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UNIVERSIDAD MAYOR DE SAN ANDRÉS
FACULTAD DE AGRONOMÍA CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
TESIS DE GRADO
EFECTO DE DIFERENTES FITOREGULADORES EN LA
MULTIPLICACIÓN POR ESQUEJES DE PINO JAPONES
(Cryptomeria japónica); FALSO CIPRES (Chamaecyparis
obtusa); TUJA OCCIDENTAL (Thuja occidentalis) EN EL
VIVERO MUNICIPAL DE ARANJUEZ, LA PAZ.
Postulante:
Vladimir Harold Alvarado Vásquez
La Paz – Bolivia
2007
Universidad Mayor de San Andrés
Facultad de Agronomía Carrera de Ingeniería Agronómica
EFECTO DE DIFERENTES FITOREGULADORES EN LA
MULTIPLICACIÓN POR ESQUEJES DE PINO JAPONES
(Cryptomeria japónica); FALSO CIPRES (Chamaecyparis
obtusa); TUJA OCCIDENTAL (Thuja occidentalis) EN EL VIVERO
MUNICIPAL DE ARANJUEZ, LA PAZ.
Tesis de Grado presentado como requisito
Parcial para optar el Título de
Ingeniero en Agronomía
Vladimir Harold Alvarado Vásquez Tutor:
Ing. Gonzalo Ontiveros ........................
Asesor:
Ing. Luis Goitia Arze ........................
Comité Revisor:
Dr. Abul Kalam Kurban ........................
Ing. M. Sc. Ángel Pastrana Albis ........................
Ing. Frida Maldonado de Kalam ........................
Vicedecano:
Ing. M. Sc. Félix Rojas Ponce ........................
- 2007 -
DEDICATORIA.
- Dedicado a Dios, a mis
queridos padres, a mis
hermanos y a todos los que
ayudaron a realizarlo,
brindándome aliento, apoyo
incondicional y amor.
AGRADECIMIENTOS.
- Al finalizar el presente trabajo de Tesis deseo expresar un sincero
agradecimiento a Dios y a las siguientes personalidades e institución
que hicieron posible la ejecución y publicación del presente documento.
- A la Facultad de Agronomía por haberme formado en sus aulas, a mis
Docentes por impartir sus conocimientos y experiencias en mis años de
estudios.
- Agradezco a mi Asesor Ing. Luís Goitia Arze, a mi Tutor Ing. Gonzalo
Ontiveros, al Comité Revisor Dr. Abul Kalam Kurban. Ing. Frida
Maldonado de Kalam. Ing. M. Sc. Ángel Pastrana Albis. Por la revisión y
enriquecimiento del presente trabajo.
- Al Ing. Sandro Machicado por su orientación y apoya en la elaboración
del presente documento.
- A la Empresa EMA VERDE por permitir la ejecución del presente trabajo
en sus instalaciones y por el apoyo brindado por todo su plantel.
i
CONTENIDO
Pág.
- ÍNDICE……………..……………………………………………………………………ii
- ÍNDICE DE CUADROS……………………………………………………………….iv
- ÍNDICE DE FIGURAS…………………………………………………………………vi
- ÍNDICE DE GRÁFICOS……………………………………………………………..viii
- ÍNDICE DE ANEXOS………………………………………………………………….ix
- RESUMEN………………………………………………………………………………x
ii
Pág.
ÍNDICE
1. INTRODUCCIÓN.......................................................................................... 1
1.1 Antecedentes ..................................................................................... 1
1.2 Justificación........................................................................................ 2
2. OBJETIVOS ................................................................................................. 3
2.1 Objetivo General ................................................................................ 3
2.2 Objetivos Específicos ......................................................................... 3
2.3 Hipótesis ............................................................................................ 3
3. REVISIÓN BIBLIOGRAFICA ....................................................................... 4
3.1 Pino japonés (Cryptomeria japónica) ................................................. 4
3.1.1 Descripción de la planta ......................................................... 6
3.1.1.1 Tronco.................................................................................. 6
3.1.1.2 Corteza ................................................................................ 6
3.1.1.3 Porte .................................................................................... 6
3.1.1.4 Hojas.................................................................................... 6
3.1.2 Etimología ............................................................................... 7
3.1.3 Cuidados................................................................................. 7
3.1.4 Cultivo y Usos ......................................................................... 8
3.1.4.1 Plagas .................................................................................. 8
3.1.4.2 Enfermedades .................................................................... 9
3.1.5 Reproducción.......................................................................... 9
3.1.5.1 Por semillas ........................................................................ 9
3.1.5.2 Por esquejes ....................................................................... 9
3.1.6 Taxonomía ............................................................................. 10
3.2 Falsos ciprés (Chamaecyparis obtusa) ............................................. 10
3.2.1 Cuidados................................................................................ 13
3.2.2 Utilización jardinera de las confieras...................................... 14
3.2.3 Plantación de confieras.......................................................... 14
3.2.4 Conservación de las confieras ............................................... 16
3.2.4.1 Riesgos ............................................................................... 16
iiiiii
3.2.4.2 Fertilización......................................................................... 16
3.2.4.3 Labores ............................................................................... 17
3.2.5 Plagas y enfermedades de las confieras ............................... 17
3.2.6 Suelos y Plantación ............................................................... 17
3.2.7 Propagación........................................................................... 18
3.3 Tuja (Thuja occidentalis) ................................................................... 19
3.3.1 Descripción de la planta......................................................... 21
3.3.1.1 La Tuja ................................................................................ 21
3.3.1.2 Las Ramas.......................................................................... 22
3.3.1.3 El Tronco ............................................................................ 22
3.3.1.4 El Follaje ............................................................................. 22
3.3.1.5 La Corteza .......................................................................... 22
3.3.1.6 La Altura ............................................................................. 22
3.3.1.7 La Raíz ............................................................................... 23
3.3.2 Reproducción vegetativa ....................................................... 23
3.3.3 Taxonomía ............................................................................. 24
3.3.4 Habitad .................................................................................. 24
3.3.5 Cultivo y usos ........................................................................ 25
3.4 Fitoreguladores ................................................................................. 25
4. MATERIALES Y METODOS ....................................................................... 38
4.1 Localización del área de estudio ....................................................... 38
4.1.1 Ubicación Geográfica............................................................. 38
4.1.2 Características Ecológicas..................................................... 38
4.2 Materiales.......................................................................................... 39
4.2.1 Material vegetal ..................................................................... 39
4.2.2 Fitoreguladores ...................................................................... 40
4.2.3 Sustrato ................................................................................. 40
4.2.4 Material de campo ................................................................. 40
4.2.5 Material de gabinete .............................................................. 40
4.3 Métodos ............................................................................................ 41
4.3.1 Procedimiento Experimental .................................................. 41
iv
4.3.2 Diseño Experimental .............................................................. 45
4.3.3 Croquis del Experimento........................................................ 48
4.3.4 Variables de Respuesta ......................................................... 49
4.3.4.1 Largo de Raíz ..................................................................... 49
4.3.4.2 Porcentaje de Enraizamiento .............................................. 49
4.3.4.3 Peso de Raíz en seco ......................................................... 49
4.3.4.4 Numero de Raíces .............................................................. 49
5. RESULTADOS Y DISCUSIONES ................................................................ 50
5.1 Resultados ........................................................................................ 50
5.1.1 Largo de la Raíz..................................................................... 50
5.1.2 Porcentaje de Enraizamiento ................................................. 58
5.1.3 Peso en Raíz en seco............................................................ 63
5.1.4 Numero de Raíces ................................................................. 68
6. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES .............................................. 73
6.1 Conclusiones..................................................................................... 73
6.2 Recomendaciones............................................................................. 76
7. BIBLIOGRAFIA........................................................................................... 77
v
ÍNDICE DE CUADROS
Pág.
Cuadro 1. 49
Temperaturas promedio tomadas al interior del invernadero.
Cuadro 2. 50
Análisis de varianza de efectos simples para Largo de la Raíz.
Cuadro 3.
Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia)
Entre Coníferas en el Largo de raíz según la prueba de Duncan.
52
Cuadro 4.
Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia)
entre Fitoreguladores en el Largo de raíz según la prueba de Duncan.
53
Cuadro 5.
Análisis de varianza de efectos simples para Porcentaje de
Enraizamiento.
59
Cuadro 6.
Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia)
entre Coníferas para el Porcentaje de Enraizamiento según la prueba
de Duncan.
60
Cuadro 7.
Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia)
entre Fitoreguladores para el Porcentaje de Enraizamiento según la
prueba de Duncan.
61
vi
Cuadro 8.
Análisis de varianza de efectos simples para Peso de Raíz en Seco.
64
Cuadro 9.
Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia)
entre Coníferas para el Peso de Raíz en Seco según la prueba de
Duncan.
65
Cuadro 10.
Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia)
entre Fitoreguladores para el Peso de Raíz en Seco según la prueba
de Duncan.
66
Cuadro 11.
Análisis de varianza de efectos simples para Número de Raíces.
68
Cuadro 12.
Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia)
entre Coníferas para el Número de Raíces según la prueba de Duncan.
69
Cuadro 13.
Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia)
entre Fitoreguladores para el Número de Raíces según la prueba de
Duncan.
70
vii
ÍNDICE DE FIGURAS
Pág.
Fig. 1. Pino japonés (Cryptomeria japónica), planta madre 5
Fig. 2. Falso ciprés (Chamaecyparis obtusa), planta madre 13
Fig. 3. Tuja (Thuja occidentalis), planta madre. 21
Fig. 4. Plantas madres jóvenes, sanas y sin frutos para la
recolección de esquejes de las distintas confieras. 41
Fig. 5. Etiquetado de los esquejes para evitar confusiones entre especies
con su respectivo distanciamiento, dentro del invernadero 43
Fig. 6. Semi-sombra colocada al interior del Invernadero para evitar
el golpe de sol sobre los esquejes 44
Fig. 7. Embolsado de las coníferas para su aclimatación y su posterior
traslado al lugar definitivo. Este procedimiento se realiza para que las
nuevas coníferas se aclimaten a las condiciones del lugar, teniendo
además una buena aireación que favorece el desarrollo de las nuevas
raíces. 45
Fig. 8. Tratamientos con los distintos fitoreguladores Ana (Ácido alfa
naftalén acético), Roothor, Rapid Rood, en las bandejas de
enraizamiento con las coníferas tuja, pino japonés y falso ciprés. 47
viii
Fig. 9. Coníferas en recipientes de plástico transparente para controlar el
desarrollo de las nuevas raíces, sin dañar las estacas ni las nuevas raíces.
49
Fig. 10. Efecto de los fitoreguladores ANA (Ácido alfa naftalén acético),
Roothor sobre el enraizamiento de estacas de Cryptomeria japónica
“Pino japonés” bajo condiciones de invernadero. Arriba: tratadas con
Roothor por el método de inmersión en solución liquida. Abajo: tratadas
con ANA (Ácido alfa naftalén acético) por el método de inmersión en
solución liquida. 55
Fig. 11. Efecto de los fitoreguladores Rapid root, Testigo sobre el
enraizamiento de estacas de Cryptomeria japónica “Pino japonés” bajo
condiciones de invernadero. Arriba: tratadas con Rapid root en talco.
Abajo: sin tratamiento Testigo. 56
Fig. 12. Efecto de los fitoreguladores Roothor, ANA (Ácido alfa naftalén
acético), Rapid root, sobre el enraizamiento de estacas de
Chamaecyparis obtusa “Falso ciprés” bajo condiciones de invernadero.
Arriba: tratadas con Roothor por el método de inmersión en solución
liquida. Centro superior: tratadas con ANA (Ácido alfa naftalén acético)
por el método de inmersión en solución liquida. Centro inferior: tratadas
con Rapid root en talco. Abajo: sin tratamiento Testigo. 57
Fig. 13. Efecto de los fitoreguladores Roothor, ANA (Ácido alfa naftalén
acético), Rapid root, sobre el enraizamiento de estacas de Thuja
occidentalis “Tuja” bajo condiciones de invernadero. Arriba: tratadas con
Roothor por el método de inmersión en solución liquida. Centro superior:
tratadas con ANA (Ácido alfa naftalén acético) por el método de
inmersión en solución liquida. Centro inferior: tratadas con Rapid root
en talco. Abajo: sin tratamiento Testigo 58
ix
ÍNDICE DE GRÁFICOS
Gráfico 1. En el gráfico 1, de Largo de Raíz se muestra la diferencia
que existe entre los Fitoreguladores usados en el presente trabajo
con una clara diferencia de ANA (Ácido alfa naftalén acético) ante
Pág.
los demás fitoreguladores. 54
Gráfico 2. Porcentaje de Enraizamiento, mostrando gráficamente que
el fitoregulador ANA llego a un valor de 58.49% de enraizamiento 63
Gráfico 3. Peso de Raíz en seco, la presente figura nos muestra los
distintos peso de las Coníferas. 67
Gráfico 4. Se presenta el Número de Raíces, en la presente figura se
observa, que el mayor Número de Raíces fue alcanzado por el primer
Fitoregulador como se muestra en la gráfica. 72
x
ÍNDICE DE ANEXOS
Pág.
Resultados 82
Anexo 1. Dependent Variable Largo de Raíz (lr) 82
Anexo 2. Dependent Variable Porcentaje de Enraizamiento (pe) 85
Anexo 3. Dependent Variable Peso de Raíz en Seco (pr) 89
Anexo 4. Dependent Variable Número de Raíces (nr) 92
xi
RESUMEN
La importancia de las coníferas en la composición de los jardines reside en la gran
cantidad de formas, texturas y colores que presentan en sus portes y follajes. Las
numerosas variedades de jardinería han sido obtenidas aprovechando mutaciones y
variaciones espontáneas de las formas naturales, multiplicándolas por esquejes,
acodos o injertos.
La semilla acopiada para la reproducción de las coníferas en estudio es poco viable,
y la semilla de estas especies son importadas generalmente de Europa a un costo
elevado al encontrarse estróbilos vacíos en estas especies, por lo cual es más
recomendable la reproducción por vía asexual.
Por este motivo, se consideró necesario realizar una multiplicación por esquejes
para la obtención de nuevas plantas y de este modo poder proporcionar nuevas
plantas para la ornamentación de áreas verdes de la ciudad así como para su
comercialización y embellecer nuestros espacios públicos de recreación familiar
para la urbe paceña.
Con el fin de comparar el efecto de enraizamiento de las tres especies de coníferas
pino japonés (Cryptomeria japónica); falso ciprés (Chamaecyparis obtusa) y tuja
(Thuja occidentalis), con la aplicación de los fitoreguladores Ana (Ácido alfa naftalén
acético), Rapid Rood y Roothor para determinar cual de las coníferas presento
mejor respuesta ante los fitoreguladores empleados.
Los materiales empleados fueron: estacas de pino japonés (Cryptomeria japónica),
estacas de falso ciprés (Chamaecyparis obtusa) y estacas de tuja (Thuja
occidentalis), con tres tipos de fitoreguladores Roothor, Ana (Ácido alfa naftalén
acético) y Rapid Root.
xii
En resumen en la relación del largo de la raíz, se encontró en el trabajo realizado
que esta determinada por el tipo de fitoregulador usado en los diferentes esquejes,
pino japonés (Cryptomeria japónica); falso ciprés (Chamaecyparis obtusa) y tuja
(Thuja occidentalis). Comparando las coníferas, se obtuvo que existieran
diferencias altamente significativas, teniendo un similar desarrollo las coníferas (tuja
y falso ciprés) con un valor de 7.1 y 6.12 cm. respectivamente desarrollando mejor
el largo de raíz debido a que estas especies se encuentran mejor adaptadas al
lugar de estudio, soportando el frío y los cambios climáticos. En su defecto el pino
japonés es más susceptible a los cambios climáticos y por esto se estresa con
facilidad.
Con respecto a los fitoreguladores, el que mejor respuesta tubo ante las coníferas
en estudio y la variable largo de la raíz fue ANA (Ácido alfa naftalén acético),
obteniendo un valor de 10.44 cm. por encima de los otros fitoreguladores al terminar
el trabajo, al cabo de 7 meses, esto debido a que el fitoregulador se lo disolvió
previamente en agua, para luego dejar reposar por el lapso de 1 día dejando los
esquejes dentro de la solución, siendo además que su principal ingrediente es el
Acido alfa naftalén acético facilitando su absorción, asimilación para la planta.
En relación al porcentaje de enraizamiento, se determino que la conífera falso
ciprés tubo mejor respuesta en el trabajo realizado esto por las características
propias de la especie como ser, se adapta tanto a condiciones frías como a
condiciones cálidas soporta la humedad, siendo más adaptable a los cambios
climáticos del lugar de estudio. En la presente variable se obtuvo un porcentaje de
enraizamiento de 58.49 % obtenido por el fitoregulador ANA (Ácido alfa naftalén
acético), esto debido a que los esquejes presentaban lesiones en la parte inferior de
la planta, ocasionadas intencionalmente para que por las lesiones entre el
fitoregulador, favoreciendo estas pequeñas heridas en el enraizamiento.
xiii
En relación al peso de raíz en seco, existen diferencias significativas entre la
conífera tuja y las coníferas pino japonés y falso ciprés, siendo que la conífera tuja
tuvo un mayor peso de raíz en seco de 0.17 gr. Ante las otras dos coníferas esto
debido a que esta especie asimilo de mejor manera los soluciones de enraizamiento
por encontrarse mejor adaptada al lugar de estudio siendo más tolerable y mejor
adaptada a las condiciones climáticas del lugar de estudio.
Con respecto a los fitoreguladores y peso de raíz también se encontraron
diferencias significativas entre ANA (Ácido alfa naftalén acético) y RO (Roothor),
teniendo este ultimo fitoregulador un mayor número de componentes químicos y
teniendo de esta manera una mayor dificultad de absorción para los esquejes en
estudio e influyendo en el peso de raíz en seco con un valor de 0.17 gr. En cambio
ANA (Ácido alfa naftalén acético) tuvo mayor ganancia de peso que los otros
fitoreguladores con un valor de 0.24 gr. en el trabajo realizado esto debido a
encontrarse en forma diluida y por tener un menor número de componentes
químicos que RO (Roothor).
