(giardia canis, ameba spp. y coccidia spp. en caninos

UNIVERSIDAD DE CUENCA

FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS

ESCUELA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

1 Beatriz Catalina Méndez Albarracín Carlos Enrique Almeida Fárez 2011

RESUMEN:

“PREVALENCIA E IDENTIFICACION DE PROTOZOOS

(Giardia canis, Ameba spp. y Coccidia spp.) EN CANINOS

DE LA CIUDAD DE CUENCA”

La presente investigación está dirigida al campo de la

parasitología de pequeñas especies, cuyo título es:

Prevalencia e identificación de protozoos (Giardia canis,

Ameba spp. y Coccidia spp.) en caninos de la ciudad de

Cuenca; estos microorganismos carecen de pared celular y

su citoplasma contiene un núcleo bien definido. Poseen

órganos de motilidad como: seudópodos, flagelos y cilios. Las

formas vegetativas (trofozoítos) se transforman en quistes

para sobrevivir en condiciones adversas del medioambiente.

Se caracterizan por causar infección del tracto gastrointestinal

especialmente del intestino grueso destruyendo el epitelio,

ocasionalmente penetran la mucosa y se diseminan a otros

órganos. La infección parasitaria se contrae por ingestión de

los quistes maduros los mismos que salen al medio de la

materia fecal de animales parasitados, la signología en el

animal es gastroenterica llegando incluso a ocasionar la

muerte. Para el diagnóstico, se ha utilizado la técnica de

flotación con Sulfato de Zinc, la misma que permite

identificar quistes y ooquistes de protozoos de esta manera

emitir un buen diagnóstico y dar un tratamiento efectivo de

acuerdo al animal y al grado de infestación. En esta

investigación se obtuvieron los siguientes resultados En

caninos machos y hembras en tres rangos de edad de las 4

áreas del cantón Cuenca de acuerdo a los grados de

infestación tenemos para Giardia canis: Baja con 3,45%,

Media con 1,25%, Alta con 0,37%. Ameba spp.: Baja con





11,58%, Media con 3,10%, Alta con 1,03%. y Coccidia

spp.: Baja con 8,91%, Media con 3,25%, Alta con 1,31%.

Palabras Claves: Prevalencia, técnica, flotación,

centrifugación, protozoos, Giardia, Ameba, Coccidia, sulfato,

Zinc.

INDICE

Contenido Página

Introducción…………………………………..............….... 7

Objetivos……………………………………..………….….. 8

I REVISION DE LITERATURA………..………………... 9

1.1. PROTOZOOS………………………...……….....…. 9

1.1.1. CLASE RHIZOPODARIA: AMEBA………. 11

1.1.1.1. Historia……………….……….…………... 11

1.1.1.2. Taxonomía……………..…..…………...… 13

1.1.1.3. Morfología…………..……..……………… 13

1.1.1.4. Amebiasis………………………….….….. 15

1.1.1.4.1. Definición…………..………..….….. 15

1.1.1.4.2. Etiología……………..………..……. 16

1.1.1.4.3. Ciclo parasitario………………..…... 16

1.1.1.4.4. Epidemiología………………..…….. 20

1.1.1.4.5. Patogenia……………………..…….. 21

1.1.1.4.6. Cuadro clínico………………….…… 23

1.1.1.4.7. Diagnóstico….………………..…..… 25

1.1.1.4.8. Diagnóstico diferencial………..…… 26





1.1.1.4.9. Pronóstico……………….….….…… 27

1.1.1.4.10. Tratamiento……………….……… 27

1.1.1.4.11. Prevención…………………..…… 28

1.1.2. CLASE FLAGELADA: GIARDIA………...… 28

1.1.2.1. Historia.………..….……………...……… 29

1.1.2.2. Taxonomía..…………..…..………..….... 29

1.1.2.3. Morfología……………….….………..….. 30

1.1.2.4. Giardiasis…..…………….…………..….. 31

1.1.2.4.1. Definición…………….……….….…. 31

1.1.2.4.2. Etiología……………………..….…… 32

1.1.2.4.3. Ciclo parasitario………………..…… 32

1.1.2.4.4. Epidemiología…………............…… 34

1.1.2.4.5. Patogenia……….……………….….. 35

1.1.2.4.6. Cuadro clínico…...…………….…… 36

1.1.2.4.7. Diagnóstico…………….…..…….… 37

1.1.2.4.8. Diagnóstico diferencial……….…… 39

1.1.2.4.9. Tratamiento………………….……… 39

1.1.2.4.10. Prevención….......……….…… 40

1.1.3. CLASE ESPOROZOARIA: ISOSPORA…. 41

1.1.3.1. Taxonomía…………….…………...… 41

1.1.3.2. Morfología……..…………………...… 41

1.1.3.3. Coccidiosis………...…………….…… 42

1.1.3.3.1. Definición……………………….…… 42

1.1.3.3.2. Etiología………………..…………… 43

1.1.3.3.3. Ciclo parasitario………………...….. 43

1.1.3.3.4. Epidemiología……..…………....….. 45

1.1.3.3.5. Patogenia……………...........……… 46

1.1.3.3.6. Cuadro clínico………………….…… 47

1.1.3.3.7. Diagnóstico…….……..……….....… 48

1.1.3.3.8. Diagnóstico diferencial………..…... 49





1.1.3.3.9. Pronóstico…………………….…….. 49

1.1.3.3.10. Tratamiento……….……….….… 50

1.1.3.3.11. Prevención……………….……… 51

1.2. METODO DE FLOTACION CON SULFATO DE

ZINC..51

1.2.1. Concentración por

flotación...………….…………………….……… 52

1.2.2. Control de calidad del método…………… 52

1.2.3. Ventajas y desventajas…..………….……. 53

1.2.4. Materiales para preparar la solución de

Sulfato de zinc……………………………..…… 53

1.2.5. Preparación de la solución de Sulfato de

zinc…………………………….……………...…. 53

1.2.5.1. Ajuste de densidad………………….…… 54

1.2.6. Ejecución del método………………….….. 55

1.2.6.1. Pasos del método………...……………… 55

1.2.6.1.1. Filtrado y lavado de heces………… 55

1.2.6.1.2. Flotación en sulfato de zinc………. 56

1.2.6.1.3. Recuperación del flotante……….… 56

1.2.6.1.4. Observación al microscopio………. 56

1.2.7. Desinfección………………………..……….57

1.2.8. Puntos importantes……………….……….. 57

1.2.9. Interpretación………………………..…….. 57

II MATERIALES Y METODOS…………………….…… 58

2.1. MATERIALES…………………………………..….. 58

2.1.1. Materiales de campo………………..……. 58

2.1.2. Materiales de laboratorio…………….…… 59

2.1.3. Materiales de escritorio……………..….… 60

2.2. MÉTODOS………………………..…………..……. 61

2.2.1. Manejo del experimento……………….… 61





2.2.1.1. Métodos de campo………………….…… 61

2.2.2. Area de estudio………………...........…… 62

III RESULTADOS Y DISCUSION………………….…… 63

3.1. Análisis Estadístico……………………………….. 64

3.2. Métodos de evaluación y datos a tomarse……. 64

3.3. Análisis de las muestras………………….……… 64

3.4. Factores a estudiar……………….……….……… 65

3.5. Procedimientos estadísticos………………...…… 65

3.6. Cuadros y gráficos estadísticos……………..…… 67

IV CONCLUSIONES………….…………………...……. 115

V RECOMENDACIONES………….…….…………..…. 116

VIII BIBLIOGRAFIA………………….…………..…….… 118

IX ANEXOS…………..……………..……………..…..… 123








“PREVALENCIA E IDENTIFICACION DE PROTOZOOS

(Giardia canis, Ameba spp. y Coccidia spp.) EN CANINOS

DE LA CIUDAD DE CUENCA”

Tesis de Grado, previa a la obtención del

Título de Médico Veterinario Zootecnista

AUTORES: Beatriz Catalina Méndez Albarracín

Carlos Enrique Almeida Fárez

DIRECTOR: Dr. MVZ. Fredi Carpio Alemán.

CUENCA – ECUADOR

2011





INTRODUCCION

La Parasitología en Medicina Veterinaria de Pequeñas

Especies ha evolucionado con el pasar de los años gracias al

avance de la ciencia y la tecnología, en la actualidad es una

rama fundamental del diagnóstico clínico veterinario, ya que

los parásitos son los causantes de numerosas enfermedades

en las mascotas, éstos se dividen en muchos géneros y

especies.

Es de trascendental importancia realizar esta investigación

no solamente por su incidencia en los animales de compañía

sino también por el impacto de estas enfermedades en la

salud pública, las que pueden ser zoonósicas, es decir que

se transmiten de los animales al hombre y viceversa, la clave

para poder luchar contra estos parásitos intestinales de los

animales menores es su identificación y reconocimiento,

saber su comportamiento y cómo actúan sobre los mismos y

finalmente su eliminación.

Esta investigación está dirigida al tipo protozoos como son:

Giardia canis, Ameba spp. y Coccidia spp., parásitos que

colonizan y se reproducen en la mucosa del tracto

gastrointestinal, llegando a causar cuadros clínicos severos e





incluso la muerte de los caninos. Por otra parte la Medicina

Veterinaria también se ha visto afectada, por el lado de las

patologías asociado al convivir con animales de compañía

(caninos) que han permitido el intercambio de formas

parasitarias que pueden afectar significativamente la salud de

los animales y del ser humano.

La presente investigación está encaminada a estudiar la

prevalencia e identificación de protozoos por medio del

método de flotación a través de la centrifugación de una

suspensión de heces, con solución de sulfato de zinc al 33%

con una densidad 1.180 y añadiendo una gota de lugol al 5%,

la misma que permite colorear e identificar de mejor manera

quistes y ooquistes de protozoos bajo microscopio.

Para la realización de esta investigación nos planteamos los

siguientes

Objetivos:

OBJETIVO GENERAL:

1. Determinar la prevalencia de protozoos (Giardia canis,

Ameba spp. y Coccidia spp.), mediante la técnica de

sulfato de zinc, en perros de la ciudad de Cuenca.





OBJETIVOS ESPECIFICOS:

1. Identificar los protozoos (Giardia canis, Ameba spp. y

Coccidia spp.), mediante el método de centrifugación

utilizando la técnica de sulfato de zinc en perros de la

ciudad de Cuenca.

2. Cuantificar porcentualmente la presencia de Giardia

canis, Ameba spp. y Coccidia spp., en caninos de la

ciudad de Cuenca según la raza, edad y sexo.

3. Determinar cuáles son las áreas de la ciudad de

Cuenca, donde existe mayor presencia de Giardia canis,

Ameba spp. y Coccidia spp.

I REVISION DE LITERATURA

1.1. PROTOZOOS

Etimológicamente el estudio de los protozoos procede de tres

palabras:

Protos.- Primero, primitivo.

Zoon.- Animal





Logos.- Estudio, tratado.

Los protozoos son microorganismos unicelulares eucariotas

en los que todas las funciones vitales ocurren en el interior de

una sola célula. Carecen de pared celular y su citoplasma

contiene un núcleo bien definido y otros orgánulos. Los

protozoos son capaces de producir enfermedades en el

huésped humano y en animales10

.

Algunos protozoos son móviles. Los órganos de motilidad

varían desde simples estructuras como pseudópodos

(proyecciones del citoplasma) hasta estructuras complejas

como flagelos y cilios. Característico de algunos protozoos es

que las formas vegetativas (trofozoítos) se transforman en

formas de alta resistencia llamadas quistes cuando les falta

alimento o se producen cambios hostiles en el hábitat. El ciclo

vital de los protozoos presenta diferentes estadios, aunque no

en todos ellos ocurren todos, unos presentan fases

asexuadas y otros también sexuadas10

.

