manual practicas composición alimentos ing agroind univ san martin

Manual de Prácticas de Composición de los Alimentos Facultad de Ingeniería Agroindustrial

MANUAL DE PRÁCTICAS

COMPOSICIÓN DE LOS ALIMENTOS

Ing. Epifanio Martínez Mena

2010

Ing.Epifanio Martinez Mena Pagina 1 de

UNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN MARTIN

FACULTAD DE INGENIERIA AGROINDUSTRIAL

Departamento Académico de Ingeniería Agroindustrial


PRACTICA N° 01 CÁLCULO DE VALOR CALORICO

I. OBJETIVO

Dar a conocer a manera técnica de determinación de valor calórico en las dietas alimentarías utilizando el método simple de los componentes principales de alimentos.

APLICACIÓN

El método es aplicado a todos los alimentos.

II. PRINCIPIO

Todos los seres vivos están formados por átomos y moléculas que mediante procesos de transformación constituyen las células. Cuando nace nuevo ser o cuando esté crece, aparecen nuevas estructuras que no significan creación de la materia, sino incorporación de sustancias del medio ambiente llamados nutrientes que se convertirán en organismos celulares. Igualmente para la reparación y conservación de estructuras se requiere de estos nutrientes tanto como dadores de energía como también de materia prima.

Una célula sin energía no puede dividirse, moverse crecer, ni siquiera conservarse, y como es incapaz de generar energía, la debe recibir del exterior. Las autótrofos (seres que se alimentan por si mismos) Utilizan directamente la energía exterior como las plantas por el proceso de la fotosíntesis, (mediante está almacenan glucosa y almidón, sustancias aprovechadas por ellos mismos para su alimentación, o por otros seres, como el hombre y los animales, quienes liberan energía acumuladas, al romper los enlaces químicos, en reacciones principalmente de oxidación con perdida de electrones.

En cambio los heterótrofos tienen que tomarla de otros compuestos que constituyen sus alimentos tal como el hombre y los animales. El organismo requiere energía para mantener los procesos vitales normales y cubrir las demandas de la actividad y del crecimiento. La unidad de energía convencionalmente usada por los nutricionistas es la Kilocaloría (Kcal).

La ingesta energética se define como la suma de la energía metabolizable suministrada por el carbohidrato utilizable, la grasa, la proteína y el alcohol del alimento ingerido. El carbohidrato utilizable se define como la suma de glucosa, fructosa, sacarosa, maltosa, lactosa dextrinas y almidones de la dieta. Al calcular el valor energético de la dieta se ignora deliberadamente la contribución, si es que existen de otros carbohidratos, es decir, celulosa y de los ácidos orgánicos.



III. MATERIALES Y METODOS

- Balanzas de precisión- Diversos tipos de alimentos- Refractómetros- Hidrómetros- Materiales de vidrio (vasos de precipitación, probetas)- Cocina- Platos. Etc.

IV. PROCEDIMIENTO

- Pesar cada componente de la dieta alimentaría por separado- Buscar en la tabla de composición de alimentos el porcentaje de

carbohidratos, grasas y proteína que tiene cada alimento.- Hacer los cálculos de calorías utilizando los factores respectivos para cada

constituyente de 1 alimento (tabla N° 01)- Expresar los resultados de acuerdo a la cantidad del alimento consumido

durante el día.

Factores

La elección de los factores de conversión de la energía es objeto de investigación de cierta controversia. En general se utilizan los valores dados en la tabla 1 aunque existen diferencias mínimas entre diferentes países. El reino unido recomienda el factor el factor de conversión 3.75 Kcal/gr. Para el carbohidrato utilizable (expresado como monosacáridos). Otros países utilizan factores independientes para los sacáridos de almidón y los monosacáridos. En la práctica de la diferencia es insignificante.

Cálculo:

Si:Contenido de proteína (%) = PContenido de grasa (%) = GCarbohidrato utilizable (%) = C

Entonces:

Valor calórico:

Kcal/ 100 gr. = P x 4.0 (calorías de la proteína) + G x 9.0 (calorías de la grasa) + C x 3.75 (calorías de carbohidrato).Ó también :

Valor calórico

(Kjulios 100 gr) = P x 17 (Kjulios de la proteína ) G x 37 (Kjulios de la grasa) + C x 16 (Kjulios por carbohidratos).



NOTA:

1. El factor de conversión exacta es: 1Kcal = 4.184 x 103 kjulio = 4.184 kj.

2. Los valores dados en la tabla 1 son los propuestos por el U. K ministry of Agricultura, Fisheries and Food. Standards Comité (October 1,976)

TABLA N° 01

COMPONENTES Factor de Conversión

Kcal/gr

Factor de conversión (kilo

julios/gr)

Grasa

Proteína

Carbohidratos utilizable (expresados en monosacáridos)

Almidón

Sacarosa

Glucosa, fructosa

Alcohol

9.00

4.00

3.75

4.10

3.90

3.75

7.00

37

17

16

--

--

16

29



PRACTICA N° 02 DETERMINACION DE HUMEDAD Y MATERIA SECA

I. OBJETIVO

Conocer la cantidad de agua que poseen los alimentos y la materia seca del cual están constituidos.

II. FUNDAMENTO

El método mas generalizado para está determinación, se basa en la perdida de peso que sufre una muestra por calentamiento, hasta llegar a peso constante.


• Pesar un vaso o una petri vacía. Agregarlo 5 g. De alimento seco o 10 g de alimento fresco, colocarlos en una estufa a temperatura 105 – 110°C hasta peso constante. Este procedimiento se debe hacer por duplicado.

• Por la diferencia de peso se obtiene la humedad de la muestra y luego se lleva a porcentaje.

• La determinación de materia seca se hace por diferencia de peso inicial de muestra (100%) y el porcentaje de humedad hallada y de está forma se determina el porcentaje de materia seca.

IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Determinar el porcentaje de humedad y materia seca de los alimentos asignados.

a) % de humedadb) % de materia seca

Con los datos obtenidos, discuta comparándolos entre alimentos de origen animal y vegetal, frutas y verduras; legumbres secas y frescas; y frescas; productos lácteos; huevos; productos frescos harinas; etc.

V. CUESTIONARIO 5.1. Realizar una revisión de las tablas de composición de alimentos y haga

un listado de porcentaje de humedad de los alimentos asignados.


% materia seca = 100% - % % humedad


5.2. Con los datos obtenidos en el punto 5.1 determine el % de la materia seca de cada uno de los alimentos.

VI. BIBLIOGRAFIA

• Tabla de composición de los alimentos para uso de América latina INCAP-ICNND 1961

• Composición of food-Agricultural Roscarch Servicio United Status Departament of Agricultura, 1963.

• Composición de alimentos peruanos. Collazos (1998)



PRACTICA N° 03 ISOTERMAS DE ADSORCIÓN

I. OBJETIVO

La presente practica tiene como objeto, determinar Isotermas de absorción de algunos productos alimenticios a partir de las cuales se determinara sus características hidrofilitas, mediante la aplicación de la aplicación de B:E:T. Esta ecuación será aplicada a los datos obtenidos con el fin de determinar el valor. De la cobertura monomolecular en cada alimento y predecir la humedad mas adecuada de almacenamiento para lograr una máxima estabilidad.

