konzentration Kosten-Anteilb
[g L−1] [AC L −1]
Na2HPO2 * 2 H2O 25,5 0,066
KH2PO4 9 0,013
NaCl 0,5 <0,001
NH4Cl 1 0,009
Spurenelementenlösungc 1 <0,001
Gesamtkosten 0,088
a Im Medium be�ndet sich noch zusätzlich 20 g L−1 Glukose, die wurde für die Kostenrechnung
separat betrachtet (siehe Tabelle 2.17b Grundlage zur Berechnung ist die Tabelle J.1c Angegeben in mL L−1
Tabelle J.5: Zusammensetzung und Kosten für 1 L Riesenberg Medium
Konzentration Kosten-Anteila
[g L−1] [AC L −1]
KH2PO2 13,3 0,019
NH4)2HPO2 4 0,005
Zitronensäure 1,7 0,002
Ammonium 5 0,002
Glukose 15 0,007
MgSO4(1M)b 2,5 0,004
Thiaminb 1 <0,001
US* Spurenelementenlösungb 1 <0,001
Gesamtkosten 0,039
a Grundlage zur Berechnung ist die Tabelle J.1 b Angegeben in mL L−1
J.120
Anhang
Tabelle J.6: Zusammensetzung der US* Spurenelementelösung
Konzentration Kosten-Anteila
[g L−1] [AC L−1]
Salzsäure 98,54 0,400
MnCl2 · 4H2O 1,5 0,003
ZnSO4 · 7H2O 1,87 0,011
H3BO3 0,3 <0,001
Na2MoO4 · 2 H2O 0,25 <0,001
CuCl2 · 2H20 0,15 <0,001
Na2EDTA · 2H2O 0,84 0,035
FeSO4 · 7H20 4,87 0,007
CaCl2 · 2H20 4,12 0,0034
Gesamt 0,459
a Grundlage zur Berechnung ist die Tabelle J.1
J.3 Eingesetzte Betriebsmittel
Tabelle J.7: Betriebsmittelpreise
Einheit Preis Quelle
Kühlwasser [AC t−1] 0,075 [17]
Dampf (2-10 bar) [AC t−1] 15 [17]
Dampf (50 bar) [AC t−1] 15 [17]
Strom [AC kWh−1] 0,16 http://www.verivox.de
J.121