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· 705 ·中华危重病急救医学 2017 年 8 月第 29 卷第 8期 Chin Crit Care Med，August 2017，Vol.29，No.8
·论著·
人脐带间充质干细胞对脓毒症大鼠的 免疫干预研究张何为 崔晓旭 方涛 傅强300070 天津医科大学 （张何为）；300140 天津市第四中心医院重症医学科（傅强），中心实验室（崔晓旭、方涛）通讯作者：傅强，Email：[email protected]：10.3760/cma.j.issn.2095-4352.2017.08.007
【摘要】 目的 探讨人脐带间充质干细胞（UC-MSCs）对脓毒症大鼠免疫细胞及炎性因子的调节作用。
方法 按照随机数字表法将 184 只雄性 SD 大鼠分为正常对照组（n＝8）、假手术组（n＝48）、脓毒症模型组 （n＝64）、干细胞治疗组（n＝64）。采用盲肠结扎穿孔术（CLP）制备脓毒症动物模型。干细胞治疗组于制模后 1 h 腹膜注射第 3代 UC-MSCs（2×106/mL）1 mL；假手术组、脓毒症模型组给予等量生理盐水。假手术组、脓毒症模型组、干细胞治疗组各取 16 只大鼠观察 72 h 内存活情况；其余大鼠分别于术后 12、24、48 和 72 h 各取 8只
收集门静脉血，用流式细胞仪检测 CD4+ T 细胞百分比及其辅助性 T细胞 （Th1/Th2）比值，用酶联免疫吸附试验
（ELISA）测定血浆肿瘤坏死因子 -α（TNF-α）、高迁移率族蛋白 B1（HMGB1）、白细胞介素 -10（IL-10）水平。
结果 干细胞治疗组术后 72 h 大鼠存活率略高于脓毒症模型组〔62.5%（10/16）比 50.0%（8/16），χ2＝0.509，
P＞0.05〕。脓毒症模型组术后 12 h CD4+ T 细胞百分比、Th1/Th2 比值均显著高于假手术组，随时间延长有所降
低，并于 48 h 后显著低于假手术组；血浆炎性因子水平均于术后 12 h 显著高于假手术组，TNF-α、IL-10 于术
后 48 h 达高峰后有所降低，而HMGB1 持续升高至 72 h。与脓毒症模型组比较，干细胞治疗组术后 12 h、24 h
CD4+ T 细胞百分比显著降低〔（49.66±0.91）%比（59.11±1.17）%，（41.80±0.89）%比（49.84±0.99）%〕，术后12、24、48 h Th1/Th2 比值显著降低（0.745±0.065 比 1.254±0.115， 0.407±0.077 比 0.806±0.061，0.280±0.057 比 0.454±0.049）及术后 12、 24、 48、 72 h TNF-α和 HMGB1 显著降低 〔TNF-α（ng/L）： 52.60±6.60 比 58.03± 6.53，71.77±8.48 比 147.39±11.37，111.83±10.76 比 271.36±19.04，83.09±7.43 比 171.04±14.06；HMGB1（ng/L）： 149.12±9.89 比 187.33±12.79，192.94±14.92 比 442.35±52.72，1 393.67±88.86 比 1 950.90±126.66，1 875.84±111.67 比 2 557.12±186.01〕，术后 12、24、48、72 h IL-10 水平显著升高（ng/L：65.46±5.51 比 33.32± 4.17，86.49±5.78 比 63.11±5.53，142.73±9.94 比 106.81±6.36，123.74±10.90 比 89.90±7.71），差异均有统计学意义（均 P＜0.01）。结论 UC-MSCs 可以通过降低促炎因子水平、增加抗炎因子水平，使脓毒症大鼠早期
CD4+ T 细胞、Th1/Th2 比值趋于正常，改善其免疫功能状态，但对动物存活率无明显改善。【关键词】 脓毒症； 脐带间充质干细胞； T 淋巴细胞； 炎性介质基金项目：天津市“131”创新人才培养项目（2012）
Immune intervention of human umbilical cord mesenchymal stem cells on sepsis rats Zhang Hewei, Cui Xiaoxu, Fang Tao, Fu QiangTianjin Medical University, Tianjin 300070, China (Zhang HW); Department of Critical Care Medicine, the Fourth Central Hospital of Tianjin, Tianjin 300140, China (Fu Q); Department of Central Laboratory, the Fourth Central Hospital of Tianjin, Tianjin 300140, China (Cui XX, Fang T)Corresponding author: Fu Qiang, Email: [email protected]