En relación al número de raíces no existen diferencias entre las coníferas tuja y
falso ciprés que presentan un promedio de 5.13 y 4.99 raíces, respectivamente esto
por ser similares ambas coníferas al soportar el frío y requieren buena humedad
para su desarrollo siendo además que no soportan suelos encharcados o mal
drenados, pero si se encontraron diferencias entre tuja y el pino japonés esto
debido a las características de la especie, siendo la tuja un árbol poco exigente y
que se puede podas a voluntad estando mejor adaptado a las condiciones
climáticas del lugar además de soportar el frío y la humedad, en cambio la otra
especie es mas susceptible a los cambios climáticos y requiere bastante humedad
en el aire por secarse con facilidad sus agujas, yendo de los extremos hacia el tallo
principal, terminando por secar el esqueje.
xiv
Con respecto a los fitoreguladores y el número de raíces se encontraron diferencia
entre ANA (Ácido alfa naftalén acético) y los otros fitoreguladores, como con RO
(Roothor), que tiene un mayor número de componentes químicos y teniendo de esta
manera una mayor dificultad de absorción y asimilación para los esquejes en
estudio, que influye en el número de raíces teniendo un valor de 4.99 raíces, menor
a lo obtenido por ANA (Ácido alfa naftalén acético), que tiene un valor de 10.24
raíces, por encima de los otros fitoreguladores, como lo que sucedió con el
fitoregulador RR (Rapid Root) que se encuentra en forma de polvo seco, siendo
mas difícil su degradación y asimilación para los esquejes por lo que fueron bajos
los resultados en las variables y en el presente trabajo.
Los resultados obtenidos son atribuidos a los condiciones del lugar y a la
adaptabilidad del material vegetal utilizado.
1
EFECTO DE DIFERENTES FITOREGULADORES EN LA MULTIPLICACIÓN POR
ESQUEJES DE PINO JAPONES (Cryptomeria japónica); FALSO CIPRES
(Chamaecyparis obtusa); TUJA OCCIDENTAL (Thuja occidentalis) EN EL
VIVERO MUNICIPAL DE ARANJUEZ, LA PAZ.
1. INTRODUCCIÓN
1.1. Antecedentes
Las coníferas son un grupo botánico de plantas superiores que engloba a los árboles
y arbustos vivos más antiguos de nuestro planeta. Su característica principal es la de
desarrollar conos o estróbilos, que son primitivas estructuras de reproducción.
Por regla general son plantas de hoja perenne, las cuales nunca tienen forma plana
como las de los castaños, encinas o alcornoques, si no que toman apariencias como
de aguja o escama (Kral, R. 1993).
Siendo las coníferas de gran importancia para la ornamentación de las áreas verdes
de la Ciudad de La Paz, logrando con esto embellecer nuestros espacios públicos de
recreación familiar para la urbe paceña.
Estas especies se emplean en la ciudad de La Paz por su gran belleza, colorido,
porte y la exuberancia natural que ofrece en la ornamentación además de
incrementar la oferta del paisajismo para el turismo y un significativo aporte para el
desarrollo urbano y un medio ambiente perceptiblemente mejorado.
Las estacas de madera dura de estas especies con frecuencia enraízan con lentitud,
en algunos casos tardan varios meses. Se eligen las estacas cuando las plantas
están en completo reposo, al fin del otoño o al principio del invierno, después de las
primeras heladas fuertes.
2
Las estacas se cortan de brotes terminales, a una medida de 10 a 15 cm. de largo,
se quitan las hojas de la mitad inferior; en los tratamientos se utilizan sustancias que
activan el enraizamiento para asegurar la producción de nuevas plantas en menor
tiempo.
Las estacas se colocan en un medio con una mezcla de tierra y arena,
consiguiéndose un efectivo desarrollo radicular. 1
1.2 . Justificación
La semilla acopiada para la reproducción de las coníferas en estudio es poco viable,
y la semilla de estas especies son importadas generalmente de Europa a un costo
elevado al encontrarse estróbilos vacíos en estas especies, por lo cual es más
recomendable la reproducción por vía asexual.
Por este motivo, se consideró necesario realizar una multiplicación por esquejes para
la obtención de nuevas plantas y de este modo poder proporcionar nuevas plantas
para la ornamentación de áreas verdes de la ciudad así como para su
comercialización.
Estas tres especies en estudio, pino japonés (Cryptomeria japónica); falso ciprés
(Chamaecyparis obtusa) y tuja (Thuja occidentalis) son requeridas por la población
por su belleza, color, porte y aroma para embellecer sus jardines y del mismo modo
son requeridas para la ornamentación de la urbe paceña como también de sus
alrededores embelleciendo los parque, plazas y lugares de recreo familiar.
1 Disponible en http.www.laopinionrafaela.com.ar/opinion/2003/05/15/ pp. 351 - 506.htm, 2003
3
2. OBJETIVOS
2.1 . Objetivo General
* Evaluar la multiplicación asexual de tres coníferas: pino japonés (Cryptomeria
japónica); falso ciprés (Chamaecyparis obtusa) y tuja (Thuja occidentalis) con el
empleo de diferentes Fitoreguladores.
2.2 . Objetivos Específicos
* Comparar el efecto de enraizamiento de las tres especies de coníferas con la
aplicación de los Fitoreguladores Ana (Ácido alfa naftalén acético), Rapid rood,
Roothor.
* Evaluar el desarrollo de las raíces de las tres especies de coníferas en estudio.
* Evaluar cuál de las coníferas presento mejor respuesta ante los Fitoreguladores
empleados.
2.3 . Hipótesis
Ho.- La utilización de Fitoreguladores no afecta en el enraizado y multiplicación
de tres especies de coníferas en estudio.
4
3. REVISION BIBLIOGRAFICA
3.1. Pino Japonés (Cryptomeria japónica):
La especie comprende unos diez géneros distribuidos por el Sureste de
Norteamérica y México y el Este de Asia y Tasmania. Se cultivan con fines
ornamentales (Anonymous, 2000).
El autor menciona también que Cryptomeria japónica es una conífera de producción
uniforme e importante en el control de erosión y muy utilizada en zonas de protección,
cerca viva y como ornamental. De esta especie se pueden obtener productos
importantes como son: madera para combustible, madera de calidad para construcción,
contenedores, tonelería, artículos de madera, industriales y domésticos, mango de
herramientas y madera laminada; entre otros.
En los canales del floema de Cryptomeria se encuentran resinas, las cuales pueden ser
producidas como defensa al ataque de insectos (Yamanaka, 1984)
El pino japonés es un árbol de gran talla, alcanzando los 60 m de altura, con tronco
recto y copa densa. Corteza gruesa, blanda y fibrosa, de color pardo rojizo, con
grietas longitudinales que se desprende en bandas. El porte es estrechamente
cónico y columnar con la edad (Disponible en http://www.arbolesornamentales.com,
2003)
El mismo autor menciona que procede de Japón, donde es una de las cupresáceas
más abundantes y se ha difundido notablemente por Europa desde el siglo XIX. Su
madera es excelente, resistente, duradera y aromática, con aplicaciones en
construcción, carpintería y ebanistería. En Japón suele encontrarse alrededor de los
templos y utilizándose incluso como árbol de alineación. Destaca el color marrón que
toman sus hojas en el otoño para después recobrar el verdor en primavera.
5
Durante el invierno el frío intenso provocará un cambio en el colorido de las agujas
pasando a tonalidades pardas o casi rojizas, pero que revertirán sin mayores
problemas al verde original una vez llegada la primavera (Disponible en
http://www.arbolesornamentales.com, 2003).
Según la Organización de las Naciones Unidad para la Agricultura y la Alimentación,
(1961) indica que la semillas de Cryptomeria japónica se desarrolla favorablemente
en los países de Australia, Francia, Germania, India, Mozambique, New Zealand,
Ruanda-Urundi, So África. A un altitud de 2°33” a 47°50” y longitud de 2°40” a
167°178” y una altitud a nivel del mar a 1750 m.s.n.m.
Fig. 1. Pino japonés (Cryptomeria japónica) alcanza aproximadamente de 10-12
m de altura. Es una variedad de crecimiento muy lento. Muy utilizado con fines
ornamentales e importante en el control de Erosión.
6
3.1.1. Descripción de la planta
3.1.1.1. Tronco:
El tronco de esta especie es recto y de copa densa. Dada su tendencia a presentar
un crecimiento recto se presta especialmente a estilos verticales y grupos. 2
3.1.1.2. Corteza:
Fibrosa y hendida. La corteza gruesa, de color pardo rojizo blanda con grietas
longitudinales que se desprende en bandas.3
3.1.1.3. Porte:
El porte de esta conífera es estrechamente cónica y columnar con la edad. Árbol
derecho de 10 a 12 m de altura. (Raramente 60m).4
3.1.1.4. Hojas:
De sección cuadrangular, de 12-25 mm. de longitud, flexibles, ligeramente curvadas,
de color verde claro, persistiendo 4-5 años y cayendo junto con las ramillas. Cono
solitario, globoso que madura el primer año pero persistiendo en el árbol, de 2-3 cm.
de diámetro, cortamente pedúnculado, formado por piezas leñosas que tienen en el
dorso y en el ápice puntas mucronadas. Son de color verde, pasando a marrón en la
madurez, con 20-30 escamas leñosas. Semillas aladas (Disponible en
http://www.arbolesornamentales.com/, 2003).
2
Disponible en http://www.infojardin.com/arboles/esquejes-estacas-arboles.htm, 2005 3
Ibidem 4
Disponible en http://www.arbolesornamentales.com/, 2003
7
3.1.2. Etimología
Cryptomeria, del griego krypto = escondido y meris = parte, aludiendo a que todas las
partes de la flor están escondidas. Japónica, del latín japonicus-a-um = procedente
de Japón (Disponible en http://www.arbolesornamentales.com/, 2003).
3.1.3. Cuidados
Los siguientes tres párrafos indican que en invierno se deben proteger de heladas
ubicando en interiores frescos o en invernaderos fríos. También las heladas tardías
de primavera. El sol de medio día puede quemar sus hojas. Se aconseja un ligero
sombreo durante el verano. Con respecto a la Humedad, requiere bastante humedad
en el aire, aplicar vaporizaciones a la copa durante el crecimiento (Disponible en
http://www.infojardin.com/arboles/esquejes-estacas-arboles.htm, 2005).
Se debe regar de forma regular durante la etapa de crecimiento y más escasamente
en invierno. La falta de agua provoca rápidamente la pérdida de agujas. No aguanta
la sequía. El Abonado se realizara cada 20-30 días, desde principios de primavera a
otoño.
Con respecto a la Poda, como es una especie de crecimiento rápido, requiere un
despunte regular en el transcurso del verano. El pinzado (cortar las puntas) de los
nuevos brotes debe ser constante en cuanto tengan más o menos un centímetro de
longitud durante todo el periodo activo.
Durante la época de crecimiento, hay que ir cortándole las partes nuevas, las ramas
pueden cortarse en verano o en invierno. A fin de modelar y espesar la parte área se
deberá pinzar (cortar las puntas) con los dedos los brotes nuevos aparecidos durante
el periodo de desarrollo (Disponible en http://www.infojardin.com/arboles/esquejes-
estacas-arboles.htm, 2005).
8
El mismo autor indica que rebrota muy bien incluso del tronco tras una poda drástica.
Las intervenciones sobre el aparato radical han de aplicarse de forma gradual y al
cabo de un año de la poda selectiva de la copa. El Alambrado es factible, aunque
complicado en ocasiones dado lo compacto de su crecimiento.
La sujeción de troncos y ramificaciones debe realizarse inmediatamente después de
la poda, en primavera y verano. El Trasplante se lo realiza cada 2 ó 3 años, en
función del estado de desarrollo del árbol, en primavera. Emplear un substrato a
base de 70% de mantillo y 30% de arena gruesa o material equivalente. También
mezcla normal, por ejemplo, akadama más volcánica (Disponible en http://
www.infojardin.com/arboles/esquejes-estacas-arboles.htm, 2005).
3.1.4. Cultivo y usos
Se menciona también que tiene una madera excelente, resistente, duradera y
aromática. Se emplea en construcción, carpintería y ebanistería. Los japoneses
plantan este árbol alrededor de sus templos y los utilizan incluso como árbol de
alineación. Destaca el color marrón que toman sus hojas en el otoño para después
recobrar el verdor en primavera (Disponible en http://www.arbolesornamentales.com/,
2003).
3.1.4.1. Plagas:
Las plagas que atacan generalmente a esta especie son la Araña roja y las
cochinillas que resultan ser muy molestas.5
5 Disponible en http://www.infojardin.com/arboles/esquejes-estacas-arboles.htm, 2005
9
3.1.4.2. Enfermedades:
Entre las cuales encontramos, desecamiento de coníferas, producida por un hongo.
Los síntomas son el secado de las agujas empezando por el extremo para acabar
matando la planta.6
3.1.5. Reproducción
3.1.5.1. Por semillas:
Se pueden plantar inmediatamente después de su recolección. Se siembra en otoño
y la germinación se produce en la primavera siguiente.7
3.1.5.2. Por esquejes:
Establece que los esquejes, recolectados en verano o primavera, también funcionan
con esta especie. Por esquejes tomados de brotes apicales en invierno. Los mismos
dan lugar a ejemplares de aspecto globoso, bastante diferentes a la forma original,
por lo que sería recomendable la multiplicación a partir de semillas. Las estacas de 5
a 15 cm de largo se deben tomar de madera verde en un estado de maduración en el
que se rompen al doblarlas (Disponible en
http://www.infojardin.com/arboles/esquejes-estacas-arboles.htm, 2005).
El mismo autor indica que se ponen a enraizar en arena con calor de fondo,
debiendo mantener las estacas en condiciones sombreadas y frescas. Después de
que han aparecido las raíces en unas cuantas semanas, se debe proporcionar más
luz y trasplantarlas a macetas cuando las raíces tengan unos 1.5 cm de largo. Los
tratamientos con hormonas estimulan el enraizado.
6
http://www.infojardin.com/arboles/esquejes-estacas-arboles.htm, 2005 7
Ibidem.
10
3.1.6. Taxonomía
Reino Plantae
Clase Coníferas
Orden Pinales
Familia Taxodiaceae (Taxodiáceas).
Genero Cryptomeria
Especie Cryptomeria japónica
(www.granada.org. 2004)
3.2. Falso Ciprés (Chamaecyparis obtusa):
Los siguientes 6 párrafos hacen alusión que este género de coníferas,
“Chamaecyparis”, existen varios cientos de variedades con siluetas, colores o
disposición de las hojas tan distintas que se diría no tienen que ver entre sí. Lo más
asombroso es que toda esta diversidad, que puede encontrarse en la mayor parte de
los viveros, ha sido obtenida a partir de tan sólo cuatro especies puras de este árbol,
dos americanas y dos japonesas (Disponible en
http://www.fuenterrebollo.com/Arboles/cipresfalso.html, 2004).
Pueden encontrarse cipreses falsos que crecen hasta alturas considerables con su
típico porte cónico, otros que forman árboles mucho más abiertos, redondeados o
desparramados, los hay con la hoja verde oscuro, verde tierno, amarillo dorado,
verde grisáceo e incluso varios la tienen azulada.
Entre ellos también hay muchos ejemplares enanos que presentan variaciones
importantes unos respecto de los otros, uno de estos arbolitos ostenta el ritmo más
lento de crecimiento entre los árboles (exceptuando el bonsái), con casi 70 años de
edad apenas supera los 3 m de altura. Como en la mayor parte de las coníferas,
estos árboles experimentan cambios en su coloración en función de la estación del
año en que se encuentren.
11
La razón de tanta diversidad se debe a que los “Chamaecyparis” tienen una
tendencia natural a dar mutaciones y formas distintas de manera espontánea. Esto
sucede en ocasiones sólo sobre unas ramas o una parte del ejemplar, pero, cuando
ocurre así, es fácil que el viverista esté atento y dispuesto a obtener algunos
esquejes, enraizarlos y ver, pasado un tiempo, cuál es su aspecto y comportamiento.
Por esta razón, las variedades no se multiplican nunca por medio de semillas, sino
que se hace siempre a través de métodos vegetativos.
A menudo se confunden los cipreses falsos con los verdaderos, entre otras razones
porque las especies tipos tienen también porte columnar y las hojas poseen ese
estilo como de escamas que crecen unas sobre otras. Aunque su apariencia les
confunde, no ocurre lo mismo con sus hábitos, que son completamente opuestos.
Al contrario que el ciprés, los “Chamaecyparis” se desarrollan en suelos con
humedad y viven alejados de la influencia marina, a veces en regiones tan
septentrionales como Alaska y a buena altura en las montañas, en las que soportan
todo tipo de frías inclemencias, incluida la nieve. Estos hábitos de vida diferencian el
uso que se les puede dar en los jardines.
En los siguientes tres párrafos se menciona que Chamaecyparis incluye unas seis
especies, son árboles de hoja perenne grandes nativo de América del Norte, Japón.
De madera muy resistente se usa para; polos y postes y a veces en mobiliario, pero
los cedros-blanco son cultivados principalmente para propósitos ornamentales
debido a su color y variedad de forma. Algunas especies se usan para formar setos
vivos. Las tres especies nativas que describen los estados unidos todos de los
cuales se allanan hasta cierto punto en mesa 63. c. el lawsoniana se hallan en
California, los Estados Medio Atlánticos, y las partes templadas de Europa (USA.
Departamento de Agricultura, 1980).
12
Los conos son muy pequeños, esféricos que están de pie derecho en la rama y al
madurar los conos se vuelven de color castaño rojizo (púrpura azulado). Los conos
maduran a finales del verano o principios del otoño del primer año. Aquéllos de
nootkatensis de C. se forman para madurar al final del segundo año en algunos
casos. Los bastones se abren y sueltan la semilla y a veces permanecen en el árbol
para otro año madurando despacio.