El perro es hospedador de muchos géneros de protozoos

entre los que se encuentran: Flagelados intestinales:

(Giardia, Trichomonas), hemoflagelados (Tripanosomas,





Leishmania), Rhizopodarios: (Entamoeba), ciliados

(Balantidium), Esporozoarios: (Isospora, Hammondia,

Cryptosporidium, Sarcocystis, Neospora, Toxoplasma,

Caryospora piroplasmas (Babesia), un hemogregarínido

(Hepatozoon) y un microsporidio (Encephalitozoon)14

.

1.1.1. CLASE RHIZOPODARIA: AMEBA

1.1.1.1. Historia

Las enfermedades asociadas a infección por amebas

parasitarias se conocen desde la antigüedad, en especial el

cuadro colónico y la enfermedad diseminada cuyo agente

causal, Entamoeba histolytica, fue descubierto en 1875 por

Fedor Alexandrovich Lesh médico ruso21

.

Lesh estudió el caso de un joven campesino que presentaba

diarrea, malestar general y molestias rectales. Bajo el

microscopio observó las heces del enfermo y notó

formaciones en movimientos con pseudópodos. Eran células

amibianas, a las cuales denominó “amibas del colon”, o sea

Amoeba coli. Lesh asoció la presencia de las amebas con la

enfermedad del joven y aplicó tratamiento. Por primera vez se





hacían ambas cosas en la Historia de la Medicina. No

obstante el paciente murió. Lesh encontró en la autopsia

ulceraciones en el colon. Luego introdujo material fecal del

enfermo a unos perros y en uno de ellos apareció el cuadro

disentérico. Pero Lesh dudó y no dijo que las amibas eran

agente causal de la enfermedad. Simplemente pensó que

empeoraban el cuadro clínico19

.

En 1890 Willian Osler describió un absceso hepático.

Encontró muchas amibas, pero no sacó conclusiones para

inculparlas. Councilman y Lafleur, en 1891, acuñaron los

términos disentería amibiana y absceso hepático. Además

hablaron de la existencia de diferentes tipos de amibas en el

intestino humano: unas patógenas y otras no. Dos médicos

alemanes, Quincke y Ross, en 1938, establecieron las

diferencias entre Entamoeba coli y Entamoeba histolytica.

Describieron también el quiste como forma resistente de las

amibas. En 1913, Walter y Sellar hicieron un experimento con

prisioneros filipinos, quienes ingirieron material con varias

especies de amibas. Los que ingirieron Entamoeba coli (30 %

de las personas la tuvieron pero no enfermaron), al contrario

del grupo que consumió la Entamoeba histolytica (25 % de





las personas que la tuvieron se enfermaron, el otro 75 % eran

portadores sanos)19

.

1.1.1.2 Taxonomía

• Phylum: Sarcomastigophora

• Sub-phylum: Sarcodina

• Clase: Rhizopodaria

• Orden: Amoebida

• Sub-orden: Tubulina

• Familia: Entamoebidae

• Géneros: Entamoeba

• Especies: histolytica

dispar

coli

hartmanii

gingivalis

polecki

nana11

.

1.1.1.3 Morfología

Las Amebas emiten pseudópodos a base de material





protoplásmico locomotor; tiene dos formas o fases de

desarrollo bien establecidas, el trofozoíto y el quiste. El

trofozoíto o forma vegetativa es irregular o ameboide. Los

trofozoítos al microscopio son células alargadas con

lobopodios laterales y con frecuencia uvoide posterior.

Presentan membrana citoplasmática, citoplasma dividido en

dos porciones, una externa hialina y transparente, casi sin

granulaciones, llamada ectoplasma y una porción interna muy

granulosa que contiene los organelos celulares, denominada

endoplasma. El núcleo es esférico con un acúmulo de

cromatina pequeño y puntiforme en el centro, llamado

endosoma o centrosoma. También presenta cromatina

adherida a la cara interna de la membrana nuclear, distribuida

en forma homogénea24

.

FIGURA N° 1. Trofozoíto y quiste de Ameba spp10

.





Si las condiciones ambientales no son propicias, el trofozoíto

empieza a cambiar de forma, deja de emitir pseudópodos, el

ectoplasma y el endoplasma ya no se diferencia, de manera

que casi desaparece el primero, se pierde la forma irregular y

se hace esférico, al tiempo que aparece una pared gruesa,

llamada pared quística, también a expulsado al exterior todo

el contenido de las vacuolas y empieza a formar material de

reserva como vacuolas de glucógeno y barras

cromatoidales24

.

1.1.1.4 AMEBIASIS

1.1.1.4.1 Definición

La amebiasis es una infección del intestino grueso producida

por Ameba patógena spp., que ocasionalmente penetrará la

mucosa y se diseminará a otros órganos12

.

Las infecciones causadas por amebas constituyen una de las

infecciones oportunistas emergentes de mayor interés

médico. Aunque es poco frecuente, se han descrito en casi

todo el mundo, su diagnóstico depende de un alto índice de





sospecha, sobre todo morfo-patológico y estudios de

laboratorio21

.

Es una enfermedad parasitaria que afecta fundamentalmente

al hombre y que puede producir cuadros digestivos de mucho

interés en el perro. Sus manifestaciones pueden variar desde

portadores asintomáticos a enfermedad de grado variable1.

1.1.1.4.2 Etiología

Varias especies de amebas pueden habitar el tracto intestinal

de los animales, pero de ellas sólo Entamoeba histolytica

parece ser patógena. En la actualidad, se considera que la

cepa caracterizada por tamaño pequeño y carente de

virulencia es Entamoeba hartmanii y que la cepa de mayor

tamaño corresponde a Entamoeba histolytica, que sería la

ameba patógena para el hombre y los animales1.

1.1.1.4.3 Ciclo parasitario

Entamoeba histolytica existe en dos formas:

El trofozoíto, forma móvil o forma tisular invasiva y





El quiste, forma inmóvil o forma tubular o infectante para

el hombre y los animales.

La forma vegetativa tisular denominada trofozoíto, habita en

el lumen, pared o en ambos lugares del colon1.

Los trofozoítos pueden habitar el lumen del colon como

comensales o invadir la pared colónica. En raras

oportunidades se diseminan hacia otros órganos como el

hígado, pulmones, cerebro, la piel perianal y los genitales7.

Las bacterias y las células intestinales descamadas, además

de los hidratos de carbono procedentes de los alimentos, le

proporcionan los nutrientes necesarios para su metabolismo y

confieren al medio intestinal cierto grado de anaerobiosis y un

pH moderadamente bajo (6-6.5) condiciones óptimas para su

subsistencia12

. La infección parasitaria se contrae por

ingestión de los quistes. Los trofozoítos se desenquistan en el

intestino delgado pero se asientan en el intestino grueso

donde colonizan la mucosa y se multiplican por fision

binaria14

.

Cada uno de ellos mide de 15 – 60um de diámetro y está

dotado de notable movilidad mediante pseudópodos. En su





centro se encuentra el núcleo de 4 -8um de diámetro, provisto

de un nucléolo esferoide12

.

Una vez formados los quistes, éstos son eliminados al

exterior con las heces para completar el ciclo14

.

A medida que avanza por el colon, algunos de los trofozoítos

se redondean, pierden sus inclusiones y en su interior

contienen una gran vacuola de glucógeno para nutrirlos,

constituyendo los denominados prequistes12

.

Cuando hay diarrea, los trofozoítos salen en el contenido

fecal y presentan muchas veces eritrocitos fagocitados;

cuando no hay diarrea, los trofozoítos suelen enquistarse

antes de abandonar el intestino, rodeándose de una pared

muy resistente a los cambios ambientales, a las

concentraciones de cloro en agua potable y a la acidez

gástrica. Los quistes maduros al ser ingeridos por un nuevo

hospedero repiten el ciclo12

.





FIGURA No 2. Ciclo parasitario de Ameba spp.

17.

El quiste es la forma infectante y predomina en las

deposiciones de portadores asintomáticos o de formas leves

de la enfermedad. Estos quistes sobreviven fuera del

hospedero por días o semanas, en especial en condiciones

de baja temperatura y humedad, constituyen el estado

infectante en el ciclo de vida del parásito y así la infección se

transmite de un hospedero a otro, con la ingestión de

alimentos o agua contaminada con deposiciones12

.

Una vez ingeridos estos quistes, sus núcleos sufren una

división adicional debido a la acción de las secreciones

intestinales que digieren la pared del quiste, quedando en





libertad ocho formas amebianas o trofozoítos dispuestos a

continuar el ciclo12

.

1.1.1.4.4 Epidemiología

Aunque Entamoeba histolytica puede infectar el tubo

digestivo de varios animales, el principal huésped y reservorio

es el ser humano; la distribución de Entamoeba histolytica es

mundial. Los trofozoítos no son capaces de enquistarse fuera

del intestino y mueren en cuanto lo abandonan. Los

transmisores son individuos infectados que eliminan quistes

con las heces y se constituyen, así, en el principal problema

epidemiológico. Los quistes eliminados se mantienen en el

ambiente en cualquier situación climática. La transmisión se

produce en forma fecal oral, ya sea por vía directa de animal

a animal o indirecta a través de alimentos o aguas

contaminadas12

.

El quiste maduro es la forma infectante por cuanto es capaz

de resistir a la cloración del agua y las condiciones

ambientales, ya que los trofozoítos apenas sobreviven fuera

del hospedador1.





1.1.1.4.5 Patogenia

Los trofozoítos de Entamoeba histolytica dañan el

intestino al adherirse y

provocar lisis en las células huésped y secretar enzimas que

rompen las conexiones intercelulares. La presencia de ciertas

bacterias y una ingesta proteica deficiente por parte del

huésped contribuyen a la virulencia del parásito. La propia

respuesta inmunológica celular del huésped frente a las

amebas que invaden el tejido puede exacerbar el daño. La

diarrea secretora puede ser inducida por la serotonina y otros

factores secretados por los trofozoítos7.

Una vez ingeridos, los quistes superan la barrera ácida del

estómago. La pared quística se disuelve en el intestino

delgado y los trofozoítos quedan en libertad, formándose

microúlceras que luego crecen hasta constituir úlceras

amebianas, que representan la lesión anatomopatológica

fundamental de la amebiasis intestinal12

.

Las úlceras alcanzan el colon, predominantemente en el

ciego, el sigmoide y el recto. Estas úlceras presentan dos

patrones claramente definidos: nodular e irregular. Las





ulceras nodulares son redondeadas, de un diámetro entre 1 y

5 mm, con áreas de mucosa ligeramente elevadas y áreas

necróticas, deprimidas o hemorrágicas, rodeadas por un

borde de tejido edematoso. A menudo estas áreas están

llenas de un material mucoso y amarillento denominadas

“úlceras en botón de camisa”, en las cuales pueden verse

trofozoítos. En ocasiones, estas lesiones pueden llegar a

cubrir la mayor parte de la mucosa del colon, causando

edema y eritema en las áreas mucosas que no se encuentran

comprometidas. Las úlceras irregulares tienen 1 a 5 cm de

longitud y se encuentran habitualmente en el ciego y colon

ascendente. Sus márgenes suelen ser elevados y

edematosos y la úlcera se llena de fibrina15

.

A través de la vena porta, las amebas alcanzan el hígado,

donde suelen

destruirse y solo ocasionan una hepatitis reactiva de escaso

significado clínico. Sin embargo, a veces originan la

formación de un absceso hepático, que es la manifestación

más frecuente e importante de la amebiasis extraintestinal y

se asienta más a menudo en el lóbulo derecho del hígado

debido a la distribución anatómica de la sangre portal12

.