【Abstract】 Objective To investigate the effect of human umbilical cord mesenchymal stem cells (UC-MSCs) on immune cells and inflammatory factors in septic rats. Methods 184 male Sprague-Dawley (SD) rats were divided into normal control group (n = 8), sham operation group (n = 48), sepsis model group (n = 64), and UC-MSCs treatment group (n = 64). An animal model of sepsis was produced by cecal ligation and puncture (CLP). In the UC-MSCs treatment group 1 mL UC-MSCs (2×106/mL) were injected intraperitoneally at 1 hour after the model establishment; the sham operation group and the sepsis model group were given the same amount of saline. Sixteen animals in each group of the sham operation group, sepsis model group, and UC-MSCs treatment group were observed for 72-hour survival rate. The percentages of CD4+ T cells and the ratio of helper T cells 1/2 (Th1/Th2) in whole blood cells were measured by flow cytometry at 12, 24, 48 and 72 hours after operation. The levels of tumor necrosis factor-α (TNF-α), high mobility group box 1 (HMGB1), interleukin-10 (IL-10) were measured by enzyme linked immunoabsorbent assay (ELISA). Results The 72-hour survival rate of the UC-MSCs treatment group was slightly higher than that of the sepsis model group [62.5% (10/16) vs. 50.0% (8/16), χ2 = 0.509, P > 0.05]. The percentage of CD4+ T cells and Th1/Th2 ratio in the sepsis model group were significantly higher than those in the sham operation group at 12 hours after operation, and decreased as the time prolonged to 48 hours. The levels of plasma inflammatory factors were significantly higher
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脓毒症是机体对感染的反应失调，而导致危及
生命的器官功能障碍［1］，其机制尚未完全明确，目前
较一致的观点是严重感染引起非特异性免疫功能亢
进与特异性免疫功能抑制，即促炎 / 抗炎反应失衡。
脓毒症引发的免疫失衡，早期以促炎反应为主、晚
期以抗炎反应为主，促炎与抗炎反应互相增强，最终
导致免疫功能失调，这种失调会引起循环、呼吸、凝
血等各个系统的损伤，甚至衰竭［2］。间充质干细胞
（MSCs）可以用来调节脓毒症所致的免疫失衡［3］，但
其对于免疫细胞及炎性因子的调节大都还处于细胞
层面上的研究。本实验中通过人脐带间充质干细胞
（UC-MSCs）早期治疗脓毒症大鼠，旨在探讨 MSCs
对脓毒症免疫干预作用的影响。
1 材料及方法
1.1 人 UC-MSCs 的获取：脐带获取自本地医院健康的顺产产妇，并获得知情同意，且经该院伦理委员
会批准。供者无慢性传染性疾病、血液系统疾病等
病史及家族遗传病史。新鲜的脐带经分离、培养及
传代至第 3代，制备成 2×106/mL 的制剂，用于本实验。UC-MSCs 由天津沙船生物科技发展有限公司
制备并提供。MSCs 经形态学、流式细胞仪及诱导
分化鉴定后，均符合国际标准［4］。
1.2 实验动物及主要试剂：SPF 级雄性 SD 大鼠184 只，体重 220～280 g，由解放军军事医学科学院
实验动物中心提供，动物合格证号：0036265。大鼠
外周血淋巴细胞分离液（天津灏洋华科生物科技有
限公司），RPMI 1640 培养基（上海立菲生物有限公
司），白细胞刺激剂、异硫氰酸荧光素（FITC）标记
小鼠抗大鼠 CD4 抗体、藻红蛋白（PE）标记γ-干
扰素（IFN-γ）抗体、PE 标记白细胞介素 -4 （IL-4）