Cada cono tiene de 6 a 12 balanzas; cada balanza lleva de 1 a 5 semillas
ligeramente comprimidas que tienen alas anchas, brumosas. La chaqueta de la
semilla consiste en 2 capas: el exterior delgado y membranoso y el interno espeso.
Las semillas se producen prolíficamente y se cosecha anualmente. Las posiciones
maduras pueden soltar 8 o 9 millones de semilla por el acre en una estación. El
lawsoniana de C. lleva buena erupción cada 4 a 5 años, las cosechas de la semilla
buenas de nootkatensis de C. son sólo ocasiónales.
Árbol de gran talla, pudiendo alcanzar 50 m. de altura. El brote Terminal esta
curvado, hojas escamiformes, fruto globuloso de 8 a 10 milímetros. Maduración
anual, semilla aproximadamente de 4 milímetros de longitud, con alas laterales tan
anchas como la misma semilla. Viven desde el nivel del mar a 1500 m. de altura.
Esta especie se ha introducido amplia mente para la ornamentación y existen de ella
numerosos cultivares. En el Norte se utilizan en repoblaciones (Bravo, M. 1987).
Según la Organización de las Naciones Unidad para la Agricultura y la Alimentación,
(1991) indica que las mejores semillas de Chamaecyparis se encuentran en los
países de; Australia a una altitud de 100 - 1000 m.s.n.m.
13
Fig. 2. Falso ciprés (Chamaecyparis obtusa) Esta variedad es azulada es muy
apreciada para la conformación de jardines y el uso ornamental. Es una
variedad de crecimiento muy lento.
3.2.1. Cuidados
Los párrafos a continuación mencionan que esta conífera se adapta a situaciones
cálidas y relativamente cercanas al mar pero con la precaución de administrarles la
suficiente humedad requerida en el suelo. Se les debe proteger sobre todo de los
vientos marinos, así como de aquellos otros que sean de carácter seco o cálido
como el viento del sur (Disponible en http:
//www.fuenterrebollo.com/Arboles/cipresfalso.html, 2004).
El terreno habrá de tener bastante humedad durante todo el año, estando bien
drenado. Se desarrollan mejor con una cierta dosis de materia orgánica e incluso las
variedades enanas o de crecimiento más discreto se utilizan mucho en rocallas o
14
composiciones hechas exclusivamente a base de coníferas. Estos cipreses falsos de
poco desarrollo son una buena opción para jardines de reducido tamaño y admiten
ser plantados en recipientes.
3.2.2. Utilización jardinera de las coníferas
En la página de Webpages.ull.es/users/csca/delegacion/JARDINERIA.htm, (2001)
señala que estas coníferas tienen distintos utilidades entre las cuales podemos
mencionar las más comunes, como ser:
* Conformación de bosquetes en los parques
* Plantación de ejemplares aislados
* Como cortina de fondo verde para resaltar la floración de vivaces, anuales,
bulbosas y arbustos de flor, plantados a sus pies.
* Como setos cortavientos y en setos podados.
* Como tapizantes.
3.2.3. Plantación de coníferas
Los cuatro párrafos a continuación indican que la mayor parte de las coníferas de
vivero proceden de contenedores o macetas, con cepellón, puesto que su sistema
radicular pivotante no debe dañarse. Eso provoca un muy elevado porcentaje de
pérdidas económicas para los productores, afectando sus ingresos (Disponible en
Http://webpages.ull.es/users/csca/delegacion/JARDINERIA.htm, 2001).
Al trasplantar se abrirá un hoyo con diez cm. más de profundidad que el cepellón. Se
mejora la tierra aportando 1/3 de estiércol bien hecho, 1/3 de turba o 1/3 de mantillo,
siempre que la tierra extraída no esté en condiciones; si no lo está los 2/3 señalado
la sustituirán. Siempre se procede a la plantación con todo el cepellón.
15
En muchas ocasiones, sobre todo las plantas más pequeñas, con pequeños
sistemas radiculares, es necesario tutorar, para tener una posición y sujeción
correcta. Esto en el momento de la plantación y hasta que arraigue, pues después la
parte clavada en tierra de los tutores podría dañar el sistema radicular.
Al atar los tutores, no poner alambres que puedan provocar un estrangulamiento del
tallo, sino un material flexible que permita cierto movimiento y crecimiento, de modo
que no se estrangule y tampoco reciba heridas por rozamientos. Pueden recubrirse
los alambres con caucho u otros materiales. Se recomienda no enterrar el tutor a
más de 60 cm. de profundidad, y preferentemente hincarlo en oblicuo.
En los tres párrafos a continuación se menciona que la época de plantación es a
principios de primavera, o a principios de otoño. Para el trasplante la planta debe
prepararse con anticipación. Si no se cultiva en contenedor, sino en tierra, y con
mayor pérdida de individuos, se comienza a preparar el trasplante cavando una zanja
de 30-40 cm de ancho alrededor del tronco, alejada del mismo un radio de 30 cm por
cada 2,5 cm (1 pulgada, 1") de diámetro del mismo (Disponible en
http://webpages.ull.es/users/csca/delegacion/JARDINERIA.htm, 2001).
Se realizan plantaciones con una profundidad de la zanja de 60-90 cm. La
preparación es en primavera, trasplantando al terreno de asiento definitivo en otoño.
Si se ha restado sistema radicular, el entutorado es imprescindible. Recordemos que
si se clava en ángulo es más útil y daña menos a las raíces. Deben protegerse del
viento, pues en ese momento son muy vulnerables, incluso empleando mallas o telas
en la dirección del viento, y con tutores o amarres que fijen las plantas para que no
sean desarraigadas tras su trasplante.
Cuando las coníferas se emplean en setos, se plantan franjas de 50-60 cm
generalmente, sin sobrepasar, en todo caso, los 1,5 m, y se escogen para esto
especies que ramifiquen desde la base.
16
3.2.4. Conservación de las coníferas
3.2.4.1. Riegos:
Como orientación, puede seguirse este plan de riegos propuesto.
- Para coníferas de porte medio, unos 20 - 25 Lt. de agua semanales.
-Para coníferas de pequeño porte, unos 10 Lt. de agua semanales (Disponible en
http://webpages.ull.es/users/csca/delegacion/JARDINERIA.htm, 2001).
3.2.4.2 Fertilización:
Los siguientes párrafos indican que para coníferas de pequeño tamaño, con unos 25
g/m2
de harina de semilla de algodón en primavera bastarán, generalmente. Para
coníferas grandes, con 10-20 g/m2
(10:6:4) cuando están agrupadas, será suficiente
en condiciones normales.
Otro criterio a adoptar puede ser dar 900 g. de un 10:6:4 por cada 2,5 cm. de
diámetro de tronco. Deben tener un mantillo de hojas de otoño, con un espesor
mínimo de 4 cm. que generalmente se les pone tras la cava.
Cuando se cultivan coníferas, el césped no debe llegar al tronco de la conífera, y, si
esta ramifica desde la base, el césped podría provocar la pérdida de las ramas
básales, que no se renuevan, con lo que la planta perderá belleza y funcionalidad en
el jardín. Sólo debe dejar acercarse al césped hasta un radio de unos 30 cm,
estimándose mínima oportuna esta distancia (Disponible en
http://webpages.ull.es/users/csca/delegacion/JARDINERIA.htm, 2001).
17
3.2.4.3 Labores:
Los dos párrafos a continuación mencionan que en otoño o a principios del invierno
se da una labor de cava, procurando evitarles daños a las raíces. En general no se
practican podas, aunque a veces se aplica para recuperar la "flecha". Si esta forma
se pierde, se "poda" tomando una rama lateral, de crecimiento vigoroso, se la ata al
muñón de la flecha rota o cortada. Se intenta verticalizarla y desarrollar una nueva
flecha; si se consigue, una vez se ha desarrollado y adquirido forma, se corta del
todo la flecha anterior. (Comprendemos como "flecha" a la guía principal del tallo
primario) de este modo se obtiene la verticalidad en la planta (Disponible en
http://webpages.ull.es/users/csca/delegacion/JARDINERIA.htm, 2001).
Algunas coníferas se emplean como ornamentales por su verticalidad. Pueden
recortarse ramas malformadas, con problemas sanitarios o aquellas que estropeen
con su crecimiento la forma de la flecha, esto es, las coníferas sólo admiten poda de
mejora-mantenimiento de su forma.
3.2.5. Plagas y enfermedades de las coníferas
Son afectadas por; araña roja, cochinillas, pulgones, orugas, hongos de suelo, royas
(sobre todo Juniperus), seca del ápice (Chamaecyparis), cancros (Cupressus)
(Disponible en Http://webpages.ull.es/users/csca/delegacion/JARDINERIA.htm, 2001)
3.2.6. Suelos y Plantación
Las necesidades de las coníferas en cuanto a suelo varían con las especies, pero, en
general, se adaptan a la tierra existente en cualquier jardín. A pesar de su rusticidad
es bueno aplicar, a la hora de plantarlas, un buen abonado orgánico y el
correspondiente mineral de fondo. El trasplante de coníferas se hará siempre con
cepellón, colocando un tutor cuando los ejemplares tengan más de 1 m de altura,
especialmente si el cepellón es pequeño o hay pocas raíces. Tras su plantación es
18
aconsejable regar bien, a fin de facilitar el contacto de las partículas de tierra con las
raíces, evitando que queden bolsas de aire. Si el tiempo fuera caluroso o si hubiera
viento, sería conveniente humedecer el follaje (Disponible en
Http://webpages.ull.es/users/csca/delegacion/JARDINERIA.htm, 2001).
3.2.7. Propagación
Todas las coníferas se propagan bien por semillas, pero cuando se trata de
variedades de follaje azul o amarillo, para conservar fielmente estas características
se recurren a medios vegetativos, injertos, esquejes, acodos. El mismo autor indica
diferentes formas de reproducción:
* Abies: Estacas en cultivares enanos; injertos en cultivares azules o de porte llorón.
* Araucaria: Por semillas o por estacas, cuando son de interior.
* Cedrus: Por injerto los cultivares azules y amarillos.
* Chamaecyparis: Por semilla y por estacas.
* Cupressus: Por semillas y estacas para los cultivares de colores amarillo o azul.
* Juniperus: De semilla, estaca (los cultivares); por injerto aquellos cultivares de
enraizamiento difícil.
* Pinus: Por semilla.
*Sequoia: Por semilla.
(Disponible en Http://webpages.ull.es/users/csca/delegacion/JARDINERIA.htm,
2001)
El mismo autor señala que el Chamaecyparis pertenece a la familia de las
Cupresáceas. Son árboles de hoja escamosa aplicada a la rama (cupresoides).
Deben cultivarse en suelos bien drenados, y nunca se ha de permitir en un jardín que
el césped llegue a tocar su base, pues se perderán las ramas básales sin posibilidad
de recuperación. Ramifican todas las especies usadas en jardinería desde la base
del tallo. Existen unas 7 especies de América del Norte, Japón y Formosa.
19
3.3. Tuja (Thuja occidentalis):
Según Zauner, G. (2000) existen seis especies de Tuja, todas ellas originarias de
Norteamérica y Asia oriental. Existe en la actualidad un gran número de formas de
jardín, que se diferencia de la Tuja occidental por su color, forma de su ramitas y su
forma externa, este árbol tan poco exigente se puede podar a voluntad, por lo cual se
utiliza para formar setas siempre verdes. Él sobrenombre que lleva es del árbol de la
vida, tiene su fundamento en la utilización con fines medicinales del aceite de Tuja,
extraído de sus ramitas.
Según Bravo, M. (1987) indica que es un árbol, de porte regular, cónico, de
ramificación densa como en todas las especies de los géneros Thuja y Cupressus,
las hojas son muy pequeñas, de forma escamosa, soldadas a las ramas; el conjunto
de ramas y hojas esta aplastado y aparece como una hoja, una cara superior y una
cara inferior. La cara superior es de un verde oscuro, brillante; la cara inferior
presenta puntas blanquecinas en medio de las escamas. Por frotamiento, las ramas
exhalan un fuerte olor aromático. Los frutos son muy pequeños. La Thuja gigante
crece en la región noreste de América del Norte.
El mismo autor indica que es especie de media luz, soporta sombra al principio,
resiste los fríos invernales y no sufre con las heladas primaverales, pero teme la
sequía estival y exige suelos bastante frescos, aceptando suelos arcillosos mejor que
suelos ligeros. Su madera es bastante ligera, de mucha duración, siendo buena para
ebanistería y muy apreciable para la confección de piquetes y postes. De crecimiento
bastante rápido, esta especie es interesante para emplearla en dimas bastante
húmedas y sobre suelos compactos.
Según Pahlow, M. (1979) indica que es originaria de América se cultiva en Europa
como especie decorativa, de porte arbustivo o arbóreo. Aspecto: puede llegar a
alcanzar hasta una altura de 20 m. Perennifolio de ramas formando ángulo recto en
20
el tronco. Llevan (hojas) escamiformes dispuestas en series regulares. Los frutos son
pequeños, en forma de piña con escamas leñosas.
El mismo autor indica que tiene sustancias activas: aceites esenciales, taninos,
resinas, turbinas y tuyugina (dos toxinas). Se utilizan los brotes preparando
linimentos contra el reuma y antes se tomaban como té diurético. En la homeopatía
contra el reuma, los enfriamientos, los exantemas y las neuralgias.
Son árboles de hoja perenne grandes nativo a China, Japón y América del Norte.
Algunas especies son valiosos árboles de madera debido a su madera durable, y la
mayoría de ellos son valiosos como plantas de uso ornamental. Las dos especies
nativas de América del Norte han sido acostumbradas a algunas magnitudes de
trabajo de la reforestación. Thuja occidentalis raramente se ha allanado para los
propósitos de la silvicultura, pero está entrando en el uso considerable en plantines
de pie de juego. Los propósitos de la silvicultura y de ornamentación de esta especie
es repoblar algunas magnitudes de América del Norte occidental, Europa norteña y
occidental (USA. Departamento de Agricultura, 1948).
Según la Organización de las Naciones unidad para la Agricultura y la Alimentación,
(1991) indica que la semillas de Thuja occidentalis se desarrolla favorablemente en
los países de Australia, Canadá, Denmark, Germany, Netherlands, Yugoslavia, USA.
A un latitud de 26°27” a 46°48” y longitud de 9°50” (E) a 77°27” (W) y una altitud a
nivel del mar a 1650 m.s.n.m.
Los arbustos y flores ocupan un lugar destacado en el diseño de parques y jardines,
pero no menos importancia cobra los árboles. Entre ellos encontramos la tuya, que,
aunque crece de forma espontánea en sus lugares de origen, es muy utilizada en la
jardinería. El también llamado “Árbol de la vida” es una conífera de forma alargada y
cónica cuya altura depende de la variedad; este nombre se fundamenta en la
relación que establecían los nativos del Continente Americano entre el árbol y la
21
salud, ya que utilizaban la vitamina “C” presente en sus hojas en el tratamiento del
escorbuto (Disponible en http://www.tusplantas.com/jardin/arboles/coniferas/, 2003).
Fig. 3. Tuja (Thuja occidentalis) alcanza aproximadamente de 12-15 m de altura.
Es una variedad de crecimiento muy lento. Se puede podar a voluntad y es
poco exigente. Es un árbol siempre verde su sobrenombre es árbol de la vida.
3.3.1. Descripción de la planta
3.3.1.1 La Tuja:
Es una conífera que cuenta con una corona estrecha y su estructura es casi vertebral
(Disponible en http.www.Naturhome.com/construcciones/thuja.htm, 2002).
22
3.3.1.2. Las Ramas:
La característica de esta conífera es, que sus ramas tienden hacia el suelo en los
árboles que crecen abiertamente.8
3.3.1.3 El Tronco:
El tronco de esta especie muchas veces se divide en dos o más troncos secundarios
de tamaño igual.9
3.3.1.4 El Follaje:
El follaje de estas coníferas es del tipo escalado muy típico en esta clase de
especies.10
3.3.1.5 La Corteza:
El anterior sitio menciona también que el tipo de corteza es fibroso, algunas veces se
la puede encontrar agrietada.11
3.3.1.6 La Altura:
Según Zauner, G. (2000) un árbol maduro puede alcanzar una altura de 12-15 m.
con un diámetro de 30-60 cm, raras veces de altura 21-24 m y diámetro de 120-150
cm. Crecimiento extremadamente lento; llega a 12 m después de 50 años creciendo
sobre muy buen terreno; puede que solo llegue a 5 m o menos en lugares pobres.
8
http.www.Naturhome.com/construcciones/thuja.htm, 2002 9
Ibidem 10
Ibidem 11
Ibidem
23
El mismo autor menciona que la edad puede exceder los 800 años, lo cual lo
convierte en el árbol más viejo de los Bosques del Norte, con la posible excepción de
algunos clones de álamos.
3.3.1.7 La Raíz:
Las plantaciones desarrollan raíces profundas en suelos con un buen drenaje y
raíces superficiales en suelos saturados. Con la edad desarrolla un sistema de raíces
amplio bien adaptado con el fin de obtener agua y nutrientes de las grietas de las
rocas.12
3.3.2. Reproducción vegetativa
Los tres párrafos a continuación indican que bajo condiciones de humedad
favorables, se reproduce por acodos. Las plantaciones se pueden reproducir por
acodos a los 5 años de edad, o antes. Estos acodos son causa de la reproducción.
Este tipo de reproducción es común en bosques de terreno pantanoso donde los
árboles a menudo caen o se inclinan lentamente (Disponible en
http.www.Naturhome.com/construcciones/thuja.htm, 2002).
Los árboles y plantones establecidos pueden caer a medida que su peso aumenta y
el sustrato se pudre. Las ramas de un árbol caído con raíces vivas pueden empezar
a crecer verticalmente. Eventualmente, con el crecimiento del nuevo brote, el tallo o
tronco contactará el suelo y echará raíces. El color del haz y envés de la rama es de
color verde intenso, en el invierno se ve pardo. Olor desagradable. Semillas aladas.