II. FUNDAMENTO

Esta teoría esta basada en la hipótesis que presume que las mismas fuerzas que produce el fenómeno de condensación también producen la absorción multiplicadora lo que conduce a la ecuación de una línea recta asumiendo que todas las capas de agua, excepto a primera son adsorbidas con la misma fuerza. El fenómeno de adsorción refleja la capacidad hidrofilita de un substrato adsorbente. La adsorción se produce mientras existe una gradiente de presión de vapor entre el adsorberte y las soluciones saturadas. Al equilibrio el número de moléculas evaporadas de la superficie es igual al número de moléculas condensadas.

Ecuación de B: E: T:

A, 1 c -1-------------- = ----------------+ A--------------M (1 – A,) m c m c

AW = Humedad relativa de cada desecador

m1 = Valor de la cobertura monomolecular cuando los sitios hidrofilitos están cubiertos por una molécula de agua.

M = Humedad en base seca al equilibrio (corregido).

C = Constante energética relacionada al calor de adsorción de la primera capaDe agua




Materiales- Alimentos- Desecadores con soluciones saturadas- Cámara con temperatura regulable- Placas petri pequeñas.

TABLA 1

Soluciones SaturadasHumedad Relativa %

37°C 25°C1. Ácido Sulfúrico2. Cloruro de Litio3. Acetato de Potasio4. Cloruro de magnesio5. Bicromato de Na6. Nitrito de Sodio7. Cromato de Potasio8. Nitrato de Potasio9. Agua

0.011.020.432.050.362.484.093.0100.0

0.011.023.033.050.064.087.093.0100.0

3.2. MétodosPesar aproximadamente 2 gramos de muestra en cada placa, colocarlas en los desecadores y aplicar vació. Luego los desecadores son puestos en cámaras de temperatura constante de 37 ó 25°C. Después de 48 horas sacar las muestras y pesarlas.

CálculosDeterminar la humedad de equilibrio (m). Se determina conociendo la humedad inicial del alimento en base seca. La cantidad de agua perdida o ganada durante las 48 horas, este valor se le divide entre la cantidad de sólidos totales.


Cada estudiante presentará un informe con los datos y cálculos obtenidos. Los datos experimentales de cada prueba servirán para llevar los cuadros 1, 2 y 3.

Graficar el contenido de humedad Vs actividad de agua. De la curva obtenida, encontrar la humedad de equilibrio (M) para las siguientes actividades de agua: 0.1, 0.2, 0.4 y 0.6 (Aw). Para cada valor obtenido.



Determinar la siguiente función:

Donde:

M = Humedad de equilibrio correspondiente a una actividad de aguaAw = Actividad de agua.

Graficar estos valores en función de la actividad de agua. Analizar los gráficos obtenidos e interpretados encontrando la pendiente o intersección de la recta el valor de la cobertura monomolecular.

V. BIBLIOGRAFIA

1. Estudio de la relación humedad, actividad del agua en algunos alimentos.

Anales científicos. Vol. V. N° 3, 4 Lima – Perú pag. 191-205

2. La determinación de la cobertura monomolecular, como un método para evaluar calidad de proteína y bondad de procesamiento en pasta de semilla de algodón.Tesis: UNA – La Molina. Oviedo, 1969.


Aw

-----------------------------------------------------

M (1 – AW)


CUADRO 1 : DATOS PARA ISOTERMAS DE ADSORCIÓN

MUESTRA : HUMEDAD BASE HUMEDA (%)AGUA INICIAL (grs)

TEMPERATURA : MATERIA SECA (grs)

N° DE PLACA

PESO DE PLACA

PESO DE PLACA + 2 g (P1 )

SOLUCION SATURADA

H.R% AW PESO DE PLACA + MUESTRA

(DESPUES DE 48 hrs) (Pf )



CUADRO 2

AGUA ADSORVIDA(Pf – P1 ) grs.

AGUA TOTAL = (agua inicial + agua adsorvida)

grs.Aw AGUA total

M=---------------- m.s.

CUADRO N° 3

A'W M(m corregido)

A'wM ( 1 - A'W)

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8



PRACTICA N° 4 SISTEMAS COLOIDALES

I. OBJETIVO Observar las diferencias entre los sistemas coloidales importantes en alimentos; emulsiones, espumas y geles.

II. FUNDAMENTO

Un sistema coloidal esta constituido por dos partes o fases, se compone de finas partículas de una sustancia (la fase dispersa), distribuidas dentro de otras sustancias (o del medio de dispersión)

Las partículas de la fase dispersa son mayores que las partículas de una solución verdadera (Ejm. Una solución de azúcar), pero más pequeñas que las que se encuentran en una suspensión. Las fases pueden estar constituidas por sustancias sólidas, líquidos o gaseosas. Los sistemas coloidales en alimentos son: emulsiones, espumas y geles.

Las emulsiones son sistemas coloidales constituidos por líquidos, los cuales no se disuelven el uno con el otro. De los dos líquidos uno se encuentra disperso en pequeñas gotas dentro del otro.Si los dos líquidos, se juntan y se mezclan, al dejarlos en reposo se separan en dos capas, pero si se añade un emulgente, la emulsión será más estable y tardara mucho más tiempo en separarse en las 2 capas.

Las espumas son sistemas coloidales formadas por acumulaciones de un gas rodeados por un líquido o un solidó (Ejm. De espumas sólidas: merengues calentados y ejemplo de espumas líquidas batido de clara de huevo sin calentar).

El gas generalmente es aire. Una espuma de clara de huevo consiste en burbujas de aire rodeadas por una película de albúmina diluida.

El batido mecánico necesario para producir la espuma causa desnaturalización de parte de las albúminas, ayudando la albúmina desnaturalizada a reforzar y estabilizar la espuma.Los geles son sistemas coloidales formados por una malla tridimensional de largas moléculas mantenidas juntos mediante enlaces hidrogeno. Dentro de la malla queda atrapado en un gran volumen de líquido.


Producción de emulsiones: identificación de la clase de emulsiones.

El fundamento de está prueba es la siguiente:



El emulgente de la probeta 1 es el oleato sódico y el de probeta 2 es el oleato cálcico. El uno forma una emulsión ag/Ac. Y el otro una emulsión Ac/Ag. El color producido en la superficie de la emulsión por la mezcla de colorantes, Indica la clase de emulsión que se ha formado (AC/ Ag. ó Ag/Ac.). El azul de metileno es un colorante soluble en agua. El colorante se disuelve difícilmente en las gotas dispersas de la emulsión cuando se encuentran rodeadas por el emulgente. De esta manera el único colorante que puede teñir es el que se disuelve en la fase continua o medio de dispersión.

Materiales

- 2 probetas de 100 cm3 previstos de tapón- Aceite de cocina, leche, nata, margarina, mantequilla, mayonesa.- Agua destilada- Agua de cal- Hidróxido sódico- Acido Oleico- Pipetas de 20, y 5 cm.- 3 placas petri- Azul de metilo y Sudán III en proporción de 50/50 en polvo.- Espátula- Vidrio de reloj.

