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Veterinary Medicine en Español Agosto - Septiembre 2009 �Marque en la tarjeta de servicio al lector el No. 12

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� Agosto - Septiembre 2009 Veterinary Medicine en Español

Blastomicosis canina: Diagnósticos y tratamientos actualizadosM. Casey Gaunt, DVM y Susan M. Taylor, DVM, DACVIMEsta enfermedad micótica, que infecta con facilidad a perros y personas, inicia de manera típica fuera de los pulmones, pero puede avanzar para invadir varios tejidos por todo el cuerpo. Identificarlo con rapidez y aplicar un tratamiento antimicótico puede resultar en un buen pronóstico.

Técnicas quirúrgicas de reconstrucción,Parte 1: Presuturas para ajustar la pielSteven F. Swaim, DVM, MSCuando determinada lesión, sobre todo en la parte distal de las extremidadades, es demasiado ancha para la aposición adecuada de la herida en la piel, esta técnica que ajusta la porción de la piel adyacente puede auxiliar a un buen cierre en dos tiempos.

Caso desafiante: Efusión abdominal en un perroMark D. Dunbar, DVM y A. Rick Alleman, DVM, PhD, DABVP, DACVPLa salida de contenido intestinal y medio de contraste a la cavidad abdominal del perro resultó ser una combinación fatal.

Equipo de radiografía digital: Conozca sus opcionesSarah M. Puchalski, DVM, DACVR¿Cambiar hacia la radiografía digital? Existen dos tipos básicos de equipo de donde elegir. Ahora, ¿cuál es el más adecuado para usted?

Hidrocaminadora en medicina veterinaria: beneficios y consideracionesChristine Jurek, DVM y Laurie McCauley, DVMEste tipo de tratamiento ayuda a que los pacientes recuperen más rápido sus funciones luego de alguna lesión, mejora la potencia muscular y el rango de movimiento de las articulaciones y aún a perder peso. Así que, ¿es adecuado para su clínica?

Cómo practicar una ovariectomía laparoscópica con dos puertos de accesoTom McCabe, DVMAprenda más en cuanto a este procedimiento laparoscópico, que ocasiona menos dolor y traumatismo tisular que la ovariohisterectomía abierta de rutina.

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CONTENIDO

Todos los artículos han sido revisados al menos por dos especialistas certificados del Panel de Asesores, ó por expertos reconocidos, para asegurar exactitud, minuciosidad y conveniencia.

MISIÓNVeterinary Medicine en Español es una revista pre-revisada dedicada a proporcionar información concisa, fidedigna, y esencial sobre los problemas clínicos más comunes y cruciales vistos en animales de compañía, animales de producción y animales exóticos.

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FE DE ERRATAS

En nuestra edición anterior Junio - Julio 2009, se anunció la participación de nuestro anunciante MEDAMEX en el Congreso de León en el stand 56 Favor de visitarlos en el stand 9

Secciones Congreso Veterinario de LeónPrograma de Conferencias “LAVECCS”Programa de Conferencias “Absorbine Equine Day”

Investigación actualUtilice pruebas de antígenos y anticuerpos para diagnosticar y monitorear blastomicosis en perros y más.Erika Meler, DVM, MS y Barrak Pressler, DVM, PhD, DACVIM

Aspectos prácticosEstimule el juego adecuado y no la corrección física para tratar a un cachorro que muerdeJohn Cribassi, DVM, DACVB

Intercambio de ideasUn consejo para colocar suturas transcutáneas, haga un dispositivo para crear portatubos de ensaye, y más consejos prácticos de sus colegas.

Recursos para lectoresNovedadesCalendario de EventosÍndice de Anunciantes

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EquinosOxitometría de pulso (SaO2) durante la anestesia general en EquinosNúñez HE, Ayala SC, García LAAEl objetivo del monitoreo anestésico es obtener información confiable que pueda ser utilizada para maximizar la seguridad del paciente, y así reducir los efectos depresivos de los anestésicos sobre la función orgánica, logrando incrementar las posibilidades de realizar un procedimiento exitoso, uno de estos parámetros es la Oximetría de pulso, en el presente artículo se demuestra su importancia.

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Agosto - Septiembre 2009Volumen 4, Número 1

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editorial e integridad en cada edición.

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Timothy M. Fan, DVM, DACVIM Department of Veterinary Clinical Medicine College of Veterinary Medicine University of Illinois Urbana, Illinois

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Joseph Harari, MS, DVM, DACVS Veterinary Surgical Specialists Spokane,Washington

Karen A. Moriello, DVM, DACVD Department of Medical Sciences School of Veterinary Medicine University of Wisconsin Madison, Wisconsin

Jacqueline C. Neilson, DVM,DACVB Animal Behavior ClinicPortland, Oregon

Barrak Pressler, DVM, PhD, DACVIM Department of Veterinary Clinical SciencesSchool of Veterinary MedicinePurdue UniversityWest Lafayette, Indiana

Robert Prosek, DVM, MS, DACVIM Department of Small Animal Clinical SciencesCollege of Veterinary MedicineUniversity of FloridaGainesville, Florida

Robert M. Miller, DVM Thousand Oaks, California

Gary D. Norsworthy, DVM, DABVP Alamo Feline Health Center San Antonio, Texas

R. Wayne Randolph, VMD,DABVPCountryside Veterinary Hospital Flemington, New Jersey

Michael H. Riegger, DVM, DABVP Northwest Animal Clinic, Hospital and Specialty Practice Albuquerque, New Mexico

David Robbins, DVM VCA West Bernardo Animal Hospital San Diego, California

Philip VanVranken, DVM Dickman Road Veterinary Clinic Battle Creek, Michigan

Laura L. Wade, DVM, DABVPBoadway Veterinary Clinic Lancaster, New York

Con gran satisfacción hemos vivido a lo largo de estos años la aceptación y posicionamiento de Veterinary Medicine en Español como el medio

informativo y de actualización más relevante para los médicos veterinarios.

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Fred L. Metzger Jr., DVM, DABVP Metzger Animal Hospital State College, Pennsylvania

Veterinary Medicine en Español V.4 No.1 Agosto - Septiembre 2009. Publicación bimestral, editada por Revistas para la Industria, S.A. de C.V. Editor responsable: Ma Antonieta Guerrero Paz. No. de Certificado de Reserva otorgado por el Instituto Nacional del Derecho de Autor 04-2006-083113261500-102. No. de Certificado de Licitud de Título 13592. No. de Certificado de Licitud de Contenido 11165. Domicilio de la Publicación: Av. Universidad No. 1330, Edif. Versalles, Desp. C.902, Col. Del Carmen, Deleg. Coyoacán, C.P. 04100 México, D.F., Impreso en: Polymasters de México S.A. de C.V. Distribuida por: Revistas para la Industria, S.A. de C.V., Av. Universidad No. 1330. Edif. Versalles Desp. C 902, Col. Del Carmen, Deleg. Coyoacán, C.P. 04100, México, D.F.

Toda la información y conceptos que aquí aparecen son responsabilidad exclusiva de cada uno de los autores y firmas comerciales.



Blastomicosis canina: Una actualización en el diagnóstico y tratamientoEsta enfermedad micótica, que infecta con facilidad a perros y personas, empieza de manera típica en los pulmones pero puede dirigirse a invadir varios tejidos a través de todo el cuerpo. Su pronta identificación y la aplicación de tratamiento antimicótico pueden resultar en un buen pronóstico del paciente

M. Casey Gaunt, DVM, Susan M. Taylor, DVM, DACVIM

La blastomicosis es una enfermedad micótica sistémica ocasionada por el hongo dimórfico Blastomyces derma-

titidis*. Es más probable que la forma infec-tante de este microorganismo, la fase de mice-lia, se encuentre en suelos arenosos y ácidos cerca de mantos de agua fresca1-5. El alto contenido orgánico en el suelo que contiene subproductos de la madera en putrefacción o las excretas de animales, junto con condicio-nes de humedad promueven el crecimiento del microorganismo1. Blastomyces dermatiti-dis, tiene una distribución relativamente am-plia en Estados Unidos, incluyendo los valles de los ríos Misisippi, Missouri y Ohio; los estados del Atlántico medio; suroeste de Sas-katchewan; Manitoba; Québec; y Ontario1,4,6. La blastomicosis se diagnostica de manera más común en perros y personas1.

FACTORES DE RIESGOLos perros que se encuentran en un mayor riesgo de desarrollar blastomicosis clínica tienen de 2 a 4 años de edad y son machos de razas grandes, enteros y que viven en re-giones endémicas1,2,3,5. Este grupo de pe-rros tienen mayor tendencia a deambular y a olisquear y escarbar en la tierra, resultando en mayor exposición al microorganismo; se encuentran predispuestos los perros depor-tistas o de razas cazadoras, debido a la mayor

M. Casey Gaunt, DVMSusan M. Taylor, DVM, DACVIMDepartment of Small Animal

Clinical SciencesWestern College of Veterinary

MedicineUniversity of SaskatchewanSaskatoon, SK S7N 5B4

ECARTICULO ARBITRADO



Blastomicosis canina ARTICULO ARBITRADO

1. Panoftalmitis en un perro con blastomicosis ocular.

exposición a áreas con alto riesgo durante tales actividades4,5. La residencia cerca de ríos o lagos y el acceso a sitios reciente-mente excavados han demostrado un mayor riesgo de infec-ción7,8. Gran parte de los casos de blastomicosis canina se diag-nostican hacia finales del verano o al principio del otoño2,5.

VÍA DE INFECCIÓNDe manera más frecuente la infección sucede luego de inhalar esporas provenientes de suelo contaminado1-3. A la temperatura corporal normal del perro, el microorganismo se transforma en una levadura que puede infectar los pulmones y diseminarse de manera sistémica. Aunque la infección casi siempre empieza en los pulmones, en ocasiones las lesiones pulmonares se resuel-ven al momento en que las infecciones en los sitios se vuelven aparentes, antes de diseminarse por la vía hematógena o lin-fática hacia otros tejidos corporales1-3. Los sitios más usuales de infección aparentemente clínica en perros, incluyen pulmo-nes, ganglios linfáticos, ojos, piel y huesos1,2,4,9. No es frecuente que la infección se resuelva de manera espontánea o persista de manera subclínica1.

DIAGNÓSTICO Los hallazgos clínicos en perros con blastomicosis reflejan la respuesta inflamatoria sistémica y el sitio o sitios de in-fección. Las anormalidades vistas en un hemograma y en la química sérica por lo general resultan inespecíficos y señalan inflamación crónica. Deberán hacerse imágenes torácicas en todos los perros con sospecha de blastomicosis. Los exámenes citológico o histológico de los tejidos infectados tal vez reve-len los microorganismos. También se encuentran disponibles las pruebas serológicas, de antígenos urinario y de reacción en cadena de la polimerasa (PCR).

Signos clínicosSe encuentran de manera común signos inespecíficos de enfer-medad, incluyendo anorexia, pérdida de peso y letargia; y se desarrolla fiebre (39.4 C) en 40 a 60% de los perros infectados1.

Pulmones. Hay daño en los pulmones en 65 a 85% de los casos resultando a menudo en intolerancia al ejercicio, tos,

taquipnea, cianosis o dificultad respiratoria1-4,9. Las lesiones pulmo-nares también pueden ser clínicamente silenciosas, así que resulta recomendable el examen radiográfico torácico en todos los perros de quienes se sospeche que tengan blastomicosis1.

Ganglios linfáticos. El crecimiento de uno o más ganglios linfáticos periféricos sucede en 30 a 50% de los perros afectados, reflejando ya sea hiperplasia reactiva o la infección de los ganglios linfáticos a los microorganismos Blastomyces con resultante in-flamación piogranulomatosa1,2,10,11.

Ojos. Se identifican lesiones oculares en 20 a 50% de los casos, con endoftalmitis como la anormalidad más común1,12,13. Resultan esenciales el diagnóstico y tratamiento rápidos para preservar la vista, así que debe investigarse de manera agresiva si hay blastomi-cosis en todos los perros de zonas endémicas con signos tempranos de uveítis, incluyendo conjuntivitis, hiperemia del iris, flama acuo-sa y miosis. El glaucoma secundario a la obstrucción del ángulo iri-docorneal puede manifestarse. Otras manifestaciones oculares de blastomicosis pueden incluir edema de la córnea, coreorretinitis, neuritis óptica, desprendimiento retinal seroso o granulomatoso e hialitis y hemorragia del vitreo1-4,12. Asimismo puede desarrollarse panoftalmitis con inflamación orbital y periorbital concomitantes (Figura 1)1-4,12.

Piel. Las manifestaciones dermatológicas de la blastomicosis se presentan en 30 a 50% de los perros infectados. Las más comunes son las lesiones proliferativas granulomatosas en forma de masa y lesiones ulcerativas drenando líquido serosanguinolento o puru-lento1-4,11. Las lesiones cutáneas implican de manera más frecuente el plano nasal, la cara y los lechos de las uñas1-3,14,15. Se recomienda un amplio examen de la piel en todo aquel perro con sospecha de tener blastomicosis ya que los frotis de impresión a partir de lesio-nes cutáneas importantes pueden aportar un diagnóstico rápido.

Hueso. Las infecciones óseas solitarias ocasionando cojera se dan hasta en 30% de los perros infectados1-3, implicando de manera típica los huesos de las extremidades pélvicas. Desde el punto de vista radiográfico, las lesiones por osteomielitis micótica son osteo-líticas con proliferación periosteal e inflamación del tejido blando, que requieren citología o biopsia para distinguir entre enfermedad micótica o neoplástica.

Otros sitios. Otros sitios afectados de manera poco frecuente incluyen próstata, riñones, testículos, articulaciones, pasajes nasales y el cerebro. Solo se identifican infecciones en el sistema nervioso central (SNC) en 3 a 6% de los casos2,3,16,17. Los hallazgos neurológi-cos reportados comprenden actividad mental deprimida, letargia, dolor de cuello, caminar en círculos, déficit de nervios craneales, andar en círculos, convulsiones, hipermetría, ataxia y tetrapare-sis4,9,18,19. Aquellos perros con blastomicosis en el sistema nervioso central (SNC) casi siempre tienen una implicación aparentemente clínica de los sitios extraneurales, haciendo que el diagnóstico sea relativamente directo3,6,16,18,19.

Hallazgos de laboratorioEs común encontrar una anemia no regenerativa normocítica, normocrómica leve, así como leucocitosis moderada caracterizada por neutrofilia madura o neutrofilia con desviación hacia la izquier-



2A. Radiografía torácica lateral mostrando un patrón intersticial miliar difuso en el pulmón de un perro con blastomicosis.

3. Radiografía torácica lateral mostrando un granuloma focal (flecha) en el pulmón de un perro con blastomicosis.

2B. Radiografía torácica ventrodorsal mostrando un patrón intersticial miliar difuso en un perro con blastomicosis.

da. También hay hipoalbuminemia (75% de los casos) e hi-perglobulinemia (50% de los casos)1,3,20,21. La albúmina, como una proteína de fase aguda negativa, a menudo se encuentra disminuida en enfermedades inflamatorias. Se ha identificado hipercalcemia en 2 a 10% de los perros con blastomicosis, tal vez relacionada con la producción activa de vitamina D me-diante los macrófagos estimulados1,3,20,21.

Radiografías torácicasRealice un examen radiográfico torácico en todos los perros con sospecha de blastomicosis, independientemente si hay signos evidentes1. Los más comunes son los cambios pulmo-nares miliar difuso a intersticial nodular y broncointersticial (Figuras 2A y 2B)22,23. Con menor frecuencia se identifica con-solidación del lóbulo pulmonar o una masa solitaria dentro

del parénquima pulmonar (Figura 3)22. De manera ocasional es evidente la linfadenopatía hilar1-4.

Los pulmones parecerán radiográficamente normales en unos cuantos perros con enfermedad parenquimatosa pulmonar, dado que los nódulos inflamatorios más pequeños de 5 mm de diámetro no se detectan24,25. Obtenga placas laterales izquierda derecha y derecha izquierda y una ventrodorsal siempre que sea posible en un paciente estable, con el fin de aumentar la posibilidad de encontrar pequeñas lesiones26. La tomografía computarizada es más precisa en detectar nódulos pulmonares en personas que la radiografía y puede ser de beneficio en perros con lesiones pulmonares leves25.

Diagnóstico citológicoSe diagnostica de manera más confiable la blastomicosis al demos-trar al microorganismo en muestras citológicas o histológicas a partir de tejidos infectados. Por lo general, las muestras de los sitios infectados muestran la evidencia de inflamación piogranulomatosa o purulenta, lo cual debe acelerar la búsqueda de levaduras11.

Ganglios linfáticos. La evaluación citológica de aspirado con aguja fina a partir de ganglios linfáticos infectados y crecidos aporta un diagnóstico en 67 a 82% de los casos (Figura 4)3,11. Los aspirados a partir de ganglios linfáticos de tamaño normal también revelarán en ocasiones a los microorganismos, así que se recomienda el aspirado con aguja fina en todos los perros con sospecha de blastomicosis24.

Pulmones. El examen citológico de las muestras obtenidas a partir de pulmones mediante aspiración transtraqueal, lavado bron-



4. Examen citológico de un aspirado con aguja fina a partir de un ganglio linfático crecido en un perro con blastomicosis que revela microorganismos Blastomyces (Tinción de Wright-Giemsa).

5. Microorganismos de Blastomyces que han sido fagocitados por macrófagos en esta muestra de lavado transtraqueal proveniente de un perro con blastomicosis pulmonar. Resulta evidente la inflamación piogranulomatosa (Tinción de Wright-Giemsa; aumento 100X).

6. Examen citológico de un aspirado de vítreo de un perro con blastomicosis ocular que resalta la inflamación piogranulomatosa y microorganismos Blastomyces (Tinción de Wright-Giemsa; 50X).

coalveolar y aspiración pulmonar trans-torácica se han evaluado en el diagnóstico de la blastomicosis pulmonar9,10,27,28. A pesar de que los informes iniciales suge-rían que no era probable identificar a Blastomyces en las muestras de lavado transtraqueal, dos estudios retrospectivos recientes han demostrado al microorga-nismo en 69% y 76% de las muestras del lavado transtraqueal provenientes de pe-rros con evidencia radiográfica de blasto-micosis pulmonar (Figura 5)9,27. El lavado broncoalveolar aporta resultados simi-lares y por lo general una muestra de cé-lulas superior que el lavado transtraqueal, pero requiere de anestesia general27. La aspiración con aguja fina transtorácica de lesiones pulmonares solitarias o difusas proporciona diagnóstico en casi 80% de los perros con blastomicosis pulmonar, pero a veces requiere de evaluar múltiples muestras10,28. La utilidad diagnóstica de la evaluación citológica de muestras respira-torias obtenidas de pacientes con blasto-micosis, pero sin enfermedad pulmonar aparente desde el punto de vista radiográ-fico no se ha evaluado.

Ojos. Gran parte de los perros con bla-stomicosis ocular tienen implicaciones pul-monares, cutáneas o de ganglios linfáticos concurrentes, permitiendo hacer el diag-nóstico citológico con base en muestras obtenidas de una manera menos invasiva a partir de sus tejidos. En pacientes con solo implicación ocular se ha recomenda-do los aspirados de vitreo y los aspirados subretinales, pero estas técnicas pueden amenazar a la vista en un ojo que todavía no está ciego1,11,12. La evaluación citológica de aspirados de vitreo resultan en identifi-

cación del microorganismo en 100% de 5 casos en un informe (Figura 6)3.

SNC. El diagnóstico definitivo con base en el análisis del líquido cerebroes-pinal (CSF) pocas veces es posible en perros con blastomicosis que implique al cerebro o medula espinal16,18,19. El análisis del CSF a partir de perros con blastomi-cosis del SNC revela de manera típica una pleocitosis linfocítica a mixta, con una concentración de neutrófilos que varía de 5 a 40% de los leucocitos del CSF16,18,29. Pero, en ocasiones, el CSF será normal o notablemente neutrofílico10. Los micro-organismos Blastomyces casi nunca se identifican en CSF16,18,29. Sin embargo, la blastomicosis del SNC sucede pocas veces de manera aislada y la identificación ci-tológica de los microorganismos en otros tejidos infectados permite diagnosticar la blastomicosis2,3,9,16,18,29.

Pruebas serológicasCuando las muestras citológicas a par-tir de tejidos infectados no resulta diag-nósticas, a pesar de que usted sospeche de blastomicosis, pueden aplicarse pruebas serológicas. Los perros con blastomicosis producen anticuerpos dirigidos en contra de los antígenos Wisconsin-1 (WI-01) y A de B. dermatitidis4.

La prueba de inmunodifusión en agar gel para anticuerpos en contra del antíge-no A de Blastomyces es la prueba serológi-ca utilizada más a menudo y se informa de una sensibilidad de 40 a 90% y una espe-cificidad de 90 a 100%1,2,4,27. Los resultados de las pruebas a menudo son negativos al principio de la infección2,4,27,30, hacien-do improbable que la prueba de inmu-

nodifusión en agar gel sea útil en perros sin blastomicosis sistémica evidente. En animales curados, los títulos de anticuer-pos pueden persistir haciendo imposible el uso de los resultados de la inmunodi-fusión en agar gel para monitorear la res-puesta al tratamiento o recurrencia de la enfermedad2,30. Datos sin publicar han evaluado la duración de los títulos positi-vos persistentes luego del tratamiento.