Su Mesología de zonas frías y húmedas, preferentemente suelos calizos (calcícola) y
mojados (hidrófila). Resistente al invierno. Umbrótica. Se adapta a distintos medios si
existe madurez.
12 http.www.Naturhome.com/construcciones/thuja.htm, 2002
24
Se utiliza en jardinería pero con poca intensidad. Tiene mayor utilización
farmacológica (quita verrugas). La Thuja, procedente del latín occidentalis, “del
oeste u occidental”. Con nombres comunes como: Cedro blanco del Norte, Cedro
blanco del este, Arborvitae, Arborvitae del Este, Cedro de los pantanos, Cèdre
blanco, Tuja (Suecia), Amerikanischer Lebensbaum (Alemania).
3.3.3. Taxonomía
Reino Plantae
División Coniferaphyta
Clase Pinopsida
Orden Pinales
Familia Cupressaceae
Genero Thuja
(www.Naturhome, 2002)
3.3.4. Hábitat
Habita tanto en tierras altas, como en tierras bajas. En tierras altas principalmente en
acantilados de piedra caliza, campos de piedras; en tierras bajas en pantanos, a
orillas de ríos y lagos (Disponible en
http.www.Naturhome.com/construcciones/thuja.htm, 2002).
Señala que la Thuja y el Chamaecyparis son similares por lo que se les suele
confundir. Las hojas se aplastan contra las ramas y tienen los bordes rizados. Se
adaptan a la mayoría de los suelos, excepto los encharcados o mal drenados. Hay
unas 5 especies de China, Japón y Norteamérica (Disponible en
http://webpages.ull.es/users/csca/delegacion/JARDINERIA.htm, 2001)
25
3.3.5. Cultivo y Usos
Se multiplica por semillas, y las variedades se injertan. Se utiliza por su follaje,
incluso recortado en setos. Soporta el sol y la media sombra y suelos neutros o
ligeramente ácidos. La acción del frío pone el follaje con tonos marrones que no
deben asustarnos. Su madera es rígida y aromática, pero poco rentable para
explotación. Especie cultivada ampliamente y con numerosos cultivares en el
mercado (Toogood, A. 2000).
3.4. Fitoreguladores
La existencia de auxinas fue demostrada por F. W. Went en 1928 mediante un
sencillo e ingenioso experimento, que consiste a grandes rasgos en lo siguiente: a
varias plántulas de avena recién brotadas del suelo se les cortaba la punta, que
contiene una vainita llamada coleóptilo; después del corte, la planta interrumpía su
crecimiento. Si a alguna planta decapitada se le volvía a colocar la puntita, se notaba
que reanudaba su crecimiento, indicando que en la punta de las plántulas de avena
existía una sustancia que la hacía crecer (Salisbury, F. y Ross, C. 1994).
Los tres párrafos a continuación indican que el nombre auxina significa en griego
"crecer" y es dado a un grupo de compuestos que estimulan la elongación. El ácido
indolacético (AIA) es la forma predominante, sin embargo, evidencia reciente sugiere
que existen otras auxinas indólicas naturales en plantas. La auxina es miembro de un
grupo de hormonas vegetales; son sustancias naturales que se producen en las
partes de las plantas en fase de crecimiento activo y regulan muchos aspectos del
desarrollo vegetal. Afectan al crecimiento del tallo, las hojas y las raíces y al
desarrollo de ramas laterales y frutos. Las auxinas influyen en el crecimiento de estos
órganos vegetales estimulando la elongación o alargamiento de ciertas células e
inhibiendo el crecimiento de otras, en función de la cantidad de auxina en el tejido
vegetal y su distribución (Rojas, M. 1972).
26
Aunque la auxina se encuentra en toda la planta, las más altas concentraciones se
localizan en las regiones meristemáticas en crecimiento activo. Se le encuentra tanto
como molécula libre o en formas conjugadas inactivas. Cuando se encuentran
conjugadas, la auxina se encuentra metabólicamente unida a otros compuestos de
bajo peso molecular. Este proceso parece ser reversible. La concentración de auxina
libre en plantas varía de 1 a 100 mg/kg. peso fresco. En contraste, la concentración
de auxina conjugada ha sido demostrada en ocasiones que es sustancialmente más
elevada
Una característica sorprendente de la auxina es la fuerte polaridad exhibida en su
transporte a través de la planta. La auxina es transportada por medio de un
mecanismo dependiente de energía, alejándose en forma basipétala desde el punto
apical de la planta hacia su base. Este flujo de auxina reprime el desarrollo de brotes
axilares laterales a lo largo del tallo, manteniendo de esta forma la dominancia apical.
El movimiento de la auxina fuera de la lámina foliar hacia la base del pecíolo parece
también prevenir la abscisión.
Tras el descubrimiento del AIA, se pensó que, si una estructura tan simple era capaz
de producir respuestas tan notables sobre el crecimiento, tendría que haber más
compuestos con propiedades análogas; muchos investigadores comenzaron a
ensayar diferentes moléculas para ver si tenían las propiedades descritas para el
AIA, y así, pronto se descubrió que también era capaz de favorecer el crecimiento de
las células el ácido indenoacético, el ácido 2-benzofuranacético, el ácido 3-
benzofuranacético, el ácido naftalenacético y una serie de compuestos (Sivori, M. y
Caso, O. 1980).
El mismo autor señala que posteriormente, se vio que otros compuestos que poseían
anillo indólico también resultaban activos, como el ácido 3-indolpirúvico, y el ácido
indolbutírico derivados del naftaleno como el ácido naftil-1-acético y el ácido naftoxi-
2-acético. Por último, el hecho de que algunos ácidos fenoxiacéticos tenían actividad
auxínica llevó al descubrimiento del 2, 4-diclorofenoxiacético (2, 4-D) con una gran
27
actividad. A partir de aquí se desarrolló una amplia gama de moléculas con actividad
auxínica, como el ácido 2-metil, 4-cloro fenoxiacético (MCPA) y el ácido 2, 4, 5-
triclorofenoxiacético (2, 4, 5 - T), ambos con propiedades herbicidas cuando se
emplean a concentraciones elevadas y utilizados como armas químicas.
Los siguientes ocho párrafos a continuación indican que en algunos tejidos las
auxinas controlan la división celular, como sucede en el cambium. Si a tallos
decapitados de Coleus se les aplica AIA, el número de elementos de xilema que se
forman es proporcional a la cantidad de AIA aplicado (Barcello, J. y Nicolás, G.
1995).
El desarrollo de las técnicas de cultivo de tejidos fue posible gracias a la acción de
las auxinas sobre la división celular. Así, un trozo de zanahoria colocado en un medio
de cultivo sin auxinas sufre unas cuantas divisiones y se muere, pero si se añade AIA
a una concentración de 10-6
M se dividen las células de forma rápida y puede durar
muchos años. En otros casos, es necesaria la presencia de otras hormonas para
garantizar una división celular continuada.
Sin embargo, conviene llamar aquí la atención sobre los cultivos de tejidos
adaptados; son aquellos cultivos que, tras varias transferencias en un medio con
auxinas, se hacen frágiles y semitransparentes a la vez que son capaces de
sintetizar su propia auxina. El proceso de rizogenésis está íntimamente ligado con la
división celular, siendo práctica normal en horticultura y, sobre todo, en los viveros,
aplicar auxinas a los esquejes para favorecer el enraizamiento.
Establece que hay otros muchos procesos de correlación, como la dominancia apical
e inhibición del crecimiento de yemas laterales; inducen el desarrollo del sistema
radicular y aéreo; inducen el crecimiento de los frutos (biosíntesis de etileno, cuaje y
maduración); estimulan la formación de flores, frutos (partenocárpicos en ocasiones),
raíces y semillas; fototropismo o procesos de abscisión o caída de los frutos en que
también las auxinas juegan un papel importante.
28
El efecto de la auxina sobre las células vegetales es importante para controlar las
funciones llamadas tropismos. Se llama tropismo a la respuesta de una planta a
estímulos externos y causa el cambio de la dirección de crecimiento; los tropismos se
materializan en inclinaciones, giros o curvaturas del tallo. Cuando una planta de
interior se coloca en una ventana soleada, parece inclinarse hacia la luz, esta
respuesta al estímulo luminoso se llama fototropismo.
Se cree que la luz destruye la auxina del tallo y provoca así un desequilibrio, de
manera que la concentración de la hormona es mayor en la cara no iluminada. Al
recibir más auxina, las células de este lado más oscuro se alargan más que las del
soleado y hacen que la planta se incline hacia la luz.
El geotropismo es la respuesta de la planta a la gravedad. Si una planta en
crecimiento se coloca de lado, el tallo tiende a curvarse hacia arriba y las raíces
hacia abajo. Como en el caso del fototropismo, esto se debe a un desequilibrio en la
distribución de la auxina. Cuando la planta está horizontal, la fuerza de la gravedad
hace que la auxina se desplace hacia la parte inferior del tallo. Al contrario que en el
tallo, en las raíces la auxina inhibe el alargamiento de las células; por tanto, las de la
cara superior se alargan más y la raíz se curva hacia abajo.
El ácido indolacético, es la auxina más común, se suele formar cerca de los brotes
nuevos, en la parte superior de la planta, y fluye hacia abajo para estimular el
alargamiento de las hojas recién formadas. Los científicos han obtenido compuestos
químicos, llamados estimulantes del crecimiento, basados en las auxinas naturales.
Estas sustancias sintéticas, que se aplican en forma de aerosol o de polvo, se usan
para frenar el brote de los ojos o yemas de las patatas almacenadas, para destruir
las malas hierbas de hoja ancha y para evitar la caída prematura de frutos y pétalos
de flores. Las sustancias de crecimiento se usan también para obtener frutos sin
semillas, como tomates, higos y sandías, y para estimular el crecimiento de las
raíces en los esquejes.
29
Los siguientes seis párrafos indica que existe información suficiente para demostrar
que el AIA se sintetiza a partir de triptófano. Esta transformación pueden llevarla a
cabo microorganismos e incluso se puede producir una conversión oxidativa cuando
el triptófano se encuentra en presencia de peroxidasas y de radicales libres. Las vías
de síntesis del AIA se basan en la evidencia obtenida a partir de la presencia de
intermediarios y su actividad biológica y el aislamiento de enzimas capaces de
convertir in vivo estos intermediarios en AIA (Bidwell, R. 1993).
Queda por definir en que órgano o tejido se lleva a cabo la biosíntesis de las auxinas
en condiciones naturales. Aunque se han realizado diversos estudios sobre la
distribución de la auxina en la planta, hay que hacer notar que lo que se mide en un
momento dado es el balance entre síntesis, metabolismo y transporte, tanto de
entrada como de salida. También conviene añadir que el hecho de que un órgano
sea capaz de sintetizar AIA a partir de triptófano sólo nos dice que ese sistema
dispone de la maquinaria necesaria para realizarlas en las condiciones del
experimento. Mediante distintas líneas de evidencia se ha podido llegar a sugerir
cuáles son los órganos o tejidos más probables en llevar a cabo la síntesis de AIA en
la planta.
En el ápice del coleóptilo de las gramíneas se sintetiza AIA. Como ya hemos visto, el
máximo contenido de esta hormona se localiza en el ápice y puede establecerse un
gradiente hacia la base. Se han hecho objeciones a esta hipótesis, como que la
auxina que hay en el ápice no se sintetiza in situ, sino que procede de las semillas y
es transportada al ápice a donde se desplaza por el xilema. Esto se apoya en que en
líquidos de gutación de coleóptilos decapitados se detecta AIA. Sin embargo, la
capacidad de los coleóptilos para convertir C-triptofano en AIA hace pensar que los
coleóptilos son capaces de sintetizar su propia auxina.
En tallos de diferentes especies se ha encontrado AIA, así como en cambium, xilema
y floema de Acer, Fraxinus y Populus. Se piensa que el AIA del tallo está en tránsito
procedente de otros lugares de síntesis, aunque algo puede sintetizarse in situ y,
30
probablemente, esta capacidad será mayor en tallos jóvenes. La producción de
auxina se sugiere que puede estar ligada al cambium de tal forma que la autólisis del
contenido celular de células de xilema en diferenciación libera triptófano que es
convertido en AIA.
En las hojas se ha encontrado AIA y parece que su contenido decrece con la edad,
aunque puede haber un nuevo aumento en tejido senescente, probablemente a
causa del aumento de triptófano como consecuencia de la proteolisis. Si se añade C-
triptófano a hojas, éstas son capaces de transformarlo en AIA, aunque sean más
eficientes las hojas más jóvenes. Hay que considerar la posibilidad de que los
elevados niveles de AIA que se miden en tejidos jóvenes pueden ser consecuencia
de la presencia de sustancias protectoras que eviten su oxidación, y no de una
elevada actividad biosintética.
Las semillas en desarrollo son un importante centro de producción de AIA, como se
ha demostrado en semillas de maíz, que alcanzan su máximo cuando aún están
como leche y, al madurar, el AIA forma ésteres con el mio-inositol. En óvulos de
algodón también se han medido cantidades elevadas de AIA. En frutos, el contenido
en AIA aumenta tras la polinización alcanzándose un máximo; así, en fresas se pasa
de 3.6 mg de AIA a 127 mg de AIA por frutos a los 12 días de la polinización e
iguales máximos se encuentran en manzanas, uvas, tomates y otros.
Según Azcon-bieto J. y Talón M. (1996) En raíces se ha detectado AIA, aunque más
bien parece que procede de las partes aéreas. Se ha visto que en raíces de maíz,
hay más en la estela que en el córtex y más contenido aún en la cofia. Se puede
concluir que los lugares más importantes de síntesis de auxina son: las hojas jóvenes
en expansión, el tejido cambial, los ovarios inmaduros y semillas en desarrollo. Sin
embargo, otros tejidos también tienen la capacidad de sintetizar AIA (hojas maduras,
tallos y raíces).
31
El mismo autor indica que se ha propuesto una hipótesis basada en que los lugares
de síntesis activa de auxina están asociados con la muerte de las células, ya sea
durante la diferenciación vascular, la digestión del endospermo o la senescencia de
las hojas. Según esto, el triptófano es el factor limitante para la síntesis de auxinas y
el nivel del triptófano en células vivas es normalmente demasiado bajo para que haya
síntesis. Al morir la célula se libera triptófano mediante autólisis de las proteínas, lo
que hace que aumente la concentración de triptófano y pueda llevarse a cabo la
síntesis de AIA.
Los tres párrafos a continuación indican que una hormona se caracteriza por
moverse en el organismo vegetal desde un punto de síntesis hasta su lugar de
acción. A pesar de algunas objeciones, está claro que existe un movimiento de las
auxinas a través del organismo; este desplazamiento de un lugar a otro se denomina
transporte de la auxina, aunque los mecanismos que participan en este proceso no
sean totalmente conocidos (Rojas G. 1986).
La peculiaridad más notable del transporte auxínico es que se realiza de forma polar,
es decir, en un segmento de tallo irá siempre en dirección basipétala, en un
segmento de raíz irá en dirección aceopétala (se desplazaría hacia el ápice de la
raíz). La polaridad del transporte de auxina fue puesta de manifiesto por Went en
coleóptilos de avena. Posteriormente se demostró en otros tejidos, tanto de tallos
como de raíces.
En plantas intactas, la dirección del movimiento depende de la zona de aplicación de
la hormona, y se desplaza desde el lugar de aplicación (fuente) hasta el lugar de
consumo (sumidero). Así, si se aplica una auxina en hojas adultas, irá a donde vayan
los productos de la fotosíntesis que esa hoja exporta a través del floema. Existen
trabajos que apoyan la presencia de auxinas en la corriente transpiratorias del
xilema.
32
Los siguientes siete párrafos indican que las plantas, aunque carecen de sistema
nervioso, poseen, al igual que los animales, un sistema hormonal de comunicación a
larga distancia mediante el cual las células diana traducen la señal hormonal en una
respuesta específica. Aunque se desconoce cuáles son los mecanismos que regulan
esta transmisión se piensa que pueden parecerse a los que funcionan en los
animales. Estos receptores son proteínas que se unen de forma específica y
reversible a la señal química; tras realizarse la unión experimentan un cambio
conformacional, pasando de una forma inactiva a una forma activa, poniendo en
marcha un programa molecular que conduce a la respuesta característica
(Guimaraes, M. 1989).
La búsqueda de receptores para auxinas en plantas se ha basado en el estudio de
dos respuestas características: la proliferación de callos e inducción de raíces o tallos
regulado por el balance auxinas/citoquininas y la elongación del coleóptilo o
secciones de tallo.
En callos desarrollados a partir de médula de tabaco se encontró que existían tres
clases de proteínas que actuaban como receptores, perfectamente distinguibles por
su capacidad de ligamiento y su localización. Dos de estas proteínas estaban ligadas
a membranas y localizadas en el plasmalema, una de ellas presenta ph4 elevada
afinidad con el ácido naftilftalámico (NPA), un potente inhibidor sintético del
transporte de AIA: ligaría el AIA en la zona del plasmalema que limita con el
citoplasma y lo transportaría a través de la membrana al apoplasto.
La otra proteína tiene una afinidad mayor por el AIA 10-7 M a ph 5 y no liga NPA, se
localiza en la parte exterior de la membrana plasmática, dada la elevada
concentración de auxinas necesaria para la inducción de raíces en el callo de médula
de tabaco y la baja afinidad de esta proteína por las auxinas naturales podría estar
implicada en el proceso de regeneración radicular.
33
En fracciones solubilizadas de tejidos homogeneizados se localiza una tercera
proteína citoplásmica / nuclear a muy baja concentración, con elevada afinidad por el
AIA 2.5 nm a ph 7.5, superior a la de las proteínas de membrana, la existencia de
esta proteína hace pensar que jugaría un papel análogo al que explica el mecanismo
de acción de las hormonas esteroides en células animales: la auxina controlaría
directamente la actividad transcripcional en el núcleo al acoplarse con el receptor
citoplásmico / nuclear.