1.1.1.4.6 Cuadro clínico

La mayoría de los pacientes infectados lo están por formas no

patógenas o son simples portadores asintomáticos. Los

síntomas se distinguen por manifestaciones intestinales que

aparecen tras un periodo de incubación que oscila entre 7 y

15 días y se puede presentar en dos formas:

1.- Amebiasis intestinal crónica

2.- Amebiasis intestinal aguda

1.- Amebiasis intestinal crónica

Los síntomas comienzan paulatinamente con molestias

vagas, como anorexia y astenia moderadas, dolores

abdominales difusos y tendencia a las deposiciones pastosas

o semilíquidas. Poco a poco, en el curso de 1-2 semanas, las

manifestaciones se vuelven más concretas y el número de

deposiciones diarreicas pardo-amarillentas aumenta hasta 4-

8 diarias en los casos leves; puede advertirse sangre o moco

al defecar y no hay fiebre. Estos síntomas suelen cursar en

brotes de unas semanas de duración, que recurren varias





veces al año y alternan con períodos de normalidad casi total

o incluso de estreñimiento12

.

En los casos más graves, en los que las úlceras tienden a

difundir a lo largo de todo el colon, a menudo con afección

preferentemente rectosigmoidea, los dolores son más

intensos y difusos, el número de deposiciones se incrementa

notablemente, encontrándose mezclado con sangre. En estos

pacientes la afección rectal es casi constante, con tenesmo y

pujos y las heces se acompañan de eliminación de moco

abundante, a menudo mezclado con sangre. El examen

microscópico de las heces en fresco demuestra abundantes

trofozoítos y escasos leucocitos12

.

2.- Amebiasis intestinal aguda

Denominada también forma fulminante, es poco frecuente y

se caracteriza por un comienzo brusco, con fiebre, cólico,

diarrea líquida profusa hemática con tenesmo12

.

La presencia de lesiones ulceronecróticas en este segmento

colónico se manifiesta por un cuadro de comienzo agudo con

diarrea disentérica, deposiciones sanguinolentas y con





mucosidades, de alta frecuencia, alrededor de 7 a 10

evacuaciones al día, acompañada de dolor en hemiabdomen

inferior o en la fosa iliaca izquierda1.

A diferencia de la forma crónica, las pérdidas

hidroelectrolíticas son muy importantes y el paciente puede

deshidratarse. El abdomen resulta tan doloroso a la palpación

que sugiere una peritonitis. La hepatomegalia sensible es

muy frecuente, puede haber además náuseas, vómitos y

distención abdominal progresiva capaz de evolucionar hacia

megacolon tóxico12

.

1.1.1.4.7 Diagnóstico

Se basa en la observación del trofozoíto o de los quistes en

las heces. En heces íntegras, se suelen encontrar

únicamente quistes, pero en las heces diarreicas también se

pueden ver trofozoítos. Se aprecian organismos muy móviles

en heces en muestras diarreicas, recientes y mantenidas en

condiciones templadas; pero, en otras ocasiones, los quistes

se observan más fácilmente si se añade una gota de solución

de yodo (solución saturada de yodo en yoduro potásico 1%).





Se pueden concentrar los quistes mediante flotación en

solución de sulfato de zinc25

.

El examen directo es necesario para la detección

de trofozoítos en la fase de diarrea. La inspección debe

hacerse de zonas de la muestra con moco y/o sangre. Se

puede utilizar sonda rectal para obtención de muestras. Las

pruebas inmunológicas (ELISA, inmunofluorescencia

indirecta) se emplean en la enfermedad intestinal invasiva,

extraintestinal y en estudios epidemiológicos. Las técnicas

imagenológicas (rayos X, ultrasonido, tomografía

computarizada, proctoscopía) permiten evaluar las

dimensiones de los abscesos y su evolución3.

En los animales con afección clínica, un método más

confiable para la detección de trofozoítos es el examen

microscópico de una parte de mucosa colónica para biopsia7.

1.1.1.4.8 Diagnóstico Diferencial

La amebiasis intestinal crónica leve, con sus alteraciones de

diarrea y estreñimiento en ocasiones, presencia de moco; se

presenta al diagnóstico diferencial con el colon irritable. La





forma crónica más grave debe diferenciarse de la colitis

ulcerosa. La colitis amebiana aguda debe diferenciarse de la

shigellosis y de la salmonelosis, en las cuales las heces

contienen abundantes leucocitos y la mucosa entre las

úlceras está más afectada. La balantidiasis (Balantidium coli)

produce un cuadro agudo muy similar con formación de

microabscesos en las zonas ulceradas. El ameboma puede

confundirse con un adenocarcinoma cecal o con procesos

granulomatosos infecciosos de la misma localización12

.

1.1.1.4.9 Pronóstico

El pronóstico de la forma intestinal crónica es benigno

excepto que surjan complicaciones, la mortalidad es baja. La

forma aguda es mucho más grave por la posibilidad de

perforación colónica o de hemorragia masiva12

.

1.1.1.4.10 Tratamiento

El objetivo de la terapia antiamibiana es erradicar los

parásitos en su localización intestinal y extraintestinal. Los

fármacos disponibles pueden actuar en diferentes sitios, en el

lumen, en la pared intestinal o en forma sistémica. El





metronidazol es considerado por muchos como la droga de

elección, tanto para la amibiasis invasora o como para la

amibiasis luminal, sin embargo, es menos efectiva contra los

parásitos del lumen intestinal1.

La dosis de metronidazol: 10mg/kg (TID) PO por 5 días.

Existen otros fármacos de elección como: clortetraciclina,

oxitetraciclina y tetraciclina, en dosis de 20 – 22 mg/kg (TID)

PO. Por 5 días26

.

La cirugía debe reservarse para casos de ruptura intestinal o

hepática, siempre asociada con terapia antiamibiana1.

1.1.1.4.11 Prevención

El control de la parasitosis transmitidas directamente por vía

fecal-oral es el saneamiento y la higiene. Sin embargo, los

hábitos normales de los perros tienden a eludir todos los

esfuerzos realizados en esta dirección y de hecho es una

suerte que la amebiasis canina sea una enfermedad muy

poco frecuente14

.

1.1.2 CLASE FLAGELADA: GIARDIA





1.1.2.1 Historia

La Giardia lamblia fue nombrado en honor a Vilem Lambl

(1824 – 1895), quien descubrió el organismo con más detalle

después de que fue visto por primera vez por Leeuwenhoek

en 1681. Sin embargo, la Giardia intestinalis es considerado

por muchos como el nombre correcto de este protozoo. Las

diferentes especies de Giardia son estructuralmente muy

similares, por ejemplo, Giardia bovis, Giardia canis, Giardia

cati. Por otro lado, Erlandsen (1990) ha sugerido una

clasificación basada en criterios morfológicos de las

estructuras microtubulares presentes en los cuerpos medios

de los trofozoítos se incluye tres grupos de especies:

Giardia agilis que se encuentra en anfibios

Giardia muris en roedores

Giardia duodenalis en humanos y muchos mamíferos24

.

1.1.2.2 Taxonomía

Phylum: Sarcomastigophora

Subphylum: Mastigophora

Clase: Flagelada

Familia: Hexamitidae





Género: Giardia

Especies: agilis

muris

Intestinalis (duodenalis, canis, cati,

lamblia)8.

1.1.2.3 Morfología

La Giardia es un protozoo flagelado de aspecto piriforme, con

dos núcleos, ocho flagelos y un disco suctor en la parte

ventral. Por medio de esta formación se adhieren a las

microvellosidades del intestino delgado, así como del

intestino grueso9.

La forma móvil que se aloja en la luz intestinal es el trofozoíto,

tiene alrededor de 15um de largo y 8um de ancho. Esta forma

se identifica con facilidad al microscopio óptico debido a su

apariencia de “cara sonriente”, formada por los dos núcleos

en el tercio anterior (los ojos), los axonemas que pasan en

forma longitudinal por entre los núcleos (la nariz) y los

cuerpos medios (la boca) ubicados en forma transversal al

tercio posterior, cuatro pares de flagelos completan la

apariencia un tanto cómica de esta forma7.





FIGURA No 3. Trofozoíto y quiste de Giardia canis

10.

El segundo estadio es el quiste, responsable de la

transmisión y de la supervivencia ambiental; tiene 12um de

largo y 7um de ancho, dado que el quiste contiene dos

trofozoítos formados pero con separación incompleta, se

pueden observar dentro de éste los axonemas, fragmentos de

discos ventrales y hasta cuatro núcleos7.

1.1.2.4 GIARDIASIS


Es un proceso parasitario causado por Giardia spp., que

afecta principalmente a los animales jóvenes en el duodeno,

yeyuno y ocasionalmente intestino grueso; caracterizado por

un síndrome de malabsorción y diarrea. También se puede





considerar un síndrome gastrointestinal producido por un

protozoo parásito que infecta a muchos vertebrados, incluidos

gatos, perros y seres humanos9.


El género Giardia contiene múltiples especies de protozoos

flagelados morfológicamente distinguibles22

.

Hay dos formas: trofozoítos móviles y quistes infectantes no

móviles. Tienen distribución mundial, con prevalencia de por

lo menos 5 % en la mayoría de las poblaciones. La tasa de

ocurrencia es alta en animales jóvenes y en los que están

confinados en grupos4.

El agente causal de la Giardiasis en perros es un protozoario

del intestino delgado de los mamíferos, llamado Giardia canis.

La Giardiasis es una enfermedad de los mamíferos, afecta a

perros, gatos, animales silvestres y al hombre. Por lo tanto es

una enfermedad zoonósica. (Transmitida de los animales al

hombre)2.

1.1.2.4.3 Ciclo parasitario

http://foyel.com/cartillas/perros.html

http://foyel.com/cartillas/gatos.html

http://www.foyel.com/cartillas/6/enfermedades_transmisibles_-_zoonosis.html





Son parásitos de ciclo directo. La forma parásita, el trofozoíto,

de 12-15 x 7-10 μm, se encuentra adherido a la mucosa

intestinal, donde se divide por fisión binaria. A medida que se

desprende y es arrastrado a lugares más distales del tubo

digestivo, se va formando el quiste, de forma ovalada de 9-13

x 7-9 μm, con cuatro núcleos en su interior9.

FIGURA No 4. Ciclo parasitario de Giardia canis

13.

Expulsado al medio externo con las materias fecales, es la

forma de resistencia, diseminación y transmisión. Al ser

ingerido por un nuevo hospedador, en el estómago se inicia la

enquistación, que se completa en el intestino por la acción de

los componentes biliares, el ácido carbónico y las proteasas

pancreáticas. De esta forma son liberados los trofozoítos,





fijándose a la mucosa y comenzando de nuevo su replicación.

El ciclo completo dura de 4 – 5 días9.


La Giardia parasita el intestino delgado de los mamíferos,

como trofozoítos móviles residentes en el lumen, no requieren

intermediarios para completar su ciclo vital. La principal

fuente de transmisión es la oro-fecal, por contacto directo

con materia fecal que contenga quistes, así como también por

agua y comidas contaminadas con estos. Se adhiere al borde

velloso de la mucosa intestinal mediante un disco adhesivo

ventral. En perros, se cree que la transformación en una

forma quística resistente ocurre sobre todo en el ciego6.

La fase quística o de resistencia sobrevive durante meses en

el medio ambiente en condiciones de humedad y bajas

temperaturas. El trofozoíto es incapaz de sobrevivir en

condiciones medioambientales16

.

Al excretar los quistes elipsoides, de inmediato son

infectantes para otros huéspedes. Después que los quistes

ingeridos se exponen a los líquidos gástricos y duodenales,





los trofozoítos emergen y colonizan la mucosa del intestino

delgado. El período asintomático de las infecciones por

Giardia varía de 5 a 12 días, en el perro la media es de 8

días. Cuando se inicia la enfermedad puede precederse de

eliminación de quistes uno a dos días6.

La prevalencia de Giardia es de alrededor del 10% en los

perros con buena asistencia, del 36 – 50% en los cachorros y

de hasta el 100% en los criaderos7.

1.1.2.4.5 Patogenia

Las diferencias apreciables en cuanto a virulencia de las

cepas de Giardia, así como su estado inmune y genético del

huésped determinan el resultado de la infección6.

