penuntun praktikum fisiologi hewan (laboratory guide for animal physiology)
DESCRIPTION
This is our laboratory guide for undergraduate student in Biology programTRANSCRIPT
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 1
PENUNTUN PRAKTIKUM FISIOLOGI HEWAN
DISUSUN OLEH :
PUTRA SANTOSO, M.Si NIP. 198206262008121002
Dibiayai oleh Anggaran DIPA Nomor 0191 0/023-4.2/III/2009 pada tanggal 31 Desember 2009 Universitas Andalas sesuai surat perjanjian pelaksanaan Teaching
Grant Proyek PHK-I Universitas Andalas Tahun 2009
LABORATORIUM FISIOLOGI HEWAN JURUSAN BIOLOGI
FAKULTAS MATEMATIKA DAN ILMU PENGETAHUAN ALAM
UNIVERSITAS ANDALAS
PADANG
2009
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 2
KATA PENGANTAR
Puji syukur atas segala nikmat kesehatan, waktu dan kekuatan yang telah diberikan Allah
SWT sehingga penyusunan modul praktikum ini dapat diselesaikan sebagai mana
mestinya. Keberadaan modul praktikum ini ditujukan untuk meningkatkan efektivitas dan
efisiensi pelaksanaan praktikum dan untuk meningkatkan kemampuan penguasaan praktek
mahasiswa terhadap mata kuliah Fisiologi Hewan. Dalam tiap bab disajikan tujuan
praktikum, landasan teori dan petunjuk-petunjuk kerja secara detail dan pada tiap akhir bab
disertai dengan lembar kerja praktikum yang akan memudahkan mahasiswa dalam
mencatat dan menganalisis data yang diperolehnya dalam aktivitas laboratorium.
Rampungnya penyusunan modul praktikum ini tidak terlepas dari kontribusi sangat
berharga dari berbagai pihak baik material maupun moral. Oleh sebab itu, selayaknya kami
menghaturkan rasa terima kasih yang tinggi kepada Koordinator Proyek PHKI Tahun 2009
yang telah memberikan bantuan dana dalam kerangka Proyek Teaching Grant Tahun 2009,
Dekan FMIPA, Ketua Jurusan Biologi, dan segenap Tim PHKI Jurusan Biologi FMIPA
UNAND. Rasa terima kasih yang dalam juga kami haturkan kepada para staf pengajar
Biologi yang telah memberikan masukan baik berupa koreksi maupun kontribusi referensi
sehingga dapat mengoptimalkan isi dari modul ini. Terima kasih juga kepada segenap
pihak yang telah berperan dalam penyelesaian salah satu program proyek Teaching Grant
pada mata ajaran Fisiologi Hewan ini.
Kendati telah disusun sedemikian rupa dengan kontribusi optimal dari berbagai
pihak, kami tetap menyadari bahwa sangat mungkin dalam modul ini terdapat banyak
kekurangan-kekurangan yang mungkin tidak disengaja oleh kami. Oleh sebab itu, demi
pengoptimalan fungsi dan perbaikan-perbaikan yang bermanfaat, segala masukan yang
bersifat konstruktif sangat kami harapkan dari berbagai pihak. Akhirnya, kami berharap
semoga modul praktikum ini dapat dimanfaatkan sebaik-baiknya dalam rangka
menciptakan kompetensi keilmuan yang kompetitif dan handal.
Padang, Agustus 2009
Tim Penyusun
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 3
DAFTAR ISI
KATA PENGANTAR
DAFTAR ISI
TATA TERTIB PRAKTIKUM
I. EFISIENSI METABOLISME
II. LAJU RESPIRASI HEWAN
III. AKTIVITAS JANTUNG DAN ALIRAN DARAH
IV. STRUKTUR SEL DAN HEMOLISIS ERITROSIT
V. NILAI DARAH
VI. KOAGULASI DAN GOLONGAN DARAH
VII. ANALISIS URINE
VIII. TOLERANSI HEWAN TERHADAP SALINITAS
IX. KERJA OTOT RANGKA
DAFTAR PUSTAKA
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 4
TATA TERTIB PRAKTIKUM
1. Praktikan wajib hadir dengan tertib dan tepat waktu dengan toleransi keterlambatan
maksimal 10 menit 2. Praktikan yang berhalangan hadir karena sakit wajib menyertakan surat keterangan
dokter. Jika tanpa surat keterangan tersebut akan dianggap absen. 3. Jumlah kehadiran minimum 75%, jika < 75% tidak diperkenankan mengikuti UAS
praktikum. 4. Sebelum memasuki laboratorium, praktikan wajib mengenakan jas lab, sepatu. Tidak
diperkenankan memakai kaos oblong dan sandal. 5. Praktikan wajib membawa objek sesuai petunjuk modul dan asisten dan
menyerahkannya sebelum praktikum dimulai. Jika tidak membawa objek, tidak diperkenankan mengikuti praktikum dan akan dianggap absen dan pelanggaran berat.
6. Praktikan harus memahami instruksi modul dan asisten dalam pelaksanaan prosedur kerja praktikum, bekerja dengan tertib dan tidak diperkenankan melakukan aktivitas praktikum di luar prosedur yang telah ditentukan.
7. Praktikan harus berhati-hati ketika menggunakan benda tajam (pisau, jarum, kaca dll) yang dipakai dalam praktikum.
8. Praktikan harus berhati-hati dalam berinteraksi dengan hewan percobaan karena beberapa hewan dapat berbahaya (menggigit/menyengat/mencakar), perhatikan petunjuk yang benar dalam memperlakukan hewan percobaan dan usahakan mengenakan sarung tangan serta masker.
9. Beberapa zat dapat menyebabkan iritasi ringan hingga berat (ex. HCl), atau bersifat toksik berat (ex. formalin, eter, kloroform, Hg dalam hayem), mudah terbakar (ex. etanol), dan sumber penyakit (ex. darah, urine) sehingga harus menggunakan sarung tangan, masker serta pelindung untuk keselamatan lainnya yang sesuai.
10. Hati-hati dalam menggunakan instrumen-instrumen elektronik termasuk sentrifus, mikroskop dll yang dapat menyebabkan kebocoran arus (setrum) atau kerusakan alat atau bahkan ledakan. Perhatikan petunjuk pemakaian yang benar.
11. Segala kerusakan instrumen yang dipakai karena kesalahan praktikan akan menjadi tanggung jawab praktikan dalam perbaikan atau penggantiannya.
12. Praktikan wajib mencatat seluruh data hasil praktikum yang dilaksanakan dalam buku kerja individu dan harus menyerahkan data lengkap di buku kerja kelompok kepada asisten penanggung jawab praktikum, menyusun dan menyerahkan laporan akhir praktikum pada praktikum selanjutnya sesuai format yang berlaku.
13. Praktikan harus membersihkan seluruh alat/bahan praktikum yang dipakai dan memeriksa kelengkapan alat/bahan yang ada untuk kemudian dicocokan dengan list alat dan bahan yang telah disediakan pada baki objek. Mintalah paraf asisten setelah dilakukan pengecekan secara benar.
14. Praktikan wajib menjaga kebersihan laboratorium, membuang sampah pada kotak yang telah disediakan dan harus melaksanakan tugas piket laboratorium sesuai jadwal yang telah ditentukan.
15. Setiap pelanggaran terhadap tata tertib praktikum akan dicatat dalam berita acara praktikum dan akan diberikan sanksi sesuai kesepakatan dosen dan asisten.
16. Praktikan akan dinilai secara komprehensif dari aspek kognitif (kecakapan berfikir dan teoritis), afektif (sikap dan moral), dan psikomotor (keterampilan penguasaan teknis dan operasional kerja praktikum) termasuk keaktifan dalam kerja praktikum dan diskusi.
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 5
SKEDUL KEGIATAN DAN OBJEK PRAKTIKUM
Minggu ke- Materi Praktikum/Kegiatan
1 Asistensi Praktikum 2 Praktikum paralel 1 3 Praktikum paralel 2 4 Praktikum paralel 3 5 Praktikum paralel 4 6 Praktikum paralel 5 7 Praktikum paralel 6 8 Praktikum paralel 7 9 Praktikum paralel 8 10 Praktikum paralel 9 11 Presentasi Kelompok dan Diskusi 12 UAS Praktikum
MATRIKS OBJEK PRAKTIKUM PER KELOMPOK
Kelompok Objek Praktikum Ke-
1 2 3 4 5 6 7 8 9 1 I II III IV V VI VII VIII IX 2 II III IV V VI VII VIII IX I 3 III IV V VI VII VIII IX I II 4 IV V VI VII VIII IX I II III 5 V VI VII VIII IX I II III IV 6 VI VII VIII IX I II III IV V 7 VII VIII IX I II III IV V VI 8 VIII IX I II III IV V VI VII 9 IX I II III IV V VI VII VIII
Catatan : Spesies-spesies hewan dari objek praktikum tertentu yang harus dibawa per kelompok harus disesuaikan dengan petunjuk asisten.