En coleóptilos de maíz se han buscado receptores que ayudarán a explicar la
respuesta más característica de las auxinas, es decir, la elongación celular,
llegándose a la evidencia de que existen tres fracciones membranosas con
capacidad de ligar auxinas. Estas fracciones son el retículo endoplásmico, el
tonoplasma y la membrana plasmática. Para el receptor del retículo endoplásmico la
constante de afinidad frente a ANA es 0.5-0.7 µM y la afinidad del receptor frente a
varias auxinas y compuestos relacionados guarda bastante paralelismo con la
actividad promotora del crecimiento de los mismos.
A pesar de que en los coleóptilos de maíz el retículo endoplásmico es el receptor
mayoritario en el control de la acción de la auxina sobre el crecimiento, en el caso de
células de callo de médula de tabaco ya hemos visto que no se localiza ningún
receptor en RE, por tanto no puede generalizarse que éste receptor localizado en el
RE sea el punto central para la acción de las auxinas.
Según Larqué, A. (1993) El termino auxinas agrupa un serio de compuestos
químicos naturales y sintéticos que causan diversos efectos biológicos a las
diferentes especies vegetales, o variados efectos a una misma especie, dependiendo
de la etapa fenológica en que se efectúe su aplicación. Como ejemplo de la variedad
de respuesta, la auxina más típica, el ácido indolacético (AIA), provoca estimulación
del crecimiento del tallo, estimulación de la división celular, inhibición del crecimiento
radical, control sobre la diferenciación del sistema vascular y sobre la dominancia
34
apical, retraso en la senecencia, promoción de la floración, así como amarre y
maduración de frutos.
El mismo autor indica que con base en algunos de estos efectos se han desarrollado
diversos métodos biológicos, denominados bioensayos, cuya finalidad es la
detección y cuantificación de los reguladores del crecimiento vegetal.
Los cinco párrafos a continuación indican que las hormonas vegetales se conocen
también se como fitohormonas o fitoreguladores. Se las define “como sustancias
químicas orgánicas producidas por las plantas, que en pequeñas concentraciones
actúan en un lugar distinto donde se las produce, interviniendo en el metabolismo del
desarrollo ya sea estimulado, inhibiendo o modificando cualquier proceso fisiológico
de la planta”. Las hormonas se clasifican en tres grupos principales: Las hormonas,
cofactores e inhibidores (Rodríguez M. 1991).
La auxina se define, “como una sustancia química orgánica producida naturalmente
en la planta, que estimula el crecimiento y otras funciones fisiológicas en el sitio
alejado del lugar de producción y que actúan en concentraciones bajas.
Estudios detallados sobre la presencia de una enzima capaz de convertir el triptofano
en AIA en los coleóptilos de avena, han puesto de manifiesto que existe una alta
correlación entre la distribución de AIA y la enzima. Dicha enzima se encuentra
presente en una cantidad mucho mayor que en el ápice, y su concentración
desciende progresivamente al acercarse a la base del coleóptilo.
Las Auxinas son las fitohormonas responsables de las nastias y tropismos. Además
participan en una gran variedad de fenómenos dentro de la planta. Así en el
desarrollo del fruto es consecuencia de la liberación de auxinas por la semilla. De
hecho muchos cultivadores inducen el desarrollo del fruto en flores no polinizadas
(frutos partenocárpicos) mediante la aplicación de auxinas a las flores. Otro
fenómeno gobernado por las auxinas es la dominancia apical o inhibición del
35
desarrollo de las yemas laterales por la yema apical. Este hecho parece estar
producido por el transporte descendente de auxina.
La caída de las hojas y frutos, así como la iniciación de la raíz, también parece ser
gobernada por las auxinas. En el primer caso se ha observado que demora su
desprendimiento, mientras que en el segundo estimulan la aparición de raíces, como
es el caso de las raíces adventicias. Como vemos el abanico de procesos
gobernados por las auxinas es muy variado. Sin embargo, su mecanismo de acción
no se conoce con certeza.
Los siguientes ocho párrafos indican que se sabe que el crecimiento de las plantas
no solo esta determinado por la absorción de sustancias minerales a través de las
raíces y por los hidratos de carbono sintetizados en las hojas, sino también por
ciertas sustancias químicas que actúan como agentes específicos y correlacionan el
crecimiento entre las diversas partes de la planta. Estos agentes son las hormonas
vegetales o fitohormonas (Fernández, G. y Johnston, M. 1986).
Una característica común de las hormonas es su capacidad para inducir o reprimir
algún proceso de crecimiento en la planta o actuar en forma localizada en un sitio
que no es de su síntesis. Se ha visto que muchas sustancias sintetizadas en
laboratorio, cuando son aplicadas a las plantas, tienen efectos similares a los
causados por las hormonas naturales. Estas sustancias se conocen como hormonas
de crecimiento. En muchos casos estos reguladores han sido usados con éxito en
estudios de procesos controlados internamente por las fitohormonas, proporcionando
así una herramienta poderosa al agricultor moderno para regular el crecimiento de
las plantas, la época de floración, la cuaja de frutos.
Las hormonas han sido clasificadas en cinco grupos: auxinas, giberilinas, citocininas,
inhibidores y etileno. Entre las hormonas el grupo más conocido es el de las auxinas,
compuestos que ejercen diversos efectos en el crecimiento vegetal. La auxina más
estudiada y más abundante en la planta es el ácido indolacético (AIA). Muchos
36
compuestos químicos, más o menos relacionados en su estructura con el AIA,
pueden substituirlo para provocar similares respuestas de crecimiento. Un ejemplo
bien conocido es el 2.4-D, constituyente de muchos herbicidas.
Se ha observado la presencia de varios compuestos tipo indol en las plantas, pero es
probable que su actividad como auxina se deba a su conversión en AIA. Los efectos
de la auxina en el crecimiento y desarrollo son numerosos y diversos. Algunos de
estos involucran interacciones con otras fitohormonas y en muchos casos están
relacionados con los que ejerce a nivel celular.
La auxina se sintetiza principalmente en el ápice del tallo y raíces, de donde migran a
la zona de elongación y a las otras zonas donde ejercerá su acción. Esta migración
desde el ápice es, aproximadamente, de 1 cm/hr. Y siempre es unidireccional: desde
el ápice a la base (basipeta). Este movimiento se conoce como transporte polar. Uno
de los efectos fundamentales del AIA se observa en el fenómeno de elongación. En
muchos casos segmentos de tollos donde se elimino la auxina endógena denotan
elongación en presencia de AIA exógena. Esta elongación es proporcional, dentro de
ciertos límites, a la concentración de la auxina usada.
El efecto hormonal más conocido del AIA es el papel que juega en el tropismo al
determinar la curvatura de ciertos tejidos en respuesta a un estimulo localizado. Esta
curvatura es el resultado de una distribución asimétrica de auxina en el órgano. Otro
de los papeles importantes de las auxinas es iniciar o promover la división celular.
Así, la iniciación de la actividad cambia en muchos árboles durante la primavera es
controlada por la auxina, que difunde basipetalmente desde las yemas ápicales. De
la misma manera, la formación de raíces a partir de la región del periciclo en tallos
puede ser inducida con la aplicación de auxinas.
Las raíces que se originan en las estacas reciben el nombre de raíces adventicias.
Estas raíces pueden originarse de primordios radicales existentes en el tallo (ej.
Salix) y cuyo desarrollo sólo requiere condiciones favorables; o bien, a partir de
37
primordios radicales adventicios cuyo desarrollo se induce artificial mente. Además
de estos efectos directos de promoción de división de células y elongación, la auxina
tiene otros correlativos en el crecimiento de las plantas. Por ejemplo determina el
fenómeno de dominancia apical, es decir, en plantas intactas sólo crece la yema
apical y no las próximas a ella.
La auxina también es importante para regular la caída de hoja y frutos. Cuando la
hoja se vuelve deficiente en la producción de auxina se forma en el pecíolo un tejido
especial llamada capo de abscisión que aísla la hoja, permitiendo su caída.
Los siguientes dos párrafos indican que el nombre auxina significa en griego 'crecer'
y es dado a un grupo de compuestos que estimulan la elongación. El ácido
indolacético (AIA) es la forma predominante, sin embargo, evidencia reciente sugiere
que existen otras auxinas indólicas naturales en plantas. Aunque la auxina se
encuentra en toda la planta, las más altas concentraciones se localizan en las
regiones meristematica en crecimiento activo. Se le encuentra tanto como molécula
libre o en formas conjugadas inactivas. Cuando se encuentran conjugadas, la auxina
se encuentra metabólicamente unida a otros compuestos de bajo peso molecular
(Rovalo, M. y Rojas, G. 1988).
Este proceso parece ser reversible. La concentración de auxina libre en plantas varía
de 1 a 100 mg/kg peso fresco. En contraste, la concentración de auxina conjugada
ha sido demostrada en ocasiones que es sustancialmente más elevada. Una
característica sorprendente de la auxina es la fuerte polaridad exhibida en su
transporte a través de la planta. La auxina es transportada por medio de un
mecanismo dependiente de energía, alejándose en forma basipétala desde el punto
apical de la planta hacia su base. Este flujo de auxina reprime el desarrollo de brotes
axilares laterales a lo largo del tallo, manteniendo de esta forma la dominancia apical.
El movimiento de la auxina fuera de la lámina foliar hacia la base del pecíolo parece
también prevenir la abscisión.
38
4. MATERIALES Y MÉTODOS
4.1. Localización del área de estudio
4.1.1. Ubicación Geográfica
El presente estudio se llevó a cabo en los predios municipales del vivero de Aranjuez
situado a 12 Km. al Sur del centro de la ciudad de La Paz, sobre la carretera a
Mallaza junto al río La Paz. De acuerdo a sus coordenadas geográficas el predio
municipal se encuentra a 68º04” de longitud Oeste y a 16º29” de latitud Sur (Claros, J
2003).
4.1.2. Características Ecológicas
Aranjuez se encuentra dentro de las zonas climáticas relativamente favorables con
una altura de 3200 m.s.n.m. cuenta con un clima variado con una temperatura
promedio de 18 ºC. (Máxima 26 ºC. y mínima –1 ºC.) Con precipitaciones promedio
anual acumulada de 600 mm con vientos de dirección SE, con velocidad media de 5
nudos y Humedad relativa de 40 a 69 % (Claros, 2003).
En el cuadro 1, se muestran las temperaturas máximas y mínimas dentro el
invernadero, durante el periodo de trabajo.
39
TE
MP
ER
ATU
RA
(°C
)
Cuadro 1. Temperaturas promedio tomadas al interior del invernadero.
TEMPERATURA AMBIENTE EN EL
35 INVERNADERO (ºC)
30 30,3
25
20
15
11,53 10
25,9 25,05 8,96
5,73
21,5 20,92
23,33 24,26
7,65
28,69
9,97
T° MAX °C
T° MIN °C
5 3,86
4,88 5
0
TIEMPO (MESES)
En el Cuadro 1, se muestran las temperaturas máximas y mínimas que se registraron
durante el periodo de trabajo, llegando a una temperatura máxima de 30.3 ºC y una
temperatura mínima de 3.86 ºC, temperaturas favorables para el desarrollo de las
estacas.
4.2. Materiales
4.2.1 Material Vegetal
*Estacas de Pino Japonés (Cryptomeria japónica). 100 Estacas
*Estacas de Falso Ciprés (Chamaecyparis obtusa). 100 Estacas
*Estacas de Tuja (Thuja occidentalis). 100 Estacas
40
4.2.2. Fitoreguladores
*Roothor (AIB – ANA). 250 cc.
*Ana (ANA). 2 gr.
*Rapid Root (AIB). 3 gr.
4.2.3. Sustrato
*Turba 1 M3
*Arena 1 M3
*Cascarilla de arroz. 1 M3
4.2.4. Material de campo
*Flexometro 1 Pza.
*Planilla de anotaciones 1 Pza.
*Pala 2 Pza.
*Tijeras de Podar 2 Pza.
*Carretilla 2 Pza.
*Termómetro 1 Pza.
*Bolsas negras de polietileno ∅ =25cm. 300 Unid.
*Macetas plásticas 12 Pza.
4.2.5. Material de gabinete
*Computadora 1 Equipo
*Calculadora 1 Equipo
41
4.3. Métodos
4.3.1. Procedimiento experimental
a) Colecta y tratamiento del esqueje.
- Se realizó la colecta de esquejes tomando un tamaño de 15 a 20 cm. de longitud
cuidando que estos esquejes sean jóvenes sin ninguna enfermedad ni que presenten
frutos. El corte de esquejes se realizo en un ángulo de 45º, justo por debajo del
último nudo.
Fig. 4. Plantas madres jóvenes, sanas y sin frutos para la recolección de
esquejes de las distintas coníferas.
- Posteriormente se realizó la mezcla de los sustratos para luego colocarlos en los
enraizadores o macetas plásticas, previa desinfección con agua caliente; del mismo
42
modo, se colocaron los sustratos de turba, arena y cascarilla de arroz en la misma
proporción para evitar una quemazón en las nuevas raíces.
- Se eliminaron los restos laterales o aciculares del tercio inferior de cada tallo (En
este caso, de las pequeñas heridas de los tallos favorecen el enraizamiento), medida
muy aconsejable.
- Posteriormente se sumergió la base de cada esqueje en el fitoregulador de
enraizamiento líquido por un tiempo de 24 hrs. En cada maceta se realizo una
pequeña hoyadura en el sustrato para introducir el esqueje con mucho cuidado
tratando de no limpiar el Fitoregulador, después se apisona la superficie para que el
sustrato entre en contacto con el esqueje, luego se procedió a regar procurando no
saturar el sustrato.
- Del mismo modo se hunden los esquejes en el Fitoregulador en polvo y se realiza la
operación anterior.
b) Mantenimiento de los esquejes en macetas y bolsas.
- El efecto de enraizamiento de los Fitoreguladores se determino a los tres meses de
sembrados los esquejes, esto es según metodología sugerido por Toogood, A.
(2000), que el tiempo aproximado para el enraizamiento en coníferas. Al colocar las
plantas en las nuevas bolsas se procuro colocar la misma proporción de sustrato en
las nuevas macetas o bolsa de polietileno.
- En la instalación de las macetas de enraizamiento se tendrá una distancia de 5 cm.
entre esquejes y entre filas también de 5 cm. Luego se procuro que todos los
esquejes queden etiquetados correctamente para evitar confusiones posteriores.
43
Fig. 5. Etiquetado de los esquejes para evitar confusiones entre especies con
su respectivo distanciamiento, dentro del invernadero.
- Se consideró regar ligeramente el sustrato sin saturarlo para evitar la pudrición de
los esquejes y de las futuras nuevas raíces. Luego se procedió al colocado de semi-
sombra en el invernadero, procurando una buena aireación, además de una mejor
retención de humedad, calor, evitando un golpe de sol directo sobre los esquejes. Se
procuro airear por lo menos una vez a la semana por el lapso de 30 min. Y se regó
cada vez que fue necesario.
44
Fig. 6. Semi-sombra colocada al interior del Invernadero para evitar el golpe de
sol sobre los esquejes.
c) Evaluación del desarrollo radicular.
- La evaluación del desarrollo radicular, se realizó al finalizar el trabajo de campo
observando los esquejes que fueron tratados con sus respectivos Fitoreguladores.
Cuando los esquejes presentaron la formación de nuevas raíces se incremento la
ventilación y se aumentó la luz para favorecer el crecimiento de las mismas
ofreciéndoles una buena aclimatación para luego llevar los esquejes al lugar
definitivo.
- El comportamiento de los diferentes Fitoreguladores sobre los esquejes, tomando
un porcentaje de la cantidad de enraizamiento en relación a las Hormonas utilizadas.
Se coloco en bolsas individuales con sus respectivas etiquetas, cuidando de no
dañarlas para posteriormente llevarlas al lugar definitivo.
45
Fig. 7. Embolsado de las coníferas para su aclimatación y su posterior traslado
al lugar definitivo. Este procedimiento se realiza para que las nuevas coníferas
se aclimaten a las condiciones del lugar, teniendo además una buena aireación
que favorece el desarrollo de las nuevas raíces.
4.3.2. Diseño experimental
El diseño experimental a utilizarse será Diseño Completamente al Azar (DCA) con
dos factores, que tiene el siguiente modelo aditivo lineal:
Modelo Lineal Aditivo:
Xijk = µ + αi + γj + αγij + εijk
46
Donde:
Xijk = Una observación cualquiera
µ = Media general de experimento
αi = Efecto del i-ésimo de la conífera (Sp.)
γj = Efecto j-ésimo nivel de fitoregulador
αγij = Interacción del i-ésimo de la conífera (Sp.)
con el j-ésimo de nivel del fitoregulador (Interacción A*B)
εijk = Error experimental, Error de sub. Parcela, (Error b)
FACTORES:
Factor A: CONIFERAS
Nivel:
a1: Pino Japonés (Cryptomeria japónica)
a2: Falso Ciprés (Chamaecyparis obtusa)
a3: Tuja (Thuja occidentalis)
Factor B: FITOREGULADORES
Variedades:
b0: Testigo
b1: Roothor (AIB - ANA)
b2: Ana (ANA)
b3: Rapid Root (AIB)
47
Tratamientos:
T1
T2
T3
T4
T5
T6
: (a1 x b0)
: (a1 x b1)
: (a1 x b2)
: (a1 x b3)
: (a2 x b0)
: (a2 x b1)
= Pino Japonés (Cryptomeria japónica) x Testigo
= Pino Japonés (Cryptomeria japónica) x Roothor
= Pino Japonés (Cryptomeria japónica) x Ana
= Pino Japonés (Cryptomeria japónica) x Rapid Root
= Falso Ciprés (Chamaecyparis obtusa) x Testigo
= Falso Ciprés (Chamaecyparis obtusa) x Roothor
T7
T8
: (a2 x b2)
: (a2 x b3)
= Falso Ciprés (Chamaecyparis obtusa) x Ana
= Falso Ciprés (Chamaecyparis obtusa) x Rapid Root
T9
T10
: (a3 x b0)
: (a3 x b1)
= Tuja (Thuja occidentalis) x Testigo
= Tuja (Thuja occidentalis) x Roothor
T11
T12
: (a3 x b2)
: (a3 x b3)
= Tuja (Thuja occidentalis) x Ana
= Tuja (Thuja occidentalis) x Rapid Root
Fig. 8. Tratamientos con los distintos fitoreguladores Ana (Ácido alfa naftalén
acético), Roothor, Rapid rood, en las bandejas de enraizamiento con las
coníferas tuja, pino japonés y falso ciprés.
