guia_de_fisiologia
TRANSCRIPT
UNIVERSIDAD RICARDO PALMA
FACULTAD DE MEDICINA HUMANA
GUÍA PRACTICA DE
LABORATORIO DE
FISIOLOGÍA 2010REALIZADO POR :
Dra. Bertha Castro SalazarDr.Tomás Gargurevich AlarcónDra. Elizabeth Tomás Gonzáles
Dr. Jorge Velásquez García Dr. Walter Wong Fong
Dra.Teresa Castillo Rosales
Lima - Perú
1
UNIVERSIDAD RICARDO PALMAFACULTAD DE MEDICINA HUMANASEMESTRE ACADÉMICO: 2010-I
CONSEJO DE FACULTAD FAMURP
DECANO
Dr. Manuel Huamán Guerrero
MIEMBROS
Dra. Nancy Jo VargasDra. María Alatrista de Bambarén
Mag.Próspero Rojas LazoDr.Manuel García RojasDr.Jorge Cerna Barco
JEFE DEL DEPARTAMENTO
ACADÉMICO
Dra. Nancy Jo Vargas
2
PRESENTACIÓN
El propósito fundamental del curso de FISIOLOGÍA es proporcionar los fundamentos
de los fenómenos fisiológicos que ocurren en el ser vivo, permitiendo la comprensión de los
trastornos funcionales en los estudios clínicos posteriores.
Los trabajos prácticos tienen como finalidad el análisis y estudios de los temas
propuestos, lo que persigue es una óptima formación profesional y educación científica.
Las distintas prácticas que comprende la presente GUÍA DE PRÁCTICAS DE
FISIOLOGÍA, están diseñadas para que el alumno las realice personalmente de manera
organizada, y le conducirá a descubrir hechos, valorarlos e interpretarlos.
Al comienzo de cada práctica se presenta una pequeña introducción, describiendo los
aspectos más importantes en los que se basan las observaciones que se van a realizar, a
manera de resumen o repaso de los fundamentos científicos del tema, objeto de la respectiva
práctica.
En la guía, se reúnen los conocimientos fundamentales que son indispensables para
las prácticas de Fisiología y de la formación de los estudiantes de la Facultad de Medicina
Humana.
DRA. BERTHA CASTRO SALAZAR.
COORDINADORA DE LAS PRÁCTICAS
DE FISIOLOGÍA
2010
RECOMENDACIONES:
1) El estudiante debe acudir a cada práctica habiendo leído previamente la guía y
los fundamentos teóricos de las prácticas que se realizarán.
2) Los delegados de cada grupo deben asegurarse de que se contará con el
material didáctico correspondiente para cada práctica.
3) Cada práctica genera una nota
3
ÍNDICE
PRESENTACIÓN
CAPITULO I: HEMATOLOGÍA E INMUNOLOGÍA
P1: Fragilidad osmótica de los glóbulos rojos.
P2: Hematocrito, velocidad de sedimentación.
P3: Hemostasia: Tiempo de coagulación y tiempo de sangría.
Petequiometría
P4: Grupos sanguíneos.
CAPITULO II: NEUROFISIOLOGÍA
P1: Los fenómenos reflejos, el arco reflejo..
P2: La unión neuromuscular: La placa mioneural. Umbrales de
excitabilidad neural y muscular.
P3: Sistema nervioso sensitivo.
Receptores y sensaciones somáticas.
P4: Órganos de los sentidos
CAPITULO III: FISIOLOGÍA CARDIOVASCULAR
P1: Propiedades del músculo cardíaco.
P2: Electrocardiografía, electrofisiología I .Morfología,duración y
amplitud de las ondas.
P3: Electrocardiografía, electrofisiología II .Ritmo,frecuencia y
ejes.
P4: Presión arterial indirecta.
CAPITULO IV: FISIOLOGÍA ENDOCRINA
4
P1: Acción de la hormona gonadotrófica coriónica (HGC). Test de
Galli Mainini.
Test Inmunológico para la HGC.
P2: Metabolismo basal en el ratón.
P3: Conversatorio : Fisiología de la somatotropina
P4: Conversatorio : Fisiología de Hipoglicemia
CAPITULO V: FISIOLOGÍA DEL APARATO RESPIRATORIO
P1: Respuesta cardio-respiratoria al ejercicio
P2: Espirometría.
P3: Conversatorio Clínico: Alcalosis Respiratoria.
CAPITULO VI: FISIOLOGÍA RENAL
P1: Medio interno y permeabilidad de la membrana
P2: Pruebas de concentración y dilución urinaria.
P3: Sedimento urinario.
P4: Conversatorio Insuficiencia Renal..
CAPITULO VII: FISIOLOGÍA DEL APARATO DIGESTIVO
P1: Motilidad intestinal. Digestión de carbohidratos.
P2: Conversatorio Clínico: Fisiología Ulcera Péptica.
P3: Conversatorio Clínico: Fisiología Litiasis Vesicular.
5
CAPITULO I
HEMATOLOGÍA E INMUNOLOGÍA
PRÁCTICA N°1: FRAGILIDAD OSMÓTICA DE LOS GLÓBULOS ROJOS
Fundamento
Cuando los eritrocitos se sumergen en una solución hipotónica aumenta de volumen
por el ingreso de agua y cuanto más hipotónica sea la solución ingresará mayor
volumen de agua, llega un momento en que ya la membrana del eritrocito no resiste y
estalla (hemólisis). Hay enfermedades en las cuales, por alteraciones principalmente
en la membrana celular (defectos de la espectrina) y ciertas hemoglobinas anormales
(talasemias) los eritrocitos adquieren formas anormales y alteran su resistencia a las
soluciones hipotónicas: unas veces se hacen más frágiles y en otras circunstancias
más resistentes. Cuando los hematíes son esféricos (esferocitos) tienen un volumen
muy pequeño para su contenido y su capacidad de expansión está limitada: por
consiguiente estalla con pequeñas adiciones de agua: fragilidad aumentada o
resistencia disminuida. En cambio cuando están adelgazados o aplanados
(falciformes, talasemias, anemias microcíticas) la fragilidad está disminuída (resisten
soluciones más hipotónicas).
Si los eritrocitos se sumergieran en soluciones hipertónicas perderían
agua: Crenación y los eritrocitos se deshidratarían y arrugarían (crenocitos).
Si se sumergieran en soluciones isotónicas no habría cambio de volumen
del eritrocito
Objetivos:
Esta prueba se efectúa para determinar la resistencia de los eritrocitos a la lisis en
soluciones salinas hipotónicas. Los eritrocitos comienzan a hemolizarse a 0.44% de NaCI o
menos (hemólisis inicial) y la hemólisis es generalmente completa a un 0.33% (hemólisis
total).
Experimento y Procedimiento:
1. Se colocan en una gradilla varios tubos con diferentes concentraciones de
NaCI que van desde 0.1% hasta 0.9% , más un tubo con agua destilada.
6
2. Colocar una cantidad constante de sangre en cada tubo.
3. Mezclar suavemente por inversión de los tubos previamente tapados con un
plástico. Dejar en reposo por 20 minutos y volver a mezclarlos y finalmente
centrifugar 03 minutos a la velocidad de 3000 revoluciones por minuto.
4. Observar como el botón de hematíes va disminuyendo conforme la
concentración de NaCI va disminuyendo.
5. Determinar la concentración en donde se observa la hemólisis inicial y la
hemólisis total.
Resultados:
Explicar los resultados obtenidos en cada experimento realizado.
Elaborar conclusiones y recomendaciones.
PRÁCTICA N°2: HEMATOCRITO, VELOCIDAD DE SEDIMENTACIÓN.
Fundamento:
El hematocrito es la relación porcentual entre la cantidad de elementos formes y el
plasma.
La sangre tiene un componente líquido y componente celular cuya proporción normal
es 55/45 respectivamente, con valores mayores para el hombre y menores para la
mujer. Estos componentes juntos determinan la viscosidad de la sangre e influyen en
su tránsito por los capilares.
También se puede observar el color del plasma, el cual puede estar alterado en
algunos procesos, como la ictericia (plasma de color amarillo) o en la hiperlipemia
(plasma lechoso)
Objetivo:
Los estudiantes realizarán varios determinaciones siguiendo la técnica indicada e
interpretando los resultados.
Existen dos métodos: Macrohematocrito y Microhematocrito:
MACROHEMATOCRITO : Se hace con el tubo de Wintrobe:
Procedimiento:
7
1. Tomar con una pipeta Pasteur, una cantidad de sangre oxalatada.
2. Introducir la pipeta en el fondo del tubo de Wintrobe.
3. Oprimir el bulbo, adosado a la pipeta, para que la sangre vaya saliendo y al mismo
tiempo ir retirando la pipeta. Evitar la formación de burbujas. Llenar con sangre
hasta la marca 10. Nivelar con gasa o papel de filtro.
4. Centrifugar a 3000 r.p.m. por 30 minutos. Después de este tiempo hay la seguridad
de que todos los hematíes han formado una masa compacta y que no hay plasma entre
ellos.
5. Leer en la escala ascendente, el nivel al cual llega la columna roja.
Esta cifra es el hematocrito, expresado en porcentaje. Note que sobre esta columna
roja hay una mucho más pequeña de aspecto blanquecino, corresponde a los leucocitos y
plaquetas.
Valores Normales de Hematocrito
Adulto Niño
Hombres: 40-50% Niños mayores de 1 año: 36-44%
Mujeres: 35-47% Recién nacido: 44-62%
(Promedio: Varones 45% y mujeres 43%)
MICROHEMATOCRITO: Se realiza utilizando tubos capilares.
Se puede hacer con sangre capilar (punción de la yema de un dedo).
Se necesita una centrifugadora especial que puede hacer 10,000 rpm y sólo se demora
5 minutos.
VELOCIDAD DE SEDIMENTACIÓN
Fundamento:
Cuando se deja una muestra de sangre anticoagulada en reposo, los hematíes como
tienen mayor densidad que el plasma, tienden a sedimentar, la velocidad de caída depende
de la tendencia que tienen los eritrocitos a formar pilas o “rouleaux” y esta a su vez depende
de la interacción de dos fuerzas opuestas: Una fuerza de atracción : Las fuerzas de Van der
Waals y una fuerza de repulsión : El potencial Z. El equilibrio entre estas dos fuerzas puede
ser alterado por la presencia de ciertas moléculas asimétricas plasmáticas, especialmente el
fibrinógeno ( Proteína de fase aguda )y las gama globulinas cuando están muy aumentadas,
estas proteínas funcionan como dieléctricos disminuyendo el potencial Z, por lo tanto priman
las fuerzas de atracción y se acelera la velocidad de sedimentación.
8
La velocidad de sedimentación también depende de una serie de otros factores
muchos de ellos aún no identificados como: Daño orgánico, respuesta tisular y relación con
la circulación, número de eritrocitos, etc.
Cuando hay un proceso infeccioso o inflamatorio en general aumenta el fibrinógeno
y por lo tanto la velocidad de sedimentación se acelera
Objetivo:
El estudiante realizará la prueba de V.S., analizará los factores que la determinaron
e interpretará los resultados.
Procedimiento:
Se utiliza sangre venosa (obtenida por punción venosa) con anticoagulante.
Se toma con una pipeta Pasteur, provista de un bulbo de jebe, una cantidad de sangre.
Introducir la pipeta hasta el fondo del tubo de Wintrobe.
Una vez en el fondo, oprimir el bulbo para que la sangre vaya saliendo, al mismo
tiempo se retira lentamente la pipeta hasta llegar a la marca de 10. Si hubiera exceso,
nivelar con gasa o papel de filtro.
Luego se coloca el tubo en posición estrictamente vertical sobre una superficie rígida
por una hora.
Transcurrido el tiempo, leer en la escala descendente.
Valores Normales (Promedio):
Para las mujeres: menor de 15 mm/hora (M. Wintrobe)
Para los hombres: menor de 12 mm/hora (M. Wintrobe)
PRÁCTICA N°3: HEMOSTASIA: TIEMPO DE COAGULACIÓN Y TIEMPO DE
SANGRÍA
Fundamento:
Cuando un vaso sanguíneo se lesiona, inmediatamente se desencadenan una serie de
mecanismos para detener el sangrado, esta respuesta depende de las propiedades del mismo
vaso sanguíneo, de la acción de las plaquetas y de ciertas proteínas plasmáticas (factores de
la coagulación sanguínea).
Fases de la hemostasia:
Fase vascular
9
Fase plaquetaria
Coagulación sanguínea y
Fibrinolisis (que se encarga de la reparación del vaso dañado)
Objetivo:
Los estudiantes realizarán las siguientes pruebas:
Tiempo de sangría: Sirve para explorar principalmente la fase plaquetaria y hasta cierto
punto también la fase vascular. Si el número de plaquetas está disminuído( trombocitopenia)
o las plaquetas no funcionan adecuadamente (trombastenia) el tiempo de sangría se alarga
Tiempo de coagulación sanguínea: Explora básicamente como están trabajando los factores
de la coagulación en su conjunto. Si hay una disminución o ausencia de uno de los factores,
el tiempo de coagulación se prolongará, ejemplo en la hemofilia. Estudia la vía intrínseca de
la coagulación.
Procedimientos:
Tiempo de Sangría: (Método de DUKE)
1. Limpieza con alcohol del lóbulo de la oreja. Producir hiperemia. Hacer una herida
estándar con una lanceta.
2. Secar en forma escalonada usando papel secante cada 30 seg. Cuidando de no tocar
la herida.
3. Anotar el tiempo final en el que cesa el sangrado.
Valores Normales: 1’ – 3’ (Se acepta hasta 5’)
Método IVY
1. Se realiza previa aplicación del esfigmomanómetro en el brazo por 3 min. a una
presión media que debe permanecer constante durante toda la prueba.
2. Con una lanceta estéril se hacen tres punciones en la cara interna del antebrazo. Se
empieza a medir el tiempo.
3. la sangre que fluye se seca cada 30 seg., anotando el tiempo cuando ya no sangra
Valores Normales: 2 – 6 minutos (max. 07 minutos).
Tiempo de coagulación ( Método de Lee y White)
1. Obtener sangre por venopunción: 6 cc. (no por punción del dedo).
2. Depositar 2 cc en 03 tubos de ensayo. Colocarlos en baño de María
10
3. Tres minutos después, se les inclina uno por uno cada 30 seg. Evitar la agitación, que
podría prolongar el tiempo de coagulación. Cuando al invertir el tubo la sangre no se
derrama, se habrá producido la coagulación.
