universidad nacional de frontera sullana …
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UNIVERSIDAD NACIONAL DE FRONTERA – SULLANA
FACULTAD DE INGENIERÍA DE INDUSTRIAS
ALIMENTARIAS
ESCUELA PROFESIONAL DE INGENIERÍA DE
INDUSTRIAS ALIMENTARIAS
TRABAJO DE INVESTIGACIÓN PARA OBTENER EL
GRADO ACADÉMICO DE BACHILLER EN:
INGENIERÍA DE INDUSTRIAS ALIMENTARIAS
“SEPARACIÓN DE COMPUESTOS BIOACTIVOS A
PARTIR DE MAÍZ MORADO: UNA REVISIÓN”
Autor:
Juan Diego Neil Espinoza Alvines
Asesor:
Dr. Heber Peleg Cornelio Santiago
Resolución N° 075-2020-UNF-VPAC/FIIA
SULLANA - PERÚ
2021
i
DEDICATORIA
Ha pasado un largo tiempo sin tu
presencia y solo recuerdo las mil
maneras de siempre haberme
brindado lo mejor de ti. Tus
enseñanzas fueron siempre
fundamentales para lograr mis
objetivos. Gracias, por tanto.
Dedicado a mi padre
ii
AGRADECIMIENTO
Agradezco a Dios por la fortaleza
espiritual en estos tiempos difíciles, a
todas las personas que me han
apoyado y creyeron en mí.
Especialmente a mi madre y mi
hermana por ser apoyo incondicional.
A mi asesor Heber por su
compromiso y ayuda, a toda mi
familia por ser fuente de motivación
y a mis amigos que me acompañaron
en este proceso.
iii
AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE FRONTERA
Presidente de la Comisión Organizadora:
Dr. Raúl Edgardo Natividad Ferrer
Vicepresidente Académico (e):
Dr. Freddy Rogger Mejía Coico
Vicepresidente de Investigación:
Dr. Freddy Rogger Mejía Coico
Coordinador de la Facultad de Ingeniería de Industrias Alimentarias:
Dr. Wilson Manuel Castro Silupu
iv
VISTO BUENO DEL ASESOR DEL TRABAJO DE INVESTIGACIÒN
El docente de la Universidad Nacional de Frontera, Dr. HEBER PELEG CORNELIO
SANTIAGO, asesor designado según resolución Nº075-2020-UNF-VPAC/FIIA, hace
constar que ha asesorado el trabajo de investigación titulado “SEPARACIÓN DE
COMPUESTOS BIOACTIVOS A PARTIR DE MAÍZ MORADO: UNA REVISIÓN”,
del estudiante Juan Diego Neil Espinoza Alvines de la Facultad de Ingeniería de Industrias
Alimentarias, Escuela profesional de Ingeniería de Industrias Alimentarias.
El suscrito da el visto bueno del mencionado trabajo de investigación dándole pase para que
el informe del trabajo de investigación perfectamente redactado sea sometido a las siguientes
etapas correspondientes para la obtención de la constancia de aprobación del trabajo de
investigación por parte de las autoridades correspondientes de la Facultad de Ingeniería de
Industrias Alimentaria.
Piura, 11 de mayo de 2021
...........................................................
Dr. Heber Peleg Cornelio Santiago
Asesor
v
DECLARACIÓN JURADA DE NO PLAGIO PLAGIO DE TRABAJO DE
INVESTIGACIÓN PARA LA OBTENCIÓN DE GRADO ACADÉMICO DE
BACHILLER
Yo, JUAN DIEGO NEIL ESPINOZA ALVINES identificado con D.N.I Nº72893756
estudiante de la Escuela Profesional de Ingeniería de Industrias Alimentarias de la Facultad
de Ingeniería de Industrias Alimentarias de la Universidad Nacional de Frontera (UNF).
Declaro Bajo Juramento
Que:
1. Soy autor del Trabajo de investigación titulado:
“SEPARACIÓN DE COMPUESTOS BIOACTIVOS A PARTIR DE MAÍZ
MORADO: UNA REVISIÓN”. Que presento para obtener el grado académico de
bachiller en: Ingeniería de Industrias Alimentarias.
2. El trabajo de investigación no ha sido plagiado ni total ni parcialmente y para su
realización se ha respetado las normas internacionales de citas y referencias para las
fuentes consultadas.
3. El trabajo presentado no atenta contra los trabajos de terceros.
4. El trabajo de Investigación presentado no ha sido publicado ni presentado
anteriormente para obtener algún grado previo o título profesional.
5. La información presentada es real y no ha sido falsificada, ni duplicada, ni copiada.
Por lo expuesto mediante la presente asumo toda la responsabilidad que pudiera derivarse
por la autoría y originalidad y veracidad del contenido del Trabajo de Investigación, así como
por los derechos sobre la obra y/o invención presentada. Asimismo, por la presente me
comprometo a asumir además todas las cargas pecuniarias que pudieran derivarse para la
UNF en favor de terceros por motivo de acciones reclamaciones o conflictos derivados del
incumplimiento de lo declarado o las que encontrarán causa el contenido del Trabajo de
Investigación.
De identificarse fraude, piratería, plagio, falsificación en el trabajo de investigación haya sido
publicado anteriormente, asumo las consecuencias y acciones civiles y penales que mi acción
se deriven.