Tras la ingesta oral de quistes, las secreciones gástrica y

duodenal inducen la liberación de trofozoítos22

.

Formas de patogenicidad:

Por un mecanismo traumático-irritativo, sobre las

células intestinales, esta ocasiona un acortamiento de

las microvellosidades intestinales y destrucción del





borde en cepillo de las células. Como consecuencia hay

alteraciones en la digestión y un cuadro general de

malabsorción.

Acción Expoliadora.- Sobre los principales elementos

nutricionales, tomando para su propio metabolismo

proteínas, hidratos de carbono, grasas del hospedador e

interfiriendo en el metabolismo de éste.

Acción Vectorial.- Ya que son capaces de transportar

en su interior otros agentes patógenos (virus, bacterias,

micoplasmas, hongos)9.

Las diferencias de virulencia entre las cepas de Giardia

pueden determinar el desarrollo de la signología clínica, que

puede ser potenciada por las respuestas inmunológicas frente

al microorganismo. El estado de inmunidad del huésped

puede condicionar el desarrollo o no de la signología clínica.

Los animales que viven en grupo presentan un mayor riesgo

de infección por Giardia22

.

1.1.2.4.6 Cuadro Clínico





La Giardia puede presentarse de dos formas:

Asintomáticamente.- No se observan signos clínicos y

los animales afectados actúan como reservorios.

De curso Agudo o Crónico.- Caracterizándose por

diarrea mucosa con abundante grasa que aparece al 4to

- 5to día post-infección, heces mal olientes, se alterna

con periodos de estreñimiento o heces normales.

Hay fiebre alcanzando hasta los 40 ˚C, anorexia, pérdida del

apetito, distensión y dolor abdominal, pelo sin brillo e hirsuto,

ojos hundidos, deshidratación en grado diverso, fatiga y

ocasionalmente muertes en los animales afectados9.

En general el cuadro se caracteriza por un proceso de

malabsorción con un importante retraso en el crecimiento. Es

frecuente la concomitancia con otros procesos de origen

bacteriano, viral o parasitario que enmascaran y agravan el

proceso. En el intestino se observa un fuerte proceso

inflamatorio de tipo mucoide, con acortamiento y destrucción

de las microvellosidades, infiltración con linfocitos,

macrófagos y eosinófilos. En la sangre se aprecian

hemoconcentración, linfocitosis y una ligera eosinofilia9.






Los síntomas clínicos no son patognomónicos por lo que hay

que recurrir al análisis coprológico16

.

Los trofozoítos de Giardia se observan en heces recién

recolectadas de perros y gatos o en moco duodenal obtenido

por endoscopia en perros. Para obtenerlos vivos, una

pequeña cantidad de muestra se mezcla con solución

isotónica y se revisa bajo amplificación mínima de 200 X, con

luz reducida6.

Para detectar quistes de Giardia por flotación fecal, se

prefiere el método de centrifugación con sulfato de zinc. La

solución acuosa de sulfato de zinc se prepara con gravedad

específica de 1.18 a 1.20 6.

La técnica de elección es la flotación en sulfato de zinc ya

que es la solución menos hipertónica y, por lo tanto, la que

menos distorsiona los frágiles quistes16

.

La mayoría de los animales que eliminan quistes en sus

deposiciones son asintomáticos, mientras que en las heces

de aquellos con diarrea suelen hallarse trofozoítos. Un frotis

fecal, en especial en pacientes sintomáticos, pueden revelar





trofozoítos, fácilmente identificables por su motilidad de

rotación errática y por su disco ventral cóncavo7.

Diversas pruebas basadas en la reacción antígeno-anticuerpo

han sido desarrolladas, la inmunoflorescencia indirecta (IFI),

las técnicas de ELISA aunque con estas los resultados son

muy dispares y puede existir reacción cruzada con otros

parásitos que asientan en el intestino9.


Otras causas de diarrea de intestino delgado aguda, diarreas

del intestino delgado crónicas, esteatorrea, enteropatías

perdedoras de proteínas, pérdida de peso y falta de

desarrollo, entre ellas la insuficiencia pancreática exocrina,

las infecciones gastrointestinales por helmintos y las

enfermedades intestinales inflamatorias22

.


Se debe tratar todos los animales en los que el análisis

coprológico sea positivo, independientemente presenten

síntomas o no16

.





Las opciones terapéuticas en perros comprenden:

Metronidazol, 15 – 25mg/kg VO (BID) durante 8 días.

Febendazol, 50mg/kg VO (SID) durante 3 -7 días.

Albendazol, 25mg/kg VO (BID) durante 2- 7 días.

Quinacrina, 9mg/kg VO (SID) durante 6 días; es

frecuente la irritación gastrointestinal.

Tinidazol, 44mg/kg VO (SID) durante 3 días.

Ipronidazol.- 126mg / l de agua VO ad libitum durante 7

días.

El tratamiento combinado con metronidazol y quinacrina

podría solucionar algunas infecciones resistentes. Dado que

la signología clínica de la Giardia puede ser intermitente y se

trata de una zoonosis, deben tratarse los animales con

infección subclínica22

.


El control de la giardiasis canina en perreras generalmente se

realiza eficazmente muestreando rutinariamente las heces y

tratando a los individuos que eliminan quistes. Cuando es

factible, el aislamiento y una rigurosa desinfección son una

buena alternativa. Los desinfectantes eficaces son el Lisol (2





– 5%), el Sterinol (1%) o el Hipoclorito sódico (1%) y los

compuestos de Amonio Cuaternario14

.

1.1.3 CLASE ESPOROZOARIA: ISOSPORA

1.1.3.1 Taxonomía

Phylum: Apicomplexa

Clase: Esporozoaria

Subclase: Coccidiasina

Orden: Eucoccidida

Suborden: Eimeriorina

Familia: Eimeriidae

Género: Isospora

Especies: canis

belli

felis

suis28

.

1.1.3.2 Morfología

Sus ooquistes son elipsoidales anchos y ligeramente ovoides,

de 32- 42 por 27 – 33um, sin micrópilo, gránulo polar ni





residuo, pero con una diminuta burbuja adherida al interior del

ooquiste en el extremo ensanchado. Sus esporoquistes

miden de 18 – 24 por 15 – 18 um18

.

FIGURA No 5. Ooquistes sin esporular y ooquiste

esporulado de Isospora spp.13

.

1.1.3.3 COCCIDIOSIS


Es la infección producida por un coccidio, Isospora spp. que

invade el aparato digestivo, especialmente las células del

epitelio de la mucosa del intestino delgado de todo vertebrado





y que desencadena un síndrome febril, diarrea aguda,

deshidratación. Es un parásito de distribución cosmopolita. La

infección se produce por fecalismo, es decir el hospedero

susceptible contrae la infección por la ingestión de ooquistes

eliminados al medio ambiente a través de las heces27

.

Cuando invaden la mucosa intestinal Isospora canis al perro e

Isospora felis al gato, provocan ruptura de las células

parasitadas, irritación y lesiones erosivas, lo que origina

diarrea24

.


Los miembros del género Isospora, los coccidios reconocidos

con más frecuencia como causantes de infecciones en perros

y gatos son especies específicas del huésped definitivo. Al

menos cuatro especies Isospora canis, Isospora oihensis,

Isospora burrowsi e Isospora neorivolta infectan a los perros y

dos Isospora felis e Isospora rivolta a los gatos7.

1.1.3.3.3 Ciclo Parasitario

Todos los coccidios tienen un ciclo asexual y uno sexual. En





algunos géneros como en Isospora, se encuentran en el

mismo huésped. En todos los coccidios, el oocisto representa

el ciclo biológico la fase resistente al ambiente y se excreta

en las heces del huésped definitivo6.

Después de exponerse al aire, temperaturas cálidas (20 a 37º

C) y humedad los oocistos esporulan y forman dos

esporocistos. Dentro de cada uno hay 4 esporozoitos23

.

Después que los perros o gatos ingieren oocistos

esporulados los esporozoítos salen del quiste en el lumen

intestinal e inician la formación de esquizontes o merontes.

Durante la esquizogonia o merogonia, el núcleo del

esporozoíto se divide en dos, tres o más núcleos, según el

parásito y fase del ciclo. Después de la división, cada núcleo

se rodea de citoplasma para formar un merozoíto. Los

merozoítos se liberan del esquizonte cuando la célula

huésped se rompe. La primera generación de merozoítos

repite el ciclo asexual y forma una segunda generación de

esquizontes o se transforma en gamontes masculinos (micro)

y femeninos (macro). El microgamonte se divide en muchos

pequeños microgamentos. Uno de ellos fertiliza a un

macrogamonte y se forma una pared del oocisto alrededor del





cigoto. El ciclo biológico se completa cuando los oocistos

esporulados se excretan en heces6.

FIGURA No 6. Ciclo parasitario de Isospora spp.

13.


La edad es un factor importante en su presentación, que es

más grave y dura más tiempo en los cachorros. Están

asociadas a estrés, enfermedades concomitantes,

desnutrición16

.

El ciclo vital de la Isospora, que afecta a perros y gatos es

similar al ciclo intestinal coccidiano básico, excepto porque

también puede ocurrir un ciclo asexual en el huésped

definitivo o intermedio. En la ingestión por parte de los

huéspedes definitivos o paraténicos (intermedios) apropiados,





los oocistos liberan los esporozoítos ante la presencia de

bilis, y los esporozoítos libres invaden el intestino. Algunos

esporozoítos penetran en la pared intestinal y entran en los

ganglios linfáticos mesentéricos u otros tejidos

extraintestinales, donde forman quistes unicelulares que

aumentan de tamaño. Si no hay replicación, el huésped se

denomina huésped paraténico en lugar de huésped

intermedio. Los quistes monozoicos de Isospora pueden

permanecer en los tejidos extraintestinales de los huéspedes

definitivos o paraténicos durante la vida de éste7.

En los perros y gatos, estos quistes pueden servir como focos

de reinfección intestinal y recidivas de coccidiosis entérica. La

ingestión de quistes monozoicos en los huéspedes

paraténicos produce infección en el huésped definitivo canino

o felino. El ciclo vital posterior a la infección de un huésped

paraténico es el mismo que el posterior a la ingestión de

oocistos esporulados en las heces7.

1.1.3.3.5 Patogenia

Cada esquizonte y cada gametocito destruyen su célula

hospedadora. La infección coccidiana asintomática pasa a





manifestarse como enfermedad (coccidiosis) cuando el

número de células destruidas supera la capacidad del

hospedador para regenerarla. Dado que el número de células

destruidas es determinado por el número de células invadidas

por los esporozoítos, la gravedad de la infección depende de

la tasa de ingestión de ooquistes y del estado inmunitario del

hospedador. En un cachorro sano la ingestión continua de un

número reducido de ooquistes da lugar a una infección

moderada que permite la producción de nuevos ooquistes

para beneficio del parásito y el desarrollo de inmunidad frente

a la reinfección para beneficio del hospedador7.

Por el contrario, la ingestión de un número de ooquistes

elevado en un periodo de tiempo breve puede provocar una

enteritis grave especialmente en individuos malnutridos,

enfermos o muy estresados. La edad es un importante factor

determinante de la gravedad y duración de la infección14

.

1.1.3.3.6 Cuadro Clínico

La diarrea con coccidiosis en animales inmunocompetentes

puede representar infecciones incidentales o concurrentes

con coccidios y otros agentes infecciosos, ya que la infección





coccidiana puede existir en ausencia de enfermedad clínica.

Las infecciones enzoóticas se encuentran con frecuencia en

guarderías felinas o perreras donde se reúnen animales. Los

signos clínicos son más evidentes en los neonatos7.

A nivel clínico, la diarrea grave se ha asociado con la

coccidiosis natural en perros y gatos inmunosuprimidos. El

principal signo atribuido a la coccidiosis en perros y gatos es

la diarrea con pérdida de peso y deshidratación y hemorragia

(aunque esta última es rara)7.