抗体、FITC 标记小鼠 IgG2a 同型对照抗体、PE 标
记小鼠 IgG1 同型对照抗体（美国 BD 公司）。大鼠
IL-10、肿瘤坏死因子 -α（TNF-α）酶联免疫吸附
试验（ELISA）试剂盒（武汉优尔生科股份有限公司），
大鼠高迁移率族蛋白 B1（HMGB1）ELISA 试剂盒
（武汉华美生物工程有限公司）。
1.3 动物分组和模型建立：按随机数字表法将大鼠分为正常对照组（n＝8）、假手术组（n＝48）、脓毒症模型组（n＝64）、干细胞治疗组（n＝64）。采用盲肠结扎穿孔术（CLP）制备脓毒症大鼠模型 ［5］；假手术
组只开腹、关腹，不行盲肠结扎、穿孔。干细胞治疗
组于制模后1 h腹膜注射UC-MSCs 1 mL；假手术组、
脓毒症模型组给予等量生理盐水。正常对照组不进
行任何处理。
本实验中动物处置方法符合动物伦理学标准。
1.4 检测指标及方法：假手术组、脓毒症模型组和干细胞治疗组各取 16 只大鼠观察存活情况；分别
于制模后 12、24、48、72 h 取 8 只大鼠门静脉血并
处死。
1.4.1 CD4+ T 细胞、辅助性 T细胞（Th1/Th2）比值
测定：取门静脉血，肝素钠抗凝，用淋巴细胞分离
液分离出外周血单个核细胞（PBMC），RPMI 1640
培养基（含小牛血清及双抗）重悬，调整密度至
1×106/mL；加入白细胞刺激剂 2 μL，置于 37 ℃ 5% CO2 培养箱中培养 4～6 h。孵育完毕，将标本平均
分到 3个小离心管（EP 管）中，标记为 A1、A2、A3，
每管 100 μL，A1 管加入 FITC 标记小鼠 IgG2a 同型对照抗体 5 μL，A2、A3 管加入 FITC 标记小鼠抗大鼠 CD4 抗体 10 μL，4 ℃避光孵育 15 min；各管加入磷酸盐缓冲液（PBS）离心弃上清，分别加入 250 μL
than those of sham operation group at 12 hours after operation, TNF-α and IL-10 were decreased at 48 hours after operation, while HMGB1 continued to increase until 72 hours after operation. Compared with those in the sepsis model group, the percentages of CD4+ T cells at 12 hours and 24 hours after operation [(49.66±0.91)% vs. (59.11±1.17)%, (41.80±0.89)% vs. (49.84±0.99)%], the levels of Th1/Th2 ratio at 12, 24, 48 hours after operation (0.745±0.065 vs. 1.254±0.115, 0.407±0.077 vs. 0.806±0.061, 0.280±0.057 vs. 0.454±0.049), and the levels of TNF-α and HMGB1 were significantly reduced at 12, 24, 48 and 72 hours after operation in the UC-MSCs treatment group [TNF-α(ng/L): 52.60±6.60 vs. 58.03±6.53, 71.77±8.48 vs. 147.39±11.37, 111.83±10.76 vs. 271.36±19.04, 83.09±7.43 vs. 171.04±14.06; HMGB1 (ng/L): 149.12±9.89 vs. 187.33±12.79, 192.94±14.92 vs. 442.35±52.72, 1 393.67±88.86 vs. 1 950.90±126.66, 1 875.84±111.67 vs. 2 557.12±186.01], all with statistically significant differences (all P < 0.05). The level of IL-10 was significantly higher at 12, 24, 48 and 72 hours after operation (ng/L: 65.46±5.51 vs. 33.32±4.17, 86.49±5.78 vs. 63.11±5.53, 142.73±9.94 vs. 106.81±6.36, 123.74±10.90 vs. 89.90±7.71, all P < 0.01). Conclusion UC-MSCs can make CD4+ T cells in early sepsis, and Th1/Th2 ratio to normal, by reducing the levels of proinflammatory factors, and increasing the level of anti-inflammatory factor, and improve sepsis immune function status, but cannot improve the survival rate of animals.