Sullana, 11 de mayo del 2021
---------------------------------------
JUAN DIEGO NEIL ESPINOZA ALVINES
DNI:72893756
vi
ÍNDICE
Dedicatoria .......................................................................................................................................... i
Agradecimiento .................................................................................................................................. ii
Autoridades de la Universidad Nacional de Frontera ........................................................................ iii
Visto bueno del asesor del trabajo de invetigación ............................................................................ iv
Declaración jurada de no plagio de trabajo de investigación para la obtención de Grado Académico
de Bachiller ........................................................................................................................................ v
Índice ................................................................................................................................................ vi
Índice de tablas ................................................................................................................................ vii
Índice de figuras .............................................................................................................................. viii
Resumen ........................................................................................................................................... ix
Abstract .............................................................................................................................................. x
I. INTRODUCCIÓN ..................................................................................................................... 1
II. COMPOSICIÓN QUIMICA DEL MAÍZ MORADO (Zea mays L.) ..................................... 3
2.1 Compuestos bioactivos ....................................................................................................... 4
2.2 Compuestos fenólicos......................................................................................................... 5
2.3 Antocianinas ....................................................................................................................... 7
III. SEPARACIÓN DE COMPUESTOS BIOACTIVOS ............................................................. 9
3.1 Métodos convencionales .................................................................................................... 9
3.1.1 Extracción por Soxhlet ............................................................................................... 9
3.1.2 Extracción por maceración ....................................................................................... 10
3.2 Métodos no convencionales ............................................................................................. 11
3.2.1 Extracción asistida por ultrasonido ........................................................................... 11
3.2.2 Extracción asistida por microonda ............................................................................ 12
3.2.3 Extracción con fluidos supercríticos ......................................................................... 13
IV. CONCLUSIONES ............................................................................................................... 16
V. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..................................................................................... 17
vii
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Resultados de Parámetros Óptimos con scCO2 .................................................................. 14
viii
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Mazorcas, tusa y granos de maíz morado (Zea mays L.). ................................................. 3
ix
RESUMEN
En la actualidad el maíz morado es conocido alrededor del mundo como un cereal rico en
compuestos fenólicos sobre todo en antocianinas, es por ello que dentro de la industria
alimentaria ha sido considerada como una alternativa escalable y económica al tinte sintético,
además posee amplios beneficios en la salud por ser una fuente rica en compuestos
bioactivos. En este trabajo, se recabó bibliografía de composición química y separación de
compuestos bioactivos del maíz morado (Zea mays), proporcionando así una revisión de las
diferentes técnicas convencionales y no convencionales que pueden ser utilizadas para la
extracción de dichos compuestos a partir de las diferentes partes del maíz morado (Zea mays).
Los compuestos bioactivos presentes podían ser extraídos con métodos convencionales, pero
estos usaban disolventes como alcohol, agua o una combinación de ambos, presentando
desventajas como el alto consumo de disolventes y pérdida de los compuestos de interés, sin
embargo, al utilizar métodos no convencionales los disolventes mejoraron la calidad y
cantidad de los extractos obtenidos, manteniendo sus propiedades nutricionales y sensoriales.
En la presente revisión se encontró que el compuesto mayormente presentado es 3-O-
glucósido el cual es la encargada de brindar la coloración característica a este cereal.
Palabras claves: 3-O-glucósido, compuestos fenólicos, antocianinas, métodos de
extracción.
x
ABSTRACT
Purple maize is currently known around the world as a cereal rich in phenolic compounds,
especially anthocyanins, which is why within the food industry it has been considered as a
scalable and economical alternative to synthetic dyes, as well as having wide-ranging health
benefits as a rich source of bioactive compounds. In this work, literature on the chemical
composition and separation of bioactive compounds from purple maize (Zea mays) was
collected, providing a review of the different conventional and non-conventional techniques
that can be used for the extraction of these compounds from the different parts of purple
maize (Zea mays). The bioactive compounds present could be extracted with conventional
methods, but these used solvents such as alcohol, water or a combination of both, presenting
disadvantages such as high solvent consumption and loss of the compounds of interest,
however, by using non-conventional methods the solvents improved the quality and quantity
of the extracts obtained, maintaining their nutritional and sensory properties. In the present
review, it was found that the compound most frequently present is 3-O-glucoside, which is
responsible for the characteristic colouring of this cereal
Keywords: 3-O-glucoside, phenolic compounds, anthocyanins, extraction methods.
1
I. INTRODUCCIÓN
El maíz morado (Zea mays L.) es un cereal de origen peruano que sido cultivado desde
tiempos preincaicos a 3000 m.s.n.m y ha formado parte de la alimentación de los nativos
(Castellano‐Hinojosa et al., 2018), este cereal se encuentra formado por granos y tuzas las
cuales representan un 85% y 15% respectivamente del total del cereal (Lao et al., 2017).
En la actualidad el maíz morado es conocido alrededor del mundo y se realizan exportaciones
a mercados de Asia, Estados Unidos y Europa, ya sea el cereal entero, granos, tusas micro
pulverizadas o como extractos a partir de esta última. (Cristianini & Guillén Sánchez, 2020).
Las exportaciones del maíz morado en el Perú fueron de 6.755.647 kilogramos por un valor
FOB de US$ 12.550.179 durante el año 2020, superando los 798.810 kilos por un valor FOB
$ 1.249.588 que fueron exportados en 2019. (Agencia Agraria de Noticias, 2021).
Este cereal es un alimento rico en compuestos fenólicos sobre todo en antocianinas (Monroy
et al., 2016a), sus granos poseen una de las coloraciones más intensas en el reino vegetal
(Lao et al., 2017).