4. Anotar el tiempo de cada tubo y sacar un promedio.
Valores normales: 4 – 7 minutos (aceptable hasta 10 minutos)
Resultados
Explicar los resultados obtenidos en cada experimento realizado.
Elaborar conclusiones y recomendaciones.
PRÁCTICA N° 4: GRUPOS SANGUÍNEOS
Fundamento:
Las células sanguíneas –eritrocitos- tienen en la superficie antígenos (aglutinógenos) y en el
suero se encuentran los anticuerpos (aglutininas). Existen múltiples antígenos pero algunos
de ellos tienen características similares por lo que se les agrupa en los llamados Sistemas de
Grupos Sanguíneos, siendo los más importantes los que forman el sistema ABO (Antígenos A
y B) y el sistema Rh, formado por más de trece antígenos, pero generalmente sólo se investiga
el antígeno D por ser el más antigénico. En el sistema ABO, la sangre se clasifican, según el
antígeno que tengan, en los grupos A, B, AB, y O. Los genes productores de estos antígenos
se heredan siguiendo las Leyes Mendelianas y son de tipo dominante por lo tanto
genéticamente existen; AA, AO, BB, BO, AB y OO; siendo A y B dominantes y O recesivo. El
D es también un antígeno de superficie, el tenerlo es Rh (+) y lo contrario es Rh(-); en ambos
casos el suero no tiene ningún tipo de anticuerpo anti-D.
Objetivos:
Los estudiantes realizan y observan las pruebas de compatibilidad sanguínea usando sangre
de voluntarios. Enfrentada con sueros que contienen los anticuerpos: Anti-A, Anti-B y Anti-D
para así determinar los antígenos que tienen y por tanto el grupo sanguíneo, según la
reacción antígeno-anticuerpo (aglutinación) que se produzca.
Procedimientos y experimentos:
1. Dos estudiantes voluntarios en cada mesa aportan muestra de sangre por punción
digital.
2. Se depositan 3 gotas en 3 sitios diferentes de una porta objetos especial
3. Se aplican una gota de sueros Anti-A, Anti-B y Anti-D en cada gota y se mezclan con
pajillas diferentes. Estos pasos se realizan sucesivamente.
11
4. la aglutinación generalmente se observa a los 2 o 3 minutos. Se aprecia fácilmente
por la presencia de grumos consistentes en grandes conglomerados de eritrocitos. La
ausencia de grumos indica reacción negativa.
PRÁCTICA DE INMUNOLOGÍA
NOMBRE:________________________ GRUPO:______ FECHA:________
DETERMINACIÓN DEL GRUPO SANGUÍNEO A B O Y Rh
GRUPO GENES AGLUTINAGENOS
(ANTIGENOS)
AGLUTININAS
(ANTICUERPOS)
AB H + A + B A, B
A H + AA
H + AO
A ANTI-B
B H + BB
H + BO
B ANTI-A
O H ANTI-A, ANTI-B
O
(BOMBAY)
-H,-A,-B
-H,+A,+B
ANTI-A, ANTI-B, ANTI-
H
RH ( + ) DD , Dd
Y OTROS
D
RH ( - ) dd
RESULTADOS: Grupo sanguíneo………….. Rh:……………
Explicar los resultados obtenidos en cada experimento realizado.
Elaborar conclusiones y recomendaciones.
Hacer un esquema de las transfusiones posibles
Deducir el grupo sanguíneo de los hijos conociendo el de los padres
Comentarios sobre la eritroblastosis fetal.
Comentarios sobre el grupo sanguíneo O Bombay
12
CAPITULO II
NEUROFISIOLOGÍA
PRÁCTICA N°1: LOS FENÓMENOS REFLEJOS, EL ARCO REFLEJO, LA
SUMACIÓN ESPACIAL Y TEMPORAL DE LOS POTENCIALES DE
ACCION.
Fundamento:
Las acciones reflejas son respuestas adaptativas mediadas por el sistema nervioso, cuya
función básica es la de salvaguardar al individuo y preservar la especie. En estas respuestas
no interviene la conciencia.
Las acciones reflejas son respuestas automáticas, inconscientes a la acción de un
estímulo.
El substrato anatómico, la base física, sobre el cual se realizan los actos reflejos se
llama arco reflejo
Componentes de un arco reflejo:
Receptor: Es la estructura encargada de captar el estímulo (recoger la información).
Vía aferente: Lleva la información hacia el sistema nervioso integrador.
Generalmente son dendritas.
Centro nervioso integrador: Recibe y procesa la información y elabora la respuesta.
Puede ser la médula espinal. El tronco encefálico y aún la corteza cerebral.
Vía eferente: Transmite las órdenes desde el centro nervioso integrador hacia los
efectores, generalmente son axones.
Efector: Realizan las órdenes: Músculos o glándulas.
Clases de arcos reflejos:
a) Arco reflejo monosináptico: La neurona aferente hace sinapsis directamente con la
neurona eferente , no hay neurona intercalar. Ejemplo: Reflejos osteotendinosos
b) Arco reflejo polisináptico. Entre la neurona aferente y la neurona eferente se
intercalan una o más neuronas intercalares. Ejemplo: Reflejo de flexión o de defensa
Objetivo:
13
Estudiar los mecanismos que ocurren cuando frente a un estímulo determinado se produce
una respuesta refleja.
Material:
a. Un martillo de reflejos .
b. Una linterna oftalmológica.
Procedimiento:
a. Reflejos de estiramiento miotáticos.
Con el martillo de reflejos, percuta el tendón de inserción del cuadriceps crural en la
tibia de uno de sus compañeros, observe la respuesta extensora de la pierna. Trate de
obtener otros reflejos de estiramiento percutiendo el tendón del biceps, triceps, el
tendón de Aquiles, etc.
Obtenga los siguientes reflejos:
Coracobraquial ,bicipital ,tricipital, cubitopronador , y estilorradial.
Así mismo el patelar, Aquíleo y flexor de los dedos del pie. Intente obtener r. de
Babinski.
b. Reflejos fotomotor y consensual .
Utilice una linterna oftalmológica para obtener el reflejo pupilar .
FOTO ESTIMULACIÓN: El sujeto experimental permanece con los ojos abiertos en
un ambiente de luz normal.
El estudiante observa las pupilas y calcula su diámetro en milímetros. Luego alumbra
directamente cada pupila con la linterna clínica y observa su reacción volviendo a
medir nuevamente el diámetro pupilar. Finalmente hace que el sujeto experimental
permanezca con los ojos abiertos en un lugar de muy poca luz, repetir el
procedimiento de las mediciones.
Aprovechar este paso para iluminar uno solo de los ojos y ver lo que sucede en el ojo
opuesto. Las experiencias hay que hacerlas por lo menos unas cinco veces, para luego
sacar conclusiones.
Resultados
Explicar los resultados obtenidos en cada experimento realizado.
Comentar la importancia de los reflejos cuyo centro integrador está a nivel cortical( R.
Cremasteriano, r. Cutáneo-abdominales, r. de Babinsky)
14
Elaborar conclusiones y recomendaciones.
PRÁCTICA N°2: LA UNIÓN NEUROMUSCULAR. UMBRALES DE
EXCITABILIDAD NEURAL Y MUSCULAR
1. Fundamento:
El sistema nervioso central ejerce un fino control sobre amplias e importantes
funciones del organismo.
En el control sobre los músculos esqueléticos participan varias estructuras del
Sistema Nervioso Central. Pero la acción final está encomendada a las motoneuronas
Alfa situadas en las astas anteriores de la médula y en los núcleos motores de los
pares craneales.
2. Objetivo
Estudiar los mecanismos locales a partir de las motoneuronas que permiten al sistema
nerviosos cumplir con su rol regulador de la contracción muscular.
3. Material
a. Un estimulador eléctrico transcutáneo (TENS).
4. Experimento
a. Con el estimulador eléctrico, aplique estímulos de poca intensidad al nervio
mediano, incrementando su amplitud progresivamente hasta obtener la
contracción muscular.Mida el umbral mínimo de estimulación neural y el
umbral máximo de estimulación neural. Luego estimule directamente al
músculo abductor corto del pulgar. Mida el umbral mínimo de estimulación
muscular y el umbral máximo de estimulación muscular.
b. Observe que en ambos casos se obtiene contracción muscular.
RESULTADOS
Explicar los resultados obtenidos en cada experimento realizado.
Elaborar conclusiones y recomendaciones.
15
PRÁCTICA N°3: SISTEMA NERVIOSO SENSITIVO
A. RECEPTORES Y SENSACIONES SOMÁTICAS.
Fundamento:
El conocimiento del ambiente, la relación entre el cuerpo y el medio, e incluso la
percepción del estado y situación de varias partes del organismo, corren a cargo del
sistema nervioso sensitivo. El gusto, el olfato, la audición, la vista y el equilibrio han
sido clasificados desde hace mucho como sentidos especiales y así van a ser
estudiados en la práctica correspondiente, las informaciones recogidas por estos
sentidos corren a través de nervios craneales. Las sensaciones procedentes del resto
del cuerpo se llaman sensaciones somáticas. Pueden provenir de receptores
sensoriales dentro de la piel, o inmediatamente debajo de ella, que informan sobre
temperatura, tacto y dolor en la superficie del cuerpo; se trata, pues, de sensaciones
exteroceptivas. Otros receptores, situados en tendones, músculos, alrededor de las
articulaciones y en las cápsulas articulares y en los tejidos por debajo de la piel, dan
información acerca del estado de contracción de los músculos, la situación y la
velocidad con que se mueven los brazos, piernas, dedos, y otras partes del cuerpo y
las fuerzas o presiones que soportan. Estas sensaciones son de naturaleza
propioceptiva. También se recibe información de estructuras más profundas, como
hueso y tejido conectivo denso. Estas sensaciones son generalmente las de vibración,
dolor, presión profunda.
La percepción de los órganos internos o sensación visceral es transmitida por el
sistema nervioso autónomo. En general estas sensaciones se interpretan como dolor o
plenitud. Suelen iniciarse por distensión de una vísceras o de sus envolturas,
distensión de órganos huecos, o inflamación.
Objetivo:
Los estudiantes, trabajando en parejas y teniéndose a sí mismos como sujetos de
experimentación, mediante procedimientos sencillos, analizarán los diferentes tipos de
sensibilidad interpretando los resultados desde el punto de vista clínico.
16
Procedimiento:
Deben trabajar juntos dos estudiantes, uno como sujeto experimentador y otro como
examinado. Se invierten luego los papeles y se repiten los ejercicios.
EXPERIENCIA 1: TACTO
Material: - 2 lápices de punta larga y aguzadas por pareja de estudiantes.
- Reloj cronométrico
Tiempo de Adaptación: El sujeto cierra los ojos. Con la punta de un lápiz se mueve
muy cuidadosamente un pelo del antebrazo del sujeto, y se mantienen en la nueva
posición.
Se pide al sujeto que comunique cuándo se da cuenta del desplazamiento del pelo, y
cuando desaparece esta sensación.
Se mide la duración de la percepción y se anotan los datos en la hoja de resultados.
Se repite el experimento con cinco pelos cuando menos, y se toma el tiempo medio de
adaptación.
Localización del Tacto: El sujeto también cierra los ojos; y se vuelve a desplazar un
pelo aislado con la punta del lápiz. Se dice al sujeto que intente tocar, con la punta de
otro lápiz, la base del pelo que ha sido movido y el punto señalado por el sujeto. Se
repite la prueba cinco veces y se establece el error medio para la localización en la
zona estimulada.
EXPERIENCIA 2: TACTO DESCRIPTIVO
Material: Un compás de dos puntas por parte de estudiantes. Este se puede fabricar
fijando con tela adhesiva una aguja hipodérmica, algo despuntada a un compás
común.
El sujeto cierra los ojos. En distintos lugares de los dedos, las manos; los brazos y la
espalda, se coloca el compás ligeramente abierto y tocando, en dos puntos separados,
al sujeto. Se busca que distancia mínima discriminada debe haber entre las dos
puntas para que el sujeto experimente dos sensaciones diferentes (dos “hincadas”).
El estudio se inicia poniendo las dos puntas del compás juntas, para que el sujeto
experimente una sola sensación, y luego se separan por una distancia mayor que la
17
necesaria para la discriminación para dos puntos. Se sigue la prueba con cambios
sucesivos, alternativamente por encima y por debajo de la distancia mínima, hasta
que una disminución muy pequeña de la separación de las puntas tiene como
resultado la sensación de tacto en esa área.
Se hacen cinco determinaciones de la distancia mínima para la discriminación de dos
puntos en cada una de las cuatro zonas establecidas para la experiencia. Se anotan
los promedios sobre la hoja de resultados.
EXPERIENCIA 3: SENSACIÓN TERMOALGESICA
Material: 2 varillas de aluminio de aproximadamente de 15 cm de longitud, por 0.5 de
diámetro, ambas con uno de sus extremos adelgazados y terminado en una punta muy
aguda y larga. Se puede fabricar limando y lijando el extremo de la varilla de
aluminio. El otro extremo se aísla con tela adhesiva.
2 vasos o recipientes de 500 ml de capacidad. Agua caliente y hielo.
Se introducen los probadores térmicos fabricados en los recipientes, uno con agua
caliente y el otro con agua y hielo picado. Cada varilla se pone en un vaso y se deja
en él hasta que se encuentre en equilibrio térmico con el contenido del recipiente.
Para realizar la prueba, tarda muy poco tiempo en equilibrarse con la temperatura
del medio ambiente; por lo tanto, hay que devolverla al vaso correspondiente cuando
no se utiliza. Se debe secar con papel absorbente la varilla cada vez que se extrae del
vaso y se va a colocar sobre la piel del sujeto.
Se traza un círculo de unos tres centímetros sobre la cara dorsal de una de las manos.
Se dice al sujeto que cierre los ojos. Con mucho cuidado se toca la piel dentro de la
zona delimitada con uno de los probadores. Se toman los probadores caliente y frío al
azar, y se buscan receptores al frío y al calor hasta explorara toda la zona dentro del
círculo. Se señalan con puntos azules los lugares en donde el sujeto refiere
sensaciones de calor y con puntos rojos los lugares donde las sensaciones son de frío.