En los animales con afección grave se puede observar

anorexia, vómitos, depresión mental y por último la muerte.

Los perros y gatos muy inmunosuprimidos pueden presentar

etapas extraintestinales en los macrófagos de los ganglios

linfáticos con depleción linfocitaria o en otros tejidos no

intestinales. La coccidiosis intestinal puede manifestarse a

nivel clínico cuando los perros y gatos son transportados,

destetados o experimentan un cambio de dueño7.


La infección intestinal coccidiana en perros y gatos se





diagnostica por medio de la identificación de los oocistos con

cualquiera de los métodos de flotación fecal usados con

frecuencia para diagnosticar infecciones parasíticas. En los

perros, sólo Isospora canis puede identificarse con seguridad

por medio del tamaño y forma del oocisto7.

Aunque los oocistos de Isospora canis pasan sin formar

esporas en las heces frescas, para el momento en que se

realiza el examen fecal han esporulado parcialmente, los

oocistos esporulados en forma parcial contienen dos

esporocistos sin esporozoítos. Las especies de Isospora

pueden esporular dentro de las 8 horas de la excreción, estas

formas son muy infecciosas7.


Deben considerarse todas las causas de diarrea de intestino

delgado, grueso o mixta, entre ellas enfermedades

infecciosas por parvovirus o coronavirus, enfermedades

inflamatorias intestinales, enteropatías obstructivas y

helmintiasis digestivas22

.

1.1.3.3.9 Pronóstico





Con frecuencia favorable de 8 a 10 días20

.


Cuando las infecciones coccidianas persisten por periodos

extensos en animales mayores o cuando se asocian con

diarrea crónica, debe sospecharse una enfermedad

subyacente o inmunosupresión del huésped. El tratamiento

se indica a menudo en las perras y sus cachorros recién

nacidos debido a la gravedad de los signos clínicos a esta

edad7.

Opciones terapéuticas en perros:

Trimetoprim-sulfonamida, 15 mg/kg VO (BID-SID)

durante 5 días.

Sulfadimetoxina/ormetoprim (55mg/kg de

sulfadimetoxina y 11 mg/kg de ormetoprim) VO (SID)

durante 23 días.

Sulfadimetoxina, 50-60mg/kg VO en una dosis, luego

25 mg/kg VO (SID) durante 5-20 días.

Furazolidona, 4-10mg/kg VO (BID-SID) durante 5

días.





Amprolium, 200mg de dosis total VO (SID) durante 5

días22

.

Si la diarrea o la deshidratación son graves, se debe

considerar la fluidoterapia parenteral como medida de apoyo.

Cuando la hemorragia intestinal resulta en anemia, se puede

necesitar transfusión sanguínea7.


La coccidiosis tiende a ser un problema en los ambientes

antihigiénicos. La excreción fecal de grandes cantidades de

oocistos resistentes al ambiente hace más probable la

infección bajo estas condiciones. Los animales deben estar

alojados de manera que no permita la contaminación de los

recipientes de agua y comida por medio del suelo sembrado

de oocistos o de heces infectadas. Las heces deben ser

recogidas a diario e incineradas. Los oocistos sobreviven a

las temperaturas bajo cero. Los corrales, jaulas, utensilios de

comida y demás elementos deben desinfectarse por medio de

vapor o inmersión en agua hirviendo o con solución de

amonio al 10% 7.

1.2 METODO DE FLOTACION CON SULFATO DE ZINC





La flotación con Sulfato de Zinc es una técnica útil, para

recuperar quistes y ooquistes de protozoos y huevos de

helmintos, con excepción de los operculados y los de alta

densidad como el Toxocara canis1.

Cuando el examen directo de heces resulta negativo, se

puede recurrir a métodos de concentración que aumentan

probabilidad de un diagnóstico positivo.

1.2.1 Concentración por Flotación

El principio de este método consiste en usar líquido de más

alta densidad que los elementos buscados. Los elementos

menos densos flotarán a la superficie.

1.2.2 Control de calidad del método

Al probar un nuevo método en el laboratorio, es siempre

recomendable comparar la muestra con una ya conocida.

Para ello tener a mano muestras de heces positivas por

huevos de nematodos y/o quistes de protozoos y ejecutar el

método con controles positivos y pacientes.





1.2.3 Ventajas y Desventajas

La ventaja es que los elementos diagnósticos se recobran

libres de detritus, lo cual facilita y acelera el tiempo de

examinar la lámina.

Tiene la desventaja de que la densidad de la solución encoge

y deforma las larvas en poco tiempo.

1.2.4 Materiales para preparar la solución de Sulfato

de Zinc

Sulfato de zinc

(SO4Zn)

Agua Destilada

Papel filtro o gasas

Embudos

Guantes

Balanza

Vasos de precipitación

Varilla de vidrio

Soporte universal

Hidrómetro

Hornilla

Recipientes

Papel aluminio

Espátula

Probeta de 1,000 mL

capacidad

Erlen Meyer de

1,500mL capacidad

1.2.5 Preparación de la solución de Sulfato de zinc





Pesar 330 gramos de SO4Zn.

Colocar en Erlen Meyer.

Medir 700 mL de agua destilada.

Verter y disolver SO4Zn.

Calentar para facilitar la disolución del SO4Zn.

Cuando la sal de sulfato se ha diluido completamente,

adicionar 250-300mL de agua destilada y mezclar muy

bien.

El volumen total será de acuerdo a la densidad 1.180.

Verter solución de SO4Zn en un cilindro de 1,500mL.

Medir la densidad de la solución de SO4Zn.

El hidrómetro debe flotar libre, sin tocar las paredes del

cilindro.

La densidad debe leer 1.180.

1.2.5.1 Ajuste de densidad

Si la densidad es inferior a 1.180, agregar un poco más de

sulfato de zinc. Si la densidad resultó mayor a 1.180, agregar

un poco más de agua destilada, agregar más SO4Zn o más

agua según lectura. Medir de nuevo a la densidad deseada,

guardar en un frasco rotulado para evitar confusiones5.





1.2.6 Ejecución del método

Rotular vasos y tubos de ensayo con muestras.

1.2.6.1 Pasos del método

1. Filtrado y lavado de heces.

2. Flotación en sulfato de zinc.

3. Recuperación del flotante.

4. Observación al microscopio.

1.2.6.1.1 Filtrado y lavado de heces

Mezclar 2 g de heces aproximadamente, en un vaso de

plástico con 5 ml de agua destilada para el primer

lavado, esto se puede lograr mezclando en forma

manual con dos aplicadores.

Filtrar la suspensión de materia fecal a través de dos

capas de gasa y pasarla a un segundo vaso de plástico,

lavando con un pequeño volumen de agua.

Verter el filtrado en el tubo de ensayo.

Centrifugar a 2 500 rpm X 1 min.

Decantar el sobrenadante.





1.2.6.1.2 Flotación en sulfato de zinc

Agregar aproximadamente 3 ml de solución de sulfato de

zinc y volver a suspender con los aplicadores.

Llenar el tubo hasta 1 cm del borde.

volver a centrifugar a 2 500 rpm X 1 min.

Mientras centrifuga rotular porta-objetos.

1.2.6.1.3 Recuperación del flotante

Al completar el centrifugado abra la tapa de la centrífuga

con cuidado y sin tocar ni agitar los tubos.

Pipetear para recoger sobrenadante.

Colocar la muestra sobre los portaobjetos rotulado.

Agregar una gota de solución de Lugol para colorear

quistes de protozoos.

Cubrir con cubreobjetos.

1.2.6.1.4 Observación al microscopio

Se observan quistes y ooquistes de protozoos de

diferente tamaño.





Identificar bien su morfología, ya que con este método

se puede visualizar huevos de otros parásitos que

pueden ser objeto de confusión.

1.2.7 Desinfección

Descartar materiales utilizados en solución

desinfectante.

Lavado de manos cuantas veces sea necesario.

Descartar muestras de heces.

Desinfectar mesa de trabajo.

1.2.8 Puntos importantes

Realizar informe de resultados en el formulario de

laboratorio.

Asegurar densidad de solución de SO4Zn: 1.180 o 1.200.

Mezclar bien el sedimento con solución de SO4Zn.

No tocar tubos hasta terminar operación5.

1.2.9 Interpretación

Una vez observada la muestra al microscopio en la cual





identificaremos quistes y ooquistes por campo de los

protozoos en estudio, seguiremos el siguiente esquema para

determinar el grado de infestación parasitaria:

Una cruz (+) si el campo presenta de 1 a 2.

Dos cruces (++) si el campo presenta de 3 a 4.

Tres cruces (+++) cuando en campo presenta más de

5.

II MATERIALES Y METODOS

2.1 MATERIALES

2.1.1 Materiales de campo

Biológicos:

Caninos

Físicos

Mandil

Sonda rectal para

heces

Cajas de recolección

de heces

Guantes de examinación





Termo con material refrigerante

2.1.2 Materiales de laboratorio:

Biológicos:

Heces de caninos

Químicos:

Sulfato de zinc

Agua destilada

Lugol al 5%

Físicos:

Para la solución:

Balanza

Embudos

Espátula

Varilla de vidrio

Hornilla

Vasos de

precipitación

Probeta de 1,000

mL

Papel filtro

Soporte universal

Papel Aluminio

Hidrómetro

Recipientes

Matraz Erlen Meyer de

1,500mL





Para la técnica:

Sulfato de zinc

(SO4Zn) de

densidad 1.800

Agua destilada

Solución de Lugol al

5%

Microscopio

Mandil

Hojas de campo

Hojas de laboratorio

Guantes de

examinación

Vasos de plástico

Aplicadores

Coladores

Tubos de ensayo

Gradillas

Centrífuga

Pipeta

Portaobjetos

Cubreobjetos

Cinta masking

2.1.3 Materiales de Escritorio

Computadora

Impresora

Scanner

CDs

Cámara de fotos

Memory flash

Esferográficos

Hojas de papel bond





2.2 METODOS:

2.2.1 Manejo del experimento

2.2.1.1 Métodos de campo

a) Recolección de muestras:

Para la recolección de muestras se recomienda seguir el

siguiente protocolo:

Preparar los materiales que se van a utilizar.

Toma de datos en la hoja de campo.

Recolección de heces recién evacuadas.

En caso de que no presente la defecación, sujetar

al animal y tomar la muestra del recto.

b) Identificación de la muestra

La caja que va a contener la muestra debe tener una

etiqueta numerada para su fácil identificación, y a la vez

que concuerde con su respectiva hoja de campo, la misma





que poseerá los datos ampliados de las características

individuales de cada animal.

c) Envío de la muestra

Se la debe enviar lo más pronto posible al laboratorio en

termos con material refrigerante, para que llegue en

buenas condiciones, de no ser así se obtendrá resultados

falsos.

2.2.2 Area de estudio

a) Lugar

Esta investigación se realizará en las parroquias urbanas

pertenecientes al Cantón Cuenca, provincia del Azuay, de la

República del Ecuador.

b) Condiciones Topográficas

El cantón Cuenca ubicado al sur de Ecuador es uno de los 15

cantones que conforman la provincia del Azuay de la cual





Cuenca es su capital.

Latitud sur 2°52’ – 2°54’

Longitud oeste 78°59’ – 79°01’

Altitud 2.550 msnm

Temperatura

promedio 15°C

Pluviosidad

anual 700 a 1100 mm

Humedad

relativa 75%

Época

lluviosa(meses)

Febrero a mayo y de octubre a

noviembre

Época

seca(meses)

Junio a septiembre y con menor intensidad de diciembre a enero

Velocidad

media del

viento

4m/s entre abril y mayo y 5,5m/s en dos periodos: diciembre-enero

y julio-agosto

FUENTE: INAMHI (Instituto Nacional de Meteorología e

Hidrología). 2010

III RESULTADOS Y DISCUSION





3.1. Análisis Estadístico

En este capítulo se registraron los datos de la investigación,

del número de casos positivos y negativos en caninos

machos y hembras de diferente raza registrados con 3 rangos

de edad, con respecto al grado de infestación parasitaria:

baja, media y alta causada por Giardia canis. Ameba spp. y

Coccidia spp.