En el Perú su colorante es utilizado para la preparación de bebidas y postres típicos como son
la “Chicha Morada” y “Mazamorra Morada”, así como también es usado para la elaboración
de caramelos y jaleas. (Gullón et al., 2020; Lao et al., 2017; Montilla et al., 2011; Pedreschi
& Cisneros-Zevallos, 2007; Yang & Zhai, 2010a).
El maíz morado (Zea mays L.), dentro de la industria alimentaria es considerada como una
alternativa escalable y económica al tinte sintético, este se debe a una antocianina llamada
cianidina-3-glucósido que se encuentra localizada en la mazorca y en el pericarpio del grano
(Chatham et al., 2019; Cristianini & Guillén Sánchez, 2020), también dentro de la industria
farmacéutica por sus amplios beneficios en la salud y por ser una fuente rica en compuestos
bioactivos como las antocianinas, ácidos fenólicos y/o flavonoides, entre otros compuestos
bioactivos los cuales poseen propiedades beneficiosas al organismo, como antioxidantes,
antiinflamatorias, antimutagénicos, anticancerígenos y antiangiogénicos, previniendo
2
enfermedades de insuficiencia cardíaca, hipertensión, obesidad, cáncer de colon, esófago,
pulmón, hígado, mama, enfermedades vasculares cerebrales, prevención en el crecimiento
de tumores, rotura de aneurismas y lesiones renales (Jing & Giusti, 2005; Lao et al., 2017;
Lao & Giusti, 2018; Mansilla et al., 2020; Monroy et al., 2016a; Serafini et al., 2012; Wang
et al., 2011).
Estos compuestos pueden se extraídos a través de métodos convencionales, tales como el
Soxhlet y por maceración, en los cuales son usados disolventes como alcohol, agua, o una
combinación de ambos, pero dichas técnicas presentan ciertas desventajas como el alto
consumo de disolventes y pérdida de los compuestos de interés. Estas degradaciones también
van a depender de otras variables del sistema de extracción como: la temperatura, tipo y
proporción del solvente y otros factores independientes, como el tipo o acondicionamiento
previo de la matriz. (Essien et al., 2020).
A partir del siglo XX se implementaron los métodos no convencionales los cuales utilizan
una menor cantidad de disolventes mejorando la calidad y cantidad de los extractos
obtenidos, manteniendo sus propiedades nutricionales y sensoriales; algunos de estos
métodos son: extracción asistida por ultrasonido, extracción asistida por microondas y
extracción con fluidos supercríticos. La mayoría de los compuestos extraídos se realizaron
utilizando métodos convencionales y fueron provenientes de la tusa del maíz morado (Zea
mays L.) debido a que en esta parte del cereal se biosintetiza nitrógeno, y se acumula en
forma de ácidos fenólicos y antocianinas, necesarios para el desarrollo y crecimiento de los
granos. (Cristianini & Guillén Sánchez, 2020; Zia et al., 2020).
El objetivo de este trabajo de investigación es recabar información acerca de la composición
química y separación de compuestos bioactivos del maíz morado (Zea mays),
proporcionando una revisión de las diferentes técnicas convencionales y no convencionales
que pueden ser utilizadas para la extracción de dichos compuestos a partir de las diferentes
partes del maíz morado (Zea mays).
3
II. COMPOSICIÓN QUIMICA DEL MAÍZ MORADO (Zea mays L.)
El maíz morado (Zea mays L.) es un cereal cuyo cultivo se ha dado en los andes del Perú a
3000 metros sobre el nivel medio del mar (Castellano‐Hinojosa et al., 2018), lo cual le
permite una producción óptima, la planta llega a medir aproximadamente 165 cm de altura y
en esta se desarrollan tres mazorcas, las mismas que se componen de tusas y granos (Figura
1). La tusa alcanza un tamaño aproximado entre 15 cm a 20 cm de largo y los granos entre
11 mm a 13 mm de largo y 5.6 mm a 6.2 mm de ancho (Cristianini & Guillén Sánchez, 2020).
Figura 1. Mazorcas, tusa y granos de maíz morado (Zea mays L.).
Fuente: Propia
La composición estructural de un grano entero de maíz morado es similar a la del maíz
amarillo y consta de cuatro partes distintas: endospermo (82% a 84% de la masa del grano
entero, base seca (db), germen (10% a 12%, db), salvado (5% a 6%, db) y la capa de la punta
(1%, db), (Ai & Jane, 2016). Se han realizado estudios en muestras de granos de maíz morado
en polvo en donde se analizó y obtuvo datos de una humedad aproximada de 10.00 g/100 g,
ceniza 1.71 g/100 g, proteína 9.10 g/100g, grasa 1.8 g/100g, fibra 11.20 g/100g, almidón
57.70 g/100g, amilosa 27.10 g/100g, además de minerales como cobre 0.16 mg/kg,
4
manganeso 0.57 mg/kg, hierro 2.78 mg/kg, zinc 2.54 mg/kg, magnesio 118 mg/kg, fósforo
291 mg/kg, potasio 458 mg/kg (Nascimento et al., 2014)
2.1 Compuestos bioactivos
Los compuestos bioactivos como las antocianinas, ácidos fenólicos y/o flavonoides se
pueden producir sintéticamente o se obtienen de manera natural de alimentos, algas y plantas
(Essien et al., 2020), por lo que podemos afirmar que se encuentran de manera amplia en el
reino vegetal, estos pueden agruparse por su estructura química en vitaminas, antioxidantes,
polifenoles, derivados terpénicos, compuestos azufrados, fitoestrógenos, minerales, ácidos
grasos poliinsaturados, fibra dietética y ácido fítico (Barba et al., 2014).