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 6
1. EFISIENSI METABOLISME
A. Tujuan Praktikum
a. Untuk memahami metode penentuan efisiensi metabolisme hewan secara gravimetri
b. Untuk mengukur tingkat efisiensi metabolisme hewan invertebrata dan vertebrata
dengan berbagai variasi faktor eksternal
B. Landasan Teori
Metabolisme merupakan proses fisiologis yang melibatkan keseluruhan reaksi biokimia
dalam rangka menyusun (anabolisme) atau menguraikan (katabolisme) berbagai substansi
kimiawi yang ada di dalam tubuh seperti glukosa, lipid, protein, hormon, dan berbagai
substansi lainnya. Masing-masing spesies hewan memiliki laju metabolisme dan tingkat
efisiensi metabolisme yang berbeda sesuai dengan kondisi lingkungan, umur, jenis
makanan, dan faktor genetik dari hewan tersebut. Metabolisme diperlukan untuk
memproduksi energi, membentuk struktur atau meregenerasi struktur tubuh yang rusak,
reproduksi serta menyokong keseimbangan homeostasis fisiologis tubuh.
Metode gravimetri merupakan metode yang paling sederhana untuk mengestimasi
tingkat efisiensi metabolisme hewan. Penghitungan efisiensi dilakukan dengan
menentukan perkiraan persentase makanan yang diabsorbsi oleh hewan dari sejumlah
makanan yang dikonsumsinya. Hal ini biasanya sangat tergantung kepada jenis makanan,
berat badan individu, jenis kelamin, umur dan kondisi lingkungan. Efisiensi metabolisme
juga dapat diperkirakan dengan memperhatikan perubahan berat badan hewan.
Pertambahan berat badan idealnya merupakan manifestasi dari hasil pertambahan massa
komponen fisiologis hewan sebagai akibat dari proses metabolisme.
Praktikum 1. Efisiensi Metabolisme Pada Mencit (Mus musculus)
Alat & Bahan
Kandang mencit, timbangan, kantong plastik, sendok kecil, gelas ukur, sarung tangan,
masker, alat tulis, mencit putih jantan 4 ekor yang telah dipuasakan selama 2 hari, pakan
ternak, beras, dan air.
Prosedur Kerja
Sediakan 2 unit kandang mencit (A dan B) yang bersih dan lengkap dengan wadah
makanan dan minuman. Letakkan bahan makanan berupa pakan ternak pada kandang A
dan beras pada kandang B masing-masing 120 gram per kandang dan air secukupnya
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 7
dalam botol minuman. Selanjutnya timbang berat masing-masing mencit percobaan dan
catat sebagai berat awal (B0). Masukkan dua ekor mencit per kandang dan tempatkan pada
posisi yang aman dengan memperhatikan pencahayaan selama 6 hari. Setiap dua hari
lakukan penimbangan berat badan mencit, berat pakan yang tersisah dan berat fesesnya.
Selain itu juga diukur suhu kandang pada tiap pengamatan. Data dicatat pada tabel
pengamatan dan lakukan penghitungan efisiensi metabolisme mencit untuk dua perlakuan
yang berbeda (jenis pakan). Efisiensi metabolisme dapat dihitung dengan menentukan
persentase pakan yang diabsorbsi oleh mencit pada pencernaannya dari total pakan yang
dikonsumsi.
Dimana EM : efisiensi metabolisme (%)
BPk : Berat pakan yang dikonsumsi (g)
BF : Berat feses (g)
Sajikan data hasil analisis dalam bentuk grafik yang meliputi nilai EM dari awal hingga
akhir pengamatan dan grafik perubahan berat badan rata-rata mencit per perlakuan.
Praktikum 2. Efisiensi Metabolisme Pada Cacing Tanah (Pheretima sp.)
Alat & Bahan
Ember plastik kecil 4 buah, timbangan, kantong plastik, pinset, sarung tangan, alat tulis,
cacing tanah 40 ekor dengan ukuran relatif sama, tanah lempung (merah), tanah kebun,
pasir, tanah kandang.
Prosedur Kerja
Susun ember plastik dan beri label A, B, C, dan D. Selanjutnya isi ember dengan jenis
tanah atau media yang berbeda. Sediahkan cacing tanah masing-masing 10 ekor untuk satu
ember dan lakukan penimbangan terlebih dahulu terhadap berat total dari masing-masing
kelompok cacing tersebut (dicatat sebagai berat awal atau Bs). Masukkan cacing ke dalam
ember yang berbeda lalu letakkan di tempat yang gelap dan lembab selama 6 hari dan ukur
suhu tanah/medium tiap dua hari. Setelah akhir pengamatan, lakukan pembongkaran tanah
di dalam ember dan ambil kembali cacing yang ada di dalamnya. Catat jumlah cacing yang
hidup, cacing yang mati, dan timbang berat cacing yang masih hidup (dicatat sebagai berat
akhir atau Bf). Lakukan analisis data dengan menghitung persentase cacing yang bertahan
hidup dan mati dan persentase perubahan berat total dari cacing yang masih hidup tersebut
EM (%) = BPk – BF x 100% BPk
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 8
pada masing-masing perlakuan (jenis media). Sajikan data hasil pengamatan dalam bentuk
grafik yang representatif.
Lembar Kerja Praktikum :
1. Data Pengukuran Efisiensi Metabolisme Pada Mencit
No. Parameter Nilai Klp.A Klp. B
1. Bm 0 rata-rata (g) 2. Bm 1 rata-rata (g) 3. Bm 2 rata-rata (g) 4. BP 0 (g) 5. BP 1 (g) 6. BP 2 (g) 7. BPk 1 (g) 8. BPk 2 (g) 9. BF 1 (g) 10. BF 2 (g) 11. EF 1 (%) 12. EF 2 (%)
Ket : Bm (Berat mencit), BP (Berat Pakan), BPk (Berat pakan yang dikonsumsi), BF (Berat Feses), EF (Efisiensi Metabolisme), 0 (awal perlakuan), 1 (pengamatan pertama), 2 (pengamatan kedua /akhir) Catatan Penting : .................................................................................................................. ...................................................................................................................
2. Data Pengukuran Efisiensi Metabolisme Pada Cacing Tanah
No. Parameter Nilai Per Perlakuan A B C D
1. BTs (g) 2. BTf (g) 3. N hidup (indv) 4. N mati (indv) 5. Survive (%) 6. T0 (oC) 7. T1 (oC) 8 T2 (oC)
Ket : BTs (berat total cacing awal perlakuan), BTf (Berat total cacing akhir perlakuan), N (jumlah individu), Survive (% jumlah individu yang survive atau bertahan hidup), T (suhu medium/tanah, 0, 1, 2 mengindikasikan waktu pengukuran awal, hari ketiga, dan hari terakhir). Catatan Penting : .................................................................................................................. ...................................................................................................................
***
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 9
II. LAJU RESPIRASI HEWAN
A. Tujuan Praktikum
a. Untuk memahami metode pengukuran laju respirasi hewan melalui penghitungan
konsumsi oksigen.
b. Untuk melihat perbedaan laju respirasi pada berbagai spesies hewan dan
hubungannya dengan perbedaan temperatur lingkungan.
B. Landasan Teori
Respirasi secara sederhana didefinisikan sebagai proses pertukaran gas berupa oksigen dan
karbondioksida antara jaringan tubuh hewan dengan lingkungan tempat hidupnya. Proses
respirasi tersebut dikenal dengan proses bernafas atau respirasi eksternal. Pada dasarnya
peristiwa respirasi melibatkan mekanisme produksi energi (ATP) yang merupakan
manifestasi proses yang terjadi pada level intraseluler (sitoplasama dan mitokondria) atau
lebih dikenal dengan respirasi seluler. Tujuan utama dari respirasi adalah untuk
menghasilkan energi (ATP) dan menetralisir senyawa buangan hasil metabolisme berupa
karbondioksida dari dalam tubuh.
Proses respirasi sangat erat kaitannya dengan dinamika perubahan kuantitas gas
oksigen yang dikonsumsi oleh tubuh dan karbondioksida yang dikeluarkan. Oleh sebab itu
salah satu cara untuk menaksir laju respirasi dapat dilakukan dengan menghitung jumlah
oksigen yang dikonsumsi per satuan waktu. Dan karena faktor massa jaringan sangat
menentukan level oksigen yang dikonsumsi maka laju respirasi lebih tepat diukur dalam
satuan volume oksigen yang dikonsumsi per waktu per berat badan. Laju respirasi sangat
bervariasi pada hewan dan dipengaruhi oleh berbagai faktor internal seperti aktivitas, usia,
jenis kelamin, dan status kesehatan serta faktor-faktor eksternal seperti temperatur, kadar
oksigen dan keberadaan gas-gas lainnya di lingkungan. Umumnya hewan-hewan
invertebrata memiliki efisiensi respirasi yang lebih tinggi daripada hewan vertebrata.
Praktikum 1. Menghitung Laju Respirasi Invertebrata
Alat dan Bahan :
Respirometer lengkap dengan perangkatnya, timbangan, kantung plastik, beaker glass,
termometer, jarum suntik, pemanas air, kapas, vaselin, eosin, KOH 4%, dan beberapa
spesies hewan invertebrata kecil (Valanga sp., Periplaneta sp., larva kupu-kupu, dll).