Se ha reportado que una prueba de ra-dioinmunovaloración que detecta anticuer-pos séricos en contra de antígeno WI-01 en 92% de los perros infectados en tanto que mantiene su 100% de especificidad, pero esta prueba no se encuentra comer-cialmente disponible1,4.

Prueba de antígeno urinarioDe manera reciente se ha descrito una prueba de inmunovaloración de enzimas para detectar antígenos de B. dermatitidis en orina (MVista Blastomyces dermatitidis Antigen EIA-MiraVista Diagnostics)31-33. Se informa que esta prueba es muy sensible, detectando antígenos en orina en 93% de las personas y hasta el 100% en los perros con blastomicosis sistémica o pulmonar. Se reportan reacciones cruzadas con otros agentes micóticos (sobre todo Histoplasma capsulatum) y unos cuantos resultados positivos falsos inespecíficos31-33.

Pruebas de PCRUnos cuantos laboratorios veterinarios ofrecen pruebas diagnosticas con base en PCR para enfermedades micóticas. El South Dakota Animal Disease Research & Diagnostic Laboratory and HealthGene ofrece pruebas específicas para veterinaria para especies de Blastomyces. La técnica




PCR ofrece mayor sensibilidad y velo-cidad de diagnóstico en comparación con las pruebas diagnósticas convencionales, pero la utilidad de la PCR en el diag-nóstico inicial de la blastomicosis canina no se ha evaluado30. Por el momento, las pruebas de PCR deberán utilizarse como una evidencia de apoyo para completar el cuadro clínico en vez de un método ais-lado de diagnóstico.

TRATAMIENTOLos medicamentos recomendados más a menudo para tratar perros con blasto-micosis son la amfotericina B y los anti-micóticos azoles, incluyendo itraconazol, ketoconazol, fluconazol y voriconazol. El Cuadro 1 aporta un resumen de las dosis recomendadas para los agentes antimicóti-cos utilizados con mayor frecuencia. Estos

fármacos están aprobados por la FDA con fines de uso en veterinaria.

Amfotericina BEste agente es un polieno que se une al ergosterol, un elemento esencial de la pared celular del hongo, interrumpiendo por tanto la pared celular y causando la muerte del microorganismo. La amfoteri-cina B tiene como principal efecto adver-so la nefrotoxicosis acumulativa, así que debe monitorearse la función renal antes de cada dosis4,11,34.

El desoxicolato de amfotericina B se administra de manera más común como una infusión intravenosa. La carga de so-luciones con sodio antes del tratamiento (20 ml/kg de solución de cloruro de sodio a 0.9% administrada por vía intravenosa, durante 60 minutos) y la administración

intravenosa lenta (durante 5 a 6 horas) de la dosis de amfotericina B (0.5 mg/kg) di-luida en dextrosa a 5% en solución acuosa o dextrosa a 2.5% en 0.45% de solución salina (500 ml para perros < 20 kg o 1,000 ml para perros > 20 kg) puede reducir la nefrotoxicidad de esta presentación2,34. De manera alternativa la dosis de amfo-tericina B puede diluirse en dextrosa a 2.5% en 0.45% de solución salina (500 ml para perros < 20 kg o 1,000 ml para pe-rros > 20 kg) y administrarse de manera subcutánea35. Gran parte de los proto-colos requieren que la amfotericina B se administre cada dos días hasta una dosis acumulada de 8 a 10 mg/kg o hasta que se deteriore la función renal1,34. Cuando la amfotericina B se administra junto con un azol la dosis acumulativa de 4 a 6 mg/kg puede ser adecuada.


�0 Agosto - Septiembre 2009 Veterinary Medicine en Español

Puede administrarse la amfotericina B durante el tratamiento inicial de perros con blastomicosis intensa o progresiva con rapidez con el fin de mejorar la tasa de recuperación. El tratamiento combinado de amfotericina B y un antimicótico azol permite reducir la dosis total de amfoteri-cina B por administrar, disminuyendo el potencial de nefrotoxicidad.

Ahora se encuentra disponible una presentación en complejo lípido de amfo-tericina B. Esta presentación, Abelcet (The Liposome Company) es 8 a 10 veces me-nos nefrotóxica que el desoxicolato de am-fotericina B, permitiendo que se adminis-tren dosis acumulativas mayores2,12,34,36. La dosis administrada mayor y una mayor captación de los complejos lípidos por las células fagocíticas del sistema reticu-loendotelial pueden aumentar la eficacia

con esta presentación36. Diluya Abelcet en dextrosa a 5% en agua hasta una con-centración de 1 mg/ml y administre a los perros en una dosis de 1 a 3 mg/kg en una infusión intravenosa de 1 a 2 horas cada dos días hasta que se alcance la dosis acu-mulativa de 24 a 27 mg/kg.

Antimicóticos azolLos antimicóticos azoles ketoconazol, itraconazol, fluconazol y voriconazol in-terfieren con la síntesis de ergosterol. El más accesible de los azoles es el ketocona-zol pero tratar blastomicosis canina con solamente ketoconazol resulta en una reso-lución de la enfermedad en < 50% de los casos y se relaciona con una mayor tasa de recurrencias y efectos adversos2,17,37.

Itraconazol. Este agente es el azol re-comendado más a menudo para el trata-miento de los perros con blastomicosis, ya que es tan eficaz como la amfotericina B pero se relaciona con menos efectos adversos y puede administrarse por vía oral1,4,17,34,37. El itraconazol es una base débil que se absorbe mejor cuando se ad-ministra con alimentos. Las concentracio-

nes plasmáticas pico no ocurren hasta 6 a 4 días después de que se empieza el trata-miento, lo cual resulta en cierta brecha de tiempo antes de que haya una respuesta clínica. El itraconazol se fija de manera amplia a las proteínas plasmáticas además de que es lipofílico llevando a una buena distribución a través de gran parte de los tejidos, pero las concentraciones en orina y CSF son bajas. El itraconazol no atravie-sa las barreras hematoencefálica, sangre-próstata y ojo-sangre, pero las infecciones por organismos Blastomyces en estos sitios responden a menudo bien a tratamiento con itraconazol, tal vez debido a la mayor penetración del medicamento cuando hay inflamación34,36. El itraconazol se adminis-tra de manera típica a una dosis de 5 mg/kg por vía oral dos veces al día durante cinco días, seguidos de 5 mg/kg una vez

al día o dividido en dos partes al día por el resto del tratamiento1,2,17,34, gran parte de los perros que reciben 5mg/kg/día de itraconazol no desarrollan algún signo de toxicosis. El incremento asintomático de la alanino transaminasa (ALT) es común, pero no deberá acelerar un cambio en el tratamiento a menos que el perro muestre anorexia, vómito o dolor abdominal1,34. La mayoría de los efectos colaterales gas-trointestinales se relacionan con la dosis y se resolverán si se descontinúa el medi-camento hasta que regrese el apetito del perro y luego restituir a la mitad la dosis anterior1,34.

La vasculitis que resulta en dermatitis ulcerativa o inflamación de las extremi-dades se desarrollan en 7.5% de los perros que reciben una dosis alta de itraconazol (10 mg/kg/día) pero no se desarrolla en perros que reciben 5 mg/kg/día. Asegúrese de diferenciar entre esta reacción al medi-camento de una manifestación de blasto-micosis cutánea. Al reducir la dosis diaria administrada de itraconazol a 5 mg/kg re-sulta por lo común una recuperación rápi-da de las lesiones ulcerativas y en una reso-lución de la edema de la extremidad17.

Fluconazol. Este es un antimicótico azol que se fija de manera mínima a las proteínas y que es muy hidrosoluble, pe-netrando las barreras hematoencefálicas, sangre-próstata y sangre-ojo y logra las mayores concentraciones en orina, CSF y otros líquidos oculares4,23,24. El fluconazol (2.5 a 5 mg/kg orales o intravenosos dos veces al día) puede tener alguna partici-pación en el tratamiento de la blastomico-sis de SNC, prostático y urinario, pero el itraconazol es más eficaz en gran parte de los perros con blastomicosis4,37.

Voriconazol. Este es un derivado del fluconazol que tiene un espectro de acción más amplio, mejorando su eficacia contra la blastomicosis en tanto que mantiene una distribución tisular amplia y la ha-bilidad para cruzar las barreras hemato-encefálica, sangre-ojo y sangre próstata, la dosis en perros no se ha establecido bien, sin embargo 5 a 10 mg/kg orales o intrave-nosos dos veces al día es recomendable.

DURACIÓN DELTRATAMIENTO Y RESPUESTAAL TRATAMIENTOCasi 70 a 80% de los perros con blasto-micosis responden por completo al trata-miento con itraconazol, amfotericina B o la combinación de ambos medicamen-tos1,2,17,37. Cuando los medicamentos se utilicen en combinación, se administran de manera simultánea en principio y luego se continúa con itraconazol, como agente único, una vez que la dosis acumulativa de amfotericina B se ha administrado.

Trate a los perros con implicación pul-monar intensa por lo menos durante 90 días. Aún con una duración adecuada de tratamiento, 20 a 25% de los perros recaerá luego del tratamiento con itraconazol. La probabilidad de recaída se relaciona con la severidad de la enfermedad pulmonar inicial y sucede con frecuencia seis meses después de finalizar el tratamiento11. El tratamiento con un curso adicional de 60 a 90 días de itraconazol tiene una opor-tunidad de 80% de producir la curación.

Administre itraconazol u otro azol por lo menos durante 60 días después en to-dos los perros infectados y continúe por lo menos durante un mes, luego de que toda evidencia clínica radiográfica de la enfermedad se ha resuelto12,17. Trate a los perros con implicación pulmonar grave por lo menos a lo largo de 90 días. Aún


Cerca de 70% a 80% de los perros con blastomicosis responden por completo al tratamiento


Marque en la tarjeta de servicio al lector el No. 10

con la duración apropiada del tratamiento 20 a 25% de los perros recaerá luego del trata-miento con itraconazol. La probabilidad de recaídas se relaciona con la severidad de la enfermedad pulmonar inicial y sucede más a menudo dentro de los seis meses después de terminar el tratamiento1. El tratamiento de nuevo con un curso adicional de 60 a 90 días de itraconazol tiene una oportunidad de 80% de producir la curación1.

PRONÓSTICOLos dos factores pronósticos negativos más importantes son la implicación del SNC y la enfermedad pulmonar grave1,4,17. Gran parte de los perros con implicación cerebral morirá pero el tratamiento agresivo con amfotericina B, fluconazol o voriconazol pueden resultar eficaces en ocasiones1.

Aquellos perros con blastomicosis pul-monar difusa grave a menudo se deterioran durante los primeros 2 o 3 días de tratamien-to tal vez en relación a una respuesta inflama-toria dirigida en contra de los microorganis-mos muertos en los pulmones1,2,17. De estos perros, 50% morirá dentro de los primeros siete días de tratamiento1. Las dosis antiin-flamatorias de dexametasona (0.25 mg/kg in-travenosos una vez al día durante 2 o 3 días) deberá administrarse de manera rutinaria a perros con infiltrados pulmonares graves que se desarrollan empeorando la dificultad respi-ratoria durante el tratamiento antimicótico1. Aquellos perros que reciben glucocorticoides y se recuperan, no deberán ser tratados por lo menos durante 90 días con antimicóticos.

Aunque el itraconazol no alcanza por lo normal altas concentraciones en el ojo, la respuesta al tratamiento con una gran dosis de itraconazol (5 mg/kg, dos veces al día) en perros con enfermedad del segmento poste-rior leve sin separación de la retina completa ha sido buena, logrando gran parte de los perros su curación y recuperando la vista en los ojos afectados13,38,39. Los ojos ciegos que se encuentran afectados de manera intensa con glaucoma o endolftalmitis no es probable que recuperen la vista y con probabilidad de-berán enuclearse para evitar que sirvan como un foco persistente de infección12,14,15,40.

IMPLICACIONES DE SALUD PÚBLICAB. dermatitidis existe a 37º C o más en una fase de levadura que resulta demasiado grande para transmitirse como aerosol me-diante la tos a otros perros o a las personas. La inoculación cutánea a través de picaduras

de aguja o contaminación de heridas se ha reportado1,4. La fase de micelia del microorganismo puede desarrollarse en lesiones cutáneas4 y puede formar aerosoles e infectar a personas presen-tes durante el cambio de vendajes. Por tanto, los tractos que drenan o las le-siones ulcerativas deberán dejarse sin cubrir y quienes atiendan estas heridas deberán portar ropa protectora inclu-yendo guantes tapabocas y máscaras quirúrgicas cuando entren en contacto con pacientes con este tipo de lesiones. Solo deberá intentarse el cultivo de B. dermatitidis en laboratorios que cuen-ten con instalaciones adecuadas y las muestras deberán marcarse de manera clara con el fin de minimizar el riesgo al personal del laboratorio4, ya que el cultivo promueve el crecimiento de la fase de micelia altamente infectante.

REFERENCIASLegendre AM. Blastomycosis. In: Greene CE, ed. Infectious diseases of the dog and cat. �rd ed. St. Louis, Mo: Saunders, �00�;��-��. Kerl ME. Update on canine and feline fungal diseases. Vet Clin North Am Small Anim Pract �00�;��(�):��-��.Arceneaux KA, Taboada J, Hosgood G. Blastomycosis in dogs: �� cases (��0-��). J Am Vet Med Assoc ��;��(�):��-��.Brömel C, Sykes JE. Epidemiology, diagnosis, and treatment of blastomycosis in dogs and cats. Clin Tech Small Anim Pract �00�;�0(�):��-��.Rudmann DG, Coolman BR, Perez CM, et al. Evalua-tion of risk factors for blastomycosis in dogs: �� cases (��0-��0). J Am Vet Med Assoc ��;�0�(��):��-��.Harasen GLG, Randall JW. Canine blastomycosis in Southern Saskatchewan. Can Vet J ��;��(�0):��-��.Baumgardner DJ, Paretsky DP, Yopp AC. The epidemiology of blastomycosis in dogs: north central Wisconsin, USA. J Med Vet Mycol ��;��(�):��-��.Baumgardner DJ, Steber D, Glazier R, et al. Geographic information system analysis of blastomycosis in northern Wisconsin, USA: waterways and soil. Med Mycol �00�;��(�):��-��.McMillan CJ, Taylor SM. Transtracheal aspiration in the diagnosis of pulmonary blastomycosis (�� cases: �000-�00�). Can Vet J �00�;��(�):��-��.Crews LJ, Feeney DA, Jessen CR, et al. Utility of diag-nostic tests for and medical treatment of pulmonary blastomycosis in dogs: �� cases (��-�00�). J Am Vet Med Assoc �00�;��(�):��-��.Garma-Aviña A. Cytologic findings in 43 cases of blastomycosis diagnosed ante-mortem in naturally-infected dogs. Mycopathologia ��;��(�):��-��.Krohne SG. Canine systemic fungal infections. Vet Clin North Am Small Anim Pract �000;�0(�):�0��-�0�0.Bloom JD, Hamor RE, Gerding PA Jr. Ocular blastomy-cosis in dogs: �� cases, �0� eyes (��-��). J Am Vet Med Assoc ��;�0�(�):��-��.Legendre AM. Blastomycosis. In Greene CE, ed. Infec-tious diseases of the dog and cat. �st ed. Philadelphia, Pa: WB Saunders, ��0;��-��.��. Legendre AM. Blastomycosis. In Greene CE, ed. Infectious diseases of the dog and cat. �nd ed. Phila-delphia, Pa: WB Saunders, ��;��-��.Lavely J, Lipsitz D. Fungal infections of the central nervous system in the dog and cat. Clin Tech Small Anim Pract �00�;�0(�):��-��.Legendre AM, Rohrbach BW, Toal RL, et al. Treatment

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“Blastomicosis canina” continúa en pág 21...


�� Agosto - Septiembre 2009 Veterinary Medicine en Español

ARTICULO ARBITRADO

Técnicas de cirugía reconstructiva, Parte 1:

Cuando una herida en una extremidad, es demasiado amplia para realizar un adecuado afrontamiento de la piel, la precolocación permite un adecuado cierre de la herida.

Steven F. Swaim, DVM, MS

Para la precolocación de suturas se utiliza un patrón de sutura de Lem-bert en piel sana en ambos lados a

lo largo de la lesión. Estas por lo general son colocadas varias horas antes del des-bride o incisión, éstas suturas afrontan los bordes de la herida. Estas por lo general son colocadas de 8 a 12 horas antes del cierre de la herida.

Este tipo de sutura esta indicado en heridas de extremidades en donde de manera inicial no es posible realizar el afrontamiento de los bordes de la herida (Figura 1), cuando se realiza la extirpación de tumores que, dan como resultado una gran pérdida de piel.

La técnica esta indicada si a criterio del cirujano la herida eventualmente no

Steven F. Swaim, DVM, MS Profesor Emérito Scott-Ritchey Research Center Department of Clinical

Sciences College of Veterinary

Medicine Auburn University Auburn University, AL 36849

Precolocación de suturas para afrontar la piel

será cerrada a través de injertos o colga-jos. Si la precolocación de suturas es capaz de ocasionar el desgarre de los tejidos por el exceso de tensión (p. ej. herida, tumor), se puede colocar un aposito primario o secundario sobre los tejidos.

Este artículo es el primero de una serie de procedimientos de cirugía reconstructiva que nos ayudará paso a paso en el manejo de heridas y defectos en la piel.

Cada artículo se acompaña por un vídeo que muestra el proceso com-

pleto (Para ver el video de la técnica visita www.dvm360.com/Swaim1.)

En ediciones futuras busque re-visiones acerca de cómo realizar suturas de afrontamiento con un patrón de sutura colchonero horizontal, como realizar inci-siones de relajación a lo largo de una herida, injertos de grosor to-tal en malla, avance de piel para grandes defectos en el tronco, así como colgajos de rotación. 1. Los bordes cutáneos no se pueden afrontar bien, para cerrar ésta herida en la extremidad

anterior distal de un perro.


Veterinary Medicine en Español Agosto - Septiembre 2009 ��Marque en la tarjeta de servicio al lector el No. 5



Precolocación de suturas para afrontar la piel ARTICULO ARBITRADO

Luego de administrar un tranquilizante o neuroleptoanal-gésia; prepare la piel alrededor de la lesión para una cirugía aséptica. A continuación inyecte algún analgésico local de larga acción (por ejemplo, bupivacaína) alrededor de la lesión.Coloque las suturas en la piel de ambos lados de la lesión o defecto, utilizando material de sutura monofilamentosa sintética no absorbible 2-0 o 3-0 (nailon o polipropileno) montados en una aguja cortante. Otra opción es utilizar un material de sutura uno o dos medidas más grande del que se utilizaría para cerrar la herida. Mientras mayor sea el diámetro, la tensión se puede distribuir mejor y es menos probable que corte los tejidos. Sin embargo, mientras mayor sea el diámetro del nailon o polipropileno, mayor el potencial de dificultades con la seguridad del nudo.

A

B

PASO 2

Luego de aplicar la primera puntada (A), ponga la segunda puntada en el lado opuesto de la herida, entrando y saliendo de la piel del mismo lado de la herida (B).

PASO 4Utilizando sutura de Lembert, coloque la primera puntada entrando y saliendo de la piel, del mismo lado de la herida.

PASO 1

PASO 3

Antes de la primera sutura de Lembert. Tal vez se necesite un nudo de cirujano como la primera parte del anudado de cada sutura.

Aplique más suturas de Lembert a lo largo de la herida. Estas suturas de Lembert, atadas con tensión, unen la lesión o defecto. Por lo general estas suturas se colocan por la tarde y se cubre el área con algún vendaje durante la noche. Se recomienda el uso de un collar Isabelino para evitar que el perro se lastime.

Este esquema demuestra el patrón de las suturas de Lembert colocado sobre una lesión (tumor). La tensión aplicada a cada sutura depende de la experiencia y juicio clínico del cirujano.

Cómo precolocar suturas para ajustar la piel


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“Precolocación de suturas para afrontar la piel” continúa en pág 37...

PASO 5

A la mañana siguiente, anestesie o sede al animal, retire la precolocación de suturas y prepare al área para cirugía aséptica.

PASO 6

Finalmente, remueva la lesión o desbride la herida, y cierre la misma utilizando suturas interrumpidas simples. Sin embargo, si usted considera que está indicada algún otro tipo de sutura que reduzca la tensión puede utilizarse.

Dependiendo de la forma de la herida, pueden existir sobresalientes en los vértices de la herida (ear dog) al momento del cierre. Si esto ocurre deben corregirse quirúrgica-mente. Posterior al cierre de la herida, aplique un apósito o vendaje y utilice cualquier técnica que usted crea conveniente, para evitar daños en la herida.



Un caso desafiante: Efusión abdominal en un perro La salida de contenido intestinal y medio de contraste a la cavidad abdominal del perro resultó ser una combinación fatal.

Mark D. Dunbar, DVM, A. Rick Alleman, DVM, PhD, DABVP, DACVP

En el examen físico, el paciente pre-sentaba la mayoría de los signos vitales normales; pero a la palpación

abdominal este se encontraba distendido por líquido abdominal. Con historia clíni-ca reciente de una cistostomía y los hallaz-gos en el examen físico, se planteó como diagnostico presuntivo un posible uroab-domen secundario. Se realizo Abdomino-centesis de la cual se obtuvo una cantidad de 12 mililitros de un liquido opaco color paja, una concentración de proteínas de 3,2 g/dl, glóbulos rojos 190/μl y un recuento de leucocitos de 46.150 /μl.