3.2. Métodos de evaluación y datos a tomarse

Las muestras de heces se tomaron de caninos de la Ciudad

de Cuenca, de ambos sexos, diferente raza y con 3 rangos de

edad, de una población de la ciudad de Cuenca de las

parroquias urbanas según el Censo Canino del 2008, emitido

por el Ministerio de Salud Pública. (Anexo 4)

3.3. Análisis de las muestras:

Las muestras recolectadas fueron analizadas en los

siguientes laboratorios:





Laboratorio de Parasitología de la Facultad de Ciencias

Agropecuarias de la Universidad de Cuenca.

Laboratorio de la Clínica Veterinaria CLINICAN.

3.4. Factores a estudiar

La prevalencia de protozoos (Giardia canis, Ameba spp. y

Coccidia spp.) en caninos de la ciudad de Cuenca mediante

centrifugación con la técnica de sulfato de zinc.

Determinar que protozoo entre (Giardia canis, Ameba spp. y

Coccidia spp.) es más común en caninos de la ciudad de

Cuenca, de acuerdo a edad, raza y sexo.

3.5. Procedimientos estadísticos

a) Población Universo: De acuerdo al plano del Ministerio

de Salud Pública se registra la división en 4 áreas de

salud de la ciudad de Cuenca, dentro de los cuales se

incluyen 14 parroquias urbanas, la población se estimó

en 111900 caninos.(Anexo 4)





b) Muestra: Se realizó un muestreo a la población del 1%

en lo que se obtuvo una muestra de 1120 caninos, que

fueron seleccionados al azar en un número de 80

muestras por cada una de las parroquias de las 4 áreas

del cantón Cuenca.

c) Muestreo: En esta investigación se aplicó el Muestreo

Aleatorio al Azar.

d) Análisis estadístico: Se realizó los siguientes análisis y

pruebas:

Medida de tendencia central y dispersión de datos.

Cuadros de frecuencias relativas (%).

Intervalo de confianza al 95%.

Prueba de X2 (Chi Cuadrado).

Prueba de Z.

Gráficos y figuras.

e) Simbología utilizada en el análisis estadístico:

R = Rango

S2 = Varianza





S = Desviación típica

IC = Intervalo de Confianza

= Media

∑ = Sumatoria

3.6 CUADROS Y GRÁFICOS ESTADÍSTICOS

Giardia canis

CUADRO N° 1. Promedio del grado de prevalencia de

Giardiasis en hembras, en las 4 áreas urbanas del cantón

Cuenca.

Giardia

N° Area + ++ +++ Negativo

Area 1 7 2 1 230

Area 2 2 1 0 157

Area 3 6 1 1 72

Area 4 2 1 0 77 ∑Xi 17 5 2 536

i 4,25 1,25 0,5 134

R 5,00 1,00 1,0 158

S2 6,92 0,25 0,3 5612,67

S 2,63 0,50 0,6 74,92





El Intervalo de Confianza al inferir a la Muestra al 95 % de

infestación de Giardiasis en hembras para las 4 áreas

investigadas se obtuvo los siguientes resultados para los

niveles de infestación: Baja (+) de 2,28 µ 6,22 con un =

4,25 con un 0,38% de casos con respecto a la muestra.

Media (++) de 0,71 µ 1,79 con una = 1,25 con 0,11% de

casos con respecto a la muestra. Alta (+++) de 0,18 µ 0,82

con una = 0,5 con un 0,04% de casos con respecto a la

muestra y Negativos de 72,94 µ 195,06 con una = 134

con un 11,96% de casos con respecto a la muestra.

IC al 95%

2,28 µ 6,22

0,71 µ 1,79

0,18 µ 0,82

72,94 µ 195,06






Giardiasis en machos en las 4 áreas urbanas del cantón

Cuenca.

Giardia


Area 1 7 3 0 230

Area 2 5 2 1 152

Area 3 6 0 1 73

Area 4 2 0 0 78

∑Xi 20 5 2 533

i 5 1,25 0,5 133,25

R 5 3 1 157 S

2 4,67 2,25 0,33 5464,92

S 2,16 1,5 0,58 73,93

IC al 95% 2,84 µ 7,16

0,49 µ 2,01

0,02 µ 0,98

72,63 µ 193,87


infestación de Giardiasis en machos para las 4 áreas


niveles de infestación: Baja (+) de 2,84 µ 7,16 con una =

5 con un 0,45% de casos con respecto a la muestra. Media

(++) de 0,49 µ 2,01 con una = 1,25 con 0,11% de casos

con respecto a la muestra. Alta (+++) de 0,02 µ 0,98 con una

. = 0,5 con un 0,04% de casos con respecto a la muestra y





Negativos de 72,63 µ 193,87 con una = 133,25 con un

11,90% de casos con respecto a la muestra.





CUADRO N° 3. Prueba de Chi Cuadrado de los casos

positivos de niveles (+), (++), (+++) y negativos de Giardia

canis en caninos machos y hembras de la ciudad de Cuenca.

Grado de infestación

Machos Hembras Total

oi ei oi ei

Positivos 27 25,5 24 25,5 51

Negativos 533 534,5 536 534,5 1069

Total 560 560 560 560 1120

El análisis de Chi Cuadrado de casos positivos y negativos de

Giardia canis en caninos machos y hembras en las 4 áreas

del cantón Cuenca se obtiene un valor de 0,21 que

comparado con los valores tabulares al 5 y 1% de

significación, resulta ser No significativo (NS) es decir que los

casos positivos y negativos se presentan por igual en machos

y hembras en los 3 niveles de prevalencia por lo que se debe

implementar medidas sanitarias por igual.

X² Cal. X² Tabular

0,21NS 0,05 0,01

3,84 6,63





CUADRO N° 4. Prueba de Chi Cuadrado del total de los

casos positivos y negativos de Giardia canis registrados en 3

rangos de edad en caninos machos y hembras de la ciudad

de Cuenca.

Grado de infestacion

Giardia

Total Edad en años

< 2 2 a 4 > 4

oi ei oi ei oi ei

Positivos 32 17,3 12 20,26 7 13,43 51

Negativos 348 362,7 433 424,74 288 281,57 1069 Total 380 380 445 445 295 295 1120


19,84 **

0,05 0,01

5,99 9,21

El análisis de Chi Cuadrado para determinar la prevalencia de

Giardia canis en las edades investigadas en las 4 áreas de la

ciudad de Cuenca se obtiene un valor calculado de 19,84 que

comparado con los valores tabulares al 5% y al 1% de

significación, resulta ser altamente significativo (**), por lo que

rechazamos la Ho y aceptamos la Ha de que los casos

positivos y negativos de Giardia canis se presentan de





diferente manera en los 3 rangos de edad en el cantón

Cuenca.





GRAFICO N° 3. Porcentajes totales de la muestra estudiada

en 3 rangos de edad en caninos machos y hembras con

Giardia canis y prevalencia (+) en las 4 áreas urbanas del

cantón Cuenca.



1,25

0,63

1,07

0,36

Area 1

Area 2

Area 3

Area 4

0,45

0,27

0,09 0,09

Area 1

Area 2

Area 3

Area 4





Giardia canis y prevalencia (++) en las 4 áreas urbanas del

cantón Cuenca.



Giardia canis y prevalencia (+++) en las 4 áreas urbanas del

cantón Cuenca.

0,09

0,09

0,18

0

Area 1

Area 2

Area 3

Area 4







Giardia canis de los casos negativos en las 4 áreas urbanas

del cantón Cuenca.

CUADRO N° 6. Prueba de Z de los casos positivos y

negativos de Giardia canis, en 3 rangos de edad en caninos

machos y hembras de las 4 áreas del cantón Cuenca.

41,07

27,59

12,95

13,84

Area 1

Area 2

Area 3

Area 4

N° Area

Giardia

+ ++ +++ Negativo

xi xi xi xi

Area 1 14 5 1 460

Area 2 7 3 1 309





Fórmula de la Prueba de Z

Positivo (+)

1. Encontrar el porcentaje de caninos machos y hembras

registrados en 3 rangos de edad, que estén con Giardia

canis y con una incidencia (+) mayor a 4.

Area 3 12 1 2 145

Area 4 4 1 0 155

Total 37 10 4 1069

9,25 2,50 1,0 267





GRAFICO N° 7. Porcentaje de la prueba de Z de Giardia

canis en 3 rangos de edad en caninos machos y hembras con

grado de infestación bajo.

El 84,38 % de los casos de los caninos de la ciudad de

Cuenca esta con una curva de incidencia (+) mayor a 4 o sea

8 casos que representa el 0,71 casos que no llega a 1.

Positivo (++)



canis y con una incidencia (++) mayor a 1.






canis, en 3 rangos de edad en caninos machos y hembras

con grado de infestación medio.


Cuenca esta con una curva de incidencia (++) mayor a 1 o

sea 3 casos que representa el 0,27 casos que no llega a 1.

Positivo (+++)



canis y con una incidencia (+++) mayor a 1.






canis, en 3 rangos de edad en caninos machos y hembras

con grado de infestación alto.

El 50 % de los casos de los caninos de la ciudad de Cuenca

esta con una curva de incidencia (+++) mayor a 1 o sea cero

casos.

Ameba spp.


Amebiasis en hembras en las 4 áreas urbanas del cantón

Cuenca.

Amebas


Area 1 23 4 0 213

Area 2 16 4 1 139

Area 3 10 4 3 62

Area 4 9 1 0 70 ∑Xi 58 13 4 484

i 14,5 3,25 1 121

R 14 3 3 151

S2 41,7 2,25 2 4956,67

S 6,45 1,50 1,41 70,40






infestación de Amebiasis en hembras para las 4 áreas



14,5 con un 1,29% de casos con respecto a la muestra.

Media (++) de 0,82 µ 4,68 con una = 3,25 con 0,29% de


con una = 1 con un 0,09 % de casos con respecto a la

muestra y Negativos de -55,40 µ 296,40 con una

. = 121 con un 10,80 % de casos con respecto a la muestra.

IC al 95%

8,20 µ 20,80

0,82 µ 4,68

0,30 µ 1,70

-55,40 µ 296,40






Amebiasis en machos en las 4 áreas urbanas del cantón

Cuenca.


infestación de Amebiasis en machos para las 4 áreas



13,5 con un 1,21 % de casos con respecto a la muestra.

Media (++) de 0,11 µ 8,39 con una = 4,25 con 0,42 % de


con una = 1,50 con un 0,13 % de casos con respecto a la

Amebas


Area 1 30 8 1 201

Area 2 10 3 1 146

Area 3 9 5 3 64

Area 4 5 1 1 73 ∑Xi 54 17 6 484

i 13,5 4,25 1,50 121

R 25 7,00 2,00 137

S2 125,67 8,92 1 4192,67

S 11,21 2,99 1 64,75

IC al 95% 0,47 µ 27,5

0,11 µ 8,39

0,07 µ 2,93

12,81 µ 229,19





muestra y Negativos de 12,81 µ 229,19 con una = 121

con un 10,80 % de casos con respecto a la muestra.






positivos de niveles (+), (++), (+++) y negativos de Ameba

spp. en caninos machos y hembras de la ciudad de Cuenca.



oi ei oi ei

Positivos 77 76,14 75 75,86 152

Negativos 484 484,86 484 483,14 968

Total 561 561 559 559 1120


0,03NS 0,05 0,01

3,84 6,63


Ameba spp. en caninos machos y hembras en las 4 áreas del

cantón Cuenca se obtiene un valor de 0,03 que comparado

con los valores tabulares al 5 y 1% de significación, resulta

ser No significativo (NS) es decir que los casos positivos y

negativos se presentan por igual en machos y hembras en los

3 niveles de prevalencia por lo que se debe implementar

medidas sanitarias por igual.






casos positivos y negativos de Ameba spp. registrados en 3


de Cuenca.