Varios sectores se estudian tanto con la varilla fría como con la caliente. Después de
estudiar la zona señalada, se anotan con puntos rojos y azules la situación de los
receptores al calor y al frío hallados en el examen, en el círculo de la hoja de
resultados.
EXPERIENCIA 4: SENSACIÓN DE PRESIÓN
18
Material: 50 ml de mercurio por cada diez alumnos. El mercurio puede ser
reemplazado por masilla blanda, 2 vasos con capacidad de 50 ml y no más de 10 cm
de altura por preferencia angosto.
Se coloca en uno de los vasos el mercurio. El otro vaso se llena hasta la misma altura
con agua a temperatura ambiente. Se pide al sujeto que cierre los ojos. Uno de los
índices del sujeto se introduce en el vaso con mercurio. El índice de la otra mano se
pone dentro del vaso con agua. Los brazos pueden descansar sobre la mesa, pero los
dedos índices no deben toar ni los lados ni el fondo de los vasos.
Se pide al sujeto que describa y compare las sensaciones percibidas por el dedo que
está en el agua. También deben tomarse en cuenta las sensaciones que correspondan
a los dedos y resto de las manos que no están sumergidas. De ser posible se establece
y anota la diferencia entre los tiempos que tardan en desaparecer las sensaciones de
tacto, presión y temperatura.
EXPERIENCIA 5: SENSACIONES PROPIOCEPTIVAS
Material: 2 vasos de material plástico o papel, muy pequeños (tipo copa o de cóctel).
Por cada pareja de alumnos.
Unas 100 municiones de plomo similares de pequeño volumen (vías de rodaje, bolitas
de metal o vidrio). Entre otras funciones, los receptores propioceptivos suministran al
cerebro información que puede ser empleada para establecer juicios acerca de
fuerzas, pesos y tamaños. Para demostrar la discriminación de peso, se ponen las
municiones en cada uno de los vasos. Se coloca un vaso en cada mano, sobre el dedo
índice (se puede fabricar al vaso una asa de pabilo para colgarlo), y se pide al sujeto
que juzgue sus pesos relativos (igual, menor o mayor). Se quitan ambos vasos y se
saca una munición de uno de ellos. Se vuelven a poner los vasos sobre los dedos
índices y se repite la pregunta
Se siguen quitando o poniendo municiones, una por una, del mismo vaso, pero
colocando al azar el vaso que tiene diez municiones sobre los índices derecho e
izquierdo, hasta estar convencido que el sujeto en verdad reconoció una diferencia de
peso. Para ver si es así pueden quitarse los vasos, hacer ruido como si se fuesen
cambiando pesas, y volver a ponerlos en donde estaban.
19
Después de establecer cuantas municiones deben quitarse antes de reconocerse una
diferencia, con vasos que no tenían en un principio diez municiones, se repite la
prueba utilizando veinte, luego treinta, cuarenta y por fin cincuenta.
Los resultados se colocan en la gráfica de la hoja de práctica. En las abcisas se pone
el número de municiones que estaban en el vaso inicialmente y en las ordenadas el
número de municiones que se fueron quitando. Analizar e interpretar el trazado
obtenido.
NOTA: Los alumnos deberán traer el material requerido para realizar la práctica, en
las condiciones solicitadas.
B. SISTEMA NERVIOSO SENSORIAL
VISIÓN, AUDICIÓN, GUSTO Y OLFATO
El conocimiento del mundo exterior se amplia completamente por medio de
receptores con funciones exclusivas, los cuales han formado órganos especiales, como
una prolongación del tejido nervioso central en la cabeza, manteniendo su conexión
en el neuroeje de pares craneales. Por estas características, que diferencian a los
órganos de los sentidos del resto de la sensibilidad somática, denominándose Sistema
Sensorial, y así van a ser estudiados en la presencia práctica.
VISIÓN
El cerebro recibe la información del exterior y la interpreta en forma de imágenes.
Todos los elementos constituyentes de nuestro mundo exterior o no a la luz. Esta
funciona como un estímulo físico que ingresa al interior del ojo, hasta la zona
receptora que es la retina; quien se encarga de transformarlo en un impulso nervioso,
trasladándose de esa forma a la corteza cerebral. El paso de la luz a través del ojo es
regulado por una especie de diafragma, que permite graduar, aumentar o disminuir,
la cantidad de luz que ingresa al sistema óptico. Esta capacidad de controlar el
ingreso de luz se logra por la acción de iris. La función de los lentes del ojo consiste
en enfocar los rayos que provienen de los objetos iluminados, de tal modo que la
retina quede estimulada por la combinación de zonas claras y obscuras que
desprenden la superficie de la imagen.
20
Uno de los lentes, el cristalino, puede cambiar su distancia focal, o su diámetro
entero posterior, para enfocar tanto los objetos cercanos, como los alejados. El poder
de convergencia del cristalino (foto acomodación) se logra por acción del músculo
ciliar sobre el cristalino que es elástico.
AUDICIÓN
Las ondas que llegan al oído por el aire del conducto auditivo externo hasta llegar al
tímpano. Al comprimir y descomprimir el aire, estas ondas mueven hacia fuera o
hacia dentro al tímpano, este movimiento es transmitido por la cadena mecánica de
huesecillos hasta la ventana oval, donde pone en movimiento el líquido contenido en
el caracol (perilinfa).
Por las características físicas del caracol y del líquido que contiene, este movimiento
de adelante atrás de lugar a fenómenos de resonancia. La localización del vientre de
resonancia depende de la frecuencia propia del líquido oscilante. Quedan estimuladas
las células de los receptores del órgano de corti cerca del punto resonante y
transforman las oscilaciones del líquido en impulsos nerviosos que son transmitidos al
cerebro. El tono del sonido percibido depende de la localización de los receptores
estimuladas, y su intensidad, del grado de deformación de los cilios.
Puesto que el movimiento relativo entre las células y el líquido del caracol producen
la sensación de sonido, también se pueden estimular las células ciliadas por
vibraciones de las paredes óseas del caracol.
Por ejemplo, las vibraciones de un diapasón pueden transmitirse por los huesos del
cráneo y estimular las células ciliadas, produciendo la sensación de sonido sin que
intervengan el tímpano ni los huesecillos. Por lo tanto, se puede distinguir una
pérdida de audición por anomalías del caracol, del órgano de Corti o de las vías
(sordera de conducción). Si existe sordera nerviosa, las vibraciones del diapasón no
se perciben como sonido, bien sea que el diapasón se ponga cerca del oído o que
toque al cráneo. Pero si la sordera se debe a trastornos de conducción, las
vibraciones a través del cráneo serán reconocidas como sonido.
Además, cuando existen dificultades de conducción aérea, y el diapasón se coloca en
la parte media de la frente el sonido se percibe más intensamente en el oído interno.
GUSTO
21
Los receptores del gusto se encuentran diseminadas sobre la lengua. Sin embargo, las
papilas caliciformes de la parte posterior de la superficie dorsal de la lengua, y las
papilas fungiformes se encuentran sobre todo en los bordes y la punta de órganos.
Poseen una gran cantidad de botones gustativos. Se han descrito cuatro tipos de
botones gustativos por sus respuestas a las sustancias dulces, ácidas, saladas y
amargas. Aunque estos cuatro tipos no se encuentran exclusivamente limitados a
determinadas zonas se ha visto que los bordes de la lengua son estimulados más
fácilmente por las sustancias ácidas, la punta por las saladas y dulces; y la parte
posterior por las amargas.
Es necesidad característica de los cuatro tipos de receptores que la sustancia de
prueba se encuentre disuelta antes de que pueda producir estímulo.
OLFATO
Los receptores para el sentido del olfato se encuentran en las partes altas de la
cavidad nasal. El epitelio de esta zona contiene células de sostén. Las células
receptoras son neuronas modificadas, con proyecciones cilíndricas las cuales son
estimuladas por las sustancias olorosas presentes en el aire que pasa cerca de ellas.
Por lo tanto, el husmeo, es una manera muy eficaz de incrementar la percepción
olorosa.
Los mecanismos íntimos que forman la base de la olfación no se conocen tan bien
como del gusto, la audición y la vista, y no se ha podido establecer ninguna
clasificación útil de sensaciones olorosas primarias. Sin embargo, el sentido del olfato
se caracteriza por dos particularidades bastante notables: 1) su alto grado de
adaptación, y 2) El enmascaramiento de ciertos olores por otros.
Objetivo
Los estudiantes en pareja y teniéndose a sí mismo como sujetos de experimentación,
mediante procedimientos sencillos, analizarán fenómenos de la sensibilidad sensorial
interpretando los resultados desde el punto de vista clínico.
Procedimientos
Deben trabajar juntos dos estudiantes, uno como un sujeto experimentador y otro
como examinado. Se intervienen luego los papeles y se repiten los ejercicios.
EXPERIENCIA 1: VISIÓN ( foto acomodación y agudeza visual )
22
FOTO ACOMODACIÓN: Hacer que el sujeto experimental observe durante un
minuto un lugar distante. Luego en forma súbita darle a leer un texto con letra
pequeña. Tomar el tiempo transcurrido entre la orden dada y el inicio de la lectura.
Repetir la experiencia hasta cinco veces. Finalmente colocar un lápiz a unos 50 cm.
delante de los ojos del sujeto experimental y pedirle que observe fijamente la punta
del mismo y que siga con la mirada el desplazamiento del lápiz. Cumplida la
indicación llevar el lápiz lentamente y sin detenerse hasta a unos 10 cm de la punta
de la nariz. Observar la respuesta ocular repetir la experiencia cinco veces.
AGUDEZA VISUAL : Realizar la medición de la agudeza visual de cada ojo por
separado con la tabla Standard de letras, tanto para la visión de lejos como para la
visión de cerca .
EXPERIENCIA 2: AUDICIÓN
Material: 1 diapasón por cada 10 alumnos. Algodón, vaselina.
Se hace vibrar un diapasón y se pone alternativamente a algunos centímetros de cada
uno de los oídos del sujeto. Se anota por cuanto tiempo sigue percibiendo el sonido
cada oído. La mayoría de la gente normalmente oye el diapasón durante 30 segundos.
También puede compararse la audición de un sujeto con la del examinador buscando
si el examinador todavía oye el sonido después de que el sujeto ya no lo percibe.
Evidentemente, este método de comparación carece de utilidad si el examinador tiene
una audición deficiente, solo permite saber si hay o no transtornos de la audición.
Se vuelve a golpear el diapasón, poniendo esta vez el mango en el centro de la frente.
Se nota el tiempo necesario para que el sonido ya no sea percibido en ninguno de los
oídos.
Se pide al sujeto que tape uno de los conductos auditivos con un pedazo de algodón
mojado en vaselina. Se vuelve a golpear el diapasón y se nota cuanto tiempo se
necesita para que el sonido no sea percibido por ninguno de los oídos. En una nueva
prueba se pone el mango de diapasón en el centro de la frente del sujeto. Se pide al
sujeto que describa la diferencia de intensidades de sonido percibidos por el oído
abierto y por el tapado. Se anota el tiempo por el cual se percibe el sonido en cada
caso.
Esta maniobra se conoce como la prueba de Weber y se utiliza para distinguir la
sordera de la conducción, de la nerviosa. Si el sonido se oye mejor en el oído tapado,
23
los problemas están relacionados con la cóclea. Si el sonido se percibe mejor en el
oído afectado, la dificultad está ligada con el sistema de conducción aérea.
RESULTADOS
Explicar los resultados obtenidos en cada experimento realizado.
Elaborar conclusiones y recomendaciones.
CAPITULO III
FISIOLOGÍA CARDIOVASCULAR
PRACTICA N° 1: PROPIEDADES DEL MÚSCULO CARDIACO
Fundamento:
El músculo cardiaco puede ser estimulado químicamente, eléctricamente,
mecánicamente. Funcionalmente es sincitial y puede contraerse rítmicamente en ausencia de
inervación, debido a células marcapaso que descargan espontáneamente.
El corazón esta constituida por células no especializadas y células especializadas del nodo
sinusal, nodo A-V-, ramas del Haz de Hiss. Todas estas células pueden actuar como
marcapaso , es decir que pueden despolarizarse automáticamente. Sin embargo en
condiciones normales la actividad del marcapaso ocurre en el nódulo sinusal debido a que se
despolarizan más rápidamente (marcapaso cardíaco).
Las propiedades del corazón son : Inotropismo (contractibilidad), Cronotropismo
(frecuencia), Batmotropismo (excitabilidad), Dromotropismo(Conducción), Automatismo.
Objetivo:
Demostrar al estudiante las propiedades del corazón y entender la dinámica del ciclo
cardiaco debido a la baja frecuencia cardiaca del sapo.
Materiales:
- Animal de experiencia: sapo
- Tabilla para fijar el animal
- Material quirúrgico (pinza de disección, estilete, etc.)
- Soluciones de Acetil Colina, Adrenalina, CIK, ClCa
- Tubo de ensayo.
Procedimiento:
1. Preparación del corazón:
24
- Fijar al animal en una tablilla en decúbito – supino con alfileres.
- Tomar con una pinza la piel del tórax y hacer un ojal con la tijera, luego
ampliar el ojal desde el suelo de la boca hasta la porción media del abdomen.
- Desde este momento humedecer constantemente el corazón con unas gotas de
Ringer.
- Reconocer el extremo inferior del esternón (Xiphisternum), tomar con una pinza
y cortar el lado izquierdo del esternón. Introducir uno de los extremos de la
tijera en la cavidad celómica y cortar el esternón en la línea media.
- Ampliar el campo de observación por amputación con la tijera de cada
clavícula.
- Observar el corazón dentro de su pericardio.
- En una forma cuidadosa se secciona el pericardio y luego identificar la
anatomía de las cavidades y de los vasos. El corazón del sapo tiene un seno
venoso, dos aurículas y un ventrículo
- Reconocer el ciclo cardiaco del corazón del sapo: Sístole y diástole del seno
venoso, de las aurículas y del ventrículo.
2. Experimento de Gaskel:
- Coloque verticalmente la tablilla estando la cabeza del sapo hacia abajo de tal
manera que Ud. pueda identificar la parte posterior del corazón.
- Identificar sus diferentes partes: Seno venoso, aurículas y ventrículo.
- Anote el número de latidos del seno venoso, aurículas y ventrículos y la
secuencia de contracción.