Procedimiento

a) Tomar 2 probetas de 100 cm3 provistos de tapón.

En la probeta 1 colocar 20 cm3 de aceite de cocina, 18 cm3 de agua destilada, 2 cm de hidróxido de sodio y 0.5 cm3 de acido oleico. En la probeta 2. Colocar 20 cm3 de aceite de cocina 20 cm3 de cal y 0.5 cm3 de acido oleico.

Agitar ambas probetas tapadas, vigorosamente, durante el mismo tiempo, verter el contenido de cada una en una placa petri, y espolvorear la superficie, haciendo uso de la espátula un poco de la mezcla de los colorantes azul de metileno y Sudán III. Observar el color de las emulsiones es aceite/agua y cual agua/aceite, en base de la coloración que tomen las fases continuas.

Estabilidad de la espuma de clara de huevo.

Determinar el tiempo óptimo de batido, lograr una mayor estabilidad de las espumas de clara de huevo. Está prueba se basa en utilizar la cantidad de goteo producida por la muestra de espuma, como una valoración de su estabilidad.

Un mayor volumen de goteo, es la prueba de una menor estabilidad de la espuma.



Materiales

- 6 vasos de precipitación de 150 cm3, cloruro sódico.- 6 huevos- Batidora.

Procedimiento

- Poner 6 muestras de clara de huevo de 25 gr. Dentro de pequeños vasos de precipitación

Muestra 1: Batir durante 2 minutos a la máxima velocidad y trasladar a un embudo.

- Repetir el paso anterior con cada una de las muestras restantes haciendo solo el tiempo de batido a 3,4,5,7 y 10 respectivamente.

- Dejar gotear durante 30 minutos y anotar el volumen de goteo producido por cada muestra trasladando el líquido liberado a una probeta de 10 cm y leer el nivel alcanzado.

Graficar, Volumen de goteo vs tiempo de batido para sacar resultados y determinar el menor tiempo de batido para conseguir una espuma mas estable.

Producción de un gel de almidón y afecto sobre la solidez del gel de distintas sustancias añadidas

Esta prueba se basa en que la presencia de algunas sustancias pueden tener influencias sobre la consistencia del gel. Así por ejemplo, el azúcar, reduce la consistencia del gel, ya que la misma compite con el almidón para retener el agua disponible y por lo tanto se limita el grado de hinchazón de los gránulos de almidón.

El ácido, reduce la consistencia del gel, ya que causa la fragmentación de los gránulos de almidón y los gránulos pequeños no forman un gel tan fácilmente como los gránulos grandes.Puede suceder también, que tenga lugar un cierto grado de hidrólisis de las moléculas del almidón.Materiales

- Tubos de ensayo - 2 moldes o vasitos pirex- Termómetro - Platos- Mecheros o cocinas - Almidón de maíz u otra fuente- Vasos de precipitación de 400cm3 - Azúcar- Baquetas - Solución de ácido cítrico 0.5M - Agujas de coser arpillera (o sea, 26 gr. De ácido cítrico en

250 cm3 de agua destilada)



Procedimiento:

• Poner 15 gr. De almidón en cada uno de los tres vasos de precipitación de 400 cm3.

Muestra 1:

Añadir 230 cm agua lentamente, haciendo una pasta de almidón y diluir entonces, para obtener una suspensión

Calentar sobre un mechero agitando constantemente no con fuerza hasta que la pasta alcance 95°C .Retirarla del calor o inmediatamente verterla dentro de 2 moldes y dejar enfriar.

Muestra 2:

Repetir el procedimiento de la muestra 1. pero añadiendo al almidón 50 gr de azúcar antes de la adición del agua.

Muestra 3:

Repetir el procedimiento de la muestra 1 pero sustituya el agua por 230 cm de una solución de ácido citrico 0.5 M. normalizar lo mas posible las condiciones bajo las cuales se tratan las tres muestras.Comparar la consistencia de los geles cuando las muestras están perfectamente frías, mediante examen visual, y comprobando la profundidad a que se hunde en el gel una aguja de coser arpillera colocada suavemente sobre la superficie. Verter los geles desde los moldes a un plato y compararnos y obtener resultados.

IV. RESULTADOS

Observar y anotar los cambios y fenómenos ocurridos en cada una de las pruebas que se han realizado en función del objetivo de cada una de ellas.

V. DISCUSIONES Y CONCLUSIONES

Los resultados obtenidos deben ser discutidos y resumidos en las conclusiones.

VI. CUESTIONARIO

VII. BIBLIOGRAFIA

- Braverman J.B. S. Introducción a la bioquímica de los alimentos- Biroh y col. Food Science.- Fox y Cameron. Food Science- Griswold. The equimental study of Foods.- Esperimental Work in food Science. J:R: Salfield.



PRACTICA N° 5: SOLUBILIDAD DE LAS PROTEINAS

I. OBJETIVO

Observar la solubilidad de diversas proteínas, siendo esta propiedad característica y definida en soluciones de concentraciones y pH determinados.

II. FUNDAMENTO

La solubilidad de las proteínas en distintos disolventes sirve como factor para su clasificación. Así las albúminas que pueden disolverse en agua; y en soluciones, las globulinas no son solubles en agua pero se disuelven en soluciones salinas diluidas; las glutelinas son solubles en ácidos o álcalis diluidos y las proláminas en soluciones de etanol.

Numerosos reactivos pueden precipitar las proteínas en dilución entre ellos los iones metálicos pesados como el plomo y el cobre; los reactivos “alcaloides” (precipitadotes de alcaloides) como los ácidos ferrocianhídricos, tánico y ácidos tricloroacético, sales diversas, etc.También pueden ser precipitados por la adición de ácidos.


Extracción de globulinas de tortas de soya o de tarhui, propiedades de la misma.

Materiales

- Torta de soya o torta de tarhui- Solución de cloruro de sodio al 10%- Solución acuosa saturada de acetato de plomo- Solución acuosa de ácido tricloroacético al 10%- Ácido clorhídrico concentrado- Solución saturada de sulfato de amonio (70 partes de sulfato de amonio: en

100 partes de agua en peso)- Ácido tánico al 5%- Sulfato de amonio cristalizado- Ácido acético 0.05N.

Procedimiento

La extracción de globulinas de la torta de soya se realiza agitando durante 30 minutos 10 gr. De torta en un erlenmeyer de 250 ml. Con 100 ml de solución al 10% de cloruro de sodio.

Para separar y eliminar los sólidos se somete la mezcla a la acción de una centrifuga durante 10 minutos. El líquido así obtenido se somete a los



siguientes ensayos. Anotándose en cada uno de los casos los diferentes cambios físicos que presenta la muestra problema.

a. Precipitación de la Globulina por dilución del extracto

A 5 ml. De extracto agregar 100 ml. De agua destilada.

b. Precipitación de las Proteínas por acción de Sales

A 5 ml. Del extracto agregarlo 5 ml. De solución saturada de sulfato de amonio.

c. Precipitación de las Proteínas por acción de iones metálicos

A 2 ml. De extracto agregar unas gotas de solución de acetato de plomo

d. Precipitación de las Proteínas por medio de reactivos

A 2 ml. De extracto agregar 4 ml. de solución al 10% de Ácido tricloroacético. Repetir la operación con 4 ml de ácido tánico al 5%.

e. Precipitación de las proteínas por medio de ácidos

A 2 ml. De extracto agregar 1ml. de ácido clorhídrico concentrado.