A estos compuestos se les ha atribuido una amplia gama de beneficios antioxidantes que está
correlacionada a la cantidad albergada de compuestos bioactivos en el material vegetal,
siendo una buena opción de sustitución de antioxidantes (Lao et al., 2017; Monroy et al.,
2016a).
El maíz morado (Zea mays L.) contiene un importante contenido de vitaminas (A, B, E, y K),
fibra dietética, carotenoides, flavonoides (antocianinas) y ácidos fenólicos (ácido ferúlico,
ácido cumárico y ácido siríngico), además de fitoesteroles que se encuentran en menor
cantidad y que inciden en la reducción del colesterol y prevención de arterosclerosis (Siyuan
et al., 2018).
En estudios realizados se lograron identificar alrededor de 130 compuestos químicos
pertenecientes al maíz morado, de los cuales 12 son de mayor importancia debido a que son
ampliamente usados dentro de la industria alimentaria, entre estos tenemos a los compuestos
orgánicos (tiotropium, bisoplolol, ácido glicocólico), hidroxicumarina (4–
metilumbeliferona), flavonoide (luteolina), antocianina (cianidina 3-O-glucósido), alcaloide
(codeína, sinomenina), cetonas fenólicas (6-gingerol), éster (ciclandelato). (Lee et al., 2021)
5
Fossen et al. (2001) tras su estudió demostró que la administración vía oral de un extracto a
partir del maíz morado con un total de 20.5% de concentración de antocianinas durante un
periodo de 36 semanas generan efectos positivos en la inhibición de carcinogénesis
colorrectal. Magni et al. (2018) evaluó la acción antialodínica del extracto de maíz morado
durante 14 días dando como conclusión que la administración de dichos extractos es una
alternativa económica y fácil para la reducción de los dolores vinculados con el nervio
trigeminal en distintas patologías.
Debido a estos beneficios estudiados de estos compuestos es de suma importancia conocer
que métodos son los más convenientes para su obtención (Azmir et al., 2013), asimismo
identificarlos y caracterizarlos de manera detallada puede permitir una mayor valorización
económica de los residuos de este cereal y su industrialización, aumentando sosteniblemente
el cuidado ambiental. (Gullón et al., 2020).
2.2 Compuestos fenólicos
Los compuestos fenólicos son aquellos cuya estructura consta de al menos un grupo hidroxilo
fenólico (Lao et al., 2017), estos cumplen un rol importante en la deterioración de radicales
libres en los organismos, realizando acciones antioxidantes, en este grupo se incluyen las
gliconas o glucósidos (monómeros o altamente polimerizados), que son un grupo relevante
de los compuestos bioactivos encontrados en el maíz morado (Essien et al., 2020; Lee et al.,
2021). Dentro de los compuestos fenólicos se encuentra los ácidos fenólicos y los
flavonoides.
Entre los flavonoides tenemos a la cianidina 3-O-glucósido (18.84 mg /kg muestra de grano
seco, 183.3 mg /100 g de peso de mazorca seca) (Hu et al., 2020; Yang & Zhai, 2010b), es
el mayor compuesto encontrado en el maíz morado el cual es el encargado de brindar la
coloración característica a este cereal y de las propiedades antioxidantes, antidiabéticas y
antiinflamatorias (Chen et al., 2018; Ongkowijoyo et al., 2018).
6
En estudios realizados en la seda de maíz se ha identificado derivados de la luteolina, como
la maysina [rhamnosil-6-C-(4ketofucosil)-5,7,3,4-tetrahidroxiflavona] y el derivado de su
análogo metoxi. En las muestras de sedas de los híbridos púrpura y verde (ZP Exp, ZP 555)
se mostraron 1,5 veces más los contenidos de flavonoides que en la seda del híbrido amarillo
(ZP 366) y se mostró una alta correlación entre el contenido de derivados de luteolina y ácido
clorogénico (3-CQA) en estas muestras. (Slaana Žilić et al., 2012).
Gullón et al. (2020) a partir de extractos de mazorcas de maíz morado (Zea mays L.) en polvo
detectó alrededor de 15 compuestos fenólicos con valores máximos de contenido total de
flavonoides de 22,8 mg RE/g PCC y Monroy et al., (2016c) muestra el contenido de
flavonoides totales (TF) con un valor de 93,7 mg equivalentes de catequina, además (Monroy
et al., 2016c) reportó la concentración más alta de cianidin3-glicósido con valores de 26 a 38
mg por gramo de extracto.
Ramos-Escudero et al. (2012) tras un estudio de perfiles de compuestos fenólicos presenta
picos elevados en flavonoide Kaempferol; ácidos fenólicos, como el ácido protocatéquico, el
ácido p-cumárico, cafeico, ácido ferúlico y ácido vinílico y las antocianinas más prevalentes
fueron los derivados de la cianidina.