- Toque el seno venoso con un tubo de ensayo conteniendo agua helada anote el
número de latidos por minuto. Espere que se recupere el número de latidos a su
nivel basal. Repita la experiencia con un tubo conteniendo agua a 45°C y anote
el número de latidos por minuto.
- Haga su interpretación del experimento.
3. Acción farmacológica:
- Instilar sobre el corazón dos gotas de Acetil Colina al 1/5000 y observar el
efecto. Lavar con Ringer.
25
- Después de normalizado instilar unas gotas de Adrenalina al 1/2000 y observar
el efecto.
- Observar los efectos del Clk y Cl2Ca
4. Ligaduras de Stanius:
En un sapo preparado siguiendo los pasos anteriores colocar una ligadura entre
el seno venoso y las aurículas (Primera ligadura de S.) Observar los efectos.
Luego colocar una nueva ligadura entre las aurículas y el ventrículo ( Segunda
ligadura de S.). Observar los efectos.
En otro sapo, sólo colocar una ligadura entre las aurículas y el ventrículo
(Tercera ligadura de S.). Observa los resultados
5. Corazón Aislado:
- Extraer el corazón del batracio de la cavidad toráxica y colocarlo en un beaker
conteniendo solución de Ringer.
OBSERVAR LOS LATIDOS Y DEDUCIR CONCLUSIONES
RESULTADOS
Explicar los resultados obtenidos en cada experimento realizado.
Elaborar conclusiones y recomendaciones.
PRACTICA N° 2: ELECTROCARDIOGRAFÍA Y ELECTROFISIOLOGÍA I :
MORFOLOGÍA, DURACIÓN Y AMPLITUD DE LAS ONDAS .
Fundamento:
El electrocardiograma es la expresión de la actividad eléctrica del corazón, sirve
para estudiar los potenciales responsables del latido cardiaco. Se conectan los terminales de
un galvanómetro a electrodos colocados en la superficie del cuerpo, aprovechando que el
fenómeno eléctrico cardiaco se conduce, a través de los tejidos, hasta la superficie del
cuerpo. El circuito así establecido se llama derivación.
El electrocardiograma clínico se toma habitualmente en doce derivaciones:
Derivacions bipolares (dos electrodos registradores activos): D. Estandar
Derivación I: Potencial del brazo derecho – Potencial del brazo izquierdo.
Derivación II: Potencial del brazo derecho – Potencial de la pierna izquierda.
Derivación III: Potencial del brazo izquierdo – Potencial de la pierna izquierda.
26
En estas tres derivaciones, originalmente propuestas por Einthoven, la llave de mando
del electrocardiógrafo(selector de derivaciones) conecta automáticamente el mecanismo
registrador de dos de los tres electrodos conectados en las extremidades del paciente.
Derivaciones unipolares (un electrodo registrador y el otro es un electrodo indiferente de
potencial cero)
Existen tres derivaciones unipolares de miembros, que representan variaciones de
potencial que existen en las correspondientes extremidades y a nivel de su unión con el
tronco. Se obtienen conectando la central terminal( de potencial = 0 ) y la extremidad cuyo
potencial se está registrando.
Estas derivaciones son:
aVR : derivación de brazo derecho.
aVL: derivación de brazo izquierdo.
aVF : derivación de pierna izquierda.
Además de estas seis derivaciones de miembros, se registran otras seis derivaciones
precordiales:
VI : cuarto espacio intercostal derecho, borde esternal.
V2: cuarto espacio intercostal izquierdo, borde esternal.
V3 : punto medio entre V2 y V4.
V4: Intersección del quinto espacio intercostal izquierdo con la línea media clavicular.
V5 : Intersección de la línea axilar anterior y prolongación horizontal de V4.
V6 : Intersección de la línea axilar media con la prolongación horizontal de V5.
Objetivo:
Estudiar la morfología del trazado electrocardiográfico normal:
Onda P : Voltaje................................................ Duración........................
Complejo QRS : Voltaje ................................. Duración........................
Duración del intervalo PR .......................................................................
Duración del intervalo QT .......................................................................
PRACTICA N° 3: ELECTROCARDIOGRAFÍA Y ELECTROFISIOLOGÍA II :
FRECUENCIA ,RITMO, Y EJES.
27
Objetivo:
Estudiar la frecuencia,ritmo y ejes de un trazado electrocardiográfico normal:
Ritmo ........................................................................................................
Determinación de la frecuencia cardiaca auricular ................................
Determinación de la frecuencia cardiaca Ventricular ................................
Determine el Eje eléctrico Auricular AP ..................................................
Determine el eje eléctrico cardíaco AQRS……………………………………
Experiencia de un alumno:
Con el sujeto en decúbito dorsal se colocan los electrodos en las cuatro extremidades
y en la región precordial.
Los electrodos están conectados, mediante cables al electrocardiógrafo. Previamente se
utilizan pasta electrolítica como condensador entre la piel y el electrodo. Estos se adhieren a
la piel mediante bandas de jebe, y el precordial mediante un electrodo de succión.
Estandarice el aparato : 1 mV : 1 cm.
Registre las doce derivaciones (velocidad : 25 mm. por seg.)
Estudie los valores del papel milimetrado electrocardiográfico.
Estudie la morfología del trazado electrocardiográfico normal.
Esta experiencia también se puede realizar en animales como el sapo por ejemplo.
PRACTICA N° 4: PRESIÓN ARTERIAL INDIRECTA
Fundamento:
La determinación de la presión arterial se puede hacer por dos métodos: M. directo o
cruento, es de uso en los laboratorios de investigación: Consiste en insertar una cánula o
catéter en una arteria y conectarla directamente al manómetro. La determinación de la PA
en la clínica se hace por medio de métodos no cruentos o indirectos. El grado de sensibilidad
de esta última es buena siendo su error de 2-5 mmHg (dependiendo de la técnica y la
agudeza auditiva del explorador)
El principio consiste en aplicar la presión en el manguito de jebe hasta igualar o
superar la presión en el interior de la arteria, en el momento que se explora. El grado de
sensibilidad de la determinación de la PA por método ultrasónico es igual al procedimiento
directo.
28
Objetivo:
Cada alumno determinará la presión arterial (indirecta) y observara los valores normales;
así como las variantes y/o adaptaciones frente a determinados estímulos.
Materiales:
1) Esfingomanómetro (de mercurio o aneroide), unido por un tubo a un manguito de
caucho de 12 cm de anchura. Y una pera de caucho para insuflar o desinsuflar.
2) Un estetoscopio. (membrana).
Técnica:
La presión arterial sanguínea se mide con un esfigmomanómetro común, el cual
consiste en un manguito no elástico que contiene una bolsa de goma inflable; esta bolsa esta
conectada mediante un tubo de goma a un pera de insuflación, y por otro tubo a un
manómetro de mercurio. El manguito se coloca en el tercio medio del brazo y se procede a
palpar el latido de la arteria humeral. Seguidamente se insufla el manguito, comprimiendo la
pera, teniendo cuidado de que la válvula de la pera esté cerrada. Observe en el manómetro la
cifra (mm de Hg) en la que desaparecen los latidos y eleve la presión 30 mm de Hg. más.
Coloque el diafragma del estetoscopio en la zona en que palpó el latido arterial . Abra la
válvula gradualmente de la pera de insuflación (de esta manera se consigue disminuir la
presión del manguito) hasta que escuche un ruido. La columna de mercurio indica, en este
momento, la cifra de la PRESION SISTÓLICA; siga disminuyendo lentamente la presión del
manguito (3 a 5 mm de Hg por latido) y escuchara los ruidos apagados, luego aumentan de
intensidad, posteriormente disminuyen de tonalidad y finalmente desaparecen. Estos son los
ruidos de KOROTKOFF. Se acepta como PRESION DIASTOLICA la cifra en la cual los
ruidos disminuyen de tonalidad (sin embargo, muchos consideran la desaparición de los
ruidos como índice de la presión diastólica).
Procedimiento:
1. Después de haberse familiarizado con el esfigmomanómetro y con el estetoscopio,
mida la presión arterial con el sujeto en posición sentado y con el brazo a la altura
del corazón. Mida la presión en ambos brazos, por el método palpatorio y
auscultatorio.
2. Mida la presión con el brazo levantado verticalmente y con el brazo relajado
libremente.
3. Mida la presión arterial con el sujeto en decúbito dorsal y en posición de pie.
29
4. Influencia del ancho del manguito sobre la medición de la presión arterial. Efectúe
mediciones con manguito de diferente ancho en el mismo lugar.
5. En un individuo que está en reposo, determine la P.A. con la mano opuesta sumergida
en agua helada. Compare con la presión basal. Repita la determinación con la mano
sumergida en agua caliente.
6. Influencia del ejercicio físico. El sujeto debe practicar 30 flexiones en un minuto.
Seguidamente contrólele la presión arterial y compárela con la de reposo.
7. En un alumno que haya hiperventilado por algunos minutos determínele su cifra de
P.A.
8. Anote sus resultados.
Las determinaciones se hacen por parejas de alumnos determinando en cada uno de ellos: la
presión sistólica, la presión diastólica, la presión diferencial o presión de pulso y la presión
media.
Presión media = P. sistólica – P. Diastólica
P. sist. – P. Diast.
Presión media = P. Diastólica + ---------------------------
3
Discusión:
1. Compare los valores de la presión por el método palpatorio y auscultatorio.
2. Que sucede con las presiones sistólica y diastólica al medirlas con manguitos de
ancho diferente? por que razón existen diferencias en las mediciones?.
3. Por que razones se debe medir la P.A. con el brazo colgado a la altura del corazón?
4. A que se deben las variaciones de presión con la prueba del agua helada?
5. Enumere las razones por las cuales varia la presión arterial durante la
hiperventilación.
6. Explique las modificaciones de las cifras de P.A. después del ejercicio.
CAPITULO IV
FISIOLOGÍA ENDOCRINA
30
PRÁCTICA N°1: ACCIÓN DE LA HORMONA GONADOTRÓPICA CORIÓNICA
(HGC). TEST DE GALLI MAININI.
Fundamento:
La hipófisis anterior liberar una serie de hormonas entre ellas las llamadas
GONAFOTROFINAS HIPOFISIARIAS : FSH y LH que actúan sobre las gónadas, durante el
embarazo la placenta también elabora las GONADOTROFINAS CORIONICAS : HGC
La HGC posee actividad similar a LH principalmente. Estimula el testículo y aumenta
la síntesis de testosterona.
La HGC tiene la propiedad de estimular el desprendimiento y expulsión de
espermatozoides en batracios machos de los géneros bufo (sapo) y rana, en esto se funda el
método de Galli Mainini para el diagnóstico biológico del embarazo. La prueba de Galli
Mainini no diferencia entre las gonadotropinas hipofisiarias y coriónicas y es de baja
sensibilidad.
Puede dar falso positivo en las mujeres menopáusicas, por aumento de las hormonas
hipofisiarias y puede dar falso negativo al inicio del embarazo y el embarazo más avmzado
por su baja sensibilidad
Objetivo:
Demostrar la presencia de HGC en la orina de mujer gestante de dos formas:
a) Por su acción sobre células de Sertoli en un sapo (acción biológica).
PRUEBA BIOLÓGICA:
Materiales:
- Sapo macho de peso mayor de 100 gr.
- Orina de supuesta gestante fresca
- Jeringa de 10 cc. Con aguja N° 21
- Lámina porta objetos.
- Pipeta Pasteur.
- Microscopio.
Procedimiento:
1. Orina Basal de mujer presuntamente gestante.
2. Inyectar orina en el saco linfático dorsal del sapo.
3. Luego de 30’ extraer la 1° muestra con la pipeta de la cloaca del sapo.
4. Observar al microscopio.
5. Si fuera negativo, repetir la extracción de la muestra, cada 30’ hasta las tres horas.
31
6. Cuando se encuentra espermatozoides en la muestra, se informa como prueba
positiva.
b) Prueba inmunológica: Se basa en una REACCIÓN ANTÍGENO ANTICUERPO
La gonodotrofina es el antígeno, se hace reaccionar con el anticuerpo (anti-
gonadotrofina). Para poner en evidencia la reacción se utiliza particulas de látex adsorbidas
con la gonadotropina.
Esta prueba es más específica, permite distinguir las HGC placentaria de las
hipofisiarias. Porqué?
Materiales:
- Partículas de látex de polietileno cubierta con HGC..
- Suero (anticuerpo anti-HGC). Dos patrones, uno positivo otro negativo para
estandarizar la prueba.
Procedimiento:
- 1 gota de suero en la lámina, más 1 gota de orina problema, mezclar con un palillo
por 30”.
- Añadir 1 gota de latex sensibilzado (cubierto) con HGC, mezclar por 2´.
a. Si hay aglutinación: NO HAY EMBARAZO: PRUEBA NEGATIVA
Porque el antisuero( anticuerpos) se mantiene libre para aglutinar las partículas de
látex cubiertas por la hormona, fomándose los grumos.
b. Si no hay aglutinación: SI HAY EMBARAZO :PRUEBA POSITIVA
Porque la HGC presente en la crina se ha combinado con el anticuerpo y ya no queda
más anticuerpo para unirse con la HGC adsorbida en las partículas de látex.
RESULTADOS
Explicar los resultados obtenidos en cada experimento realizado.
Elaborar conclusiones y recomendaciones.
PRÁCTICA N° 2: METABOLISMO BASAL EN EL RATÓN
INTRODUCCIÓN
El trabajo biológico tiene como fuente de energía los enlaces intramoleculares. El trabajo
biológico puede ser medido en condiciones de actividad o de reposo. A esta última se le
denomina Metabolismo Basal. EL MB puede ser medido por método directo (calorímetro) o
indirecto (consumo de O2), tanto en el hombre como en los animales.
32
Se puede medir indirectamente la producción calórica de un individuo determinando la
cantidad de O2 que consume. Este tipo de calorimetria indirecta es la que emplearemos en la
práctica.
La medición del metabolismo basal en el ser humano se realiza determinando la producción
calórica por hora, por metro cuadrado de superficie corporal y en condiciones de reposo y
ayuno .
Material y Métodos:
1. Colocar el hamster o ratón en un frasco de vidrio herméticamente cerrado, cuya
única comunicación con el ambiente es una pipeta graduada ; el frasco también
contiene una pequeña cantidad de cal sodada (tiene la propiedad de absorber el
CO2). Se recuerda a los alumnos que estos animales son muy susceptibles al ruido,
movimientos bruscos, etc.