Amebas

Total Edad en años

< 2 2 a 4 > 4

oi ei oi ei oi ei

Positivos 66 51,57 63 60,39 23 40,04 152

Negativos 314 328,43 382 384,61 272 254,96 968

Total 380 380 445 445 295 295 1120


13,19** 0,05 0,01

5,99 9,21


Ameba spp. en las edades investigadas en las 4 áreas de la



significación, resulta ser altamente significativo (**), por lo que

rechazamos la Ho y aceptamos la Ha de que los casos

positivos y negativos de Ameba spp. se presentan de





diferente manera en los 3 rangos de edad en el cantón

Cuenca.







Ameba spp. y prevalencia (+) de las 4 áreas urbanas del

cantón Cuenca.

GRAFICO N° 13. Porcentajes totales de la muestra

4,73

2,32

1,70

1,25

Area 1

Area 2

Area 3

Area 4

1,07

0,63

0,80

0,18

Area 1

Area 2

Area 3

Area 4





estudiada en 3 rangos de edad en caninos machos y

hembras con Ameba spp. y prevalencia (++) de las 4 áreas

urbanas del cantón Cuenca.



hembras con Ameba spp. y prevalencia (+++) de las 4 áreas


0,09

0,18

0,54

0,09

Area 1

Area 2

Area 3

Area 4







hembras con Ameba spp. de los casos negativos de las 4

áreas urbanas del cantón Cuenca.


negativos de Ameba spp., registrados en 3 rangos de edad

en caninos machos y hembras de las 4 áreas del cantón

Cuenca.

N° Area

Amebas

+ ++ +++ Negativo

xi xi xi xi

Area 1 53 12 1 414

36,96

25,45

11,25

12,77

Area 1

Area 2

Area 3

Area 4





Area 2 26 7 2 285

Area 3 19 9 6 126

Area 4 14 2 1 143

Total 112 30 10 968

28 7,5 2,5 242

Positivo (+)


registrados en 3 rangos de edad que estén con Ameba

spp. y con una incidencia (+) mayor a 14.





GRAFICO N° 16. Porcentaje de la prueba de Z de Ameba

spp., en 3 rangos de edad en caninos machos y hembras con



Cuenca esta con una curva de incidencia (+) mayor a 14 o

sea 23 casos que representa el 2,05 casos.

Positivo (++)



spp y con una incidencia (++) mayor a 2.







grado de infestación medio.




Positivo (+++)



spp y con una incidencia (+++) mayor a 1.







grado de infestación alto.


Cuenca esta con una curva de incidencia (+++) mayor a 1 o


Coccidia spp.


Coccidiosis en hembras en las 4 áreas urbanas del cantón

Cuenca.

Coccidia


Area 1 20 7 4 209

Area 2 12 8 1 139

Area 3 9 3 1 67

Area 4 7 1 2 70

∑Xi 48 19 8 485

i 12 4,75 2 121,25

R 13 7 3 142 S

2 32,67 10,92 2 4528,25

S 3,30 3,30 1,41 67,29





IC al 95%

6,72 µ 17,28

2,46 µ 7,04

1,01 µ 2,99

66,11 µ 176,39


infestación de Coccidiosis en hembras para las 4 áreas




(++) de 2,46 µ 7,04 con una = 4,75 con 0,42 % de casos


. = 2 con un 0,18 % de casos con respecto a la muestra y


10,83 % de casos con respecto a la muestra.






Coccidiosis en machos en las 4 áreas urbanas del cantón

Cuenca.

Coccidia


Area 1 21 6 3 210

Area 2 6 2 0 152

Area 3 7 2 2 69

Area 4 6 3 0 71

∑Xi 40 13 5 502

i 10 3,25 1,25 125,5

R 15 4 3 141 S

2 54 3,58 2,25 4668,33

S 1,89 1,89 1,5 68,33

IC al 95% 5,07 µ 14,93

1,75 µ 4,75

0,49 µ 2,01

68,67 µ 182,33


infestación de Coccidiosis en machos para las 4 áreas




(++) de 1,75 µ 4,75 con una = 3,25 con 0,29% de casos


. = 1,25 con un 0,11% de casos con respecto a la muestra y






11,21% de casos con respecto a la muestra.






positivos de niveles (+), (++), (+++) y negativos de Coccidia

spp. en caninos machos y hembras de la ciudad de Cuenca.



oi ei oi ei

Positivos 58 66,5 75 66,5 133

Negativos 502 493,50 485 493,5 987

Total 560 560 560 560 1120


2,47 NS 0,05 0,01

3,84 6,63


Coccidia spp. en caninos machos y hembras en las 4 áreas

del cantón Cuenca se obtiene un valor de 2,47 que

comparado con los valores tabulares al 5 y 1% de

significación, resulta ser No significativo (NS) es decir que los

casos positivos y negativos se presentan por igual en machos

y hembras en los 3 niveles de prevalencia por lo que se debe

implementar medidas sanitarias por igual.






casos positivos y negativos de Coccidia spp. registrados en 3


de Cuenca.


Coccidia

Total Edad en años

< 2 2 a 4 > 4

oi ei oi Ei oi ei

Positivos 59 45,1 47 52,84 27 35,03 133

Negativos 321 334,9 398 392,16 268 259,97 987 Total 380 380 445 445 295 295 1120


7,66* 0,05 0,01

5,99 9,21


Coccidia spp. en las edades investigadas en las 4 áreas de la



significación, resulta ser significativo (*), por lo que

aceptamos la Ho al 1 % de que los casos positivos y

negativos de Coccidia spp. se presentan de igual manera en





los 3 rangos de edad y son diferentes al 5% en los caninos

del cantón Cuenca.







hembras con Coccidia spp. y prevalencia (+) en las 4 áreas




3,66

1,61

1,43

1,16

Area 1

Area 2

Area 3

Area 4

1,16

0,89

0,45

0,36

Area 1

Area 2

Area 3

Area 4





hembras con Coccidia spp. y prevalencia (++) en las 4 áreas




hembras con Coccidia spp. y prevalencia (+++) en las 4


0,63

0,09

0,27

0,18

Area 1

Area 2

Area 3

Area 4







hembras con Coccidia spp. de los casos negativos en las 4



negativos de Coccidia spp., en 3 rangos de edad en caninos

machos y hembras de las 4 áreas del cantón Cuenca.

N° Area

Coccidia

+ ++ +++ Negativo

xi xi xi xi

Area 1 41 13 7 419

37,41

25,98

12,14

12,59

Area 1

Area 2

Area 3

Area 4





Area 2 18 10 1 291

Area 3 16 5 3 136

Area 4 13 4 2 141

Total 88 32 13 987

22 8 3,25 246,75

Positivo (+)


registrados en 3 rangos de edad que estén con Coccidia

spp. y con una incidencia (+) mayor a 13.





GRAFICO N° 25. Porcentaje de la prueba de Z de Coccidia




Cuenca esta con una curva de incidencia (+) mayor a 13 o


Positivo (++)



spp. y con una incidencia (++) mayor a 4.







grado de infestación medio.




Positivo (+++)



spp y con una incidencia (+++) mayor a 1.







grado de infestación alto.


Cuenca esta con una curva de incidencia (+++) mayor a 1 o


IV CONCLUSIONES

De la investigación realizada conseguimos las siguientes

conclusiones:

Se determinó la prevalencia de protozoos (Giardia canis,

Ameba spp. y Coccidia spp.), mediante exámenes

coprológicos con el método de centrifugación utilizando

la técnica de sulfato de zinc, concluyendo que éstas

parasitosis se presentan por igual en caninos machos y

hembras.

Se comprobó que los protozoos (Giardia canis, Ameba

spp. y Coccidia spp.), de acuerdo a los tres rangos de





edad, se encuentran con mayor predisposición en

caninos de edades tempranas, menores a 2 años.

Se comprobó que estas parasitosis tienen mayor

presencia en las áreas más lejanas, debido a que los

caninos conviven con otras especies animales, y las

condiciones medioambientales favorecen su desarrollo

permitiendo el intercambio de formas parasitarias.

Según los datos estadísticos de esta investigación la

mayoría de caninos se encontraron con grados de

infestación bajos de esta manera consideramos que

éstos se encuentran con mejor nivel de vida.

Se establecieron los porcentajes según el grado de

infestacion para: Giardia canis: Baja con 3,45%, Media

con 1,25% y Alta con 0,37%. Ameba spp.: Baja con

11,58%, Media con 3,10% y Alta con 1,03%. Coccidia

spp.: Baja con 8,91%, Media con 3,25% y Alta con

1,31%.

V RECOMENDACIONES





En la presente investigación sugerimos las siguientes

recomendaciones:

Concientizar a los propietarios la importancia de los

exámenes coprológicos periódicos para prevenir la

difusión elevada de estas enfermedades protozoarias

y al mismo tiempo que no afecte su economía.

Por los resultados obtenidos en la investigación que

se encaminan a una prevalencia baja de estos

protozoos a nivel de la ciudad de Cuenca,

recomendamos a los propietarios de las mascotas

tener presente un calendario sanitario de

desparasitaciones, con el fin de evitar que estas

parasitosis alcancen niveles altos.

De igual manera recomendamos a los propietarios de

las mascotas visitar al Médico Veterinario

frecuentemente para que realice exámenes de heces

y las desparasitaciones periódicas con la finalidad de

mantener la salud del animal en perfecto estado.





Realizar constantemente limpiezas del ambiente en

el que habitan los caninos para mantener un nivel

bajo de estas parasitosis.

Realizar investigaciones en el campo parasitario en

otras especies domésticas ya que se trata de

enfermedades zoonósicas, permitiendo de esta

manera la transmisión a nuestras mascotas.

VIII BIBLIOGRAFÍA

1. ATIAS A. Dr. 1998. Parasitología Médica.

Mediterraneo. Chile. 119-128; 563- 564 p.

2. BELLIGOTTI V. M.V. 2008. Giardiasis por Giardia

lamblia. En línea. Consultado el 01/10/2010.

Disponible en:

<http://www.hagamosentretodos.bravehost.com/giardia

sis_por_giardia_lamblia_m.htm>

3. BERRUETA. URIBARREN T. DRA. 2010.

Departamento de Microbiología y Parasitología,

Facultad de Medicina, UNAM.. En línea. Consultado el

12/10/2011. Disponible en:

<http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/par

asitologia/entamobeosis.html>

http://www.hagamosentretodos.bravehost.com/giardiasis_por_giardia_lamblia_m.htm

http://www.hagamosentretodos.bravehost.com/giardiasis_por_giardia_lamblia_m.htm

http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/parasitologia/entamobeosis.html

http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/parasitologia/entamobeosis.html





4. BIRCHARD S. D.V.M., M.S., DIPLOMATE, A.C.V.S.;

SHERDING R. D.V.M., DIPLOMATE, A.C.V.I.M.; 1996.

Manual Clínico de Pequeños animales. Interamericana

Editores, S.A. México. vol 1-B: 829 p.

5. BOWMAN D. MS, P.H.D.; FOGARTY E.; 2003.

Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos. 1ª

ed. Nestlé Purina Pet Care Company. Argentina. 12 -

14 p.

6. CASTRO MENDOZA I.; AGUILAR BOBADILLA J.;

PÉREZ VILLANUEVA L.; 1996. Caninos y Felinos. 1ª

ed. E&G Diseño. México. Vol 2: 51 - 54 p.

7. CRAIG E. GREENE, DVM, MS, DACVIM. 2008.

Enfermedades infecciosas del perro y el gato. 3ª ed.