【Key words】 Sepsis; Umbilical cord mesenchymal stem cell; T lymphocyte; Inflammatory mediatorFund program: "131" Innovative Talent Training Project of Tianjin (2012)
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细胞 / 固定破膜剂，4 ℃避光孵育 20 min，用漂洗缓
冲液离心弃上清，并重悬细胞。A1 管加入 PE 标记
小鼠 IgG1 同型对照抗体 20 μL，A2 管加入 PE 标记IFN-γ 抗体 20 μL，A3 管加入 PE 标记 IL-4 抗体 5 μL，4 ℃避光孵育 30 min，用漂洗缓冲液离心弃上清；各管分别加入PBS重悬细胞，用FACS Calibur 流
式细胞仪检测，CellQuest软件获取，在前向角散射/侧
向角散射（FSC/SSC）图中设门，门内收取 10 000 个
细胞，选出淋巴细胞群，A1 作为阴性对照，通过散
点图在 CD4T-FITC/IFN-γ-PE（A2）和 CD4T-FITC/
IL-4-PE（A3）计算 IFN-γ+细胞和 CD4+ T 细胞占
门中细胞的百分比，两者比例即 Th1/Th2 比值。
1.4.2 炎性因子水平测定：取门静脉全血后，用乙二胺四乙酸（EDTA）采血管取全血 2 mL，离心
10 min 取血浆，于 -80 ℃冰箱保存，严格按照试剂盒
说明书步骤检测 TNF-α、HMGB1、IL-10 水平。
1.5 统计学方法：使用 SPSS 17.0 软件进行统计分析，符合正态分布的定量资料以均数±标准差（x±s）表示，多组间、组内比较采用单因素方差分析，两两比较且方差齐时采用 LSD 检验，方差不齐
时采用非参数秩和检验；P＜0.05 为差异有统计学意义。
2 结 果
2.1 UC-MSCs 的镜下特征、表面标志物鉴定及分化鉴定：第 3 代 UC-MSCs 镜下特征呈不规则梭
形，形态趋于均一，贴壁生长，融合度达 90% 以上
（图 1）。经流式细胞仪分析（图 2）显示，95% 以上
的 UC-MSCs 细胞 CD90 表达阳性，CD45 表达阴性。
UC-MSCs 可诱导分化为软骨、骨及脂肪（图 3）。
1
图 1 光镜下观察第 3代人脐带间充质干细胞（UC-MSCs）呈不规则梭形，旋涡状排列生长，90%以上融合 低倍放大
图 2 流式细胞仪检测人脐带间充质干细胞（UC-MSCs）表面标志物 CD90、CD45
104
103
102
101
100
0
100
200
300
400
CD90（荧光强度）104
103
102
101
100
CD45（荧光强度）
细胞计数（个）
0
50
100
150
细胞计数（个）
PE-Cy7-A subset 0.055
PE-A subset 99.2
存活率（％）
术后时间（h）
00 12
假手术组
干细胞治疗组
脓毒症模型组
24 36 48 60 72
20
40
60
80
100
图 4 各组大鼠术后 72 h 内存活情况
2.3 各组 CD4+ T 细胞百分比比较（表 1）：假手术
组与正常对照组 CD4+ T 细胞百分比差异无统计学
意义。脓毒症模型组术后 12 h CD4+ T 细胞百分
比较假手术组显著升高（P＜0.01），随后明显降低， 48 h、72 h 显著低于假手术组（均 P＜0.01）。干细胞治疗组术后 12 h、24 h CD4+ T 细胞百分比较脓毒症
模型组明显降低（均 P＜0.01），48 h、72 h 无明显差异（均 P＞0.05）。2.4 各组 Th1/Th2 比值比较（表 1）：假手术组与正常对照组 Th1/Th2 比值差异无统计学意义。脓毒
症模型组术后 12 h、24 h Th1/Th2 比值显著高于假
手术组（均 P＜0.01），随后显著下降，48 h、72 h 明显低于假手术组（均 P＜0.01）。干细胞治疗组术后12、24、48 h Th1/Th2 比值较脓毒症模型组明显降低