Se recomienda que el animal reciba luz, ya que ésta hace que el animal se mantenga
quieto.
2. Espere 5’ para que se efectúe el equilibrio de la temperatura dentro de la cámara la
que se anotará con un termómetro adecuado incorporado a la cámara.
3. Humedecer el interior de la pipeta con agua jabonosa.
4. Colocar una película de espuma de jabón al final de la pipeta, lográndose una
cavidad totalmente cerrada y se verá que conforme el animal va consumiendo el O2
la película de jabón va moviéndose a lo largo de la pipeta. El CO2 producido será
absorbido por la cal sodada.
5. Con un cronómetro determinar el tiempo requerido para que la película de jabón se
mueva la distancia que marca 2 centímetros Cúbicos, tres veces y sacar el promedio
en minutos y convertir los segundos a minutos en fracción centesimal.
Anotar:
a) Temperatura dentro de la cámara en °C (Ts);
b) La Presión Barométrica en Lima es 754 mmHg;
CÁLCULO SIMPLIFICADO
a) Peso en gramos del ratón
b) Consumo O2 (tiempo necesario para el consumo de 2ml de O2 = T1 + T2 + T3)
c) Promedio de 3 tiempos para consumo de O2 en minutos
33
d) Consumo de O2/Litros/h d = 2 x 60
Prom .tiempo x 1000
( c )
e) Temperatura O2 (Temperatura ambiente del laboratorio °C = 20°).
f) Presión atmosférica: 750 mmHg.
g) Consumo de O2 / lt / h en condiciones normales de “T” y “P” .
( f )
d x 750 x 273
g = ---------------------- consumo del oxígeno por el ratón que pesa p en L/h
760 x ( 273 + 20 )
( e ) g
h) Consumo de oxígeno por gramo: h = -----------
peso en gramo( a )
i) Metabolismo (cal/h/gr)
Consumo de calorías: h x 4.825 (Consumo de calorías por hora por gramo de ratón)
PRÁCTICA N*3 CONVERSATORIO CLÍNICO FISIOLÓGICO: SOMATOTROPINA
Historia clínica
Paciente: Masculino,de 19 años.
Molestia principal: Crecimento exagerado(gigantismo).
Antecedentes: El paciente tiene padres y hermanos normales; él mismo fue normal hasta los
10 años de edad,cuando comenzó a presentar un crecimiento exageradamente rápido. La tasa
de crecimiento continuó al percentil 99 durante dos años y después permaneció entre los
percentiles 50 y 75 durante dos años más. A los 14 años de edad la concentración de la
hormona de crecimiento(HC) en le plasma era de 113 ng/dl (normal,10 a 20 ng/dl) y no
aumentó por la inyección de insulina ni disminuyó por la inyección de glucosa. La
concentración de glucosa sanguínea en ayunas fue de 110 mg/dl (normal,70 a 110 mg/dl); la
prueba de tolerancia de la glucosa indicó que se encuentra en el límite para ser considerado
diabético,no se encontró glucosa en orina. El fósforo inorgánico del suero era de 8 mg/dl
(normal 3 a 3.5 mg/dl). En el periodo inicial de crecimiento rápido,el paciente se conservó
fuerte y vigoroso,pero durante los dos últimos meses tuvo debilidad y atrofia muscular.
34
Desarrolló debilidad específica en las manos lo cual le dificultaba incluso sostener el lápiz y
escribir o utilizar los utensilios para comer.
Examen clínico: En el momento de su ingreso todos los reflejos de las extremidades estaban
muy disminuidos. Las tomografías craneales(radiografía seccional)no mostraron ninguna
anomalía importante en la silla turca; no se encontró ningún signo de tumor(como visión
perturbada o aumento de la presión intracraneal). No obstante,con base en el aumento de la
concentración plasmática de la HC y su insensibilidad para la estimulación o la supresión
relacionada con la glucosa,se diagnosticó tumor hipofisiario (microadenoma).
Tratamiento : Se llevó a cabo una hipofisectomía quirúrgica por vía
transesfenoidal ,extirpándole un tumor acidófilo. Se inició una terapéutica de sustitución
para la insuficiencia hipofisaria. Aunque la concentración de la HC del plasma disminuyó
bastante continuó ligeramente mayor que que lo normal (20 a 25 ng/dl); este valor sugiere
que quizá no se extirpó por completo el tumor.
Comentario: Un tumor hipofisario que produce un tipo de hormona con frecuencia disminuye
la producción de las otras hormonas hipofisarias al comprimir el tejido de la glándula y
destruir células que producen las demás hormonas. Por ejemplo, la debilidad y la atrofia
muscular que desarrollan posteriormente los gigantes hipofisarios reflejan hasta cierto
grado la deficiencia de la corteza suprarrenal. La falta de secreción de gonadotropinas
hipofisarias retarda la pubertad; por lo cual las epífisis no se cierran y continúan el
crecimiento del hueso. La mujer adulta que desarrolla este tipo de tumor sufre con frecuencia
amenorrea secundaria a la disminuciónde HL . Se desarrolla síntomas neurológicos a
medida que el crecimiento anormal ocasiona compresión de los nervios en los conductos a
través de los huesos y articulaciones. En este paciente,la debilidad de las manos fue causada
por presión sobre el nervio mediano en el espacio formado por los huesos de la muñeca y el
ligamento transverso del carpo(síndrome del túnel del carpo).
Resultados: Aunque la terapéutica de sustitución con hormonas tiroideas,suprarrenales y del
crecimiento permitirán una pubertad normal y la subsecuente limitación al crecimiento
lineal,la continuación de las cifras elevadas de la HC puede causar cierta acromegalia y
probablemente se requiera la extracción quirúrgica o la radiación de los restos del tumor.
PRACTICA Nº 4 CONVERSATORIO CLINICO FISIOLÓGICO: HIPOGLICEMIA
35
Historia clínica
Paciente : Femenino, de 37 años
Molestias principales: Comienzo brusco con debilidad, adinamia, sudoración, ansiedad, desvanecimiento y a veces inconsciencia, que se determinó eran causados por la hipoglucemia.
Antecedentes: La paciente sufría diabetes dependiente de insulina de 13 años de duración. Su glucosa sanguínea se encontraba razonablemente bien controlada la mayor parte del tiempo, pero había sufrido varios ataques de hipoglucemia. El número de ataques había promediado uno al año durante varios años, pero su frecuencia iba en aumento.
Examen clínico: No había signos de neuropatía del sistema nerviosos autónomo y la evaluación endocrina de la paciente dio resultados normales, excepto para las respuestas de las hormonas reguladoras: adrenalina, glucagón, hormona de crecimiento (HC) y cortisol a la disminución de la glucosa sanguínea. Para estudiar estas respuestas se indujo hipoglucemia mediante inyección de insulina cristalina, con extracción de muestras sanguíneas y medición de la concentración de hormonas reguladoras. En respuesta a concentraciones de glucosa en el plasma de solo 40 mg/dl, las concentraciones de glucagón, HC y cortisol no aumentaron de manera importante en ningún momento, la concentración de la adrenalina aumentó ligeramente pero en forma transitoria y volvió a disminuir a pesar de la continua hipoglucemia. En pruebas adicionales, la concentración de todas las hormonas reguladoras aumentó en respuesta a otros estímulos, por ejemplo la ACTH aumentó la concentración plasmática de cortisol y hormona del crecimiento; la infusión de arginina elevó la concentración de glucagón; y el ejercicio en una “banda sin fin” incremento la concentración cortisol, adrenalina y noradrenalina. Por lo tanto, los órganos endocrinos no eran insuficientes. El glucagón y la adrenalina, las mas importantes hormonas reguladoras administradas en cantidades fisiológicas, estimularon la producción hepática de glucosa y aumentaron la concentración plasmática de glucosa.
Comentario: No se conoce la lesión que ocasionaba la falta de respuesta de hormonas que participan en la regulación de glucosa en la paciente, pero otros informes en la literatura sobre pacientes dependientes de la insulina indican que el problema no es raro.
Resultado: No fue posible hacer ninguna corrección en esta paciente, pero la vigilancia cuidadosa de la glucosa sanguínea ha disminuido la gravedad de los ataques de hipoglucemia.
CAPITULO V
FISIOLOGÍA DEL APARATO RESPIRATORIO
36
PRACTICA Nº 1: VOLUMEN Y CAPACIDAD PULMONARES – ESPIROMETRIA
Objetivo:
Esta practica tiene por objeto demostrar el método para medir las CAPACIDADES Y LOS
VOLÚMENES pulmonares. El procedimiento para la medición que vamos a emplear requiere
inscripción gráfica: ESPIROGRAMA. Este procedimiento nos permite determinar todos los
volúmenes y capacidades, excepto el VOLUMEN RESIDUAL (y por lo tanto la CAPACIDAD
TOTAL), cuya mediciones hace por métodos indirectos.
Material:
Espirómetro
Papel y tinta
Pinza nasal
Tabla de presiones del vapor de agua
Regla graduada
Balón de oxígeno
Procedimiento para obtener el ESPIROGRAMA
a. Llénese la campana de espirómetro (ó del aparato de metabolismo) con aire, de modo que
la aguja inscriptora marque la parte inferior del papel.
b. Con el sujeto sentado, colóquese una pinza nasal y hágase respirar a través de una pieza
bucal que comunica por intermedio de un tubo de goma con el espirómetro (o con el
metabolímetro). Se tendrá especial cuidado que no se escape el aire por la nariz o alrededor
de la pieza bucal.
c. Una vez que el número de las respiraciones se ha hecho más o menos constante y su
profundidad uniforme y la línea de base del trazado sea regular (lo que se consigue
generalmente después de algunos minutos), se pide al sujeto que realice las siguientes
maniobras:
- Al final de una inspiración normal, realiza runa expiración máxima, luego
respirar normalmente. Esperar hasta que el trazado se regularice.
- Al final de una espiración normal, ejecutar una inspiración máxima y luego
respirar normalmente. Esperar que se regularice el trazo.
- Al final de una espiración norma, inspirar al máximo y luego ejecutar una
espiración máxima. Respirar normalmente. Esperar que el trazo se regularice.
- Al finalizar una inspiración normal espirar al máximo y luego ejecutar una
inspiración máxima. Respirar normal.
37
- Anotar la temperatura del espirómetro y la presión barométrica.
Mediciones en el trazado y cálculos:
a) Trazar la LINEA DE BASE (línea que pasa por el mayor número posible de vértices
inferiores del trazado o sea los puntos correspondientes al final de las espiraciones
normales).
b) Trazar una línea recta que pase por el mayor número de vértices superiores del
trazado (final de las inspiraciones normales).
c) Con una regla graduada en milímetros mídase la altura de cada uno de los diversos
componentes del trazado, desde la línea de base hasta el vértice de los trazos
correspondientes a la máxima inspiraciones y espiraciones.
d) Multiplíquese el número de milímetros por el FACTOR del espirómetro. El producto
obtenido es la magnitud del volumen o capacidad pulmonar medido en centímetros
cúbicos y a la temperatura del espirómetro.
Vol. Ó Cap. = f x mm.
Donde: Vol. Ó Cap. = volumen capacidad medida
f = Factor de la campana del espirómetro.
, mm = altura de milímetros del brazo medido desde la línea de base
El factor es un número constante para cada espirómetro y es la capacidad en cc. Que
tiene la campana por cada milímetro de altura, de modo que al multiplicarlo por el
número de mm de la medida de cada trazo da como resultado el volumen en cc.
, e) El volumen así obtenido debe corregirse para la temperatura corporal y para la
saturación con vapor de agua, condiciones ambas presentes dentro de los pulmones y
que afectan la magnitud del volumen medido (recuérdese que el volumen de un gas varía con
la temperatura y que el aire espirado al salir de los pulmones en los que está a 37 ºC y
enfriarse en el medio ambiente se contrae). Se usa la notación “BTPS” para indicar que el
volumen de un gas esta dado a 37ºC, saturado con el vapor de agua y a la presión
barométrica ambiente. (las letras BTPS son las iniciales de las palabras inglesas Body =
cuerpo, Temperature= temperatura, Presure= presión, Saturated=saturado).
La corrección indicada se hace siguiendo la siguiente ecuación:
P – PH2O/Ts 273 + 37
Vol. BTPS = Vol. ATPS x -------------------- x ----------------
P - 47 273 + Ts
38
Donde
Vol= volumen calculado (conforme a lo indicado en el párrafo d) ( Vol. ATPS)P = Presión barométrica del lugar PH2O/Ts = Presión del vapor de agua a la temperatura del espirómetro (se encuentra en tablas especiales)Ts = Temperatura del espirómetro P-47= Presión barométrica menos la presión del vapor de agua a saturación a 37 ºC 273 = Temperatura absoluta 37 = Temperatura corporal normal
e) Consumo de oxigeno : observando que el trazado espirográfico va ascendiendo debido a que parte del oxigeno es retenido en el organismo del sujeto y el CO2 que este espira es absorbido por la cal sodada del aparato, si se mide el volumen de gas desaparecido de la campana, se estará determinando el consumo de oxigeno.
Procedimiento:1. Trazar una línea horizontal que corte la línea base en su inicio.(se habrá notado que
el papel del espirómetro tiene unas líneas verticales separadas entre sí por distancias iguales. El cilindro recubierto por este papel rota a un velocidad tal, que la distancia entre una línea vertical y la contigua se recorre en un minuto, la velocidad corriente del aparato).
2. Medir sobre la línea horizontal una distancia que corresponde a 5 ó 6 minutos del trazado y medir la distancia vertical entre ese punto y la línea de base. Esta distancia representa el desplazamiento de la campana debido al consumo de oxigeno. Calcúlese el volumen de gas desaparecido multiplicando dicha distancia en mm. por el FACTOR del espirómetro, tal como se hizo con el párrafo d. Corregir para un minuto
3. Como el consumo de oxigeno se mide con condiciones de temperatura y presión bastante diferentes en los distintos ambientes , es conveniente referirlos a las llamadas condiciones STANDARD para poder comparar los resultados.La notación que se usa para las condiciones Standard es STPD, que significa que el vapor en estas condiciones corresponde al gas a 0 º C de temperatura, 760 mm de presión barométrica y seco, es decir sin vapor de agua.
(Las letras STPD son las iniciales delas palabras inglesas Standard = estandard, Temperature = temperatura, Presure = presión, y Dry = seco).