48
1 1
0 m
30 c
m.
10 c
m.
30 c
m.
10 c
m.
30 c
m.
4.3.3. Croquis del Experimento
N
1.50 m.
30 cm. 10 cm. 30 cm. 10cm.
30 cm.
10 cm.
30 cm.
T4 T11 T6 T9
T1 T7 T10 T5
T12 T3 T2 T8
Detalle de la unidad experimental 30 cm.
5 cm. 5 cm. 5 cm. 5 cm. 5 cm. 5 cm.
5 cm.
5 cm.
5 cm.
30 cm. 5 cm.
5 cm.
5 cm.
Altura = 10 cm.
Nº de Pts/tratamiento = 24esquejes
49
4.3.4. Variables de Respuesta
4.3.4.1. Largo de raíz: Se midió desde el cuello de la planta hasta el
final de la raíz primaria.
4.3.4.2. Porcentaje de Enraizamiento: Se realizo al terminar el trabajo
de campo para determinar el porcentaje de Enraizamiento de las coníferas en
estudio.
4.3.4.3. Peso de raíces en seco: Se realizó secando las raíces a la
sombra, por el lapso de tres días para su posterior pesaje.
4.3.4.4. Número de raíces: Se realizó el conteo de todas las raíces
secundarias de la planta separándolas cuidadosamente.
Fig. 9. Coníferas en recipientes de plástico transparente para controlar el
desarrollo de las nuevas raíces, sin dañar las estacas ni las nuevas raíces.
50
5. RESULTADOS Y DISCUSIONES
En los resultados y discusiones encontramos los análisis de varianza, las pruebas de
medias a través de Duncan y los análisis de efectos simples para las variables
significativas, del trabajo realizado con las coníferas (pino japonés, falso ciprés, tuja)
y los distintos fitoreguladores que son: Roothor, Ana (Ácido alfa naftalén acético) y
Rapid Root con sus respectivos testigos.
5.1. Resultados
5.1.1. Largo de la Raíz
El cuadro 2 se compara el efecto entre las diferentes coníferas (pino japonés, falso
ciprés, tuja) y los distintos fitoreguladores (Roothor, Ana y Rapid Root) presentados
en el trabajo tenemos los siguientes resultados obtenidos.
Cuadro 2. Análisis de varianza de efectos simples para Largo de la Raíz.
FV GL SC CM Fc Pr>F Signif. Conífera 2 137.2690625 68.6345313 31.31 <.0001 ** Fitoregulador 3 851.5472917 283.8490972 129.47 <.0001 ** Conífera x Fitoregulad 6 75.0854208 12.5142368 5.71 0.0003 ** Error 36 78.927550 2.192432 Total 47 1142.829325
** Altamente significativo al nivel de 1 %
* Significativo al nivel de 5 %
ns No significativo
C.V. = 26.95
FV = Fuente de variación. GL = Grados de libertad. SC = Suma de cuadrados. CM = Cuadrados
medios. Fc = Fuentes de variación. Pr>F = Probabilidad. CV = Coeficiente de variación.
En el cuadro 2, se muestra además que el Coeficiente de variación con un valor de
26.95 % se encuentra dentro del rango aceptable, indica que el manejo experimental
51
fue bueno, los resultados son confiables, se cumple el Diseño Completamente al
Azar (DCA), con dos Factores, utilizando el 5% de significancía (Vicente, J. 2001).
Así mismo el cuadro 2 de análisis de varianza muestra que existe, diferencias
altamente significativas entre las coníferas (pino japonés, falso ciprés y tuja) en
estudio, con respecto a Largo de raíz, esto debido a la naturaleza y características
propias de cada conífera, a su adaptabilidad al lugar de estudio, a su asimilación de
los diferentes fitoreguladores (Líquidos y en Polvo seco), tolerancia a la humedad y al
tiempo de absorción de cada especie.
Existen diferencias altamente significativas entre los diferentes fitoreguladores
(Roothor, Ana, Rapid root) en estudio, en cuanto a Largo de raíz esto debido a las
características propias de cada fitoregulador y al tipo de aplicación, siendo unas
aplicadas diluidas en agua y sumergidas (Roothor, Ana) por un lapso de 24 hrs. Y el
otro aplicado en polvo seco sin diluir (Rapid Root) instantes antes de colocar los
esquejes en el sustrato.
La interacción Conífera x Fitoregulador son altamente significativa, los dos factores
en estudio no son independientes en la variable Largo de raíz, por lo que se debe
realizar una prueba de comparación de medias, para determinar entre que Coníferas
y/o entre que Fitoreguladores existen diferencias (Rojas, F. 2004).
En el cuadro 3, se indica el ajuste para comparación de medias (prueba de
significancia) entre confieras para el largo de raíz según la prueba de Duncan.
52
Cuadro 3. Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia)
entre Coníferas en el Largo de raíz según la prueba de Duncan.
CONÍFERA N MEDIA DUNCAN
-----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Tj 16 7.1781 A Fc 16 6.1219 A Pj 16 3.1813 B
Tj = Tuja; Fc = Falso ciprés; Pj = Pino japonés; N = Número.
En el cuadro 3, se muestra que no existe diferencias entre las coníferas tuja y falso
ciprés por ser similares en sus requerimientos, soportar bien el frío y de requerir
buena humedad para su desarrollo y no soportar suelos encharcados o mal
drenados, pero si se encontraron diferencias entre tuja y pino japonés esto debido a
las características propias de las especies siendo la tuja un árbol poco exigente y
que se puede podar a voluntad estando mejor adaptado a las condiciones del lugar
además de soportar el frío y la humedad, en cambio la otra especie es mas
susceptible a los cambios climáticos y de requerir bastante humedad en el aire por
secarse con facilidad sus agujas.
Entre las coníferas falso ciprés y pino japonés también existen diferencias debido a
que el pino japonés es más susceptible a los cambios climáticos de esta manera sé
estresa con mayor facilidad y su desarrollo de Largo de la raíz es menor, siendo el
falso ciprés más tolerable al frío y con mejor adaptabilidad al lugar de estudio
sufriendo menos el estrés.
En el cuadro 4, se indica el ajuste para comparación de medias (prueba de
significancia) entre Fitoreguladores para el Largo de raíz según la prueba de Duncan.
53
Cuadro 4. Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia)
entre Fitoreguladores en el Largo de raíz según la prueba de Duncan.
FITOREGULADOR N MEDIA DUNCAN
-----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
ANA 12 10.4417 A RO 12 8.6083 B RR 12 2.9250 C T 12 0.0000 D
RO = Roothor; ANA = Ana; RR = Rapid Root; T = Testigo; N = Número
En el cuadro 4, se muestra la diferencia que existe entre ANA (Ácido alfa naftalén
acético) que es su principal componente químico presente en la solución y RO
(Roothor) que tiene un mayor número de componentes químicos en su solución,
teniendo de esta manera mayor dificultad de absorción para los esquejes en estudio
e influyendo en el Largo de raíz. Comparando ANA (Ácido alfa naftalén acético)
frente a RR (Rapid Rood) también se encontró diferencias debido a que ANA (Ácido
alfa naftalén acético) en su forma liquida disuelta por agua se absorbe y asimila con
mayor facilidad, en cambio RR (Rapid Rood) se encuentra en forma de polvo seco
siendo más dificultosas su absorción y asimilación.
En la comparación de ANA (Ácido alfa naftalén acético) y T (Testigo) también se
encontró diferencias, siendo que en esta comparación el testigo no tuvo respuesta,
no enraízo, esto por que las Coníferas en estudio son difíciles de enraizar y más aun
en condiciones normales (sin fitoreguladores) y en corto tiempo, tardando en enraizar
alrededor de 1 año esto por indagación en distintos Viveros Zonales y Particulares.
Entre RO (Roothor) Y RR (Rapid Rood) también se encontraron diferencias, esto por
que la aplicación de RO (Roothor) es en forma liquida, su absorción, asimilación es
mejor en comparación al Fitoregulador RR (Rapid Rood) que se encuentra en polvo
seco y tarda mas en ser absorbido y asimilado por los esquejes, influyendo de esta
manera con el Largo de raíz. Comparando RO (Roothor) frente al Testigo no se
obtuvo respuesta por que estos tipos de Coníferas necesitan ser estimuladas por
54
Larg
o d
e r
aíz
Fitoreguladores para su desarrollo y más aun si se desea enraizar en un corto
tiempo.
En la comparación de RR (Rapid Rood) y T (Testigo) se obtuvo que RR (Rapid
Rood) tuvo un bajo desarrollo de Largo de raíz esto por que el Fitoregulador tarda en
ser asimilado por el esqueje por estar en su forma comercial de polvo seco y en el
testigo no se obtuvo resultados por necesitar mayor tiempo.
Gráfico 1: En el gráfico 1, de Largo de Raíz se muestra la diferencia que existe
entre los Fitoreguladores usados en el presente trabajo con una clara
diferencia de ANA (Ácido alfa naftalén acético) ante los demás fitoreguladores.
GRAFICO 1: LARGO DE RAIZ
12
10,44
10 8,6
8
6
4 2,92
2 0
0
ANA RO RR T
Fitoreguladores
En el gráfico 1, claramente se puede notar en el gráfico 1, que el Fitoregulador ANA
(Ácido alfa naftalén acético), con un valor de 10.44 cm. tuvo una mejor respuesta
ante la variable Largo de Raíz debido a su característica química y de estar disuelta
en agua para su mejor absorción y asimilación por los esquejes, teniendo como
componente químico principal al Acido alfa naftalén acético.
55
Fig. 10. Efecto de los fitoreguladores ANA (Ácido alfa naftalén acético), Roothor
sobre el enraizamiento de estacas de Cryptomeria japónica “Pino japonés” bajo
condiciones de invernadero. Arriba: tratadas con Roothor por el método
de inmersión en solución liquida. Abajo: tratadas con ANA (Ácido alfa naftalén
acético) por el método de inmersión en solución liquida.
56
Fig. 11. Efecto de los fitoreguladores Rapid Root, Testigo sobre el
enraizamiento de estacas de Cryptomeria japónica “Pino japonés” bajo
condiciones de invernadero. Arriba: tratadas con Rapid Root en talco. Abajo:
sin tratamiento Testigo.
57
Fig. 12. Efecto de los fitoreguladores Roothor, ANA (Ácido alfa naftalén
acético), Rapid Root, sobre el enraizamiento de estacas de Chamaecyparis
obtusa “Falso ciprés” bajo condiciones de invernadero. Arriba: tratadas con
Roothor por el método de inmersión en solución liquida. Centro superior:
tratadas con ANA (Ácido alfa naftalén acético) por el método de inmersión en
solución liquida. Centro inferior: tratadas con Rapid Root en talco. Abajo: sin
tratamiento Testigo.
58
Fig. 13. Efecto de los fitoreguladores Roothor, ANA (Ácido alfa naftalén
acético), Rapid Root, sobre el enraizamiento de estacas de Thuja occidentalis
“Tuja” bajo condiciones de invernadero. Arriba: tratadas con Roothor por el
método de inmersión en solución liquida. Centro superior: tratadas con ANA
(Ácido alfa naftalén acético) por el método de inmersión en solución liquida.
Centro inferior: tratadas con Rapid Root en talco. Abajo: sin tratamiento
Testigo.
5.1.2. Porcentaje de Enraizamiento
En el cuadro 5, se observan los Porcentajes de Enraizamiento realizando una
comparación entre las diferentes coníferas (pino japonés, falso ciprés, tuja) y los
Fitoreguladores (Roothor, Ana y Rapid Root) tenemos los siguientes resultados
obtenidos.
59
Cuadro 5. Análisis de varianza de efectos simples para Porcentaje de
Enraizamiento.
FV GL SC CM Fc Pr>F Signif. Conífera 2 1281.04901 640.52451 11.54 0.0001 ** Fitoregulador 3 26247.70402 8749.23467 157.61 <.0001 ** Conífera x Fitoregulad 6 889.50327 148.25055 2.67 0.0301 * Error 36 1998.40112 55.51114 Total 47 30416.65743
** Altamente significativo al nivel de 1 % * Significativo al nivel de 5 %
ns No significativo
C.V. = 25.12
En el cuadro 5, se muestra además que el Coeficiente de variación con un valor de
25.12 % se encuentra dentro del rango aceptable, indica que el manejo experimental
fue bueno, los resultados son confiables, se cumple el Diseño Completamente al
Azar (DCA), con dos Factores, utilizando el 5% de significancia (Vicente, J. 2001).
El cuadro 5, de análisis de varianza del Porcentaje de Enraizamiento muestra que
existe, diferencias altamente significativas entre las coníferas (pino japonés, falso
ciprés y tuja), esto debido a la naturaleza y características propias de cada conífera,
a su adaptabilidad al lugar de estudio, a su absorción y asimilación de los diferentes
fitoreguladores (Líquidos y en Polvo seco), tolerancia a la humedad y al tiempo de
absorción de cada especie.
Existen diferencias altamente significativas entre los diferentes fitoreguladores en
estudio, en cuanto al porcentaje de enraizamiento, esto debido a las características
químicas propias de cada fitoregulador y al tipo de aplicación, siendo unas aplicadas
en forma liquida (Roothor, Ana) y dejando por un lapso de 24 hrs. Sumergidas en la
solución Y el otro aplicado en polvo seco sin diluir (Rapid Root) instantes antes de
colocar los esquejes en el sustrato cubriendo las lesiones realizadas por las tijeras
con el Fitoregulador.
60
Entre las Coníferas y la interacción con los Fitoregulador estudiados la diferencia es
significativa, los dos factores en estudio no son independientes en la variable
Porcentaje de Enraizamiento, por lo que se debe realizar una prueba de comparación
de medias, para determinar entre que Coníferas y/o entre que Fitoreguladores
existen diferencias (Rojas, F. 2004).
En el cuadro 6, se indica el ajuste para comparación de medias (prueba de
significancia) entre confieras para el Porcentaje de Enraizamiento según la prueba de
Duncan.
Cuadro 6. Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia)
entre Coníferas para el Porcentaje de Enraizamiento según la prueba de
Duncan.
CONÍFERA N MEDIA DUNCAN
-----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Fc 16 35.020 A Tj 16 31.272 A Pj 16 22.679 B
Tj = Tuja; Fc = Falso ciprés; Pj = Pino japonés; N = Número.
En el cuadro 6, se muestra que no existe diferencias entre las coníferas falso ciprés y
tuja por ser similares, ambas soportar bien el frío y requieren buena humedad para
su desarrollo y no soportar suelos encharcados o mal drenados, pero si se
encontraron diferencias entre falso ciprés y pino japonés esto debido a que el pino
japonés es mas susceptible a los cambios climáticos y de requerir bastante humedad
en el aire por secarse con facilidad sus agujas, siendo susceptible al sol de medio día
y no aguantando las sequías, en cambio el falso ciprés esta mejor adaptado a estos
tipos de cambios climáticos siendo que soportando mejor el frío y que por bibliografía
incluso soporta la nieve demostrando que se adapta mejor a condiciones adversas.
Entre tuja y pino japonés también existen diferencias debido a que el pino japonés es
más susceptible a los cambios climáticos de esta manera sé estresa con mayor
61
facilidad y el Porcentaje de Enraizamiento es afectado, siendo que la tuja se adapta
mejor a las distintas situaciones climáticas ya sean frías o/y húmedas, teniendo mejor
adaptabilidad al lugar de estudio y sufriendo menos el estrés.
En el cuadro 7, se indica el ajuste para comparación de medias (prueba de
significancia) entre Fitoreguladores para el porcentaje de Enraizamiento según la
prueba de Duncan.
Cuadro 7. Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia) entre Fitoreguladores para el Porcentaje de Enraizamiento según la prueba de
Duncan.
FITOREGULADOR N MEDIA DUNCAN
-----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
ANA 12 58.496 A RO 12 45.489 B RR 12 14.643 C T 12 0.0000 D
RO = Roothor; ANA = Ana; RR = Rapid Root; T = Testigo; N = Número
En el Cuadro 7, se muestra la diferencia que existe entre ANA (Ácido alfa naftalén
acético), y RO (Roothor), Ana presenta en su composición química el Acido alfa
naftalén acético, siendo este su principal componente por lo que su asimilación por
los esquejes se facilita, en cambio Roothor tiene un mayor número de componentes
químicos presentes en su solución y teniendo de esta manera una mayor dificultad
de absorción y asimilación para los esquejes en estudio e influyendo en el Porcentaje
de Enraizamiento.
Comparando ANA (Ácido alfa naftalén acético) frente a RR (Rapid Rood) también se
encontró diferencias debido a que ANA (Ácido alfa naftalén acético) en su formula
liquida se absorbe y asimila con mayor facilidad por encontrarse en forma diluida, en
cambio RR (Rapid Rood) se encuentra en polvo seco siendo más dificultosas su
absorción, asimilación para los esquejes estudiados. La comparación de ANA (Ácido
alfa naftalén acético) y T (Testigo) también se encontró diferencias, siendo que en
62
esta comparación el testigo no obtuvo respuesta, no logrando enraizar, esto por que
tardan en enraizar alrededor de 1 año esto por indagación en Viveros Zonales y
Particulares, además las Coníferas en estudio son difíciles en enraizar y más aun en
condiciones normales (sin fitoreguladores).