Prosedur Kerja :
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 10
Lakukan penimbangan hewan percobaan terlebih dahulu satu per satu (untuk tiap
praktikum digunakan minimal 3 spesies yang berbeda). Selanjutnya susun respirometer
sebagai mana mestinya dengan menginjeksikan eosin pada pipa respirometer (manometer)
hingga skala 12 dan usahakan tidak adanya gelembung udara. Selanjutnya masukkan kapas
dan KOH 4% pada tabung sampel yang kosong dan masukkan hewan percobaan pada
tabung yang lainnya. Isolasi sistem dengan mengoleskan vaselin sehingga tidak terjadi
kebocoran gas oksigen atau karbondioksida. Letakkan perangkat percobaan pada posisi
yang ideal dan biarkan selama 5 menit lalu hitung perubahan skala yang ditunjukkan oleh
eosin pada manometer. Untuk memvariasikan faktor suhu, maka percobaan pertama
dilakukan pada suhu ruangan, percobaan kedua pada suhu lebih rendah (dengan
meletakkan tabung hewan pada gelas berisi es), dan percobaan ketiga dengan suhu lebih
tinggi (dengan meletakkan tabung hewan percobaan pada gelas berisi air panas). Jangan
lupa mengukur suhu air pada gelas dengan menggunakan termometer. Laju respirasi dapat
dihitung dengan rumus sbb :
Dimana Vr : laju respirasi (ml/g/s)
Ss : skala awal manometer
Sf : Skala akhir manometer
T : Waktu (sekon)
Lakukan analisis data dengan membuat grafik hubungan laju respirasi per masing-masing
spesies terhadap suhu yang bervariasi (suhu perlakuan). Interpretasikan data secara
ringkas.
Praktikum 2. Menghitung Laju Respirasi Vertebrata
Alat dan Bahan :
Respirometer lengkap dengan perangkatnya, timbangan, kantung plastik, beaker glass,
termometer, jarum suntik, pemanas air, kapas, vaselin, eosin, KOH 4%, dan hewan
vertebrata berukuran kecil (misalnya cicak minimal 2 individu).
Prosedur Kerja :
Hewan percobaan ditimbang terlebih dahulu, selanjutnya dimasukkan ke dalam tabung
sampel hewan pada respirometer dan diukur laju respirasinya seperti pada prosedur
pengukuran respirasi hewan invertebrata (termasuk perlakuan suhu dan analisis datanya).
Data hasil penghitungan juga disajikan dalam grafik hubungan laju respirasi dengan suhu
Vr = (Sf – Ss) /Wb/T
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 11
lingkungan dan dibandingkan dengan spesies invertebrata yang telah diukur sebelumnya.
Interpretasikan hasil percobaan secara tepat.
Lembar Kerja Praktikum :
Pengukuran Laju Respirasi
No. Parameter Spesies A : ............... B : .............. C : .............. D : ..............
1. BW (g) 2. Ss Td (ml) 3. Sf Td (ml) 4. Ss Tr (ml) 5. Sf Tr (ml) 6. Ss Tp (ml) 7. Sf Tp (ml) 8. Vr Td (ml/g/s) 9. Vr Tr (ml/g/s) 10. Vr Tp (ml/g/s)
Ket: BW (berat badan), Ss (skala awal manometer), Sf (skala akhir manometer), Td (suhu dingin), Tr (suhu ruangan), Tp (suhu panas), Vr (laju respirasi) Catatan Penting : .................................................................................................................. ............................................................................................................................................... ...............................................................................................................................................
Contoh grafik hubungan laju respirasi hewan dan suhu:
***
Vr
(ml/g
/s)
Suhu (oC)
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 12
III. AKTIVITAS JANTUNG DAN ALIRAN DARAH
A. Tujuan Praktikum
a. Untuk memahami metode pengukuran tekanan darah dan detak jantung manusia
b. Untuk mengetahui hubungan tekanan darah dan detak jantung dengan aktivitas dan
jenis kelamin
c. Untuk melihat dan memahami arah aliran darah pada hewan
B. Landasan Teori
Sistem sirkulasi merupakan salah satu sistem yang vital bagi keberlangsungan aktivitas
fisiologi organisme. Dalam rangka menganalisa aktivitas sistem sirkulasi, dapat dilakukan
penghitungan tekanan darah dan detak jantung (heart beat) yang karena kemampuan
konduktivitasnya akan dapat dihitung pada nadi di pergelangan tangan. Kecepatan detak
nadi seirama dengan detakan jantung memompa darah yang juga selaras dengan faktor
kebutuhan energi dari respirasi seluler.
Tekanan darah didefinisikan sebagai tekanan dari darah terhadap dinding pembuluh
darah. Faktor internal yang mempengaruhi tekanan darah adalah jumlah darah yang ada
dalam sistem peredaran, aktivitas memompa jantung, dan tahanan dalam aliran darah.
Pengukuran tekanan darah pada hewan bisanya dilakukan secara langsung dengan
menyisipkan kanula (bagian dari instrumen pengukur tekanan) ke dalam pembuluh nadi
carotis atau femoralis. Pada manusia, pengukuran dilakukan secara tidak langsung yaitu
dengan menggunakan tensimeter (sfigmomanometer) yang dapat mengukur tekanan sistol
dan diastol. Tekanan darah 120/80 mmHg menunjukkan bahwa terdapat tekanan 120
mmHg terhadap pembuluh arteri (sistole), dan 80 mmHg tekanan saat jantung berelaksasi
diantara pemompaan (diastole).
Terdapat dua kelompok besar pembuluh darah yaitu pembuluh nadi (arteri) yang
membawa darah dari jantung menuju kapiler dan pembuluh balik (vena) yang membawa
darah kembali ke jantung. Pembuluh nadi akan bercabang membentuk arteriol dan arteriol
akan bercabang lebih banyak lagi menjadi kapiler yang sangat halus. Arah dan kecepatan
aliran darah pada pembuluh darah tersebut dapat dijadikan indikator jenis pembuluh
darahnya.
Praktikum 1. Mengukur Tekanan Darah Pada Berbagai Aktivitas
Alat dan Bahan :
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 13
Stopwatch, spigmomanometer, alat tulis, dan tubuh praktikan sendiri dengan jenis kelamin
berbeda.
Prosedur Kerja :
Lakukan pengukuran tekanan darah pada seluruh anggota kelompok praktikum baik laki-
laki maupun perempuan. Pengukuran dilakukan dengan menggunakan spigmo-
manomeneter terhadap praktikan dengan berbagai posisi (aktivitas) yaitu duduk, berdiri,
berjalan santai, jalan cepat, dan berlari (masing-masing selama 5 menit). Catat hasil
pengukuran sistole dan diastole pada lembar kerja dan buat grafik hubungan aktivitas dan
jenis kelamin dengan tekanan darah manusia. Interpretasikan hasil yang diperoleh.
Praktikum 2. Hubungan Denyut Nadi dan Aktivitas
Alat dan Bahan:
Stopwatch, stetoscope, alat tulis, dan tubuh praktikan sendiri Prosedur Kerja:
Lakukan penghitungan denyut nadi pada pergelangan tangan untuk masing-masing
individu pada beberapa keadaan yaitu : duduk istirahat, berdiri, jalan santai, jalan cepat dan
berlari (masing-masing selama 5 menit). Hitung jumlah detakan selama 60 detik dengan
bantuan stetoscope atau dirasakan secara langsung. Catat hasil yang diperoleh untuk semua
individu kelompok praktikum baik laki-laki maupun perempuan. Buat grafik hubungan
antara aktivitas, jenis kelamin dan jumlah detakan per menit lalu interpretasikan hasil
praktikum.
Praktikum 3. Aliran Darah Pada Kecebong Alat dan Bahan:
Mikroskop, petridish, pinset, object glass, kecebong, batu es, kertas tissue
Prosedur Kerja:
Ambil kecebong dari wadahnya lalu letakkan di atas batu es beberapa saat hingga pasif
(jangan terlalu lama karena menyebabkan kematian). Angkat kecebong tersebut lalu
letakkan di atas kaca objek dan amati dengan mikroskop dengan memposisikan bagian
pinggir ekornya yang bening sehingga terlihat jelas pada perbesaran minimum. Perhatikan
aliran darah pada pembuluh darahnya dan tentukan jenis pembuluh serta arah aliran darah
dan catat hasil pada lembar pengamatan. Buat sketsa arah aliran darah yang terlihat dan
tentukan kategori kecepatan alirannya (cepat, sedang, lambat).
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 14
Lembar Kerja Praktikum :
1. Pengukuran tekanan darah pada berbagai aktivitas
No. Nama Praktikan L/P Tekanan Darah (mmHg) Duduk Berdiri Jalan Jln cepat Lari
1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9.
10. Catatan Penting : .................................................................................................................. ............................................................................................................................................... 2. Pengukuran detak nadi pada berbagai aktivitas
No. Nama Praktikan L/P Detak Nadi Per Menit Duduk Berdiri Jalan Jln cepat Lari
1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9.
10. Catatan Penting : .................................................................................................................. ............................................................................................................................................... 3. Pengamatan aliran darah pada kecebong
***
Keterangan :
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 15
IV. STRUKTUR SEL DAN HEMOLISIS ERITROSIT
A. Tujuan Praktikum
a. Untuk mengetahui struktur normal dari eritrosit pada berbagai spesies vertebrata
b. Untuk memahami dinamika osmolaritas eritrosit pada berbagai konsentrasi cairan
ekstraseluer
c. Untuk mengetahui efek hemolisis beberapa senyawa kimia terhadap eritrosit
B. Landasan Teori
Eritrosit merupakan salah satu komponen seluler darah yang sangat esensial terutama
terkait dengan perannya dalam transportasi oksigen (dengan adanya hemoglobin). Secara
struktural, eritrosit vertebrata bervariasi berdasarkan kelas masing-masingnya. Perbedaan
tersebut meliputi ukuran, bentuk, keberadaan nukleus dan ketegaran selnya. Mamalia
merupakan vertebrata yang memiliki eritrosit relatif kecil dan tidak berinti setelah menjadi
eritrosit dewasa dalam sistem peredaran. Sedangkan eritrosit amphibi, pisces, reptil dan
aves berukuran relatif besar dan memiliki nukleus.