Examen citológicoEl frótis directo del liquido abdominal de-mostró la existencia de numerosas células basofílicas en un fondo granular compa-tible con líquido altamente proteínico. En un diferencial de 200 células el 99% fueron neutrófilos y 1% de fagocitos mononuclea-res. Los neutrófilos se determinaron con alta actividad de cariólisis, ya que existían ocasionales bacilos intracelulares; además, se identificaron partículas redondas a ovaladas, de color amarillo pálido refrac-tantes que son compatibles con gránulos de sulfato de bario (Figura 1). El material refractante extracelular también se observó en el fondo. Los fagocitos mononucleares fueron moderadamente reactivos. No se identificaron células neoplásicas. La inter-pretación citológica fue de exudado séptico que contenía material semejante a gránulos de sulfato de bario, lo que sugiere la fuga del tracto gastrointestinal.

Otras pruebas diagnósticas Un hemograma reveló resultados normales de un volumen celular (VC), del 45% (rango de referencia= 37% a 54%) y un conteo de

glóbulos blancos normales total de 14.230/μl (rango de referencia = 6.000 a 17.000/μl) que se caracterizó por una leve desviación izquierda por neutrófilia con toxicidad 2 +. En la química sanguínea se encontró el in-cremento de la fosfatasa alcalina (ALP) (496 U/L, rango de referencia= 16 a 111 U/L) y Aspartato aminotransferasa (AST) (68 U/L, rango de referencia= 10 a 46 U/L) y la dis-minución de la concentración de albúmina (2 g/ dl; rango de referencia = 2,9 a 3,7 g/dl) y calcio (8,9 mg/dl; referencia rango = 9,5 a 11,6 mg / dl). Los resultados del CSC, el aumento de la actividad de las enzimas he-

Mark D. Dunbar, DVMA. Rick Alleman, DVM, PhD, DABVP,

DACVPDepartment of Physiological

SciencesCollege of Veterinary MedicineUniversity of FloridaGainesville, FL 32610

ARTICULO ARBITRADO

1. Examen citológico del líquido abdominal de la paciente en este caso revelando un contenido neutrofílico que contiene bacterias intracelulares (flecha chica) y gránulos refringentes de sulfato de bario (flecha grande). También se observan gránulos de sulfato de bario en el fondo (Wright’s-Giemsa; 100X).

PRESENTACIÓN YEVALUACIÓN INICIAL

Estadísticas vitales

Reseña:Se presentó a consulta a la Universidad de Florida al Centro Médico Veterinario un paciente de 7 años de edad, 5.3 kg de peso, de raza Cairn Terrier y sexo Hembra (esterilizada).

La Historia Clínica:Dolor a la palpación abdominal y anorexia de cuatro días de duración. Siete días antes, otro Médico Veterinario le había realizado una Cistostomía por urolitos de Oxalato de calcio. Dos días antes a que se presentara a consulta el paciente, el mismo Médico referido con anterioridad le realizó un estudio radiográfico simple y de contraste para descartar una obstrucción gastrointestinal por cuerpo extraño, ya que presentó dolor abdominal y vómito; pero el estudio no demostró ninguna alteración.

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2. Radiografía lateral izquierda derecha de Tórax de la paciente, que muestra medio de contraste libre en el abdomen (flecha chica) y captación de medio de contraste en el ganglio linfático esternal (flecha grande).

páticas, la concentración y la disminución de la albúmina indica inflamación activa con posible infección. La hipocalcemia fue atri-buida a la baja concentración de albúmina.

Estudios radiográficos de abdomen y tórax demostraron sulfato de bario libre en la cavidad abdominal y la presencia de un gan-glio linfático esternal, que interviene para el drenaje linfático del abdomen (Figura 2).

La concentración de glucosa en el sue-ro (143 mg/dl; rango de referencia = 70 a 122 mg/dl) y líquido abdominal (80 mg/dl) y la concentraciones de lactato en el suero (2,1 mmol/L; rango de referencia = 0,22 a 1,44 mmol/L) y líquido abdominal (6,1 mmol/L) fueron compatibles con un exu-dado séptico peritoneal. Una diferencia de >20 mg/dl entre suero y líquido abdominal en la concentración de glucosa y una dife-rencia de <-2 mmol/L entre suero y líquido abdominal en la concentración de lactato son indicativos de un exudado séptico en el abdomen.1 Por todo lo anterior se esta-bleció un diagnóstico presuntivo de perito-nitis séptica y fuga de sulfato de bario de secundaria a una perforación gastrointesti-nal, de origen desconocido.

Cirugía exploratoria Se realizo un procedimiento de anestesia, y se consideró como emergencia y se reali-zó laparotomía exploratoria. Una cantidad abundante líquido blanco a amarillo puru-

lento fue retirado de la cavidad abdominal. Se observaron adherencias entre la vejiga y la pared abdominal; entre las asas intes-tinales y entre el intestino y la vejiga. Se encontró un trozo de madera que había penetrado la pared del yeyuno y salido a la cavidad abdominal. El palo fue eliminado; y las porciones afectadas del intestino fue-ron resecadas y anastomosadas. La integri-dad de la anastomosis fue evaluada por la inyección de solución salina estéril dentro del lumen intestinal y se encontró que era segura. El abdomen fue completamente lavado con una solución salina caliente es-téril. Un drenaje cerrado de aspiración de Jackson-Pratt fue aplicado, y el paciente se recuperó sin complicaciones de la aneste-sia. Un tratamiento agresivo posquirúrgico se instauro con antibiótico y otras medidas de apoyo.

Resultados posoperatoriosDurante los siguientes nueve días el paciente tuvo letargia y anorexia; presentando un ab-domen tenso. En un cultivo de liquido ab-dominal obtenido por abdominocentesis se obtuvo un gran crecimiento de Escherichia coli.

Nueve días después de la cirugía, la temperatura, el pulso y la respiración del paciente fueron normales; pero un hemo-grama de control reveló PCV de un 32%, una concentración de fibrinógeno de 700 M

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Un caso desafiante ARTICULO ARBITRADO

mg/dl (rango de referencia = 100 a 400 mg/dl), y un recuento de glóbulos blancos total de 56.120/μl que se caracterizaba por una neutrofilia con un marcado cambio hacia la izquierda debida a mielocitos con 2 + a 3 + de toxicidad. Estos resultados revelan un he-mograma más dramático ante una respuesta a un aparente proceso infeccioso. En una química sanguínea de control se encontró incremento de la ALP (353 U/L), AST (109 U/L) y la concentración de bilirrubina total (12,1 mg/dl; referencia rango = 0 a 0,4 mg/dl) y disminución de las concentraciones de albúmina (1,8 g/dl) y calcio (8,7 mg/dl). La elevada concentración de bilirrubina fue probablemente el resultado funcional de colestasis (colestasis asociada a sepsis). La hipocalcemia se atribuye a la baja concen-tración de albúmina sérica.

Resultados A pesar del agresivo tratamiento de fluidos y antibiótico después de la cirugía, el paciente desarrollado choque vascular agudo y paro cardíaco en el postoperatorio tardío el día 9. El paciente fue reanimado con éxito, sin embargo; sin embargo el propietario decidió la eutanasia un par de horas más tarde, de-bido a un mal pronóstico, como consecuen-cia de la sospecha de clínica de sepsis y de la progresión observada de las adherencias abdominales observadas durante la cirugía. La necropsia reveló indicios de fuga de la anastomosis intestinal, peritonitis difusa y adherencias en el abdomen entre el intes-tino delgado y epiplón.

DISCUSIÓN Identificar rápidamente el sulfato de bario en un cuerpo libre de la cavidad es funda-mental para impulsar los procedimientos de emergencia que pudiera evitar efectos perjudiciales y posiblemente la muerte. En este caso, los resultados iniciales del estudio radiográfico en la clínica veterinaria de refe-

rencia no indican las fugas de sulfato bario en la cavidad peritoneal. Esta falta evidente de fuga pudo deberse a la posibilidad de que el palo todavía no había perforado el tracto gastrointestinal.

Efectos de la suspensión de sulfato de bario El Sulfato de bario en suspensión en la cavi-dad abdominal del animal provoca perito-nitis, con devastadoras tasas de mortalidad que aumentan dependiendo de la cantidad libre de este.2-4 El sulfato de bario aglutina rápidamente y se adhiere a las superficies peritoneales.5 En estudios experimentales en perros y conejos, el sulfato de bario en suspensión inyectado intraperitoneal dio lugar a alta mortalidad secundaria a peri-tonitis hemorrágica difusa con numerosas adhesiones y granulomas en todo la cavidad abdominal.3, 4

Cuando se mezcla con el contenido intestinal y el sulfato de bario; tienen un efecto perjudicial sinérgicamente ya que las bacterias quedan atrapadas dentro de granulomas que se forman rápidamente en respuesta al sulfato de bario.3, 4 Se forman adherencias fibrinosas viscerales dentro de las seis primeras horas, y después de tres a cinco días el sulfato de bario se encapsula dentro de adherencias fibrinosas.5

En este caso, se desarrollaron una gran cantidad de adherencias fibrosas a lo largo del mesenterio y de muchas asas intesti-nales. Presumiblemente, estas adherencias causaron retraso en la cicatrización en el si-tio de la anastomosis quirúrgica observada en la autopsia.

Prevención y tratamiento Si es necesario utilizar medio de contraste en un paciente con imagen o signos de peri-tonitis por perforación intestinal, es mejor utilizar un medio de contraste yodado que causa menor propensión para incitar a la irri-

tación peritoneal. Sin embargo, como se ha visto en este caso, a veces no se identifican perforaciones o sospechas antes de la ad-ministración medios de contraste.

Suponiendo que el sulfato de bario se utilizara en un estudio radiográfico gastro-intestinal y se hiciera una identificación ci-tológica de este medio de contraste dentro de un derrame abdominal, confirma la sali-da del contenido gastrointestinal y la presen-tación de una peritonitis séptica. Dado que la combinación de sulfato de bario y con-tenido intestinal libre en la cavidad abdomi-nal son en función del tiempo agresivos al paciente, el tratamiento terapéutico agresivo se justifica. Además de la rutina de lavado abdominal con solución salina estéril tibia, puede ser necesaria la eliminación física de los contaminantes frotando suavemente la superficie peritoneal con gasa estéril.

A pesar de un tratamiento rápido, el pronóstico del paciente es reservado. Sin embargo, el reconocimiento rápido y el tratamiento inmediato son esenciales para aumentar al máximo la oportunidad de restablecer la salud del paciente.6

REFERENCIASBonczynski JJ, Ludwig LL, Barton LJ, et al. Comparison of peritoneal fluid and peripheral blood pH, bicarbonate, glu-cose, and lactate concentration as a diagnostic tool for septic peritonitis in dogs and cats. Vet Surg �00�;��(�):��-��.Henrich MH. [Barium peritonitis in animal experiments (rat, dog)]. Chirurg ��;��(��):�0�-�0�. German.Cochran DQ, Almond CH, Shucart WA. An experimental study of the effects of barium and intestinal contents on the peritoneal cavity. Am J Roentgenol Radium Ther Nucl Med ��;��:��-��.Sisel RJ, Donovan AJ, Yellin AE. Experimental fecal peritonitis. Influence of barium sulfate or water-soluble radiographic contrast material on survival. Arch Surg ��;�0�(�):��-��.Thomas JC. The disposal of barium sulfate in the abdominal cavity. J Pathol Bacteriol ��;��:��-��.Gfeller RW, Sandors AD. Naproxen-associated duodenal ulcer complicated by perforation and bacteria- and barium sulfate-induced peritonitis in a dog. J Am Vet Med Assoc ��;��(�):��-��.

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Uno de los primeros pasos para cambiar hacia radiografía digital es decidir qué tipo de sistema va

a adquirir. Para veterinarios se encuentran disponibles dos grandes tipos de equipo radiográfico digital: con base en chasis, ra-diografía computadorizada (CR) y radio-grafías (captura) directas (DR)1,2.

Este artículo se centra en los disposi-tivos de captura primaria en vez de los dispositivos de captura secundarios, tales como los digitalizadores de imágenes (es-caners) y cámaras digitales. En general, los dispositivos de captura secundarios tienen limitaciones importantes, tanto desde el punto de vista médico legal como de cali-dad de imagen.

CRCR fue el primer sistema de radiografía uti-lizado en imagenología médica. Estos siste-mas tienen varias características análogas a los sistemas tradicionales de película (Figu-ra 1), debido a que se utiliza un chasis para albergar una hoja fotográfica con fósforo: la imagen latente se almacena en una hoja con fósforo similar a cómo la película sin revelar almacena la imagen latente (Figura 2). Las radiografías CR se obtienen de una manera tradicional: todas las vistas del estudio se to-

Conozca sus opciones¿Quiere cambiar a radiografía digital? Usted tiene dos tipos básicos de equipo de los cuales elegir. Ahora, ¿cuál es el mejor para usted?

Sarah M. Puchalski, DVM, DACVR

Equipo radiográfico digital

Sarah M. Puchalski, DVM, DACVR Department of Surgical and

Radiological SciencesSchool of Veterinary MedicineUniversity of CaliforniaDavis, CA 95616

man y luego los chásises se trasladan hacia un procesador digital. Cada chasis se pasa entonces de manera individual hacia el pro-cesador, donde se retira la hoja con fósforo y se escanea mediante un láser. El láser imparte energía a la hoja con fósforo, liberando luz de la imagen latente almacenada ahí. La luz emitida desde la hoja con fósforo se digita-liza para producir una radiografía digital. El procesador requiere de 60 a 90 segundos para producir una imagen por cada chasis y estos se vuelven a utilizar en diversas ocasiones. Durante este tiempo de proceso, no se pue-de ingresar el siguiente chasis aunque varios procesadores aceptan varios chasises (2 a 4) a la vez. CR puede ser un flujo de trabajo lento si la cantidad de proyecciones radiográficas excede la cantidad de receptáculos para cha-sis en el procesador3. Este problema puede originarse en estudios con múltiples vistas, tales como exámenes ortopédicos o pruebas antes de comprar a un animal.

Por tanto, el flujo de trabajo de CR es similar al de la película radiográfica tradi-cional4,5. Debido al retardo en el procesa-miento de la imagen llevará varios minutos identificar errores en la técnica radiográ-fica, sobre todo en el posicionamiento. En la práctica de pequeñas especies tal vez sea sencillo volver a colocar al animal, en tanto que para los clínicos de equinos no recono-cerán la necesidad de tomas nuevas hasta que los chasises regresen del procesador, el cual se encuentra las más de las veces en una ubicación como una clínica. De mane-ra más reciente, se encuentran disponibles procesadores CR portátiles a nivel comer-cial para ayudar a evitar este inconveniente. CR requiere que se compren chasises, un procesador y equipo para visualizar y al-

macenar las imágenes. Los chasises tienen las mismas dimensiones que los chasises con base en película y no requieren ningu-na modificación en cuanto al generador de rayos X, tablas o rejillas. En general CR es ligeramente menos caro que la modalidad de radiografía digital, que proporciona va-rias de las ventajas de las imágenes digitales a una practica veterinaria.

DRDR o rayos X directos (DX) por lo general se refiere a uno de tres tipos de sistema. Las características unificadoras de estos siste-mas son que una imagen se produce casi de manera instantánea y que el mismo detector de rayos X se utiliza para cada exposición1,2,6-8. Dentro de esta categoría se encuentran dos sistemas. Estos sistemas se utilizan de mane-ra común en medicina veterinaria. El otro tipo de sistema DR es la cámara con disposi-tivo acoplado de carga (CCD).

Detectores de panel planoLos detectores DR de panel plano se sub-dividen en paneles que centellean (emiten energía que se digitaliza y registra cuando los fotones de los rayos X interactúan con los elementos del detector) (Figura 3) y aquellos que crean una corriente eléctrica cuando los fotones de los rayos X interac-túan con el detector; la corriente entonces se convierte en una imagen radiográfica9. En cualquier caso, este proceso es casi ins-tantáneo y las imágenes pueden observarse por lo general en cuestión de segundos después de haberlas tomado. Los detecto-res de centelleo son el tipo más prevalente del sistema DR veterinario10. En teoría, en los equipos que no centellean la falta de



Sección Especial Tecnología Equipo radiográfico digital

una etapa productora de luz debe proveer a estos sistemas con una resolución mejor. La importancia clínica de esta diferencia está todavía por determinarse1,7-9,11.

Los diversos vendedores de paneles tienen diferentes dimensiones físicas, pero todos tienen un área de detección activa más pequeña que las dimensiones totales del panel. La dimensión de la radiografía está limitada al tamaño del detector y de-berá tener cuidado al elegir el tamaño co-rrecto del área de imagen para los tipos de pacientes y estudios que están por obtener-se. Por lo general, las dimensiones de este tipo de detector serán diferentes de aque-llas de los chasises de película convencional, requiriéndose en ocasiones alteraciones en las tablas de examen radiográfico o chasises preexistentes (en equinos). Además de sin-cronizar de manera electrónica el sistema DR con el generador existente, se necesita una pequeña modificación al sistema la cual lo realiza por lo general el vendedor. Como sucede con sistemas CR, todos los sistemas DR necesitan que se compren los medios para almacenaje de las imágenes y revisarlas.

Cámaras CCDLos sistemas radiográficos con cámara CCD generan una imagen de rayos X cuan-do los rayos X interactúan con una pantalla fluorescente que se encuentra fija por la parte de debajo de la mesa de rayos X. La luz producida a partir de esta interacción se centra entonces mediante una lente y se captura en el chip CCD. En esencia, la cá-mara CCD fotografía la luz producida de los rayos X interactuando con la pantalla.

Los chips CCD son relativamente pequeños (2.5 x 2.5 cm a 8 x 8 cm). El gran factor de reducción necesario para reducir el tamaño de la imagen del paciente al tamaño del CCD puede resultar en pér-dida de información, lo cual ha limitado la calidad de las imágenes basadas en CCD en tiempos pasados2,10. Los avances en la tec-nología CCD, han rebasado esta limitación y por el momento las máquinas con base en CCD aceptan aplicaciones radiográ-ficas humanas12-15. La experiencia veteri-naria con cámaras CCD es más limitada que con la CR y los detectores de DR de panel plano. Las radiografías CCD se uti-lizan de manera amplia en humanos y en radiografías dentales veterinarias debido a su pequeño campo de visión.

1. Esquema de una placa tradicional en un sistema de chasis de doble pantalla. Los fotones de los rayos X pasan a través del chasis para interactuar con las pantallas que se encuentran en ambos lados de la placa. Cuando un fotón de los rayos X interactúa con la pantalla se emite luz de manera instantánea lo cual expone a la película.

2. Esquema de un chasis CR típico. Los fotones de rayos X pasan a través del chasis para interactuar con el fósforo almacenado. La energía de los rayos X se almacena en la hoja con fósforo. Cuando se inserta el chasis en el procesador un rayo láser pasa por encima del fósforo depositado liberando la energía almacenada como luz. La computadora procesa esta luz para originar una imagen digital.

3. Esquema de un estilo de centelleo en un detector DR de panel plano. Los fotones de rayos X pasan a través del detector e interactúan con el cristal centelleante que emite luz. Cada píxel del detector alberga hardware eléctrico, el cual mapea la luz conforme se emite.

Chasis

Pantalla

PelículaPantalla

Chasis

Chasis

Fósforo

Chasis

Detector

Detector de luz

Capa de detectorElectrónicos

Capa electrónica



RESUMEN Este artículo proporciona un panorama de las tecnologías utilizadas para la captación primaria de información radiográfica. An-tes que la información sea útil debe pasar por un procesamiento de imágenes. Cada vendedor tiene un diferente sistema de procesamiento de imágenes, que puede implicar varios pasos que pueden variar en complejidad. Cuando se evalúa el producto finalizado el procesamiento de imágenes contribuye en gran parte a las diferencias en la apariencia de las imágenes. A pesar de que hay notables diferencias técnicas entre los sistemas radiográficos a partir de diferentes vendedores muchas de las diferencias de la calidad de la imagen de-penderán de la habilidad del vendedor para procesar de manera efectiva la imagen y no necesariamente el tipo de equipo utilizado para obtener la imagen. CR es un sistema relativamente accesible de radiografía digi-tal que comparte un flujo de trabajo similar a las radiografías pasadas en película. Las tecnologías DR permiten que los veterinarios generen imágenes radiográficas en unos cuantos segundos de haberlas tomado.

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“Blastomicosis canina” continuación de la pág 11...

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La hidrocaminadora o banda cami-nadora bajo el agua, puede ser un agregado de mucho valor en cual-

quier clínica. Pero es importante compren-der sus usos y limitaciones, así como su operación adecuada y mantenimiento para lograr mayores beneficios.

En este artículo proporcionamos un panorama de la hidrocaminadora, inclu-yendo su propósito, usos comunes para trastornos específicos, técnicas básicas, equipo necesario y consideraciones de mantenimiento. Asimismo comentamos un reporte de caso, a manera de ejemplo, de cómo la hidrocaminadora puede utilizarse en la rehabilitación de un paciente, luego de la cirugía de ligamento cruzado ante-rior, que es uno de los usos más comunes. A pesar de que este artículo se centra en perros, esta modalidad también tiene un uso cada vez más amplio en el campo de la rehabilitación en equinos.