Proteínas del Huevo – Propiedades

Materiales:

• Huevo• Reactivos (Los mismos para 3.1)

Procedimientos

Romper un huevo con cuidado, separando la clara de la yema sin dañar esta última. Batir ligeramente la clara y diluir agregándole 4 partes de agua. Medir el pH Neutralizar la disolución agregándole ácido acético diluido 0.05N

Filtrar la dilución (con bomba de vació y papel whatman N°2) para separar el precipitado fino que aparece. Con el filtrado efectuar las siguientes operaciones.

a. Precipitación de las proteínas por saturación con sales

A 5 ml. De líquido agregar 1.5 gr de sulfato de amonio. Agitar enérgicamente hasta disolver la sal.

b. Repetir las mismas operaciones indicadas en los parámetros b. c. d y e anterior.



3.3 Solubilidad de las Proteínas de la Leche

Las proteínas de la leche contienen caseína, globulinas y albúminas: se la puede separar basándose en la diferencia de solubilidad de cada una de ellas.

Materiales

- Leche descremada o leche entera- Solución de acetato de sodio 0.1 N- Solución de ácido acético 0.1M- Solución saturada de sulfato de amonio- Cristales de sulfato de amonio- Ácido clorhídrico 0.2N- Hidróxido de sodio 2N.

Procedimiento

- A 50 ml. De leche son agregados 41 ml. De solución de ácido acético 0.1M y 9 ml. De acetato de sodio 0.1 N. Se mezcla bien. Se determina el pH. Se deja reposar por 5 min. Y se filtra bajo presión con bomba de vació (papel whatmann N°1) sobre el filtrado se hacen los siguientes experimentos.

a. A 10 ml. De filtrado se agregan 10 ml. De solución saturada de sulfato de amonio.Se mezcla y se deja reposar durante 5 minutos. Se centrífuga por 10 minutos a una velocidad de 5,000 rpm. Se colecta el filtrado y se agrega costales de sulfato de amonio en pequeñas cantidades, mezclando hasta llegar a saturación (8gr)

b. Se calienta 20 ml. Del filtrado en tubo de ensayo durante 10 minutos en baño de agua hirviente.

Se divide en dos porciones. A una se le agrega ácido clorhídrico y a la otra una base de hidróxido de sodio

IV. RESULTADOS

Observar y anotar las reacciones y fenómenos que ocurren en cada uno de los tubos que contienen las diferentes proteínas.

V. CUESTIONARIO

1. ¿Que entiende por solubilidad de las proteínas y que factores pueden afectarlas?

2. ¿Que fenómenos ocurrieron en los diferentes tubos de ensayo conteniendo la proteína de leche y huevo, cuando se le adicionaron los diferentes reactivos químicos.

3. Haga un listado de los alimentos que Ud. Ha consumido durante una semana ya sea en el cafetín de estudiantes o en su casa, separándolo por



días y por comidas: desayuno, almuerzo y comida, luego busque en la tabla de composición de alimentos el contenido de proteínas que aporta cada alimento.

4. ¿Qué cambios físicos y químicos sufrieron las proteínas de estos alimentos cuando fueron sometidos a cocimiento.

VI. BIBLIOGRAFIA

• Mayer L. H. (1960) Food Chemestry, Reinnold Pub. Cortp. N:Y.• Braverman (1995) Bioquímica de los Alimentos.• White.A..P. Handler and E.L. Smith (1963), Principios de

Bioquímica• Fruton, J.S., and S. Simonds (1986), Bioquímica General. John

Wiley anda Sona, Inc. N.Y.• Salfield. (1996) Manual de practices de ciencia de los alimentos.



PRACTICA N° 06 ACTIVIDAD ENZIMATICA

I. OBJETIVO

Observar y medir la actividad enzimática de las enzimas presentes en la levadura durante el proceso de fermentación en diferentes harinas de origen vegetal.Observar la inactivación de las enzimas presentes en algunos alimentos por el calor.

II. FUNDAMENTO

El proceso de fermentación es una consecuencia de las alteraciones producidas por la acción de las enzimas presentes en la levadura y en las harinas, abarcan procesos aeróbicos y anaeróbicos produciéndose en consecuencia alcohol y anhídrido carbónico.

La velocidad de la mayoría de las reacciones químicas depende mucho de la temperatura y no son excepción a esta regla las reacciones catalizadas por la enzima. Se ha demostrado que la disminución de la velocidad de la reacción a temperatura elevada se debe a una inactivación térmica de las enzimas.


Materiales

* Prueba de la Probeta

- Probeta graduada de 100 ml.- Baño maría a 26.5°C.- Harinas de origen vegetal: trigo, camote y quinua,etc.

• Inactivación de las enzimas presentes en la Papa. - Cocinas- Vasos de precipitación- Solución de guayacol 0.05%- Solución de peróxido de hidrógeno 0.05%

Procedimiento

a). Prueba de la Probeta

• Pesar 1 g. de levadura en 30 ml. De agua potable en un vaso de 250 ml añadir seguidamente una mezcla de 9 g. de harina de trigo 1g. de harina de otro origen.

• Mezclar rigurosamente con la ayuda de una baqueta. En seguida transferir a una probeta graduada de 100 ml.Observar el volumen inicial y llevar a incubar en un baño maría a 26.5 °C. Anotar el volumen de la suspensión a intervalos de 5 minutos. Comparando a



si la rapidez y acción de las levaduras. Conjuntamente llevar un control conteniendo harina de trigo.

• Registrar estos resultados y obtener la rapidez de las levaduras expresadas en el tiempo necesario para alcanzar el MÁXIMO. Así una levadura de acción enzimática mediana necesitará 90 minutos, dando un N° 90, mientras que una levadura rápida necesitará solo 75 minutos a la cual le corresponderá el N° 75. Esta variación en el tiempo también depende del tipo de harina o mezcla de ellas.

b). Inactividad de las enzimas presentes en algunos alimentos por el Calor

• Pelar una muestra de papa y/o otras muestras asignadas por el profesor, cortar en rodajas de 2 cm. De espesor. colocar en un recipiente con agua hirviente por el periodo de 0.5, 1, 1.5, 2.5 y 3.0 minutos; dejar una rodaja de testigo y realizar la prueba del guayacol c/u de las rodajas es decir añadirlo 1 ml. De guayacol al 0.05% y 1 ml. De peróxido de hidrógeno al 0.05% de tal forma de cubrir la superficie de la rodaja con las dos soluciones.

• Determinar el tiempo necesario para la inactivación de las enzimas presentes en las papas.

IV. RESULTADOS

• Determinar el tiempo necesario para encontrar el máximo desarrollo de la fermentación por acción de las enzimas de la harina y levadura.

• Graficar volumen ml Vs. Tiempo.• Determinar el tiempo necesario para la inactivación de las enzimas

presentes en las muestras de papa y otros.