Sebagai sel hewan, eritosit memiliki dinamika osmolaritas yang sangat sensitif
terhadap perubahan-perubahan gradien konsentrasi di sitoplasma dan di luar sel. Secara
umum, konsentrasi osmolaritas dalam sitoplasma sel hewan adalah 0.9% (diukur
berdasarkan persentase NaCl). Jika larutan ekstraseluer memiliki konsentrasi lebih tinggi
maka sitoplasma bersifat hipotonik sehingga air dari sitoplasma akan berosmosis keluar sel
dan sel akan mengkerut. Dalam kondisi tersebut eritrosit menglamai krenasi. Sebaliknya,
jika larutan di luar sel lebih rendah konsentrasinya maka sitoplasma bersifat hipertonis
sehingga air dari luar sel akan berosmosis ke dalam sel dan sel akan membesar. Kondisi
dimana konsentrasi di dalam sel dan di luar sel berada dalam kesetimbangan disebut
dengan isotonis yang biasanya selalu dipertahankan dalam kondisi fisiologis.
Beberapa senyawa kimia seperti formaldehid, alkohol, dan asam asetat dapat
menyebabkan perubahan-perubahan pada struktur membran sel sehingga menyebabkan
pecahnya sel (hemolisis). Hemolisis eritrosit ditandai dengan keluarnya hemoglobin dari
dalam eritrosit sehingga larutan akan menjadi lebih merah. Hemolisis dapat terjadi karena
perbedaan tekanan osmosis yang terlalu besar (hemolisis osmotik) misalnya karena
perbedaan konsentrasi larutan intra dan ekstraseluer. Hemolisis juga terjadi karena larutnya
membran yang tersusun dari lipid oleh senyawa-senyawa kimia yang dapat melarutkan
lipid (hemolisis kimia).
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 16
Gambar Struktur eritrosit beberapa spsies vertebrata
Praktikum 1. Struktur Eritrosit Vertebrata
Alat dan Bahan :
Alat bedah, jarum suntik, mikroskop, pipet tetes, objek glass, cover glass, botol sampel
darah, EDTA 10%, NaCl 0.9%, beberapa spesies vertebrata (Cyprinus carpio, Rana sp.,
Maboya sp., Aves, Mus musculus).
Prosedur Kerja :
Lakukan koleksi sampel darah dari hewan percobaan sesuai dengan objek yang digunakan,
ambil sampel darah dengan menggunakan jarum suntik yang telah dibilas dengan EDTA
10% dan ditampung dalam botol sampel yang juga telah dibilas dengan EDTA. Teteskan
setetes darah pada kaca objek dan tetesi dengan 3 tetes NaCl 0.9%, tutup dengan cover
glass lalu amati strukturnya pada mikroskop hingga perbesaran optimal. Perhatikan dan
gambar struktur eritrosit yang terlihat. Bandingkan dengan spesies-spesies vertebrata
lainnya.
Praktikum 2. Dinamika Osmolaritas Eritosit
Alat dan Bahan :
Mikroskop, pipet tetes, objek glass, cover glass, botol sampel darah, sampel darah yang
telah dikoleksi pada praktikum 1, NaCl pada beberapa konsentrasi (0.3%, 0.6%, 0.9%,
1.2%, 2%)
Prosedur Kerja :
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 17
Sediahkan lima kaca objek yang berbeda lalu teteskan setetes sampel darah pada masing-
masing kaca objek tersebut. Selanjutnya teteskan 3 tetes NaCl dengan konsentrasi berbeda
untuk kaca objek yang berbeda. Tutup dengan cover glass dan biarkan beberapa menit lalu
amati struktur eritrosit pada mikroskop dengan perbesaran optimal. Perhatikan perubahan
yang terjadi pada eritrosit terutama ukurannya lalu gambarkan pada lebar kerja praktikum
dan interpretasikan peristiwa fisiologis apa yang sebenarnya terjadi dan bagaimana
mekanismenya.
Praktikum 3. Hemolisis Darah
Alat dan Bahan :
Tabung reaksi, pipet tetes, gelas ukur, sampel darah, etanol, kloroform, eter, formalin,
NaCl 0.9%.
Prosedur Kerja :
Sediahkan 5 tabung reaksi berbeda dan beri label I sampai V. Masukkan masing-msing 2.5
ml NaCl 0.9% ke dalam tabung tersebut dan teteskan 2 tetes suspensi darah dari hewan
percobaan. Kemudian masukkan 2.5 ml senyawa berikut ini pada masing-masing tabung
yang berbeda yaitu etanol pada tabung II, kloroform pada tabung III, formalin pada tabung
IV dan eter pada tabung V. Biarkan selama 30 menit lalu amati proses yang terjadi dan
bandingkan efek hemolisis yang disebabkan oleh masing-masing senyawa tersebut. Catat
hasil pengamatan anda di lemar kerja dan interpretasikan.
Lembar Kerja Praktikum :
1. Struktur Eritrosit Vertebrata
Interpretasi : ..................................................................................................................... .......................................................................................................................................... ...........................................................................................................................................
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 18
2. Dinamika Osmolaritas Eritrosit
No. Konsentrasi NaCl Gbr. Struktur Sel Keterangan 1. 0.3%
2. 0.6%
3. 0.9%
4. 1.2%
5. 2.0%
Interpretasi : ..................................................................................................................... .......................................................................................................................................... ..........................................................................................................................................
3. Efek Hemolisis Senyawa Kimia Terhadap Eritrosit
No. Perlakuan/Zat Kondisi Suspensi Keterangan
Awal Akhir
1. I (kontrol)
2. II (Etanol)
3. III (Kloroform)
4. IV (Formalin)
5. V (Eter)
Interpretasi : .............................................................................................................. .......................................................................................................................................... ..........................................................................................................................................
***
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 19
V. NILAI DARAH
A. Tujuan Praktikum
a. Untuk mengetahui metode dan teknik pengukuran nilai darah (blood value) standar
yang meliputi jumlah sel darah, nilai hematokrit, kadar Hb dan indek absolut darah
b. Untuk dapat memahami dan menginterpretasikan nilai darah sesuai konsep-konsep
fisiologis
B. Landasan Teori
Darah merupakan salah satu komponen fisiologis yang sangat esensial bagi
keberlangsungan hidup hewan. Darah berperan penting dalam transportasi gas dan
senyawa lain, menjaga stabilitas tubuh seperti distribusi nutrisi, termoregulasi, pengantaran
hormon. Dinamika perubahan yang terjadi pada komponen darah merupakan cerminan
bagi kondisi fisiologis suatu individu hewan.
Analisa kuantitatif terhadap komposisi komponen-komponen darah lebih dikenal
dengan analisa nilai darah. Dalam analisa tersebut, komposisi komponen-komponen darah
disajikan dalam bentuk parameter-parameter kuantitatif yang disebut nilai darah.
Parameter-parameter utama yang diukur meliputi kuantitas eritrosit dan leukosit,
tromobosit, kadar hemoglobin, nilai hematokrit, konsentrasi protein total, dan indeks
absolut darah. Indeks absolut darah terdiri atas MCV (ukuran volume rata-rata eritrosit),
MCH (berat hemoglobin rata-rata per unit eritrosit), dan MCHC (konsentrasi hemoglobin
per satuan volume eritrosit). Secara alami, nilai darah sangat ditentukan oleh spesies, seks,
umur, pola makan (nutrisi) dan aktifitas individu. Nilai darah lebih stabil pada individu
dewasa dan berjenis kelamin jantan karena fluktuasi hormonalnya jauh lebih kecil
dibandingkan individu betina.
Praktikum 1. Menghitung Jumlah Sel Darah (Eritrosit dan Leukosit)
Alat dan Bahan :
Tabung sampel darah, jarum suntik, alat bedah, kit hemositometer tipe Improved
Neubauer, pipet tetes, mikroskop, tally counter, alat tulis, larutan turk, larutan hayem,
EDTA 10%, darah hewan vertebrata yang telah ditentukan. Komposisi larutan Hayem
untuk penghitungan eritrosit : Natriumsulfat (kirstal) 5 g; NaCl 1g; HgCl2 0.5 g; aquadest
ad 200 ml. Komposisi larutan Turk untuk penghitungan leukosit : gentian violet 1% dalam
air 1 ml; asam asetat glasial 1 ml; aquadest ad 100 ml.
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 20
Prosedur Kerja:
Penghitungan kuantitas eritrosit :
a. Lakukan pengambilan sampel darah dengan menggunakan jarum suntik yang telah
dibilas dengan EDTA 10% dan masukkan ke dalam tabung sampel darah yang juga
telah dibilas dengan EDTA.
b. Selanjutnya sediahkan pipet thoma dari kit hemositometer, isap sampel darah dengan
menggunakan pipet tersebut hingga skala 0.5, dengan menggunakan pipet yang sama,
hisaplah larutan hayem secara hati-hati hingga larutan dalam pipet mencapai skala
101. Hindari adanya gelembung udara. Pegang pipet secara horizontal lalu aduk
pelan-pelan dengan menggoyangkan pipet beberapa kali hingga larutan menjadi
homogen.
c. Sediahkan hemositometer yang bersih, tutup dengan kaca penutupnya secara benar
hingga saling berlekatan satu sama lain. Kemudian pipetkan sampel dalam pipet
thoma dengan menggunakan kontrol ujung jari pada bagian pangkal pipet dan
biarkan larutan mengalir memenuhi ruang dalam hemositometer. Hindari volume
yang berlebihan.
d. Biarkan sampel tersebut selama 2-3 menit lalu letakkan di mikroskop dan hitung
jumlah eritrosit yang terlihat pada 5 kotak menengah hemositometer (Lihat gambar
hemocytometer). Catat dengan menggunakan tally counter.