Tratamiento con Hidrocaminadora en la práctica Veterinaria:

Este tratamiento puede ayudarle a que sus pacientes recuperen su función total, luego de que han sufrido lesiones de una manera más rápida, mejoren la fortaleza muscular y el rango de movimiento de la articulación y aún a que pierdan peso. ¿Es adecuada esta técnica para su clínica?

Christine Jurek, DVM, y Laurie McCauley, DVM

Beneficios y consideraciones

Christine Jurek, DVMLaurie McCauley, DVMTOPS Veterinary Rehabilitation1440 E. Belvidere RoadGrayslake, IL 60030

INDICACIONES El tratamiento con hidrocaminadora se utiliza principalmente en pacientes vete-rinarios para que se recuperen de manera más temprana y mejorar la fortaleza mus-cular luego de cirugías o lesiones en ex-tremidades, cuello o espalda y con el fin de mejorar el rango de movimiento de las articulaciones afectadas. Esta técnica tam-bién se emplea de manera más frecuente en animales para el condicionamiento atlético o el control de peso.

Los pacientes ortopédicos y neurológi-cos pueden beneficiarse de un retorno más temprano de sus funciones con la hidro-caminadora. Proporciona un ambiente con menor carga de peso, que aumenta el uso funcional de una extremidad sin la notable carga de peso y malestar resultantes en una articulación postquirúrgica1. Los pacientes que sanan de fracturas, en las cuales es ne-cesario inmovilizarlos, a menudo se desem-peñan bien cuando al principio se inicia el ejercicio en el agua. La viscosidad del agua también proporciona, mayor estimulación propioceptiva y táctil2.

Además, gran parte de los pacientes postquirúrgicos y neurológicos tienen cierto grado de atrofia muscular o pérdida de for-taleza. Del mismo modo se desarrolla atrofia muscular secundaria a osteoartritis y, en un menor grado, como resultado del envejeci-

miento normal. Caminar en una hidrocami-nadora una vez a la semana o más puede ayudarles a sus pacientes a mejorar la fortale-za de la atrofia muscular y en su movilidad, debido a una mayor resistencia al movimien-to hacia adelante. Mientras más frecuente sean las sesiones, tanto como cada dos días, puede fortalecerlos aún más rápido.

Muchos perros que no desean utilizar su extremidad luego de alguna lesión, em-pezarán a usarla para ayudar a mantener el balance y estabilidad en el agua a causa de mayor bienestar y debido a la resisten-cia a los movimientos hacia delante en las extremidades funcionales, lo cual reduce el patrón de marcha. El tratamiento con hidrocaminadora es útil en particular en pequeños perros que han pasado por osteo-tomía de la cabeza femoral. En estos paci-entes deseamos más la formación de una seudoarticulación sana, que excesivo tejido cicatrizal que conduzca a un movimiento restringido. Una hidrocaminadora permite el movimiento en un ambiente de bajo peso, que ayudará a fortalecer los músculos y tendones que rodean esta nueva articu-lación, así como a mantener la fortaleza y el balance en el resto del cuerpo. El menor estrés de llevar peso en las fases iniciales de la formación de la seudoarticulación parece ayudar a reducir la cantidad de dis-crepancia longitudinal funcional de la ex-tremidad, relacionada con desplazamiento dorsal del fémur en estos pacientes.

Las articulaciones lesionadas a menu-do muestran un rango de movimiento menor. Caminar en una hidrocaminadora permite un patrón de marcha correcto, pero exagerado lo cual mejora la flexión de la articulación y, en un menor grado, su extensión3. El ejemplo más común de un paciente que podría beneficiarse de este patrón de marcha exagerado es un paciente con flexión limitada de la rodilla y corve-

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jón, luego de pasar una cirugía para reparar alguna lesión en el ligamento cruzado ante-rior (véase “Caso ejemplo de rehabilitación física en un perro, luego de cirugía bilateral de rodilla”.

El alivio del dolor proporcionado por el agua caliente facilita la relajación muscular y la fortaleza de los tendones en situacio-nes en las cuales ha habido entablillado, protección o contractura1.

Los atletas se benefician del acondicio-namiento en una hidrocaminadora, tanto en la fortaleza muscular como en la resis-tencia cardiovascular debido a la mayor resistencia del agua.

Por último aquellos pacientes obesos o con sobrepeso pueden ejercitarse de mane-ra más segura en un ambiente de flotación que en la tierra. La flotación del agua re-duce el estrés por soportar el peso mien-

tras que al mismo tiempo su resistencia aumenta la demanda metabólica y mejora la fortaleza muscular1.

NATACIÓN También puede utilizarse la natación como un modo de tratamiento acuático. Sus usos y beneficios resultan similares a aquellos de una hidrocaminadora, pero tiene unas cuantas diferencias claves1,4. Los perros que

Bella, una perra labrador esterilizada de un año de edad se presentó para tratamiento de rehabilitación, luego de rotura bilateral del ligamento cruzado anterior y a subsecuente reparación extracapsular de ambas rodillas. En un principio Bella cojeaba de la extremi-dad pélvica izquierda, pero la cojera pasó a la extremidad pélvica derecha a la siguiente semana. Las radiografías mostraron inflamación, pero no una enfermedad articular degenerativa evi-dente. Se había practicado cirugía tres semanas antes de la presentación, la cual fue cuatro semanas posterior a que se detectara la cojera inicial. La recupe-ración era ligeramente complicada, por una infección en la incisión del lado izquierdo, pero la incisión había sanado para el momento de la presentación. Bella recibía suplementos de glucosa-lina, así como aceite de pescado.

Los hallazgos iniciales incluyeron una calificación de condición corporal de 4/5 (sobrepeso), una longitud de la zancada bilateral acortada en ambas extremidades pélvicas y una ligera ro-tación interna en la fase de contacto y una postura de sentado deficiente con las extremidades posteriores hacia un lado, mostrando además xifosis tora-columbar. Las mediciones de rango de movimiento revelaron una notable restricción en la flexión del corvejón (izquierda, 66 grados; derecha, 72 grados) y extensión de la cadera (135 grados bilateralmente) y una mode-rada restricción en la flexión de la rodilla (izquierda, 50 grados; derecha, 46 grados) y restricción moderada de las rodillas (en menos de 5 grados). Se observaron apoyo medial lateral con engrosamiento de la cápsula articular y derrame, y la rodilla izquierda tenía

en la incisión excesivo tejido de cicatri-zación. No se observó alguna diferencia estadísticamente de valor en la circunfe-rencia muscular entre los lados izquierdo y derecho.

El programa de rehabilitación inicial incluía ejercicios pasivos de rango de movimiento, ejercicios terapéuticos diarios y tratamiento en la hidrocami-nadora, 2 o 3 veces por semana. No se utilizó tratamiento con láser para reducir el tejido cicatrizal en la rodilla izquierda. El propósito del tratamiento era que Bella retornara a su estilo de vida previamente activo. Se utilizaría el mejoramiento en el rango de movimiento como una indi-cación medible de mejoría, mientras que los análisis de la postura y de la marcha serían indicadores subjetivos de retorno a la función.

De inmediato se inició el programa de Bella en la hidrocaminadora. Se colocó en agua caliente (33.3º C) a una profundidad que alcanzara su hombro (por debajo de trocánter mayor y por arri-ba de su rodilla). Caminó durante cuatro minutos a una velocidad de 4.5 k/h lo cual resultó en una marcha dinámica. Ella hizo algunos pasos, incluso con am-bas extremidades posteriores mostrando una zancada correcta, sin rotación inter-na. Demostró la típica flexión exagerada de las extremidades posteriores. La sesión terminó hasta el momento de fatiga indicada al sentarse (no mantener el paso de la caminadora). Luego de la sesión se aplicó un masaje de cinco minutos, Bella se secó mediante aire para prevenir infección en la piel. Durante las sesiones subsecuentes, el tiempo de ejercicio se incrementó en 30 segundos a 1 minuto con base en su nivel de fatiga.

Un mes después de que se inició el tratamiento, Bella mostraba cierta mejoría

en el rango de movimiento (Izquierda, flexión del corvejón relativamente sin cambios a 65 grados; derecha, notable mejoría a los 55 grados; izquierda, mejoría ligera de la rodillas a los 46 grados; derecha, mejoría a los 40 grados; y mejoría en caderas a los 155 grados bilateralmente en extensión). La marcha de Bella se había conver-tido de alguna manera dispareja con una zancada más corta y una rotación interna continua del lado izquierdo, pero con un movimiento más fluido en el lado derecho. Para ahora, la cir-cunferencia de su extremidad posterior izquierda era de 25 cm más pequeña que la derecha. Su postura no se había modificado. Se revisó su protocolo de tratamiento para mejorar la simetría y rango de movimiento.

Se cambiaron las sesiones con la hidrocaminadora para incorporar el uso de un balón alrededor de su pata trasera izquierda con el fin de exagerar aún más la flexión. La duración del ejercicio continuó aumentándose con base en su tolerancia y promedió 1 o 2 minutos adicionales cada sesión. También se recomendó tratamiento con calor antes del ejercicio pasivo del rango de movimiento del lado izquierdo. Se revisaron los ejercicios para incluir nuevas actividades. Un mes después Bella estaba de nuevo caminando de manera uniforme. Final-mente, fue capaz de sentarse y había mejorado de manera muy notable la flexión de la rodilla y del corvejón (iz-quierda, corvejón 50 grados; derecha, 46 grados; ambas rodillas 38 grados todo normal o dentro de los 5 grados de rango normal). Se le dio de alta del tratamiento, ocho semanas después de su presentación inicial.

Caso ejemplo de rehabilitación física en un perro, luego de cirugía bilateral de rodilla



nadan utilizan un patrón diferente que la marcha al caminar, así que tal vez no sea ideal para volver a entrenar la marcha en un perro con lesión neurológica5. En gran parte de los tanques el agua puede ajustarse a una suficiente profundidad como para que permita que los grandes perros puedan nadar de manera libre. Algunos equipos permiten utilizar chorros para propor-cionar resistencia.

Ciertas instalaciones utilizan una tina por separado para tratamiento con natación, permitiendo así más espacio para un ambiente natural. En ciertos casos, puede practicarse la na-tación en lagos o en el océano, pero estos son ambientes con menor control y, por tanto, más riesgosos.

CONTRAINDICACIONES YPRECAUCIONESAlgunos pacientes pueden ser temerosos del agua, pero gran parte de ellos estará deseoso por ejercitarse en una hidrocami-nadora, si se les acostumbra con paciencia al equipo y al agua. Si el paciente se encuentra temeroso de la hidrocaminadora, coloque recompensas en la rampa lo cual a menudo motiva a los pacientes a ingresar y tomar la posición para caminar.

Aquellos pacientes con enfermedades cardiacas o respira-torias pueden experimentar cierta dificultad al ejercitarse en agua más que al hacerlo en tierra. Sin embargo, la mayoría de estos pacientes pueden ejercitarse en una hidrocaminadora si se les monitorea de manera apropiada y se ejercitan de manera conservadora. La mayor resistencia en el agua ocasiona mayor demanda cardiovascular y respiratoria. Breves sesiones de ejerci-cio seguidas por sesiones de descanso (caminando en principio un minuto, descansando luego dos minutos y repitiéndolo dos veces) puede ser más apropiado para estos pacientes. Al indivi-duo nunca se le ejercita al punto de fatiga y su tasa respiratoria se monitorea de manera cercana, terminando el ejercicio antes de que haya jadeos.

Como sucede con cualquier tratamiento activo, debe evaluar-se la salud general de cada paciente antes de iniciar el tratamiento, con el fin de asegurarse de que es capaz de desarrollar de manera segura y a gusto la actividad. El clínico debe determinar si el nivel de dolor del paciente es demasiado grande como para iniciar un ejercicio de tipo activo, además de los aspectos de salud general. En muchas ocasiones los pacientes con dolor sienten alivio du-rante la actividad acuática1. En principio, el terapista debe elegir entre desarrollar rangos pasivos de movimiento o ejercicios fijos con el paciente en el agua y progresar hacia caminatas activas cuando el paciente se sienta más a gusto.

Antes de iniciar el tratamiento con hidrocaminadora, tal vez sea necesario resolver ciertas inestabilidades (tales como inesta-bilidades de la columna vertebral). Algunos pacientes con inesta-bilidad tal vez puedan ejercitarse de manera más segura bajo el agua3. Muchos clínicos con experiencia iniciarán el tratamiento con hidrocaminadora antes de la cirugía del ligamento cruzado anterior y en ciertos casos cuando no es posible su corrección quirúrgica.

También es mejor evitar sumergir un área recién suturada, una herida grande, pacientes incontinentes o pacientes con dia-rrea. Los puntos calientes sanarán más rápido debido al sistema de sanitización en el agua, en tanto que al paciente se le seca de manera amplia en el área afectada. Como regla general, cual-

Sección Especial Tecnología Tratamiento con Hidrocaminadora

quier enfermedad que necesite precaución al ejercitarse en tierra, también requiere precaución en el agua.

En caso de que el perro sea tetraparético deberá haber por lo me-nos 2 o 3 personas en la tina con él, una para trabajar las extremidades pélvicas, otra para trabajar las extremidades torácicas y, en caso de que el paciente no pueda controlar el movimiento del cuello, una ter-cera persona para evitar la inmersión de la cabeza. Muchas tinas son demasiadas pequeñas para acomodar a esta cantidad de personas, así que necesitará considerarse a la hora de la compra, en caso que la clínica trabaje con pacientes neurológicos de manera frecuente.

VARIABLES EN LAHIDROCAMINADORAMuchos parámetros de la hidrocaminadora, tales como profundidad del agua, turbulencia y velocidad y dirección de la caminata necesitan determinarse en cada sesión, con el objetivo de lograr el mejor resul-tado posible para el paciente. También varía la temperatura del agua, pero esta variación ocurre con menos frecuencia en la práctica que en el caso de los otros parámetros.

Profundidad del aguaModificar la profundidad del agua puede alterar de manera notable el movimiento y nivel de ejercicio del paciente. Un nivel de agua bajo, justo por arriba de los carpos (91% de de la carga de peso) incrementa más la flexión de los carpos y corvejón, que otro nivel lo podría hacer y es útil en pacientes con flexión reducida de estas articulaciones6. Cuando el agua se encuentra a nivel del hombro hay una resistencia importante con flotación mínima (85% de la carga de peso)6 ya que el tórax no se está desplazando en el agua. Este nivel resulta excelente para aquellos perros en los que usted quiere aumentar la fortaleza, como en el caso de los atletas. Los niveles de agua justo en el, o por arriba del, hombro tienen una flotación máxima para fortalecer las extremidades con mínima carga articular (38% de la carga de peso) y resultan más benéficos en pacientes con osteoartritis o en recupera-ción de alguna cirugía en la cual resulta contraindicada la carga de peso6. Los niveles de agua por arriba de este nivel ocasionan que los perros reduzcan su zancada, lo cual puede afectar los beneficios del ejercicio.

1. Paciente que camina por hidrocaminadora que cuenta con chorros de agua para agregar resistencia, bajo la guía de Sierra Nash, asistente de tratamiento.



Velocidad de la hidrocaminadoraIncrementar la velocidad de la hidrocaminadora aumenta el es-fuerzo del paciente debido a la turbulencia y resistencia. Las ve-locidades bajas (0.5 a 2.7 km/h) se utilizan en perros que tienen problemas neurológicos, puesto que la viscosidad del agua le da al paciente más tiempo de reacción y es más probable que ellos caminen de manera correcta en vez de arrastrar sus pies. Las ve-locidades moderadas (4.5 a 9 km/h) se emplean para gran parte de los pacientes postquirúrgicos y artríticos de manera inicial, así como para que calienten y enfríen los atletas. Se emplean velocidades rápidas (9 a 22 km/h) para los atletas y pacientes más fuertes que se encuentran en una etapa más avanzada de su rehabilitación.

Para determinar las velocidades de inicio se utilizan la for-taleza de las extremidades y, por tanto, la longitud de la zancada. En nuestra experiencia, un perro de talla media que recién em-piece en la hidrocaminadora lo hace mejor con velocidades de 4.5 a 6 km/h lo cual resulta en una marcha dinámica.

Dirección de la caminataAunque utilizada con menor frecuencia que la caminata hacia delante, la caminata hacia atrás fortalece el bíceps femoral y los músculos semitendinoso, semimembranoso y glúteos su-perficial, medio y profundo, los cuales son los músculos que se debilitan notablemente en pacientes mayores, pacientes con enfermedad metabólica o musculoesquelética y pacientes con mielopatía degenerativa. Estos músculos también son impor-tantes para brincar, así que la caminata hacia atrás es un ex-celente ejercicio para atletas. La duración de la caminata hacia atrás es notablemente más breve que cuando se camina hacia delante, ya que resulta más difícil de hacerlo. Por lo general, empezamos con 30 a 45 segundos y pocas veces no más allá de 5 a 6 minutos, aún con pacientes atléticos.

Turbulencia del aguaOtra opción disponible con algunas hidrocaminadoras es au-mentar la turbulencia a través del uso del chorros (Figura 1). La turbulencia aumenta el nivel de esfuerzo haciendo que el sistema cardiovascular y los músculos trabajen de manera más

intensa que sin los chorros. En nuestra práctica se utilizan los cho-rros con cualquier paciente que pueda caminar durante 20 minutos en la hidrocaminadora sin que se fatigue. Unos cuantos ejemplos de cuando se pueden aplicar agregar los chorros al protocolo son los atletas, pacientes con enfermedad articular degenerativa, pacientes geriátricos que se han debilitado por inactividad y pacientes con dis-plasia de cadera. No deben utilizarse los chorros con pacientes que tienen una rodilla inestable o que han tenido de manera reciente al-guna cirugía de ligamento cruzado, ya que los chorros pueden incre-mentarla fuerza del desgarro aplicado a la tibia.

Temperatura del aguaTanto el agua fría como el agua caliente tienen diferentes efectos fisio-lógicos. El agua fría (29.4 C) tiende a reducir la frecuencia cardiaca, lo cual puede ser benéfico cuando se ejercita para acondicionamien-to. En tanto que el agua caliente (30-34.4 C) ejerce efectos mínimos en los parámetros cardiorrespiratorios y en el esfuerzo, pero aumenta la circulación y flexibilidad reduciendo por tanto el malestar7.

Repeticiones Lo prolongado y la cantidad de repeticiones dependen de la habili-dad atlética del paciente y de los objetivos del terapeuta. Si el paciente tiene alguna lesión que ya ha sanado, pero que todavía se rehúsa a apoyarse en la extremidad, lo pondremos en la hidrocaminadora con la intención de cansar las otras tres extremidades y estimular al pa-ciente a que utilice la cuarta. Esto puede ser durante 5 a 10 minutos. Esta técnica a menudo elimina la conducta anormal en 2 a 4 sesio-nes. Por otra parte, los pacientes debilitados pueden empezar con tres repeticiones de 45 segundos con descansos de dos minutos entre los primeros. El paciente promedio empieza con tres repeticiones de 1 o 2 minutos y trabaja hasta por 20 minutos. Cuando este protocolo ya no representa un desafío, se modifican otras variables.

PARTICIPACIÓN DEL TERAPISTALa inversión más importante que puede hacer cuando empieza un programa de tratamiento con hidrocaminadora es el entrenamiento del terapista y resulta más ventajoso antes de comprar la unidad. Un mejor entrenamiento y una mejor capacitación aseguran una compra educada y es un signo de su compromiso para un amplio programa de tratamiento con hidrocaminadora. Un terapista experto tiene un repertorio de técnicas que pueden utilizarse en beneficio del paci-ente: dónde poner y colocar las manos, cuándo utilizar dispositivos asistentes y qué dispositivos utilizar, son factores que pueden afectar el éxito de una sesión o programa de tratamiento.

Contar con un clínico experimentado que entrene a un nuevo terapista es la mejor manera de asegurar un nivel adecuado de cono-cimientos. Dos programas de certificación enseñan rehabilitación animal: Animal Rehabilitation Institute y Northeast Seminars (por parte de The University of Tennessee). Ambas capacitan a vete-rinarios, técnicos veterinarios y terapistas físicos y constituyen un buen recurso de capacitación para entrenar al personal ya presente o contratar a un terapista experimentado.

Posición corporalLa posición corporal del terapista puede afectar la actitud y atención del paciente. El terapista puede alentar un progreso hacia delante, quedándose enfrente a un lado o atrás del paciente (Figura 2). Para una marcha incierta, el paciente deberá encontrarse hacia el frente en

2. Nótese la posición del paciente en el tratamiento en tanto que el paciente camina hacia atrás en la hidrocaminadora.



todo momento.El terapista le puede ayudar al paciente

en tanto se encuentre en la hidrocamina-dora de muchas maneras. Por ejemplo, sostener en alto la cola con una ligera trac-ción puede ayudar al paciente modifique su pelvis y haga mejor su ejercicio. También puede asistir al paciente neurológicamente débil al permanecer atrás de él y estimular los músculos del corvejón al final de la fase posterior de la zancada, a fin de lograr un movimiento hacia delante más intenso en la fase anterior. En un paciente escoliótico con cavidad espinal hacia la derecha colo-car una mano del lado derecho de la pelvis y en el lado izquierdo de la caja torácica puede ayudar a que el paciente camine de manera más intensa.