El mayor contenido fue el del compuesto Kaempferol con 2240 mg/kg de muestra, de este
compuesto se ha descrito su capacidad antioxidante que sirve para controlar los radicales
libres, lo que contribuye a la inhibición del crecimiento de las células cancerosas, la
angiogénesis y apoptosis en enfermedades crónicas de cáncer (A. Y. Chen & Chen, 2013)
Dentro de los ácidos fenólicos, se encuentran los ácidos ferúlicos quienes se encuentran
localizados mayormente en el pericarpio de la capa de aleurona, se determinó en muestras de
maíz mexicano pigmentado con 2 mg/100 g de ácido ferúlico. (Lopez-Martinez et al., 2009),
se halló 1,69 g acido ferúlico/kg en mazorcas de maíz morado, este compuesto está
relacionado ampliamente en la prevención de la diabetes, enfermedades cardiovasculares,
cáncer y neurodegenerativas (Lau et al., 2020),
7
Sladana Žilić et al. (2016) detectó a la seda de maíz, como una fuente rica de ácidos
clorogénicos, como la 3-O-cafeoilquínico (3-CQA) y 4-O-cafeoilquínico (4-CQA) con rango
de variación amplia de 932.7 a 1840.8 mg/100 g y 186.9 a 426.6 mg 3-CQAE/100g. La seda
amarilla (ZP 366) tuvo 2 veces menos contenido de estos compuestos a comparación de las
sedas de los híbridos púrpuras (ZP Exp) y verde (ZP 555), también se identificaron
contenidos de ácido 5-O-cafeilquínico (5-CQA) y ácido p-cumaroilquínico (p-CQA), pero
con valores inferiores a 100 mg 3-CQAE / 100 g.
Monroy et al. (2016a) muestra contenidos de compuestos fenólicos de 296 mg de ácido
gálico/g de extracto de maíz morado liofilizado y (Monroy et al., 2016c) informa contenidos
de fenoles totales de 389 mg equivalentes de ácido gálico por gramo de extracto, mientras en
otro trabajo a partir de extractos de mazorcas de maíz morado se obtuvieron valores máximos
del total de compuestos fenólicos con 18.6 mg GAE/g PCC (Gullón et al., 2020), y el
contenido fenólico total (TPC) en extractos acuosos ricos en antocianinas a partir del
pericarpio de granos de maíz morado varió de 69.1 a 225.1 mg GAE /g DW (Zhang et al.,
2019).
2.3 Antocianinas
Las antocianinas son una clase de compuestos fenólicos solubles en agua con propiedades
promotoras de la salud (He & Monica Giusti, 2010; Khoo et al., 2017), son pigmentos que
se encuentran ampliamente en las plantas y poseen actividad antioxidante (Hosoda et al.,
2012), en el maíz morado se encargan de dar la coloración rojo púrpura oscuro, las seis
principales antocianinas presentes en este cereal incluyen cianidin-3-glucósido (Cy-3-glu),
pelargonidin-3-glucósido (Pg3-glu), peonidin-3-glucósido (Pn-3-glu) y su ácido malónico
derivados unidos a la posición C-6 ’’ del resto de glucosa, estos se almacenan mayormente
en la capa de aleurona y pericarpio del grano y aumentan su capacidad conforme el grano
madura (20 a 36 días después de la polinización), en el verano el contenido de antocianinas
podía llegar hasta los 1242.3 mg/kg de peso seco. (De Pascual-Teresa et al., 2002; Hong et
al., 2020; Lao et al., 2017; Lao & Giusti, 2016; Monroy et al., 2016b; Pedreschi & Cisneros-
Zevallos, 2007; Slaana Žilić et al., 2012).
8
Monroy et al. (2016a) obtuvo a partir de extractos liofilizados de la mazorca un contenido de
antocianinas de 54.6 mg de cianidina 3 glucósido/g de extracto, igualmente Monroy et al.
(2016c) reporta un contenido de antocianinas monoméricas totales (TMA) de 64 mg de
cianidin-3-glucósido por gramo de extracto, sin embargo Gullón et al. (2020) en su estudio
reporta valores máximos de antocianinas de 14 mg CGE/g PCC, del mismo modo otro autor
halló un contenido total de antocianinas en mazorcas de maíz morado (Zea mays L.) con un
valor de 185.1 mg/100g y asimismo pudo identificar compuestos como cianidina-3-
glucósido, pelargonidina-3-glucósido, peonidina-3-glucósido y sus homólogos malonados
(Yang & Zhai, 2010b), por otro lado se reportaron contenidos de antocianina (TAC) de 12.8
a 93.5 mg de equivalentes de C3G/g DW. (Zhang et al., 2019)
Ramos-Escudero et al. (2012) considera al maíz morado como una fuente de pigmento
natural debido a alto contenido de antocianinas, que informamos en el rango de 0.86 a 2.87
g / kg de muestra en todos los diferentes sistemas de extracción. Paucar-Menacho et al. (2017)
las detalla como una las clases fenólicas más abundantes presentes en el maíz morado, con
alrededor del 92% en semillas y el 89% los demás brotes del maíz morado, en su trabajo
identificó 21 pigmentos de antocianinas, entre ellas Cy 3,5-diglucosa, Cy 3-glucósido, Pg 3-
glucósido, Pn 3-glucósido y delfinidina 3-glucósido, la actividad antioxidante total de la
muestra fue de 4837.06 mg TE /100 g de muestra.
Pedreschi & Cisneros-Zevallos. (2007) realizó una cuantificación de las antocianinas en
fracciones acuosas presentes informando al cianidin-3-glucósido como uno de los más altos
encontrados en muestras de maíz morado (Zea mays L.) con un 44% del total de antocianinas
(15.43 mg/g de fracción acuosa), seguido de su forma acilada con el 26.8% (10.37 mg/g de
fracción acuosa), el peonidin-3-glucósido y su forma acilada con el 9,9% (4.44 mg/g de
fracción acuosa) y el 11% (4.85 mg/g de fracción acuosa), respectivamente, el pelargonidin-
3-glucósido y su forma acilada con cantidades mínimas del 3% (2.33 mg/g de fracción
acuosa) y 4,6% (2.83 mg/g de fracción acuosa) respectivamente.