（均 P＜0.01），72 h 差异无统计学意义（P＞0.05）。
2.2 72 h 内动物存活情况（图 4）：脓毒症模型组和干细胞治疗组大鼠术后 12、24、48、72 h 分别存活
15、14、11、8 只和 16、15、12、10 只。干细胞治疗组
72 h 存活率与脓毒症模型组比较差异无统计学意义
（62.5% 比 50.0%，χ2＝0.509，P＞0.05）。
图 3 光镜下观察第 3代人脐带间充质干细胞（UC-MSCs）诱导分化 甲苯胺蓝染色显示 UC-MSCs 诱导成软骨（A，低倍放大）；茜素红染色显示 UC-MSCs 诱导成骨（B，中倍放大）；油红 O染色显示 UC-MSCs 诱导成脂肪（C，中倍放大）
3A 3B 3C200μm 100μm
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2.5 各组血浆炎性因子水平比较（表 2）：假手术组与正常
对照组血浆 TNF-α、IL-10、
HMGB1 水平比较差异均无
统计学意义。脓毒症模型组
TNF-α、IL-10 于术后 12 h 开
始升高，48 h 达高峰后有所下
降；HMGB1 亦于术后 12 h 开
始升高，并逐渐升高至 72 h 达
高峰；术后各时间 TNF-α、
IL-10、HMGB1水平均显著高于
假手术组（均 P＜0.01）。干细胞治疗组术后各时间点 TNF-α、
HMGB1 水平明显低于脓毒症
模型组，IL-10 水平明显高于
脓毒症模型组（均 P＜0.05）。3 讨 论
脓毒症是严重感染、创伤后期的主要死因，早
期诊断尤为重要。脓毒症造成机体免疫失衡的机
制涉及机体固有免疫系统和适应性免疫系统，其状
态与脓毒症的发展和转归关系密切，对脓毒症所致
促炎 / 抗炎免疫失衡进行调节，已成为现代研究的
热点。
近年来，MSCs 的大量基础和临床研究证实，
MSCs 是来源于中胚层的一类多功能干细胞，几乎
在所有器官和组织中均可提取，如脂肪组织、骨骼
肌、骨髓、脐带等。MSCs 具有多分化潜能、低免疫
原性、促血管生成和促进修复能力、免疫调节性等
4 个重要特征［6-7］。MSCs 的低免疫原性［8］与异体、
异种治疗脓毒症息息相关。研究表明，MSCs 的低免
疫原性主要体现在不表达主要组织相容性复合体Ⅱ
（MHC- Ⅱ），仅表达低水平的主要组织相容性复合
体Ⅰ（MHC-Ⅰ），这将导致固有和适应性免疫反应的
激活明显减少。因此，MSCs 的这种免疫豁免性，使
异体、异种治疗具有可行性，且不受其组织来源影
响［9］。本次选用人 UC-MSCs 存在较多优势：第一，
脐带是分娩后的废弃物，不存在伦理学问题；第二，
因有胎血屏障的存在，脐带受病毒感染的概率较低；
第三，UC-MSCs 连续多次传代仍可保持干细胞特
性，易于长期培养，且增殖能力远高于其他器官提取
的MSCs［10］。De Miguel 等［11］研究表明，MSCs 除具
有多分化潜能外，还具有影响免疫细胞增殖、分化
和炎性因子分泌等功能，及良好的免疫调节作用和
强大的抗炎作用。
T 淋巴细胞参与细胞免疫，属于适应性免疫，根
据 T细胞表面抗原（CD）可分为 CD4+ T 细胞、CD8+
T 细胞。CD4+ T 细胞又称辅助性 T细胞（Th），它可
以增殖扩散并激活其他类型的免疫细胞，并且产生
直接免疫反应，在免疫应答中扮演着重要角色。本
研究显示，在脓毒症早期（术后 12 h）CD4+ T 细胞明
显增多，提示机体发生过强的细胞免疫反应；但 24 h
后 CD4+ T 细胞开始减少，48 h 降至最低，提示很快
进入了免疫抑制状态，其机制考虑与脓毒症晚期免
疫细胞大量凋亡密切相关［12］。最近研究表明，应
用 IL-7、抗程序性死亡受体 1 抗体可以阻断 CD4+
表 2 人脐带间充质干细胞（UC-MSCs）对脓毒症大鼠血浆炎性因子水平变化的影响（x±s）
组别动物数
（只）
TNF-α（ng/L）
12 h 24 h 48 h 72 h
正常对照组 8 36.45±6.65假手术组 8 37.03±4.37 39.83± 5.11 40.57± 3.28 39.51± 4.68脓毒症模型组 8 58.03±6.53 a 147.39±11.37 a 271.36±19.04 a 171.04±14.06 a