La fórmula para convertir un volumen de gas a STPD, es :
Vol. = vol. x P - PH2O/Ts x 273 760 273 + Ts
Definiciones:
a. Volumen de aire corriente (Volumen Tidal): Es el volumen de aire inspirado o espirado durante la respiración normal (A.C.).
b. Volumen de reserva inspiratoria: Máxima cantidad de aire que puede ser inspirado a partir del final de una inspiración normal.
39
c. Volumen de reserva espiratoria: máxima cantidad de aire que puede espirarse después de una espiración normal(R.E.).
d. Volumen residual: es la cantidad de aire que queda en el aparato respiratorio después de una espiración máxima. Su presencia se debe a que la caja torácica impide al pulmón colapsarse directamente y su determinación, se hace indirectamente por los métodos de dilución (V.R.).
e. Capacidad inspiratoria: es la máxima cantidad de aire que se puede inspirar partiendo de la posición de REPOSO, o sea desde el final de una espiración normal (C.I.).
f. Capacidad espiratoria: es la máxima cantidad de gas que se puede espirar después de una inspiración normal (C.E.).
Capacidad vital invertida: máxima cantidad de gas que puede inspirarse después de una espiración máxima, es decir, a la inversa de la forma convencional.Capacidad vital conjugada: es la suma de la capacidad inspiratoria y dela reserva espiratoria. Se toma en dos tiempos.
g. Capacidad residual funcional: es la cantidad de gas que queda en el aparato respiratorio después de una espiración normal. Esta constituida por la suma del volumen residual y la reserva espiratoria(C.R.F.).
h. Capacidad pulmonar total : es el volumen de aire que contiene el aparato respiratorio al final de una inspiración máxima (C.P.T.)
i. Capacidad vital en el tiempo : mide la rapidez en que se puede espirar la capacidad vital puede ser espirada en 3 segundos. Se llama también tiempo de espiración máxima.
j. Posición de reposo del tórax: es aquella en que el tórax se encuentra al final de una espiración normal.
Este es el momento en que las fuerzas opuestas de la pared torácica y del pulmón que producen los movimientos inspiratorio y espiratorio, se anulan, siendo la resultante cero.
FORMULAS PARA PREDECIR LOS VOLÚMENES PULMONARESA. Capacidad vital: Las fórmulas pueden basarse en la talla y en la superficie corporal o
en la talla y la edad.
HOMBRES: a) 25 x talla en cm (25 cc por cada cm de estatura).b) 2.5 x superficie corporal (2.5 lts/cm2 )c) 27.63 – (0.112 x edad en años) x talla en cm.
MUJERES:a) 20 por talla en cm.b) 2 por superficie corporal en cm2.c) 21.78 x (0.101 x edad en años) x talla en cm.
B. Porcentaje que corresponde a cada capacidad o volumen:
a) Capacidad pulmonar total .........................100%b) Capacidad vital .......................................... 72%c) Volumen residual ...................................... 28% (20 – 35%)d) Capacidad residual funcional .................... 43%
40
La superficie corporal se encuentra en tablas especiales y en función de la talla y el peso.
Influencia de la posición corporal sobre las capacidad vital:Mídase la capacidad vital en posición de pie y luego en posición echado.
Calcúlese la diferencia entre uno y otro valor. En la última posición los órganos abdominales desplazan el diafragma hacia el tórax disminuyendo el espacio disponible para la capacidad vital.
PRACTICA N° 2 : ACTIVIDAD MUSCULAR Y RESPUESTA
CARDIORRESPIRATORIA.
Fundamento: A una mayor actividad muscular corresponde un mayor consumo de O2 y una mayor producción de CO2.
Esta mayor actividad implica ajustes: a) Respiratorios, b) Cardio- vasculares, c) Efectos
generales.
a) MECANISMOS RESPIRATORIOS:
Aumento de la ventilación pulmonar (Frec. Respiratoria)
Cambios en la expansión y adaptabilidad pulmonar(amplitud torácica)
Aumento de la difusión gaseosa( CO2 y O2 en aire alveolar – Ap Fry)
Aumento de sangre en pulmones (por mayor gasto cardíaco)
b) MECANISMO CARDIOVASCULAR:
a) Aumento del G.C. (mayor frec. y mayor volumen sistólico)b) Mayor frecuencia cardiaca (pulso o ruidos cardiacos por minuto)c) Mayor volumen sistólico (indirectamente por la amplitud del pulso, latido
cardíaco, etc.)d) Los cambios anteriores pueden alterar la Pr. Arterial
b) EFECTOS GENERALES :Son secundarios a los cambios mencionados (temperatura, sudor, huélfago o aleteo nasal, etc.)
Objetivo:La prueba consiste en realizar una actividad física determinada, para comparar lo registros basales y post-ejercicio, con la finalidad de objetivar los ajustes cardiorrespiratorios, al mayor consumo de O2 y mayor producción de CO2 y los efectos generales que se producen.
Procedimiento:
41
Intervienen 2 alumnos (o más) realizando el Test de Harvard modificado.a) Trabajo ligero: subir y bajar dos escalones (Escl. De Master) durante 4
minutos.b) Trabajo mediano: igual al anterior por 8 minutos.c) Trabajo intenso: (se usa Bicicleta – ergómetro) subir y bajar escalones con un
peso adicional por diez minutos o más.Entre cada prueba debe reposarse por 10 minutos.
Controles:
Se trabaja en equipo, los alumnos aportan datos registrados y/o realizan las pruebas.
1) Alumno encargado de medir los tiempos 2) Alumnos para registrar: P. Art., Fr. Resp., pulso, amplitud respiratoria o torácica;
tanto basales como post- ejercicios.3) Alumnos que registran los efectos generales antes y después de los tests.4) Dos grupos de alumnos para determinar: CO2 y O2 en aire alveolar pre y post –
ejercicios.5) Alumno que anota los datos en un cuadro comparativo
REGULACIÓN DE LA RESPIRACIÓN – APNEA VOLUNTARIA
Fundamento:
Un aumento de CO2 y/o déficit de 02 en sangre arterial, estimulan el centro respiratorio
bulbar.
- La respiración es controlada por el sistema nervioso central y vegetativo.
- Es primariamiente una función automática pero puede ser modificada
VOLUNTARIAMENTE hasta cierto limite.
- De los múltiples mecanismos reguladores la concentración de CO2 y O2 arteriales, son
los estímulos más importantes:
Objetivos:
Demostrar que el apnea es voluntaria hasta un limite máximo o punto crítico. El apnea la
realizan varios alumnos cambiando las condiciones iniciales de la prueba.
Se observaran:
- Registro basal de los signos vitales (pulso y fr. Resp. / en cada alumno antes y después
de las apneas.)
- Los tiempos de apnea.
- Grado de confusión después del apnea.
- Otros efectos.
42
El “punto critico”, se manifiesta por espasmos involuntarios del diagrama y cuando los
esfuerzos voluntarios por detener el apnea son vencidos. Los primeros pueden
controlarse deglutiendo saliva.
La hiperventilación se obtiene ejecutando 10 a 15 inspiraciones profundas, regulares y
rápidas.
Procedimiento:
A) Un alumno respira normalmente, y realiza el apnea voluntaria al final de una
inspiración normal. El mismo alumnos después de un reposo por 30’ a 5’ realiza
el apnea al final de una inspiración máxima.
B) Otro alumno realiza iguales pasos, pero los apneas son al final de una espiración
normal y una espiración máxima.
C) Un tercer alumno realizara las apneas:
1) Después de una inspiración máxima,
2) Hiperventilando antes de una inspiración máxima.
Controles
1) Alumnos encargado de medir los tiempos
2) Alumnos que registran el pulso y frecuencia respiratoria.
3) Alumnos para registrar Efectos Generales: sensaciones extrañas, mareos,
equilibrio, visión, etc.
4) Dos alumnos para registrar el grado de Confusión: se trata de contar una
letra cualquier (vocales de preferencia) en un texto proporcionado. De
antemano se sabrá el número total de la letra solicitada, a fin de facilitar el
cálculo en porcentaje.
5) Alumno que anota los datos obtenidos en un cuadro comparativo.
RESULTADOS
Explicar los resultados obtenidos en cada experimento realizado.
Elaborar conclusiones y recomendaciones.
1. Correlato Clínico Fisiológico y/o revisión de seminarios.
2. Revisión Teórico – Práctico.
43
PRACTICA Nº 3 : CONVERSATORIO CLINICO FISIOLÓGICO: ALCALOSIS
RESPIRATORIA
Historia Clínica:
Paciente : Femenino, de 31 años estudiante de preparatoria.
Molestias principales: Ataque recurrentes de mareos, confusión, visión borrosa, sensación de hormigueo en los dedos de las manos y los pies o alrededor de los labios y “calambre” carpopedal (se trata de calambres característicos que afectan los pies y las manos).
Antecedentes: La paciente estudiaba preparatoria para medicina en su ultimo año. Consultó en el servicio de Medicina Familiar del Hospital Universitario por los trastornos mencionados. Su aspecto revelaba palidez y ansiedad, pero en otros aspectos era normal. Cuando se le interrogó acerca del momento en que aparecían esos episodios patológicos, se aclaro que coincidían con periodos de intenso estudio para los exámenes o con el vencimiento de los plazos para sus trabajos de graduación.
Examen clínico: La frecuencia cardiaca de la paciente, la presión arterial, la gasometría. El pH y las concentraciones de los electrolitos séricos estuvieron en todos los casos dentro de los límites normales. En su electrocardiograma se detectó una arritmia sinusal normal, relacionada con la respiración. La radiografía del tórax demostró que los pulmones eran normales. Se sospecho que los síntomas de la paciente estaban en relación con la ansiedad y la tensión vinculadas con las ultimas horas de estudio y la presión de sus exámenes. Se le invito a hiperventilar en forma voluntaria durante algunos minutos, con lo cual se reprodujeron los síntomas de su enfermedad.
Comentarios: La hiperventilación cuando no hay una neuropatía ni tampoco ciertas lesiones encefálicas, con frecuencia es una manifestación de ansiedad y tensión. Es habitual que el paciente no advierta que esta hiperventilando, pero sufre las consecuencias de la alcalosis respiratoria producida por el aumento de la frecuencia y la profundidad de las respiraciones. Como el CO2 se elimina por los pulmones con mayor rapidez que la de su producción metabólica. El PCO2 disminuye. Como estos ataques son en general de corta duración no es posible que se produzca una compensación renal por la excreción renal de H CO3 - y el pH arterial es alto. Los síntomas de la hiperventilación (es decir, el síndrome de hiperventilación) están en relación con los efectos de la hipocapnia (PCO2 baja) y de la alcalemia. El descenso de la PCO2 arterial produce una vasoconstricción cerebral y disminuye el flujo sanguíneo encefálico. Este trastorno se asocia con los mareos, con la visión borrosa y en algunos casos produce confusión; la sensación de hormigueo y los espasmos musculares reflejan el aumento de la irritabilidad y de la descarga espontánea de las fibras nerviosas, la alcalosis respiratoria produce esos síntomas porque disminuye el calcio iónico.
Tratamiento: En este caso, la sola comprensión por parte de la paciente de cual era su problema constituyó un tratamiento adecuado. Se le explicó que debía disminuir voluntariamente su ventilación, que debería contener la respiración por periodos breves o respirar en el interior de una bolsa de papel (volviendo a respirar su propio CO2) si es que volvía a experimentar la sensaciones que se asociaban con la alcalosis respiratoria.
CAPITULO VI
FISIOLOGÍA RENAL
44
PRACTICA N° 1: MEDIO INTERNO Y FUNCIONES: GLOMÉRULO- TUBULAR
Fundamento:
El medio externo intercambia sustancias con el medio interno a través de la piel y los
epitelios digestivos y respiratorios. Dentro del organismo sucede igual entre los espacios
extras e intracelular. Algunas sustancias se mueven por difusión simple, mientras otras
requieren de transporte activo contra gradiente de concentración. La piel de la rana es muy
permeable al intercambio de solutos y/o solventes según el tipo de medio líquido que rodea
modificando su espacio extra celular. Por último, los riñones reabsorben las sustancias con
el fin de retornar el líquido extracelular a su normalidad.
Objetivo:
Los estudiantes observan y comprueban –en ranas- el intercambio entre un medio líquido y el
organismo a través de la piel. Así mismo, deducen e interpretan la función de los riñones
estudiando los cambios en el volumen y composición de la orina.
Experimento y Procedimiento:
Se colocan 3 ranas en sendos vasos o Beakers de 250 cc; conteniendo uno de ellos agua
destilada, el otro una solución hipertónica de glucosa al 7.74% y el tercero con una
solución hipertónica de CINa al 1.36%. Además en el primer caso la rana recibirá 4 ml de
glucosa hipertónica inyectados en el saso linfático dorsal y sólo debe quedar sumergidos la
parte interior del cuerpo.
Pasos del Experimento:
1. Obtener una orina control (Oc) por comprensión del abdomen bajo y/o con una
pipeta a través de la cloaca y medir la Glucosa.
2. Se cierra la cloaca de la rana usando una pinza simple y una ligadura. Ajustar lo
suficiente sin rasgar la piel del animal.
3. Pesar la rana con precisión de medio gramo y anotar el peso en el cuadro respectivo.
4. Inyectar 4 ml de la solución correspondiente en el saco linfático dorsal (Pesar de
nuevo la rana para comprobar que el líquido no se ha perdido).
5. Se vierten 5 ml de la solución respectiva en cada Bearker de 250 c y se pone la rana
en el medio líquido. Después de media hora:.
6. Pasar la rana cada 10 ó 15 minutos hasta obtener 3 pesos casi iguales (Pk) usar una
bolsa de plástico pero descontar su peso cada vez.
45
7. Desligando la cloaca recoger la orina formada (Of) para su estudio, vaciando
complemente la vejiga por comprensión.
8. Pesar la rana (Pf: peso final); la diferencia entre este peso y el peso anterior (Pk) es
igual al peso o volumen de la orina formada. La diferencia entre Pi y Pk indica el
líquido ganado o perdido durante el experimento (menos el peso de la sustancia,
inyectando si es el caso).
9. Cuantificar la glucosa.
10. Comentar e interpretar el resultado.
RESULTADOS
Explicar los resultados obtenidos en cada experimento realizado.
Elaborar conclusiones y recomendaciones.