9
III. SEPARACIÓN DE COMPUESTOS BIOACTIVOS
3.1 Métodos convencionales
3.1.1 Extracción por Soxhlet
El método de extracción Soxhlet ha sido utilizado de manera extensa para la obtención de
compuestos bioactivos de distintos materiales vegetales, y en la actualidad también es usado
para ser comparado frente a nuevas tecnologías de extracción, este método consiste en
colocar cantidades pequeñas de muestras secas en un cartucho, el cual se coloca en un matraz
de destilación con disolventes de interés (inorgánicos u orgánicos), cabe destacar que la
eficiencia de la extracción también depende del poder del disolvente y de la polaridad de los
compuestos, luego de haber alcanzado un nivel de desbordamiento, la solución del dedal se
aspira mediante un sifón el cual descarga la solución nuevamente en el matraz, esta transporta
los solutos extraídos al líquido a granel y el soluto contenido en el matraz de destilación junto
con el disolvente pasan nuevamente al lecho sólido de la planta. El proceso se repite hasta
que se completa la extracción. (Azmir et al., 2013).
En un trabajo realizado por Gorriti et al. (2009) en extracción de antocianinas en tusas de
maíz morado en solución etanólica al 20%, pH 2, con factores de temperatura de extracción
en 25, 60, 75 y 90 ºC, tiempos de extracción de 30, 60, 120 y 240 min, con una relación
sólido:líquido de 1:80, obtuvo una mejor extracción en contenidos de antocianinas de 37.127
mg de cianidina 3 glucósido/g de muestra (75°C,240 min.) y de compuestos fenólico 76.962
mg de ácido gálico/g de muestra (90°C,120 min).
Rafael, E. (2017) determinó la concentración de antocianinas a partir de la tusa de maíz
morado utilizando etanol al 20 % y agua destilada como solventes, relación de solido: liquido
(1:20), a tiempos de extracción de 30 y 60 minutos y temperaturas de 50 y 70 °C y
concentraciones posteriores a 30°C, mostrando resultados de antocianinas para la utilización
de agua destilada, a temperatura 70°C y 60 min valores de 7.43 mg de cianidina 3 glucósido/g
de muestra, sin embargo la extracción con etanol al 20 % a 50°C en un tiempo de 60 min
10
presenció mayor cantidad de concentración de antocianinas con valores de 8.74 mg de
cianidina 3 glucósido/g de muestra.
3.1.2 Extracción por maceración
El método de maceración trata sobre la sumersión de la muestra en un tanque contenido con
el disolvente y mantenerlo en reposo a temperatura ambiente durante cierto tiempo, previo a
la sumersión estas muestras se pueden someter a molienda para convertirlas en partículas
más pequeñas y aumentar la superficie de contacto con el disolvente y de esa manera romper
sus paredes celulares y liberar de manera más fácil los compuestos bioactivos. (Azmir et al.,
2013; Cristianini & Guillén Sánchez, 2020)
Alarcon, C. (2015) realizó la aplicación del método de maceración optimizando criterios de
extracción de antocianinas utilizando como muestra al maíz morado (Zea mayz L.), se usó
disolvente etanol: agua al 80% y pH=3 a 70 °C durante 50 min con una relación sólido-
líquido (1:3) a y agitación constante, obteniendo como resultados en contenidos de
antocianinas el 27.82 mg de cianidina 3 glucósido/g de muestra en extractos de mazorca de
maíz morado.
Ccaccya Ccaccya et al. (2018) evaluó la cantidad de compuestos bioactivos presentes en
coronta de maíz morado (Zea mays L.), se extrajo con una relación solido líquido de 1:100
(p/v) con etanol (20%), pH=2, a temperatura de 70°C durante 30 minutos, obteniendo
contenido de flavonoides entre valores de 3.1 a 4.4 µg/mg expresado como equivalente de
quercetina, polifenoles totales entre 67.9 a 94.1 µg/mg expresado como equivalente de ácido
gálico, antocianinas totales de 24.4 a 42.6 mg/g y compuesto de cianidina-3-glucósido tuvo
valores entre 9.5 a 18.5 mg/g, en el presente trabajo se presentaron valores amplios en
muestra de maíz morado Limeño con cianidina-3-glucósido (18.5 mg/g), antocianinas totales
(42.6 mg/g), flavonoides (4.4 µg Equivalente de quercetina/mg) y polifenoles (94.1 µg
Equivalente de ácido gálico/mg).
11
3.2 Métodos no convencionales
3.2.1 Extracción asistida por ultrasonido
El método del ultrasonido basado en estudios de extracción de compuestos bioactivos ha
demostrado efectos significativos en tiempo y calidad. La extracción por este método
consiste en emitir ondas de bajas (16 a 100 kHz) y altas frecuencias (80 a 200 W) que
permiten la extracción de los compuestos de interés (Soria & Villamiel, 2010), estás ondas
chocan con la superficie del material vegetal generando burbujas de cavitación que mediante
los cambios de presión rompe las paredes celulares incrementando la transferencia de masas
y facilitan la penetración de los disolventes en la matriz, que es irradiada por el ultrasonido,
liberando los compuestos en un corto período de tiempo. (Chemat et al., 2011).