Kuantitas eritrosit yang sebenarnya dihitung dengan rumus :
Dimana SDM : Kuantitas eritrosit per mm3
Ne : Kuantitas eritrosit yang terhitung P : Angka pengenceran (200 kali)
0,02 : Volume total darah dalam lima kotak yang dihitung Sajikan data dalam bentuk grafik perbandingan antar spesies. Penghitungan kuantitas leukosit :
a. Pengambilan sampel darah sama dengan prosedur pada penghitungan eritrosit. Lalu
dengan menggunakan pipet thoma untuk leukosit, hisaplah sampel darah hingga skala
0.5 lalu bersihkan bagian luar pipet dengan tissue atau kapas. Lanjutkan dengan
SDM : Ne x P 0,02
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 21
menghisap larutan turk hingga skala 11. Pegang pipet secara horizontal lalu
goyangkan pelan-pelan hingga larutan homogen.
b. Sediakan hemositometer yang bersih dan tutup dengan kaca penutupnya hingga
saling berlekatan. Kemudian dengan pelan-pelan, alirkan sampel dari pipet ke ruang
dalam hemositometer hingga memenuhi seluruh ruangan (hindari kelebihan volume).
c. Biarkan 2-3 menit lalu letakkan di mikroskop dan hitung jumlah leukosit yang
terlihat pada 4 kotak besar pada hemositometer (Lihat gambar hemositometer).
d. Kuantitas leukosit yang sebenarnya dapat dihitung dengan rumus berikut ini :
Dimana : SDP : Kuantitas leukosit per mm3 Ni : Kuantitas leukosit yang terhitung
P : Angka pengenceran (20 kali) 0,4 : Volume total darah yang dihitung
Sajikan data dalam bentuk grafik perbandingan antar spesies. Praktikum 2. Menghitung Nilai Hematokrit (Packed Cell Voume, PCV)
Alat dan Bahan :
Tabung hematokrit, sentrifus hematokrit, skala standar hematokrit, sumbat tabung
hematokrit, hewan percobaan vertebrata.
Prosedur Kerja :
Lakukan pengambilan sampel darah dengan memipetkan tabung hematokrit dengan jari
pada bagian pembuluh darah atau jantung hewan yang telah ditentukan atau dapat juga
dengan memipet sampel darah yang telah ditampung dalam tabung sampel darah. Isilah
tabung hematokrit hingga lebih dari setengahnya, tetapi jangan sampai penuh. Selanjutnya
tutup salah satu lubang tabung dengan penutupnya dan tempatkan pada sentrifus secara
tepat. Lakukan sentrifugasi terhadap sampel darah dengan kecepatan 10.000 rpm selama 5
menit. Setelah disentrifus, angkat tabung secara cermat dan hitung kadar hematokrit
dengan menggunakan skala hematokrit dan nyatakan dalam persen. Sajikan data dalam
bentuk grafik perbandingan antar spesies.
Praktikum 3. Menghitung Kadar Hemoglobin Dengan Metode Sahli
Alat dan Bahan :
SDP : Nl x P 0,4
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 22
Tabung sampel darah, kit hemometer sahli lengkap, pipet tetes, sampel darah, EDTA 10%,
HCl 0.1 N, aquadest.
Prosedur Kerja :
a. Sediahkan sampel darah hewan percobaan dan tampung dalam tabung sampel darah
yang telah dibilas EDTA 10%. Masukkan 5 tetes HCl 0.1 N ke dalam tabung
pengencer hemometer.
b. Selanjutnya isaplah sampel darah dengan menggunakan pipet hemoglobin sampai
garis tanda 20 ul dan hapuslah sisah darah yang melekat di luar ujung pipet. Lalu
alirkan sampel darah tersebut ke dalam tabung hemometer dan jangan sampai ada
gelembung udara Jangan lupa catat waktu pertama memasukkan sampel tersebut ke
dalam tabung. Bilas pipet tersebut secara cermat dengan HCl yang ada di dalam
tabung untuk membersihkan sisah sampel darah yang masih ada di dalamnya.
c. Aduk campuran darah tersebut hingga homogen dan larutan menjadi coklat tua.
Setelah itu tambahakan aquades setetes demi setetes dan aduk dengan batang
pengaduk dengan terus memperhatikan warna larutan hingga tercapai kesamaan
warna dengan warna standar yang ada pada hemometer Sahli. Persamaan warna
larutan dengan warna standar harus dicapai dalam waktu 3-5 menit setelah saat darah
dan HCl bercampur (saat memasukkan sampel darah ke dalam tabung).
d. Bacalah kadar hemoglobin darah dengan menggunakan skala yang ada pada tabung
dalam satuan g/dl. Sajikan data dalam bentuk grafik perbandingan antar spesies.
Praktikum 4. Analisis Indeks Absolut Darah (Absolute Indices)
Indeks absolut darah merupakan estimasi matematis tentang beberapa aspek nilai darah
yang diformulasikan berdasarkan data hasil pengukuran-pegukuran kuantitas eritrosit,
kadar hemoglobin dan nilai hematokrit.
a. Mean Corpuscular Volume (MCV; volume rata-rata per unit eritrosit)
b. Mean Corpuscular Hemoglobin (MCH; berat hemoglobin rata-rata per unit eritrosit)
MCV (fl) : Kadar hematokrit(dalam desimal) x 1000
Jumlah eritrosit (dalam 1012/l)
MCH (pg) : Kadar Hemoglobin (g/dl) x 10
Jumlah eritrosit (dalam 1012/l)
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 23
c. Mean Corpuscular Hemoglobin Concentration (MCHC, konsentrasi Hb rata-rata per satuan total volume eritrosit)
Lembar Kerja Praktikum :
Tabel Hasil Pengukuran Nilai Darah
No. Parameter Spesies Hewan
1. SDM (sel/mm3) 2. SDP (sel/mm3) 3. HTC (%) 4. Hb (g/dl) 5. MCV (fl) 6. MCH (pg) 7. MCHC(g/dl)
Interpretasi : ........................................................................................................................ ........................................................................................................................ ........................................................................................................................ ........................................................................................................................
Catatan : Leukosit dihitung pada 4 kotak besar A, B, C, dan D sedangkan eritrosit dihitung pada 5 kotak kecil (yang ditunjuk) yang terdiri atas 4 kotak di masing-masing sudut dan 1 kotak di tengah.
***
MCHC (g/dl) : Kadar Hemoglobin (g/dl)
Kadar hematokrit
A B
C B
Kotak penghitungan SDM
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 24
VI. KOAGULASI DAN GOLONGAN DARAH
A. Tujuan Praktikum
a. Untuk memahami proses koagulasi darah dan faktor-faktor yang mempengaruhinya
b. Untuk memahami prinsip dan proses pengujian golongan darah manusia sistem ABO
B. Landasan Teori
Darah merupakan jaringan yang terdiri atas beberapa tipe sel (eritrosit, leukosit, dan
trombosit) yang tersuspensi dalam matriks ekstraseluler berupa plasma darah. Karakter
spesifik yang dimiliki oleh darah adalah adanya proses koagulasi (pembekuan) yang
melibatkan mekanisme reaksi proteolitik (pembentukan fibrin), polimerisasi fibrin, dan
proses koagulasi (pembentukan jaring-jaring fibrin yang tidak larut). Dalam proses tersebut
terlibat berbagai faktor seperti keberadaan trombin dan ion Ca++ serta beberapa faktor
lainnya.
Terdapat beberapa faktor yang mempengaruhi kecepatan koagulasi darah yaitu
temperatur, kontak fisik darah dengan mediumnya, dan keberadaan larutan hemostatik.
Suhu tinggi akan mempercepat pembekuan, bilah darah dikocok secara pelan juga akan
cepat membeku dan hal sebaliknya jika darah dikocok dengan cepat maka akan lebih
lambat terkoagulasi. Keberadaan senyawa hormon adrenalin, dan ekstrak jaringan yang
mengandung banyak tromboplastin (paru-paru dan timus) akan mempercepat terjadinya
koagulasi. Sedangkan heparin di hati (hepar) merupakan antikoagulan yang efektif.
Proses koagulasi erat kaitannya dengan mekanisme pengujian golongan darah pada
manusia termasuk sistem ABO (Landsteiner) tetapi lebih tepat diistilahkan dengan
aglutinasi yaitu suatu reaksi dimana eritrosit mengelompok dan disertai dengan hemolisis
sehingga tampak menggumpal. Aglutinsi menjadi indikator adanya reaksi antara antibodi
(aglutinin) yang terdapat pada plasma darah dengan antigen (aglutinogen) yang terdapat
pada membran eritrosit. Penggolongan darah tersebut didasarkan kepada jenis aglutinogen
yang terdapat pada membran eritrosit: jika memiliki aglutinogen A maka bergolongan
darah A, aglutinogen B untuk golongan darah B, AB jika memiliki keduanya, dan O jika
tidak ada aglutinogennya. Aglutinogen tidak boleh dipertemukan dengan aglutinin
pasangannya (misalnya aglutinogen A dengan α) karena akan terjadi reaksi antigen-
antibodi. Pada pengujian golongan darah, senyawa yang digunakan adalah anti A dan anti
B yang merupakan antibodi (aglutinin) untuk aglutinogen A dan aglutinogen B.