Entre RO (Roothor) y RR (Rapid Rood) también se encontraron diferencias, esto por
que la aplicación de RO (Roothor) es en forma liquida y su absorción y asimilación es
mejor por estas disuelta en agua, en cambio RR (Rapid Rood) se encuentra en forma
de polvo seco y tarda mas en ser absorbida y asimilada por los esquejes influyendo
de esta manera con el Porcentaje de Enraizamiento. Comparando RO (Roothor)
frente al Testigo no se obtuvo respuesta por que estos tipos de Coníferas necesitan
ser estimulados por los Fitoreguladores para su enraizamiento y más aun si se desea
enraizar en un tiempo corto.
En la comparación de RR (Rapid Rood) y T (Testigo) se obtuvo que RR (Rapid
Rood) tuvo un bajo desarrollo de Porcentaje de Enraizamiento esto por que el
Fitoregulador tarda en ser asimilado por los esquejes por estar presente en forma de
polvo seco y con respecto al testigo no se obtuvo resultados, debido a necesitar un
mayor tiempo para su enraizamiento, esto por tratarse de especies enraízan con
lentitud por ser esquejes de madera dura esto por indagación en diferentes Vivero
Zonales y Particulares.
63
% d
e e
nra
iza
mie
nto
Gráfico 2: Porcentaje de Enraizamiento, mostrando gráficamente que el
fitoregulador ANA llego a un valor de 58.49% de enraizamiento.
GRAFICO2: % DE ENRAIZAMIENTO
70,00
60,00
50,00
40,00
30,00
20,00
10,00
0,00
58,49
45,48
14,64
0
ANA RO RR T
Fitoreguladores
De acuerdo al gráfico 2, se indica que al final del trabajo el fitoregulador ANA llega a
58.49% de enraizamiento siendo la mejor opción para enraizar este tipo de
Coníferas y en un tiempo de 7 meses, a esto se debe tomar en cuenta que esta
Coníferas logran enraizar en un tiempo de 1 año aproximadamente, siendo además
este producto de menor precio que los otros Fitoreguladores empleados en presente
trabajo.
5.1.3. Peso de Raíz en Seco
En el cuadro 8, se compara el efecto entre las diferentes coníferas (pino japonés,
falso ciprés, tuja) y los distintos fitoreguladores (Roothor, Ana y Rapid Root)
mostrando los siguientes resultados obtenidos.
64
Cuadro 8. Análisis de varianza de efectos simples para Peso de Raíz en
Seco.
FV GL SC CM Fc Pr>F Signif. Conífera 2 0.05313750 0.02656875 51.56 <.0001 ** Fitoregulador 3 0.41589167 0.13863056 269.04 <.0001 ** Conífera x Fitoregulad 6 0.06634583 0.01105764 21.46 <.0001 ** Error 36 0.01855000 0.00051528 Total 47 0.55392500
** Altamente significativo al nivel de 1 % * Significativo al nivel de 5 %
ns No significativo
C.V. = 17.97
En cuadro 8, se muestra además que el Coeficiente de variación con un valor de
17.97 % se encuentra dentro del rango aceptable, indica que el manejo experimental
fue bueno, los resultados son confiables, se cumple el Diseño Completamente al
Azar (DCA), con dos Factores, utilizando el 5% de significancia (Vicente, J. 2001).
El cuadro 8, de análisis de varianza muestra que existe, diferencias altamente
significativas entre las coníferas (pino japonés, falso ciprés, tuja) en estudio, con
respecto al Peso de Raíz en seco, esto debido a la naturaleza y características
propias de cada conífera, a su adaptabilidad al lugar de estudio, a su absorción,
asimilación de los diferentes fitoreguladores (Líquidos y en Polvo seco), tolerancia a
la humedad y al tiempo de absorción de cada especie.
Existen diferencias altamente significativas entre los diferentes fitoreguladores en
estudio, en cuanto al Peso de Raíz en seco esto debido a las características propias
de cada fitoregulador y al tipo de aplicación, siendo unas aplicadas diluidas y
sumergidas en agua (Roothor, Ana) por un lapso de 24 hrs. Para su posterior
siembra Y el otro aplicado en polvo seco sin diluir (Rapid Root) instantes antes de
colocar los esquejes en el sustrato.
65
La interacción Conífera x Fitoregulador son altamente significativa, los dos factores
en estudio no son independientes en la variable Peso de Raíz en seco, por lo que se
debe realizar una prueba de comparación de medias, para determinar entre que
Coníferas y/o entre que Fitoreguladores existen diferencias (Rojas, F. 2004).
En el cuadro 9, se indica el ajuste para comparación de medias (prueba de
significancia) entre confieras para el Peso de raíz en Seco según la prueba de
Duncan.
Cuadro 9. Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia)
entre Coníferas para el Peso de Raíz en Seco según la prueba de Duncan.
CONÍFERA
N
MEDIA
DUNCAN
----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Tj 16 0.172500 A Pj 16 0.110625 B Fc 16 0.095625 B
Tj = Tuja; Fc = Falso ciprés; Pj = Pino japonés; N = Número.
En el cuadro 9, se muestra que existen diferencias entre la conífera tuja ante las
coníferas pino japonés y falso ciprés, siendo que la conífera tuja tuvo un mayor Peso
de Raíz en seco de 0.17 gr. Ante las otras dos Coníferas esto debido a que esta
especie asimilo de mejor manera los soluciones de enraizamiento por encontrarse
mejor adaptada al lugar de estudio siendo más tolerable y adaptable a las
condiciones climáticas del lugar.
Entre las coníferas pino japonés y falso ciprés no se encontraron diferencias,
teniendo un valor de 0.11 gr. Y 0.09 gr. Respectivamente esto por que las especies
en estudio asimilaron de manera similar los fitoreguladores debido a que no se
encuentran bien adaptadas aun al lugar de estudio, siendo que son afectadas por el
frío presente en los meses de estudio.
66
En el cuadro 10, se indica el ajuste para comparación de medias (prueba de
significancia) entre Fitoreguladores para el Peso de Raíz en Seco según la prueba de
Duncan.
Cuadro 10. Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia)
entre Fitoreguladores para el Peso de Raíz en Seco según la prueba de Duncan.
FITOREGULADOR N MEDIA DUNCAN
-----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
ANA 12 0.246667 A RO 12 0.175000 B RR 12 0.083333 C T 12 0.0000 D
RO = Roothor; ANA = Ana; RR = Rapid Root; T = Testigo; N = Número
En el cuadro 10, se muestra la diferencia que existe entre ANA (Ácido alfa naftalén
acético) y RO (Roothor), teniendo este ultimo un mayor número de componentes
químicos y teniendo de esta manera una mayor dificultad de absorción para los
esquejes en estudio e influyendo en el Peso de Raíz en seco con un valor de 0.17 gr.
En cambio ANA tubo mayor ganancia de peso que los otros fitoreguladores con un
valor de 0.24 gr.
Esto debido a encontrarse en forma diluida y por tener un menor número de
componentes químicos que RO (Roothor). Comparando ANA (Ácido alfa naftalén
acético) frente a RR (Rapid Rood) también se encontró diferencias debido a que ANA
en su formula liquida se absorbe y asimila con mayor facilidad, en cambio RR (Rapid
Rood) se encuentra en polvo siendo más dificultosas su absorción y asimilación
teniendo un Peso de Raíz en seco de 0.08 gr. Mucho menor a la de ANA (Ácido alfa
naftalén acético).
Entre ANA (Ácido alfa naftalén acético) y T (Testigo) también se encontró diferencias,
siendo que en esta comparación el testigo no tuvo respuesta, no enraízo, esto por
que las Coníferas en estudio son difíciles de enraizar y más aun en condiciones
67
Peso
de r
aíz
(g
r).
normales (sin fitoreguladores) y en corto tiempo, necesitando por lo menos de 1 año
para enraizar, esto por indagación de distintos Viveros Zonales y Particulares.
Entre RO (Roothor) y RR (Rapid Rood) también se encontraron diferencias, esto por
que la aplicación de RO (Roothor) es en forma liquida y su absorción y asimilación es
rápida y mejor, en cambio RR (Rapid Rood) se encuentra en polvo y tarda mas en
ser absorbida y asimilada por el esqueje influyendo de esta manera con el Peso de
Raíz en seco. Comparando RO (Roothor) frente al Testigo no se obtuvo respuesta
por que estos tipos de Coníferas necesitan ser estimuladas por Fitoreguladores para
su desarrollo y más aun si se desea enraizar en un corto tiempo.
En la comparación de RR (Rapid Rood) y T (Testigo) se determino que el Peso de
Raíz en seco de RR (Rapid Rood) fue bajo, con un peso de 0.08 gr. Esto por que el
Fitoregulador tarda en ser asimilado por el esqueje por estar presente como polvo
seco y en cambio en el testigo no se obtuvo resultados por requerir mayor tiempo
para su enraizamiento.
Gráfico 3: Peso de Raíz en seco, la presente figura nos muestra los distintos
peso de las Coníferas.
GRAFICO 3: PESO DE RAIZ EN
SECO, EN (gr). 0.3
0.25
0.2
0.15
0.1
0.05
0
0.24 0.17
0.08
0
ANA RO RR T
Fitoreguladores
68
En el gráfico 3, se puede observar que la mayor ganancia de peso fue de 0.24 gr.
que se alcanzo con el fitoregulador ANA (Ácido alfa naftalén acético) esto debido a
una mejor absorción, asimilación del producto por los esquejes y por consiguiente
ganando mayor peso que los otros Fitoreguladores y demostrando que es el mas
apto para este tipo de Coníferas.
5.1.4. Número de Raíces
En el cuadro 11, se compara el efecto entre de Número de Raíces, realizando una
comparación entre las diferentes coníferas (pino japonés, falso ciprés, tuja) y los
fitoreguladores (Roothor, Ana y Rapid root) tenemos los siguientes resultados
obtenidos.
Cuadro 11. Análisis de varianza de efectos simples para Número de
Raíces.
FV GL SC CM Fc Pr>F Signif. Conífera 2 40.4428625 20.2214313 15.07 <.0001 ** Fitoregulador 3 693.2899167 231.0966389 172.27 <.0001 ** Conífera x Fitoregulad 6 91.3769708 15.2294951 11.35 <.0001 ** Error 36 48.2934500 1.3414847 Total 47 873.4032000
** Altamente significativo al nivel de 1 %
* Significativo al nivel de 5 %
ns No significativo
C.V. = 26.20
En el cuadro 11, se muestra además que el Coeficiente de variación con un valor de
26.20 % se encuentra dentro del rango aceptable, indica que el manejo experimental
fue bueno, los resultados son confiables, se cumple el Diseño Completamente al
Azar (DCA), con dos Factores, utilizando el 5% de significancia (Vicente, J. 2001).
El cuadro 11, de análisis de varianza muestra que existe, diferencias altamente
significativas entre las coníferas (pino japonés, falso ciprés y tuja) en estudio, con
69
respecto al Número de Raíces, esto debido a la naturaleza y características propias
de cada conífera, a su adaptabilidad al lugar de estudio, a su absorción y asimilación
de los diferentes fitoreguladores ya sean estos en forma Líquida o en Polvo seco,
además de su tolerancia a la humedad y tiempo de absorción de cada especie.
Entre los Fitoreguladores se encontró diferencias altamente significativas, en cuanto
al Número de raíces esto debido a las características propias de cada fitoregulador y
al tipo de aplicación, siendo que Roothor y Ana son diluidas en agua y que los
esquejes en estudio son sumergidos en la solución por un tiempo de 24 hrs. Antes de
plantarlos en el sustrato. Y fitoregulador (Rapid Root) es aplicado en polvo seco sin
diluir instantes antes de colocar los esquejes en el sustrato.
La interacción Conífera x Fitoregulador son altamente significativa, los dos factores
en estudio no son independientes en la variable Número de Raíces, por lo que se
debe realizar una prueba de comparación de medias, para determinar entre que
Coníferas y/o entre que Fitoreguladores existen diferencias (Rojas, F. 2004).
En el cuadro 12, se indica el ajuste para comparación de medias (prueba de
significancia) entre confieras para el Número de Raíces según la prueba de Duncan.
Cuadro 12. Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia)
entre Coníferas para el Número de Raíces según la prueba de Duncan.
CONÍFERA N MEDIA DUNCAN
----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Tj 16 5.1375 A Fc 16 4.9981 A
Pj 16 3.1244 B
Tj = Tuja; Fc = Falso ciprés; Pj = Pino japonés; N = Número.
En el cuadro 12, se muestra que no existe diferencias entre las Coníferas Tuja y
Falso ciprés por ser similares ambas soportar el frío y requieren buena humedad
para su desarrollo siendo además que no soportan suelos encharcados o mal
70
drenados, pero si se encontraron diferencias entre Tuja y Pino japonés esto debido a
las características de la especie, siendo la Tuja un árbol poco exigente y que se
puede podas a voluntad estando mejor adaptado a las condiciones climáticas del
lugar además de soportar el frío y la humedad, en cambio la otra especie es mas
susceptible a los cambios climáticos y requiere bastante humedad en el aire por
secarse con facilidad sus agujas, yendo de los extremos hacia el tallo principal,
terminando por secar el esqueje y matarlo.
Entre las coníferas falso ciprés y pino japonés también existen diferencias debido a
que el falso ciprés es más tolerable al frío y esta mejor adaptada al lugar de estudio
en cambio el Pino japonés es más susceptible a los cambios climáticos, sé estrésa
con mayor facilidad afectando de esta manera al Número de Raíces.
En el cuadro 13, se indica el ajuste para comparación de medias (prueba de
significancia) entre fitoreguladores para el Número de Raíces según la prueba de
Duncan.
Cuadro 13. Ajuste para comparaciones de medias (Pruebas de significancia)
entre Fitoreguladores para el Número de Raíces según la prueba de Duncan.
FITOREGULADOR N MEDIA DUNCAN
-----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
ANA 12 10.2475 A RO 12 4.9983 B RR 12 2.4342 C T 12 0.0000 D
RO = Roothor; ANA = Ana; RR = Rapid Root; T = Testigo; N = Número
En el Cuadro 13, se muestra la diferencia que existe entre ANA (Ácido alfa naftalén
acético) y RO (Roothor), teniendo este ultimo un mayor número de componentes
químicos y teniendo de esta manera una mayor dificultad de absorción para los
esquejes en estudio y que influye en el Número de Raíces teniendo un valor de 4.99
raíces, mucho menor a lo obtenido por ANA (Ácido alfa naftalén acético), que tiene
un valor de 10.24 raíces, por encima de los otros Fitoreguladores. Comparando ANA
71
(Ácido alfa naftalén acético) frente a RR (Rapid Rood) también se encontró
diferencias debido a que ANA en su forma disuelta en agua se absorbe y asimila con
mayor facilidad, en cambio RR (Rapid Rood), se encuentra en forma de polvo seco,
siendo más dificultosas su absorción y asimilación teniendo un valor de 2.43
presentando el valor mas bajo de los Fitoreguladores.
En la comparación de ANA (Ácido alfa naftalén acético) y T (Testigo) también se
encontró diferencias, siendo que en esta comparación el testigo no tuvo respuesta,
no enraízo, esto por que las Coníferas en estudio son difíciles de enraizar y más aun
en condiciones normales (sin fitoreguladores) necesitando por lo menos al rededor
de 1 año para poder enraizar esto por indagación en distintos Viveros Zonales y
Particulares.
Entre RO (Roothor) y RR (Rapid Rood) también se encontraron diferencias, esto por
que la aplicación de RO (Roothor), es diluida en agua por lo que su absorción y
asimilación es rápida y mejor, en cambio RR (Rapid Rood), se aplica en forma de
polvo seco y tarda mas en ser absorbido y asimilado por los esqueje en estudio,
influyendo de esta manera con el Número de Raíces. Comparando RO (Roothor)
frente al T (Testigo) no se obtuvo respuesta por que estas Coníferas necesitan ser
estimuladas con algún Fitoregulador para su desarrollo y más aun si se desea
enraizar en un corto tiempo.
En la comparación de RR (Rapid Rood) frente a T (Testigo) se obtuvo que RR (Rapid
rood) tuvo un bajo Número de Raíces esto debido a que este Fitoregulador se
encuentra en su forma de polvo seco, tardando en ser degradado, para luego ser
asimilado por los esquejes en estudio y con respecto al testigo no se obtuvo
resultado, por requerir de mayor tiempo para poder enraizar, esto debido a que son
especies muy difíciles de enraizar sin la presencia de fitoreguladores y mas aun en
corto tiempo.
72
N°
de r
aíc
es
Gráfico 4: se presenta el Número de Raíces, en la presente figura se observa,
que el mayor Número de Raíces fue alcanzado por el primer Fitoregulador
como se muestra en la gráfica.
GRAFICO 4: NUMERO DE RAÍCES
12 10,25 10
8
6
4
2
0
4,99
2,43
0
ANA RO RR T
Fitoreguladores
El gráfico 4, nos muestra que al final del trabajo el Fitoregulador que tubo mejor
respuesta ante las Coníferas en estudio fue ANA, por diluirse en agua y de esta
manera facilita la absorción, asimilación del producto, tomando en cuenta que los
esquejes se encuentran sumergidos en la solución 1 día antes de su siembra,
alcanzando de esta manera el valor de 10.25 raíces, demostrando ser él
Fitoregulador más apto para este tipo de trabajo, teniendo un precio menor al los
otros Fitoreguladores usados en el trabajo y pudiendo adquirirlo en Agropecuarias
locales.
73
6. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
6.1. Conclusiones
En el presente trabajo realizado en el Vivero Municipal de Aranjuez de la ciudad de
La Paz, se obtuvieron las siguientes conclusiones.
- En relación al largo de la raíz, se encontró en el trabajo realizado que esta
determinada por el tipo de Fitoregulador usado en los diferentes esquejes, pino
japonés (Cryptomeria japónica); falso ciprés (Chamaecyparis obtusa) y tuja (Thuja
occidentalis). Comparando las coníferas, se obtuvo que existieran diferencias
altamente significativas, teniendo un similar desarrollo las coníferas (tuja y falso
ciprés) con un valor de 7.1 y 6.12 cm. respectivamente desarrollando mejor el Largo
de Raíz debido a que estas especies se encuentran mejor adaptadas al lugar de
estudio, soportando el frío y los cambios climáticos. En su defecto el pino japonés es
más susceptible a los cambios climáticos y por esto se estresa con facilidad.