V. BIBLIOGRAFIA

• Bennion E.R. (1967). Fabricación de Pan. Editorial ACRIBIA.• Braverman (1967). Introducción a la Bioquímica de los Alimentos.

Editorial Omega. Barcelona – España.• White Handler (1964), Principios de Bioquímica. Mc. Graw

Hillbook Company – New Cork.



PRACTICA N° 7: CARBOHIDRATOS: ALMIDON

I. OBJETIVO

Extraer el almidón presente en tubérculos y raíces y observar algunas de las características de estos polímeros.

II. FUNDAMENTO

El almidón es el mas importante de los polisacáridos y esta ampliamente difundido en la naturaleza como materia de reserva en casi todas las partes de los vegetales.

Es un polímero de glucosa formado por largas cadenas de almilosa así como de una estructura ramificada llamada amilopectina. El almidón se caracteriza por formar con las moléculas del yodo un complejo de color azul. El glicógeno con el yodo da un complejo de color rojo.

Al ser calentado en agua por encima de ciertas temperaturas forma una pasta viscosa, los gránulos aumentan de tamaño. Hasta que a cierta temperatura explotan y pierden como consecuencia su forma original llamándose a este fenómeno Gelatinización. Los diferentes almidones gelatizan a diferentes temperaturas.


3.1 Materiales

- Materia prima : Papa, camote, yuca y otros.- Almidón : Papa, camote, maíz, yuca,etc.- Licuadora y cuchillos- Tela filtrante- Vasos de precipitación de 500 ml.

3.2 Reactivos

• Ácidos clorhídrico concentrado• Solución del yodo 1%• Solución de almidón 2%• Alcohol 95%

3.3 Métodos

3.3.1. Obtención del Almidón

• Lavar, exhaustivamente 200 gr. De muestra, pelar, rallar o licuar.



• Agregar 200 ml. De agua a la muestra rallada y mezclarlo bien en un vaso de 500 ml.

• Exprimir la muestra rallada a través de una tela filtrante y recibir el filtrado en otro vaso de 500 ml.

• Esperar a que el almidón sedimente, para luego eliminar el sobrenadante cuidando no eliminar el almidón.

• Lavar las veces que sean necesarias hasta que el agua salga cristalina.

• Filtrar a través de un papel filtro y lavar el almidón con alcohol.

• Dejar secar a 30°C en una estufa durante 1 hora y pesar.

3.3.2. Reacción del Almidón con Yodo

• A soluciones de 2% de almidón y 2% de glucógeno agregar unas gotas de yodo.

• Observe el color que aparece

• Preparar 6 tubos de ensayo y agregarle 5 ml. De solución de almidón al 2%.

• Agregar a 5 de ellos, 2 ml de HCl concentrado y al sexto 1 ml. De agua.

• Colocar los tubos en un baño maria hirviente y retire los tubos en intervalo de 5 minutos.

• Enfrie con agua corriente.

• Agregarle 2 gotas de solución de yodo y observar el TONO e INTENSIDAD de color.

3.3.3. Determinación de la Gelatinización del Almidón

• Preparar 8 tubos de ensayo y añadir 10 ml. De la suspensión de 1% de almidón vegetal en agua.

• Poner los tubos en un baño maría a 45°C durante 5 minutos, extraer un tubo. Subir la temperatura a 50°C durante 5 min. Y extraer otro tubo. Así sucesivamente hasta 75°C.



• En los tubos extraídos examinar la suspensión del almidón en la forma siguiente:

• Filtrar a través de un papel N° 1

• Agregar al filtrado una gota de solución de yodo

• Anotar el color si es que se obtiene.


* Registrar los fenómenos que ocurren en cada una de las pruebas y discutir de acuerdo a datos de la literatura.

V. CUESTIONARIO

1. Escriba la estructura de los disacáridos más comunes en los alimentos: maltosa, lactosa y sacarosa.

2. Revise la tabla de composición de los alimentos y copie el contenido de carbohidratos de los alimentos considerados como altos en este compuesto.

3. Escriba la estructura del almidón: Amilasa y amilopectina

4. Rol de la pectina en la formación de geles.

5. Importancia de los almidones en la tecnología de alimentos.

VII. BIBLIOGRAFIA

Braverman J.B.S 1967.- Introducción a la Bioquímica de los alimentos.



PRACTICA N° 8 OXIDACIÓN DE LIPIDOS

I. OBJETIVO

Conocer y evaluar el efecto de algunos factores que puedan influir en la oxidación de los lípidos, así como comprar las oxidaciones de alimentos con alto y bajo contenido de ácidos grasos insaturados.

II. FUNDAMENTO

El enraciamiento se produce principalmente por oxidación de los ácidos grasos insaturados, aunque también intervienen desde triglicéridos simples hasta complejos fosfolipidos y liproproteicos.

Como la rancidez oxidativa altera el olor, sabor, las propiedades físicas y disminuye el valor nutritivo de los alimentos es necesario conocer sus mecanismos y factores que pueden influir en el curso y velocidad de la reacción. Entre estos tenemos aquellos que la aceleran como calor, luz (U.V), radiación ionizante (alfa, beta, gama), peróxidos, enzimas lipoxidasas, catalizadores inorgánicos, (fierro, cobre). Otros inhiben la reacción de oxidación tales como refrigeración, congelación empacado en ausencia de oxigeno, blanqueado. Antioxidantes, etc.


1. Materiales

- Muestras de lípidos- Estufa- Luz ultravioleta- Limadura de fierro o cobre- Antioxidantes- Material de vidrio necesario para la determinación del índice de yodo y

peroxido.

2. Acción del Calor

- Someter 2 muestras de lípidos:……………………………………….. a 40°C y temperatura ambiente por espacio de más o menos 8 horas.

Realizar el índice de peróxido s en las muestras que servirá de testigos.

2.1 Acción de la luz ultravioleta

Exponer una muestra de ……………………………….. a la luz ultravioleta durante más o menos 8 horas. Asimismo, colocar otra muestra (testigo) en la oscuridad durante el mismo tiempo.



2.2. Acción de catalizadores inorgánicos

Adicionar limaduras de fierro a una muestra de………………….…………………y dejarla a temperatura

ambiente durante m ás o menos 8 horas, asimismo colocar otra muestra (testigo) en la oscuridad durante el mismo tiempo.

Acción de antioxidantes

Adicionar un antioxidante (660 ppm)………………………………………….. a una muestra de…………………………………..……….. y dejarla a temperatura ambiente mas o menos 8 horas.Asimismo colocar otra muestra (testigo) en la oscuridad durante el mismo tiempo.


• Determinar el índice de peróxidos en cada una de las muestras• Evaluar y discutir los resultados encontrados en cada uno de los

experimentos. Correlacionándolo con la muestra testigo.

V. CUESTIONARIO

1.- Diga la importancia del estudio de la rancidez en los lípidos y que factores favorece su desarrollo.

2.- Que indica el índice de yodo y como varia este índice en los lípidos?

3.- Que factores afectan la autoxidación de los lípidos?

4.- Como ocurre la autoxidació?. Describa la secuencia de formación de peróxidos.

5.- Cuales son los ácidos grasos más predominantes de formación de peróxidos.

6.- Que indica el índice de peróxidos y como varia este índice en los lípidos?