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 25
Praktikum 1. Kecepatan Koagulasi Darah
Alat dan Bahan :
Alat bedah, jarum suntik, batu es, lampu spiritus, kaca objek, pinset, jarum pencacah, pipet
tetes, lumpang dan penggerusnya, larutan NaCl 0.9%, tissue, kodok (Bufo sp.) dewasa 5
ekor, parafin.
Prosedur Kerja :
(a).Persiapan:
Lakukan pembedahan terhadap seekor kodok dengan menghindari pendarahan (bleeding)
lalu ambil hepar dan pulmonya. Sayat sepotong jaringan hepar dan gerus dengan
menggunakan penggerus pada lumpang hingga menjadi ekstrak yang cukup untuk
diteteskan lalu masukkan sampel ekstrak tersebut ke dalam botol sampel dan tutup.
Lakukan hal yang sama terhadap jaringan pulmo. Selanjutnya lakukan pembedahan
terhadap kodok lainnya untuk diambil sampel darahnya menjelang pengujian (ingat bahwa
darah jangan sampai membeku).
(b). Pengujian Kecepatan Koagulasi :
Sediahkan 9 buah kaca objek yang bersih lalu susun berurutan dengan memberi tanda dari
1 s.d 9. Kemudian pada kaca objek yang terakhir, letakkan parafin panas sehingga
permukaan kaca terlapisi parafin dan biarkan membeku. Teteskan setetes sampel darah
segar dari hewan uji pada masing-masing kaca objek dan perlakukan sebagai berikut :
Kode Sampel Perlakuan 1 Diletakkan di atas batu es 2 Dipanaskan di atas lampu spiritus 3 Ditetesi dengan NaCl 4 Ditetesi ekstrak pulmo 5 Ditetesi ekstrak hepar 6 Diperluas permukaannya dengan menghusap dengan kaca 7 Diaduk dengan jarum secara cepat 8 Sampel dibiarkan saja 9 Sampel dibiarkan saja
Selain dari sampel 7, seluruh sampel diaduk secara pelan dengan menggoyangkan kaca
objek sehingga terjadi pergerakan cairan sampel dan homogenisasi. Catat waktu
dimulainya pengadukan tersebut. Selanjutnya diamkan sampel tersebut dan amati apakah
telah terjadi koagulasi atau belum atau tidak sama sekali. Jika terjadi koagulasi, catat
waktu terjadinya koagulasi pada lembar kerja praktikum dan interpretasikan hasil yang
diperoleh.
Praktikum 2. Pengujian Golongan Darah ABO
Alat dan Bahan :
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 26
Jarum tusuk darah, jarum pengaduk, test card golongan darah, botol sampel, kapas, alkohol
70%, darah praktikan, antibodi untuk golongan darah (anti A dan anti B).
Prosedur kerja :
Usaplah jari manis tangan kiri dengan menggunakan kapas yang telah dibasahi alkohol
70% lalu tusuk dengan jarum tusuk tepat di bagian tengah ujung jari. Buanglah tetesan
darah pertama yang keluar, lalu untuk selanjutnya teteskan darah ke kertas test card yang
sudah berlabel A dan B. Kemudian teteskan satu tetes reagen anti A ke sampel darah di
kolom A dan anti B ke darah di kolom B pada test card. Lakukan pengadukan darah
dengan bantuan jarum pengaduk atau lidi dan perhatikan reaksi yang terjadi, apakah terjadi
aglutinasi atau tidak. Jika terjadi koagulasi menandakan bahwa pada darah tersebut
terdapat antigen yang bereaksi dengan antibodi yang diberikan sehingga reaksi dinilai
positif. Dengan menggunakan konsep tersebut, tentukan golongan darah dari sampel yang
diuji dan catat pada lembar kerja praktikum.
Lembar Kerja Praktikum :
1. Kecepatan koagulasi darah Perlakuan Koagulasi Waktu Koagulasi Keterangan
Ya Tidak 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Interpretasi : ........................................................................................................................... ........................................................................................................................... 2. Uji Golongan Darah
No. Nama Individu
Reaksi Aglutinasi Golongan Darah Anti A Anti B
1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10.
Interpretasi : ........................................................................................................................... ...........................................................................................................................
***
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 27
VII. ANALISIS URINE
A. Tujuan Praktikum :
a. Untuk mengetahui dan memahami proses pengujian kadar glukosa urine normal dan
patologis secara semikuantitatif
b. Untuk mengidentifikasi bentuk-bentuk sedimentasi pada urine normal dan urin
patologis serta menginterpretasikannya
B. Landasan Teori
Sistem ekskresi merupakan salah satu sisitem fisiologis yang sangat vital dalam rangka
mengatur keseimbangan tubuh (osmoregulasi). Salah satu cara termudah untuk
mempelajari sistem tersebut adalah dengan mengkaji produk hasil kerjanya yang
merupakan manifestasi dari aspek fisiologis yang dilakukannya. Ginjal sebagai organ
ekskresi paling vital pada akhir proses kerjanya akan mengekskresikan produk berupa
urine sehingga karakterisitik kerja ginjal akan tercermin dari kondisi urine yang
dihasilkannya.
Urine merupakan zat ekskresi yang dibuang keluar tubuh sebagai hasil proses
filterisasi yang sangat kompleks. Di dalam urine terkandung berbagai substansi terutama
zat-zat toksik, urea, asam urat, kreatin, garam-garam, sisa obat, protein, gula, dan berbagai
sedimen yang spesifik. Pemeriksaan pada urin tidak hanya dapat memberikan deskripsi
tentang kondisi fisiologis ginjal dan salurannya, tetapi juga juga mengenai berbagai
aktivitas fisiologis organ-organ lainnya di dalam tubuh seperti hepar, saluran empedu, dan
pankreas. Sedimen urine dapat berupa sedimen organik maupun non organik. Sedimen-
sedimen seperti kristal, benang lendir atau substansi-substansi padat lainnya dapat diamati
secara mikroskopis dan akan memberikan gambaran penting terhadap kondisi fisiologis
tubuh dan ginjal itu sendiri.
Salah satu analisis biokimia yang penting terhadap urine adalah mendeteksi
keberadaan glukosa secara semikuantitatif dengan menggunakan sifat glukosa sebagai
pereduksi. Dalam hal ini biasanya digunakan senyawa khusus (reagen) yang akan tereduksi
dan mengalami perubahan warna jika direduksi oleh glukosa. Salah satu reagen yang
banyak dipakai adalah Benedict yang mengandung CuSO4 yang dapat direduksi oleh
glukosa. Sedangkan untuk menganalisis sedimen urine adalah dengan melakukan
sentrifugasi terhadap urine sehingga didapatkan sedimen yang mengendap di dasar tabung
sentrifus. Partikel-partikel tersebut mengendap dan terpisah dari fase liquid.
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 28
Praktikum 1. Penentuan Kadar Glukosa Urine Secara Semikuantitatif
Alat dan Bahan :
Tabung reaksi, tabung sampel urine, pipet tetes, penangas air, tang krus, kertas label,
beaker glass, gelas ukur, tissue, urine patologis dari penderita diabetes melitus dan urine
normal (keduanya harus merupakan urine postprandial yaitu urine yang diambil saat
ekskresi 1.5-3 jam setelah makan), reagen benedict, glukosa beberapa konsentrasi (0.5%,
1.5%, 3%, 5%). Komposisi reagen Benedict: CuSO4.5aq 17.3 g; natrium citrat 173 g;
Na2CO3.0aq atau Na2CO3.10aq 200g; aquadest ad 1000 ml.
Prosedur Kerja :
Sediahkan 6 tabung reaksi dan beri label I, II, III, IV, V, dan VI. Selanjutnya masukkan
reagen benedict sebanyak 2.5 ml ke dalam masing-masing tabung dan disertai dengan
perlakuan sebagai berikut :
Tabung I : tetesi dengan 4 tetes urine normal
Tabung II : tetesi dengan 4 tetes urine patologis
Tabung III : tetesi dengan 4 tetes urine normal + 4 tetes glukosa 0.5%
Tabung IV : tetesi dengan 4 tetes urine normal + 4 tetes glukosa 1.5%
Tabung V : tetesi dengan 4 tetes urine normal + 4 tetes glukosa 3%
Tabung VI : tetesi dengan 4 tetes urine normal + 4 tetes glukosa 5%
Panaskan dengan penangas air selama 5 menit lalu kocok dan amati perubahan yang terjadi
pada masing-masing tabung. Catat hasil pengamatan dan bandingkan dengan standar pada
tabel berikut :
No. Warna Larutan Skor Kadar glukosa 1. Tetap biru jernih/sedikit kehijauan dan agak keruh 0 < 0.5% 2. Hijau kekuningan dan keruh 1 0.5 – 1 % 3. Kuning keruh 2 1 – 1.5% 4. Jingga atau warna lumpur keruh 3 2 – 3.5% 5. Merah keruh 4 > 3.5%
Praktikum 2. Analisis Sedimen Urine
Alat dan Bahan :
Tabung sentrifus, sentrifus urine, tang krus, pipet tetes, mikroskop, kaca objek, cover glass,
urine normal pagi hari dan urine patologis (penderita diabetes melitus) yang telah
ditambahkan formalin 40 % (1-2 ml sebagai fiksatif), dan tissue gulung.