- Con respecto a los fitoreguladores, el que mejor respuesta tubo ante las coníferas
en estudio y la variable largo de la raíz fue ANA (Ácido alfa naftalén acético),
obteniendo un valor de 10.44 cm. por encima de los otros fitoreguladores al terminar
el trabajo, al cabo de 7 meses, esto debido a que el fitoregulador se lo disolvió
previamente en agua, para luego dejar reposar por el lapso de 1 día dejando los
esquejes dentro de la solución, siendo además que su principal ingrediente es el
Acido alfa naftalén acético facilitando su absorción, asimilación para la planta.
- En relación al porcentaje de enraizamiento, se determino que la conífera falso
ciprés tubo mejor respuesta en el trabajo realizado esto por las características
propias de la especie como ser, se adapta tanto a condiciones frías como a
condiciones cálidas soporta la humedad, siendo más adaptable a los cambios
climáticos del lugar de estudio. En la presente variable se obtuvo un porcentaje de
enraizamiento de 58.49 % obtenido por el fitoregulador ANA (Ácido alfa naftalén
74
acético), esto debido a que los esquejes presentaban lesiones en la parte inferior de
la planta, ocasionadas intencionalmente para que por las lesiones entre el
fitoregulador, favoreciendo estas pequeñas heridas en el enraizamiento.
- En relación al peso de raíz en Seco, existen diferencias significativas entre la
conífera tuja y las coníferas pino japonés y falso ciprés, siendo que la conífera tuja
tuvo un mayor peso de raíz en seco de 0.17 gr. Ante las otras dos coníferas esto
debido a que esta especie asimilo de mejor manera los soluciones de enraizamiento
por encontrarse mejor adaptada al lugar de estudio siendo más tolerable y mejor
adaptada a las condiciones climáticas del lugar de estudio.
- Con respecto a los fitoreguladores y peso de raíz también se encontraron
diferencias significativas entre ANA (Ácido alfa naftalén acético) y RO (Roothor),
teniendo este ultimo fitoregulador un mayor número de componentes químicos y
teniendo de esta manera una mayor dificultad de absorción para los esquejes en
estudio e influyendo en el peso de raíz en seco con un valor de 0.17 gr. En cambio
ANA (Ácido alfa naftalén acético) tuvo mayor ganancia de peso que los otros
fitoreguladores con un valor de 0.24 gr. en el trabajo realizado esto debido a
encontrarse en forma diluida y por tener un menor número de componentes químicos
que RO (Roothor).
- En relación al número de raíces no existen diferencias entre las coníferas tuja y
falso ciprés que presentan un promedio de 5.13 y 4.99 raíces, respectivamente esto
por ser similares ambas coníferas al soportar el frío y requieren buena humedad para
su desarrollo siendo además que no soportan suelos encharcados o mal drenados,
pero si se encontraron diferencias entre tuja y el pino japonés esto debido a las
características de la especie, siendo la Tuja un árbol poco exigente y que se puede
podas a voluntad estando mejor adaptado a las condiciones climáticas del lugar
además de soportar el frío y la humedad, en cambio la otra especie es mas
susceptible a los cambios climáticos y requiere bastante humedad en el aire por
75
secarse con facilidad sus agujas, yendo de los extremos hacia el tallo principal,
terminando por secar el esqueje.
- Con respecto a los fitoreguladores y el número de raíces se encontraron diferencia
entre ANA (Ácido alfa naftalén acético) y los otros fitoreguladores, como con RO
(Roothor), que tiene un mayor número de componentes químicos y teniendo de esta
manera una mayor dificultad de absorción y asimilación para los esquejes en estudio,
que influye en el número de raíces teniendo un valor de 4.99 raíces, menor a lo
obtenido por ANA (Ácido alfa naftalén acético), que tiene un valor de 10.24 raíces,
por encima de los otros fitoreguladores, como lo que sucedió con el fitoregulador RR
(Rapid Root) que se encuentra en forma de polvo seco, siendo mas difícil su
degradación y asimilación para los esquejes por lo que fueron bajos los resultados en
las variables y en el presente trabajo.
- En el presente estudio se llego a la conclusión que las coníferas tuja y falso ciprés
tienen mayor y mejor respuesta que la conífera pino japonés por estar mejor
adaptadas al lugar de estudio y respondiendo mejor ante el fitoregulador ANA (Ácido
alfa naftalén acético), llegando a tener un mejor largo de raíz, porcentaje de
enraizamiento, número de raíces que con los otros fitoreguladores, siendo de menor
costo y pudiendo adquirirla en las agropecuarias locales.
76
6.2. Recomendaciones
- Se recomienda realizar más estudios sobre producción de Coníferas en diferentes
sitios geográficos con el fin de poder encontrar condiciones climáticas más aptas
para su reproducción.
- Se recomienda para futuros ensayos con estas Coníferas realizar estudios en otros
Viveros zonales, para tener información más representativa y valedera.
- Por su fácil manejo, bajo costo y beneficios para nuestro ecosistema se debe
incentivar la producción de coníferas en escuelas y colegios enseñando el rol tan
importante que cumplen estas especies en nuestro País.
- Se recomienda para futuros ensayos con estas Coníferas y estos Fitoreguladores
emplear dosificaciones.
- Las coníferas Tuja y Falso ciprés demostraron un mejor comportamiento a las
condiciones climáticas del lugar de estudio y al fitoregulador Ana que la conífera Pino
japonés.
- Respecto al costo de los Fitoreguladores se recomienda utilizar Ana (Acido alfa
naftalén acético) por su bajo costo y de poderlo adquirir el cualquier Agropecuaria
local.
77
7. BIBLIOGRAFIA
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Compendium Global Module. CABI, Wallingford, CABI Publishing. - Azcon-Bieto, J. y Talón, M. (1996) Fisiología y Bioquímica Vegetal. Primera
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506.htm, 2003
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79
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cuantificación de los reguladores de crecimiento vegetal. Primera edición.
Editorial Trillas S.A. de C.V. México D.F. pp 193
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Editorial Everest, S.A. Madrid España. pp 449.
- Rodríguez, M. (1991) Fisiología Vegetal. Editorial Los Amigos del Libro.
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Woody-Plant Seed Manual. Service forest. Washington, D.C. pp 654.
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- Yamanaka, K. (1984) Normal and traumatic resin-canals in the secondary phloem
of conifers. J. Japan Wood.
ANEXOS
81
82
Source
pino
fito
pino*fito
RESULTADOS:
The SAS System
The ANOVA Procedure
Class Level Information
Class Levels Values
pino 3 FC PJ TJ
fito 4 ANA RO RR T
Number of observations 48
----------------------------------------------------------------------------------------
The SAS System
The ANOVA Procedure
Anexo 1. Dependent Variable Largo de Raíz (lr).
Sum of
Source DF Squares Mean Square F Value Pr > F
Model 11 1063.901775 96.718343 44.11 <.0001
Error 36 78.927550 2.192432
Corrected Total 47 1142.829325
R-Square Coeff Var Root MSE lr Mean
0.930937 26.95220 1.480686 5.493750
DF Anova SS Mean Square F Value Pr > F
2 137.2690625 68.6345313 31.31 <.0001
3 851.5472917 283.8490972 129.47 <.0001
6 75.0854208 12.5142368 5.71 0.0003
----------------------------------------------------------------------------------------
83
The SAS System
The ANOVA Procedure
Duncan's Multiple Range Test for lr
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the
experimentwise error rate.
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 36
Error Mean Square 2.192432
Number of Means 2 3
Critical Range 1.062 1.116
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping Mean N pino
A 7.1781 16 TJ
A
A 6.1219 16 FC
B 3.1813 16 PJ
-----------------------------------------------------------------------------------
The SAS System
The ANOVA Procedure
Duncan's Multiple Range Test for lr
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the
experimentwise error rate.
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 36
Error Mean Square 2.192432
84
Number of Means 2 3 4
Critical Range 1.226 1.289 1.330
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping Mean N fito
A 10.4417 12 ANA
B 8.6083 12 RO
C 2.9250 12 RR
D 0.0000 12 T
--------------------------------------------------------------------------------------
The SAS System
The ANOVA Procedure
Level of --------------lr-------------
pino N Mean Std Dev
FC 16 6.12187500 4.80698689
PJ 16 3.18125000 3.37801100
TJ 16 7.17812500 5.70256693
Level of --------------lr-------------
fito N Mean Std Dev
ANA 12 10.4416667 2.94775055
RO 12 8.6083333 3.31757533
RR 12 2.9250000 2.60473520
T 12 0.0000000 0.00000000
Level of Level of --------------lr-------------
pino fito N Mean Std Dev
FC ANA 4 11.8800000 3.08813860
FC RO 4 7.9450000 1.82196780
FC RR 4 4.6625000 1.10915508
FC T 4 0.0000000 0.00000000
PJ ANA 4 7.2750000 0.85000000
85
PJ RO 4 5.4500000 0.36968455
PJ RR 4 0.0000000 0.00000000
PJ T 4 0.0000000 0.00000000
TJ ANA 4 12.1700000 1.22057364
TJ RO 4 12.4300000 1.88147106
TJ RR 4 4.1125000 2.51672241
TJ T 4 0.0000000 0.00000000
The SAS System
The ANOVA Procedure
Class Level Information
Class Levels Values
pino 3 FC PJ TJ
fito 4 ANA RO RR T
Number of observations 48
---------------------------------------------------------------------------------------
The SAS System
The ANOVA Procedure
Anexo 2. Dependent Variable Porcentaje de Enraizamiento (pe).
Sum of
Source DF Squares Mean Square F Value Pr > F
Model 11 28418.25631 2583.47785 46.54 <.0001
Error 36 1998.40112 55.51114
Corrected Total 47 30416.65743
R-Square Coeff Var Root MSE pe Mean
0.934299 25.12261 7.450580 29.65688
86
Source DF Anova SS Mean Square F Value Pr > F
pino 2 1281.04901 640.52451 11.54 0.0001
fito 3 26247.70402 8749.23467 157.61 <.0001
pino*fito 6 889.50327 148.25055 2.67 0.0301
-------------------------------------------------------------------------------------
The SAS System
The ANOVA Procedure
Duncan's Multiple Range Test for pe
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the
experimentwise error rate.
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 36
Error Mean Square 55.51114
Number of Means 2 3
Critical Range 5.342 5.616
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping Mean N pino
A 35.020 16 FC
A
A 31.272 16 TJ
B 22.679 16 PJ
----------------------------------------------------------------------------------------
87
The SAS System
The ANOVA Procedure
Duncan's Multiple Range Test for pe
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the
experimentwise error rate.
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 36
Error Mean Square 55.51114
Number of Means 2 3 4
Critical Range 6.169 6.485 6.691
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping Mean N fito
A 58.496 12 ANA
B 45.489 12 RO
C 14.643 12 RR
D 0.000 12 T
----------------------------------------------------------------------------------------
The SAS System
The ANOVA Procedure
Level of --------------pe-------------
pino N Mean Std Dev
FC 16 35.0200000 26.3820287
PJ 16 22.6787500 25.3444287
TJ 16 31.2718750 24.5768670
88
Level of --------------pe-------------
fito N Mean Std Dev
ANA 12 58.4958333 6.8012705
RO 12 45.4891667 10.8937142
RR 12 14.6425000 14.6309766
T 12 0.0000000 0.0000000
Level of Level of --------------pe-------------
pino fito N Mean Std Dev
FC ANA 4 60.3300000 8.0336335
FC RO 4 53.9175000 4.8596459
FC RR 4 25.8325000 17.7164394
FC T 4 0.0000000 0.0000000
PJ ANA 4 55.3300000 6.1545539
PJ RO 4 35.3850000 12.8665989
PJ RR 4 0.0000000 0.0000000
PJ T 4 0.0000000 0.0000000
TJ ANA 4 59.8275000 6.8541149
TJ RO 4 47.1650000 3.3738652
TJ RR 4 18.0950000 1.5219396
TJ T 4 0.0000000 0.0000000
The SAS System
The ANOVA Procedure
Class Level Information
Class Levels Values
pino 3 FC PJ TJ
fito 4 ANA RO RR T
Number of observations 48
----------------------------------------------------------------------------------
89
Source DF Anova SS Mean Square F Value Pr >
pino 2 0.05313750 0.02656875 51.56 <.0001
fito 3 0.41589167 0.13863056 269.04 <.0001
pino*fito 6 0.06634583 0.01105764 21.46 <.0001
The SAS System
The ANOVA Procedure
Anexo 3. Dependent Variable Peso de Raíz en Seco (pr).
Sum of
Source DF Squares Mean Square F Value Pr > F
Model 11 0.53537500 0.04867045 94.45 <.0001
Error 36 0.01855000 0.00051528
Corrected Total 47 0.55392500
R-Square Coeff Var Root MSE pr Mean
0.966512 17.97998 0.022700 0.126250
F
--------------------------------------------------------------------------------------
The SAS System
The ANOVA Procedure
Duncan's Multiple Range Test for pr
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the
experimentwise error rate.
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 36
Error Mean Square 0.000515
Number of Means 2 3
Critical Range .01628 .01711
90
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping Mean N pino
A 0.172500 16 TJ
B 0.110625 16 PJ
B
B 0.095625 16 FC
--------------------------------------------------------------------------------------
The SAS System
The ANOVA Procedure
Duncan's Multiple Range Test for pr
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the
experimentwise error rate.
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 36
Error Mean Square 0.000515
Number of Means 2 3 4
Critical Range .01879 .01976 .02039
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping Mean N fito
A 0.246667 12 ANA
B 0.175000 12 RO
C 0.083333 12 RR
D 0.000000 12 T
---------------------------------------------------------------------------------------
91
The SAS System
The ANOVA Procedure
Level of --------------pr-------------
pino N Mean Std Dev
FC 16 0.09562500 0.06480419
PJ 16 0.11062500 0.12046957
TJ 16 0.17250000 0.12113354
Level of --------------pr-------------
fito N Mean Std Dev
ANA 12 0.24666667 0.06997835
RO 12 0.17500000 0.05502066
RR 12 0.08333333 0.06800178
T 12 0.00000000 0.00000000
Level of Level of --------------pr-------------
pino fito N Mean Std Dev
FC ANA 4 0.16250000 0.02872281
FC RO 4 0.11500000 0.01732051
FC RR 4 0.10500000 0.03316625
FC T 4 0.00000000 0.00000000
PJ ANA 4 0.26250000 0.02872281
PJ RO 4 0.18000000 0.04396969
PJ RR 4 0.00000000 0.00000000
PJ T 4 0.00000000 0.00000000
TJ ANA 4 0.31500000 0.01732051
TJ RO 4 0.23000000 0.00000000
TJ RR 4 0.14500000 0.03000000
TJ T 4 0.00000000 0.00000000
92
The SAS System The
ANOVA Procedure
Class Level Information
Class Levels Values
pino 3 FC PJ TJ
fito 4 ANA RO RR T
Number of observations 48
------------------------------------------------------------------------------------
The SAS System
The ANOVA Procedure
Anexo 4. Dependent Variable Número de Raíces (nr).
Sum of
Source DF Squares Mean Square F Value Pr > F
Model 11 825.1097500 75.0099773 55.92 <.0001
Error 36 48.2934500 1.3414847
Corrected Total 47 873.4032000
R-Square Coeff Var Root MSE nr Mean
0.944707 26.20418 1.158225 4.420000
Source DF Anova SS Mean Square F Value Pr > F
pino 2 40.4428625 20.2214313 15.07 <.0001
fito 3 693.2899167 231.0966389 172.27 <.0001
pino*fito 6 91.3769708 15.2294951 11.35 <.0001
-------------------------------------------------------------------------------------
The SAS System
The ANOVA Procedure
Duncan's Multiple Range Test for nr
93
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the
experimentwise error rate.
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 36
Error Mean Square 1.341485
Number of Means 2 3
Critical Range .8305 .8731
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping Mean N pino
A 5.1375 16 TJ
A
A 4.9981 16 FC
B 3.1244 16 PJ
--------------------------------------------------------------------------------------
The SAS System
The ANOVA Procedure
Duncan's Multiple Range Test for nr
NOTE: This test controls the Type I comparisonwise error rate, not the
experimentwise error rate.
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 36
Error Mean Square 1.341485
Number of Means 2 3 4
Critical Range 0.959 1.008 1.040
94
Means with the same letter are not significantly different.
Duncan Grouping Mean N fito
A 10.2475 12 ANA
B 4.9983 12 RO
C 2.4342 12 RR
D 0.0000 12 T
----------------------------------------------------------------------------------------
The SAS System
The ANOVA Procedure
Level of --------------nr-------------
pino N Mean Std Dev
FC 16 4.99812500 3.98826147
PJ 16 3.12437500 4.37551516
TJ 16 5.13750000 4.52540901
Level of --------------nr-------------
fito N Mean Std Dev
ANA 12 10.2475000 1.82758223
RO 12 4.9983333 2.68038272
RR 12 2.4341667 2.41855877
T 12 0.0000000 0.00000000
Level of Level of --------------nr-------------
Mean Std Dev pino fito N
FC ANA 4 9.9975000 3.34586685
FC RO 4 4.5825000 0.95771864
FC RR 4 5.4125000 0.57139449
FC T 4 0.0000000 0.00000000
95
PJ ANA 4 10.2475000 0.87929422
PJ RO 4 2.2500000 0.50000000
PJ RR 4 0.0000000 0.00000000
PJ T 4 0.0000000 0.00000000
TJ ANA 4 10.4975000 0.33500000
TJ RO 4 8.1625000 1.23483805
TJ RR 4 1.8900000 0.99953322
TJ T 4 0.0000000 0.00000000