PRACTICA N° 2: PRUEBAS DE CONCENTRACIÓN Y DILUCIÓN
Fundamento:
En los mamíferos, el riñón es el órgano encargado de mantener la homeostasis hídrica del
organismo.
Esta labor se realiza bajo el comando de la Neurohipófisis quien envía su mensajero
hormonal, la hormona antidiurética (HAD). De manera que podemos hablar de un sistema
HAD para la regularización hídrica.
Dicho sistema se activa bajo la influencia de dos estímulos fundamentales: el volumen y la
osmolaridad de los líquidos del medio interno. De ahí que la función renal tenga que ser
valorado estudiando los cambios de volumen y de la osmolaridad urinaria, los cuales se
modificarán según la acción preponderante o combinada de los estímulos mencionados.
En el humano normal, por lo tanto, el estudio de la capacidad renal de emitir orina
concentrada o diluida tiene también la importancia implicada de permitirnos evaluar el
estado actual del sistema HAD. Por la misma razón en Patología Clínica ayuda a investigar
una posible ruptura del sistema que ocurre cuando hay alteración a nivel de la neurohipófisis
y/o a nivel renal. De hecho la gran mayoría de enfermedades renales comprometen tal
función reguladora, que es una de las que primordialmente investiga el clínico, a la cabecera
del enfermo.
Objetivo:
Evaluar la función tubular de la Nefrona.
Materiales:
01 frasco limpio conteniendo un litro de agua potable.
46
01 frasco de diurésis.
01 probeta graduada de 10 ml. De capacidad.
01 densímetro urinario.
06 tubos de prueba.
Procedimiento:
1. Someter previamente, al paciente a una restricción hídrica no muy severa .
para esto se indica que desde el día anterior de la prueba, después del
almuerzo habitual, deje de ingerir líquidos o alimentos ricos en agua (frutas ,
etc.); la comida será de alimentos secos.
2. A las 08 pm. Del mismo día debe miccionar y eliminar la orina. En adelante,
toda orina evacuada deberá ser recolectada en un frasco limpio y seco hasta
las 8 am. Del día siguiente, día de la prueba, hora en que se realiza la última
micción.
3. Ya en el laboratorio (consultorio o la cabecera del paciente) se le da de beber
entre 15-20 ml. De agua potable por kilo de peso dependiendo de la condición
del paciente. Después de lo cual espera la prosecución de la prueba en estado
de reposo.
4. Con el control adecuado del tiempo se colecta la orina en periodos de 20 min.
c/u por micción espontánea, hasta completar cinco muestras.
5. A medida que se obtiene las muestras se mide su volumen y densidad,
anotándolos ordenadamente en una tabla y con ellos se elabora una gráfica.
6. Volumen(ml) Densidad V (ml/min)
O0 ............................. ............................ ......................
O1 ............................. ............................ ......................
O2 ............................. ............................ ......................
O3 ............................. ............................ ......................
O4 ............................. ............................ ......................
etc ............................. ............................ ......................
O0 Corresponde a la muestra de orina de doce horas colectadas durante la noche.
7. Para un estudio más preciso se puede obtener una muestra del plasma
sanguíneo siguiendo las pautas escritas en las normas para la DEPURACIÓN
DE LA CREATININA ENDÓGENA, así mismo y luego de medirlas como
indicamos en una porción de la muestra es trasvasada en un tubo limpio y
seco, debidamente rotulado. El plasma y las muestras de orina son enviadas a
un laboratorio que tenga posibilidades de medir su osmolaridad.
47
8. Con los datos de osmolaridad plasmática de puede calcular el tc (Tubular de agua) y
la depuración de agua libre aplicando las fórmulas:
9. tc de agua libre = Depuración osmolar – V (Ahorro efectivo de agua)
10. D de agua libre = V - Depuración osmolar (Eliminación de exceso de agua)
Si en una gráfica colocaremos en las ordenadas los valores de tc y de agua libre y en la
abscisa el tiempo transcurrido, obtenemos un punto de entrecruzamiento que indica
aproximadamente el momento en que el organismo alcanza el equilibrio hidro –
osmótico.
En nuestro laboratorio contamos con un registro de numerosos casos normales y
patológicos, algunos de los cuales serán tomados como ejemplos por los profesores Jefes
de Prácticas para ilustrar acerca del manejo de los parámetros de osmolaridad.
8. Para fines de la práctica con la participación de los estudiantes, se hará las
adaptaciones necesarias de las pautas descritas.
PRACTICA N° 3: SEDIMENTO URINARIO
Fundamento:
El examen de la orina fue conocido desde tiempos de Hipócrates, pero los adelantos de la
Bioquímica y el microscopio han hecho indispensable su estudio. Su análisis implica conocer
las características físicas : color, olor, aspecto, etc.); químicas : solutos, sales, etc.) y el
sedimento urinario que se realiza con el microscopio para reconocer células, cristales,
cilindros y eventualmente otros hallazgos. Este estudio aporta importantes datos unas veces
de afecciones extrarrenales y otras, los más frecuente, de renales (Glomerulares o de las vías
urinarias).
Objetivo:
El estudiante evalúa los resultados de varios sedimentos con diferentes muestras de orina y
reconoce microscópicamente los elementos normales. Además, con datos proporcionados
interpretará diferentes sedimentos urinarios.
Experimento y Procedimiento:
2. Se obtienen varias muestras de orina, preferentemente la primera de la mañana y de
sujetos disímiles.
3. Llenar cada tubo de prueba con una muestra y marcarlo.
4. Centrifugar a 3,000 pm por 10 min.
48
5. Descartar o eliminar toda la orina del tubo dejando la parte final (1-2 cms) de
donde con una pipeta Pasteur se obtienen unas gotas del sedimento obtenido por
centrifugación.
6. Poner en una lámina una o dos gotas de la muestra de sedimentación
7. Observar al microscopio. Tipos de células, cristales, cilindros (sí los hubiere) y
otros hallazgos y anotarlos.
Resultados
Explicar los resultados obtenidos en cada experimento realizado de acuerdo a los
valores normales.
Elaborar conclusiones y recomendaciones.
PRACTICA N°4: CONVERSATORIO INSUFICIENCIA RENAL
Paciente: Femenino,de 35 años.
Molestia principal: Dolor de garganta,cefalea,fiebre,polaquiuria,orina oscura y edema
periférico.
Antecedentes: La paciente estuvo sana hasta una semana antes de ingresar,momento en que
experimentó dolores de garganta,cefalea y fiebre.Al mismo tiempo presentó polaquiuria y
urgencia miccional,así como edema periférico. Notó que la orina era oscura.
Examen clïnico: Los examenes de laboratorio mostraron que el nitrógeno ureico sanguíneo
(NUS) así como los valores de creatinina estaban aumentados. El valor de NUS era de 108
mg/dl (normal,8 a 25 mg/dl),y la creatinina de 12 mg/dl (normal,0.6 a 1.5 mg/dl.). Una
acumulación de esta cantidad de deshechos productos del metabolismo normal indica
insuficiencia renal grave.
Las pruebas de proteinas en la orina dieron resultados positivos intensos. En el sedimento
urinario aparecieron numerosos leucocitos,eritrocitos también abundantes y cilindros
eritrocitarios ocasionales(se trata de masas coaguladas que contienen eritrocitos). Ese grado
de hemorragia urinaria indica que existe una lesión glomerular.
Los resultados de los estudios de sangre mostraron las características del síndrome
nefrótico:Hipoproteinemia(proteinas plasmáticas totales,5.8 g/dl; normal,6 a 8.4 g/dl).Asi
como hipoalbuminemia (albúmina plasmática 2.5 g/dl; normal,3.5 a 5 g/dl). Los perfiles de
electrolitos plasmáticos también confirmaron la insuficiencia renal:sodio 128 meq/litro
(normal,135 a 145 meq/litro); cloruro,96meq/litro(normal,100 a 106 meq/litro); potasio,6.5
meq/litro(normal,3.5 a 5 meq/litro); bicarbonato,16 mmol/litro(normal,24 a 30 mmol/litro).
49
El valor elevado del potasio produjo ondas T ligeramente picudas en el electrocardiograma.
La baja concentración de bicarbonato indica que existe academia,pero para confirmar este
dato se necesita efectuar una gasometría.
Tratamiento: Se administró a la paciente una dieta hiperproteica y baja en potasio y se
comenzó con las diálisis peritoneales. A los seis días ,el NUS era de 48 mg/dl, y la creatinina
sérica de 7 mg/dl. Se realizó una biopsia renal y la microscopía electrónica del tejido
extraido mostró lesiones tubulares extensas. En muchos túmulos existía disrupción de la
membrana basal,degeneración del epitelio y necrosis celular. A pesar del bajo valor de la
diuresis( menor de 200 ml/día )la pérdida de las proteinas siguió siguió siendo alta(5 a 10
g/día). Se administró prednisona,glucocorticoide sintético,con el fin de ayudar a la
regeneración tubular. Después de ocho días se suspendieron las diálisis. A medida que la
función renal mejoraba las cifras de NUS y de creatinina se normalizaron y también
disminuyó la pérdida de proteinas.
La dosis de prednisona se fue disminuyendo en forma logarítmica y a los tres meses se
suspendió.
Resultado: Seis meses después de haber comenzado el tratamiento,la función renal de la
paciente era normal y no presentaba proteinuria.
CAPITULO VII
FISIOLOGÍA DEL APARATO DIGESTIVO
PRACTICA N° 1: MOTILIDAD INTESTINAL
Fundamento:
Los sistemas y órganos del cuerpo están regulados por el sistema nervioso autónomo o
vegetativo: simpático y parasimpático, que tienen acciones opuestas pero una de ellos es
predominante. Así en el tubo digestivo el sistema parasimpático mediado por la acetil colina
es responsable tanto de la motilidad como de sus secreciones.
a. Estructura del tubo digestivo : Presenta las siguientes capas:
- Capa serosa.
50
- Capa muscular longitudinal externa
- Capa muscular circular interna
- La muscularis mucosae
- Mucosa
b. Inervación: La inervación eferente es de dos clases:
Inervación extrínseca a través de las fibras simpáticas y parasimpáticas.
Inervación Intrínseca, representada por los plexos nerviosos entéricos, se
encuentran en la pared intestinal, principalmente: El plexo mientérico o Auerbach y
el plexo submucoso o el de Meisner.
c. Fisiología:
La inervación extrínseca no origina actividad pero si lo regula y lo modifica en cambio la
inervación intrínseca inicia la actividad.
La estimulación de las fibras simpáticas va seguido de inhibición de la motilidad intestinal y
de la secreción glandular.
En la estimulación del parasimpático el efecto es todo lo contrario.
La regulación de la secreción de las diferentes glándulas
anexas al tubo digestivo, obedece a estímulos nerviosos, a
mediadores químicos y a factores humorales.
Objetivo:
Los estudiantes observarán y modificarán el peristaltismo de un fragmento intestinal con
sustancias pasimpaticomiméticas, parasimpaticolíticas y simpaticomiméticas.
Materiales:
- Segmento de intestino de conejo
- Acetil colina
- Pilocarpina
- Adrenalina
- Atropina
- Termostato
- Solución de Ringer.
Procedimiento:
- Laparotomizado un conejo, extraer un segmento de intestino delgado.
- Observar sus movimientos espontáneos.
- Acondicionar el segmento de intestino en la solución de Ringer temperada (40°C) y
oxigenada (hacer burbujear 02).
51
a. Observar los movimientos del intestino delgado y registrar.
b. Dejar caer una gota de acetil colina en la pared superior del intestino y
observar resultados.
c. Dejar caer una gota de adrenalina en la pared superior del intestino y observar
resultados.
d. Dejar caer unas gotas de pilocarpina y observar resultados.
e. En el momento de máxima contracción dejar caer una gotas de atropina.
PRACTICA : DIGESTION DE CARBOHIDRATOS:
GENERALIDADES:
Los principales carbohidratos de la dieta son los polisacáridos, disacáridos y monosacáridos. El almidón y el glucógeno (polisacáridos cuyas moléculas está formadas por unas 1000 moléculas de glucosa que se encuentran unidas mediante enlaces glucosídicos :1-4) y sus derivados, son los únicos polisacáridos que son digeridos en todos los grados en el aparato digestivo humano.
Casi todos los carbohidratos de la dieta son grandes polimeros o polisacáridos,
combinaciones de muchos monosacáridos unidos por condensación. Esto significa que uno de
los monosacáridos pierde un grupo hidroxilo mientras otro pierde un ión H+. Ello produce la
combinación de ambos monosacáridos en los sitios donde se perdieron estos radicales,
además el hidrógeno y el hidroxilo se combinan para formar agua.
Cuando los carbohidratos son digeridos, se convierten de nuevo en monosacáridos
gracias a la acción de enzimas específicas que restituyen los iones hidrógeno e hidroxilos
perdidos, con lo que se separan los monosacáridos . Este mecanismo recibe el nombre de
hidrólisis (degradación por la introducción de una molécula de agua )
DIGESTION DE CARBOHIDRATOS EN LA BOCA Y EL ESTOMAGO:
Durante la masticación el almidon es atacado por la ptialina, la amilasa de la saliva,
secretada principalmente por las glándulas parótidas. Esta enzima hidroliza al almidón hasta
el disacárido maltosa y otros polímeros pequeños de la glucosa que contienen de 3 a 8
moléculas de ésta (como maltoriosa y -dextrina-limites, que son los puntos ramificados de
la molécula del almidón).
El alimento se conserva en la boca durante un período breve, y probablemente no se
hidrolizan del 3 al 5% de todos los almidones que se están comiendo hasta el momento en
que ocurre la deglución. Sin embargo, la digestión continúa en el cuerpo y el fondo del
estómago durante períodos de hasta una hora, hasta que el alimento es mezclado con las
52
secreciones gástricas. El pH óptimo para la ptialina es 6.7 y su acción es inhibida por el
jugo gástrico ácido cuando el alimento pasa al estómago y se mezcla con el jugo gástrico.
De todas maneras, antes de que el alimento se haya mezclado por completo con la
secreción gástrica, se habrán hidrolizado, principalmente hasta maltosa, de un 30 a 40% de
los almidones.
DIGESTION DE LOS CARHIDRATOS EN EL INTESTINO DELGADO.
Digestión por la Amilasa Pancreática.
El almidón contenido en los alimentos no puede absorberse tal como llega porque las
células intestinales no absorben polisacáridos ni moléculas con enlace alfa-glucosídicos.