干细胞治疗组 8 52.60±6.60 b 71.77± 8.48 c 111.83±10.76 c 83.09± 7.43 c
组别动物数
（只）
IL-10（ng/L）
12 h 24 h 48 h 72 h
正常对照组 8 15.79±1.44假手术组 8 17.20±2.43 17.23±2.52 16.70±2.20 17.19± 2.02脓毒症模型组 8 33.32±4.17 a 63.11±5.53 a 106.81±6.36 a 89.90± 7.71 a
干细胞治疗组 8 65.46±5.51 c 86.49±5.78 c 142.73±9.94 c 123.74±10.90 c
组别动物数
（只）
HMGB1（ng/L）
12 h 24 h 48 h 72 h
正常对照组 8 87.92± 9.14假手术组 8 85.76± 5.92 86.49± 8.03 87.77± 5.35 89.72± 6.36脓毒症模型组 8 187.33±12.79 a 442.35±52.72 a 1 950.90±126.66 a 2 557.12±186.01 a
干细胞治疗组 8 149.12± 9.89 c 192.94±14.92 c 1 393.67± 88.86 c 1 875.84±111.67 c
注： TNF-α为肿瘤坏死因子 -α，IL-10 为白细胞介素 -10，HMGB1 为高迁移率族蛋白 B1；
与假手术组比较，aP＜0.01；与脓毒症模型组比较，bP＜0.05， cP＜0.01；空白代表无此项
表 1 人脐带间充质干细胞（UC-MSCs）对脓毒症大鼠全血细胞中 CD4+ T细胞、Th1/Th2比值的影响 （x±s）
组别动物数
（只）
CD4+ T 细胞百分比（%） Th1/Th2 比值
12 h 24 h 48 h 72 h 12 h 24 h 48 h 72 h
正常对照组 8 50.11±1.96 0.557±0.047假手术组 8 51.01±1.43 50.43±1.97 50.07±1.57 50.35±1.55 0.566±0.046 0.568±0.046 0.551±0.054 0.534±0.047脓毒症模型组 8 59.11±1.17 a 49.84±0.99 42.17±0.99 a 47.84±0.94 a 1.254±0.115 a 0.806±0.061 a 0.454±0.049 a 0.231±0.046 a
干细胞治疗组 8 49.66±0.91 b 41.80±0.89 b 41.79±0.98 47.78±0.94 0.745±0.065 b 0.407±0.077 b 0.280±0.057 b 0.251±0.049
注： 与假手术组比较，aP＜0.01；与脓毒症模型组比较，bP＜0.01；空白代表无此项
万方数据
· 709 ·中华危重病急救医学 2017 年 8 月第 29 卷第 8期 Chin Crit Care Med，August 2017，Vol.29，No.8
T 细胞和 CD8+ T 细胞的凋亡，明显改善宿主生存
率［13-14］。MSCs 抑制 T 细胞增殖的机制是多种多
样的，研究显示，MSCs 通过抑制 T 细胞内的周期
素 D2（cyclin D2）表达，将 T细胞阻滞在 G0/G1 细胞
周期阶段［15］。但需要强调的是，有研究表明，只有
在MSCs 与 PBMC 细胞共培养时才能表现为抑制效
应，其机制可能是MSCs 与抗原呈递细胞（APCs）通
过细胞 -细胞接触，使 APCs 产生 IL-10，从而引起
抑制效应［16-17］。本研究显示，干细胞治疗组在脓毒
症早期可使 CD4+ T 细胞明显减少，避免了过强的细
胞免疫反应所致的组织损伤，但后期（48 h 后）则与
脓毒症模型组比较差异无统计学意义，其机制考虑
与MSCs 分泌许多可溶性因子有关［3］；而且大部分
研究者认为，MSCs 可以不需直接接触靶细胞，而是
通过分泌抗炎的可溶性因子，如转化生长因子 -β
（TGF-β）、IL-10、吲哚胺 2，3- 双加氧酶（IDO）、前