Usando este método de extracción Piyapanrungrueang et al. (2016), los autores obtuvieron
el mayor contenido de antocianinas totales (382.7 mg equivalente de cianindina‐3‐glucósido
(ECG)/por 100 g tusa seca de maíz morado KPSC 901 de Tailandia), cuyas condiciones
fueron: temperatura de 80 °C, tiempo de 5 min, proporción solido-líquido de 1:20 y
frecuencia de 37 KHz usando agua como solvente, con muestras de maíz ceroso (Zea mays
L. var. Ceratina) extrajeron antocianinas donde las condiciones óptimas se mostraron en una
relación de disolvente del 50% de agua-etanol, amplitud del 50% mostrando contenidos de
compuestos fenólicos y de antocianinas de 27.662 mg de ácido gálico/g de muestra seca y
240.161 μg de cianidina-3-glucósido/g de muestra seca respectivamente, se mostró que las
amplitudes usadas tenían efectos significativos a mayor amplitud, mayor cavitación y
recuperación de compuestos. (Muangrat et al., 2018)
Chen et al. (2018) en su estudio determinaron las condiciones para extraer compuestos
bioactivos del salvado de maíz con la asistencia por ultrasonido el cual se procesó, en un
baño de agua reciprocante a 40 °C, tiempo de extracción de 20, 35, 50, 65 y 80 minutos,
respectivamente, la potencia ultrasónica la fijaron en 100, 200, 300, 400 y 500 W. El tiempo
de ultrasonido fue de 4 s, el tiempo de intervalo de 8 s, y los tiempos de ultrasonidos fueron
12
0, 30, 50, 70, 90, 110 y 130 respectivamente los compuestos fueron recogidos
satisfactoriamente en condiciones óptimas: tiempo de extracción 35 minutos, tiempos de
ultrasonidos de 90, relación sólido-líquido de 1:8 y potencia de los ultrasonidos de 400 W
siendo el contenido total de antocianinas 3,625 g.kg/1, y el rendimiento de la extracción fue
del 92,45%.
Jiang et al. (2018) utilizó un equipo de extracción por ultrasonidos en contracorriente de una
frecuencia de 59 kHz, máxima potencia de 2200 W, utilizaron 380 gr de polvo de maíz
morado para ampliar el proceso de extracción y el transductor de ultrasonidos consistía en
un tipo cilíndrico de 20 mm de diámetro cuyo volumen de trabajo era de 10 L; el contenido
más alto de antocianina fue de 0.45g/kg de maíz morado, se obtuvieron con potencia de
ultrasonido de 105 W, tiempo de extracción 90 min, concentración de etanol (74%), relación
líquido-sólido (26:1) y temperatura (70 ºC). Un baño de ultrasonidos fue realizado en la
extracción de antocianinas en maíz morado con una frecuencia de 37 KHz en modo de pulso
siendo los factores estudiados temperatura de extracción (60, 70, 80°C) y el tiempo de
extracción (5, 10, 15 min) para la extracción asistida por ultrasonidos las condiciones elegidas
fueron una temperatura y un tiempo de extracción de 80°C y 5 min, respectivamente
obteniendo 382.7 mg/100 g de polvo de mazorca de maíz. (Piyapanrungrueang et al., 2016)
3.2.2 Extracción asistida por microonda
Este método de extracción consiste en la emisión de ondas electromagnéticas no ionizantes
con frecuencias de 300 MHz a 300 GHz y longitudes de onda entre 1.0 mm a 1.0 m.
(Rattanadecho & Makul, 2016). Este método utiliza solventes verdes siendo considerado un
método de extracción factible, usa agua o alcoholes a presiones controladas y temperaturas
elevadas para la extracción, el agua es uno de los solventes que pueden ser empleados debido
a una elevada polaridad manteniendo un alta constante dialéctica a estas condiciones debido
a la gran cantidad de enlaces de hidrógeno. (Alupului et al., 2012)
Se utilizaron aproximadamente 5 g de polvo de mazorca de maíz como muestra para realizar
la extracción las cuales se pusieron en un matraz de doble cuello de 50 ml con un sistema de
13
refrigeración donde el contenido total de antociaininas (TAC) de la mazorca de maíz morado
reportó 185.1 mg /100 g, este resultado se obtuvo en un tiempo de extracción de 19 min, una
relación sólido-líquido de 1:20 y una potencia de irradiación de microondas de 555 W. (Yang
& Zhai, 2010b)
La extracción de antocianinas en maíz morado la ejecutaron con muestras de granos de
aproximadamente 1.0 g añadió la disolvente acetona/agua y los recipientes se cerraron y
colocaron dentro del sistema MAE, los recipientes se calentaron a la temperatura deseada
durante el MAE para un tiempo y energía determinados en el caso de los extractos se
acidificaron con HCl 2.0 N hasta alcanzar un pH de 1 y se concentraron bajo una corriente
de nitrógeno, la combinación de 70 ◦C, 300 W y 10 min en MAE fue la más eficaz para
extraer antocianinas del maíz morado obteniendo un total de antocianinas 751.1 μg/g db
(Abdel-Aal et al., 2014), así mismo en una extracción asistida por microondas
Piyapanrungrueang et al. (2016) usaron un horno de microondas de 2.45 GHz, 700 W , el
único factor que estudiaron fue el tiempo (1.0, 1.5, 2.0, 2.5 minutos), comprobando que el
tiempo de extracción tenía un efecto sobre el TAC así al aumentar el tiempo de extracción
de 1 a 2.0 min, el TAC les aumentó a 397.1, 11.6 mg/100 g.