7.- Que importancia tiene el empleo de antioxidante en la industria de los alimentos y como es que desempeñan su función?

8.- Cuales son los ácidos grasos más predominantes en los alimentos de origen vegetal?

9.- Que diferencias existen entre grasas y aceites.



Determinación del Índice de Peroxido

1.- Colocar 0.5 g. De muestra en un erlenmeyer de 250 ml.

25 ml. De una mezcla Ac. Acético : Cloroformo

15 ml : 10ml3 : 2

2.- Agitar el frasco

3. Añadir exactamente 1 ml. De una solución saturada de IK.

4.- Agitar y dejar reposar alternadamente por un minuto

5.- Añadir 100 ml. De agua destilada

6.- Titular con Tíosulfato 0.1 N en presencia de solución de almidón al 1% (4 a 5 ml)

7.- Hasta que el color azul desaparezca.

Valor peroxido = ml. Gasto x N. Tiosulfato x 1000Milieq / 1000 g. Grasa g. Muestra



PRACTICA N° 9 COLORANTES Y PIGMENTOS DE ALIMENTOS

I.- OBJETIVOS

Ailar y observar los colorantes y pigmentos presentes en algunos alimentos.

II.- FUNDAMENTO

Los alimentos tienen una naturaleza compleja. Por lo general o que hace difícil aislar colorante natural o sintético sea por disoluciones selectiva complicada por la presencia de otras sustancias solubles, formación de emulsiones, etc. O por otros métodos. De ahí que se hayan propuesto distintos métodos y aun se sigan buscando variantes para lograr un aislamiento más perfecto que facilite su anterior estudio, destinado a la identificación.

La técnica cada vez mas mejorada que hay en día ofrece excelentes resultados y medios de identificación es la cromatografía, complementando con la espectrofotometría.

III.- MATERIALES Y METODOS

3.1 a) Colorantes Alimentarios Sintéticos

Aislamiento de Colorantes alimentos puros por cromatografía de papel.Cada colorante alimentario sintético puede ser una sustancia simple o una mezcla de sustancias. Si son una mezcla de sustancias; por encontrarse en esa forma se pueden separar por cromatografía de papel. Las sustancias que componen una mezcla de colorantes se trasladarán en el solvente a velocidades diferentes, moviéndose de esta forma a través del papel y teniendo lugar así la separación.

Materiales y Reactivos

- Colorantes para helados del comercio- Caramelos coloreados- 1 vaso de precipitado- Papel de filtro 12.5 cm. De diámetro- Cápsula de evaporación- Tubo capilar (tubo de punto de fusión)- Pipeta cuenta gotas.



Solventes:

- Solución d cloruro sádico (aprox. Al 3%)- Solución de amoniaco (aprox. 0.35% 5 cc. De solución

de hidróxido amoniaco 2 M en 95 cm 3 de agua)- N- butanol

Procedimiento:

- Para obtener la solución colorante, colocar varios caramelos del mismo color en un vaso de precipitado pequeño y añadir suficiente agua para que los cubra. Agitar el vaso de precipitado hasta que se disuelva el colorante hidrosoluble y se obtendrá una pequeña cantidad de solución concentrada de colorante.

- Sacar del líquido los caramelos de colorados.- Sobre una cápsula de evaporación colocar el papel de

filtro. Colocar una pequeña mancha del colorante alimentario (0.25 cm. De diámetro) en el centro del papel de filtro para los cual se utilizara un tubo capilar. Tener cuidado de no deteriorar la superficie del papel. Si fuese necesario, para obtener una mancha de colorante intensa. Añadir 2 gotas mas de la solución del colorante.

- Dejarlo secar el papel después de cada adición- Mediante una pipeta cuentagotas. Dejar caer el solvente

sobre el centro de la mancha de colorante. Lentamente el solvente se ira trasladando a través del papel. Se seguiran añadiendo gotas del solvente hasta que el frente del mismo se encuentre aproximadamente a 1 m. Del borde el papel. Dejar secar el papel.

- Ensayar con cada solvente.

B).- Pigmentos Alimentarios Naturales:

- Se realizara el aislamiento de estos pigmentos en una hortaliza verde mediante cromatografía de papel.

Materiales y Reactivos

- Hortalizas verdes: espinaca, perejil, culantro, albahaca- Hortalizas rojas: beterraga, rabanito- Mortero- Acetona- Tubo de ensayo- Vaso de precipitación pequeño- Papel filtro- Cápsula de evaporación- Pipeta cuentagotas- Tubo capilar- Pipetas de 5 cc.



- Acido clorhídrico diluido- Vinagre o ácido acético diluido- Bicarbonato sódico en polvo- Hidróxido sódico.

Procedimiento:

- Poner alguna hortaliza verde en el interior de un mortero triturado previamente (cortado lo más posible, esta operación es importante).

- Cubrirla con acetona lo suficiente para obtener 3 cc. De un líquido verde intensamente coloreado. Decantar el extracto obtenido dentro de un tubo de ensayo.

- Colocar un papel de filtro sobre una capsula de evaporación y mediante un tubo capilar de punto de fusión se pone una gota del extracto verde sobre el centro del papel.

- Dejar secar la gota y añadir una segunda gota en el mismo sitio. Repetir este proceso 4 ó 5 veces hasta que se forme una mancha verde oscura.

- Llenar una pipeta cuentagotas con acetona y verterla gota

a gota en el centro del papel. El solvente se trasladara a través del papel de filtro arrastrando el extracto verde con el. Los distintos pigmentos se moverán a velocidades diferente separándose en bandas de distintas tonalidades.

- Una banda amarilla de xantofila en la parte exterior (un carotenoide) y en el interior una banda verde de clorofila. Puede verse también una débil banda amarilla en el interior es un caroteno .

C).- Antocianinas: Efectos en el pigmento del pH de la solución.

Procedimiento:

- Desmenuzar 25 gr. De una hortaliza roja y triturarla en un mortero, añadiendo agua poco a poco hasta un volumen aproximado de 25 cm3.

- Decantar la solución roja Tomar 5 tubos de ensayo y poner en cada uno 5 ml. Del extracto.

Tubo 1. Añadir gotas de ácido clorhídrico diluido y observar

Tubo 2. Añadir gotas de vinagre o ácido diluido y observar.

Tubo 3. Añadir gotas de agua y observar.

Tubo 4.Añadir un poco de polvo de bicarbonato sodico y



Observar.Tubo 5. Añadir gotas de solución de hidróxido sodico y

Observar.

En el tubo 3 añadir gotas de ácido y seguidamente gotas de álcali. Comprobar los cambios reversibles de coloración que se produce.


V. DISCUSION Y CONCLUSIONES

Los resultados obtenidos deben ser discutidos y resumidos en las conclusiones

VI. CUESTIONARIO



PRACTICA N° 10 ACCION ENZIMATICA DE LA ALFA – AMILASA

SOBRE EL ALMIDON

I. OBJETIVO

Observar y medir la actividad enzimática de la alfa-amilasa (de origen microbiano), presente en un extracto enzimático producido por el Bacillus subtilis; cuando es incubado con una solución de almidón.