La secreción pancreática, al igual que la salival, contiene gran cantidad de alfa-amilasa, que es casi identica en su función a la alfa-amilasa de la saliva pero varias veces más potente. Por tanto, aproximadamente entre 25 a 39 minutos depúés de vaciarse el quimo del estómago hacia el duodeno y de mezclarse con el jugo pancreático, todos los almidones son digeridos.
En general, los almidones se convierten casi en su totalidad en el disacárido maltosa, el trisacárico maltotriosa, algunos polímeros algo mayores y las alfa-dextrinas limitantes, polímeros que contienen un promedio aproximado de 8 moléculas de glucosa, antes de alcanzar el yeyuno.
La porción externa del borde en cepillo del intestino delgado contiene enzimas: La alfa-dextrinasa limitante hidroliza a las alfa-dextrinas limitantes y la maltasa y glucoamilasa desdobla a la maltosa, maltotriosa y otros polímeros de la glucosa.
La lactosa es hidrolizada por la lactasa, desdoblándose en una molécula de galactosa y otra de glucosa. La sacarosa, hidrolizada por la sacarasa, se desdobla en una molécula de fructosa y otra de glucosa. Asi pues, los productos finales de la digestión de los carbohidratos son los monosacáridos, que son absorbidos inmediatamente hacia la sangre del sistema portal.
CONTROL DE LA SECRECION SALIVALLas glándulas salivales están controladas por señales nerviosas parasimpáticas de los
nucleos salivales. Estos núcleos se encuentran aproximadamente en el límite entre el bulbo y protuberancia, y son activados por estímulos de sabor o de tacto en la lengua u otras zonas de la boca.
La mayor parte de los estímulos gustativos, especialmente el sabor acido, desencadenan una copiosa secreción de saliva, frecuentemente hasta de 5 a 6 ml/min, o sea 8 a 20 veces el ritmo basal de secreción .
Ciertos estímulos tactiles, como la presencia en la boca de ciertos objetos lisos (por ejemplo, una esferita de vidrio) provocan salivación copiosa; en tanto que objetos ásperos producen menos salivación, o incluso inhiben su secreción.
Los alimentos causan secreción refleja de saliva en la boca, igual que la estimulación de fibras vagales aferentes situados en la porción gastroesofágica. La secreción salival se condiciona fácilmente, como fue demostradop por los originales experimentos de PAVLOV.
53
En el hombre, la vista, el olfato,y aún la idea de un alimento pueden causar secreción de saliva (“Se agua la boca”)
PRACTICA: FUNDAMENTO:
El lugol permite reconocer la presencia del almidón en una muestra (galleta, pan, fideos, etc.)por contener yodo que al reaccionar con el almidón , forma yoduro de almidón de color azul negruzco. Al tomar en contacto la saliva con el almidón, la ptialina hidroliza almidón hasta maltosa y si ahora repetimos la prueba del lugol, veremos que la reacción es más débil y a veces ya negativa..
El reactivo de Benedict permite reconocer un azúcar reductor ( Monosacáridos y disacáridos) por la reducción del ión cúprico a cuproso (el ión cúprico da una coloración azul-celeste y a medida que se reduce va cambiando el color , primero a verde, luego al amarillo, al anaranjdo y finalmente si hay mucha cantidad de glucosa se obtendrá un color rojo ladrillo). Si dejamos actuar las enzimas pancreáticas e intestinales (existen preparados farmaceúticos) sobre el almidón podremos detectar la aparición de monosacáridos y disacáridos usando el reactivo de Benedict.
OBJETIVOS
a) Demostrar la digestión del almidón por la amilasa salival (Ptialina).b) Demostrar la digestión de los carbohidratos por enzimas intestinales (Digezym).
PROCEDIMIENTO 1:
Digestión del almidón por la amilasa salival (Ptialina):
1.- Preparar 100 cc de solución de almidón al 1%
2.- En un tubo de ensayos colocar 2 cc de solución de almidón al 1% y añadir 2 gotas de lugol. Este tubo será el tubo testigo que servirá para comparar con los demás tubos.
3.- En un tubo de ensayos coleccionar 5 cc de saliva y agregarle 4 cc de solución de almidón al 1%. Agitar, para lograr un contacto adecuado entre el substrato(almidón) y la enzima(ptialina)
La hidrólisis que se llevará a cabo podrá evidenciarse procediendo del siguiente modo:
a) En un tubo de ensayos colocar 2 ml de mezcla de saliva con almidón y practicar la reacción de lugol. Observar el cambio producido.
b) Cada 2 minutos repetir la prueba de lugol hasta completar 4 tubos. Observar los cambios de coloración comparando con el tubo testigo.
PROCEDIMIENTO 2:
Digestión del almidón por un preparado enzimático:
1.- En un tubo de ensayos colocar 5 cc de suero fisiológico y agregarle el contenido de una cápsula de DIGEZYM, un preparado enzimático farmacéutico que contiene enzimas de tipo pancreáticas e intestinales y agitar . Luego agregarle 5 cc de solución de almidón al 1% y mezclar.
54
2.- En otro tubo de ensayos colocar 2 cc de la mezcla del tubo anterior y añadirle 2 cc de Reactivo de benedict, luego calentar hasta la ebullición.
3.- Repetir la reacción de Benedict cada 2 minutos hasta un total de 4 tubos.4.- Comentar los resultados.
PRACTICA Nº 2 CONVERSATORIO CLINICO FISIOLÓGICO: ÚLCERA PÉPTICA
Paciente de 30 años, de sexo femenino, casada.Antecedentes personales: Padece de dolores articulares sin diagnóstico definido: se automedica con anti inflamatorios no esteroideos. En una oportunidad, 6 años antes tuvo deposiciones negras y le dijeron que tenía “úlcera duodenal”Antecedentes familiares: Padre sufría de “gastritis”. Hermanos: 3: uno de ellos tiene diagnóstico de úlcera duodenalLa paciente desde hace mas o menos 10 años tiene episodios de dolor epigástrico tipo ardor exacerbado por el ayuno y que mejora con las comidas; a veces el ardor la despertaba por las noches: se aliviaba al ingerir una galleta o con la ingesta de antiácidos. Los episodios le duraban 1 a 2 semanas y generalmente se presentaban en situaciones de estrés (al preparar su tesis, antes de casarse, al estar sin trabajo o en crisis conyugales). Durante los períodos de gestación no presentaba molestias, sin embargo se reiniciaban durante la etapa de lactancia.Actualmente consulta por exacerbación del dolor en epigastrio como si atravesara hasta la columna de una semana de duración y el antecedente reciente de ingesta de medicación anti inflamatoria. Se encuentra muy tensa porque su esposo ha perdido el trabajo. Se considera ansiosa e irritable.Diagnóstico clínico: Enfermedad Ulcerosa Péptica.Una endoscopia digestiva alta reveló en el duodeno una úlcera profunda de 12 mm de diámetro mayor, bordes edematosos, gruesa fibrina en el lecho ulceroso. Se tomó muestra de antro gástrico y se realizó la prueba de ureasa para investigar la presencia de Helicobacter pylori, la que resultó positiva.La paciente fue sometida a tratamiento con inhibidores de bomba de protones y a terapia antibiótica triple para erradicar el H.pylori, evolucionando favorablemente. COMENTARIO:
La úlcera se define como la disrupción de la integridad de la mucosa del estómago o duodeno de más de 5 mm de superficie, que permite una excavación que compromete hasta la submucosa, debida a inflamación activa.A despecho de la agresión constante de la mucosa por noxas como el ácido, la pepsina, ácidos biliares, enzimas pancreáticas, drogas y bacterias la integridad se mantiene por un sistema de defensa y reparación. El sistema de defensa tiene tres niveles: pre epitelial (capa de moco y bicarbonato), epitelial (mantiene el pH intracelular y ejerce la restitución del epitelio) y elementos subepiteliales (elaborado sistema microvascular). Además la mucosa gástrica contiene abundantes niveles de prostaglandinas que juegan un rol importante en la defensa y reparación de la mucosa.El ácido clorhídrico y el pepsinógeno son dos productos de la secreción gástrica capaces de inducir injuria de la mucosa. La secreción ácida ocurre en condiciones basales y de estimulación. La secreción basal tiene un ciclo circadiante: altos niveles en las noches y bajos niveles durante las horas de la mañana; la estimulación colinérgica e histaminérgica
55
son los principales contribuyentes de la secreción basal. La secreción gástrica estimulada ocurre en tres fases: cefálica, gástrica e intestinal vía el nervio vago.Se sabe actualmente que una infección por la bacteria Helicobacter pylori y las drogas anti inflamatorias no esteroides (AINES) inducen la injuria en la mayoría de las úlceras duodenales; el ácido gástrico contribuye a la injuria de la mucosa pero no juega el rol primario, sin embargo el promedio de secreción gástrica basal y estimulada en éstos pacientes está incrementada en relación con los controles. En las úlceras gástricas también pueden atribuirse a éstos factores el daño de la mucosa, pero cuando se desarrolla en presencia de mínimos niveles de ácido la falla de los factores defensivos son el factor predominante.Independientemente de los agentes injuriantes, la úlcera péptica se desarrolla como resultado de un desbalance entre los factores defensivos y agresivos y el ácido gástrico juega un rol esencial en la injuria de la mucosa.
CONVERSATORIO CLINICO FISIOLOGICO: LITIASIS BILIAR
Paciente de 50 años. Sexo: Femenino. Natural de Sicuani. Procedente de Cuzco. Antecedentes personales: Gestaciones:5 Diabetes Melllitus desde 2001 (Glibenciamida. Insulina NPH)Antecedentes familiares: Madre: colecistectomizada por cálculos.Hermanos: 2 una hermana también operada de vesícula, 1 hermano con C.A. de próstata, Diabetes Mellitus e Hipertensión Arterial.Refiere que hace 3 años presentó dolor tipo cólico, de moderada intensidad localizado en hipocondrio derecho, sin irradiación, acompañado de náuseas y vómitos biliosos, que lo relaciona con ingesta de pan con chicharrón ingerido 4 horas antes y que tuvo una duración de 2 horas. Fue evaluada clínicamente y el estudio ecográfico mostró litiasis vesicular, con vías biliares normales, siendo colecistectomizada por cirugía laparoscópica. En ésta oportunidad consulta porque 6 días antes tuvo dolor en hipocondrio derecho, similar al de 3 años antes, intenso, sin factor aparente desencadenante, acompañado de orina oscura como el “té cargado” y así mismo nota que los ojos los tiene amarillos, posteriormente sus heces se tornan un poco mas claras que lo habitual. Niega fiebre, nausea, vómito y prurito.Examen Físico: piel y escleras ictéricas. Abdomen sin puntos dolorosos. Tacto rectal. Dedo de guante con heces de color crema.Diagnóstico clínico: Colédoco litiasis recidivante.Exámenes Auxiliares: Hemograma: : Hb: 12.9 gr%. Hcto>: 36%. Leucocitos: 4,350 mm3. Orina: pigmentos biliares: 2+, glucosa 1+Pruebas de Función Hepática: TGO: 45 U/L, TGP: 124 U/L. Bilirrubina total: 8.69 mg% (Directa: 6.29 mg%, Indirecta: 2.40 mg%). Proteínas Totales: 6.30 gr% (Albúmina 3.8 gr%, Globulina: 2.5 gr%). Fosfatasa Alcalina: 243 U/L. Glucosa: 140 mg% Ecografia abdominal: Ausencia de vesícula biliar. Colédoco de 12 mm. con imagen litiásica en su porción distal. Tratamiento: La paciente fue sometida a una pancreato colangiografía retrógrada endoscópica (PCRE), realizándosele una papilotomía a través de la cual se extrajo el cálculo de la vía biliar de manera exitosa.
COMENTARIO:
El hígado es un órgano fundamental para la regulación del metabolismo del colesterol corporal y es capaz de secretarlo al medio externo a través de la secreción biliar como colesterol libre o mediante su conversión a sales biliares. La secreción biliar de colesterol
56
requiere de la secreción concomitante de otros dos lípidos biliares: sales biliares y fosfolípidos sin los cuales será incapaz de secretar colesterol hacia la bilis.
Cuando se altera el balance metabólico del colesterol se pueden desarrollar enfermedades como la aterosclerosis (precipitación de colesterol en las paredes arteriales) y la colelitiasis (precipitación de colesterol en la vía biliar).
La presencia de cálculos en la vesícula biliar es una enfermedad muy frecuente en los países
occidentales. La formación de colelitiasis por cálculos de colesterol se establece por etapas.
Se requiere de una bilis sobresaturada de colesterol (mayor índice colesterol que de sales
biliares + lecitina) y que ésta alteración persista en el tiempo. Sin embargo una bilis
sobresaturada por sí misma no desarrolla cálculos, se necesita que el colesterol cristalice y
se precipite. Un exceso de colesterol es tóxico para las células y en estas condiciones tiende
a pasar de una fase soluble estable a una fase insoluble inestable y precipitar, formando
pequeños cristales o "microcálculos" que progresivamente se van haciendo más grandes en el
transcurso de los años: fase de nucleación o cristalización. Esta etapa se facilita por la
presencia de mayores niveles de saturación de colesterol biliar, mayor tiempo de retención de
bilis inestable en la vesícula (ayuno prolongado por ejemplo) y/o proteínas biliares (mucina o
moco) que pueden facilitar este proceso de cristalización.
La vesícula biliar cumple una función de reservorio de bilis durante los períodos de ayuno.
Durante ese tiempo la vesícula biliar llena de bilis absorbe agua y electrolitos concentrando
los solutos biliares 4 a 7 veces. Frente a la presencia de una bilis litogénica (sobresaturada
de colesterol y con cristales de colesterol), la vesícula biliar experimenta cambios
morfológicos y funcionales notorios que van a favorecer a su vez la formación de cálculos.
Por esta razón la gran mayoría de los cálculos de la vía biliar se forman y residen en la
vesícula biliar (más del 95% de las veces).
La colelitiasis de colesterol debe entenderse como un defecto hepático en el metabolismo del colesterol. Esto puede deberse a factores genéticos y factores externos ambientales. Entre los factores que favorecen esta enfermedad están: La historia familiar, obesidad, pérdida brusca de peso, multiparidad, uso de estrógenos, diabetes mellitus, mala absorción, alimentación parenteral prolongada, enfermedades hemolíticas, estasis vesicular y vagotomías.
57
58