Inter- Médica S.A.I.C.I. Buenos Aires. Vol 2: 808 – 816,

851- 854 p.

8. CONTRERAS G. MEVEPA. 2004. Giardiasis. En línea.

Consultado el 02/10/2010. Disponible en:

<http://www.vet-

uy.com/articulos/artic_can/100/0054/can0054.htm>

9. CORDERO DEL CAMPILLO M.; ROJO VASQUEZ, F.;

SANCHEZ ACEDO M.; HERNANDEZ RODRIGUEZ

S.; NAVARRETE LOPEZ I.; et. al. 2002. Parasitología

Veterinaria. 3ª ed. Mc Graw- Hill- Interamericana de

España S.A.U. España. 620 - 623p.

http://www.vet-uy.com/articulos/artic_can/100/0054/can0054.htm

http://www.vet-uy.com/articulos/artic_can/100/0054/can0054.htm





10. DE LA ROSA M.; PRIETO PRIETO J. 2006.

Microbiología en Ciencias de la Salud 2ª ed. Graficas

Muriel S.A. España. 158-159 p.

11. DURÁN L. 2009. Las Amebas. En línea. Consultado el


<http://www.monografias.com/trabajos72/las-

amebas/las-amebas2.shtml>

12. FARRERAS VALENTI A. ROZMAN C. 2004. Medicina

Interna. Elsevier S.A. España. Vol. 2: 2407- 2411 p.

13. FOREYT W. PH. D. 2001. Veterinary Parasitology. 5ª

ed. Iowa State University Press, E.EU.U. 34 p.

14. GEORGI J., D.V.M., PH. D. 1994. Parasitología en

clínica canina. 1a

ed. Interamericana. México. 59-61,

72-85 p.

15. GOMES J.; CORTES J. A.; CUERVO S.; LOPEZ M.

2007. Amebiasis intestinal.. En línea. Consultado el


<http://www.revistainfectio.org/site/Portals/0/volumen11

_1/amebiasis2.pdf>

16. GUTIERREZ GALINDO F.; ORTUÑO ROMERO A.;

CASTELLÁ ESPUNY J.; et al. 2006. Parasitología

Clínica. Parasitosis digestiva del perro y del gato.

Multimedica Ediciones Veterinarias. España. 3 – 4 – 11

p.

http://www.monografias.com/trabajos72/las-amebas/las-amebas2.shtml

http://www.monografias.com/trabajos72/las-amebas/las-amebas2.shtml

http://www.revistainfectio.org/site/Portals/0/volumen11_1/amebiasis2.pdf

http://www.revistainfectio.org/site/Portals/0/volumen11_1/amebiasis2.pdf





17. KONEMAN E.; ALLEN S. 2006 Diagnóstico

Microbiológico Editorial Médica Panamericana. U.S.A.

127p

18. LEVINE N. 2003 Tratado de Parasitología Veterinaria.

Acribia. España. 37p.

19. MALASPINA E. Dr. 2004. Guárico. Historia de las

Amebas. En línea. Consultado el 29/09/2010.

Disponible en:

<http://historiadelamedicinaunerg.blogspot.com/2009/0

4/historia-de-las- amibas.html>

20. MORAILLON R.; FOURRIER p.; LEGEAY Y.;

LAPEIRE C. 1994. Diccionario Práctico de Terapéutica

Canina y Felina. 3ª ed. Masson S.A. España. 106 p.

21. ODDO B. D. Infecciones por amebas de vida libre.

2006. Pontificia Universidad Católica de Chile. En línea.

Consultado el 30/09/2010. Disponible en:

<http://www.scielo.cl/pdf/rci/v23n3/art02.pdf>

22. PATRICK TILLEY L. D.V.M.; SMITH F. (H) D.V.M.;

MACMURRAY A.; 1998. Consulta Veterinaria en 5

minutos Canina y Felina. Inter-Médica S.A.I.C.I.

Argentina. 103p.

http://historiadelamedicinaunerg.blogspot.com/2009/04/historia-de-las-%20amibas.html

http://historiadelamedicinaunerg.blogspot.com/2009/04/historia-de-las-%20amibas.html

http://www.scielo.cl/pdf/rci/v23n3/art02.pdf





23. RODRIGUEZ R.; COLO GALERA L. 2007. Técnicas

Diagnosticas en Parasitología. 2ª ed. Universidad

Autonoma de Yucatan. México. 120p.

24. ROMERO CABELLO R.; HERRERA BENAVENTE F.

2002. Síndrome diarreico infeccioso. Medica

panamericana S.A. México. 273, 285-286, 544 p.

25. SOULSBY J. L. 1982. Parasitología y Enfermedades

Parasitarias en los animales domésticos. 7ª ed. México:

Interamericana S.A. de C.V. México. 591 -596 p.

26. SUMANO H., OCAMPO L., CÁRDENAS P. 2004.

Manual de Farmacología Clínica para Pequeñas

Especies. Graphics. México. 218p.

27. SUAREZ M.; SANCHEZ T.; 2000-2004. Evaluación de

coccidiosis en caninos registrados en el laboratorio

clínico del Hospital Universitario de Veterinaria, en el

quinquenio. En línea. Consultado el 12/08/2011

Disponible en:

<http://www.fcv.uagrm.edu.bo/sistemabibliotecario/doc_

tesis/TESIS%20MIRIAN%20SUAREZ-20101109-

094033.pdf>

28. UNAM. Facultad de Medicina Autónoma de México

Parasitología En línea. Consultado el 27/09/2011.

Disponible en:

<http://www.fmvz.unam.mx/fmvz/licenciatura/Plan/3er%

20Semestre/ Parasitologia.pdf>

http://www.fcv.uagrm.edu.bo/sistemabibliotecario/doc_tesis/TESIS%20MIRIAN%20SUAREZ-20101109-094033.pdf



http://www.fmvz.unam.mx/fmvz/licenciatura/Plan/3er%20Semestre/%20Parasitologia.pdf

http://www.fmvz.unam.mx/fmvz/licenciatura/Plan/3er%20Semestre/%20Parasitologia.pdf





IX ANEXOS

Anexo N° 1

Cálculos de la Media aritmética, rango, varianza (S2),

desviación típica (S)e intervalo de confianza (IC) por el grado

de prevalencia de Giardiasis en hembras en las 4 áreas


Giardia


Area 1 7 2 1 230

Area 2 2 1 0 157

Area 3 6 1 1 72

Area 4 2 1 0 77

∑Xi 17 5 2 536

i 4,25 1,25 0,5 134

Rango (R) 5,00 1,00 1,0 158

Varianza (S2) 6,92 0,25 0,3 5612,67

Desviación típica (S)

2,63 0,50 0,6 74,92

Intervalo de Confianza (IC)

al 95%

2,28 µ

6,22

0,71 µ

1,79

0,18 µ

0,82

72,94 µ

195,06

Fórmula de la Media Aritmética





Positivo (+)

Fórmula del Rango

R= Valor máximo – Valor mínimo Positivo (+)

7-2 = 5

Fórmula de la varianza

Positivo (+)

Fórmula de la desviación típica

Positivo (+)





Fórmula de la Desviación típica de la media

Positivo (+)

Fórmula del Intervalo de Confianza

IC = ( - t 0,05 x S < µ > + + t 0,05 x S )

Positivo (+)

IC = 4,25 - (3,182 x 0,62) <µ> 4,25 + (3,182 x 0,62)

IC = 2,28 <µ > 6,22

Anexo N° 2

Cálculos del Chi cuadrado de los casos positivos de niveles

(+), (++), (+++) y negativos de Giardia canis en caninos

machos y hembras de la ciudad de Cuenca.







Oi Ei oi ei

Positivos 27 25,5 24 25,5 51

Negativos 533 534,5 536 534,5 1069

Total 560 560 560 560 1120

Formula de Chi Cuadrado (Xi2)

X2= [(oi – ei) – 0,5]

2+……………+ [(oi – ei) – 0,5]

2

ei ei X

2= [(27-25,5)-0,5]2+ [(24-25,5)-0,5]2+ [(533-534,5)-0,5]2 + [(536-534,5)-

0,5]2

25,5 25,5 534,5 534,5

X2= (0,04) + (0,16) + (0,01) + (0,002)

X2= 0,21

Grados de libertad (g.l.)

g.l. =(C-1) (H-1) (2-1)(2-1) 1*1 g.l. = 1


0,21NS 0,05 0,01

3,84 6,63





Anexo N° 3

Cálculos de la Prueba de Z del total de los casos positivos y

negativos de Giardia registrados en 3 rangos de edad en

caninos machos y hembras de la ciudad de Cuenca.

N° Area

Giardia

+ ++ +++ Negativo

xi xi xi xi

Area 1 14 5 1 460

Area 2 7 3 1 309

Area 3 12 1 2 145

Area 4 4 1 0 155

Total 37 10 4 1069

9,25 2,50 1,0 267

Fórmula de la Prueba de Z

Positivo (+)


registrados en 3 rangos de edad que estén con Giardia

canis y con una incidencia (+) mayor a 4.

Z = 4 - 9,25 = -1,01





5,2 Area entre 0 y - 1,01 = 0,3438

1/2 Curva = 0,5000 Area entre 0 y - 1,01 = + 0,3438

0,8438

0,8438 x 100 = 84,38% Número de casos del total de las muestras = 0,8438 * 9 = 7,6 = 8 casos Número de casos del total de la población = (100* 8)/1120 =

0,71 casos.

GRAFICO Nº 7. Porcentaje de la prueba de Z de Giardia

canis en 3 rangos de edad en machos y hembras con grado

de infestación bajo.






Cuenca esta con una curva de incidencia (+) mayor a 4 o sea

8 casos que representa el 0,71 casos que no llega a 1.

Anexo N° 4

AREAS Y SECTORES INVESTIGADOS

AREAS N° 1 N° 2 N° 3 N° 4

PUMAPUNGO

YANUNCAY

MIRAFLORES

TOMEBAMBA

MUESTRA 480 320 160 160

PARROQUIAS

Machangara

Yanuncay Bellavista Huayna Cápac

Totoracocha

San Sebastián El Vecino Monay

San Blas

El Batán

Cañaribamba

Sucre

El Sagrario

Gil Ramírez D.

Fuente: Ministerio de Salud Pública.2008

Mapa de la distribución de las parroquias urbanas del

cantón Cuenca

PARROQUIAS DE LA CIUDAD DE CUENCA





FUENTE: Ilustre Municipalidad de Cuenca. 2010

Anexo N° 5

FORMULARIO DE CAMPO

UNIVERSIDAD DE CUENCA FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS


N° DE

MUESTRA

Nombre del

propietario

Nombre del

paciente

Área o

Sector

Parroquia Raza del

paciente

Edad del

paciente

Sexo del

paciente





Anexo N° 6

FORMULARIO DE LABORATORIO

UNIVERSIDAD DE CUENCA FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS


N° DE

MUESTRA

Giardia Ameba Coccidia

POSITIVOS NEGATIVO

POSITIVOS NEGATIVO

POSITIVOS NEGATIVO

(+) (++) (+++) (+) (++) (+++) (+) (++) (+++)





Anexo N° 7

PREPARACIÓN DE LA MUESTRA

Paso 1

Preparación de la muestra con Agua Destilada y rotulación de los tubos





Paso 2

Primera centrifugación con agua destilada

Paso 3

Eliminación del sobrenadante y recuperación del

sedimento





Paso 4 Preparación de la muestra con Sulfato de zinc

Paso 5 Segunda centrifugación con SO4Zn

Paso 6





Preparación de las placas con una gota de Lugol

Paso 7

Observación al microscopio

Anexo N° 8

Protozoos observados en la investigación.





Quistes de Giardia canis

Quistes de Ameba spp.

Ooquiste sin esporular y ooquiste esporulado de Coccidia

spp.

(giardia canis, ameba spp. y coccidia spp. en caninos

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