Prosedur Kerja :
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 29
Kocoklah sampel urine dalam botolnya sehingga homogen lalu tuangkan masing-masing
urine ke dalam tabung sentrifus sebanyak 7 ml dan lakukan sentrifugasi selama 5 menit
dengan kecepatan 2000 rpm. Selanjutnya tuangkan cairan di bagian atas dari tabung
dengan cepat dan lues sehingga sedimen di bagian bawah tidak ikut terbuang, sisahkan
larutan dan sedimennya hingga kira-kira 0.5 ml. Kocoklah tabung berisi larutan dan
sedimen tersebut agar homogen lalu ambil dengan pipet dan teteskan ke kaca objek
sebanyak 2 tetes ke tempat yang terpisah pada kaca objek yang sama. Tutup dengan kaca
penutup lalu amati dengan mikroskop. Amati jenis atau tipe sedimen-sedimen yang terlihat
dan gambar pada lembar kerja praktikum. Selanjutnya perkirakan juga kriteria kuantitas
sedimen yang terlihat (sedikit, sedang atau banyak). Bandingkan apakah ada perbedaan
antara urine normal dengan urine patologis dari aspek sedimenya.
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 30
Lembar Kerja Praktikum :
1. Penentuan Kadar Glukosa Urine Secara Semikuantitatif
No. Perlakuan Warna Larutan Skor Kadar Glukosa Keterangan 1. I 2. II 3. III 4. IV 5. V 6. VI
Interpretasi : ......................................................................................................................... .. ........................................................................................................................ 2. Analisis Sedimen Urine
No. Jenis Urine Jenis/Tipe sedimen Kuantitas sedimen
1. Urine normal
2.
Urine patologis
Interpretasi : ......................................................................................................................... .. ........................................................................................................................ Gambar jenis/tipe sedimen yang ditemukan :
***
Urine Normal
Urine Patologis
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 31
VIII. TOLERANSI HEWAN TERHADAP SALINITAS
A. Tujuan Praktikum
a. Untuk mengetahui rentang toleransi hewan air tawar berupa ikan Pantau (Poechilus
sp.; Vertebrata) dan Planaria (Invertebrata) terhadap salinitas air
b.Untuk mengidentifikasi gejala-gejala fisiologis dan perilaku hewan yang
berhubungan dengan efek perubahan salinitas
B. Landasan Teori
Salinitas merupakan faktor eksternal yang sangat berpengaruh terhadap fisiologis hewan-
hewan aquatis baik vertebrata maupun invertebrata. Masing-masing spesies memiliki
rentang toleransi fisiologis yang spesifik terhadap faktor tersebut sehingga mekanisme
adaptasinyapun juga berbeda. Kadar garam atau salinitas berhubungan erat dengan sifat
osmolaritas cairan tubuh dan lingkungan eksternal, sehingga jika terjadi perubahan
salinitas yang signifikan akan diikuti oleh perubahan-perubahan fisiologis yang berupaya
untuk menyeimbangkan kondisi di dalam tubuh dan di luar tubuh (homeostasis). Faktor
tersebut juga berperan dalam hal regulasi ion dan pertukaran oksigen dan karbon dioksida
pada respirasi dalam air.
Hewan-hewan invertebrata sederhana seperti Planaria memanfaatkan permukaan
tubuhnya untuk melakukan respirasi dan pertukaran ion-ion tubuh dengan lingkungannya
melalui difusi. Hal tersebut menjadikan tingginya sensitifitas fisiologis hewan tersebut
terhadap perubahan-perubahan faktor eksternal seperti salinitas. Konsentrasi larutan di luar
tubuh yang terlalu tinggi (misalnya tingginya kadar ion Na+ dan Cl-) akan memicu
terjadinya lisis sel-sel dan pengeluaran sekret lendir yang berlebihan yang berujung pada
kematian.
Hewan vertebrata seperti ikan biasanya cenderung memiliki kemampuan toleransi
yang lebih baik terhadap perubahan-perubahan faktor eksternal seperti salinitas. Ikan
memiliki mekanisme osmoregulasi yang sangat baik guna menjaga stabilitas fisiologis
pada kondisi yang tidak menguntungkan. Akan tetapi tetap ada suatu batas toleransi yang
spesifik dimana hewan tersebut masih mampu bertahan atau tidak dapat lagi
menyeimbangkan kondisi fisiologisnya sehingga berujung pada kematian. Ikan akan
terlihat banyak mengeluarkan sekret pada salinitas yang tinggi dan akan mempercepat laju
respirasi dengan meningkatnya frekuensi gerakan operculum.
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 32
Praktikum : Toleransi Salinitas dan Efek-Efek Perubahan Salinitas
Alat dan Bahan :
Beaker glass 200 ml, gelas ukur, pipet tetes, pinset, stopwatch, kertas label, aquadest,
larutan NaCl (konsentrasi 0.1%, 0.5%, 1% dan 1.5%, 2%), ikan pantau (Poechilus sp.) dan
Planaria.
Prosedur Kerja:
Praktikum ini dilakukan dengan metode eksperimen sederhana. Kelompok hewan coba
dibagi menjadi dua yaitu vertebrata (ikan) dan invertebrata (Planaria) yang diberi
perlakuan yang sama tetapi diangap sebagai dua unit percobaan yang terpisah. Perlakuan
dalam eskperimen ini adalah konsentrasi NaCl (berhubungan dengan salinitas) yang terdiri
atas 5 macam perlakuan dan 1 kontrol (lihat tabel) dan 6 ulangan sebagai berikut :
Kode Perlakuan Perlakuan (Medium Percobaan) A Aquedest (kontrol) B NaCl 0.1% C NaCl 0.5% D NaCl 1% E NaCl 1.5% F NaCl 2%
Sebagai persiapan, sediakan hewan percobaan (ikan dan planaria) masing-masing 24 ekor.
Selanjutnya sediahkan 6 beaker glass dengan volume dan bentuk yang sama lalu isi dengan
medium seperti pada tabel dan beri kode perlakuan pada masing-masing beaker glass.
Masukkan sebanyak 4 ekor hewan percobaan ke dalam beaker glass yang berbeda sesuai
urutan perlakuan lalu biarkan selama 10 menit. Lakukan observasi dan pencatatan sbb :
Parameter-parameter yang diamati pada ikan Poechilus sp.:
a. Pergerakan : skor 1 jika kurang aktif, 2 jika normal, dan 3 jika sangat aktif.
b. Frekuensi pergerakan overculum per menit (amati 1 ekor ikan saja untuk masing-
masing perlakuan)
c. Persentase individu yang bertahan hidup setelah 2 jam perlakuan.
d. Gejala-gejala pengeluaran sekret setelah akhir percobaan (ada lendir atau tidak) dan
gejala pendarahan atau bleeding pada permukaan tubuh, sirif, insang, dan mata.
e. Tingkat kekeruhan air setelah akhir percobaan (jernih skor 0, agak keruh skor 1,
keruh skor 2, sangat keruh skor 3)
Parameter-parameter yang diamati pada Planaria :
a. Pergerakan : skor 1 jika kurang aktif, 2 jika normal, dan 3 jika sangat aktif.
b. Persentase individu yang bertahan hidup setelah 2 jam perlakuan.
c. Gejala-gejala pengeluaran sekret setelah akhir percobaan.
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 33
d. Tingkat kekeruhan air (sama dengan pada ikan)
Data kuantitatif dan semikuantitatif harus disajikan dalam bentuk tabel dan grafik yang
representatif, sedangkan data kualitatif atau deskriptif disajikan dalam bentuk tabel.
Lembar Kerja Praktikum :
1. Pengamatan Pada Ikan Poechilus sp.
No. Parameter Kuantitatif/ Semikuantitatif
Perlakuan A B C D E F
1. Pergerakan 2. Frekuensi gerak operculum/menit 3. Persentase survival individu (%) 4. Tingkat kekeruhan air
Catatan : kolom diisi dengan hasil penghitungan atau pemberian skor untuk tiap parameter
No. Parameter Kualitatif Perlakuan
A B C D E F 1. Pengeluaran sekret/lendir 2. Pendarahan di insang 3. Pendarahan di sirip 4. Pendarahan di mata 5. Pendarahan di tubuh Jumlah macam gejala yang terlihat
Catatan : kolom diisi dengan tanda (+) jika ada, dan tanda (-) jika tidak ada
Interpretasi : ........................................................................................................................ ........................................................................................................................... ........................................................................................................................... ........................................................................................................................... 2. Pengamatan Pada Planaria
No. Parameter Kuantitatif/ Semikuantitatif
Perlakuan A B C D E F
1. Pergerakan 3. Persentase survival individu (%) 4. Tingkat kekeruhan air 5. Sekresi sekret/lendir
Interpretasi : ........................................................................................................................ ........................................................................................................................... ........................................................................................................................... ...........................................................................................................................