Dispositivos de asistenciaCuando la flotabilidad del agua no es ade-cuada para mantener una biomecánica apropiada se puede utilizar un arnés (por ejemplo, Walkabout Harnesses-Walkabout Harnesses; Help ‘Em Up Harness-Blue Dop Designs; arneses proporcionados por los fabricantes de las hidrocaminadoras). Este arnés se puede fijar mediante una tira de nailon u alguna cuerda de bungee al techo o alguna barra cerca de la tina. Los arneses permiten aumentar la dificultad al permitir movimientos de lado a lado y de arriba ha-cia abajo. Los dispositivos más asistentes que ayudan a los pacientes a mejorar su caminata en tierra también pueden utili-zarse bajo el agua, pero esté alerta de que los efectos pueden diferir. Por ejemplo, aunque

3. El paciente porta un balón para aumentar la flexión de la rodilla e incrementar el área superficie para incrementar la resistencia.

se pueden utilizar pesos fuera del agua para alcanzar una mejor flexión o resistencia, re-sultan más apropiados los balones o las alas acuáticas (Figura 3).

EQUIPO Se encuentran disponibles varias hidro-caminadoras comerciales. La mejor mane-ra de evaluar cierta hidrocaminadora es trabajar con una unidad funcional luego de recibir entrenamiento apropiado. Además, los clínicos experimentados que ya han uti-lizado las hidrocaminadoras pueden resul-tar excelentes fuentes de información acer-ca de la facilidad de uso y mantenimiento de una unidad en particular.

Las empresas que producen o distribu-yen los modelos disponibles a nivel comer-cial o que fabrican sobre medida incluyen:

Ferno Veterinary Systems ( http://www.fernovetsystems.com/) Shor-Line ( http://www.shor-line.com/) HydroHound ( http://www.hydrohound.com/) Musculoskeletal Therapies for Ani-mals ( http://www.mtavet.com/hydro/hydrotread.htm) Westcoast Animal Rehabilitation Equipment ( http://www.animalrehab.co.uk/animalrehab/) Hedo/Focus It ( http://www.eswt.net/) Therapy for Dogs ( http://www.thera-pyfordogs.com/) Milestone Equipment ( http://www.milestoneequipment.com/).

La vestimenta adecuada (por ejem-plo, trajes de neopreno (wetsuit), zapatos

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antiderrapantes) es una buena inversión para mantener al terapista seguro y cálido. En climas más fríos resulta fundamental una secadora de aire para los pacientes y en áreas más cálidas será suficiente algu-nas toallas. También serán útiles algunos juguetes y arneses para los pacientes.

Otras consideraciones para tomar en cuenta cuando se compre una hidrocami-nadora incluyen el espacio adecuado para la tina y el sistema de filtración, una fuente de agua para llenar la tina y la disponibili-dad de drenaje cuando se necesite vaciar la tina de manera parcial o total. Si no exis-te disponible una base para almacenar el sistema de filtración en algunas áreas del país puede colocarse el tanque fuera de las instalaciones, con un sistema de tubería entrando hacia la clínica y reduciendo los requerimientos de espacio. Las tinas llenas de agua también son más bien pesadas así que es importante fortalecer el piso.

MANTENIMIENTOCada unidad tiene requerimientos de man-tenimiento únicos, pero todas requieren cierto mantenimiento y saneamiento simi-lares. Las hidrocaminadoras pueden utili-zarse con agua salada o agua fresca y pueden sanitizarse con cloro (que puede provocar vómito o que tengan diarrea los perros si la ingieren en cierta cantidad), bromuro o cobre. Puede agregarse ozono con el fin de desinfectar y disminuir la cantidad de sati-nizador primario y mantener seguro el am-biente. Los filtros de arena o en caja pueden utilizarse pero necesitan ser grandes debido a la cantidad de aceite y partículas que se desprenden del pelaje de los perros. Alguna tienda local de albercas tendrá la habilidad de probar su agua en busca de partículas, así como de químicos. Si les permite saber cuan-tos galones hay en su tanque ellos tienen un sistema de computadora que le dirá cuanto tiene que agregar. Por lo general es un servi-cio gratuito.

CONCLUSIÓNEn nuestra experiencia, la hidrocaminado-ra puede ser no solo benéfica en pacientes con lesiones, sino también en pacientes con osteoartritis y obesidad. Además puede utilizarse para acondicionamiento de salud en perros atletas. Esta amplia variedad de

Sección Especial Tecnología Tratamiento con Hidrocaminadora

“Tratamiento con Hidrocaminadora en la práctica Veterinaria” continúa en pág 37...



Existen varias razones para practicar ovariectomías en vez de ovariohis-terectomía en perras sanas. En com-

paración con la ovariectomía, la ovario-histerectomía en perras es técnicamente más complicada y lleva más tiempo y pro-bablemente se relaciona con mayor morbi-lidad (incisión más grande, más traumatis-mo intraoperatorio, mayor malestar)1. No se han observado diferencias de importan-cia entre los dos procedimientos en cuanto a la incidencia de problemas urogenitales a largo plazo, incluyendo endometritis, pio-metra e incontinencia urinaria1.

Además no existe algún beneficio, ni por tanto indicación para retirar el útero durante la esterilización rutinaria en perras sanas1.

Aún más, un estudio reciente concluyó que la ovariohisterectomía asistida por lapa-roscopia ocasiona menos estrés quirúrgico y hasta 65 % menos dolor postoperatorio que la cirugía tradicional de esterilización2. De este modo, realizar ovariectomías por medios laparoscópicos reduce además el tamaño de la incisión, traumatismo a los tejidos y el nivel en general de dolor experimentado por la paciente en com-paración de realizar una ovariectomía u ovariohisterectomía abiertas. Y debido a la

Aprenda más acerca de este procedimiento laparoscópico, que produce menos dolor y traumatismo tisular que la ovariohisterectomía abierta de rutina. Entonces, considere usted si debe tener lo necesario para ofrecer este procedimiento en su clínica.

Tom McCabe, DVM

usando dos puertos de acceso

Tom McCabe, DVM Northeast Veterinary Clinic9405 Dyer St. El Paso, TX 79924

amplificación de la imagen laparoscópica por video, ciertos cirujanos piensan que es más sencillo visualizar al ovario durante la laparoscopia que durante un procedimien-to abierto ayudando de este modo para asegurar la remoción completa del tejido ovárico3. Yo aliento a todos los veterinarios interesados en incorporar la laparoscopia en sus clínicas a que tomen cursos básicos y avanzados ofrecidos por The University of Georgia, Colorado State University y, en cualquier otro lugar, antes de aplicar esta técnica en una paciente. Espero que la des-cripción detallada de esta técnica ayude a facilitar su aceptación y uso en las clínicas y que se logren mayores avances. Ojalá que

mi experiencia con esta técnica ayude a los veterinarios a evitar ciertos errores que he aprendido por malas experiencias.

EQUIPO NECESARIOEl equipo e instrumentos necesarios para practicar una ovariectomía laparoscópica en perras y gatas se enlista más adelante. Todo el personal implicado en practicar cirugía laparoscópica necesitará un entre-namiento adecuado en los procedimientos, así como al limpiar, desinfectar, esterilizar y mantener los instrumentos y equipo.

Un laparoscopio y conjunto de cánulas, cánulas/trocares. En mi clínica utilizo un endoscopio rígido de

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Sección Especial Equipo radiográfico digital

Cómo realizar una ovariectomía laparoscópica

Figura 1



5 mm de diámetro, 0 a 30 grados de campo con un largo de 28 a 33 cm con la cánula Ternamian EndoTIP (Karl Storz) roscada de 6 mm para el acceso primario, en perros y gatos. La cánula Ternamian EndoTIP roscada metálica se utiliza sin trocar y, por tanto, ofrece una técnica de entrada más segura y reduce la perdida de insuflación4,5.

Para el acceso craneal en gatos y perros pequeños (< 10 kg) yo utilizo un equipo de cánula-trocar de 5 mm. En pacientes peque-ños en los cuales estoy preocupado acerca de hacer interferencia entre los instrumentos utilizo el PassPort trocar (Patton Surgi-cal), el cual es más corto (55 x 5 mm), para el acceso craneal. En perros medianos y grandes (> 10 kg), utilizo un equipo cánula-trocar de 10 a 14 mm. He visto que utilizar un equipo cánula-tro-car de mayor diámetro en pacientes grandes, facilita la extracción del ovario y es menos probable que el cirujano deje caer el ovario o siembre el abdomen con tejido ovárico durante su extracción. Utilizo el equipo cánula-trocar Autosuture de Versaport, equi-pado con Versaseal (Covidien) como el acceso craneal en perras medianas y grandes debido a que a menudo permite la extracción del ovario sin perder el neumoperitoneo.

Una mesa quirúrgica ajustable que permita volver a posicionar al paciente durante el intraoperatorio, rotán-dolo hacia la izquierda o derecha para elevarlo de un lado. Yo utilizo el TT Endoscopic Positioner (Apexx Equipment) (Figura 1).Una torre de laparoscopia con un monitor de video, cámara y una computadora con hardware y software de filmación (utilizo AIDA Vet software [Karl Storz]), una ca-beza de cámara, un insuflador, un cilindro de gas de dióxi-do de carbono (con un tanque de repuesto disponible), una manguera para el insuflador, una fuente de luz (con un foco de repuesto) y cable para la luz. Me aseguro que la cabeza de la cámara, línea del insuflador y el cable de luz se hallan esterilizado con gas o que hay disponibles fundas estériles para la cámara (por ejemplo, Karl Storz). Cuando coloque una funda estéril en el cable de luz, asegúrese que la cinta que asegura la funda al cable no evite la liberación donde el cable se fija al laparoscopio.Una gran caja para esterilizar por medio de gas (utilizo Stack and Store Tool Box [Plano Molding] con agujeros de ventilación de 0.5 pulgadas; Figura 3) que con-tiene al laparoscopio y otros instrumentos quirúrgicos y dispositivos necesarios para el procedimiento: cuatro toa-llas (adentro), un campo quirúrgico desechable grande (externa, encima, lo suficientemente grande como para cubrir por completo al paciente, gabinete de instrumental al extremo de la mesa quirúrgica), una aguja Veress, una manguera de insuflación, una cabeza para la cámara, un ca-ble para la luz, un portaagujas grande, una sutura de nailon 2-0 con una aguja grande (por ejemplo, Ethilon 2 con aguja cortante LR [Ethicon]) y cánula enroscada EndoTIP de 6 mm, un equipo cánula-trocar de 5 mm, un equipo Ver-saport de 10 a 14 mm o equivalente, pinzas Babcock en-doscópicas o sujetadores de diente de ratón (por ejemplo, V. Mueller Endolap de 5 mm sujetador de dientes de cobra [Cardinal Health]). Todas las cánulas deberán tener una llave de paso de insuflación para darle mayor flexibilidad. Utilizo líneas aisladas con cortes para proteger los lapa-

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Sección Especial Tecnología Ovariectomía Laparoscópica

roscopios y las cánulas de EndoTIP dentro de la caja. Además, la gran envoltura utilizada para esta caja puede extenderse en la parte alta para colocar instrumental endoscópico.Un paquete de cirugía general y una hoja de bisturí Núm. 11 en caso de utilizar Storz EndoTIP; de otro modo uti-lice una hoja de bisturí Núm. 15.Una unidad electroquirúrgica bipolar o su equivalente. Aunque este procedimiento puede desarrollarse con otros ins-trumentos de coagulación o de ligadura endoquirúrgica, in-cluyendo lásers y bisturís armónicos yo utilizo LigaSure Vessel Sealing System (Valleylab) con un pieza de mano LigaSure V Sealer/Divider de 5 mm para gatos y perros pequeños a media-nos y una pieza de mano LigaSure Atlas Sealer/Divider de 10 mm para perros medianos a grandes. Dado que este sistema de sellado y corte de vasos es bipolar no se requiere de una placa que haga tierra. El sellador de vasos se activa con el botón de energía en el instrumento manual o en el pedal del pie y se des-activa de manera automática, una vez que se ha liberado la can-tidad necesaria de energía selladora.Clips vasculares Autosuture Endo Clips (Covidien) de 10 mm. Mantenga estas pinzas vasculares en reserva en el caso poco usual de hemorragia severa.Una unidad de succión o de irrigación laparoscópica.2 Monitores montados en la pared a cada lado de la mesa quirúrgica, facilitarán en mucho el procedimiento.

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Figura 2



1. Antes de esterilizar mediante gas disponga los instrumentos endoscópi-cos dentro de la caja del laparoscopio. Encima de los instrumentos, coloque cuatro campos quirúrgicos y seis pinzas para campos. Adentro de la caja ponga un indicador de esterilización por gas. Una vez que la caja está arreglada, ciérrela y coloque una toalla de mano adicional encima para que el cirujano seque sus manos antes de ponerse los guantes. También incluya el campo quirúrgico para el paciente, encima de la caja. Utilice un gran cuadro de papel de envoltura para material o su equiva-lente para envolver la caja. Etiquete, ponga fecha e iniciales en la envoltura más externa y coloque otro indicador de esterilización de gas en la parte externa de la caja. En caso de que su clínica tenga más de una caja de lapa-roscopio, numere cada una de ellas para referencias futuras, que deberán tenerse en caso de cualquier problema con el equipo o instrumento.

2. Conecte la torre y encienda todos los componentes, incluyendo el gas

Instrucciones generales de preparación

de bióxido de carbono (asegúrese que la válvula de presión enfrente del insuflador se encuentre en la zona verde). Verifique que el programa de filmación de su computadora aparezca en el monitor. Si se dispone de monitores en la pared enciéndalos. Registre los nombres del cliente y pa-ciente y otros datos pertinentes en el programa de filmación de la computa-dora y asegúrese de que aparezcan en todos los monitores antes del procedi-miento.

3. Si es posible conecte los monitores de la pared al sistema utilizando un cable Súper video a partir de la parte trasera del monitor de la torre.

4. Asegúrese de que hay suficiente espacio para que el cirujano se movi-lice alrededor de la parte posterior de la mesa de cirugía, de tal modo que pueda llegar al otro lado de la mesa de manera fácil.

5. Rasure de manera amplia al paciente anestesiado y recumbente

de manera dorsal, desde el cartílago xifoides hasta la pelvis, siguiendo el borde caudal de la caja torácica hasta casi la mitad del dorso del área lum-bar (lateral a la tercera o cuarta glán-dula mamaria) y directamente a través de manera caudal cuando el muslo se encuentra con el resto del cuerpo (véase foto abajo). Resulta importante contar con un campo estéril en el área donde se colocarán las agujas de sutura para los ovarios o en caso de que el cirujano requiera convertir a un procedimiento abierto.

6. Asegúrese que se ha vaciado la vejiga de la paciente.Durante el procedimiento hay que asegurarse que la presión abdominal no exceda los 15 mm Hg durante la inserción inicial de la aguja Veress y de las cánulas primaria y secundaria, dado que esta presión podría inter-ferir con la respiración del paciente. Inmediatamente después de colocar la segunda cánula reduzca la presión abdominal a 8 a 10 mm Hg durante el resto del procedimiento.



PRECAUCIONES Y CONTRAINDICACIONESSi existe una enfermedad uterina (piometra o masa) o en caso de que el animal se encuentre gestante es mejor practicar un procedimiento abierto. Cuando retire un útero agrandado o una

masa ovárica, tal vez a través de un acceso pequeño existe el riesgo de romper al útero o sembrar el abdomen con células tumorales. Sin embargo si el útero enfermo o grávido puede retirarse con seguridad por medios laparoscópicos, tal vez usted necesite un tercer acceso, justo anterior al borde de la pelvis o en la línea media y se podrá retirar el útero con ambos ovarios a través de este portal más caudal (véase “Ovariohisterectomía asistida por laparoscopia: panorama en la página 35). Las contraindicaciones para la laparoscopias se enlistan en la Tabla 1.

TÉCNICA PARA LA OVARIECTOMÍALAPAROSCÓPICA USANDO 2 PUERTOS DE ACCESOAntes de iniciar la ovariectomía laparoscópica infórmele al propie-tario acerca del procedimiento y haga que firme un permiso para el tratamiento (incluyendo permiso para que en caso necesario practi-car un procedimiento abierto) y una forma también donde ha enten-dido lo que es la ovariectomía laparoscópica. Así mismo asegúrese de que todo el equipo se encuentre esterilizado y que el paciente se halle preparado, incluyendo el vaciado de la vejiga (véase Instrucciones ge-nerales de preparación en página 104). También solicito que se ad-ministren 20 mg/kg intravenosos de cefalotina durante la inducción, en caso de que se perciba alguna variación de la esterilidad durante el procedimiento y luego continúo el tratamiento antibiótico apropiado por unos días.

Paso 1: Posicione al pacienteColoque al paciente con el rasurado amplio como se menciono, en recumbencia dorsal en un posicionador para pacientes endoscópi-cos, que se ha fijado de manera segura a la mesa quirúrgica. Asegure al paciente con las correas y hebillas, asegurándose de que las co-


Figura 3



rreas del muslo están aseguradas, ya que mantendrán abiertas las patas del paciente cuando se le gire hacia una posición late-ral. No utilice las ligaduras de la mesa quirúrgica para asegurar las patas del paciente. Ajuste la parte frontal del posicionador, de tal manera que el área abierta entre la V frontal deslizable y la V caudal fija sea suficientemente amplia, como para permitir un fácil acceso a las áreas de acceso y a los sitios de laterales entre la tercera y cuarta glándula mamaria. Tal vez sea necesaria alguna cinta adhesiva para asegurar a los pacientes más peque-ños en vez de utilizar las correas. Verifique que haya suficiente espacio para moverse con facilidad hacia el otro lado, alrededor del extremo posterior de la mesa de cirugía. Coloque de mane-ra temporal el gabinete de los instrumentos al lado de la mesa quirúrgica. Prepare de manera aséptica el campo quirúrgico de la manera protocolaria.

Paso 2: Cubra el áreaPermita que un asistente no estéril abra la cubierta del paquete de la caja estéril y que la coloque hacia abajo para disponer de espacio. Luego de de que el cirujano se ha puesto una máscara, un gorro bata quirúrgica y guantes estériles, retira la envoltura de papel grande de la parte superior de la caja y lo coloca por el lado estéril del papel. Se utiliza los cuatro campos y las seis pinzas de Backhaus para cubrir el área abdominal. Coloque primero los campos craneal y caudal, y luego ponga las pinzas en el campo lateral, hacia el campo craneal. A continuación pinze de nuevo más allá de manera dorsal, siguiendo la caja

torácica un poco antes del borde preparado (cerca de la última costi-lla) y coloque la pinza para el campo final, asegurándola en el campo caudal. Haga lo mismo en el lado opuesto.

Paso 3: Arregle los instrumentosDisponga los instrumentos por uso cronológico en el mostrador quirúrgico (Figura 3) de izquierda a derecha: la aguja Veress, la manguera de insuflación, la aguja núm. 11 o 15 (no ilustradas), pa-quete de sutura, cánula Storz EndoTIP de 5 mm y otro equipo de cánula-trocar de 5 a 14 mm (dependiendo de la talla del paciente). Retire el trocar del equipo de cánula-trocar y colóquelo en la cánula. Coloque la cabeza de la cámara y el cable de luz cerca y el fijador endoscópico hacia el laparoscopio.

Paso 4: Posicionamiento y preparación del sitio adicionales*Permita que un asistente mueva la charola de instrumentos hacia el extremo posterior de la mesa quirúrgica y que coloque la torre en la cabecera de la mesa. Por lo general no uso la mesa de cirugía con inclinación hacia abajo (posición de Trendelenburg8) a menos que tenga dificultad en localizar los ovarios. Coloque la envoltura sobre el área con los campos y cubra el área desde la cabeza del paciente hacia donde está la charola de los instrumentos.

Permita que un asistente abra la envoltura externa del paquete quirúrgico y que coloque el paquete en un gabinete de de instrumen-tos envueltos (el peso el paquete ayuda a conservar la envoltura en su sitio cuando se mueve al paciente de lado a lado). A continua-




ción corte la envoltura sobre las áreas de acceso. Coloque la manguera de insuflación, del cable de luz y de la cabeza de la cámara a través de las pinzas de campo (utilice las cajas) para ayudar a conservar la línea en el campo estéril (Figura 4). Que el asistente le proporcione el filtro final de la línea de insuflación para conectarlo a la línea de insuflación.

Paso 5: Insufle el abdomen en el acceso primario Utilizando una de sus manos, tome la porción externa movi-ble de la aguja Veress (todavía sin conectar a la manguera de insuflación), y con su mano posicionada en la parte craneal del paciente, sostenga cuidadosamente la pared abdominal en la línea media, al nivel del área umbilical, y elévela sin incorporar ninguna parte del intestino o del bazo. Coloque la punta de la aguja Veress perpendicular hacia la pared abdominal elevada, casi una cuarta parte de la distancia caudal desde el ombligo hasta el borde pélvico. Yo coloco la aguja Veress en este acceso

caudal, con el fin de disminuir algún daño inadvertido o insuflar el estómago bazo o hígado. Coloque el dedo índice y pulgar de su mano hacia caudal en la aguja y coloque su dedo anular en la parte central de la aguja suficientemente lejos como para permitir la penetración abdominal. Esta posición de los dedos evita una penetración abdo-minal excesiva.