3.2.3 Extracción con fluidos supercríticos
Un fluido supercrítico se da cuando la presión y la temperatura se encuentran por encima del
punto crítico, lo que genera que el fluido tenga propiedades intermedias entre los gases y los
líquidos, y de esta manera facilitar la extracción de compuestos y controlar el poder de
solvatación del fluido alterando la temperatura y la presión, otra de las ventajas es de que una
vez finalizada la extracción podemos eliminar el CO2 despresurizando el sistema, ya que este
es un gas volátil a temperatura ambiente. (Essien et al., 2020; Mena-García et al., 2019). El
CO2 es un compuesto seguro (GRAS) por lo que garantiza su seguridad en el uso dentro de
la industria de alimentos, como disolvente es considerado sostenible debido a sus amplias
ventajas, dentro de ellas el no ser inflamable, ser accesible ya que se encuentra de manera
abundante en la naturaleza, ser mínimamente costoso y de baja toxicidad. (Cornelio-Santiago
et al., 2017)
14
Este método de extracción desempeña una mejor recuperación de compuestos obtenidos a
partir de sistemas biológicos debido que se genera una mejor cinética de extracción (Ameer
et al., 2017), resultando una técnica económica y eficiente, y que, realizada de manera
individual, secuencial o en combinación con otros métodos no altera en dichos compuestos
sus propiedades nutricionales o de beneficios a la salud. La extracción con CO2 supercrítico
(scCO2) es un proceso amigable con el medio ambiente, y no altera significativamente las
propiedades de los compuestos obtenidos, la extracción crítica suave que se da a 31.1 °C, y
el medio no oxidativo favorece la extracción de compuestos inestables al calor y de fácil
oxidación (Essien et al., 2020), Monroy et al. (2016a) realizó una extracción secuencial en
un extractor de lecho fijo a 50 ° C y 400 bar el primer disolvente que usaron fue scCO2 con
caudal medio de 1.65 g/min., en el segundo paso, tomaron el residuo de la primera
extracción sometiéndolo a una nueva extracción sin alterar las condiciones operativas,
usaron etanol a un caudal de 0.5 mL/min. (0.395 g/min). El residuo de las anteriores
extracciones se sometió a una tercera extracción con agua a un caudal de 0.5 mL/min (0.5
g/min) estas extracciones fueron interrumpidas cuando la masa del extracto no mostraba
significancia. Los autores apoyándose en las curvas de rendimiento realizaron nuevas curvas
de extracción (por triplicado) de las mazorcas en el primer paso con scCO2; lo definieron en
90 minutos, estanol y agua, durante 150 min obteniendo los siguientes resultados:
Tabla 1. Resultados de Parámetros Óptimos con scCO2
Trabajados en 90 minutos, con estanol y agua, en el lapso de 150 min
Antocianinas Fenoles Totales Flavonoides Totales
Disolvente
Rendimiento
(mg/g
extracto)
Recuperación
(mg/g cob)
Rendimiento
(mg/g
extracto)
Recuperación
(mg/g cob)
Rendimiento
(mg/g
extracto)
Recuperación
(mg/g cob)
Etanol 63.8 6.17 235 22.7 80 7.4
Agua 54.6 6.54 296 35.5 93 11.3
Fuente: Monroy et al. (2016a)
15
Monroy et al. (2016b) realizó una extracción con scCO2 utilizando EtOH al 70% como
codisolvente la cual se destacó con mayor rendimiento de extracción de compuestos
bioactivos en mazorca de maíz. Las muestras se sometieron una extracción de lecho fijo a
50 ° C y 400 bar, utilizaron scCO2 como disolvente, y etanol (EtOH), agua (H2O), y mezcla
de EtOH / H2O como codisolventes, donde (CE) es 70% CO2 + 30% EtOH, (CW) 65% CO2+
35% H2O; (EC50) es 66% CO2+ 34% de (50% EtOH + 50% H2O) y (CE70) es 68% CO2+
32% de (70% EtOH /H2O 30%); los compuestos obtenidos por los solventes y cosolventes
ya mencionados como el mejor rendimiento son: 9.6 y 16 mg de C3G para antocianinas
totales; 42.3 a 71.0 mg de GAE de fenoles totales y 15.3 a 29 mg de CE por gramo de mazorca
de flavonoides totales.
Una extracción secuencial de tres pasos en lecho fijo fue realizada donde la muestra fue de
5.0 g de polvo seco y molido; los parámetros del procedimiento fueron 90 minutos para el
primer paso con scCO2 (caudal medio de disolvente de 1.65 g / min), y 150 min para el
segundo y tercer paso con etanol (caudal 0.395 g / min) y agua (caudal 0,5 g/min)
respectivamente los mejores resultados fueron: contenido de antocianinas monoméricas
totales de 64 mg de cianidin-3-glucósido por gramo de extracto en el segundo paso a 45 ° C
y 420 bar; flavonoides totales de 93.7 mg equivalentes de catequina por gramo de extracto
obtenido en el 3er paso a 50 ° C y 400 bar; fenólicos totales de 389 mg equivalentes de ácido
gálico por gramo de extracto, y actividad antioxidante (EC50 / DPPH) de 21 g / mL en el 2do
paso a 65 °C y 450 bar. (Monroy et al., 2016c)
16
IV. CONCLUSIONES
En la presente revisión bibliográfica se pudo describir que los métodos no convencionales
para la extracción de compuestos bioactivos a partir de distintas partes del maíz morado (Zea
mays) superan a los compuestos obtenidos mediante extracciones con métodos
convencionales, mostrando una mayor eficiencia en tiempo, uso de disolventes y calidad de
extractos logrando abrir posibilidades de mayor estudio y avances que permitan un mejor
aprovechamiento y valorización de estos compuestos bioactivos.
De las tecnologías mencionadas en esta revisión, los métodos de fluidos supercríticos y
microondas muestran notables ventajas, siendo un factor importante en la extracción, pero
también depende de la calidad de la muestra y de su estado de maduración al momento de su
análisis.
17
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