II. FUNDAMENTO

La acción de la Alfa-Amilasa de origen animal, vegetal o microbiano, sobre el almidón, sigue un mecanismo endoenzimatico hidrolizando el enlace Alfa 1-4 de la amilasa y amilopectina, de esta forma se producen polisacáridos de mediano y bajo peso molecular, llamados dextrinas.

Durante el proceso de hidrólisis, se incrementa los finales reductores en el almidón, la cual se puede cuantificar mediante análisis de azúcares reductores (métodos volumétricos, espectrofotometricos, etc.)


a) Materiales.

*Reactivo de Frank Ross: Para un litro, diluir 7.145 grs.De 2-4 dinitrofenol, 100 grs, de sal de Rochelle, 2.5 grs de fenol, 230 ml de NaOH al 5% y agua destilada.

• Solución de almidón al 1%.• Enzima Alfa amilasa – Fúngica (0.5 gr. De enzima en 50 ml H2

O).• Baño maría en ebullición y a 37° C.• Tubos de ensayo • Espectrofotómetro, longitud de onda 600 nm.• Pipetas graduadas de 10 y 1 ml.

b). En tubos de ensayo se vierten 10 ml. De solución de almidón al 1%, se temperaturiza a 70°C (para la alfa – amilasa) y luego se inocula 0.1 ml. De solución enzimática (0.5 g de enzimas en 50 ml. De H2 O destilada). Se incuba en baño maria a 70°C por exactamente 5 minutos, transcurrido este tiempo se inactiva la enzima introduciendo los tubos en baño maria a ebullición; luego se enfría y se extrae una alícuota de 1 ml (en otro tubo de prueba), se le adiciona 6 ml del Reactivo de Frank Ross y se le somete a ebullición por 6 minutos, después se enfría rápidamente y se lee la absorbancia en un Espectrofotómetro a 600nm.Paralelo a este ensayo se corre una muestra sin adición de enzima (blanco).



IV. CALCULOS.(A –B) mg de glucosa

Actividad Enzimática = -------------------- = -------------------- 0 minuto

A = Azúcares reductores de la Reacción (mg)B = Azúcares reductores del Blanco (mg)0 = Tiempo (min).

Se establece una curva con glucosa (0.1 a 1 mg) para convertir las lecturas espectrofotométricas a cantidad de azúcares reductores liberado por el alfa amilasa bajo las condiciones de ensayo.Para efectos de cálculo, se debe determinar previamente la cantidad de azúcares reductores en el almidón.

V. RESULTADO

Determinar la cantidad de azúcares reductores (por minuto), producidos por el extracto enzimático bajo las condiciones del ensayo.

VI. BIBLIOGRAFIA

• Banks et al 1975. Starch and its ComponentsAberdeen University Press – Great Britain.

• Bruchman E. 1980 Bioquímica Técnica• Cheftel J 1976. Introducción a la Bioquímica y Tecnología de los

Alimentos. Editorial Acribia – España• Fennema. O.R. 1982. Introducción a la ciencia de los alimentos.

Editorial Acribia – España.• Sydney Colowick y Kaplan 1955. Methods in Enzymology.

Academic Press – New York.



PRACTICA N° 11: ACCION ENZIMATICA DE LAS PECTINASAS

EN PULPAS DE FRUTAS

I. OBJETIVO

Observar la acción enzimática de enzimas pectolíticas mediante la medición de la variación de la viscosidad de la pulpa en tratamiento.

II. FUNDAMENTO

Las enzimas pectolíticas hidrolizan los enlaces alfa – 1, 4 del ácido poligalacturónico (pectina) a unidades de menor peso molecular hasta llegar a la estructura básica del ácido galacturonico. Si estas actúa.

n sobre la pectina nativa insoluble denominada protopectina la llevará a pectina soluble incrementando la viscosidad de la pulpa.


3.1. Vasos Beaker de 100 ml. 250 ml (3) y (6)3.2. Probetas de 100 ml (2)3.3 Fiolas de 50 ml. 100 ml (6) y (3)3.4 Tubos de prueba (10)3.5 Viscosímetro3.6 Pipetas de 1 ml, 5 ml (micro pipeta en lo posible) (3) (3)3.7 Baño María

IV. PROCEDIMIENTO

4.1 Preparar las soluciones de enzimas pépticas a evaluar según se indique en la clase siguiendo las recomendaciones hechas por la firma productora de la (s) enzima (s).

4.2 Adicionar la enzima a la pulpa de fruta y dejar actuar por alrededor de 30, 45 y 60 minutos.

4.3 Leer la viscosidad de la pulpa a 30, 45 y 60 minutos.

4.4 La dosis enzimática será indicada en clase y se trabajará 2 dosificaciones por cada enzima.

4.5 Evaluar la viscosidad y determinar que enzima produjo el mayor descenso / incremento de la viscosidad. ¿Por qué?

4.6 Escribir el informe respectivo.



PRACTICA N° 12: DETERMINACIÓN DE AZÚCARES

REDUCTORES MEDIANTE EL METODO DE D.N.S.

I. INTRODUCCIÓN

Los hidratos de carbono se pueden definir como polihidroxialdehidos o polihidroxiacetonas y derivados de los mismos. El término azúcar se refiere y aplica a los hidratos de carbono más simple (monosacáridos y Oligosacáridos) que tienen un sabor más o menos dulce.

Todos los monosacáridos y algunos disacáridos (lactosa y maltosa) contiene un grupo aldehído o cetona libre. Por lo que actúan como agentes reductores. Las disoluciones de disacáridos no reductores, como la sacarosa, rinden monosacáridos por hidrólisis ácida o enzimática (2).

La glucosa y fructuosa son los azúcares reductores más importantes en bebidas, frutas y jugos de frutas. Estos azúcares reductores reaccionaran con el grupo amino libre de las proteínas dando como resultado productos marrones a través de la reacción de Mayllard. Se denominan también azúcares fermentesible.

Los niveles de glucosa y fructuosa en jugos de frutas están regulados por los denominados valores RSK de la República Federal de Alemania,- ahora Alemania – y el control de estos valores importantes para asegurar la calidad del jugo.

Así, existe una relación de glucosa a fructosa, que por ejemplo, en un jugo de uvas, mínimo 1,0; valores menores de 0.9 pueden ser originados por el inicio de una fermentación de jugo (1)Todos los métodos habituales antiguos de determinación química de hexosas y disacáridos, están basado en el hecho de que las disoluciones neutras de estos azúcares (con o sin previa hidrólisis ácida) reducen las disoluciones alcalinas de las sales de los metales pesados.

II. FUNDAMENTO:

El método del DNS utiliza el ácido 3,5 dinitrosalicilico y el tartrato de sodio potasio en hidróxido sódico como reactivo que reacciona con el grupo reductor formado un compuesto de color marrón cuya intensidad es proporcional a la cantidad de azúcares presentes.

Este método, calificado como un método espectrofotométrico, pues utiliza como determinación la lectura de la absorción o densidad óptica de la solución coloreada después de la reacción. Cumpliendo por lo tanto con la ley de Lambert y Beer.



III. OBJETIVOS

Determinar los azúcares reductores en nuestras de alimentos usando el método del D:N:S: Conocer el funcionamiento de las técnicas espectrofotométricas. En el análisis de los alimentos.