A continuación dirija la aguja en una dirección dorsal craneal a través de la pared abdominal elevada (Figura 5). Cuando considere que ha sido penetrado el abdomen utilice la prueba de la gota col-gante para verificar: ponga la válvula de la aguja Veress en posición abierta, coloque 1 o 2 gotas de solución salina estéril en el cono de la aguja y observe si la solución salina pasa por la aguja, como resultado de la presión abdominal negativa. En caso de que las gotas no desa-parezcan dentro de la aguja, avance cuidadosamente la aguja 1 mm en tanto observa la gota en el cono.

Una vez que desaparece la solución salina dentro de la aguja, fije la manguera de insuflación a la aguja Veress encienda el gas de dióxi-do de carbono y comience la insuflación. Se guarda la aguja Veress, de modo que el obturador de seguridad cubra el punto de la aguja una vez en el abdomen10. Una vez que el neumoperitoneo alcanza 15 mm Hg cierre la válvula de paso en la aguja Veress y retire la aguja del abdomen. En caso de que la presión sea mayor a 15 mm Hg desco-necte la conexión de insuflación y utilice la válvula de paso del lado de la aguja Veress para bajar la presión del abdomen hasta 15 mm Hg. Si la presión abdominal excede esta cifra puede interferir con la respiración del paciente.

Paso 6: Coloque el laparoscopio en el acceso caudalLuego de retirar la aguja Veress, utilice una hoja de bisturí Núm. 11 para hacer una cuidadosa incisión en el centro del acceso caudal. Luego de hacer una pequeña fenestración en el abdomen coloque la cánula EndoTIP roscada en la incisión y rótela en sentido de las manecillas del reloj con su válvula abierta hasta que oiga que se libera el gas a través de la válvula.

Entonces cierre su válvula y rote la punta de la cánula de una a tres rotaciones más para colocarla por completo de manera intraab-dominal. Fije la manguera de insuflación a esta cánula y restablezca la presión del neumoperitoneo a 12 a 15 mm Hg.

Si no cuenta con una cánula EndoTIP, utilice un equipo cánu-la-trocar Versaport de 5 mm o equivalente con una válvula de tres pasos de insuflación. Retire el trocar y, en el sitio pensado para el acceso, haga una impresión en la línea media con la cánula en la piel, de manera caudal a un cuarto de la distancia entre el ombligo y el borde de la pelvis. Con la hoja de bisturí Núm. 15 haga una pequeña incisión que atraviese la piel por completo sobre la impresión de la cánula en la línea media, más 2 mm (el total del largo de la incisión deberá ser de casi 7 mm, suficientemente largo para que pase la uni-dad cánula-trocar).

Entonces, utilice la misma técnica que para la incisión del ac-ceso caudal y haga una incisión en la piel para el acceso craneal (para lograr la incisión correcta en su longitud, agregue 2 mm al diámetro de la cánula) en la línea media, en un punto exactamente entre el ombligo y el proceso xifoides.

En el sitio de acceso caudal y con el trocar en su lugar, angule el instrumento hacia la vejiga y diríjalo cuidadosamente en el abdo-men con la combinación cánula-trocar. Cuando utilice dispositivos cánula-trocar de tipo Versaport con hojas cortantes, asegúrelas ade-cuadamente de tal modo que estén armadas. Para hacerlo, apriete


Figura 4

Figura 5



tanto la porción superior (trocar) e inferior (cánula) al mismo tiempo, de modo que la aguja protuirá con presión en la punta. De nuevo utilice su mano libre para sostener la cánula y proporcionar un alto en la profun-didad segura, así que usted no penetrará demasiado profundo. Mantenga la hoja centrada y paralela y no perpendicular a la línea alba. Fije la línea de insuflación a la válvula de paso y mantenga la presión de insuflación abdominal a 12 a 15 mm Hg.

A continuación, fije la cabeza de la cá-mara y el cable de la luz al laparoscopio (la cabeza de la cámara la cual tiene un cable que la conecta hacia unidad de la cámara en la torre, se fija con una montura C al laparoscopio, en tanto que el cable de luz se conecta directamente a la línea de luz del laparoscopio) y siempre mantenga la cámara apuntando hacia el piso. Con un laparoscopio de 30 grados mantenga la luz dirigida hacia las 12 del reloj (con el fin de conservar el campo visual hacia los ovarios) y para ayudar en la orientación. Con un aparato de 0 grados, la posición de la luz no es importante, pero la cabeza de la cámara deberá estar dirigida hacia el piso (6 horas en el reloj) con el propósito de ayudar a mantener la orientación. Coloque la punta del laparoscopio en una pieza de gasa estéril y solicite que hagan un ajuste

en el balance del blanco. Entonces, coloque el laparoscopio a través del acceso caudal de la cámara y dirija el laparoscopio cra-nealmente hasta que se observe la vía de entrada craneal.

Paso 7: Haga el acceso cranealEl acceso de este puerto no requiere una vál-vula de paso de insuflación, pero se recomien-da en caso de remoción inadvertida de la vía de acceso de la cámara, que el puerto caudal tenga la válvula de paso de insuflación.

Establezca el acceso craneal donde se hizo la incisión craneal de la piel antes (en-tre el xifoides y el ombligo, en la línea media) utilizando la misma técnica que se uso para la primera vía de entrada. Con la cámara di-rigida hacia el segundo acceso y utilizando la combinación armada cánula-trocar, entre con cuidado en el abdomen en un movi-miento craneal y caudal, angulando el trocar de manera caudal y alejándose del estómago y bazo. Cuando introduzca una unidad de cánula-trocar en el abdomen utilizando sola-mente una mano, extienda su dedo medio a lo largo del eje para evitar la penetración ex-cesiva. Utilice la cámara con el fin de observar que la punta del trocar evita el bazo y otros órganos (Figura 6). Entonces, que alguien re-duzca la presión abdominal a 8 a 10 mm Hg por el resto del procedimiento.


Figura 6



Paso 8: Ajuste la posicióndel pacientePermanezco al lado izquierdo del paciente para remover de una manera más sencilla el ovario derecho, el cual se localiza prime-ro. Utilizando el posicionador del paciente, giro al paciente de tal modo que el ovario derecho se encuentra en la parte superior (con el lado izquierdo hacia abajo). Ob-servo el monitor de la pared y mantengo una orientación de tipo diamante de béis-bol. Tengo “el ovario en el home”, yo me en-cuentro en la “segunda base”, y los accesos son la “segunda y tercera base” y utilizo el monitor opuesto de la pared o en el techo opuesto a mí, para observar cómo desa-rrollo el proceso.

Paso 9: Fije el ovario derecho a la pared abdominalPase unas pinzas Babcock endoscópicas de 5 mm o equivalente a través del acceso craneal y diríjalas junto con el laparoscopio de manera caudal hacia el riñón derecho con el objetivo de localizar el ovario. Con frecuencia es necesario encontrar primero el ovario y fijar el ligamento suspensorio ovárico o la unión ovario-uterina y aplicar una ligera tracción para levantar el ovario hacia el campo visual y hacia la pared ab-dominal lateral del mismo lado (Figura 8). Un asistente puede sostener con cuidado al paciente a lo largo de la línea media dor-sal y levantarlo ligeramente y agitarlo cui-dadosamente, con el fin de asistir al ciru-jano a que visualice el ovario o ligamento suspensorio. Evite pinzar el ovario con el fin de evitar rotura del ovario y diseminar el abdomen con tejido ovárico. En caso de que no pueda localizar el ovario, pero sola-mente observar lo que parece ser el liga-mento suspensorio ovárico, su paciente tal vez ya haya sido esterilizada. Pinze el liga-mento y levántelo para seguirlo de manera caudal hacia donde debe estar el ovario. Si todavía no lo localiza dirija el laparoscopio de manera caudal hacia el canal pélvico. Si el animal se encuentra intacto o ha tenido una ovariectomía deberá verse la bifur-cación uterina en la parte superior o ven-tral al colon y el cuerpo dorsal uterino de la vejiga12.

La posición ideal de fijación del ovario por lo general es entre los accesos y más allá lateralmente para permitir una aplicación sencilla de sus instrumentos endoscópicos y evitar la interferencia entre las cánulas y los instrumentos. Una vez que se determina esta posición ideal retire su mano de las

pinzas Babcock endoscópicas y mueva el laparoscopio (con su fuente de luz) hacia el punto ideal con el fin de permitir la transilu-minación (apague las luces de la habitación) (Figura 9). Utilice un portaagujas largo para pasar con cuidado la aguja directo hacia el abdomen hacia el punto ideal, desde lateral a medial bajo observación directa (Figura 10). De manera alterna utilice un gancho de ovariectomía de Tankersley (Karl Storz) o una aguja larga cruzada en vez de la aguja armada con una sutura de nailon núm. 2. En gatas y perras más pequeñas use una aguja de sutura y materiales regulares. Retraiga el laparoscopio a una distancia breve, con el fin de evitar dañarlo con la aguja y evitar la punción inadvertida de algún órgano.

Entonces que un asistente utilice una toalla estéril o envoltura de papel, como una barrera para sostener la cámara en la posición elegida, manteniendo la aguja centrada en la pantalla del monitor. Con cuidado deslice su mano izquierda sobre el portaagujas para pasarlo a su mano dere-cha. Retome los sujetadores endoscópicos con su mano derecha penetrando de mane-ra gentil por debajo del mesovario y cerca al ovario con la aguja, e inclínela para evi-tar que el ovario se escabulla. Evite pasar la aguja directamente hacia el tejido ovárico, ya que esto puede provocar que se disperse tejido ovárico y al síndrome de remanente ovárico13. Debido al gran tamaño de la agu-ja, tal vez quiera retirarla de manera parcial, conforme usted mantiene un punto cerca-no a la pared abdominal y entonces forzar el punto a través de la pared abdominal.

Una vez que el mesovario se encuentra en la aguja, retire su mano de las pinzas endoscópicas. Tome el portaagujas con su mano derecha y utilice los dedos de su mano izquierda ampliamente para ayudar a pasar de regreso el punto de la aguja a través de la pared abdominal. Con cuidado, destrabe las pinzas y retírelas del ligamento suspen-

sorio ovárico para evitar incorporarlo en la ligadura. Utilice un doble nudo en la sutura y jale el ovario hacia arriba contra la pared abdominal y remueva toda falta de tensión. No haga un nudo, sino que asegure el ma-terial de sutura con el portagujas cerca de su doble nudo para fijar temporalmente el ovario a la pared abdominal (Figura 11). Retire los sujetadores del acceso.

Etapa 10: Retire el ovario derechoAntes de remover el ovario, para asegurar la hemostasis usará el LigaSure para coagular y sellar, presionará el botón de la hoja corta-dora sólo después que el tono de señales del ciclo de energía de la unidad LigaSure haya terminado. Siempre intente pinzar la misma cantidad (profundidad) de tejido cada vez que avance la secuencia. Con el fin de evitar atascamientos, utilice gasas humedecidas en solución salina para limpiar cualquier es-cara de las hojas de los instrumentos y para limpiar el extremo del laparoscopio.

El LigaSure posee una gráfica de seis barras o niveles de energía; yo utilizo tres barras para grandes perros, dos barras para


Figura 7 Figura 8

Figura 9



perros medianos y una barra para gatos y perros pequeños. Pase el LigaSure a través del acceso craneal y diríjalo hacia el ovario fijado. El mango del LigaSure puede rotarse en cualquier dirección y el bisel ayuda a facilitar la colocación del instrumento en el tejido por coagular y cortar. Sólo retire una pequeña cantidad de tejido en cada lado del ovario para acelerar el proceso y facilitar la remoción del tejido a través del

acceso. Utilice el LigaSure tan cerca como sea posible a la pared abdominal, tan segu-ramente como sea posible.

Coloque el laparoscopio en su mano que se encuentra hacia caudal del paciente y el LigaSure en su mano hacia craneal y sos-tenga el ligamento suspensorio del ovario y pinze el ligamento, del ancho de una hoja del instrumento más allá del ovario. Cierre el LigaSure apretando el mango frontal ha-cia la unidad de mano, hasta que haga clic, y presione el botón de energía hasta que el tono se detenga (Figura 12). Entonces avance la hoja de corte empujando la palanca en el frente de la pieza de mano. El tejido en ambos lados de las hojas del instrumento se vuelve blanco y se genera una corriente. Li-bere el control LigaSure al apretar el mango y abriendo las hojas. Con cuidado, mueva el instrumento hacia el ovario, de modo que la próxima posición se sobreponga a la prime-ra. Active de nuevo la energía y cuando el tono se detenga avance la hoja de corte pre-sionando el botón al frente del instrumento de mano. Otra vez abra con suavidad las ho-jas del LigaSure y libere.

Continúe esta técnica secuencial hasta que todo el ligamento suspensorio del ovario y el aporte sanguíneo al ovario se han cortado y coagulado con precisión. En-tonces, dirija el LigaSure a la unión ovario-uterina y, usando la misma técnica, separe el ovario del útero. De nuevo, al aplicar leve tracción al LigaSure, asegúrese de que no dañará la pared corporal.

Una vez que se ha liberado el ovario, verifique de inmediato por restos de tejido (pedículos ováricos) buscando hemorra-gias, que son poco usuales, pero si llegara a encontrarse alguna, pinze el vaso san-grante con la punta del LigaSure, y con sólo una barra de a energía, selle el vaso. De modo alterno, puede aplicarse una sonda endoscópica roma (o la punta del LigaSu-re) para aplicar presión suave al área san-grante. Si esto fracasa, puede recurrir a una esponja de compresión de gelatina absor-bible (Gelfoam-Pfizer) o clips Autosuture de 10 mm. Si piensa que tiene un sangrado mayor sin control, modifique a un procedi-miento a abierto.

A continuación, reemplace el LigaSure con las pinzas endoscópicas en el acceso craneal y agarre y cierre en el ligamento suspensorio o en el tejido de unión ovario-uterina que se fija a cada lado del ovario (Figura 13). Una vez que lo tenga, libere el portaagujas sosteniendo la sutura (retírela) y atraiga el ovario hacia el acceso craneal. Tal vez sea necesario agrandar ligeramente el acceso para permitir la remoción del ovario. Puede ser más sencillo remover el ovario y la cánula al mismo tiempo (Figura 14). Puede utilizarse un hemóstato para agarrar el tejido ovárico conforme sale de la pared corporal a fin de evitar su pérdida. A menudo, el tejido ovárico, si es sufici-entemente pequeño, puede atraerse hacia la cánula por medio de su apéndice.

En caso de utilizar Versaport con el dis-positivo Versaseal, desatornille con cuida-do la porción Versaseal al hacerla girar en sentido contrario a las manecillas del reloj, conforme sostiene la cánula con la mano opuesta. Entonces, usted puede retirar las pinzas endoscópicas, ovario y Versaseal en un solo movimiento y reemplace el Ver-saseal sin perder neumoperitoneo. Puede ser que necesite colocar una pinza de Allis para tejido cerca del acceso para ayudarle

a resellar el acceso si tuvo que agrandar la apertura para retirar el ovario.

Paso 11: Encuentre y retire elovario izquierdoCamine alrededor de la mesa, y que un asistente modifique el posicionador del pa-ciente, de modo que usted pueda utilizar la misma técnica para retirar el ovario izquier-do. Los límites son el estómago, bazo, ri-ñón y ligamento suspensorio ovárico. Con frecuencia, el ovario izquierdo descansa justo en el borde lateral del bazo. En caso de sea así, pase con gentileza sus pinzas endoscópicas cerradas entre el bazo y la pared abdominal, para desplazar el bazo de manera medial con el propósito de visuali-zar al ovario. Recuerde verificar cualquier sangrado antes de retirar el LigaSure. Siem-pre constate el tejido que ha retirado para asegurarse de que ha removido todo el tejido ovárico (Figura 15).

Paso 12: Cierre las incisionesFinalmente, retire la insuflación, retire am-bas cánulas y cierre los dos accesos. Utilice sutura Monocryl (Ethicon) absorbible o similar (por ejemplo, polidioxanona, Max-on [Covidien], Dexon [Covidien]) -2-0 para perros medianos a grandes y 3-0 para gatos y perros más pequeños- para cerrar la línea alba profundamente, ya sea con un patrón interrumpido o cruzado. Además, coloque una o dos suturas o grapas en piel. También sello la piel con pegamento de tejidos.

OVARIOHISTERECTOMÍAASISTIDA CONLAPAROSCOPIA: PANORAMAEn caso de encontrar alguna enfermedad uterina durante la parte inicial del proce-dimiento, usted debe ya sea remover el útero completo a través de un tercer acceso colo-cado justo craneal al borde pélvico (ovario-histerectomía asistida por laparoscopia2 u ovariohisterectomía completamente lapa-roscópica) o proceder con una técnica abier-

Figura 10

Figura 11

Figura 12



ta. Para efectuar una ovariohisterectomía asistida por laparoscopia, la tercera unidad cánula-trocar deberá ser de 5 mm en gatos o perros pequeños y de 10 a 14 mm en perros medianos a grandes.

Proceda, como ya se describió, a coagu-lar y cortar a través de los ligamentos sus-pensorios ováricos y mesoovario, pero sin separar los ovarios del útero. Evite las arte-rias y venas uterinas y sea cuidadoso para evitar el útero, puesto que cursan cerca de la vejiga en aquella zona. Una vez que se han coagulado y cortado ambos ovarios, utilice

las pinzas Babcock endoscópicas para trac-cionar un ovario junto con su cuerno a través del tercer acceso recién hecho. Ya alcanzada la bifurcación uterina, remueva el otro cuer-no y ovario utilizando tracción externa. En-tonces realice una ligadura extracorpórea o sellarlo con LigaSure y seccione las arterias y venas uterinas, así como el cuerpo, en la zona entre la bifurcación y el cuello uterino. Cuando utilice el LigaSure de manera extra-corpórea, coloque una pinza por debajo del LigaSure con el fin de que el muñón uterino se retraiga, y selle y corte distal a las pinzas. Coloque en su sitio el muñón uterino y cierre este acceso del mismo modo que se cerraron los otros accesos.

MANEJO POSTOVARIECTOMÍADéle a los propietarios instrucciones por escrito, como si se tratara de una esteri-lización abierta, pero adviértales por es-crito que debido a que el útero todavía se encuentra intacto no deberán utilizarse hormonas progestacionales (por ejemplo, acetato de megestrol) o estrógenos en la

paciente, ya que esto podría aumentar el riesgo de piometra o inducir signos de es-tro. Dígales que regresen en 10 a 14 días para una evaluación o que regresen antes si encuentran algún problema. También recete algún analgésico postoperatorio du-rante tres días. Al igual que con la ovario-histerectomía tradicional, las complicacio-nes postoperatorias potenciales incluyen infección, dehiscencias y herniación en los sitios de acceso.

CONCLUSIÓNLa ovariectomía laparoscópica utilizando dos puertos de acceso proporciona una al-ternativa viable a la ovariohisterectomía convencional y pueden practicarla la mayo-ría de los clínicos que realizan endoscopia rígida. No sólo esteriliza perras o gatas, sino que es menos invasiva y ayuda a minimi-zar el dolor postoperatorio. Las desventajas son el costo inicial del equipo y el tiempo y entrenamiento necesarios para adquirir las destrezas necesarias. Una vez que el veteri-nario se ha entrenado, este procedimiento


Figura 13

Figura 14



puede realizarse en 30 a 60 minutos, dependiendo del caso y habi-lidad del cirujano. Ajustar el equipo y preparar al paciente requie-re de más tiempo que con la ovariohisterectomía convencional.

REFERENCIASVan Goethem B, Schaefers-Okkens A, Kirpensteijn J. Making a rational choice between ova-riectomy and ovariohysterectomy in the dog: a discussion of the benefits of either technique. Vet Surg �00�;��(�):��-��.Devitt CM, Cox RE, Hailey JJ. Duration, complications, stress, and pain of open ovariohys-

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En ciertas circunstancias no es recomendable la precolo-cación de suturas. Por ejemplo, si la presión de las suturas po-dría ocasionar degranulación de un tumor de células cebadas, no es recomendable la utilización de este procedimiento. Así como en donde no sea posible el cierre primario de la piel, en estos casos deberá considerarse el manejo abierto de la herida o la colocación de injerto.

VENTAJAS Y DESVENTAJASLa precolocación de suturas afronta la piel para permitir el cierre de la herida. Pueden utilizarse solas o en combinación con otras técnicas que alivian la tensión, como la sutura de colchonero horizontal ajustable o múltiples incisiones de re-lajación, en caso de que estas no aporten suficiente relajación por sí solas.

Una desventaja de la precolocación de suturas es que pue-den ocasionar un torniquete biológico, en donde la piel oca-siona una tensión circunferencial. Si esto ocurre el efecto de

torniquete se evita retirando la sutura. Si se observan signos clíni-cos que indiquen una circulación inadecuada como: hipotermia de los dedos, no seria recomendable el cierre primario de la herida y es necesario la reconstrucción de la herida a través de colgajos e injertos.

Nota del Editor: Esta técnica se demostró en un perro obtenido de una empresa que proporciona animales.

ReconocimientoGracias a Lori Lind, RVT, Gladstone Animal Clinic, Gladstone, Mo., por su ayuda durante la demostración.

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usos puede hacer que las hidrocaminadoras sean de gran valor agregado en las clínicas.

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“Precolocación de suturas para afrontar la piel” continuación de la pág 15...