列素 E2（PGE2）等来发挥免疫抑制功能，从而抑制
T 细胞的增殖［18-19］。此外，调节性 T细胞（Treg）的
作用也不能忽视，Treg 是机体发挥免疫抑制功能的
关键调节细胞，可抑制 CD4+ T 细胞的增殖及其细胞
因子分泌［20］，MSCs 可诱导 T细胞向 Treg 转化 ［21］，
维持 Treg 表面叉头转录因子（Foxp3）表达，下调
Treg 表面 CD127 表达［22］，从而抑制免疫反应。
当受到病原微生物等刺激后，活化的 CD4+ T 细
胞根据其分泌的因子分成 Th1、Th2 两个亚群。Th1
亚群以分泌 IFN-γ、IL-2 为主，介导细胞免疫，也
称为炎症性 T 细胞；Th2 亚群以分泌 IL-4、IL-10
为主，介导体液免疫，与免疫抑制相关。脓毒症是
因严重感染而引起的免疫失调，即抗炎 / 促炎反应
失调，Th1/Th2 动态平衡是机体促炎 / 抗炎反应免
疫平衡变化的具体表现［23］。Th1、Th2 两个亚群是
相互抑制的，Th1 分泌的 IFN-γ 可抑制 Th2 的激
活，Th2 分泌的 IL-10 可抑制 Th1 的激活［24］。脓毒
症的治疗以保持促炎 / 抗炎反应平衡为主。脓毒症
晚期，Th1/Th2 比值明显降低，会出现以 Th2 细胞为
主的免疫抑制状态［25］。本研究结果显示，脓毒症早
期（术后 12 h）Th1/Th2 比值明显升高，随后逐渐下
降，72 h 出现明显抑制现象；而 UC-MSCs 治疗早期
（48 h 内）过度炎症反应即明显受抑。Aggarwal 和
Pittenger［26］报道，MSCs 调节 Th1/Th2 机制可能是
使 Th1 细胞减少分泌 IFN-γ同时增加 Th2 细胞分
泌 IL-4。
炎性因子在脓毒症引发的过度炎症反应中起重
要作用。脓毒症通过高细菌剂量诱导的系统性攻击
与多种促炎因子的增强释放密切相关。严重感染可
诱发中性粒细胞、巨噬细胞活化、向靶器官浸润并
释放大量炎性因子，如 TNF-α、IL-1、巨噬细胞移
动抑制因子（MIF）和HMGB1等促炎细胞因子［27-28］，
这些炎性因子反过来又可激活炎性细胞，如此形成
恶性循环，触发炎症级联“瀑布样”效应，从而加重
促炎反应的发展。过度激活的炎性细胞还可产生更
多的炎性介质，促炎细胞因子 TNF-α和 IL-1 等激
活靶细胞并诱导产生像趋化因子、活性氧簇（ROS）、
类花生酸类物质及蛋白水解酶等炎性介质，并导致
休克、弥散性血管内凝血（DIC）等，引发多器官功能
障碍综合征（MODS）［3］。如不加以处理，晚期伴随
抗炎因子 IL-10 的增多，免疫细胞明显处于抑制状
态，感染概率将明显增加［29］。因此，有效改善脓毒
症引发的促炎 / 抗炎紊乱是治疗的重要方向。本研
究结果显示，干细胞治疗组早期炎性因子 TNF-α
和晚期炎性因子HMGB1 均较脓毒症模型组明显下
降，提示MSCs 从早期就明显抑制了过度的炎症反
应。其机制可能是MSCs 减少炎性细胞向靶器官浸
润，从而减轻器官损伤［30］。干细胞治疗组各时间
点 IL-10 均较脓毒症模型组明显升高，机制可能是
MSCs 释放的 PGE2 作用于巨噬细胞的前列腺素受
体（EP2、EP4），从而刺激 IL-10 的释放，而 IL-10 可
阻止中性粒细胞迁移到组织中，从而减轻器官损伤，
如果提前给予中和 IL-10 或 IL-10 受体的特异性抗
体，可抵消MSCs 的治疗效果［31］。由此可见，IL-10
在 MSCs 治疗脓毒症的过程中扮演了重要的角色。
综上，本研究结果显示，UC-MSCs 可以改善脓
毒症大鼠的免疫功能状态，且未出现排异反应，但对
动物存活率无明显改善。MSCs 治疗脓毒症的作用
机制目前尚未完全明确，可能与MSCs 注射的剂量、
时机、部位等有关。因此，MSCs 用于脓毒症的治疗
还需进一步阐明作用机制，以便广泛用于临床。
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（收稿日期：2016-11-15）
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