IV. PROCEDIMIENTO

4.1 Materiales• Reactivos

a) Reactivo D:N:S. • 0.5 de ácido 3,5 Dinitrosalicilico• 15.0 g de tartrato sodio potasio• 25.0 ml de agua destilada• 16. 0 ml de hidroxido de sodio al 10%.

Pesar los reactivos en un Beaker y disolver con agitación constante calentando. No hervir.Cuando los reactivos se han disuelto, enfriar y llevar a volumen en una fiola de 50 ml con agua destilada.

b). Solución de glucosa Stock (Solución madre)

• 1 g. de glucosa anhidra (ó 0.5 g glucosa anhidra.• 0.02% de azida de sodio• Llevar a volumen en fiola de 100 ml con agua

destilada. Almacenar en refrigeración.

c) Solución Estándar de Glucosa

Diluir 5 ml de la solución stock de glucosa en 100 ml (ó 10 ml de la solución stock en 100 ml) Esto dará una concentración de 0.5 mg/ml.

• Aparatos y Materiales de Vidrio

a) Baño de agua maría en ebullición (mechero de Bunsen/ olla)

b) Cronometroc) Baño de agua maría fríad) Tubos de prueba de 20 ml (30 tubos)e) Fiolas de 100 ml (16 fiolas)f) Fiolas de 50 mlg) Pipetas volumétricas de 1 ml y 2 ml (12

pipetas)h) Pipetas graduadas de 1.2…10ml (6 pipetas)i) Espectrofotómetro (540 nm)j) Gradillas de metal



4.2. Preparación de la Curva Estándar

a. Preparar la solución stock de glucosa, pesando exactamente 1 g de glucosa anhidra como se indica en 4.1.

b. Preparar soluciones a partir de esta, que den concentraciones de glucosa entre 0.1 – 1.5 mg/ml.Alícuotas de 1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,15 ml. Si la solución stock tiene 15 mg/ ml de glucosa, llevar cada solución a un volumen de 100 ml.

c. Tratar cada solución de glucosa como sigue:

• Colocar en el baño maría de agua hirviendo durante 10 minutos. Enfriar y adicionar 10 ml de A.D. a cada tubo y leer la absorbancia a 540 nm.

• Plantear la D.O. v.s mg glucosa/ml.• Graficar

4.2 Análisis de la Muestraa. La muestra a analizar deberá ser diluida usando agua destilada y

material de vidrio limpio y seco.b. Muestra es diluida para dar una concentración final de 0.3 – 0.5

mg/ml

TUBO 1 MUESTRA A ANALIZAR

TUBO2 GLUCOSA ESTANDAR

TUBO 3 BLANCO AGUA

MUESTRA DILUIDA

AGUA

SOLUCIÓN DE GLUCOSAD.N.S.

1 ml

1 ml

--

2 ml

--

--

2 ml

2ml

--

2ml

--

2ml

Cubrir los tubos con papel de aluminio, ponerlos a reaccionar en un baño de agua en ebullición por exactamente 10 minutos. Al cabo de los cuales son retirados y enfriados en un baño de agua fría, adicionar 10 ml de agua destilada a cada tubo.

Leer la absorvancia a 540 nm.


1 ml Solución de glucosa

1 ml De agua destilada

2 ml D.N.S


V. CALCULOS

5.1. A partir del gráfico estándarMg. Glucosa = Abs. Muestra x factor de dilución

Abs. Glucosa estándar

VI. BIBLIOGRAFIA

• German RSK- Values For Fruit Jueces – Confructa. Junuar- Februr I/84

• Hart – F.L; FISHER, H. J.: Análisis Moderno de los Alimentos. Ed. Acribia 1998

• D:N:S: Method (sin fuente) ex BIOCOM.• Belitz – Grosch. Food Chemistry. Ed Springer 1987



PRACTICA N° 13 DETERMINACION DE LAS FRACCIONES DE ALMIDON,

SACAROSA Y AZÚCARES REDUCTORES EN

PRODUCTOS VEGETALES

I. OBJETIVO

Determinar cuantitativamente el contenido de almidón, sacarosa y azúcares reductores de un producto vegetal fresco o procesado y establecer conclusiones acerca de su composición.

II. FUNDAMENTO

La mayoría de los hidratos de carbono presente en los alimentos, incluye fracciones importantes de almidón, azúcares fermentables y los celulósicos (pentosanas y fibra cruda).Los hidratos de carbono asimilables comprenden los azúcares sacrificables (almidón y dextrinas que provienen de aquel), los invertibles (sacarosa) y los reductores (glucosa y maltosa).Se cuantificará cada uno de ellas hasta azúcares reductores y valiéndose de la propiedad que tienen ellos de reducir algunos metales como el cobre en medio alcalino. Se utilizaran el método de Eyton Lane (Pearson 1981).

III. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. Reactivos

• Ácido clorhídrico. Densidad 1.10 y 1.25• Solución de Na (OH)• Solución Fehling A• Solución Fehling B• Solución de azul de metileno al 1%

3.2. Equipos y Materiales

• Bureta de 50 ml pinzada con un trozo de vidrio curvado• Mechero y trípode de malla de asbesto• Equipo de baño maría• Equipo de ebullición con reflujo• Termómetro• Balanza

3.3. Métodos

Partiendo de una muestra de salsa de ajo molido. Tomar 3 gr y diluir a 1 lt con agua destilada, homogenizar. Determinar el contenido de azúcares reductores mediante el método de Eyton y Lane (Pearson 1986). Para



ello se colocaran en un Erlenmeyer 5 ml de la solución de Fheling A y 5 ml de Fheling B luego añadir 10 ml de la disolución de ajo, con la cual previamente se enrasa una bureta de 50 ml: esta bureta tiene un tubo de vidrio curvado en la punta a fin de que no se deteriore durante una titulación en caliente.

Colocar el erlenmeyer en el fuego y esperar que llegue al punto de ebullición, adicionar 4 gotas de azul de metileno al % continuar titulando a razón de 1 ml/15 seg, hasta la desaparición completa del color azul (gasto A ml) conocido el gasto A, se realiza otra titulación de comprobación, para ello se prepara otro erlenmeyer con 10 ml de la mezcla de fheling y se añaden /A 1ml) de la solución de la muestra, se deja que hierva 2 minutos y se añaden 4 gotas de azul de metileno y se titula en caliente a razón de 0.25 ml cada 15 seg, hasta la desaparición completa de color azul.

Terminar la valoración dentro de los 3 minutos del comienzo de ebullición. Calcular la concentración de azúcares reductores mediante tablas. Ver Pearson (1986) (gasto A1 )

Para determinar los azúcares invertibles proceder de la siguiente manera: En un erlenmeyer de 300 ml colocar 200 ml de la solución y añadir 20 ml de HCl densidad 1.10, incubar a 70°C durante 15 minutos y enfriar. Luego neutralizar usando una disolución de hidróxido de sodio. Posteriormente diluir a 250 ml y luego determinar el contenido de azúcares reductores por el método de Eyton y Lane, obteniendo


manual practicas composición alimentos ing agroind univ san martin

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