“Tratamiento con Hidrocaminadora en la práctica Veterinaria” continuación de la pág 26...

Figura 15

Cirugía laparoscópicaPara mayor información acerca de procedimientos laparoscópicos, visite cualquier página en dvm.com y busque por “laparoscopia”.



Oximetría de pulso (SaO2)

durante la anestesia general en Equinos1Núñez HE, Ayala SC, García LAA

Introducción:

La anestesia general debe ser un procedimiento reversible, capaz de ofrecer inconsciencia, amnesia, analgesia e inmovi-lidad con el mínimo riesgo para el paciente. Los anestésicos

y fármacos adyuvantes, pueden comprometer la homeostasis del equino y en ocasiones pueden inducir efectos impredecibles. De-safortunadamente las crisis anestésicas tienden a presentarse en forma súbita, lo que puede tener efectos devastadores para el pa-ciente. El objetivo del monitoreo anestésico es obtener información confiable que pueda ser utilizada para maximizar la seguridad del paciente, y así reducir los efectos depresivos de los anestésicos sobre la función orgánica, logrando incrementar las posibilidades de rea-lizar un procedimiento exitoso.

Desarrollo:El monitoreo anestésico incluye la vigilancia de una gran variedad de parámetros, que involucran principalmente los aparatos car-diovascular y respiratorio.

TRANSPORTE DE OXÍGENODespués de atravesar la membrana alvéolo-capilar, el oxígeno es transportado hacia los tejidos de dos formas que sumadas, repre-sentan el contenido total de oxígeno en la sangre.

El 98% del oxígeno es transportado en combinación química con la hemoglobina de los eritrocitos, el 2% restante está disuelto en el agua del plasma y de las células.

Por lo tanto el contenido total de O2 de la sangre es la suma del escaso contenido de oxígeno en solución, más el contenido del O2 unido a la hemoglobina.

Debido a su baja solubilidad en el agua sólo una pequeña pro-porción de oxígeno viaja disuelto, sin embargo, esta pequeña canti-dad es la que produce la presión parcial de este gas en la sangre. El O2 mezclado con la hemoglobina no ejerce presión parcial.

EQUINOS

La Hemoglobina es el com-ponente más abundante del eri-trocito y constituye poco más del 30% de su volumen. La concentración normal de he-moglobina en el caballo adulto oscila entre 12 y 16 gr. por cada 100 ml de sangre y cada gramo de hemoglobina tiene la capa-cidad de transportar 1.34 ml de oxígeno. La razón de este excelente desempeño de la he-moglobina en cuanto al trans-porte de oxígeno se refiere, es su estructura química.

La hemoglobina es una pro-teína que resulta de la unión de cuatro moléculas del núcleo HEM y una molécula de glo-bina. (figura 1)

En el interior del grupo Hem viaja el oxígeno, está unido por enlaces electroquímicos reversibles que dependen directamente de la tensión de oxígeno en los tejidos que rodean al eritrocito; dando como resultado una curva deno-minada de afinidad o disociación de la hemoglobina.

La hemoglobina es una molécula especializada en el transporte de oxígeno y se encuentra alojada en el interior de los eritrocitos. Si se presentara libre en el plasma (como la albúmina) ejercería efectos negativos: como una fuerza oncótica extremadamente alta e interferiría con la función del endotelio. Es por eso, que se en-cuentra ubicada dentro de un transporte especializado como son las células rojas de la sangre. En medio acuoso, la hemoglobina se en-cuentra en solución como proteína globular, lo cual normalmente es una condición espontánea; sin embargo, cuando su estructura es modificada se convierte en una molécula insoluble que puede precipi-tar o incluso hacerse filamentosa como en el caso de la hemoglobina S, lo que induce la destrucción del eritrocito. La hemoglobina se en-cuentra en 2 diferentes formas: Como Oxihemoglobina (HbO2) que es la hemoglobina combinada con oxígeno y la Desoxihemoglobina (HbCO) o hemoglobina reducida.

La hemoglobina tiene alta afinidad por las moléculas de O2, las atrae desde el alveolo hasta el interior del eritrocito a la manera de un poderoso imán, por lo que se considera un excelente transportador. Este fenómeno contrasta con la baja capacidad de transporte que po-see el plasma, por la insolubilidad del O2 en los líquidos.

El fenómeno de combinación del O2 con la hemoglobina es re-versible: así como hay asociación, también hay disociación, es decir liberación de oxígeno. Cuanto más fuerte es la atracción o afinidad de

Figura 1

1MVZ MC Enrique Núñez Hernández. Departamento de Medicina, Cirugía y Zootecnia para Équidos. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Nacional Autónoma de México. México D.F. C.P. 04510. [email protected] ESP Carlos Ayala Sánchez. Departamento de Medicina, Cirugía y Zootecnia para Équidos. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Nacional Autónoma de México. México D.F. C.P. 04510. [email protected] MC Alma A. García Lascurain. Departamento de Medicina, Cirugía y Zootecnia para Équidos. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Nacional Autónoma de México. México D.F. C.P. 04510. [email protected]



la hemoglobina por el O2, más difícil es la liberación o disociación. Cuanto más débil sea la atracción, mayor es la facilidad de disociación.

CURVA DE DISOCIACIÓN DE LA HEMOGLOBINALa función particular de la hemoglobina de transportar O2 desde los pulmones hasta los tejidos depende de 2 propiedades:

De su capacidad para pasar del estado de hemoglobina redu-cida al de oxihemoglo bina en una fracción de segundo, durante su exposición al aire alveolar.De su capacidad de disociación, es decir de la liberación de oxígeno hacia los teji dos, lo cual se ve influenciado por algu-nas variaciones metabólicas y condiciones fisiológicas locales.

Al difundir por la membrana alvéolo capilar el oxígeno pue-de unirse a la hemoglobina o quedar disuelto en la sangre. En un principio la mayor parte del gas se une a ésta, hasta saturar su capacidad de transporte y sólo una pequeña proporción del gas queda disuelto en la sangre. La hemoglobina tiene una capacidad máxima para combinarse con el oxígeno. Por debajo de este límite que es la saturación al 100%, la oxigenación de la hemoglobina, se realiza en base a una relación bien definida con la presión parcial que ejerce el oxígeno en solución (PaO2). Por encima de la capa-cidad máxima, el incremento de la PaO2, sólo se presentará por el aumento de la concentración del oxígeno en solución, puesto que la hemoglobina ya está saturada al 100%. A partir de este mo-mento la fracción de oxígeno disuelto (PaO2) aumenta progresiva-mente ya que el oxígeno, no encontrará sitio de unión disponible con la hemoglobina. Por lo tanto la fracción de oxígeno disuelto es quien determina la presión sanguínea de este gas.

En base a este efecto, existe una correlación entre la saturación de la hemoglobina (Oximetría: % SaO2) y la presión de oxígeno (Gasometría: PaO2). Esta relación se manifiesta con una curva sig-moidea, denominada CURVA DE SEVERINGHAUS; con los por-centajes de saturación (Oximetría) sobre la ordenada (eje y) y las presiones parciales de oxígeno (Gasometría) sobre la abscisa (eje x). Utilizando esta curva se determina cual es el porcentaje de Hb que está como HbO2 (saturación), y las distintas tensiones de O2 (PaO2) a las que equivale él porcentaje que está asociado.

La curva consta de 2 partes: una plana, llamada meseta, por encima de 60 mm Hg y otra muy empinada, casi vertical, llamada pendiente, entre 10 y 50 mm Hg. Ambas son el reflejo de las dife-rencias en la afinidad de la hemoglobina por el oxígeno.

a)

b)

El inicio de la curva representa la exposición inicial de la san-gre a la PaO2, fase en la que la saturación de hemoglobina aumenta vertiginosamente mientras que la presión sanguínea de oxígeno lo hace muy poco; esto produce la parte “vertical” de la curva; en esta parte cuando la saturación alcanza el 50% existe una pre-sión de oxígeno de 27 mm Hg, a este valor se le denomina P50, es el punto indica la desviación a la izquierda (P50 bajo) o a la derecha (P50 alto). Luego, al alcanzar una saturación del 90% la curva toma una forma plana, porque a partir de esta saturación la presión de oxígeno aumenta significativamente mientras que la saturación de hemoglobina lo hace en menor proporción. La expli-cación a este fenómeno es la alta afinidad de la hemoglobina por el oxígeno, lo que hace que inicialmente esta sea la forma preferida para su transporte; después, cuando está casi completamente satu-rada, deja pocos sitios para la fijación del oxígeno y este difundirá preferiblemente hacia el plasma aumentado la presión sanguínea del gas (Fig. 2).

En la figura 2 se observa la curva de disociación en condiciones normales, se puede ver la parte plana de la curva, por encima de PaO2 de 60-70 mm Hg correspondiente a saturaciones superiores a 90%. Grandes elevaciones de la presión parcial de oxígeno, apenas elevan levemente la saturación. Por debajo de 60 mm Hg, y especialmente de 50 mm Hg, en la parte vertical de la curva, las disminuciones de la PaO2 resultan en notorias disminuciones de la saturación. Es fácil recordar la forma de la curva si se registran o memorizan las equiva-lencias siguientes:

DESVIACIÓN DE LA CURVAEstá curva es la de la sangre normal, en donde la P50 es de 27 mm Hg. Sin embargo, diversos factores como el pH sanguíneo, CO2, tempera-tura y el 2,3 difosfoglicerato pueden desplazar esta curva en una u otra dirección, cambiando el valor de la P50.

Si la curva se desvía hacia la izquierda la P50 disminuye, esto significa que con menor presión sanguínea de oxígeno se alcanza mayor saturación de la hemoglobina que en condiciones normales. Esto produce el aumento del contenido total de oxígeno sanguíneo. Sin embargo, esta mayor afinidad de la hemoglobina por el oxígeno hace que la entrega a los tejidos periféricos esté reducida. Los factores que desplazan la curva de disociación de la hemoglobina hacia la iz-quierda son: La alcalosis, la hipotermia, la disminución de la PCO2 y el descenso del 2,3 difosfoglicerato (DPG).

Si la curva se desvía a la derecha la P50 aumenta; lo que resulta en menor saturación de la hemoglobina con una determinada presión sanguínea de oxígeno. Así, el contenido total de oxígeno en la sangre disminuye. Esta menor afinidad de la hemoglobina por el oxígeno Figura 2

Tabla 1



EQUINOS

produce una mejor entrega del mismo a los tejidos. Los factores que desvían la curva de disociación de la hemoglobina hacia la derecha son: la acidosis, la hipercapnia, el aumento de la temperatura y del 2,3 DPG (Fig. 3).

EFECTO BOHREl efecto Bohr hace referencia a los desplazamientos de la curva de disociación de la hemoglobina de acuerdo a las concentraciones de dióxido de carbono y pH sanguíneos. El dióxido de carbono que viaja en la sangre difunde hacia los alvéolos al pasar por los pulmones, ello disminuye la presión de CO2 sanguínea y produce alcalosis. Ambos factores desvían la curva de disociación hacia la izquierda y aumentan la captación de oxígeno por la hemoglobina. El resultado es un mayor transporte de oxígeno en la sangre desde los pulmones hacia los teji-dos. Posteriormente, cuando la sangre llega a la periferia, recibe CO2 de los tejidos, lo que aumenta la presión de CO2 sanguínea y produce acidosis. Esto desvía la curva hacia la derecha facilitando la entrega de oxígeno a los tejidos.

2-3 DIFOSFOGLICERATO (2-3 DPG)Cuantitativamente, el 2-3 DPG es el mayor fosfato orgánico contenido en el eritrocito. El aumento del 2-3 DPG provoca la disminución de la afinidad de la hemoglobina por el oxígeno y una aceleración de la di-sociación, debido a que éste se combina con la hemoglobina reducida, produciendo una mayor estabilidad de la desoxihemoglobina. En esta forma, se hace necesaria una PaO2 más elevada para lograr una de-terminada saturación de la hemoglobina, es decir que se produce una desviación a la derecha.

Una vez que el oxígeno es transportado y entregado a la célula, se produce el proceso de fosforilación oxidativa en la mitocondria, del cual se obtienen ATP, CO2 y H2O. En razón del gradiente de presión que se establece entre la célula y la sangre capilar, el bióxido de carbo-no difunde de la primera a la segunda obedeciendo a la ley de Henry. Como la velocidad de difusión del CO2 es unas 20 veces mayor que la del O2 (ley de Graham), su difusión no presenta problemas. El CO2 es un producto de desecho que en condiciones fisiológicas es efectiva-mente transportado por la sangre a los sitios de eliminación mediante varios mecanismos:1.- Como CO2 disuelto en el plasma (dCO2):

2.- Como bicarbonato (HCO3)3.- Como compuestos carbaminos

Las técnicas de monitoreo de la oxigenación arterial en caballos adultos y potros anestesiados, así como en pacientes críticos en las unidades de cuidados intensivos son: Determinación de gases san-guíneos (Gasometría), Capnografía (concentración de CO2 en la vía aérea de un paciente durante su ciclo respiratorio) y Oxímetría de pulso (saturación de la hemoglobina por el oxigeno en la sangre arterial) son técnicas especializadas asociadas con el incremento de la supervivencia.

La oximetría de pulso o pulsioximetría es una herramienta indis-pensable en la vigilancia de los pacientes que se encuentran en terapia intensiva y durante la anestesia general, ya que provee información inmediata, continua y no invasiva del grado de oxigenación de la san-gre, es decir es el reflejo de la eficiencia de oxigenación pulmonar. La información clínica derivada de la medición de saturación de la he-moglobina (SaO2), es similar al obtenido de la medición de la PaO2, ambas son una medida de la habilidad que tienen los pulmones para liberar oxigeno a la sangre.

La PaO2 normal es de 80 a 110 mm de Hg. Si la PaO2 es menor de 80 mm de Hg, se considera la definición más común de hipoxemia. Si la PaO2 es de 50 – 60 mm de Hg representa un serio problema de hipoxemia y requiere tratamiento inmediato. El contenido de oxigeno arterial es dependiente de la concentración de hemoglobina y la PO2. El oxímetro de pulso es un monitor perioperatorio ideal ya que ofrece vigilancia continua, automática y audible de la función cardiopulmo-nar. Específicamente mide la frecuencia cardiaca y la saturación de hemoglobina, requiriendo de una función cardiovascular y pulmonar razonable.

La relación entre la PaO2 y la SaO2 es expresada por la curva sig-moidea de disociación oxigeno – hemoglobina:

El oxímetro provee un estimado de la saturación de oxígeno ba-sado en la absorción relativa de luz roja e infrarroja. Cuando 2 luces de diferentes longitudes de onda son dirigidas a través de los tejidos, la cantidad absorbida dependerá de los niveles de hemoglobina oxi-genada (oxihemoglobina) y de la hemoglobina no saturada o redu-cida (desoxihemoglobina).

Los oxímetros de pulso se componen de un sensor o transductor electro-óptico y un monitor basado en un microprocesador. El trans-ductor debe ser colocado en el paciente, en un tejido con flujo pulsátil dado por sangre arterial (Fig 4). Cada transductor tiene dos diodos emitiendo luz y un foto detector. La luz es emitida de los diodos con una longitud de onda de 660 nm (rojo) y 940 nm (infrarrojo). La luz del diodo pasa a través del sitio de unión y tejidos subyacentes, parte de está luz es absorbida. El foto detector mide la luz transmitida de

Figura 3

Oximetría de pulso (SaO2) durante la anestesia general en Equinos

“Oximetría de pulso (SaO2) durante

la anestesia general en Equinos” continúa en pág 42...



Erika Meler, DVM, MS, Barrak Pressler, DVM, PhD, DACVIM


Investigación Actual Revisión y comentarios de estudios

Pruebas de antígenos y anticuerpos para diagnosticar y monitorear blastomicosis en perros

La inmunodifusión en agar gel es la prueba comercial más ampliamente disponible a nivel

comercial para detectar anticuerpos de Blastomyces dermatitidis, a pesar de que no es sensible o específica en particular. Sin embargo, la inmunovaloración en-zimática es muy sensible para detectar antígeno de B. dermatitidis (galacto-manano) en personas y también puede utilizarse para detectar anticuerpos anti-B. dermatitidis.

En este estudio multicéntrico, se sometieron a prueba a 46 perros con blastomicosis confirmada mediante inmunovaloración enzimática (MVista Blastomyces dermatitidis antigen EIA—MiraVista Diagnostics) en búsqueda de antígenos de B. derma-titidis e inmunodifusión en agar gel (Meridian Bioscience) e inmunovalora-ción enzimática (MVista Blastomyces dermatitidis antibody EIA—MiraVista Diagnostics) para anticuerpos anti-B. dermatitidis. Se probaron muestras urinarias de estos perros a través de inmunovaloración enzimática para an-tígeno de B. dermatitidis. Como grupo control se utilizaron 44 perros sin infecciones micóticas. Se determinaron las concentraciones de antígeno en suero y orina en muestras secuenciales provenientes de 23 perros infectados al inicio y durante el tratamiento.

La inmunovaloración enzimática y la inmunodifusión en agar gel de-tectaron anticuerpos anti-B. derma-titidis en 76.1% y 17.4% de los perros infectados, respectivamente. Se detectó antígeno de Blastomyces dermatiti-dis por medio de inmunovaloración enzimática en 93.5% de las muestras de orina y en 87% de las muestras de suero. Los resultados demostraron que la detección de antígenos de B. derma-titidis con base en la inmuovaloración

“Investigación Actual” continúa en pág 45...

Erika Meler, DVM, MS

Barrak Pressler, DVM, PhD, DACVIM

La información para “Investigación actual” fue proporcionada por Erika Meler, DVM, MS y Barrak Pressler, DVM, PhD, DACVIM, Department of Veterinary Clinical Sciences, School of Veterinary Medicine, Purdue University, West Lafayette, IN 47907.



éste modo, dando un indicativo de absorción de luz roja e infrarroja. La oxihemoglobina (HbO2) difiere de la desoxihemoglobina (HHb) por su relativa capacidad en la absorción de luz. La mayoría de los cambios que ocurren en la absorción de luz en las longitudes de onda utilizadas por un oxímetro de pulso, son atribuibles a cambios en las concentraciones de HbO2 y HHb. A 660 nm, la oxihemoglobina ab-sorbe menos luz que la desoxihemoglobina; a 940 nm la HHb absorbe menos luz que la HbO2. La absorción de luz es constante dentro de un tejido excepto durante la sístole cuando el plexo vascular es perfun-dido con sangre arterial pulsátil. La absorción de luz que es medida cuando la sangre pulsátil no está presente (diástole) refleja la absor-ción por los tejidos y sangre no pulsátil. Con cada latido cardíaco, una pulsación de sangre oxigenada fluye a través de los tejidos la que es de-tectada por el transductor. La cantidad de luz que se absorbió durante la sístole es comparada con la de la diástole, la diferencia representa la absorción de luz de la sangre arterial. La saturación de oxígeno de la hemoglobina determina la proporción de luz roja e infrarroja ab-sorbida, el oxímetro de pulso puede calcular un estimado de la SaO2 midiendo los cambios en señales rojas/infrarrojas durante el flujo san-guíneo pulsátil. Además de proveer un estimado de la SaO2, casi todos los oxímetros de pulso proveen una lectura digital de la frecuencia del pulso y la intensidad de cada pulsación. También tienen un sonido que varia en tono según los cambios reflejados en la saturación de la Hb, el sonido sube con el incremento en la saturación y disminuye con el decremento en ésta. El signo pulsátil es usado por el micropro-cesador para determinar el porcentaje de saturación de la hemoglo-bina de la sangre arterial. Esta característica clínica permite detectar los cambios relativos en la SpO2 basado en el tono de los sonidos, sin ver las lecturas actuales. El sistema de alarma es audible y es activado para proveer una indicación temprana de que la frecuencia del pulso o la SpO2 esta elevada o disminuida, lo cual se ha predeterminado en el aparato. Los límites de la alarma pueden ser ajustados a diferentes rangos en los valores de SpO2 y frecuencia del pulso, o bien la alarma puede mantenerse inactivada (Fig 3).

La oximetría de pulso ha sido evaluada extensamente en medi-cina y se considera un método seguro y no invasivo, en la vigilancia continua de la saturación de la hemoglobina. Sin embargo después de 2 décadas de encontrar en la oximetría de pulso una herramienta útil para vigilar a los pacientes durante terapia intensiva o en un pro-

cedimiento anestésico, aún se discute si garantiza en forma total la seguridad de los pacientes. Algunas investigaciones afirman que la oximetría de pulso puede cambiar el tratamiento pero no cambia la mortalidad. Actualmente la oximetría de pulso es una herramienta de monitoreo indispensable, que ha sido adoptada y exigida por las sociedades de anestesiología más importantes a nivel mundial como la American Society of Anesthesiologists (ASA) y también es parte de la NORMA OFICIAL MEXICANA 170.

Aún cuando la oximetría es una herramienta indispensable y confiable, existen algunos factores que pueden alterar los resultados haciendo imposible que se garantice totalmente la seguridad de los pacientes en anestesia, estos son: 1) Factores que afectan la liberación de oxigeno a las células.