***
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 34
IX. KERJA OTOT RANGKA
A. Tujuan Praktikum
a. Mengamati dan memahami mekanisme kontraksi dan relaksasi otot rangka
(gastrocnemius) dengan menggunakan kimograf
b. Mengamati respons otot rangka (gastrocnemius) terhadap rangsang tunggal dengan
intensitas berbeda, serta menentukan kuat rangsang minimal, submaksimal, dan
maksimal
c. Mengamati dan mengukur lamanya waktu perioda kontraksi
d. Mengamati respons otot rangka (gastrocnemius) terhadap rangsang listrik dua kali
berturut-turut dan perangsangan listrik frekuensi tinggi (multiple)
B. Landasan Teori
Otot rangka atau otot lurik (gastrocnemius) merupakan salah satu organ dari sistem gerak
aktif yang memperlihatkan aktivitas kontraksi dan relaksasi. Karakter otot ini bersifat non
otonomik yang akan bekerja jika ada rangsangan atau kendali motorik. Karaktersitik
fungsional yang dimiliki oleh otot rangka meliputi (a) kontraktilitas; kemampuan untuk
memendek karena adanya gaya, (b) eksitabilitas; kapasitas otot untuk merespons sebuah
rangsang, (c) ekstensibilitas; kemampuan otot untuk memanjang, (d) elastisitas;
kemampuan otot untuk kembali ke panjang normal setelah mengalami pemanjangan.
Adanya potensial aksi yang merupakan proses depolarisasi dan repolarisasi pada
membran sel otot (serabut otot) dalam periode sangat cepat akan menyebabkan terjadinya
kontraksi. Terjadinya potensial aksi tunggal akan bermanifestasi terhadap adanya
peningkatan tegangan otot (dalam periode 100 milidetik atau kurang). Kontraksi yang
muncul kemudian disebut sebagai kontraksi tunggal. Dalam kontraksi dan relaksasi otot
dikenal istilah fse kontraksi, fase laten, dan fase relaksasi. Fase kontraksi adalah waktu
terjadinya kontraksi otot, fase laten adalah waktu antara datangnya rangsang ke neuron
motoris dengan awal terjadinya kontraksi, sedangkan fase relaksasi adalah waktu otot
berelaksasi. waktu terjadinya kontraksi disebut fase kontraksi.
Kerja aktif dari otot rangka sangat ditentukan oleh intensitas rangsang, beratnya
beban, dan ketersediaan ATP. Secara fisiologis juga ditentukan oleh konsentrasi ion-ion
Ca++ yang terlibat dalam inisiasi kontraksi dan relaksasi otot. Otot dapat mengalami
kontraksi yang halus dan bertahan lama akibat periode rangsangan berulang dan terlalu
cepat sehingga terjadi aksi potensial yang tumpang tindih. Gejala ini disebut tetanus.
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 35
Praktikum : Mekanisme Kerja Otot Rangka (Gastrocnemius)
Alat dan Bahan :
Alat bedah, bak bedah, kimograf dan sumber listrik, jarum sonde, katak Rana sp. dan Bufo
sp. dewasa, larutan ringer. Komposisi larutan ringer : NaCl 6.95 g; KCl 0.075 g; CaCl2
0.1-0.2 g; NaHCO3 0.1-0.2 g; glukosa 1g dalam 1000 ml air.
Prosedur Kerja :
(1). Persiapan objek dan instrumen :
Katak didekapitasi dengan pisau bedah yang tajam dan setelah kepalanya putus dilakukan
perusakan sum-sum tulang dengan jarum sonde agar tubuh katak menjadi lemas dan otot
rangkanya dapat diisolasi dengan mudah. Untuk mengisolasi otot gastrocnemius, kulit
katak di bagian paha dan betis dibuka (digunting) lalu otot gastrocnemius (hingga tendon
achilles) bersama pangkal femur dipisahkan dari bagian kaki katak lainnya. Ketika isolasi
otot gastrocnemius telah selesai dilakukan dan kimograf telah siap, maka otot dapat
dipasang pada bak spesimen dari kimograf. Di dalam bak spesimen, tendon achilles diikat
dengan benang dan dihubungkan dengan alat pengungkit otot. Di sisi lain, pangkal femur
yang diisolasi bersama otot gastrocnemius dijepit dengan menggunakan jarum agar benang
penghubung berada dalam keadaan tegang dan respons yang terjadi pada otot akan dapat
tercatat pada kimograf. Selama isolasi dan peenggunaan otot diberi larutan ringer.
(2). Percobaan Kerja Otot :
a. Respons Otot Terhadap Rangsang Tunggal Dengan Intensitas Berbeda
Pada awalnya, jenis rangsang diatur sebagai rangsang ”single”, tromol dibuat berputar
dengan kecepatan sedang (50 mm/det), dan kemudian elektroda stimulator ditempatkan
pada otot di sekitar tendon achilles. Lalu tromol dinyalakan dan otot dirangsang dengan
kuat rangsang paling rendah (0 V) hingga kuat rangsang paling tinggi (25 volt).
Berdasarkan grafik yang didapat, nilai kuat rangsang minimal, submaksimal, dan maksimal
dapat ditentukan.
b. Kontraksi Tunggal Otot Rangka
Jenis rangsang juga diatur sebagai rangsang ”single”, tromol diatur agar berputar dengan
kecepatan maksimum( 625 mm/detik) dan kuat rangsang yang dipakai adalah kuat
rangsang submaksimal yang didapat dari percobaan sebelumnya (pecobaan a). Selain itu,
titik awal dari jarum pencatat harus ditandai pada kertas berskala. Setelah elektroda
stimulator ditempatkan pada otot di sekitar tendon achilles, tombol penyala tromol dan
pemberi rangsang ditekan secara bersamaan. Berdasarkan grafik yang terbentuk, lamanya
periode-periode satu kali kontraksi otot (periode laten, kontraksi, dan relaksasi) ditentukan.
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 36
c. Efek Perangsangan Dua Kali Berturut-turut
Jenis rangsang juga diatur sebagai rangsang ”single”, tromol diatur agar berputar dengan
kecepatan sedang, dan kuat rangsang yang dipakai adalah kuat rangsang submaksimal
seperti percobaan sebelumnya. Pemberian rangsang dilakukan dengan dua kali penekanan
tombol stimulator. Pada perlakuan pertama, permberian rangsang kedua dilakukan segera
setelah kontraksi pertama berlangsung seluruhnya (beneficial effect of contraction). Pada
perlakuan kedua, pemberian rangsang kedua dilakukan sebelum kontraksi pertama
berlangsung seluruhnya (summation of effect), dan pada perlakuan ketiga, pemberian
rangsang kedua dilakukan secepat mungkin setelah pemberian rangsang pertama agar
rangsang kedua jatuh pada periode laten dari kontraksi pertama (summation of stimuli).
d. Efek Perangsangan Lebih Dari Dua Kali
Jenis rangsang diatur sebagai rangsang ”multiple”. Tromol diatur agar berputar sedang,
dan kuat rangsang yang dipakai adalah kuat rangsang submaksimal. Frekuensi rangsang
yang diberikan diatur dari frekuensi lambat, sedang, cepat, hingga sangat cepat. Hasil
pencatatan pada kimograf diinterpretasikan.
Lembar Kerja Praktikum :
1. Respons Otot Terhadap Rangsang Tunggal Dengan Intensitas Berbeda
2. Kontraksi Tunggal Otot Rangka
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 37
3. Efek Perangsangan Dua Kali Berturut-turut
4. Efek Perangsangan Lebih Dari Dua Kali
Interprtetasi : ........................................................................................................................ ........................................................................................................................ ........................................................................................................................
***
Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan
Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 38
DAFTAR PUSTAKA Brooks, G.A. T.D. Fahey, T.P. White. 1996. Exercise Physiology: Human Bioenergetics
and Its Applications. 2nd Ed. Mayfield Publishing Co. Campbell, N. A, J. B. Reece, and L. G. Mitchell. 2000. Biology : Concept and Conections.
3 rd Edition. Addison Wesley Longman Inc. Departemen Biologi ITB Bandung. 2006. Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan. Bandung. Farabee, M. J. 2006. Animal Organ Systems and Homeostasis. www.emc.maricopa.edu
/faculty/farabee/BIOBK/BioBookANIMORGSYS.html Farabee, M. J. 2002. Excretory System. www.emc.maricopa.edu/faculty/farabee/
BIOBK/BioBookEXCRET.html Gandasoebrata, R. 1989. Penuntun Laboratorium Klinik. Dian Rakyat. Jakarta. Griffin, D.R., A. Novick. 1970. Animal Structure and Function. Second Edition. Holt,
Rinehart and Wisnton, Inc. New York. Hardy, R. 1983. Homeostasis. Edward Arnold. London. Kay, I. 1998. Introduction to Animal Physiology. Springer-Verlag Singapore Pte.Ltd. Levick, J. R. 1995. An Introduction to cardiovascular Physiology. Second Edition.
Butterworths. London. Prosser, C. L. 1991. Comparative Animal Physiology. Fourth Edition. Wiley-Liss. New
York. Sanlon, V. C., T. Sanders. 2007. Essentials of Anatomy and Physiology Fith Edition. Davis
Company. Philadelpia. Schnidt-Nielsen, K. 1997. Animal Physiology : Adaptation and Environment. Fifth Edition.
Cambridge University press. Seeley, R.R., T.D. Stephens, P. Tate. 2003. Essentials of Anatomy and Physiology fourth
edition. McGraw-Hill Companies. Simmons, A. 1980. Technical Hematology. Third Edition. J.B. Lippincott Company.
Philadelphia. Wulangi, K.S. 1991. Prinsip-Prinsip Fisiologi Hewan. ITB Bandung.