Cantidad de hemoglobina: 1g de Hb puede contener 1.36 a 1.39 ml de O2; por lo tanto la sangre media de los caballos con 12 a 16g de Hb/dl tiene una capacidad de 13.6 a 21ml de O2/dl (volumen porcentual) cuando la Hb esta saturada. La reducción en el número de glóbulos rojos circulantes (ane-mia), y de la cantidad de hemoglobina en la sangre disminuye dicha capacidad. En el caso contrario cuando la hemoglobina aumenta, también lo hace la capacidad del O2 (esto último ocurre durante el ejercicio; la contracción del bazo aporta más glóbulos rojos a la circulación).Perfusión tisular (hipoperfusión): Palpar el pulso, verificar la frecuencia y su carácter es muy importante. Los oxímetros miden la SpO2 al pasar la luz por un tejido pulsátil, por ello los factores que modifican la naturaleza de estas pulsaciones in-cluyendo a las arteriolas, como la presión de riego sanguíneo y vasoconstricción pueden modificar la señal. La depleción del 5% del volumen sanguíneo se acompaña de la disminución en la percepción del pulso periférico y puede ser un índice más sensible del estado volumétrico del paciente, que la frecuencia cardíaca o presión arterial. Las manifestaciones más sutiles de pérdida de presión son registradas en el pulso, y es la oxi-metría la que depende precisamente de la intensidad de éste, si no ocurre, es porque no se registra la suficiente presión en las arteriolas. Las condiciones de monitoreo de la oximetría

a)

b)

Figura 5 Oximetros de Pulso.

Figura 4 Tejido con flujo pulsatil dado por sangre arterial.

EQUINOS Oximetría de pulso (SaO2) durante la anestesia general en Equinos

“Oximetría de pulso (SaO2) durante la anestesia general en Equinos”

continúa entre pág. 24 y 25 (Cuponera)...

“Oximetría de pulso (SaO2) durante la anestesia general en Equinos”

continuación de la pág 40...



Consensos en Sepsis

Rabelo (Bra)12:00 a 13:00

Radiografías de tórax en ER

Mazaferro (USA)

Nutrición enteral en UCI

Rabelo (Bra)

Fluidoterapia en sepsis

Rabelo (Bra)

Miércoles 2

CONGRESO LAVECCS Septiembre 2009

Como me preparo para emergencias

López (Uru)

08:00 a 09:00

Jueves 3 Viernes 4 Sábado 5

09:00 a 10:00

Registro

Trauma espinal y de la cabeza

Mazaferro (USA)

pH, Electrolitos…Tan complejo?

López (Uru)

Trauma tóraxico Bruhl-Day (Arg-USA)

Oxigenoterapia en UCI

Rabelo (Bra)10:00 a 11:00

Líquidos en ER, cuando, cuales, cuanto ?

Tello (Chi-USA)

Gatos: definitivamente no son perros ! Tello (Chi-USA)

Manejo de heridas Bruhl-Day (Arg-USA)

Abdomen agudo Bruhl-Day (Arg-USA)

11:00 a 12:00 Receso Receso Receso

Drenajes en emergencias Bruhl-Day (Arg-USA)

13:00 a 14:00El Paciente con distress

respiratorio Mazaferro (USA

CID: podemos con ella?

López (Uru)

Casos clínicos: Ud que haria? Tello (Chi-USA)

14:00 a 15:30 LUNCH LUNCH Clausura LUNCHTrauma de abdomen

Tello (Chi-USA)15:30 a 16:30

Monitoreando al paciente crítico Mazaferro (USA)

Paciente en shock

Rabelo (Brasil)

Vólvulo gástrico: algo nuevo?

Bruhl-Day (Arg-USA)16:30 a 17:30

Quemaduras en pequeños animales

Tello (Chi-USA)

Transfusiones en emergencias

López (Uru)17:30 a 18:30 Receso Receso RecesoReceso

Porque sangra mi paciente ? López (Uru)

18:30 a 19:30Ruptura diafragmática

Bruhl-Day (Arg-USA)

Shock séptico Tello

(Chi-USA)

Errores comunes en cirugía de emergencias

Bruhl-Day (Arg-USA)19:30 a 20:30

CPR Mazaferro

(USA)

Edema pulmonar y su manejo Rabelo (Bra)

Inauguración20:30 a 21:30

Programa de Conferencias

Salón 2 Salón 1

Patrocinadores



Diagnóstico de edad gestacional por ultrasonido en Yeguas gestantesDr. Sergio Main

13:00 a 14:00

Cólicos por Impactación Fecal Dr. Sergio Main09:00 a 10:00

10:00 a 11:00

Cólicos por impactación del colon – 2ª parte Dr. Sergio Main12:00 a 13:00

11:00 a 12:00 Receso

Absorbine Equine Day 4 de Septiembre-Salón 8

Cólicos por impactación del colon – 1ª parteDr. Sergio Main

Enfermedades de tendones y ligamentos en equinosDr. Sergio Main19:30 a 20:30

Enfermedades respiratorias de los EquinosDra. Lynne Johnson15:30 a 16:30

16:30 a 17:30

La bioseguridad en la clínica de equinosDra. Lynne Johnson18:30 a 19:30

17:30 a 18:30 Receso

Enfermedades parasitarias de los equinosDra. Lynne Johnson

14:00 a 15:30 Libre


Estimule el juego adecuado, no la corrección física, para tratar un cachorro que muerde

Tengo una perspectiva única acerca de los aspectos de conducta que vemos cada día, debido a los casos

rutinarios en mi práctica general y a los ca-sos que me envían. Uno de estos aspectos son los cachorros que muerden además de cómo apoyar mejor a nuestros clientes a manejar esta situación.

Morder en cachorros es una conducta normal, aunque indeseable. A menudo uti-lizan sus hocicos para exploración y juego, y esta conducta puede extenderse hacia la familia humana. Mi mayor preocupación en estas situaciones es que los propietarios pueden estar utilizando, o se les ha dicho que usen, correcciones físicas (corregir mediante trailla, mantenerles cerrado el hocico, pincharles la lengua o emplear bo-zales) como estrategia de tratamiento. Al utilizar este medio se puede provocar una respuesta de temor y que el cachorro utilice la agresión de una manera escalonada. Un enfoque mejor es tratar la tarascada al mo-mento en que ocurre y evitarla, como una opción para el cachorro.

Si durante algún examen el cachorro lanza una cantidad exagerada de tarascadas considere darle un juguete al cachorro con el fin de mantenerlo ocupado. Utilice este momento para comentar temas de salud y conducta con el cliente.

Presuponiendo que no hay anormali-dades físicas que contribuyan a esta con-ducta, incluyo algunas ideas que puede comentar con sus clientes.

ARTICULO ARBITRADOAspectos prácticos Consejos clínicos y recordatorios de sus colegas

A partir del Día 1 trabaje con órdenes de obediencia sencillas. Una vez que el cachorro se ha sentado, quedado quieto y venido varias veces durante el día y utilizando recompensas en cada repetición, puede ser que el cachorro y la familia tengan algo positivo en que trabajar y ayudarle al cachorro a que tenga menos tiempo para morder.Acostumbre al cachorro en actividades de juego regularmente fijadas, varias veces al día. Un juego apropiado sig-nifica no utilizar partes del cuerpo y no pelear o luchar, lo cual puede estimular un juego sobreactivo que a menudo in-cluye jugar con el hocico.Tome frecuentes caminatas con correa.Redirija los episodios de tarascadas hacia juguetes masticables apropiados (juguetes que sean firmes, suaves o de peluche o rellenos de recompensas.En mi experiencia, el juego de estira y afloja no provoca agresión y es un juego divertido para gran parte de los perros. Puede jugarse con éxito en tanto el propietario consiga la pose-sión final del juguete utilizando una orden de “dámelo” y luego premiar al cachorro con una recompensa y el juguete por haber cumplido1.Aísle al cachorro cuando se encuentre demasiado activo y que no responde-rá a las sugerencias ya mencionadas. Utilizar una jaula o área cerrada pue-de ser útil mientras que a la familia se le instruye que coloque con calma al cachorro en ella (el perro no debe rela-cionar el confinamiento con castigo) y no interactuar con el cachorro mien-tras esté ahí2.Aísle al cachorro cuando se encuentre demasiado activo y no responda a las sugerencias ya mencionadas. Utilizar una jaula o área cercada puede resul-tar eficaz, en tanto se le instruye a la familia que coloque con calma ahí al cachorro (el perro de deberá relacio-nar el confinamiento con castigo) y que no interactúe con él cuando se en-cuentre allí2.Sugiérale a los propietarios que ins-criban al cachorros en una clase apro-

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piada de sociabilización antes e las 14 semanas de edad, con objeto de tomar ventaja de su periodo crítico de socia-bilización (6 a 14 semanas de edad)3.

El mensaje es proporcionar la asesoría apropiada para ayudar a que los clientes so-brepasen este periodo de desarrollo normal del cachorro, en tanto que se desalientan otros enfoques de confrontación.

Para mayor información, visite la pági-na web de la American Veterinary Society of Animal Behavior ( http://www.avsab-online.org/), haga click en AVSAB Position Statements, y descargue lo referente a so-ciabilización, castigo y dominancia.

En caso de que persista el problema de mordisqueo, considere enviar al cliente y mascota con algún conductista veterinario o algún veterinario que maneje adecuada-mente este tipo de conductas. Visite la pá-gina Web del American College of Veteri-nary Behaviorists ( http://www.dacvb.org/) para acceder a una lista de Veterinarios certificados o la página de la AVSAB para una lista de veterinarios con interés en la conducta animal.

REFERENCIASRooney NJ, Bradshaw JW. Links between play and dominance and attachment dimensions of dog-human relationships. J Appl Anim Welf Sci �00�;�(�):��-��.Koda N. Inappropriate behavior of potential guide dogs for the blind and coping behavior of human raisers. Appl Anim Behav Sci �00�;��(�):��-��.Seksel K, Mazurski EJ, Taylor A. Puppy socialization programs: short and long term behavioral effects. Appl Anim Behav Sci ��;��:��-��.

�.

�.

�.John Ciribassi, DVM, DACVB Chicagoland Veterinary Behavior Consultants 1042 Mountain Glen Way Carol Stream, IL 60188



enzimática resulta más sensible, que las pruebas de anticuerpos inmunovaloración enzimática o la inmunodifusión en agar gel, para diagnosticar blastomicosis en perros.

Además, la concentración de antígeno de B. dermatitidis dis-minuyó con el tiempo, tanto en el suero como en la orina de los perros infectados durante el tratamiento.

COMENTARIOLa blastomicosis es una enfermedad que se encuentra comúnmente en la clínica de pequeñas especies. El diagnóstico requiere por lo general de la identificación de los microorganismos mediante examen citológico o histológico de tejidos o, con menor frecuencia, por medio del cultivo de exudados o líquidos corporales. En un estudio reciente, la aspiración con aguja fina o el lavado transtraqueal identificaron con éxito micro-organismos de B. dermatitidis en 80.7% y 69.2% de los casos, respec-tivamente, mientras que se detectaron anticuerpos anti-B. dermatitidis utilizando inmunodifusión en agar gel tan sólo en 50% de los casos.1

El estudio comentado aquí, demuestra que la detección de an-tígeno de B. dermatitidis empleando inmunovaloración enzimática es un agregado importante al arsenal de pruebas diagnósticas. De hecho,

finalmente las pruebas de antígenos demostrarán su utilidad en el diag-nóstico temprano de blastomicosis, así como la prueba más precisa para el diagnóstico y monitoreo terapéutico de esta enfermedad, con menos complicaciones potenciales, que el muestreo directo del árbol respiratorio. Debe explorarse más a fondo la participación de la inmu-novaloración enzimática de antígenos para monitorear la respuesta al tratamiento, sin dejar de comprobar los resultados.

Desafortunadamente, la inmunovaloración enzimática no puede distinguir entre el galactomanano de la histoplasmosis y blastomicosis, reduciendo así la especificidad de esta prueba. También hay reacciones cruzadas en personas con otras micosis. Con estudios futuros pendien-tes para determinar la especificidad de la inmunovaloración enzimáti-ca, las pruebas para antígenos de B. dermatitidis deberán considerarse como una prueba diagnóstica complementaria en perros con sospecha de infección.

REFERENCIACrews LJ, Feeney DA, Jessen CR, et al. Utility of diagnostic tests for and medical treatment of pulmonary blastomycosis in dogs: �� cases (��-�00�). J Am Vet Med Assoc �00�;��(�):��-��.

�.

Diagnóstico de edad gestacional por ultrasonido en Yeguas gestantesDr. Sergio Main

13:00 a 14:00

Cólicos por Impactación Fecal Dr. Sergio Main09:00 a 10:00

10:00 a 11:00

Cólicos por impactación del colon – 2ª parte Dr. Sergio Main12:00 a 13:00

11:00 a 12:00 Receso

Absorbine Equine Day 4 de Septiembre-Salón 8

Cólicos por impactación del colon – 1ª parteDr. Sergio Main

Enfermedades de tendones y ligamentos en equinosDr. Sergio Main19:30 a 20:30

Enfermedades respiratorias de los EquinosDra. Lynne Johnson15:30 a 16:30

16:30 a 17:30

La bioseguridad en la clínica de equinosDra. Lynne Johnson18:30 a 19:30

17:30 a 18:30 Receso

Enfermedades parasitarias de los equinosDra. Lynne Johnson

14:00 a 15:30 Libre


“Investigación Actual” continuación de la pág 41...



Intercambio de ideas Consejos desde las trincheras

Un consejo para colocar suturas transcutáneasPor lo común coloco suturas transcutáneas en pacientes muy críticos para asegurar sondas nasoesofágicas, sondas nasales para oxígeno y catéteres urinarios. Des-cubrí que gran parte de los pacientes toleran la colocación de la sonda luego de la administración sistémica de un analgésico opioide, con o son benzodiacepina, para ansiólisis. Pero con la sedación, muchos pacientes no toleran el paso transcutáneo de una aguja y de la sutura. No obstante, la mayoría de los pacientes tolera el paso de una aguja hipodérmica 22 ga por el mismo sitio. Una vez que la aguja hipodérmica ha pasado, puede pasarse cualquier material de sutura 3-0 y asegurarlo una vez que se retira la aguja.Dr. Todd Duffy, DACVECCMadison, Wis.

Los protectores térmicos (koozies) ayudan a mantener frías las latas y el vendaje de las extremidades vendadasPara mantener secos los vendajes cuando salen los perros a exteriores, cubrimos el vendaje con una bolsa de plástico y luego colocamos la pata en un protector térmico (koozie), con el fin de que no se rompa la bolsa. El protector térmico proporciona tracción adicional para evitar que se resbale.Dr. Howard FischerHuntington Beach, Calif.

Ayude a los propietarios de gatos a esconder las pastillas cuando les den medicamentosTodos sabemos lo difícil que es medicar a un gato. Aquí, en el Spring Mill Veterinary Hospital, tenemos nuestro propio método. Utilizamos un cortauñas para retirar la porción

de la punta de una jeringa de 3 cm. A continuación, jalamos el émbolo y aspiramos un poco de Felovite II (suplemento de vitaminas y minerales en pasta sabor atún) (Vétoquinol) hacia la jeringa. Entonces escondemos la pastilla, tableta o cápsula en el Felovite II. Abrimos el hocico del gato y administramos rápidamente la pastilla y el Felovite II por vía oral. La jeringa además evita que el gato muerda sus dedos. Con el fin de ayudarles a los clientes cuando se envía el gato a casa con medicación, le damos jeringas al cliente, Felovite II e instrucciones. Siempre tenemos buenos comentarios de nuestros clientes luego de que han aplicado esta técnica en casa.Bree Dager, asistente veterinarioMalvern, Pa.

Portatubos de ensaye hecho a manoCon el fin de evitar que los tubos con muestras de sangre rueden por la mesa, construí atractivos portatubos de madera para cada consultorio. Hice agujeros en un pedazo de madera de una pulgada con buen acabado (también funcionan las piezas de ¾ de pulgada, pero los agujeros no son tan profundos) y apliqué una tinta y dos o tres capas de uretano o poliuretano. Los agujeros para este portatubos se hicieron para los tubos de coagulación de mayor diámetro, pero también detiene bien los delgados tubos color lavanda. Los portatubos contienen tanto tubos llenos como vacíos, para recordarnos de que debemos tomar una muestra.Dr. John S. ParkerNovi. Mich.



Un consejo para colocar suturas transcutáneasPor lo común coloco suturas transcutáneas en pacientes muy críticos para asegurar sondas nasoesofágicas, sondas nasales para oxígeno y catéteres urinarios. Des-cubrí que gran parte de los pacientes toleran la colocación de la sonda luego de la administración sistémica de un analgésico opioide, con o son benzodiacepina, para ansiólisis. Pero con la sedación, muchos pacientes no toleran el paso transcutáneo de una aguja y de la sutura. No obstante, la mayoría de los pacientes tolera el paso de una aguja hipodérmica 22 ga por el mismo sitio. Una vez que la aguja hipodérmica ha pasado, puede pasarse cualquier material de sutura 3-0 y asegurarlo una vez que se retira la aguja.Dr. Todd Duffy, DACVECCMadison, Wis.

CALENDARIO DE EVENTOS

promueva su evento aquí COnTrATACiOnES

(55) 5659-8880

AGOSTO 200925-29 II Congreso Latinoamericano de Neurología Veterinaria - Neurolatinvet y Laboratorios Pfizer. Lugar: Bogota Colombia. E-mail: [email protected]; [email protected]; [email protected] Página Web: www.neurolatinvet.com

26-29 XXXI CONGRESO ANUAL AMMVEE 2009 - Asociación Mexicana de Médicos Veterinarios Especialistas en Equinos A.C. Lugar: Hotel NH Cristal, Puerto Vallarta, Jalisco. Info: Patricia Hernández. Víctor Hugo # 89-A, Oficina 8, Col. Portales, Delegación Benito Juárez, C.P. 03300, México, D.F. Tel. (55) 5672.0907, (55) 3539.2916, Fax. (55) 5243.3954, E-mail: [email protected]; [email protected], Página Web: www.ammvee.org.mx

28 “Mitos y realidades en el mantenimiento en cautiverio de animales de compañía no con-vencionales” – Erizos. Hospital Veterinario de Especialidades en Fauna Silvestre, Departamento de Etología, Fauna Silvestre y Animales de Laboratorio de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Autónoma de México. Lugar: Salón 3203. Info: www.fmvz.unam.mx

31- 04 de September 10th World Congress of Veterinary Anesthesia. Lugar: Glasgow, Scot-land. Info: R&W Communications, Tel: 44 1638 667600, Página Web: http://www.wcva2009.com

SEPTIEMBRE 20092-5 XIV Congreso Veterinario de León. Lugar: POLIFORUM LEÓN. Blvd. Adolfo López Mateos esq. Blvd. Francisco Villa s/n Col. Oriental, C.P. 37510. León, Guanajuato. Info: www.cvdl.info

2-4 XVIII Congreso Nacional de Patología Veterinaria. Lugar: Hotel Hola Puerto Vallarta Club & SPA, Puerto Vallarta Jalisco. Info: UNAM Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Dra. Elizabeth Morales, Tel. (55) 5622.5888, E-mail: [email protected]; [email protected], Página Web: www.fedmvz.com

10-20 Expo-Can México 2009. Lugar: World Tarde Center D.F. Info: Zapotecas #29, Col. Tlal-coligia, Del. Tlalpan, C.P. 14430, México, D.F. Tel: 5655 9330, E-mail: [email protected], Página Web: www.fcm.org.mx

25 “Mitos y realidades en el mantenimiento en cautiverio de animales de compañía no convencionales” – Pequeños Roedores. Hospital Veterinario de Especialidades en Fauna Sil-vestre, Departamento de Etología, Fauna Silvestre y Animales de Laboratorio de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Autónoma de México. Lugar: Salón 3203. Info: www.fmvz.unam.mx

OCTUBRE 200912-14 VI Congreso Internacional de Epidemiología. Lugar: Hotel Ixtapan, Ixtapan de la Sal. Info: www.uaemex.mx/fmvz, www.fedmvz.com

24-25 Exotic Animal Medicine for the Clinical Practitioner. Lugar: Tulsa, OK USA. Renais-sance Tulsa Hotel and Convention Center. Info: American Association of Zoo Vete-rinarians Yulee, FL. Tel: 904-225-3289, Página Web: www.aazv.org, E-mail: [email protected]

30 “Mitos y realidades en el mantenimiento en cautiverio de animales de compañía no con-vencionales” – Tortugas. Hospital Veterinario de Especialidades en Fauna Silvestre, Departamen-to de Etología, Fauna Silvestre y Animales de Laboratorio de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Autónoma de México. Lugar: Salón 3203. Info: www.fmvz.unam.mx

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Medicamentos Veterinarios /Supprestral, Dogalact y Megacat

Cuponera

47

13ra de forros

11

41

33

31

CuponeraCuponera

13

15, 17 y Cuponera

Cuponera2da de forros

4ta. de forros4747

Cuponera

21

www.avid.com.mx

www.ceamvet.com.mxe-mail: [email protected] Tel: (55) 5524-8519www.ammvee.org.mxwww.cvdl.com.mxcesmoral@cvdl.com.mxwww.diagsa.com.mxTels. 5589-5663, 5589-2786, 5589-7560www.dvvd.com.mx / e-mail: [email protected]/grupocorsaerice / e-mail: [email protected] email: [email protected]@yahoo.com.mxwww.brovel.com.mxwww.pack-process.com

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veterinary medicine en español agosto - septiembre 2009 ... · oxitometría de pulso (sao2)...

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